Биолюминесцентный мониторинг процессов детоксикации растворов органических соединений

Федорова, Елена Сергеевна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Биолюминесцентный мониторинг процессов детоксикации растворов органических соединений
ВАК РФ 03.01.02, Биофизика

Автореферат диссертации по теме "Биолюминесцентный мониторинг процессов детоксикации растворов органических соединений"

005001239

Федорова Елена Сергеевна

БИОЛЮМИНЕСЦЕНТНЫЙ МОНИТОРИНГ ПРОЦЕССОВ ДЕТОКСИКАЦИИ РАСТВОРОВ ОРГАНИЧЕСКИХ СОЕДИНЕНИЙ

03.01.02 - биофизика

1 О НОЯ 2011

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Пущино-2011

005001239

Работа выполнена в Учреждении Российской академии наук Институте биофизики СО РАН, г. Красноярск

Научный руководитель: доктор физико-математических наук, проф.

Кудряшева Надежда Степановна

Официальные оппоненты: доктор биологических наук, в.н.с.

Трубецкой Олег Анатольевич

доктор биологических наук, в.н.с. Векшин Николай Лазаревич

Ведущая организация: Биологический факультет Московского Государственного Университета им. М.В. Ломоносова

Защита диссертации состоится «ЛЦ» ноября 2011 г. в 7-£^час. на заседании диссертационного совета Д 002.066.01 при Учреждении Российской академии наук Институте фундаментальных проблем биологии РАН по адресу: 142290, г. Пущино, ул. Институтская, д.2.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке ИФПБ РАН по адресу: 142290, г. Пущино, ул. Институтская, д.2.

Автореферат разослан октября 2011 г.

Ученый секретарь диссертационного совета, кандидат биологических наук

Г.Н. Назарова

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Свечение организмов, биолюминесценция, основано на хемилюминесцентных ферментативных реакциях. В результате этих реакций формируются молекулы эмиттеров в электронно-возбужденных состояниях, дезактивирующиеся с испусканием кванта света видимого диапазона.

Биолюминесценция морских бактерий чрезвычайно чувствительна к присутствию токсичных соединений. Именно поэтому биолюминесцентные системы уже более 40 лет используются в качестве биотестов для мониторинга токсичности различных сред (Гительзон и др., 2002; 01ГоП1 й а1., 2008). Регистрируемый параметр физиологической активности - интенсивность свечения. Механизмы воздействия токсичных соединений на биолюминесцентные реакции многообразны; их можно условно разделить на физические, химические и биохимические (КиёгуаБЬеуа, 2006).

Биолюминесцентные биотесты, основанные на люминесцентных бактериях, характеризуются надежностью, высокой скоростью анализа (1-5 мин), чувствительностью, воспроизводимостью результатов, возможностью приборной регистрации и количественной оценки токсичности. Кроме того, возможность использования биолюминесцентных систем различной сложности (люминесцентные бактерии и выделенные ферменты) позволяет сравнивать эффекты на клеточном и биохимическом уровнях.

Биолюминесцентные биотесты чрезвычайно перспективны для использования в ремедиационных мероприятиях при оценке степени детоксикации сточных и природных вод.

Известно, что в природных условиях деградация поллютантов связана с воздействием ряда факторов физической, химической и биологической природы -воздействием оптического излучения видимого и УФ-диапазонов, химических агентов природного происхождения, микроорганизмов. Одной из важнейших групп веществ, выполняющих роль природных химических детоксикантов, являются гуминовые вещества - продукты окислительного разложения и полимеризации органических веществ в почве и водных отложениях (Орлов, 1992). Исследование воздействия указанных факторов на растворы модельных поллютантов позволяет понять механизмы процессов, протекающих в окружающей среде, а также использовать выявленные закономерности при осуществлении ремедиационных мероприятий. Использование биолюминесцентных биотестов позволяет решить эту задачу.

Выбор объекта исследования связан с тем, что фенольные соединения и их окисленные формы - хиноны - являются наиболее распространенными органическими поллютантами. Эти вещества производятся в значительных объемах и

3 . \

. <~\ ч

Л"

попадают в окружающую среду в составе промышленных стоков (Холодкевич и др., 1996).

Цель исследования - изучение влияния детоксицирующих факторов (гуминовых веществ, УФ-облучения и биологических агентов) на токсичность водных растворов органических соединений - хинонов и фенолов - с помощью биолюминесцентных тестовых систем.

В работе поставлены следующие задачи:

1. Продемонстрировать возможности использования биолюминесцентных тестовых систем для оценки эффективности детоксикации растворов модельных органических поллютантов гуминовыми веществами, УФ-облучением и биологическим агентом.

2. Выявить закономерности влияния гуминовых веществ на токсичность растворов ряда редокс-активных органических соединений - хинонов и фенолов с различными окислительно-восстановительными свойствами.

3. На примере растворов фенолов сравнить действие гуминовых веществ, УФ-облучения и биологических агентов, а также комбинации этих факторов на токсичность растворов органических поллютантов.

Научная новизна. Биолюминесцентные тестовые системы впервые использованы для оценки эффективности детоксикации растворов органических соединений - хинонов и фенолов - гуминовыми веществами, УФ-облучением, биологическими агентами и комбинацией этих факторов. Продемонстрирована окислительно-восстановительная активность гуминовых веществ в растворах ряда хинонов и фенолов. Показано, что гуминовые вещества способны усиливать защитный ответ клетки на воздействие токсикантов. На примере растворов фенолов показано, что эффективность детоксикации растворов варьируется при изменении длины волны облучения и комбинации факторов.

Положения, выносимые на защиту.

1. Применимость биолюминесцентного метода для оценки эффективности детоксикации растворов органических соединений гуминовыми веществами, УФ-облучением и биологическими агентами.

2. Окислительно-восстановительная активность гуминовых веществ в растворах ряда органических окислителей и восстановителей - хинонов и фенолов.

3. Варьирование эффективности детоксикации различными факторами (УФ облучением, обработкой гуминовыми веществами и биологическими агентами) при изменении длины волны облучения и комбинации факторов.

Практическая значимость. Предлагаемые исследования являются основой для разработки биолюминесцентных методик мониторинга процессов детоксикации растворов органических поллютантов в природных условиях под действием природных детоксицирующих агентов - гуминовых веществ, облучения светом УФ и видимого диапазона, биологических агентов. Установленные закономерности обеспечивают возможность подбора условий для детоксикации растворов органических токсикантов при ремедиационных мероприятиях.

Апробация работы. Основные результаты работы докладывались и обсуждались на XII Международной конференции молодых ученых "Ломоносов" (Москва, 2005), VII Международной школе-семинаре по актуальным проблемам физики, технологии и инновациям (Томск, 2005), 13-м Съезде Международного гуминового общества (Германия, Карлсруэ, 2006), VIII Международном симпозиуме "Сложные системы в экстремальных условиях" (Красноярск, 2006), конференции "Социально-экологические проблемы природопользования в Центральной Сибири" (Красноярск, 2006), XII Международном симпозиуме по люминесцентной спектроскопии (Испания, Луго, 2006), XVI Международном симпозиуме по биолюминесценции и хемилюминесценции (Франция, Лион, 2010).

Работа выполнена при финансовой поддержке Министерства образования РФ REC-002 KR-006; ФЦП «Исследования и разработки по приоритетным направлениям развития научно-технологического комплекса России на 2007-2012 годы» по теме Биолюминесцентный анализ: биосенсоры и биокаталитические технологии; РФФИ-ККФН (N 05-03-977-01); программы РАН «Молекулярная и клеточная биология».

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 7 статей в реферируемых журналах, 14 тезисов конференций. Получен патент Российской Федерации.

Личный вклад автора состоял в проведении всех экспериментов, обработке и обсуждении экспериментальных данных. Препараты интактных и лиофилизированных бактерий произведены в лаборатории бактериальной биолюминесценции ИБФ СО РАН. Приготовление образцов для электронно-микроскопического исследования и интерпретация результатов этих исследований проведены под руководством Могильной О.А (лаборатория бактериальной биолюминесценции ИБФ СО РАН). Электронно-микроскопические исследования проводились в Лимнологическом институте СО РАН г. Иркутска, изучение фотоиндуцированной детоксикации фенолов - в Томском Государственном Университете. Основная часть результатов была получена в сотрудничестве с

Кузнецовым А.М, Могильной О.Н., Стомом Д.И., Сизых А.Г., Белым А.Г., Тарасовой A.C., Чайковской О.Н., Соколовой И.В., Каретниковой Е.В., Светличным В.А., Брянцевой Н.Г. Вклад соавторов отражен в публикациях. Автор приносит благодарность всем коллегам за участие в совместных работах и обсуждении результатов.

Структура и объем работы. Диссертационная работа состоит из введения, обзора литературы, описания методов исследования, двух глав с изложением результатов работы, заключения, выводов, списка литературы и приложения. Работа изложена на 117 страницах машинописного текста, проиллюстрирована 4 таблицами и 28 рисунками. Библиография включает 172 источника.

Обозначения:

ГВ - гуминовые вещества I— интенсивность биолюминесценции, мВ

10 - контрольное значение интенсивности биолюминесценции в отсутствии органических веществ, мВ

IF-интенсивность биолюминесценции при воздействии детоксицирующего фактора, мВ С50, М-концентрация органического соединения при I/Io = 0,5 СГц - концентрация ГВ, г/л.

СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ

В первой главе диссертации рассмотрены принципы функционирования, структура и свойства бактериальных люминесцентных систем и их использование в биотестировании. Обсуждаются механизмы действия экзогенных соединений на биолюминесцентные системы. Приводится обзор литературы по строению и свойствам ГВ; особое внимание уделено предпосылкам использования их в качестве природных детоксикантов. Рассмотрена проблема совместного действия на экотоксиканты ГВ-в, УФ-излучения, биологических агентов. Охарактеризованы модельные органические соединения, которые используются для изучения процессов детоксикации растворов органических соединений. Обоснованы преимущества использования биолюминесцентных систем различной сложности для мониторинга процессов детоксикации органических соединений.

