Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Экология шмелей рода Bombus(Latr.) и профилактика инфекционных болезней при их лабораторном разведении

ВАК РФ 03.00.09, Энтомология

Автореферат диссертации по теме "Экология шмелей рода Bombus(Latr.) и профилактика инфекционных болезней при их лабораторном разведении"

На правахрукописи

ПОНОМАРЕВ

Всеволод Алексеевич

ЭКОЛОГИЯ ШМЕЛЕЙ РОДА ВОИВШ (ЬиК.) И ПРОФИЛАКТИКА ИНФЕКЦИОННЫХ БОЛЕЗНЕЙ ПРИ ИХ ЛАБОРАТОРНОМ РАЗВЕДЕНИИ

Специальности:

03.00.09 - энтомология;

16.00.03 - ветеринарная микробиология, вирусология, эпизоотология, микология с микотоксикологией и иммунология

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук

Направахрукописи

ПОНОМАРЕВ

Всеволод Алексеевич

ЭКОЛОГИЯ ШМЕЛЕЙ РОДА БОИБШ (ЬиК.) И ПРОФИЛАКТИКА ИНФЕКЦИОННЫХ БОЛЕЗНЕЙ ПРИ ИХ ЛАБОРАТОРНОМ РАЗВЕДЕНИИ

Специальности:

03.00.09—энтомология;

16.00.03 — ветеринарная микробиология, вирусология, эпизоотология, микология с микотоксикологией и иммунология

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук

Иваново-2004

Работа выполнена на кафедрах паразитологии, микробиологии и эпизоотологии ФГОУ ВПО «Ивановская государственная

сельскохозяйственная академия» и в лаборатории шмелеводства ФГУП «Совхоз «Тепличный» Ивановской области

Научные консультанты: член-корреспондент РАСХН, заслуженный деятель науки РФ, доктор ветеринарных наук, профессор Петров Юрий Филиппович доктор ветеринарных наук, профессор Гудкова Алла Юрьевна

Официальные оппоненты: доктор биологических наук, профессор Весёлкин Геннадий Алексеевич доктор ветеринарных наук, профессор Мищенко Владимир Александрович доктор ветеринарных наук Косяев Николай Иванович

Ведущая организация: ГНУ Научно-исследовательский ветеринарный институт Нечерноземной зоны Российской Федерации (г. Нижний Новгород).

Защита диссертации состоится в 1088 ноября 2004 года в

диссертационном совете ДР 220.029.17 в ФГОУ ВПО «Ивановская государственная сельскохозяйственная академия». С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке академии (153012, г.Иваново, ул.Советская, 45).

Автореферат разослан октября 2004 года

Ученый секретарь диссертационного совета,

кандидат биологических наук СВ. Егоров

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы. Шмели - опылители многих видов растений, являются необходимым и крайне важным компонентом естественной среды. Попытки их "доместикации" для использования в качестве опылителей сельскохозяйственных культур неоднократно предпринимались с начала XIX века. Промышленное разведения шмелей стало возможным после исследования действия углекислого газа на овогенез маток шмелей (Л.И.Боднарчук, 1982; P.-F. Roseler, J. Rfiseler, 1984), позволившее круглогодично культивировать этих насекомых (В.Г.Радченко, 1989; В.Г.Радченко, Ю.А.Песенко, 1994). На этой основе с 1987 г. (M.Perrigault, 1998) была создана промышленная технология разведения шмелей. Из 300 известных видов шмелей преимущественным объектом разведения стал большой земляной шмель Bombus terrestris (L., 1758). С 1994 г. семьи этого шмеля стали поставляться в тепличные хозяйства России. Отечественное производство этих насекомых начато в 1995 г. в лаборатории шмелеводства Агробиоцентра совхоза "Тепличный" Ивановской области под руководством доктора биологических наук В.И.Ащеулова, а также в ряде других тепличных хозяйств России. За прошедшие годы была создана оригинальная отечественная технология разведения и использования шмелей в условиях теплиц.

При круглогодичном лабораторном разведении шмелей Bombus terrestris у них часто возникают инфекционные болезни, которые нередко приводят к гибели насекомых и снижают экономические показатели тепличных хозяйств. В связи с этим актуален вопрос выяснения этиологических факторов заразных болезней шмелей, разработки методов диагностики их и мер борьбы с ними в лабораториях по круглогодичному разведению этих полезных насекомых.

Цели и задачи исследований. Целью нашей работы являлась изучение различных сторон экологии шмелей рода Bombus (Latr.) и разработка методов диагностики и профилактики инфекционных заболеваний шмелей, вызываемых вирусами, микоплазмами, бактериями и грибами в условиях круглогодичного лабораторного разведения. Для достижения поставленной цели нам необходимо было решить следующие задачи:

- изучить особенности экологии, этологии, морфологии, физиологии шмелей рода Bombus (Latr.);

усовершенствовать технологический процесс круглогодичного лабораторного разведения шмелей Bombus terrestris (L);

- изучить особенности различных биоагентов (вирусы, микоплазмы, грибы, бактерии), способных вызывать инфекционные заболевания шмелей в условиях лабораторного разведения;

- изучить особенности эпизоотологии инфекционных заболеваний шмелей Bombus terrestris (L.) в условиях лабораторного разведения. Разработать систему лечения и профилактики инфекционных заболеваний шмелей при круглогодичном лабораторном разведении.

Научная новизна. На основе впервые разработанной отечественной технологии круглогодичного массового разведения семей шмелей в лабораторных условиях были проведены оригинальные исследования различных вопросов экологии шмелей рода Bombus (Latr.). Проведенные исследования позволили усовершенствовать технологию разведения шмелей и обеспечить потребителей качественными опылителями. Впервые изучены особенности биоразнообразия и генетического родства шмелей Bombus terrestris (L.) на территории РФ и поступающих из Голландии, Израиля, в лабораторных условиях проведены наблюдения за линиями шмелей разного происхождения. Впервые проведено изучение морфофизиологических показателей гемоцитов шмелей В. terrestris (L.) лабораторных линий. Впервые сделан анализ микрофлоры кишечника шмелей В. terrestris (L.) из разных частей ареала этого вида. Были проведены исследования особенностей строения, ассиметрии яичников лабораторных шмелей, фактической и потенциальной плодовитости семей шмелей. Впервые предложен альтернативный способ преодоления диапаузы у шмелей в лабораторных условиях, разработан и усовершенствован способ длительного хранения маток шмелей В. terrestris (L.) при низкой температуре. Впервые проведен сравнительный анализ влияния свежемороженой и сухой цветочной пыльцы на фактическую и потенциальную плодовитость семей шмелей, половозрастную структуру семьи и интенсивность развития семей шмелей в лабораторных условиях. Впервые изучено конкрементообразование у самок шмелей при кормлении сухой пыльцой. Найден способ преодаления конкрементообразования у шмелей. Впервые подробно изучена летная и фуражировочная активности шмелей в теплицах (на томатах) в разные сезоны вегетации растений. Определена динамика суточной активности шмелей в зависимости от температуры, влажности, освещенности и т.д.

Впервые изучена эпизоотология наиболее опасных инфекционных болезней шмелей. Были проведены исследования наиболее распространенных вирусных (острый паралич, Кашмир-вирус, энтомопокси вирус) микоплазмозных, бактерийных (гафниоз, колибактериоз, латероспороз), грибковых (аскосфероз, аспергиллез и другие микозы) болезней шмелей. Проведены исследования органов и тканей лабораторных шмелей В. terrestris (L.) на присутствие ультрамикроскопических биоагентов. Получены фотографии вирусов, микоплазм, бактерий при электронной микроскопии. Впервые разработана и внедрена в производство система профилактики инфекционных болезней в условиях круглогодичного лабораторного разведения шмелей для опыления сельскохозяйственных культур закрытого грунта. Впервые проведены исследования по дезинфекции цветочной пыльцы и её использовании при разведении шмелей. Разработан комплексный метод терапии шмелей при инфекционных болезнях, включающий применение химических препаратов и антибиотиков.

Новизна наших исследований и разработок защищена 14 патентами и авторскими свидетельствами на изобретения РФ.

Практическая значимость работы. Разработаны и внедрены в производство методы лечения и профилактики ряда инфекционных заболеваний шмелей Bombus terrestris Научные разработки автора вошли

в следующие нормативные документы: 1.«Методические рекомендации по промышленному производству и использованию шмелиных семей» (утверждены Советом научно-производственной ассоциации «Теплицы России» 24.09.1998г.).

2. «Рекомендации по профилактике паразитарных и ассоциированных заболеваний шмелей Bombus terrestris в условиях их круглогодичного лабораторного разведения для опыления сельскохозяйственных культур закрытого грунта» (рассмотрены и одобрены РАСХН 25 мая 2001 г.).

3. «Рекомендации по профилактике инфекционных болезней Bombus terrestris в условиях их круглогодичного лабораторного разведения для опыления сельскохозяйственных культур закрытого грунта» (рассмотрены и одобрены РАСХН 2002г.).

Апробация работы. Основные положения диссертации доложены и одобрены на: межвузовских научных конференциях в ФГОУ ВПО «Ивановская государственная сельскохозяйственная академия» (1997, 2000, 2004), в Ивановском государственном университете (1998, 1999), в ФГОУ ВПО «Костромская государственная сельскохозяйственная академия» (1999, 2002, 2003, 2004), в Ковровской государственной технологической академии (1999), международных коллоквиумах по общественным насекомым (Санкт-Петербург, 1997, 2003; Москва, 1999), на XX Российской конференции по электронной микроскопии (Черноголовка, 2004), международной конференции по ветеринарной санитарии (Чебоксары), международной конференции «Теория и практика борьбы с паразитарными болезнями животных» (Москва, 2000-2004).

Основные положения, выносимые на защиту;

- особенности экологии, этологии, физиологии, биоценотические связи шмелей рода Bombus (Latr.);

- технология круглогодичного лаборатоного разведения и использование шмелей В.terrestris для опыления сельскохозяйственных культур закрытого грунта;

- этиология, эпизоотология, диагностика и профилактика вирусных болезней шмелей при лабораторном их разведении;

- этиология, эпизоотология, патогенез, диагностика и меры борьбы с микоплазмозом шмелей при лабораторном их разведении;

- этиология, эпизоотология, диагностика и меры борьбы с бактерийными болезнями шмелей при лабораторном их разведении;

- этиология, эпизоотология, диагностика и меры борьбы с грибковыми болезнями шмелей при лабораторном их разведении;

- этиология, эпизоотология, диагностика и меры борьбы с ассоциированными болезнями шмелей при лабораторном их разведении.

Публикация. По материалам диссертации опубликовано 47 научных работ, в том числе две монографии, в которых изложены основные положения диссертации. По материалам диссертации опубликовано 8 работ в журналах, регламентированных ВАК РФ для докторских диссертаций. Результаты работы автора защищены 14 патентами и авторскими свидетельствами на изобретения РФ (в соавторстве).

Объем и структура диссертации. Диссертация изложена на 240 страницах компьютерного текста, состоит из введения, обзора литературы, 4 глав собственных исследований, заключения, выводов, практических предложений. Работа иллюстрирована 10 таблицами, 13 рисунками. Список литературы включает 247 источника, из них 179 отечественных, 68 иностранных.

2. СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ 2.1. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

Исследования проведены в 1995-2004 гг. на кафедрах паразитологии, микробиологии и эпизоотологии ФГОУ ВПО «Ивановская государственная сельскохозяйственная академия», в лаборатории шмелеводства Федерального государственного унитарного предприятия «Совхоз «Тепличный» Ивановской области. Для круглогодичного регулируемого разведения шмелей в лабораторных условиях нами была разработана оригинальная методика, основные разделы которой защищены 14 авторскими свидетельствами и патентами на изобретения РФ.

Для вскрытия шмелей использовали общепринятую методику ручного анатомирования насекомых по Е. Н. Павловскому (1957) и R. W. Husband (1969).

Для сравнительного анализа RAPD полиморфизма шмелей ряда популяций Bombus terrestris были проведены исследования на базе Института биохимии и генетики Уфимского научного центра РАН под руководством и непосредственном участии доктора биологических наук Николенко А. Г. ДНК шмелей выделялась из грудных мышц методом экстракции в системе фенол-хлороформ с добавлением саркозила. Для проведения RAPD-PCR использовались праймеры 949 (5'-GTTGGCCGACGTATA-3') и 950 (5'-GACCTCAGCACGACC-3'). Программа для амплификации (35 циклов): (92° -40 с) - (48° - 60 с) - (72° - 80 с). Было выявлено 12 полос RAPD фрагментов, где полиморфными являлись 9 полос, а мономорфными 3 полосы. На основании полиморфных фрагментов RAPD-спектров была построена матрица "объект-признак" и определены частоты встречаемости фрагментов в исследованных выборках.

Материалом для бактериологического исследования служили 2108 погибших маток шмелей В. terrestris. Кроме того, бактериологическому исследованию подвергли 587 проб помёта, отобранного от больных шмелей в лаборатории шмелеводства ФГУП «Совхоз «Тепличный» Ивановской области.

Для определения источников инфекции бактериологическому исследованию подвергли 586- клинически здоровых маток, трутней и рабочих особей шмелей, выловленных из естественных популяций Владимирской, Ивановской областей, Краснодарского края и завезенных из Голландии, а также полученных из лаборатории шмелеводства ФГУП «Совхоз «Тепличный». Кроме того, бактериологическому исследованию подвергли 56 проб цветочной пыльцы растений, собранной пчелами в Смоленской, Московской, Ивановской областях, Республики Мари-Эл.

Бактериологическому исследованию подвергали гемолимфу,

содержимое кишечника, помёт, смывы с поверхности тела здоровых и больных насекомых. В стерильных условиях делали посевы на МПА для определения общего количества аэробных микробов, солевой МПА- стафилококов, на среду Гарро - стрептококков, Вильсен-Блера — клостридий, на среду Эндо — кишечных палочек, на среду Чапека - грибов, на лизоцимную среду- аэробных бацилл. Посевы инкубировали в термостате при температуре +37,5° С в течение 18...24 часов в аэробных и анаэробных условиях для определение бактерий, при температуре + 20...22° С в течение 4 суток — для грибов.

Для идентификации выделенных культур микробов до вида у них изучали культуральные и биохимические свойства общепринятыми методами. У изолированных из гемолимфы и кишечника больных шмелей микробов изучали гемолитические свойства, способность выделять токсины, патогенность для белых мышей путем внутри брюшинного введения им по 500 млн. микробных тел суточной бульонной культуры. Кроме того, патогенных Escherichia coli типизировали поливалентными и моновалентными О-колисыворотками. Всего изучено 2296 культур микробов.

Электронно-микроскопические исследования содержимого органов и тканей павших маток шмелей проводили с использованием особей различного происхождения: матки шмелей полученные из Голландии и размноженные в условиях лаборатории; матки шмелей, отловленные в природных условиях Краснодарского края, Ивановской и Владимирской областях с последующим размножением их в лаборатории, а также матки шмелей, павшие после отлова и транспортировки. Насекомых, погибших во время транспортировки и на первом этапе воспроизводства при отсутствии явных признаков грибкового поражения в виде налетов плесени, препарировали и образцы содержимого брюшка, груди, мальпигиевых сосудов, яичников, гемолимфы, жирового тела замораживали и хранили до использования при температуре -20°С.

При подготовке препаратов для электронной микроскопии образцы патматериалов массой 100-500 мкг механически растирали в фарфоровой ступке с помощью пестика в течение 3-5 минут. Затем содержимое суспендировали в 1 мл буферного раствора STE рН 7,4-7,5. Приготовленную суспензию предварительно осветляли центрифугированием в пробирках с крышкой типа Эппендорф на настольной центрифуге при 500-600 g в течение 10 мин. Надосадочную водную фазу отсасывали и переносили в стерильную пробирку. Суспензию повторно центрифугировали при 2000 g в течение 30 минут. Надосадочную водную фазу отсасывали пипеткой, а осадок,

ресуспендированный в 30-50 мкл буфера STE рН 7,4-7,5, использовали при подготовке препаратов для электронной микроскопии.

Для электронно-микроскопических исследований готовили угольно-парлодионовые пленки-подложки. Препараты контрастировали 4% раствором фосфорновольфрамой кислоты (ФВК) рН 6,8 и затем исследовали на электронном микроскопе JEM-100B (Япония) при инструментальном увеличении 15000-40000. Исследования по электронной микроскопии были проведения в Федеральном центре охраны здоровья животных (ВНИИЗЖ), под руководством и непосредственном участии доктора биологических наук Пономарева А. П.

Для разработки методов лечения больных насекомых, а также для профилактики инфекционных болезней у всех выделенных патогенных микроорганизмов определяли чувствительность к антибиотикам методом бумажных дисков.

В период многолетних исследований в условиях круглогодичного лабораторного разведения шмелей было вскрыто более 15000 экземпляров шмелей на разных этапах технологии, разного пола и возраста. Математический анализ, построение графиков, диаграмм произведено с использованием полных стандартных пакетов программ EXEL 7.0 и STATISTICA 5.773 на персональном компьютере.

2.2. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

2.2.1 ЭКОЛОГИЯ ШМЕЛЕЙ РОДА БОМБИБ (1Л ТЖ.)

И ИСПОЛЬЗОВАНИЕ ШМЕЛЕЙ ДЛЯ ОПЫЛЕНИЯ СЕЛЬСКОХОЗЯЙСТВЕННЫХ КУЛЬТУР ЗАКРЫТОГО ГРУНТА

Антропогенное влияние на фауну шмелей

Хозяйственная деятельность человека наряду с отрицательным воздействием оказывает и положительное влияние на население шмелей. Это проявляется в увеличении численности шмелей в урбаноценозах, в которых шмели зимуют, основывают гнёзда из года в год, образуя устойчивые популяции. Фауна шмелей городов изучена недостаточно. Шмелиное население городов и других урбанизированных территорий рассматривается в работах A. Anasiewicz (1971) для г.Люблина, Л. Г. Сысолетиной (1971), 3. А. Ефремовой (1985) - для городов Поволжья, Н. Р. Богатыревым (1985) - для г. Новосибирска, В. Б. Бейко и М. В. Березиным с соавторами (1992) - для г. Москвы.

Местообитаниями шмелей в городе являются парки и скверы, районы старой застройки, где много травянистой, кустарниковой и древесной растительности. В городах Восточного Верхневожья зарегистрировано 20 видов шмелей - В. maculidorsis 8ког., В. equestris F., В. derhamellus КгЬу, В.

muscorum F., A siharum L., A solstitialis Panz., B. subbaicalensis Vogt., B. schrencki F. Мог., В. agrorum F., A hortorum L., Я distinguendus F. Мог., В. subterraneus latreillellus Kirby, B. lucorum L., B.terrestris L., A soroeensis F-, 5. semenoviellus Skor., A lapidarius L., A sichelii Rad., A hypnorum L., Apratorum L.

Основу городского населения шмелей составляют четыре урботолерантных вида - A lapidarius L. (29,6% сборов), A agrorum F. (18,76%), A lucorum L. (15,72%), A derhamellus Kirby (10,52%). В целом эти виды составляют 74,6% учтенных экземпляров шмелей. Такие виды как, A hortorum L., A distinguendus F. Мог., A silvarum L., A terrestris L., A hypnorum L. обычны в черте города, они составляют 21% сборов. Остальные виды встречаются в черте города крайне редко, единичными экземплярами. Редкие виды дают всего 4,3% от всех зарегистрированных особей.

Костяк городской фауны шмелей центрального района Нечерноземной зоны РФ составляют виды западно-палеарктического ареалогического комплекса (55% видов и 76,17% сборов). Три широко распространенных в Палерктике вида по численности занимают второе место (21,32%). Наконец, шесть видов бореального европейско-сибирского комплекса по количеству зарегистрированных экземпляров занимают третье место (всего 2,51% сборов шмелей).

Видовой состав шмелей городов отражает и природную зональность в распространении этих насекомых. Так, основную массу населения шмелей в городах центрального Нечерноземья РФ составляют 11 видов шмелей лесной зоны - 44% сборов. Второе по численности место занимают два вида лесостепных шмелей (A lapidarius L., A silvarum L.), которые составляют 31% особей. Полизональный вид A lucorum L. дает 16% сборов, степной вид A terrestris L. - 8%, таежные виды, несмотря на высокую представленность в видовом составе (5 видов), по численности занимают последнее место, составляя лишь 1,36% зарегистрированных особей всех видов.

В населенных пунктах Чувашии и Татарии преобладают следующие виды: Bombus agrorum, B.hortorum и B.hypnorum. Они являются типично лесными и обычными видами в лесной зоне. В лесостепной зоне изучена фауна шмелей городов Ульяновска, Куйбышева, Димитровграда, Тольятти, Жигулевска, Сызрани и Хвалынска. В видовом составе шмелей этих городов преобладают виды, тяготеющие к лесам, реже — к лугам. В этих городах обитает примерно 13 видов шмелей. Фауна шмелей в городах Поволжья была изучена подробно (З.А.Ефремова, 1986). В городах степного Поволжья Саратове, Энгельсе, Камышине, Дубовке и Волгограде удавалось отлавливать 5—7 видов. Преобладают в основном степные виды. Видовой состав городов отражает природную зональность в распространении шмелей.

1. Наиболее богат видовой состав шмелей городов лесостепной зоны.

2. Основную массу населения шмелей городов составляют западно-палеарктические виды и широко распространенные в Палеарктике, а виды с другими ареалами часто являются редкими и в города не проникают.

3. Численность видов обычных и доминантных в городах велика, иногда выше, чем в естественных условиях.

4. Видовой состав шмелей гораздо беднее, чем в природных ландшафтах.

5. В городах преобладают виды с наземным гнездованием (на поверхности почвы в парках, скверах и на газонах) и надземным (чердаки, крыши домов, деревья, балконы), реже встречаются подземногнездящиеся виды шмелей.

6. Численность шмелей в старых обжитых районах города выше,

чем в районах новостроек и на городских окраинах, ввиду богатой травянистой, кустарниковой и древесной растительности.

7. Шмели в городах способны выдерживать действие антропогенного пресса (сильный шум, вибрация почвы, небольшие загрязнения атмосферы). Но вблизи химических предприятий, в связи с загрязнением атмосферы оксидами азота, растительность обеднена и шмели отсутствуют. Шмели являются биологическими индикаторами для выявления уровня загрязнения воздушной среды.

8. Шмели в городах имеют все необходимые условия существования:

а) достаточно удобных мест для гнездования;

б) наличие кормовых растений втечение всего теплого времени года. В городах отмечается расширение круга трофических связей за счет культурных растений.

9. Города в настоящее время могут рассматриваться как постоянные резервации шмелей, в которых они зимуют, размножаются и устойчиво существуют год от года.

10. Увеличение численности шмелей в городах следует рассматривать как положительный факт антропогенного воздействия на их население, несомненно, вызывающий микроэволюционные сдвиги в популяциях шмелей, значение которых будет выяснено в будущем (З.А.Ефремова, 1991).

М. В. Березиным с соавторами (1996) была изучена фауна шмелей в биотопах г. Москвы. В черте города ими отмечено 17 видов шмелей (В. lucorum, В. agrorum, В. hypnorum, В. lapidarius, В. pratorum, В. hortorum, В. soroeensis, В. ..у^т'п, В. derhamellus, В. terrestris, В. solstitialis, В. В. distinguendus, В. .иМв^а^и., В. ттсотт, В. сотоЪппш, В. ротогит). К наиболее массовым урботолерантным видам авторы относят В. 1исатт, В. agrorum, В. lapidarius, В. hypnorum, В. ^Нотт, В. derhamellus, остальные 11 видов - к категории урбофобов, т. е. сохраняющихся только в слабо нарушенных биотопах с тенденцией сокращения численности при синантропизации местообитаний. Как видим, видовой состав шмелей г. Москвы с его очень высокой степенью урбанизации более беден, чем города Центрального Нечерноземья РФ. Вместе с тем основу фауны шмелей в городах с различной степенью урбанизации составляют 4-6 урботолерантных видов шмелей, преимущественно В. 1исотт, В. lapidarius, В. agrorum, при незначительном участии остальных видов.

Таким образом, в городах сложились постоянные популяции шмелей, приспособившиеся к жизни в условиях интенсивного антропогенного пресса. Факторами, ограничивающими распространение шмелей в урбаноценозах,

являются повышенный уровень шума, вибрация почвы, загрязнение воздуха и почвы автотранспортом и промышленными предприятиями, химическая обработка парков и скверов. К этому приспосабливаются далеко не все виды шмелей. Вместе с тем, в городах имеется большое количество мест для гнездования, шмелиные семьи в течении сезона обеспечиваются кормовыми растениями, во многом благодаря интродуцированным видам, которые значительно расширяют трофические связи шмелей.

Мониторинг за состоянием городских популяций шмелей (видовым составом, численностью) может рассматриваться как биоиндикация уровня загрязнения почвы и воздушной среды (В.А.Пономарев, В.И.Ащеулов, 2004).

Гнездование шмелей

Ярким отличительным свойством шмелей является характер их гнездостроения. Каждому виду свойственна своя специфика. По месту устройства гнезда делятся на размещающиеся в почве, на почве и над поверхностью почвы. Некоторые виды имеют пластичное гнездование. Значительная часть наблюдений за гнездованием шмелей были проведены совместно с энтомологом А.АЛакотко.

Молодые, оплодотворенные с осени самки шмелей сразу после выхода из зимовки имеют слабо развитые яичники и не способны к откладке яиц. Это связано с низким содержанием в гемолимфе ювенильного гормона, стимулирующего развитие яичников (О.В.Прищепник, 1998). Только после продолжительного питания (2-3 недели) яичники хорошо развиваются и самки становятся способными к откладке яиц. При формировании гнезда самка не собирает гнездовой материал, а также не выкапывает ходы или полости в земле. В качестве мест устройства гнезд используются заброшенные норы мышевидных грызунов, пустоты под корнями деревьев и пней, небольшие ямки на поверхности почвы и другие подходящие места. Выбрав такое место, самка обрабатывает гнездовой материал, увлажняя его нектаром, формирует в центре полость гнезда, размером 25-40 на 18-20мм. У видов, устраивающих гнездо на поверхности почвы оно обычно имеет форму полусферы, у подземных — конфигурацию используемой полости. Увлажненные нектаром строительные материалы высыхают под воздействием тепла, выделяемого телом самки. Гнездо так же укрепляется с помощью воска. Некоторые виды покрывают свое гнездо восковым куполом, препятствующим проникновению влаги.

Посредине пола самка формирует комочек пыльцы, смоченный нектаром, на котором затем располагаются яйца. Они, как правило, ориентированы вертикально и отделены друг от друга пыльцевыми стенками. У разных видов форма пыльцевого комочка и расположение яиц могут существенно отличаться. После откладки яиц самка засыпает их пыльцой и покрывает пыльцевой комочек с яйцами восковой оболочкой. В результате получается одна большая восковая ячейка, которую называют восковой камерой или пакетом с расплодом. Число яиц в первой кладке сильно варьирует и обычно бывает от 8 до 16.

Закончив формирование первой выводковой камеры, самка сооружает внутри гнезда, возле входа, восковой горшочек высотой 15-20 мм, диаметром 10-15 мм, предназначенный для запасания меда. Он используется как резерв для питания в период неблагоприятных погодных условий и в ночное время при инкубации потомства (О.В.Прищепник, 1998).

Особый интерес с точки зрения охраны шмелей имеют данные о местах расположения их гнезд. Результаты собственных исследований и анализ литературных данных позволил нам привести в виде аннотированного списка систематизированные сведения по распространению, месту расположения устройству и классификации гнезд шмелей.

Подземные гнезда:

В. hortontm L. Гнезда устраивает на лугах, по краям лесов, в норах мелких грызунов, в пустотах под корнями деревьев и пней. Охотно селится в стогах старой соломы (А.А. Дождиков, 1990). Иногда отмечаются и надземные гнезда.

B.distinguendus F.Mor. Гнезда устраивает на лугах и полянах в норах мелких грызунов; по краям лесов, в пустотах под корнями деревьев и пней. Иногда отмечаются и надземные гнезда. Охотно гнездится в стогах старой соломы (А.А.Дождиков, 1990).

B.subterraneus latreillelus Kirby. Гнезда устраивает на лугах, в норах мелких грызунов, преимущественно на склонах и кочках. Охотно гнездится в стогах старой соломы (А.А.Дождиков, 1990).

B.lucorum L. Гнезда устраивает на лугах и полянах в норах мелких грызунов; по краям лесов, в пустотах под корнями деревьев и пней, в кочках. Наземных гнезд практически не отмечено. Нами отмечены 2 гнезда у хозпостроек: у основания старой поленницы, в ходах мышевидных грызунов под дровами, и у старого сарая, в ходах мышевидных грызунов под старым фундаментом.

B.terrestris L. Гнезда устраивает в норах мелких грызунов. Нами отмечено также 1 гнездо за известковой штукатуркой старого невысокого фундамента, идущего внутрь от восточной стены, (отделяющего коридор от основной постройки).

B.soroensis F. Гнезда устраивает в норах мелких грызунов, нишах, иногда в очень сырых местах.

B.serisquama F.Mor. Гнезда устраивает в норах мелких грызунов.

B.lapidarius L. Гнезда устраивает на лугах, в норах мелких грызунов, преимущественно на склонах оврагов и канав. Известны только подземные гнезда. Гнездовым материалом могут служить сухая трава, корешки.

Наземные гнезда:

B.confusus Schenck. Гнезда из сухих стеблей и листьев злаков. Известны 2 гнезда на лугах, в старых мышиных гнездах, одно на краю лиственного леса, в ямке у куста (М. ДабратворсИ, 1928) .

B.maculidorsis Skor. Гнезда устраивает на лугах, среди невысокой травы из сухой травы и мха. В Беларуси найдено 1 гнездо на вырубке соснового леса, на глубине 5 см. из сухой травы, а так же на влажном лугу изо мха и сухой травы (М. Дабратворси, 1928).

B.solstitialis Pz. Гнезда устраивает на сухих полянах и опушках лесов, изо мха, сухой травы и хвои. Известно 1 гнездо на мезофильном лугу, в ямке, из сухой травы и мха (М. Дабратворси, 1928).

B.muscorum L. Гнезда устраивает изо мха и сухой травы. Для Беларуси известно около 20 гнезд, на влажных лугах, из сухой травы и мха (М. ДабратворсК, 1928).

B.pratorum L. Гнезда устраивает под кустами и деревьями, в старых пнях и старых птичьих гнездах.

Надземные гнезда:

B.hypnorum L. Гнездится в дуплах деревьев, на чердаках, в щелях, за дощатыми обшивками стен, наличниками и т.п. Материалом в обнаруженных нами гнездах служили применяемые в качестве утеплителя пакля, вата, кусочки бумаги, пух, мелкие узкие куски материи. Одно обнаруженное нами гнездо располагалось в старом стволе лежащего на земле дуба, вдали от населенных пунктов, 2 гнезда в старых птичьих гнездах (сороки).

Пластичность гнездования:

B.agrorum F. Гнездится по краям лесов, обычно под сенью деревьев и кустарников. Гнезда располагает на земле, в выемках, ямках, сплетениях корней травы, иногда подо мхом, из мха и сухой травы, или в трухе старых пней или лежащих на земле стволов деревьев. Известны гнезда над землей, в траве, груде камней, лежащих старых стволах дуба (М. ДабратворсК, 1928; Д.В.Панфилов и соавт. 1960).

B.siharum L. Гнезда устраивает или на поверхности почвы, из сухой травы и мха, или использует гнезда мышевидных грызунов на склонах.

B.derhamellus ШгЬу. Гнезда устраивает чаще на поверхности почвы, на склонах, на кочках, в понижениях, из сухой травы, листьев, мха. Иногда занимает старые гнезда мелких грызунов в земле. Гнезда в большей степени шаровидные, сооружены из сухих травинок. Часто в достаточно открытых местах, в случае выпаса скота могут быть вытоптаны. Гнезда обнаруживаются не сложно, т.к. шмели летают невысоко, рабочие далеко от гнезд не улетают. Одно гнездо нами обнаружено между камнями старого фундамента пасеки, там же где и гнездо В. 1егге8гп8, указанное выше. Гнездо располагается на уровне земли, в восточной стене.

В. eguestris F. Гнезда устраивает на лугах, или в нишах под корнями деревьев и пнями. Нам известны 2 гнезда: под небольшим пеньком на склоне реки, на лугу, в небольшой ямке, второе там же, недалеко, на кочке. Исходя из существующих данных по обилию, большинство шмелей предпочитает устраивать свои гнезда в почве (рис.1). Однако большинство обнаруженных гнезд располагается на поверхности почвы (рис. 2). Это говорит скорее о легкости обнаружения гнезд такого типа.

Рис. 1. Обилие шмелей сгруппированных па предпочтению мест устройства гнезд

на земле " «1%

Рис.2. Расположение и обилие найденных в регионе шмелиных гнезд.

Анализируя имеющийся материал по гнездованию можно заметить некоторые следующие особенности:

1. Многие виды охотно селятся, а некоторые (В. каНатт, В distinguendus) предпочитают гнездиться в стогах старой соломы. Однако расположенные в соломе гнезда больше всего страдают от хищников (А.А.Дождиков, 1990). Поэтому для привлечения шмелей в массе стога соломы использовать не рекомендуется.

