Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Исследование биосинтеза и стабильности супероксиддисмутазы в культуре ткани Panax ginseng

ВАК РФ 03.00.04, Биохимия

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Комов, Юрий Вадимович

Введение

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Супероксиддисмутаза

1.1.2. Структура молекулы и активного центра Си,2п-СОД

1.1.3. Влияние электростатического взаимодействия на механизм действия СОД

1.1.4. Изоформы СОД

1.2. Методы выделения и очистки СОД

1.2.1. Выделение СОД с помощью лиганд-обменной хроматографии

1.3. Применение супероксиддисмутазы

1.4. Метод культуры растительных тканей

1.5. Кругооборот белков в растительных тканях

1.5.1. Общая характеристика кругооборота белков в растениях

1.5.2. Кругооборот белков в процессе прорастания семян

1.5.3. Кругооборот белка в период активного роста

1.5.4. Кругооборот белка при старении

1.5.5. Кругооборот белков при созревании фруктов

1.6. Влияние высоких и низких температур на синтез белка

1.6.1. Действие высокой температуры на модификацию белкового метаболизма

1.6.2. Действие низкой температуры на модификацию белкового метаболизма

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Объект исследования и метод культивирования ткани

2.2. Выделение и очистка СОД из культивируемых растительных клеток

2,З.Определение активности супероксиддисмутазы

2.4. Электрофоретические методы

2.4.1. Диск-электрофорез в 10% полиакриламидном геле

2.4.2. Диск-электрофорез в 10% ПААГ с ДС-Na.

2.4.3. Определение активности СОД в геле

2.5. Определение содержания общего белка

2.6. Получение моноспецифических антисывороток к СОД

2.7. Двойная радиальная иммунодифузия в геле

2.8. Определение параметров обмена индивидуальных белков и общего белка в растительных клетках

2.9. Изучение влияния температурного шока на состояние общего белка и СОД в клетках женьшеня

2.10. Статистическая обработка результатов

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

3.1. Динамика накопления биомассы и содержание белка в процессе роста клеток культуры ткани лекарственного растения Panax giseng

3.2. Обмен внутриклеточного белка в каллусной культуре Р. ginseng

3.3. Изучение СОД в процессе роста культуры ткани Panax ginseng

3.4. Молекулярная гетерогенность СОД

3.5.Выделение и очистка СОД из культуры ткани женьшеня

3.5.1. Синтез иминодиацетат-сефарозы 6В

3.6. Определение молекулярной гетерогенности полученного фермента

3.7.Физико-химические свойства выделенной супероксиддисмутазы

3.7.1. Зависимость активности СОД от времени

3.7.2. Оптимум рН для супероксиддисмутазы

3.7.3. Зависимость активности фермента от температуры

3.7.4. Определение молекулярной массы СОД

3.7.5. Электрофорез в ПААГ с ДС-Na

3.8. Кругооборот СОД в каллусной культуре Р. ginseng

3.9. Влияние температуры на состояние внутриклеточного белка и СОД в клетках женьшеня

3.9.1. Влияние высокотемпературного шока и 24 -ти часовой адаптации на состояние внутриклеточного белка

3.9.2. Влияние высокотемпературного шока и 24-ти часовой адаптации на активность СОД

3.9.3. Влияние низких температур и 24-ти часовой адаптации на состояние общего белка

3.9.4. Влияние низкотемпературного шока и 24-ти часовой адаптации на активность СОД в культуре ткани женьшеня

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

ВЫВОДЫ

Введение Диссертация по биологии, на тему "Исследование биосинтеза и стабильности супероксиддисмутазы в культуре ткани Panax ginseng"

Актуальность темы. Культура клеток высших растений является экспериментально созданной популяцией соматических клеток. Имеются две принципиальные особенности культур растительных клеток, которые отличают их от интактного растения - это отсутствие механизмов контроля развития на организменном уровне и избыточный (не работающий в данных условиях) генетический материал. Известно, что перевод клеток растений в культуру может в значительной мере менять морфологию, биохимические особенности, а также генотип клетки, поэтому многие аспекты ее существования и развития требуют детального самостоятельного изучения. В то же время, культура клеток растений является достаточно адекватной моделью для изучения тех процессов, которые протекают в любой растительной клетке, независимо от функционирующих механизмов контроля метаболизма на организменном уровне. В частности, в настоящее культура растительных клеток используется в качестве адекватной модели для изучения на клеточном уровне адаптации растений к различным воздействиям внешней среды. [Носов A.M., 1999].