Вторая глава диссертации посвящена описанию материалов и методов исследования. В работе использовали три биолюминесцентные системы: (1) интактные бактерии - клеточная суспензия культуры бактерий Photobacterum phosphoreum 1883 IBSO из коллекции Института биофизики СО РАН, (2) препарат микробиотест 677F, изготовленный на основе лиофилизированных светящихся

бактерий Р.р/гозрЬогеит 1883 1В50, (3) комплект реактивов аналитической биолюминесценции, который включает лиофилизированные препараты бактериальной люциферазы и НАД(Р)Н:ФМН-оксидоредуктазы.

В качестве модельных органических токсикантов использовали хиноны и фенолы (Б^та-АИнсИ, США).

Источником гуминовых веществ служил препарат "Гумат-80" (ООО "Гумат", г. Иркутск, Россия). Препарат получен механохимической реакцией бурого окисленного угля (Черемховское месторождение, Россия) со щелочью (КОН, №ОН).

Коэффициент детоксикации (К), характеризующий изменение токсичности растворов токсикантов под действием детоксицирующих факторов (ГВ, УФ-излучения, биологических агентов), показывает, во сколько раз увеличивается интенсивность биолюминесценции при действии детоксицирующего фактора Т7:

К=(ШоМШо)Ч1)р/1

где 1/10 - относительная интенсивность биолюминесценции в растворе соединения (хинона или фенола); (1/10)р - относительная интенсивность биолюминесценции при воздействии детоксицирующего фактора в растворе органического соединения (хинона или фенола); / и (1)р - соответствующие абсолютные значения интенсивностей биолюминесценции. Величины К > 1 соответствуют детоксикации раствора, К = 1 - отсутствию эффекта, К < 1 - увеличению токсичности. Ошибка расчетов величин К составляла 10%.

Все величины интенсивности биолюминесценции скорректированы на оптический "эффект фильтра".

В качестве источников УФ излучения для фотохимических исследований использовали ртутную УФ лампу со стеклянным фильтром БС-8, который выделяет часть спектра короче 350 нм, а также новые современные источники — импульсные эксиплексные лампы барьерного разряда 11-типа на рабочих молекулах КгС1* (Лиг, = 222 нм) и ХеС1* (Ли1, = 308 нм) с параметрами АХ = 5—10 нм, \¥пик = 18 мВт/см2, Г = 200 кГц, длительность импульса 1 мкс (Тагавепко й а1., 1999).

Использовали рабочие концентрации ГВ, ингибирующие биолюминесценцию не более, чем на 10%: СГв < 0,25 г/л для лиофилизированных и интактных бактерий, СГв < 0,005 г/л для лиофилизированного препарата бактериальной люциферазы и НАД(Ф)Н:ФМН-оксидоредуктазы.

Третья глава посвящена изучению влияния ГВ на токсичность органических окислителей - хинонов с различными окислительно-восстановительными характеристиками. Для трех биолюминесцентных систем определены значения С ¡о

хинонов, а также интервалы концентраций ГВ-в, при которых наблюдалась детоксикация растворов хинонов, рассчитаны величины К.

В таблице 1 приведены характеристики влияния ГВ на растворы хинонов, определенные с использованием лиофилизированных бактерий и ферментативной системы.

Таблица. 1.

Характеристики влияния ГВ на растворы хинонов: ДСгв~ интервал концентраций ГВ, при которых наблюдается детоксицирующий эффект, К - максимальный коэффициент детоксикации, £" - стандартный окислительно-восстановительный потенциал хинона.

Тестовая ^хистема Хинон Лиофилизированные бактерии Ферментативная система

ся,м ЛСГВ, г/л К с50,м ЛСГВ, г/л К

тетрафтор-1,4-бензохинон 9-10"8 10"3-^9-10"2 2,1 1,6-10"4 З-Ю^-Ю"3 1,7 0,840

1,4-бензохинон 9-10"7 10"3-10"2 1,7 ю-4 З-Ю^-Ю"3 1,4 0,712

метил-1,4-бензохинон 4-Ю"7 ю-^г-кг1 1,4 Ю-4 4-10"4-Ю-3 1,2 0,656

тетраметил-1,4-бензохинон 2-10'5 нет эффекта 1,0 1,3-10"3 нет эффекта 1,0 0,400

1,4-нафтохинон 5-10'7 нет эффекта 0,9 4,1-Ю"4 нет эффекта 1,1 0,480

Из Таблицы 1 видно, при использовании лиофилизованных бактерий в качестве тестовой системы, для растворов тетрафтор-1,4-бензохинона, 1,4-бензохинона, метил-1,4-бензохинона К > 1, что указывает на детоксикацию этих растворов ГВ-ами. Не обнаружено влияния ГВ на растворы тетраметил-1,4-бензохинона и 1,4-нафтохинона.

Аналогичные изменения величин К получены при использовании в качестве биотеста биферментной системы НАД(Ф)Н:ФМН-оксидоредуктаза - люцифераза. Детоксицирующий эффект в ферментативной системе наблюдался лишь при предварительном инкубировании хинонов с ГВ-ми. Зависимости величин К от времени инкубирования хинонов с ГВ не обнаружено как для ферментативной системы, так и для лиофилизированных бактерий.

Обнаружены линейные зависимости между значениями К и стандартными редокс-потенциалами хинонов, Е°. Коэффициенты корреляции Пирсона, равные 0,99

и 0,96 для лиофилизированных бактерий и ферментативной системы соответственно, подтверждают наличие таких зависимостей. Данный результат указывает на связь детоксицирующего эффекта ГВ-в с окислительной способностью хинонов. За восстановительную активность ГВ-в в процессах детоксикации хинонов могут отвечать гидрохиноновые, фенольные, спиртовые, а также некоторые азотсодержащие группы макромолекул ГВ-в.

Известно, что для хинонов характерны переходы из окисленного в восстановленное состояние (Потапов и Татаринчик, 1989), причем, восстановленные формы (гидрохиноны) менее токсичны. Так, ПДК 1,4-дигодроксибензола (гидрохинона) равна 0,2 мг/л, а 1,4-бензохинона - 5 -10~5 мг/л. Поэтому одним из вероятных механизмов детоксикации представляется переход хинонов в восстановленную форму в присутствии ГВ. Для проверки этого предположения было проведено сравнение спектров поглощения хинонов до и после взаимодействия с ГВ. В качестве примера на рисунке 1а приведены спектры поглощения тетрафтор-1,4-бензохинона до и после взаимодействия с ГВ-вами. На рисунке 1 б показаны спектры поглощения этого хинона до и после взаимодействия с неорганическим восстановителем - сульфитом натрия (№2803).

Рис.1. Спектры поглощения тетрафтор-1,4-бензохинона (С = ЗТ0"5М). (а): 1 - до взаимодействия с ГВ, 2 - после взаимодействия с ГВ (Сгв=0,9-10"2 г/л); (б): 1 - до взаимодействия с №2803, 2 - после взаимодействия с Ыа2803 (С =0,9-10"4 М), 3 - раствор тетрафтор-1,4-гидрохинона (С = 10"2М).

Из рисунка. 1а видно, что спектр водного раствора тетрафтор-1,4-бензохинона изменяется при взаимодействии с ГВ. При этом оптическая плотность в максимуме поглощения хинона (X = 257 нм) уменьшается; а в области длин волн 270-290 нм,

соответствующей поглощению восстановленной формы этого хинона с максимумом 275 нм (Рис. 16, спектр 3), растет.

Из сравнения рисунков 1а и 16 видно, что аналогичное изменение спектров наблюдалось и при восстановлении этого хинона неорганическим восстановителем. Таким образом, сравнение этих двух рисунков также указывает на восстановительную активность ГВ в растворах хинона.

На рисунке 2 представлены спектры поглощения тетраметил-1,4-бензохинона, токсичность которого, как видно таблицы 1, ГВ-ами снижена не была. Видно, что спектры поглощения этого раствора при добавлении ГВ и сульфита натрия не изменяются. Вероятно, этот хинон из-за относительно низкого окислительно-восстановительного потенциала (см. Таблицу 1) в условиях эксперимента не восстанавливается ни сульфитом натрия, ни ГВ-ами.

0.4 0,2 0

длина волны, нм

Рис.2. Спектры поглощения тетраметил-1,4-бензохинона (С=2Т0"5М): 1 - исходный; 2 - после взаимодействия с ГВ (Сгв=0,9 10 2 г/л); 3 - после взаимодействия с N32803 (С=0,9-10"4 М).

На рисунке 3 представлена зависимость изменения оптической плотности раствора тетрафтор-1,4-бензохинона на длине волны 275 нм (/Ю2?5) от концентрации ГВ-в. На этом же рисунке приведена зависимость интенсивности биолюминесценции бактерий в присутствии тетрафтор-1,4-бензохинона от концентрации ГВ - (1/1 о) г-Выбрана концентрация тетрафтор-1,4-бензохинона, ингибирующая биолюминесценцию на 50%, {1/10 = 0,5). Из рисунка видно, что максимальные величины (1/10)р и ЛЭ275 наблюдались в одном и том же интервале концентраций ГВ -около 10"2 г/л.

Ю 280 330

Таким образом, полученные результаты подтверждают, что детоксицирующая способность ГВ-в в растворах хинонов связана с их восстановительными свойствами ГВ-в.

Для изучения возможных изменений в ультраструктуре бактерий в процессе детоксикации ГВ-ми было проведено электронно-микроскопическое исследование ультратонких срезов Р.рИоярИогеит, подвергшихся действию хинонов в присутствии ГВ. Выбраны два хинона: тетрафтор-1,4-бензохинон и тетраметил-1,4-бензохинон, которые, как показано выше, характеризовались максимальными и минимальными величинами К при использовании двух тестовых систем (см. Таблицу 1).

ДБ

275 0.

о.15 ^ 0.1 0.05 0

(1/10)г

контроль. 1

* л 0.5

/ ч

/ -,- 1 0

0.04

0.08

0.12

Сгв, г/л

Рис.3. Зависимость Д-О^з и (1/1о)р в растворе тетрафтор-1,4-бензохинона от концентрации ГВ (Сгв, Здесь Л0275 - изменение оптической плотности раствора тетрафтор-1,4-бензохинона на длине волны 275 нм, (Шо)г - интенсивность биолюминесценции бактерий в растворе тетрафтор-1,4-бензохинона при добавлении ГВ.