2. Наиболее богаты по своему видовому составу сообщества мезофильных и мезоксерофильных лугов, клеверных полей. Высокая численность наблюдается в ценозах с обильно цветущими медоносами.

3. По своему составу наиболее сходны сообщества клеверных полей, плодового и ботанического садов, а также соснового леса и мезоксерофильного луга.

4. Шмели в целом являются достаточно пластичными животными, что позволяет многим видам удерживать высокую численность в ценозах с различной степенью антропогенных нагрузок. Из всех способов гнездования наиболее уязвимыми оказываются гнезда, расположенные на поверхности почвы

Полиморфизм популяций шмелей Bombus terrestris (Ь., 1758)

С развитием шмелеводства возрастает актуальность научных исследований в этой области, в том числе популяционно-генетических исследований. В Институте биохимии и генетики Уфимского научного центра совместно с д.б.н. Николенко А.Г. был сделан сравнительный анализ КЛРБ полиморфизма шмелей ряда популяций Bombus terrestris.

ДНК шмелей выделялась из грудных мышц методом экстракции в системе фенол-хлороформ с добавлением саркозила. Для проведения &ЛРБ-РСЯ использовались праймеры 949 (5,-ОТТООССОЛСОТЛТЛ-3') и 950 (5'-ОЛССТСЛОСЛСОЛСС-3'). Программа для амплификации (35 циклов): (92° -40 с) - (48° - 60 с) - (72° - 80 с).

Было выявлено 12 полос КЛРБ фрагментов, где полиморфными являлись 9 полос, а мономорфными 3 полосы. На основании полиморфных фрагментов КЛРБ-спектров была построена матрица "объект-признак" и определены частоты встречаемости фрагментов в исследованных выборках Фрагменты, соответствующие 95% критерию полиморфности, были использованы для расчета генетических расстояний между популяциями шмелей по формуле М.Нея 1975) (табл.1).

Таблица 1 .

Генетические расстояния между популяциями _шмелей Bombus terrestris (Ь, 1758).__

Популяция Краснодарская Голландская Израильская Воронежская Н.новгородская

Краснодарская 0,00 0,00 0,11 0,30 0,24

Голландская 0,00 0,06 0,23 0,25

Израильская 0,00 0,23 0,09

Воронежская 0,00 0,56

Н.новгородская 0,00

Кластерный анализ, основанный на рассчитанных нами генетических расстояниях, показал высокую степень близости между выборками из краснодарской и голландской популяций. Очень близко к ним расположена израильская популяция. Все три выборки могут быть продуктом искусственного разведения, полученным практически из одного источника (или из 2-3 близкородственных). Природные выборки из нижнегородской и воронежской популяций существенно отличались от остальных. Это, во-первых, подтверждает наличие генетически отличающихся популяций в данных регионах, во-вторых, эти популяции могут служить ценным источником генетического материала для внутривидового скрещивания.

На основе базовой матрицы были рассчитаны коэффициенты биоразнообразия для исследуемых популяций (табл.2). Однако однозначные комментарии к таблице сделать трудно из-за разного объема выборок, что могло отразиться на величине коэффициента.

Коэффициенты биоразнообразия популяций

Таблица 2.

Популяции Коэффициенты биоразнообразия

Краснодарская 2,50

Голландская 2,38

Израильская 2,41

Воронежская 1,66

Н. Новгородская 1,94

Уровень биоразнообразия - показатель стабильности популяции. Представления об оптимальной гетерозиготности, как мере максимума адаптации популяции к конкретной среде, в которой они сформировались и обитают ныне, сформулированы Ю.П.Алтуховым, Ю.Г. Рычковым (1972). Высокая гетерозиготность, будучи выгодной для отдельной особи, может оказаться нежелательной для приспособленности популяции в целом, так как количество выщепляемых генотипов оказывается неадаптивным. Таким образом, в дальнейшем полученные нами значения популяционного биоразнообразия шмелей можно сравнивать с будущими данными и, на основе этого сравнения, делать выводы о ходе развития популяции, характере изменения ее гетерогенности, оптимизировать ход развития популяций. При искусственном воспроизводстве популяций важно помнить, что каждая из них имеет свой эволюционно сложившийся биологический оптимум биоразнообразия, определяемый предшествующей эволюцией и современным положением популяции в экосистеме. Границы такого оптимума задаются её минимальным и максимальным уровнями, устойчивые оценки которых могут быть получены через усреднение результатов нескольких наблюдений. Без знания параметров зоны нуклеотидной сбалансированности генофондов, их успешное сохранение и воспроизводство крайне затруднительно (Р.А.Ильясов, А.Г. Николенко и др., 2004).

Морфофизиологические показатели гемоцитов шмелей Bombus terrestris (L.,1758)

По морфофункциональным критериям все гемоциты были разделены на 4 группы: прогемоциты, плазмоциты, фагоциты и эноцитоиды. Различные типы клеток гемолимфы шмеля морфологически характеризуются следующими особенностями:

1. Прогемоциты. Небольшие округлые клетки размером 4.8+0.2 мкм. Ядро круглое, диаметром 4.0+0.2 мкм, ацидофильно окрашено и занимает практически всю клетку, вследствие чего цитоплазма выглядит в виде тонкого светлого ободка.

2. Плазмоциты. Амебоидные клетки с многочисленными уроподиями. Размер клеток 5.3+0.3 мкм. Размер ядра 4.0+0.2 мкм. Ядро и цитоплазма

ацидофильно окрашены. Цитоплазма имеет мелкозернистую структуру и частью вакуолизирована.

3. Фагоциты. Амебоидные или веретеновидные клетки длиной 19.3+3.1 мкм и шириной 9.7+1.4 мкм. Ядро имеет округлую или вытянутую форму, ацидофильно окрашено, размер ядра 4.5+0.4 мкм. Цитоплазма базофильно или амфифильно окрашена, в ней встречаются базофильные гранулы и вакуоли.

4. Эноцитоиды. Клетки вытянутой полигональной формы, длиной 29.9+1.8 мкм и шириной 20.9+1.3 мкм. Ядро имеет инвагинации и выступы, ацидофильно окрашено, размер ядра 4.6+0.5 мкм. Цитоплазма окрашена нейтрально или амфифильно, в ней отмечаются многочисленные гранулы и лентовидные митохондрии.

Количество прогемоцитов наиболее велико у молодых особей и с возрастом постепенно уменьшается. Число плазмоцитов в процессе развития имаго возрастает, держится на высоком уровне с 10-го по 35-й день и потом постепенно снижается. Количество фагоцитов также возрастает, достигает максимума на 25-35-й день, затем уменьшается. Количество эноцитоидов медленно повышается в ходе онтогенеза. Наиболее многочисленными из всех популяций клеток на протяжении всей жизни шмеля являются эноцитоиды, им уступают фагоциты. Наименее многочисленны прогемоциты и плазмоциты.

Возрастные изменения численности всех клеток в гемолимфе в возрасте 5 дней - количество гемоцитов у шмелей 6 541+336 клеток в 1 мкл гемолимфы, затем оно быстро нарастает и к 15-дневному возрасту достигает 7 9444+480 клеток, в 1 мкл; количество гемоцитов держится на этом уровне 10 дней, после чего постепенно, но неуклонно убывает и к 60 дням составляет 5387+336 клеток в 1 мкл.

Содержание высокоактивных плазмоцитов на 5-м дне развития имаго составляет 34% (от всех плазмоцитов), к 25-му дню увеличивается до 75% и держится на этом уровне все оставшееся время.

Содержание высокоактивных фагоцитов на 5-м дне развития составляет 41%. К 20-му дню возрастает до 83% и потом держится на этом уровне.

Количество фагоцитоз-положительных плазмоцитов и фагоцитов увеличивается на протяжении всей жизни насекомого, особенно в первые 25 дней развития.

Индекс адгезии плазмоцитов впервые 10 дней развития невысок, но затем постепенно увеличивается.

Индекс адгезии фагоцитов выше такового плазмоцитов, но его динамика подчиняется той же закономерности.

Общий индекс адгезии фагоцитов возрастает и к 35-му дню достигает 21800, а затем понижается.

Общий индекс адгезии плазмоцитов максимален в 30-й день (6700), но к 60-му дню уменьшается до 2500.

Суммарный индекс адгезии характеризует общую активность фагоцитоз-положительных клеток и достигает наибольшей величины на 35-й день развития (28 500), а затем постепенно снижается до 12 000.

Достоверных отличий между самками и трутнями не выявлено ни по

одному показателю.

Морфология гемоцитов шмелей, в целом, такая же, как и у большинства других насекомых (Э.Купер, 1980; M.Brechelin et в1., 1989; Э.Штейнхаус, 1952; А.Н.Маянский, А.Н.Галлиуллин, 1984;В.А.Флоренсов, И.М.Пестова, 1990).

Прогемоциты - это наиболее мелкие клетки, и согласно В.П.Тыщенко (1986) и некоторым другим авторам, в дальнейшем они увеличиваются в размерах и дифференцируются в плазмоциты и фагоциты.

Плазмоциты и фагоциты имеют соответственно уроподии и псевдоподии, которые непосредственно участвуют в фагоцитозе.

На протяжении всей жизни имаго в гемолимфе преобладает эноцитоиды. Их количество медленно нарастает в течение всего периода исследования (в литературе не встречается указаний на столь высокое содержание эноцитоидов у других насекомых). Возможно, это следствие особенностей методики забора гемолимфы. В большинстве исследований гемолимфа забирается путем декапитации насекомого, и она выделяется при этом из лакун и синусов. В нашем эксперименте гемолимфа берется из брюшка и, вероятно, выделяется из спинного сосуда, где, возможно, и происходит образование эноцитоидов (О.В.Запольских, 1989). Таким образом, наши данные косвенно подтверждают гипотезу Джоунса (1956) о том, что эноцитоиды выполняют дыхательную функцию, так как именно в брюшке находятся легочные пузыри, и, предположительно, эноцитоиды насыщаются там кислородом и разносятся по всему телу.

Низкое содержание плазмоцитов, фагоцитов и эноцитоидов на первых днях развития шмелей обусловлено тем, что после куколочного гистолиза еще не успело образоваться достаточное их количество. Увеличение количества плазмоцитов и фагоцитов в первые 35 дней жизни можно объяснить дифференциацией прогемоцитов в эти клетки. На это косвенно указывает отрицательный коэффициент корреляции между прогемоцитами и плазмоцитами (г = -0.53) и между прогемоцитами и фагоцитами (г = -0.67) в этот период.

Благодаря митотической активности фагоцитов (Э.Штейнхаус, 1952) рост их числа происходит заметно интенсивнее, чем плазмоцитов, не имеющих способности делиться.

Дифференцировка прогемоцитов в плазмоциты и фагоциты может активизироваться также антигенной стимуляцией микроорганизмами, попавшими в тело насекомым через пищеварительный тракт.

Увеличение общего числа клеток в первой половине жизни имаго (с 5-го по 25-й день) является результатом увеличения численности плазмоцитов, фагоцитов и эноцитоидов. Достоверное уменьшение общего количества клеток во второй половине жизни насекомого обусловлено снижением митотической активности прогемоцитов и, отчасти, фагоцитов, и процессами естественного отмирания клеток. Аналогичная тенденция прослеживается у медоносной пчелы (Г.Ф.Таранов, 1968). Уменьшение количества плазмоцитов и фагоцитов во второй половине жизни имаго происходит по той же причине. Уменьшение количества прогемоцитов объясняется дифференцировкой их в другие

клеточные популяции (плазмоциты и фагоциты), а также снижением митотической активности. Низкое содержание как высокоактивный, так и всех фагоцитирующих клеток на первым днях развития можно объяснить незрелостью мембранных структур и ферментного аппарата клеток. В последующие дни происходит их созревание.

Индекс адгезии проявляет сходную тенденцию. Он увеличивается в первые дни развития и потом удерживается на этом уровне. Это также может служить доказательством увеличения фагоцитарной активности клеток в первые дни развития и сохранения этой активности в последующие дни. Однако суммарный индекс адгезии, который характеризует фагоцитарную активность гемолимфы в целом (как и его составляющие - общие индексы адгезии плазмоцитов и фагоцитов), достигет максимума к 35-му дню, к концу второго месяца уменьшается более чем в 2 раза. Это происходит вследствие снижения абсолютного количества фагоцитоз-положительных клеток.

Таким образом, мы можем предположить, что клеточный иммунитет имаго шмелей наиболее уязвим с 5-го по 20-й день и с 50-го по 60-й день жизни (САЧупин и др., 1999).

Микрофлора кишечника шмелей Bombus terrestris (L., 1758)

Микрофлора кишечника насекомых — опылителей растений определяется состоянием окружающей среды и способом их питания. Так, по данным A.D.Brian (1957) и других авторов, микрофлора кишечника медоносной пчелы в различные периоды летнего сезона зависит от объектов фуражирования насекомых (сбор пыльцы и нектара), состояния загрязненности внешней среды. В то же время в период зимовки (в условиях Нечерноземной зоны РФ — в октябре — марте) микрофлора кишечника пчел остается стабильной. Что же касается шмелей Bombus terrestris, микрофлора кишечника этих насекомых — хороших опылителей растений практически не изучена.

Наши исследования, проведенные с 1999-2003 гг. совместно с профессором, д.в.н. Гудковой и к.в.н. Емаровой Е.Е., свидетельствуют, что в лётный период (с мая по сентябрь) микрофлора кишечника шмелей Bombus terrestris в различных регионах европейской части РФ и завезенных из Голландии является относительно стабильной, она меняется от объекта (растения) фуражирования насекомых. Так, у шмелей Bombus terrestris, выловленных из естественной популяции в Краснодарском крае, мы изолировали 31 вид микробов, в том числе патогенных — 19 видов, во Владимирской области — соответственно 28 и 11 видов, Ивановской области -29 и 16 видов, Костромской области -26 и 12 видов, Смоленской области - 22 и 11 видов, Ярославской области — 24 и 11 видов, завезенных из Голландии -20 и 13 видов, полученных из лаборатории шмелеводства «Совхоза Тепличный» - 27 и 14 видов. Следовательно, наибольшее число видов микроорганизмов, в том числе патогенных регистрируется у шмелей в Краснодарском крае (соответственно 31 и 19 видов), умеренное число - в Ярославской области (24 и 11 видов), Костромской области (26 и 12 видов),

наименьшее число - у завезенных из Голландии (20 и 13 видов). Данные явления мы объясняем тем, что в южных регионах РФ объектами фуражирования шмелей является большой круг растений, на котором, кроме шмелей, фуражируются и другие виды насекомых, что способствует широкому обмену микробами между ними.

Во всех исследованных регионах постоянными обитателями кишечника шмелей Bombus terrestris являются лактобациллы, бифидобактерии, бактероиды (до вида мы их не определяли). В кишечнике шмелей, кроме перечисленных групп микробов постоянно присутствуют непатогенные Strept. faecalis, Strept. jodophilus, Bact. agropyri, Bact. antirrhini, Bact. citrimaculans, Bact. dahliae, Bact. gladioli, Bact. lycopersici, Bact. citrimaculans, Bact. dahliae, Bact. gladioli,. Bact. lycopersici, Bact. manitopoeum, Bact. medicaginis, Bact. melophtorum, Bact. pollacii, Bact. pruni, Bact. stewarti, Bact. trifoliorum, Bact. vesicatorium, Bact. woodsii, Вас. maidis, Вас. insidiosum. Полученные данные позволяют .считать, что лактобациллы, бифидобактерии, бактероиды и перечисленные выше виды являются облигатной микрофлорой кишечника шмелей Bombus terrestris.

В исследованных регионах факультативная микрофлора кишечника у шмелей Bombus terrestris представлена следующими условнопатогенными и патогенными видами Staph. aureus, Staph. albus, Staph. muscae, Staph. saprophyticus, Staph, epidermidis, Staph. cereus flavus, Strept. cinereus, Strept. citrovorus, Strept. apis, Strept. bombycis, Strept. disparis, Strept. epidermicus, Strept. pyogenes, Bact. tumefaciens, Вас. alvei, Вас. subtilis, Вас. loxosus, Вас. mesenthericum, Вас. megathericus. Патогенность перечисленных видов микробов для белых мышей при внутрибрюшном введении колеблется в пределах 6,25 -100,0 % (В.А.Пономарев, АЮ.Гудкова, Е.Е.Малиновская, 2004).

Особенности строения и ассиметрия яичников шмелей

Половая система самки включает парные яичники, парные яйцеводы, непарный яйцевод, на дорзальной стороне которого имеется семяприемник. Непарный яйцевод открывается половым отверстием около основания жалоносного аппарата (Б.Н.Шванвич, 1949; Е.Н.Павловский, 1957).

Яичники шмелей состоят из четырех яйцевых трубочек (овариол) каждый (Б.Н.Шванвич, 1949) в отличие от яичников медоносных пчел, у которых число овариол в яичниках может достигать 300-350, а иногда и 400. Яйцевая трубочка имеет следующее строение: передний конец трубочки образован концевым филаментом (концевой нитью). Филаменты трубочек одной стороны соединены в общий лигамент, который служит подвесочным аппаратом и заканчивается среди лопастей жирового тела, удерживаемый ветвями трахей.

Собственно яйцевая трубочка разделена на передний отдел - гермарий и задний - вителлярий. Гермарий заключает внутри большое количество первичных половых клеток (оогониев), из которых в результате дифференцировки образуются яйцеклетки (ооциты) и питательные клетки

(трофоциты). Образовавшись в гермарии, яйцевая клетка передвигается в вителлярий, где окружается слоем клеток фолликулярного эпителия. По характеру поступления питательных веществ в созревающую яйцеклетку, яичники шмелей, как и других представителей перепончатокрылых, относят к политрофическому типу (Б.Н.Шванвич, 1949; Б.В.Яковлев, 1974). Овариолы яичников такого типа отличаются наличием в каждом фолликуле обособленной группы питательных клеток, расположенной со стороны гермария. Яйцевая трубочка оканчивается овариальной ножкой.

Фолликул, ставший пустым после выхода яйца спадает, а затем атрофирует. Атрофировавшийся фолликул становится довольно заметным образованием и называется желтым телом, которое потом исчезает.

Благодаря развитию в яйцевых трубочках, яйцеклетки имеют эллипсоидную форму, поэтому их относят к центролецитальному типу. Ядро занимает центральное положение и окружено островком свободной от желтка цитоплазмы (К.Г.Газарян, Л.В.Белоусов, 1983). В энтомологии по количеству яйцевых трубочек принято оценивать потенциальную плодовитость. Однако этот вопрос в отношении шмелей практически не ставился. В 2002-2003 гг. нами проведено изучение яичников шмелей BomЪus hypnorum (14 экз.), В. lapidarius (13), В. hortorum (8), отловленных в природе и ВЛетте.^ (60 экз.) из лабораторных линий.

У 5,26% рабочих особей шмелей отмечено полное отсутствие правого яичника. Асимметрия в количестве яйцевых трубочек в правом и левом яичниках отмечена у 6,3% особей: их число колебалось как 3-4,4-5 и 5-6.

Среднее число фолликулов в яичниках шмелей составило у BomЪus hypnorum - 25,8; В. lapidarius - 40,0; В. hortorum - 28,8 и B.terrestris -лабораторная линия, полученная из Голландии - 44,8; гибридная линия ивановско-голландская - 78,5, т.е. гибриды могут быть потенциально более плодовиты.

Таким образом, асимметрия в числе яйцевых трубочек наблюдается как у диких, так и у лабораторных шмелей. С помощью корреляционного анализа установлен характер связи между массой тела и потенциальной плодовитостью. Связь положительная, слабая, достоверная. При возрастании массы тела потенциальная плодовитость шмелей увеличивается незначительно.

В ходе исследований было впервые установлено, что, в яичниках шмелей может встречаться не только 8 трубочек, т.е. в двух яичниках по 4, а по 10 (по 5 в каждом яичнике), или наблюдаться асимметрия (4 и 5 трубочек). Хотя для многих перепончатокрылых известны факты широкого варьирования числа яйцевых трубочек, для шмелей в известной нам литературе подобные данные отсутствуют. Данные изменения встречались: асимметрия — в 2% случаев, 10 трубочек в 0.4% случаев. Эти факты выявлены пока только у рабочих шмелей, поэтому для выяснения влияния подобных изменений на потенциальную плодовитость маток требуются дальнейшие исследования (В.А.Курючкин и соавт., 2003).

Технология круглогодичного массового лабораторного разведения шмелей

В лабораторных условиях были проведены работы по круглогодичному массовому разведению некоторых видов шмлей рода Bombus. В частности, были выполнено культивирование шмелей Bombus terrestris, Bombus lucorum, Bombus lapidaries, Bombus hortorum, Bombus hypnorum. Проведенные наблюдения показали, что данная группа видов сходна по всей биологии, типу строяния и развития гнезда и разработанная нами технологиям позволяет культивировать в лабораторных условиях все эти виды шмелей. Но для применения в теплицах при опылении растений можно использовать только два близких вида шмелей Bombus terrestris, Bombus lucorum, которые дают относительно многочисленные семьи и являются менее агрессивными.

Для развития шмелиных семей необходимы белковый и углеводный корма. В качестве углеводного корма используется инвертированный сахарный сироп. Для получения такого раствора используют пивные дрожжи, соответствующие органолептическим показателям по внешнему виду, запаху, вкусу и цвету; сахар, отвечающий ГОСТу и дистиллированную воду. Сироп готовят в аппарате «Инверт» в течение 24 часов. На разных этапах развития семьи используется сироп различной рецептуры.

Источником белкового корма является пыльца растений, закупленная в различных регионах. Отмечено, что наиболее охотно шмелями потребляется пыльца весенне-летнего сезона, а от некоторых партий осенней пыльцы шмели отказываются (В.И.Ащеулов и др., 1998). Пыльцу закупают в благополучных по нозематозу пчел пасеках небольшими партиями.

Хранят пыльцу расфасованной по 1000-2000 г в полиэтиленовых пакетах, в морозильной камере при температуре -20°С. Свежемороженую пыльцу используют для приготовления пыльцевого теста непосредственно после размораживания, для использования сухой пыльцы необходимо ее измельчение и увлажнение инвертированным сиропом. Пыльцу тщательно перемешивают и разминают до получения однородной массы, из которой готовят шарики весом 5-10 г.

Материалом для разведения служат молодые самки шмелей, полученные в лабораторных условиях. Из-за возможных отрицательных последствий инбридинга при работе с материалом одного происхождения и потребности хозяйства в большом количестве шмелиных семей проводят сбор маток в природе с разрешения региональных комитетов по охране окружающей среды и природных ресурсов. Маток отлавливают при посещении ими первоцветов, таких как ива, медуница, ветреница, ранней весной, в начале апреля - первой декаде мая. При более позднем сборе материала значительно чаще попадаются нежизнеспособные особи, пораженные возбудителями различных болезней. Проверка способности маток к закладке и последующему развитию гнезд показала, что наиболее ценными являются насекомые из южных регионов страны - Краснодарский край (В.И.Ащеулов и др., 1998).

Отловленных в природе маток, перед размещением в садки для закладки гнезд, предварительно осматривают на соответствие нормальной окраски матки виду В. terrestris, отсутствие внешних повреждений и уродств. Особей, имеющих те или иные несоответствия, выбраковывают.

Отобранных самок помещают в индивидуальные садки и содержат в течение 7-10 дней при температуре +22° С и влажности 50-60% в темноте в специальном помещении. Ежедневно проводят их визуальный осмотр для выявления слабых и больных особей. При прохождении карантина самкам не дают белковый корм, дают только сироп (10 мл). Здоровые самки съедают весь корм за 3 дня, ведут себя спокойно, на слабое постукивание по садку отвечают характерным жужжанием. Маток, не прошедших карантин, выбраковывают и подвергают исследованию содержимое брюшка и трахейной системы на наличие возбудителей заразных болезней.

Для воспроизводства создают отдельную группу особей с наиболее ценными качествами: высокий процент закладки и развития гнезд, спариваемости, сохранности, плодовитости маток и т.д.

Через 8 недель развития в условиях термокамеры в семьях появляются трутни, а затем молодые матки. С момента появления молодых маток проводится контроль материнских семей. Вышедших особей отбирают по полу в отдельные садки, где они получают достаточное количество углеводного и белкового корма в течение 5-7 дней. Отбор проводят ежедневно или 2 раза в неделю при кормлении семей. На спаривание поступают матки весом 600-1000 мг, более мелкие особи уничтожаются.

Перед поступлением в камеру для спаривания насекомых осматривают на наличие нормальной окраски, размера, способности к активному полету, отсутствие повреждений и уродств. Нормальных насекомых помещают в камеру для спаривания. На каждую матку дают не менее 3-х трутней. Спаривание происходит утром и днем при освещении 3000 люкс, комнатной температуре и влажности. Наблюдение проводят постоянно в течение 4-5 часов, процесс спаривания трутня и самки продолжается 15-20 минут. Спарившихся маток одной семьи или одной группы держат в камере в той же освещенной комнате в течение 7-10 дней, подкармливая сиропом. Прошедших копуляцию трутней уничтожают. Неспарившихся маток и трутней рассаживают по разным садкам. В последующие два дня вновь повторяется весь процесс с неспарившимися матками и трутнями. После трех дней неспарившиеся особи выбраковываются. В таких условиях спаривается в среднем 75-77% маток, брак составляет около 23-25%. Оплодотворенные матки поступают для создания новых шмелиных семей после обработки их углекислым газом или оставляют их на хранение.

После спаривания матки находятся в отдельном садке в течение 2-5 дней. Потом его помешают в глубокую емкость и дают углекислый газ так, чтобы струя газа не попадала на тело насекомого. Когда насекомые обездвижены, емкость закрывают плотной крышкой и оставляют в ней шмелей на 30 минут. Затем садок вынимают из емкости и проветривают. Через 2 часа матки становятся активными и процедуру обработки углекислотой повторяют. В

целом обработка занимает 5 часов. Прошедших обработку маток помещают в отдельные садки для создания гнезд (В.А.Пономарев, В.А.Курючкин, 1998).

На первом стартовом этапе развития семьи, после прохождения карантина садки с самками шмелей помещаются в темные термокамеры с температурой +27,5 - +28,5°С и влажностью 55-65%. В садок с маткой помещают две молодые маленькие рабочие особи шмелей или 1 — 2-дневных рабочих медоносных пчел. Для закладки гнезда на сетчатое дно садка ставят полиэтиленовую коробочку размером со спичечный коробок с шариком пыльцы и укрепляют поилку с сиропом.

Осмотр проводят 2 раза в неделю. Первый шарик пыльцы не удаляют, т.к. в нем может быть кладка яиц, рядом помещают свежий шарик. По мере поедаемости маткой пыльцевого корма количество шариков с пыльцой увеличивают. Сироп заменяют 1-2 раза в неделю- по мере его потребления. Мертвых рабочих особей удаляют из садка, при гибели матки удаляют садок из термокамеры. Через 4 недели проводится тщательный осмотр садка. Маток, не организовавших гнезда или не сделавших первой кладки, удаляют из дальнейшего процесса. Повторный аналогичный осмотр производится через 2 недели после первого. Отбраковке подлежат матки, плохо работающие в гнезде, прекратившие кладку яиц. Для последующего выращивания на втором этапе оставляют маток, в гнездах которых появляется первое потомство, есть коконы или новые пакеты яиц, матка проявляет заботу о потомстве, гнездо чистое и ухоженное.

Второй этап развития гнезд шмелей проводится при температуре +24 -+25°С и влажности 50-55% в темном помещении. Ванночку с гнездом, матку и рабочих особей осторожно переносят в улей (В.И.Ащеулов, 2001). Из разных групп маток формируется партия, которой дается порядковый номер. На втором этапе сироп дается в 100 мл перевернутых банках с перфорированными крышками. Осмотр проводят аналогично первому этапу. При каждом осмотре следят за состоянием корма, при необходимости меняют его на новый, осматривают улей, удаляя моль, мусор, мертвых шмелей. При массовой гибели взрослых рабочих и (или) матки улей выносят из термокамеры. При нормальном развитии (чистые коконы и само гнездо, наличие свежей кладки) через 4-5 недель семья должна насчитывать 60-80 особей и в таком состоянии они поступают либо в теплицы, либо остаются для воспроизводства.

Селекция шмелей В. 1егге81п8 в лабораторных условиях проводится для улучшения продуктивных и племенных качеств шмелиных семей существующих популяций, выведения новых линий, межлинейных гибридов с желательными для селекционера признаками, хорошо приспособленных к различным условиям, обеспечивающих эффективное опыление

энтомофильных сельскохозяйственных культур. В шмелеводстве объектом селекционной работы является не отдельная особь, а шмелиная семья, состоящая из множества различных особей. Рабочие шмели, определяя признаки семьи, сами не участвуют в воспроизводстве потомства, эти функции выполняют шмелиная матка и трутни, которые передают свои признаки потомству. Селекционные признаки шмелиной семьи, по которым селекционер

проводит отбор материала: интенсивность яйцекладки, большое количество рабочих особей в семье, большое количество маточников. Сроки первого этапа (1 и 2 выводки) составляет 4-5 недель; второго этапа развития - 3-4 недели. После пересадки в улей количество рабочих особей через 4-5 недель должно быть не менее 100-200 рабочих особей, закладка маточников в семье через 7-8 недель. Количество молодых маток 150-200 штук. Необходимо отбирать маток весом от 700 до 1000 мг с типичной окраской для Российской популяции шмелей Bаmbus terrestris. На 8-9 неделе должно происходить появление трутней. В отличие от медоносных пчел, у которых диплоидные трутни крупнее гаплоидных, у шмелей гаплоидные трутни крупнее диплоидных. Таким образом, для воспроизводства шмелиных семей необходимо использовать крупных гаплоидных трутней, т.к. спаривание с диплоидными трутнями приводит к неполноценному развитию семьи. У шмелиных маток и трутней должны отсутствовать уродства и другие отклонения фенотипа. На первом этапе селекционной работы отлавливают шмелиных маток из разных регионов. В полученной группе отбираются семьи с полезными селекционными признаками. На втором этапе группы семей с полезными признаками из каждого региона разводятся отдельно, но не допуская близкородственного скрещивания. Образуются отдельные линии шмелей. На третьем этапе определяются наиболее удачные варианты скрещивания между линиями. В дальнейшем для лабораторного разведения продолжают поддерживать отдельно линии, скрещивание которых дает наилучшие результаты. Маток полученных от такого скрещивания используют для воспроизводства. Спаривание происходит под постоянным наблюдением и контролем. Спаривание внутри лабораторной линии достигает 80%. При выведении лабораторных линий использовали вводное скрещивание или "прилитие крови". Для этого выбирали группы улучшательницы, у которых сильно или хорошо выражен признак, слабо развитый у групп, которые необходимо улучшить. Затем трутней группы улучшательницы однократно спаривались с матками улучшаемой группы. Полученные при этом матки помеси I поколения спаривались с трутнями исходной группы улучшаемой, а трутни-помеси с исходной группой маток из улучшаемой группы. В результате получаем животных помеси II поколения с 3/4 "крови" улучшаемой группы и 1/4 "крови" группы улучшательницы. Далее трутней и маток этой помеси разводим "в себе", осуществляя отбор и подбор по усилению положительного признака, который ранее был слабо выражен у улучшаемой группы. Наследственность у улучшаемой группы по необходимым положительным признакам обогащена в результате скрещивания с группой -улучшательницей, нужный результат достигнут.

Селекционная работа может осуществляться только при строгом контроле происхождения племенного материала и при создании оптимальных условий для содержания и кормления шмелей, а также создание необходимого температурного и влажностного режимов. В результате проводимой селекционной работы были получены следующие признаки, закрепленные в лабораторной линии наших шмелей: высокая летная активность, которая

выражается в 70-95% опыления цветков томатов и других овощных культур; репродуктивная активность в условиях лаборатории не менее 80% поголовья делают яйцекладку и образуют семьи (Л.Н.Парфенова, В.А.Пономарев, М.В.Качкин, 1999).

Диапауза и способы её преодоления. Большое разнообразие явлений, обозначаемых термином диапауза, необходимо классифицировать по экологическим и онтогенетическим принципам. Можно выделить консекутивный покой - непосредственная реакция на уже изменившиеся в неблагоприятном направлении условия существования, а также перспективный покой, когда, организм предвосхищает будущие неблагоприятные изменения среды переходом в пассивное состояние (Muller Hans Joachim, 1970).

Олигопауза - состояние покоя, возникшее после некоторого периода действия ухудшившихся условий среды. Олигопауза всегда является следствием ухудшения условий существования. Среди перспективного покоя можно выделить парапаузу и эдипаузу. В случае парапаузы состояние покоя возникает при значениях факторов среды, благоприятных для данной стадии развития, но не благоприятных для следующей стадии. Выход из парапаузы стимулируется изменением среды в благоприятном для дальнейшего развития направлении. Парапауза может быть вызвана термическими, пищевыми и фотопериодическими условиями. Типичный пример парапаузы имагинальный летний покой у ряда жуков, размножающихся осенью. При эдиапаузе состояние покоя еще более тесно приурочено к определенной стадии онтогенеза и не прекращается при изменении индуцирующего фактора в стимулирующем развитие направлении. Индуцирующим фактором служит почти исключительно фотопериод, действие которого только модифицируется другими факторами. Прекращение эдиапаузы осуществляется под действием видоспецифического термического режима, тогда как другие факторы не имеют значения. Состояние покоя маток шмелей наиболее близко по своему характеру к эдиапаузе.

Простейшая форма консекутивного покоя представлена оцепенением, когда утрата активности наступает сразу после того, как тот или иной фактор достигает под - или надпороговой величины. Это состояние полностью обратимо при минимальном временном промежутке и при соответствующих изменениях среды.

Молодая матка шмеля после спаривания и развития жирового тела поздним летом уходит на зимовку. Зимуют матки в укрытиях, в почве на глубине 8-10 см. Осенью, в начале зимовки матка в результате повышенного обмена веществ расходует большую часть содержимого медового зобика и значительное количество жира и гликогена, содержащихся в жировом теле (D.V.Alford, 1971).

Матки В. terrestris xanthopus (Kriechbaumer, 1870) имеют тенденцию к более короткой диапаузе, чем матки B.terrestris terrestris (Linnaueus, 1758) (Jonghe Roland De, 1986).

Альтернативным способом преодоления диапаузы является использование дистиллированной воды. При этом шмелиные матки,

прошедшие спаривание и выгул, помещаются в дистиллированную воду комнатной температуры. Время пребывания в воде 30 минут, затем 2-2,5 часа перерыв и еще 30 минут в воде. Отсчет времени пребывания в воде начинается при полном обездвиживании насекомого. За время перерыва (2-2,5 часа) шмелиные матки постепенно начинают двигаться, обсыхают, а затем активно летают по вальере для выгула. При меньшем пребывании шмелиных маток в воде не накапливается достаточного количества углекислого газа и не происходит перестройки организма как после диапаузы. При более длительном сроке пребывания маток в воде резко увеличивается отход насекомых. Длительное пребывание в воде вызывает гибель шмелиных маток.

При помещении шмелиных маток в воду происходит "закупорка" трахей водой и идет накопление углекислого газа который вырабатывается организмом. Повышение концентрации углекислого газа в организме шмелиной матки способствует необходимым перестройкам физиологических процессов, которые вызывают преодоление диапаузы и в дальнейшем способность откладки оплодотворенных яиц. При способе преодоления диапаузы с помощью воды не происходит передозировки в отличии от прямой наркотизации углекислым газом. Изобретение позволило достичь положительного эффекта, который выражается в том, что стало возможно преодолевать диапаузу у шмелиных маток без использования углекислого газа. Преодоление диапаузы при помощи воды позволяет приблизить разведение шмелей в лабораторных условиях к естественному ходу развития шмелей в природе, т.к. при диапаузе в природе возможно кратковременное затопление водой.

Эксперименты, проведенные в лаборатории шмелеводства ФГУП "Совхоз "Тепличный" г.Иваново, позволили с помощью данного способа преодоления диапаузы осуществить получение качественных шмелиных семей, которые показали отличные летные и опылительные качества в теплицах хозяйства (В.И.Ащеулов, В.А.Пономарев, 2003).

Использование белкового корма. Нами определена потенциальная плодовитость маток шмелей вида Bombus terrestris в зависимости от кормления их сухой и свежемороженой пыльцой, а также потенциальная плодовитость рабочих особей. На второй год исследований, при даче в качестве белкового корма свежемороженой пыльцы, отмечено статистически достоверное повышение потенциальной плодовитости маток шмелей и рабочих особей (рис.3).

Было отмечено влияние свежемороженой пыльцы на фактическую плодовитость семьи шмелей Bombus terrestris, а также на количество личинок и куколок в составе преимагинальных фаз (рис.4). Установлено, что использование свежемороженой пыльцы статистически достоверно повышает фактическую плодовитость семьи. Некоторое повышение численности личинок среди преимагинальных фаз статистически достоверных различий не имеет. Отмеченное нами повышение численности куколок среди преимагинальных

фаз при использовании в качестве белкового корма свежемороженой пыльцы по сравнению с использованием сухой пыльцы статистически достоверно.

Рис.3. Влияние свежемороженой пыльцы на потенциальную плодовитость маток и рабочих шмелей B.terrestris ф<0,001).

копмчсстао

* яйца-р<0,001, * личинки — р>0,5, * куколки — р<0,001.

Рис.4. Влияние свежемороженой пыльцы на численность преимагинальных фаз.

Исходя из полученных результатов, можно выявить соотношение преимагинальных фаз в семье. На первый год исследований, при кормлении семей сухой пыльцой, отмечено преобладание экземпляров личиночной стадии над остальными, тогда как, при кормлении свежемороженой пыльцой наблюдается равномерное распределение между преимагинальными фазами.

При даче свежемороженой пыльцы в качестве белкового корма нами отмечено статистически достоверное повышение потенциальной плодовитости

маток шмелей В. 1егге81п8 по сравнению с кормлением сухой пыльцой. Потенциальная плодовитость маток увеличилась на 47%. Литературных данных, по которым можно было бы провести сравнение, нами не найдено. Можно провести сравнение с матками медоносных пчел, которые еще, будучи личинками, получают маточное молочко, содержание белка в котором составляет 1/3 сухого вещества, заведомо лучшего качества и большего количества, чем рабочие особи, что обуславливает у медоносных пчел сильное развитие половой системы маток (Г.А.Аветисян, 1982).

При кормлении шмелиных семей свежемороженой пыльцой отмечено статистически достоверное повышение фактической плодовитости семьи, т.е. увеличилось количество отложенных яиц. При кормлении свежемороженой пыльцой этот показатель увеличился примерно в 2 раза, чем при кормлении сухой пыльцой.

При использовании свежемороженой пыльцы в семье возрастает численность не только яиц, но и личинок - в 1,1 раза и куколок - в 2,9 раза. Но статистические различия достоверны только в случае увеличения численности куколок при р<0,001. Количество и качество белкового корма имеет большое значение для выращивания расплода.

При анализе способности самок к спариванию оказалось, что при кормлении свежемороженой пыльцой увеличивается спариваемость маток. Во второй год исследований спарились 66 % маток по сравнению с 50% в первый год исследований. Количество брака уменьшилось по сравнению с предыдущим годом.

Конкрементообразование у шмелей BontЪus terrestris в условиях круглогодичного лабораторного разведения. При разведении шмелей отмечается значительная частота встречаемости шмелиных маток с процессами конкрементообразования в ректальном отделе прямой кишки, что приводит к снижению репродуктивной активности. Можно предположить двоякий механизм конкрементообразования, но каждый из них связан с характером питания, метаболизма и экскреции. Наиболее вероятной представляется гипотеза эндогенного происхождения конкрементов. Главным органом выделения насекомых являются мальпигиевы сосуды. Их главная функция -удаление из организма конечных продуктов азотного обмена, избытка воды и поддержания гомеостаза внутренней среды. При этом эти компоненты секретируется из гемолимфы. В тоже время небольшое количество вещества претерпевает обратное всасывание в задней кишке. Скорость продукции мочи варьирует в течение имагинальной жизни, она связана с возрастом и физиологическим состоянием насекомого.

Встречаемость конкрементов у шмелиных маток разных возрастов была неодинаковая. У молодых шмелиных маток (возраст — от 10 до 30 суток) конкременты в ректальном отделе кишечника не найдены. Встречаемость конкрементов у шмелиных маток 2-2,5 месячного возраста составила 30,6%, а у маток 3-3,5 месячных — 37,8%. Конкременты не найдены у шмелиных трутней. У лабораторных рабочих особей конкременты были в 10 — 15%

случаев. Не найдено конкрементов у диких шмелей (ВошЬш зр., п = 100). Число конкрементов в ректальном отделе кишечника самок шмелей может быть от 1 до 60 шт. разного размера (табл.3) .

Таблица 3 .

Возрастное поражение конкрементами у маток ВошЬш 1егге81п8 (Ь.)

Возраст Показатели

маток

маток процент камней масса на одну

(п) (п) (п) камней матку

2-3 недели 41 - -

2-2,5 16 37,5 % (6) 122 160 мг 13,1 мг

месяца

3-3,5 39 28,2% 97 344 мг 35,5 мг

месяца (И)

Установлено, что средняя масса камней была 14,2 ± 0,2 мг (Р<0,05), составило около 2% средней массы тела шмелиной самки. У самок 2-2,5 месячного возраста камни были более мелкие, часто в виде песка. Эта тенденция может говорить о влиянии возраста на процесс

конкрементообразования, что подтверждается данными по другим группам животных.

Проведенные аналитические и спектрометрические исследования показали, что органическую основу всех собранных конкрементов составляют соли мочевой кислоты (в среднем 99,48+0,95%; п = 16). В состав конкрементов входят, в основном, катионы натрия (0,22+0,04%, п = 16), кальция (0,15 ± 0,04%, п = 16), калия (0,19+ 0,05%, п = 16), магния (0,06 + 0,02%, п = 16). Процентное содержание катионов натрия, кальция и калия одинаковое, катионы магния содержаться в конкрементах в достоверно меньшем количестве (Р<0,01). В конкрементах обнаружены следующие микроэлементы: медь - 0,002%; цинк - 0,002%; железо - 0,018%; никель - 0,006%; марганец -0,003%; хром - 0,005%; фосфор+, сера+, титан - 0,03%. Конкрементообразование может приводить к снижению репродуктивной, пищеварительной, летной активности. При отрыве конкремента от стенки кишечника может произойти закупорка просвета кишечника, что вызывает механическую непроходимость и в последствие гибель насекомого.

В результате проведенных лабораторных наблюдений было выяснено, что конкрементообразование у самок шмелей происходит, прежде всего, из-за кормления сухой пыльцой. При кормлении шмелей смесью свежемороженной и сухой пыльцы конкременты образуются редко. При использовании только свежемороженной пыльцы конкременты у шмелиных самок не образуются (В.А.Пономарев, В.И.Ащеулов, 2002).

Летная и фуражировочная активность шмелей в теплицах.

Абиотические факторы могут влиять на поведение и уровень активности насекомых, на ход обменных процессов, морфогенез и их развитие. Они отражаются на таких важнейших характеристиках популяции, как плодовитость, смертность, возрастной состав, соотношение полов, уровень стремления к миграции. К числу абиотических факторов относятся физические поля (свет, электрические и магнитные поля, гравитация, ионизирующая радиация), климатические факторы (температура, влажность воздуха, ветер, атмосферное давление, осадки), свойства воды и почвы.

Суточная лётная активность шмелей в различные сезоны (весной и летом) была изучена с помощью измерений двух показателей. Первый — количество вояжей (среднее число прилетов-вылетов) в исследуемый период времени (с 8 до 12 ч и с 12 до 16 ч). Второй — среднее количество вояжей за час. Лётная активность шмелей отличается летом и весной и в течение суток. Если в летний сезон уровень активности в теплицах выше в дополуденное время, то весной до и после полудня активность насекомых остается постоянной. Однако подчеркнем, что как в первом, так и во втором случаях наблюдается почасовое изменение этого показателя. Летом 2000 г. он понижался (с 10 до 16 ч), весной того же года - увеличивался (с 9 до 16 ч). Для объяснения сезонной и суточной динамики шмелей нами были выдвинуты следующие гипотезы:

Воздействие абиотических факторов среды — температуры, влажности и освещения на распределение активности во времени суток. Активность, как проявление у шмелей эндогенных суточных ритмов. Влияние на активность сезонных явлений природы.

Суточную динамику активности шмелей, по-видимому, следует объяснять не влиянием единичных, независимых друг от друга факторов (температуры и влажности), а их сочетанием. На насекомое всегда действует комплекс факторов. Однако наиболее резким является воздействие того фактора, уровень которого находится возможно дальше от оптимального (экологический закон минимума или лимитирующего фактора) (В.В.Яхонтов, 1969; В.Б.Чернышев, 1996).

Весной 2000 г температура увеличивалась в течение дня в диапазоне от умеренных значений - +19,0°С в 9 ч до оптимальных для шмелей - +24,8°С в 16 ч. Уровень влажности при этом постепенно падал с наиболее высокой отметки - 76,3 % в 9 ч до оптимальных значений - 57,3 % в 16 ч. В результате активность шмелей возрастала с 5,2 вояжей за час в 8 ч до 8,4 в 16 ч. В до полуденное время этот показатель в среднем был ниже (5,6 вояжей за час при температуре - +20,5°С, влажности - 72,8%), чем в послеполуденное (7,2 вояжей за час при температуре — +24,3°С, влажности — 61,2). Определяющим в данном случае был фактор температуры. Влажность же не сыграла существенной роли в изменении активности фуражиров в течение дня.

Летом того же года температура в теплицах также возрастала, но уже с оптимальных значений — +24,5°С в 9 ч до превышающих оптимум — +29,3 °С в 16 ч. Динамика влажности в этот сезон напоминает динамику влажности

весной 2000 г. В 9 ч уровень влажности составлял в среднем 74,0 %, в16 ч — 62,8 %. Активность фуражиров при этом в период с 10 до 16 ч снижалась с максимума вояжей за час - 10,7 до минимума — 3,3. Когда средняя температура в до полуденное время немногим превышала допустимый оптимум (+25,7°С), а влажность сохранялась высокой (71,2 %), шмели вояжировали с частотой 9,3 вояжей за час. В послеполуденный период температура повысилась до +28,6°С, влажность снизилась до оптимальной (63,5 %), количество вояжей за час уменьшилось до 4,5. Высокий уровень температуры в теплицах после полудня приводит к подавлению лётной активности шмелей в это время. Эта ситуация, по-видимому, усугублялась и влажностью воздуха, которая в данном случае может считаться высокой (оптимальной 40-70 %) она является только при благоприятном температурном режиме, не превышающем +25°С . Такое сочетание факторов приводило к «парниковому эффекту» в закрытом грунте. Это нарушало процесс терморегуляции насекомых, что в конечном итоге и отразилось на показателе активности. Эффект влияния влажности был изучен В.В. Яхонтовым (1969) на способности черных тараканов противостоять высоким температурам. Результаты проведенного им исследования показали, что черные тараканы во влажном воздухе при +38°С быстро погибали, а в

"вспенивающем испарение, выживали какое-то время и при +48°С. Аналогичным образом влажность воздуха влияет на уровень летной активности шмелей в течение суток в теплицах. В жаркий период влажный воздух в большей степени ограничивает лет насекомых, тогда как в условиях умеренно-теплого режима этот фактор не является лимитирующим. Вместе с тем следует обратить внимание на величину и размеры шмелей.

Анализ результатов лабораторного эксперимента показал, что активность шмелей при относительно стабильной температуре и понижении влажности воздуха, уменьшается в течение дня. Температура за исследуемый отрезок времени - с 9 до 16 ч незначительно колебалась около среднего значения — +26,9°С, поэтому ее. влияние на ритм активности фуражиров исключено. Влажность воздуха в лаборатории заметно снижалась от 57,0 % в 9 ч до 50,5 % в 16 ч. Однако отметим, что в среднем как до полудня (55,6 %), так и после (51,8 %) для совершения шмелями фуражировочных полетов она была оптимальна. Тем не менее, активность насекомых с 9 до 16 ч уменьшалась в среднем с 58,3 до 26,1 вояжей за час, и до полудня количество вояжей за час было выше (61,7%), чем после полудня (36,7%). Корреляционный анализ позволил установить наличие прямой связи между изменением режима влажности и динамикой активности шмелей. Но, исходя из указанного выше противоречия, эта связь является маловероятной. Причину же суточного ритма активности шмелей в лаборатории следует объяснять действием других факторов.

Суточная активность шмелей в природе была изучена независимо друг от друга В.И.Блинниковым (1995) (в августе на чертополохе поникшем) и Д.В.Панфиловым (1956). Несмотря на самостоятельность исследований, ученые обнаружили общую закономерность изменения активности шмелей в

течение суток. Фуражировочные рейсы совершаются насекомыми весь световой день, заметно учащаясь поздним утром (к 9-11 ч) и вечером (к 16-18 ч). С 12 до 14 ч большинство фуражиров находится в гнезде из-за опасности перегрева в этот наиболее жаркий период дня. Согласно классификации ритмов, предложенной В.Б.Чернышевым (1996), шмелей можно отнести к дневным насекомым с длительной утренне - вечерней активностью.

В теплицах для изучения ритма активности фуражиров был взят не весь световой день, а только его часть — с 8 до 16 ч. Поэтому все сравнения исследуемого ритма ведутся только относительно указанного интервала.

Проследим, как изменялась активность шмелей в течение дня летом 2000 г. в теплицах. В 10 ч утра в среднем отмечался максимум вояжей за час (10,7). Количество вояжей сохранялось максимальным до 11 ч (9,7 вояжей за час). С 11 до 13 ч наблюдался резкий спад в активности насекомых (до 5,8 вояжей за час). Второе снижение в ритме активности до минимальных значений зафиксировано с 13 ч до 15-16 ч.

Летний ритм активности шмелей в теплицах до полудня повторяет их ритм в природе. Так, пик активности в неволе и в естественной среде приходится на 11 ч утра. В это время уровень температуры оптимален для насекомых и благоприятен для сбора пыльцы и нектара. После полудня чрезмерно высокая температура воздуха приводит к появлению и дальнейшему углублению минимума активности. В теплицах ситуация усугубилась высокой влажностью воздуха, которая на фоне жары приводила к «парниковому эффекту».

Суточная активность шмелей весной 2000 г. изменялась в ином ритме, чем летом того же года. Она увеличивалась с 5,2 вояжей за час в 9 ч до 8,4 в 16 ч. В утренние часы (с 9 до 11 ч), когда теплицы только начинали прогреваться, активность была минимальна — 5,2 вояжей за час. С повышением температуры она увеличилась к 12-13 ч до 6,5-6,6 вояжей за час, а к 15-16 ч стала максимальной — 7,5-8,4 вояжей за час.

Таким образом, ритм активности шмелей в тепличных условиях, после полудня, как летом, так и весной отличаются от такового в естественной среде.

На примере лабораторного опыта также четко прослеживается зависимость активности шмелей от интенсивности освещения в течение дня. В июне-июле с 8 до 10 ч утра продолжительность солнечного сияния увеличивается с 0,68 до 0,69 часа. После этого постепенно уменьшается до 0,62 часа в 16 ч. При этом активность шмелей изменялась следующим образом: в 9 ч шмели посещали приманки с частотой 58,3 случаев за час. К 10 ч количество посещений возросло до 74,5 случаев за час. С этого момента число прилетов фуражиров на «цветки» фиксировалось со значительно меньшей частотой: в 13 ч активность не превышала 48,8 посещений за час, в 16 ч снизилась до минимума - 26,1 посещений за час. Заметим, что пик активности в 10 ч совпадает с максимумом освещенности в это время. После 10 ч активность фуражиров снижается. С этого же часа начинает падать уровень освещения.

РОС НАЦИОНАЛЬНАЯ БИБЛИОТЕКА СПтИдгрг 09 П т

2.2.2. ПРОФИЛАКТИКА ИНФЕКЦИОННЫХ БОЛЕЗНЕЙ ШМЕЛЕЙ ПРИ ИХ ЛАБОРАТОРНОМ РАЗВЕДЕНИИ

2.2.2.1. ВИРУСНЫЕ БОЛЕЗНИ ШМЕЛЕЙ

ОСТРЫЙ ПАРАЛИЧ ШМЕЛЕЙ. Вызывает РНК-содержащий, сферический вирус, размером 30 нм. Нуклеокапсид содержит 3 протеина. Вирус серологически связан с Кашмир-вирусом. Вирионы стабильны при рН=7,3. Нагревание до 90°С в течение часа инактивирует патогена, 50°С - не оказывает влияния.

Эпизоотология. Вирус широко распространён, присутствует у внешне здоровых медоносных пчёл (Apis mellifera), в организме которых летом концентрация вирионов достигает 106 частиц/особь; выделен из организма паразитирующих на пчёлах самок варроа и в их потомстве с концентрацией 1010 частиц/особь; установлен в организме природных популяций шмелей и в обножке, собранной этими насекомыми пыльцы. Активация инаппарентной инфекции у шмелей происходит при инокуляции насекомым-носителям различного материала, при паразитировании на них клещей, которые являются переносчиком. К искусственному заражению восприимчивы имаго и куколки шмелей. ЛД50 для имаго насекомых при введении в гемолимфу составляет 100 вирионов. Репликация вируса возможна в культуре клеток эмбрионов пчёл и некоторых перепончатокрылых (Ю.М.Батуев, 1979; О.Ф.Гробов, А.КЛихотин, 1989; Ю.Ф.Петров и соавт., 2002; АЮ.Гудкова и соавт., 2003).

При парентеральном введении взрослым насекомым и куколкам инкубационный период составляет в среднем 5 суток. Репликация вируса происходит в клетках нервной ткани, глоточных желёз и жирового тела. Слюна пчёл-сборщиц и обножки пыльцы содержат вирус. Гибель насекомых наступает при концентрации вируса в организме 1012 частиц/особь.

Патогенез и клиника. Признаки поражения у насекомых неспецифичны. В основном поражаются молодые насекомые. Часто в утренние часы обнаруживают неспособных к полёту насекомых, они подпрыгивают, иногда трясутся, вращаются на одном месте, имеют увеличенное брюшко, неправильное расположение крыльев. Течение болезни может продолжаться от 7-18 дней до 3 месяцев, в течение сезона возможны рецидивы, повторные вспышки болезни проходят более тяжело. У шмелей при инокуляции 104 частиц вируса наступало ослабление, потеря способности к полёту, параличи конечностей, гибель наблюдали на 3-5 день после заражения.

С целью дальнейшего изучения острого паралича у шмелей в лаборатории ВИЭВ были поставлены две серии опытов. В первом из них при скармливании 3 мл 30%-ного экстракта погибших от острого паралича пчёл 15 рабочим особям В. distinguendus отмечено выбрасывание расплода, первые признаки паралича передней пары ног наблюдали на 5 день. За 21 день наблюдения погибло 5 насекомых, в контроле — 2 особи. При инокуляции 5 самкам этого вида шмелей 109 частиц вируса они погибли в течение 10 дней.

Вторая серия опытов связана с наблюдением спонтанного острого паралича шмелей в хозяйстве по разведению В. terrestris. В этой семье появились дрожащие рабочие особи, которые покинули расплод, не принимали участия в работе и вскоре погибли. Из насекомых с признаками поражения и погибших особей был выделен штамм вируса острого паралича серологически идентичного штаммам этого возбудителя от медоносных пчёл. При инокуляции вируссодержащего материала маткам шмелей их гибель происходила на 3-6 сутки, а у медоносных пчёл - на 3-5 сутки. При скармливании семьям шмелей вируссодержащего материала с сахарным сиропом и пыльцой поражённые рабочие особи выявлены на 12 день; при подсадке 3 молодых инфицированных вирусом рабочих шмелей в здоровую семью этих насекомых через 46 дней в ней погибло 4 (1 подсаженная и 3 выведенных в семье особей) из 23 рабочих шмелей, находящихся в семье. У погибших особей выделен идентичный вирус (Ю.М.Батуев, 1979, 1984; О.Ф.Гробов и соавт., 1987, 1989, 1992; О.Ф.Гробов, А.Н.Сотников, 1998; Ю.Ф.Петров и соавт., 2002; АЮ.Гудкова и соавт., 2003).

БОЛЕЗНЬ ШМЕЛЕЙ, ВЫЗЫВАЕМАЯ КАШМИР-ВИРУСОМ.

Вызывает РНК-содержащий, сферический вирус, размером 30 нм. Имеет несколько серотипов: 1 — серогруппа вирусов канадо-испанского происхождения имеет в нуклеокапсиде 3 белка; штаммы из Индии, Австралии и Новой Зеландии, объединённые во вторую серогруппу, имеют в капсидах 5 и 6 белков. Обе группы родственны между собой и вирусом острого паралича. По нуклеотидным последовательностям участка 393 в РНК кашмир-вирус наиболее близок с вирусом С дрозофил (штамм ЕВ) и вирусом гепатита А (Ю.М.Батуев, 1984; Ю.Ф.Петров и соавт., 2002; АЮ.Гудкова и соавт., 2003).

Эпизоотология. Вирус выделен от взрослых медоносных и среднеиндийских (А. сегапа) пчёл и их расплода, а также у шмелей в Новой Зеландии, складчатокрылых ос (Vespula germanica), клеща V. jacobsoni из гнёзд А. сегапа. Считается наиболее вирулентным вирусом медоносных пчёл, при инокуляции имаго и куколкам вызывает гибель в среднем на 3 день, при втирании в кутикулу — на 2-3 день, скармливание к заражению не приводит. ЛД100 вируса для куколки составляет 10-5 нг. Погибшие взрослые пчёлы содержат 1013 вирусных частиц/особь, куколки - до 200-500 мкг вируса/особь.

Патогенез и клиника. В естественных условиях инфекция широко распространена в виде скрытого бессимптомного носительства у взрослых шмелей и медоносных пчёл и 40% куколок; репликация возбудителя в их организме, как и при остром параличе, может быть вызвана инъекцией в тело любого материала, даже воды. Большую роль в переносе и активации патогена играет клещ варроа. Кашмир-вироз протекает самостоятельно или совместно с другими заболеваниями, включая острый паралич. Наши наблюдения показывают, что клинические признаки у шмелей не имеют специфических особенностей, погибают взрослые особи и расплод разного возраста (Ю.М.Батуев, 1984; О.Ф.Гробов и соавт., 1987, 1989, 1992; О.Ф.Гробов, А.Н.Сотников, 1998; Ю.Ф.Петров и соавт., 2002; АЮ.Гудкова и соавт., 2003).

БОЛЕЗНЬ ШМЕЛЕЙ, ВЫЗЫВАЕМАЯ ЭНТОМОПОКС-ВИРУСОМ. Вироз установлен у шмелей в США. Вирионы величиной 15014260 нм содержатся в клетках грудных слюнных желёз, гемолимфы и гиподермы. Альвеолы желёз поражённых насекомых слабо опалесцируют или полностью непрозрачны, зелёного цвета. Популяции отдельных видов шмелей содержат до 7,1% поражённых особей, в поведении которых не отмечено каких-либо изменений. Попытки заразить личинок медоносных пчёл были неудачны, и восприимчивость пчёл к выделенному агенту остаётся неясной (Ю.МБатуев, 1984; О.Ф.Гробов и соавт., 1987, 1989, 1992; О.Ф.Гробов, А.Н.Сотников, 1998; Ю.Ф.Петров и соавт., 2002; А.Ю.Гудкова и соавт., 2003).

Проведёнными исследованиями состояния грудных желёз отечественного земляного шмеля из природы и разводимого в лабораториях характерных изменений не обнаружено. Точно также были получены отрицательные результаты исследования суспензии шмелей в реакции иммунодиффузии со специфическими сыворотками на наличие вирусов мешотчатого расплода и деформации крыла медоносных пчёл (О.Ф.Гробов и соавт., 1987,1989, 1992).

Для диагностики острого паралича шмелей мы использовали реакцию иммунодиффузии, иммуноферментный анализ; для выявления Кашмир-вируса, вероятно, более специфична реакция цепной полимеризации; крупные вирионы энтомопоксвируса обнаруживают при фазовоконтрастной микроскопии и характерным изменениям цвета грудных слюнных желёз насекомых (Ю.М.Батуев, 1984; Ю.Ф.Петров и соавт., 2002; АЮ.Гудкова и соавт., 2003).

ДРУГИЕ ВИРУСЫ, ВЫДЕЛЕННЫЕ ИЗ ОРГАНИЗМА ШМЕЛЕЙ BOMBUS TERRESTRIS (Ь., 1758). Электронно-микроскопическим путем в процессе исследований содержимого различных органов и тканей клинически здоровых шмелей нами установлено, что основным органом, содержащим вирусные частицы является кишечник. В других органах и тканях вирусные частицы чаще всего выявлялись на уровне фоновых значений порядка 106-107 частиц/мл, тогда как в содержимом кишечника концентрации составляли порядка 109-1010 частиц /мл. При этом практически у всех исследованных особей вирусная инфекция находилась в ассоциации с другими микроорганизмами.

Первоначально объектом наших исследований были образцы, полученные от павших маток шмелей голландского происхождения. Это семьи шмелей ранее были закуплены из Голландии и затем использовались для круглогодичного разведения в условиях лаборатории шмелеводства Агробиоцентра ФГУП «Совхоз «Тепличный» Ивановской области.

В исследуемых образцах одним из первых вирусов, выявленном в смеси с клетками ультрамикроскопических грибов, был реовирус насекомых. Обоснованием для такого заключения послужили сферическая форма вирионов с характерной для данного вида вируса морфологией. Диаметр частиц - 58 нм. Концентрация вирионов в исследуемых образцах находилась в пределах от 108 до 109 частиц/мл (М.Б.Королев, 1982).

В монографии В.Н.Сюрина и соавт. (1998) при описании семейства Reoviridae указано, что вирусы, поражающие насекомых, имеют диаметр 50-65 нм (средний диаметр 58 им) и относятся к роду Cypovirus.

В исследуемых образцах нами установлено присутствие вирионов сферической формы диаметром 27 нм. По морфологии вирионов и их размерам (25-27 нм) данный вид вируса, по-видимому, относится к семейству Picornaviridae, роду Enterovirus, являющийся этиологическим агентом желудочно-кишечных заболеваний (В.Н.Сюрин и соавт., 1998).

При нанесении вирусных препаратов с использованием поляризованных пленок-подложек под электронным микроскопом мы наблюдали смешанно контрастированные вирионы, в структуре которых , одновременно присутствовали позитивно и негативно контрастированные участки белковой оболочки. Данный вид контраста выявлен нами ранее в структуре вирусов животных и наблюдение подобного феномена в данном случае отражает общую закономерность в строении вирусов насекомых и вирусов животных.

О наличии в образцах высоких концентраций вируса свидетельствовали отдельные паракристаллические скопления вирионов, часто заключенные в подобие клеточной оболочки. При разрушении последней вирусные частицы оказывались в свободно расположенном состоянии. Вирионы энтеровируса также контрастируются смешанно при использовании поляризованных пленок-подложек. Наиболее часто в образцах вирус присутствует в смеси с ультрамикроскопическими клетками гриба.

Следующий вид вируса и наиболее часто встречаемый в образцах из содержимого кишечника — это мелкий сферический вирус, диаметр частиц которого порядка 18-20 нм. Данный вид вируса, по-видимому, относится к семейству парвовирусов роду Densovirus, поражающих позвоночных и. насекомых, вызывающих болезнь «плотных ядер». На электронной микрофотографии данный вирус представлен в смеси с клетками гриба различной формы и размеров.

В содержимом кишечника павших маток шмелей смешанная инфекция была представлена не только вирусными частицами и клетками гриба, но у отдельных особей нам удалось выявить присутствие одновременно трех вышеуказанных вирусов, то есть рео,- парво- и энтеровируса.

В содержимом кишечника одной особи был выявлен вирус морфологически пока нами не идентифицированный. Вирус представлен смесью частиц, большая часть которых это пустые капсиды и единичными полными вирионами. Капсиды вируса тонкостенные, средний диаметр 50 нм, в их структуре возможно выделить составляющие их сегменты.

Продолжая исследования содержимого органов и тканей павших маток шмелей, отловленных в природных условиях Краснодарского края, Ивановской и Владимирской областей, установлено присутствие преимущественно мелкого сферического вируса диаметром 18-20 нм у особей из Ивановской и Владимирской областей. Вирусная инфекция также присутствовала в ассоциации с клетками ультрамикроскопических грибов, микоплазмами и бактериями. Меньший уровень инфицированности маток, отловленных в

природных условиях Краснодарского края, по-видимому, благоприятствовал наиболее стабильному и высокому проценту основанию гнезд по сравнению с естественно перезимовавшими матками Ивановской и Владимирской областей.

Наши наблюдения показывают, что повышенный температурный режим на уровне +39°С в крупной колонии или семье шмелей способствует развитию вирусной инфекции, так как известно, что температура является мощным фактором, активирующим латентную инфекцию. С другой стороны повышенная влажность при длительном лабораторном хранении (от 8 до 24 недель) маток шмелей в холодильнике при температуре +2...+5°С и относительной влажности 95% резко возрастает их поражённость грибами.

ФАКТОРЫ, ВЛИЯЮЩИЕ НА ВИРУСНУЮ ИНФЕКЦИЮ НАСЕКОМЫХ. Насекомые принадлежат к пойкилотермным животным и температура их тела одинакова с температурой окружающей среды. Вирусы являются облигатными паразитами и развиваются в теснейшем контакте с организмом насекомого. Поэтому при вирусной инфекции насекомых все факторы внешней среды действуют на вирус опосредованно через организм, влияя на метаболизм насекомого, что в свою очередь ведет к изменению условий размножения вируса. Установлено, что вирусы лучше развиваются в условиях, близких к оптимальным для своего хозяина. Кроме влияния на инокулируемую инфекцию, температура является также мощным фактором, активирующим латентные инфекции у насекомых. Обобщая известные данные литературы можно определенно говорить об ускоряющем действии повышенных температур на течение вирусных инфекций у насекомых и о замедляющем действии пониженных температур.