В последние годы культивируемые органы и ткани растений стали объектом промышленной биотехнологии для получения фармакологически активных соединений для медицины, косметики, пищевой промышленности и др. В связи с этим изучение и выяснение механизмов регуляции метаболизма культивируемых растительных клеток может создать предпосылки, например, для направленного синтеза вторичных метаболитов, являющихся ценными лекарственными веществами.

В Санкт-Петербургской химико-фармацевтической академии в течение более 20 лет ведутся работы по исследованию каллусных культур редких лекарственных растений - раувольфии змеиной. Женьшеня, палисциас и др. 6

В последние годы проводится изучение обмена первичных метаболитов этих растительных культур.

Объектом данной работы был выбран фермент - супероксиддисмутаза (СОД). СОД является ключевым ферментом антиоксидантной защиты всех аэробных организмов, так как она регулирует содержание в клетках супероксидных радикалов и, таким образом, препятствует образованию еще более токсичных активных форм кислорода (синглетного кислорода, свободного гидроксильного радикала и др.). Не смотря на то, что СОД к настоящему времени достаточно хорошо изучена в животных, растительных и микробных клетках [Scandalios J.G., 1997], однако фермент в культивируемых растительных клетках изучен в значительно меньшей степени.

Известно, что СОД представляет большой интерес для медицинской практики, она находит применение в качестве эффективного лекарственного препарата для лечения различных воспалительных и аутоиммунных заболеваний, в онкологии, геронтологии, в качестве радиопротекторного средства и др. В связи с этим возможность использования культур тканей лекарственных растений, являющихся промышленными продуцентами ряда биологически активных соединений, представляется весьма перспективной.

Целью работы являлось изучение влияния высоких и низких положительных температур на обмен СОД в промышленном штамме каллусной культуры женьшеня Panax ginseng.

Были поставлены следующие задачи:

1 .Охарактеризовать динамику изменения активности, физико-химических свойств и молекулярной гетерогенности СОД в процессе культивирования клеток женьшеня.

2.Выделить и очистить СОД в виде индивидуального белка и получить к ней моноспецифические антитела. 7

3.Рассчитать скорости накопления, распада и время функционирования СОД в каллусной культуре Р. ginsneng.

4.Исследовать влияние различных температур окружающей среды на содержание и метаболизм СОД, ее молекулярную гетерогенность и обмен.

Научная новизна. В результате проведенных исследований были изучены динамика изменения уровня активности СОД и молекулярной гетерогенности, а также содержания внутриклеточного белка в течение культивирования каллусной культуры Р. ginseng.

Впервые установлены параметры кругооборота (скорость синтеза, время «полужизни» и стабильность) СОД в культуре ткани женьшеня.

Разработан метод выделения и очистки СОД и изучены ее некоторые физико-химические свойства. Установлено, что по ряду показателей СОД из каллусной ткани женьшеня (оптимуму рН, температуры, молекулярной массе и др.) имеет сходные характеристики с ранее изученными СОД из животных, растительных и микробных клеток.

В диссертационной работе проведена оценка влияния теплового шока и низких температур на метаболизм СОД и общего внутриклеточного белка в культивируемых растительных клетках. Показано, что резкое снижение уровня каталитической активности СОД в растительных клетках при температурном воздействии обусловлено достоверным подавлением скорости ее биосинтеза.

Теоретическая и практическая значимость. Полученные в работе данные расширяют и углубляют наши предстваления о механизмах биосинтеза, стабильности и функционировании индивидуальных белков в растительных клетках. Полученные результаты дополняют уже имеющуюся информацию о физиологическом состоянии растительной клетки в неблагоприятных условиях, в частности, при воздействии температуры, и позволяют отнести СОД к «стресс-специфичным» ферментам.

Выполненная работа является теоретическим исследованием с перспективным практическим выходом. Во-первых, каллусная культура Panax ginseng является промышленным штаммом и оспользуется для получения отечественных лекарственных препаратов женьшеня ( настойка "Биоженьшень", таблетки "Панасорб"), а также в парфюмерной промышленности для приготовления мазей, лосьонов и др. В связи с этим широкие биохимические исследования культивируемых клеток женьшеня являются необходимым условием для дальнейшего усовершенствования биотехнологии данной культуры ткани. Во-вторых, в последние годы препараты СОД нашли широкое применение в медицинской практике. Этот фермент входит в состав ряда зарубежных противовоспалительных препаратов, имеющих очень широкий спектр применения в медицине. Возможно промышленная культура ткани женьшеня также может быть использована как доступный продуцент белка СОД.

Апробация работы: Материалы работы были доложены на YII Международной конференции «Биология клеток растений in vitro, биотехнология и сохранения генофонда» Москва, 1997; Международной конференции «Фармация в XXI веке : Инновации и традиции», С-Петербург, 1999.

Структура и объем диссертации. Работа изложена на 113 страницах, содержит 9 таблиц и 22 рисунков. Работа состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов исследования, результатов их обсуждения, выводов и списка использованной литературы, которая включает в себя 171 наименований.

Заключение Диссертация по теме "Биохимия", Комов, Юрий Вадимович

ВЫВОДЫ

1.Разработан метод выделения и очистки СОД из культуры ткани женьшеня Ранах ginseng, с 120-кратной степенью очистки при общем выходе фермента до 77%. Молекулярная масса СОД из ткани женьшеня составляет 27,5 -30 кД. Установлено, что фермент является димером и содержит идентичные субъединицы с молекулярной массой - 16-17 кД.

2.Показано наличие двух максимумов активности СОД на 20-е и 35-е сутки роста культивируемых клеток, однако высокую активность фермента наблюдали и на первых и заключительных этапах роста каллуса. На определенных этапах культивирования ткани женьшеня в клетках обнаруживали 3-4 молекулярные формы фермента.

3.Впервые исследованы биосинтез и стабильность внутриклеточного белка и СОД в культуре ткани Panax ginseng. Установлено, что скорость накопления СОД составляет 12,12 мкг ферментативного белка в сутки на 1 грамм биомассы, а время ее функционирования - 2,84 суток.

4.Впервые изучено влияние теплового шока и низких температур на синтез, стабильность и условия 'функционирования СОД в культивируемой ткани женьшеня. Установлено:

-значительное снижение скорости накопления фермента при воздействии на культивируемые клетки как высоких, так и низких положительных температур;

- образование «стрессовых» (в основном быстро мигрирующих к аноду изоформ) молекулярных форм СОД;

- снижение стабильности СОД на 17,6% (I серия) и 20,5% (П серия) при тепловом шоке, а также ее увеличение на 51% в результате воздействия низких температур.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Комов, Юрий Вадимович, Санкт-Петербург

1. Албертс Р., Брзй Д., Льюис Дж., Рзфф М., Роберте К, Уотсои Дж.

2. Молекулярная биология клетки // М: Мир, 1987. С 127-133. Бабе:¡к'о В.И Нигрецкая МЛ. Электрофоретические спектры легко растворимых белков озимой пшеницы при закаливании и промораживании.// Докл ВАСХНИЛ, 1971. N5. С 7-9.

3. Барашкова Э.А. Динами компонентного состава легко растворимых белков и изоэнзимов некоторых ферментов озимой пшеницы после промораживания.// Тр. по прикладкой ботанике, генетике, селекции 1979, Т. 64, С. 147-153.

4. Беличенко Н.И. Грязина Т.И. Некоторые стороны метаболизма белков зимостойких и слабозимостойких пшениц.// Изв. Сев- Кавказ, научн. Центра высш. шк. Естеств. Науки. 1980. N4. С. 86-88.

5. Биотехнология.М.: Наука 1986. С. 3-20.

6. Бутенко Р.Г. Культура изолированных тканей и физиология морфогенезапплтатпгй // Л/Г •Цочтт 1 ОЛЛ Г* ^П^)рыс I пап // ±\х. .ххау ла. /

7. Бохински. Р. Современные возрения в биохимии // М. .Мир. 1987. С 507-509 Войннков В.К., Иванова Г.Г., Корытов М.В. Синтез белков в растениях при действии низкой температуры // Физиология и биохимия растений. 1986.Т. 18.КоЗ .С.211-219.

8. В о инвков В.К. Иванова Г.Г. Рудковский А.В. Белки теплового шока растений.// Физиология растений 1984, Т.31, С. 970-979.

9. Воллосович А.Г. Культура ткани раувольфии, как продуцент противоаритмических алкалоидов: автореф.дисс.докт.фарм.наук, СПб, 1992, 38 с.

10. Гудвин Т., Мерсер Э. Введение в биохимию растений // М: Мир, 1986. Т.2. С.41.

11. Носов А.М. Культура клеток высших растений уникальная система, модель, инструмент// Физиол. растений. 1999. Т. 46. №6. С. 837-844.101

12. Петрова О.П., Колоша О.И., Мишустина П.С., Сухарева И.Б.

13. Множественность форм ферментов и ее модификация у озимой пшеницы в период адаптации к низким температурам // Физиология растений. 1985. Т. 17. №4. С. 361-366.

14. Практическая химия белка // пер.с англ.-М.:Мир.-1989.С.624.

15. Савич И.М. Пероксидазы стрессовые белки растений.// Успехисовременной био логии. Т.107 С. 406-417

16. Теппермен Дж., Тепяермен X. Физиология обмена веществ и эндокриннойсистемы // М: Мир. 1989.С.47.1. Еремин

17. Яаска В. Изоферменты супероксиддисмутазы в проростках фасолиевых // Изв. АН ЭССР. Биол. 1984. Т.ЗЗ. № 1. С. 42-49.

18. Adams G. Rinna R.W. Stress protein formation: gene expression andenvironmental interaction with evolutionary significance// Int. Rev Cytol 1982. V. OQ p шлк

19. Areas I.M.,Doi!e D.Shimke R. Studies of endoplasmic reticulum of rat liver// J.Biol.chem 1969,No. 12,P.3303-3315.

20. Argese E., Viglino P., Rotilio G., Scarpa M., Rigo A. Electrostatic control of the rate determining step of the copper, zinc superoxide dismutase catalytic reaction. // Biochemistry. 1987. V. 26. P. 3224-3228.

21. Bailor. D., Palmer G., Massey V. Direct demonstration of auperoxide anion production during the oxidation of reduced flavin and of its catalytic decomposition by arythro-'cuprein // Biochem- Biophya. Res. Commun. 1969. Vol.6. P. 898-904.102

22. Beevers L. Growth regulator control of senescence in leaf discs of Nasturtium //In: Biochemistry and physiology of plant growth substances. Wightman F, Satterfiled G. Runge Press, Ottawa, P 1417- 1435.

23. Bertini I, Luchinat C., Monnanni R,. et all. A water proton and. anion affinity investigation of Zinc (II) deprived superoxide dismutase // Inorg. Ghim. Acta. 1983. V.79.-No 1-6. P. 142-143.

24. Bitterman H. Aoki N., Lefer A.M. Imoroved survival of island flaps after prolonged ischemia by perfusion with superoxide dismutase. //Plastic. Reconstructive Surgery. 1988.V.77.P.639-641.

25. Brown G.N., Bixby J.A. Soluble and insoluble protein patterns during induction of freezing tolerance in black locus seedlings.// Physiol. Plant. 1975, V.34, P. 187191.

26. Calabrese L.Polticelli F. Et al. Substitution of arginine for lysine 134 alters electrostatic parameters of the active site in shark Cu,Zn-SOD. // FEBS Letters. 1989. V. 250(1 ).P. 49-52.

27. Campbell P.N., Blobel G. The role of organells in the chemical modification of the primary translation products of secretory proteins// FEBS Lett. 1976, V. 72, P. 215-226.

28. Chang E.C., Crawford B.F., Hong Z., Bilinski T., Kosman D.J. Genetic and biochemical characterization of Cu,Zn-superoxide dismutase mutants in S. cereviseae // J. Biol. Chem. 1991. V. 266. P.4417-4424.

29. Davannkov V.A. Review of ligand exchange chromatography in Handbook of HPLC for separation of aminoacids,peptides and proteins // Hancock W.S. (ed.), CRC Press. Bocaraton,Fla. 1984.P.393.

30. Davis B.J. Disc electrophoresis II. Metod and application to human serum protein//Annu. N.Y. Acad. Sci. 1964. V. 12l.P 404-427.104

31. Davies D.D. Physiological aspects of protein turnover. In: Encyclopedia of plant physiology. Boulder D. ed., 1982, N.S. V.14A. P.189-228.

32. V .lj i/UllUUll . JL J 1 1 / y \J / .

33. Ditlow C., Johansen J.T., Martin B.M., Yvendsen J.B. The complete amino acid sequence of manganese superoxide dismutase from S. cerevisiae // Carlsbergr>— r^---1 noi \J An 1 no 1 Q1

34. XVCS.VxUllllllUll. 170^. V .t / .INUl .JTOl-yi.

35. Djinovic K. Gatti G. Rotilio G. Et a!. Crystal structure of yeast Cu,Zn-, SOD. Crystallographic refinement at 2.5A resolution. // J. Mol. Biol. 1992. V. 225.P. 791= 809.

36. Duke M.V., Saiin M.L. Isoenzymes of cuprozinc SOD from Pisum sativum //-Li! J l,vj VAX^/XLIJO l± ^ . L S G-J . V. 1 > \J X J. . X . ¿Juy-ijl J.

37. Edsmyr F., Menander= Huber K.B. Orgotein efficacy in ameliorating side effects due to radiation therapy // Eur. J. Rheumatol. Inflamm. 1981.V.4.P.2281. JU.

38. Fakoni M., Rotilio G. Et a! Modelling the tree-dimensional structure andel ppfrAcfoli/^ nnlatilinf hl/A Pll 7t1„Qnr\ T/Qf 1 or^fft-nm YptiAnnc //ivvu uoiauv puiwniiai iiviu ui i vv w vu.zjii ijvjl/ valiaiii xxUixi AviiupUo iav- v 10 //

39. Proteins: structure, function and genetics. 1991. V. 10. P. 149- 155.

40. Feller V.K., Soong T.S. Proteolytic activities and leaf senescence during graindevelopment of field-grown corn. // Plant physiol. 1977, V.59, P. 250-254.105

41. Foyer C.H., Lopez-Belgado H., Dat J.F., Scott I.M. Hydrogen peroxide- and glutathione-associated mechanisms of acclimatory stress tolerance and signaling // Physiol. Plant. 1997. V. 100. P. 241-254.

42. Frenkel C., Klein I.,Di!!ey D.R. Protein synthesis in relation to ripening of pome Fruits.//Plant physiol. 1968, V.43. P. 1146-1153.

43. Fridovich I. Superoxide radical and Superoxide dismutase // Annu. Rev. Biochem. 1995. V. 64. P. 97-112.

44. Cracham D., Patterson B.D. Responses of plants to low, nonfreezing temperature: proteins, metabolism and acclimation.// Ann. Rev. Plant Physiol. 1982, V. 33, P. 347-382.

45. Grisolia S. Turnover and degradation of mitochondria and their proteins.// 1980. Cuba faundation symposium 75. P. 167-188.

46. Gusta L.W., Weiser C. J. Nucleic acid and protein changes in relation to cold acclimation and freezing injury of Korean boxwood leaves.// Plant. Physiol, 1972V.49, P. 91-96.

47. Kasperska-Palacz A., Blugokeeka E Physiological mechanisms of frost tolerance: possible role of in plant adaptation to cold.// Biol. Plant. 1977. V. 19. P. 10=17.

48. Konabus J. Picaard C.S. Heat shock proteins in tobacco cell suspension during growth cycle.// Plant physiol 1984, V. 75, P. 639-644

49. Kuei L., Sumsion E.N. Turnover of several glycolyticeuzymes in rat liver // J. Biol. Chem. 1970. V. 245. No 24. P. 6616-6623.

50. XT^ A T> 1A1C 1A1H 1NO H. ± . iulj-iwl?.

51. Marco B.G., Grego S RuBP carboxylase in field-growth wheat.// J.Exp. Bot. 1979, V. 118, P. 851-861.

52. Masson M. Hess H. Gremer G. Peroxinorm bei Weichteilaffektionen und Sportverletzungen. //Arztl. Praxis. 1982.V.34.P.562-565.

53. Miller R.W., Rapp U. The oxidation of catechols by reduced flavins and dehydrogenases // J. Biol. Chem. 1973. V. 248. Nol7. P. 6084-6090. Moraux Y.,Bosochetti E.,Egly T.M.// Sci Tools. 1985 V32(l).109

54. Neuperi W., Schatz G How proteins are transported into mitochondria // Trends.1. RmpUm «nj 1Q81 V£T>1/IiJiuvilviii uvl. y 1. .X—r.

55. Nover L., Nellmund D. The heat shock response of eucariotic cells// Biol 1984, V.261, P.357-435.

56. Nyaian P.O. A modified method for the purification of erythrocupreins // Biochem. Biophiys. Acta. 1960.V.45.No2. P387-389.

57. O'Neill P., Davies S., et al. The effect of pH and various solts upon the activity of a series of superoxide dismutase. // Biochem. 1988. V. 251. P. 41-46.

58. Orme .Johnson W.H., Beinert H. On the formation of the superoxide anion radical during the reaction of reduced iron-sulfur proteins with oxygen // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1969. V. 36. No 6. P. 905-911.

59. Ouchterlony 0. Antigen-antibody reactions in gels. 2. Factors determining the site of the precipitate // Acta. Pathol. Micr. Scand. 1949. V. 26. No 1,- P. 4-12.

60. Parge H.E. Hailewel! R.A. Tainer G.A. Atomic structure of wild-typeand thermostable mutant recombinant human Cu.Zn-SOD. // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1992. V. 89. P. 6109-6113.

61. Pearse B.M., Clathrin: unique protein associated with intracellular transter of membrabe by coated visicles// Proc. Natl. Acad. Sci. USA,1976, V.73, P. 12551259

62. Pedersen T.A., Kirk M. Light-dark transients in levels of intemediate compounds during photosynthesis in air-adapted Chlorella.// Physiol plant. 1966, V.19, P. 219-231.

63. Polticelli F., Falconi M., O'Neil P., et al. Molecular modelling and electrostatic calculation on chemically modified Cu,Zn- SOD from Bos Taurus and Shark110

64. Prionace Glauca. Role of Lys 134 in the electrostatic steering/ mechanism. // J. Molec. Biol. 1993. V. 21. P. 265-269.

65. Pontremoli S., Malloni A. Extralysosomal protein degradation.// Annu. Rev. Biochem.1986, V.55, P. 455=481.

66. Porath J.,Carlssoii J., Belfrage G. Metal chelate affinity chromatography// London 258,1975.

67. Rao S.C.,Croy L.I. Protease and nitrate reductase seasonal patterns and their relation to grain production of high versus low protein in weat varieties // J. Agric. Food. Chem. 11972, Y.20, P. 1138-1141.

68. Reddy S., Venkaiah B. Purification and characterization Cu,Zn-superoxide dismutase from mungbean ( Vigna radiata) seedlings // J. Biosci. 1984. V.6. No 1. P.115-123.

69. Reddy S., Vijaya K., Venkaiah B. Subcellular localization and identification of superoxide dismutase isoenzymes from Pennisetum typhoideum seedlings // J. Plant Physiol. 1984. V.117. No 1. P. 81-85.

70. Richardson J.S., Richardson D.C. Thomas A. Alfa-carbon coordinates for bovine Cu,Zn- superoxide dismutase. // Biochem. Bioph. Res. Commun. 1975. V. 64. No4. P. 982-986.

71. Roberts V.A., Fisher C.L., et al. Mechanism and atomic structur of SOD. // Free Rad. Res. Comm., 1991. V. 12-13. P. 269-278.

72. Saben F., Wright T., Norton S.J. Isoenzymes of superoxide dismutase from Aloe vera. // Enzyme Protein, 1996,V.49:4, P.212-21.

73. Sandalio L.M., Palma J.M., Del Rio L.A. Localization -of manganesesuperoxide dismutase in peroxisomes isolated from Pisum sativum L // Plant Sci.1987. Vol. 51N l.P. 1-8.

74. Scandalios J.G., Foyer C.H., Lopez-Delgado H., Dai J.F., Scott I.M. Hydrogen peroxide- and glutathione-associated mechanisms of acclimatory stress tolerance and signaling // Physiol. Plant. 1997. V. 100. P. 241-254.

75. Scandalios J.G. Oxidative stress and the Molecular Biology of Antioxidant Defenses// Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor. N.-Y. 1997. P. 527-568.

76. Tainer J.A., Getzoff E.D., Richardson D.C. Structure and mechanism of Cu,Zn-superoxide dismutase //Nature. 1983. V. 160. P. 284-290.

77. Tainer J.A., Getzoff E.B., Beem K.M., Richardson D.C. Structure of superoxide dismutase.//J Mol.Biol. 1982. V.160.P. 181-217.

78. Tan S.C. Phenylalanine ammonia lyase and the phenylalanine ammonia lyase inactivating system- effect of light, temperature and mineral deficience.// Austral. J. plant physiol. 1980. V.7 P. 159-168.

79. Tanguay., Vincent. M Intracellular Translocation of cellular and heat shock in

80. Drosophila cells// Canad. J. Biochem 1982, V. 60, P.306-315.

81. Thomas H. Enzymes of nitrogen mobilization in detached leaves of Loliumtemulentium during senescence//Planta, 1978. V. 141, P 161-169.

82. Umei T., Takeshige K., Minakami S. NADPH-binding componentof thesuperoxide-generating oxidase in unstimulated -neutrophils and the neutrophilsfrom the patients with chronic granulomatous disease // Biochem. J. 1987. V. 243.1. N2. P. 467-472.

83. Van Hemmen J. J., Meuling W.J. A. Inactivation of biologically active DHA by y -ray-induced superoxide radicals and their dismutation products singlet molecular oxygen and hydrogen peroxide // Biochem. Biophys. Acta. 1975. V. 402, N 2. P 133-141.

84. Verling E. The roles of heat shock proteins in plants // Ann. Rev. Plant Mol. Biol. 1991. V.42.P. 579-620.

85. Vierling E., Joe L. Key bulose 1.5 Biphosphate carboxiyase syntesis during heat shock.// Plant Physiol 1985, V. 78. P. 155-162

86. Weiseger RA, Fridovich I. Superoxide dismutase. Organel specificity // J. Biol. Chem. 1973. V. 248. No 10. P. 3582-3592.

87. Weselake R.J., Chesney S.L., Petkau A., Friesen A.D. Purification of human copper, zinc superoxide dismutase by copper chelate affinity chromatografy // Anal. Biochem. 1986. V.155. Nol. P. 193-197.

88. Willekens H., Inze D., Van Montagu M., Van Camp W. Catalase in plants // Molecular Breeding. 1995. V.l. P. 207-228.

89. Wiss S.J. Neutrophil- mediated methemoglobin formation in the erythro-/ cyte. II. Biol. Chim. 1982. V.257.P.2947-2953.

90. Weber K., Osborn M. The reliability of molecular weght determination by dodecy! sulphate-polyacroylamide gel electrophoresis // J.B.C. 1969. V244.Nol6.P 4406-4412.

91. Weidner M., Ziemens C Preadaptation of protein syntesis in wheat seedlings to high temperature.// Plant Physiol. 1975 V.56, P. 590-594.

92. Winterbourn O.C., McGrath B.M., Carrel 1 R.W. Reactions involving superoxide and normal and unstable haemoglobins // Biochem. J. 1976. - Vol. 155. - IT 3. -P. 493-502.

93. Winterbourn C.C., McGrath B.M., Carrel! R.W. Reactions involving superoxide and normal and unstable haemoglobins // Biochem. J. 1976. V. 155. No 3. P. 493-502.

94. Yost F. J., Fridovich I. An iron-containing superoxide dismutase from Escherichia coli//J. Biol.Chem. 1973.V.248.Nol4.P.4905-4908.

95. Zielke H.R. Filner P. Nitrate reductase turnover in leaves of castor bean.// JBC 1971, V. 246. P. 1772-1779.