Предварительно было исследовано влияние ГВ на токсичность растворов тетрафтор-1,4-бензохинона и тетраметил-1,4-бензохинона с использованием интактных бактерий Р.ph.osphorev.rn в качестве биотеста. Были определены коэффициенты детоксикации К, которые оказались равными 2,1 и 1,0 для тетрафтор-1,4-бензохинона и тетраметил-1,4-бензохинона соответственно. Величины этих коэффициентов практически совпали с соответствующими коэффициентами, полученными с помощью лиофилизированных бактерий

Р.ркозрИогеит (см. Таблицу 1). Это говорит о том, что лиофилизированные и интактные бактерии Р.рИояркогеит обладают близкой чувствительностью к действию хинонов.

Проведено исследование контрольного образца бактериальной культуры без хинонов (Рис.4а). При этом различий между клетками, обработанными и не обработанными ГВ-ами, обнаружено не было.

Контрольный образец клеток Р. рИозрИогеит

(а)

Клетки Р. рИозрИогеит в растворах

тетраметил-1,4-бензохинона, С = 510"6М

тетрафтор-1,4-бензохинона, С= 10"5М

тетраметил-1,4-бензохинона + ГВ

тетрафтор-1,4-бензохинона+ГВ

Рис.4. Ультраструктура клеток Р. ркояркогеит, Сгв= 0,9ТО"2 г/л. Масштаб 1 мкм.

Результаты электронно-микроскопического исследования бактерий, подвергшихся воздействию тетраметил-1,4-бензохинона и тетрафтор-1,4-бензохинона показаны на рисунках 46 и 4в соответственно. Обнаружено, что характер изменений, вызванных влиянием двух хинонов, не отличался. В обоих случаях, бактерии были плеоморфной формы, клеточная стенка имела сглаженный профиль, в нуклеоплазме видны конденсированные нити ДНК. В клетках выявлялись электронно-плотные образования неправильной формы,

расположенные в цитоплазме у полюсов клетки (указаны стрелками на рисунках 46 и 4в).

После обработки бактериальной культуры хинонами и ГВ-ами (Рис.4г и Рис.4д) наблюдались изменения в строении клеточной оболочки: она становилась более плотной, внешняя мембрана клеточной стенки приобретала волнистый профиль, наблюдались остатки слизистого слоя капсулы (указаны стрелками на рисунке 4д). Особенно ярко эти изменения были видны у бактерий, подвергшихся обработке тетрафтор-1,4-бензохиноном и ГВ (Рис. 4д).

Известно, что появление слизистой капсулы является ответом клетки на неблагоприятное воздействие (С^еПоп, 1988). Слизистая капсула защищает бактерию от антимикробных агентов, и она практически всегда наблюдается на поверхности клеток, растущих в природных условиях (противоположно бактериям, выращенным в лабораторных условиях). В нашем случае, бактерии могли усилить синтез межклеточного слизистого слоя под действием ГВ в растворе тетрафтор-1,4-бензохинона.

Таким образом, гуминовые вещества усиливали ответ клетки на неблагоприятное воздействие тетрафтор-1,4-бензохинона.

В главе 4 изложены результаты влияния ГВ-в, УФ и видимого света, биологического агента на токсичность растворов органических восстановителей -фенолов.

Сравнение детоксицирующей способности ГВ в растворах хинонов и соответствующих им дифенолов (гидрохинонов)

На рис.5 представлены структурные формулы исследованных дифенолов и соответствующих им окисленных форм - хинонов. Проведено сравнение влияния ГВ на эти соединения (Табл.2).

Из таблицы 2 видно, что, как в ряду хинонов, так и в ряду фенолов, коэффициенты детоксикации (К) связаны со стандартным редокс-потенциалом пары хинон-фенол (Е°). Для хинонов наблюдается прямая зависимость, а для фенолов -обратная. Вероятно, гуминовые вещества проявляют восстановительную активность в растворах органических окислителей (хинонов) и окислительную активность в растворах органических восстановителей - фенолов.

(а)

(6)

(в)

Рис.5. Редокс пары хинон-дифенол: а) 1,4-бензохинон — 1,4-дигидрохинон б) тетрафтор-1,4-бензохинон - тетрафтор-1,4-дигидрохинон в) 1,4-нафтохинон - 1,4-нафтодигидрохинон.

Таблица 2.

Коэффициенты детоксикации (К) для растворов дифенолов и соответствующих им хинонов. Тестовая система - сопряженная система ферментативных реакций.

Хиноны К Дифенолы К В

Тетрафтор-1,4-бензохинон 1,7 Тетрафтор-1,4-дигидрохинон 1,0 0,840

1,4-бензохинон 1,4 1,4-дигидрохинон 1,2 0,712

1,4-нафтохинон 1,1 1,4-нафтодигидрохинон 2,1 0,480

Сравнение влияния различных детоксииируюших факторов на растворы фенолов

Исследовано влияние ГВ и УФ-излучения на токсичность водных растворов фенолов (гидроксибензола и яа/?а-крезола). Проанализированы изменения спектров флуоресценции растворов фенолов. Изменение токсичности растворов оценивали

коэффициентами детоксикации К этих растворов, рассчитанных с помощью биолюминесцентного биотеста на лиофилизированных бактериях.

На рисунке 6 представлены спектры флуоресценции раствора фенола (гидроксибензола) в отсутствии и присутствии ГВ. Как видно из рисунка, максимальная интенсивность полосы флуоресценции водного раствора фенола в присутствии ГВ (кривая 4) ниже в 15 раз по сравнению с раствором фенола без ГВ (кривая 1); смещения максимума полосы флуоресценции фенола при этом не наблюдалось. После воздействия УФ-облучения происходит падение интенсивности основной полосы флуоресценции фенола с максимумом 296 нм, что указывает на фотолиз фенола. Причем, эффективность фотопревращения фенола без ГВ при облучении 308 нм и >350 нм мала (кривые 2 и 3, Рис. 6). Наиболее эффективно фотолиз раствора фенола без ГВ протекает под действием излучения эксилампы с Хихг 222 нм (кривая 8, Рис. 6), а в присутствии ГВ - под действием ртутной лампы с фильтром БС-8 (Лия,> 350 нм) (кривая 7, Рис.6).

Из рисунка 6 следует, что интенсивность флуоресценции продуктов фотопревращения фенола в присутствии ГВ и без них различаются (например, кривые 2 и 7). Это указывает на то, что механизмы фотопревращений фенола в присутствии и отсутствии ГВ различны.

0.05 0.04 S 0.03 i 0.02 0.01 о

1 ч

Ч-1ч

длниа волны, нм

300 350 400

длина волны, им

Рис. 6. Спектры флуоресценции раствора фенола (Лвтб=280 нм): 1 - исходный раствор фенола без ГВ и облучения, 2 - после воздействия излучения ртутной лампы с фильтром БС-8 (Лазл> 350 нм); 3 - после воздействия УФ излучения эксилампы (Л,а, = 308 нм); 4 - с добавлением ГВ; 5 - с ГВ после воздействия УФ излучения эксилампы (Лизд = 222 нм); 6 - с ГВ после воздействия УФ излучения эксилампы (Лш, = 308 нм); 7 - с ГВ после воздействия излучения ртутной лампы с фильтром БС-8 (Ли1,> 350 нм); 8 - после воздействия УФ излучения эксилампы (Я„м = 222 нм).

В случаях максимальной эффективности фоторазложения фенола (кривые 7 и 8, Рис.66), необходимо учитывать, что при облучении эксилампой с А„м = 222 нм происходит прямой фотолиз фенола (кривая 8), а при облучении АиЗЛ >350 нм в присутствии ГВ (кривая 7) - фотоиндуцированный, не связанный с прямым фотовозбуждением фенола.

Вместе с тем, фоторазложение фенола в растворе не является свидетельством уменьшения токсичности его раствора. Нельзя исключать возможности повышения токсичности в результате образования продуктов фотолиза в растворах сложного состава. Использование биолюминесцентных бактерий в качестве биотеста позволяет оценить интегральную токсичность до и после фотолиза и сравнить эффективность детоксикации.

На рисунке 7 показаны результаты оценки токсичности растворов фенола: приведены величины относительной интенсивности биолюминесценции {I/Iq)f (где F - детоксифицирующий фактор или комбинация факторов), а также величины К. Представлены (I/I0)f раствора фенола до облучения (столбцы 1 и 5) и после облучения Ям >350 нм, у^изл~~ 222 нм, 308 нм.

(1Яо)г

1.0 л

0.8 -I 0.6 0.4 -\ 0.2 0.0

£=21

AMO

AMU

......Т—

AM 5

sil

АГ=8

шк

А=0,3 А.-0.8 .......I........еЬИ_

Рис.7. Интенсивность биолюминесценции (I/I0)f и коэффициенты детоксикации К водных растворов фенола (С=4-10'5 М) без ГВ (1-4) и в присутствии ГВ (5-8): 1,5-необлученные растворы; 2, 6 - после воздействия А^, > 350 нм; 3, 7 - после воздействия Лтг = 222 нм; 4, 8 - после воздействия Аиза = 308 нм.

Присутствие фенола подавляет интенсивность биолюминесценции бактерий по сравнению с контрольным образцом (1/10 = 0,05) (столбец 1, Рис.7), что

демонстрирует токсичность раствора фенола. При облучении раствора фенола светом ХцзР-350 нм и Лм=308 нм наблюдается увеличение интенсивности биолюминесценции (столбцы 2 и 4, Рис.7). Это говорит о снижении токсичности данных растворов. Максимальное значение = 21 соответствует раствору фенола, облученного = 308 нм. Несмотря на то, что по флуоресцентным данным под действием 222 нм происходит наиболее эффективное фоторазложение фенола (Рис.6), интенсивность биолюминесценции для этого раствора оказалась даже ниже, чем для необлученного (столбец 3 и 1 соответственно, Рис.7), что говорит об увеличении токсичности раствора (К = 0,4), вероятно, из-за образования токсичных продуктов фоторазложения.