Влияние изменений влажности в окружающей среде, по-видимому, не столь существенно для инфекционного процесса. Однако принято считать, что повышенная влажность способствует активации инфекционного процесса.

Общепризнанно, что фактор питания оказывает значительное влияние на вирусные инфекции насекомых, вмешиваясь в их метаболизм. Этот раздел исследований очень обширен, и в настоящее время приобрел большое практическое значение.

ПУТИ ПЕРЕДАЧИ ВИРУСНЫХ ИНФЕКЦИЙ НАСЕКОМЫХ. Основными способами передачи вирусных инфекций насекомых являются передача через кишечный тракт с кормом и трансовариальная передача. Второй путь передачи трансовариальный или вертикальный заключается в передаче инфекционного агента зараженных насекомых одного поколения насекомым другого поколения через инфицированные яйца. Горизонтальная передача инфекционного агента включает различные пути, исключая вертикальную передачу. Для уменьшения вероятности горизонтальной передачи вируса были предложены различные способы дезинфекции инвентаря и оборудования, а также ряд ветеринарно-санитарных мероприятий при искусственном размножении насекомых. Исследователям очень мало известно об иммунитете насекомых к вирусной инфекции и поэтому возникают трудности в борьбе с вертикальной передачей инфекции (Л. М. Тарасевич, 1975).

ПРОФИЛАКТИКА ВИРУСНЫХ БОЛЕЗНЕЙ ШМЕЛЕЙ

Профилактика вирозов шмелей складывается из недопущения заноса патогенов в хозяйство. Одним из источников возбудителей может быть пыльца, заготавливаемая неблагополучными семьями медоносных пчёл. Распространению их в лабораториях по разведению шмелей может служить также нарушения санитарии: перенос кормов из одной семьи в другую, использование загрязнённых кормушек.

Для профилактики вирозов медоносных пчёл используют отечественные препараты эндоглюкин и виран, однако применение этих средств для шмелей не отработано.

2.2.2.2. МИКОПЛАЗМЫ, ВЫЯВЛЯЕМЫЕ ЭЛЕКТРОННО-МИКРОСКОПИЧЕСКИМ ПУТЕМ В ОРГАНАХ И ТКАНЯХ БОЛЬНЫХ

МАТОК ШМЕЛЕЙ

Условнопатогенная микрофлора, диагностируемая' микроскопически, в органах и тканях шмелей рода BomЪus наряду с клетками ультрамикроскопических грибов представлена вирусами, микоплазмами, бактериями и хламиднями. Чаще всего данные микроорганизмы у больных и погибших насекомых обнаруживаются в ассоциации, что затрудняет, а иногда делает невозможным определить роль того или иного агента в причастности к гибели насекомого. Поэтому мы так же, как и другие исследователи (А.В.Ильиных и соавт., 1995), располагая скудным фактическим материалом, пока ограничивались лишь индикацией агентов без анализа его значения в этиологии болезни или гибели насекомых. При проверке концентраций микроорганизмов в содержимом кишечника от павших и нормально функционирующих особей шмелей установлены более низкие их коцентрации у контрольных особей.

Относительно микоплазм, выявленных нами у шмелей рода BomЪus, следует отметить их полиморфность по величине, форме, внутренней структуре. Часто выявлялись нитевидные формы большой протяженности, что внешне напоминает пседомицеллиальные структуры. Были обнаружены овальные, сферические, почкующиеся, нитевидные с сегментацией, тела с отростками и другие формы. Клетка гигантской формы в стадии активного размножения почкованием. От основного тела клетки размером 1,45 мкм отходят нитевидные отростки, в структуре которых просматривается цитоплазматическое вещество. Отросток, длиной 675 нм, заканчивается разветвлением из 4-х почкующихся элементарных телец диаметром 150 нм каждый. Расположенные рядом более мелкие клетки имеют различную форму: сферы диаметром 200-300 нм, сферы с нитевидными отростками, клетки с признаками почкования и др.

Следует отметить, что по морфологическим признакам данная крупная клетка соответствует почкующимся клеткам микоплазм, выявленных в содержимом органов телят и свиней. Известно, что один и тот же вид

микоплазм может колонизировать клетки тканей и человека, и животных, и растений. Таковы клетки микоплазмы Acholeopasma laidlawii, которую выделяют из почвы и компоста, тканей человека, животных, насекомых, а также растений и называют в связи с этим вездесущей (С.Н.Борхсениус и соавт., 2002).

Рядом исследователей (Г.Ф.Коромыслов и соавт., 1987; С.Н.Борхсениус, ОАЧернова, 1989; СВ. Прозоровский и соавт., 1995; М.В.Гирин и соавт., 2000) ранее было отмечено, что при определенных условиях у микоплазм осуществляется мицелиальный способ роста и размножения, за что эти микроорганизмы и получили название - нитевидная плазма. В литературе отмечается способность клеток микоплазм расти в виде параллельных волокон или радиально расходящихся нитей - "паучков".

Нитевидная форма клеток микоплазм с -сегментацией нитей на отдельные фрагменты, а также мелкие клетки, из которых ответвляются радиально расходящиеся отростки. Характер распределения цитоплазматического вещества по длине нити образует расходящиеся отростки, своеобразный узор спиралевидной формы.

Таким образом, наши исследования свидетельствуют, что микоплазмы играют существенную роль в развитии патологии у шмелей рода Bombus. Изучение роли микоплазм в патогенезе болезней насекомых находится на начальной стадии, поэтому исследование микоплазм, как патогенов для шмелей, разработка методов профилактики микоплазмозов у шмелей B.terrestris при круглогодичном лабораторном разведении является весьма актуальным.

2.2.2.3. БОЛЕЗНИ ШМЕЛЕЙ, ВЫЗЫВАЕМЫЕ БАКТЕРИЯМИ 2.2.2.3.1. ЛАТЕРОСПОРОЗ ШМЕЛЕЙ

Морфология, культурально-биохимические свойства. Возбудитель Bacillus laterosporus (син. Вас. orpheus) — спорообразующие палочки с закруглёнными концами, размером 0,5-0,61/2 1,5-6,0 мкм. Грамположительные, подвижные, образуют характерные эллипсовидные споры, которые располагаются в середине бациллы, при этом концы палочки изгибаются; с одной стороны споры присутствует арфообразное параспоральное тело. Микроорганизм вырабатывает токсины. Факультативные аэробы. Оптимум роста 36°С. Хорошо растут на обычных бактериальных средах, образуют серовато-белые колонии с ровными краями. Споруляцию отмечают через 48 часов роста. В бульонных культурах образует помутнение, осадок. Реакция Фогес-Проскауэра отрицательная. Образует каталазу, кислоту без газа из глюкозы, мальтозы, маннита. Гидролизует казеин, желатину разжижает непостоянно. Крахмал не гидролизует. Цитраты не утилизирует. Восстанавливает нитраты. Различные штаммы вариабельны в отношении индола. Растёт в присутствии лизоцима. Образует гемолиз на кровяном агаре.

Споры погибают при кипячении в воде через 15 мин., 2%-ный раствор хлорамина убивает их в течение 3,5 часов.

Вас. laterosporus рассматривается как один из возбудителей европейского или доброкачественного гнильца медоносных пчёл. Встречается сравнительно редко самостоятельно или совместно с другими микроорганизмами. При введении в гемолимфу патогенен для шелковичных червей, большой восковой огнёвки, дубового шелкопряда, выделен из погибших гусениц капустной совки. При исследовании семьи шмеля В. melanopygus на восточном побережье США было обнаружено 25% заражённых личинок, из которых выделены грамположительные спорообразующие бактерии, однако видовая принадлежность их осталась неясной (АЮ.Гудкова и соавт., 2003).

При исследовании в хозяйствах двух областей трёх выбракованных семей шмелей из-за плохого развития в запечатанных коконах нами установлены сгнившие личинки, образующие клейкую тёмно-коричневую, почти чёрного цвета массу с запахом столярного клея. Морфологические и биохимические свойства, выделенных четырех штаммов микроорганизмов из поражённых коконов и сравнение их с типовым штаммом и полевым изолятом от медоносных пчёл, показало присутствие в патологическом материале от шмелей чистых культур Вас. laterosporus и идентичность штаммов от шмелей между собой и с изолятом этого микроорганизма от медоносных пчёл. Один из изолятов был внесён в корм (сахарный сироп и пыльцу) здоровой семьи шмелей, в которой на 7 сутки мы отмечали гибель взрослых особей и личинок. При исследовании мышц имаго и гомогената из личинок выделили аналогичную культуру микроорганизма.

Нами проведён также опыт по скармливанию шмелям культуры возбудителя кислого гнильца медоносных пчёл Enterococcus faecalis, выделенного из этих насекомых. На 5 день из личинок, гемолимфы и грудных мускулов погибших взрослых шмелей выделили аналогичную культуру микроорганизма. При исследовании гнезда этих шмелей после его гибели нами обнаружена масса запечатанных ячеек с гнилостной массой личинок, содержащих исходную культуру возбудителя.

Таким образом, патогены расплода медоносных пчёл Вас. laterosporus и Ent. faecalis вызывают аналогичное поражение личинок шмелей, приводят к сепсису и гибели взрослых насекомых. Латероспороз является причиной ослабления семей шмелей и их несвоевременной выбраковки при лабораторном культивировании этих насекомых; болезнь значительно сокращает длительность жизни семей шмелей. Заболевание шмелей встречается и в естественных условиях. Возможно, что выделенные ранее грамположительные спорообразующие бактерии из поражённого расплода шмеля в США относятся к Вас.laterosporus (АЮ.Гудкова и соавт, 2003; АЮ.Гудкова, В.И.Ащеулов, 2003-а).

Диагноз латероспороза, как и других бактериозов, устанавливают бактериологическим методом путём высева материала из стерильно извлечённых мышц груди погибших и больных шмелей, или гомогената из измельчённого расплода, извлечённого из ячеек после последовательных

срезов гнезда. Проводят идентификацию выделенных культур в сравнении с типовым описанием возбудителя.

Меры борьбы и профилактики. Для предупреждения заражения необходимо строгое соблюдение санитарно-гигиенических норм при работе со шмелями, своевременно выявлять и удалять плохо развивающиеся семьи, которые следует тщательно исследовать для определения причин ослабления; для кормления шмелей использовать пыльцу, заготовленную благополучными по гнильцам семьями пчёл. Поступающую в хозяйство пыльцу исследуют на наличие возбудителей болезней, общих медоносным пчёлам и шмелям (Ю.Ф.Петров и соавт., 2002; АЮ.Гудкова и соавт., 2003).

2.2.2.3.2. ГАФНИОЗ ШМЕЛЕЙ

Данное заболевание шмелей нами изучено совместно с д.б.н. В.И.Ащеуловым, за что ему выращаем искреннюю благодарность (у автора имеется письменное разрешение В.И.Ащеулова на использование этого материала в диссертации).

Гафниоз — инфекционное заболевание маток, рабочих особей и трутней шмелей ВошЬш 1егге81п8, вызываемое энтеробактерией Иа/Ша аЬе1.

Морфология, культурально-биохимические свойства. Иа/та а1ув( -подвижная палочка 1-2 мкм длины и 0,3- 0,5 мкм, спор и капсул не образует, грамотрицательная Изолированные от больных маток шмелей бактерии на МПА растут с образованием мелких и средних колоний с мутноватым оттенком и побурением центра колонии. Иа/та аЬв1 не разжижает желатин, не свёртывает молоко, разлагает мальтозу, фруктозу, глюкозу, ксилозу, рамнозу, маннит, не разлагают лактозу, сахарозу, на картофеле растет с образованием буровато-жёлтого, нередко серого наложения с неприятным запахом. Возбудителя мы часто изолировали из содержимого кишечника, гемолимфы, а также из помёта больных насекомых.

Возбудитель гафниоза вне организма насекомых при температуре от минус 22 до плюс 30°С, относительной влажности воздуха 22- 93% сохраняет жизнеспособность в течение 270 суток, при температуре +12...+...28°С и относительной влажности 28 - 80% - 280 суток, в белковом корме (пыльца растений) — 300 суток. Кипячение вызывает гибель бактерий в течение 1—2

минут, нагревание до 60......85°С в течение 10 - 30 мин.; при действии 0,1%

раствора едкого натра возбудитель гафниоза гибнет через три часа, 1,5% фенола или формалина — 1-5 минут.

Н. аЬв1 патогенен для шмелей, пчел, ос и других насекомых. У медоносных пчел он вызывает тяжелое заболевание, приводящее нередко к гибели пчелиной семьи.

Эпизоотология. Основным источником болезни являются насекомые в естественных популяциях. Так, бактерии Н. аЬв1 мы изолировали из кишечника ос, шмелей, выловленных в Ивановской и Владимирской областях. Другим источником болезни является медоносная пчела. От больных пчел

возбудитель попадает в лабораторию по разведению шмелей с белковым кормом (пыльца растений).

Патогенез и клиника. Вначале возбудитель болезни интенсивно размножается в кишечнике шмелей, вызывая здесь морфофункциональные изменения. В дальнейшем возбудитель попадает в гемолимфу, в результате чего возникает септицемия. Быстрое размножения бактерий приводит к интоксикации организма и гибели насекомого.

Нами установлено, что в условиях круглогодичного лабораторного разведения шмелей В. terrestris первые клинические признаки заболевания обычно проявляются спустя 1-4 сутки после вывода маток из диапаузы, которые постепенно нарастают. Пораженные матки шмелей слабоподвижны, брюшко сильно увеличено, наблюдается диарея. Помет жидкий, клейкий, неприятного запаха, коричневого цвета. Пораженные матки шмелей гибнут в течение 3-8 дней

Диагноз устанавливают с учетом характерных клинических признаков болезни, а также бактериологических исследований помета, содержимого кишечника и гемолимфы больных шмелей.

Лечение и меры борьбы. Для лечения больных шмелей В. terrestris мы использовали лечебный сироп с неомицином и левомицетином. Для чего сначала готовили инвертированный сироп, в него добавляли (на 1 л сиропа) по 200 тыс. ЕД неомицина и 0,2 г левомицетина. На 3-4 сутки после начало скармливания лечебного сиропа активность насекомых заметно возрастала, а затем, в течение 7-10 дней, полностью исчезали клинические признаки болезни. Обработанные лечебным сиропом матки шмелей полностью восстанавливали свою функциональную активность и приступали к закладке гнезда.

Для профилактики гафниоза инвентарь, садки, кормушки, пинцеты, емкости для хранения шмелиных маток, а также мох и другие приспособления, используемые при круглогодичном разведении шмелей В. terrestris, мы вначале обрабатывали щелочным раствором формальдегида (3% формальдегида + 3% натрия гидроокиси), экспозиция — 3-3,5 часа. После дезинфекции их промывали водой и высушивали в сушильном шкафу. Перед введением маток шмелей в диапаузу и размещением их на длительное хранение им скармливали лечебный сироп в вышеуказанной дозе в течение 3 дней. Маткам шмелей, выловленным из естественной популяции Владимирской и Ивановской областей, в течение карантина скармливали лечебный сироп. Белковый корм (пыльца растений, собранная пчелами) обрабатывали на установке ГУП — 200М с дозой облучения 1,4 Мрад (Ю.Ф.Петров и соавт., 2002; АЮ.Гудкова и соавт., 2003; АЮ.Гудкова, В.И.Ащеулов, 2003-б).

2.2.2.3.3. КОЛИБАКТЕРИОЗ ШМЕЛЕЙ

В изучение колибактериоза шмелей нам большую помощь оказали доктор ветеринарных наук АЮ.Гудкова и доктор биологических наук В.И.Ащеулов, за что им выращаем искреннюю благодарность (у автора имеется письменное разрешение А.Ю.Гудковой и В.И.Ащеулова на использование этого материала в диссертации).

Колибактериоз — заболевание взрослых особей шмелей, вызываемое бактериями Esc he rich ia co li.

Морфология, культурально - биохимические свойства. Escherichia coli - грамотрицательные палочки длиной 1-6 мкм, шириной 0,3-1 мкм. Подвижны за счет перитрихиальных жгутиков, но встречаются и неподвижные штаммы. Не формирует эндоспор. В мазках располагается по одиночке, парами или короткими цепочками.. Е. coli на МПБ растет, образуя интенсивную равномерную муть и легко разбивающуюся в осадок, иногда образует поверхностную пленку и кольцо на стенке пробирки. На агаре Эндо ферментирующие лактозу штаммы формируют темно — красные с металлическим блеском колонии; слабо или медленно ферментирующие лактозу штаммы образуют розовые или бесцветные колонии с интенсивно окрашенным центром. Штаммы, не ферментирующие лактозу, формируют бесцветные колонии. На МПА образуют гладкие, выпуклые, блестящие с ровными краями колонии (S форма), и R форма — более плоские сухие с неправильными краями. Е. coli не устойчива к воздействию физических и химических факторов.

Эпизоотология. Наши наблюдения показывают, что при круглогодичном разведении шмелей В. terrestris возбудитель колибакгериоза -Е. coli попадает в лабораторию с белковым кормом (пыльца растений, собранная пчелами), а также на теле и в кишечнике маток шмелей, отловленных в естественных популяциях. Так, в наших исследованиях пыльца растений, собранная пчелами в мае, обсеменена Е. coli в 1,5%, в июне — в 4%, в июле -3,5% случаев. Такая динамика обсемененности белкового корма Е. coli объясняется тем, что в центральном районе Нечерноземной зоны РФ в мае пчелы собирают пыльцу растении до начала пастбищного сезона животных, а в июне - июле пчелы собирают пыльцу растений с лугов и других пастбищных участков, где пасут домашних животных.

Нами выявлено, что в 1 грамме содержимого кишечника маток шмелей, выловленных в естественных популяциях, содержится 3,2-4,6 log микробных тел Е. coli (АЮ.Гудкова, В.И.Ащеулов, 2003-в). Здесь встречаются как непатогенные, так и патогенные для белых мышей штаммы Е. coli. Причём, патогенные штаммы кишечных палочек мы чаще изолировали из кишечника маток шмелей, выловленных из естественных популяций именно в июне-июле, то есть в разгар пастбищного сезона. Кроме того, из кишечника шмелей, выловленных из естественных популяций, а также из пыльцы растений, собранных пчелами, мы изолировали характерные штаммы для крупного (018, 078,0101,0115,0117), мелкого рогатого скота (08, 026, 086, 0127), свиней (015,

0141, 0142, 0147), а также для человека (0111, 0114, 0157,055). По-видимому, у шмелей В. terrestris нет специфического штамма возбудителя колибактериоза, а они заражаются возбудителями от домашних и диких животных и человека (АЮ.Гудкова, В.И.Ащеулов, 2003-в).

Патогенез и клиника. Возбудитель попадает с кормом в кишечник, затем в гемолимфу насекомого, где интенсивно размножается. Наши наблюдения показывают, что при искусственном разведении шмелей В. terrestris колибактериоз развивается у маток насекомых в первые дни после вывода их из диапаузы. Больные матки вялые, брюшко у них увеличено, наблюдается диарея. На 5- 10 сутки выхода из диапаузы больные насекомые погибают. При вскрытии больных или погибших шмелей мы обнаруживали от черно-белого до буровато — серого цвета кишечник (АЮ.Гудкова и соавт., 2003).

Диагноз устанавливают на основании клинических признаков заболевания и результатов бактериологических исследований гемолимфы и содержимого кишечника шмелей. У выделенного из гемолимфы Е. coli изучают культурально-биохимические свойства, патогенность — путем биопробы на белых мышах, чувствительность к антимикробным препаратам.

Лечение и профилактика. При круглогодичном лабораторном разведении шмелей В. terrestris для профилактики колибактериоза мы использовали следующий комплекс мероприятий. У вновь выловленных из естественных популяций маток шмелей исследовали помет с выделением культуры Е. coli и определением степени патогенности их для белых мышей. При наличии патогенных штаммов определяли чувствительность их к антибиотикам. В дальнейшем, в период 10-дневного карантина, маткам шмелей, носителей патогенных штаммов Е. coli, в течение 3-5 дней скармливали лечебный углеводный корм с содержанием 300 — 500 тыс. ЕД высокоактивного антибиотика на 1 л сиропа. Весь белковый корм, контаминированный Е. coli (пыльца растений, собранная пчелами) облучали на установке ГУП-200М с источником излучения кобальт-60 в дозе 1,4Мрад, что обеспечивало его стерилизацию. Необходимо соблюдать меры личной гигиены обслуживающего персонала.

Вышеуказанный комплекс мероприятий полностью обеспечивает профилактику колибактериоза шмелей Bombus terrestris при круглогодичном лабораторном разведении их (Ю.Ф.Петров и соавт., 2002; АЮ.Гудкова и соавт., 2003; АЮ.Гудкова, В.И.Ащеулов, 2003-в).

2.2.2.4. БОЛЕЗНИ ШМЕЛЕЙ, ВЫЗЫВАЕМЫЕ ХЛАМИДИЯМИ

Морфология хламидий. Хламидии - облигатные паразитические кокковидные особи с характерной для прокариотов структурой, содержат ДНК и РНК. Они обладают уникальным циклом внутриклеточного развития. При размножении хламидий появляются инициальные тельца как промежуточная стадия развития, а затем мелкие элементарные тельца. Элементарные и

инициальные тельца различаются по инфекционной активности, размерам и плотности. Элементарное тельце — высокоинфекционная форма возбудителя размером 250 — 300 нм и ретикулярное (инициальное) тельце — малоинфекционная форма (600-15000) нм) (И.Л.Обухов, 1996).

Морфологию элементарных телец - инфекционных форм хламидий мы изучили различными электронно-микроскопическими методами. Установлено, что диаметр очищенных элементарных телец колеблется между 200 и 400 нм. Элементарные тельца имеют сферическую форму, электронно-непрозрачную центральную массу и менее электронно-плотную плоскую периферическую структуру. Внутренний материал элементарных частиц, образующих нуклеоид, плотный и кажется отошедшим от ограничивающей мембраны. Нуклеоид гомогенен и расположен эксцентрически, иногда он имеет вид плотно упакованного пучка волокон. Другие исследователи описывают однослойную мембрану элементарных телец хламидий, при этом многие считают, что мембрана имеет трехслойное строение (Г.В.Зоткин и соавт., 2001).

При культивировании хламидий в культуре клеток L-929 и HL элементарные тельца имели типичную овальную или округлую форму и диаметр 200-300 нм. В цитоплазматических вакуолях (включениях), особенно через 96 часов после заражения часто встречались аномальные формы хламидий: ретикулярные тельца с мелкими тельцами диаметром 80-100 нм, сходные со структурами, обнаруживаемых при L-трансформации грамотрицательных бактерий, и элементарные тельца неправильной формы с прозрачными участками в цитоплазме. (Popov at. el.., 1991; И.Л. Обухов, 1996; Г.В.Зоткин и соавт., 2001).

Хламидий, выделенные из организма шмелей Bombus terrestris (L.,1758) при их искусственном разведении. При электронно-микроскопическом исследовании образцов суспензий, приготовленных из содержимого кишечника отдельных особей павших маток шмелей, нами выявлены структуры в морфологическом плане соответствующие клеткам хламидий, описанным выше. Существенным здесь является то, что при диаметре клеток от 20 нм до 140 нм (предельный диаметр клеток в исследуемых образцах) отчетливо просматривается клеточная стенка и электронно-прозрачная центральная часть, которая в некоторых клетках может быть смещена из центра клетки. Средняя толщина клеточной стенки равна 20 нм.

В содержимом яичников павших маток шмелей нами были выявлены более крупные хламидий (диаметром более 200 нм). В структуре единичных хламидий возможно наблюдать выбросы цитоплазматического вещества, обозначаемый нами как клеточный протуберанец, и которые, по-видимому, представляют собой аномальные формы. При диаметре клетки 270 нм длина выброса составляет 240 нм. Отдельные клетки соединены между собой путем образования перемычки из клеточного протуберанца.

В содержимом данного образца обособленные хламидий имеют размеры от 40 до 400 нм и толщина их стенки варьирует от 12 до 50 нм. При этом в популяции хламидий возможно выделить два вида клеток: первые — это

полноценные элементарные тельца, вторые — это частицы без выраженной структурированности и они" несколько уменьшены в размерах, их диаметр не превышает 190 нм.

Создается впечатление, что у них отсутствует цитоплазма и образование полноценной клетки происходит за счет спаривания. Среди спаренных форм можно выделить три состояния: клеточный протуберанец зрелой клетки пронизывает структуру незрелой клетки; второе - это заполнение незрелой клетки цитоплазматическим веществом; третье — это разделение двух зрелых клеток, признаком чего является состояние близкое к разрыву перемычки.

Сферические элементарные тельца хламидий имеют сильно выраженную гетерогенность по размерам - от 10—15 нм до 450 нм. Клетки диаметром 500 нм и более или ретикулярные тельца выявляются в небольших концентрациях. Аномальные формы клеток отличаются от нормальных или размерами, или образованием в клетке-хозяине агрегированных структур за счет выброса цитоплазматического вещества, которое выступает в роли связующей перемычки. Наличие в структуре клеток выброса цитоплазматического вещества в виде клеточного протуберанца, а также характерных аномальных форм клеток является морфологическим критерием идентификации хламидийной инфекции.

Для проведения уверенной идентификации хламидий от других видов микроорганизмов методом электронной микроскопии, необходимо выявить характерную структуру элементарных телец, установить наличие аномальных форм клеток хламидий. Применение электронной микроскопии снижает трудоемкость и стоимость диагностических мероприятий, так как позволяет более целенаправленно проводить комплексные серологические, вирусологические и другие исследования агента для своевременного выявления и ликвидации инфекции (G.V. Popov, S.P. Martinov, 1986).

Таким образом, наши предварительные исследования свидетельствуют, что хламидий играют определенную роль в патологии шмелей рода Bombus, что определяет актуальность дальнейших исследований этих патогенов и разработки методов профилактики заболеваний.

2.2.2.5. БОЛЕЗНИ ШМЕЛЕЙ, ВЫЗЫВАЕМЫЕ ГРИБАМИ 2.2.2.5.1. АСКОСФЕРОЗ ШМЕЛЕЙ

Использование заготовляемой медоносными пчелами пыльцы растений для кормления шмелей B.terrestris разводимых в лабораторных условиях, может приводить к заносу в их семьи специфических грибов порядка Ascosphaerae, в котором известно около 20 видов аскосфер, связанных с 50 видами пчелиных. В гнездах медоносных пчел значение имеют. Bettaia alve, вызывающая плесневение перги; Ascosphaera apis - широко распространенный возбудитель аскосфероза расплода пчел и Ascosphaera major, который также может поражать расплод этих насекомых.

Вызываемое Ascosphaera major заболевание пчел зарегистрировано в Швейцарии и, вероятно, имеет место в других странах Европы (J.P. Skou, 1985). В то же время на территории Северной Америки этот гриб выделяли из гнезд здоровых семей пчел, споры его эвакуировались из пищеварительного тракта личинок пчел без прорастания (M.Gillian, B.Lorens, 1995), Ascosphaera major выделен из кала пчел-антафор (A.pacifica), вызывает гибедь личинок пчел-листорезов, мегахил (М. rotundata, M.centuncularis), отмечен также как причинный агент микоза расплода шмелей в природных условиях Скандинавии. Он отнесен к факультативным паразитам (J.P. Skou, 1985).

Внесение суспензии гриба Asc.apis в ячейки с личинками B.terrestris перед окукливанием не привело их к заражению, все особи в последующем развились во взрослых насекомых.

При диагностике заболевания и для предупреждения попадания в корм шмелей пыльцы, содержащей Asc. major необходимо четко дифференцировать этот гриб от других сходных организмов. Оболочка споровых цист сапрофита Bettsia alvei неструктурирована, цисты маленькие (в среднем 30 мкм), поддерживающие спороцисты гифы ясно видны; мицелий белый с большим количеством хламидоспор; аскоспоры одноклеточные, сферические 35 мкм расположены свободно в цисте, споровые шары отсутствуют. В отличие от Bettsia представители рода Ascosphaera имеют большие шарообразные цисты, поддерживающие их гифы неясные, конидии или хламидослоры отсутствуют; аскоспоры одноклеточные несферические в споровых шарах. У Asc.apis оболочка спороцист с тонкими бородавчатыми структурами, цисты размером 45-120, в среднем 80 мкм; споровые шары величиной 7-18, в среднем 12,5 мкм; споры эллипсоидальные или почковидные, 1-2x2-3,5 мкм, соотношение длины к ширине равно 1,9.

У Asc. major оболочка спороцист с нечеткими пятнами, размер цист 60280 мкм, в среднем 128 мкм; споровые шары величиной 9-24, в среднем 16 мкм; споры чечевицевидные или пузыреобразные, 1-1,5x3-4 мкм, длина/ширина равно 2,6. Грибы рода Ascosphaera гетероталличны, при росте образуют мужской и женский мицелий. Спаривание между Asc.major и Asc apis отсутствует. Грибы растут при 25-28°С на обычных, используемых в микологии средах с добавлением глюкозы. Оптимальный рост Asc.apis происходит при 10-20% глюкозы, a Asc.major - 20-30% (J.P.Skou, 1988).

Специфическим грибом гнезд шмелей является Microascus nidicolus. Он выделен из старого гнезда шмеля, выкопанного из почвы парка в Англии. Гриб характеризуется отсутствием конидиального состояния. Оболочка спороцисты гладкая черного цвета с остиолами; споровые шары эллиптической или шаровидно-эллиптической формы размером 10-13x6-8 мкм содержат 8 спор; споры в форме полумесяца, величиной 7,5-8x2 мкм. Вероятно, возможен рост на овсяном или солодовом агаре с 0,2% экстракта дрожжей при 25-30°С (J.P. Skou, 1973, 1988).

Грибы рода Microascus генетически удалены от родов Bettsia и, вероятно, Ascosphaera формируют отдельную группу. Различные виды Microascus выделены из погибших личинок мегахил (M.willughbilla) из гнезд

осмий (O.cornutd) и ос, обнаружены также в погибшей гусенице соснового шелкопряда. Возможно, что M.nidjcolus является сапрофитом, однако остаются открытыми вопросы наличия этого организма в культивируемых гнездах В. terrestris и его значение для жизни насекомого.

Морфология, культурально-биохимические свойства. Проведенный анализ литературы и наши собственные исследования позволяют считать, что возбудителем аскосфероза шмелей является вид Ascosphaera major. Возбудитель Ascosphaera major имеет оболочку спороцист с нечёткими пятнами, размер цист 60-280 мкм (в среднем — 128 мкм), споровые шары величиной 9-24 мкм (в среднем 16 мкм), споры чечевицевидные или пузыревидные (1-1,51/23-4 мкм), отношение длины к ширине равно 2,6. Грибы гетероталличны, при росте образуют мужской и женский мицелий. Растут при 25-28°С на обычных, используемых в микологии средах с добавлением глюкозы (20-30%).

Эпизоотология. Заражение насекомых происходит на цветках растений. Гриб сохраняется в пыльце, поражает личинок люцерновой пчелы-листореза и других мегахил, реже в Европе (Швейцария) вызывает мумификацию личинок медоносной пчелы, на территории Северной Америки считается непатогенным для медоносных пчёл, выделен из поражённого расплода естественной популяции шмелей в Скандинавии (J.P. Skou, 1985) обнаружен в кале антофор. Относится к факультативным паразитам.

Патогенез и клиника. Нами при исследовании расплода двух семей шмелей, выбракованных в период нахождения их в теплицах из-за плохого развития и слабого участия в опылении, были обнаружены серовато-белые мумии куколок. В одной семье выявлено 20,5% погибших куколок, мумии которых находили в срезах разного уровня гнезда; количество погибших особей возрастало к поверхности. Во второй семье гибель расплода была меньше. Наличие в нижних слоях гнезда мумифицированных куколок, в соскобах которых наблюдали мицелий и специфические цисты со споровыми шарами, характерными для представителей рода аскосфера, указывает на заражение семей в период их лабораторного содержания до выноса в теплицы. Основным источником возбудителя была используемая пыльца, собранная пчёлами в Смоленской, Ивановской, Владимирской и других областях. В период развития в лаборатории эту партию пыльцы получали более 100 семей шмелей, однако признаков поражения в них не отмечено. Факторы, способствующие избирательному поражению отдельных семей, остаются неясными; возможно из-за нарушения содержания снижается резистентность организма насекомых в отдельных семьях.

Диагностика аскосфероза требует дифференциации Asc. major от других представителей семейства Ascosphaeraceae, а также от представителей родов Bettsia и Microascus, развивающихся соответственно в пыльце и встречающихся в гнёздах шмелей.

Профилактика аскосфероза шмелей при их промышленном разведенки складывается:

- из тщательного подбора хозяйств-поставщиков пыльцы растений, контроля партий этого продукта на наличие Asc. htajar,

- хранения пыльцы в условиях, исключающих ее загрязнение;

- постоянного соблюдения санитарных требований в помещениях, где разводятся шмели, особенно в термокамерах. Перед входом устанавливает дезковрик, проводят ежедневную двукратную влажную уборку пола, не менее двух раз в неделю протирают стеллажи, меняют бумагу под садками, периодически не менее один раз в квартал проводят дезинфекцию;

-своевременного выделения неблагополучных семей. В выбракованных семьях шмелей на всех этапах их развития и использования обязательно вскрывают и осматривают расплод в отдельном помещении;

- соблюдения мер личной гигиены.

Содержание больных аскосферозом семей шмелей в лабораториях может приводить к накоплению спор гриба, которые сохраняют свою жизнеспособность более 15 лет, а пассажи этого агента через организм восприимчивого хозяина способствуют усилению его патогенности (О.Ф.Гробов и соавт., 2000; Ю.Ф.Петров и соавт., 2002; А.Ю.Гудкова и соавт., 2003). Поэтому в профилактике аскосфероза основное место занимает регулярный осмотр и выбраковка больных маток шмелей.

2.2.2.5.2. АСПЕРГИЛЛЕЗ ШМЕЛЕЙ

В изучение аспергиллеза шмелей нам большую помощь оказали доктор ветеринарных наук АЮ.Гудкова и доктор биологических наук В.И.Ащеулов, за что им выращаем искреннюю благодарность (у автора имеется письменное разрешение А.Ю.Гудковой и В.И.Ащеулова на использование этого материала в диссертации).

Аспергиллез - инфекционное заболевание взрослых особей шмелей Bombus terrestris, вызываемое патогенными грибами из рода Aspergillus.

Морфология, культурально-биохимические свойства. Из организмма больных шмелей в естественной популяции и при лабораторном разведении мы изолировали следующих видов грибов:

Aspergillus fumigatus образует ветвящийся с плодоносными гифами мицелий. Конидиеносцы со стеригмой и спорами. Пигмент чёрно-серый. На среде Чапека образует пушистые, припудренные колонии. Грамположительны. Образуют амилазу, каталазу, инвертазу, липазу, протеазу, сычужный фермент. На бульоне образуется плёнка. Оптимальная температура роста 32°С.

Aspergillus Candidus растет на средах с концентрацией сахара 20%. Колонии белого, светло-жёлтого, кремово-жёлтого цвета. Конидии бесцветные. Конидиеносцы очень длинные. Споры гладкие, яйцевидные, на длимых стеригмах. Разлагают крахмал. Образует амилазу, каталазу, инвертазу, липазу, протеазу, сычужный фермент. На бульоне образуется плёнка. Грамположителен. Свёртывает молоко. Оптимальная температура роста 37°С.

Aspergillus flavus имеет очень длиные конидиеносцы, которые заканчиваются образованиями в виде колб. Споры гладкие, яйцевидные на

длиных стеригмах. Образуют пигмент жёлтого цвета. Для своего роста и развития используют парафин. Грамположительны. Образуют амилазу, инвертазу, липазу, протеазу, сычужный фермент. На бульоне образуется плёнка. Свёртывает молоко. Оптимальная температура для роста 37°С.

Aspergillus niger имеет белый, пушистый мицелий. На ножках грибного организма имеются радиальные чётки из спор. Пигмент чёрного цвета. Окисляет сахар, щавелевую и лимонную кислоты. Инулин+. Образует NH3 в несахарных средах. Разлагает уксусную кислоту до СО2 и Н2О. Грамположительны. Оптимальная температура культивирования 30°С.

Эпизоотология. При круглогодичном лабораторном разведении основным источником болезни являются шмели, выловленные в естественных популяциях. Наши исследования свидетельствуют, что в естественных популяциях шмели В. terrestris часто контаминированы патогенными видами аспергилл. Так, в естественных популяциях Краснодарского края аспергилл мы находили у 58,7% маток шмелей, Владимирской области - у 73,8%, Ивановской области — у 79,7%, а у насекомых, завезенных из Голландии, - 65,8%. У маток шмелей в естественной популяции мы чаще изолировали виды Asp.flavus (15,1 - 24,2%) и Asp. candidus (14,2 - 22,7%), несколько реже - Asp. niger (12,7 — 17,5%) и Asp.fumigatus (13,5 - 18,5%).

Другим источником болезни является белковый корм (пыльца растений, собранная пчелами). Так, по нашим данным, в пыльце растений, собранной пчелами в Смоленской и Владимирской областях, содержатся все четыре патогенных вида аспергилл. Частота выделения грибов из пыльцы растений колеблется в целом от 5 до 15% случаев.

Патогенез и клиника. При длительном лабораторном хранении маток шмелей в холодильнике при температурах +2...+5°С, относительной влажности воздуха 95% в емкости со мхом в течение длительного времени (от 8 до 24 недель) резко возрастает пораженность их грибами рода Aspergillus, отход от микозов составляет более 10% насекомых Поражённые грибами рода Aspergillus матки шмелей после выведения из диапаузы проявляют беспокойство, слабеют и на 2-3 сутки погибают. Брюшко погибших маток шмелей твёрдое; гриб прорастает из-под хитиновых колец, из-за чего тело насекомых кажется мохнатым.

Диагноз устанавливают на основании клинического осмотра больных и погибших маток шмелей, микроскопического и микологического исследования поверхности тела, гемолимфы и кишечника насекомых и выделения патогенных видов аспергилл.

Меры борьбы и профилактика. Для профилактики аспергиллеза при круглогодичном лабораторном разведении шмелей В. terrestris рекомендуем до размещения шмелиных маток для длительного хранения в холодильники мох и другие предметы, которые соприкасаются с насекомыми, подвергать термической или химической обработке. Периодически (каждые 2-4 недели) необходимо проводить осмотр насекомых, не допускать повышение влажности выше 95% в месте хранения (холодильнике), проветривать помещение.

Целесообразно использовать индивидуальное хранение маток в хорошо вентилируемых емкостях. При выходе маток шмелей из диапаузы необходимо проводить жесткую выбраковку и размещать их в помещениях, препятствующих развитию грибов в организме насекомых (О.Ф.Гробов и соавт., 2000; Ю.Ф.Петров и соавт., 2002; АЮ.Гудкова и соавт., 2003).

2.2.2.53. ПРОЧИЕ МИКОЗЫ ШМЕЛЕЙ

Гибель маток шмелей при зимовке в естественных условиях и хранении их в условиях холодильника при круглогодичном лабораторном разведении может происходить от поражения широко распространенными почвенными грибами: Beauveria bassiana, A. Candidus, Vestricillium (Cephalosparium) lecanii, Metarchizium anisopliae, Paecilamyces farinosus, Hirsutella spp. и другие (О.Ф-Гробов и соавт., 2000).

Морфология и культуральные свойства. Beauveria bassiana растет на обычных питательных средах для грибов в аэробных условиях при температуре 25-28 °С. Колонии плоские с мучнистой или порошковидной поверхностью, беловато-кремового цвета, с обратной стороны - бесцветные. Гифы тонкие, диаметром 1.5-2 мкм, бесцветные. Конидиеносцы чаще расположены мутовчато, у основания расширены и оканчиваются спороносящей зигзагообразной тонкой вытянутой частью. Споры шаровидные на тонких маленьких стеригмах диаметром 2-3 мкм. Гриб разжижает желатин, свертывает молоко, пептонизирует козеин, производит токсин боверин. Конидии при 4 °С сохраняют жизнеспособность 2,5 года, при 23 и 37 °С - до 7 недель, споры устойчивы до 5 лет. Антибиотики в любых дозах не действуют на гриб (О.Ф.Гробов и соавт., 2000).

Vestricillium (Cephalosparium) lecanii растет на обычных питательных средах. Колонии сначала белого, в конце развития светло- или лимонно-желтого цвета,поверхность порошкообразная или мучнистая, иногда гладкая или воскообразная. Длинные гифы шириной 1,5-2,5мкм, несут конидиеносцы длиной 12-24 мкм и шириной у основания 1,2-1,5мкм. Вершины конидиеносцев заострены, простые или разветвленные. Бесцветные конидии с закругленными концами размером 2,5-40 х 0,75-1,5 мкм, собраны слизью в шаровидные головки величиной 6-30 мкм. В воде головки распадаются на 5-7 конидий. При культивировании выделяют синнематин (цефалоспорин), идентичный пеннициллину. Устойчив к большим дозам антибиотиков (О.Ф.Гробов и соавт., 2000).

Metarchizium anisopliae хоршо растет на твердых и жидких средах с пивным суслом, на картофельной среде. Оптимум развития при 24-26 °С и рН 6,9-7,4. Колонии белого цвета, после спороношения - от серо-зеленого до оливкого-зеленого или почти черного цвета, поверхность клочковато-пушистая. Конидиеносцы шириной 3-3,5 мкм, в основании расположены компактно, к вершине неправильно разветвлены. Вершины конидиеносцев несут цилиндрические или булавовидные клетки - фиалиды размером 7-11 х 2,0-2,5 мкм, расположенные в виде кандилябров. Цепочки конидий состоят из

цилиндрических, закругленных на вершине и суженных у основания спор величиной 4,8 х 1,6 мкм с сильно преломляющей вакуолью в центре. В сухом состоянии споры сохраняются до 3 лет и более, погибают при нагревании до 55-60 °С в течение 5 минут (О.Ф.Гробов и соавт., 2000).

Paвcilamycвs/arinosus хорошо растет на сусло-агаре и среде Чапека при 25-27°С. Колонии от бледно-желтого до оранжевого цвета, поверхность состоит из жесткой спутанной основы и рыхлых шерстистых выступов. Конидиеносцы из воздушных гиф - короткие, а из базального мицелия - длинные, до 300 мкм при диаметре 0,8-2 мкм, септированные, гладкие. Фиалиды (до 7 штук в одной мутовке) бутылевидные, их терминальная часть сужена (длиной 5-15 мкм и диаметром (максимальный) 0,8-2мкм). Конидии эллиптические или несколько веретеновидные, гладкие, в коротких (до 90 мкм) цепочках размером 2-3 х 1-1,8 мкм обычно запутаны, иногда образуют неправильные столбики (О.Ф.Гробов и соавт., 2000).

ИшШвЕа ърр. культивируются на жидких средах, содержащих азот. Плодовые тела имеют вид простых или ветвистых, длинных, прямых, тонких и твердых или коротких бородавчатой формы коремий (сросшиеся конидиеносцы), состоящих из септированных гиф. Конидиеносцы простые, сидячие или почти сидячие, шиловидные. Их дистальная часть длинная, суженная и четко отделена от вздутой или уплощенной базальной части. Конидии апикальные, веретеновидные, изогнутые или цилиндрические, бесцветные, одноклеточные, окружены слизью (О.Ф.Гробов и соавт., 2000).

Из погибших маток шмелей Европы также выделяют Chrysosparium раппогит и Doratomycвsputrвdinis. Однако, роль этих грибов, как и различных видов пеницилл в патологии насекомых не ясна (О.Ф.Гробов и соавт., 2000; Ю.Ф.Петров и соавт., 2002; АЮ.Гудкова и соавт., 2003).

Эпизоотология. Нами установлено, что грибы, за исключением ИтШвПа $рр., встречаются у шмелей Bombus tвrrвstris как в естественных популяциях, так и при лабораторном культивировании. В природе во время зимовки, чаще в ее первой половине, от этих микозов погибает от 50 до 80 % маток шмелей. При хранении в холодильнике при температуре 2-5 °С и относительной влажности 95 % после 4-х месяцев отход В. tвrrвstris может составлять до 10%. При размещении нескольких маток в одной емкости плесень быстро распространяется от пораженной особи на других насекомых, гибель которых доходит до 90 % партии. В лабораторных культурах страны зарегистрированы поражения единичных партий аспергиллами и Vвstricillium. По зарубежным данным наиболее часты в культурах шмелей также аспергиллы и Вва^впа bassiana. Заражение грибами происходит через кутикулу (установлено для Вватвпа bassiana и Mвtarchizium anisopliaв), а также через кишечник (Vвstricillium (Cвphalosparium) ^апп и другие виды) или через дыхальца (Вватвпа bassiana).

Патогенез и клинические признаки. Прорастающие гифы гриба попадают в гемоцель насекомого и разносятся током гемолимфы по всему организму, некоторые выделяемые токсины (у В. bassiana) вызывают гибель фагоцитирующих клеток. Гриб прорастает на поверхность тела: при В. bassiana

оно покрыто плотным белым мицелием, при V. lecanii мицелий снежно-белый, при М. Anisopliae - зеленоватый, а вокруг погибшей особи разрастается белый мицелий с плодоносящими нитями; при Hirsutella - коричневый. От некоторых погибших шмелей, пораженных D. putredinis, исходит сильный запах аммиака. Иногда гибель маток отмечают после выхода их из диапаузы, в первые дни активной жизни

Диагноз устанавливают на оснавании осмотра погибших маток, после микроскопии поверхностного мицелия и внутренних органов, посевом на специальные среды.

Меры борьбы и профилактики. Для профилактики микозов маток в естественных условиях необходимо запрещение обработок садов, ягодников, подстилки леса на опушках препаратами, опасными для жизни шмелей. Недопустимо использовать средства в условиях теплиц при применении шмелей и медоносных пчел для опыления выращиваемых культур. Перед помещением в холодильник рекомендуется обрабатывать поверхность тела маток хлорной известью или мертиолятом (препарат ноземат фирмы "Мерк" Германия). До и после работы с насекомыми внутреннюю поверхность холодильника и емкости для хранения насекомых тщательно очищают и протирают мертиолятом, мох (торф), используемый при хранении, обрабатывают в течение 10 минут текучим паром. Периодически через каждые 2-3 недели проводят осмотр и проветривание хранящегося материала. Погибших маток вместе с окружающей их подстилкой осторожно выделяют и сжигают. Целесообразно индивидуальное хранение маток в хорошо вентилируемых емкостях. Так, при хранении маток в глиняных сосудах по сравнению с алюминиевыми кюветами, их выход повысился на 50% (О.Ф.Гробов и соавт., 2000; Ю.Ф.Петров и соавт., 2002; А.Ю.Гудкова и соавт., 2003).

2.2.2.5.4. БОЛЕЗНИ, ВЫЗЫВАЕМЫЕ ДРОЖЖАМИ

В нектаре и пыльце растений содержатся различные виды дрожжей, которые при интенсивном размножении внутри организма или хранящихся запасах насекомых могут приводить их к гибели. Из кишечника шмелей выделены: Torulopsis Candida (T.famata), Candida quilliermandii, Metschnikowia (Candida) pulcherima, M. (C.) reukqfii, Klockeraapiculata, Hansenulasp., а в меде гнезд этих насекомых в Канаде установлены: Т. Bombicola, Rhadatorula rubra, Saccharomyces rouxii, Debaryomycesphqfii. Количество дрожжевых клеток в 1 г меда колеблется от 0 до 500 тыс. и выше (О.Ф.Гробов и соавт., 2000; Ю.Ф.Петров и соавт., 2002; АЮ.Гудкова и соавт., 2003).

Морфология и культуральные свойства. Torulopsis Candida растет на агаровых средах с углеводами (глюкоза, сахароза) без витаминов при 25°С. Колонии серовато-белого цвета, гладкие или слегка морщинистые. Псевдомицелия не образуют, иногда лишь встречаются короткие ветвящиеся цепочки из округлых или овальных клеток размером от 2,5-4 х 3,5 мкм до 4-7 х 5-8,5 мкм. На жидких средах образует пленку. Candida быстро развивается на

плотных агаровых средах с углеводами (рН 6-6,5), сывороточном и кровяном агаре, рисе и овощях. Колонии Candida quilliermandii плоские, белые, влажные, гладкие, сметанообразной консистенции, резко очерченные с короткими выростами по краям. Псевдомицелий выражен слабо, с небольшими гломерулами, бластоспоры размером 2-2,6 х 3,25-6 мкм. Встречаются цепочки из удлиненных бластоспор, слегка вздутых на одном конце. На жидких средах образуют пленку и узкое кольцо. Ферментирует глюкозу, галактозу, сахарозу и трегалозу. Для индентификации видов используют дифференциальные среды.

У Klockera apiculata клетки лимоновидной формы размером 5-11 х 3-4,5 мкм. Споры полушаровидные. Развивается на питательных средах с добавлением глюкозы и маннозы, вызывая энергичное брожение этих Сахаров.

Сахаромицеты имеют вегетативные клетки размером от 2-8 х 2,5 мкм до 5-13 х 4,5-7,0 мкм, развиваются в субстратах с высоким содержанием Сахаров (2% агар + 50% и выше мед или глюкоза, фруктоза) при 25-35 °С (О.Ф.Гробов и соавт., 2000).

Эпизоотология. Дрожжи - широко распространенная группа грибов, встречающаяся на поверхности, в нектаре, пыльце растений, истечениях деревьев, плодах, почве, медах, в кишечнике потребляющих углеводы насекомых. Большое количество дрожжевых клеток в содержимом кишечника пчел связывают со стрессом. Представители родов Torulopsis (Torula) и Candida иногда приводят к гибели расплод и взрослых медоносных пчел и других насекомых-опылителей (номий). Сахаромицеты вызывают закисание меда у медоносных пчел, изменение этого продукта установлено в 1 % естественных гнезд шмелей. При лабораторном разведении шмелей частой причиной их гибели является закисание сахарного сиропа в кормушках, особенно при инвертировании сахара, оставшимися живыми клетками S. cerevisiae и S. Carisbergensis. Нередко интенсивное развитие дрожжей происходит в кишечнике маток при их активации после выноса из холодильника.

Клинические признаки. Насекомые теряют способность к полету, ползают, брюшко увеличено, иногда отмечают понос. Гибель наступает на 2-3 сутки после потребления закисшего корма. При загрязнении меда дрожжами рода Candida в гнездах шмелей на горшочках отмечают коричневые пятна. Сахарный сироп в кормушках имеет кислый запах.

Диагноз устанавливают на основании осмотра семей и исследования кормов.

Меры борьбы и профилактики. Для кормления шмелей используют чистый, прозрачный сахарный сироп, который периодически готовят и хранят в холодильнике. Кормушки с сахарным сиропом систематически 2 раза в неделю меняют на новые заправленные кормом. Оставшийся сироп повторно не используют, кормушки тщательно моют и стерилизуют. Белковый корм (цветочная пыльца), содержащий сахарный сироп, готовят небольшими порциями (для использования в течение 2-3 недель) и хранят в холодильнике. Освобождающиеся садки, ванночки для пыльцы тщательно моют и

стерилизуют (О.Ф.Гробов и соавт., 2000; Ю.Ф.Петров и соавт., 2002; АЮ.Гудкова и соавт., 2003).

Факторы, способствующие распространению микозов. В условиях лабораторного размножения насекомых особое место занимает изучение сообщества организмов бытовой пыли. Бытовая пыль представляет собой специфический, исключительно антропогенный субстрат, в состав которого помимо частичек песка и почвы входят различные текстильные волокна, волосы и частицы эпидермиса человека, шерсть и эпидермальные чешуйки насекомых. С бытовой пылью как средой обитания тесно связана специфическая биота, представленная исключительно гетеротрофами -бактериями, грибами, а также мелкими членистоногими. Основным фактором, влияющим на рост грибов в бытовой пыли, является относительная влажность воздуха и активность влаги. Температура воздуха и кислотность среды имеют второстепенное значение. Изменение влажности воздуха, а, следовательно, и активности воды на 0,02, влияет на прорастание спор и развитие полового или бесполого спороношения. При этом, чем больше на поверхности пыли, тем больше на ней обнаруживается грибов (А.Д. Петрова-Никитина и соавт., 2000).

2.2.2.6. АССОЦИАТИВНЫЕ БОЛЕЗНИ ШМЕЛЕЙ, ВЫЗЫВАЕМЫЕ ПАРАЗИТИРОВАНИЕМ NOSEMA BOMBI, БАКТЕРИЙ И ГРИБОВ

Возбудитель нозематоза относится к царству (Protista), подцарству (Protozoa), типу (Microspora), классу (Microsporea), отряду (Nosematida), виду Nosema bombi. Nosema bombi (Fantham et Porter. 1914)- внутриклеточный паразит эпителиальных клеток средней кишки насекомых, который вызывает инвазионное заболевание шмелей Bontbus terrestris — нозематоз сопровождающийся поносом, прекращением яйцекладки самками, потерей способности трутней к оплодотворению и взрослых рабочих особей к летно-опылительной деятельности. Nosema apis — вызывает нозематоз пчел. Болезнь регистрируется на пасеках во всех климатических зонах. Возбудитель требователен к окружающим температурным условиям. При сильном заражении пчелы распространение ноземы возможно в других органах и тканях: в яичниках и челюстных железах, в гемолимфе, в эпителиальных клетках тонкой кишки и ректальных железах (Р.И. Мадатов, В.И Мерищев, 1975).

Формирование микропаразитоценозов в кишечнике насекомых при

нозематозе. Ряд авторов (Н.Н. Kittlausz, 1928; A. Borchert, 1930,1966 и др.) указывают, что в развитии патологических изменений при нозематозе пчел значительную роль играет микрофлора кишечника и выделяемые ею токсины. Поражение микроспоридиями насекомых часто приводит к возникновению у них септических заболеваний, заканчивающихся обычно летально. Развитие нозематозного процесса, приводящее к гипотонии или полной атонии средней кишки, а также накопление в последней продуктов распада, благоприятно влияет на увеличение микрофлоры.

О.Ф. Гробов, Л.Н. Гузева и соавт. (2000), выделили из маток шмелей, погибших в природных условиях и при хранении в условиях лаборатории при температуре +2°С...+4°С, шесть широко распространенных в природе видов грибов: Beauveria bassiana, Aspergillus Candidas, Aspergillus sp., Verticillium (Cephalosporium) lecani, Verticillium (Ascostalfgmus)sp., Metarrhizum anisopliae, Paecilomyces farinosus, Hirsutella spp. Во время зимовки шмелиных маток от микозов погибает от 50% до 80%.

В патогенезе нозематоза определенную роль играют возникающие ассоциации ноземы и микроорганизмов в кишечнике пчел. Некоторые виды микроорганизмов не оказывают существенного влияния на длительность жизни насекомых, другие могут использовать нозему как своеобразный инокулятор и размножаться в гемоцеле, приводя к септическому заболеванию. Нозематозный процесс при наличии в кишечнике насекомого токсинообразующих микроорганизмов способствует проникновению токсинов в тело пчелы (О.Ф.Гробов, 1971).

У шмелей, доставленных в лабораторию с естественных мест отлова,

A.Ю.Гудкова, Ю.Ф.Петров, В.И.Ащеулов (2003) отмечали различные формы проявления нозематоза. Зараженные Nosema bombi матки шмелей не закладывают гнездо; на любых этапах технологии прекращают яйцекладку. Трутни теряют способность к осеменению, они не активны во время спаривания. Рабочие особи малоактивны, они не способны летать. Нозематоз часто осложняется бактерийной инфекцией, возбудители, которых интенсивно развиваются в кишечнике насекомого. В конечном итоге пораженные насекомые погибают. В исследованиях А.Ю.Гудковой, Ю.Ф.Петрова,

B.И.Ащеулова (1993-1996) смертность маток шмелей составила 15-20%, а в 1997-2002 г.г. - менее 1%.

Эпизоотология. Н.В. Fantham и A. Porter (1913) выделили паразита из шмелей В. terrestris, B.lapidarus, В. hortorum, В. humilis. В. subterraneus идентифицировали его как Nosema apis — возбудителя нозематоза медоносных пчел. Н.В. Fantham и A. Porter (1914) выделили Nosema bombi в отдельный вид. В настоящее время нозематоз шмелей регистрируется в Европе (D.V.Alford., 1969,1975; П.С.Горбунов, 1987; О.Ф. Гробов и соавт., 1982; О.Ф.Гробов, А.Н.Сотников, 1998), Северной Америке (H.J.Liu, 1974) и Новой Зеландии (R.P.Macfarlane et all., 1995). И.И.Месяцев, (1916) сообщал, что он находил споры нозем у шмелей, опыты по перекрестному заражению доказали полную тождественность нозем перепончатокрылых. R.P. Macfarlane et all. (1995) отметили заражение шмеля В. fervidus ноземой от медоносных пчел.

Nosema bombi поражает маток, рабочих особей и самцов шмелей. Экстенсивность инвазии (ЭИ) может сильно различаться в разных районах., И.И. Месяцев (1916; цит. по О.Ф. Гробову и соавт., 1982) находил нозему в Московской области только у В. hortorum. H.B. Fantham и A. Porter (1914) указывают на большую частоту инвазии у В. terrestris и B.agrorum в Англии. В Швеции эти микроспоридии поражают от 10 до 33% особей шмелей (T.B.Hasselrot,1960). Весной в Новой Зеландии от 7 до 43% маток В. terrestris инвазированы ноземой (R.M. Fisher, N. Pomeroy, 1989); в Швейцарии — 13,5%

(JA Shykoff, P. Schmid-Hempel, 1991); в Италии - 14% (О. Triggiani, 1991). По данным П.С. Горбунова (1990), в Ленинградской области эта микроспоридия поражает В. terrestris, B.lapidarus, В. hortorum, В. hypnorum, В. silvarum, ЭИ для этих видов составляет 1,9-6,3%.

Самок шмелей В. terrestris, инвазированных Nosema bombi, АЛО. Гудкова, Ю.Ф. Петров, В.И. Ащеулов (2003) регистрировали в природных популяциях во всех регионах России при ежегодных отловах шмелей. Наибольшее количество зараженных спорами ноземы маток шмелей В. terrestris эти же авторы регистрировали в мае в Ивановской области. В разных регионах ЭИ подвержена значительным колебаниям (от 2,7% до 37,5%) при средней ЭИ=12,7%.

Наши исследования, выполненные в 1999-2003 гг., показали, что в естественной популяции шмели Bombus terrestris заражены N. bombi в среднем на 16,77% при интенсивности инвазии по 1-19 экз. спор паразитов в помете в поле зрения микроскопа. Наивысшая ЭИ и ИИ шмелей нозематозом регистрируется в центральном районе Нечерноземной зоны Российской Федерации (Владимирская, Ивановская, Костромская, Ярославская области, ЭИ = 20,26 — 21,60%), умеренная — в южном районе Нечерноземья РФ (Смоленская область, ЭИ = 17,63%), наименьшая — в Краснодарском крае (ЭИ = 4,39%) и у шмелей, завезенных из Голландии (5,39%).

Исследования (В.А.Пономарев и соавт., 2004) показали, что качественный состав микрофлоры кишечника шмелей Bombus terrestris, инвазированных N. bombi, существенно отличается от таковых у насекомых, свободных от возбудителя нозематоза. В кишечнике инвазированных N. bombi шмелей преобладают патогенные для белых мышей Staph. cnireus, Staph. albus, Staph. cereus flavus, Staph. saprophyticus, Staph. muscae, Staph. epidermidis, Strept. apis, Strept. bombycis, Strept. disparis, Strept. epidermicus, Strept. pyogenes, E. coli серогрупп О8, 015, O86, О 117, Вас. alvei. Следует отметить, что культуры патогенных микробов, изолированные из кишечника свободных от N. bombi шмелей Bombus terrestris в естественной популяции, при внутрибрюшинном заражении вызывали гибель белых мышей в основном (80% и более процентов лабораторных животных) при дозе 1млрд. микробных тел, а остальные культуры (менее 20%) вызывали гибель мышей при дозе 500 млн. микробных тел. Тогда как у инвазированных N. bombi шмелей до 70% патогенных культур микробов вызывали гибель мышей при дозе 500 млн. микробных тел, а остальные 30% культур — при инъекции дозы 1 млрд. микробных тел.

При инвазии N.bombi в кишечнике шмелей, во-первых, увеличивается число патогенных микробов и они здесь становятся доминирующими; во-вторых, у патогенных микробов значительно возрастает вирулентность. На основании полученных данных можно заключить, что при заражении N.bombi в кишечнике шмелей Bombus terrestris формируется микропаразитоценоз с преобладанием здесь высокопатогенных бактерий, в результате чего развивается ассоциативное заболевание протозойно-бактерийной этиологии.

Клиника. У больных ассоциативной болезнью маток, рабочих особей и трутней шмелей Bombus terrestris брюшко увеличено, мягкое, растянутое. При

вскрытии кишечник увеличен, беловато-серого цвета. Шмели вялые, слабо реагируют на внешние раздражения. Больные матки шмелей не закладывают гнездо. Трутни теряют способность к осеменению. Рабочие особи малоактивны, они не способны летать. При круглогодичном лабораторном разведении больные семьи шмелей погибают (В.И. Ащеулов, 2002 и др.).

Диагноз на нозематоз ставится на основании анализа эпизоотологических, клинических данных, обнаружении спор ноземы в помете насекомых. При вскрытии погибших или больных шмелей мы регистрировали потемнение стенок кишечника, при микроскопировании помета или содержимого кишечника находили много спор ноземы, а также мелкие зерна не переваренной цветочной пыльцы.

Следовательно, при круглогодичном лабораторном разведении шмелей Bombus terrestris микрофлора кишечника их беднее по сравнению с показателями насекомых из естественной популяции. Данный факт объясняется тем, что в условиях лаборатории белковый и углеводный корм шмелей подвергается специальной антибактерийной обработке, что исключает попадание возбудителей болезней из окружающей среды (ВАПономарев и соавт., 2004).

Диагноз. Основывается на анализе эпизоотологических, клинических и лабораторных данных. Лабораторные методы исследования включают 3 этапа: установление спор микроспоридий, определение жизнеспособности спор и их видовой принадлежности. При наличии спор ноземы в поле зрения микроскопа видны овальные преломляющие свет тела. Проверке подлежит 20 полей зрения микроскопа. Оценку степени поражения проводят по 3-х или 4-х бальной системе. Для определения количества спор используют также подсчет их в гемоцитометрах (камере Горяева) в 5-ти больших или 80 малых квадратах. Для прижизненной диагностики нозематоза маток проводят капрологические исследования на споры ноземы. Для определения жизнеспособности спор используют метод люминесцентной микроскопии и постановки биопробы (З.И.Родионова, 1986). При вскрытии шмелей АЮ.Гудкова, Ю.Ф.Петров, В.И.Ащеулов (2003) регистрировали потемнение стенок кишечника, а в содержимом кишечника — большое количество спор ноземы. При нозематозе в помете шмелей они часто обнаруживали мелкие зерна не переваренной цветочной пыльцы.

Лечение и профилактика. По данным О.Ф. Гробова и соавт. (1982), в борьбе с нозематозом хорошие результаты получены от применения фумагиллина — ДЦГ и фумидила-Б. Фумагиллин — ДЦГ выпускается в Венгрии в форме порошка. Для изготовления лечебного корма растворяют содержимое одного флакона в малом количестве тепловатой воды и при постоянном перемешивании добавляют раствор к 25 литрам охлажденного раствора сахара. Лечебным сиропом следует кормить пчелиные семьи в течение 2-3 недель. С целью быстрого лечения растворяют содержимое одного флакона фумагиллина — ДЦГ в небольшом количестве тепловатой воды и доливают смесь к 15 литрам раствора сахара. Для предупреждения нозематоза при лабораторном разведении шмелей А.Ю. Гудкова, Ю.Ф. Петров, В.И. Ащеулов (2003)

рекомендуют проводить весенний отлов шмелей в регионах, наиболее благополучных по этому заболеванию. После поступления шмелиных маток в лабораторию и размещения их в отдельные садки необходимо проводить исследование испражнений под микроскопом на наличие спор ноземы.

Для профилактики нозематоза необходимо периодически семьям шмелей на 1 и 2 этапах разведения (АЮ.Гудкова, Ю.Ф.Петров, В.И.Ащеулов, 2003) скармливать сироп с фумагиллином (2 г фумагиллина Б на 1 л). Поскольку в литературе имеются указания, что матки шмелей поражаются, как специфическим видом ноземы (N. bombi), так и нозематозом медоносных пчел (N. apis), необходимо исследовать цветочную пыльцу и при обнаружении спор паразита, такую пыльцу не использовать.

При возникновении нозематоза при лабораторном разведении у шмелей Bombus terrestris мы использовали углеводный корм {рецепты 1 и 2, патент № 2140149 1999 г.), куда добавляли ноземат или нозедин в концентрации 0,025% (по 0,5 мл на 2 л сиропа) и высокоэффективный антибиотик из расчета от 500 тыс. до 1 млн. ЕД на 1 л лечебного сиропа. Предварительно из помета больных шмелей выделяли чистые культуры бактерий, определяли их патогенность и чувствительность к антибиотикам.

При обнаружении спор ноземы в помете насекомых, выявленных из естественных популяций, авторы рекомендуют таких маток браковать (АЮ.Гудкова, Ю.Ф.Петров, В.И.Ащеулов, 2003).

2.2.3. МЕТОДЫ СТЕРИЛИЗАЦИИ ПЫЛЬЦЫ РАСТЕНИЙ

Цветочная пыльца — необходимый компонент в питании шмелей при их искусственном содержании. К сожалению, как свидетельствуют данные литературы и результаты наших исследований, пыльца, собранная пыльцеуловителями в семьях пчел, неблагополучных по инфекционным болезням, нередко содержит их возбудителей, многие из которых представляют определенную опасность и для шмелей. Исходя из этого, встает задача поиска средств и способов обеззараживания пыльцы, гарантирующих сохранение ее питательных свойств.

Перспективным для стерилизации продуктов пчеловодства является метод их облучения с использованием 60Со в качестве источника излучения. Работами отечественных и зарубежных ученых была показана возможность стерилизации сотов и тонкого слоя меда с помощью гамма-излучения от ряда возбудителей болезней. Каких-либо значительных изменений в качестве меда не отмечено, фиксировалось незначительное снижение показателя диастазы и изменение цвета меда в пробах. Имеются сведения о возможности обеззараживания пыльцы с помощью высокочастотного излучения.

Для отработки методики стерилизации пыльцы мы провели работу совместно с Российским научным центром «Курчатовский институт» Института реакторной технологии и материалов. Навески пыльцы (10 г), отобранные методом средней пробы, помещали в пробирки и подвергали на стационарной установке ГУТ-200М (источник излучения 60Со) воздействию

гамма-лучей. В некоторых случаях в пыльцу предварительно вносили споровую суспензию Aspergillus spp. в дозе 106 спор/г пыльцы. В контроле образцы пыльцы не подвергали обработкам. В опыте применяли облучение в дозах 0,6; 0,8; 1,0; 1,4; 1,6; 1,8; 2,0 Мрад. После обработки пыльцу переносили в колбу со 100 мл стерильной дистиллированной воды и интенсивно встряхивали в течение пяти минут. 0,1 мл полученной суспензии наносили на поверхность Сабуро-агара и МПА в чашках Петри. Посевы инкубировали соответственно при 28 и 35°С и ежедневно просматривали на наличие роста микроорганизмов в течение пяти суток.

Дозы облучения 0,6 и 0,8 Мрад не оказывали влияния на микрофлору пыльцы. Рост бактерий и грибов, составляющих естественную ее микрофлору, был обильным и не отличался от такового в контрольных чашках посевов. Доза 1 Мрад не воздействовала на бактерии, но подавляла рост большей части грибов, оставляя жизнеспособными лишь единичные споры. Доза облучения 1,4 Мрад и выше полностью подавляла жизнедеятельность бактерий и грибов, так как их рост на питательных средах отсутствовал, в том числе и в варианте с дополнительным внесением спор грибов. Таким образом, доза 1,4 Мрад может быть рекомендована для стерилизации пыльцы с целью освобождения её от возбудителей бактериозов и микозов шмелей. Из пыльцы, обработанной гамма-лучами 60Со в дозе 1,4 Мрад, приготовили пыльцевую пасту, которую использовали для кормления маток шмелей при закладке Гнезд. Контрольная группа получала пасту из необработанной пыльцы этой же партии. Проводили наблюдение за подопытными и контрольными группами гнезд шмелей в течение всего периода развития. Корм из приготовленной облученной пыльцы хорошо поедался матками на первом этапе развития. Они активно откладывали яйца, гнездо было чистым, ухоженным. Однако на втором этапе состояние гнезд ухудшилось, коконы приобрели черную окраску. В результате состояние подопытных гнезд шмелей значительно уступало в своем развитии контрольным, которые получали корм из необработанной пыльцы. Полученные нами данные согласуются с результатами зарубежных исследователей по применению данного метода стерилизации при разведении пчел-листорезов. Так, использование облучения в дозе 1 Мрад для дезинфекции коконов мегахил от спор грибов вызывало изменения в пыльце, вследствие которых развивающиеся на ней личинки погибали. Таким образом, несмотря на эффективность стерилизации пыльцы гамма-лучами 60Со, этот метод дезинфекции не может быть рекомендован для использования в промышленном шмелеводстве, поскольку отрицательно сказывается на развитии гнезд шмелей (Л.Н.Гузева, В.А.Пономарев, 2001).

2.2.4. ЭЛЕКТРОННО-МИКРОСКОПИЧЕСКАЯ ОЦЕНКА ДЕЙСТВИЯ ЛЕЧЕБНО-ПРОФИЛАКТИЧЕСКОГО ПРЕПАРАТА «АПИСТИМ» ДЛЯ ШМЕЛЕЙ

При искусственном разведении шмелей в условиях лаборатории в качестве углеводного корма используют сахарный сироп. Для лечения и профилактики заболеваний шмелей, вызываемых различными биоагентами (вирусами, бактериями, грибами, микоплазмами и др.), применяют лечебный сироп с добавлением преимущественно антибиотиков.

В качестве модели нами был выбран препарат "Апистим", находящийся в разработке и содержащий аминокислоты, витамины, микроэлементы, экстракты лечебных трав, в содержимом, которого отсутствовали антибиотики. Для профилактических целей в раствор сиропа вносили препарат из расчета 50, 100 и 150 мл/л. Затем сироп скармливали семьям шмелей и для контроля через 15 и 30 дней шмелей усыпляли и препарировали. Для исследований использовали мальпигиевы сосуды, воздухоносные мешки, кишечник и яичники в соответствии с методикой, изложенной ранее (В.А.Пономарев и соавт., 2003).

ЭМ исследованиями установлено, что при скармливании сиропа с содержанием препарата 50 мд/л на 15-ый день опыта в кишечнике и других органах наблюдали клетки ультрамикроскопических грибов в концентрации 107-108 клеток/мл. Большая часть клеток находилась, по-видимому, в стадии отмирания, так как клеточные стенки истончены, клетки деформированы, и их расположение можно охарактеризовать как хаотическое. При содержании 100 и 150 мл/л препарата клеток грибов не выявлено, установлено присутствие бактерий с нарушенной морфологией (107 клеток/мл).

На 30-и дневный срок скармливания сиропа с содержанием препарата 50 мл/л в содержимом кишечника присутствия микроорганизмов не выявлено. В других органах просматривалась фоновая концентрация мелких спор гриба. При содержании препарата 100 и 150 мл/л сиропа условно-патогенной микрофлоры не выявлено. Все семьи шмелей характеризовались как полноценные и пригодные для воспроизводства.

В контрольных образцах от внешне здоровых шмелей в большинстве выявлены клетки и споры ультрамикроскопических грибов и бактерии. У отдельных особей - хламидии и микоплазмы (В.А. Пономарев и соавт., 2004).

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Одним из условий повышения рентабельности сельскохозяйственного производства и производства «экологически чистой» продукции, особенно при выращивании сельскохозяйственных культур в закрытом грунте, является использование насекомых опылителей - шмелей. Использование шмелей Bombus terrestris полученных по отечественной технологии разведения в условиях лаборатории для дальнейшего опыления томатов, перца, баклажанов

и других культур в теплицах позволяет повысить урожайность растений на 2030%. Кроме того, часть шмелей из теплиц попадают в природу, поддерживая естественную популяцию насекомых в условиях сильного антропогенного пресса. Главным условием успешного содержания и разведения шмелей является необходимость четкого и постоянного соблюдения ветеринарных и санитарных мероприятий в лаборатории. Одним из важных моментов предупреждения появления болезней шмелей при их разведении состоит в своевременном выделении неблагополучия семьи шмелей на основе: наблюдения за их поведением в гнездах, систематического вскрытия и исследования погибших особей. Во избежание заноса возбудителей в разводимую культуру шмелей из вне особое внимание должно быть обращено на маток шмелей, отловленных в природе. Исследуют кал маток на наличие спор ноземы, критидий, грегорин. Иногда в отдельных семьях шмелей отмечают дрожание и неправильное расположение крыльев, беспокойство, опонашивание и гибель маток и рабочих шмелей, вызванное проникновением в гемолимфу насекомых некоторых бактерий из кишечника. Микоз маток наблюдают при их хранении в холодильнике. Появление плесени на теле 10% погибших маток отмечают обычно при хранении более 4-х месяцев. Пораженные грибами особи при выявлении уничтожаются. В отдельных выбракованных семьях устанавливают микоз личинок, принимают меры по предупреждению распространения спор гриба.

Большинство возбудителей болезней насекомых специфичны для определенных тканей тела или же вначале заражается какая-либо одна ткань, а затем инфекция распространяется на другие органы. Развитие большинства микроорганизмов, которые вызывают заболевания насекомых, зависит от метаболизма хозяина. У насекомых, не находящихся в диапаузе и поглощающих пищу, разложение тканей тела, приводящее к смерти, всегда начинается с кишечника. Кишечник насекомых, их средняя кишка, является главной областью, где происходит переход микроорганизмов в другие органы тела.

Мускульные ткани, нервная система и соединительные ткани насекомых повреждаются возбудителями болезней аналогично тому, как описано для кишечника и жирового тела.

Заражение мальпигиевых сосудов вызывают главным образом простейшие или нематоды. Происходит нарушение секреторной деятельности этих сосудов из-за уничтожения эпителия дистальной их части.

Заражение яичников происходит в большинстве в итоге общей инфекции, когда уже заражены остальные органы насекомого. Особые изменения в организме в этих случаях могут происходить лишь в период максимального развития болезни.

Гемолимфа насекомых совмещает в себе черты и функции крови и лимфы позвоночных. Она заполняет полость тела насекомых и омывает их органы. Гемолимфа представляет одну из чувствительных тканей, поражаемых вирусной инфекцией при полиэдрозах и гранулезах насекомых, и естественно,

что клетки гемолимфы претерпевают существенные изменения под влиянием вирусной инфекции.

В настоящее время все больше появляется желающих разводить шмелей в лабораторных условиях с целью опыления энтомофильных растений. Но при этом нужно учитывать, что без ветеринарных и санитарных мер могут возникнуть серьезные трудности.

ВЫВОДЫ

1. Шмели Bombus terrestris (L, 1758) из разных частей ареала имеют достоверные генетические различия популяций, что может служить ценным источником для внутривидовой селекции в лабораторных условиях.

2. Наибольшое биоразнообразие (2,40-2,50) исследованных популяций шмелей Bombus terrestris наблюдается в Черноморском регионе.

3. У имаго В. terrestris выделено 4 типа гемоцитов: прогемациты, плазмоциты, фагоциты и эноцитоиды. На протяжении жизни имаго преобладает популяция эноцитоидов, содержание прогемоцитов постепенно уменьшается, содержание плазмоцитов и фагоцитов увеличивается к 30-му дню жизни, а затем сокращается.

4. Общая активность клеточного иммунитета шмелей Bombus terrestris в лабораторных условиях максимальна в период с 25-го по 40-й день и минимальна в начале жизни и после 50-го дня.

5. Асимметрия в числе яйцевых трубочек наблюдается как у шмелей лабораторных линий, так и у шмелей в природных популяций разных видов. Асимметрия яйцевых трубочек в правом и левом яичниках отмечена у 6,3% особей: их число изменялось как 3-4,4-5, 5-5 и 5-6.

6. В кишечнике шмелей Bombus terrestris обитают бактерии из родов Lactobacterium, Bifidobacterium, Bacteroides, Escherichia, 6 видов стафилококков, 9 видов стрептококков, аэробные бактерии Bad. tumefaciens, Bact. agropyri, Bact. antirrhini, Bact. citrimaculans, Bad. dahliae, Bact. gladioli, Bact. lycopersici, Bact, manitopoeum, Bact. medicaginis, Bact. melophtorum, Bact. pollacii, Bact. pruni, Bact. stewarti, Bact. trifoliorum, Bact. vesicatorium, Bact. woodsii, аэробные бациллы Вас. alvei, Вас. subtilis, Вас. loxosus, Вас. maidis, Вас. insidiosum, Вас. mesenthericum, Вас. megathericus, анаэробы из родов Clostridium, аэробы Proteus, грибы из родов Aspergillus, Mucor, Penicillium.

7. Разработана и усовершенствована отечественная технология круглогодичного лабораторного разведения шмелей Bombus terrestris (L, 1758) для опыления сельскохозяйственных культур закрытого грунта.

8. Летная и фуражировочная активность шмелей в теплицах зависит от абиотических факторов, времени суток, а также от состояния опыляемых растений. Наибольшая активность шмелей наблюдается в утренние и вечерние часы, когда температура воздуха относительно низкая.

9. В условиях круглогодичного лабораторного разведения при кормлении шмелей сухой пыльцой в кишечнике образуются конкременты, которые отрицательно сказываются на обмене веществ, репродуктивной и летной активности. При закупорке кишечника конкрементами насекомые погибают. При кормлении шмелей свежемороженой пыльцой обмен веществ нормализуется и конкрементообразование не происходит, что приводит к увеличению потенциальной и фактической плодовитости шмелиной семьи, повышению летной активности в теплицах.

10. Шмели в естественных популяциях и при лабораторном разведении имеют общие с пчелами вирусные болезни: острый паралич, Кашмир-вироз, энтомопокс вироз. Основным органом, содержащим вирусные частицы, является кишечник. Профилактика вирозов шмелей складывается из недопущения заноса патогенов в лабораторное производство.

11. Существенную роль в развитии патологий у шмелей в лабораторных условиях играют микоплазмы. Основным органом, содержащим микоплазмы, является кишечник шмелей.

12. Основными бактерийными болезнями шмелей в лабораторных условиях являются латероспороз, гафниоз, колибактериоз. Лечение и профилактика шмелей при этих болезнях основаны, на комплексе мероприятий с использованием углеводного сиропа с высокоактивными антибиотиками.

13. В кишечнике и яичниках шмелей могут паразитировать хламидии, которые играют определенную роль в патологии шмелей в лабораторных условиях.

14. В условиях круглогодичного лабораторного разведения шмелей Bombus terrestris проблемными микозами являются аскосфероз, аспергиллез и болезни, вызываемые дрожжами. Профилактика микозов шмелей складывается из недопущения заноса патогенов в лабораторное производство.

15. При инвазии Nosema bombi в кишечнике шмелей Bombus terrestris интенсивно развивается условнопатогенная микрофлора, формируется микропаразитоценоз, сочленами которого являются ноземы, стафилококки, стрептококки, кишечные палочки и грибы, в результате чего развивается ассоциативное заболевание.

16. Для лечения шмелей при ассоциативной болезни нозематозно-бактерийной этиологии при круглогодичном лабораторном разведении предложен комплексный метод, включающий скармливание насекомым углеводного корма с добавлением высокоэффективного антибиотика и нозедина (ноземат).

17. Цветочная пыльца, обработанная гамма-лучами 60Со в дозе 1,4 Мрад не имеет возбудителей бактериозов и микозов шмелей. Обработанная гамма-лучами цветочная пыльца при хранении (15-20 дней) становится не пригодной в качестве корма для шмелей.

ПРАКТИЧЕСКИЕ ПРЕДЛОЖЕНИЯ

Разработанная нами технология выращивание шмелей B.tвrrвstris (Ь.) позволяет получать необходимое количество семей шмелей высокого качества для опыления сельскохозяйственных культур закрытого грунта. Научные и практические разработки автора вошли в следующие нормативные документы:

1.«Методические рекомендации по промышленному производству и использованию шмелиных семей» (утверждены Советом научно-производственной ассоциации «Теплицы России» 24.09.1998г.).

2. «Рекомендации по профилактике паразитарных и ассоциированных заболеваний шмелей Bombus tвrrвstris (Ь.) в условиях их круглогодичного лабораторного разведения для опыления сельскохозяйственных культур закрытого грунта» (рассмотрены и одобрены РАСХН 25 мая 2001 г.).

3. «Рекомендации по профилактике инфекционных болезней Bombus tвrrвstris в условиях их круглогодичного лабораторного разведения для опыления сельскохозяйственных культур закрытого грунта» (рассмотрены и одобрены РАСХН 2002г.).

Научные разработки автора, защищенные патентами и авторскими свидетельствами на изобретения РФ

1. Ащеулов В.И.,Рупасов К.И., Качкин М.В., Пономарев В.А., Мочалов А.Т. «Способ разведения шмелей». Патент № 2099940,27.12.1997 г.

2. Ащеулов В.И., Рупасов КИ, КачкинМ.В., Пономарев В. А. «Способ разведения маток шмелей». Патент №2099941, 27Л2.1997 г.

3. Ащеулов В.К, Рупасов К.И., Пономарев В.А., Мочалов А.Т., Качкин М.В., Батуев Ю.М., Гробов О.Ф., Парфенова Л.Н. «Способ определения спаренности шмелиных маток вида Bombus terrestris». Патент № 2133566, 27.07.1999 г.

4. Курючкин В.А., Ащеулов В.И., Пономарев В.А., КачкинМ.В. «Способ хранения шмелиных маток». Патент № 2138159,27.09.1999 г.

5. Ащеулов В.И., Рупасов К.И., Пономарев В.А., Качкин М.В., Гробов О.Ф., Батуев Ю.М., Гузева Л.Н., Сотников А.Н. «Способ ранней диагностики и борьбы с локустакарозом шмелей». Патент №2140148,27.10.1999 г.

6. Ащеулов В.И., Рупасов К.И., Качкин М.В., Пономарев В.А. «Корм для шмелей». Патент № 2140149,27.12.1999 г.

7. Ащеулов В.И, Рупасов К.И., Качкин М.В., Пономарев В.А., Мочалов А.Т. «Улей для шмелей». Свидетельство на полезную модель №7798, 16.10.1998 г.

8. Ащеулов В.И., Рупасов К.И., Кочурин Н.А.., Качкин М.В., Пономарев В.А. «Устройство для хранения шмелей при низких температурах». Свидетельство на полезную модель № 10248, 16.06.1999 г.

9. Ащеулов В.И., Рупасов К.И., Мочалов А.Т., Пономарев В.А., Качкин М.В. «Устройство для начального содержания и размножения шмелей». Свидетельство на полезную модель № 10049,16.06.1999г.

10. Ащеулов В.И., Рупасов КН., Качкин М.В., Пономарев В.А. «Устройство для транспортировки маток шмелей». Свидетельство на полезную модель № 11665,16.11.1999 г.

11. Ащеулов В.И., Рупасов К.И., Качкин М.В., Пономарев В.А. «Климатическая камера для размножения и последующего развития шмелиных семей». Свидетельство на полезную модель № 11005,16.09.1999 г.

12. Парфенова Л.Н., Ащеулов В.И., Рупасов К.И., Качкин М.В., Пономарев В.А. «Способ выведения высокопродуктивных шмелей ВошЬш 1егге:5(:п:з». Патент № 2149540,27.05.2000 г.

13. Сотников А.Н., Ащеулов В.И., Качкин М.В., ПономаревВ.А., Кузнецова Н.В., Парфенова Л.Н. «Способ преодоления диапаузы у шмелиных маток ВошЬш геппейПз.». Патент № 2166848,20.05.2001 г.

14. Ащеулов В.И., Качкин М.В., Парфенова Л.Н, ПономаревВ.А., Кузнецова

H.В. «Способ стимулирования яйцекладки шмелиных маток при их разведении в лабораторных условиях». Патент № 2167519,27.05.2001 г.

Список опубликованных научных работ автора по теме диссертации:

I. Пономарев В.А., Мунтян Е.О. Шмели - эффективные опылители овощных культур. //'Актуальные проблемы науки в сельскохозяйственном производстве". Иваново: ИГСХА, 1997, с.118.

2. Ащеулов В.И., Пономарев В.А. XXXV международный конгресс апимондии в Антверпене (Бельгия). //Информационный сборник "Теплицы России". М., 1997, №3/97, с. 16-17.

3. Пономарев В.А., Ащеулов В.И., Качкин М.В., Парфенова Л.Н., Сотников А.Н. Способность естественно-зимовавших маток Bombus terrestris к закладке и развитию гнезд. // "Материалы международных коллоквиумов по общественным насекомым". В.Е.Кипятков (ред.), 8осшш, Санкт-Петербург, 1997, т. 3-4, с. 307-308.

4. Пономарев В.А., Ащеулов В.И., Рупасов К.И., Мочалов А. Т., Качкин М.В. Эколого-экономическая эффективность использования шмелей для опыления растений //"Пчеловодство", № 6, 1998, с 55-56.

5. Методические рекомендации по промышленному производству и использованию шмелиных семей. Составители: Ащеулов В.К, Качкин М.В., ПономаревВ.А., РупасовК.И., Мочалов А. Т., Гробов О.Ф., СотниковА.Н., БатуевЮ.М., ГузеваЛ.Н, Коновалова Т.В., СычевМ.М., ВередченкоБ.В. II Иваново, 1998, 27 с.

6. Сотников А.Н., Пономарев В.А., Мунтян Е.О. Некоторые данные по распространению локустакароза шмелей на территории России. // «Экологическая паразитология». Иваново: ИГСХА, 1998, с.41.

7. Пономарев В.А., Курючкин В.А. Использование семей шмелей в теплицах //Ивановский государственный университет - 25 лет. Иваново: ИвГУ, 1998, с. 157-158.

8. Пономарев В.А., Качкин М.В. Шмелеведство как новая отрасль животноводства России //Ивановский государственный университет - 25 лет.

Иваново: ИвГУ, 1998,с.158-159.

9. КурючкинВ.А., Акимцева З.С., ШиловМ.П., МинееваЛ.Ю., БорисоваЕ.А., Короткое Ю.В., Морева Ж.Г., Ивакина КВ., Пономарев В.А. Проблемы мониторинга флоры и энтомофауны естественных и антропогенных экосистем //Ивановский государственный университет - 25 лет. Иваново: ИвГУ, 1998, часть 2., с. 125-133.

10. Ащеулов В.И., Пономарев В.А., Качкин М.В. О биометодах защиты и опыления овощных культур в совхозе "Тепличный" Ивановской области. // «Вопросы экологи Волжско-Окского междуречья». Ковров: КГТА, 1999, с. 107-109.

11. Курючкин В.А., Пономарев В. А., Качкин М.В., Ащеулов В.И. Формирование состояния покоя и хранение шмелиных маток при низкой температуре//"Пчеловодство", №4, 1999, с.57-58. -

12. Курючкин В.А., Пономарев В.А., Парфенова Л.Н., Качкин М.В., Ащеулов В.И. Конкрементообразование у шмелей //Актуальные проблемы науки в Агропромышленном комплексе. Кострома: КГСХА, 1999, том 1, с.79-80.

13. Парфенова Л.Н., Пономарев В.А., Качкин М.В. Селекция шмелей //Актуальные проблемы науки в Агропромышленном комплексе. Кострома: КГСХА, 1999, том 1, с.96-97.

14. Гробов О.Ф., Ащеулов В.И., Качкин М.В., Пономарев В.А. Возможности шмелиного гнезда //Актуальные проблемы науки в Агропромышленном комплексе. Кострома: КГСХА, 1999, том 1, с.59-61.

15. Пономарев В.А., Сотников А.Н., Качкин М.В., Ащеулов В.И. Специальные ветеринарные мероприятия при лабораторном разведении шмелей //Актуальные проблемы науки в Агропромышленном комплексе. Кострома: КГСХА, 1999, том 1, с.102-103.

16. Качкин М.В., Парфенова Л.Н., Пономарев В.А. О разведении шмелей в лабораторных условиях // «Экология человека и природы» Иваново: ИвГУ, 1999, с. 165-167.

17. Курючкин В.А., ПарфеноваЛ.Н., ПономаревВ.А., КачкинМ.В., Ащеулов В.И. К вопросу конкрементообразования у шмелей ВошЬш 1егге81п8 // 5 Международный коллоквиум по общественным насекомым. Москва, 1999, с. 45.

18. Пономарев В.А., Парфенова Л.Н., Качкин М.В., Ащеулов В.И., Курючкин В.А. Конкрементообразование и способ преодоления диапаузы у шмелей // 5 Международный коллоквиум по общественным насекомым. Москва, 1999, с.51.

19. Чупин С.А., Курючкин В.А., Качкин М.В., Пономарев В.А. Изучение некоторых морфофизиологических показателей гемоцитов лабораторных шмелей ВашЪт 1вггв8М8 (Ь.) //"Пчеловодство", №7,2000, с. 60-61.

20. Ащеулов В.И., Пономарев В.А. Ранняя диагностика и борьба с локустакарозом шмелей // «Научные достижения - развитию агропромышленного комплекса». Иваново: ИГСХА, 2000, с. 138-139.

21. Гузева Л.Н., Пономарев В.А. Стерилизация пыльцы // «Пчеловодство». № 5,2001,с. 10-11.

22. Курючкин В.А., Кабанова Ю.Н., Шубенкова КВ., Ащеупов В.И., Пономарев В.А., Парфенова Л.Н., Мочапов А. Т. Суточная и сезонная активность шмелей в условиях теплиц // «Агроэкология и охрана окружающей среды». М. 2001, с.94-96.

23. Рекомендации по профилактике паразитарных и ассоциированных заболеваний шмелей Bombus terrestris (L.) в условиях их круглогодичного лабораторного разведения для опыления сельскохозяйственных культур закрытого грунта//Петров Ю. Ф., Гробов О.Ф., Гудкова А.Ю., Ащеулов В.И., Егоров СВ., Пономарев В.А. Иваново, 2001. 15 с.

24. Рекомендации по профилактике инфекционных болезней шмелей Bombus terrestris в условиях их круглогодичного лабораторного разведения для опыления сельскохозяйственных культур закрытого грунта //Петров Ю.Ф., Гробов О.Ф., Гудкова А.Ю., Ащеулов В.И., Пономарев В.А., Егоров СВ. Иваново, 2002. 21с.

25. Пономарев В.А., Ащеулов В.И. Профилактика повреждений шмелей Bombus terrestris (L) при массовом круглогодичном разведении // Актуальные проблемы науки в Агропромышленном комплексе. Кострома: КГСХА, 2002, том 1, с. 138-140.

26. Курючкин В.А., Кабанова Ю.Н., Шубенкина И.В., Ащеулов В.И., Пономарев В.А., Парфенова Л.Н., Мочалов А. Т. Шмели в теплице // "Пчеловодство". 2003, № 1, с.60-61.

27. Курючкин В.А., Ащеулов В.И., Пономарев В.А. Влияние свежемороженой цветочной пыльцы на развитие семей шмелей при их лабораторном разведении // Актуальные проблемы науки в Агропромышленном комплексе. Кострома: КГСХА, 2003, том 1,с.91-92.

28. Ащеулов В.И., Пономарев В.А. Состояние Российского шмелеводства и перспективы его развития // Информационный сборник "Теплицы России". Москва, 2003, N 2-20397, с.39-41.

29. Пономарев А.П., Ащеулов В.И., Пономарев В.А. Электронно-микроскопическая идентификация ультрамикроскопических грибов, выделенных от шмелей Bombus terrestris при их массовом разведении //Вестник РАСХН. №3, М., 2003, с.70-73.

30. Ащеулов В.И., Пономарев В.А. Способ преодоления диапаузы при помощи воды у маток шмелей Bombus terrestris при лабораторном разведении // «Life Cycles in Social Insects: Behavioural, Ecological and Evolutionary Approach». International Symposium. StPetersburg: St. Petersburg State University, 2003, p.60.

31. Курючкин В.А., Ащеулов В.К, ПономаревВ.А., Грубова А.Е. Особенности строения и ассиметрия яичников шмелей // «Life Cycles in Social Insects: Behavioural, Ecological and Evolutionary Approach». International Symposium. StPetersburg: St. Petersburg State University, 2003, p.61.

32. Пономарев А.П., Гудкова А.Ю., Пономарев В.А. Выделение и электронно-микроскопическая характеристика вирусов шмелей Bombus terrestris (L) // Москва 2004, с.

33. Ильясов Р.А., Николенко А.Г., Пономарев В.А., Ащеулов В.И. RAPD-PCR полиморфизм популяций шмелей Bombus terrestris (L) // «Актуальные проблемы науки в агропромышленном комплексе». Материалы 55-ой междунар. науч.-практ. конф. Кострома: КГСХА, 2004, с. 99-100.

34. Пономарев В.А., Пономарев А.П., Ащеулов В.И. Электронно-микроскопическое выявление и морфологическая характеристика вирусов шмелей Bombus terrestris (L) // «Актуальные проблемы науки в агропромышленном комплексе». Материалы 55-ой междунар. науч.-практ. конф. Кострома: КГСХА, 2004, с. 146-147.

35. Пономарев В.А., Пономарев А.П., Ащеулов В.И. Идентификация ультрамикроскопических грибов, выделенных от шмелей Bombus terrestris (L) // «Актуальные проблемы науки в агропромышленном комплексе». Материалы 55-ой междунар. науч.-практ. конф. Кострома: КГСХА, 2004, с. 147-148.

36. Пономарев В.А., Пономарев А.П., Ащеулов В.И. Свойства ультрамикроскопических грибов, выделенных от шмелей Bombus terrestris (L) // «Актуальные проблемы науки в агропромышленном комплексе». Материалы 55-ой междунар. науч.-практ. конф. Кострома: КГСХА, 2004, с. 148-149.

37. Пономарев В.А., Гудкова А.Ю., Малиновская Е.Е. Микрофлора кишечника шмелей Bombus terrestris в естественной популяции в различных регионах Европы // «Проблемы и перспективы развития сельскохозяйственной науки и АПК в современных условиях». Иваново: ИГСХА, 2004, том 2, с.28-29.

38. Пономарев В.А., Пономарев А.П. Электронно-микроскопическая детекция хламидий, выделенных от шмелей Bombus terrestris (L.) // «Проблемы и перспективы развития сельскохозяйственной науки и АПК в современных условиях». Иваново: ИГСХА, 2004, том 2, с. 30-32.

39. Пономарев В.А., Пономарев А.П. Результаты ультрамикроскопических исследований органов шмелей Bombus terrestris (L.) // «Проблемы и перспективы развития сельскохозяйственной науки и АПК в современных условиях». Иваново: ИГСХА, 2004, том 2, с. 33-35.

40. Пономарев А.П., Андреева О.Г., Зоткин Г.В., Сисягин П.Н., Пономарев В.А., Ащеулов В.И Морфологические критерии при индентификации клеток хламидий методом электронной микроскопии // Сельскохозяйственная биология. М., 2004, №4, с.94-98.

41. Пономарев В.А., Ащеулов В.И. Антропогенное влияние на шмелей // "Пчеловодство", 2004, №4, с. 56-57.

42. Пономарев В.А. Экология шмелей рода Bombus (Latr.) и использование шмелей для опыления сельскохозяйственных культур закрытого грунта //Под редакцией заслуженного деятеля наук РФ, члена-корреспондента РАСХН, доктора ветеринарных наук, профессора Ю.Ф.Петрова. Иваново, 2004, 143 с.

43. Пономарев В.А., Пономарев А.П., Ащеулов В.И. Морфологическая идентицикация микроорганизмов, выделенных от шмелей Bombus //XX Российская конференция по электронной микроскопии. Черноголовка, 2004,

с.269.

44. Пономарев В.А., Пономарев А.П., Борзиоиов В.Д., Гетманский О.И. Электронно-микроскопическая оценка действия лечебно-профилактического препарата для шмелей Bombus //XX Российская конференция по электронной микроскопии. Черноголовка, 2004, с.270.

45. Пономарев В.А., Пономарев А.П., Гудкова А.Ю., Ащеулов В.И. Инфекционные болезни шмелей //Под редакцией заслуженного деятеля наук РФ, члена-корреспондента РАСХН, доктора ветеринарных наук, профессора Ю.Ф.Петрова. Иваново, 2004, 87 с.

46. Пономарев В.А., Гудкова А.Ю., Ащеулов В.И., Курючкин В.А. Особенности летной и фуражировочной активности шмелей Bombus terrestris (L.) в теплицах //Чебоксары, 2004, с.

47. Гудкова А.Ю., Пономарев В.А., Емарова Е.Е., Ащеулов В.И. Ассоциативные заболевания шмелей, вызванные паразитированием Nosema bombi, бактерий и грибов //Чебоксары, 2004, с. .

Подписано в печать 1.10.2004 г. Формат бумаги 60x84 1/16.

Печ. л. 4,44 Усл. печ.л. 4,13 Тираж 100 экз. Заказ № 233

Отпечатано на ризографе

Полиграфический отдел ФГОУ ВПО Ивановской ГСХА 153012 г. Иваново, ул. Советская,45

#19470

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Пономарев, Всеволод Алексеевич

ВВЕДЕНИЕ.

1.ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. ЭКОЛОГИЯ ШМЕЛЕЙ РОДА BOMBUS (LATR.)

1.1.1. Систематика и классификация шмелей рода Bombus (Latr.).

1.1.2. Ареал и интродукция шмелей.

1.1.3. Морфология шмелей рода Bombus (Latr.).

1.1.4. Биология шмелей Bombus terrestis (L., 1758).

1.1.5. Репродуктивное доминирование в семьях шмелей

Bombus terrestis (L., 1758).

1.1.6. Использование шмелей рода Bombus (Latr.) для опыления сельскохозяйственных растений.

1.2. ВИРОЗЫ НАСЕКОМЫХ.

1.3. МИКОПЛАЗМОЗЫ НАСЕКОМЫХ.

1.4. БАКТЕРИОЗЫ НАСЕКОМЫХ.

1.5. ХЛАМИДИОЗЫ НАСЕКОМЫХ.

1.6. МИКОЗЫ НАСЕКОМЫХ.

2. СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ.

2.2. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

2.2.1. ЭКОЛОГИЯ ШМЕЛЕЙ РОДА BOMBUS (LATR.) И ИСПОЛЬЗОВАНИЕ ШМЕЛЕЙ ДЛЯ ОПЫЛЕНИЯ СЕЛЬСКОХОЗЯЙСТВЕННЫХ КУЛЬТУР ЗАКРЫТОГО ГРУНТА

2.2.1.1. К истории взаимоотношений шмелей с человеком.

2.2.1.2. Современное состояние шмелеводства.

2.2.1.3. Антропогенное влияние на фауну шмелей.

2.2.1.4. Гнездование шмелей.

2.2.1.5. Полиморфизм популяций шмелей Bombus terrestis (L., 1758).

2.2.1.6. Морфофизиологические показатели гемоцитов шмелей Bombus terrestis (L., 1758).

2.2.1.7. Микрофлора кишечника шмелей Bombus terrestis (L., 1758).

2.2.1.8. Особенности строения и ассиметрия яичников шмелей.

2.2.1.9. Овогенез, вителлогенез и формирование яиц.

2.2.1.10. Оплодотворение и индивидуальное развитие.

2.2.1.11. Гормональная стимуляция.

2.2.1.12. Технология круглогодичного массового лабораторного разведения шмелей.

2.2.1.13. Конкрементообразование у шмелей Bombus terrestis в условиях круглогодичного лабораторного разведения.

2.2.1.14. Летная и фуражировочная активность шмелей в теплицах.

2.2.1.15. Экология опыления и биоценотические связи шмелей.

2.2.2. ПРОФИЛАКТИКА ИНФЕКЦИОННЫХ БОЛЕЗНЕЙ ШМЕЛЕЙ ПРИ ИХ ЛАБОРАТОРНОМ РАЗВЕДЕНИИ

2.2.2.1. БОЛЕЗНИ ШМЕЛЕЙ, ВЫЗЫВАЕМЫЕ ВИРУСАМИ

2.2.2.1.1. Классификация вирусов насекомых.

2.2.2.1.2. Факторы, влияющие на вирусную инфекцию насекомых.

2.2.2.1.3. Существующие доказательства безопасности вирусов насекомых для теплокровных животных.

2.2.2.1.4. Пути передачи вирусных инфекций насекомых.

2.2.2.1.5. ОСТРЫЙ ПАРАЛИЧ ШМЕЛЕЙ.

2.2.2.1.6. БОЛЕЗНЬ ШМЕЛЕЙ, ВЫЗЫВАЕМАЯ

КАШМИР-ВИРУСОМ.

2.2.2.1.7. БОЛЕЗНЬ ШМЕЛЕЙ, ВЫЗЫВАЕМАЯ ЭНТОМОПОКС-ВИРУСОМ.

2.2.2.1.8. ДРУГИЕ ВИРУСЫ, ВЫДЕЛЕННЫЕ ИЗ ОРГАНОВ

ШМЕЛЕЙ BOMBUS TERRESTIS (L., 1758)

2.2.2.1.9. ПРОФИЛАКТИКА ВИРУСНЫХ БОЛЕЗНЕЙ ШМЕЛЕЙ.

2.2.2.2. БОЛЕЗНИ ШМЕЛЕЙ, ВЫЗЫВАЕМЫЕ

МИКОПЛАЗМАМИ

2.2.2.3. БОЛЕЗНИ ШМЕЛЕЙ, ВЫЗЫВАЕМЫЕ БАКТЕРИЯМИ

2.2.2.3.1. ЛАТЕРОСПОРОЗ ШМЕЛЕЙ.

2.2.2.3.2. ГАФНИОЗ ШМЕЛЕЙ.

2.2.2.3.3. КОЛИБАКТЕРИОЗ ШМЕЛЕЙ.

2.2.2.4. БОЛЕЗНИ ШМЛЕЙ, ВЫЗЫВАЕМЫЕ ХЛАМИДИЯМИ.

2.2.2.5. БОЛЕЗНИ ШМЕЛЕЙ, ВЫЗЫВАЕМЫЕ ГРИБАМИ.

2.2.2.5.1. АСКОСФЕРОЗ ШМЕЛЕЙ.

2.2.2.5.2. АСПЕРГИЛЛЕЗ ШМЕЛЕЙ.

2.2.2.5.3. ПРОЧИЕ МИКОЗЫ МАТОК ШМЕЛЕЙ.

2.2.2.5.4. БОЛЕЗНИ, ВЫЗЫВАЕМЫЕ ДРОЖЖАМИ.

2.2.2.6. АССОЦИАТИВНЫЕ ЗАБОЛЕВАНИЯ ШМЕЛЕЙ, ВЫЗЫВАЕМЫЕ ПАРАЗИТИРОВАНИЕМ NOSEMA BOMBI, БАКТЕРИЯМИ И ГРИБАМИ.

2.2.3. МЕТОДЫ СТЕРИАЛИЗАЦИИ ПЫЛЬЦЫ РАСТЕНИЙ.

2.2.4.ЭЛЕКТРОННО-МИКРОСКОПИЧЕСКАЯ ОЦЕНКА ДЕЙСТВИЯ ЛЕЧЕБНО - ПРОФИЛАКТИЧЕСКОГО

ПРЕПАРАТА «АПИСТИМ» ДЛЯ ШМЕЛЕЙ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Экология шмелей рода Bombus(Latr.) и профилактика инфекционных болезней при их лабораторном разведении"

Актуальность проблемы. Шмели - опылители многих видов растений, являются необходимым и крайне важным компонентом естественной среды. Попытки их "доместикации" для использования в качестве опылителей сельскохозяйственных культур неоднократно предпринимались с начала XIX века. Промышленное разведения шмелей стало возможным после исследования действия углекислого газа на овогенез маток шмелей (Л.И.Боднарчук, 1982; P.-F. Roseler, J. Roseler, 1984), позволившее круглогодично культивировать этих насекомых (В.Г.Радченко, 1989; В.Г.Радченко, Ю.А.Песенко, 1994). На этой основе с 1987 г. (M.Perrigault, 1998) была создана промышленная технология разведения шмелей. Из 300 известных видов шмелей преимущественным объектом разведения стал большой земляной шмель Bombus terrestris (L., 1758). С 1994 г. семьи этого шмеля стали поставляться в тепличные хозяйства России. Отечественное производство этих насекомых начато в 1995 г. в лаборатории шмелеводства Агробиоцентра совхоза "Тепличный" Ивановской области под руководством доктора биологических наук В.И.Ащеулова, а также в ряде других тепличных хозяйств России. За прошедшие годы была создана оригинальная отечественная технология разведения и использования шмелей в условиях теплиц.

При круглогодичном лабораторном разведении шмелей Bombus terrestris у них часто возникают инфекционные болезни, которые нередко приводят к гибели насекомых и снижают экономические показатели тепличных хозяйств. В связи с этим актуален вопрос выяснения этиологических факторов заразных болезней шмелей, разработки методов диагностики их и мер борьбы с ними в лабораториях по круглогодичному разведению этих полезных насекомых.

Цели и задачи исследований. Целью нашей работы являлась изучение различных сторон экологии шмелей рода ВотЬш (¿Шг.) и разработка методов диагностики и профилактики инфекционных заболеваний шмелей, вызываемых вирусами, микоплазмами, грибами, бактериями в условиях круглогодичного лабораторного разведения этих полезных насекомых. Для достижения поставленной цели нам необходимо было решить следующие задачи:

- изучить особенности экологии, этологии, морфологии, физиологии шмелей рода ВотЬш (Ьа&.); усовершенствовать технологический процесс круглогодичного лабораторного разведения шмелей ВотЬш (Ь.);

- изучить особенности различных биоагентов (вирусы, микоплазмы, грибы, бактерии), способных вызывать инфекционные заболевания шмелей в условиях лабораторного разведения;

- изучить особенности эпизоотологии инфекционных заболеваний шмелей ВотЬш /еггау^ги (Ь.) в условиях лабораторного разведения. Разработать методы лечения и профилактики инфекционных заболеваний шмелей при круглогодичном массовом лабораторном разведении.

Научная новизна. На основе впервые разработанной отечественной технологии круглогодичного массового разведения семей шмелей в лабораторных условиях были проведены оригинальные исследования различных вопросов экологии шмелей рода ВотЬш (ЬаК.). Проведенные исследования позволили усовершенствовать технологию разведения шмелей и обеспечить потребителей качественными опылителями. Впервые изучены особенности биоразнообразия и генетического родства шмелей ВотЬш /еггау/т (Ь.) на территории РФ и поступающих из Голландии, Израиля, в лабораторных условиях проведены наблюдения за линиями шмелей разного происхождения. Впервые проведено изучение морфофизиологических показателей гемоцитов шмелей В. (Ь.) лабораторных линий. Впервые сделан анализ микрофлоры кишечника шмелей В. ¿е/те^га (Ь.) из разных частей ареала этого вида. Были проведены исследования особенностей строения, ассиметрии яичников лабораторных шмелей, фактической и потенциальной плодовитости семей шмелей. Впервые предложен альтернативный способ преодаления диапаузы у шмелей в лабораторных условиях, разработан и усовершенствован способ длительного хранения маток шмелей В. 1еггеБЫ8 (Ь.) при низкой температуре. Впервые проведен сравнительный анализ влияния свежемороженой и сухой цветочной пыльцы на фактическую и потенциальную плодовитости семей шмелей, половозрастную структуру семьи и интенсивность развития семей шмелей в лабораторных условиях. Впервые изучено конкрементообразование у самок шмелей при кормлении сухой пыльцой. Найден способ преодаления конкрементообразования у шмелей. Подробно изучена летная и фуражировочная активности шмелей в теплицах (на томатах) в разные сезоны вегетации растений. Определена динамика суточной активности шмелей в зависимости от температуры, влажности, освещенности и т.д.

Впервые изучена эпизоотология наиболее опасных инфекционных болезней шмелей. Были проведены исследования наиболее распространенных вирусных (острый паралич, Кашмир-вирус, энтомопокс вирус) микоплазмозных, бактерийных (гафниоз, колибактериоз, латероспороз), грибковых (аскосфероз, аспергиллез и другие микозы) болезней шмелей. Проведены исследования органов и тканей лабораторных шмелей В. /егга^га (Ь.) на присутствие ультрамикроскопических биоагентов. Получены фотографии вирусов, микоплазм, бактерий при электронной микроскопии. Впервые разработана и внедрена в производство система профилактики инфекционных болезней в условиях круглогодичного лабораторного разведения шмелей для опыления сельскохозяйственных культур закрытого грунта. Впервые проведены исследования по дезинфекции цветочной пыльцы и в дальнейшем её использовании при разведении шмелей.

Разработан комплексный метод терапии шмелей при инфекционных болезнях, включающий применение химических препаратов и антибиотиков.

Новизна наших исследований и разработок подтверждена и защищена 14 патентами и авторскими свидетельствами на изобретения РФ.

Практическая значимость работы. Разработаны и внедрены в производство методы лечения и профилактики ряда инфекционных заболеваний шмелей ВотЬш /е/гея/га (Ь.). Научные разработки автора вошли в следующие нормативные документы:

1 .«Методические рекомендации по промышленному производству и использованию шмелиных семей» (утверждены Советом научно-производственной ассоциации «Теплицы России» 24.09.1998г.).

2. «Рекомендации по профилактике паразитарных и ассоциированных заболеваний шмелей ВотЬш /еггея/га (Ь.) в условиях их круглогодичного лабораторного разведения для опыления сельскохозяйственных культур закрытого грунта» (рассмотрены и одобрены РАСХН 25 мая 2001 г.).

3. «Рекомендации по профилактике инфекционных болезней ВотЬш геггеь^ь в условиях их круглогодичного лабораторного разведения для опыления сельскохозяйственных культур закрытого грунта» (рассмотрены и одобрены РАСХН 2002г.).

Апробация работы. Основные положения диссертации доложены и одобрены на: межвузовских научных конференциях в ФГОУ ВПО «Ивановская государственная сельскохозяйственная академия» (1997, 2000, 2004), в Ивановском государственном университете (1998, 1999), в ФГОУ ВПО «Костромская государственная сельскохозяйственная академия» (1999, 2002, 2003, 2004), в Ковровской государственной технологической академии (1999), международных коллоквиумах по общественным насекомым (Санкт-Петербург, 1997, 2003; Москва, 1999), на XX Российской конференции по электронной микроскопии (Черноголовка, 2004), международной конференции по ветеринарной санитарии (Чебоксары), международной конференции«Теория и практика борьбы с паразитарными болезнями животных» (Москва, 20002004).

Основные положения, выносимые на защиту:

- особенности экологии, этологии, физиологии, биоценотические связи шмелей рода ВотЬш (ЬШг.);

- технология круглогодичного лабораторного разведения и использование шмелей ВЛеггеБМБ (Ь.) для опыления сельскохозяйственных культур закрытого грунта;

- этиология, эпизоотология, диагностика и профилактика вирусных болезней шмелей при лабораторном их разведении;

- этиология, эпизоотология, патогенез, диагностика и меры борьбы с микоплазмозом шмелей при лабораторном их разведении;

- этиология, эпизоотология, диагностика и меры борьбы с бактерийными болезнями шмелей при лабораторном их разведении;

- этиология, эпизоотология, диагностика и меры борьбы с грибковыми болезнями шмелей при лабораторном их разведении; этиология, эпизоотология, диагностика и меры борьбы с ассоциированными болезнями шмелей при лабораторном их разведении.

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 47 научных работ, в том числе две монографии, в которых изложены основные положения диссертации. По материалам диссертации опубликовано 8 работ в журналах и изданиях, регламентированных ВАК РФ для докторских диссертаций. Результаты работы автора защищены 14 патентами и авторскими свидетельствами на изобретения РФ (в соавторстве).

Объем и структура диссертации. Диссертация изложена на 240 страницах компьютерного текста, состоит из введения, обзора литературы, 4 глав собственных исследований, заключения, выводов, практических предложений. Работа иллюстрирована 10 таблицами, 13 рисунками. Список литературы включает 247 источника, из них 179 отечественных, 68 иностранных.

Заключение Диссертация по теме "Энтомология", Пономарев, Всеволод Алексеевич

ВЫВОДЫ

1. Шмели Bombus terrestris (L., 1758) из разных частей ареала имеют достоверные генетические различия популяций, что может служить ценным источником для внутривидовой селекции в лабораторных условиях.

2. Наибольшое биоразнообразие (2,40-2,50) исследованных популяций шмелей Bombus terrestris наблюдается в Черноморском регионе.

3. У имаго В.terrestris выделено 4 типа гемоцитов: прогемациты, плазмоциты, фагоциты и эноцитоиды. На протяжении жизни имаго преобладает популяция эноцитоидов, содержание прогемоцитов постепенно уменьшается, содержание плазмоцитов и фагоцитов увеличивается к 30-му дню жизни, а затем сокращается.

4. Общая активность клеточного иммунитета шмелей Bombus terrestris в лабораторных условиях максимальна в период с 25-го по 40-й день и минимальна в начале жизни и после 50-го дня.

5. Асимметрия в числе яйцевых трубочек наблюдается как у шмелей лабораторных линий, так и у шмелей в природных популяций разных видов. Асимметрия яйцевых трубочек в правом и левом яичниках отмечена у 6,3% особей: их число изменялось как 3-4, 4-5, 5-5 и 5-6.

6. В кишечнике шмелей Bombus terrestris обитают бактерии из родов Laetobacterium, Bifidobacterium, Bacteroides, Escherichia, 6 видов стафилококков, 9 видов стрептококков, аэробные бактерии Bact. tumefaciens, Bact. agropyri, Bact. antirrhini, Bact. citrimaculans, Bact. dahliae, Bact. gladioli, Bact. lycopersici, Bact. manitopoeum, Bact. medicaginis, Bact. melophtorum, Bact. pollacii, Bact. pruni, Bact. stewarti, Bact. trifoliorum, Bact. vesicatorium, Bact. woodsii, аэробные бациллы Bac. alvei, Bac. subtilis, Bac. loxosus, Bac. maidis, Вас. insidiosum, Bac. mesenthericum, Bac. megathericus, анаэробы из родов Clostridium, аэробы Proteus, грибы из родов Aspergillus, Mucor, Pénicillium.

7. Разработана и усовершенствована отечественная технология круглогодичного лабораторного разведения шмелей Bombus terrestris (L., 1758) для опыления сельскохозяйственных культур закрытого грунта.

8. Летная и фуражировочная активность шмелей в теплицах зависит от абиотических факторов, времени суток, а также от состояния опыляемых растений. Наибольшая активность шмелей наблюдается в утренние и вечерние часы, когда температура воздуха относительно низкая.

9. В условиях круглогодичного лабораторного разведения при кормлении шмелей сухой пыльцой в кишечнике образуются конкременты, которые отрицательно сказываются на обмене веществ, репродуктивной и летной активности. При закупорке кишечника конкрементами насекомые погибают. При кормлении шмелей свежемороженой пыльцой обмен веществ нормализуется и конкрементообразование не происходит, что приводит к увеличению потенциальной и фактической плодовитости шмелиной семьи, повышению летной активности в теплицах.

10. Шмели в естественных популяциях и при лабораторном разведении имеют общие с пчелами вирусные болезни: острый паралич, Кашмир-вироз, энтомопокс вироз. Основным органом, содержащим вирусные частицы, является кишечник. Профилактика вирозов шмелей складывается из недопущения заноса патогенов в лабораторное производство.

11. Существенную роль в развитии патологий у шмелей в лабораторных условиях играют микоплазмы. Основным органом, содержащим микоплазмы, является кишечник шмелей.

12. Основными бактерийными болезнями шмелей в лабораторных условиях являются латероспороз, гафниоз, колибактериоз. Лечение и профилактика шмелей при этих болезняхоснованы на комплексе мероприятий с использованием углеводного сиропа с высокоактивными антибиотиками.

13. В кишечнике и яичниках шмелей могут паразитировать хламидии, которые играют определенную роль в патологии шмелей в лабораторных условиях.

14. В условиях круглогодичного лабораторного разведения шмелей Bombus terrestris проблемными микозами являются аскосфероз, аспергиллез и болезни, вызываемые дрожжами. Профилактика микозов шмелей складывается из недопущения заноса патогенов в лабораторное производство.

15. При инвазии Nosema bombi в кишечнике шмелей Bombus terrestris интенсивно развивается условнопатогенная микрофлора, формируется микропаразитоценоз, сочленами которого являются ноземы, стафилококки, стрептококки, кишечные палочки и грибы, в результате чего развивается ассоциативное заболевание.

16. Для лечения шмелей при ассоциативной болезни нозематозно-бактерийной этиологии при круглогодичном лабораторном разведении предложен комплексный метод, включающий скармливание насекомым углеводного корма с добавлением высокоэффективного антибиотика и нозедина (ноземат).

17. Цветочная пыльца, обработанная гамма-лучами 60Со в дозе 1,4 Мрад не имеет возбудителей бактериозов и микозов шмелей. Обработанная гамма-лучами цветочная пыльца при хранении (15-20 дней) становится не пригодной в качестве корма для шмелей.

Разработанная нами технология выращивание шмелей ВЛеггеБЫБ (Ь) позволяет получать необходимое количество семей шмелей высокого качества для опыления сельскохозяйственных культур закрытого грунта.

Научные и практические разработки автора вошли в следующие нормативные документы:

1. «Методические рекомендации по промышленному производству и использованию шмелиных семей» (утверждены Советом научно-производственной ассоциации «Теплицы России» 24.09.1998г.).

2. «Рекомендации по профилактике паразитарных и ассоциированных заболеваний шмелей ВотЪш (Ь.) в условиях их круглогодичного лабораторного разведения для опыления сельскохозяйственных культур закрытого грунта» (рассмотрены и одобрены РАСХН 25 мая 2001 г.).

3. «Рекомендации по профилактике инфекционных болезней ВотЪш (еггеяМя в условиях их круглогодичного лабораторного разведения для опыления сельскохозяйственных культур закрытого грунта» (рассмотрены и одобрены РАСХН 2002г.).

Научные разработки автора, защищенные патентами на изобретения и авторскими свидетельствами РФ

1. Ащеулов В.И.,Рупасов К.И., Качкин М.В., Пономарев В.А., Мочалов А.Т. «Способ разведения шмелей». Патент № 2099940, 27.12.1997 г.

2. Ащеулов В.И., Рупасов К.И, КачкинМ.В., Пономарев В.А. «Способ разведения маток шмелей». Патент № 2099941, 27.12.1997 г.

3. Ащеулов В.И., Рупасов К.И., Пономарев В.А., Мочалов А.Т., Качкин М.В., Батуев Ю.М., Гробов О.Ф., Парфенова JI.H. «Способ определения спаренности шмелиных маток вида Bombus terrestris». Патент № 2133566, 27.07.1999 г.

4. Курючкин В.А., Ащеулов В.И., Пономарев В.А., КачкинМ.В. «Способ хранения шмелиных маток». Патент № 2138159, 27.09.1999 г.

5. Ащеулов В.И., Рупасов К.И., Пономарев В.А., Качкин М.В., Гробов О.Ф., Батуев Ю.М., Гузева JI.H., Сотников А.Н. «Способ ранней диагностики и борьбы с локустакарозом шмелей». Патент № 2140148, 27.10.1999 г.

6. Ащеулов В.И., Рупасов К.И., Качкин М.В., Пономарев В.А. «Корм для шмелей». Патент №2140149, 27.12.1999 г.

7. Ащеулов В.И, Рупасов К.И., Качкин М.В., Пономарев В.А., Мочалов А.Т. «Улей для шмелей». Свидетельство на полезную модель №7798, 16.10.1998 г.

8. Ащеулов В.И., Рупасов К.И., Кочурин H.A., Качкин М.В., Пономарев В.А. «Устройство для хранения шмелей при низких температурах». Свидетельство на полезную модель № 10248, 16.06.1999 г.

9. Ащеулов В.И., Рупасов К.И., Мочалов А.Т., Пономарев В.А., Качкин М.В. «Устройство для начального содержания и размножения шмелей». Свидетельство на полезную модель № 10049, 16.06.1999г.

10. Ащеулов В.И., Рупасов К.И., Качкин М.В., Пономарев В.А. «Устройство для транспортировки маток шмелей». Свидетельство на полезную модель № 11665,16.11.1999 г.

11. Ащеулов В.И., Рупасов К.И., Качкин М.В., Пономарев В.А. «Климатическая камера для размножения и последующего развития шмелиных семей». Свидетельство на полезную модель № 11005, 16.09.1999 г.

12. Парфенова Л.Н., Ащеулов В.И., Рупасов К.И., Качкин М.В., Пономарев В.А. «Способ выведения высокопродуктивных шмелей ВотЬиз геггеБ^з». Патент № 2149540,27.05.2000 г.

13. Сотников А.Н., Ащеулов В.И., Качкин М.В., ПономаревВ.А., Кузнецова Н.В., Парфенова Л.Н. «Способ преодоления диапаузы у шмелиных маток ВотЬиз геггевМв.». Патент № 2166848, 20.05.2001 г.

14. Ащеулов В.И., Качкин М.В., Парфенова Л.Н, ПономаревВ.А., Кузнецова Н.В. «Способ стимулирования яйцекладки шмелиных маток при их разведении в лабораторных условиях». Патент № 2167519, 27.05.2001 г.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Одним из условий повышения рентабельности сельскохозяйственного производства и получения «экологически чистой» продукции, особенно при выращивании сельскохозяйственных культур в закрытом грунте, является использование насекомых опылителей - шмелей и медоносных пчел. Использование шмелей Bombus terrestris полученных по отечественной технологии разведения в условиях лаборатории для дальнейшего опыления томатов, перца, баклажанов и других культур в теплицах позволяет повысить урожайность растений на 20-30%. Кроме того, часть шмелей из теплиц попадают в природу, поддерживая естественную популяцию насекомых в условиях сильного антропогенного пресса.

Главных условий успешного содержания и разведения шмелей является необходимость четкого и постоянного соблюдения ветеринарных и санитарных мероприятий в лаборатории. Одним из важных моментов предупреждения появления болезней шмелей при их разведении состоит в своевременном выделении неблагополучия семьи шмелей на основе: наблюдения за их поведением в гнездах; систематическое вскрытие и исследование погибших особей. Во избежание заноса возбудителей в разводимую культуру шмелей из вне особое внимание должно быть обращено на маток шмелей, отловленных в природе. Исследуют кал маток на наличие спор ноземы, критидий, грегорин. Иногда в отдельных семьях шмелей отмечают дрожание и неправильное расположение крыльев, беспокойство, опонашивание и гибель маток и рабочих шмелей, вызванное проникновением в гемолимфу насекомых некоторых бактерий из кишечника (бактериоз). С целью предупреждения отхода шмелей им дают в течение 5-7 дней корм со стрептомицином сульфатом. Микоз маток наблюдают при их хранении в холодильнике. Появление плесени на теле 10% погибших маток отмечают обычно при хранении более 4-х месяцев. Пораженные грибами особи при выявлении уничтожаются. В отдельных выбракованныхся семьях устанавливают микоз личинок, принимают меры по предупреждению распространения спор гриба.

Большинство возбудителей болезней насекомых специфичны для определенных тканей тела или же вначале заражается какая-либо одна ткань, а затем инфекция распространяется на другие органы. Воспризводимость разных тканей насекомого к данному виду возбудителя предопределяет развитие инфекции, может быть общей или локализованной вкаком-либо одном участке тела хозяина. Необходимо указать, что болезнь у насекомых вообще от момента проникновения инфекции в тело, развиваясь более или менее интенсивно, заканчивается гибелью хозяина, тогда как у млекопитающих часто возникают защитныереакции, и в конечном итоге больной организм может освободиться от инфекции. Поскольку заражение насекомых обнаруживают только по объективным причинам (цвет, форма тела, движения), в ряде случаев первым видимым признаком болезни является уже гибель хозяина или образованием в его теле полиэдров при вирусных заболеваниях, образованием разных стадий грибов на покровах тела и т.д.

Развитие большинства микроорганизмов, которые вызывают заболевания насекомых, зависит от метаболизма хозяина, от обмена веществ в его тканях. У насекомых, не находящихся в диапаузе и поглощающих пищу, разложение тканей тела, приводящее к смерти, всегда начинается с кишечника. Если в кишечнике отсуствует пища и нет микробов, насекомое может оставаться длительное время мумифицированным, не разлагаясь, и . в последующем патологические изменения в кишечнике могут происходить уже после изменений в других тканях. Во всех других случаях бактерии, находящиеся в кишечнике насекомых, разлагают внутренние органы, как только отомрет кишечник. Пищеварительные ферменты, выделенные слюнными железами, разрушают стенки собственного кишечника, как только прекращаются его перистальтика и другие функции.

Кишечник насекомых, их средняя кишка, является главной областью, где происходит переход микроорганизмов в другие органы тела. В нормальном состоянии эпителиальные клетки регенирируют, обновляя стенки кишечника; в начале средней кишки создается перитрофическая мембрана, образующая сквозной канал, по которому проходит пища. Перистальтические движения кишечника перемещают пищу по этому каналу к заднему егоконцу, и в это время частицы пищи соприкасаются с эпителием кишечника. Мембрана кишечника фильтрует и всасывает продукты, образовавшиеся в результате пищеварения, препятствует возникновению скоплений бактерий на стенках кишечника и избыточного накопления метаболитов. Заражение кишечного эпителия, затрудняя регенерацию эпителия и образование перитрофической мембраны, тем самым затрудняет резорбцию питательных веществ и секрецию (выделение) пишеварительного сока. Инфекционный материал (простейшие, вирусы, риккетсии и др.) из зараженных клеток при его удалении проходит между стенкой кишечника и мембраной. Некоторые возбудители разрушают мусукульные ткани кишечника, тогда как его эпителий остается неповрежденным.

В таких случаях прекращается перистальтика кишечника. Метаболиты бактерий (и продукты нормальной деятельности кишечника) накапливаются в определенной части кишечника и оказывают токсическое действие на его эпителий. Эпителий разрушается, от него отделяются отдельные клетки и врезультате образуются отверствия, открывающие доступ бактериям в полость тела насекомого. Бактерии проникают в гемолимфу и в клетки эпителия, вызывая сепсис и гибель особи.

Поражение жирового тела отличается обычно длительным течением болезни и проявляется лишь перед окукливанием, в процессе окукливания или при формировании яичников у взрослых особей. Инфекционные бактерии не находят в жировом теле пригодныхусловий для развития. При заражении простейшими в жировом теле насекомых происходят два процесса. Первый заключается в рассасывании уже образовавшихся белковых веществ, но главным образом жировых запасов. Такое проявление болезни типично при заражении насекомых схизогрегаринами или микроспоридиями, но оно бывает также и при заражении вирусами и риккетсиями.

Мускульные ткани, нервная система и соединительные ткани насекомых повреждаются возбудителями болезней аналогично тому, как описано для кишечника и жирового тела. Происходит разрушение отдельных клеток и постепенная дегенерация целых участков тканей под влиянием паразита. Инфекция влияет на функции тканей, а тем самым и на организм в целом, но смерть хозяина наступает уже после распада кишечника.

Заражение мальпигиевых сосудов вызывают главным образом простейшие или нематоды. Происходит нарушение секреторной деятельности этих сосудов из-за уничтожения эпителия дистальной их части.

Заражение яичников происходит в большинстве в итоге общей инфекции, когда уже заражены остальные органы насекомого. Особые изменения в организме в этих случаяхмогут происходить лишь в период максимального развития болезни. Заражению (например, простейшими) подвержены только питательные клетки, которые при этом дегенерируют, Вместе с ними дегенерируют и клетки яичника, хотя в них и не происходит массового скопления возбудителя.

Гемолимфа насекомых совмещает в себе черты и функции крови и лимфы позвоночных. Она заполняет полость тела насекомых и омывает их органы. Гемолимфа крайне лабильна и чувствительна к внешним и внутренним воздействиям. Клеточные элементы гемолимфы насекомых представлены свободными клетками - гемоцитами. Гемолимфа представляет одну из чувствительных тканей, поражаемых вирусной инфекцией при полиэдрозах и гранулезах насекомых, и естественно, что клетки гемолимфы претерпевают существенные изменения под влиянием вирусной инфекции.

Клетки гемолимфы заражаются теми же возбудителями, что и остальные ткани тела насекомых. В ряде случае гемоциты не способны уничтожить клетки паразита, которые, размножаясь в гемоците хозяина, образуют в его цитоплазме ложные цисты (псевдоцисты) спор (микроспоридий). Вирусные заболевания в определенной фазе развития разлагают гемоциты так же, как и клетки жирового тела; в ядре лимфоцита образуется строма и полиэдрами, которая, постепенно распадаясь, выделяет полиэдры в гемолимфу.

В настоящее время все больше появляется желающих разводить шмелей в лабораторных условиях с целью опыления энтомофильных растений. Но при этом нужно учитывать, что без ветеринарных и санитарных мер могут возникнуть серьезные трудности.

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Пономарев, Всеволод Алексеевич, Иваново

1. Авакяи A.A., Попов В.Л. Риккетсии и хламидии: сравнительная электронно-микроскопическая характеристика //Acta Virologica, 1984, 28, 2, рр.159-173.

2. Авакян A.A., Попов В.Л., Чебанов СМ. Сравнительная характеристика ультраструктуры мелких плотных форм хламидий и Coxiella burnetii // Acta Virologica, 1983, 27, 2, pp.168-171.

3. Аветисян Г.А. Пчеловодство. М: Колос, 1982. 319 с.

4. Агаке П., Марин М. Изучение бактериальной флоры и микофитов, содержащихся в средней кишке здоровых и больных нозематозом пчел // Биология. 1965,24, с. 119.

5. Аганин A.B. Документирование результатов ветсанэкспертизы //Ветеринария. 2001, №9, с.46-48.

6. Алтухов Ю.П., Рынков Ю.Г. Генетический мономорфизм видов и его возможное биологическое значение // Жур. общ. биологии. 1972, т.ЗЗ. №3, с.281-300.

7. Ананьева С. И. Видовой состав шмелей Рязанской области // Экология и охрана пчелиных. Рыбное, 1996, с. 5.

8. Андреев И.И. Об опылении растений шмелями. М., 1950, с. 41-45.

9. Арнольд Н. Каталог насекомых Могилевской губернии. Санкт-Петербург, 1902.

10. Атлас грибов, патогенных для сельскохозяйственных животных и птиц // Под ред. А.Х Саркисова. М.: Гос. из-во сельхозяйственной литературы. 1953, 160 с.11 .Ащеулов В.И. Шмели опылители сельскохозяйственных растений в теплицах. Иваново, 2001, 233 с.

11. Ащеулов В.И., Пономарев В.А. Способ преодоления диапаузы при помощи воды у маток шмелей Bombus terrestris при лабораторном разведении // Life Cycles in Social Insects: Behavioural, Ecological and

12. Evolutionary Approach. St.Petersburg, 2003. p.60.

13. Бабъева И.П., Голубев В.И. Методы выделения и идентификации дрожжей. М.: Пищевая промышленность. 1979, 120 с.

14. А.Балашова В. В. Микоплазмы и железобактерии. М.: Наука, 1974, 64 с.

15. Ь.Батуев Ю.М. Вирусные заболевания медоносных пчел на фоне варрооза и методы их диагностики //Автореф. дис. .канд. биол. наук. М.,1984, с.24.1 в.Батуев ЮМ. Новое о вирусе паралича //Пчеловодство. 1979, № 7, с.10-11.

16. П.БейкоВ.Б., Березин М. В. Пчелиные (APOIDEA) как индикаторы антропогенных воздействий в городских экосистемах // Экологическое нормирование: проблемы и методы. М., 1992. С. 16-17.

17. Белевитин Р.Ю. Редкие виды шмелей Тамбовской области //Экология и охрана пчелиных. Рыбное, 1996. С. 9-10.

18. Березин М.В. Шмелеводство в России новые проблемы и перспективы //Экология и охрана пчелиных. Рыбное, 1996, с. 11.

19. Богатырев Н.Р. Влияние антропогенной нагрузки на численность и видовой состав шмелей в парках Новосибирска // Антропогенные воздействия на сообщества насекомых. Новосибирск, 1985, с.128-134.

20. БогатыревН.Р. Прикладная экология шмелей. Новосибирск,2001.160 с.21 .Богоявленский С.Г. Пчелы и гизоция // Охрана природы ЦентральноЧерноземной полосы. Воронеж, 1960, вып.З, с.325-339.

21. Боднарчук Л.И. Распределение углеводородной пищи в гнезде полевого шмеля. // Пчеловодство. Киев, 1986, с. 22-24.

22. Боднарчук Л.И. Привлечение и разведение одиночных пчел и шмелей // Насекомые опылители сельскохозяйственных культур. Новосибирск. 1982, с.56-58.30 .Бондаренко Н.В., Поспелов С.М., Персов М.П. Общая и сельскохозяйственная энтомология. Л., 1991. 432 с.

23. Ъ\.Бондарчук Л.И. Привлечение и разведение одиночных пчел и шмелей.// Насекомые опылители сельскохозяйственных культур. Новосибирск, 1982, с. 56-58.

24. Борхсениус С.Н., Чернова O.A. Микоплазмы: молекулярная и клеточная биология, патогенность, диагностика//Л.: Наука. 1989,156 с.

25. Борхсениус С.Н., Чернова O.A., Чернов В.М. Взаимодействия микоплазм с имунной системой животных и человека // Цитология. 2001, т.43, №3, с.219-243.

26. ЪА.Борхсениус С.Н., Чернова O.A., Чернов В.М., Вонский М.С. Микоплазмы: молекулярная и клеточная биология, взаимодействие с иммунной системой млекопитающих, патогенность, диагностика //СПб: Наука. 2002,319 с.

27. Борхсениус С.Н., Шаги-Мухаметова Ф.Ф., Чернова O.A. Современные методы диагностики микоплазменных контаминаций в клеточных культурах //Биотехнология. 1987, Т. 3, № 6, с.775-783.3 б.Брайн М.В. Общественные насекомые: Экология и поведение. М.,1986.400 с.

28. Булгакова JI., Крахотин Н. Азбука пчеловода. Ташкент, 1992. 272 с.

29. Василиади Г.К. Развитие пчелиных маток и факторы, влияющие на их качество. М., 1991. 79 с.

30. Ъ9.Вейзер Я. Микро-биологические методы борьбы с вредными насекомыми (Болезни насекомых) //М.: Колос. 1966, 640 с.

31. Вовейков Г.С. Разведение шмелей в целях опыления красного клевера. М.- Л., 1954. 75 с.41 .Газарян К.Г., Белоусов JT.B. Биология индивидуального развития животных. М, 1983. 287 с.

32. ГайерГ. Электронная гистохимия. М.: Мир. 1974, 407 с.

33. АЪ.Гирин М.В., Борисов A.B., Сорокина М.И., Ирза В.Н. Измерение роста Mycoplasma gallisepticum //Достижения молодых ученых — в вет. практику. Владимир. 2000, с. 42-45.

34. Голубева Г. В., Никишина Е. Ф. Редкие насекомые Ярославской области //Всесоюзн. совещ. по проблеме кадастра и учета животного мира. Уфа, 1989, с. 15.

35. Al .Гребенников B.C. Шмели опылители клевера. М., 1984. 120 с.

36. Гринфельд Э.К. Насекомые опылители красного клевера. М.-Л., 1954.64с.

37. Гробов О.Ф. Ащеулов В.И., Качкин М.В., Пономарев В.А. Возможности шмелиного гнезда // Актуальные проблемы науки в Агропромышленном комплексе. Кострома, 1999, т. 1, с.59-61.

38. Гробов О.Ф., 1965 (цит. по О.Ф. Гробову) Роль микрофлоры в патогенезе нозематоза пчел //Ветеринария. 1971, №8, с.57-58.51 .Гробов О.Ф., 1971,1975 (цит. по О.Ф.Гробову, Лихотину А.К.) Болезни и вредители пчел // М.: Агропромиздат. 1989, 239 с.

39. Гробов О.Ф., Гузева Л.И., Чернов КС. Болезни и вредители пчел-листорезов и шмелей. Рукопись. 1982, 181с.

40. Гробов О.Ф., Гузева Л.Н., Родионова З.Э., Коновалова Т.В., Батуев Ю.М. Опасные болезни и вредители пчел //М.:Нива России. 1992,160 с.

41. Гробов О.Ф., Гузева Л.Н., Сотников А.Н. Наиболее распространенные микозы маток шмелей // Ветеринария. 2000, №7, с. 26-29.

42. Гробов О.Ф., Лихотин А.К. Болезни и вредители пчел //М.: Агропромиздат. 1989, 239 с.

43. Гробов О.Ф., Смирнов А.М., Попов Е.Т. Болезни и вредители пчел // Справочник ВО Агропромиздат. М. 1987, 335 с.

44. Гробов О.Ф., Сотников А.Н. Причины неудач при разведении шмелей // Ветеринарная газета. 1998, № 15 (146), с.5.

45. Губин А.Ф. Медоносные пчелы и опыление красного клевера. М., 1947. 280 с.

46. Губин А.Ф., Халифман H.A. Цветы и пчелы. Пчелы и их значение в повышении урожаев сельскохозяйственных культур. М., 1958. 104 с.

47. Гузева Л.Н., Пономарев В.А. Стерилизация пыльцы //Пчеловодство. 2001, № 5, с. 10-11.

48. Дабратворсю М. Матэрыялы для познания фауны шмялёу Беларусь Матэрыялы для вывучэння фауны i флоры Беларусь 1928, т.2, с. 19-23.

49. Данков А. И. Шмели и другие опылители клевера в связи с культурой его в Тульской губернии. Петроград, 1917. 254 с.

50. Ю.Евлахов A.A. Энтомопатогенные грибы //JL: Наука. 1974, 260 с.71 .Есъков Е.К. Терморежим шмелиного гнезда и механизм его регулирования.// Насекомые опылители сельскохозяйственных культур. Новосибирск, 1982. С. 43-45.

51. Ефремова З.А. Шмели (Bombus, Apidae) антропогенных ландшафтов Среднего и Нижнего Поволжья // Бюл. Мое. общ. испыт. природы. М., 1986, т. 91, вып. 3, с. 71-73.

52. Ефремова З.А. Шмели Поволжья // Учебное пособие к спецкурсу. Ульяновск, 1991. 92 с.

53. Исаев В.А., Мунтян Е.О. Анализ структурных изменений фауны шмелей (Bombus, Apidae) Ивановской области за последние 70 лет // Экологические проблемы Окско-Волжского региона. Ковров, 1999, с.35-39.

54. Казанский А.Н. Шмелиное население Иваново-Вознесенской губернии. Его видовой состав, порайонное распределение и хозяйственное значение // Труды губернского научного общества краеведения. Иваново-Вознесенск, 1925, вып. 3, с. 68-92.

55. Козлов A.A.О физическом механизме саморегуляции численности клеток в популяции //Биофизика. 2001, т.46, вып.5, с.879-884.

56. Королев М.Б. Электронная микроскопия как метод идентификации вирусов и диагностики вирусных инфекций // Вопросы вирусологии. 1982, №6, с.11-15.

57. Коромыслов Г. Ф., Месарош Я., Штипкович JI. и др. Микоплазмы в патологии животных // М.: Агропромиздат. 1987, с. 114-157.

58. Ъб.Купер Э. Сравнительная иммунология. М., 1980. 256 с.

59. Купчикова Л. М. Роль шмелей в опылении красного клевера в условиях южной части Коми АССР //Автореф. дис. канд.биол.наук. Л., 1953,13 с.

60. Курочкин А. А. К вопросам о точной оценке работы шмелей как опылителей красного клевера // Изв. по прикладной энтомологии. Л., 1930, т. IV, вып. 2, с. 471-482.

61. Курючкин В.А., Ащеулов В.И., Пономарев В.А. Влияние свежемороженой цветочной пыльцы на развитие семей шмелей при их лабораторном разведении // Актуальные проблемы науки в Агропромышленном комплексе. Кострома, 2003., т. 1, с.91-92.

62. Маянский А.Н., Галлиулин А.Н. Реактивность нейтрофила. Казань, 1984, с.32-39.

63. Мельниченко А.Н. К экологии опылителей раннецветущих растений. Киев, 1931,45 с.

64. Мельниченко А.Н. Шмели-опылители клевера и возможности управления их жизнедеятельностью в хозяйственных целях. // Бюл. Мое. общ. испыт. природы. М., 1948. Т. 56. Вып. 6. С. 13.

65. Мельниченко А. Н. Местоположение клеверно-семеноводных участков в связи с местообитанием шмелей // Материалы к изучению природы. Зап. обл. фауна и экология. Смоленск, 1934, с. 45-48.

66. Месяцев И.И., 1916 (цит. по О.Ф. Гробову и др.) Болезни и вредители пчел-листорезов и шмелей. Рукопись. 1982, 181 с.

67. Миллер Г.Г., Раковская И.В., Неустроева В.В. и др. Контаминанты клеточных культур // Методы культивирования клеток. JT. 1988, с. 104 -126.

68. Мунтян Е.О. Фауна шмелей и основные паразитарные заболеванияв центральном районе нечерноземной зоны Российской Федерации //Дис. . канд. биол. наук. Иваново, 1999. 212 с.

69. Мюллер Э., Лёффлер В. Микология // М.: Мир, 1995, 343 с.

70. Новак В.Я. Гормональные основы диапаузы у насекомых //Пробл. фотопериодизма и диапаузы насекомых. JL, 1972. С. 193-209.

71. Обухов И.Л. Хламидийные инфекции животных и птиц //Ветеринария. 1996, № 10, с. 19-25.

72. Огарков Б.Н., Огаркова Г.Р. Влияние пассажей на вирулентность энтомопатогенных грибов из порядка Moniliales II Микол. и фитопатол. 1999, т.ЗЗ, вып.6, с. 43-436.

73. Огарков Б.Н., Огаркова Г.Р. Методы выделения вирулентных штаммов энтомофильных грибов в условиях биогеоценозов Иркутской области // Микология и фитопатология. 2000, т.34, вып.2, с.72- 75.

74. Определитель насекомых европейской части СССР. М., 1978. Т. III. Ч. 1.С. 508-519.

75. Павловский E.H. Методы ручного анатомирования насекомых. М,-Л., 1957. 88 с.114.

76. Панфилов Д. В. Насекомые опылители люцерны в Сталинградской области // Автореф. дис. канд. биол. наук. М., 1952. 13 с.

77. Панфилов Д.В. К экологической характеристике шмелей в условиях Московской области // Уч. зап. Мое. гор. пед. инст. М., 1956., т. 61, с.467-484.

78. Панфилов Д. В. Общий обзор населения пчелиных Евразии // Сб. тр. Зоол. музея МГУ. М., 1968. Т. I. С. 207-208.

79. Панфилов Д.В. Предварительные сведения о составе фауны шмелиных Московской области. М., 1988, с. 68-71.

80. Панфилов Д.В., Зимина Л.В. Некоторые данные о гнездовом поведении шмелей (Hymenoptera, Bombus) II Бюл. Мое. общ. испыт. природы. М., 1962, т. I VII, вып. 3, с. 38-34.

81. Панфилов Д.В, Шамурин В.Ф., Юрцев Б.А. О сопряженном распространении шмелей и бобовых в Арктике // Бюл. Моск. о-ва испыт. природы. М., 1960, №3, с. 53-62.

82. Парфенова JI.H., Пономарев В.А., Качкин М.В. Селекция шмелей //Актуальные проблемы науки в Агропромышленном комплексе. Кострома, 1999, т. 1, с.96-97.

83. Пеккаринен А. Евросибирский элемент в фауне шмелей Фенноскандии (Hymenoptera, Apidae: Bombus и Psithyrus) //Связи энтомофауны Северной Европы и Сибири. Д., 1988, с. 118-123.

84. Песенко Ю.А. Опыление энтомофильной растительности пчелиными (Hymenoptera, Apoidea) на Нижнем Дону и обсуждение их возможной роли в видообразовании цветковых растений // Доклады на XXVI ежегодном чтении памяти H.A. Холодковского. 1973. С. 3 48.

85. Песенко Ю.А. Материалы по фауне и экологии пчелиных (Hymenoptera, Apoidea) Нижнего Дона. Сообщ. 6. Обзор трофических связей//Энтомологическое обозрение. 1975, т. 3. с. 555-563.

86. Песенко Ю.А. Материалы по фауне и экологии пчелиных (Hymenoptera, Apoidea) Нижнего Дона. Сообщ. 7. Фенология и сезонная динамика численности // Энтомологическое обозрение. 1978. Т. 5. Вып. 4. С. 762-771.

87. Петрова-Никитина А.Д., Мокеева В.Я., Желтикова Т.М. и др. Микобиота домашней пыли г. Москвы // Микол. и фитопатол. 2000, т.34, вып.З, с.25-33.

88. Петрович C.B. Микозы животных // М.: Росагропромиздат. 1989, 238 с.

89. Петрович C.B. Микотоксикозы животных // М.: Росагропромиздат. 1991, 174 с.

90. Полтев В.И. Болезни пчел // М.: Сельхозгиз. 1950, 320 с.

91. Пономарев А.П., Мищенко В.А., Артамонова Т.Н. Электронно-микроскопическая детекция клеток микоплазм в суспензияхбиологических препаратов различного происхождения //С.-х. биология.2003, №3, с.70-73.

92. Пономарев В.А., Качкин М.В. Шмелеводство как новая отрасль животноводства России //Ивановский государственный университет 25 лет. Юбилейный сборник тезисов статей молодых ученых. Иваново: ИвГУ, 1998, часть 1.,с. 158-159.

93. Пономарев В.А., Курючкин В.А. Использование семей шмелей в теплицах //Ивановский государственный университет 25 лет. Юбилейный сборник тезисов статей молодых ученых. Иваново: ИвГУ, 1998, с. 157-158.

94. Пономарев В.А., Парфенова Л.Н., Качкин М.В., Ащеулов В.И., Курючкин В.А. Конкрементообразование и способ преодоления диапаузы у шмелей // 5 Международный коллоквиум по общественным насекомым. М., 1999, с.51.

95. Пономарев В.А., Пономарев А.П. Результаты ультрамикроскопических исследований органов шмелей ВотЬиэ 1еггез1:п8 (Ь.) //Проблемы и перспективы развития сельскохозяйственной науки и АПК в современных условиях. Иваново: ИГСХА. 2004, т.2, с.33-35.

96. Пономарев В.А., Пономарев А.П. Электронно-микроскопическая детекция хламидий, выделенных от шмелей ВотЬиэ 1еггез1:пз (Ь.)

97. Проблемы и перспективы развития сельскохозяйственной науки и АПК в современных условиях. Иваново: ИГСХА. 2004, т.2, с.30-32.

98. Пономарев В.А., Пономарев А.П., Ащеулов В.И. Идентификация ультрамикроскопических грибов, выделенных от шмелей Bombus terrestris (L) //Актуальные проблемы науки в агропромышленном комплексе. Кострома: КГСХА. 2004, с. 147-148.

99. Пономарев В. А., Пономарев А.П., Ащеулов В.И. Свойства ультрамикроскопических грибов, выделенных от шмелей Bombus terrestris (L) //Актуальные проблемы науки в агропромышленном комплексе. Кострома: КГСХА. 2004, с. 148-149.

100. Пономарев В.А., Пономарев А.П., Ащеулов В.И. Электронно-микроскопическое выявление и морфологическая характеристика вирусов шмелей Bombus terrestris (L) //Актуальные проблемы науки в агропромышленном комплексе. Кострома: КГСХА. 2004, с. 146-147.

101. Пономарев В.А., Пономарев А.П., Борзионов В.Д., Гетманский О.И. Электронно-микроскопическая оценка действия лечебно-профилактического препарата для шмелей Bombus //XX Российская конференция по электронной микроскопии. Черноголовка, 2004, с.270.

102. Пономарев В.А., Пономарев А.П., Гудкова А.Ю., Ащеулов В.И. Инфекционные болезни шмелей //Под редакцией заслуженного деятеля наук РФ, члена-корреспондента РАСХН, доктора ветеринарных наук, профессора Ю.Ф.Петрова. Иваново, 2004, 87 с.

103. Попов В.В. Сбор и изучение опылителей сельскохозяйственных культур и других растений. M.-JL, 1950, 36 с.

104. Прищепчик О.В. Редкие и охраняемые виды шмелей (Hymenoptera, Apidae) фауны Беларуси // Экология и охрана пчелиных. Саранск, 1998, с. 163- 168.

105. Прозоров A.A. Альтруизм в мире бактерий //Усп. совр. биол. 2002, т. 122, №5, с.403-413.

106. Прозоровский C.B., Кац JI.H., Каган Г.Я. L-формы бактерий (механизм образования, структура, роль в патологии) // М.: Медицина. 1981,285 с.

107. Прозоровский C.B., Раковская И.В., Вулъфович Ю.В. Медицинская микоплазмология // М.: Медицина. 1995, 285 с.

108. Радченко В.Г. Биология шмелиной семьи. Киев, 1989. 55 с.

109. Радченко В.Г., Песенко Ю.А. Биология пчел (Hymenoptera, Apoidae). СПб, 1994. 350 с.

110. Родионова З.И. Серологическая диагностика микроспоридиозов полезных насекомых (медоносной пчелы и тутового шелкопряда)// Автореф. . канд. биол. наук. М. 1986, 24 с.

111. Саттон Д., Фотергилл А., Риналъди М. Определитель патогенных и условно патогенных грибов // М.: Мир, 2001.

112. Скориков A.C. Шмели Петроградской губернии //Фауна Петроградской губернии. 1922. Т. 2. Вып. 1. 53 с.

113. Ску Ж.П. Данные о распространении, морфологии и таксономии спороцистов грибков (Ascosphaeralas ) // Апиакта 1985, 20(4), с.105-108.

114. Сысолетина Л.Г. К изучению фауны шмелей Чувашии // Уч. зап. ЧГПИ, сер. биол. Чебаксары, 1962. Вып. XIV. С. 23-26.

115. Сысолетина JI. Г. Фауна шмелей типичной лесостепи Заволжья. // Мат. науч. конф. зоологов Волжско-Камского края. Казань, 1970, с.15-18.

116. Сысолетина Л.Г. Шмели Среднего Поволжья //Автореф. дис. канд. биол. наук. Казань, 1971. 15 с.

117. Таранов Г.Ф. Анатомия и физиология медоносных пчел. М., 1968, 388с.

118. Таранов Г.Ф. Корма и кормление пчел. М., 1986. 160 с.

119. Тарасевич Л. М. Вирусы насекомых служат человеку // М.: Наука. 1985, 140 с.

120. Тимаков В. Д., Каган Г.Я. Семейство Mycoplasmataceae и L-формы бактерий // М.: Медицина. 1967, 336 с.

121. Тыщенко В.П. Основы физиологии насекомых: 42: Физиология информационных систем. JL, 1977. 303 с.

122. Тыщенко В.П. Физиология насекомых. М., 1986. 303 с.

123. Ушатинская P.C. Основы холодостойкости насекомых. М., 1957. 314с.

124. Флоренсов В.А., Пестова КМ. Очерки эволюционной иммунологии. Новосибирск, 1990. С.6-64.

125. Фриш К. фон. Из жизни пчел // Под ред. И.А. Халифмана. М., 1980,216 с.

126. Хадорн Э., Венер Р. Общая зоология. М., 1989. 523с.

127. Халифман И.А. Шмели и термиты. М., 1972. 319 с.

128. Чернышев В.Б. Экология насекомых. М., 1996. 304 с.

129. Чупин С.А., Курючкин В.А., Качкин М.В., Пономарев В.А. Изучение некоторых морфофизиологических показателей гемоцитов лабораторных шмелей Bombus terrestris (L.) И Пчеловодство, 2000, № 7, с. 60-61.

130. Шапошников Н.Г. Шмели на клевере. //Пчеловодство. 1970, № 10, с.20-21.

131. Шарова И.Х. Зоология беспозвоночных. М., 1999. 592 с.

132. Шванвич Б.Н. Курс общей энтомологии. M.-JL, 1949. 900 с.

133. Шеметков М.Ф. Содержание и использование пчел в теплицах для опыления огурцов закрытого грунта. // Пчелоопыление тепличных и парниковых культур. М., 1957, с. 3 21.

134. Штейнхауз Э. Патология насекомых. М., 1952, с.80,107, 248-279.

135. Яковлев А.Ю., Боровский Г.Б., Пензина Т.А., Петров А.Н., Войников В.К. Влияние отрицательных температур на рост мицелия и жизнеспособность плодовых тел некоторых высших ксилотрофных базидиомицетов //Микол. и фитопатол. 2000, т.34, вып.6, с. 56-61.

136. Яковлев Б.В. Общая энтомология. М., 1974. 269 с.

137. Яхонтов В.В. Экология насекомых. М., 1969. 487 с.

138. Alford D. V. A study of the hibernation of bumblebees (Hym., Bombidae) in southern England// J.Animal. Ecel. 1969, v.38, №1, pp. 149-170.

139. Alford D. V. Egg laying by bumble bee queens at the beginning of colony development//Bee World. 1971. Vol. 52. № 1. P. 11-18.

140. AlfordD. V. Bumblebees IILondon: Davis Poynter. 1975, 352 p.

141. Anasiewicz A. Observations on the bumblebees in Lublin // Ekologia Polska. 1971. 19. P. 401-417.

142. Asencot M., Lensky Y. Juvenile hormone induction of «queen-liness» on female honey bee (Apis mellifera L.) larvae reared on worker jelly and on stored royal jelly //Сотр. Biochem. And Physiol. 1984. 78. №1. P. 109-117.

143. Barth R.H., Kessler T.W., O'Brien K., Stoka P. Hormonal control of social position in paper wasps Polistes annularis //Regul.Insect. Reprod//Zynkovy, 1978. Abstr. Praha, s.a.,I.

144. Belinski M. Chow frzmieli w izolatorach. //Pszczelniczc zeszyty naukowe. 1970. XX. P. 41 68.

145. Boch R., Shearer D.A., Shimanuki H. Effect of ethylene oxide fumigation on amino acid composition of pollen 11 Envir. Ent. 1973, 2 (5), pp.937-938.

146. Borchert A., 1930, 1966 (цит. по О.Ф. Гробову) Роль микрофлоры в патогенезе нозематоза пчел //Ветеринария. 1971, №8, с.57-58.

147. Brechelin М., Drif L. et. al. Insect haemolymph: cooperation between humoral and cellular factors in Locusta migratoria // Insect Biochem. 1989. 19. № 3. P. 257-267.

148. Brian Anne D. Differences in the flowers visrted by four species of bumble-bees and their causes 11 J. Animal Ecology. 1957. Vol. 26. № 1. P.71 -98.

149. Chriatenasen M., Gilliaa M. Notee on the Ascosphaera species inciting chalkbrood in honeybees //Apidologie. 1983, 14, 4, pp.291-297.

150. Cumber R.A. Some aspects of the biology and ecology of bumblebees bearing upon the yieeds of red-clover seed in New Zealand J. Sci. Tech. (Wellington). 1953. Vol. 34 B. № 4. P. 227-240.

151. Cumber R.A. The life-cycle of bumble-bees in New Zealand //N.Z.J. Sci.Tech. 1954, 36(1), pp.95-107.

152. De Loor A. Hormonal regulation of reproduction in insects // Meded.Fac.landbouwwetensch.Rijksuniv.Gent. 1971. 36. №3. P.858-865.

153. Doom Van A. Factors influencing dominance behavior in queenless bumblbee workers (Bombus terrestris) I I Physiol. Entomol. 1989.14. №2. P.24-221.

154. Fantham H.B., Porter A. The pathogenicity of Nosema apis to insects otherthan hive bees// Annales Tropical Medecineet Parasitologie. 1913, 7, pp.569-579.

155. Fantham H.B., Porter A. The morphology, biology and economie importance of Nosema bombi n. sp., parasitic in various bumblebees I I Annales Tropical Medecine et Parasitologie. 1914, 8, pp.623-628.

156. Fisher R.M., Pomeroy N. Ineipient colony manipulation, Nosema incidence and colony productivity of the bumblebee Bombus terrestris (Hymenoptera: Apidae)ll Journal of the Kansas Entomological Society. 1989, 62(4), pp.581-589.

157. Fonta C., Masson C. Analyse de 1 equipement sensoriel antennaire du bourdon Bombus hypnorum L. // Apidologie. 1982. Vol. 13. № 3. p. 247-263.

158. Free J.B. The division of labor within bumblebee colonies // Insect. Sociaux. 1955. T. 2. № 3. P. 195-212.

159. Free J.B. The defence of bumblebee colonies // Behaviour. 1958, 12(3), pp.233-242.

160. Free J.B., C.G. Butler. Bumblebees //London:Collins. 1959, 287/59.

161. Gedek B. Kompendium der medizinischen Mykologie //Berlin, Hamburg: Parey, 1980.

162. Gederberg B. Evidence for trail marking in Bombus terrestris wokers (Hymenoptera, Apidae) // Zoon. 1977. Vol. 5. № 2. P. 143-146.

163. Gilliam M„ Lorens B.J. Problems in the identification on Ascosphaera apis. // The XXXIV-th Intern. Apicult. Congr. of Apimondia Lausanne. Apimondia Publ. Buxsharest, Ronenie 1995, pp. 155-158.

164. Gochnauer T.A., Corner J. Monitoring the disinfection of honeybee combs by ethylene oxide // Journal of Apicultural Research. 1976, 15 (2), pp.63-64.

165. Gurr I. Seasonal availability of food and its influence on the local abundance of species of bumble bees in the South Island of New Zealand // N.Z.J.Sci.Tech. 1957, 38 (8), pp.867-870.

166. Hasselrot T.B. Studies on Sweadish bumblebees (genus Bombus Lart.). Their domestication and biology// Opusc. Entomol.suppl., Lund. 1960, 192 p.

167. Heinrich Bernd. Bumblebee foraging and the economics of sociality //Amer. Sei. 1964. Vol. 64. №4. P. 384-395.

168. Herbert E.W., Shimanuki H. Fumigation of pollen with ethylene oxide and its effect on brood rearing of honey bees // J. econ. Ent. 1971, 64 (4), pp.877-879.

169. Hobbs G. A. Ecology of species of Bombus Latr. (Hymenoptera:Apidae) in southern Alberta// Canad. Ent. 1964, 97(20, pp.120-126.

170. Honk C.G.J, van, Hogeweg P. The ontogeny of the social structure in a captive Bombus terrestris colony// Behav. Ecol. F. Sociobiol. 1981. Vol. 9. №2. pp. 111-119.

171. Hornitzky M. Commercial use of Gamma radiation in the beekeeping industry // Bee wold. 1994, 75 (3), pp. 135-142.

172. Husband R. W. Bombacarus buchneri (Acarina; Podapolipodidae) in North America // Proceedings of the 2nd International Congress of Acarology. 1969, pp. 287-288.

173. Joachim Muller Hans. Formen der Dormanz bei Insekten //Nova acta Leopold. 1970. 33. № 191. 27 s.

174. Kevan P.G., Straver W.A., Offer M., Laverty T.M. Pollination of greenhouse tomatoes by Bumblebees in Ontario // Proceedings of the Entomological Society of Ontario. 1991, 122, pp.15-19.

175. Kittlausz, 1928 (цит. по О.Ф.Гробову) Роль микрофлоры в патогенезе нозематоза пчел //Ветеринария. 1971, №8, с.57-58.

176. Kort C.A.D., Granger N.A. Regulation of the juvenile hormone titer //Annu. Rev. Entomol.l981.Vol.26. P. 1-28.

177. Liu U.J., Macfarlane R.P., Pengelly D.U. Mattesia bombi n.sp. (Neogregarinida: Ophryocystidae), a parasite of Bombus (Hymenoptera: Apidae) // Journal of Invertabrate Pathology. 1974, 23 (2).

178. Macfarlane R.P. et all // Bee World. 1995, 76 (3).

179. Maghrabi H.A., Kish L.P. Lsosime characterisation of Ascosphaerales associated with bees Bettsia alvei 11 Mycologia 1986, pp.676-677.

180. Massee G. Salmon E.S. Researches on Coprophiloue Fungi Annals of Botany//London. 1901, 15.58, pp. 313-357.

181. Nei M. Molecular population genetics and evolution. Amsterdam: North-Holland Publishing Company, 1975.

182. Oliver E., Erlingo O., Kritjans K. The Icelandic bumble bee fauna (Bombus Latr. Apidae) and its distributional ecology // J. Apicult. Res. 1981. 20. №3. pp. 189-197.

183. Pawlikowski T. Fenologija trzmieli (Apoidea, Bombus Latr.) w Kotlinie Torunskiej //Acta Univer. Nicolaj Copernici.Biologia. 1992.Vol. 39.pp.63-75.

184. Perez-Martines J.A., Stors J. Chlamydial infections in cattle // Mod. veter. Pract. 1985, 66. 8, pp.517-522.

185. Piulachs M.D. Acction gonadotrofica de la hormona juvenil en hembras de Blatella germanica alatectomizadas o sometidas a ayuno prolongado //Misc.zool. 1988.12. pp.121-124.

186. Popov G.V., Martinov S.P. Electronmicroscopic diagnostics of the chlamydial abortion in ewes //4 Inter.Symp. of Veterinary Laboratory Diagnosticians. Amsterdam, 1986, pp. 925-928.

187. Popov V.L., Shatkin A.A., Pankratova V.N., at.el. Ultrastructura pneumoniae in cell culture // FMES Microbiol. Lett. 1991, 84. 2, p.129-134.

188. Ravestijn W., Sande J. Use of bumblebees for the pollination of glasshouse tomatoes // Acta Horticulturae. 1991, 288, pp.204-212.

189. Reinig W.F. Uber die Hummeln und Schmarotzerhummeln von Nordrhein Westfallen (Hymenoptera, Bombidae) II Bonn. Zool. Beitr. 1976. 27. № 3-4. P.267-299.

190. Roland De Jonghe. Crossing experiments with Bombus terrestris terrestris (Linnaueus, 1758) and Bombus terrestris xanthopus (Kriechbaumer, 1870) and some notes on diapause and nosemose (Hymenoptera, Apoidea) // Phegea. 1986. 14. №1. P.19-23.

191. Röseler P. F., Röseler I. Morfologische und phusiologische differenzierung der Kasten bei den Hummelarten Bombus terrestris (L.)// Zool. Jd. (Abt.Phusiol.). 1974. 78. №2. S.175 - 198.

192. Röseler P. F. Juvenile hormon control of oogenesis in bumblbee workers, Bombus terrestris //J.Insect Phusiol. 1977.Vol.23.№8. pp.922-985.

193. Röseler P. F., Röseler I, Van Honk C.G.J. Evidense for inhibition of corpora allata activity in workers of Bombus terrestris by a pheromone from tse queen's mandibular glands// Experimentia. 1981. Vol.37. №4. pp. 348 - 351.

194. Röseler P. F., Röseler I Der Einfluß von CO2 und der Kauterisation der Pars intercerebralis auf die Aktivität der Corpora allata und die Eibildung bei Hummeln (Bombus hypnorum und Bombus terrestris) //Zool.Jb. Physiol. 1984, 88, pp.237246.

195. Schneider P. Akustische Signale bei Hummeln //Naturwissenschaften. 1972, 59. №4. pp. 168-169.

196. Shimanuki H., Herbert E. W., Knox D.A. High Velocity electron beams for bee disease control // American bee jornal. December 1984, pp. 865-867.

197. Shykoff J.A., Schmid-Hempel P. Incidence and effects of four parasites in natural populations of bumblebees in Switzerland//Apidologie. 1991,22 (2).

198. SkouJ.P. Ascosphaerales. Priesia. 1972, 10, pp. 1-21.

199. Skou J.P. Microascus exsiertus sp.nov.associated with a leafcuting bee, with considerations on relationships of species in the genus Microascus // Zucae- Antonie van Leeuwenhoek. 1973, 39, pp. 529-538.

200. Skou J.P. Japanese species of Ascoshaera //Mycotaxon. 1988, 31.1, pp.173190.

201. Sladen T. W. The bumble bee its life history and how to domesticate it, with des criptions of all the britisch species of Bombus and Psithyrus. London. 1912. 128 P

202. Straver W.A., Plowright R.C. Pollination of greenhouse tomatoes by bumblebees // Greenhouse Canada. 1991, 11, pp. 10-12.

203. Triggiani O. Microorganisms and macroorganisms endozoies in adults of Bombus Latr. And Psithyrus Lep. (Hymenoptera: Apidae) //Atti XVI Congresso Nazionale Italiano di Entomologia Bari-Martina Franca (Ta). 1991, 23/28, pp. 587597.

204. Valle Otto, Aaltonen Marjatta Domestication trials on bumblebees // Suomen maataloustieteell seuran julk. 1969. Vol. 113, №2. pp. 1-21.