Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Фототаксис в Halobacterium salinarum

ВАК РФ 03.00.02, Биофизика

Содержание диссертации, кандидата физико-математических наук, Миронова, Ольга Сергеевна

Список сокращений в тексте

Введение

Глава 1. Литературный обзор

1.1 Введение: ретинальсодержащие белки архебактерий

1.2 Структуры сенсорного родопсина 1 и сенсорного родопсина

1.3 Фотоциклы сенсорных родопсинов 16 1.4. Структура трансдьюсеров сенсорных родопсинов

1.5 Структура и функции комплексов сенсорных родопсинов и их галобактериальных трансдьюсеров

1.6 Представление о молекулярных механизмах передачи сигнала

Введение Диссертация по биологии, на тему "Фототаксис в Halobacterium salinarum"

Актуальность проблемы.

Последнее время всё большее внимание уделяется проблемам белок-белковых взаимодействий. Передача сигнала в клетке является одним из важных и интересных примеров подобных взаимодействий. Как природа сигнала, так и механизм его передачи могут различаться, но, безусловно, имеются особенности, общие для многих организмов.

Многие важные клеточные рецепторы являются мембранными белками. Данная работа посвящена сенсорным родопсинам 1 и 2, а также их трансдыосерам из На1оЪас1спит хаИпагит (устаревшее название — На1оЬас1сг1ит 1га1оЫит). Сенсорные родопсины 1 и 2 являются белками-рецепторами н отвечают за фототаксис. Они представляют собой 7 трансмембранных спиралей с относительно короткими линкерными участками и хромофором ретиналем, соединенным с белком через основание Шиффа. Дополнительную значимость исследованию этих белков придает их структурное и функциональное сходство со зрительными пигментами животных — родопсинами.

Сенсорный родопсин 2 (СР2, часто называемый фобородопсином) ответственен за отрицательный фототаксис и синтезируется клеткой в нормальных условиях, когда кислорода и питательных веществ достаточно для осуществления аэробного дыхания. При этом бактерии стремятся покинуть освещенные области во избежание возможного повреждения ДНК путем фотоокисления. Максимум поглощения СР2 приходится на максимум солнечного спектра на поверхности Земли, что позволяет бактериям максимально эффективно осуществлять поиск затененных областей.

В отличие от фобородопсина, который служит лишь рецептором-репеллентом, СР1 выполняет более сложные функции - определяет положительный ответ клетки на оранжевый свет (функция рецептора-аттрактанта) и отрицательный - на свет фиолетовой области (функция рецептора-репеллента). Тем самым СР1 играет важную роль в регуляции

7 Phototaxis in H.salinarum жизненного цикла бактерии: он является частью сложной машинерии клетки, отвечающей за автотрофное питание организма в отсутствие поступления достаточного количества питательных веществ извне.

Передача сигнала с рецептора на флагеллярный мотор архебактерии осуществляется не на прямую, а через каскад киназ при помощи специального белка-трансдыосера (Гтр), ассоциированного в мембранной части с рецептором. Структурно галобактериальный трансдыосер (Гтр) — это 2 трансмембранных спирали и длинный цитоплазматический домен с участками метилирования. Гтр2 имеет интересную особенность, отличающую его от других трансдыосеров: периплазматический домен, позволяющий ему функционировать как хеморецептору. Трансдыосеры сенсорных родопсинов архебактерии высоко гомологичны хеморецепторам эубактерий, представляя, тем самым, особый интерес для исследователей как эволюционно родственные белки.

Исследования этих рецепторов самих по себе или в комплексе с соответствующими трасдыосерами позволит больше узнать о связи структуры и функции гомологичных белков, углубить понимание механизмов фото- и хемотаксиса, а также эволюции механизмов передачи сигнала в клетках вообще и эволюции рецепторов в частности.

Цели и задачи.

СР2 - один из наименее исследованных ретинальных белков архебактерии. Хотя он был обнаружен в 1986 году, наши познания ограничены лишь некоторыми особенностями его фотофизиологии на основании спектроскопических данных. Причиной тому является его нестабильность и, следовательно, невозможность получить необходимые для исследований количества белка. Решению этой проблемы и посвящена первая часть данной работы. Было решено найти стабильную систему экспрессии в системе Escherichia coli, разработать эффективную методику

8 Phototaxis in H.salinarum очистки и более подробно охарактеризовать данный белок как в детергенте, так и в близком к нативному окружении.

Целью второй части работы было изучение природы взаимодействия между СР1 и его белком-партнером - Гтр1. Первоначальной задачей было нахождение оптимальных условий экспрессии и очистки рецептора и трансдыосера. Затем требовалось разработать метод совместной реконструкции СР1 самого по себе и с трансдыосером. Наконец, было необходимо прокартировать регион взаимодействия между этими белками и найти минимальный по длине цитоплазматической части, но все еще взаимодействующий с СР1 трансдыосер.

Научная новизна.

Достигнута функциональная экспрессия СР2 из Halobacterium scilinarwn в клетках Escherichia coli, разработана эффективная методика его очистки и реконструкции в липидные мембраны. Это дало возможность исследовать фотохимические свойства фобородопсина в разном окружении. Впервые получен рамановский спектр СР2 в липидном окружении, дающий ценную информацию об особенностях структуры его хромофора.

Хотя методы экспрессии и очистки СР1 были опубликованы ранее, они не удовлетворяли требованиям к качеству белка и были существенно модифицированы, что повысило чистоту рекомбинантного СР1. То же относится к полноразмерному Гтр1 и его делеционным мутантам: вместо экспрессии в H.salinarum была разработана система экспрессии в E.coli и последующей очистки рекомбинантных трансдыосеров.

Впервые проведена успешная реконструкция СР1 в мембраны полярных липидов пурпурных мебран H.salinarum, а также совместная реконструкция рецептора и делеционных мутантов трансдыосера из отдельных очищенных компонентов. Проведено полное ступенчатое картирование цитоплазматической части Гтр1 от 147 до 52 аминокислотного остатка - завершающего вторую трансмембранную спираль в трансдыосере —

9 Phototaxis in H.salinarum в полярных липидах пурпурных мембран H.salinarum. Проанализировано влияние делеционных мутантов трансдьюсера на фотоцикл сенсорного родопсина 1.

Кроме того, созданы химерные белки, состоящие из СР1 и Гтр1 длиной 52, 71 и 147 аминокислотных остатков, а также химерный белок, состоящий из СР1 и цитоплазматического участка Гтр1 между 53 и 147 аминокислотными остатками. Проверена функциональность данных конструкций. Установлены важные различия в фотохимическом поведении СР1 и Гтр1 после совместной реконструкции в мембраны полярных липидов пурпурных мебран H.salinarum и химерных белков СР1+Гтр1 в нативных мембранах E.coli.

Заключение Диссертация по теме "Биофизика", Миронова, Ольга Сергеевна

ВЫВОДЫ.

1. Система функциональной экспрессии сенсорного родопсина 1 из Halobacterium salinanim (СР1) в клетках Escherichia coli и его последующей очистки была существенно улучшена, что увеличило степень чистоты белка. Разработана de novo система экспрессии в клетках E.coli и последующей очистки трансдьюсера 1 из Halobacterium salinarum (Гтр1) и 15 его делеционных мутантов. Выход очищенных делецнонных мутантов Гтр1 составил около 0.6-0.8 мг/л клеточной культуры.

2. Проведена совместная реконструкция СР1 и делеционных мутантов Гтр1 в полярные липиды пурпурных мембран из H.salinarum. Показано, что самый короткий из исследованных в работе делеционных мутантов, Гтр1 длиной 52 N-концевых а.о., подавляет зависимость времени восстановления основного состояния СР1 от pH при данных условиях.

3. Длина цитоплазматического домена Гтр1 влияет на кинетику восстановления основного состояния СР1 после совместной реконструкции в полярные липиды пурпурных мембран из H.salinarum.

4. Фотохимические свойства комплексов химерных белков СР1 + Гтр1 в мембранах E.coli отличаются от свойств СР1 после реконструкции с делеционными мутантами Гтр1 в полярные липиды пурпурных мембран из H.salinarum. Гтр1 длиной 52 N-концевых а.о. при данных условиях не подавляет зависимость времени восстановления основного состояния CP 1 от pH.

5. Впервые разработана система гетерологической экспрессии сенсорного родопсина 2 из Halobacterium salinarum (СР2) в клетках E.coli и последующей высокоэффективной очистки. Выход функционального белка составил 3-4 мг/л клеточной культуры.

6. Первый резонансный рамановский спектр СР2 свидельствует о наличии заметного количества 13-z/z/c ретиналя в основном состоянии СР2 и плотной системы водородных связей вокруг основания Шиффа, более

112 РЬоКЛаш т Н-ваНпагиш характерной для родопсина млекопитающих, чем для гомологичного СР2 из На&опоЪа&епит рИагаотБ.

113 Phototaxis in I I.salinanim

Библиография Диссертация по биологии, кандидата физико-математических наук, Миронова, Ольга Сергеевна, Москва

1. Oesterhelt,D. & Stoeckenius,W. (1971) Rhodopsin-like protein from the purple membrane of Halobacterium halobium Nat New Biol 233, 149-152.

2. Oesterhelt,D. & Stoeckenius,W. (1973) Functions of a new photoreceptor membrane Proc Natl Acad Sci USA 70,2853-2857.

3. Gusev & Mineeva (1992) Microbiolgy. MSU.

4. Alam,M. & Oesterhelt,D. (1984) Morphology, function and isolation of halobacterial flagella J Mol Biol 176,459-475.

5. Oesterhelt,D. & Stoeckenius,W. (1974) Isolation of the cell membrane of Halobacterium halobium and its fractionation into red and purple membrane Methods Enzymol 31,667-678.

6. Klare,J.P., Bordignon,E., Engelhard,M. & Steinhoff,H.J. (2004) Sensory rhodopsin II and bacteriorhodopsin: light activated helix F movement Photochem Photobiol Sci 3,543-547.

7. Bogomolni,R.A. & Spudich,J.L. (1982) Identification of a third rhodopsin-like pigment in phototactic Halobacterium halobium Proc Natl Acad Sci U S A 79, 6250-6254.

8. Blanck,A., Oesterhelt,D., Ferrando,E., Schegk,E.S. & Lottspeich,F. (1989) Primary structure of sensory rhodopsin I, a prokaryotic photoreceptor EMBO J 8,3963-3971.

9. Schegk,E.S. & Oesterhelt,D. (1988) Isolation of A Prokaryotic Photoreceptor Sensory Rhodopsin from Halobacteria Embo Journal 7, 2925-2933.

10. Luecke,H., Schobert,B., Richter,H.T., Cartailler,J.P. & Lanyi,J.K. (1999) Structure of bacteriorhodopsin at 1.55 Â resolution J Mol Biol 291, 899-911.

11. Kolbe,M., Besir,H., Essen,L.O. & Oesterhelt,D. (2000) Structure of the light-driven chloride pump halorhodopsin at 1.8 Â resolution Science 288, 1390-1396.

12. Royant,A. et al. (2001) X-ray structure of sensory rhodopsin II at 2. 1-Â resolution Proc Natl Acad Sci USA.

13. Gordeliy,V.I. et al. (2002) Molecular basis of transmembrane signalling by sensory rhodopsin II-transducer complex Nature 419, 484-487.

14. HoffyW.D., Jung,K.H. & Spudich,J.L. (1997) Molecular mechanism of photosignaling by archaeal sensory rhodopsins Annu Rev Biophys Biomol Struct 26,223-258.

15. Lin,S.L. & Yan,B. (1997) Three-dimensional model of sensory rhodopsin I reveals important restraints between the protein and the chromophore Protein Eng 10, 197-206.

16. Chen,C.M. & Chen,C.C. (2003) Computer simulations of membrane protein folding: structure and dynamics Biophys J 84, 1902-1908.

17. Engelhard,M., Schmies,G. & Wegener,A.A. (2003) Archeabacterial Phototaxis In: Photoreceptors and Light Signaling pp. 1-39. The Royal Sociaty of Chemistry.

18. Haupts,U., Eisfeld,W., Stockburger,M. & Oesterhelt,D. (1994) Sensory rhodopsin I photocycle intermediate SRI380 contains 13-cis retinal bound via an unprotonated Schiff base FEBS Lett 356,25-29.

19. ImamotOjY., Shichida,Y., Hirayama,J., Tomioka,H., Kamo,N. & Yoshizawa,T. (1992) Chromophore configuration of pharaonis phoborhodopsin and its isomerization on photon absorption Biochemistry 31,2523-2528.

20. Scharf,B., Hess,B. & Engelhard,M. (1992) Chromophore of sensory rhodopsin II from Halobacterium halobium Biochemistry 31, 12486-12492.

21. Fodor,S.P., Gebhard,R., Lugtenburg,J., Bogomolni,R.A. & Mathies,R.A.1989) Structure of the retinal chromophore in sensory rhodopsin I from resonance Raman spectroscopy J Biol Chem 264, 18280-18283.

22. Gellini,C., Luttenberg,B., Sydor,J., Engelhard,M. & Hildebrandt,P. (2000) Resonance Raman spectroscopy of sensory rhodopsin II from Natronobacterium pharaonis FEBS Lett 472,263-266.

23. Ebrey,T.G. (1993) Light Energy Transduction in Bacteriorhodopsin In: Thermodynamics of membranes, receptors and channels (Jackson, M., ed.), pp. 353-387. CRC Press, Inc., Boca Raton FL.

24. Yan,B., Takahashi,T., Johnson,R., Derguini,F., Nakanishi,K. & SpudichJ.L.1990) All-trans/13-cis isomerization of retinal is required for phototaxis signaling by sensory rhodopsins in Halobacterium halobium Biophys J 57, 807-814.

25. Yan,B., Nakanishi,K. & SpudichJ.L. (1991) Mechanism of activation of sensory rhodopsin I: evidence for a steric trigger Proc Natl Acad Sci U. S. A 88,9412-9416.

26. Birge,R.R. (1990) Nature of the primary photochemical events in rhodopsin and bacteriorhodopsin Biochim Biophys Acta 1016,293-327.

27. Yan,B., Xie,A., Nienhaus,G.U., Katsuta,Y. & Spudich,J.L. (1993) Steric constraints in the retinal binding pocket of sensory rhodopsin I Biochemistry 32, 10224-10232.

28. Takahashi,T., Yan,B., Mazur,P., Derguini,F., Nakanishi,K. & Spudich,J.L. (1990) Color regulation in the archaebacterial phototaxis receptor phoborhodopsin (sensory rhodopsin II) Biochemistry 29, 8467-8474.

29. Spudich,J.L. & Bogomolni,R.A. (1988) Sensory rhodopsins of halobacteria Annu Rev Biophys Biophys Chem 17, 193-215.

30. Manor,D., Hasselbacher,C.A. & Spudich,J.L. (1988) Membrane potential modulates photocycling rates of bacterial rhodopsins Biochemistry 27,58435848.

31. Swartz,T.E., Szundi,I., Spudich,J.L. & Bogomolni,R.A. (2000) New photointermediates in the two photon signaling pathway of sensory rhodopsin-I Biochemistry 39, 15101 -15109.

32. Scharf,B., Pevec,B., Hess,B. & Engelhard,M. (1992) Biochemical and photochemical properties of the photophobic receptors from Halobacterium halobium and Natronobacterium pharaonis EurJBiochem 206,359-366.

33. Shichida,Y. et al. (1988) Low-Temperature Spectrophotometry of Phoborhodopsin Febs Letters 236,333-336.

34. Schimz,A. (1981) Methylation of membrane proteins is involved in chemosensory and photosensory behavior of Halobacterium halobium FEBS Lett 125,205-207.

35. Spudich,E.N., Hasselbacher,C.A. & Spudich,J.L. (1988) Methyl-accepting protein associated with bacterial sensory rhodopsin IJ Bacteriol 170,42804285.

36. Spudich,E.N., Takahashi,T. & Spudich,J.L. (1989) Sensory rhodopsins I and II modulate a methylation/demethylation system in Halobacterium halobium phototaxis Proc Natl Acad Sci USA 86,7746-7750.

37. Yao,V.J. & Spudich,J.L. (1992) Primary structure of an archaebacterial transducer, a methyl-accepting protein associated with sensory rhodopsin I Proc Natl Acad Sci USA 89, 11915-11919.

38. Ferrando-May,E., Krah,M., Marwan,W. & Oesterhelt,D. (1993) The methyl-accepting transducer protein Htrl is functionally associated with thephotoreceptor sensory rhodopsin I in the archaeon Halobacterium salinarium EMBOJXl, 2999-3005.

39. Zhang,W., Brooun,A., Mueller,M.M. & Alam,M. (1996) The primary structures of the Archaeon Halobacterium salinarium blue light receptor sensory rhodopsin II and its transducer, a methyl- accepting protein Proc Natl Acad Sci USA 93, 8230-8235.

40. Ng,W.V. et al. (2000) Genome sequence of Halobacterium species NRC-1 Proc. Natl Acad. Sci. U. S. A 97, 12176-12181.

41. Le Moual,H. & Koshland,D.E., Jr. (1996) Molecular evolution of the C-terminal cytoplasmic domain of a superfamily of bacterial receptors involved in taxis JMol Biol 261, 568-585.

42. Zhang,X.N. & Spudich,J.L. (1998) Htrl is a dimer whose interface is sensitive to receptor photoactivation and His-166 replacements in sensory rhodopsin IJ Biol Chem 273, 19722-19728.

43. Szurmant,H. & Ordal,G.W. (2004) Diversity in chemotaxis mechanisms among the bacteria and archaea Microbiol. Mol. Biol. Rev. 68, 301-319.

44. Yeh,J.I., Biemann,H.P., Prive,G.G., Pandit,J., Koshland,D.E., Jr. & Kim,S.H. (1996) High-resolution structures of the ligand binding domain of the wild-type bacterial aspartate receptor J Mol Biol 262, 186-201.

45. Hou,S., Brooun,A., Yu,H.S., Freitas,T. & Alam,M. (1998) Sensory rhodopsin II transducer Htrll is also responsible for serine chemotaxis in the archaeon Halobacterium salinarum JBacteriol 180, 1600-1602.

46. Kim,K.K., Yokota,H. & Kim,S.H. (1999) Four-helical-bundle structure of the cytoplasmic domain of a serine chemotaxis receptor Nature 400,787792.

47. Rudolph,J. & Oesterhelt,D. (1995) Chemotaxis and phototaxis require a CheA histidine kinase in the archaeon Halobacterium salinarium EMBOJ. 14, 667-673.

48. Rudolph,J., Tolliday,N., Schmitt,C., Schuster,S.C. & Oesterhelt,D. (1995) Phosphorylation in halobacterial signal transduction EMBOJ. 14,42494257.

49. Rudolph, J. & Oesterhelt,D. (1996) Deletion analysis of the che operon in the archaeon Halobacterium salinarium J Mol Biol 258, 548-554.

50. Perazzona,B. & Spudich,J.L. (1999) Identification of methylation sites and effects of phototaxis stimuli on transducer methylation in Halobacterium salinarum JBacteriol 181, 5676-5683.

51. Krah,M., Marwan,W., Vermeglio,A. & Oesterhelt,D. (1994) Phototaxis of Halobacterium salinarium requires a signalling complex of sensory rhodopsin I and its methyl-accepting transducer Htrl EMBO J13,2150-2155.

52. Sasaki,J. & Spudich,J.L. (1998) The transducer protein Htrll modulates the lifetimes of sensory rhodopsin II photointermediates Biophys J 75,24352440.

53. Chen,X. & Spudich,J.L. (2002) Demonstration of 2:2 stoichiometry in the functional SRI-Htrl signaling complex in Halobacterium membranes by gene fusion analysis Biochemistry 41, 3891-3896.

54. Bogomolni,R.A., Stoeckenius,W., Szundi,I., Perozo,E., Olson,K.D. & Spudich,J.L. (1994) Removal of transducer Htrl allows electrogenic proton translocation by sensory rhodopsin I Proc Natl AcadSci USA91,10188-10192.

55. Haupts,U., Haupts,C. & Oesterhelt,D. (1995) The photoreceptor sensory rhodopsin i as a two-photon-driven proton pump Proc Natl Acad Sci USA 92, 3834-3838.

56. Sasaki,J. & Spudich,J.L. (1999) Proton circulation during the photocycle of sensory rhodopsin II Biophys J 77, 2145-2152.

57. Haupts,U., Bamberg,E. & Oesterhelt,D. (1996) Different modes of proton translocation by sensory rhodopsin I EMBOJ 15, 1834-1841.

58. Schmies,G., Engelhard,M., Wood,P.G., Nagel,G. & Bamberg,E. (2001) Electrophysiological characterization of specific interactions between bacterial sensory rhodopsins and their transducers Proc Natl Acad Sci USA 98, 1555-1559.

59. Spudich,J.L. & Bogomolni,R.A. (1984) Mechanism of colour discrimination by a bacterial sensory rhodopsin Nature 312, 509-513.

60. Lanyi,J.K. (2000) Molecular mechanism of ion transport in bacteriorhodopsin: Insights from crystallographic, spectroscopic, kinetic, and mutational studies Journal of Physical Chemistry B 104, 11441-11448.

61. Wegener,A.A., Chizhov,I., Engelhard,M. & Steinhoff,H.J. (2000) Time-resolved detection of transient movement of helix F in spin-labelled pharaonis sensory rhodopsin IIJ Mol Biol 301, 881-891.

62. Spudich,E.N. & Spudich,J.L. (1993) The photochemical reactions of sensory rhodopsin I are altered by its transducer J Biol Chem 268, 16095-16097.

63. Jung,K.H., Spudich,E.N., Dag,P. & Spudich,J.L. (1999) Transducer-binding and transducer-mutations modulate photoactive-site-deprotonation in sensory rhodopsin I Biochemistry 38, 13270-13274.

64. Olson,K.D., Deval,P. & Spudich,J.L. (1992) Absorption and photochemistry of sensory rhodopsin—I: pH effects Photochem Photobiol 56, 1181-1187.

65. Jung,K.H. & Spudich,J.L. (1996) Protonatable residues at the cytoplasmic end of transmembrane helix-2 in the signal transducer Htrl control photochemistry and function of sensory rhodopsin I Proc Natl Acad Sci U S A 93, 6557-6561.

66. Perazzona,B., Spudich,E.N. & Spudich,J.L. (1996) Deletion mapping of the sites on the Htrl transducer for sensory rhodopsin I interaction J Bacterial 178, 6475-6478.

67. Zhang,X.N., Zhu,J.Y. & Spudich,J.L. (1999) The specificity of interaction of archaeal transducers with their cognate sensory rhodopsins is determined by their transmembrane helices Proc Natl Acad Sci USA 96, 857-862.

68. Chen,X. & Spudich,J.L. (2004) Five residues in the Htrl transducer membrane-proximal domain close the cytoplasmic proton-conducting channel of sensory rhodopsin \ J Biol Chem.

69. Jung,K.H., Spudich,E.N., Trivedi,V.D. & Spudich,J.L. (2001) An archaeal photosignal-transducing module mediates phototaxis in Escherichia coli J Bacteriol 183,6365-6371.

70. Olson,K.D., Zhang,X.N. & Spudich,J.L. (1995) Residue replacements of buried aspartyl and related residues in sensory rhodopsin I: D201N produces inverted phototaxis signals Proc Natl Acad Sci USA 92,3185-3189.

71. Zhang,X.N. & Spudich,J.L. (1997) His 166 is critical for active-site proton transfer and phototaxis signaling by sensory rhodopsin I BiophysJ 73,15161523.

72. Spudich,J.L. & Lanyi,J.K. (1996) Shuttling between two protein conformations: the common mechanism for sensory transduction and ion transport Curr Opin. Cell Biol 8,452-457.

73. Jung,K.H. & Spudich,J.L. (1998) Suppressor mutation analysis of the sensory rhodopsin I-transducer complex: insights into the color-sensing mechanism JBacteriol 180,2033-2042.

74. Schegk,E.S. & Oesterhelt,D. (1988) Isolation of A Prokaryotic Photoreceptor Sensory Rhodopsin from Halobacteria Embo Journal 7, 2925-2933.

75. Krebs,M.P., Spudich,E.N. & Spudich,J.L. (1995) Rapid high-yield purification and liposome reconstitution of polyhistidine-tagged sensory rhodopsin I Protein Expr Pur if6, 780-788.

76. Shimono,K., Iwamoto,M., Sumi,M. & Kamo,N. (1997) Functional expression of pharaonis phoborhodopsin in Escherichia coli FEBSLctt 420, 54-56.

77. Hohenfeld,I.P., Wegener,A.A. & Engelhard,M. (1999) Purification of histidine tagged bacteriorhodopsin, pharaonis halorhodopsin and pharaonis sensory rhodopsin II functionally expressed in Escherichia coli FEBSLett 442, 198-202.

78. SchmieSjG., Chizhov,I. & Engelhard,M. (2000) Functional expression of His-tagged sensory rhodopsin I in Escherichia coli FEBSLett 466, 67-69.

79. Laemmli,U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 Nature 227,680-685.

80. Bogomolni R.A. & Spudich J.L. (1995) Spectroscopic assays for sensory rhodopsins I and II in Halobacterium salinarium cells and enriched membrane preparations. In: Archaea (a laboratory manual) Halophiles. (Robb E.T., ed.), pp. 63-74. CSHL Press.

81. Bradford,M.M. (1976) A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding Anal. Biochem. 72,248-254.

82. Hufnagel,P., Schweiger,U., Eckerskorn,C. & Oesterhelt,D. (1996) Electrospray ionization mass spectrometry of genetically and chemically modified bacteriorhodopsins Anal Biochem 243,46-54.

83. Kates,M. & Kushwaha,S.C. (1995) Isoprenoids and Polar Lipids of Extreme Halophiles In: Archaea A Laboratory Manual (DasSarma,S. & Fleischmann,E.M., eds.), pp. 35-54. Cold Spring Harbor Laboratory Press, New York.

84. Krah,M., Marvvan,W. & Oestcrhelt,D. (1994) A cytoplasmic domain is required for the functional interaction of SRI and Htrl in archaeal signal transduction FEBS Lett 353, 301-304.

85. Studier,F.W. & Moffatt,B.A. (1986) Use of bacteriophage T7 RNA polymerase to direct selective high-level expression of cloned genes J. Mol. Biol. 189, 113-130.

86. Laemmli,U.K. (1970) Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 Nature 227, 680-685.

87. Ferrando-May,E., Brustmann,B. & Oesterhelt,D. (1993) A C-terminal truncation results in high-level expression of the functional photoreceptor sensory rhodopsin I in the archaeon Halobacterium salinarium Mol Microbiol % 943-953.

88. Rigaud,J.L., Levy,D., Mosser,G. & Lambert,O. (1998) Detergent removal by non-polar polystrene beads Eur Biophys J 27, 305-319.

89. Drachev,L.A., Kaulen,A.D., Skulachev,V.P. & Zorina,V.V. (1986) Protonation of a novel intermediate P is involved in the M -> bR step of the bacteriorhodopsin photocycle FEBS Lett 209,316-320.

90. Lambert,O., Levy,D., Ranck,J.L., Leblanc,G. & Rigaud,J.L. (1998) A new "gel-like" phase in dodecyl maltoside-lipid mixtures: implications in solubilization and reconstitution studies Biophys J 74, 918-930.

91. Rigaud,J.L., Mosser,G., Lacapere,JJ., 01ofsson,A., Levy,D. & Ranck,J.L. (1997) Bio-Beads: an efficient strategy for two-dimensional crystallization of membrane proteins J Struct Biol 118,226-235.

92. Chen,X. & Spudich,J.L. (2004) Five residues in the Htrl transducer membrane-proximal domain close the cytoplasmic proton-conducting channel of sensory rhodopsin IJ Biol Chem.

93. Sasaki,J. & Spudich,J.L. (2000) Proton transport by sensory rhodopsins and its modulation by transducer-binding Biochim Biophys Acta 1460,230-239.

94. Chizhov,I., Schmies,G., Seidel,R., Sydor,J.R., Luttenberg,B. & Engelhard,M. (1998) The photophobic receptor from Natronobacterium pharaonis: temperature and pH dependencies of the photocycle of sensory rhodopsin II Biophys J 75, 999-1009.

95. Althaus,T., Eisfeld,W., Lohrmann,R. & Stockburger,M. (1995) Application of Raman Spectroscopy to Retinal Proteins Isr. J. Chem. 35,227-252.

96. Mathies,R. & Stryer,L. (1976) Retinal has a highly dipolar vertically excited singlet state: implications for vision Proc Natl Acad Sei U SA 73,21692173.

97. Aton,B., Doukas,A.G., Callender,R.H., Becher,B. & Ebrey,T.G. (1977) Resonance Raman studies of the purple membrane Biochemistry 16,29952999.

98. Smith,S.O. et al. (1985) Vibrational analysis of the all-trans retinal protonated Schiff base Biophys J 47,653-664.

99. Smith,S.O. et al. (1984) Determination of Retinal Schiff-Base Configuration in Bacteriorhodopsin Proc. Natl Acad. Sei. USA 81,2055-2059.