Добавление ГВ в необлученный водный раствор фенола детоксицирует раствор (ЛГ=15, столбец 5, Рис.7). Облучение раствора фенола с ГВ всеми источниками излучения приводит к уменьшению величин (J/Iq)f и Л" по отношению к необлученному раствору (столбцы 6-8 и 5 соответственно, Рис.7). Вероятно, продукты фотолиза в системе фенол+ГВ, являются токсичными для тестовой системы. При облучении светом Л„и > 350 нм добавление ГВ слабо влияет на токсичность растворов фенола (столбцы 2 и 6, Рис.7).

Таким образом, наиболее эффективная фотоиндуцированная детоксикация фенола в воде зафиксирована при УФ облучении раствора эксилампой с Лхзя = 308 нм без ГВ. Самое коротковолновое излучение (Я„м = 222 нм) увеличивало токсичность образца по сравнению с исходным раствором фенола как в присутствии ГВ, так без них.

Для выявления наилучшего способа утилизации пара-крезола (4-метилфенола), его растворы подвергались не только действию ГВ и УФ облучения, но и микробиологической деградации микромицетом Pénicillium tardum Н-2. На рисунке 8 представлены значения (I/10)f в исследуемых растворах, подвергшихся воздействию детоксицирующих факторов и их комбинаций.

Из рисунка видно, что раствор пара-крезола ингибирует интенсивность биолюминесценции бактерий ((I/Io)f = 0,02, столбец 1, Рис.8), что говорит о токсичности раствора пара-щ>езола. При добавлении ГВ в раствор пара-крезола наблюдается его детоксикация, К= 9,5 (столбец 2, Рис.8). Коэффициенты детоксикации К всех растворов после биодеградации растворов максимально высокие (столбцы 6-13, Рис.8). Другие способы обработки также детоксицировали раствор пара-крезопа. (К> 1, столбцы 3, 4), за исключением облучения 222 нм в отсутствии ГВ, К — 0,7 (столбец 5, Рис.8).

(I/Io)F

1.2 -

1 -

0.8 -

0.6 -

0.4 -0.2 0

a=55,7 k= 53.1 д_

cb я

=60,6 К- 60,

ПИ к=« 2 I I

К=9,5

а"=6.5

ci Л=2,6

а=0,7

_—Ijff__

К=А1А

лг=55.8

л=44,1

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13

Рис. 8. Интенсивность биолюминесценции бактерий P. phosphoreum в растворах тегра-крезола (С=10"3 М): без ГВ (1, 3, 4, 5, 6, 8, 10, 12) и в присутствии ГВ (2, 7, 9, И, 13) до облучения (1, 2, 6, 7) и после облучения: А„м> 350 нм (3, 8, 9); Х113Л= 308 нм (4, 10, 11); Хтп = 222 нм (5, 12, 13); после обработки микроскопическими грибами (6-13).

Полученные результаты демонстрируют эффективность использования биолюминесцентного биотеста для мониторинга процессов детоксикации различными факторами и их комбинацией.

ВЫВОДЫ

1. Продемонстрировано использование биолюминесцентных тестовых систем (лиофилизированных и интактных бактерий, системы сопряженных ферментативных реакций, катализируемых бактериальными ферментами люцифераза и НАД(Ф)Н-ФМН-оксидоредуктаза) для мониторинга процессов детоксикации различными факторами - обработкой гуминовыми веществами, УФ облучением, биологическими агентами.

2. На основе (а) связи коэффициентов детоксикации со стандартными окислительно-восстановительными потенциалами ряда хинонов и соответствующих им дифенолов, (б) сравнения воздействия гуминовых веществ и низкомолекулярного восстановителя (сульфита натрия) на растворы хинонов продемонстрирована окислительно-восстановительная активность гуминовых веществ в растворах органических редокс-активных соединений.

3. Методом электронной микроскопии обнаружено, что гуминовые вещества способны усиливать защитный ответ клетки на воздействие органических токсикантов путем интенсификации синтеза слизистого слоя внешней клеточной оболочки.

4. Показано, что эффективность детоксикации растворов фенолов различными факторами (УФ облучением, обработкой ГВ-ами и биологическим агентом) варьируется при изменении длины волны облучения и комбинации факторов.

5. Зарегистрирована фотоиндуцированная детоксикация растворов фенолов (гидроксибензола и иара-крезола) при облучении УФ эксилампой с Л*и=308 нм и УФ+видимым светом (1„„>350 нм). Коротковолновое УФ излучение (Л^, = 222 нм) увеличивало токсичность растворов. Микробиологическая деградация приводила к максимальной детоксикации растворов пара-крезола.

ПУБЛИКАЦИИ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ Статьи в реферируемых журналах:

1. Федорова Е.С., Кудряшева Н.С., А.М. Кузнецов А.М., Д.И. Стом Д.И., Белый А.В., Сизых А.Г. Детоксикация растворов органических окислителей гуминовыми веществами. Биолюминесцентный мониторинг. Доклады Академии Наук, 2005, Т.403, №4, С.554-556.

2. Чайковская О.Н., Соколова И.В., Светличный В.А., Кудряшева Н.С., Федорова Е.С. Люминесцентный анализ фотоиндуцированной детоксикации фенола. Журнал Прикладной Спектроскопии, 2006, Т.73, №6, С.665-670.

3. Федорова Е.С., Кудряшева Н.С. Детоксикация органических окислителей гуминовыми веществами. Известия. Вузов. Физика, 2006, Т.49, №3, С. 172-174.

4. Tchaikovskaya O.N., Sokolova I.V., Svetlichniy V.A., Karetnikova E.A., Fedorova E.S., Kudryasheva N.S. Fluorescent and bioluminescent analysis of sequential biological UV dégradation ofp-cresol in water, Luminescence, 2007, Vol.22, N1, P. 29-34.

5. Fedorova E.S., Kudryasheva N.S., Kuznetsov A.M., Mogilnaya O.A., Stom D.I. Bioluminescent monitoring of detoxication processes: Activity of humic substances in quinone solutions, Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 2007, Vol. 88, N2-3, P.131-136.

6. Чайковская O.H., Каретникова E.A., Соколова И.В., Федорова Е.С., Кудряшева Н.С. Люминесцентные исследования деградации 2-метилфенола и 4-метилфенола в воде. Известия вузов. Физика, 2008, Т.51, №12, С.1344-1355.

7. Tarasova A.S., Kudryasheva N.S., Fedorova E.S., Stom D.I. Bioluminescent monitoring: detoxification of phenol solutions by humic substances and UV-irradiation. Journal of Siberian Federal University. Biology, 2008, Vol.1, N2, P. 136144.

Патент РФ № 2376380, от 20.12.2009. Кудряшева Н.С., Федорова Е.С. Биолюминесцентный способ определения антиоксидантной активности гуминовых веществ. Заявка №2007124565, приоритет от 29.06.2007.

Тезисы конференций:

1. Fedorova E.S., Kudryasheva N.S., Kuznersov A.M., Stom D.I. Bioluminescent monitoring of toxicity of pollutants in the presence of humates // International School for Young Scientists and Students on Optics, Laser Physics and Biophysics, (Saratov Fall Meeting, 2003) Internet report and abstract are available at http://optics.sgu.ru/SFM/2003/internet.

2. Федорова E.C., Кудряшева H.C., Кузнецов A.M. Биолюминесцентный мониторинг токсичности поллютантов в присутствии гуматов // 41-ая Международная Научная Студенческая Конференция «Студент и научно-технический прогресс», апрель 2003, Новосибирск, Россия, С.78.

3. Федорова Е.С., Кудряшева Н.С., Кузнецов A.M. Изучение токсичности поллютантов в присутствии гуматов. Биолюминесцентный мониторинг// 10-ая Всероссийская Студенческая Научная Конференция «Экология и проблемы защиты окружающей среды», апрель, 2003, Красноярск, Россия, С. 156.

4. Федорова Е.С., Кудряшева Н.С., Кузнецов A.M. Исследование влияния гумата на токсичность поллютантов с помощью биолюминесцентного биотеста // Научная конференция студентов, аспирантов и молодых ученых-физиков, 16 апреля 2004, Красноярск, Россия, С. 187.

5. Федорова Е.С., Кудряшева Н.С., Кузнецов A.M. // Биолюминесцентный мониторинг. Анализ детоксикации органических и неорганических поллютантов с помощью гумата // 10-ая Всероссийская Научная Конференция Студентов Физиков, апрель 2004, Москва, Россия, С.231.

6. Федорова Е.С., Кудряшева Н.С., Кузнецов A.M., Стом Д.И. Изменение токсичности поллютантов в присутствии гуматов. Биолюминесцентный мониторинг // III Съезд биофизиков России, 24-29 июня 2004, Воронеж, Россия, 76-77.

7. Fedorova E.S., Kudruasheva N.S., Kuznetsov A.M., Stom D.I. The use of luminescence assay to study pollutant detoxication mechanism by humic substances.

// VI International conference "Environment Pollution - 2005", September 20-25, 2005, Perm-Kazan-Perm, Russia, C.241.

8. Федорова E.C., Кудряшева H.C., Кузнецов A.M., Стом Д.И. Использование люминесцентных биотестов для изучения механизма детоксикации поллютантов гуминовыми веществами // IX Дальневосточная молодежная школа-конференция по актуальным проблемам химии и биологии, 16-23 сентября 2005, Владивосток, Россия, С.95.

9. Федорова Е.С., Кудряшева Н.С. VII Международная школа-семинар молодых ученых "Актуальные проблемы физики, технологий и инновационного развития", 6-8 декабря 2005, Томск, Россия, С. 172.

Ю.Федорова Е.С. Детоксикация поллютантов гуминовыми веществами. Биолюминесцентный мониторинг // XII Международная конференция студентов, аспирантов и молодых ученых "Ломоносов- 2005", апрель 2005, Москва, Россия, С. 165.

11.Fedorova E.S., Kudryasheva N.S., Kuztetsov A.M., Vydryakova G.A., Stom D.I.. Detoxification of Substituted Quinone Solutions by Humic Substances. // 13th Meeting of the International Humic Substances Society, July 30-August 4, 2006, Karlsruhe, Germany, P.1073-1077.

12. Kudryasheva N.S., Fedorova E.S., Rozhko T.N., Tchaykovskaya O.N., Sokolova I.V., Svetlichniy V.A., Bioluminescent monitoring of detoxification process. Abstract of XII Int. Symposium on Luminescence Spectrometry, Lugo, Spain, 18-21 July, 2006, P. 38.

13. Федорова E.C., Кудряшева H.C., Могильная О.А. Детоксикация органических окислителей гуминовыми веществами. // Российская школа-конференция Экотоксикология - Современные биоаналитические системы, методы и технологии", 28 октября-3 ноября, 2006, г. Пущино, Россия, С. 131.

M.Tarasova A.S., Fedorova E.S., Kudryasheva N.S. General and oxidative toxicity of oxidizer in the presence of humic substances. Bioluminescent monitoring. // XVI International Symposium Bioluminescence and Chemiluminescence, France, Lyon, Luminescence, 2010, V.25, N2, P.136-137.

Формат 60x90/16. Заказ 1468. Тираж 100 экз. Усл.-печ. л. 1,2. Печать офсетная. Бумага для множительных аппаратов. Отпечатано в ООО "ФЭД+", Москва, Ленинский пр. 42, тел. 774-26-96

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Федорова, Елена Сергеевна

Введение.

Глава 1. Литературный обзор.

1.1. Биолюминесценция как природное явление.

1.2. Биофизика биолюминесцентного процесса.

1.3. Использование бактериальной биолюминесценции для. тестирования токсичности водных сред.

1.3.1. Преимущества использования бактериальной биолюминесценции для тестирования токсичности водных сред

1.3.2. Механизмы действия экзогенных соединений на. биолюминесцентные системы.

1.3.3. Принципы функционирования биолюминесцентных тестовых систем.

1.4. Строение и свойства гуминовых веществ.

1.5. Действие ультрафиолетового облучения, микроорганизмов и гуминовых веществ на экотоксиканты.

1.6. Свойства хинонов и фенолов.

Глава 2. Материалы и методы исследования.

2.1. Реактивы и материалы.

2.2. Измерение интенсивности биолюминесцентии с помощью. бактериальной тестовой системы.

2.3. Измерение интенсивности биолюминесценции с помощью. ферментативной тестовой системы.

2.4. Определение коэффициентов детоксикации.

2.5. Измерение спектров поглощения.

2.6. Измерение редокс-потенциал ов.

2.7. Источники излучения и подготовка проб для фотоиндуцированной детоксикации растворов фенолов.

2.8. Подготовка проб для электронной микроскопии.

Глава 3. Влияние гумииовых веществ на токсичность растворов органических окислителей - хинонов.

3.1. Влияние гуминовых веществ на биолюминесцентные системы.

3.2. Изучение влияния гуминовых веществ на токсичность растворов хинонов с помощью бактериальной. тестовой системы.

3.3. Изучение влияния гуминовых веществ на токсичность растворов хинонов с помощью ферментативной. тестовой системы.

3.5. Изучение процессов детоксикации растворов хинонов. гуминовыми веществами методом абсорбционной. спектроскопии.

3.6. Влияние хинонов и гуминовых веществ на ультраструктуру бактерий.

3.7. Изучение роли гидрофобности в процессе детоксикации хинонов гуминовыми веществами.

Глава 4. Влияние гуминовых веществ, света УФ и видимого диапазонов, биологического агента на токсичность растворов органических восстановителей - фенолов.

4.1. Изучение влияния гуминовых веществ на токсичность растворов. фенолов с помощью ферментативной тестовой системы.

4.2. Фотоиндуцированная детоксикация растворов фенола в присутствии гуминовых веществ.

4.3. Сравнение фотохимической и биологической детоксикации растворов пара-крезола в присутствии гуминовых веществ.

Выводы

Введение Диссертация по биологии, на тему "Биолюминесцентный мониторинг процессов детоксикации растворов органических соединений"

Свечение организмов, биолюминесценция, основано на хемилюминесцентных ферментативных реакциях. В результате этих реакций формируются молекулы эмиттеров в электронно-возбужденных состояниях, дезактивирующиеся с испусканием кванта света видимого диапазона.

Биолюминесценция морских бактерий чрезвычайно чувствительна к присутствию токсичных соединений. Именно поэтому биолюминесцентные системы уже более 40 лет используются в качестве биотестов для мониторинга токсичности различных сред (Гительзон и др., 2002; 01гоШ е1 а1., 2008). Регистрируемый параметр физиологической активности - интенсивность свечения. Механизмы воздействия токсичных соединений на биолюминесцентные реакции многообразны; их можно условно разделить на физические, химические и биохимические (КиёгуазЬеуа, 2006).

Биолюминесцентные биотесты, основанные на люминесцентных бактериях, характеризуются надежностью, высокой скоростью анализа (1-5мин), чувствительностью, воспроизводимостью результатов, возможностью приборной регистрации и количественной оценки токсичности. Кроме того, возможность использования биолюминесцентных систем различной сложности (биолюминесцентные бактерии и выделенные ферменты), позволяет сравнивать эффекты на клеточном и биохимическом уровнях.

Биолюминесцентные биотесты чрезвычайно перспективны для использования в ремедиационных меропрятиях при оценке степени детоксикации сточных и природных вод.

Известно, что в природных условиях деградация поллютантов связана с воздействием ряда факторов физической, химической и биологической 5 природы - воздействием оптического излучения видимого и УФ-диапазонов, химических агентов природного происхождения, микроорганизмов. Одной из важнейших групп веществ, выполняющих роль природных химических детоксикантов, являются гуминовые вещества - продукты окислительного разложения и полимеризации органических веществ в почве и водных отложениях (Орлов, 1992). Исследование воздействия указанных факторов на растворы модельных поллютантов позволяет понять механизмы процессов, протекающих в окружающей среде, а также использовать выявленные закономерности при осуществлении ремедиационных мероприятий. Использование биолюминесцентных биотестов позволяет решить эту задачу.

В работе поставлены следующие задачи: 1. Продемонстрировать возможности использования биолюминесцентных тестовых систем для оценки эффективности детоксикации растворов модельных органических поллютантов гуминовыми веществами, УФ-облучением и биологическим агентом.

Положения, выносимые на защиту.

Научная новизна. Биолюминесцентные тестовые системы впервые использованы для оценки эффективности детоксикации растворов органических соединений - хинонов и фенолов - гуминовыми веществами, УФ-облучением, биологическими агентами и комбинацией этих факторов. Продемонстрирована окислительно-восстановительная активность гуминовых веществ в растворах ряда хинонов и фенолов. Показано, что гуминовые вещества способны усиливать защитный ответ клетки на воздействие токсикантов. На примере растворов фенолов показано, что эффективность детоксикации растворов токсикантов варьируется при изменении длины волны облучения и комбинации факторов.

Апробация работы. Основные результаты работы докладывались и обсуждались на XII Международной конференции молодых ученых "Ломоносов" (Москва, 2005), VII Международной школе-семинаре по актуальным проблемам физики, технологии и инновациям (Томск, 2005), 13-м Съезде Международного гуминового общества (Германия, Карлсруэ, 2006), VIII Международном симпозиуме "Сложные системы в экстремальных условиях" (Красноярск, 2006), конференции "Социально-экологические проблемы природопользования в Центральной Сибири" (Красноярск, 2006), XII Международном симпозиуме по люминесцентной спектроскопии (Испания, Jlyro, 2006), XVI Международном симпозиуме по биолюминесценции и хемилюминесценции (Франция, Лион, 2010).

Автор выражает самую глубокую и искреннюю признательность: научному руководителю Кудряшевой Н.С.; Сизых А.Г., Белому A.B., Тарасовой A.C., Кузнецову A.M. и сотрудникам его группы за сотрудничество и помощь в работе; Стому Д.И. за многолетнее плодотворное сотрудничесво; Чайковской

О.Н. и сотрудникам ее группы за помощь в организации фотоиндуцированных экспериментов и активное участие в обсуждении результатов; Могильной O.A. за оказанную помощь в проведении анализов методом электронной микроскопии. Глубокая признательность Кратасюк В.А. за постоянное внимание к работе и многолетнюю разностороннюю поддержку.

Заключение Диссертация по теме "Биофизика", Федорова, Елена Сергеевна

Выводы

3. Методом электронной микроскопии обнаружено, что гуминовые вещества способны усиливать защитный ответ клетки на воздействие токсикантов путем интенсификации синтеза слизистого слоя внешней клеточной оболочки.

4. Показано, что эффективность детоксикации растворов фенолов различными факторами (УФ облучением, обработкой ГВ и биологическим агентом) варьируется при изменении длины волны облучения, и комбинации факторов.

5. Зарегистрирована фотоиндуцированная детоксикация растворов фенолов (гидроксибензола и пара-крезола) при облучении УФ эксилампой с 308 нм и УФ+видимым светом (Ятл> 350 нм). Коротковолновое УФ-излучение (яюл = 222 нм) увеличивало токсичность растворов. Микробиологическая деградация приводила к максимальной детоксикации растворов пара-крезола.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Федорова, Елена Сергеевна, Пущино

1. Аввакумова, Н.П. Гуминовые вещества фактор защиты биосистем от экотоксикантов // Известия Самарского научного центра Российской академии наук. 2009. С. 197-201.

2. Александрова JI.H. Органическое вещество почвы и процессы его трансформации. JL: Наука, 1980. С.288.

3. Александрова М., Рожко Т., Бадун Г., Бондарева Д., Выдрякова Г., Кудряшева Н. Влияние трития на люминесцентные бактерии // Радиационная биология. Радиоэкология. 2010. Т.50. № 6. С.60-65.

4. Архипова М.Б., Терещенко Л.Я., Архипов Ю.М. ГВ фотосенсибилизаторы // Экологическая химия. 1998. Т. 7. № 4. С. 229-242.

5. Варшал Г.М., Велюханова Т. К., Сироткина И.С., Ярцева Р.Д. Фракционирование, количественное определение и изучение некоторых основных растворенных компонентов природных вод // Гидрохим. матер. 1973. Т. 59. С. 143-151.

6. Варшал Г.М., Буачидзе Н.С. Исследование сосуществующих форм ртути (II) в поверхностных водах // Журнал аналитической химии. 1983. Т. 38. С. 2155-2167.

7. Васильев Р.Ф. Механизмы возбуждения хемилюминесценции. // Известия АН СССР, Сер.физ. 1982. Т. 46. № 2. С. 323-329.

8. Гительзон И.И., Родичева Э.К., Медведева С.Е., Примакова Г.А., Барцев С.И., Кратасюк Г.А., Петушков В.Н., Межевикин В.В., Высоцкий Е.С., Заворуев В.В., Кратасюк В.А. Светящиеся бактерии. Новосибирск: Наука, 1984. С. 280.

9. Гительзон И.И., Кратасюк В.А., Лопатин В.Н., Апонасенко А.Д., Филимонов B.C., Фишов В.В., Холостова З.Г., Гаевский H.A., Григорьев Ю.С., Тихомиров A.A. Экологическая биофизика. Т.1. Фотобиофизика экосистем. М.: Логос, 2002.

10. Гусева Т.В., Молчанова Я.П., Заика Е.А., Виниченко В.Н., Аверочкин Е.М. Гидрохимические показатели состояния окружающей среды. Справочные материалы. СПб: Эколайн. 2000.

11. Ермолаев В. Л. Сверхбыстрые безызлучательные переходы между высоковозбужденными состояниями в молекулах органических соединений // Успехи химии. 2001. Т.70. №2. С. 539-561.

12. Есимбекова E.H., Торгашина И.Г., Кратасюк В.А. Сравнение иммобилизованной и растворимой биферментной системы НАДН: ФМН-оксидоредуктаза-люцифераза // Биохимия. 2009. Т. 74. № 6. С. 853-859.

13. Жилин, Д.М. Исследование реакционной способности и детоксицирующих свойств гумусовых кислот по отношению к соединениям ртути: Автореф. дис. на соискание ученой степени канд. хим. наук. М., 2006. С. 23.

14. Журавлев А.И. Спонтанная биохемилюминесценция животных тканей // Биохемилюминесценция. М.: Наука, 1983. С. 3-29.

15. Зепп Р. Дж., Шлотцхауэр П. Ф., Миллер Дж. С. Влияние природных веществ на фотохимическую реактивность пестицидов в воде. В кн.:

16. Прогнозирование поведения пестицидов в окружающей среде. Тезисы докладов советско-американского симпозиума. Ереван. 1981, С. 32

17. Илларионов Б.А., Протопопова М.В., Каргинов В.А., Мертвецов Н.П., Гительзон И.И. Нуклеотидная последовательность генов а- и ß-субъединиц люциферазы Photobacterium leiognathi // Биоорганическая химия. 1988. Т. 14. №3. С. 412-415.

18. Ильин В.Б. Тяжелые металлы в системе почва-растение. Новосибирск: Наука. 1991. С. 151.

19. Кратасюк В.А., Гительзон И.И. Бактериальная биолюминесценция и биолюминесцентный анализ // Биофизика. 1982. Т. 27. № 6. С. 937-953.

20. Кратасюк В.А. Люциферазное биотестирование: биофизические основы, методы и применение: Дис. док. биолог, наук / В.А. Кратасюк. Красноярск, 1994. С. 377.

21. Кратасюк В.А., Кузнецов A.M., Родичева Э.К., Егорова О.И., Абакумова В.В., Грибовская и.В., Калачева Г.С. Проблемы и перспективы биолюминесцентного биотестирования в экологическом мониторинге // Сибирский экологический журнал. 1996. № 5. С. 397-403.

22. Кратасюк В.А., Есимбекова E.H., Реммель H.H. Биолюминесцентный мониторинг стрессового состояния растений в замкнутых системах жизнеобеспечения // Авиакосмическая и экологическая медицина, 2008, Т.42. №6/1, С.32-35.

23. Кудряшева Н.С., Белобров П.И., Кратасюк В.А., Шигониярин Д.Н. Электронновозбужденные состояния при биолюминесенции // Докл. АН СССР. 1991. Т.321. № 4. С. 837-841.

24. Кудряшева Н.С., Шалаев Е.В., Задоржная E.H., Кратасюк В.А., Стом Д.И., Балаян А.Э. Закономерности ингибирования биолюминесцентной

25. ИФ, 1985. Препр. АН СССР, Сиб. отд-ние, Ин-т физики им.Л.В.Киренского; N 44Б.

26. Плотников В.Г. Теоретические основы спектрально-люминесцентной систематики молекул // Успехи химии. 1980. Т.49. № 2. С. 327-361.

27. Потапов В.М., Татаринчик С.Н. Органическая химия. М.: Наука, 1989. С.370.

28. Салем К. М., Перминова И. В., Гречищева Н. Ю., Мурыгина В. П., Мещеряков С. В. Биорекультивация нефтезагрязненных почв гуминовыми препаратами // ЭКиП: Общественный научно-технический журнал. 2003. № 4. С. 19-21.

29. Стом Д.И., Дагуров A.B. Комбинированное действие нефтепродуктов и "Гумата" на дафний // Сибирский экологический журнал. 2004. № 1. С. 35-40.

30. Холодкевич C.B., Юшина Г.Г., Апостолова Е.С. Перспективные методы обезвреживания органических загрязнений воды // Экол. химия. 1996. Т. 5. № 2. С. 75-106.

31. Чайковская О.Н., Соколова И.В., Светличный В.А., Кудряшева Н.С. Люминесцентный анализ фотоиндуцированной детоксикации фенола в присутствии гуминовых веществ // Журнал прикладной спектроскопии. 2005. Т. 73. №6. С. 735-739.

32. Шигорин Д.Н., Валькова Г. А., Гастилович Е.А. Электронно-возбужденные состояния многоатомных молекул и процессы их дезактивации. М.: Наука, 1993. С. 496.

33. Abelmann К., Kleineidam S., Knicker Н., Grathwohl P., Kogel-Knabner I. Sorption of HOC in soil with carbonaceous contamination: Influence of organic-matter composition // J.Plant Nutr. Soil Sci. 2005. V. 168. P. 293-306.

34. Agbenin J.O., Olojo L.A. Competitive adsorption of copper and zinic by a Bt horizon of a savanna Alfisol as affected by pH and selective removal of hydrous oxides and organic matter // Geoderma. 2004. V. 119. P. 85-95.

35. Alexandrova M., Rozhko Т., Vydryakova G., Kudryasheva N. Effect of americium-241 on luminous bacteria. Role of peroxides // J. of Env. Radioactivity. 2011. V. 102. N. 4. P. 407-411.

36. Allard В., Arsenie I. Abiotic reduction of mercury by humic substances in aquatic system an important process for the mercury cycle // Water Air Soil Pollut. 1991. V. 56. P. 457-464.

37. Baraud F., Fan T.W-M, Higashi R.M. Effect of cadmium and humic acids on metal accumulation in plants // Environmental Chemistry: Green Chemistry and Pollutants in Ecosystems, Springer Verlag, The Netherlands, 2005. P. 205-214.

38. Bartels-Rausch Т., Krysztofiak G., Bernhard A., Schlappi M., Schwikowski M., Ammann M. Photoinduced reduction of divalent mercury in ice by organic matter // Chemosphere. 2011. V. 82. N. 2. P. 199-203.

39. Ben-Yoav H., Elad Т., Shlomovits O., Belkin S., Shacham-Diamand Y. Optical modeling of bioluminescence in whole cell biosensors // Biosens. Bioelectron. 2009. V. 24. P. 1969-1973.

40. Bironaite D., Anusevic Z., Jacquot J.P., Cenas N. Interaction of quinines with Arabidopsis thaliana thioredoxin reductase // Biochemica et Biophysica Acta. 1998. V. 1383. P. 82-92.

41. Blinova O., Novikov A., Perminova I., Goryachenkova T., Haire R. Redox interactions of Pu(V) in solutions containing different humic substances // J. of Alloys and Compounds. 2007. V. 444-445. P. 486-490.

42. Bruchet A., Rousseau C., Mallevialle J. THM formation potential and prganic content: A new analytical approach // J. Am. Water Works assoc. 1990. V. 82. P. 66-74.

43. Bulish A.A., Isenberg D.L. Use of the Luminescent Bacterial System for Rapid Assessment of Aquatic Toxicity // ISA Trans Actions. 1981. V. 20. P. 29-33.

44. Busca G., Berardinelli S., Resini C., Arrighi L.Technologies for the removal of phenol from fluid streams: A short review of recent developments // Journal of Hazardous Materials. 2008. V. 160. N. 2-3. P. 265-288.

45. Cernigtia C. E., Gibson D. T. Baalen C.V. Algal oxidation of aromatic hydrocarbons: formulation of 1-naphtol from naphthalene by Agmenellum quadruplicatum strain PR-6. // Biochem.Biophys. Res. Commun. 1979. V. 88, P. 50-58.

46. Chen Y., Clapp C.E., Magen H. Mechanisms of plant growth stimulation by humic substances: the role of organo-iron complexes // Soil Sci. Plant Nutr. 2004. V. 50. P. 1089-1095.

47. Cheng Y., Liu Y., Huang J., Li K., Zhang W., Xian Y., Jin L. Combining biofunctional magnetic nanoparticles and ATP bioluminescence for rapid detection of Escherichia coli // Talanta. 2009. V.77. N. 4. P. 1332-1336.

48. Christman R.F., Ghassemi M. Chemical nature of organic color in water // J. Am. Water Works Assoc. 1996. V. 58. P. 723-741.

49. Costerton, J. Structure and plasticity at various organization levels in the bacterial cell // Can. J. Microbiol. 1988. V. 34. P. 513-521.

50. Donnelly K., Chen J., Huebner H., Brown K. Utility of four strains of white-rot fungi for the detoxification of 2,4,6-trinitrotoluene in liquid culture // Environ. Toxic. Chem. 1997. V. 16. P. 1105-1110.

51. Dunlap P.V. Bioluminescence // Microbial Encyclopedia of Microbiology. 2009. P. 45-61.

52. El-Sayed M.A. Spin Orbit Coupling and the Radiationless Processes in Nitrogen Heterocyclics // J. Chem. Phys. 1963. V. 38. P. 2834.

53. Erny G.L., Calisto V., Lima D.L.D., Esteves V.I. Studying the interaction between triazines and humic substances A new approach using open tubular capillary eletrochromatography // Talanta. 2011. V. 84. N. 2. P. 424-429.

54. Esimbekova E. N., Kratasyuk V.A. Bioluminescent enzymatic tests for ecological monitoring // Ecology and Safety, International Scientific Publications. 2008. V. 2. P. 578-586.

55. Ford J., DeLuca M. A new assay for picomole levels of androsterone and testosterone using co-immobilized luciferase, oxidoreductase, and steroid dehydrogenase //Analytical Biochemistry, 1981. V 110, P 43-48.

56. Frank L.A., Vysotski E.S. Bioluminescent immunoassay of the thyrotropin using obelin as a label // Analytical Biochemistry. 2004. V. 325. N. 2. P. 240-246.

57. Fukushima M., Tatsumi K. Functionalities of humic acid for the remedial processes of organic pollutants//Anal. Sci. 2001. V. 17. P. 1821-1823.100

58. Garcia-Mina J.M., Antolin M.C., Sanchez-Diaz M. Metal-humic complexes and plant micronutrient uptake: a study based on different plant species cultivated in diverse soil types // Plant and Soil. 2004. V. 258. P. 57-68.

59. Gerasimova M., Kudryasheva N. Effects of potassium halides on bacterial bioluminescence // J.Photochem. Photobiol. 2002. V. 66. N. 3. P. 218-222.

60. Gerasimova M.A., Sizykh A.G., Slyusareva E.A. The role of energy transfer in bioluminescence quenching by xanthene dyes // J Photochem Photobiol B. 2009. V. 97. P. 117-122

61. Girotti S., Ferri E. N., Fumo M. G., Maiolini E. Monitoring of environmental pollutants by bioluminescent bacteria // Anal. Chim. Acta. 2008. V. 608. N. l.P. 229.

62. Gjessing E.T. The effect of aquatic humus on the biological availability of cadmium // Arch. Hydrobiol. 1981. V. 91. N. 2. P. 144-149.

63. Grainer L., Lafrance P., Campbell P. An experimental design to probe the interactions of dissolved organic matter and xenobiotics: Bioavailability of pyrene and 2,2', 5,5'-tetrachlorobiphenyl to Daphnia magna // Chemosphere. 1999. V. 38. P. 335-350.

64. Gu B., Chen J. Enhanced microbial reduction of Cr(VI) and U(VI) by different natural organic matter fractions // Geochim. Cosmochim. Acta. 2003. V. 67. P. 3575-3582.

65. Gu M.B., Gil G.C. A multi-channel continuous toxity monitoring system using recombinant bioluminescent bacteria for classification of toxicity // Biosensors & Bioelectronics. 2001. V. 16. P. 661-666.

66. Gu M.B., Gil G.C., Kim J.H. Enhancing the sensitivity of a two-stage continuous toxicity monitoring system through the manipulation of the dilution rate // J. Biotechnology. 2002. V. 93. 2002. P.283-288.

67. Hastings J.W., Gibson Q.H. Intermediates in the bioluminescent oxidation of reduced flavin mononucleotide. J. Biol. Chem. 1963. V. 238. P. 2537.

68. Hastings J.W. In Cell Physiology. Ed. 3. New York: Academic Press, 2004. P. 1115.

69. He Z., Siripornadulsil S., Sayre R.T., Traina S.J., Weavers L.W. Removal of mercury from sediment by ultrasound combined with biomass (transgenic Chlamydomonas reinhardtii) //Chemosphere. 2011. V. 83. N. 9. P. 1249-1254.

70. Hu X., Chen Q., Jiang L., Yu Z., Jiang D., Yin D. Combined effects of titanium dioxide and humic acid on the bioaccumulation of cadmium in Zebrafish // Environmental Pollution. 2011. V. 159. N. 5. P. 1151-1158.

71. Huber S.A., Balz A., Abert M., Pronk W. Characterization of aquatic humic and non-humic matter with size-exclusion chromatography organic carbon detection - organic nitrogen detection (LC-OCD-OND) // Water Research. 2011. V. 45. N. 2. P. 879-885.

72. Jeffers C.E., Tu S.C. Differential transfers of reduced flavin cofactor and product by bacterial flavin reductase to luciferase // Biochemistry. 2001. V. 40. N. 6. P. 1749-1754.

73. John B., Yamashita T., Ludwig B., Flessa H. Storage of organic carbon in aggregate and density fractions of silty soil under different types of land use // Geoderma. 2005. V. 128. P. 63-79.

74. Khwaja A.R., Bloom P.R., Brezonik P.L. Binding constants of divalent mercury (Hg2+) in soil humic acids and soil organic matter // Environ. Sei. Technol. 2006. V. 40. P. 844-849.

75. Kirillova T.N., Kudryasheva N.S. Effect of heavy atom in bioluminescent reactions // Anal. & Bioanal. Chem. 2007. Vol. 387. N. 6. P. 2009-2016.

76. Kirillova T.N., Gerasimova M.A., Nemtseva E.V., Kudryasheva N.S. Effect of halogenated fluorescent compounds on bioluminescent reactions // Anal. & Bioanal. Chem. 2011. V. 400. N. 2. P. 343-351.

77. Kleinhempel D. Ein beitrag zur theories des huminstoffzustandes // Albrecht Thaer Archiv. 1970. V. 14. N. 1. P. 3-14.

78. Knuts S., Minaev B.F., Vahtras O., Agren H. Spin-Orbit Coupling in the Intersystem Crossing of the Ring Opened Oxirane Biradical // Int. J. Quant. Chem. 1995. V. 55. N. l.P. 23-34.

79. Kratasyuk V.A., Jezowska-Trzebiatowska B., Kochel B., Stawinski J., Strek I. Principle of Luciferase Biotesting // Biological luminescence. Singapore: World Scient., 1990. P. 550-558.

80. Kratasyuk V. A., Esimbekova E. N., Gladyshev M. I., Khromichek E. B., Kuznetsov A. M., Ivanova E. A. The use of bioluminescent biotests for study of natural and laboratory aquatic ecosystems // Chemosphere. 2001. V. 42. N. 8. P. 909-915.

81. Kratasyuk V., Esimbekova E., Correll M., Bucklin R. Bioluminescent enzyme assay for the indication of plant stress in enclosed life support systems // Luminescence. 2011. DOI: 10.1002/bio.l267.

82. Kudryasheva N.S., Belobrov P.I., Kratasyuk V.A., Sherbinskaya M.K. Physico-chemical regularities in the external quenching of bacterial bioluminescence // Proceeding of the First International School "Biological Luminescence". 1989. 1990. P. 416-425.

83. Kudryasheva N.S., Kratasyuk V.A., Belobrov P.I. Bioluminescent analysis. The action of toxicans: Physical-chemical reqularities of the toxicans effects // Anal. Lett. 1994. V. 27. P. 277-280.

84. Kudryasheva N.S., Zuzikov E.V., Gutnyk T.V. Mechanism of influence of metallic salts on bacterial bioluminescence system in vitro // Biophysics. 1999. V. 44. p. 244-250.

85. Kudryasheva N.S., Nemtseva E.V., Sizykh A.G., Kratasyuk V.A., Visser A.J.W.G. Estimation of energy of upper electron-excited states in bacterial bioluminescent emitter // J. Photochem. Photobiol.:B. 2002. V. 68. P.109-112.

86. Kudryasheva N.S., Nemtseva E.V., Visser A.J.W.G., van Hoek A. Interaction of aromatic compounds with Photobacterium leiognathi luciferase: fluorescence anisotropy study // Luminescence. 2003. V. 18. N. 3. P. 156-161.

87. Kudryasheva N.S., Esimbekova E.N., Remmel N.N, Kratasyuk V.A., Visser A.J.W.G., van Hoek A. Effect of quinones and phenols on the triple enzymic bioluminescent system with protease // Luminescence. 2003. V. 18. P. 224-228.

88. Kudryasheva N.S. Bioluminescence and exogenous compounds: Physico-chemical basis for bioluminescent assay // Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 2006. V. 83. N. 1. P. 77-86.

89. Kuhn K., Nowak B., Klein G., Behnke A., Seidel A., Lampen A. Determination of polycyclic aromatic hydrocarbons in smoked pork by effect-directed bioassay with confirmation by chemical analysis // J. Food Prot. 2008. V.71.N. 5.P. 993-999.

90. Kulikova N., Perminova I. Binding of atrazine to humic substances from soil, peat, and coal related to their structure // Environ. Sci. Technol. 2002. V. 36. P. 3720-3724.

91. Ma Y.B., Lombi E., Nolan A.L., McLaughlin M.J. Determination of labile Cu in soil and isotopic exchangeability of colloidal Cu complexes // European J. Soil Sci. 2006. V. 57. P. 147-153.

92. Matsushita K, Toyama H., Yamada M., Adachi O. Quinoproteins: structure, function, and biotechnological applications // Appl. Microbial Biotechnol. 2002. V. 58. P. 13-22.

93. Matthiessen A. Kinetic aspects of the reduction of mercury ions by humic.substances // Fresenius J. Anal. Chem. 1996. V. 354. P. 747-749.

94. McCapra F. Chemical generation of excited states: the basis of chemiluminescence and bioluminescence // Methods Enzymol. 2010. V. 305. P. 347.

95. Meighen E.A. Bacterial bioluminescence: organization, regulation, and application of the lux genes FASEB J. 1993. V. 7. P. 1016-1022.

96. Meinelt T., Kroupova H., Stiiber A., Rennert B., Wienke A., Steinberg C. E.W. Can dissolved aquatic humic substances reduce the toxicity of ammonia and nitrite in recirculating aquaculture systems? // Aquaculture. 2010. V. 306. N. 1-4. P. 378-383.

97. Molson J.W, Frind E.O, Van Stempvoort D.R, Lesage S. Humic acid enhanced remediation of an emplaced diesel source in groundwater. 2. Numerical model development and application. // J Contam Hydrol. 2002. V. 54. P. 277-305.

98. Oikari A., Kukkonena J., Virtanen V. Acute toxicity of chemicals to Daphnia magna in humic waters // Sci. Total Environ. 1992. V. 117-118. P. 367-377.

99. Oppenlander T. Photochemical purification of Water and Air. Weinheim: Wiley-VCH, 2003.

100. Osburn C.L., Retamal L., Vincent W.F. Photoreactivity of chromophoric dissolved organic matter transported by the Mackenzie River to the Beaufort Sea // Marine Chemistry. 2009. V. 115. N. 1-2. P. 10-20.

101. Park J.H., Lamb D., Paneerselvam P, Choppala G., Bolan N., Chung J-W. Role of organic amendments on enhanced bioremediation of heavy metal(loid)107contaminated soils // Journal of Hazardous Materials. 2011. V. 185. N. 2-3. P. 549574.

102. Provenzano M., D'Orazio V., Jerzykiewiez M., Senesi N. Fluorescence behaviour of Zn and Ni complexes of humic acids from different source // Chemosphere. 2004. V. 55. P. 885-892.

103. Remmel N.N., Esimbekova E.N., Gusev S.M., Kratasyuk V.A. Bioluminescent biosensors for space biotechnology // Luminescence. 2006. V.21. N 5. P.288.

104. Rozhko T., Kudryasheva N., Kuznetsov A., Vydryakova G., Bondareva L., Bolsunovsky A. Effect of low-level 6-radiation on bioluminescent assay systems of various complexity // Photochem. Photobiol. Sci. 2007. V. 6. P.67-70.

105. Rozhko T.V., Kudryasheva N.S., Aleksandrova M.A., Bondareva L.G., Bolsunovsky A.A., Vydryakova G.V. Comparison of effects of Uranium and Americium on bioluminescent bacteria // Journal of Siberian Federal University, Biology. 2008. V. 1. N. 1. P. 60-66.

106. Rozhko T.V., Bondareva L.G., Mogilnaya O.A., Vydryakova G.A., Bolsunovsky A.Ya., Stom D.I., Kudryasheva N.S. Detoxification of AM-241 Solutions by Humic Substances: Bioluminescent Monitoring // Anal. & Bioanal. Chem. 2011. V. 400. N. 2. P. 329-334.

107. Sachs S., Bernhard G. Humic acid model substances with pronounced redox functionality for the study of environmentally relevant interaction processes of metal ions in the presence of humic acid // Geoderma. 2011. V. 162. N. 1-2. P. 132140.

108. Sato Y., Sasaki S. Observation of oscillation in bacterial luminescence // Anal. Sei. 2008. V. 24. P. 423^26.

109. Schmidt T.M., Kopecky K., Nealson K.H. Bioluminescence of the insect pathogen Xenorhabdus luminescens II Appl. and environmental microbiol.1989. V. 55. P. 2607-2612.

110. Schnitzer M., Khan S.U. Humic substances: Chemistry and reactions // Soil Organic matter New York, Elsevier. 1978. P. 1-64.

111. Sedky H.A., Oh S. Improved detection of toxic chemicals by Photobacterium phosphoreum using modified Boss medium // Journal of Photochemistry and Photobiology. 2010. V. 101. P. 16-21.

112. Shank C.G., Richard G.Z., Vahatalo A., Lee R., Bartels E. Photobleaching kinetics of chromophoric dissolved organic matter derived from mangrove leaf litter and floating Sargassumcolonies // Marine Chemistry. 2010. V. 119. N. 1-4. P. 162171.

113. Shapiro E., Baneyx F. Stress-activated bioluminescent Escherichia coli sensors for antimicrobial agents detection // J. Biotechnol. 2007. V. 132. P. 487^193.

114. Skyllberg U., Bloom P.R., Qian J., Lin C.M., Bleam W.F. Complexation of mercury(II) in soil organic matter: EXAFS evidence for linear two-coordination with reduced sulfur groups // Environ. Sei. technol. 2006. V. 40. P. 4174-4180.

115. Stackhouse RA, Benson W.H. The effect of humic acid on the toxicity and bioavailability of trivalent chromium // Ecotoxicol Environ Saf. 1989. V. 17. N. 1. P. 105-111.

116. Stehlickova L, Svab M., Wimmerova L., Kozler J. Intensification of phenol biodégradation by humic substances International // Biodeterioration & Biodégradation. 2009. V. 63. N. 7. P. 923-927.

117. Stevenson F.J., Morevedt J.J., Cox F.R., Shuman L.M., Welch R.M. Organic matter-micronutrient reactions in soil. Micronutrient in agriculture Soil Science, Soc. of America, Madison. 1991. P. 145-186.

118. Stevenson F.J. Humus chemistry: Genesis, composition, reactions. New York: Wiley, 1994. P. 512.

119. Stom D.I, Geel T.A., Balayan A.E., Shachova G.I., Kuznetsov A.M., Medvedeva S.E. Bioluminescent method in studying the complex effect of sewage components // Arch. Environ. Contam. Toxicol. 1992. V. 22. P. 203-208.

120. Stronkhorst J., Schipper C., Brils J. Using marine bioassays to classify the toxicity of dutch harbor sediments // Environmental Toxicology and Chemistry. 2007. V. 25. P. 1535-1536.

121. Su L., Jia W., Hou C., Lei Y. Microbial biosensors: a review // Biosensors and Bioelectronics. 2011. V. 26. N. 5. P. 1788-1799.

122. Suârez-Ojeda M.E., Guisasola A., Carrera J. Inhibitory impact of quinone-like compounds over partial nitrification // Chemosphere. 2010. V. 80. N. 4. P. 474-480.

123. Sutton R., Sposito G. Molecular structure in soil humic substances: The new view // Environ. Sci. Technol. 2005. V. 39. P. 9009-9015.

124. Tahir M.M., Khurshid M., Khan M.Z., Abbasi M.K., Kazm M.H. Lignite-Derived Humic Acid Effect on Growth of Wheat Plants in Different Soils // Pedosphere. 2011. V. 21. N. l.P. 124-131.

125. Tarasenko V.F., Chernov E.B., Erofeev M.V., Lomaev M.I., Panchenko A.N., Skakun V.S., Sosnin E.A., Shitz D.V. UV and VUV excilamps excited by glow, barrier and capacitive discharges // Appl. Phys. 1999. V. 69. P. 327-329.

126. Tarasova A.S., Stom D.I., Kudryasheva N.S. Bioluminescent toxicity monitoring of oxidizer solutions. Effect of humic substances // Environmental Toxicology and Chemistry. 2011. V. 30. N. 5. P. 1013-1017.

127. Tate R.L. Microbial oxidation of organic matter of histosols Text // Adv.Microbian. Ecol. 1980. V. 4. P. 169-201.

128. Tchaikovskaya O., Sokolova I., Mayer G.V., Karetnikova E., Lipatnikova E., Kuzmina S., Volostnov D. The role of UV-irradiation pretreatment on the degradation of 2,4-dichlorophenoxyacetic acid in water // Luminescence. 2011. V.26. P.156-161.

129. Thurman, E. M., Nijhof M. In Organic geochemistry of natural waters. Dordrecht: Dr. W. Junk Publishers, 1985. P 273-361.

130. Tyulkova N.A., Jezowska-Trzebiatowska B., Kochel B., Stawinski J., Streck W. Purification of bacterial luciferase from Photobacterium Leiognathi with the use of FPLC-system. Biological luminescence. Singapore: World Scient., 1990. P. 36974.

131. Tziotzios G., Lyberatos G., Pavlou S., Vayenas D.V. Modelling of biological phenol removal in draw-fill reactors using suspended and attached growth olive pulp bacteria // International Biodeterioration & Biodégradation. 2008. V. 61. N. 2. P. 142-150.

132. Ulitzur S., Hastings J.W. Evidence for tetradecanal as the natural aldehyde in bacterial bioluminescence // Proc. Natl. Acad. Sci. 1979. N. l.P. 265-267.

133. Valimaa A.L., Kivisto A.T., Leskinen P.I., Karp M.T. A novel biosensor for the detection of zearalenone family mycotoxins in milk // J Microbiol. Methods. 2010. V.80.N. l.P. 44-48.

134. Verlinden G., Pycke B., Mertens J., Debersaques F., Ver-heyen K., Baert G., Bries J., Haesaert G. Application of humic substances results in consistent increases in crop yield and nutrient uptake // J. Plant Nutr. 2009. V. 32 P. 1407-1426.

135. Vervoort J., F. Muller, D.J. O'Kane, J. Lee, A. Bacher. Bacterial luciferase: a carbon-13, nitrogen-15, and phosphorus-31 nuclear magnetic resonance investigation // Biochemistry. 1986. V. 25, 8067-8075.

136. Vetrova E., Esimbekova E., Remmel N., Kotova S., Beloskov N., Kratasyuk V., Gitelson I. A bioluminescent signal system: detection of chemical toxicants in water // Luminescence. 2007. V. 22. N. 3. P. 206-214.

137. Vigneault B., Percot A., Lafleur M., Campbell P.G.C. Permeability changes in model and phytoplankton membranes in the presence of aquatic humic substances // Environ. Sci. Technol. 2000. V. 34. P. 3907-3913.

138. Visser S. Surface active phenomena by humic substances of aquatic origin // Rev. Fr. Sci. Eau. 1982. V.l. P. 285-296.

139. Wang W.H., Bray C.M., Jones M.N. The fate of 14C-labelled humic substances in rice cells in cultures // J. Plant Physiol. 1999. V. 154. P. 203-211.

140. Wershaw R.L., Aiken G.R. Humic substances in soil, sediments and water // Wiley Interscience. 1995. N. 12. P. 12.

141. Zeng K., Hwang H., Yu H. Effect of Dissolved Humic Substances on the Photochemical Degradation Rate of 1-Aminopyrene and Atrazin // Int. J. Mol. Sci. 2002. V.3. P.1048-1057.

Информация о работе

Федорова, Елена Сергеевна
кандидата биологических наук
Пущино, 2011
ВАК 03.01.02

Диссертация

Биолюминесцентный мониторинг процессов детоксикации растворов органических соединений - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы