Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Экспериментальная модель денервационно-реиннервационного синдрома: облегчающие эффекты семакса и урокиназы

ВАК РФ 03.00.13, Физиология

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Вардья, Ирина Вадимовна

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

I. Общая характеристика денервационно-реиннервационного синдрома.

L1. Влияние аксотомии на нейроны.

1.2. Влияние аксотомии на скелетную мышцу.

II. Процесс регенерации и роста поврежденных аксонов в ПНС.

III. Факторы роста периферических нервов.

III. 1. Фактор роста нервов (NGF).

111.2. Мозговой нейротрофический фактор и нейротрофины.

111.3. Цилиарный нейтротрофический фактор.

III.4. Инсулиноподобные факторы роста (IGF).

III.5. Пептиды семейства меланокортинов.

IV. Нейротрофические эффекты АКТГ и структурно сходных пептидов.

V. Источники и механизмы действия АКТГ и родственных пептидов на рост и активность нервно-мышечного аппарата.

V. 1. Источники АКТГ в организме.

V.2. Механизмы действия пептидов семейства АКТГ.

V.3. Эффекты АКТГ in vitro.

VI. Клиническая практика использ оваия пептидов семейства а-МСГ/АКТГ для лечения нервно-мышечных заболеваний.

VII. Пептидный препарат "СЕМАКС" и его свойства.

VIII. Общая характеристика строения и свойств урокиназы и тканевого активатора пл азминогена.

VIII. 1. Химическая структура фермента урокиназы.

VIII.2. Химическая структура тканевого активатора плазминогена.

IX. Роль и функции урокиназы и тканевого активатора плазминогена в регенерации и росте нервной ткани in vitro и in vivo.

X. Содержание и функции урокиназы и ТАП в ПНС.

Х.1. Во время эмбрионального развития.

Х.2. В синаптической пластичности.

Х.З. Во время посттравматической регенерации нерва.

МЕТОДЫ И МАТЕРИАЛЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

I. Объекты исследования.

II. Хирургические методы.

III. Мофометрические методы.

IV. Электрофизиологические методы.

IV. 1. Метод регистрации суммарного потенциала действия в мышце in situ миограмма).

IV.2. Метод регистрации суммарного потенциала действия нерва in vitro.

IV.3. Метод регистрации суммарного ПД нерва скелетной мышцы EDL in vitro.

IV.4. Обработка и анализ данных.

V. Методы введения веществ.

VI. 1. Хроническое введение препаратов.

VI.2. Однократное локальное введение веществ.

VI. Используемые в работе вещества.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

I. Исследование процессов регенерации аксонов в составе малоберцового нерва мыши после его раздавливания. Морфометрический и электрофизиологический анализ.

1.1. Морфометрический анализ.

1.2. Электрофизиологический анализ.

1.2.1. Исследование электрической активности моторных волокон малоберцового нерва мыши в первые две недели после пережатия нерва.

1.2.2. Исследование хода реиннервации EDL мыши в первые две недели после пережатия нерва с помощью М-ответа мышцы.

1.2.3. Исследование хода регенерации сенсорных волокон малоберцового нерва в первые две недели после пережатия нерва.

II. Исследование воздействия пептидного препарата семакс на процесс регенерации аксонов малоберцового нерва мыши.

II. 1. Морфометрический анализ влияния хронического внутрибрюшинного введения семакса на регенерацию аксонов малоберцового нерва мышей.

П.2. Электрофизиологический анализ.

П.2.1. Исследование влияния хронического введения семакса на процесс регенерации моторных волокон (и реиннервации мышцы ЕБЕ) на сутки после пережатия нерва.

П.2.2. Анализ влияния хронического внутрибрюшинного введения семакса, а-МСГ и рибоксина на процесс регенерации моторных волокон на 11 сутки после пережатия нерва.

11.2.3. Анализ влияния хронического внутрибрюшинного введения семакса, а-МСГ и рибоксина на процесс регенерации чувствительных волокон малоберцового нерва.

П.2.4. Исследование зависимости эффектов хронического интраназального введения семакса от дозы введения.

III. Исследование воздействия сериновой протеиназы урокиназы на регенерацию аксонов периферического нерва.

III. 1. Исследование влияния локального введения урокиназы на процесс регенерации моторных волокон (и реиннервации мышцы ЕВЬ) на сутки после раздавливания нерва.

Ш.2. Сопоставление действия локального одноразового введения урокиназы на регенерацию моторных и сенсорных аксонов периферического нерва.

111.3. Исследование влияния локального введения тканевого активатора плазминогена на процесс регенерации моторных волокон (и реиннервации мышцы ЕВЕ) на 11 сутки после раздавливания нерва.

111.4. Исследование влияния локального введения форм урокиназы на процесс регенерации моторных волокон (и реиннервации мышцы ЕВЕ) на 11 сутки после раздавливания нерва.

IV. Исследование эффектов совместного введения урокиназы и семакса на регенерацию аксонов малоберцового нерва.

IV. 1. Анализ латентного периода М-ответа реиннервированной ЕВЬ мыши.98 ГУ.2. Анализ параметров суммарного ПД сенсорной части аксонов малоберцового нерва.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Экспериментальная модель денервационно-реиннервационного синдрома: облегчающие эффекты семакса и урокиназы"

Актуальность исследования. Одной из актуальных проблем современной неврологии и патофизиологии является изучение пластических перестроек нейронов и нервных отростков после их травматических повреждений и поиски эффективных воздействий на эти процессы [Гехт, Ильина 1982; Greensmith et al. 1996; Гехт, 1990; Fugleholm et al., 2000]. Хорошо известно, что нарушение целостности периферических нервов - разрыв или раздавливание аксонов -приводит к развитию денервационно-реиннервацонного синдрома (ДРС) в мышцах конечности [Hoffer et al., 1979; Giannini С. et al., 1989]. ДРС включает дегенерацию дистального отрезка нерва (ниже места перерезки) и последующее прорастание аксонов от места перерезки на периферию - к мышцам-мишеням. Вслед за денервацией мышц конечности просходит их реиннервация, то есть восстановление первоначальных нервно-мышечных связей, благодаря способности периферических аксонов к регенерации [Gutmann, Sanders 1943; 1989; Madison et al., 1999].

В настоящее время список фармакологических средств с выраженным облегчающим воздействием на выживание периферических нейронов и их нервных отростков очень ограничен [Fu, Gordon, 1997; Fawcett, 1998; Челышев, 2000]. Ведется интенсивный скриннинг биологически активных соединений, способных стимулировать регенерацию аксонов и нейронов после аксотомии [Gispen 1993; Lindsey et al., 1994; McMahon, Priestly, 1995; Davies, Silver, 1998; Челышев и др., 2001]. Одним из путей решения проблемы является подбор комплекса взаимодополняющих химических препаратов, отличающихся механизмами и способами реализации своего действия на пластические свойства нервной ткани [Lindsey et al., 1994; Greensmith, Vrbova,1996],

Перспективной группой нейротрофических препаратов в последние годы признаны пептиды семейства проопиомеланокортинов [Bijlsma et al., 1983; 1984; Strand et al.Л993: Gispen, Verhaagen, Bar, 1994]. Показана способность ряда длинных и коротких фрагментов АКТГ стимулировать процессы регенерации аксонов периферических нервов после их механических или химических повреждений [Strand, Kung, 1980; Strand et al, 1993; Van de Meent et al., 1997; Verhaagen et al., 1986; Lankhorst et al., 2000]. Отечественный препарат семакс синтетический аналог фрагмента АКТГ (АКТГ47-Рго-01у-Рго) хорошо известен в клинике как ноотропное средство и протектор постишемической дегенерации нейронов [Пономарева-Степная и др., 1989; Ашмарин и др., 1997; Асташкина и др., 2001]. Возможность облегчающих воздействий семакса на регенерацию периферических аксонов до сих пор не была изучена.

Другой группой соединений, способствующих регенерации нервной ткани, являются металл о- и эндопротеиназы. К их числу принадлежит и сериновая протеиназа урокиназа (УК) (54кД). Этот белок известен как активатор плазминогена и поставщик плазмина в примембранном слое клеток. В последние годы показано, что в составе молекулы УК, - наряду с протеолитическим доменом -имеются и другие, предназначенные для связывания УК с мембранными рецепторами и запуска каскада внутриклеточных реакций [Stepanova et al., 1999; Степанова, Ткачук 2002]. Обнаружено повышение уровня эндогенной урокиназы и ее высвобождение из конусов роста растущих аксонов, а также прирост числа рецепторов к урокиназе на конусах роста регенерирующих аксонов in vitro и in vivo [Hantai, Rao, Festoff, 1990; Nakajama et al., 1996; Seeds et al., 1997]. Высказываются предположения, что этот полифункциональный белок может играть важную роль в ремоделировании различных тканей, в том числе, - и нервной, стимулируя прорастание аксонов и выживание нейронов [Muir et al.,1998; Farias-Eisner et al. 2000]. Вопрос о способности экзогенно вводимой урокиназы облегчать регенерацию периферических аксонов in vivo после их повреждения до сих пор оставался не изученным.

Цель и задачи исследования. Целью данной работы было изучение возможных стимулирующих воздействий двух препаратов - синтетического пептида семакса и сериновой протеиназы урокиназы - на процессы регенерации периферических нервов у мыши.

В работе были поставлены следующие конкретные задачи.

1. Разработать модель ДРС мышц задней конечности у мышей, используя метод локального раздавливания малоберцового нерва; определить оптимальные сроки и функциональные параметры процесса регенерации аксонов для тестирования нейротрофических воздействий.

2. Изучить влияние хронического (7-9 суток) внутрибрюшинного или интраназального введения мышам препарата семакс (50, 100, 200мкг/кг/сутки) на микроструктуру и функциональные показатели регенерирующих аксонов (возбудимость, скорость проведения, ритмическую активность и другие). Сопоставить эффекты семакса с действием других известных нейротрофических препаратов (а-МСГ и рибоксина).

3. Исследовать влияние препарата семакс на процессы прорастания нервных отростков in vitro - на культуре эмбриональных спинальных нейронов лягушки.

4. Изучить нейротрофические эффекты урокиназы, наносимой на нерв сразу после его раздавливания путем локальной одноразовой аппликации в составе плюронического геля, обеспечивающего градуальное высвобождение препарата. Сопоставить эффекты урокиназы с действием другого сходного с ней по протеиназной активности агента - тканевого активатора плазминогена - на процессы регенерации аксонов и реиннервации мышц.

5. Сопоставить нейротрофические эффекты введения in vivo полноразмерной формы (урокиназы) и отдельных ее доменов, отличающихся характером активности.

6. Изучить последствия совместного введения препаратов "семакс" и "урокиназа" на процессы регенерации периферических аксонов и восстановления двигательной иннервации мышц голени.

Научная новизна.

В результате проведенных исследований на мышах детально разработана модель ДРС, позволяющая проводить скрининг нейротрофических препаратов. Обнаружена ранее не известная способность препарата семакс избирательно, дозо-зависимо облегчать процессы регенерации крупных сенсорных аксонов(из группы первичных афферентов) в составе смешанного периферического нерва.

В работе впервые установлено, что экзогенная урокиназа при ее локальной аппликации на раздавленный нерв обладает нейротрофической активностью: способна дозо-зависимо и равноэффективно облегчать регенерацию как моторных, так и сенсорных аксонов смешанного нерва.

Установлен ранее не известный факт, что для проявления нейротрофической активности урокиназы необходимо действие полноразмерной формы белка, включающей как протеолитический, так и рецептор-связывающие домены.

Впервые показано, что при совместном введении мышам препаратов семакс и урокиназа удается достигнуть выраженного облегчения процессов регенерации аксонов. При этом результативность совместного введения препаратов превышает эффекты их действия поодиночке.

Научно-практическая значимость.

В работе удалось обнаружить новый аспект физиологической активности уже известного пептидного ноотропного препарата семакса. Установленный факт избирательного облегчения семаксом регенерации группы сенсорных аксонов и нейронов (кожной тактильной чувствительности) представляет ценность с общенаучной точки зрения - для понимания специфики действия коротких нестероидогенных фрагментов АКТГ на нервную и другие системы организма. Кроме того, этот факт имеет и прикладное значение - для возможного клинического использования семакса в терапии сенсорных невропатий.

Несомненный научный интерес представляет и обнаруженная в данной работе нейротрофическая активность экзогенной урокиназы. Выявленная способность урокиназы - при локальной аппликации препарата на нерв - облегчать регенерацию как моторных, так и сенсорных аксонов, по-новому высвечивает диапазон действия этого полифункционального белка. Проведенный в работе анализ вклада отдельных доменов урокиназы в реализацию ее эффектов может оказаться полезным для понимания механизмов нейротрофического действия урокиназы на уровне периферических аксонов. В целом, представленные в работе данные позволяют дополнить имеющийся список нейротрофических агентов двумя новыми - препаратами семакс и урокиназа, приближают к пониманию механизмов нейротрофического действия этих агентов, открывают перспективы для их индивидуального либо совместного применения в клинике периферических сенсомоторных невропатий.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Обзор литературы будет посвящен рассмотению данных, касающихся денервационно-реиннервационных процессов в периферическом двигательном нерве мыши и анализу имеющихся фактов о характере действия двух разных по природе химических соединений - семакса и урокиназы -на пластические процессы в периферической нервной системе.

I. Общая характеристика денервационно-реиннервационного синдрома.

История изучения денервационно-реиннервационного синдрома (ДРС) насчитывает более полувека. В настоящее время под ДРС понимают сложный комплекс перестроек, происходящих после повреждения аксонов (аксотомии) нервных клеток, которые можно разбить на два основных этапа. Во-первых, - это специфические постденервационные изменения (в том числе - дегенеративные) самих нейронов, их аксонов и клетки-мишени (мышцы), связанные с нарушением целостности нервно-мышечных связей [Оке, 1969; Шеперд, 1987] и, во-вторых, -это компенсационные процессы, то есть процессы, направленные на восстановление целостности аксона и тела нейрона, его прорастания к денервированной клетке-мишени и ее реиннервации. Оба феномена весьма сложны и включают множество характерных изменений в мотонейронах и клетках-мишенях. Поэтому мы кратко рассмотрим лишь основные явления, характерные для денервационно-реиннервационного синдрома.

1.1. Влияние аксотомии на нейроны. Классическое описание событий, происходящих в нерве после его перерезки принадлежит Рамон-и-Кахалу [Са)а1, 1911; 1968; 1980]. Рамон-и-Кахал первым сформулировал теорию денервационно-реиннервационного синдрома, протекающего в поврежденной ПНС, впоследствии подтвердившуюся во многих других исследованиях и ставшей классической [Оке, 1969; Питере и др., 1972; Шаде, Форд, 1976; Ье1оигпеаи, 1982; Гехт, 1990].

В работах Рамон-и-Кахала и других было показано, что в месте повреждения нерва нарушается целостность структуры аксонов, и это приводит к полной дегенерации и распаду аксона ниже места его пережатия, - т.н. Уоллеровскому перерождению. При этом скорость дегенерации аксонов зависит от уровня перерезки аксонов - чем выше место повреждения нерва (ближе к телам клеток) тем медленнее развивается дегенерация и также медленнее происходит регенерация и реиннервация органа-мишени, от их размеров и степени миелинизации - наиболее толстые миелинизированные волокна перерождаются быстрее, чем безмякотные. сома

А) .■./ '' "; л5

Б)

В) » ■ / макрофаг раздавливание дегенерация Шванновские клетки I

I/ 1 ' V У? у, !!1лг « «гх.'.'ыфу»4»1^ "■»'<•"*••'• конус роста

Бюнгеровская лента '

Рисунок 1. Схема денервационно-реиннервационного процесса в периферической нервной системе. (А)- типичный мотонейрон позвоночного; (Б)-раздавливание акона; (В)- формирование конуса роста и прорастание аксона к тканям-мишеням.

На основании экспериментальных и клинических данных установлено, что уже спустя 10-12 часов после повреждения аксона в его дистальной части (ниже места повреждения) наступает гипертрофия нейрофибрилл и отек осевого цилиндра. Спустя 12-19 часов после перерезки волокна начинается разрыхление пластин миелина, окружающего аксон и изменения в цитоплазме Шванновских клеток: объем цитоплазмы увеличивается в первые несколько суток после перерезки, в цитоплазме появляются вакуоли и многочисленные гранулы диаметром около ЮОнм. Фрагменты распадающейся миелиновой оболочки и дегенерирующего аксона подвергаются фагоцитозу тканевыми макрофагами, а также захвату самими Шванновскими клетками. Через двое суток после перерезки аксона отчетливо заметен распад аксона на фрагменты. (Тем не менее периферический участок волокна в первые 24-36 часов после перерезки еще способен отвечать на химическое и электрическое раздражение). В последующие несколько суток происходит окончательный распад материала аксона и его полное исчезновение: вся внутренняя часть осевого цилиндра оказывается заполненной Шванновскими клетками. Что же касается Шванновских клеток, то, напротив, в области повреждения аксона вскоре начинается пролиферация Шванновских клеток. Шванновские клетки, находящиеся внутри периневрия, начинают митотически делиться и сливаться между собой, образуя полосу многоядерного синцития, которая располагается в эндоневральной трубке (на месте поврежденного и распавшегося нервного волокна). Именно этот синцигиальный тяж Шванновских клеток и образует "контактный направляющий" путь, по которому в дальнейшем растут регенерирующие аксоны внутри эндоневральной трубки [Шаде, Форд 1976].

В проксимальном участке поврежденного нервного ствола также протекают дегенеративные изменения, однако они более локализованы. В зависимости от уровня, протяженности и характера повреждения нерва дегенерация проксимального конца нерва может быть ограниченной всего лишь несколькими (2-3) сантиметрами его длины. Дегенеративные изменения в более центральных участках аксона, как правило, незначительны, (если место повреждения аксона не находится слишком близко к телу клетки).

Перерезка нерва почти сразу вызывает характерные структурные и биохимические изменения и в соме мотонейрона. Наиболее яркой и демонстративной реакцией сомы на аксотомию является хроматолиз. Ультраструктурным эквивалентном хроматолиза является аномальное возрастание числа рибосом, нарушение структуры и организации цистерн гранулярного (шероховатого) эндоплазматического ретикулума в соме нейрона. Глиальные клетки очень плотно окружают "'больной" нейрон, врастают в места синаптических контактов нейрона с другими клетками, тем самым, оттесняют и как бы изолируют пресинаптические терминали соседних нейронов от дендритов и клеточного тела и дендритов поврежденного нейрона (т.н. synaptic stripping - синаптическое отслоение). А так как большинство синаптических входов мотонейрона -тормозные, то такая "изоляция" сопровождается характерной гипервозбудимосты-о хроматолизированного и регенерирующего мотонейрона [Оке, 1969]. Хроматолиз сопровождается активацией синтеза некоторых нейротрофических факторов,

Заключение Диссертация по теме "Физиология", Вардья, Ирина Вадимовна

ВЫВОДЫ

1. Разработана экспериментальная модель денервационно-реиннервационного синдрома мышц задней конечности мышей in vivo. Прослежены этапы структурно-функционального восстановления регенерирующих аксонов малоберцового нерва и реиннервации скелетной мышцы голени (т.extensor digitorum longus) в период 1-11 суток после раздавливания нерва. Отработаны оптимальные сроки и показательные параметры регенерации волокон для тестирования нейротрофических эффектов.

2. На фоне курсового внутрибрюшинного введения мышам семакса (50мкг/кг/сутки) обнаружено ускоренное восстановление числа крупных аксонов в составе регенерирующего смешанного нерва. Количество аксонов с диаметром более 6,5мкм к 11-ым суткам после раздавливания нерва возрастает под действием семакса на 25,0 %(р <0,05).

3. Семакс при хроническом внутрибрюшинном или интраназальном введении (50-200мкг/кг/сутки) незначительно изменяет ход реобазной кривой и показатели М-ответа реиннервированной мышцы (амплитуду и латентный период), что свидетельствует о слабовыраженных эффектах препарата в отношении процесса регенерации моторных аксонов и реиннервации мышцы.

4. Интраназальное введение семакса (50-200мкг/кг/сутки) приводит к значительным дозозависимым сдвигам функциональных показателей регенерирующих сенсорных аксонов - приросту амплитуды, укорочению JI11 и длительности суммарного ПД нерва, повышению способности к воспроизведению высокочастотной импульсации. Стимулирующее действие семакса не уступает по выраженности аналогичным эффектам препаратов сравнения - а-МСГ и рибоксину.

5. Сериновая протеиназа урокиназа при аппликации на нерв способна дозозависимо ускорять восстановление ряда функциональных показателей ПД сенсорных аксонов и М-ответа реиннервированной мышцы. Ускорение регенерации аксонов равно выражено как в моторных, так и сенсорных волокнах малоберцового нерва.

6. Тканевой активатор плазминогена (ТАП) при аппликации на нерв вызывает дозозависимое ускорение восстановления функциональных параметров моторных и сенсорных аксонов, но менее выраженное, чем урокиназа.

7. Модифицированные формы урокиназы, лишенные протеолитической активности, либо способности взаимодействовать с мембранными рецепторами, при аппликации на раздавленный нерв не оказывали достоверного облегчающего воздействия на процесс регенерации аксонов малоберцового нерва.

8. Совместное введение мышам семакса (100мкг/кг/сутки) и полноразмерной формы урокиназы (200нмоль однократно) приводит к значительному ускорению процессов восстановления структурно-функциональных показателей регенерирующих сенсорных и моторных волокон нерва. Нейротрофический эффект от совместного действия превышает по ряду показателей результаты раздельного введения препаратов.

ИСКРЕННЕ БЛАГОДАРЮ

Маму Валентину Владимировну Зимину и научного руководителя д.б.н., вед. науч. сотрудника каф. ФЖЧ Ольгу Петровну Балезину за героическое терпение, стойкость, поддержку, руководство и всестороннюю помощь в осуществлении и написании данной работы.

Ведущего инженера каф. ФЖЧ Леонида Ивановича Чудакова за поддержку и высококвалифицированное инженрно-техническое руководство при создании новых экспериментальных электрофизиологических установок. Эти разработки позволили провести данную работу на более высоком профессиональном, уровне.

К.б.н. заведующего лабораторией электронной микроскопии ИБР им. Кольцова Дмитрия Викторовича Гуляева за поддержку и помощь в осуществлении морфологических исследований в данной работы.

Професора Владимира Борисовича Кошелева за поддержку и помощь в создание, написание этой работы и ценные замечания при ее рецензировании.

Коллективу рабочей группы под руководством д.б.н., вед. вед.научного сотрудника Ольги Петровны Бстезиной и коллективу кафедры Физиологии Человека и Животных за поддержание теплой и рабочей атмосферы, терпение, понимание и помощь в работе. с искренним уважением и признательностью,

Ирина Вардъя

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В данной работе разработана оригинальная модель ДРС мышц голени у мышей ш vivo. Модель позволяет детально отслеживать процессы посттравматического прорастания периферических нервных волокон (отдельно моторных и сенсорных) и восстановления двигательной и сенсорной (тактильной) периферической иннервации. Удалось найти оптимальный момент - 11 сутки после раздавливания нерва,- когда сдвиги структурно-функциональных параметров регенерирующих аксонов легко определимы, ярко выражены и могут быть использованы для оценки эффективности действия того или иного нейротрофического препарата. Использованные комплексные показатели позволили оценить структурные и функциональные перестройки нервных и мышечных волокон, представить возможные механизмы нейротрофического действия исследуемых фармакологических препаратов.

На модели регенерирующего малоберцового нерва мыши обнаружена способность семакса вызывать облегчение процессов восстановления определенной группы сенсорных волокон (из группы кожных тактильных афферентов), входящих в состав периферического смешанного нерва мыши. Анализ эффектов семакса. а также данные литературы позволяют сделать предположение, что хроническое введение семакса не затрагивает процессов прорастания аксонов, а направлено, скорее, на поддержание выживаемости нейронов и ускоренное восстановление их структурно-функционального статуса.

Во второй части работы, с использованием экспериментальной модели ДРС. обнаружена специфическая нейротрофическая активность экзогенной урокиназы в отношении регенерирующих периферических аксонов. Установлено, что эффективна однократная аппликация этого белка на нерв (в месте его раздавливания) в составе плюроническогго геля, создающего условия для медленного высвобождения препарата. Причем аппликация белка сразу после раздавливания нерва является оптимальным моментом для проявления нейротрофической активности экзогенной урокиназы. По данным литературы, в это время наблюдается дефицит эндогенной протеолитической активности, и имеет место 12-50 часовая задержка в начале регенерации аксонов (Tapia et al., 1996; McGuire et al., 1991). По-видимому, введение экзогенной урокиназы именно в этот момент восполняет имеющийся дефицит протеиназ. В работе показано, что в отличие от семакса, урокиназа равноэффективно облегчает регенерацию и сенсорных, и моторных волокон малоберцового нерва. Нейротрофические эффекты этого белка демонстрируют высокую специфичность в том смысле, что близкий урокиназе по структуре и функции ТАП, хотя и оказывает облегчающий эффект, но значительно (на 15-40%) менее выраженный, чем у урокиназы. Впервые показано, что для проявления нейротрофического эффекта урокиназы недостаточно аппликации на нерв только ее протеолитического домена -необходимо использовать полноразмерную форму белка. По-видимому, наличие рецепторных доменов в составе молекулы создает в этот момент необходимые ч/ условия для проявления направленной протеолитической активности и, возможно, других свойств урокиназы, определяющих ее специфическую нейротрофическую активность. В отличие от семакса, эффективно действующего даже при его системном введении, - для проявления нейротрофической активности урокиназы очевидно необходимо более прицельное региональное воздействие -непосредственно на аксоны и конусы роста. Можно предположить, что локальная аппликация белка приводит к ускорению прорастания формирующихся конусов роста аксонов в месте повреждения. В целом, представленные в работе данные свидетельствуют, что урокиназа может использоваться не только в сердечнососудистой, но и неврологической клинике, - для ускорения регенерации и прорастания аксонов при условии внесения в область разрыва или раздавливания нерва сразу или в течение нескольких часов после травмы.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Вардья, Ирина Вадимовна, Москва

1. Асташкина Е.И., Беспалова Ю.Б., Гривенников И.А., Смирнов О.Н., Глезер М.Г., Грачев C.B., Мясоедов Н.Ф. Эффекты Семакса на Са2+ ответ в нейтрофилах человека. // ДРАН.2000.

2. Ашмарин И.П., Незавибатько В.Н., Мясоедов Н.Ф. Каменский A.A., Гривенников И.А. и др. Ноотропный аналог адренокортикотропина (4-10) семакс. //Ж.В.Н.Д. 1997. 47 (2), Р. 139-145.

3. Балезина О.П. Сравнительная организация нервно-мышечных синапсов фазных мышц позвоночных.//Успехи физиологических наук, 1989, 20, С. 68-89.

4. Вардья И.В., Балезина ОП., Попов C.B. Влияние аналога актг47 семакса на прорастание периферических аконов в экспериментах in vivo и in vitro. // Нейрохимия. 2002. в печати.

5. Вафин А.Ю. Морфофункциональная оценка влияния рибоксина на регенерацию периферического нерва.//Российские морфологические ведомости. 1999. N.1-2. С.43-45.

6. Гехт Б.М., Ильина Н. А. Нервно-мышечные болезни.// Москва, Изд-во "Медицина". 1982.

7. Гехт Б.М. Основы электромиографии.// Москва, Изд-во "Медицина". 1990.

8. Жуков Е.И. Развитие сократительной функции двигательного аппарата.// Москва, Изд-во "Мир", 1979.

9. Камкин и др., 1985; 1986 цитированно по Питере Д. Ультраструктура нервной системы.

10. Рамон-и-Кахал, 1911; 1968; 1980 цитированно по Питере Д. Ультраструктура нервной системы.

11. Оке С. Основы нейрофизиологии. Москва, Изд-во "Мир", 1969, С. 104-137.

12. Питере Д. Ультраструктура нервной системы., Москва, Изд-во "Мир", 1972, 275-416.

13. Розен В.Б. Основы эндокринологии. 1994. Изд-во МГУ. С.73-78.

14. Синельников Р.Д., Атлас анатомии человека. Т.4.1985, Москва, Изд-во "Мир"

15. Степанова В.В.,Ткачук В.А., Урокиназа как мультидоменный белок и полифункциональный регулятор клеток.//Биохимия. 2002. 67. N.1. С.127-138.

16. Челышев Ю.А. Факторы поддержания регенерации периферических нервов.//Успехи физиологических наук, 1995, 26. N.3. С. 57-69.

17. Челышев Ю.А., Сайткулов К. Шванновские клетки: развитие, фенотипическая характеристика.//Успехи физиологических наук. 2000, 31. N.3. С.61-68.

18. Шаде, Форд Основы неврологии.// Москва, Изд-во "Мир" 1976.

19. Шеперд Г. Нейробиология. // Т.1. Москва. Изд-во "Мир". 1987.

20. Akassoglou, К., Kombrinck, K.W., Degen, J.L.and Strickland, S., Tissue plasminogen activator-mediated fibrinolysis protects against axonal degeneration and demyelination after sciatic nerve injury, J Cell Biol, 2000.149.P. 1157-66.

21. Albrecht-Goepfert E, Scbempp H, Elstner EF. Modulation of the production of reactive oxygen species by pre- activated neutrophils by aminoadamantane derivatives. Biochem Pharmacol. 1998. 56.N.1.P.141-52.

22. Albrecht-Goepfert, E., Schempp, H. and Elstner, E.F., Modulation of the production of reactive oxygen species by pre- activated neutrophils by aminoadamantane derivatives, Biochem Pharmacol. 1998. 56.P.141-52.

23. Albuquerque EX, Tiedt TN, Guth L. Degenerating nerve fiber products do not alter physiological properties of adjacent innervated skeletal muscle fibers. Science1977.198.N.4319.P. 839-41.

24. Albuquerque EX, Warnick JE, Guth L. The demonstration of neurotrophic function by application of colchicine or vinblastine to the peripheral nerve. Exp Neurol 1977.57.N.2.P.622-36.

25. Angaut-Petit, D. and Mallart, A., Ionic channel distribution in regenerating mouse motor endings, J Physiol (Paris). 1985. 80.P.307-11.

26. Appella, E. and Blasi, F., The growth factor module of urokinase is the binding sequence for its receptor, Ann N Y Acad Sci. 1987. 511.P.192-5.

27. Baranes, D., Lederfein, D., Huang, Y.Y., Chen, M., Bailey, C.H. and Kandel, E.R., Tissue plasminogen activator contributes to the late phase of LTP and to synaptic growth in the hippocampal mossy fiber pathway. Neuron. 1998. 21.P. 813-25.

28. Behrendt, N. and Dano, K., Effect of purified, soluble urokinase receptor on the plasminogen- prourokinase activation system, FEBS Lett. 1996. 393.P. 31-6.

29. Benowitz, L.I., Goldberg, D.E., Madsen, J.R., Soni, D. and Irwin, N., Inosine stimulates extensive axon collateral growth in the rat corticospinal tract after injury, Proc Natl Acad Sci USA. 1999. 96.P. 13486-90.

30. Besser D, Bardelli A, Didichenko S, Thelen M, Comoglio PM, Ponzetto C, Nagamine Y. Regulation of the urokinase-type plasminogen activator gene by the oncogene Tpr-Met involves GRB2. Oncogene 1997. 14. N.6.P.705-11.

31. Biewenga, J.E., Schrama, L.H. and Gispen, W.H., Presynaptic phosphoprotein B-50/GAP-43 in neuronal and synaptic plasticity. Acta Biochim Pol. 1996. 43. P.327-38.

32. Bijlsma W.A., Jennekens F.G.I., Schotman P., Gispen W.H. Stimulation by ACTH (4-10) of nerve regeneration following sciatic nerve crush.//Muscle Nerve. 1983. 6. P. 104-112.

33. Bijlsma WA, Jennekens FG, Schotman P, Gispen WH. Neurotrophic factors and regeneration in the peripheral nervous system. Psychoneuroendocrinology 1984.9.P. 199215.

34. Bijlsma WA, Schotman P, Jennekens FG, Gispen WH, De Wied D. The enhanced recovery of sensorimotor function in rats is related to the melanotropic moiety of ACTH/MSH neuropeptides. Eur J Pharmacol 1983. 92.P. 231-6.

35. Bisby, M.A., Enhancement of the conditioning lesion effect in rat sciatic motor axons after superimposition of conditioning and test lesions. Exp Neurol. 1985. 90.P.385-94.

36. Blasi, F., and Fazioli, F. Urokinase-type plasminogen activator and its receptor: new targets for anti-metastatic therapy?, Trends Pharmacol Sci. 1994.15.P.25-9.

37. Blumberg, H. and Janig, W., Changes in unmyelinated fibers including sympathetic postganglionic fibers of a skin nerve after peripheral neuroma formation, J Auton Nerv Syst.1982. 6.P. 173-83.

38. Bostock, H., Sears, T.A. and Sherratt, R.M., The effects of 4-aminopyridine and tetraethylammonium ions on normal and demyelinated mammalian nerve fibres, J Physiol.1981. 313.P.301-15.

39. Brauer, P.R. and Yee, J.A., Cranial neural crest cells synthesize and secrete a latent form of transforming growth factor beta that can be activated by neural crest cell proteolysis, Dev Biol. 1993. 155.P.281-5.

40. Brigant, J.L. and Mallart, A., Presynaptic currents in mouse motor endings, J Physiol. 1982. 333.P.619-36.

41. Brismar, T. and Jefferys, J.G., Convulsants (benzylpenicillin and pentylenetetrazol) on potential clamped myelinated axons from the rat, Acta Physiol Scand. 1980. 110.P. 145-8.

42. Burke R.E. Motor units: anatomy, physiology and functional organization //Handbook of physiology. Sect. I. The nervous system. New York. 1981.2.P. 345 422.

43. Cajal S.R. 1911; 1968; 1980 цитированно по Питере Д. Ультраструктура нервной системы., Москва, Изд-во "Мир", 1972, 275-416.

44. Carmeliet, P. and Collen, D., Genetic analysis of the plasminogen and coagulation system in mice, Haemostasis, 26 Suppl.1996 4.P.132-53.

45. Caroni P, Grandes P. Nerve sprouting in innervated adult skeletal muscle induced by exposure to elevated levels of insulin-like growth factors. J Cell Biol. 1990. 110.P. 1307-17.

46. Catsicas S., Grennington G., Pich E.M. Nerve-terminal proteins: to fuse to learn.//Trends Neurosci., 1994,17 N.9, P. 368-373.

47. Chapman, H.A., Plasminogen activators, integrins, and the coordinated regulation of cell adhesion and migration, Curr Opin Cell Biol. 1997. 9.P.714-24.

48. Chapman, H.A., Plasminogen activators, integrins, and the coordinated regulation of cell adhesion and migration, Curr Opin Cell Biol. 1997. 9.P.714-24.

49. Chen, Z.T. and Strickland, S., Neuronal death in the hippocampus is promoted by plasmin-catalyzed degradation oflaminin. Cell. 1997. 91.P. 917-25.

50. Cheng, L., Khan, M. and Mudge, A.W., Calcitonin gene-related peptide promotes Schwann cell proliferation. J Cell Biol. 1995. 129.P.789-96.

51. Chiu, S.Y., Ritchie, J.M., Rogart, R.B. and Stagg, D., A quantitative description of membrane currents in rabbit myelinated nerve. J Physiol. 1979. 292.P. 149-66.

52. Clark, M.B., Zeheb, R., White, Т.К. and Bunge, R.P., Schwann cell plasminogen activator is regulated by neurons. Glia. 1991. 4.P.514-28.

53. Clowes, A.W., Clowes, M.M., Au, Y.P., Reidy, M.A. and Belm, D. Smooth muscle cells express urokinase during mitogenesis and tissue- type plasminogen activator during migration in injured rat carotid artery. Circ Res. 1990. 67. P. 61-7.

54. Conese, M. and Blasi, Т., Urokinase/urokinase receptor system: internalization/degradation of urokinase-serpin complexes: mechanism and regulation, Biol Chem Hoppe Seyler.1995. 376. P. 143-55.

55. Cubellis, M.V., Wun, T.C. and Blasi, F., Receptor-mediated internalization and degradation of urokinase is caused by its specific inhibitor PAI-1.//EMBO 1990. 9. P. 1079-85.

56. Daval, J.L., Louis, J.C., Gerard, M.J. and Vincendon, G., Influence of adrenocorticotropic hormone on the growth of isolated neurons in culture.//Neurosci Lett. 1983. 36. P.299-304.

57. Davies AM The role of neurotrophins in the developing nervous system.// J Neurobiol. 1994. 25. P. 1334-1348.

58. Davies D.A., Smith M.E. ACTH (4-10) increases quantal content at the mouse neuromuscular junction.//Brain Research, 1994, 637, P. 328-330.

59. Davies SJ, Silver J. Adult axon regeneration in adult CNS white matter. Trends Neurosci. 1998. 21.P. 515.

60. De Wied D, Wolterink G. Structure-activity studies on the neuroactive and neurotropic effects of neuropeptides related to ACTH. Ann N Y Acad Sci. 1988. 525.P. 130-40.

61. Dekker A., Gispen W.H., de Wied D. Axonal regeneration, growth factors and neuropeptides.//Life Sciences, 1987, 41, P. 1667-1678.

62. Dekker LV, De Graan PN, Versteeg DH, Oestreicher AB, Gispen WH. Phosphorylation of B-50 (GAP43) is correlated with neurotransmitter release in rat hippocampal slices. JNeurochem. 1989. 52.P. 24-30.

63. DeKoning P., Verhaagen J., Sloot W., Jennekens F.G.I., Gispen W.H. Org 2766 stimulates collateral sprouting in the soleus muscle of the rat following partial denervation.//Muscle Nerve, 1989, 12, P. 353-359.

64. Del Bigio, M.R. and Jacque, C.M., Localization of proteinase expression in the developing rabbit brain, Brain Res Dev Brain Res. 1995. 86. P.345-7.

65. Deng, G., Curriden, S.A., Wang, S., Rosenberg, S. and Loskutoff, D.J., Is plasminogen activator inhibitor-1 the molecular switch that governs urokinase receptor-mediated cell adhesion and release? J Cell Biol. 1996. 134. P.1563-71.

66. Donald C.Lo. Neurotrophic factors and synaptic plasticity.//Neuron, 1995, 15, P. 979-981.

67. Dubovy, P. and Svizenska, I., Migration of Schwann cells from the distal stump of the sciatic nerve 1 week after transection: the effects of insulin and cytosine arabinoside. Glia. 1992. 6. P.281-8.

68. Dumler, I., Petri, T. and Schleuning, W.D., Induction of c-fos gene expression by urokinase-type plasminogen activator in human ovarian cancer cells. FEBS Lett. 1994. 343. P.103-6.

69. Dumler, I., Petri, T. and Schleuning, W.D., Interaction of urokinase-type plasminogenactivator (u-PA) with its cellular receptor (u-PAR) induces phosphorylation on tyrosine of a 38 kDa protein. FEBS Lett. 1993. 322.P.37-40.

70. Dumler, I., Weis, A., Mayboroda, O.A., Maasch, C., Jerke, U., Haller, H. and Gulba, D.C., The Jak/Stat pathway and urokinase receptor signaling in human aortic vascular smooth muscle cells. J Biol Chem. 1998. 273.P.315-21.

71. Dunican DJ, Doherty P. The generation of localized calcium rises mediated by cell adhesion molecules and their role in neuronal growth cone motility. Mol Cell Biol Res Commun. 2000. 3. P. 255-63.

72. Dyer JK, Ahmed AR, Oliver GW, Poulton CW, Haynes LW. Solubilisation partial characterisation of the alpha-MSH receptor on primary rat Schwann cells. FEBS Lett. 1993. 336. P. 103-6.

73. Dyer JK, Philipsen HL, Tonnaer JA, Haynes LW. An analysis of binding specificity of the alpha-MSH derivative Org2766 in cultured rat Schwann cells. Ann N Y Acad Sci. 1993. 680.P. 496-8.

74. Dyer JK, Philipsen HL, Tonnaer JA, Hermkens PH, Haynes LW. Melanocortin analogue Org2766 binds to rat Schwann cells, upregulates NGF low-affinity receptor p75, and releases neurotrophic activity. Peptides. 1995. 16.P. 515-22.

75. Edwards PM, Verhaagen J, Spierings T, Schotman P, Jennekens FG, Gispen WH. The effect of ACTH4-10 on protein synthesis, actin and tubulin during regeneration. Brain Res Bull. 1985. 15.P. 267-72.

76. Ellis, V., Scully, M.F. and Kakkar, V.V., Plasminogen activation initiated by single-chain urokinase-type plasminogen activator. Potentiation by U937 monocytes, J Biol Chem. 1989. 264.P.2185-8.

77. Endo, A., Nagai, N., Urano, T., Ihara, H., Takada, Y., Hashimoto, K. and Takada, A., Proteolysis of highly polysialylated NCAM by the tissue plasminogen activator-plasmin system in rats, Neurosci Lett. 1998. 246.P.37-40.

78. Ernsberger U, Edgar D, Rohrer H. The survival of early chick sympathetic neurons in vitro is dependent on a suitable substrate but independent of NGF. Dev Biol. 1989. 135. P. 250-62.

79. Ernsberger U, Sendtner M, Rohrer H. Proliferation and differentiation of embryonic chick sympathetic neurons: effects of ciliary neurotrophic factor. Neuron. 1989. 2. P. 1275-84.

80. Estreicher, A., Wohlwend, A., Belin, D., Schleuning, W.D. and Vassalli, J.D., Characterization of the cellular binding site for the urokinase-type plasminogen activator, J Biol Chem. 1989. 264. P.l 180-9.

81. Fawcett JP, Bamji SX, Causing CG, Aloyz R, Ase AR, Reader TA, McLean 1H, Miller FD. Functional evidence that BDNF is an anterograde neuronal trophic factor in the CNS. J Neurosci. 1998. 18.P. 2808-21.

82. Festoff BW, Rao JS, Hantai D. 1991. Plasminogen activators and inhibitors in the neuromuscular system: III. The serpin protease nexin I is synthesized by muscle and localized at neuromuscular synapses. J Cell Physiol 147:pp. 76-86.

83. Festoff BW, Rao JS, Rayford A, Hantai D. 1990. Plasminogen activators and their inhibitors in the neuromuscular system: II. Serpins and serpin: protease complex receptors increase during in vitro myogenesis. J Cell Physiol 144:pp. 272-9.

84. Festoff, B.W., Hantai, D., Soria, J., Thomaidis, A. and Soria, C., Plasminogen activator in mammalian skeletal muscle: characteristics of effect of denervation on urokinase-like and tissue activator. J Cell Biol. 1986. 103.P. 1415-21.

85. Fields R.D., Iton K. Neural cell adhesion molecules in activity-dependent development and synaptic plasticity.Trends Neurosci., 1996, 19, P. 473-480.

86. Frey, U., Muller, M. and Kuhl, D., A different form of long-lasting potentiation revealed in tissue plasminogen activator mutant mice. J Neurosci. 1996. 16. P. 2057-63.

87. Fu SY, Gordon T. The cellular and molecular basis of peripheral nerve regeneration. Mol Neurobiol. 1997. 14. P. 67-116.

88. Fugleholm, K.; Schmalbruch, H., and Krarup, C. Post reinnervation maturation of myelinated nerve fibers in the cat tibial nerve: chronic electrophysiological and morphometric studies. J Peripher Nerv Syst. 2000. 5. P. 82-95.

89. Futerman A.H., Banker G.A. The economics of neurite outgrowth the addition of new membrane to growing axons.Trends Neurosci., 1996, 19, P. 144-149.

90. Gantz I, Miwa H, Konda Y, Shimoto Y, Tashiro T, Watson SJ, DelValle J, Yamada T. Molecular cloning, expression, and gene localization of a fourth melanocortin receptor. J Biol Chem. 1993. 268. P. 15174-9.

91. Gantz, I., Miwa, H., Konda, Y., Shimoto, Y., Tashiro, T., Watson, S.J., DelValle, J. and Yamada, T., Molecular cloning, expression, and gene localization of a fourth melanocortin receptor. J Biol Chem. 1993. 268. P. 15174-9.

92. Gerritsen van der Hoop R, Hamers FP, Neijt JP, Veldman H, Gispen WH, Jennekens FG Protection against cisplatin induced neurotoxicity by ORG-2766: histological and electrophysiological evidence. JNeurol Sci. 1994. 126. P.109-115.

93. Gerritsen van der Hoop, Muller, L.J., R., Moorer-van Delft, C.M., Gispen, W.H. and Roubos, E.W., Morphological and electrophysiological study of the effects of cisplatin and ORG.2766 on rat spinal ganglion neurons. Cancer Res. 1990. 50. P.2437-42.

94. Gerritsen van der Hoop, R., Hamers, F.P., Neijt, J.P., Veldman, H., Gispen, W.H. and Jennekens, F.G., Protection against cisplatin induced neurotoxicity by ORG 2766: histological and electrophysiological evidence. JNeurol Sci. 1994. 126. P.109-15.

95. Giannini, C.; Lais, A. C., and Dyck, P. J. Number, size, and class of peripheral nerve fibers regenerating after crush, multiple crush, and graft. Brain Res. 1989. 23.1. N.500.P.131-8.

96. Gillespie. M.J., Gordon T., Murphy P.R. Reinnervation of the lateral gastrocnemius and soleus muscles in the rat by their common nerve.//J. Physiol., 1986, 372, P. 485-500.

97. Gispen WH, Hamers FP, Pette C, Bravenboer B, Vecht CJ, Neijt JP. Cisplatin-induced neuropathy in mature rats: effects of the melanocortin-derived peptide ORG-2766. Cancer Chemother Pharmacol 1993,32: 162-166.

98. Gispen WH, Verhaagen J, Bar D. ACTH/MSH-derived peptides and peripheral nerve plasticity: neuropathies, neuroprotection and repair. Prog Brain Res. 1994. 100. P. 223-9.

99. Greensmith L., Vrbovä G. Motoneurone survival: a functional approach.//Trends Neurosci., 1996, 19, P. 450-455.

100. Gutmann E, Sanders F.K. Recovery of fiber numbers and diameters in the regeneration of peripheral nerves. J. Physiol(London). 1943. 101. P.489-518.

101. Hahr and F. Bonhoerffer. Perspectives on axonal regeneration in the mammalian CNS.//TINS, 1994,17 (11), P. 473-479.

102. Hölscher C. Nitric oxide, the enigmatic neuronal messenger: its role in synaptic plasticity.// Trends Neurosci., 1997, 20, P. 298-303.

103. Haddock, R.C., Spell, M.L., Baker, C.D. 3rd, Grammer, J.R., Parks, J.M., Speidel, M. and Booyse, F.M., Urokinase binding and receptor identification in cultured endothelial cells, j Biol Chem. 1991. 266. P.21466-73.

104. Hadlock T, Sundback C, Koka R, Hunter D, Cheney M, Vacanti J. A novel, biodegradable polymer conduit delivers neurotrophins and promotes nerve regeneration. Laryngoscope. 1999.109.P.1412-6.

105. Hall Z.W. Laminin ß2 (S-laminin): a new player at the synapse.//Science, 1995, 269, P. 362-363.

106. Hamers FP, Pette C, Neijt JP, Gispen WH. The ACTH-(4-9) analog, ORG 2766, prevents taxol-induced neuropathy in rats. Eur J Pharmacol. 1993.233.N.1.P.177-8.

107. Hantai, D., Rao, J.S. and Festoff, B.W., Rapid neural regulation of muscle urokinase-like plasminogen activator as defined by nerve crush. ProcNatlAcadSciUSA. 1990.87. P. 2926-30.

108. Haudon P.G., Drapeau P. From contact to connection: early events during synaptogenesis.//TINS, 1995,18 (4), P. 196-201.

109. Hayden, S.M. and Seeds, N.W., Modulated expression of plasminogen activator system components in cultured cells from dissociated mouse dorsal root ganglia. J Neurosci. 1996.16.P.2307-17.

110. Henderson CE, Camu W, Mettling C, Gouin A, Poulsen K, Karihaloo M, Rullamas J, Evans T, McMahon SB, Armanini MP, et al. Neurotrophins promote motor neuron survival and are present in embryonic limb bud. Nature. 1993. 363.P. 266-70.

111. Herz, J., Clouthier, D.E. and Hammer, R.E., LDL receptor-related protein internalizes and degrades uPA-PAI-1 complexes and is essential for embryo implantation. Cell. 1992. 71.P.411-21.

112. Heumann R, Korsching S, Bandtlow C, Thoenen H. Changes of nerve growth factor synthesis in nonneuronal cells in response to sciatic nerve transection. J Cell Biol. 1987.104.P. 1623-31.

113. Hoffer MM, Perry J, Melkonian GJ. Dynamic electromyography and decisionmaking for surgery in the upper extremity of patients with cerebral palsy. J Hand Surg Am., 1979.4. P. 424-31.

114. Hohn A, Leibrock J, Bailey K, Barde YA. Identification and characterization of a novel member of the nerve growth factor/brain-derived neurotrophic factor family. Nature. 1990. 344. P. 339-41.

115. Hoi EM, Gispen WH, Bar PR. ACTH-related peptides: receptors and signal transduction systems involved in their neurotrophic and neuroprotective actions. Peptides. 1995. 16.N.5,P.979-93.

116. Hoi EM, Mandys V, Sodaar P, Gispen WH, Bar PR. Protection by an ACTH4-9 analogue against the toxic effects of cisplatin and taxol on sensory neurons and glial cells in vitro. J Neurosci Res. 1994. 39. N.2.P.178-85.

117. Ichinose, A., Fujikawa, K. and Suyama, T., The activation of pro-urokinase by plasma kallikrein and its inactivation by thrombin. J Biol Chem. 1986. 261. P.3486-9.

118. Ishii DN. Implication of insulin-like growth factors in the pathogenesis of diabetic neuropathy. Brain Res Rev. 1995. 20. P.47-67.

119. Kalderon, N., Schwann cell proliferation and localized proteolysis: expression of plasminogen-activator activity predominates in the proliferating cell populations, Proc Natl Acad Sci U S A. 1984. 81.P.7216-20.

120. Kanse, S.M., Kost, C., Wilhelm, O.G., Andreasen, P.A. and Preissner, K.T., The urokinase receptor is a major vitronectin-binding protein on endothelial cells. Exp Cell Res. 1996. 224.P.344-53.

121. Keski-Oja, J., Lohi, J., Tuuttila, A., Tryggvason, K. and Vartio, Т., Proteolytic processing of the 72,000-Da type IV collagenase by urokinase plasminogen activator. Exp Cell Res.1992. 202.P.471-6.

122. Knudsen, B.S., Silverstein, R.L., Leung, L.L., Harpel, P.C. and Nachman, R.L., Binding of plasminogen to extracellular matrix, J Biol Chem. 1986. 261 .P. 10765-71.

123. Kocsis, J.D., Waxman, S.G., Hildebrand, C. and Ruiz, J.A., Regenerating mammalian nerve fibres: changes in action potential waveform and firing characteristics following blockage of potassium conductance. Proc R Soc Lond В Biol Sci.1982. 217.P.77-87.

124. Krystosek, A. and Seeds, N.W., Plasminogen activator release at the neuronal growth cone, Science. 1981. 213.P.1532-4.

125. Krystosek, A. and Seeds, N.W., Peripheral neurons and Schwann cells secrete plasminogen activator. J Cell Biol. 1984.98.P.773-6.

126. Krystosek, A. and Seeds, N.W., Plasminogen activator secretion by granule neurons in cultures of developing cerebellum. Proc Natl Acad Sci U S A. 1981. 78.P.7810-4.

127. Lankhorst, A.J., ter Laak, M.P., Hamers, F.P. and Gispen, W.H. Combined treatment with alphaMSH and methylprednisolone fails to improve functional recovery after spinal injury in the rat, Brain Res, 2000. 859.P.334-40.

128. Lee SJ, Lee TS, Alves SE, Strand FL. Immunocytochemical localization of ACTH-(4-10) in the rat spinal cord following peripheral nerve trauma. Ann N Y Acad Sci 1994. 739.P. 320-3.

129. Letourneau PC. Analysis of microtubule number and length in cytoskeletons of cultured chick sensory neurons. J Neuroschol982. 2.P. 806-14.

130. Levi-Montalcini, Hamburger, 1950 цитированно по Оке С. Основы нейрофизиологии.

131. Lillien LE, Sendtner M, Raff MC. Extracellular matrix-associated molecules collaborate with ciliary neurotrophic factor to induce type-2 astrocyte development. J Cell Biol. 1990. lll.P. 635-44.

132. Lohof, A. M.; Ip, N. Y., and Poo, M. M. Potentiation of developing neuromuscular synapses by the neurotrophins NT-3 and BDNF. Nature. 1993. 27. N.363.P.350-3.

133. Lowrie MB, Shahani U, Vrbova G. Impairment of developing fast muscles after nerve injury in the rat depends upon the period of denervation. J Neurol Sci. 1990. 99.P. 249-58.

134. Luo L, Zhang WN, Zheng YL, Wu FM. Regulation of ACTH4-9 analogue on the Ca2+ level of mouse hippocampal synaptosomes. Sheng Li Xue Bao. 1998.(abstract)

135. Luo, L., Herbrick, J.A., Scherer, S.W., Beatty, B., Squire, J. and Diamandis, E.P., Structural characterization and mapping of the normal epithelial cell- specific 1 gene, Biochem Biophys Res Commun.1998. 247.P. 580-6.

136. Madison, R. D.; Archibald, S. J.; Lacin, R., and Krarup, C. Factors contributing to preferential motor reinnervation in the primate peripheral nervous system. J Neurosci. 1999. 19. P.1007-16.

137. Manchanda, N. and Schwartz, B.S., Single chain urokinase. Augmentation of enzymatic activity upon binding to monocytes, J Biol Chem. 1991. 266. P. 14580-4.

138. Manthorpe, M.; Barbin, G., and Varon, S. Isoelectric focusing of the chick eye ciliary neuronotrophic factor. J Neurosci Res. 1982. 8.P.233-9.

139. Mars, W.M., Zarnegar, R. and Michalopoulos, G.K., Activation of hepatocyte growth factor by the plasminogen activators uPA and tPA. Am J Pathol. 1993. 143.P.949-58.

140. McGuire, P. G. and Seeds, N. W. Degradation of underlying extracellular matrix by sensory neurons during neurite outgrowth. Neuron. 1990.4.P.633-42.

141. McMahon, S. B. and Priestley, J. V. Peripheral neuropathies and neurotrophic factors: animal models and clinical perspectives. Curr Opin Neurobiol. 1995. 5.P.616-24.

142. McQuarrie, I. G. and Jacob, J. M. Conditioning nerve crush accelerates cytoskeletal protein transport in sprouts that form after a subsequent crush. J Comp Neurol. 1991.1.N.305.P.139-47.

143. Michel Roux M., Neumann J-M., Toma F. ACTH binding to phospholipid bilayers: a 1 H-NMR study of the 5-14, 1-14, and 1-24 derivatives. Biopolymers. 1997. 42.P. 731-744.

144. Moonen, G., Grau-Wagemans, M.P., Selak, I., Lefebvre, P.P., Rogister, B., Vassalli, J.D. and Belin, D., Plasminogen activator is a mitogen for astrocytes in developing cerebellum, Brain Res, 352 (1985) 41-8.

145. Moonen, G., Neale, E.A., Macdonald, R.L., Gibbs, W. and Nelson, P.G., Cerebellar macroneurons in microexplant cell culture. Methodology, basic electrophysiology, and morphology after horseradish peroxidase injection, Brain Res, 281 (1982) 59-73.

146. Mousli M., Bueb J.-L., Bronner C., Rouot B, Landry Y. G protein activation: a receptor-independent mode of action for cationic amphiphilic neuropeptides and venom peptides.//TIPS, 1990, 11, P.358-362.

147. Mucinik S., Kotsias B.A. Characteristics of reinnervation of skeletal muscle in the rat.//Acta Physiol. Latinoam., 1976, 26, P. 481-493.

148. Muir, E., Du, J.S., Fok-Seang, J., Smith-Thomas, L.C., Housden, E.S., Rogers, J. and Fawcett, J.W., Increased axon growth through astrocyte cell lines transfected with urokinase, Glia, 23 (1998) 24-34.

149. Munger, J.S., Harpel, J.G., Gleizes, P.E., Mazzieri, R., Nunes, I. and Rifkin, D.B., Latent transforming growth factor-beta: structural features and mechanisms of activation, Kidney Int, 51 (1997) 1376-82.

150. Nagai, N., De Mol, M., Lijnen, H.R., Carmeliet, P. and Collen, D., Role of plasminogen system components in focal cerebral ischemic infarction: a gene targeting and gene transfer study in mice, Circulation, 99 (1999) 2440-4.

151. Nakajima, K.; Reddington, M.; Kohsaka, S., and Kreutzberg, G. W. Induction of urokinase-type plasminogen activator in rat facial nucleus by axotomy of the facial nerve. J Neurochem. 1996 66.P.2500-5.

152. Nakajima, K.; Tsuzaki, N.; Shimojo, M.; Hamanoue, M., and Kohsaka, S. Microglia isolated from rat brain secrete a urokinase-type plasminogen activator. Brain Res. 1992 577.P.285-92.

153. Neary J.T., Rathbone Mitchel P., Cattabeni F., Abbracchio M.P., Burnstoch G. Trophic actions of extracellular nucleotides and nucleosides on glial and neuronal cells.//Trends Neurosci., 1996,19, P. 13-18.

154. Nguyen Q.T., Lichtman J.W. Mechanism of synapse dissambly at the developing neuromuscular junction .//Current Opinion in Neurobiology, 1996, 6, P. 104112.169. NguyeretaL, 1998,

155. Nusrat, A. R. and Chapman, H. A. Jr. An autocrine role for urokinase in phorbol ester-mediated differentiation of myeloid cell lines. J Clin Invest. 1991 87.P.1091-7.

156. Odekon, L. E.; Blasi, F., and Rifkin, D. B. Requirement for receptor-bound urokinase in plasmin-dependent cellular conversion of latent TGF-beta to TGF-beta. J Cell Physiol. 1994.158. P.398-407.

157. Okada, S. S.; Grobmyer, S. R., and Barnathan, E. S. Contrasting effects of plasminogen activators, urokinase receptor, and LDL receptor-related protein on smooth muscle cell migration and invasion. Arterioscler Thromb Vase Biol. 1996 16.P. 1269-76.

158. Ossowski L, Russo-Payne H, Wilson EL. Inhibition of urokinase-type plasminogen activator by antibodies: the effect on dissemination of a human tumor in the nude mouse. Cancer Res. 1991. 51.P. 274-81.

159. Pepper, M. S.; Sappino, A. P.; Stocklin, R.; Montesano, R.; Orci, L., and Vassalli, J. D. Upregulation of urokinase receptor expression on migrating endothelial cells. J Cell Biol. 1993. 122.P.673-84.

160. Plantinga, L. C.; Verhaagen, J.; Edwards, P. M.; Hali, M.; Brakkee, J. H., and Gispen, W. PI. Pharmacological evidence for the involvement of endogenous alpha-MSH- like peptides in peripheral nerve regeneration. Peptides. 1995. 16.P.319-24.

161. Plow EF, Freaney DE, Plescia J, Miles LA. The plasminogen system and cell surfaces: evidence for plasminogen and urokinase receptors on the same cell type. J Cell Biol.1986. 103.P.2411-20.

162. Pollanen J, Stephens R, Salonen EM, Vaheri A. Proteolytic mechanisms operating at the surface of invasive cells. Adv Exp Med Biol. 1988. 233.P. 187-99.

163. Qian Z, Gilbert ME, Colicos MA, Kandel ER, Kuhl D. Tissue-plasminogen activator is induced as an immediate-early gene during seizure, kindling and long-term potentiation. Nature. 1993.361.P. 453-7.

164. R.Hennig. Late reinnervation of the rat soleus muscle is differentially suppressd by chronic stimulation and by ectopic innervation.//Acta Physiol. Scand., 1987, 130, P. 153-160.

165. Ransom B.R., Orkand R.K. Glial-neuronal interactions in non-synaptic areas of the brain: studies in the optic nerve.//Trends Neurosci., 1996, 19, P. 352-358.

166. Rao NK, Shi GP, Chapman HA. Urokinase receptor is a multifunctional protein: influence of receptor occupancy on macrophage gene expression. J Clin Invest. 1995. 96.P. 465-74.

167. Reuning U, Bang NU. Regulation of the urokinase-type plasminogen activator receptor on vascular smooth muscle cells is under the control of thrombin and other mitogens. Arterioscler Thromb 1992. 12. P. 1161-70.

168. Ritchie JM. Sodium and potassium channels in regenerating and developing mammalian myelinated nerves. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 1982. 215.P. 273-87.

169. Robbiati F, Barnathan ES, Kuo A, Rosenfeld L, Kariko K, Leski M, Nolli ML, Henkin J, Cines DB. Interaction of single-chain urokinase-type plasminogen activator with human endothelial cells. J Biol Chem 1990. 265. P. 2865-72.

170. Romero E, Cuisenaire O, Denef JF, Delbeke J, Macq B, Veraart C. Automatic morphometry of nerve histological sections. J Neurosci Methods 2000. 97. P. 111-22.

171. Saadat S, Sendtner M, Rohrer H. Ciliary neurotrophic factor induces cholinergic differentiation of rat sympathetic neurons in culture. J Cell Biol 1989. 108.P. 1807-16.

172. Saint-Come C, Acker GR, Strand FL. Peptide influences on the development and regeneration of motor performance. Peptides. 1982. 3.P. 439-49.

173. Saishoji, T., Higashi, T., Ikeda, K., Sano, H., Jinnouchi, Y., Ogawa, M. and Horiuchi, S., Advanced glycation end products stimulate plasminogen activator activity via GM-CSF in RAW 264.7 cells, Biochem Biophys Res Commun, 217 (1995) 278-85.

174. Saksela O, Hovi T, Vaheri A. Urokinase-type plasminogen activator and its inhibitor secreted by cultured human monocyte-macrophages. J Cell Physiol. 1985. 122. P. 125-32.

175. Saksela O, Rifkin DB. Release of basic fibroblast growth factor-heparan sulfate complexes from endothelial cells by plasminogen activator-mediated proteolytic activity. J Cell Biol. 1990. 110.P. 767-75.

176. Saksela, O., Moscatelli, D., Sommer, A. and Rifkin, D.B., Endothelial cell-derived heparan sulfate binds basic fibroblast growth factor and protects it from proteolytic degradation, J Cell Biol. 1988.107.P.743-51.

177. Schmidt H, Stefani E. Re-innervation of twitch and slow muscle fibres of the frog after crushing the motor nerves. J Physiol. 1976. 258.P. 99-103.

178. Schubert D. Synergistic interactions between transforming growth factor beta and fibroblast growth factor regulate Schwann cell mitosis. J Neurobiol. 1992. 23.P. 1438.

179. Schwartz M.S., Stalberg E., Schiller H.H., Thiele B. The reinnervated motor unit in man .//Journal of Neurobiological Sciences, 1976, 27, P. 303-312.

180. Seeds NW, Haffke S, Christensen K, Schoonmaker J. Cerebellar granule cell migration involves proteolysis. Adv Exp Med Biol 1990. 265.P. 169-78.

181. Seeds NW, Siconolfi LB, Haffke SP. Neuronal extracellular proteases facilitate cell migration, axonal growth, and pathfinding. Cell Tissue Res. 1997. 290.P. 367-70.

182. Seeds NW, Thewke DP. Expression of hepatocyte growth factor/scatter factor, its receptor, c- met, and tissue-type plasminogen activator during development of the murine olfactory system. J Neurosci 1996. 16.P. 6933-44. (см также Hayden)

183. Seeds NW, Verrall S, Friedman G, Hayden S, Gadotti D, Haffke S, Christensen К, Gardner В, McGuire P, Krystosek A. Plasminogen activators and plasminogen activator inhibitors in neural development. Ann N Y Acad Sei 1992. 667.P. 32-40.

184. Seeds NW, Williams BP, Bickford PC. Tissue plasminogen activator induction in Purkinje neurons after cerebellar motor learning. Science 1995. 270.P. 1992-4.

185. Sendtner M., Arakawa Y., Stöckli K.A., Kreutzberg G.W., Thoenen H. Effect of ciliary neurotrophic factor (CNTF) on motoneuron survival.//J. Cell. Sei. Suppl., 1991, 15, P. 103-109.

186. Shadrina, M. I.; Dolotov, О. V.; Grivennikov, I. A.; Slominsky, P. A.; Andreeva, L. A.; Inozemtseva, L. S.; Limborska, S. A., and Myasoedov, N. P.// Neurosci Lett. 2001.V.3. №. 308 (2). P.115-8.

187. Shi R, Blight AR. Differential effects of low and high concentrations of 4-aminopyridine on axonal conduction in normal and injured spinal cord. Neuroscience. 1997. 77. P. 553-62.

188. Siconolfi LB, Seeds NW. Induction of the plasminogen activator system accompanies peripheral nerve regeneration after sciatic nerve crush. J Neurosci. 2001. 21. p. 4336-47.

189. Siconolfi LB, Seeds NW. Mice lacking tPA, uPA, or plasminogen genes showed delayed functional recovery after sciatic nerve crush. J Neurosci. 2001. 21. P. 4348-55.

190. Skottner A, Arrhenius-Nyberg V, Kanje M, Fryklund L. Anabolic and tissue repair functions of recombinant insulin-like growth factor I. Acta Paediatr Scand Suppl. 1990. 367.P. 63-6.

191. Smith ME, Hughes S. POMC neuropeptides and their receptors in the neuromuscular system of wobbler mice. J Neurol Sei. 1994. 124. P. 56-8.

192. Smith. C.M., Strand F.L. Neuromascular response of the immature rat to AHTG/MSH 4-10.//Peptides, 1981, 2, P. 197-206.

193. Son Y.-J., Trachtenberg J.T., Thompson W.J. Schwann cells induce and guide sprouting and reinnervation of neuromuscular junctions.//Trens Neurosci., 1996, 19, P. 280-285.

194. Son YJ, Thompson WJ. Schwann cell processes guide regeneration of peripheral axons. Neuron. 1995. 14. P. 125-32.

195. Stephens RW, Bokman AM, Myohanen HT, Reisberg T, Tapiovaara H, Pedersen N, Grondahl-Hansen J, Llinas M, Vaheri A. Heparin binding to the urokinase kringle domain. Biochemistry. 1992. 31.P. 7572-9.

196. Stoppelli MP, Blasi F, Cubellis MV. The receptor for urokinase-plasminogen activator. J Cell Biochem. 1986. 32. P. 179-86.

197. Strand FL, Kung TT. ACTH accelerates recovery of neuromuscular function following crushing of peripheral nerve. Peptides. 1980. l.P. 135-8.

198. Strand FL, Saint-Come C, Lee TS, Lee SJ, Kume J, Zuccarelli LA. ACTH/MSH(4-10) analog BIM 22015 aids regeneration via neurotrophic and myotrophic attributes. Peptides. 1993. 14.P. 287-96.

199. Strand FL, Saint-Come C. ACTH/MSH 4-10 improves motor unit reorganization during peripheral nerve regeneration in the rat. Peptides. 1985. 6. Suppl l.P. 77-83.

200. Strand FL, Zuccarelli LA, Williams KA, Lee SJ, Lee TS, Antonawich FJ, Alves SE. Melanotropins as growth factors. Ann N Y Acad Sci. 1993. 680.P. 29-50.

201. Strand, 1985 (cm. Saint-Com)

202. Sumi Y, Dent MA, Owen DE, Seeley PJ, Morris RJ. The expression of tissue and urokinase-type plasminogen activators in neural development suggests different modes of proteolytic involvement in neuronal growth. Development. 1992. 116. P. 62537.

203. Tapia M, Inestrosa NC, Alvarez J. Early axonal regeneration: repression by Schwann cells and a protease? Exp Neurol. 1995. 131.P. 124-32.

204. Tkachuk V, Stepanova V, Little PJ, Bobik A. Regulation and role of urokinase plasminogen activator in vascular remodelling. Clin Exp Pharmacol Physiol. 1996. 23.P. 759-65.

205. Torigoe K, Tanaka HF, Takahashi A, Awaya A, Hashimoto K. Basic behavior of migratory Schwann cells in peripheral nerve regeneration. Exp Neurol. 1996. 137.P. 3018.

206. Varon, S. and Skaper, S. D. Ionic involvements in the neuronotrophic action of nerve growth factor. Regul Pept Suppl. 1985. 4.P. 182-7.

207. Vassalli JD, Baccino D, Belin D. A cellular binding site for the Mr 55,000 form of the human plasminogen activator, urokinase. J Cell Biol. 1985. 100. P. 86-92.

208. Vassalli JD, Dayer JM, Wohlwend A, Belin D. Concomitant secretion of prourokinase and of a plasminogen activator- specific inhibitor by cultured human monocytes-macrophages. J Exp Med. 1984. 159. P. 1653-68.

209. Vassalli JD, Pepper MS. Tumour biology. Membrane proteases in focus. Nature. 1994. 370.P. 14-5.

210. Verhaagen J, Edwards PM, Jennekens FG, Schotman P, Gispen WH. Alpha-melanocyte-stimulating hormone stimulates the outgrowth of myelinated nerve fibers after peripheral nerve crush. Exp Neurol. 1986. 92. P. 451-4.

211. Verrall S, Seeds NW. Characterization of 1251-tissue plasminogen activator binding to cerebellar granule neurons. J Cell Biol. 1989. 109.P. 265-71.

212. Verrall S, Seeds NW. Tissue plasminogen activator binding to mouse cerebellar granule neurons. J Neurosci Res. 1988. 21.P. 420-5.

213. Wagner SL, Geddes JW, Cotman CW, Lau AL, Gurwitz D, Isackson PJ, Cunningham DD. Protease nexin-1, an antithrombin with neurite outgrowth activity, is reduced in Alzheimer disease. Proc Natl Acad Sei U S A. 1989. 86.P. 8284-8.

214. Wagner SL, Lau AL, Nguyen A, Mimuro J, Loskutoff DJ, Isackson PJ, Cunningham DD. Inhibitors of urokinase and thrombin in cultured neural cells. J Neurochem. 1991. 56.P. 234-42.

215. Waltz DA, Natkin LR, Fujita RM, Wei Y, Chapman HA. Plasmin and plasminogen activator inhibitor type 1 promote cellular motility by regulating the interaction between the urokinase receptor and vitronectin. J Clin Invest. 1997. 100.P. 5867.

216. Windebank AJ, Smith AG, Russell JW. The effect of nerve growth factor, ciliary neurotrophic factor, and ACTH analogs on cisplatin neurotoxicity in vitro. Neurology 1994, 44. P. 488-494.

217. Zhang WN, Wu FM, Zhang ZX, Xiao XS, Zhang Y, Wang JX, Chen RS. Effect of DGAVP and Org2766 on intracellular free Ca2+ concentration in dissociated brain cells., 1993. abstract.