Гибридная Mn-пероксидаза гриба Panus Tigrinus 8/18

Лисов, Александр Викторович

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Гибридная Mn-пероксидаза гриба Panus Tigrinus 8/18
ВАК РФ 03.00.04, Биохимия

Автореферат диссертации по теме "Гибридная Mn-пероксидаза гриба Panus Tigrinus 8/18"

На правах рукописи

Лисов Александр Викторович

ГИБРИДНАЯ Mn-ПЕРОКСИДАЗА ГРИБА PANUS TIGRINUS 8/18

03.00.04 - биохимия

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание учёной степени кандидата биологических наук

Пущино 2005

Работа выполнена в Лаборатории энзиматической деградации органических соединений Института биохимии и физиологии микроорганизмов им. Г. К. Скрябина РАН

Научные руководители: доктор биологических наук,

профессор Л. А. Головлёва; доктор биологических наук, А. А. Леонтьевский.

Официальные оппоненты доктор биологических наук,

профессор А. Н. Мальян; доктор химических наук, профессор М. Л. Рабинович.

Ведущая организация Институт теоретической и экспериментальной биофизики

РАН

Защита состоится - 3 " июМ 2005 гв|1/ час 0 0 мин на заседании Диссертационного совета Д 002.121.01 в Институте биохимии и физиологии микроорганизмов им Г. К. Скрябина РАН по адресу: Московская область, г. Пущино, проспект Науки, 5.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института биохимии и физиологии микроорганизмов им Г. К. Скрябина РАН.

Автореферат разослан " "СХм^кЛ 2005 г.

Ученый секретарь Диссертационного совета,

доктор биологических наук В. М. Вагабов

Актуальность проблемы. Лигнин составляет до 30 % биомассы растений и, таким образом, является одним из наиболее распространённых веществ в живой природе. Столь широкое распространение лигнина указывает на активное участие этого вещества в круговороте углерода. Однако, лигнин устойчив к воздействию микроорганизмов, и способность разлагать лигнин показана только для грибов-базидиомицетов двух экологических групп: дереворазрушающих ксилотрофов и грибов, разлагающих листовой опад. Поэтому понимание роли лигнина в геохимических циклах невозможно без дальнейшего изучения микробиологии разложения лигнина, а также ферментов, участвующих в этом процессе. Наряду с устойчивостью к микробному разложению, лигнин устойчив и к химическому воздействию, что затрудняет обработку древесины при производстве бумаги и обработку растительных волокон в текстильной промышленности. Ежегодно в мире образуется большое количество лигнинсодержащих отходов, из которых лишь малая часть подвергается дальнейшей переработке, а остальная помещается в отвалы или сжигается. В последние 20 лет в мире активно разрабатываются биотехнологии удаления лигнина с помощью лигнин разлагающих грибов, или посредством лигнинолитических ферментов этих организмов. В связи с этим, без изучения механизма реакций ферментов, участвующих в деполимеризации лигнина, прогресс в данной области маловероятен. Учитывая высокую окислительную способность и неспецифичность действия лигнинолитических ферментов, интенсивно исследуется возможность применения грибов белой гнили для деградации ксенобиотиков и биоремедиации загрязнённых природных объектов.

Состояние проблемы. В настоящее время ведущую роль в деполимеризации

лигнина отводят трём внеклеточным ферментам грибов - деструкторов лигнина:

лигнин пероксидазе, Mn-пероксидазе и, в меньшей степени - лакказе [Hatakka,

2001]. Mn-пероксидаза занимает ключевое место в лигнинолитических ферментных

комплексах многих грибов [Hofrichter, 2002]. Активность Мп-пероксидазы

полностью зависит от наличия Мп2+, который окисляется ферментом до Мп3+.

Однако, Mn-пероксидаза не способна окислять наиболее устойчивые нефенольные

подструктуры лигнина [Wariishi et al., 1989b; Hammel et al., 1993]. Поэтому, долгое

время ведущая роль в разложении полимерного лигнина отводилась лигнин

пероксидазе, ферменту, обладающему мощным окислительным потенциалом и

способному разрушать нефенольные связи. Тем не менее, были обнаружены грибы,

эффективно разлагающие лигнин, не имеющие лигнин пероксидазы в составе

лигнинолитического ферментного комплекса, но обладающие высокой активностью

Мп-пероксидазы [Maltseva et al., 1991; Репе, Gold, 1991]. Способность Мп-

пероксидазы окислять нефенольные соединения можно объяснить участием

медиаторов - низкомолекулярных соединений, окисляемых до промежуточных

радикалов, которые далее реагируют с конечным субстратом. Участие медиаторов в

окислении нефенольных соединений хорошо известно у лакказы, для которой

подобные реакции используются в биотехнологии [Call, Muke, 1997]. В качестве

медиаторов Mn-пероксидаза способна использовать ненасыщенные жирные

кислоты, а также соединения, содержащие SH-группы [Forrester et al., 1988; Wariishi

et al., 1989c; Jensen et al., 1996]. Существование эффекта медиаторов позволяет

поставить Mn-пероксидазу на один уровень с лигнин пероксидазой. Несмотря на

важное прикладное значение реакций с -участием медиаторов, более подробных

>ОС. национальна«

БИБЛИОТЕКА / С. Лет« О»

исследований разнообразия веществ, позволяющих Mn-пероксидазе окислять нефенольные соединения, не проводилось.

Наряду с лигнин пероксидазой и Mn-пероксидазой у нескольких грибов был обнаружен третий лигнинолитический фермент - гибридная Мп-пероксидаза, сочетающий в себе свойства ранее открытых лигнинолитических пероксидаз [Leontievsky et al., 1995; Mester, Field, 1998]. Этот фермент подобно Мп-пероксидазе способен окислять Мп2+ до Мп3+ и, подобно лигнин пероксидазе, окисляет органические соединения, в том числе и нефенольные [Camarero et al., 1999]. Гриб Panus tigrínus 8/18 является эффективным деструктором лигнина, наличие лигнин пероксидазы в составе его лигнинолитического ферментного комплекса обнаружено не было, тем не менее, гриб обладает высокой активностью Mn-пероксидазы и лакказы [Maltseva et al., 1991]. Мп-пероксидаза гриба P. tigrinus 8/18 первоначально была описана как обычная Мп-пероксидаза, были охарактеризованы молекулярные свойства фермента и Мп2+-зависимые реакции, показана способность окислять НАДН в оксидазной реакции без перекиси водорода [Леонтьевский и др., 1990]. Однако, необычные свойства гибридной Mn-пероксидазы гриба Panus tigrinus 8/18, механизм окисления НАДН, а также участие различных форм фермента в этом процессе детально не были изучены.

Цель и задачи исследования. Цель работы - изучить гибридные свойства Мп-пероксидазы гриба Р. tigrinus 8/18, и механизмы реакций, осуществляемых этим ферментом. Для реализации этой цели были поставлены следующие задачи'

- очистить фермент и изучить его Мп2+-независимую активность;

- изучить спектральные свойства различных форм и каталитический цикл гибридной Mn-пероксидазы;

- определить механизм оксидазного окисления НАДН с помощью гибридной Мп-пероксидазы в присутствии Мп2+;

- изучить реакции гибридной Mn-пероксидазы с синтетическими медиаторами в присутствии ароматических спиртов.

Научная новизна работы.

Впервые изучено Мп2+-независимое окисление субстратов гибридной Мп-пероксидазой гриба Р. tigrinus 8/18. Экспериментально показано, что каталитический цикл фермента может функционировать как в присутствии Мп2+, так и без него за счёт органического вещества.

Показано, что оксидазная реакция окисления НАДН происходит только в присутствии Мп2+. Полученные данные свидетельствуют о том, что фактически реакция является обычной пероксидазной. Роль Мп2+ заключается в защите фермента от инактивации и продолжении образования перекиси водорода за счёт Мп3+. Впервые показано, что гибридная Мп-пероксидаза способна окислять нефенольные соединения в присутствии некоторых медиаторов, и реакция осуществляется за счёт окисления медиатора с помощью Мп В результате взаимодействия фермента с медиаторами наблюдалась его инактивация. Практическая значимость. Гибридная Мп-пероксидаза обладает высокой окислительной способностью и неспецифичностью действия, что позволяет ей трансформировать широкий спектр субстратов. Изученные нами реакции с участием медиаторов дополнительно расширяют окислительные способности фермента и могут быть использованы при делигнификации растительного материала или

разложении ксенобиотиков. Полученная информация о механизме катализа различных реакций, в том числе Мп2+-независимого и Мп2+-зависимого окисления субстратов, а также реакциях с участием НАДН, расширяют наши представления о функционировании гибридной Mn-пероксидазы в составе лигнинолитических ферментативных комплексов грибов.

Структура диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов, результатов, обсуждения результатов, выводов и списка литературы( 255 источников) Работа изложена на 94 страницах, содержит 31 рисунок и 4 таблицы.

Апробация работы и публикации: Работа была доложена на 7ой и 8ой конференциях молодых учёных «Биология - наука 21го века» (Пущино, 2003, 2004), на семинарах Вестминстерского университета (2003, Лондон, Англия), на Ежегодных сессиях Ученого Совета ИБФМ РАН (2002 - 2003). По материалам диссертации опубликовано три статьи.

ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

В работе был использован гриб Partus tigrinus 8/18. Культивирование проводилось на среде Кирка [Kirk et. al 1978] с низкой концентрацией азота, с концентрацией Мп2+, равной 50 мг/л., при 29°С на качалке, 200 об/мин. Среду инокулировали гомогенизированным 5-дневным мицелием, выращенным на соево-глицериновой среде.

Из культуральной жидкости выделяли фермент с помощью ионообменной хроматографии на колонке с носителем ТЕАЕ-сервацел 23. Полученный препарат подвергали гель-фильтрации на колонке 3 х 100 см с Sephadex G-100. Далее, фракции, содержащие Mn-пероксидазную активность и не содержащие активности лакказы, объединяли и концентрировали ультрафильтрацией (мембрана РМ 10) до 5 мл, после чего использовалась анионообменная хроматография на колонке Mono Q HR 5/5 и гельфильтрация на колонке Sephacryl S-100 HiPrep 16/60 с применением высокоэффективной жидкостной хроматографии (FPLC). Полученные активные фракции объединяли, концентрировали ультрафильтрацией (Centriprep YM-10, «Amicon», Нидерланды).

Определение активности гМпП проводилось спектрофотометрически при комнатной температуре следующими методами:

-по скорости образования комплексов Мп3+-малонат. Метод основан на фиксации образования комплекса продукта фермента - Мп3+ с малонатом при 270 нм, е27о=П-69 тМ"1 cm"1 [Wariishi et al. 1992].

-по скорости окисления 2,6 диметоксифенола. Метод основан на фиксации образующегося продукта окисления 2,6 диметоксифенола при 469 нм. -по скорости окисления НАДН определяли оксидазную активность МпП. Метод основан на уменьшении поглощения при 340 нм за счёт окисления НАДН до НАД+. -при определении субстратной специфичности использовали 0,5 мМ концентрации всех субстратов. Были использованы следующие субстраты: АБТС, X = 436 нм; 2,6-

диметоксифенол , X = 469 нм; р- фенилендиамин, X - 320 нм; о-дианизидин, X. = 470 нм; гваякол, X = 470 нм; 2,4,6-трихлорфенол, X = 255 нм; гидрохинон, X = 254 нм. Реакцию с вератриловым спиртом проводили в течение суток, продукт реакции, вератриловый альдегид, идентифицировали с помощью

вэжх.

Активность лакказы определяли спектрофотометрически по увеличению поглощения при 436 нм при окислении АБТС [Peres, Jefriese 1990].

Активность выражали в единицах активности и условных единицах активности. За условную единицу принимали количество фермента, осуществлявшего изменение поглощения при указанной длине волны на 1 Ед За единицу активности принимали количество фермента, образующего 1 мкМ продукта за 1 минуту.

Электрофорез проводили в денатурирующих условиях (Ds-Na-ПААГ-электрофорез) в 12% геле по методике Леммли [Laemmli 1970]. Белковые полосы окрашивали Кумаси R-250.

Спектры поглощения были получены с помощью прибора Shimadzu - UV -2501РС (Япония) при комнатной температуре, объём кюветы 1мл, длина оптического пути 1 см. Соединение I каталитического цикла получали внесением в ферментный препарат одного моль-эквивалента перекиси водорода. Соединение II получали внесением 8-10 моль-эквивалентов перекиси водорода. Соединение III было получено обработкой нативного фермента 300 моль-эквивалентами Н202 в течение 2 минут с последующим удалением избытка Н202 каталазой в количестве 200 U/мл в течение 5 минут. KCN-комплекс был получен внесением 5 мМ KCN, ЫаЫз-комплекс - внесением 10 мМ NaN3. Восстановленный фермент получали внесением в кювету нескольких кристалликов гипосульфита натрия. Коэффициенты молярной экстинкции гМпП определяли пиридингемохромовым методом по поглощению в максимуме поглощения пиридингемохрома при 557 нм, е557 = 32,5 mM"W [Pajot, Grondinsky 1970].

Реакции с медиаторами проводили в течение 24 часов при 30°С. В качестве целевых субстратов использовали вератриловый (3,4-диметоксибезиловый), анисовый (4-метоксибензиловый) и бензиловый спирты. В качестве потенциальных медиаторов использовали 2,2'-азинобис(3-этилбензотиазолин) сульфоновую кислоту (АБТС), 1-гидрокси-бензотриазол (ГБТ), 3-гидрокси-1,2,3-бензотриазин-4(ЗН)-один (ГБТО), 3-гидроксиантраниловую кислоту (ГАК), 2,2,6,6-тетраметилпепиридин-М-оксил (ТЕМПО), 4-ОН-ТЕМРО, виолуровую кислоту (ВЛК), пирокатехин, гваякол и 3,4-дигидроксифенилаланин. Использовали три буферные системы: 50 мМ Ыа-ацетатную, Na-тартратную или Ыа-малонатную, pH 4.5. Реакции Мп3+-ацетата с вератриловым спиртом проводили в тех же условиях, заменяя M11SO4, Н202, и гМпП в составе реакционной смеси на 1 мМ Мп3+-ацетат. Стехиометрию образования вератрилового альдегида в зависимости от концентрации ГБТ и ГБТО в реакциях Мп3+ацетата с вератриловым спиртом определяли в тех же условиях в реакционной смеси, содержащей, Мп3+-ацетат, 5 мМ; вератриловый спирт, 5 мМ; ГБТ или ГБТО в концентрациях 30150 мкМ.

Убыль бензиловых спиртов, образование соответствующих

альдегидов, как продуктов окисления бензиловых спиртов, а так же продуктов окисления медиаторов и модельного соединения лигнина определяли с помощью ВЭЖХ (Waters, USA). Разделение продуктов реакции вели на обращеннофазной колонке Spherisorb ODS-2 в градиенте метанол-вода, 20-100 % метанола за 20 минут при 55°С. Пики веществ фиксировали с помощью УФ-детектора при 254 нм. Спирты и альдегиды идентифицировали по характерному времени удерживания, определённому для стандартов. Интересующие пики, продукты окисления медиаторов и модельного соединения лигнина, собирали и идентифицировали методом масс-спектрометрии с помощью прибора Finnigan Mat 8430.

Концентрацию Н202 определяли по поглощению при 240 нм, 8240= 39,6 мМ"1 см"1 [Nelson and Kiesow, 1972]. Раствор Мп3+-ацетата готовили непосредственно перед использованием. Мп3+-ацетат растворяли в метаноле, удаляли не растворившиеся частицы центрифугированием при 5000 об/мин в течение 5 минут. Концентрацию Мп3+ определяли по окислению феррицианида, 8420=1,02 шМ"' см"1 [Timofeevskii et al., 1998]. Поглощение кислорода измеряли при 30°С с помощью электрода Кларка и кислородного монитора YSI 5300 (США).

Инактивацию гМпП изучали при 30°С в 50 мМ малонатном буфере рН=4,5, содержащем 0,45 мкМ фермента, 5-60 мМ медиатора. Активность гМпП выражали как отношение активности фермента в момент времени t (А) к исходной активности фермента (А0). Инактивацию проводили в условиях реакции псевдопервого порядка при избыточной концентрации инактиватора. Кинетические кривые инактивации спрямляли в полулогарифмических координатах согласно уравнению реакции псевдопервого порядка [Эммануэль, Кноррэ, 1974]:

In (А/Ао) = -lnkt + 1п(А0) Из наклона полученных анаморфоз были рассчитаны к^ц. псевдопервого порядка.

Тип ингибирования гМпП солью CdCI2 определяли методом двойных обратных координат 1/Vo, 1/S.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

Очистка и изучение субстратной специфичности гМпП. ГМпП была очищена из культуральной жидкости гриба P. tigrinus 8/18, взятой на максимуме активности фермента, которая наступала на 19 - 23 сутки культивирования. В ходе очистки фермента особое внимание обращали на отделение от лакказы, которая продуцировалась в условиях культивирования гриба в значительном количестве. Очищенная гМпП была электрофоретически гомогенной (Рисунок 1), молекулярная масса фермента составляла 43 кДа. Показатель чистоты RZ (Аадб/Агво) для разных очисток был в пределах 4,3 - 5,7. гМпП катализировала типичные реакции обычной МпП: оксидазную в отношении NADH и пероксидазную. Как пероксидаза, гМпП демонстрировала НгОг-зависимое окисление Мп2+ до Мп3+ с образованием

Рисунок 1. Ds-Na ПААГ-электрофорез гМпП Р. tigrinus 8/18. 1, Белки-маркеры (кДа):

фосфорилаза В (97), бычий сывороточный альбумин (66), овальбумин (45), карбоангидраза (29), ингибитор трипсина из сои (20), а-лактоальбумин (14,2); 2, гМпП, 10 мкг.

комплексов Мп3+-малонат и Н2О2- и Мп2+-зависимое окисление фенолов: гидрохинона, гваякола, 2,6-а; ароматических аминов: п-фенилендиамина, о-дианизидина; АБТС. Однако в отсутствие Мп2+ этот фермент катализировал НгОг-зависимое окисление АБТС, и-фенилендиамина, о-дианизидина, гидрохинона, 2,6-диметоксифенола аналогично классической пероксидазе хрена или лигнинпероксидазе (табл. 1), что указывает на принадлежность фермента к гибридным Mn-пероксизадам. В присутствии Мп2+ скорость окисления этих субстратов резко возрастала. Гваякол и 2,4,6-трихлорфенол без марганца не окислялись. Вератриловый спирт не окислялся гМпП ни в присутствии марганца, ни в его отсутствии.

Ионы Cd2+ являлись конкурентным ингибитором окисления Мп2+, но ингибирования окисления органического субстрата - АБТС, не наблюдалось (Рисунок 2). Это указывает на возможное окисление Мп2+ и органического субстрата в разных активных центрах фермента.

£ 100 I

| 50 я

* 0--

0 1 2

CdCli. мкМ

Рисунок 2. Ингибирование окисления Мп2+ ионами Сс12+ и определение типа ингибирования. А - ингибирование Мп-зависимой и Мп-независимой активности гМпП в присутствии СсЮЬ; ■ - окисление АБТС без Мп2+, • - окисление Мп2+. Б -Определение типа ингибирования окисления Мп2+.

кДа

97 _^

66 -►

45 —► „— гМпП

29 "

20 -► Ä

14,2 —►

1 2

диметоксифенола, 2,4,6-трихлорфенол!

Таблица 1. Окисление субстрата в зависимости от присутствия Мп804.

Субстрат Активность, Усл. ед. мин"1 мг"1

+ Мп -Мп

АБТС 436 120 52

2,6 Диметоксифенол 469 148 1

р-Фенилендиамин 320 210 20

о-Дианизидин 470 98 27

Гваякол 470 12,4 0

2,4,6 Трихлорфенол 255 38 0

Гидрохинон 254 358 58,8

вератриловый спирт * 0 0

* - идентификация продуктов осуществлялась с помощью ВЭЖХ

Спектральные свойства гМпП и реакции каталитического цикла. Получены стабильные интермедиа™ каталитического цикла. Спектральные характеристики нативной гМпП, интермедиатов каталитического цикла и различных производных фермента были близки таковым для других лигнинолитических пероксидаз (Рисунки 3, 4). Характеристики спектра пиридин гемохромового производного, нативного фермента и ОГ-гМпП производного фермента указывают на то, что одна молекула фермента гМпП содержит в качестве простетической группы один протопорферин IX с высокоспиновым железом в ферри-форме.

Каталитический цикл фермента организован аналогично каталитическим циклам других пероксидаз и включает окисление нативного фермента до соединения I с последующим восстановлением соединения I до нативного фермента в две стадии через соединение II. Однако, переход соединение II -нативный фермент происходил как за счёт Мп2', так и за счёт органического субстрата. Таким образом, каталитический цикл гМпП сочетает свойства каталитических циклов ЛП и МпП.

Длина волны, нм Длина волны, нм

Рисунок 3. Спектры поглощения гМпП. А - нативный фермент. Б — пиридин гемохромовое производное.

470 570

Длина волны, ни

470 570

Длина волны, t

470 570

Длина волны, ни

370 470 570

Длина волны, и

440 540

Длина волны, нм

470 570

Длина волны, t

Рисунок 4. Спектры поглощения различных форм гМпП. 1 - исходный спектр нативного фермента, 2 - спектр производной формы фермента, 3 - область видимого спектра, увеличенная в 5 раз. А - Соединение I, Б - Соединение II, В - Соединение III, Г - восстановленный фермент, Д - комплекс CN-гМпП, Е - комплекс Nj"~rMnII.

«Оксидазная» реакция гМпП. гМпП гриба Р. И^гтш 8/18 осуществляла «оксидазную» реакцию, то есть окисление ИАОН в отсутствии Н202, сопряженное с образованием перекиси водорода. Реакция абсолютно зависела от присутствия Мп2+, без которого окисления ЫАОН не наблюдалось. Окислению ЫЛОН предшествовал небольшой период индукции, внесение супероксиддисмутазы частично ингибировало реакцию, в то время как катал аза полностью подавляла её (Рисунок 5). Ингибирование реакции каталазой и зависимость реакции от присутствия Мп2+, субстрата гМпП в обычной пероксидазной реакции, указывает на то, что окисление ИАБН осуществлялось в ходе обычной пероксидазной реакции фермента.

О 100 200 300 400

Рисунок 5. Влияние катал азы и супероксиддисмутазы на окисление ^БН. 1 - 600 Ед. каталазы/мл, 2 -200 Ед. супероксиддисмутазы/мл, 3 -исходное окисление КАБЫ

Поглощение кислорода так же начиналось после небольшого периода индукции (рисунок 6А). После внесения каталазы в реакционную смесь происходило выделение кислорода, что указывает на образование перекиси водорода в ходе реакции. Внесение каталазы ранее фермента полностью ингибировало поглощение кислорода, что дополнительно доказывает участие обычной пероксидазной реакции в окислении ЫАБН. Продукт пероксидазного окисления Мп2+ - Мп3+ также приводил к образованию перекиси водорода (рисунок 6Б). ЫАВН медленно окислялся.

Рисунок 6. Поглощение кислорода в процессе окисления ЫАОН и влияние каталазы на этот процесс. А - Мп304 - 100 мкМ, ^ОН - 0,3 мМ, гМпП - 3 нМ, каталаза 600 Ед/мл; Б - Мп3+ацетат - 100 мкМ, ^ОН - 0,3 мМ, каталаза 4200 Ед; Стрелками указано время внесения компонентов реакционной смеси.

22,5 мкМ 02 I

1 мин

в растворе кислородом воздуха с образованием небольшого количества перекиси водорода [Bernofsky et al. 1982]. По-видимому, в случае окисления NADH гМпП гриба Р. tigrinus 8/18 фермент использовал эту перекись водорода для генерирования Мпкоторый далее в результате взаимодействия с NADH и кислородом приводил к дальнейшему образованию перекиси водорода, чем ускорял пероксидазную реакцию.

Участие соединения III и Мп— в окислении NADH гМпП. В случае внесения NADH к препарату гМпП наблюдалось образование интермедиата фермента - соединения III с последующей инактивацией фермента с обесцвечиванием гема (рисунок 7А). Соединение III пероксидаз может образовываться в результате их взаимодействия с избытком перекиси водорода и супероксидным анионом, поэтому мы проверили влияние каталазы и супероксиддисмутазы на образование соединения III. В случае внесения супероксиддисмутазы происходила инактивация фермента через соединение III с обесцвечивание гема, но с меньшей скоростью. Каталаза не предотвращала образования соединения III, но в этом случае соединение III не было устойчивым и обращалось назад в нативный фермент. Внесение MnS04 к соединению III сразу приводило к превращению фермента обратно в нативное состояние. MnS04, внесённый ранее NADH, полностью предотвращал образование соединения III и инактивацию фермента. Таким образом, помимо участия в образовании перекиси водорода, Мп2+ защищает фермент от инактивации в ходе реакции.

Рисунок 7. Изменение спектра поглощения гМпП после внесения NADH и

восстановление спектра

нативного фермента под воздействием Мп — - Спектр нативного фермента. На вставке -область спектра от 420 до 700 нм, увеличенная в 9 раз. Стрелки указывают направление

уменьшения интенсивности поглощения. Спектры сняты с интервалом в 2 минуты. А -инактивация нативного фермента через соединение III после внесения NADH. Б -восстановление нативного

фермента из соединения III после внесения Mn2+ 1 - соединение III, образовавшееся после внесения NADH, 2 - спектр фермента сразу после внесения MnSC>4.

Длина волны, ни

Окисление субстратов в присутствии медиаторов ГМпП не окисляла вератриловый спирт в отсутствие медиаторов (Табл. 2). Из числа проверенных соединений только ГБТ, ГБТО и ВЛК проявили свойства медиаторов в реакциях с гМпП Р. Н^тю. Наиболее эффективными медиаторами оказались ГБТ и ГБТО (Табл. 2). За 24 ч реакции гМпП с 1 мМ вератриловым спиртом в присутствии ГБТ или ГБТО окислялось до 99% целевого субстрата, в зависимости от используемой буферной системы. В отсутствие Мп2+ гМпП почти не окисляла вератриловый спирт - только в ацетатной буферной системе обнаруживали до 6% вератрового альдегида. Поэтому, мы проверили возможность окисления вератрилового спирта искусственным комплексом Мп3+/хелатор в присутствии медиаторов. Оказалось, что Мп ацетат был способным замещать систему гМпПЛЬОз/Мп +/хелатор в такой реакции (Табл. 2).

Таблица 2. Окисление ароматических спиртов гМпП Р П&тт с участием медиаторов.

Состав реакционной смеси Выход альдегида, %

№-малонат N3- тартрат N3-ацетат

гМпП (+ Н2О2 + Мп2+), без медиатора + вератриловый спирт 0 0 0

гМпП (+ Н202 + Мп2+) + ГБТ + вератриловый спирт 95 95 48

гМпП, без Мп2+ (+ Н2О2) + ГБТ + вератриловый спирт 0 0 5

гМпП + ГБТО + вератриловый спирт 90 90 99

гМпП, без Мп2+ + ГБТО + вератриловый спирт 0 0 6

гМпП + ВЛК + вератриловый спирт 0 15 14

гМпП, без Мп" + ВЛК + вератриловый спирт 0 0 2

гМпП (+ Н202 + Мп2+) + ГБТ + анисовый спирт 60 66 35

гМпП (+ Н202 + Мп24) + ГБТО + анисовый спирт 61 62 85

гМпП (+ Н202 + Мп2+) +ГБТ + беизиловый спирт 0 0 0

гМпП (+ Н202 + Мп2+) + ГБТО + бензнловый спирт 0 0 0

Мп^ацетат + вератриловый спирт 0 0 0

Мп3+апетат + ГБТО + вератриловый спирт 35 34 37

Мп^ацетат + ГБТ + вератриловый спирт 34 30 32

Мп' ацетат + ВЛК + вератриловый спирт 0 3 9

Эти результаты показывают, что эффективное окисление медиатора до реакционноспособного радикала происходило только в присутствии Мп3+. Помимо вератрилового спирта, система гМпП/Н202/Мп2+/хелатор в присутствии ГБТ или ГБТО окисляла анисовый спирт и модельное соединение лигнина р-1 типа, что указывает на значительный окислительный потенциал этой системы. Цикличность реакции с участием медиаторов и образование продуктов трансформации медиаторов. В условиях избытка концентрации вератрилового спирта и Мп3+ацетата количество образовавшегося вератрового альдегида линейно зависело от количества внесённого ГБТ или ГБТО (Рисунок 8). При этом наблюдалось невысокое стехиометрическое соотношение вератровый альдегид • медиатор, составлявшее примерно 1.5 : 1.0 для реакции в малонатном, тартратном буферах и 4.0 • 1.0 - в ацетатном буфере. В качестве продуктов трансформации ГБТ или ГБТО в реакционных смесях обнаруживали их дегидроксилированные производные - бензотриазол и бензотриазин соответственно. Эти продукты образовывались в случае взаимодействия с ГБТ или ГБТО как системы гМпП/НгОг/Мп^/хелатор (а в равной степени и Мп3+/хелатор), так и гМпП без Мп2+. Низкое стехиометрическое соотношение медиатор/вератровый альдегид указывает на то, что реакция ГБТ или ГБТО с вератриловым спиртом не является циклической, то есть медиатор не является в данной реакции катализатором, и радикал медиатора после взаимодействия с вератриловым спиртом восстанавливается не обратно в ГБТ или ГБТО, а в бензотриазол и бензотриазин соответственно. Схема, соответствующая такому механизму, показана на рисунке 10А. Из этой схемы следует, что внесение вератрилового спирта в реакционную смесь должно увеличивать образование бензотриазола и бензотриазина. Мы проверили влияние вератрилового спирта на образование бензотриазола и бензотриазина в случае окисления медиаторов Мп3+. Как видно из рисунка 9, внесение вератрилового спирта снижало образование продуктов восстановления обоих медиаторов.

Рисунок 8. Стехиометрия образования вератрового альдегида в зависимости от концентрации медиатора в разных буферных системах: А - тартратный буфер, ■ -малонатный буфер, • - ацетатный буфер. А - опыт с ГБТ, В - опыт с ГБТО.

12 3 12 3

Рисунок 9. Образование бензотриазола (А) и бензотриазина (Б) в разных буферных системах в зависимости от присутствия вератрилового спирта. 1 - малонатный буфер, 2 - тартратный буфер, 3 - ацетатный буфер. ВС - вератриловый спирт. Концентрация: Мп3+ацетата - 1мМ, вератрилового спирта - 1мМ, медиаторов -5мМ. Варианты +ВС - с вератриловым спиртом, -ВС - без вератрилового спирта.

Известно, что радикалы ГБТ и ГБТО не устойчивы и переходят в невосстанавливаемые продукты [Bourbonnais et al 1998; Xu et al 2001]. Поэтому, по всей видимости, образование бензотриазола и бензотриазина является следствием нестабильности радикалов ГБТ и ГБТО и не связано с окислением вератрилового спирта, как это показано на рисунке 9Б.

СО -00-^.

а щ ВС

ВА

ОС; -00

¿н1 Ч

а4»

^^ NH

III

ВА ВС

Рисунок 10. Возможный механизм реакции с участием медиатора. В качестве примера медиатора показан ГБТ. I - ГБТ, II - -N(0) радикал медиатора, III -бензотриазол. ВС - вератриловый спирт, ВА - вератровый альдегид.

Инактивация гМпП в присутствии медиаторов. В ходе реакции гМпП с вератриловым спиртом в присутствии медиатора ГБТ было обнаружено постепенное падение активности фермента. При инкубации гМпП такой же концентрации в малонатном буфере при 30°С за то же время активность фермента не снижалась, поэтому, инактивацию гМпП нельзя объяснить термоинактивацией. Известно, что пероксидазы, включая Мп-пероксидазы, инактивируются перекисью водорода с образованием каталитически неактивного соединения III с последующим обесцвечиванием гема. Инкубация гМпП в присутствии перекиси водорода и без субстрата приводила к инактивации фермента. Дополнительное внесение в состав i реакционной смеси Мп2+, ГБТ, ГБТО, но не вератрилового спирта предохраняло гМпП от инактивации перекисью водорода (Рисунок 11). Соединение III Мп-пероксидазы может ревертировать в нативный фермент под воздействием Мп2+ как субстрата и Мп3+ как продукта реакции [Timofeevskii et al., 1998]. Мы проверили воздействие ГБТ как редуцирующего субстрата на Соединение III гМпП. После внесения ГБТ соединение III сразу переходило в нативный фермент. Таким образом, инактивацию фермента нельзя объяснить его взаимодействием с перекисью водорода.

Проверка влияния ГБТ и ГБТО на активность фермента показала, что как ГБТ, так и ГБТО инактивировали гМпП, причём скорость инактивации увеличивалась с увеличением концентрации медиатора. Однако полученные значения к^ не показывали линейной зависимости от концентрации инактиватора, но линейно зависели от концентрации ГБТ, возведённой в третью степень с прохождением линейной аппроксимации через ноль (Рисунок 12). Это указывает на то, что реакция инактивации фермента ГБТ является реакцией псевдотретьего порядка по инактиватору.

время,мин

Рисунок 11. Влияние перекиси водорода на активность гМпП. Относительная активность гМпП только в присутствии Н202 (□), или дополнительно добавленных: Мп2+ (А), ГБТ (•), ГБТО (о), или вератрилового спирта (■).

То есть одну молекулу гМпП инактивировали более чем одна молекула инактиватора. На рисунке 13 изображены результаты аналогичных экспериментов, проведённых с ГБТО. С этим медиатором наблюдались такие же закономерности.

время, мин [концентрация ГБТ]3, мМ

Рисунок 12. Инактивация гМпП в присутствии различных концентраций ГБТ. А -полулогарифмические анаморфозы кинетических кривых инактивации гМпП под воздействием ГБТ. Концентрация ГБТ: п - 20 мМ, ■ - 30 мМ, А - 40 мМ, о - 50 мМ, • - 60 мМ. Концентрация фермента 0,45 мкМ. Б - зависимость ккаж от концентрации ГБТ.

[концентрация ГБТО]3, мМ

Рисунок 13. Инактивация гМпП в присутствии различных концентраций ГБТО. А -полулогарифмические анаморфозы кинетических кривых инактивации гМпП под воздействием ГБТО. Концентрация ГБТ: □ - 10 мМ, ■ - 20 мМ, А - 30 мМ, (—) - 40 мМ, о - 45 мМ, • - 50 мМ Концентрация фермента 0,45 мкМ. Б - зависимость ккаж от концентрации ГБТО

БЛАГОДАРНОСТЬ.

Автор приносит благодарность Б. П. Баскунову за регистрацию и интерпретацию масс-спектров.

ВЫВОДЫ

1. Разработана схема получения высокоочищенных препаратов гМпП из культуральной жидкости гриба Р. tigrinus 8/18 с величиной Rz, достигающей 5,7. В результате изучения субстратной специфичности фермента показано наличие как Мп2+ - зависимой, так и Мп2+ - не зависимой реакций.

2. Отработаны способы получения интермедиатов каталитического цикла фермента. Это позволило изучить механизм реакции каталитического цикла и доказать гибридную природу Мп-пероксидазы.

3. Впервые изучено окисление НАДН гМпП в «оксидазной» реакции с участием Мп3+, восстановленных форм кислорода и обычного пероксидазного цикла фермента. Образование перекиси водорода в ходе реакции происходило в результате взаимодействия Мп +, НАДН и кислорода. Мп2+ в ходе окисления НАДН гМпП предохранял фермент от инактивации, обращая каталитически неактивное соединение III фермента в нативную форму.

4. Впервые изучен эффект медиаторов в реакции гМпП с устойчивыми субстратами. Из десяти соединений, известных для других оксидоредуктаз в качестве медиаторов, лишь три служили эффективными медиаторами для гМпП (ГБТ, ГБТО, ВЛК). В присутствии медиаторов гМпП приобретала способность окислять бензиловые спирты, нефенольное модельное соединение лигнина и более глубоко трансформировать 2,4,6-ТХФ.

СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ:

1. Лисов А. В., Леонтьевский А. А., Головлёва Л. А. Гибридная Мп-пероксидаза лигнинолитического гриба Partus tigrinus 8/18. Выделение, субстратная специфичность, каталитический цикл. // Биохимия. 2003, том 68, №9, с. 1251 -1260.

2. A.V. Lisov, А.А. Leontievsky, L.A. Golovleva, C.S. Evans. Reactions of hybrid Mn-peroxidase of the fungus Panus tigrinus with benzilic alcohols in the presence of mediators. //J. Mol. Catal. B: Enzymatic, 2004, vol. 31, issues 1 -3, p. 1 - 8.

3. Лисов А. В., Леонтьевский А. А., Головлёва Л. А. Оксидазная реакция гибридной Mn-пероксидазы гриба Panus tigrinus 8/18. // Биохимия, 2005, том 70, №4, с. 568 - 574.

4. Лисов А. В., Леонтьевский А. А., Головлёва Л. А. Гибридная Мп-пероксидаза лигнинолитического гриба Partus tigrinus 8/18. Сборник тезисов 7-й конференции молодых учёных «Биология - наука 21-го века», Пущино, 2003, с. 347.

5. Лисов А. В., Леонтьевский А. А., Головлёва Л. А. Реакции гибридной Мп-пероксидазы с нефенолышми соединениями в присутствии медиаторов. Сборник тезисов 8-й конференции молодых учёных «Биология - наука 21-го века», Пущино, 2004, с. 59.

i- 82 69

i i

РНБ Русский фонд ^

2006-4 <

5681

) i

Подписано в печать 21 апреля 2005 г. j

Заказ 505. Формат 60 х 90/16. Тираж 100 экз. Отпечатано в салоне оперативной печати АртПолиграф. Москва, Б. Якиманка, 13, оф. 410. Тел. 778-97-47

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Лисов, Александр Викторович

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

ГЛАВА 1. Строение лигнина.

ГЛАВА 2. Грибы - деструкторы лигнина.

ГЛАВА 3. Энзимология разложения лигнина.

3.1 Лигнин пероксидаза.

3.1.1 Окисление различных субстратов лигнин пероксидазой.

3.1.2 Участие вератрилового спирта в окислении субстратов.

3.1.3 Лигнинолитические свойства лигнин пероксидазы.

3.2 Мп-пероксидаза.

3.2.1 Механизмы реакций, катализируемых Мп-пероксидазой.

3.2.2 Реакции Mn-пероксидазы с участием радикалов.

3.2.3 Разложение лигнина Мп-пероксидазой.

3.3 Гибридная Мп-пероксидаза.

3.4 Строение активных центров лигнинолитических пероксидаз.

3.5 Условия продукции лигнинолитических пероксидаз.

3.6 Разложение ксенобиотиков лигнинолитическими пероксидазами.

3.7 Лакказа.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

ГЛАВА 4. Материалы и методы.

4.1 Реактивы и материалы.

4.2 Объект исследования и его культивирование.

4.3 Очистка фермента.

4.4 Электрофорез.

4.5 Спектральные методы и получение интермедиатов каталитического цикла.

4.6 Пиридингемохромовый метод и определение коэффициентов молярной экстинкции фермента.

4.7 Проведение реакции с бензиловыми спиртами и модельным соединением лигнина в присутствии медиаторов.

4.8 Идентификация продуктов реакции медиаторов с бензиловыми спиртами и модельным соединением лигнина.

4.9 Методы определения активности ферментов.

4.10 Аналитические методы.

4.11 Определение концентрации белка.

4.12 Инактивация фермента в присутствии ГБТ и ГБТО.

4.13 Определение типа ингибирования фермента.

4.14 Реакция гибридной Mn-пероксидазы с 2,4,6-ТХФ в присутствии ГБТ.

ГЛАВА 5. Результаты исследований.

5.1 Очистка гибридной Mn-пероксидазы.

5.2 Спектральные свойства гибридной Mn-пероксидазы.

5.3 Субстратная специфичность.

5.4 Каталитический цикл гибридной Mn-пероксидазы.

5.5 «Оксидазная» реакция гибридной Mn-пероксидазы.

5.5.1 Окисление НАДН гибридной Мп-пероксидазой.

5.5.2 Участие различных форм фермента в окислении НАДН.

5.6 Окисление субстратов в присутствии медиаторов.

5.7 Инактивация гибридной Mn-пероксидазы в присутствии медиаторов.

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

ВЫВОДЫ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Гибридная Mn-пероксидаза гриба Panus Tigrinus 8/18"

Актуальность проблемы. Лигнин составляет до 30 % биомассы сосудистых растений и, таким образом, является одним из наиболее распространённых веществ в живой природе. Столь широкое распространение лигнина указывает на активное участие этого вещества в круговороте углерода. Однако, лигнин устойчив к воздействию микроорганизмов, и способность разлагать лигнин показана только для грибов-базидиомицетов двух экологических групп: дереворазрушающих ксилотрофов и грибов, разлагающих листовой опад. Поэтому понимание роли лигнина в геохимических циклах невозможно без дальнейшего изучения микробиологии разложения лигнина, а так же разнообразия ферментов, участвующих в этом процессе. Наряду с устойчивостью к микробному разложению, лигнин так же устойчив к химическому разложению, что затрудняет обработку древесины при производстве бумаги и обработку растительных волокон в текстильной промышленности. Ежегодно в мире образуется большое количество лигнинсодержащих отходов, из которых лишь малая часть подвергается дальнейшей переработке, а остальное - сваливается в отвалы или сжигается. В последние 20 лет в мире активно разрабатываются биотехнологии удаления лигнина с помощью грибов, разрушающих это вещество, либо посредством лигнин-разлагающих ферментов этих организмов. В связи с этим, без изучения механизма реакций ферментов, участвующих в деполимеризации лигнина, прогресс в этой области маловероятен. Учитывая высокую окислительную способность и неспецифичность действия лигнинолитических ферментов, интенсивно исследуется возможность применения грибов белой гнили для деградации ксенобиотиков и ремедиации загрязнённых природных сред.

Состояние проблемы. В настоящее время ведущую роль в деполимеризации лигнина отводят трём внеклеточным ферментам грибов - деструкторов лигнина: лигнин пероксидазе, Mn-пероксидазе и, в меньшей степени - лакказе [Hatakka, 2001]. Mn-пероксидаза занимает ключевое место в лигнинолитических ферментных комплексах многих грибов [Hofrichter, 2002]. Активность Mn-пероксидазы полностью зависит от наличия Мп2+, который окисляется ферментом до Мп3+. Однако, Мп-пероксидаза не способна окислять наиболее устойчивые нефенольные подструктуры лигнина [Wariishi et al., 1989b; Hammel et al., 1993]. Поэтому, долгое время ведущая роль в разложении полимерного лигнина отводилась лигнин пероксидазе, ферменту, обладающему мощным окислительным потенциалом и способному разрушать нефенольные связи. Тем не менее, были обнаружены грибы, эффективно разлагающие лигнин, не имеющие лигнин пероксидазы в составе лигнинолитического ферментного комплекса, но обладающие высокой активностью Mn-пероксидазы [Maltseva et al., 1991; Perie, Gold, 1991]. Способность Mn-пероксидазы окислять нефенольные соединения можно объяснить участием медиаторов - низкомолекулярных соединений, окисляемых до промежуточных радикалов, которые далее реагируют с конечным субстратом. Участие медиаторов в окислении нефенольных соединений хорошо известно у лакказы, для которой подобные реакции используются в биотехнологии [Call, Muke, 1997]. В качестве медиаторов Мп-пероксидаза способна использовать ненасыщенные жирные кислоты, а также соединения, содержащие SH-группы [Forrester et al., 1988; Wariishi et al., 1989c; Jensen et al., 1996]. Существование эффекта медиаторов позволяет поставить Мп-пероксидазу на один уровень с лигнин пероксидазой. Несмотря на важное прикладное значение реакций с участием медиаторов, более подробных исследований разнообразия веществ, позволяющих Mn-пероксидазе окислять нефенольные соединения, не проводилось.

Наряду с лигнин пероксидазой и Мп-пероксидазой у нескольких грибов был обнаружен третий лигнинолитический фермент - гибридная Мп-пероксидаза, сочетающий в себе свойства ранее открытых лигнинолитических пероксидаз [Leontievsky et al., 1995; Mester, Field, 1998]. Этот фермент подобно Mn-пероксидазе способен окислять Mn до Mn и, подобно лигнин пероксидазе, окисляет органические соединения, в том числе и нефенольные [Camarero et al., 1999]. Гриб Partus tigrinus 8/18 является эффективным деструктором лигнина, наличие лигнин пероксидазы в составе его лигнинолитического ферментного комплекса обнаружено не было, тем не менее гриб обладает высокой активностью Mn-пероксидазы и лакказы [Maltseva et al., 1991]. Мп-пероксидаза гриба P. tigrinus 8/18 первоначально была описана как обычная Мп-пероксидаза, были охарактеризованы молекулярные свойства фермента и Мп2+-зависимые реакции, показана способность окислять НАДН в оксидазной реакции - без перекиси водорода [Леонтьевский и др., 1990]. Однако, необычные свойства гибридной Mn-пероксидазы гриба Panus tigrinus 8/18, механизм окисления НАДН, а также участие различных форм фермента в этом процессе детально не были изучены.

Цель и задачи исследования. Цель работы - изучить гибридные свойства Мп-пероксидазы гриба P. tigrinus 8/18, а так же механизмы реакций, осуществляемых этим ферментом. Для реализации этой цели были поставлены следующие задачи:

- очистить фермент и изучить его Мп2+-независимую активность;

- изучить спектральные свойства различных форм и каталитический цикл гибридной Мп-пероксидазы;

- определить механизм оксидазного окисления НАДН с помощью гибридной Мп-пероксидазы в присутствии Мп2+;

- изучить реакции гибридной Mn-пероксидазы с синтетическими медиаторами в присутствии ароматических спиртов.

Научная новизна работы.

Впервые изучено Мп2+-независимое окисление субстратов гибридной Мп-пероксидазой гриба P. tigrinus 8/18. Экспериментально показано, что каталитический цикл фермента может функционировать как в присутствии Мп2+, так и без него - за счёт органического вещества.

Показано, что оксидазная реакция окисления НАДН происходит только в присутствии Мп . Полученные данные свидетельствуют о том, что фактически реакция является обычной пероксидазной. Роль Мп2+ заключается в защите фермента от инактивации и продолжении образования перекиси водорода за счёт Мп3+.

Впервые показано, что гибридная Mn-пероксидаза способна окислять нефенольные соединения в присутствии некоторых медиаторов, и реакция осуществляется за счёт окисления медиатора с помощью Мп3+. В результате взаимодействия фермента с медиаторами наблюдалась его инактивация.

Практическая значимость. Гибридная Mn-пероксидаза обладает высокой окислительной способностью и неспецифичностью действия, что позволяет ей трансформировать широкий спектр субстратов. Изученные реакции с участием медиаторов усиливают окислительную способность фермента и могут быть использованы при делигнификации растительного материала или разложении ксенобиотиков. Полученная информация о механизме катализа различных реакций, в том числе Мп2+-независимого и Мп2+-зависимого окисления субстратов, а так же реакциях с участием НАДН, расширяют наши представления о функционировании гибридной Mn-пероксидазы в составе лигнинолитических ферментативных комплексов грибов.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Заключение Диссертация по теме "Биохимия", Лисов, Александр Викторович

выводы

1. Разработана схема получения высокоочищенных препаратов гМпП из культуральной жидкости гриба P. tigrinus 8/18 с величиной Rz, достигающей 5,7. В результате изучения субстратной специфичности фермента показано наличие как у I -у ,

Мп - зависимой, так и Мп - не зависимой реакций.

3. Впервые изучено окисление НАДН гМпП в «оксидазной» реакции с участием Мп3+, восстановленных форм кислорода и обычного пероксидазного цикла фермента. Образование перекиси водорода в ходе реакции происходило в результате взаимодействия Мп3+, НАДН и кислорода. Мп2+ в ходе окисления НАДН гМпП предохранял фермент от инактивации, обращая каталитически неактивное соединение III фермента в нативную форму.

4. Впервые изучен эффект медиаторов в реакции гМпП с устойчивыми субстратами. Из десяти соединений, известных для других оксидоредуктаз в качестве медиаторов, лишь три служили эффективными медиаторами для гМпП (ГБТ, ГБТО, BJIK). В присутствии медиаторов гМпП приобретала способность окислять бензиловые спирты, нефенольное модельное соединение лигнина и более глубоко трансформировать 2,4,6-ТХФ.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Лисов, Александр Викторович, Пущино

1. Азаров В. И., Буров А. В., Оболенская А. В. Химия древесины и синтетических полимеров. С.-Пб., 1999, 628 с.

2. Беккер Е. Г., Пирцхалаишвили Д. О., Элисашвили В. И., Синицын А. П. Мп-пероксидаза из Pleurotus ostreatus: выделение, очистка и некоторые свойства. -Биохимия, 1992, т. 57, с. 1248 1254.

3. Головлёва Л. А., Грекова Г. А., Черменский Д. Н., Гаврилов А. В. Биоконверсия соломы и опилок, предобработанных различными физическими и химическими методами. — Прикл. биохим. и микробиол., 1986, т. 22, с. 715 — 720.

4. Дзедзюля Е. И., Беккер Е. Г. Мп-пероксидаза из Bjerkandera adusta 90-41: выделение и субстратная специфичность. Биохимия, 2000, т. 65, с. 829 - 835.

5. Капич А. Н., Шишкина Л. Н. Переокисление липидов и его регуляция в мицелии ксилотрофных базидиомицетов. Микробиология, 1995, т. 64, с. 320 -327.

6. Леонтьевский А. А. Дисс. канд. биол. наук. Пущино, 1989, 146 с.

7. Леонтьевский А. А., Мясоедова Н. М., Коломиец Э. И., Головлёва Л. А. Индукция лигнинолитических ферментов гриба Panus tigrinus 8/18. Биохимия, 1991, т. 56, с. 1665 - 1675.

8. Леонтьевский А. А., Мясоедова Н. М., Овчаренко В. И., Головлёва Л. А.л X

9. Влияние ионов Мп на экспрессию лигнинолитических ферментов гриба белой гнили Panus tigrinus 8/18. — Биохимия, 1992, т. 57, с. 582 — 587.

10. Леонтьевский А. А., Мясоедова Н. М., Мальцева О. В., Термхитарова Н. Г., Крупянко В. И., Головлёва Л. А. Mn-зависимая пероксидаза и оксидаза Panus tigrinus 8/18: очистка и свойства. Биохимия, 1990, т. 55, с. 1841 - 1846.

11. Леонтьевский А. А. Дисс. докт. биол. наук. Пущино, 2002,

12. Рабинович М. Л., Болобова А. В., Кондращенко В. И., Теоретические основы биотехнологии древесных композитов. Книга I: Древесина и разрушающие её грибы. М.: Наука, 2001, 264 с.

13. Эммануэль Н. М., Кнорре Д. Г. Курс химической кинетики. М.: Высшая школа, 1974, 400 с.

14. Akhtar М., Blanchette R. A., Kirk Т. К. Fungal delignification and biomechanical pulping of wood. Adv. Biochem. Engin./Biotechnol., 1997, vol. 57, p. 160 - 193.

15. Ambert-Balay К., Fuchs S. M., Tien M. Identification of the veratryl alcohol binding site in lignin peroxidase by site-directed mutagenesis. Biochem. Biophys. Res. Comm., 1998, vol. 251, p. 283 - 286.

16. Anderson R. F. Energetics of the one electron steps in the HAD+/HADH redox couple. Biochem. Biophys. Acta, 1980, vol. 590, p. 277 - 281.

17. Andersson L. A., Renganathan V., Chiu A. A., Loehr Т. M., Gold M. H. Spectral characterization of diarylpropane oxygenase, a novel peroxide-dependent, lignin-degrading heme enzyme. J. Biol. Chem., 1985, vol. 260, p. 6080 - 6087.

18. Archibald F. S., Fridovich I. The scavenging of superoxid radical by manganese complexes: in vitro. Arch. Biochem. Biophys., 1982, vol. 214, p. 452 - 463.

19. Baciocchi E., Biettr M., Gerini M. F., Lanzalunga O. The mediation of veratryl alcohol in oxidations promoted by lignin peroxidase: the lifetime of veratryl alcohol radical cation. Biochem. Biophys. Res. Comm., 2002, vol. 293, p. 832 - 835.

20. Banci L. Structural properties of peroxidases. J. Biothechnol., 1997, vol. 53, p. 253 -263.

21. Banci L., Bartalesi I., Ciofi-baffoni S., Tien M. Ufolding and pH studies on manganese peroxidase: role of heme and calcium on secondaiy structure stability. -Biopolymers (Biospectroscopy), 2003, vol. 72, p. 38 47.

22. Banci L., Bertini I., Dal Pozzo L., Del Conte R., Tien M. Monitoring the role of oxalate in manganese peroxidase. Biochemistry, 1998, vol. 37, p. 9009 - 9015.

23. Banci L., Ciofi-Baffoni S., Tien M. Lignin and Mn peroxidase-catalyzed oxidation of phenolic lignin oligomers. Biochemistry, 1999, vol. 38, p. 3205 - 3210.

24. Bao W., Fukushima Y., Jensen Jr. К. A., Moen M. A., Hammel К. E. Oxidative degradation of non-phenolic lignin during lipid peroxidation by fungal manganese peroxidase. FEBS Lett., 1994, vol. 354, p. 297 - 300.

25. Ben Hamman O., de la Rubia Т., Martinez J. The effect of manganese on the production of Phanerochaete flavido-alba ligninolytic peroxidases in nitrogen limited cultures. FEMS Microb. Lett., 1999, vol. 177, p. 137 - 142.

26. Bermek H., Li К., Eriksson K.-E. L. Studies on mediators of manganese peroxidase for bleaching of wood pulps. Biores. Technol., 2002, vol. 85, p. 249 - 252.

27. Bernofsky C., Soo-Young C. Wanda Formation of reduced nicotinamide adenine dinucleotide peroxide. J. Biol. Chem., 1982, vol. 257, p. 6809 - 6817.

28. Bezalel L., Hadar Y., Cerniglia С. E. Enzymatic mechanisms involved in phenanthrene degradation by the white-rot fungus Pleurotus ostreatus. Appl. Environ. Microbiol., 1997, vol. 63, p. 2495 - 2501.

29. Blodig W., Smith А. Т., Winterhalter K., Piontek K. Evidence from spin-trapping for a transient radical on tryptophan residue 171 of lignin peroxidase. Arch. Biochem. Biophys., 1999, vol. 370, p. 86 - 92.

30. Boerjan W., Ralph J., Baucher M. Lignin biosynthesis. Ann. Rev. Plant Biol., 2003, vol. 54, p. 519-546.

31. Bonnarme P., Jeffries T. W., Mn(II) regulation of lignin peroxidases and manganese-dependent peroxidases from lignin-degrading white-rot fungi. Appl. Environ. Microbiol., 1990, vol. 56, p. 210 - 217.

32. Boudet A.-M. A new view on lignification. Tren. Plant Sci., 1998, vol. 3, p. 67 -71.

33. Bourbonnais R., Paice M. G. Oxidation of non-phenolic substrates. An expended role for laccase in lignin biodegradation. FEBS Lett., 1990, vol. 267, p. 99 - 102.

34. Bourbonnais R., Leech D., Paice M. G. Electrochemical analysis of the interaction of laccase mediators with lignin model compounds. — Biochem. Biophys. Acta, 1998, vol. 1379, p. 381 -390.

35. Brown J. A., Alic M., Gold M. H. Manganese peroxidase gene transcription in Phanerochaete chrysosporium: activation by manganese. J. Bacteriol., 1991, vol. 173, p. 4101 -4106.

36. Brown J. A., Glenn J. K., Gold M. H. Manganese regulates expression of manganese peroxidase by Phanerochaete chrysosporium. J. Bacteriol., 1990, vol. 172, p. 3125 -3130.

37. Brown J. A., Li D., Alic M., Gold M. H. Heat shock induction of manganese peroxidase gene transcription in Phanerochaete chrysosporium. Appl. Environ. Microbiol., 1993, vol. 59, p. 4295 - 4299.

38. Bumpus J.A., Aust S. D. Biodegradation of DDT 1,1,1-trichloro -2.2"-bis(4-chlorophenyl)ethan. by the white rot fungus Phanerochaete chrysosporium. Appl. Environ. Microbiol., 1987, vol. 53, 2001 - 2008.

39. Buswell J., Cai Y. J., Chang S.-T. Effect of nutrient nitrogen and manganese on manganese peroxidase and laccase production by Lentinula (lentinus) edodes. FEMS Microbiol. Lett., 1995, vol. 128, p. 81 - 88.

40. Cai D., Tien M. Kinetic studies on the formation and decompasition of compounds II and III. Reactions of lignin peroxidase with H2O2. J. Biol. Chem., 1992, vol. 267, p. 11149- 11155.

41. Cai D., Tien M. On the reactions of lignin peroxidase compound III (isozyme H8). -Biochem. Biophys. Res. Commun., 1989, vol.162, p. 464 469.

42. Call H.-P., Muke I. History, overview and application of mediated lignolytic systems, especially laccase-madiator-system (LignozymR-process). J. Biotechol., 1997, vol. 53, p. 163 -202.

43. Cancel A. M., Orth А. В., Tien M. Lignin and veratryl alcohol are not inducers of the ligninolytic system of Phanerochaete chrysosporium. Appl. Environ. Microbiol., 1993, vol. 59, p. 2909-2913.

44. Candeias L. P., Harvey P. J. Lifetime and reactivity of the veratryl alcohol radical cation. J. Biol. Chem., 1995, vol. 270, p. 16745 - 16748.

45. Cantarella G., Galli C., Gentili P. Oxidation of non-phenolic substrates with the laccase/N-hydroxyacetanilide system: Structure of the key intermediate from the mediator and mechanistic insight. New J. Chem., 2004, vol. 28, p. 366-372.

46. Collins P., Dobson A. D. W., Field J. Reduction of the 2,2-azinobis(3-ethylbenzthiazolin-6-sulfonate) cation radical by physiological organic acids in the absence and presence of manganese. AppL. Environ. Microb., 1998, vol. 64, p. 2026 -2031.

47. D'Acunzo F., Baiocco P., Fabbrini M., Galli C., Gentili P. The radical rate-determining step in the oxidation of benzyl alcohols by two N-OH-type mediators of laccase: the polar N-oxyl radical intermediate. New J. Chem., 2002, vol. 26, p. 17911794.

48. D'Acunzo F., Galli C. First evidence of catalytic mediation by phenolic compounds in the laccase-induced oxidation of lignin models. Eur. J. Biochem., 2003, vol. 270, p. 3634 - 3640.

49. Daniel G., Vole J., Kubatova E. Pyranose oxidase, a major source of H2O2 during wood degradation by Phanerochaete chrysosporium, Trametes versicolor, and Oudemansiella mucida. Appl. Environ. Microbiol., 1994, vol. 60, p. 2524 - 2532.

50. D'Annibale A., Crestini C., Di Mattia E., Sermanni G. G. Veratryl alcohol oxidation by manganese-dependent peroxidase from Lentinus edodes. J. Biotechnol., 1996, vol. 48, p. 231 -239.

51. Dosoretz C. G., Chen A. H.-C., Grethlein H. E. Effect of oxygenation on submerged cultures of Phanerochaete chrysosporium. Appl. Microbiol. Biotechnol., 1990, vol. 34, p. 131 - 137.

52. Doyle W. A., Blodig W., Veitch N. C., Piontek K., Smith A. T. Two substrate interaction sites in lignin peroxidase revealed by site-directed mutagenesis. -Biochemistry, 1998, vol. 37, p. 15097 15105.

53. Dunford H. В., Stillman J. S. On the function and mechanism of action of peroxidases. Coord. Chem. Rev., 1976, vol. 19, p. 187-251.

54. Eggert C., Temp U., Dean J.F.D., ErikssonK.-E.L. A fungal metabolite mediates degradation of non-phenolic lignin structures and synthetic lignin by laccase. FEBS Lett., 1996, vol. 391, p. 144 - 148.

55. Enoki M., Watanabe Т., Nakagame S., Koller K., Messner K., Honda Y., Kuwahara M. Extracellular lipid peroxidation of selective white rot fungus, Ceriporiopsis subvermispora. FEMS Microbiol. Lett., 1999, vol. 180, p. 205 - 211.

56. Fabbrini M., Galli C., Genili P. Comparing the catalytic efficiency of some mediators of laccase. J. Mol. Catal. B: Enz., 2002, vol. 16, p. 231 - 240.

57. Faison B. D., Kirk Т. K. Factors involved in the regulation of a ligninase activity in Phanerochaete chrysosporium. Appl. Environ. Microbiol., 1985, vol. 49, p. 299 -304.

58. Faison B. D., Kirk Т. K., Farrell R. Role of varatryl alcohol in regulating ligninase activity in Phanerochaete chrysosporium. Appl. Environ. Microbiol., 1986, vol. 52, p. 251 -254.

59. Farell R. L., Murtagh К. E., Tien M., Mozuch M. D., Kirk Т. K. Physical and enzymatic properties of lignin peroxidase isoenzymes from Phanerochaete chrysosporium. Enzyme Microb. Technol., 1989, vol. 11, p. 322 - 328.

60. Fenn P., Kirk Т. K. Relationship of nitrogen to the outset and suppression of ligninolytic activity and secondary metabolism in Phanerochaete chrysosporium. -Arch. Microbiol., 1981, vol. 130, p. 59 65.

61. Field J. A., de Jong E., Costa G. F., de Bont J. A. M. Biodegradation of polycyclic aromatic hydrocarbons by new isolates of white rot fungi. Appl. Environ. Microbiol., 1992, vol. 58, p. 2219-2226.

62. Forrester I. Т., Grabski A. C., Burgess R. R., Leatham G. F. Manganese, Mn-dependent peroxidase, and the biodegradation of lignin. Biochem. Biophys. Res. Comm., 1988, vol. 157, p. 992 - 999.

63. Galliano H., Gas G., Seris J. L., Boudet A. M. Lignin degradation by Rigidosporus lignisus involves synergistic action of two oxidizing enzymes: Mn-peroxidase and laccase. Enzyme Microb. Technol., 1991, vol. 13, p. 478 - 482.

64. Giffhorn F. Fungal pyranose oxidase: occurrence, properties and biotechnical application in carbohydrate chemistry. Appl. Microbiol. Biotechnol, 2000, vol. 54, p. 727 - 740.

65. Glenn J. K., Akileswaran L., Gold M. H. Mn(II)oxidation is the principal function of the extracellular Mn-peroxidase from Phanerochaete chrysosporium. Arch. Biochem. Biophys., 1986, vol. 251, p. 688 - 696.

66. Glenn J. K., Gold M. H. Purification and characterization of an extracellular Mn(II)-dependent peroxidase from lignin-degrading basidiomycete Phanerochaete chrysosporium. Arch. Biochem. Biophys., 1985, vol. 242, p. 329 - 341.

67. Glumoff Т., Harvey P., Molinari S., Goble M., Frank G., Palmer J. M., Smith D. G., Leisola M. S. A. Lignin peroxidase from Phanerochaete chrysosporium. Molecular and kinetic characterization of isozymes. Eur. J. Biochem., 1990, vol. 187, p. 515 - 520.

68. Gomez-Toribio V., Martinez А. Т., Martinez M. J., Guillen F. Oxidation of hydroquinones by the versatile ligninolytic peroxidase from Pleurotus eryngii. H2O2 generation and the influence of Mn2+. Eur. J. Biochem., 2001, vol. 268, p. 4787 -4793.

69. Goodwin D. C., Aust S. D., Grover T. A. Evidence for veratryl alcohol as a redox mediator in lignin peroxidase-catalysed oxidation. Biochemistry, 1995, vol. 34, p. 5060 - 5065.

70. Green F. Ill, Hightly T. L. Mechanism of brown-rot decay: paradigm or paradox. -Int. Biodeteriol. Biodegr., 1997, vol. 39, p. 113 124.

71. Green T. R. Significance of glucose oxidase in lignin degradation. Nature, 1977, vol. 268, p. 78 - 80.

72. Guillen F., Martinez А. Т., Martinez M. J., Evance C. S. Hydrogen-peroxide-producing system of Pleurotus eryngii involving the extracellular enzyme aryl-alcohol oxidase. Appl. Microbiol. Biotechnol., 1994, vol. 41, p. 465 - 470.

73. Gunther Т., Sack U., Hofrichter M., Latz M. Oxidation of PAH and PAH-derivatives by fungal and plant oxidoreductases. J. Basic. Microbiol., 1998, vol. 2, p. 113 - 122.

74. Gutierraz A., del Rio J. C., Martinez-Inigo M. J., Martinez M. J., Martinez A. T Production of new unsaturated lipids during wood decay by ligninolitic basidiomycetes. Appl. Environ. Microbiol., 2002, vol. 68, p. 1344 - 1350.

75. Haemmerli S. D., Leisola M. S. A., Fiechter A. Polymerization of lignins by ligninases from Phanerochaete chrysosporium. FEMS Microbiol. Lett., 1986, vol. 35, p. 33 -36.

76. Haemmerli S. D., Leisola M. S., Sangalard D., Fiechter A. Oxidation of benzo(a)pyrene by extracellular ligninases of Phanerochaete chrysosporium. J. Biol. Chem., 1986, vol. 261, p. 6900 - 6903.

77. Haemmerli S. D., Schoemaker H. E., Schmidt H. W. H., Leisola M. S. A. Oxidation of veratryl alcohol by the lignin peroxidase of Phanerochaete chrysosporium. Involvement of activated oxygen. FEBS Lett., 1987, vol. 220, p. 149 - 154.

78. Hammel К. E. Fungal degradation of lignin. // In: Plant litter quality and decomposition., eds. G. Cadisch and К. E. Giller, CAB INTERNATIONAL 1997, p. 33 -45.

79. Hammel К. E., Gai W. Z., Green В., Moen M. A. Oxidative degradation of phenanthrene by the ligninolytic fungus Phanerochaete chrysosporium. Appl. Environ. Microbiol., 1992, vol. 58, p. 1832 - 1838.

80. Hammel К. E., Jensen K. A., Mozuch M. D., Landucci L. L., Tien M., Pease E. A. Ligninolysis by a purified peroxidase. J. Biol. Chem., 1993, vol. 268, p. 12274 -12281.

81. Hammel К. E., Tardone P. J. The oxidative 4-dechlorination of polychlorinated phenols catalyzed by extracellular fungal lignin peroxidase. Biochemistry, 1988, vol. 27, p. 6563 - 6568.

82. Hammel К. E., Tardone P. J., Moen M. A., Price L. A. Biomimetic oxidation of nonphenolic lignin models by Mn(III):new observation on the oxidazability of guaiacyl and syringyl substructures. Arch. Biochem. Biophys., 1989, vol. 270, p. 404 - 409.

83. Hammel К. H., Tien M., Kalyanaraman В., Kirk Т. K. Mechanism of oxidative Ca-Cp cleavage of a lignin model dimer by Phanerochaete chrysosporium ligninase. Stoichiometry and involvement of free radicals. J. Biol. Chem., 1985, vol. 260, p. 8348- 8353.

84. Harvey P. J., Schoemaer H. E., Palmer J. M. Veratryl alcohol as a mediator and the role of radical cations in lignin biodegradation by Phanerochaete chrysosporium. -FEBS Lett., 1986, vol. 195, p. 242 246.

85. Hatakka, A. Biodegradation of lignin. // In M. Hofrichter and A. Steinbiichel (eds) Lignin, Humic Substances and Coal, 2001, vol. 1, Wiley-VCH, Weinheim, Germany. 129-180.

86. Hatakka, A. Lignin-modifying enzymes from selected white-rot fungi: production and role in lignin degradation. FEMS Microbiol. Rev. 1994, vol.13, p.125-135.

87. Hawari J., Halasz A., Beaudet S., Paquet L., Ampleman G., Thiboutot. S. Biotransformation of 2,4,6-trinitrotoluene with Phanerochaete chrysosporium in agitated cultures at pH 4.5. Appl. Environ. Microbiol., 1999, vol. 65, p. 2977 - 2986.

88. Heinfling A., Martinez M. J., Martinez А. Т., Bergbauer M., Szewzyk U. Purification and characterization of peroxidases from dye-decolorizing fungus Bjerkandera adusta. FEMS Microbiol. Lett., 1998a, vol. 165, p. 43 - 50.

89. Heinfling A., Ruiz-Duenas F. J., Martinez M. J., Bergbauer M., Szewzyk U., Martinez A. T. A study on reducing substrates of manganese-oxidising peroxidases from Pleurotus eryngii and Bjerkandera adusta. FEBS Lett., 1998b, vol. 428, p. 141 -416.

90. Higuchi T. Lignin biochemistry: biosynthesis and biodegradation. Wood Sci. Technol., 1990, vol. 24, p. 23 -63.

91. Hilden L., Johansson G., Pettersson L. J., Ljungquist P., Henriksson G. Do the extracellular enzymes cellobiose dehydrogenase and manganese peroxidase form a pathway in lignin biodegradation? FEBS Lett., 2000, vol. 477, p. 79- 83.

92. Hofrichter M. Review: lignin conversion by manganese peroxidase (MnP). Enz. Microb. Technol., 2002, vol. 30, p. 454 - 466.

93. Hofrichter M., Lundell Т., Hatakka A. Conversion of millen pine wood by manganese peroxidase from Phlebia radiata. Appl. Environ. Microbiol., 2001, vol. 67, p. 4588 -4593.

94. Hofrichter M., Scheibner K., Schneegab I., Fritsche W. Enzymatic combustion of aromatic and aliphatic compounds by manganese peroxidase from Nematoloma frowardii. Appl. Environ. Microbiol., 1998b, vol. 64, p. 399 - 404.

95. Hofrichter M., Vares Т., Scheibner K., Galkin S., Sipila J., Hatakka A. Mineralization and solubilization of synthetic lignin by manganese peroxidase from Nematoloma frowardii and Phlebia radiata. J. Biotechnol., 1999a, vol. 67, p. 217 -228.

96. Ishii T. Structure and functions of feruloylated polysaccharides. Plant Sci., 1997, vol. 127, p. Ill - 127.

97. Jeffries T. W., Choi S., Kirk Т. K. Nutritional regulation of lignin degradation by Phanerochaete chrysosporium. Appl. Environ. Microbiol., 1981, vol. 42, p. 290 -296.

98. Jensen Jr. K. A., Bao W., Kawai S., Srebotnik E., Hammel К. E. Manganese-dependent cleavage of nonphenolic lignin structures by Cereporiopsis subvermispora in the absence of lignin peroxidase. Appl. Environ. Microbiol., 1996, vol. 62, p. 3679 -3686.

99. Johannes C., Majcherczyk A. Natural mediators in the oxidation of polycyclic aromatic hydrocarbons by laccase mediator system. Appl. Environ. Microbiol., 2000, vol. 66, p. 524 - 528.

100. Johjima Т., Itoh N., Kabuto M., Tokimura F., Nakagawa Т., Wariishi H., Tanaka H. Direct interaction of lignin and lignin peroxidase from Phanerochaete chrysosporium. -Proc. Nat. Acad. Sci. USA., 1999, vol. 96, p. 1989 1994.

101. Joshi D. K., Gold M. H. Degradation of 2,4,5-trichlorophenol by the lignin-degrading basidiomycete Phanerochaete chrysosporium. Appl. Environ. Microbiol., 1993, vol. 59, p. 1779- 1785.

102. Joshi D. К., Gold M. H. Oxidation of dibenzo-p-dioxin by lignin peroxidase from the basidiomycete Phanerochaete chrysosporium. Biochemistry, 1994, vol. 33, p. 10969- 10976.

103. Joshi D. K., Gold M. H. Oxidation of dimetoxylated aromatic compounds by lignin peroxidase from Phanerochaete chrysosporium. Eur. J. Biochem., 1996, vol. 237, p. 45 -57.

104. Kapich A. N., Jensen K. A., Hammel К. E. Peroxyl radicals are potential agents of lignin biodegradation. FEBS Lett., 1999a, vol. 461, p. 115 - 119.

105. Kapich A., Hofrichter M., Vares Т., Hatakka A. Coupling of manganese peroxidase-mediated lipid peroxidation with destruction of nonphenolic lignin model compounds and 14C-labeled lignins. Biochem. Biophys. Res. Comm., 1999b, vol. 259, p. 212-219.

106. Karhunen E., Kantelinen A., Niku-Paavola M.-E. Mn-dependent peroxidase from the lignin-degrading white rot fungus Phlebia radiata. Arch. Biochem. Biophys., 1990, vol. 279, p. 25-31.

107. Karhunen P., Rummakko P., Sipila J., Brunow G. Dibenzodioxins: a novel type of linkage in softwood lignins. Tetrahedron Lett., 1995, vol. 36, p. 169 - 170.

108. Kawai S., Umezawa Т., Higuchi T. Degradation mechanisms of phenolic P~1 lignin substructure model compounds by laccase of Coriolus versicolor. Arch. Biochem. Biophys., 1988, vol. 262, p. 99 - 110.

109. Kelly R. L., Reddy C. A. Identification of glucose oxidase activity as the primary source of hydrogen peroxide production in ligninolytic cultures of Phanerochaete chrysosporium. Arch. Microbiol., 1986, vol. 144, p. 248 - 253.

110. Kerem Z., Hadar Y. Effect of manganese preferential degradation of lignin by Pleurotus ostreatus during solid-state fermentation. Appl. Environ. Microbiol., 1995, vol. 61, p. 3057-3062.

111. Kersten P. J., Kirk Т. K. Involvement of a new enzyme, glyoxal oxidase, in extracellular H2O2 production by Phanerochaete chrysosporium. J. Bacterid., 1987, vol. 169, p. 2195-2201.

112. Kersten P. J., Ming Т., Kalyanaraman В., Kirk Т. K. The ligninase of Phanerochaete chrysosporium generates cation radicals from methoxybenzenes. J. Biol. Chem., 1985, vol. 260, p. 2609 - 2612.

113. Kettle A. J., Winterbourn С. C. Oxidation of hydroquinone by myeloperoxidase. Mechanism of stimulation by benzoquinon. J. Biol. Chem., 1992, vol. 267, p. 8319 -8324.

114. Keyser P., Kirk Т. K., Zeikus J. G. Ligninolytic enzyme system of Phanerochaete chrysosporium: synthesized in the absence of lignin in response to nitrogen starvation. J. Bacteriol., 1978, vol. 135, p. 790 - 797.

115. Khindaria A., Grover T. A., Aust S. T. Oxalate-dependent reductive activity of manganese peroxidase from Phanerochaete chrysosporium. Arch. Biochem. Biophys., 1994, vol. 314, p. 301 -306.

116. Khindaria A., Grover Т., Aust S. D. Evidence for formation of the veratryl alcohol cation radical by lignin peroxidase. Biochemistry, 1995, vol. 34, p. 6020 - 6025.

117. Khindaria A., Nie G., Aust S. D. Detection and characterization of the lignin peroxidase compound I veratryl alcohol cation radical complex. - Biochemistry, 1997, vol. 36, p. 14181 - 14185.

118. Khindaria A., Yamazaki I., Aust S. D. Stabilization of the veratryl alcohol cation radical by lignin peroxidase. Biochemistry, 1996, vol. 35, p. 6418 - 6424.

119. Kirk Т. K., Connors W. J., Zeikus L. F. Requirement for a growth substrate during lignin decomposition by two wood-rotting fungi. Appl. Environ. Microbiol., 1976, vol. 32, p. 192- 194.

120. Kirk Т. K., Farrell R. L. Enzymatic combustion. The microbial degradation of lignin. Ann. Rev. Microbiol., 1987, vol. 71, p. 465 - 505.

121. Kirk Т. K., Ming Т., Kersten P. J., Mozuch M. D., Kalyanaraman B. Ligninase of Phanerochaete chrysosporium. Mechanism of its degradation of the non-phenolic arylglycerol P-aryl ether substructure of lignin. Biochem. J., 1986, vol. 236, p. 279 -287.

122. Kirk Т. K., Schultz E., Connors W. J., Lorenz L. F., Zeikus J. G. Influents of cultural parameters on lignin metabolism by Phanerochaete chrysosporium. Arch. Microbiol., 1978, vol.177, p.277.

123. Kishi K., Kustern-van-Someren M., Mayfield M. В., Sun J., Loehr Т. M., Gold M. H. Characterization of manganese(II) binding site mutants of manganese peroxidase. -Biochemistry, 1996, vol. 35, p. 8986 8994.

124. Klapper M. H., Hackett D. P. The oxidatic activity of horseradish peroxidase. 1. Oxidation of hydro- and naphtohydroquinones. J. Biol. Chem., 1963, vol. 238, p. 3736 - 3742.

125. Koduri R. S., Tien M. Kinetic analysis of lignin peroxidase: explanation for the mediation phenomenon by veratryl alcohol. Biochemistry, 1994, vol. 33, p. 4225 -4230.

126. Koduri R. S., Tien M. Oxidation of guaicol by lignin peroxidase. J. Biol. Chem., 1995, vol. 270, p. 22254 - 22258.

127. Kondo R., Harazono K., Sakai K. Bleaching of hardwood krafit pulp with manganese peroxidase from Phanerochaete sordida YK-624. Appl. Environ. Microbiol., 1994, vol. 60, p. 4359 - 4363.

128. Kuan I-Ch., Tien M. Glyoxylate-supported reactions catalyzed by Mn peroxidase of Phanerochaete chrysosporium: activity in the absence of added hydrogen peroxide. -Arch. Biochem. Biophys., 1993a, vol. 302, p. 447 454.

129. Kuan I-Ch., Tien M. Stimulation of Mn peroxidase activity: a possible role for oxalate in lignin biodegradation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1993b, vol. 90, p. 1242 - 1246.

130. Kuila D., Tien M., Fee J. A., Ondrias M. R. Resonance Raman spectra of extracellular ligninase: evidence for a heme active site similar to those of peroxidase. -Biochemistry, 1985, vol. 24, p. 3394 3397.

131. Kusters-van-Someren M., Kishi K., Lundell Т., Gold M. H. The manganese binding site of manganese peroxidase: characterization of an Aspl79Asn site-directed mutant protein. Biochemistry, 1995, vol. 34, p. 10620 - 10627.

132. Kuwahara M., Chui A. A., Glenn J. K. Purification and characterization of an extracellular H202-requiring diarylpropane oxygenase from the with rot basidiomycet, Phanerochaete chrysosporium. Arch. Biochem. Biophys., 1984a, vol. 234, p. 353 -362.

133. Kuwahara M., Glenn J. K., Morgan M. A., Gold M. H. Separation and characterization of two extracellular H202-dependent oxidases from ligninolytic cultures of Phanerochaete chrysosporium. FEBS Lett., 1984b, vol. 168, p. 247 - 250.

134. Laemmly, U. K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature. 1970, vol. 227, p. 680-685.

135. Land E. J., Swallow A. J. One-electron reactions in biochemical systems as studied by pulse radiolysis. Biochem. Biophys. Acta, 1971, vol. 234, p. 34 - 42.

136. Leisola M. S. A., Ulmer D. C., Waldner R., Fiechter A. Role of veratryl alcohol in lignin degradation by Phanerochaete chrysosporium. J. Biotechnol., 1984, vol. 1, p. 331 -339.

137. Leonowicz A., Cho N.-S., Luterek J., Wilkolazka A., Wojtas-Wasilewska M., Matuszewska A., Hofrichter M., Wesenberg D., Rogalski J. Fungal laccase: properties and activity on lignin. J. Basic Microb., 2001, vol. 41, p. 185 - 227.

138. Leontievsky A. A., Golovleva L. A., Xavier A. Mn-dependent peroxidase of the white rot fungus Panus tigrinus 8/18. Materials of "International workshop on peroxidase biotechnology and application", 26 30 June, 1995, Pushchino, Russia, p. 25.

139. Leontievsky A. A., Mysoedova N. M., Pozdnyakova N. N., Golovleva L. A. "Yellow" laccase of Panus tigrinus oxidases non-phenolic substrates without electron-transfer mediators. FEBS Lett., 1997a, vol. 413, p. 446 - 448.

140. Li D., Alic M., Brown J. A., Gold M. H. Regulation of manganese peroxidase gene transcription by hydrogen peroxide, chemical stress, and molecular oxygen. Appl. Environ. Microbiol., 1995, vol. 61, p. 341 - 345.

141. Li D., Alic M., Gold M. H. Nitrogen regulation of lignin peroxidase gene transcription. Appl. Environ. Microbiol., 1994, vol. 60, p. 3447 - 3449.

142. Li K., Helm R. F., Eriksson K.-E. L. Mechanistic studies of the oxidation of a non-phenolic lignin model compound by the laccase/1-hydroxybenzotriazole redox system. Biothechnol. Appl. Biochem., 1998, vol. 27, p. 239 - 243.

143. Lowry О. H., Rosenbrough N. J., Farr A. L., Randall R. J. Protein measurement with the Folin-phenol reagent. J. Biol. Chem., 1951, v. 193, p. 265 - 275.

144. Lundquist K., Kirk К. T. De novo synthesis and decomposition of veratryl alcohol by a lignin-degrading basidiomycete. Phytochemistry, 1978, vol. 17, p. 1676.

145. Maer A. M., Harel E. Poliphenol oxidases in plants. Phytochemistry, 1979, vol.18, p.193-215.

146. Maltseva О. V., Niku-Paavola M.-L., Leontievsky A. A., Mysoedova N. M., Golovleva L. A. Ligninolytical enzymes of the white rot fungus Panus tigrinus. -Bitechnol. Appl. Biochem., 1991, vol. 13, p. 291 302.

147. Martinez M. J., Ruiz-Duenas F. J., Guillen F., Martinez A. T. Purification and catalytic properties of two manganese-peroxidase isoenzymes from Pleurotus eryngii. -Eur. J. Biochem., 1996, vol. 237, p. 424 432.

148. Mester Т., Ambert-Balay К., Ciofi-Baffoni S., Banci L., Jones A. D., Tien M. Oxidation of a tetrameric nonphenolic lignin model compound by lignin peroxidase. -J. Biol. Chem., 2001, vol. 276, p. 22985 22990.

149. Mester Т., de Jong E., Field J. A. Manganese regulation of veratryl alcohol in white rot fungi and its indirect effect on lignin peroxidase. Appl. Environ. Microbiol., 1995, vol. 61, p. 1881 - 1887.

150. Mester Т., Field J. A. Characterization of a novel manganese peroxidase-lignin peroxidase hybrid isozyme produced by Bjercandera species strain BOS55 in the absence of manganese. J. Biol. Chem., 1998, vol. 273, p. 15412 - 15417.

151. Mester Т., Field J. A. Optimization of manganese peroxidase production by the white rot fungus Bjerkandera sp. Strain BOS55. FEMS Microbiol. Lett., 1997, vol. 155, p. 161 - 168.

152. Mester Т., Tien M. Engineering of a manganese-binding site in lignin peroxidase isozyme H8 from Phanerochaete chrysosporium. Biochem. Biophys. Res. Comm., 2001, vol. 284, p. 723 -728.

153. Miki K., Renganathan V., May field M. В., Gold M. H. Aromatic ring cleavage of a P-biphenyl ether dimer catalyzed by lignin peroxidase of Phanerochaete chrysosporium. FEBS Lett.,1987, vol. 210, p. .199 - 203.

154. Mileski G. J., Bumpus J. A., Jurek M. A., Aust S. D. Biodegradation of pentachlorophenol by the white rot fungus Phanerochaete chrysosporium. Appl. Environ. Microbiol., 1988, vol. 54, p. 2885 - 2889.

155. Moen M. A., Hammel К. E. Lipid peroxidation by the manganese peroxidase of Phanerochaete chrysosporium is the basis for phenanthrene oxidation by the intact fungus. Appl. Environ. Microbiol., 1994, vol. 60, p. 1956 - 1961.

156. Mori Т., Kondo R. Oxidation of dibenzo-jc-dioxin, dibenzofiiran, biphenyl, and diphenyl ether by the white-rot fungus Phlebia lindtneri. — Appl. Microbiol. Biotechnol., 2002, vol. 60, p. 200 205.

157. Muheim A., Waldner R., Leisola M. S. A., Fiechter A. An aryl-alcohol oxidase from the white-rot fungus Bjerkandera adusta. Enzyme Microb. Technol., 1990, vol. 12, p. 204-209.

158. Nakajima R., Yamazaki I. The mechanism of oxyperoxidase formation from ferryl peroxidase and hydrogen peroxide. J. Biol. Chem., 1987, vol. 262, p. 2576 - 2581

159. Nelson D. P., Kiesow L. A. Enthalpy of decomposition of hydrogen peroxide by catalase at 25°C (with molar extinction coefficients of H2O2 solutions in the UV). -Anal. Biochem., 1972, vol. 49, p. 474 478.

160. Odajima, Т., Yamazaki, I. Myeloperoxidase of the leukocyte of normal blood. 3. The reaction of ferric myeloperoxidase with superoxide anion. Biochem. Biophys. Acta., 1972, vol. 284, 355 359

161. Orth A., Royse D. J., Tien M. Ubiquity of lignin-degrading peroxidases among various wood-degrading fungi. Appl. Environ. Microbiol., 1993, vol. 59, p. 4017 -4023.

162. Pajot P., Grondinsky O. Molecular weight and quaternaly structure of yeast L-lactate dehydrogenase (cytochrom b2). Eur. J. Biochem., 1970, vol.12, p. 158 - 164.

163. Paszcszyski A., Huynh V.-B., Crawford R.L. Enzymatic activities of an extracellular, manganese-dependent peroxidase from Phanerochaete chrysosporium. -FEMS Microbiol. Lett., 1985, vol. 29, p. 37 41.

164. Paszczynski A., Huinh V.-B., Crawford R. Comparison of ligninase-I and peroxidase-M2 from the white-rot fungus Phanerochaete chrysosporium. Arch. Biochem. Biophys., 1986, vol. 244, p. 750 - 765.

165. Perez J., Jeffries T. W. Mineralization of ,4C-ring-labaled synthetic lignin correlates with the production of lignin peroxidase, not of manganese peroxidase or laccase. — Appl. Environ. Microbiol., 1990, vol. 56, p. 1806 1812.

166. Perez J., Jeffries T. W. Role of manganese and organic acid chelators in regulating degradation and biosynthesis of peroxidases by Phanerochaete chrysosporium. Appl. Environ. Microbiol., 1992, vol. 58, p. 2402 - 2409.

167. Perie F. H., Gold M. H. Manganese regulation of manganese peroxidase expression and lignin degradation by the white rot fungus Dichomitus squalens. Appl. Environ. Microbiol., 1991, vol. 57, p. 2240 - 2245.

168. Pogni R., Baratto M., Giansanti S., Vazquez-Duhalt R., Basosi R., Evidence of two protein based radicals in the catalytic mechanism of versatile peroxidase from Bjercandera adusta. I I In: "Oxizymes in Napoles", 2nd European meeting, 2004, p. 19.

169. Poulos T. L., Edwards S. L., Warishi H., Gold M. H. Crystallographic refinement of lignin peroxidase at 2 A. J. Biol. Chem., 1933, vol. 268, p. 4429 - 4440.

170. Ralph J., Grabber J. H., Hatfield R. D. Lignin-ferulate cross-links in grasses: active incorporation of ferulate polysaccharide esters into ryegrass lignins. Carbohydr. Res., 1995, vol. 275, p. 167- 178.

171. Ralph J., MacKay J. J., Hatfield R. D., O'Makkey D. M., Whetten R. W., Sedroff R. R. Abnormal lignin in a loblolly pine mutant. Science, 1997, vol. 277, p. 235 - 239.

172. Reddy G. V. В., Gold M. H. Degradation of pentachlorophenol by Phanerochaete chrysosporium: intermediates and reactions involved. Microbiology, 2000, vol. 146, p. 405-413.

173. Reddy G. V. В., Jishi D. K., Gold M. H. Degradation of chlorophenoxyacetic acids by the lignin-degrading fungus Dichomitus squalens. Microbiology, 1997, vol. 143, p. 2353-2360.

174. Reddy G. V. В., Sollewijn Gelpke M. D., Gold M. H. Degradation of 2,4,6-trichlorophenol by Phanerochaete chrysosporium. Involvement of reductive dechlorination. J. Bacterid., 1998, vol. 180, p. 5159 - 5164.

175. Reid I. D., Paice M. G. Effect of manganese peroxidase on the residual lignin of soft wood kraft pulp. Appl. Environ. Microbiol., 1998, vol. 64, p. 2273 - 2274.

176. Renganathan V., Gold M. H. Spectral characterization of oxidised states of lignin peroxidase, an extracellular heme enzyme from the white rot basidiomycet Phanerochaete chrysosporium. Biochemistry, 1986, vol. 25, p. 1626 - 1631.

177. Rohschild N., Levkowitz A., Hadar Y., Dosoretz C. Manganese deficiency can replace high oxygen levels needed for lignin peroxidase formation by Phanerochaete chrysosporium. Appl. Environ. Microbiol., 1999, vol. 65, p. 483 - 488.

178. Ruttimann-Johnson C., Lamar R. T. Polymerization of pentachlorophenol and ferulic acid by fungal extracellular lignin-degrading enzymes. Appl. Environ. Microbiol., 1996, vol. 62, p. 3890 - 3893.

179. Ruttimann-Johnson C., Salas L., Vicuna R., Kirk Т. K. Extracellular enzyme production and synthetic lignin mineralization by Ceriporiopsis subvermispora. Appl. Environ. Microbiol., 1993, vol. 59, p. 1792 - 1797.

180. Ryan T. P., Bumpus J. A. Biodegradation of 2,4,5-trichIorophenoxyacetic acid in liquid culture and in soil by the white rot fungus Phanerochaete chrysosporium. -Appl. Microbiol. Biotechnol., 1989, vol. 31, p. 302 307.

181. Sack U., Hofrichter M., Fritsche W. Degradation of polycyclic aromatic hydrocarbons by manganese peroxidase of Nematoloma frowardii. FEMS Microbiol. Lett., 1997, vol. 152, p. 227 - 234.

182. Sarkanen S., Razal R. A., Piccariello Т., Yamamoto E., Lewis N. G. Lignin peroxidase: toward a clarification of its role in vitro. J. Biol. Chem., 1991, vol. 266, p. "3636 - 3643.

183. Schmidt H. W. H., Haemmerli S. D., Schoemaker H. E., Leisola M. S. A. Oxidative degradation of 3,4-dimethoxybenzyl alcohol and its methyl ether by the lignin peroxidase of Phanerochaete chrysosporium. Biochemistry, 1989, vol. 28, p. 1776- 1783.

184. Schoemaker H.E., Leisol M. S. A. Degradation of lignin by Phanerochaete chrysosporium. J. Biotechnol., 1990, vol. 13, p. 101 - 109.

185. Shimada M., Akamtsu Y., Tokimatsu Т., Mii K., Hattori T. Possible biochemical roles of oxalic acid as a low molecular weight compound involved in brown-rot and white-rot wood decays. J. Biotechnol., 1997, vol. 53, p. 103 - 113.

186. Shimada M., Nakatsubo F., Kirk Т. K., Higuchi T. Biosynthesis of the secondary metabolite veratryl alcohol in relation to lignin degradation in Phanerochaete chrysosporium. Arch. Microbiol., 1981, vol. 129, p. 321 - 324.

187. Sipe H. J., Corbett J. Т., Mason R. P. In vitro free radical metabolism of phenolphthalein by peroxidases. Drug. Metab. Dispos., 1997, vol. 25, 468 - 480.

188. Sollewijn Gelpke M. D., Moenne-Loccoz P., Gold M. H. Arginin 177 is involved in Mn(II) binding by manganese peroxidase. Biochemistry, 1999, vol. 38, p. 11482 -11489.

189. Sollewijn Gelpke M. D., Youngs H. L., Gold M. H. Role of arginine 177 in the binding site of manganese peroxidase. Studies with R177D, R177E, R177N, and R177Q mutants. Eur. J. Biochem., 2000, vol. 267, p. 7038 - 7045.

190. Sollewijn Gelpke M., Lee J., Gold M. H. Lignin peroxidase oxidation of veratryl alcohol: effect of the mutants H82A, Q222A, W171 A, and F267L. Biochemistry, 2002, vol. 41, p. 3498 -3506.

191. Spadaro J. Т., Gold M. H., Renganathan V. Degradation of azo dyes by the lignin-degrading fungus Phanerochaete chrysosporium. Appl. Environ. Microbiol., 1992, vol. 58, p. 2397-2401.

192. Spinnler H.-E., de Jong E., Mauvais G., Semon E., le Quere J.-L. Production of halogenated compounds by Bjerkandera adusta. Appl. Microbiol. Biotechnol., 1994, vol. 42, p. 212-221.

193. Srinivasan C., D'Souza Т. M., Boominathan K., Reddy C. A. Demonstration of laccase in the white-rot basidiomycete of Phanerochaete chrysosporium. Appl. Environ. Microbiol., 1995, vol. 61, p. 4274 - 4277.

194. Steffen К. Т., Hatakka A., Hofrichter M. Degradation of benzo(a)pyren by the litter-decomposing basidiomycete Stropharia crilla: role of manganese peroxidase. -Appl. Environ. Microbiol., 2003, vol. 69, p. 3957 3964.

195. Steffen К. Т., Hatakka A., Hofrichter M. Removal and mineralization of polycyclic aromatic hydrocarbons by litter-decomposing basidiomycetous fungi. Appl. Microbiol. Biotechnol., 2002, vol. 60, p. 212 - 217.

196. Sundaramoorthy M., Kishi K., Gold M. H., Poulos T. L. Crystal structures of substrate binding site mutants of manganese peroxidase. J. Biol. Chem., 1997, vol. 272, p. 17574- 17580.

197. Sutherland G.R.J., Schick Zapanta L., Tien M., Aust S.D. Role of calcium in maintaining the heme environment of manganese peroxidase. Biochemistry, 1997, vol. 36, p. 3654 - 3662.

198. Svensson B.E. Thiols as myeloperoxidase-oxidase substrates. Biochem. J., 1988, vol. 253, p. 441 - 449.

199. Takada S., Nakamura M., Matsueda Т., Kondo R., Sakai K. Degradation of polychlorinated dibenzo-p-dioxins and polychlorinated dibenzofurans by the white rot fungus Phanerochaete sordida YK-624. Appl. Environ. Microbiol., 1996, vol. 62, p. 4323 - 4328.

200. Thompson D. N., Hames B. R., Reddy C. A., Grethlein H. E. In vitro degradation of natural insoluble lignin in aqueous media by the extracellular peroxidases of Phanerochaete chrysosporium. Biotechnol. Bioengineer., 1998, vol. 57, p. 704 - 717.

201. Thurston C. F. The structure and function of fungal laccases. Microbiology, 1994, vol.140, p.19-26.

202. Tien M., Kirk Т. K. Lignin degrading enzyme from Phanerochaete chrysosporium: purification, characterization, and catalytic properties of unique HiC^-requiring oxygenase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 1984, vol. 81, p. 2280 - 2284.

203. Tien M., Kirk Т. K. Lignin-degrading enzyme from the hymenomycete Phanerochaete chrysosporium Burs. Science, 1983, vol. 221, p. 661 - 663.

204. Tien M., Ma D. Oxidation of 4-methoxymandelic acid by lignin peroxidase. J. Biol. Chem., 1997, vol. 272, p. 8912 - 8917.

205. Timofeevskii S. L., Nie G., Reading N. S., Aust S. D. Addition of veratryl alcohol oxidase activity to manganese peroxidase by site-directed mutagenesis. Biochem. Biophys. Res. Comm., 1999, vol. 256, p. 500 - 504.

206. Timofeevskii S. L., Nie G., Reading N. S., Aust S. D. Substrate specificity of lignin peroxidase and S168W variant of manganese peroxidase. Arch. Biochem. Biophys., 2000, vol. 373, p. 147 - 153.

207. Timofeevskii S. L., Reading N. S., Aust S. D. Mechanisms for protection of manganese peroxidase by hydrogen peroxide. Arch. Biochem. Biophys., 1998, vol. 356, p. 287-295.

208. Umezawa Т., Higuchi Т. Aromatic ring cleavage of P-o-4 lignin model dimers without prior demethoxylation by lignin peroxidase. FEBS Lett., 1986a, vol. 205, p. 293 - 298.

209. Umezawa Т., Shimada M., Hihuchi Т., Kusai K. Aromatic ring cleavage of p-o-4 lignin substructure model dimers by lignin peroxidase of Phanerochaete chrysosporium. FEBS Lett., 19866, vol. 205, p. 287 - 292.

210. Urzua U., Kersten P. J., Vicuna R. Manganese peroxidase-dependent oxidation of glyoxylic and oxalic acids synthesized by Ceriporiopsis subvermispora produces extracellular hydrogen peroxide. Appl. Environ. Microbiol., 1998, vol. p. 68 - 73.

211. Urzua U., Larrondo L. F., Lobos S., Larrain J., Vicuna R. Oxidation reactions catalyzed by manganese peroxidase isoenzymes from Ceriporiopsis subvermispora. -FEBS Lett., 1995, vol. 371, p. 132 136.

212. Valli K., Brock B. J., Joshi D. K., Gold M. H. Degradation of 2,4-dinitrotoluene by the lignin-degrading fungus Phanerochaete chrysosporium. Appl. Environ. Microbiol., 1992, vol. 58, p. 221 - 228.

213. Valli K., Gold M. H. Degradation of 2,4-dichlirophenol by the lignin-degrading fungus Phanerochaete chrysosporium. J. Bacterid., 1991, vol. 173, p. 345 - 352.

214. Valli K., Wariishi H., Gold M. H. Oxidation of monomethoxylated aromatic compounds by lignin peroxidase: role of veratryl alcohol in lignin biodegradation. -Biochemistry, 1990, vol. 29, p. 8535 8539.

215. Van Aken В., Hofrichter M., Scheibner K., Hatakka A., Naveau H., Agathos S. N. Transformation and mineralization of 2,4,6-trinitrotoluene (TNT) by manganese peroxidase from the white-rot fungus Phlebia radiata. Biodegradation, 1999, vol. 10, p. 83-91.

216. Vares Т., Niemenmaa O., Hatakka A. Secretion of ligninolytic enzymes and mineralization of 14C-ring-labelled synthetic lignin by three Phlebia tremellosa strains. Appl. Environ. Microbiol., 1994, vol. 60, p. 569 - 575.

217. Wariishi H., Akileswaran L., Gold M. H. Manganese peroxidase from the basidiomycete Phanerochete chrysosporium: spectral characterization of the oxidized states and catalytic cycle. Biochemistry, 1988, vol. 27, p. 5365 -5370.

218. Wariishi H., Gold M.H. Lignin peroxidase compound III. Formation, inactivation, and conversion to the native enzyme. FEBS Lett., 1989, vol. 243, p. 165-168.

219. Wariishi H., Dunford H. В., MacDonald I. D., Gold M. H. Manganese peroxidase from the lignin-degrading basidiomycete Phanerochaete chrysosporium. Transient state kinetics and reaction mechanism. J. Biol. Chem., 1989a, vol. 264, p. 3335 -3340.

220. Wariishi H., Valli K., Renganathan V., Gold M. H. Oxidative cleavage of a phenolic diarylpropane lignin model dimer by manganese peroxidase from Phanerochaete chrysosporium. — Biochemistry, 1989b, vol. 28, p. 6017 — 6023.

221. Wariishi H., Valli K., Renganathan V., Gold M. H. Thiol-mediated oxidation of nonphenolic lignin model compounds by manganese peroxidase of Phanerochaete chrysosporium. J. Biol. Chem., 1989c, vol. 264, p. 14185 - 14191.

222. Wariishi H., Gold M.H. Lignin peroxidase compound III. Mechanism of formation and decomposition. J. Biol. Chem., 1990, vol. 265, p. 2070 - 2077.

223. Wariishi H., Valli K., Gold M. H. In vitro depolimerization of lignin by manganese peroxidase of Phanerochaete chrysosporium. Biochem. Biophys. Res. Comm., 1991, vol. 176, p. 269-275.

224. Wariishi H., Valli K., Gold M. H. Manganese(II) oxidation by manganese peroxidase from the basidiomycete Phanerochete chrysosporium. Kinetic mechanism and role of helators. J. Biol. Chem., 1992, vol.267, p. 23688 - 23695.

225. Xu F., Deussen H.J., Lopez В., Lam L., Li K. Enzymatic and electrochemical oxidation of N-hydroxy compounds. Redox potential, electron-transfer kinetics, and radical stability. Eur. J. Biochem., 2001, vol. 268, p. 4169-4176.

226. Yamazaki I., Piette L. H. The mechanism of aerobic oxidase reaction catalyzed by peroxidase. Biochem. Biophys. Acta, 1963, vol. 77, p. 47 - 64.

227. Yamazaki I., Yokota K. Analysis of the conditions causing the oscillatory oxidation of reduced nicotinamide-adenine dinucleotide by horseradish peroxidase. Biochem. Biophys. Acta, 1967, vol. 132, p. 310 - 320.

228. Yamazaki I., Yokota K. Oxidation states of peroxidase. Mol. Cell. Biochem., 1973, vol. 2, p. 39- 52.

229. Yokota K., Yamazaki I. Reaction of peroxidase with reduced nicotinamide-adenine dinucleotide and reduced nicotinamide-adenine dinucleotide phosphate. Biochem. Biophys. Acta, 1965, vol. 105, p. 301 - 312.

230. Youngs H. L., Sollewijn Gelpke M. D., Li D., Sundaramoorthy M., Gold M. H. The role of Glu39 in Mn(II) binding and oxidation by manganese peroxidase from Phanerochaete chrysosporium. Biochemistry, 2001, vol. 40, p. 2243 - 2250.

231. Youngs H. L., Sundaramoorthy M., Gold M. H. Effects of cadmium on manganese peroxidase competitive inhibition of Mn2+ oxidation and thermal stabilization of the enzyme. Eur. J. Biochem., 2000, vol. 267, p. 1761 - 1769.

232. Zacchi L., Palmer J. M., Harvey P. J. Respiratory pathways and oxygen toxicity in Phanerochaete chrysosporium. FEMS Microbiol Lett., 200, vol. 183, p. 153 - 157.

233. Zapanta L. S., Tien M. The roles of veratryl alcohol and oxalate in fungal lignin degradation. J. Biotechnol., 1997, vol. 53, p. 93 - 102.

Информация о работе

Лисов, Александр Викторович
кандидата биологических наук
Пущино, 2005
ВАК 03.00.04

Диссертация

Гибридная Mn-пероксидаза гриба Panus Tigrinus 8/18 - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему Гибридная Mn-пероксидаза гриба Panus Tigrinus 8/18 ВАК РФ 03.00.04, Биохимия

Автореферат диссертации по теме "Гибридная Mn-пероксидаза гриба Panus Tigrinus 8/18"

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Лисов, Александр Викторович

Введение Диссертация по биологии, на тему "Гибридная Mn-пероксидаза гриба Panus Tigrinus 8/18"

Заключение Диссертация по теме "Биохимия", Лисов, Александр Викторович

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Лисов, Александр Викторович, Пущино

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Гибридная Mn-пероксидаза гриба Panus Tigrinus 8/18
ВАК РФ 03.00.04, Биохимия