Генетическая идентификация и дифференциация представителей семейства карповых (Cyprinidae)

Луданный, Руслан Игоревич

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Генетическая идентификация и дифференциация представителей семейства карповых (Cyprinidae)
ВАК РФ 03.00.26, Молекулярная генетика

Автореферат диссертации по теме "Генетическая идентификация и дифференциация представителей семейства карповых (Cyprinidae)"

На правах рукописи УДК 577.212.8:597.554.3

00345778Э

ЛУДАННЫЙ РУСЛАН ИГОРЕВИЧ

ГЕНЕТИЧЕСКАЯ ИДЕНТИФИКАЦИЯ И ДИФФЕРЕНЦИАЦИЯ ПРЕДСТАВИТЕЛЕЙ СЕМЕЙСТВА КАРПОВЫХ (CYPRINIDAE)

03.00.26 - молекулярная генетика

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

1 2 ДЕК 2008

Москва 2008

003457789

Работа выполнена в лаборатории организации генома Учреждения Российской академии наук Института биологии гена РАН.

Научный руководитель:

кандидат биологических наук Семенова Серафима Константиновна Официальные оппоненты:

доктор биологических наук, профессор Крамеров Дмитрий Александрович кандидат биологических наук Зеленина Дарья Александровна

Ведущая организация: Учреждение Российской академии наук Институт проблем экологии и эволюции им. А.Н. Северцова РАН.

Защита диссертации состоится «22» декабря 2008 года, в И часов на заседании диссертационного совета Д 002.037.01 при Учреждении Российской академии наук Институте биологии гена РАН по адресу: 119334 Москва, ул. Вавилова д. 34/5.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Учреждения Российской академии наук Института молекулярной биологии им. В.А. Энгельгардта РАН по адресу: 119991 Москва, ул. Вавилова д. 32.

Автореферат разослан «21» ноября 2008 года.

Ученый секретарь диссертационного совета,

канд. фарм. наук

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Изучение структурной организации и вариабельности генома организмов различного таксономического ранга составляет одну из основных задач современной молекулярной генетики. Вопросы генетической изменчивости животных -объектов сельскохозяйственной деятельности человека - представляют особый интерес в связи с их не только фундаментальной, но и практической значимостью.

Карповые (Cyprinidae) представляют одну из наиболее важных и многочисленных промысловых ipynn пресноводных рыб. Они содержат более 2000 видов, принадлежащих к 210 родам, распространенных повсеместно, за исключением вод Антарктики и Южной Америки [http://wvvw.fishbase.org/]. Наиболее популярным и излюбленным объектом прудового рыбоводства во многих странах мира является сазан Cyprinus carpió (подсемейство Cyprininae) и множество его одомашненных форм, часто называемых домашним карпом. В современной мировой аквакультуре домашний карп представлен большим числом пород, отводков и форм, различающихся по размеру, весу, окраске и чешуйчатому покрову. В течение последних дссяти-пятиадцати лет интенсивно изучается генетическое и геномное разнообразие пород карпа зарубежной селекции с целью картирования генов продуктивности и устойчивости к различным заболеваниям, изменениям окружающей среды, а также для создания новых высокопродуктивных пород и линий [Orban and Wu, 2008]. С этой точки зрения молекулярно-генетическая изменчивость более двух десятков отечественных пород и линий карпа остается до сих пор неизученной.

центров происхождения, путей расселения и доместикации дикого предка современного карпа [Берг, 1964; Balón, 1995; Kirpichnikov, 1999], а также относительно микро- и макроэволюционных процессов, приводящих к возникновению геномного и таксономического разнообразия у представителей всего семейства [Saitoh, 2006; Orban and Wu, 2008]. Следует очмздить, что в этих исследованиях остается совершенно неохваченным российская часть современного ареала карповых. Кроме того, рыбы из этого семейства являются рекордсменами по числу случаев естественной межвидовой (межродовой) гибридизации [Schwartz, 1981]. Показано, что виды, вступающие в гибридизацию, принадлежат к нескольким древним филогенетическим линиям, к разным, исходно симпатричным родам и трибам (например, Leuciscini, Abramidini, Chondrostomini) [Богуцкая, 1997]. Среди наиболее массовых промысловых видов этого семейства - плотвы (Rutilus rutilus) и леща (Abramis brama) - численность межвидовых гибридов в отдельных популяциях может достигать 90% [Fahy et al., 1988]. Известно, что у гибридов диагностические морфологические признаки отцовского и материнского видов, как правило, выражены в равной степени. Реципрокные варианты гибридов Fl характеризуются значительной перекрывающейся морфологической изменчивостью, а диагностические аллозимные признаки представлены неразличимыми между собой гетерозиготами. Все это затрудняет изучение последствий межвидовой (межродовой) гибридизации и идентификацию в природных популяциях гибридных генотипов с использованием традиционных морфологических и генетико-биохимических признаков.

Цели н задачи исследования. Целью настоящей работы является изучение геномной вариабельности и эволюционной изменчивости отдельных митохондриальных и ядерных локусов у ряда представителей карповых рыб из двух наиболее многочисленных подсемейств (Cyprininae и Leuciscinae), распространенных на территории России.

В работе были поставлены следующие задачи:

1. С помощью геномных маркеров различного типа оценить внутри- и межпородную изменчивость сазана и домашнего карпа (Cyprinus carpió) и разработать систему генотипирования, пригодную для паспортизации пород карпа отечественного разведения.

2. По данным секвснировання кодирующих (coxl, сох2) и нскодирующих (контрольный регион, KP) участков митохондриалыюго генома оценить уровень внутри- и межвидовой изменчивости, а также дифференцировать виды карповых, принадлежащих к двум подсемействам Cyprininac и Lcuciscinae.

3. Разработать новые полиморфные ядерные маркеры, пригодные для идентификации экспериментально полученных гибридов первого поколения между плотвой (Rutilus rutilus) и лещом (Abramis brama).

Научная новизна работы. Впервые на основе различных геномных маркеров получены оценки внутри- и межпородной изменчивости сазана и отечественных пород домашнего карпа Впервые в индивидуальных экспериментальных скрещиваниях между плотвой (Rutilus rutilus) и лещом (Abramis brama) доказано наличие индивидуальной изменчивости копий ITS1 рДНК у каждого из родительских видов и межвидовых гибридов первого поколения. Впервые предложены RAPD-маркеры, позволяющие дифференцировать не только родительские виды, но и прямые и реципрокные гибриды первого поколения. Полученные результаты имеют важное значение для понимания факторов, определяющих структуру и вариабельность ядерных и митоховдриальных локусов представителей одной из важных групп промысловых объектов - карповых рыб.

Практическое значение работы. Новые полиморфные ДНК, выявленные при изучении сазана и домашнего карпа, пригодны для паспортизации отечественных пород разводимых в аквакультуре, для картирования генома домашнего карпа и поиска ассоциаций с генами устойчивости к различным заболеваний, а также для идентификации межвидовых гибридов между плотвой (Rutilus rutilus) и лещом {Abramis brama).

Апробация работы. Основные результаты диссертационной работы были представлены на международной конференции «Генетика в XXI веке: Современное состояние и перспективы развития» (Москва, 6-12 июня 2004 г.), на 9-ой и 12-ой международных школах-конференциях молодых ученых «Биология - наука XXJ века» (Пущино, 2005 г., 2008 г.), на международной конференции "Worm Aquaculíuie 2003" (Ball, Indonezia, 9-13 May 2005), на международном симпозиуме «Symposium on Hybridization in Animals - Extent, Processes and Evolutionary impact» (Frankurt-am-Main, Germany, 12-15 Oktober 2005), на рабочем совещании «Штрих-кодирование видов рыб в России на основе ДНК. Интеграция в глобальную программу Fish-BOL» (ИБМ РАН, Владивосток, 12-15 июня 2007 г.), на 12-ом международном Ихтиологическом конгрессе (Dubrovnik, Croatia, 9-13 сентября 2007 г.), а также на межлабораторном семинаре ИБГ РАН (2008 г.).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 11 работ, в том числе две статьи и один патент.

Объем и структура работы. Диссертация изложена на страницах и состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов, результатов и их обсуждения, выводов, списка литературы (285 источников), раздела благодарностей и приложения (16 страниц). Работа включает 16 таблиц и 18 рисунков.

МАТЕРИАЛ

В исследовании использовали 12 породных выборок домашнего карпа и сазана (Cyprimis carpió) (N= 99), а также образцы различных тканей рыб, принадлежащих к двум подсемействам Cyprininae и Leuciscinae и обитающих в водоемах Волжского бассейна (N= 18) (Табл.1). Для сравнительного анализа были использованы нуклеотидные последовательности участков митохондриапьного (KP, coxl, сох2) и ядерного (ITS1 рДНК) геномов представителей семейства карповых (Cyprinidae) из базы данных NCBI.

Таблица (Список использованных в работе видов и нуклеотидных последовательностей карповых рыб.__________

Вид (русское и латинское названия) Обозначение NCBI caxl сох 2 KP

Подсемейство Cyprininae

Амурский сазан Cyprinus carpió As - + + +

Венгерский карп Cyprimis carpió Hu - + + f

Ангслинский чешуйчатый и зеркальный карп Cyptiitus carpió Anl, An2 - +

Ропш »некий карп Cyprinus carpió R(MM, BB) - +

Алтайский карп (приобская, чумышская и дикая популяции) Cyprinus carpió Al 1, Al 2. Al 3 - +

Ставропольский карп Cypritrus carpió St - +

Черенетский карп Cyprinus carpió Tchl, Tch2 - +

Карась обыкновенный Carassius carassius AY714387 + + + + + +

Карась серебряный Carassius auratus AB111951 + + + + +

Gentian mirror carp Cypritrus carpió GMC NC33642225

Russian mirror carp Cyprinus carpió RMC NC3364222S

Volga River carp Cyprinus carpió VRC NC33642234 +

Yangtze River carp Cypritms carpió YRC NC33642226 ■+

Xingguo River carp Cyprinus carpió XRC NC33642227

Qingtian carp Cyprinus carpió QTC NC33667853 +

Japanese Koi carp Cyprinus carpió JKC N03667854

Puree red carp . . Cyprinus carpió PRC NC3 3997856 +

Big belly carp Cyprinus carpió BBC NC33667859 +

Yuanjiang River wild carp Cyprinus carpió YWC NC3 3887858 +

Карп Cyprinus carpió AP009047 AB307063 + + +

Подсемейство Leucíscinae

Леш обыкновенный * Abramis brama AY704448 AJ388404 + + + + +

Синец Abramis ballcrtts * + + +

Уклейка Aiburnus alburtius AY704448 + + + + + +

Густсра Biicca bjoerkna AJ388405 + + + +

Пескарь обыкновенный Gobio gobio AB239596 + + + + + +

Пескарь белоперый Gobio albipinnatus + ■h +

Язь Leuciscus idus + + +

Елец сибирский Leuciscus leuciscus A Y704459 + + + + +

Плот&а* Rutilus rvtiluS AY704466 + + + +

Красноперка ScardJnius eryihrophthalmus AJ388403 + +

Голавль Leuciscus cephalus А13Ш07 - - +

*- номера занесенных в GenBank последовательностей ITS1 рДНК плотвы и леща из водохранилищ Англии: АМ183339-АМ183345.

Для изучения последствий гибридизации между плотвой (Rutilus rutilas) и лещом (Abramis brama) изучено потомство (N= 22), полученное в восьми индивидуальных скрещиваниях: ?плотва х с?плотва (ПП, п=1), $лещ х с?лещ (J1JI, п=1), ^плотвах с?лещ (ПЛ, п=3) и $лещ х с?ллотва (ЛП, п=3) (Экспериментальные образцы любезно предоставлены Ю. Слынько и В. Столбуновий, сотрудниками Института биологии внутренних вод РАН и?,!. А. Д. Папанина, пос. Борок Ярославской области, Россия).

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

1. Дифференциация отечественных пород карпа и сазана с помощью ядерных и митохондриальных маркеров.

Для дифференциации отечественных пород карпа и сазана нами использовались

различные ядерные маркеры (микросателлиты (МКС) и RAPDs). Применение каждой из этих групп выявило принципиально сходную дифференциацию 10-11 изученных выборок, и она почти без исключения соответствует истории происхождения пород. Образцы RAPD-спектров карпа и сазана представлены на Рис. 1.

L1123 45678 9 16 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 2122 23 L 2

... . ■ Ш0

шЫ .......

. > Éj 9»

Рисунок/'RAPD-cnejnrpbi амурского сазана (дор. 1- 9), ставропольского (дор. 10 - 14), черепецкого (дор. 15 - 19) и ропшинского (дор. 20 - 23) карпа, полученные при использовании праймера R45. L1, L2 - маркеры молекулярных масс (100 bp и 500 bp Ladder, соответственно).

Как по КЛРОз, так и по 8 микросатсллитным локусам в одну группу сходства объединились амурский сазан (А$) и породы, полученные на основе амурского сазана -ропшинские (ВВ и ММ), а также ставропольский карп (Б1). Однако более достоверное выделение представителей амурского сазана в отдельную группу установлено лишь с помощью ЯАРЭз.

0,7 ол о,« ал од <ы од

-----1—_----1—------........................-■>"•

Рисунок ^Генетические различия между 12 выборками, представляющими 8 пород карпа и сазана, выявляемые с помощью (A) RAPD маркеров (132 аллеля) и (Б) частот изменчивости 8 микросателлитных локусов (122 аллеля).

Вторую группу пород, произошедшую от европейского карпа, формируют несколько

выборок: венгерский (галицийский) карп (Ни), а также две выборки ангелинского (Anl и Ап2) и алтайского карпа (All и А12). Что же касается двух выборок черепетского карпа, то они объединяются либо в отдельную, не сходную ни с какими выборками группу по микросателлитным локусам, либо входят в состав RAPD- кластера пород, полученных на основе амурского сазана.

Помимо ядерных маркеров, для дифференциации сазана и карпа из разных регионов России использовали последовательности некодирующеш участка мтДНК - контрольного региона (КР). На основании 44 последовательностей отечественного карпа и сазана, а также занесенных в Международный банк последовательностей китайского сазана, европейского (GMC) и волжского (VRC) карпа из работы китайских исследователей, нами построена дендрограмма генетических различий (Рис. 3). Все последовательности КР формируют две

группы, в одну из которых вошла почти половина азиатских сазанов. В другую группу объединились часть оставшихся азиатских сазанов и все отечественные породы карпа,

включая амурского сазана.

■Si

АП

VMCNCJ3M2234

Tch_2 '

и R(BB)

R(MM)

АН

w GMCNCJ3642225

Tch_l

Но

Ал 1

TllAn_2

BBCNC_22667S59

.PRCNC.3366785D YRCNC_33H222Í QTCNCJ3667S53 .KCNCJ3667J54 ■R.MC NC_3364222S YWCNC_33667858 XRCNCJ3642227 Carasslus auralui fiC_32WDO Carassius aumrus HCJ1SS701

Рисунок 3. Дендрограмма генетических различий (метод NJ и двупараметрическая модель Кимуры) между последовательностями КР карпа и сазана из отечественных и азиатских популяций. Обозначения пород и выборок соответствуют Табл. 1.

Однако низкий уровень внутривидовой изменчивости КР у С. carpió позволяет

достоверно дифференцировать внутри этой группы лишь несколько отечественных пород.

Так, за счет мутаций обособлены две породы ангелинских карпов (Anl, Ап2), а также

последовательности амурского сазана (As).

2. Изменчивость кодирующих (сох! н сох2) и некодирушщих участков (КР) мтДНК у карповых рыб из двух подсемейств.

На Рис. 4 представлены филогенетические реконструкции видов карповых из двух

подсемейств, полученные на основании полиморфизма объединенной последовательности

генов coxl+cox2 (А) и КР мтДНК (Б) у представителей 13 видов карповых рыб, обитающих

в реках Волжского бассейна Они получены впервые для большинства изученных нами

видов, несмотря на обилие в GenBank полных последовательностей мтДНК карповых рыб из разных частей мирового ареала. Очевидно, что изученные нами волжские виды карповых немного отличаются от известных депонированных последовательностей уклейки, обыкновенного пескаря, двух видов карасей и европейского карпа. Общее разделение видов соответствует принятому разделению на два полсемейства Cyprininae и Leuciscinae, а также выделению внутри них отдельных родов Cyprinus, Carassius, Gobio. Соответствуют, в основном, выделению в отдельные роды виды Alburnus alburnus и Scardinius erythrophthalmus. Дифференциация оставшихся видов из родов Abramis, Leuciscus и Rutilus зависит от исследуемого локуса мтДНК. Например, по генам coxl и сох2 отдельные подкластеры формируют пары видов A. brama + В. bjoerkna, R. rutilus + A. ballerus, а также два вида ельцов L. idus и L. leuciscus. На основании полиморфизма KP надежная группировка обнаружена только A. brama + В. bjoerkna + A. ballerus. Оставшиеся плотва и два вида ельцов образуют смешанную группу, в состав которой попадает и группа Alburnus + Scardinius.

Таблица 2. Сравнительный анализ полиморфизма трех участков мт генома {coxl, сох2 и KP) у представителей двух подсемейств карповых рыб.

Подсемейство N s Ps 7t (±0)

сох1+ сох2

Cyprininae 4 264 0.0151 0.0797 (0.051)

Leuciscinae 10 573 0.0174 0.1030(0.054)

Cyprininae 4 136 0.0317 0.0941 (0.060)

Leuciscinae 10 404 0.0283 0.1574 (0.083)

Обозначения: N - число последовательностей; S - число сегрегирующих сайтов; Ps = S/N;

ж - среднее нуклеотидное разнообразие.

В табл.2 даны результаты анализа вариабельности кодирующих (сох1, сох2) и некодирующих (КР) участков мт генома у представителей двух подсемейств. При сравнении двух таксономических групп оказалось, что они не отличаются между собой по среднему числу сегрегирующих сайтов Рэ и по уровню нуклеотидного разнообразия (л) генов сох1 + сох2 . Значимые межгрупповые различия найдены при сравнении индексов Рб и я в некодирующих участках мтДНК (КР).

Blcca bjoerkna Abrarris brama RutikiS rirWus Abrarris baflerus

Scardináis erytfiropMhalrrus Alburnus afeurnus Aburmjs aburnus AB229593

Líuciscus leuciscus

Gotio elbfprinatij s

Gobio gobio Gobio gobio AB239596 ido [-typrrius carpió (As) 1031 Lcyprinus carpió (Hj)

Cyprinus carpo AP003347 — Carassús carassus

Carassius auratus 99] 1 Carassius carastiue AY714337 69"carasius auxa^s AS111S51

Crossostorra lacustre №1245

Aturruj albumus

Aburrios elbumua AJ38&401 Scardlrius eryihrophlhalmis

— Leuciscus idus

- Rut'íus ruvkus

——— Leucissus teuciscus

s4|—

"I-Al

Abrarris bal'srjs Blcca bjoorkna АЬгзтк brarra

—- Gobio gobio

- Gobio abipnnatus

-Gobio gobio AJ3S8393

9Э r Cyprinus carpo (As) _J£0_P Cyprinus ca-pio (Hl) 1- Cyprinus carpió AF009047

1C0 1 Carassius auralus

' Carassius auratus AJ388413

99 1

Caraesius carassius

99 L Carassius carassljs AY714337

- Crossoslorra tscustra Í.QI245d

Рисуиок /"A - Филогенетическое дерево (ML, HKY+I+G, -In L = 8539.52169, 4.0109, P-inv = 0.68, у= 1.5218) карповых рыб из двух подсемейств, построенное на основании полиморфизма генов сох]л- сох2. Б - Филогенетическое дерево (ML, HKY+I, -ln L = 2320.2856, R= 1.4171, P-inv = 0, у = 0.3919) карповых рыб из двух подсемейств, построенное на основании полиморфизма КР. D качестве внешней группы выбрана последовательность Crossostoma lacustre (М91245).

3. Геномная вариабельность плотвы (Rutilus rutilas), леща (Abramis brama), межвидовых гибридов первого поколения (Fl) лещ х плотва и плотва х лещ.

3.1. Полиморфизм ядерных маркеров в природных популяциях плотвы и леща.

Для сравнения генетической изменчивости в природных популяциях плотвы и леща использовали четыре случайных праймера (OPA 17, R45, Р29, SB2). В Табл. 3 даны результаты сравнительного анализа RAPD-изменчивости двух видов, рассчитанные на основании суммарной матрицы. Оба вида отличаются между собой как по общему числу выявляемых RAPD фрагментов (114 - у леща и 141 - у плотвы), так и по средним значениям (95.4 и 97.6). У плотвы доля полиморфных фрагментов оказалась ниже (57%), чем у леща (74%). Аналогичная закономерность наблюдается и при сравнении индексов внутригруппового сходства. Он составил для леща 68%, тогда как выборка плотвы оказалась более однородной (80%).

Таблица 5 RAPD-полиморфизм в природных выборках плотвы и леща, полученный при использовании четырех случайных праймеров.

Вид n L P(%) N (±<i) APS (%)

Лещ Abramis brama 5 14 74.0a 95.4 (2.6)" 68c

Плотва Rutilus rutilus 5 141 57.0a 97.6 (5.07)" 80c

Примечание: п - численность выборок; L - общее число RAPD-фрагментов (локусов); Р (%) - доля полиморфных RAPD-фрагментов; N (±о) - среднее число RAPD-фрагментов (± стандартное отклонение); APS - индекс внутригруппового сходства. Надстрочные буквы a, b и с обозначают наличие достоверных различий при парных выборочных сравнениях (pO.OOOl).

Для изучения вариабельности ITS1 у леща и плотвы из природных популяций было отобрано по четыре особи каждого вида. Амплификация участка ITS1 рДНК выявила для каждого и видов специфичные, немного различающиеся по длине единичные фрагменты около 300 пн. Последовательности семи таких фрагментов, полученных от четырех особей плотвы и трех особей леща, определялись прямым секвенированием (Рис. 5, Rr I - Rr 4, Ab 1 - Ab 3). Для выявления изменчивости изучаемого участка рДНК внутри отдельных особей были клонированы продукты амплификации ITS1 одного леща (Ab 4) и одной плотвы (Rr 4). Из клонотек были отобраны для секвенирования два клона леща (Ab 4cl, Ab 4с2) и шесть клонов плотвы (Rr 4cl - Rr 4с6). Для выравнивания были использованы последовательности

четырех гаплотшюв ITS 1, обнаруженных у плотвы и леща из водоемов Англии (гаплотипы А и В) [Wyatt et al., 2006].

Таблица4'\арактеристика нуклеотидных последовательностей ITS1 рДНК плотвы и леща из водоемов Англии [AM 183339- AMI 83342] и Рыбинского водохранилища.

Вид п L (пн.) AT/GC (%) Число и доля (Р, %) полиморфных сайтов

Лещ A. brama: 1

Тип A [AM 183341] 342

Тип В [AM 183342] 343 42/58 8 (2.3)

Рыбинское вдхр. 338, 339 6(1.8)

Плотва R. rutihis: Тип A [AMI83339] Тип В [AMI83340] Рыбинское вдхр. 1 320 319 320, 321 41/59 1 (0.3) 2 (0.6)

Примечание: п - численность выборок, L - размер последовательности ITS1 (пн.).

При межвидовом сравнении консенсусных последовательностей ITS1 выявлены 31 уникальная видоспецифичная замена и/или нндели, составляющие 12.6% (Рис. 6). Диагностическими для леща являются локализованная ближе к 5'-концу 12-нуклеотндная деления (5' TGCCAGCCTCTA 3'), а также делеции двух (АС) и трех нуклеотидов (АТТ) в середине последовательности. Наличие этих делеций и вызывает заметное изменение длины ITS1 плотвы и является диагностическим признаком при элекгрофоретическом разделении продуктов амплификации.

3. 2. Полиморфизм ядерной ДНК в экспериментальных популяциях плотвы, леща и гибридов плотва х лещ, лещ х плотва.

Для изучения последствий гибридизации между плотвой и лещом были исследованы два варианта экспериментальных скрещиваний. В первом варианте с помощью восьми случайных праймеров обследованы только четыре группы потомков, полученных в четырех индивидуальных скрещиваниях $ плотва х ¿плотва (ПП), 2лещ х ¿лещ (ЛЛ), 2плотва х ¿лещ (ПЛ) и $лещ х ¿'плотва (ЛП). Во втором варианте поставлены четыре межвидовых скрещивания плотвы с лещом [два скрещивания $лещ х ¿плотва и два

скрещивания $ плотва х ¿лещ] и обследованы не только потомки, но и родительские особи.

Ab AM183339 ТуреА TGC GGA AGG АТС ATT АСА GGT CTC CGG GCC TAG GGA GOT TGC CAG CCT СТА CCC AGG A-C AAA AAA AAT CAA ATG CCT CGG G7C CGC CCC GGC GGA CCT

Ab Aml83340 TypeB ..........................................................-........-...............................

Ab 1 ..........................................................-........................................

Ab 2 ...........................................................-........................................

Ab 3 ..........................................................-........................................

Ab 4 cl ..........................................................-........................................

ib < c2 .............................................T............-........................................

HybFlAb el ..........................................................-........................................

HybFlAb c2 ..........................................................-........................................

Ir 1 ..........................................................A.....С. .-С..................T...........

ri г .......................................— —.............А.....с. .-с..................т...........

«г 3 ..........................................................А.....С. .-С..................Т...........

Rr 4 cl ..........................................................А.....С. .-С..................Т...........

Rr 4 с2 ..........................................................А.....С. .-С..................Т...........

Rr 4 сЗ ..........................................................А.....С. .-С..................Т...........

Rr ( rf ..........................................................А.....С. .-С..................Т...........

Rr 4 с5 ............................G-----------------------------А.....С. .-С..................Т...........

Rr 4 сб ..........................................................А.....С. .-С..................Т...........

HybFlRr cl ...............................T--------------------------А.....С. .-С..................Т...........

HybFlRr с2 ..........................................................А.....С. .-С.................. Т...........

Rr АМ183341 ТуреА ................................. .........................А.....С. .-С..................Т...........

Rr АМ183342 TypeB .............-............................................А.....С. .-С..................Т...........

Ree Rr/Ab АМ18Э343 ..........................................................А.....С. .—С..................Т...........

Ree Rr/Ab АМ133344 ..........................................................А.....С. .-С..................Т.. . ... ......

Ree Rr/Ab AM13J345..........................................................-........................................

100 198

Ab АМ183339 ТуреА GAA АСС CCC TTC GGT GAA AAA CGA GAG TGG CGA GAG CCT CAA CCC C-G ACG GGT ACC CGT AGG CTC CGG АТС CCC CCC С— -AC CCC---GGG GGG GAG

Ab Aml83340 TypeB ..............................................-................................CC С.....GGG.........

Ab 1 ..............................................-........................................—G.........

Ab 2 ..............................................-........................................—G.........

Ab 3 ..............................................-................................— -.....—G.........

Ab 4 cl ..............................................-........................................—G.........

AS 4 c2 ..........................................• • • ..........................................—G.........

HybFlAb cl ..............................................-................................— -.....—G.........

HybFlAb C2 ..............................................-................................— -.....—G.........

Rr 1 .........С...............С..........A.G.......С....................T.....A.....CC------—G ... ,T. ...

Rr 2 .........................С..........A.G.......С....................T.....A.....CC------—G ... .T. ...

Rr 3 .........................С....... ... A.G......GC....................T.....A.....CC--------G ... .T. ...

Rr 4 cl .........................С..........A.G.......с....................T.....A.....CC------—G ... .T. ...

Rr 4 c2 .........................С..........A.G.......С....................T.....A.....CC------—G ... .T. ...

Rr 4 сЗ .........................с..........A.G.......С....................T.....A.....CC------—G ... .T. ...

Rr 4 c4 .........................с..........A.G.......С....................T.....A.....CC-------GG ... .T. ...

Rr 4 cS .........................с..........A.G.......С....................T.....A.....CC------—G ... .T. ...

Rr 4 сб .........................С..........A.G......GC....................T.....A.....CC--------G ... .T. ...

HybFlRr cl .........................С..........A.G.......С....................T.....A.....CC--------G ... .T. ...

HybFlRr c2 .........G...............С..........A.G......GC....................T.....A.....CC------—G ... .T. ...

Rr AM183341 ТуреА .........................С..........A.G.......С....................T.....A.....CC--------G ... .T. ...

Rr AM183342 TypeB .........................С..........A.G.......С....................T.....A.....CC------—G ... .T. ...

Ree Rr/Ab AM183343 .........................С..........A.G.......С....................T.....A.....CC--------G ... .T. ...

Ree Rr/Ab AM183344 .........................С..........A.G.......С....................T.....A.....CC------—G ... .T. ...

Ree Rr/Ab AM183345 ..............................................-....................T.....A.....CC------—G ... .T. ...

АЬ АМ183339 ТуреЛ

АЬ Ат183340 ТуреВ

АЬ 1

АЬ 2

АЬ 3

ЛЬ 4 с1

АЬ 4 с2

ЯуЬПАЬ с1

НуЬР1АЬ с2

Яг 1

Кг 2

Кг 3

Кг 4 с1

Кг 4 с2

Кг 4 сЗ

Кг 4 с4

Кг 4 с5

Кг 4 сб

НуЬПКг с1

НуЬПКг с2

Иг АМ183341 ТуреА

Яг АМ183342 ТуреВ

Яес Кг/АЬ АМ183343

Иес Кг/АЬ АМ183344

Нес Иг/АЬ АМ283345

199 297

ААС СО« АСС йТС вСТ ТТА ААв АСС ТСС ТСС ТСС СТС ССС СОТ СйС ТСС АСС АСТ ССв ССС ССС ТСС вСЯ ТСТ ССС САС ССА ТТГ АТТ ТТТ ТТТ ССС САТ

А.. ..Т ..А СС. С.

А.- ..Т ..А СС. С.

А.. ..Т ..А СС. б.

А.. ..Т ..А СС. в.

А.. .-Т ..А СС. в.

А. . ,.Т ..А СС. б.

А.. ..Т ..А СС. в.

А.. ..Т ..А СС. О.

А.. ..Т ..А СС. С.

А.. ..Т ..А СС.

А.. .,Т .,А СС. С.

А.. ..Г ..А СС. С.

А. . ..Т ..А СС. б.

298 348 АЬ АМ183339 ТуреА ССС ТСв вТТ ТСТ ОТС СйТ СбС ССТ ССА ААА -СС ААА ААА -СА СТС ААС ТЙТ АЬ АШ183340 ТуреВ ...............Т..............-........А...........

АЬ АЬ 2 АЬ 3 АЬ 4 с1 АЬ 4 с2 НуЬГ1АЬ с1 НуЬПАЬ с 2 Кг 1 Яг 2

Иг 4 с2 Яг 4 сЗ Кг 4 с4

Иг 4 с5 .Т............Т...............А........- .

Кг 4 сб .Т............Т...............А........- .

НуЬПЯг с1 .Т............Т...............А........- .

НуЬР1Кг с2 .Т............Т...............Л........- .

Иг АМ183341 ТуреА .Т............Т...............А..........

Кг АМ183342 ТуреВ .Т............Т...............А........-.

Яес Иг/АЬ АМ183 343 ...............Т..............-........А.

КОС Кг/АЬ АМ183344 ...............Т..............-........А.

Кес Кг/АЬ АМ1833 45 ..............................-........А.

Рисуиок 5.

Полиморфизм копий 1ТБ1, обнаруженных у плотвы и леща из природных популяций Англии (плотва: тип А -ЛМ183341, тип В - АМ183342; лещ: тип А - АМ183339, тип В - АМ183340) и Рыбинского водохранилища (АЬ 1 - АЬ 3, АЬ4 с1, АЬ4 с2, Кг 1 - 11г 4, Яг4 с1 - Кг4 сб), а также у рекомбинантов из природных популяций Англии (АМ183343 - АМ183345) и гибридов НуЪР! ЯЪ, НуЬР1 АЬ из экспериментальных скрещиваний между плотвой и лещом Рыбинского водохранилища.

В каждом из последних четырех скрещиваний для идентификации видовой принадлежности родителей и диагностики гибридов первого поколения использованы последовательности Ш51 рДНК.

3. 3. Полиморфизм КАРР маркеров в экспериментальных популяциях плотвы, леща и гибридов плотва х лещ, лещ х плотва.

При анализе ЯАГО вариабельности потомства от четырех индивидуальных скрещиваний с помощью 8 случайных праймеров (ОРА-11, ОРАЛ 7, ОРА-19, ОРА-20,11-45, Я-55, Р-29, 8В-2) удалось дифференцировать не только родительские виды (плотву и леща), но дифференцировать гибридов от прямого (лещ х плотва, ЛП) и обратного (плотва х лещ, ПЛ) скрещиваний. Образец такой изменчивости потомков от внутри- и межвидовых скрещиваний, полученной с помощью праймера 8В2, представлен на Рис. б. Несмотря на небольшое число производителей, участвующих в скрещиваниях, все четыре выборки потомков оказались высокополиморфными. Доля полиморфных локусов в суммарной выборке составляет 97.6%, у плотвы и леща - 75% и 77.8%, а у гибридов - 86.3% (ПЛ) и 84.9% (ЛП).

I. 1 2 3 4 5 6 7 8 9 1011 1213141516 171819 20 L

Рисунок б. RAPD-спектры плотвы (дор. 1-5), леша (дор. 16-20) и межвидовых гибридов первого поколения плотва х лещ (дор. 6-10) и лещ х плотва (дор. 11-15), полученные с помощью праймера SB-2. L - маркеры молекулярных масс (100 bp и 500 bp Ladder).

Для классификационного анализа выборок в пространстве главных компонент были отобраны первые четыре компоненты, на которые приходится 26.8%, 16.8%, 11.5% и 8.9% общей изменчивости. В пространстве 1 и 11 компонент отчетливо дифференцируются особи двух исходных видов и гибридное потомство (без дифференциации на группы прямых и обратных гибридов). Разделение особей всех четырех групп (ГШ, J1J1, ПЛ и ЛП) достигается в пространстве II и III компонент (Рис. 7).

о,е

0,5 0.4 0.3 0.2

" 0,1

£ 0,0 -0.1 -0,2 -0,3 -0,4 -0.5

-0.6 -0,4 -0.2 0,0 0.2 0,4 0,6 0,8

Factor 2

Рисунок 7. Классификационный анализ в пространстве главных компонент (II и III) по 288 RAPD-маркерам, выявленных в выборках плотвы (П), леща (JI), гибридов первого поколения плотва х лещ (ПЛ) и лещ х плотва (ЛП).

3. 4. Полиморфизм ITS1 рДНК в экспериментальных популяциях плотвы, леща и гибридов плотва х лещ, лещ х плотва.

Последовательность ITS) изучена в четырех экспериментально полученных семьях (родители и потомство Fi). В двух семьях потомство F1 было получено при скрещивании самки плотвы и самца леща (семьи №>№ 2 и 3), а в двух других семьях (№№ 1 и 4) - при скрещивании самки леща и самца плотвы. На Рис. 8 даны результаты амплификации ITS 1 родителей и трех потомков из каждой семьи. Независимо от направления скрещивания

Factor Loadings. Factor 2 vs Factor 3 Rotation: l)r,rolate6 Extraction: Pnncipai components

...........&10ЛП ........:•.............. о О ................:.................

......ЛП ' ■;•...... -

: ГШ "

: ФГ '

.;. .газ... ..... 0

{J л ...... С

5У" П о п

у всех потомков обнаружено по два фрагмента, одни из которых по размеру был сходен с Ш>1 леща, а другой - с Ш>1 плотвы.

Рисунок 8. Электрофореграмма амплифицированных фрагментов ITS 1 родительских видов (леща -дор. <Jl, с?6, $12, §17; плотвы-дор. §2, $7, с?11, ¿46) и гибридов первого поколения (дор. 3-5, 810,13-15,18-20) в четырех экспериментальных скрещиваниях (семьи №№ 1-4). Стрелками указаны клонированные и секвенированные ампликоны одного из гибридных потомков (дор. 18) из семьи №4 (обозначена звездочкой*). L - маркер молекулярных масс (100 bp Ladder).

Для родительских видов во всех четырех скрещиваниях наблюдалась равная по

интенсивности мажорная амплификация участка ITS1 рДНК. Однако спектры гибридного потомства во всех семьях различались по интенсивности родительских фрагментов. Поэтому для дальнейшего анализа нуклеотидных последовательностей гибридного потомства нами выбран наиболее «типичный» спектр одного из потомков (дор. 18) из семьи №4 (отмечен на Рис. 8 звездочкой*). Оба фрагмента, отмеченных на этом рисунке стрелками (а - «лещовый» и b - «плотвиный»), были клонированы. Для определения нуклеотидной последовательности отобрано 2 клона из клонотеки «а» (HybFlAb cl-2) и 6 (стонов из клонотеки «Ь» (IlybFlRr cl-6). Их последовательности выравнены относительно известных последовательностей леща и плотвы из водоемов Англии и Рыбинского водохранилища (Рис. 5). Для изображения различий и сходства между полученными и ранее известными последовательностями ITS1 рДНК плотвы, леща и гибридов первого поколения была построена сеть гаплотипов (Рис. 9), которая убедительно демонстрирует генетическую неоднородность индивидуальных копий 1TS1 у плотвы и леща, а также подтверждает высокий уровень межвидовых отличий. Известные гаплотипы А и В из Англии отличаются между собой лишь делецией одного нуклеотида Копии 1TS1, обнаруженные у волжской плотвы, либо идентичны гаплотипу А (Rr 2), либо, в основном, отличаются от него одной (Rr 1, Rr 3, Rr4 cl-6, IlybFl Rrcl)

семья 1 L семья 2 L семья 3 L семья 4* L

1 2 3 4 5

6 7 8 9 10 11121314 15 1617 18 1920

нуклеотидной заменой. Две замены найдены только в геноме гибрида НуЬР] (Игс2). Заметим, что именно у этого гибрида найдены две наиболее различающиеся копии НуЬР1 Ягс1 и НуЬР1 Ягс2. Более значимая дивергенция между копиями ГГБ1 рДНК характерна для леша. Она основана не только на более значимых расхождениях между гаплотипами А и В, состоящими в присутствии 9 замен/делеций. При сравнении пяти копий ШП, обнаруженных у волжского леща, оказалось, что ни одна из них не имеет полной идентичности с известными гаплотипами А и В.

Рисунок 9. Сеть гаплотипов ITS 1 леща и плотвы из природных популяций Англии (плотва: тип А -AMI 83341, тип В - АМ183342; лещ: тип А - АМ183339, тип В - АМ183340) и Рыбинского водохранилища (Ab 1 - АЬ 3, АЬ4 с 1, Ab4 с2, Rr 1 - Rr 4, Rr4 cl - Rr4 сб), а также гибридов (HybFl Rb, HybFl Ab) из экспериментальных скрещиваний между плотвой и лещом Рыбинского водохранилища. Площади кругов соответствуют числу обнаруженных копий (гаплотипов) ITS1, обозначения копий - как на Рис. 9. Последовательности леща выделены светло-серым цветом, плотвы - темно-серым, а гибридов - штриховкой на светло-сером («лещовый» тип а) и темно-сером («плотвиный» тип Ь) фоне.

У гибрида обе «лещовых» копии (HybFl Ab cl, с2) идентичны одной из родительских копий АЬ4 с2. Другая родительская копия Ab4 cl имеет три замены по сравнению с

гаплотипом А. Очень похожа на нее и последовательность АЫ, полученная при прямом секвенировании тотального амнлификата ГГS1 одного из волжских лещей. И совершенно иной полиморфизм найден у двух других лещей (АЬ2, АЬЗ) из Рыбинского водохранилища. Между собой они отличаются единичной мутацией, тогда как по 4 другим мутациям одинаково отстоят как от гаплотипа А, так и от гаплотипа В, представляя третью, ранее неизвестную линию гаплотипов С. С этой точки зрения копии ITS1 рДНК лещей АЫ, АЬ2, АЬЗ и АЬ4 можно рассматривать как производные линии С.

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ Предлагаемые нами наборы ядерных маркеров демонстрируют различную внутрипородную изменчивость. Так, среди 12 обследованных выборок наиболее высокие оценки RAPD-изменчивости получены для дикого алтайского карпа, ангелинского карпа и в чумышской популяции алтайского карпа (Р = 23.8% - 22.6%, Н ~ 11%). В остальных изученных группах эти значения уменьшаются до 17% - 15%, достигая своего минимального значения 12.8% у одной из линии (ВВ) ропшинского карпа. При использовании МКС максимальные оценки аллелыюго разнообразия обнаружены у сазана (7.14) и алтайского дикого карпа (8.57), а минимальные - у черепетских (4.17 и 4.29) карпов. По сравнению с RAPDs, МКС оказались более информативными для дифференциации пар пород или линий, имеющих общее происхождение, а именно, двух пород ангелинского, двух линий рошшшской л алтайской пород карпа. Несмотря на малый объем исследуемых выборок нами также обнаружено, что в общей бинарной матрице для любой из пород присутствуют несколько породоспецифичных МКС-аллелей, сочетания которых могут служить надежным диагностическим признаком при составления генетического паспорта породы. Очевидно, что с увеличением исследуемых выборок и числа используемых МКС такой принцип позволит получить надежные генотипические паспорта отдельных пород.

Таким образом, независимо от специфики используемых ядерных маркеров дифференциация пород карпа отечественной селекции, за редким исключением,

соответствует истории происхождения этих пород, одни го которых произошли от карпа европейской селекции, а другие содержат значительную примесь амурского сазана. Различия в последовательностях КР свидетельствует о том, что каждая из этих породных групп произошла от европейского С. с. carpió или дальневосточного сазана С. с. haematopíerus. Этот вывод согласуется с распространенной точкой зрения, основанной на генетических и морфо-физиологических данных [Берг, 1949; Balón, 1995; Решетников, 2002; Kolman, 2000]. Сравнение полиморфизма КР у карпов и сазанов из Китая и Европы выявило более высокое разнообразие гаплотипов в китайских популяциях сазана. Учитывая их значительную дивергенцию можно предположить, что некоторые из этих последовательностей являются предковыми, по отношению ко многим современным карпам, разводимым в Евразии.

Еще один из основных результатов данного исследования состоял в выявлении индивидуальной и популяционной неоднородности ITS1 рДНК двух видов - плотвы (ft rutilus) и леща (A. brama). Ранее аналогичное явление зарегистрировано в популяциях плотвы и леща из водоемов Англии. Эта неоднородность заключалась в одновременном присутствие у одной и той же особи или в популяциях одного и того же вида нескольких копий, или гаплотипов, ITS1. При сравнении английских и российских популяций показано, что различия между копиями состояли в наличии небольшого числа единичных инделей/ мутаций и оказались более выраженными у леща, чем у плотвы. В дополнение к двум основным известным типам (копиям) А и В, в геноме волжского леща найдено несколько уникальных, значительно дивергировавших копий ITS 1, что позволяет нам предположить существование на изученном ареале третьей линии С. Кроме того, впервые для анализа последовательностей ITS1 из генома двух видов карповых поставлены индивидуальные межвидовые скрещивания, подтвердившие присутствие в спектрах одного из экспериментальных гибридов наличие родительских копий ITS1.

В другом варианте индивидуальных скрещиваний, при анализе RAPD -вариабельности потомства с помощью 8 случайных праймеров, нам удалось

дифференцировать не только родительские виды (плотву и леща), но впервые идентифицировать гибридов от прямого (лещ х плотва) и обратного (плотва х лещ) скрещиваний.

Для изучения геномной вариабельности кодирующих (coxl и сох2) и некодирующих участков (KP) мтДНК карповых рыб из двух наиболее многочисленных подсемейств карповых - Cyprininae и Leuciscinae - мы впервые попытались реконструировать молекулярно-филогенетические связи между представителями 13 видов карповых рыб, обитающих в реках Волжского бассейна. Показано, что разделение изученных видов соответствует принятому разделению на два подсемейства. Объединение в отдельные группы таксонов более низкого ранга в большинстве случаев зависит от исследуемого участка мтДНК, т.е. связано с особенностями геномных реорганизаций, происходящих в процессе эволюции а структурных генах и регуляторных последовательностях. Например, независимо от изученных мигохондриальных маркеров в отдельные кластеры группировались среди Cyprininae представители родов Cyprinus и Carassius. Среди ельцовых (Leuciscinae) только виды Gobio sp. всегда формировали отдельную группу. Кластеризация в родственные группы среди оставшихся видов ельцовых (роды Abramis, Leuciscus, Rutilus, Alburnus, Scardinius) весьма неоднозначна. Так, например, на основании вариабельности кодирующих последовательностей можно надежно выделить отдельные подкластеры, содержащие пары таких видов, как A. brama + В. bjoerkna, R rutilus + A. ballerus, а также L. idus и L. leuciscus. На основании полиморфизма KP надежная группировка обнаружена только для видов A. brama + В. bjoerkna + A. ballerus. Оставшиеся плотва и два вида ельцов образуют смешашгую группу, в состав которой попадает и группа Alburnus + Scardinius. На аналогичные противоречия в объединении видов из разных триб у ельцовых, характеризующихся множественной парафшшей, указывалось ранее при изучении кодирующих участков полных мт геномов у большого числа карповых [Saitoh et al., 2006].

выводы

1. Показано, что независимо от специфики использованных ядерных маркеров (RAPDs или микросателлиты) дифференциация пород карпа отечественной селекции соответствует истории происхождения этих пород одни да которых произошли от карпа европейской селекции, а другие содержат значительную примесь амурского сазана.

2. Впервые получены последовательности участков митохондриальной ДНК (гены сох! и сох2 и контрольный регион) и на их основе дифференцированы 13 видов карповых рыб из подсемейств Cyprininae и Leuciscinae, обитающих на территории России. Показано, что общее разделение изученных видов соответствует принятому разделению на два подсемейства, а объединение в отдельные группы таксонов более низкого ранга у ельцовых (п/сем. Leuciscinae) в большинстве случаев зависит от исследуемого участка мтДНК.

3. Обнаружена индивидуальная изменчивость копий ITS1 рДНК в геноме плотвы (Rutilus rutilus) и леща (Abramis brama) из российских природных популяций. Она связана с наличием в геноме точковых мутаций н/или единичных инделей, число которых у леща выше, чем у плотвы.

4. Сравнение распределений различных копий 1TS1 рДНК в популяциях леща (Abramis brama) из Англии и России свидетельствует о повышенном генетическом разнообразии и генетической уникальности волжского леща

5. В экспериментальных скрещиваниях между плотвой (Rutilus rutilus) и лещом (Abramis brama) доказано, что последовательности ITS1 рДНК пригодны для идентификации родительских видов и гибридов первого поколения. Кроме того, разработанные RAPD-маркеры позволяют дифференцировать не только родительские виды, но и дифференцировать прямые и реципрокные гибриды первого поколения.

Список работ, опубликованных по теме диссертации.

1. ГГ. Хрисанфова, Р.И. Луданный, Ю.В. Слынько, В. Н. Яковлев, С. К. Семенова. RAPD-фингерпринтинг леща (Abramis brama £.), плотвы (Rutihis rutilus L.) и гибридов первого поколения лещ х плотва и плотва х лещ. Генетика 2004, 40, (10): 1182 -1185.

2. P. II. Луданный, Г. Г. Хрисанфова, В. А. Васильев, В. К. Призенко, А. К. Богерук, А. П. Рысков, С. К. Семенова. Генетическое разнообразие и дифференциация отечественных пород карпа (Cyprinus carpio), выявляемая с помощью RAPD-маркеров. Генетика 2006,42 (8): 928-935.

3. Семенова С. К., Хрисанфова Г. Г., Луданный Р. И., Рысков А. П., Призенко В. К., Богерук А. К. Биологический маркер для определения пород рыб, набор и способы определения породной принадлежности рыб. Патент на изобретение № 2294633, зарегистрирован 10.03.07.

4. В. А.Васильев, Е. К. Филиппова, Р. И. Луданный, В. К. Призенко, А. К. Богерук, Г. Г. Хрисанфова. RAPD фингерпринтинг и генетическая паспортизация Амурского сазана и отечественных пород карпа (Cyprinus carpio). Сборник трудов конференции ВОГиС «Генетика в XXI веке: современное состояние и перспективы развития», Москва, 6-12 июня 2004 г., с. 196.

5. Г. Г. Хрисанфова, V. И. Лудяиный, В. А. Васильев, Е. К.Филиппова, В. К. Призенко, С. К. Семенова. Генетическая паспортизация сазана и отечественных пород карпа (Cyprinus carpio). Материалы международной конференции «Сохранение генетических ресурсов» Санкт-Петербург, 19-22 октября 2004г., Цитология, 46 (10):87б.

6. Луданный Р. И. Геномное типирование карпа (Cyprinus carpio) и проблема эволюции карповых рыб. Сборник тезисов 9-ой международной путинской школы-конференции молодых ученых «Биология - наука XXI века», Пущино 2005, с. 156

7. А. К. Boguerouk, S. К. Semyenova, О. G. Chrisanfova, R. I. Ludanny, V. А. Vasilyev, Е. К. Filipova, V. К. Prizenko and А. P. Ryskov. Gcnetic variability and pasportization of wild carp and Russian common carp breeds Cyprinus carpio. Book of Abstracts, International Conference "World Aquaculture 2005", Bali, Indonezia, May 9-13,2005, p.87.

8. Semyenova S.K., Ludanny R.I., Chrisanfova G.G., Slynko Y. V., Yakovlev V.N., Ryskov A.P. Genome variability of common bream (Abramis brama), roach (Rutilus rutilus) and their F1 hybrids. Symposium on Hybridization in Animals - Extent, Processes and Evolutionary impact. Johann Wolfgang Goethe University, Frankfurt- an -Main, Germany, 2005, October 12-15, p.38.

9. Луданный Р.И., Хрисанфова Г.Г., Столбунова B.B., Слынько Ю.В., Рысков А.П. , Семенова С.К. Митогеномика пресноводных рыб семейства карповых (Cyprinidae). Рабочее совещание «Штрих-кодирование видов рыб в Росии на основе ДНК. Интеграция в глобальную программу Fish-BOL». ИБМ РАН, Владивосток, Россия. 12-15 июня 2007, с.5.

10. Ludanny R., Chrisanfova G., Stolbunova V., Slynko Y., Semyenova S. Comparative mitogenomic study of some Cyprinidae species (common carp, bream and roach). Book of Abstracts, European Congress of Ichtiology - ECIXII, Cavtat, Dubrovnik, Croatia. 9-13 September 2007, p. 37.

11. Луданный P. И., Торгунакова О. А., Хрисанфова Г. Г., Егорова Т. А., Семенова С. К. Молекулярная филогения карповых рыб на основе кодирующего и некодирующего участков митохондриалыюго генома. Сборник тезисов 12-ой Международной путинской школы -конференции молодых ученых «Биология - наука XXI века», Пущино 2008, с.59.

Подписано в печать 20.11.2008 г.

Печать трафаретная

Заказ № 1276 Тираж: 100 экз.

Типография «11-й ФОРМАТ» ИНН 7726330900 115230, Москва, Варшавское ш., 36 (499) 788-78-56 www.autoTeferat.ru

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Луданный, Руслан Игоревич

Введение

Список сокращений

I Литературный обзор

1.1. Особенности биологии и систематики карповых рыб (сем. Cyprinidaej

1.2. Происхождение и распространение домашнего карпа

1.3. Генетика и аквакультура домашнего карпа

1.4. Использование ДНК- маркеров для изучения карповых рыб

1.4.1. Микросателлиты

1.4.2. RAPD - маркеры и внутривидовая изменчивость карповых рыб

1.4.3. Структура митохондриального генома рыб и мтДНК-маркеры

1.5. Молекулярная филогения и происхождение карповых рыб

1.6. Полиморфизм рДНК и межвидовая гибридизация карповых рыб

II Методы и материалы

11.1. Материалы

11.2. Методы 46 II.2.1. Выделение ДНК

11.2.3 Полимеразная цепная реакция

11.2.4 Элюция и секвенирование

II. 2.5 Клонирование 49 И.2.2 Статистическая обработка результатов

III Результаты

III. 1. Вариабельность ядерного и митохондриального генома карпа и сазана

Cyprinus carpio L.)

III. 1.1. RAPD - изменчивость карпа и сазана

III. 1.2. Полиморфизм микросателлитных локусов карпа и сазана

III. 1.3. Полиморфизм контрольного региона (КР) мт ДНК карпа и сазана

III. 1.4. Полиморфизм генов сох 1, сох2 мт ДНК карпа и сазана

III.2. Вариабельность отдельных участков митохондриального генома и молекулярная филогения рыб семейства карповых {Cyprinidae).

III.2.1. Полиморфизм генов сох], сох2 и филогения рыб семейства карповых

III.2.2. Полиморфизм KP и филогения рыб семейства карповых (Cyprinidae.)

III.3. Геномная вариабельность плотвы (Rutilus rutilus), леща (Abramis brama), межвидовых гибридов первого поколения (F1) лещ х плотва и плотва х лещ.

111.3.1. RAPD - изменчивость в популяциях плотвы и леща

111.3.2. Полиморфизм ITS1 рДНК у плотвы и леща из природных популяций

111.3.3. Полиморфизм ядерной ДНК в экспериментальных популяций плотвы, 80 леща и -гибридов плотва х лещ, лещ х плотва

111.3.3.1. Полиморфизм RAPD - маркеров в экспериментальных популяций 80 плотвы, леща и гибридов плотва х лещ, лещ х плотва.

111.3.3.2. Полиморфизм ITS 1 рДНК в экспериментальных популяциях плотвы, 84 леща и гибридов плотва х лещ, лещ х плотва

IV Обсуждение результатов

IV. 1. Дифференциация отечественных пород карпа и сазана

IV.2. Полиморфизм ядерных маркеров в популяциях плотвы и леща и идентификация экспериментально полученных межвидовых гибридов между плотвой и лещом

IV.3. Молекулярная филогения карповых рыб, принадлежащих к подсемействам Cyprininae и Leuciscinae, и гипотеза «молекулярных часов»

Выводы

Благодарности

Введение Диссертация по биологии, на тему "Генетическая идентификация и дифференциация представителей семейства карповых (Cyprinidae)"

Изучение структурной организации и вариабельности генома организмов различного таксономического ранга составляет одну из основных задач современной молекулярной генетики. Вопросы генетической изменчивости животных - объектов сельскохозяйственной деятельности человека - представляют особый интерес в связи с их не только фундаментальной, но и практической значимостью.

Карповые (Cyprinidae) представляют одну из наиболее важных и многочисленных промысловых групп пресноводных рыб. Они содержат более 2000 видов, принадлежащих к 210 родам, распространенных повсеместно, за исключением вод Антарктики и Южной Америки [http://www.fishbase.org/]. Наиболее популярным и излюбленным объектом прудового рыбоводства во многих странах мира является сазан Cyprinus carpio (подсемейство Cyprininae) и множество его одомашненных форм, часто называемых домашним карпом. В современной мировой аквакультуре домашний карп представлен большим числом пород, отводков и форм, различающихся по размеру, весу, окраске и чешуйчатому покрову. В течение последних десяти-пятнадцати лет интенсивно изучается генетическое и геномное разнообразие пород карпа зарубежной селекции с целью картирования генов продуктивности и устойчивости к различным заболеваниям, изменениям окружающей среды, а также для создания новых высокопродуктивных пород и линий [Orban and Wu, 2008]. С этой точки зрения молекулярно-генетическая изменчивость более двух десятков отечественных пород и линий карпа остается до сих пор неизученной.

Молекулярные маркеры могут служить эффективным инструментом при решении фундаментальных проблем, связанных с выяснением эволюционных механизмов возникновения геномной вариабельности. В этом отношении геном карповых рыб, как одной из наиболее молодых, относительно недавно возникших групп костистых рыб, представляет несомненный интерес. Однако до настоящего времени ведутся дискуссии относительно центров происхождения, путей расселения и доместикации дикого предка современного карпа [Berg, 1964; Balon, 1995; Kirpichnikov, 1999], а также относительно микро- и макроэволюционных процессов, приводящих к возникновению геномного и таксономического разнообразия у представителей всего семейства [Saitoh, 2006; Orban and Wu, 2008]. Следует отметить, что в этих исследованиях остается совершенно неохваченным российская часть современного ареала карповых. Кроме того, рыбы из этого семейства являются рекордсменами по числу случаев естественной межвидовой (межродовой) гибридизации [Schwartz, 1981]. Показано, что виды, вступающие в гибридизацию, принадлежат к нескольким древним филогенетическим линиям, к разным, исходно симпатричным родам и трибам (например, Leuciscini, Abramidini, Chondrostomini) [Богуцкая, 1997]. Среди наиболее массовых промысловых видов этого семейства - плотвы {Rutilus rutilus) и леща (Abramis brama) - численность межвидовых гибридов в отдельных популяциях может достигать 90% [Fahy et al., 1988]. Известно, что у гибридов диагностические морфологические признаки отцовского и материнского видов, как правило, выражены в равной степени. Реципрокные варианты гибридов F1 характеризуются значительной перекрывающейся морфологической изменчивостью, а диагностические аллозимные признаки представлены неразличимыми между собой гетерозиготами. Все это затрудняет изучение последствий межвидовой (межродовой) гибридизации и идентификацию в природных популяциях гибридных генотипов с использованием традиционных морфологических и генетико-биохимических признаков.

Целью настоящей работы является изучение геномной вариабельности и эволюционной изменчивости отдельных митохондриальных и ядерных локусов у ряда представителей карповых рыб из двух наиболее многочисленных подсемейств (Cyprininae и Leuciscinae), распространенных на территории России.

В работе были поставлены следующие задачи:

1. С помощью геномных маркеров различного типа оценить внутри- и межпородную изменчивость сазана и домашнего карпа (Cyprinus carpio) и разработать систему генотипирования, пригодную для паспортизации пород карпа отечественного разведения.

2. По данным секвенирования кодирующих (coxl, сох 2) и некодирующих (контрольный регион, КР) участков митохондриального генома оценить уровень внутри- и межвидовой изменчивости, а также дифференцировать виды карповых, принадлежащих к двум подсемействам Cyprininae и Leuciscinae.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

DEAE - ионообменная нитроцеллюлозная мембрана с диэтиламиновой функциональной группой. dNTP (deoxyribonucleotide triphosphate) — дезоксинуклеотидтрифосфат.

LINE (Long Interspersed Repeats) - длинные диспергированные повторы.

LTR (Long Terminal Repeats) - длинные концевые повторы.

PCR (Polymerase Chain Reaction) - Полимеразная Цепная Реакция (ПЦР).

SDS (Sodium Dodecyl Sulfate) - додецил сульфат натрия.

SINE (Short Interspersed Repeats) - короткие диспергированные повторы.

VNTR (Variable Number of Tandem Repeats) - вариабельные тандемные повторы.

ПААГ - полиакриламидный гель.

ТВЕ-буфер - трис-ЭДТА-боратный буфер (ТБЭ-буфер). ТЕМЕД - ^^№,№-тетраметилэтилендиамин.

ЭДТА (EDTA) - Динатриевая соль этиледиаминтетрауксусной кислоты.

МКС - микросателлит. мт ДНК - митохондриальная ДНК.

КР - контрольный регион (некодирующий участок митохохондриальной ДНК), сох - цитохромоксидаза. cyt b - цитохромоксидаза В.

I. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР.

Заключение Диссертация по теме "Молекулярная генетика", Луданный, Руслан Игоревич

выводы

1. Показано, что независимо от специфики использованных ядерных маркеров (RAPDs или микросателлиты) дифференциация пород карпа отечественной селекции соответствует истории происхождения этих пород, одни из которых произошли от карпа европейской селекции, а другие содержат значительную примесь амурского сазана.

2. Впервые получены последовательности участков митохондриальной ДНК (гены coxl и сох2 и контрольный регион) и на их основе дифференцированы 13 видов карповых рыб из подсемейств Cyprininae и Leuciscinae, обитающих на территории России. Показано, что общее разделение изученных видов соответствует принятому разделению на два подсемейства, а объединение в отдельные группы таксонов более низкого ранга у ельцовых (п/сем. Leuciscinae) в большинстве случаев зависит от исследуемого участка мтДНК.

3. Обнаружена индивидуальная изменчивость копий ITS1 рДНК в геноме плотвы (Rutilus rutilus) и леща (Abramis brama) из российских природных популяций. Она связана с наличием в геноме точковых мутаций и/или единичных инделей, число которых у леща выше, чем у плотвы.

4. Сравнение распределений различных копий ITS1 рДНК в популяциях леща (Abramis brama) из Англии и России свидетельствует о повышенном генетическом разнообразии и генетической уникальности волжского леща.

БЛАГОДАРНОСТИ

Я выражаю искреннюю благодарность руководителю лаборатории организации генома, Рыскову Алексею Петровичу, а также своему руководителю, Семеновой Серафиме Константиновне за повседневное руководство, участие в обсуждении экспериментов и всестороннюю поддержку.

Благодарю всех сотрудников лаборатории организации генома ИБГ РАН, и особенно Хрисанфову Галину Григорьевну и Васильева Василия Александровича за помощь в проведении и обсуждении экспериментов и ценные замечания.

Хочу выразить признательность сотрудникам лаборатории эволюционной экологии ИБВВ РАН Слынько Ю. В. и Сто лбу новой В. В., сотруднику Мордовского Государственного Университета Ручину А. Б. , а также руководителям ООО «Акватехнопарк» Призенко В. К. и Богеруку А. К. за предоставление биологических образцов.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Луданный, Руслан Игоревич, Москва

1. Берг JI.C. 1949. Рыбы пресных вод СССР и сопредельных стран. 4.2. M.-JL: Изд-во АН СССР, Стр. 467-925.

2. Богуцкая Н.Г., Насека A.M. 2004. Каталог бесчелюстных рыб пресноводных и солоноватых вод России с номенклатурными и таксономическими комментариями. М.: Изд. Товарищество научных изданий МКМ, 389 С.

3. Богуцкая Н.Г. 1997. Ельцовые рыбы (Leuciscinae, Cyprinidae) мировой фауны: систематика, филогения и зоогеография. Тез. докл. I Конгр. Ихтиол. России, Астрахань, 12.

4. Васильев В. П., Воробьева Э. И. 1981. Эволюционные аспекты естественной гибридизации рыб. В: Separat iz "Godisnjaka Bioloskog Instituta Univerziteta u Sarajevu", 34: 171-194.

5. Голод В. M., Никапдров В. Я. 2001. Ропшинский карп. В: Выведение новых пород рыб (Ред. Голод В. М.). С-П.: Изд. Российская Национальная Библиотека 6-23 с.

6. Иванова 3. А., Морузи И. В., Пищенко Е. В. 2002. Алтайский зеркальный карп новая высокопродуктивная порода прудовых рыб. Новосибирск: Изд. Новосибирский Гос. Аграр. Ун-т., 204 С.

7. Илясов Ю. И. 2004. Карп ангелинский чешуйчатый и ангелинской зеркальной пород. В: Породы карпа (Cyprinus carpio L.). Серия: Породы и одомашненные формы рыб (Ред Богерук А. К.). М.: Изд. ФГНУ «Росинформагротех», 258-290 с.

8. Каталог пород, кроссов и одомашненных форм рыб России и СНГ (сост. А. К. Богерук и др.). М.: Изд. ФГУП «Агропрогресс», 2001, 206 с.

9. Кирпичников B.C. 1958. Гетерогенность популяций дикого карпа и гибридов между домашним и диким карпом. Докл. АН СССР 122 (4): 716-719.

10. Кирпичников B.C. 1967. Гомологичная наследственная изменчивость и эволюция амурского карпа (Cyprinus carpio). Генетика. 2: 34-37.

11. Кирпичников B.C. 1972. Биохимический полиморфизм и проблема так называемой недарвиновской эволюции. Успехи соврем, биологии. 74 (2): 231-246.

12. Кузнецов Б. А. 1994. Определитель позвоночной фауны России. М.: Изд. Просвещение, 190 с.

13. Лебедев Д.В. I960.-Пресноводная четвертичная ихтиофауна европейской части СССР. М.: Изд-во МГУ, 401 с.

14. Никольский Г.В. 1956. Рыбы бассейна Амура. М.: Изд-во АН СССР, 226 с.

15. Николюкин Н. И. Отдаленная гибридизация осетровых и костистых рыб. 1972. М.: Пищевая промышленность, 335 с.

16. Оно С. Генетические механизмы прогрессивной эволюции. 1973. М.: Изд. Мир, 227 с.

17. Паавер Т. Биохимическая генетика карпа Cyprinus carpio L. 1983. Таллин: Валгус, 122 с.

18. Породы карпа (Cyprinus carpio L.). Серия: Породы и одомашненные формы рыб. 2004. М.: Изд. ФГНУ «Росинтерформагротех», 400 с.

19. Привезенцев Ю. А., Власов В. А. 2004. Карп ставропольской породы. В: Породы карпа (iCyprinus carpio L.). Серия: Породы и одомашненные формы рыб (Ред Богерук А. К.). М.: Изд. ФГНУ «Росинформагротех», 291-322 с.

20. Решетников Ю.С. 2002. Атлас пресноводных рыб России. Т. 1. М.: Наука, 379 с.

21. Слуцкий Е. С. 2004. Карп ропшинской породы. В: Породы карпа (Cyprinus carpio L.). Серия: Породы и одомашненные формы рыб (Ред Богерук А. К.). М.: Изд. ФГНУ «Росинформагротех», 12-189 с.

22. Трувеллер К. А., Масленикова Н. А., Московкин JL И., Романова Н. И. 1973(6). Изменчивость электрофоретической картины миогенов у карпа и сазана (Cyprinus carpio L.). В: Биохимическая генетика рыб. JL: 113-119.

23. Хемлебен В., Беридзе Т. Г., Бахман JL, Коварик Я., Торрес Р. 2003. Сателлитные ДНК. Усп. биол. химии 43: 267-306.

24. Шарт JI. А., Илясов Ю. И. 1979. О типах трансферринов и эстераз у производителей карпа (Cyprinus carpio L.), селекционируемых на устойчивость к краснухе. В кн.: Биохимическая и популяционная генетика рыб. Л.: 147-151.

25. Яковлев В. Н. 1964. История формирования фаунистических комплексов пресноводных рыб. Вопр. ихтиол. 4 (1): 10-22.

26. Яковлев В. Н., Слынько Ю. В., Гречанов И. Г., Крысанов Е. Ю. 2000. Проблема отдаленной гибридизации у рыб. Вопр. ихтиол. 40: 312-326.

27. Aliah R. S., Takagi М., Teoh С. Т., Taniguchi N. 1999. Isolation and inheritance of microsatellite markers in the common carp Cyprinus caroio. Fish Sci. 65: 235-239.

28. Allendorf F. W., Leary R. F., Spruell P., and Wenburg J. K. 2001. The problems with hybrids: setting conservation guidelines. Trends. Ecol. Evol. 16: 613-622.

29. Anderson S., Bruijn M. H., Coulson A. R., Eperon I. C., Sanger F., Young I. G. 1982. Complete sequence of bovine mitochondrial DNA: conserved features of the mammalian mitochondrial genome. J. Mol. Biol. 156: 683-717.

30. Arai, R. 1982. A chromosome study on two cyprinid fishes^icrossocheilus labiatus and Pseudorasbora pumila pumila, with notes on Eurasian cyprinids and their karyotypes. Bull. Natl. As. Mus., 8: 131-152.

31. Arnason E., Rand D. M. 1992. Heteroplasmy of short tandem repeats in mitohondrial DNA of Atlantic cod Gadus morhua. Genetics 132: 211-220.

32. Arnold M. L., Hodges S. A. 1995. Are natural hybrids fit or unfit relative to their parents? Trends in Ecology and Evolution 10: 67-71.

33. Avise J. C. Phylogeography: the History and Formation of Species. 2000. Harvard University Press, Cambridge, MA, USA. P. 447.

34. Avise, J. C., Walker D., Johns G. C. 1998. Phylogeography: speciation durations and Pleistocene effects on vertebrate. Proc. R. Soc. Lond. (B) 265:1707-1712.

35. Bagley M. J., Anderson S. L., May B. 2001. Choice of methodology for assessing genetic impact of enviromental stressors: polymorphysm and reproducibility of RAPD and AFLP fingerprints. Exotoxicology 10:239-244.

36. Baldi P., Basnee P-F. 2000. Sequence analysis by additive scale: DNA structure for sequences and repeats of all lengths. Bioinformatics 16: 865-889.

37. Balon E.K. 1995. Origin and domestication of the wild carp, Cyprinus carpio — from Roman gourmets to the swimming flowers. Aquaculture 129: 3-48.

38. Barman H. K., Barat A., Yadav B. Banerjee S., Meher P. K., Reddy P. V. G. K., Jana R. K. 2003. Genetic variation between four species of Indian major carps as revalved by random amplified polymorphic DNA assay. Aquaculture 217: 115-213.

39. Banarescu P. 1989. Zoogeography and history of the freshwater fish fauna of Europe. Freshw. Fish. Europe 1: 88-107.

40. Bartfay R, Egedi S., Yue G. Kovacs В., Urbanyi В., Tamas G., Horvath L., Orban L. 2003. Genetic analysis of twoo common carp broodstocks by RAPD and microsatellite markers. Aquaculture 219: 157-167.

41. Bentzen P., Leggett W. C., Brown G. G. 1988. Length and restriction site heteroplasmy in the mitochondrial DNA of American shad (.Alosa sapidissima). Genetics 118: 509-518.

42. Bercsenyi M., Magyary I., Urmanyi В., Oban L., Horvath L. 1998. Hatching out goldfish from common carp eggs: interspecific androgenesis between two cyprinid species. Genome 41: 573-579.

43. Bermingham Е., Lamb Т., Avise J. 1986. Size polymorphism and heteroplasmy in the mitohondrial DNA of lower vertebrates. J. Hered. 77: 249-252.

44. Berra Т. M. 2001. Freshwater Fish Distribution. NY: Academic Press, 128 p.

45. Bibb M. H., van Eften R.A., Wright W. M., Clayton D. A. 1981. Sequence and gene organization of mouse mitohondrial DNA. Cell 26: 167-180.

46. Billington N., Hebert P. D. N. 1991. Mitohondrial DNA diversity in fishes and its implications and introduction. Genetics 48: 80-94.

47. Briolay J., Galtier N., Brito R. M., Bouvet Y. 1998. Molecular phylogeny of Cyprinidae inferred from cytochrome b DNA sequences. Mol. Phylogenet. Evol. 9: 100-108.

48. Brito R. M., Briolay J., Gaiter N., Bouvet Y., Coelho M. M. 1997. Phylogenetic relationships within genus Leuciscus (Pisces, Cyprinidae) in Portuguese fresh water based on mitohondrial DNA cytohrome и sequences. Mol. Phyl. Evol. 8 (3): 435-442.

49. Broughton R. E., Milam J. E., Roe B. A. 2001. The complete sequence of zebrafish (Danio rerio) mitohondrial genome and evolution patterns in vertebrate mitohondrial DNA. Genome Res. 11: 1958-1967.

50. Brown G. G., Gadaleta G., Pepe G., Saccone C., Sbisa E. 1986. Structural conservation and variation in the D-loop-containing region of vertebrate mitochondrial DNA. J. Mol. Biol. 192: SOS-SSI.

51. Brown J. R., Beckenbach А. Т., Smith M. J. 1992. Mitohondrial DNA length variatian and heteroplasmy in population of white sturgeon (Acipenser transmontanus). Genetics 132: 221-228.

52. Buroker N., Brown J., Gilbert Т., O'Hara P., Beckenbach A., Thomas W., Smith M. 1990. Length heteroplasmy of sturgeon mitochondrial DNA: an illegitimate elongation model. Genetics 124(1): 157-63.

53. Buroker A. L., Cook D., Bentzen P., Wright J. M., Doyle R. W. 1994. Organization of microsatellite differs between mammals and cold-water teleost fishes. Can. J Fish. Aq. Sci. 51: 1959-1966.

54. Buth G. D., Dowling Т. E., Gold J. R. 1991. Molecular and cytological investigations. In: Cyprinid fishes: Systematics, biology and explotation (Ed. Winfield I. J. and Nelson J.S.) Chapmann and Hall, London (UK), P. 83-126.

55. Caligo M. A., Ghimenti C., Sensi E., Piras A., Rainaldi G. 1999. Microsatellite instability is co-selectable with gene amplification in a mammalian mutator phenotypes. Anticancer Research 19: 1271-1275.

56. Callejas C., Ochando M. D. 2000. The recent radiation of Iberian barbel fish (Teleostei, Cyprinidae) inferred from cytochrome b genes. J Heredity 91: 283-288.

57. Cantatore P., Roberti M., Pesole G., Ludovico A., Milella F., Gadaleta M. N., Saccone C. 1994. Evolutionary analysis of cytochrome b sequences in some perciformes: evidence for a slower rate of evolution than in mammals. J. Mol. Evol. 6: 589-597.

58. Castellanos C., Barragan, C., Rodriguez, M. C. 1996. Detection of four porcine Y-specific markers by RAPD. Anim. Genet. 27: 433-434.

59. Cavender Т. M. 1991. The fossil record of the Cyprinidae. In: Cyprinid fishes: Systematics, biology and exploitation. Chapman & Hall, London. P.34—54.

60. Cavender Т. M., Coburn M. 1992. Phylogenetic relationships of North American Cyprinidae. In: Systematics, historical ecology, and North American freshwater fishes. Stanford University Press, Stanford, CA P.293-327.

61. Cecconi F., Giorgy M., Mariottini P. 1995. Unique features in the mitohodrial B-loop region of the European sea bass Dicentrarchus labrax. Gene 160: 149-155.

62. Chang Y. S., Huang F. L., Lo Т. B. 1994. The complete nucleotide sequence and gene organization of carp (Cyprinus carpio) mitohondrial genome. J. Mol. Evol. 38: 138-155.

63. Chapman B.A., Bowers J.E., Schulze S.R., Paterson A.H. 2004. A comparative phylogenetic approach for dating whole genome duplication events. Bioinformatics 20:180-185.

64. Chen M., Yang X., Yu X., Chen H., Chen H., Liu P. 2004. Chromosome ploidy manipulation of allotetraploids and their fertility in Japanese phytophagous crucian carp (JPCC) (female) X red crucian carp (RCC) (male). Acta Hydrobiol. Sin. 21:197-206.

65. Chen X. L., Yue P. Q., Lin R. D. 1984. Major groups within the family Cyprinidae and their phylogenetic relationships. Acta Zootaxon Sin. 9: 424-440.

66. Chiba Т., Kurihama N., Kenichi Y.1966. Culture of common carp. Green Book House Publisher, Tokyo, Japan, p. 1-222.

67. Chistiakov D. A., Hellemans В., Volckaert F. A. M. 2006. Microsatellites and their genomic distribution, evolution, function and applications: A review with special reference to fish genetics. Aquaculture. 225: 1-29.

68. Clayton D. A. 1982. Replication of animal mitohondrial DNA. Cell 28: 693-705.

69. Clayton D. A. 1991. Replication and transcription of vertebrate mitochondrial DNA. Annu. Rev. Cell. Dev. Biol. 7: 453-478.

70. Clement M., Posada D., Crandall K. 2000. TCS: a computer program to estimate gene genealogies. Mol. Ecol. 9: 1657-1660.

71. Coelho M. M., Brito R. M., Pacheco Т. R., Figueiredo D., Pires A. M. 1995. Genetic variation and divergence of Leuciscus pyrenaicus and L. carolitertii (Pisces: Cyprinidae). J. Fish Biol. 47: 243-258.

72. Corley-Smith G. E., Su H. Т., Wang-Buhler J. L., Tseng H. P., Ни С. H., Hoang Т., Chung W. G., Buhler D. R. 2006. CYP3C1, the first member of a new cytochrome P450 subfamily found in zebrafish (Danio rerio). Bioch. Bioph. Res. Commun. 340:1039-1046.

73. Crooijmans R. P. M. A., Bierbooms V. A. F., Komen J., Van der Poel J. J., Groenen M. A. M. 1997. Microsatellite markers in common carp (Cyprinus carpio L.). Anim. Genetics 28: 129-134.

74. David L., Blum S., Feldman M. W., Lavu U., Hikker J. 2003. Recent duplication of the common carp as revalved by analyses of microsatellite loci. Mol. Biol. Evol. 20 (9): 1425-1434.

75. David L., Rajasekaran P., Fang J., Hilley J., Lavi U. 2001. Polymorphism in ornamental and common carp strains (Cyprinus carpio L.) as revealed by RFLP analysis and a new set of microsatellite markers. Mol. Gen. Genet. 266: 353-362.

76. Davidson W. S., Barlett S. E., Birt T. P., Green J. M. 1998. Organyzation of the mitohondrial genome from Atlantic salmon (Salmo salar). Genome 32: 340-342.

77. Desvignes J. F., Laroche J., Durand J. D., Bouvet Y. 2001. Genetic variability in realred stocks of common carp (Cyprinus carpio L.) based on allozymes and microsatellites. Aquaculture 194: 291-301.

78. Dieringer D., Schlotterer C. Microsatellite analyser (MSA): a platform independent analysis tool for large microsatellite data sets. 2003. Mol. Ecol. Notes 3: 167-169.

79. Doadrio I. 1988. Delimitation of areas in the Iberian Peninsula on the basis of the freshwater fishes. Bonn. Zool. 39: 113-128.

80. Dong S., Taniguichi N. 1996. Clonal nature of offspring of ginbuna, Carassius landsdorfii by RAPD-PCR and isozyme pattern. Nippon Suisan Gakkaishi 62: 891-896.

81. Dong Z., Zhou E. 1998. Application of the random amplified polymorphic DNA technique in a stady of heterosis in common carp, Cyprinus carpio L. Aquacult. Res. 29: 595-600.

82. Dover G. A. 1986. Molecular drive in multigene families: how biological novelties arise, spread and are assimilated. Trends Genet. 2:159-165.

83. Durand J. D., Tsigenopoulos C. S., Unlu E., Berebi P. 2002. Phylogeny and bibliography of the family Cyprinidae in the Midlle East inferred from cytochrome b DNA. Evolutionary significance of this region. Mol. Phyl. Evol. 22: 91-100.

84. Eisen J. A. 1999. Mechanistic basis for microsatellite instability. In: Microsatellites: Evolution and Applications (eds. Goldstein D. B, Schlotterer C.). Oxford University Press, Oxford, 34-48 pp.

85. Elder J. F., Schlosser I. J. 1995. Extreme clonal uniformity of Phoxinus eos/Neogaeus gynogens (Pisces; Cyprinidae) among variable habitats in Northern Minnesota beaver ponds. Proc. Nat. Acad. Sc., USA 92: 5001-5005.

86. Ellegren H. 2004. Microsatellites: simple sequences with complex evolution. Nat. Rev. Genet. 5: 435-445.

87. Estoup A., Solignac M., Harry M., Cornuet J-M. 1993. Characterization of (GT)n and (CT)n microsatellites in two insect species: Apis mellifera and Bombus lerrestris. Nucl. Acid. Res. 21 (6): 1427-1431.

88. Excoffier L., Smouse P. E., Quattro J. M. 1992. Analysis of molecular variance inferred from metric distances among DNA haplotypes: application to human mitochondrial DNA restriction data. Genetics 86: 991-1000.

89. Faber J. E., Stepien С .A. 1998. Tandemly repeated sequences in the mitochondrial control region and phylogeography of the pike-perches Stizostedion. Mol. Phylogenet. Evol. 10 (3): 310322.

90. Fahy E. 1988. Interactions of roach and bream in an Irish reservoir. Archiv Hydrobiol. 114: 291-309.

91. Fauron C., Wolstenholme D. 1976. Structural heterogeneity of mitochondrial DNA molecules within the genus Drosophila. Proc. Natl Acad. Sci. 73 (10): 3623-3627.

92. Ferreira D., Malard F., Dole-Olivier M. J., Gibert J.2007. Obligate groundwater fauna of France: diversity patterns and conservation implications. Biodiv. Conserv. 16: 567-596.

93. Foran D. R., Hixson J. E., Brown W. M. 1988. Comparison of ape and human sequences that regulate mitochondrial DNA transcription and D-loop synthesis. Nucl. Acid Res. 16: 5841-5861.

94. Frankham R., Balou J.D., Briscoe D.A. 2002. Introducrion on conservation genetics. Cambridge Univer. Press. 2002. 224 P.

95. Froese R., Pauli D. 2007. FishBase. World Wide Web electronic publication. Ver. -06/2007. /www.fishbase.org/.

96. Froufe E., Magyary I., Lehoczky I., Weiss S. 2002. MtDNA sequence data supports an Asian ancestry and single introduction of common carp into the Danube basin. J. Fish. Biol. 61: 301-304.

97. Fujiwara M., Inafuku J., Takeda A., Watanabe A., Fujiwara A., Kohno S. I., Kubota S. 2008. Molecular organization of 5S rDNA in bitterlings (Cyprinidae).Genetica 23 (Online).

98. Garcia de Leon F. J., Dallas D. J., Chatain В., Canonne M., Versini J. J., Bonhomme F. 1995. Development and use of microsatellite markers in seabass Dicentrarchus labrax (Linnaeus, 1758) (Perciformis: Serranidae). Mol. Mar. Biol. Biotech. 4: 62-68.

99. Gilles A., Lecointra G., Miquelis A., Loerstretcer M., Chappaz R., Brun G. 2001. Combination applied to phylogeny of European cyprinids using the mitohondrial control region. Mol. Phyl. Evol. 19: 22-33.

100. Gilles A., Lecointre G., Faure E., Chappaz R., Brun G. 1998. Mitohondrial phylogeny of the European Cyprininds: Implications for their systematics, reticulate evolution, and colonization time. Mol.Phyl. Evol. 10:132-143.

101. Goff D. J., Galvin K., Katz H„ Westerfield M., Lander E. S„ Tabin C. J. 1992. Indefication of polymorphic simple sequence repeats in the genome zebrafish. Genomics 14: 200-202.

102. Goldstein D. В., Ruiz-Linares A., Cavalli-Sforza L. L., Feldman M. W. 1995. Genetic absolute dating based on microsatellites and the origin of modern humans. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 92: 6723-6727.

103. Goldstein D. В., Linares A. R., Cavalli-Sforza L. L., Feldman M. W. 1994. An evaluation of genetic distances for use with microsatellite loci. Genetics 139: 463-471.

104. Gomelsky B. 2003. Chromosome set munipulation and sex control in common carp. Aquat. Liv. Res. 16:408-415.

105. Gross R., Kohlmann K., Kersten P. 2002. PCR-RFLP analysis of the mitohodrial ND-3/4 and ND-5/6 gene polymorphism in the European and East-Asian subspecies of common carp {Cyprinus carpio L.). Aquaculture 204: 507-516.

106. Gunter A. 1968. Catalogue of the fishes in the British Museum. Trustees of the British Museum, London, UK. V. 7: 1-299.

107. Gyllespie J. 1988. More on the overdispersed molecular clock. Genetics, 118 (2): 385.

108. Hadrys H., Balick M., Schierwater B. 1992. Applications of random amplified polymorphic DNA (RAPD) in molecular ecology. Mol. Ecology 1: 55-63.

109. Hanfling В., Brandl R. 2000. Phylogenetics of European cyprinids: insights from allozymes. J Fish Biol. 57: 265-276.

110. Hayshi J., Tagashara Y., Yoshida M.C. 1985. Abscene of extensive recombination between inter- and intraspecies mitohondrial DNA in mammalian cells. Exp. Cell Res. 160: 387-395.

111. He S., Liu H., Kuwahara M., Nakajima Т., Zhong Y. 2004. Molecular phylogenetic relationships of Eastern asian Cyprinidae (Pisces: Cypriniformes) inferred from cytochrome b sequences. Sc. China (Ser. C) Life Sciences 47 (2): 130-138.

112. Hillis D. M. 1998. Taxonomic sampling, phylogenetic accuracy, and investigator bias. Syst. Biol. 47: 3-8.

113. Hirschfeld В. M., Dhar A. K., Rask K., Alcivar-Warren A. 1999. Genetic diversity in the eastern oyster (Crassostrea virginica) from Massachusetts using the RAPD technique. J Shellfish Res 18:121-125.

114. Ho S. Y. W., Phillips M. J., Cooper A., Drummond A. J. 2005. Time dependency of molecular rate estimates and systematic overestimation of recent divergence times. Mol. Biol. Evol. 22: 1561-1568.

115. Horvath L., Orban L. 1995. Genome ang gene munipulation in the common carp. Aquaculture 129: 157-181.

116. Hosaka, K., Hanneman R. E. 1994. Random amplified polymorphic DNA markers detected in a segregating hybrid population of Solanum chacoense X S. phureja. Jpn. J. Genet. 69: 53-66.

117. Howell E. C., Newbury H. J., Swennen R. L., Wither, L. A., Ford-Lloyd, В V.1994. The use of RAPD for identifying and classifying Musa germplasm. Genome 37: 328-332.

118. Howes G. J. 1991. Systematis and biogeography: an overview. In: Cyprinid Fishes: systematic, biology and exploitation. Chapman & Hakk, London P. 1-33.

119. Huang P. C., Tzeng C. S., Shen S. C. Mitochondrial DNA identity of Crossostoma (Homalopteridae, Pisces) from two river systems of the same geographical origin. 1990. Bui. Inst. Zool. Acad. Sinica 29(1): 11-19.

120. Hulata G. 1995. A review of genetic improvement of the common carp (Cyprinus carpio L.) and otheir cyprinids by crossbreeding, hybridisation and selection. Aquaculture 129:143-155.

121. Hulata G. 2001. Genetic munipulation in aquaculture: a review of stock improvement by classical and modern technologies. Genetica 111:155-173.

122. Inafuku J., Nabeyama M., Kikuma Y., Saitoh J., Kubota S., Kohno S. 2000. Chromosomal location and nucleotide sequences of 5S ribosomal DNA of two cyprinid species (Osterichthyes, Pisces). Chromosome Res. 8: 193-199.

123. Jambu M. Exploratory and Multivariate Data Analysis. Academic Press, New York. 1991.

124. Jeffreys A. J., Wilson V., Tein S. L. 1985. Hypervariable minisatellite regions in human DNA. Nature 314: 67-73.

125. Jin L., Baskett M. L., Cavalli-Sforza L. L., Zhivotovsky L. A. 2000. Microsatellite evolution in modern humans: a comparison of two data sets from the same populations. Ann. Hum. Genet. 64: 117-134.

126. Joachim A., Tenter A. M., Jeffries A. C., Johnson A. M.1996. A RAPD-PCR derived marker can differentiate between pathogenic and non-pathogenic Sarcocystis species of sheep. Mol. Cell. Probes 10: 165-173.

127. Johansen S., Guddall P. H., Johansen T. 1990. Organization of the mitohondrial genome of Atlantic cod Gadus moruha. Nucl. Acids Res. 18: 411-419.

128. Jonson S. L., Midson C. N., Ballinger E. W., Postlethwait J. H. 1994. Identification of RAPD primers that reveal extensive polymorphysm between laboratoty strains of zebrafish. Genomics 19: 152-156.

129. Kapitonov V., Jerzy J. 2004. Harbinger transposons and an ancient HARBI1 gene derived from a transposase. DNA Cell Biol. 23: 311-324.

130. Kirpitchnikov V. S. 1999. Genetics and breeding of Common carp {Cyprinus carpio L.). INRA, Paris, France, 120 P.

131. Klinbunga S. Ampayup P. Tassanakajon A. Jarayabhand P. Yoosukh W. 2000. Development of species-specific markers of the tropical oyster {Crassostrea belcheri) in Thailand. Mar. Biotech. 2: 476^184.

132. Knapik E. W., Goodman A., Ekker M., Chevrette M., Delgado J., Neuhauss S., Shimoda N., Driever W., Fishman M. C., Jacob H. J. 1998. A microsatellite genetic linkage map for zebrafish {Danio rerio). Nat. Genet. 18: 338-343.

133. Kohlmann K., Kersten P., Flajshans M. 2005.Microsatellite-based genetic variability and differentiation of domesticated, wild and feral common carp {Cyprinus carpio L.) populations. Aquaculture 247: 253-266.

134. Kumar S., Dudley J., Nei M., Tamura K. MEGA: A biologist-centric software for evolutionary analysis of DNA and protein sequences. 2008. Brief. Bioinform. 9: 299-306.

135. Larhammar D., Risinger C. 1994. Molecular genetic aspect of tetraploidy in the common carp, Cyprinus carpio L. Mol. Phyl. Evol. 3: 59-68.

136. Li W. H. 1997. Molecular evolution. Sinauer Associates, Sunderland, MA.

137. Liao X., Yu X., Tong J. 2006. Generic diversity of common carp from two Chinese lakes and the Yangtze River revealed by microsatellite markers. Hydrobiologia 568:445-453.

138. Liu H. 2002. The structure and evolution of the mtDNA control region in fish: taking example for Acheilognathinae. Progr. Nat. Science 12: 266-270.

139. Liu H. Z., Tzeng C. S., Teng H. Y.2000. Sequence variations in the mitohondrial DNA control region and their impliflcation for the phylogeny of the Cyprinoformes. Can. J. Zool. 80: 569581.

140. Liu L., Dybvig K., Panangala V. S., van Santen V. L., French С. T. 2000. GAA trinucleotide repeat region regulates M9/pMGA gene expression in Mycoplasma gallisepticum. Inf. Immun. 68: 871-876.

141. Liu S. J., Sun Y. D., Zhou G. J., Zhang X. J., Liu Y. 2003 .The ultrastructure of the mature te stes and erythrocytes in allotetraploids of red crucian carp x common carp. 2003. Progr. Nat. Sci. 13: 194-197.

142. Luo J., Zhang Y. R., Zhu C. L., Xiao W. H., Hyang S. Y. 1999. Genetic diversity in crucian carp (Carassius auratus). Biochem Genet. 37: 267-279.

143. Mabuchi K., Mia M., Senou H., Suzuki Т., Nishida M. 2006. Complete mitochondrial DNA sequence of the lake Biwa wild strain of common carp (Cyprinus carpio L.): further evidence for an ancient origin. Aquaculture 257: 68-77.

144. Mabuchi K., Senou H., Suzuki Т., Nishida M. 2005. Discovery of ancient lineage of Cyprinus carpio from Lake Biwa, central Japan, based on mtDNA sequence data, with reference to possible multiple origins ofkoi. J Fish Biol. 66: 1516-1528.

145. Mabuchi K., Senou H., Nishida M. 2008. Mitochondrial DNA analysis reveales cryptic large-scale invasion of non-native genotypes of common carp (Cyprinus carpio) in Japan. Mol. Ecol. 17: 769-809.

146. Martins G., Galetti P.M. 2001 (a). Organization of 5S rDNA in species of the fish Leporinus two different genomic locations are characterized by distinct nontranscribed spacers. Genome 44: 903-910.

147. Martins G., Galetti P. M. 2001 (b). Two 5S rDNA arrays in neotropical fish species: is it a general rule for fishes? Genetical 11: 439-446.

148. Metzgar D., Bytof J., Wills C. 2000. Selection against frameshifit mutations limits microsatellite expansion in coding DNA. Genome Res. 10: 72-80.

149. Murakaeva A., Kohlmann K., Kersten P., Kamilov В., Khabibulin D. 2003. Genetic characterization of wild and domesticated common carp (Cyprynus carpio L.) populations from Uzbekistan. Aquaculture 218:153-166.

150. Mya M., Nishida M. 2000. Use of mitogenomic information in teleostean molecular phylogenetics: a tree —based exploration under the maximum-parsimony optimality criterion. Mol. Phyl. Evol. 17: 437-455.

151. Mondol R. K., Islam S., Alam S. 2006. Characterisation of different strains of common carp (Cyprynus carpio L.) (Cyprinidae, Cyprinoformes) in Bangladesh using microsatellite DNA markers. Gen. Mol. Biol. 29 (4): 626-633.

152. Monnerot M., Solignac M., Wolstenholme D. 1990. Discrepancy in divergence of the mitochondrial and nuclear genes of Drosophila teissieri and Drosophila yakuba. J. Mol. Evol. 30: 500-508.

153. Murphy Т. D., Karpen G. H. 1995. Localization of centromere function in a Drosophila minichromosome. Cell 82: 599-609.

154. Murray, D. F. 1995. Causes of arctic plant diversity: origin and evolution. In F. S. Chapin, and C. Korner: Arctic and alpine biodiversity: patterns, causes and ecosystem consequences. Springer-Verlag, Berlin, Germany. 21-32 p.

155. Nei M. 1978. Estimation of average heterozygosity and genetic distance from a small number of individuals. Genetics 89: 583-590.

156. Nei M. and W.-H. Le. 1979. Mathematical model for stusyng genetic variation in terms of restriction endonucleases. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 76: 5269-5273.

157. Nelson J. 1994. Fishes of the world. Wiley, New York, USA. 375 P.

158. Nesbo C., Arab M., Jakobsen K. 1998. Heteroplasmy, length and sequence variation in the mtDNA control regions of three percid fish species (Perca fluviatilis, Acerina cernua, Stizostedion luciopercd). Genetics 148: 1907-1919.

159. Neveu H., Hafen Т., Zimmermann E., Rumpler Y. 1996. Comparison of the genetic diversity of wild and captive groups of Microcebus murinus using the random amplified polymorphic DNA method. Folia Primatol. 69: 127-135.

160. O'Connell M., Wright J. M. 1996. Microsatellite DNA in fish. Rev. Fish Biol. Fisheries :331-363.

161. Odorico D. M., Miller D. J. 1997. Variation in the ribosomal internal transcribed spacers and 5.8S rDNA among five species of Acropora (Cnidaria; Scleractinia): patterns of variation consistent with reticulate evolution. Mol. Biol. Evol. 14: 465-73.

162. Ohara K., Dong S., Taniguchi N. 1999. High proportion of heterozygotes in microsatellite DNA loci of wild clonal silver crucian carp, Carassius langsdorfli. Zool. Sci. 6: 909-913.

163. Orban L., Wu Q. 2008. Cyprinids. In: Genome Mapping and Genomics in Fishes and Aquatic Animals. Springer-Berlin- Heidelberg 2: 45-83.

164. Orgel L.E. and F. H. C. Crick. 1980. Selfish DNA: the ultimate parasite. Nature 284: 604607.

165. Paaver T. 1993. Biochemical genetics of the common carp, Cyprinus carpio L. Tallin: Valgus, 122 P.

166. Paaver Т., Gross R 1990. Genetic variation in carp Cyprinus carpio L. strains reared in Estonia. Russian Journal of Genetika. 26: 1269-1278.

167. Parkin E. J. and Butlin R. K. 2004. Within- and between-individual sequence variation among ITS1 copies in the meadow grasshopper Chorthippus parallelus indicates frequent intrachromosomal gene conversion. Mol. Bio. Evol. 21: 1595-1601.

168. Partis L., Wells R. J. 1996. Identification of fish species using random amplified polymorphyc DNA (RAPD). Mol. Cell. Probes 10: 435-441.

169. Pasolini P., Costagliola D., Rocco L., Tinti F. 2006. Molecular organization of 5S rDNAs in Rajidae (Chondrichthyes): structural features and evolution of piscine 5S rDNA gene and nontranscribed intergenic spacers. J. Mol. Evol. 62: 564-574.

170. Pendas A. M., Moran P., Martinez J. L., Garsia-Vazquez E. 1995. Applications of 5S rDNA in Atlantic salmon , brown trout, and in Atlantic salmon x brown trout hybrid identification. J. Mol. Evol. 4: 275-276.

171. Penman D. J. 2005. Progress in carp genetics research. In: Carp genetics resources for aquaculture in Asia. World Fish Center, Penang, Malaysia. P.24-58.

172. Pitts C. S., Jordan D. R., Cowx I. G., Jones N. V. 1997. Controlled breeding studies to verify the identity of roach and common bream hybrids from a natural population. J. Fish Biol. 51: 686696.

173. Posada D., Crandall K. A. Modeltest:testing the model of DNA substitution. 1998. Bioinformatics, 14: 817-818.

174. Postlethwait J. H., Johnson S. L., Midson C. N., Talbot W. S., Gates M., Ballinger E. W., Africa D., Andrews R., Carl Т., Eisen J. S. 1994. A genetic linkage map for the zebrafish. Science 264: 699-703.

175. Presa P., Prado B. G., Martianez P., Bernatchez L. 2002. Phylogeographic congruence between mtDNA and rDNA ITS markers in brown trout. Mol. Biol. Evol. 19: 2161-2175.

176. Rab P., Collares-Pereira M. J. 1995. Chromosomes of European cyprinid fishes (Cyprinidae, Cyprinoformes). Fol. Zool. 44: 193-214.

177. Rand D. 1993. Endotherms, ecotherms, and mitochondrial genome-size variation. J. Mol. Evol. 37; 281-295.

178. Rand D. M., Harrison R. G. 1989. Molecular population genetics of mtDNA size variation in crikets. Genetics 121: 551-569.

179. Rao К. В., Bhat К. V., Totey S. M. 1996. Detection of species-specific genetic markers in farm animals through random amplified polymorphic DNA (RAPD). Genet Anal. 13: 135-138.

180. Reeder R. H. 1990. RRNA synthesis in the nucleolus. Trends Genet. 6: 390-394.

181. Reisenbichler R. R., S. R. Phelps. 1989. Genetic variation in steelhead (Salmo gairdneri) from the north coast of Washington. Can. J Fish. Aquat. Sci. 46: 66-73.

182. Rhymer J. M., Simberhof D.1996. Extinction by hybridisation and introgression. Ann. Rev. Ecol. 239: 83-109.

183. Rieseberg L. H., Carter R., Zona S. Molecular tests of the hypothesized hybrid origin of two diploid Helianthus species (Asteraceae). 1990. Evolution, 44: 1498-1511.

184. Roe B. A., Mia D-P., Wilson R. K., Wong J. F-H. 1985. The complete nucleotide sequence of the Xenopus laevis mitohondrial genome. J. Biol. Chem. 260: 9159-911A.

185. Rozen S., Skaletsky H. J. 2000. GENESIOUS for general users and for biologist programmers. In: Krawetz S, Misener S. Bioinformatics Methods and Protocols: Methods in Molecular Biology. Humana Press, Totowa, N-Y.: 365-386 pp.

186. Ruber L., Britz R., Kullander S. O., Zardoya R. 2004. Evolutionary and biogeographic patterns of the Badidae (Teleostei: Perciformes) inferred from mitochondrial and nuclear DNA sequence date. Mol. Phyl. Evol. 32:1010-1022.

187. Ruber L., Kottelat M., Tan H. H., KL Ng P., Britz R. 2007. Evolution of miniaturization and the phylogenetic position of Pseudocyprus, comprising the world's smallest vertebrate. BMC Evolution Biology 7: 38-48.

188. Saitoh K., Miya M., Inoue J.G., Ishiguro N.B., Nishida M. 2003. Mitohondrial genomics of astariophysan fishes: Perspectives on phylogeny and biogeography. J. Mol. Evol. 56: 464-472.

189. Schlotterer C. 2000. Evolutionary dynamics of microsatellite DNA. Chromosoma 109: 365371.

190. Schwarthz F. J. 1981. World literature to fish hybrids, with an analysis by family, species and hybrid. Suppl. 1. NOAA Tech. Rep. NMFS SSRF-750, U.S. Department of Commerce, 507 P.

191. Schug M. D., Wetterstrand K. A., Gaudette M. S. 1998. The distribution and frequency of microsatellite loci in Drosophila melanogaster. Mol. Ecol. 7: 57-70.

192. Shadel G. S, Clayton D. A. 1997. Mitochondrial DNA maintenance in vertebrates. Annu Rev. Biochem. 66: 409-35.

193. Shankaranarayanan P., Banerjee M., KackerR.K., Aggarwal R.K., Singh L. 1997. Genetic variation in Asiatic lions and Indian tigers. Electrophoresis 18: 1693-1699.

194. ShimodaN. et al. 1999. Zebrafish genetic map with 2000 microsatellite markers. Genomics. 58: 219-232.

195. Slettan A., Olsaker I., Lie O. 1993. Isolation and characterization of (GT), repetitive sequences from Atlantic salmon, Salmo salar L. Animal Genet. 24: 195-197.

196. Sola L., Gornung E., Naoi H., Gunji R., Sato C., Kawamura K., Arai R., Ueda O. 2001. FISH-mapping of 18S ribosomal RNA genes and telomeric sequences in the Japanese bitterlings

197. Rhocieus ocellatus kurwneus and Tanakia limbata (Pisces, Cyprinidae) reveals significant cytogenetic differences in morphologically similar karyotypes. Genetica 119: 99-106.

198. Swofford D. L. 2001. PAUP. Phylogenetic Analysis Using Parsimony (and Other Methods). Version 4. Sinauer Associates, Sunderland, Massachusetts.

199. Taggart J. В., Ferguson A. 1995. Genetic markers for Atlantic salmon (Salmo salar L.): single locus inheritance and joint segregation analyses of minisatellitee (VNTR) DNA loci. Anim Genet. 26:13-20.

200. Tamate H. В., Shibata K., Tsuchiya Т., Ohtaishi N. 1995. Assessment of genetic variations within populations of Sika deer in Japan by analysis of randomly amplified polymorphic DNA (RAPD). J Hered. 86: 211-215.

201. Tautz D. 1989. Hypervariability of simple sequences as a general source for polymorphic DNA markers. Nucl. Acids Res. 17: 6463-6471.

202. Teale A. J., Wambugu J., Gwakisa P. S., Stranzinger G., Bradley D., Kemp S. J. 1995. A polymorphism in randomly amplified DNA that differentiates the Y chromosomes of Bos indicus and Bos taurus. Anim Genet. 26: 243-248.

203. Templeton A. R., Clark A. G., Weiss К. M., Nickerson D. A., Boerwinkle E., Sing C. F. 2000. Recombinational and mutational hot spots within the human lipoprotein lipase gene. Am. J Hum. Genet 66: 69-83.

204. Thai В. Т., Burridge C. P., Pham T. A., Austin С. M. 2004. Using mitochondrial nucleotide sequences to investigate diversity and genealogical relationships within common carp (iCyprinus carpio L.). Animal Genetics 36 (1): 23-28.

205. Tong J., Wang Z., Yu X., Wu Q., Chu K.H. 2002. Cross-species amplification in silver carp and bighead carp with microsatellite primers of common carp. Mol. Ecol. Notes 2: 245-247.

206. Treco D., Arnheim N. 1986. The evolutionary conserved repetitive sequence d(TG/AC)n promotes reciprocal exchange and generates unusual recombinant tetrads during yeast meiosis. Mol. Cell. Biol. 6: 3934-3947.

207. Vandeputte M. 2003. Selective breeding of quantitative traits in the common carp (Cyprinus carpio). Aquat. Liv. Res. 16: 399-407.

208. Valenta M., Stratil A., Slechtova V., Kalal L., Slechta V. 1976. Polymorphism of transferrin in carp (Cyprinus carpio L.), Genetic determination, isolation and partial characterization. Bioch. Genet. 14: 27-45.

209. Van de Peer Y. User manual for Treecon.Version 3.0, a software package for the constructing and drawing of evolutionary trees. University of Antwerp; Antwerp, Belgium ,1994.

210. Vera M. I., Molina A., Pinto R., Reyes M., Alvarez M., Kraupskopf E., Quezada C., Torres J., Kraupskopf M. 2003. Biol. Res., 36(2): 320-330

211. Vogler A. P., DeSalle R. 1993. Evolutiom and phylogenetic information content of ITS-1 region in the tiger beetle Cindela dorsalis. Mol. Biol. Evol. 11: 393-405.

212. Volff J.-N. 2005. Genome evolution and biodiversity in teleost fish. Heredity 94: 280-294.

213. Vuoren С. M. 1972. Ecological aspects of the introduction of fish species into natural habitats in Europe, with special reference to the Netherlands and literature survey. J. Fish Biol. 4: 565-583.

214. Wahls W. P., Moore P. D. 1990. Homologous recombination enhancement conferred by the Z-DNA motif d(TG)3o is abrogated by simian virus 40 T antigen binding to adjacent DNA sequences. Mol. Cell. Biol. 10: 794-800.

215. Wang C., Chen Q., Lu G., Xu J., Yang Q, Li S. 2008. Complete mitochondrial genome of the grass carp {Ctenopharyngodon idella, Teleostei): insight into its phyligenetic position within Cyprinidae. Gene 424: 96-101.

216. Wang X. Z., Li B. J., He S. P. 2007. Molecular evidence for the monophyly of East Asian groups of Cyprinidae (Teleostei; Cyprinoformes) derived from the nuclear recombination activating gene 2 sequences. Mol. Phyl. Evol. 42: 157-170.

217. Wang Z., Weber J. L., Zhong G., Tanksley S. D. 1994. Survey of plant short tandem DNA repeats. Theor. Appl. Gen. 88: 1-6.

218. Welsh J., McClelland M. 1990. Fingerprinting genomes using PCR with arbitrary primers. Nucl Acids Res. 18 (24): 7213-7218.

219. Wheeler A. 1976. On the populations of roach (Rutilus rutilus), rudd (Scardinius erythrhophthalmus) and their hybrid in Esthwaite water, with notes on the distinctions between them. Fish. Biol. 9 (5): 391-400.

220. Williams G. K., Kubelik A. R., Livak K. J., Rafalski J. A., Tingey S. V. 1990. DNA polymorphysm amplified by arbitrary primers are useful as genetic markers. Nucl. Acids Res. 18: 6531-6535.

221. Wolfus G. M., Garcia D. K., Alcivar-Warren A. A. 1997. Application of the microsatellite technique for analyzing genetic diversity in shrimp breeding programs. Aquaculture 152: 35-47.

222. Wolter C., Arlinghaus R. Navigation impacts on freshwater fish assemblages: the ecological relevance of swimming performance. 2003. Fish Biol. Fish., 13: 63-89.

223. Wong Z., Wilson V., Jeffreys A.J., Thein S.L. Characterization of a panel of highly variable minisatellites cloned from human DNA. 1987. Nucl. Acids Res., 14: 269-288

224. Wren J. D., Forgacs E., Fondon J. W. 2000. Repeat polymorphisms within gene regions: Phenotypic and evolutionary implications. Am. J Hum. Genet. 67: 345-356.

225. Wu H. W., Lin R. D., Chen J. X., Chen X. L., He M. Q. 1977. The Cyprinid Fishes of China, People's Press, Shanghai. P. 229-394.

226. Wu Q., Gui J. F. 1999. Fish genetics and breeding engineering. Scientific and Technical Publisher, Shanghai 278 p.

227. Wyatt P., Pitts C, Bultin R. 2006. A molecular approach to detect hybridization between bream Abramis brama, roach Rutlius rutilus and rudd Scardinius erythrophthalmus. J Fish Biol. 69: 52-71.

228. Yawei H., Slumping H.E., Yiyu C. 2007. Identification of novel SINEs from Cyprinidae and their evolutionary significance. Progr. Nat. Sci. 17: 270 — 279.

229. Yeh, F. C., Yang R., Boyle T. POPGENE. Version 1.31. 1999. Microsoft Window-based Freeware for Population Genetic Analysis. University of Alberta. Edmonton, AB, Canada.

230. Yoon J. M., Park H. Y. 2002. Genetic similarity and variation in the cultured and wild crucian carp (Carassius carassius) estimated with random amplified polymorphyc DNA. Asia-Australian J Anim. Sci. 15:470-476.

231. Yu X., Li K., Li Y., Zhou M. 1987. On the karyosystematics of Cyprinid fishes and a summary of fish chromosome studies in China. Genetica 72: 225-236.

232. Yue, P., 1998. Fauna Sinica. Osteichthyes. Cypriniformes II. Science Press. Beijing. 1-531.

233. Yue G., Ho M., Orban L. 2003. Microsatellites within genes and ESTs of common carp and their applicability in silver crucian carp. Aquaculture 234: 85-98.

234. Yue G. H., Ho M. Y., Orban L., Komen J. 2004. Microsatellites within genes EST's of common carp and their applicability in silver crucian carp. Aquaculture 234: 85-98.

235. Yue G.,Li Y.,Chao Т., Chou R., Orban L. 2002. Novel microsatellites from asian sea bass (Lates calcarifer) and their application to broodstock analysis. Marine Biotech. 4: 503-511.

236. Yue G. H., Orban L. 2002. Polymorphyc microsatellites from silver crucian carp (Carassius auratus gibelo Bloch) and crossamplification in common carp (Cyprinus carpio L.). Mol. Ecol. Notes 2: 534-536.

237. Zardoya R., Doadrio I. 1999. Molecular Evidence on the Evolutionary and Biogeographical Patterns of European Cyprinids. J. Mol. Evol. 49: 227-237.

238. Zardoya R., Doadrio I. 1998. Phylogenetic relationships of Iberian cyprinids: systematic and biogeographical implications. Proc. Roy. Soc. London (B) 265: 1365-137.

239. Zardoya R., Mayer A. 1996. The complete nucleotide sequence of the mitohodrial genome of the lungfish (Protoplerus dolli) supports its phylogenetic position as a close relative of land vertebrates. Genetics 142: 1249-1263.

240. Zardoya R., Meyer A. 2003. Recent advances in the molecular phylogeny of vertebrates. Ann. Rev. Ecol. Syst. 34: 311-338.

241. Zhang H. N., Okamoto N., Ikeda Y. 1995. Two с-myc genes from a tetraploid fish, the common carp (Cyprinus carpio). Gene 153: 231-236.

242. Zheng W., Stacey N. E., Coffin J., Strobeck C. 1995. Isolation and characterization of microsatellite loci in the goldfish Carassius auratus. Mol. Ecol. 4: 791-792.

243. Zhou J., Wu Q., Wang Z., Ye Y. 2004. Genetic variation analysis within and among six varieties of common carp (Cyprinus carpio L.) in China using microsatellite markers. Russian Journal of genetics 40 (10): 1389-1393.

244. Zhou J. F., Wu Q. J. Ye Y. Z., Tong J. G. 2003. Genetic divergence between Cyprinus carpio carpio haematopterus as assesed by mitohondrial DNA analysis, with emphasis on origin of European domestic carp. Genetica 119: 93-97.

245. Zhou L., Wang Y., Gui J. F. 2000. Genetic evidence for gonochoristic reproduction in gynogenetic silver crucian carp (Carassius auratus gibelo В loch) as revelved by RAPD assays. J Mol. Evol. 1: 31-34.

Информация о работе

Луданный, Руслан Игоревич
кандидата биологических наук
Москва, 2008
ВАК 03.00.26

Диссертация

Генетическая идентификация и дифференциация представителей семейства карповых (Cyprinidae) - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы