Бактериальные сообщества сфагновых болот и их участие в деструкции природных полимеров

Панкратов, Тимофей Анатольевич

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Бактериальные сообщества сфагновых болот и их участие в деструкции природных полимеров
ВАК РФ 03.00.07, Микробиология

Автореферат диссертации по теме "Бактериальные сообщества сфагновых болот и их участие в деструкции природных полимеров"

На правах рукописи

ПАНКРАТОВ Тимофей Анатольевич

БАКТЕРИАЛЬНЫЕ СООБЩЕСТВА СФАГНОВЫХ БОЛОТ И ИХ УЧАСТИЕ В ДЕСТРУКЦИИ ПРИРОДНЫХ ПОЛИМЕРОВ

Специальность 03.00.07 - микробиология

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Москва - 2007

003055402

Работа выполнена в институте микробиологии им. С.Н. Виноградского РАН

Научный руководитель: доктор биологических наук

С.Н. Дедыш

Официальные оппоненты: доктор биологических наук

Е.А. Бонч-Осмоловская

кандидат биологических наук Т.Г. Добровольская

Ведущая организация: Институт биохимии и физиологии

микроорганизмов им. Г.К. Скрябина

Защита диссертации состоится в « 23 » апреля 2007 г. в 14-00 ч. на заседании диссертационного совета Д.002.224.01 в институте микробиологии им. С.Н. Виноградского РАН по адресу: 117312, г. Москва, Проспект 60-летия Октября, д. 7, к. 2.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института микробиологии им. С.Н. Виноградского РАН.

Автореферат разослан «££»_марта_2007 г.

Ученый секретарь диссертационного совета, кандидат биологических наук

Уи. сЛМ Т.В. Хижняк

Актуальность проблемы.

Сфагновые болота являются одной из важнейших наземных экосистем бореальной и тундровой зон Северного полушария. На территории России болота занимают около 140 млн. га, причем наибольшие их площади сосредоточены в Западной Сибири (Вомперский и др., 1999). Торфяные болота являются крупнейшим депозитарием устойчивого органического углерода. Мировой пул углерода торфов составляет около 455 млрд. т (Gorham, 1991; Smith et al., 2004); не менее трети этого пула приходится на Россию (Вомперский и др., 1999). Накопление органического вещества в болотах вызвано низкой скоростью его разложения, что, в свою очередь, обусловлено кислой реакцией среды, аноксией, недостатком биогенных элементов, низкими температурами и наличием фенолсодержащих органических соединений, продуцируемых сфагновыми мхами (Заварзин, 2004).

Знания о микробных сообществах сфагновых болот ограничены. Важный вклад в их расширение внесли работы кафедры биологии почв факультета Почвоведения МГУ им. М.В. Ломоносова (Звягинцев и др., 1991; Добровольская и др., 1991; Добровольская и др., 2000; Головченко и др., 2002). В них было показано, что пул микроорганизмов в сфагновых болотах сравним с таковым в черноземных почвах, а численность бактерий в грамме торфа достигает 109 клеток. Однако культивировать на традиционно используемых в микробиологической практике средах удается не более 0.01% общего количества клеток, обнаруживаемых в торфе методом люминесцентной микроскопии (Добровольская и др., 1991), а доминантами среди культивируемых форм являются грамотрицательные микроаэрофильные бактерии (Головченко и др., 2002). Следующий этап изучения микроорганизмов северных болот был инициирован интересом к проблеме глобального изменения климата и роли болот в эмиссии метана в атмосферу. Как результат, были детально исследованы оказавшиеся своеобразными метанотрофные бактерии (Дедыш, 2005) и метаногенные археи этих кислых экосистем (Horn et al., 2003; Sizova et al., 2003; Kotsyurbenko et al., 2004; Brauer et al., 2006; Kotsyurbenko et al., 2007). Однако общее филогенетическое и функциональное разнообразие представителей домена Bacteria в сфагновых болотах до недавнего времени оставалось вне внимания микробиологов. Одним же из наименее изученных в составе микробного сообщества этих экосистем является блок, отвечающий за деструкцию органического вещества.

В большинстве экосистем деструкция природных полимеров осуществляется комплексом эукариотных и прокариотных микроорганизмов (Заварзин, 2004), причем в наземных экосистемах ведущая роль в этом процессе отводится грибам (Lynd et al., 2002; Rice et al., 2006). Им же было посвящено основное внимание исследователей при изучении деструкции целлюлозы и гемицеллюлоз в сфагновых болотах (Низовцева и др., 1995; Семенов и др., 1995; Rice et al., 2006). Исследования показали, что мицелиальные грибы эффективно осуществляют деструкцию природных полимеров только при относительно низких величинах влажности и в условиях

достаточного обеспечения кислородом и биогенными элементами, т.е. in situ их активность значительно подавлена. О природе бактерий, участвующих в процессах деструкции растительных остатков в сфагновых болотах, известно гораздо меньше. Оценка численности целлюлозолитических бактерий с использованием традиционных культуральных методов позволяла выявить не более 104 - 105 клеток г"1 торфа (Waksman, 1929; Зименко, 1966; Загуральская, 1967; Наплекова, 1974; Добровольская и др., 2000). Ни для одного из полученных в этих исследованиях изолятов не была показана способность деградировать целлюлозу в кислых условиях среды. Таким образом, до сих пор остается неясным, какие группы бактерий участвуют в деструкции растительных полисахаридов в сфагновых болотах и какова их численность in situ.

Итак, бактерии - деструкторы растительных полисахаридов являются первичным звеном в цепи превращений органического углерода в сфагновых болотных экосистемах. Их первостепенная роль в цепи деструкции органического вещества и глобальность процессов аккумуляции органического углерода в сфагновых болотах послужили причиной выполнения данной работы.

Цели и задачи исследования.

Цель работы - определить структуру сообщества прокариотных организмов кислых сфагновых болот и выявить бактерии, осуществляющие процессы деструкции полимерных соединений углерода в этих экосистемах.

Для достижения этой цели нами были поставлены следующие задачи:

1. Оценить общее филогенетическое разнообразие и численность отдельных групп домена Bacteria в сфагновых болотах.

2. Оценить метаболическую активность и исследовать состав бактериальных сообществ, осуществляющих деструкцию целлюлозы и водорастворимых полисахаридов при низких значениях pH.

3. Выделить чистые культуры бактерий, способных осуществлять разложение природных полисахаридов, исследовать особенности их физиологии, установить их филогенетическую принадлежность и таксономический статус.

Научная новизна и значимость работы.

Впервые с применением метода FISH (fluorescent in situ hybridization) произведена оценка численности метаболически активных представителей отдельных филогенетических групп микроорганизмов, населяющих сфагновые болота.

Определен состав прокариотного комплекса, осуществляющего процессы деструкции растительных и микробных биополимеров в кислой среде при низких температурах. Впервые с использованием методов молекулярной диагностики микроорганизмов in situ выявлена специфика сообществ, деградирующих целлюлозу в олиготрофных сфагновых болотах и их принципиальное отличие от таковых в эвтрофных местообитаниях.

Описан и узаконен новый род бактерий семейства Sphingobacteriaceae -Mucilaginibacter gen. nov., включающий 2 новых вида - Mucilaginibacter paludis sp. nov. и Mucilaginibacter gracilis sp. nov. Бактерии этого рода способны деградировать пектин, ксилан, микробные полисахариды, ламинарии. Типовые штаммы новых видов депонированы в международных коллекциях микроорганизмов АТСС, DSMZ и ВКМ.

Проведено уточнение таксономического описания вида Chitinophaga arvensicola, в которое включена способность к росту и деградации ряда полисахаридов в диапазоне pH 4.5 - 5.5.

Выявлены аэробные бактерии филогенетической группы Actinobacteria, способные деградировать целлюлозу в диапазоне pH 4-6 и температуре 10-25°С.

Практическая значимость.

Оптимизирована методика FISH для исследования микробных сообществ торфяно-болотных почв.

Создана коллекция бактерий - представителей различных филогенетических групп, способных деградировать целлюлозу, пектин, ксилан, ламинарин, крахмал, бактериальные экзополисахариды, пуллулан, фукоидан, хондроитин при низких значениях pH (3-5.5) и низких положительных температурах (0-15°С).

Получены культуры бактерий - продуцентов экзополисахаридов, перспективных для медицинской и инженерной биотехнологии.

Апробация работы.

Материалы диссертации доложены и обсуждены на российских конференциях:

1. «Болота и биосфера», 3 научная школа. 13-16 сентября 2004 г., г. Томск.

2. «Экологическое состояние континентальных водоемов арктической зоны в связи с промышленным освоением северных территорий», 21-25 июня 2005 г., г. Архангельск.

3. «Актуальные аспекты современной микробиологии», Всероссийская Молодежная школа-конференция, 1-3 ноября 2005 г., г. Москва.

Публикации.

Материалы диссертации содержатся в 12 печатных работах: 8 экспериментальных статьях, 1 материалах конференции и 3 тезисах.

Обьем и структура диссертации.

Диссертация состоит из введения, глав, заключения и выводов, изложенных на '^»'страницах, включая ¿^таблиц, .^рисунков и списка литературы из (£// наименований, из них на русском, ^ на немецком и/^/наанглийском языке.

Место проведения работы и благодарности.

Работа выполнена в отделе микробных сообществ Института микробиологии им. С.Н. Виноградского РАН с 2003 по 2006 годы под руководством д.б.н. С.Н. Дедыш, при финансировании в рамках программы Президиума РАН «Молекулярная и клеточная биология», гранта РФФИ-НИИО 04-04-04000 и проекта ФЦНТП «Ведущие научные школы» № РИ-112/001/027.

Образцы торфа болот различного географического расположения были предоставлены автору к.б.н. Ю.Ю. Берестовской, к.б.н. И.С. Куличевской, к.б.н. A.B. Поляковой (ИНМИ РАН), сотрудницей Самарского государственного университета Т.А. Трофимовой, также получены самим автором.

Исследования с использованием метода FISH выполнены автором. Исследования ультратонкого строения клеток описываемых в работе бактерий были проведены совместно с к.б.н. Н.Е. Сузиной (ИБФМ РАН, г. Пущино) и к.б.н. H.A. Кострикиной (ИНМИ РАН). Молекулярный анализ и определение филогенетического положения изолятов проводились д.б.н. С.Н. Дедыш в Макс-Планк-Институте микробиологии суши (Марбург, Германия). Анализ хинонов изолятов бактерий был проведен к.х.н. Б.П. Баскуновым (ИБФМ РАН, г. Пущино). ДНК-ДНК гибридизация и определение содержания Г+Ц пар в ДНК проведены к.б.н. A.M. Лысенко (ИНМИ РАН). Часть физиологических, биохимических описаний изолятов, а также исследований с использованием метода FISH проведены автором при участии к.б.н. С.Э. Беловой (ИНМИ РАН).

Автор выражает глубокую благодарность всем упомянутым участникам данной работы, а также искреннюю признательность д.б.н. С.Н. Дедыш и акад. Г.А. Заварзину за практическую помощь, постоянное внимание и ценные советы на всех этапах ее выполнения.

СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ Материалы и методы

Объектами исследований служили образцы сфагнового торфа болот бореальной и тундровой зон России (Табл. 1). В работе использовали сфагновый мох с сопутствующими растительными включениями: нижняя часть очеса (мертвый мох) и растительная масса с доминированием сфагновых мхов на разных стадиях разложения (в зоне стояния болотной воды на границе раздела водной и воздушной фаз и далее вниз по профилю деятельного слоя до максимальной глубины 70 см).

Экстракцию микробных клеток из сфагнового торфа проводили с использованием гомогенизатора "MiniMix" (модель 100, Interscience, Франция) и прилагающихся к нему стерильных пакетов BagFilter®. К 2 г торфа добавляли 20 мл

Таблица 1. Характеристика образцов сфагнового торфа, использованных в

настоящем исследовании.

Болото pH Электропро водность, fiS см"1 Трофность Состав растительности

Куровское, Московская обл, 55°1Ч, 38°Е 4 7-5 2 50 олиго- мезотрофное Sphagnum medium, Sphagnum parvi/olium, Eriophorum vaginatum, Vaccimum myrtillus

Брянский лес, Брянская обл, 54°К,32°Е 4 5-4 7 50 олиготрофное Sphagnum sp, Eriophorum vaginatum, Oxahs quadripetalus, Betula pendula, Vaccimum myrtillus, Calluna sp и Ledum palustre

Обуховское, Ярославская обл, 5701М, 39°Е 42 70 олиготрофное Sphagnum angustifolium, Sphagnum fuscum, Carex spp., Oxicoccus sp и Vaccimum sp

Бакчарское, Томская обл, 56°Ы, 82Е 4 0-4 8 40 олиго- мезотрофное Sphagnum fuscum, Oxicoccus palustris, Eriophorum vaginatum, Carex rostrata, Chamaedaphne calyculata

Тальник, Воркутинская обл, 67°Ы, 63°Е 4 8-5 2 60 олиготрофное Sphagnum fuscum, Carex stans и Eriophorum angustifolium

Узиловое, Самарская обл, 53°1Ч, 48°Е 48 40 олиготрофное Spagnum sp, Carex rostrata, C. pseudocyperus, Drosera rotundifolia, Oxicoccus palustris

стерильной дистиллированной воды, обрабатывали с помощью гомогенизатора в течение 10 минут при максимальной частоте. Затем отбирали 0.5 мл полученной суспензии и фиксировали 4%-ым раствором формальдегида в фосфатном буфере (NaCl - 8.0 г, KCl - 0.2 г, Na2HP04 - 1.44 г, NaH2P04 - 0.2 г, Н20 - 1 л, pH 7.0) в течение 1.5 часов. Образец осаждали и промывали фосфатным буфером, ресуспендировали в растворе этанола и фосфатного буфера (1:1, об:об) и до анализа хранили при -20°С.

Нанесенные на стёкла фиксированные препараты клеток или торфяных экстрактов обрабатывали раствором лизоцима (1 мг в 1 мл 0.05 M EDTA и 0.1 M TRIS HCl, 1:1, pH 8.0) для увеличения проницаемости клеточных стенок бактерий. Гибридизацию препаратов с флуоресцентно-мечеными олигонуклеотидными зондами проводили в соответствии с методикой Stahl & Amann (1991) при температуре 46°С. Для детекции представителей домена Bacteria использовали смесь универсальных зондов EUB338-mix (Daims et al., 1999), а для определения численности Archaea -эквимолярную смесь зондов ARCH915 и ARC344 (Amann et al., 1990; Stahl & Amann,

1991). Для специфической детекции представителей Alphaproteobacteria использовали зонд ALF Ib, Betaproteobacteria - ВЕТ42а, Gammaproteobacteria - GAM42a (Manz et al.,

1992), Deltaproteobacteria - SRB385Db (Rabus et al., 1999), Bacteroidetes - смесь зондов

CF319a и CFB560 (Manz et al., 1996; O'Sullivan et al., 2001), Planctomycetes -эквимолярную смесь зондов PLA46 и PLA886 (Neef et al., 1998), Actinobacteria -HGC69 (Roller et al., 1994), Firmicutes эквимолярную смесь LGC354A, LGC354B, LGC354C (Meier et al., 1999), Acidobacteria - зонд HoAcl402 (Juretschko et al., 2002), Verrucomicrobia - эквимолярную смесь зондов Verl38 и Verl463 (Dedysh et al., 2006). Численность целевых клеток в образцах торфа и накопительных культур оценивали подсчётом количества гибридизованных с зондами клеток в 100 полях зрения, с последующим расчётом на 1 г влажного торфа или 1 мл накопительной культуры. Общую численность бактерий определяли окрашиванием препаратов 1 мкМ раствором ДНК- специфичного красителя ДАФИ (4',6'-диамидино-2-фенилиндол) в течение 5-7 мин.

Для получения торфяного экстракта торф обрабатывали с помощью гомогенизатора и отжимали из него торфяную суспензию. Полученную суспензию фильтровали через стерильную стекловату для удаления грубых торфяных частиц и разливали по 10 мл в стерильные флаконы объемом 50 мл. Ксиланолитические, пектинолитические и целлюлозолитические сообщества получали путем внесения в жидкий торфяной экстракт сухого березового ксилана, яблочного пектина (Fluka) или распущенной на волокна целлюлозы (2 г/л суспензии), соответственно. Для подавления развития мицелиальных грибов в одну серию флаконов вносили циклогексимид в концентрации 30 мг/л (Мамилов и др., 2000). Опытные флаконы инкубировали при 10 и 20°С.

Чистые культуры бактерий получали методом рассева на плотные питательные среды, содержащие в качестве источников углерода торфяной экстракт, глюкозу, целлюлозу, ксилан (0.02 - 0.2%) или комплексные питательные среды R2A и NutrientAgar (Difco), разведенные в 10-100 раз. В качестве гелеобразующих компонентов использовали агар-агар и полисахарид микробного происхождения Gellan-Gum (Fluka). Для определения филогенетической принадлежности и контроля чистоты изолятов использовали метод экспресс-гибридизации отобранных из колоний клеток с группо-специфичными олигонуклеотидными зондами.

Интенсивность дыхания в накопительных и чистых культурах определяли по выделению С02, с использованием газоанализатора Infralit 4 (ГДР, Dessau). Динамику роста культур прослеживали путем определения оптической плотности суспензий с использованием Eppendorf Biophotometer (длина волны 600 нм). Содержание белка в суспензиях чистых и накопительных культур определяли методом Лоури (Lowry et al., 1951). Проверку чувствительности бактерий к антибиотикам проводили на агаризованных средах путем наложения на газоны культур тест-дисков с различными антибиотиками (Oxoid G.). Определение других физиологических и биохимических свойств бактерий проводили в соответствии с общепринятыми методиками (Методы общей бактериологии, 1991).

Результаты исследований

1. Разнообразие и численность отдельных филогенетических групп прокариотных микроорганизмов в сфагновых болотах.

Использованный в данной работе метод FISH позволил учесть живые, метаболически активные клетки в образцах торфа исследуемых болот. Окраска препаратов красителем ДАФИ дала возможность оценить общую численность клеток микроорганизмов в образцах, включая покоящиеся формы. Применение олигонуклеотидных зондов, специфичных для представителей Archaea и Bacteria, а также отдельных филогенетических групп домена Bacteria, позволило осуществить филогенетический анализ микробных сообществ сфагнового торфа.

1.1. Соотношение численности представителей доменов Bacteria и Archaea и их распределение по профилю болота.

Филогенетический анализ структуры микробного сообщества был осуществлен с использованием образцов пяти сфагновых болот - Бакчар, Куровского, Брянский лес, Обуховского и Тальник. Анализу были подвергнуты образцы, отобранные из слоя торфа, находящегося на границе раздела аэробной и анаэробной частей болотного профиля, т.е. на уровне стояния болотных вод (Табл. 2).

Таблица 2. Численность клеток бактерий, выявленных в образцах сфагнового торфа окраской ДАФИ, и численность представителей доменов Archaea и Bacteria.

Образец (болото, глубина отбора)

Число клеток, Число клеток, выявленных гибридизацией с выявленных домен-специфичными зондами,

окраской ДАФИ,

NxlO8 г"1 сырого-

торфа Archaea

NxlO7 г'1 сырого торфа

Bacteria

* - доля от общего количества клеток, окрашенных ДАФИ

Обуховское, слой 10-20 см 11.2 ± 1.4 2.3 ± 0.6 2.1% 32.3 ± 7.2 28 8%

Куровское, слой 10-20 см 1.3 ±0.2 1.0 ±0.2 7.3% 6.2 ±0.8 47.9%

Брянский лес, слой 10-20 см 2.1 ±0.3 0.8 ±0.2 3.6% 10.4 ±1.5 49.9%

Тальник, слой 13-19 см 2.3 ± 0.6 3.4 ± 0.4 15.2% 10.0 ±2.8 44.3%

Бакчарское, слой 10-20 см 3.5 ±1.2 1.9 ±0.4 5.4% 7.2 ±3.1 20.7%

Общая численность микроорганизмов, выявленных окраской ДАФИ, варьировала в пределах 1.3-11.2*10® клеток г"1 сырого (содержание воды 85-95%) торфа. Эти величины близки к таковым, полученным ранее для верховых сфагновых болот (Добровольская и др., 1991; Dedysh el al., 2001).

Число клеток представителей домена Bacteria составило 6.2-32,3*107 клеток г"1 сырого торфа или 21-50°/! общего числа клеток, обнаруженных окраской ДАФИ. Численность представителей домена Archaea оказалась на порядок ниже и варьировала r диапазоне O.R-3.4* 107 клеток г"1 торфа. В целом, суммарная доля идентифицируемых клеток, обнаруженных гибридизацией с универсальными зондами на представителей доменов Bacteria и Archaea, составила в отобранных на уровне стояния вод образцах торфа различных болот от 26 до 60% общего числа клеток, выявленных окрашивание« ДАФИ. Эти данные позволяют предположить, что значительная доля прокариотиых организмов кислых и холодных сфагнояых болот находится в форме покоящихся или метаболически неактивных клеток.

¡V, 10 клеток/г торф;!

0-10

19-22 Глубина, см

Рис. I. Соотношение численности бак-терпи (серый цвет), архей (черный цвет) и кемяентнфицмруемых зондами прокариотиых микроорганизмов (белый цвет) в образцах сфагнового торфа, отобранных по профилю олцго-мезотрофиого болота Куровское (а) н олиготрофного тундрового болота Тальник (б).

Профильное распределение общего числа клеток, выявленных окраской ДАФИ, и изменение численного соотношения бактерий и архей в составе комплекса прокариот было проанализировано на примере олиго-мезотрофного болота бореальной зоны (болото Куровское) и олиготрофного болота зоны тундры (Рис. 1).

Вниз по профилю деятельного слоя болот наблюдалось увеличение численности метаболически активных клеток представителей доменов Bacteria и Archaea. Доля бактерий в составе комплекса прокариот в нижних, анаэробных слоях болотного профиля заметно снижалась по сравнению с таковой в его верхних слоях, тогда как доля архей, наоборот, увеличивалась. Как для болота бореальной зоны, так и для болота зоны тундры отчетливо прослеживалась тенденция возрастания с глубиной доли метаболически неактивных, неидентифицируемых зондами микроорганизмов. В нижних слоях этих болот она составляла до 45-55% общего числа клеток.

1.2. Идентификация отдельных филогенетических групп домена Bacteria и оценка их численности.

Выбор зондов для настоящего исследования был сделан на основе данных анализа библиотеки клонов генов 16S рРНК представителей домена Bacteria в сфагновом торфе, проведенного в 2004-2005 г. (Dedysh et al., 2006), который выявил в торфе бактерий групп Acidobacteria, Alphaproteobacteria, Verrucomicrobia, Actinobacteria, Delíaproteobacíeria, Chloroflexi, Planctomycetes, Bacteroidetes и Chlorobi. Кроме зондов, специфичных для этих филогенетических групп, в работе были использованы также зонды, специфичные для Betaproteobacteria, Gammaproteobacteria и Firmicutes, так как ряд их представителей являются активными гидролитиками.

Суммарная доля клеток, выявленных в торфе группо-специфичными зондами, составила 39% общего числа бактерий в болоте Обуховское и 41% в болоте Бакчарское. Численность представителей отдельных филогенетических групп в различных болотах значительно варьировала, однако наиболее многочисленными были микроорганизмы, относящиеся к Proteobacteria. Примененные в настоящей работе зонды охватывали четыре из пяти известных классов этой группы: Alpha-, Beta-, Gamma- и Deltaproteobacteria. В сумме, представители этих классов составляли 12.8-13.5% общей численности клеток, обнаруженных в торфе с использованием зонда EUB338-mix. Наибольшее число клеток было выявлено при гибридизации с зондами, специфичными для Alpha- и Betaproteobacteria". 0.35 - 1.47x107 и 0.24 -1.15x107 кл г'1, соответственно Грамположительные бактерии с высоким содержанием Г+Ц в ДНК, относящиеся к филогенетической ветви Actinobacteria, присутствовали во всех исследованных нами образцах, и их численность достигала 1.2х107 клт"1 торфа. Напротив, представители Firmicutes составляли минорный компонент комплекса прокариот в сфагновом торфе. Численность их вегетативных клеток, обнаруживаемых методом FISH, не превышала 104-106 кл-г'1 торфа.

Бакчар, Томская обл.

17%

Betaproteobacteria ¡'irmicutes

Alphctprotebacteria

Acidobaaeria

. \cl'mobacteria Bacteroidetes

I Pianctomycetes Deltaproteobacteria 1 Verrucomicrobia Gamnlaproieobacteria

Рис. 2. Доля представителей отдельных филогенетических групп от Общего числа идентифицированных бактерий по дшным двух различных методов: А — метод посева, Б - метод KI.SH.

Впервые в сфагновых болотах нами были обнаружены представители филогенетических групп Acidobacteria и Pianctomycetes, которые широко распространен^ в наземных и водных экосистемах, но слабо изучены и бедно представлены культивируемыми формами (Neef'et aL 1998; Hügenfroltz et gl,, 1998). Особенно многочисленны vi и были плапктомицеты. Их численность достигала I.2xlÖ7 кл-r"1 сырого торфа Численность представителей Bacteroidetes, которые ранее считались одной из доминирующих групп в сфагновых болотах (Зимепко, 1966; Загуральская. 1967), составляла 10е-IО6 клт"! торфа. Таким образом, в переходной зоне деятельного слоя торфяной залежи наиболее метаболически активными в ряду убывания были представители Proteobacteria, Actinobacteria, Pianctomycetes, Acidobacteria и Bacteroidetes.

Определение численности бактерий в сфагновом торфе методом посева на питательные среды позволило учесть лишь 104-10б клт"1. Напротив, метод FiSi! Позволил идентифицировать 3-12x10' клт"1, причем численность бактерий отдельных филогенетических групп составила от Ю* до 10; клт"1 торфа. Обшая картина соотношения отдельных групп идентифицированных бактерий болот по

данным двух ..........>ix методов существенно отличалась (Рис. 2). Например, па

чашках со средами доминировали представители Betaproteobacteria (55%), тогда как

но данным анализа in situ они составляли лишь 2% идентифицированных клеток бактерий. Кроме этого, метод посева не позволил выявить ряд репрезентативных групп болотных бактерии, таких как PlanetomycetéÉ, Ac'tdobacteria, Verrucomicrobia.

! .3, Распределение представителей различных филогенетических групп бактерий но профилю сфагнового болота.

Мы проанализировали распределение бактерий отдельных филогенетических групп по профилю болота Бакчарское (Рис. 3), lio исех исследованных слоях торфяной залежи доминировали представители AIphaproíeobacteria. Второй по численности группой бактерий аэробной части болотного профиля были Planctomycetes. Впервые в анаэробной зоне болотного профиля был обнаружен второй максимум популяциоппой численности этих бактерий. Способность к росту в аэробных и анаэробных условиях при рН 4-6 и температуре 4-20С0 предполагает широкое разнообразие экологических функций и метаболических свойств представителей Plátsctomycetef.

Увеличение численности представителей Verrucomicrobia i слое 20-30 см и Ac'tdobacteria в слое 40-50 см указывает iiíí их возможное участие в процессе анаэробного разложения торфа. На данный момент среди описанных и узаконенных представителей Vemtcomcrobia выявлены бактерии, способные к росту на целлюлозе, пектине, ксилане, крахмале, глюкуронате и гйл акту ропате (Chin el al,, 2001; Sangwan el al.. 2004). lie исключено, что в анаэробной зоне торфяной залежи представители упомянутых групп могут быть представлены облиг&тпымн или факультативными анаэробами, осуществляющими деструкцию полисахаридов.

и.о

0,5

1,0

VIO' кл-г" 1.5 Í.I)

0,0

0,5

N'•10' к.it"1 1,0 1.5

II-HI

10-20

20-30

30-Ю

411-50

"Р"

7 0-SO

I .IVÓlHH.l,

211-30

- ■

Ш I >j'h ílprdíc:í< UCfCrltt С Pltin&tMHlHXM

□ .\ciltobuclcria

□ L'erriicomicrphto

J 0-40

MActinohaileritt Ш Baeteroideles □ Dehaprotit&i acwriti Я t i' faidítes

Рис. 3. Изменение численности Отдельных групп бактерий по профилю сфагнового болота Бакчнрское. Правая пан ел к, группы бактерий, представители которых способны ([деградации природных биополимеров,

Среди представителей филогенетических групп Actinobacteria, Bacteroidetes, Firmicutes и порядка Myxococcales в пределах класса Deltaproteobacteria найдено наибольшее количество видов, обладающих гидролитическим потенциалом. При анализе распределения бактерий этих групп оказалось, что по всему профилю деятельного слоя торфяной залежи доминируют актинобактерии. Их численность была максимальна в верхних горизонтах и монотонно уменьшалась вниз по профилю (Рис. 2). Вторая по численности группа в верхнем аэробном слое -Deltaproteobacteria, которая с глубиной уступала место бактериям филогенетической группы Bacteroidetes. Численность клеток Firmicutes в изученном профиле сфагнового болота Бакчарское оказалась низкой и варьировала в диапазоне 2.3-3.7x105 кл-г"1 сырого торфа. Таким образом, среди возможных агентов микробной деградации природных полимеров в сфагновых болотах при рН от 4 до 5 доминировали представители филогенетической группы Actinobacteria.

2. Активность и состав сообществ прокариот, вовлеченных в процессы деструкции природных полимеров.

Состав фитомассы сфагновых мхов определяет разнообразие прокариот, вовлеченных в процессы ее деструкции. Отсутствие лигнина в растениях рода Sphagnum было подтверждено гистохимическим методом (Kremer et al. 2004) и методом ЯМР (Каницкая и др., 1999). До 55% углеводов представлено в тканях сфагновых мхов целлюлозой. Согласно Ligóme et al. (2002) и Kremer et al. (2004), пектиноподобные полимеры (рамногалактуронаны) являются доминирующей группой гетерополисахаридов сфагновых мхов, и их доля составляет около 35% от общей массы полисахаридов. Ксилан в клеточных стенках мхов содержится в небольшом количестве (около 10%), но составляет большую часть гемицеллюлоз болотных сосудистых растений (до 30%). Таким образом, основными субстратами гидролитических бактерий болот должны быть, в первую очередь, целлюлоза, пектин и ксилан.

2.1. Деструкция пектина и ксилана.

Анализу были подвергнуты аэробные накопительные культуры, полученные при внесении пектина и ксилана в торфяные суспензии (сфагновое болото Обуховское) и инкубации при 10°С. Динамика интенсивности дыхания сообществ отражена на рисунке 4. В первые 5 суток адаптивные перестройки в сообществах приводили к снижению интенсивности дыхания, после чего начиналось потребление внесенных полисахаридов. Скорость продукции С02 в пектинолитическом сообществе была на 50% выше, чем в ксиланолитическом. Интенсивность дыхания в обоих вариантах превышала контроль в 2-6 раз. Такие результаты указывали на высокую активность микробных сообществ, деградирующих пектин и ксилан. Образцы накопительных культур отбирали и фиксировали для последующего анализа на 20-й день инкубации, когда интенсивность дыхания сообществ была максимальной.

-А- коы|||о.|ь Ю£>% — — пектин ♦ - кси.иш

+4+4**1 4+++++44+Н 4 4 + + + 44 44н ++++44444Н 4 »+4 + 44441

Н> 20 Ж)

Пр.'ма, су1к~>1

Контроль

Вас!егоШещ |;1;1;| Вешого/еоЬааепа АЬЬапгоЫоЬашНа

Спттарго/еоЬааепа Минорные группы ) | Неидептифинипонанпые клетки

Рис. 4. Анализ пектнно ими чес кого н кс и лан о л ити ческого бактериальных сообществ сфагнового болота Обуховскос. Леяая панель: интенсивность дыхания (ИД) в сообшеетвау по сравнению с контролем. Припая панель: филогенетическая структура сообществ. Минорные группы: А&тоЬааегш, Ре11прго1еоЬас1ег1(1, Р1апс(отусе1е$, Ас'иЫтШпа, УегтсописгиЫа и ПгткШен.

Анализ компонентного состава этих сообществ позволил идентифицировать около 70% клеток бактерий (Рис. 4, правая панель). Около 30% клеток, не идентифицированных примененными зондами, могут быть представлены Неизвестными бактериями или являться членами филогенетически обособленных кластеров известных групп бактерий. Основными компонентами пектиполитического сообщества оказались Всс!его1с1е!ех и ВеЛарг о1еоЬааег\а (24 и 20%, соответственно), что указывает па их специализацию в сфагновых болотах -гидролиз гетеро!юлисахаридов при рН от 4 до 5.5 и дефиците биогенных элементов.

Ксиланолити четкое сообщество отличалось от нею и политического увеличением доли А1рЪарго1еоЬас1ег'ш (25% против 14%) за счет уменьшения численности представителей Ве1арШеоЬас!егЩ (7%) и Вас1его1с1е1е$ (19%). Очевидно, что в сфагновых болотах ксилан разлагается, главным образом, при участии альфапротеобактерий, многие щ которых способны к азотфиксадии и не зависят от источников связанного азота.

2.2. Деструкция целлюлозы.

Мониторинг интенсивности дыхания целлюлозолитических сообществ (ЦЛС) был проведён в течение 90 суток (!>ис. 5). Сравнение ИД ЦЛС с активным

Рис. 5. Динамика интенсивности дыхания целлюлозолитических сообществ сфагнового болота Обуховское. Обозначения: С+ - вариант с добавлением циклогексимида (30 мг/л), С- без циклогексимида.

Таблица 4. Изменение численности бактерий в целлюлозолитичееком сообществе при рН 4.2-4.6. Жирным шрифтом выделены значения численности бактерий-доминантов.

Филогенетическая группа Начальная численность клеток/мл Численность бактерий на 55-е сутки инкубации, клеток/мл

10°С 20°С

Контроль без субстрата Целлюлоза +циклогеке И МИД Контроль без субстрата Целлюлоза +циклогекс имид

Bacteria 3,92 х 108 (68)* 3,80 х ю8 (77) 1,09 х Ю9 (249) 4,80 х Ю7 (64) 2,28 х Ю9 (207)

A Iphaproteobacteria 1,02 x 108 5,30 х Ю7 4,71 х Ю8 2,33 х 107 5,08 х Ю8

Betaproteobacteria 1,15 x 107 3,46 х Ю6 3,83 х Ю7 1,28 х Ю6 4,35 х Ю7

Gammaproteobacteria 5,70 x Ю6 6,91 х Ю6 1,73 х Ю8 1,30 х ю6 2,79 х Ю7

Deltaproteobacteria 2,30 x Ю5 5,76 х Ю5 1,17 х Ю8 но 1,27 х Ю7

Actinobacteria 3,46 x Ю6 2,45 х Ю7 2,16 х Ю7 3,40 х Ю6 7,47 х Ю8

Acidobacteria 3,50 x Ю5 3,79 х Ю5 5,39 х Ю7 9,22 х 105 3,46 х Ю6

Planctomycetes 1,83 x Ю7 2,42 х Ю7 9,65 х Ю7 7,66 х 106 7,10 х Ю7

Firmicutes HO 2,88 х Ю5 9,60 х Ю5 но 5,83 х Ю5

Bacteroidetes HO 1,09 х Ю7 2,25 х Ю7 2,88 х 105 8,64 х Ю6

* в скобках указана концентрация белка (мкг в 1 мл накопительной культуры) но - численность ниже предела детекции метода (< 105 кл/мл)

□ I ¡сндентнфицщювадные клетки

□ Минорные группы 0 Р1апс1отусе!е$

0 ОеНаргоШЬаШпа И Ве! арго! е о Ь аае/иа § Оаттарго ШоЬааепа (1 ЛапюЬиаепа ША/рЬарго! е оЬасгепа

10* С

20* С

Рис. 6. Анализ компонентного состава це л люлозолитическото бактериального сообщества, раз в и кающегося при подавлен ни мицелиальных грибов циклогексимидом и температуре инкубации Ш и 20"С, с использованием флуоресцентно-меченых олигонуклеотидных зондов. Минорные группы: Вас1ем>1(1е1е$, АсШоЬас1епа, Игткиш, УегтисописгоЫн.

Рис. 7. 1п хПи гибридизация цел л юлозолнтнческоГФ микробного сообщества с 238 рР Н К-сп ецифи ч и ы м зондом, детектирующим представителей филогенетическом грун[[Ы АсйпоЬасипа. А - флуоресцентная микрофотография гибридизации с СуЗ-меченым зондом НСС69А. Б — фазовый контраст. Маркер - 5 мкм.

грибным компонентом и ИД сообщества, в котором грибы были подавлены внесением циклогексимида, не выявило значимых различий при 10°С и 20°С.

При 20°С ИД в ЦЛС увеличивалась в 2-3 раза по сравнению с ИД в сообществах, которые инкубировали при 10°С. Филогенетический анализ структуры ЦЛС, развивающегося при 20°С показал, что доминантами в нем были представители филогенетической группы Actinobacteria (табл. 4, рис. 6). Их численность увеличилась в ходе инкубации на 2.5 порядка и составила около трети числа всех идентифицированных бактерий в сообществе (рис. 6 и 7). Увеличение доли представителей этой группы в целлюлозолитическом сообществе сфагнового болота указывает на присутствие актинобактерий, разлагающих целлюлозу при низких значениях pH. Ранее (Bayer et al., 2006; Lynd et al., 2002) способность к разложению целлюлозы была показана только для нейтрофильных бактерий родов Cellulomonas и Streptomyces, являющихся членами филогенетической группы Actinobacteria.

Постоянным и неотъемлемым компонентом всех изученных ЦЛС являются альфапротеобактерии, доля которых в структуре сообществ составляла не менее 20% идентифицированных бактерий (Рис. 6). Betaproteobacteria и Gammaproteobacteria были представлены в анализируемых сообществах небольшим количеством клеток, от 2 до 5% общего числа бактерий. Таким образом, протеобактерии являлись фоном, на котором происходило развитие целлюлозолитических актинобактерий. Функциональная роль представителей филогенетической группы Planctomycetes, доля которых в ЦЛС составляла от 3 до 9%, пока неясна.

3. Выделение и идентификация бактерий - деструкторов природных биополимеров в сфагновых болотах.

В результате работы по выделению чистых культур бактерий, способных деградировать гомо- и гетерополисахариды, был получен ряд изолятов, способных разлагать пектин, ксилан, микробные полисахариды, ламинарии, хондроитин и целлюлозу. Наиболее активные из них были идентифицированы путем секвенирования гена 16S рРНК, а их физиологические свойства изучены.

3.1. Бактерии рода Burkholderia.

К числу бетапротеобактерий, способных деградировать полисахариды, относится род Burkholderia. Рост при pH от 3.5 до 6.0 и утилизация широкого спектра субстратов объясняет распространение этих бактерий в составе ацидофильных микробных сообществ сфагновых болот (Белова и др., 2006). Изоляция и последующая идентификация бактерий, присутствующих в пектинолитических и целлюлозолитических сообществах, показали, что их типичным компонентом являются представители рода Burkholderia. Штаммы F4 и F4w, выделенные из целлюлозолитического сообщества, были представлены грамотрицательными неподвижными палочками длиной 0.8-1.5 мкм и толщиной 0.4-0.6 мкм. Наибольшее

Рис. 8. Динамика интенсивности дыхания Burkhoitieria sp. штамм F4 при росте на пектине и полисахариде микробного пропс хождения Gellan Gum (левам панель). Морфология штамма F4 (правая панель), маркер - 5 мкм.

сходство tena Í6S рРНК было обнаружено с В fungorutn (98%) и В phenazinium (98%). Представители Burkholderia использовали в качестве источников углерода широкий спектр субстратов от Сахаров и органических кислот до ароматических соединении, а также гид рол изо вал и пектин и микробные полисахариды (Рис. 8). Цеялюлозолити ческой активностью эти культуры не обладали, однако, в отличие ог типичных диесипотрофов, способных использовать только мономериые субстраты, они должны быть отнесены к гидролитикам.

3.2. Выделение и характеристика бактерий рода ChÜinophaga.

В процессе выделения бактерий из цсллгалозолитических сообществ нами было получено 5 штаммов, по морфологическим признакам близких к бактериям семейства Flexibacíeríaceae (филогенетическая группа Bacteroidetes) (Рис. 9).

Последовательность пуклеотидов гена 16S рРНК этих культур оказалась на 9999.5% сходной с таковой у Chitinophciga arvensicola (JCampler el al., 2006). Проверка

V. S^

V—

Ш0

Jjí*T

a -

SWm

Ш r.

Рис. 9. А. Фазово-контрапная микрофотография клеток СМипоркаца агуеп$ко!а штамм Р\1, суточная культура» К - 5-суточная, маркер - 5 мкм. В - электронная микрофотография срезов клеток 5-суточной культуры штамма РХ1, маркер -1.0 мкм.

функциональных свойств показала, что изоляты способны гидролизовать ламинарин, микробные полисахариды, казеин, эскулин и желатин. Некоторые штаммы могли деградировать агар, ксилан и крахмал. Ни один из изолятов не мог деградировать целлюлозу, карбоксиметилцеллюлозу, хитин и пектин. В отличие от ранее описанных представителей Chitinophaga arvensicola, болотные изоляты могли расти при pH от 4.0 до 5.0 и не были способны восстанавливать нитрат. Температурный диапазон роста (2-37°С), способность к утилизации ксилана и крахмала, рост в микроаэробных условиях указывают на возможность участия этих бактерий в составе ассоциаций, осуществляющих первичную деструкцию полисахаридов болотных растений.

3.3. Выделение и описание бактерий нового рода Mucilaginibacter gen. nov.

Из торфа болота Бакчарское нами были получены изоляты бактерий, которые были способны использовать в качестве источника углерода пектин, ксилан, крахмал, ламинарин, пуллулан и хондроитин (Рис. 10). Бактерии обильно продуцировали экзополисахариды и образовывали крупные слизистые колонии. Предварительный анализ новых культур с использованием флуоресцентно-меченых олигонуклеотидных зондов позволил отнести их к филогенетической группе Bacteroidetes. Штаммы ТРТ18 и ТРТ56 принадлежали к семейству Sphingobacteriaceae, но имели лишь 9193% сходства генов 16S рРНК с представителями родов Pedobacíer и Sphingobacterium (Рис. 11). Анализ свойств выделенных штаммов показал, что это факультативно аэробные хемоорганотрофы, использующие в качестве источников углерода полисахариды, сахара, но не органические кислоты и полиспирты. По совокупности данных физиологических, хемотаксономических и генотипических анализов изоляты были отнесены к новому роду Mucilaginibacter gen. nov.

Характеристика Mucilaginibacter gen. nov.

Mucilaginibacter (Mu.ci.la.gi.ni.bac'.ter. N.L mucilago слизь; N.L. masc. n. bacter палочка; N.L. masc. n. Mucilaginibacter слизеобразующие палочки) Грамотрицательные палочки длиной 1.5 - 40 мкм и толщиной до 1.2 мкм, концы клеток закругленные или слегка заостренные. Клетки неподвижные, на плотных средах могут быть собраны в цепочки, образуют внеклеточные везикулы. Цвет колоний от желтовато-кремового до розового или красноватого. Флексирубин не образуют. Диаметр колоний от 3 до 10 мм. Колонии выпуклые, обильно слизистые, круглые. Может расти аэробно и анаэробно за счёт брожения. Сбраживает глюкозу, но не мелибиозу и мелецитозу. Не может использовать в качестве источника углерода мелибиозу, мелецитозу, целлюлозу, хитин, гепарин и эскулин. Индол из триптофана и сероводород на средах, содержащих тиосульфат, сульфат железа и пептон, не образует. Растет при температуре от 2 до 33°С, при оптимуме 18-25°С. Рост в

lï - V i * a ' *л »< Уз-

' ' 1Í ШГ- - - Era '-'S ь ч

/ . Щ ' 1 - > - 4 ЛЬМ ''т

Ь ж 'Ш Ш - ка ъЬш Ш i

mt1 ж11es/. F s -

, * i i ч ' ; , и * , - ч

■ 0" ■

0 Kcii.uiii

* IU-kiuh

• ♦ КоНЦЮЛЪ

• *

0-0

♦ ♦

0 5 C)TK,I 9 "

Рис, 10, Морфология клеток штаммоШ I P 118 (A) ii TP 156 (Б), маркер - 5 мк.м. fi -микрофотографии ультратонкого среза клеток штамма ТРТ56; МПС -мезосомонодобные структуры, Ii - везикулы, ПФ - гранулы полнфосфаток, маркер - 0.5 мкм. Г- динамика роста штамма ТРТ56 при деградации пектина и ксклана.

Ш0

9Х

(>9

чк strain TPTS6*

7" strain ТР'П8т

Bacteroidetesbacterium 1X9. AYJ 37604 ВасшШеЩЬвстШт MBÍC4I47, АВ022Ш Candidatus éóniilaiis. ХУШ4 КЗ Pedobácier ùfriùaiilis. AJ438171 t\'dobacter hepwiims. A1 -, 3 SI '2 100 t\-ihbMterсгуостШЫ. AJ43NI7Ü Pedobacter piscium. АД438174 Sphinyohttt'tcrittm muitivorum, ABO20205

Spívn^obadci'íurit thalpophilunt. M5ÎÎ779 Splihigobqcleriitin fitcciwn, Л J4.ÎК i 76

Sphingohacterhm} spír¡iiv()!H;r,. M5K77K Cycinbaciériw» matinum, M627KH Bclttelhi Ыillicit. AJ564642

Cytopboga iiutchinsonii. M58768 Spoiin v/f>/)litii>it nwxococcoides. AJ310654

Ceiliilophaga báltica, AJ005972 ÊMophqpt /ucicola. AJ 005973 Leenwànbiidik'lhi marinoßaya, M5877Ö Flwbuí iciium (¡íjutuib'. M62797 Flavisbàcteriiim liniicoia. ABÖ75230

mu.

IOO

Рис, 11. Девдрограмма, построенная на основе сравнительного анализа иуклсотшшш последовательностей генов 16S рРНК штаммов ТРТ18 п ТРТ56 и других представителей семействаSphihgobocteriaceae.

диапазоне рН 4.5-8.5, при оптимуме 6.0-6.5. В составе клеток доминируют isoCiso, anteiso-Cis о, iso-C17o ЗОН, iso-C150 20Н and Qe iffl7c жирные кислоты. Хиноны представлены менахинонами МК-7 (90-92%) и МК-6 (8-10%). Содержание пар Г+Ц в ДНК 42.4% - 46.1%. Типовой вид - Mucilaginibacter paludis.

Mucilaginibacter paludis gen. nov., sp. nov.

Основные характеристики указаны при описании рода. Колонии розовые или красноватые. Толщина клеток 0.6-1.0 мкм; длина 1.5-30 мкм. Использует в качестве источников углерода D-целлобиозу, D-фруктозу, D-галактозу, натрия D-галактуронат, натрия D-глюконат, D-глюкозу, D-лактозу, D-лейкрозу, D-мальтозу, D-рамнозу, D-сахарозу, D-трегалозу, D-ксилозу, D-маннозу, мезоинозит, N-ацетилглюкозамин. Образует кислоты при росте на целлобиозе, фруктозе, галактозе, глюкозе, лактозе, мальтозе, рамнозе, сахарозе, ксилозе, маннозе, ламинарине и ксилане. Гидролизует хондроитин 6-сульфат, ксантановую камедь, ламинарин, пектин, пуллулан, крахмал и ксилан, но не альгинат, карбоксиметилцеллюлозу, целлюлозу, хитин, эскулин, фукоидан, гепарин, лихенан. Температура роста 2-35°С с оптимумом при 20-25°С. Растет в диапазоне рН от 4.4 до 8.2 с оптимумом при 6.0-6.5. Содержание пар Г+Ц в ДНК - 46.1 моль %. Изолирован из сфагнового торфа. Типовой штамм ТРТ56т =АТСС ВАА-1394Т.

Mucilaginibacter gracilis sp. nov.

Основные характеристики указаны при описании рода.

Колонии круглые, выпуклые, слизистые, непрозрачные или полупрозрачные, кремовые или желтоватые. Клетки грамотрицательные, палочковидные толщиной 0.4-0.8 мкм; длиной 1.5-40 мкм. Использует в качестве источников углерода D-галактозу, D-глюкозу, D-ксилозу, D-лактозу, D-мальтозу, D-рамнозу, D-раффинозу, салицин, D-сахарозу, D-трегалозу, D-фруктозу, D-целлобиозу, пируват. Образует кислоты при росте на D-галактозе, D-глюкозе, D-ксилозе, D-мальтозе, D-сахарозе, D-трегалозе, D-фруктозе, D-целлобиозе, ламинарине и ксилане, но не на маннозе. Спектр утилизируемых полимерных субстратов такой же, как у М. paludis. Оптимальный рост при температуре 2-33°С и рН 5.8-6.2. Содержание пар Г+Ц в ДНК - 42,4 моль %. Изолирован из сфагнового торфа. Типовой штамм ТРТ18т =АТСС ВАА-1391Т.

4. Бактерии, способные к гидролизу целлюлозы.

Из целлюлозолитических сообществ был получен ряд изолятов, представляющих филогенетические группы Bacteroidetes, Alphaproteobacteria, Gammaproteobacteria, Betaproteobacteria, Acidobacteria и Actinobacteria. Тестирование этих изолятов показало, что только некоторые представители Actinobacteria были способны к деструкции целлюлозы. Три штамма - ACTR, ACTY, АСТ104 -грамположительных мицелиальных бактерий были способны разлагать целлюлозу

при рН 4.0-6.0 (Рис. 12А, В). Их колонии образовывали хорошо выраженные зоны просветления па агаре, содержащим кристаллическую целлюлозу (Рис. 12Б), а в жидких срсдах при рН 5.2 и уровне минерализации 40 см'1 в отсутствие минеральных источников азота и фосфора они разлагали целлюлозу с образованием С02 (Рис. 12Г). Штамм ЛСТК. обнаруживал 98.5% сходства гена 168 рРНК с $1гер1отусе!> (Рготшег, 1959), АСТУ - 98% сходства с 51гер!отусе$ /еггаШЩ

(8а1п1р1 егте-Вопассй! Й а!.. 2004) и АСТ104 - 99% сходства е Шсготопозрога та1зито1оепзе (Ьсс с! а1,, 1999). В данной работе впервые для этих видов показана способность к гидролизу цел.полозы.

- у .

pfö^ Щ ,

' ■■ л 'ЛтяМнНк?

: —¿cl г ' x • /< ea S

♦ 1С он гриль

□ Sir.Jerruiiti* штамм ACTY

• Str. git/bus штамм ACTR О M. HKi/HfWfliWyW

штамм ACT105

Pile. 12. Рост штаммов ACTIOS (Л), ACTY (Б) и ACTR (В) на кристаллической целлюлозе, маркер 5 мкм. Динамика накопления COz при культивировании штаммов в жидкой среде с кристаллической целлюлозой (2 г/л) (/"). Кот роль - рост на той же среде без целлюлозы,

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Методами молекулярной диагностики in situ показано, что прокариотные сообщества сфагновых болот включают представителей доменов Archaea и Bacteria. В аэробных слоях болотного профиля численность бактерий на порядок превосходит численность архей, однако с глубиной доля архей возрастает. Применение метода FISH позволило оценить численность и установить филогенетическую принадлежность физиологически активных прокариотных организмов, населяющих сфагновые болота. В составе бактериальных сообществ сфагновых болот были идентифицированы представители филогенетических групп Proteobacteria, Actinobacteria, Bacteroidetes, Planctomycetes, Acidobacteria, и Verrucomicrobia, из которых последние три группы обнаружены нами в болотах впервые. Наиболее многочисленными из идентифицированных примененными зондами бактерий были представители класса Alphaproteobacteria и филогенетических групп Actinobacteria и Planctomycetes. Использование метода FISH позволило идентифицировать до 108 клеток в 1 г влажного торфа, тогда как метод посева на питательные среды выявлял только 104-10б клт"1. Помимо этого, молекулярный in situ анализ микробного населения торфа позволил обнаружить ряд филогенетических групп домена Bacteria, которые не выявляются высевом на традиционные питательные среды, но при этом являются важным компонентом бактериального сообщества сфагновых болот.

Полученные в работе данные позволяют предположить, что деструкция растительной массы в кислых сфагновых болотах происходит поэтапно. После отмирания растений, бактерии филогенетических групп Bacteroidetes, Alphaproteobacteria и Betaproteobacteria разлагают легкодоступные водорастворимые полисахариды - пектин, ксилан, крахмал. Дальнейшее разложение стойких полимеров растительной массы осуществляется сообществом актинобактерий и представителей группы Alphaproteobacteria, численность которых в торфе достигает 107 клт'1. Уменьшение количества активных форм клеток этих бактерий с глубиной соответствует увеличению степени разложения торфа вниз по профилю. Численность физиологически активных бактерий филогенетической группы Firmicutes в кислом торфе и полученных из него накопительных культурах незначительна и не превышает 105 клт"1. При низких температурах и высокой влажности, характерных для сфагновых болот, прокариотные целлюлозолитические сообщества способны составить конкуренцию мицелиальным грибам, ведущая роль которых в деструкции целлюлозы в наземных экосистемах остается неоспоримой.

Из торфа сфагновых болот выделены бактерии, способные расти при pH 4.0-6.0 и утилизировать широкий спектр растворимых и нерастворимых полисахаридов в отсутствие источников связанного азота и при низкой концентрации ключевых биогенных элементов. Эти организмы относятся к филогенетическим группам Proteobacteria, Bacteroidetes и Actinobacteria

выводы

1. Впервые произведена оценка численности и состава физиологически активных прокариотиых организмов в сфагновых болотах с использованием метода FISH. Численность метаболически активных представителей доменов Archaea и Bacteria составила 107и 108 клеток в грамме торфа, соответственно.

2. Показано, что численно значимыми компонентами бактериальных сообществ сфагновых болот являются представители филогенетических групп Proteobacteria, Actinobacteria, Planctomycetes, Acidobacteria и Bacteroidetes. Впервые в сфагновых болотах выявлены бактерии групп Verrucomicrobia, Acidobacteria и Planctomycetes.

3. Разложение пектина в кислых олиготрофных болотах осуществляется бактериями филогенетических групп Bacteroidetes и Betaproteobacteria, а ксилана - представителями Bacteroidetes и Alphaproteobacteria.

4. При pH 4 - 5 и 10°С процесс деструкции целлюлозы в сфагновых болотах заторможен. Повышение температуры до 20°С приводит к активизации разложения этого биополимера бактериями филогенетической группы Actinobacteria в сообществе с представителями Alphaproteobacteria.

5. Из сфагнового торфа выделены и описаны ацидо- и психротолерантные бактерии нового рода Mucilaginibacter gen. nov. и двух новых видов -Mucilaginibacter paludis sp. nov. и Mucilaginibacter gracilis sp. nov. - способные гидролизовать пектин, ксилан, ламинарии, микробные полисахариды и хондроитин в диапазоне pH 4.5 - 6.0 и температуре от 2 до 30°С.

6. Из целлюлозолитических сообществ сфагновых болот выделены культуры актинобактерий, способных к деструкции целлюлозы в диапазоне pH 4.0-5.5. Они идентифицированы как представители видов Streptomyces ferralitis, Streptomyces galbus и Micromonospora matsumotoense. Способность гидролизовать целлюлозу показана для этих видов впервые.

Список работ, опубликованных по теме диссертации Экспериментальные статьи

1. Панкратов Т.А., Белова С.Э., Дедыш С.Н. Оценка филогенетического разнообразия прокариотных микроорганизмов в сфагновых болотах с использованием метода FISH // Микробиология, 2005, Т. 74, № 6, с. 722-728.

2. Марченко С.А., Панкратов Т.А., Горленко М.В., Кожевин П.А. Мультисубстратное тестирование природных микробных сообществ в почве // Вестник МГУ. Сер. Почвоведение, 2005, №2, с. 44-46.

3. Белова С.Э., Панкратов Т.А., Дедыш С.Э. Бактерии рода Burkholderia как типичный компонент микробного сообщества сфагновых болот // Микробиология, 2006, Т. 75, № 1, с. 90-96.

4. Dedysh S. N., Pankratov Т.А., Belova S.E., Kulichevskaya I.S. and Liesack W. Phylogenetic analysis and in situ identification of Bacteria community composition in an acidic Sphagnum peat bog // Appl. Envir Microbiol., 2006, V. 72 (3), p. 2110-2117.

5. Куличевская И.С., Панкратов T.A., Дедыш С.Н. Выявление представителей Planctomycetes в сфагновых болотах с использованием молекулярных и культуральных подходов // Микробиология, 2006, Т. 76, № 3. С. 329-335.

6. Панкратов Т.А., Дедыш С.Н., Заварзин Г.А. Ведущая роль представителей Actinobacteria в процессах аэробной деструкции целлюлозы в сфагновых болотах // ДАН, 2006 Т. 410, № 4, с. 438-442.

7. Pankratov Т.А., Kulichevskaya I.S., Liesack W. and Dedysh S.N. Isolation of aerobic, gliding, xylanolytic and laminarinolytic bacteria from acidic Sphagnum peatlands and emended description of Chitinophaga arvensicola Kampfer et al. 2006 // Int J. Syst. Evol Microbiol, 2006, V. 56 (12), p. 2761-2764.

8. Pankratov T.A., Liesack W., Dedysh S.N. Mucilaginibacter paludis gen. nov., sp. nov. and Mucilagimbacter gracilis sp. nov., two novel pectin, xylan and laminarin degrading members of the family Sphingobacteriaceae from acidic Sphagnum peat bog// Int J. Syst. Evol Microbiol, (submitted).

Труды конференций

Панкратов T.A., Белова С.Э., Дедыш С.Н. Анализ микробных сообществ сфагновых болот путем in situ гибридизации с рРНК-специфичными флуоресцентно-мечеными олигонуклеотидными зондами // «Болота и биосфера». Материалы 3-ей научной школы. 1316 сентября 2004. Томск. С. 231-238.

Тезисы

1. Panikov N.S., Pankratov Т. Relaxation Biodynamics: Experimental Studies and Modeling of Biogeochemicat Processes in Northern Terrestrial Ecosystems // Eos Trans. AGU, 82(47), Fall Meet. Suppl., 2001.

2. Панкратов T.A., Куличевская И.С., Белова С.Э., Дедыш С.Н., Заварзин Г.А. Молекулярная диагностика филогенетического состава бактерий в ультрапресных водах верхового сфагнового болота Молого-Шекснинского водосбора // «Экологическое состояние континентальных водоемов арктической зоны в связи с промышленным освоением северных территорий». Материалы Межд. конференции. 21-25 июня 2005. Архангельск, 2005. С. 81-82.

3. Панкратов Т.А. Филогенетический анализ целлюлозолитического сообщества сфагнового торфа. В сб.: «Актуальные аспекты современной микробиологии: Всероссийская Молодежная школа-конференция, Москва, 1-3 ноября 2005 г.» (Тезисы конф.)- М.: МАКС Пресс, 2005. С. 51-52.

Заказ № 103/03/07 Подписано в печать 15 03 2007 Тираж 100 экз. Уел п л 2,25

ООО "Цифровичок", тел. (495) 797-75-76, (495) 778-22-20 www.cfr.ru; е-таИ: info@cfr.ru

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Панкратов, Тимофей Анатольевич

ВВЕДЕНИЕ.

Актуальность проблемы.

Цель и задачи работы.

Научная новизна и значимость работы.

Практическая ценность.

Апробация работы.

Публикации.

Структура и объем.

Место проведения работы и благодарности.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Глава 1. Географическая локализация и основные характеристики сфагновых болот.

1.1. Распространение сфагновых болот в бореальной и тундровой климатических зонах.

1.2. Условия формирования олиготрофных сфагновых болот и их физико-химические характеристики.

1.3. Растительность сфагновых болот.

1.4. Химический состав сфагновых мхов.

1.4.1. Углеводы.

1.4.2. Фенольные соединения.

1.4.3. Липиды и жирные кислоты.

1.4.4. Азотсодержащие вещества.

1.4.5. Другие минеральные компоненты.

1.5. Химический состав сосудистых растений сфагновых болот.

Глава 2. Микробные сообщества сфагновых болот: состояние вопроса.

2.1. Общие представления о микробных сообществах болотных экосистем.

2.1.1. Численность, биомасса и разнообразие микроорганизмов в сфагновых болотах.

2.1.1.1. Численность, биомасса и разнообразие грибов.

2.1.1.2. Численность и разнообразие дрожжей в сфагновых болотах.

2.1.1.3. Численность и разнообразие бактерий.

2.1.1.4. Метаногенные археи в сфагновых болотах.

2.1.1.5. Метанотрофные бактерии сфагновых болот.

2.1.2. Азотофиксация в сфагновых болотах и азотфиксирующие бактерии.

2.1.3. Оценка микробного разнообразия в сфагновых болотных экосистемах с применением молекулярных подходов.

2.2. Микроорганизмы сфагновых болот, способные к деструкции природных полимерных соединений.

2.2.1. Целлюлозолитические микроорганизмы в сфагновых болотах.

2.2.2. Разложение ксилана и пектина в сфагновых болотах.

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

Глава 3. Объекты и методы исследования.

3.1. Объекты исследования.

3.2. Анализ образцов с использованием метода FISH.

3.3. Постановка экспериментов по инициации развития микробных сообществ, осуществляющих деградацию полимерных субстратов.

3.4. Определение белка.

3.5. Определение интенсивности дыхания.

3.6. Получение чистых культур бактерий.

3.7. Методы исследования морфологических, физиологических и хемотаксономических характеристик культур.

3.8. Электронная микроскопия.

3.9. Бактерии, использованные в качестве тест-культур.

ЗЛО. Фотодокументирование материалов и обработка данных.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

Глава 1. Оценка общей численности микроорганизмов и численности представителей Archaea и Bacteria в сфагновых болотах.

1.1. Определение численности представителей Archaea и Bacteria в слое 10-20 см деятельного слоя торфяной залежи.

1.2. Изменение общей численности микроорганизмов, численности Archaea и

Bacteria по профилю сфагнового болота.

Глава 2. Идентификация отдельных филогенетических групп домена Bacteria и оценка их численности.

2.1. Анализ библиотеки клонов генов 16S рРНК бактерий сфагнового болота

Бакчарское, Томской области.

2.2. Идентификация и оценка численности бактерий различных филогенетических групп в переходном слое деятельного слоя торфяной залежи некоторых болот

Бореальной и Тундровой географических зон.

2.3. Изменение численности представителей отдельных филогенетических групп по профилю сфагнового болота Бакчарское.

2.4. Оценка численности и разнообразия бактерий в сфагновых болотах методом учёта на питательных средах

Глава 3. Активность и состав сообществ прокариот, вовлеченных в процессы деструкции природных биополимеров.

3.1. Функциональный анализ пектинолитического и ксиланолитического сообществ.

3.2. Филогенетический анализ состава пектинолитического и ксиланолитического микробных сообществ.

3.2.1. Ксиланолитическое сообщество.

3.2.2. Пектинолитическое сообщество.

3.3. Деструкция целлюлозы.

3.3.1. Определение скорости разложения целлюлозы в торфяных суспензиях.

3.3.2. Анализ состава прокариотного компонента целлюлозолитических сообществ.

Глава 4. Выделение и идентификация бактерий - деструкторов природных полимеров в сфагновых болотах.

4.1. Бактерии рода Burkholderia.

4.2. Выделение и характеристика бактерий рода Chitinophaga.

4.3. Выделение и описание бактерий нового рода Mucilaginibacter gen. nov.

4.4. Выделение бактерий, способных к гидролизу целлюлозы.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Бактериальные сообщества сфагновых болот и их участие в деструкции природных полимеров"

Актуальность проблемы.

Знания о микробных сообществах сфагновых болот ограничены. Важный вклад в их расширение внесли работы кафедры биологии почв факультета Почвоведения МГУ им. М.В. Ломоносова (Звягинцев и др., 1991; Добровольская и др., 1991; Добровольская и др., 2000; Головченко и др., 2002). В них было показано, что пул микроорганизмов в сфагновых болотах сравним с таковым в черноземных почвах, а численность бактерий в грамме торфа достигает 109 клеток. Однако культивировать на традиционно используемых в микробиологической практике средах удается не более 0.01% общего количества клеток, обнаруживаемых в торфе методом люминесцентной микроскопии (Добровольская и др., 1991), а доминантами среди культивируемых форм являются грамотрицательные микроаэрофильные бактерии (Головченко и др., 2002). Следующий этап изучения микроорганизмов северных болот был инициирован интересом к проблеме глобального изменения климата и роли болот в эмиссии метана в атмосферу. Как результат, были детально исследованы оказавшиеся своеобразными метанотрофные бактерии (Дедыш, 2005) и метаногенные археи этих кислых экосистем (Нош et al., 2003; Sizova et al., 2003; Kotsyurbenko et al., 2004; Brauer et al., 2006; Kotsyurbenko et al., 2007). Однако общее филогенетическое и функциональное разнообразие представителей домена Bacteria в сфагновых болотах до недавнего времени оставалось вне внимания микробиологов. Одним же из наименее изученных в составе микробного сообщества этих экосистем является блок, отвечающий за деструкцию органического вещества.

Rice et al., 2006). Им же было посвящено основное внимание исследователей при изучении деструкции целлюлозы и гемицеллюлоз в сфагновых болотах (Низовцева и др., 1995; Семенов и др., 1995; Rice et al., 2006). Исследования показали, что мицелиальные грибы эффективно осуществляют деструкцию природных полимеров только при относительно низких величинах влажности и в условиях достаточного обеспечения кислородом и биогенными элементами, т.е. in situ их активность значительно подавлена. О природе бактерий, участвующих в процессах деструкции растительных остатков в сфагновых болотах, известно гораздо меньше. Оценка численности целлюлозолитических бактерий с использованием традиционных культуральных методов позволяла выявить не более 104 -105 клеток г*1 торфа (Waksman, 1929; Зименко, 1966; Загуральская, 1967; Наплекова, 1974; Добровольская и др., 2000). Ни для одного из полученных в этих исследованиях изолятов не была показана способность деградировать целлюлозу в кислых условиях среды. Таким образом, до сих пор остается неясным, какие группы бактерий участвуют в деструкции растительных полисахаридов в сфагновых болотах и какова их численность in situ.

Цели и задачи исследования.

Для достижения этой цели нами были поставлены следующие задачи:

Научная новизна и значимость работы.

Практическая значимость.

Оптимизирована методика FISH для исследования микробных сообществ торфяно-болотных почв.

Апробация работы.

Материалы диссертации доложены и обсуждены на российских конференциях:

1. «Болота и биосфера», 3 научная школа. 13-16 сентября 2004 г., г. Томск.

2. «Экологическое состояние континентальных водоемов арктической зоны в связи с промышленным освоением северных территорий», 21-25 июня 2005 г., г. Архангельск. 7

Публикации.

Объем и структура диссертации.

Диссертация состоит из введения, глав, заключения и выводов, изложенных на 137 страницах, включая 17 таблиц, 34 рисунков и списка литературы из 215 наименований, из них 61 на русском, 1 на немецком и 153 на английском языке.

Заключение Диссертация по теме "Микробиология", Панкратов, Тимофей Анатольевич

выводы

1. Впервые произведена оценка численности и состава физиологически активных прокариотных организмов в сфагновых болотах с использованием метода FISH. Численность метаболически активных представителей доменов Archaea и Bacteria

7 Ä составила 10 и 10 клеток в грамме торфа, соответственно.

2. Показано, что численно значимыми компонентами бактериальных сообществ сфагновых болот являются представители филогенетических групп Proteobacteria, Actinobacteria, Plancíomycetes, Acidobacteria и Bacteroidetes. Впервые в сфагновых болотах выявлены бактерии групп Verrucomicrobia, Acidobacteria и Plancíomycetes.

5. Из сфагнового торфа выделены и описаны ацидо- и психротолерантные бактерии нового рода Mucilaginibacter gen. nov. и двух новых видов - Mucilaginibacter paludis sp. nov. и Mucilaginibacter gracilis sp. nov. - способные гидролизовать пектин, ксилан, ламинарин, микробные полисахариды и хондроитин в диапазоне pH 4.5 - 6.0 и температуре от 2 до 30°С.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Методами молекулярной диагностики in situ показано, что прокариотные сообщества сфагновых болот включают представителей доменов Archaea и Bacteria. В аэробных слоях болотного профиля численность бактерий на порядок превосходит численность архей, однако с глубиной доля архей возрастает. Применение метода FISH позволило оценить численность и установить филогенетическую принадлежность физиологически активных прокариотных организмов, населяющих сфагновые болота. В составе бактериальных сообществ сфагновых болот были идентифицированы представители филогенетических групп Proteobacteria, Äctinobacteria, Bacteroidetes, Planctomycetes, Acidobacteria, и Verrucomicrobia, из которых последние три группы обнаружены нами в болотах впервые. Наиболее многочисленными из идентифицированных примененными зондами бактерий были представители класса Alphaproteobacteria и филогенетических групп Äctinobacteria и Planctomycetes. Использование метода FISH позволило идентифицировать до 108 клеток в 1 г влажного торфа, тогда как метод посева на питательные среды выявлял только 104-106 клт"1. Помимо этого, молекулярный in situ анализ микробного населения торфа позволил обнаружить ряд филогенетических групп домена Bacteria, которые не выявляются высевом на традиционные питательные среды, но при этом являются важным компонентом бактериального сообщества сфагновых болот.

7 1

Alphaproteobacteria, численность которых в торфе достигает 10 клт' . Уменьшение количества активных форм клеток этих бактерий с глубиной соответствует увеличению степени разложения торфа вниз по профилю. Численность физиологически активных бактерий филогенетической группы Firmicutes в кислом торфе и полученных из него накопительных культурах незначительна и не превышает 105 кл*г"'. При низких температурах и высокой влажности, характерных для сфагновых болот, прокариотные целлюлозолитические сообщества способны составить конкуренцию мицелиальным грибам, ведущая роль которых в деструкции целлюлозы в наземных экосистемах остается неоспоримой.

Из торфа сфагновых болот выделены бактерии, способные расти при рН 4.0-6.0 и утилизировать широкий спектр растворимых и нерастворимых полисахаридов в отсутствие источников связанного азота и при низкой концентрации ключевых биогенных элементов. Эти организмы относятся к филогенетическим группам Рго1еоЬас(епа, Вас1его1с1е1е5' и АсНпоЬаМепа.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Панкратов, Тимофей Анатольевич, Москва

1. Анапольская Л.Е., Мезенцев М.А., Тюктик В.В. Климат // Атлас Тюменской области.-М.; Тюмень, 1971. Вып. 1. - Лист 13.

2. Аристархова В.И. Нокардиоподобные микроорганизмы. М.: Наука, 1989.248 с.

3. Бахнов В.К. Биогеохимические аспекты болотообразовательного процесса. Новосибирск: Наука, 1986.193 с.

4. Бегак Д.А. Из результатов микробиологического исследования верхового торфяника (количественный учет бактерий в верховом торфе) // Почвоведение, 1926. №2. С. 64-75.

5. Беликова Н.М. Из результатов микробиологического анализа торфа (о разложении клетчатки в торфе) // Торфяное дело, 1929. № 10-11. С. 427-430.

6. Белова С.Э., Панкратов Т.А., Дедыш С.Н. Бактерии рода Burkholderia как типичный компонент микробного сообщества сфагновых болот // Микробиология, 2006. Т. 75, № 1, с. 90-96.

7. Биохимия фенольных соединений // Под ред. Дж. Харборна и ак. Н.М. Эммануэля. М. 1968. 451 с.

8. Болотные системы Западной Сибири и их природоохранное значение. Под. ред. д.б.н. В.Б. Куваева. Тула: Гриф и К°, 2001. 584 с.

9. Вавуло Ф.П. Микрофлора почв Белорусской ССР / В сб.: «Микрофлора почв северной и средней части СССР». М.: Наука, 1966. С. 114-135.

10. Васильева Л.В., Берестовская Ю.Ю., Заварзин Г.А. Психрофильные ацидофильные метанотрофы из сфагнетты зоны вечной мерзлоты // Доклады академии Наук. 1999. Т.368. № 1. С. 125-128.

11. Вомперский С.Э., Цыганова О.П., Ковалёв А.Г., Глухова Т.В., Валяева H.A. Заболоченность территории России как фактор связывания атмосферного углерода // Круговорот углерода на территории России. М.: Изд-во Моск. Правительства, 1999. С. 124-145.

12. Головченко A.B., Полянская Л.М., Добровольская Т.Г., Васильева Л.В., Чернов И.Ю., Звягинцев Д.Г. Особенности пространственного распределения и структурымикробных комплексов болотно-лесных систем // Почвовоедение, 1993. № 10. С. 78-88.

13. Головченко A.B., Санникова Ю.В., Добровольская Т.Г., Звягинцев Д.Г. Сапротрофный бактериальный комплекс верховых торфяников Западной Сибири // Микробиология, 2005. Т. 74. № 4. С. 545-551.

14. Головченко A.B., Семёнова Т.А., Полякова A.B., Инишева Л.И. Структура микромицетного комплекса олиготрофных торфяников южно-таёжной подзоны Западной Сибири //Микробиология, 2002. Т. 71. № 5. С. 667-674.

15. Гродницкая И.Д., Сорокин Н.Д. Почвенно-микробиологический мониторинг лесоболотных экосистем Западной Сибири // Почвоведение, 2004. № 8. С. 945-951.

16. Дедыш С.Н. Метанотрофные бактерии кислых сфагновых болот // Микробиология, 2002. Т. 71. №6. С. 1-14.

17. Дедыш С.Н. Исследования экологии метанотрофных бактерий с использованием молекулярных подходов / В кн.: Труды ин-та микробиол. им. С.Н. Виноградского, вып. XIII. М., 2006. С. 192-224.

18. Дедыш С.Н. Ацидофильные метанотрофные бактерии / Дисс.доктора биол.наук. М.: "МАКС пресс", 2005. 235 с.

19. Добровольская Т.Г. Структура бактериальных сообществ почв. М.: ИКЦ "Академкнига", 2002.202 с.

20. Добровольская Т.Г., Меньших Т.Б., Чернов И.Ю., Добровинская Г.Р., Урусевская И.С. Бактерии гидролитического комплекса в лесных гидроморфных почвах // Микробиология, 2000. № 10. С. 1242-1246.

21. Добровольская Т.Г., Полянская JI.M., Головченко A.B., Смагина М.В., Звягинцев Д.Г. Микробный пул в торфяных почвах // Почвоведение, 1991. № 7. С. 69-76.

22. Евдокимова Г.А., Мозгова Н.П. Микроорганизмы тундровых и лесных подзолов Кольского Севера. Апатиты: изд.-во КНЦ РАН, 2001.184 с.

23. Жданникова E.H. Микробиологическая характеристика торфяно-болотных почв Томской области. В кн.: «Заболоченные леса и болота Сибири». Изд-во АН СССР, 1963.

24. Заварзин Г.А. Бактерии и состав биосферы. М.: Наука, 1984. 199 с.

25. Заварзин Г.А. Лекции по природоведческой микробиологии. М.: Наука, 2004. 348 с.

26. Загуральская Л.М. Микронаселение торфяно-болотных почв Томской области / В сб.: «Взаимоотношения леса и болота». М.: Наука, 1967. С. 56-81.

27. Звягинцев Д.Г., Добровольская Т.Г., Головченко A.B., Зенова Г.М., Смагина М.В. Структура сапротрофного комплекса микроорганизмов в торфяниках// Микробиология, 1991. Т. 60. Вып. 6. С. 155-164.

28. Зенова Г.М., Закалюкина Ю.В., Звягинцев Д.Г. Ацидотолерантные актиномицеты в почвах // Почвоведение, 2000. № 9. С. 1114-1116.

29. Зенова Г.М., Закалюкина Ю.В., Селянин В.В., Звягинцев Д.Г. Выделение и рост почвенных ацидофильных актиномицетов рода Micromonospora II Почвоведение, 2004. № 7. С. 847-852.

30. Зенова Г.М., Звягинцев Д.Г. Экологический статус актиномицетов рода Micromonospora И Почвоведение, 1997. № 3. С. 376-383.

31. Зенова Г.М., Широких И.Г., Лысак JI.B., Звягинцев Д.Г. Мезофильные и термотолерантные актиномицеты в рекультивируемых торфяниках подзоны южной тайги//Почвоведение, 1991. № 12. С.54-61.

32. Зименко Т.Г. Микрофлора торфяных почв / В сб.: «Микрофлора почв северной и средней части СССР». М.: Наука, 1966. С. 136-165.

33. Классификация растительного покрова и видов торфа центральной части Западной Сибири. М. 1975. 148 с.

34. Клёсов A.A., Рабинович М.Л., Синицын А.П., Чурилова И.В., Григораш С.Ю. Ферментативный гидролиз целлюлозы. I. Активность и компонентный состав целлюлазных комплексов из различных источников // Биоорганич. химия, 1980. Т. 6. № 8. С. 1225-1242.

35. Кузнецов С.И, Микрофлора озёр и её геохимическая деятельность. Л.: 1970. 440 с.

36. Куличевская И.С., Панкратов Т.А., Дедыш С.Н. Выявление представителей Planctomycetes в сфагновых болотах с использованием молекулярных и культуральных подходов // Микробиология, 2006. Т. 76. № 3. С. 329-335.

37. Лисс О.Л., Березина H.A. Болота западной Сибири. М.: Изд-во МГУ, 1981. 204 с.

38. Максимова О.П. Микробиологическое исследование торфа // Труды ин-та торфа, 1934. №13. С. 107-113.

39. Марченко С.А., Панкратов Т.А., Горленко М.В., Кожевин П.А. Мультисубстратное тестирование природных микробных сообществ в почве // Вестник МГУ. Сер. Почвоведение, 2005. № 2, с. 44-46.

40. Наплёкова H.H. Аэробное разложение целлюлозы микроорганизмами в почвах Западной Сибири. Новосибирск: «Наука», 1974.250 с.

41. Низовцева Д.В, Семёнов A.M., Паников Н.С. Влияние влажности на целлюлазную активность микроорганизмов в верховом торфе // Микробиология, 1995. Т. 65. № 6. С. 827-832.

42. Омельченко М. В., Васильева JI.B., Заварзин Г.А., Савельева Н.Д., Лысенко А. М., Митюшина JI.JL, Хмеленина В. Н., Троценко Ю.А. Новый психрофильный метанотроф рода Methylobacter // Микробиология, 1996. № 65. С. 384-389.

43. Орлова В.В. Западная Сибирь. Климат СССР. JL: Гидрометеоиздат, 1962. Вып. 4. 301с.

44. Паников Н.С. Кинетика роста микроорганизмов. М.: Наука, 1992.311 с.

45. Панкратов Т.А., Белова С.Э., Дедыш С.Н. Оценка филогенетического разнообразия прокариотных микроорганизмов в сфагновых болотах с использованием метода FISH //Микробиология, 2005. Т. 74, № 6, с. 722-728.

46. Панкратов Т.А., Дедыш С.Н., Заварзин Г.А. Ведущая роль представителей Actinobacteria в процессах аэробной деструкции целлюлозы в сфагновых болотах // ДАН, 2006. Т. 410, № 4, с. 438-442.

47. Полякова A.B., Чернов И.Ю. Новый вид дрожжей Candida aurita sp. nov. из олиготрофных болот Западной Сибири // Микробиология, 2002. Т. 71. № 3. С. 260264.

48. Полякова A.B., Чернов И.Ю., Паников Н.С. Биоразнообразие дрожжей в гидроморфных почвах на примере травяно-сфагнового болота (Западная Сибирь) и кочкарной тундры (Барроу, Аляска) // Микробиология, 2001. Т. 70, № 5. С. 714-720.

49. Попова JI.C. Аэробные формы Clostridium polymyxa из торфяного болота и подзолистых почв //Изв. АН СССР. Сер. биол. 1961. № 3. С. 98-118.

50. Пьявченко Н.И., Козловская JI.C. Изучение болотных биогеоценозов // Программа и методика биогеоценотических исследований. М.: Наука, 1974. С. 267-280.

51. Семёнов A.M., Низовцева Д.В., Паников Н.С. Влияние температуры и минеральных элементов на целлюлазную активность и развитие микромицетов в образцах торфа из верхового болота // Микробиология, 1995. Т. 64. № 1. С. 97-103.

52. Семёнов A.M., Низовцева Д.В., Паников Н.С. Целлюлазная активность в верховых болотах и прилегающих автоморфных почвах // Почвоведение, 1997, № 1. С. 64-68.

53. Сливкин А.И. Полиурониды. Структура, свойства, применение (обзор) // Вестник ВГУ, 2000. Серия химия, биология. С. 30-46.

54. Слободова Н.В. Изучение биоразнообразия азотофиксирующих прокариот кислых торфяных почв на основе анализа последовательностей генов nijН / Автореф. дисс. . канд. биол. наук. М., СПП, 2006. 24 с.

55. Торфяные болота России: к анализу отраслевой информации. М.: Геос. 2001. 190 с.

56. Холкин И.С. Стационарные исследования по биодинамике торфяных почв // Труды отд. с.-х. микробиологии, 1928. № 3. С. 131-152.

57. Черненькова Т.В. Реакция лесной растительности на промышленное загрязнение. М.: Наука, 2002.191 с.

58. Юдина Н.В., Писарева С.И., Саратиков А.С. Противоязвенная активность фенольных соединений торфа // Химия растительного сырья, 1998. V. 4. С. 29-32.

59. Adamson J.K., Scott W.A., Rowland А.Р. and Beard G.R. Ionic concentrations in a blanket peat bog in northern England and correlations with deposition and climate variables // European Journal Soil Science, 2001. V. 52. V. 69-79.

60. Aerts R., van Logtestijn R., van Staalduinen M., Toet S. Nitrogen supply effects on productivity and potential leaf litter decay of Carex species from peatlands differing in nutrient limitation // Oecologia, 1995. V. 104. P. 447-453.

61. Aerts R., Wallen Bo, Maimer N. and De Caluwe H. Nutritional constraints on Sphagnum-growth and potential decay in northern peatlands // Journal of Ecology, 2001. V. 89. P. 292-299.

62. Aerts, R., Verhoeven, J.T.A. and Whigham, D.F. Plant-mediated on nutrient cycling in temperate fens and bogs//Ecology 1999. V. 80. P. 2170-2181.

63. Aldous A.R. Nitrogen translocation in Sphagnum mosses: effects of atmospheric nitrogen deposition//NewPhytologist, 2002. V. 156. P. 241-253.

64. Allgaier M., Grossart H-P. Diversity and seasonal dynamics of Actinobacteria populations in four lakes in northeastern Germany // Appl. Environ. Microbiol., 2006. V. 72. N. 5. P. 3489-3497.

65. Amann R.I., Binder B.J., Olson R.J., Chisholm S.W., Devereux R., Stahl D.A. Combination of 16S rRNA-targeted oligonucleotide probes with flow cytometry for analyzing mixed microbial populations// Appl. Environ. Microbiol. 1990. V. 56. P. 19191925.

66. Amann R.I., Krunholz L., Stahl D.A. Fluorescent-oligonucleotide probing of whole cells for determinative, phylogenetic, and environmental studies in microbiology // J. Bacterid., 1990. V. 172. P. 762-770.

67. Amann R.I., Ludwig W. Ribosomal RNA-targeted nucleic acid probes for studies in microbial ecology // FEMS Microbiol. Reviews, 2000. V. 24. P. 555-565.

68. Amann R.I., Ludwig W., Schleifer K.-H. Phylogenetic identification and in situ detection of individual microbial cells without cultivation // Microbiol. Rev. 1995. V. 59. P. 143169.

69. Aselmann I., Crutzen P.J. Global distribution of natural fresh water wetlands and rice paddies, their net primary productivity, seasonality and possible methane emissions // J. Atmos. Chemistry. 1989. V. 8. P. 307-358.

70. Baker J. H., Morita R. Y. and Anderson N. H. Bacterial activity associated with the decomposition of woody substrates in a stream sedimentf // Applied and Environmental Microbiology, 1983. V. 45. № 2. P. 516-521.

71. Bayer E.A., Shoham Y. and Lamed R. Cellulose-decomposing bacteria and their enzyme systems / Prokaryotes, 2006. V. 2. P. 578-617.

72. Beg Q.K., Kapoor M., Mahajan L., Hoondal G.S. Microbial xylanases and their industrial applications: a review// Appl. Microbiol. Biotechnol., 2001. V. 56. P. 326-338.

73. Bendell-Young L., Pick F.R. Contrasting the geochemistry of aluminum among peatlands // Water, Air, and Soil Pollution, 1995. V. 81. P. 219-240.

74. Boswell, J.G. and Gover D.J. The microbiology of acid soils // New Phytol., 1946. V. 45. P. 218.

75. Boucher D., Jardillier L., Debroas D. Succession of bacterial community composition over two consecutive years in two aquatic systems: a natural lake and a lake-reservoir // FEMS Microbiol. Ecol., 2006. V. 55. P. 79-97.

76. Bouvier T., del Giorgio P.A. Factors influencing the detection of bacterial cells using fluorescence in situ hybridization (FISH): a quantitative review of published reports // FEMS Microbiol. Ecol., 2003. V. 44. P. 3-15.

77. Bragazza, L., Gerdol, R. and Rydin, H. Effects of mineral and nutrient input on mire bio-geochemistry in two geographical regions. Journal of Ecology, 2003. V. 91. P. 417-426.

78. Breemen N. How Sphagnum bogs down other plants // Tree, 1995. V. 10. N 7. P. 270275.

79. Breemen N. Nutrient cycling strategies // Plant and Soil, 1995. V. 168-169. P. 321-326.

80. Bugante E.C., Oi S. Methane fermentation of xylan by mesophilic and thermophilic methane sludges //Appl. Microbiol. Biotechnol., 1995. V. 44. P. 550-552.

81. Carafa A., Duckett J.G., Knox J.P., Ligorne R. Distribution of cell-wall xylans in bryophytes and tracheophytes: new insights into basal interrelationships of land plants // New Phytologist, 2005. V.168. P. 231-240.

82. CHARACTERISTICS OF THE LOW-ELEVATION SPHAGNUM-DOMYNATED PEATLANDS OF WESTERN WASHINGTON, 2000. Online publication.

83. Chimner R. A. and Ewel K.C. A tropical freshwater: II. Production, decomposition, and peat formation // Wetlands Ecology and Management, 2005. V. 13. P. 671-684.

84. Chin K.-J., Liesak W. and Janssen H. Opitutus terrae gen. nov., sp. nov., to accommodate novel strains of the division 'Verrucomicrobia' isolated from rice paddy soil // IJSEM, 2001. V.51. P. 1965-1968.

85. Clymo, R. S. Control of cation concentrations, and in particular of pH, in Sphagnum dominated communities. Proceedings of international biological program symposium held in Amsterdam and Nieuwersluis, 1967. P. 173-184.

86. Clymo, R.S. The origin of acidity in Sphagnum bogs // The Briologist, 1964. V. 67. P. 427-431.

87. Coates J.D., Ellis D.J., Gaw C.V., Lovley D.R. Geothrix fermentans gen nov., sp. nov., a novel Fe(III)-reducing bacterium from a hydrocarbon-contaminated aquifer // IJSEM, 1999. V. 49. P. 1615-1622.

88. Coenye T., Vandamme P. Diversity and significance of Burkholderia species occupying diverse ecological niches//Environ. Microbiol. 2003. V. 5. N. 9. P. 719-729.

89. Dedysh, S. N. Panikov N. S., Liesack W., GroBkopf R., Zhou J., and Tiedje J. M. Isolation of acidophilic methane-oxidizing bacteria from northern peat wetlands // Science, 1998. V. 282. P. 281-284.

90. Dedysh S.N., Panikov N.S. and Tiedje J.M. Acidophilic methanotrophic communities from Sphagnum peat bogs // Appl. Environ.Microbiol., 1998. V. 64. N 3. P. 922-929.

91. Dedysh S.N., Ricke P., LiesackW. NifH and NifD phylogenesis: an evolutionary basis for understanding nitrogen fixation capabilities of methanotrophic bacteria // Microbiology 2004b. V. 150. P. 1301-1313.

92. Dedysh S. N., Pankratov T.A., Belova S.E., Kulichevskaya I.S. and Liesack W. Phylogenetic analysis and in situ identification of Bacteria community composition in an acidic Sphagnum peat bog // Appl. Envir Microbiol., 2006. V. 72. N. 3. P. 2110-2117.

93. Dickinson C.H., Wallace and Given P.H. Microbial activity in Florida everglades peat // New Phytol., 1974. V. 73. P. 107-113.

94. Djingova R., Kuleff I. and Markert B. Chemical fingerprinting of plants // Ecological Research, 2004. V.19. P. 3-11.

95. Estrada-de los Santos P., Bustillos-Cristales R., Caballero-Mellado J. Burkholderia, a genus rich in plant-associated nitrogen fixers with wide environmental and geographic distribution// Appl. Environ. Microbiol. 2001. V. 67. N. 6. P.2790-2798.

96. Fisk M.C., Reuther K.F., Yavitt J.B. Microbial activity and functional composition among northern peatland ecosystems // Soil Biology and Biochemistry, 2003. V. 35. P. 591-602.

97. Freeman C., Liska G., Lock M.A., Reynolds B and Hudson J. Microbial activity and enzymic decomposition processes following peatland water table drawdown // Plant and Soil, 1996. V. 180. P. 121-127.

98. Galand P.E., Saarnio S., Fritze H., Yrjala K. Depth related diversity of methanogen Archaea in Finnish oligotrophic fen // FEMS Microbiol. Ecol., 2002. V. 42. p. 441-449.

99. Gorham E. Northern peatlands: role in carbon cycle and probable responses to climate warming// Ecol. Applic., 1991. V. 1. P. 182-195.

100. Gummadi S.N., Kumar D.S. Microbial pectic transeliminases // Biotechnology Letters, 2005. V. 27. P. 451-458.

101. Haak Sh. K., Breznak J.A. Cytophaga xylanolytica sp. nov., a xylan-degrading, anaerobic gliding bacterium // Arch. Microbiol., 1993. V. 159. P. 6-15.

102. Haraguchi A. Seasonal change in the redox property of peat and its relation to vegetation in a system of floating mat and pond // Ecological Research, 1992. V. 7. P. 205-212.

103. Hoeniger J.F.M. Microbial decomposition of cellulose in acidifying lakes of South-Central Ontario // Applied and Environmental Microbiology, 1985. V. 50. N. 2. P. 315-322.

104. Hoorens B., Aerts R. and Stroetenga M. Does initial litter chemistry explain litter mixture effects on decomposition? // Oecologia, 2003. V. 137. P. 578-586.

105. Hugenholtz P., Goebel B.M. and Pace N.R. Impact of culture-independent studies on the emerging phylogenetic view of bacterial diversity // J. Bacteriol, 1998. V. 180. P. 4765-4774.

106. Humphry D.R., George A., Black G.W., and Cummings S.P. Flavobacterium frigidarium sp. nov., an aerobic, psychrophilic, xylanolytic and laminarinolytic bacterium from Antarctica // IJSEM, 2001. V. 51. P. 1235 1243.

107. Iiyama, K., Lam, T.B.T. and Stone, B.A. Covalent cross-links in the cell wall // Plant Physiol., 1994. V. 104. P. 315-320.

108. Inagaki K., Nakahira K., Mukai K., Tamute T., Tanaka H. Gene cloning and characterization of an acicdic xylanase from Acidobacterium capsulatum II Biosci. Biotechnol. Biochem, 1998. V. 62. P. 1061-1067.

109. Janssen P.H. Identifying the dominant soil bacterial taxa in libraries of 16S rRNA and 16S rRNA genes // Appl. Environ. Microbiol., 2006. V. 72. N. 3. P.1719-1728.

110. Jauhiainen J., Vasander H. and Silvola J. Nutrient concentration in Sphagna at increased N-deposition rates and raised atmospheric CO2 concentrations // Plant Ecology, 1998. V. 138. P. 149-160.

111. Jonasson S. Shaver G.R. Within-stand nutrient cycling in Arctic and Boreal Wetlands // Ecology, 1999. V. 80. N. 7. P. 2139-2150.

112. Keller J. K. White J.R., Bridgham S.D. and Pastor J. Climate change effects on carbon and nitrogen mineralization in peatlands through changes in soil quality // Global Change Biology, 2004. V. 10. P. 1053-1064.

113. Khanna S. and Gauri P. Regulation, purification and properties of xylanase from Cellusomonas fimi // Enzyme Microb. Technol., 1993. V. 15. P. 990-995.

114. Kilham, P. The biogeochemistry of bog ecosystems and the chemical ecology of Sphagnum II The Michigan Botanist, 1982. V. 21. P. 159-168.

115. Kirchman D.L. The ecology of Cytophaga-Flavobacteria in aquatic environments //FEMS Microbiol. Ecol., 2002. V. 39. P. 91-100.

116. Kishimoto N.Y., Kosako Y., Tano T. Acidobacterium capsulatum gen. nov., sp. nov.: an acidophilic chemoorganotrophic bacterium containing menaquinone from acidic mineral environment// Curr. Microbiol., 1991. V. 22. P. 1-7.

117. Kivinen, E., and P. Pakarinen. Geographical distribution of peat resource and major peatland complex types in the world //Ann. Acad. Sci. Fenn. Ser. A3, 1981. V. 132. P. 1-28.

118. Knudsen K. E. B. Carbohydrate and lignin contents of plant materials used in animal feeding // Animal Feed Technology, 1997. V. 67. P. 319-338.

119. Koshikawa M.K., Fijita N., Sugiyama M., Hori T. Distributions of pH and chemical components in Mizorogaike, a pond with a fpoating-mat bog // Limnology, 2005. V.6. P. 27-37.

120. Kox, E. Der durh Pilze und aerobe Bakterien veranlaßte Pectin- und Cellulose-Abbau im Hochmoor unter besonderer Berücksichtigung des Sphagnum-Abbaus // Archiv für microbiologic, 1954. V. 20. P. 111-140.

121. Kremer, C., Pettolino, F., Bacic, A. and Drinnan, A. Distribution of cell wall components in Sphagnum hyaline cells and in liverwort and hornwort elaters // Planta, 2004. V. 219.1023-1035.

122. Krumholz L.R., Hollenback J.L., Roskes S.J. and Ringelberg D.B. Methanogenesis and methanotrophy within a Sphagnum petland // FEMS Microbiol. Ecol., 1995. V. 18. P. 215-224.

123. Küster E., Locci R. Studies on peat and peat microorganisms. II. Occurrence of thermophilic fungi in peat // Archiv fur Microbiologie, 1964. V. 48. P. 319-324.

124. Lamers L.P.M., farhoush C., van Groenendael J.M. ad Roelofs J.G.M. Calcerous groundqater raises bogs; the concept of ombrotrophy revisited // Journal of Ecology, 1999. V. 87. P. 639-648.

125. Lappalainen, E. Global peat resources. International peat Society. 1996. Finlnd. 368 p.

126. Latter P.M., Howson G., Howard D.M., Scott W.A. Long-term study of litter decomposition on a Pennie peat bog: which regression? // Oecologia, 1998. V. 113. P. 94-103.

127. Leclerc H. and Moreau A. Microbiological safety of natural mineral water // FEMS Microbiol, reviews, 2002. V. 26. P. 207-222.

128. Liesack W., Bäk F., Kreft J.-U., Stackebrandt E. Holophaga foetida gen. nov., sp. nov., a new, homoacetogenic bacterium degrading methoxylated aromatic compounds // Arch. Microbiol., 1994. V. 162. P. 85-90.

129. Limpens J. and Berendse F. How litter quality affects mass loss and N loss from decomposing Sphagnum II Oikos, 2003. V. 103. P. 537-547.

130. Limpens, J. and Berendse, F. Growth reduction of Sphagnum magellanicum subjected to high nitrogen deposition: the role of amino acid nitrogen concentración // Oecologia, 2003. V. 135. P. 339-345.

131. Lynd L.R., Weimer P.J., van Zyl W.H. and Pretorius I. S. Microbial cellulose utilization: fundamentals and biotechnology // Microbiology and Molecular Biology Reviews, 2002. V. 66. N. 3. P. 506-577.

132. Manz W., Amann R., Ludwig W., Wagner M., Schleifer K.-H. Phylogenetic oligonucleotide probes for the major subclasses of Proteobacteria: problems and solutions// Syst. Appl. Microbiol., 1992. V. 15. P. 593-600.

133. Meier H., Amann R., Ludwig W., Schleifer K.-H. Specific oligonucleotide probes for in situ detection of a major group of gram-positive bacteria with low DNA G+C content// Syst. Appl. Microbiol., 1999. V. 22. P. 186-196.

134. Mitchell E.A.D., Buttler G.A., Amblard C., Grosvernier P., Gobat J.-M. Structure of microbial communities in Sphagnum peatlands and effect of atmospheric carbon dioxide enrichment // Microb/ Ecol., 2003. V. 46. P. 187-199.

135. Monciardidni P., Cavaletti L., Schumann P., Rohde M. and Donadío S. Conexibacter woesei gen. nov., sp. nov., a novel representative of a deep evolutionary line of descent within the class Actinobacteria IIIJSEM, 2003. V. 53. P. 569-576.

136. Moore T., Blodau Ch., Turunen J., Roulet N. and Richard P.J.H. Patterns of nitrogen and sulphur accumulation and retention in ombrotrophic bogs, eastern Canada // Global Change Biology, 2004. V. 11. P. 356-367.

137. Moore P. D. and D. J. Bellamy. Peatlands, Chapter 3, The geochemical template. Elek Science, London, 1974.

138. Mues R. Chemical constituents and biochemistry. P. 150-181. In the book: Bryophyte biology. Ed. by A. J. Shaw. Cambridge university press. 2000.486 p.

139. Nakamura T., Uemura Sh. and Yabe K. Hydrochemical regime of fen and bog in north Japanese mires as an influence on habitat and above-ground biomass of Carex species // Journal of Ecology, 2002. V. 90. P. 1017-1023.

140. Neef A., Amann R., Schlesner H., Schleifer K.-H. Monitoring a widespread bacterial group: in situ detection of Planctomycetes with 16S rRNA-targeted probes // Microbiology, 1998. V. 144. P. 3257-3266.

141. Nungesser M.K. Modelling microtopography in boreal peatlands: hummocks and hollows // Ecological Modelling, 2003. V. 165. P. 175-207.

142. Panikov N.S. Contribution of nanosized bacteria to the total biomass and activity of a soil microbial community // Advances Appl. Microbiol., V. 57. P. 243-293.

143. Panikov N.S., Semenov A.M., Tarasov A.A., Belyaev S.S., Kravchenko I.K., Smagina M.V., Palejeva M.V., Zelenev V.V. and Skupchenko K.V. Methane production and utake in soils of the European part of the USSR // J. Ecol. Chem. 1993. N.l. P. 7-18.

144. Paul K.I., Black A.S. and Conyers M.K. Influence of moist-dry cycles on pH changes in surface soils // Aust. J. Soil Research., 1999. V. 37. P. 1057-1072.

145. Pastor J., Solin J., Bridgham S.D., Updegraff K., Herth C., Weishampel P. and Dewey B. Global warming and the export of dissolved organic carbon from boreal peatlands // Oikos, 2003. V. 100. P. 380-386.

146. Popper, Z. A., Fry, S. C. Primary wall composition of bryophytes and charophytes //Ann. Bot., 2003. V. 91. P. 1-12.

147. Pourcher A-M., Sutra L., Hebe I., Moguedet G., Bollet C., Simoneau Ph., Gardan L. Enumeration and characterization of cellulolytic bacteria from refuse of a landfill // FEMS Microbiology Ecology, 2001. V. 34. P. 229-241.

148. Proctor M.C.F. Temporal variation in the surface-water chemistry of a blanket bog on Dartmoor, southest England: analysis of 5 years' data // European Journal of Soil Science, 2006. V. 57. P. 167-178.

149. Proctor, M.C.F. and Maltby, E. Relations between acid atmospheric deposition and the surface pH of some ombrotrophic bogs in Britain // Journal of Ecology, 1998. V. 86. P. 329-340.

150. Rappe M.S., Giovannoni S.J. The uncultured microbial majority// Annual Rev. Microbiol. 2003. V. 57. P. 369-394.

151. Raskin L., Stromley J.M., Rittmann B.E., Stahl D.A. Group-specific 16S rRNA hybridization probes to describe natural communities of methanogens // Appl. Environ. Microbiol., 1994. V. 60. P. 1232-1240.

152. Rasmussen, S., Peters, G. and Rudolph, H. Regulation of phenylpropanoid metabolism by exogenous precursors in axenic cultures of Sphagnum fallax // Physiologia Plantarum, 1995. V. 95. P. 83-90.

153. Rasmussen, S., Wolff, Ch. and Rudolph, H. A natural phenolic constituents of Sphagnum fallax cultivated in bioreactors // Phytochemistry, 1996. V. 42. P. 81-87.

154. Rasmussen, S., Wolff, Ch. and Rudolph, H. Compartmentalization of phenolic constituents in Sphagnum //Phytochemistry, 1995, V. 38. P. 35-39.

155. Raynolds E.S. The use of lead citrate at high pH as an electron-opague stain I electron microscopy//J. Cell. Biol., 1963. V. 17. P. 208-212.

156. Roller C., Wagner M., Amann R., Ludwig W., Schleifer K.-H. In situ probing of Gram-positive bacteria with high DNA G+C content using 23 S rRNA- targeted oligonucleotides //Microbiology, 1994. V. 140. P. 2849-2858.

157. Rudolph, H., Hohlfeld, J., Jacubowsky, S., von der Lage, P., Matlok, H. and Schmidt, H. Nitrogen metabolism of Sphagnum // Advances in Bryology, 1993. V. 5. P. 79-105.

158. Saintpierre-Bonacco D., Amir H., Pineau R., Lemriss S. and Goodfellow M. Streptomyces ferralitis sp. nov., a novel streptomycete isolated from a New-Caledonian ultramafic soil // IJSEM, 2004. V. 54. P. 2061-2065.

159. Salles J.F., van Veen J.A., van Elsas J.D. Multivariate analyses of Burkholderia species in soil: effect of crop and land use history// Appl. Environ. Microbiol. 2004. V. 70. N. 7. P. 4012-4020.

160. Scheffer R.A., van Logtestijn R.S.P. and Verhoeven J.T.A. Decomposition of Carex and Sphagnum litter in two mesotrophic fens differing in dominant plant species // Oikos, 2001. V. 92. P. 44-54.

161. Sizova M.V., Panikov N.S, Tourova T.P. and Flanagan P.W. Isolation and characterization of oligotrophic acido-tolerant methanogenic consortia from a Sphagnum peat bog//FEMS Microbiol. Ecol., 2003. V. 45. P. 301-315.

162. Smith L.C., MacDonald G.M., Velichko A.A., Beilman D.W., Borisova O.K., Frey K.E., Kremenetski K.V., Sheng Y. Siberian peatlands a net carbon sink and global methane source since the early Holocene // Science, 2004. V. 303. P. 353-356.

163. Smolders, A.J.P., Tomassen, H.B.M., Pijnappel, H.W., Lamers, L.P.M. and Roelofs, J.G.M. Substrate derived CO2 is important in the development of Sphagnum spp. //NewPhytologist, 2001. V. 152. P. 325-332.

164. Stahl D.A., Amann R. Development and application of nucleic acid probes// In E. Stackebrandt and M. Goodfellow (ed.), Nucleic Acid Techniques in Bacterial Systematics. 1991. Wiley, New York, N.Y. P. 205-248.

165. Steinen, H. Sugar proof in the cell walls of four cryptogams // Biochem. Physiol. Pflanz., 1982. V. 177. P. 629-631.

166. Stevenson B.S., Eichorst S.A., Wertz J.T., Schmidt T.M. and Breznak J.A. New strategies for cultivation and detection of previously uncultured microbes // Appl. Environ. Microbiol., 2004. V. 70. N. 8. P. 4748-4755.

167. Theander, 0. and Westerlund, E. Quantitative analysis of cell wall components. In: H.G. Jung, D.R. Buxton, R.D. Hartfield and J. Ralph (Editors). Forage cell wall structure and digestibility. ASA, 1993. P. 83-104.

168. Theander, O. Studies on Sphagnum peat. III. A quantitative study on the carbohydrate constituents of Sphagnum mosses and Phagnum peat // Acta Chem. Scand., 1954. V. 8. P. 989-1000.

169. Thomson J.A. Molecular biology of xylan degradation // FEMS Microbiol. Reviews, 1993. V. 104. P. 65-82.

170. Thormann M.N., Currah R.S. and Bayley S.E. Succession of micro fungal assemblages in decomposing peatland plants // Plant and Soil, 2003. V. 250. P. 323-333.

171. Trotsenko Y.A., Khmelenina V.N. Biology of extremophilic and extremotolerant methanotrophs // Arch. Microbiol. 2002. V. 177. P. 315-326.

172. Tutschek, R. An evolution of phenylpropanoid metabolism during cold-induced sphagnorubin synthesis in Sphagnum magellanicum Brid // Planta, 1982. V. 155. P. 301306.

173. Uffen R.L. Xylan degradation: a glimpse at microbial diversity // J. of Industr. Microb. Biochem., 1997. V. 19. P. 1-6.

174. Urban N.R., Bayley S.E. The acid-base balance of peatlands: a short-term perspective // Water, Air, and Soil Pollution, 1986. V. 30. P. 791-800.

175. Urban, N. R. The nature and origins of acidity in bogs. Ph.D. thesis, University of Minnesoya, USA, 1987.

176. Validation of the publication of new names and new combinations previously effectively published outside the IJSEM. List No. 73 // Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2000. V. 50. P. 423 -424.

177. Vavilin V.A., Angelidaki I. Anaerobic degradation of solid material: importance of initiation centers for methanogenesis, mixing intensity, and 2D distributed model // Biotech, and Bioengineering, 2005. V. 89. N. 1. P. 113-122.

178. Verhoeven J.T.A. and Toth E. Decomposotion of Carex and Sphagnum litter in fens: effect of litter quality and inhibition by living tissue homogenates // Soil Biol. Biochem. V. 27. N. 3. P. 271-275.

179. Vitt D.H. and Chee Wai-Lin. The relationships of vegetation to surface water chemistry and peat chemistry in fens of Alberta, Canada // Vegetatio, 1990. V. 89. P. 87106.

180. Waddington J.M., Rochefort L. and Campeau S. Sphagnum production and decomposition in a restored cutover peatland // Wetlands Ecology and Management, 2003. V. 11. P. 85-95.

181. Waksman S.A. and Purvis E.R. The microbiological population of peat. // Soil Sci., 1932. V. 34. N. 34. P. 95-109.

182. Waksman S.A. and Stevens K.R. Contribution to chemical composition of peat. V. The role of microorganisms in peat formation and decomposition // Soil Sci., 1929. V. 28. №4. P. 315-340.

183. Walbridge M.R. Plant community composition and surface water chemistry of fen peatlands in west Virginia's Appalachian plateau // Water, Air, and Soil Pollution, 1994. V. 77. P. 247-269.

184. Wallenstein M.D, McMahon S., Schimel J. Bacterial and fungal community structure in Arctic tundra tussock and shrub soils // FEMS Microbiol. Ecol., 2007. V. 59. P. 428-435.

185. Weltzin J.F., Harth C., Bridgham S.D. Production and microtopography of bog bryophytes: response to warming and water-table manipulations // Oecologia, 2000. V. 128. P. 557-565.

186. Williams B.L. and Silcock D.J. Does nitrogen addition to raised bogs influence peat phosphorus pools? //Biogeochemistry, 2001. V. 53. P. 307-321.

187. Williams R.T., Crawford R.L. Microbial diversity of Minnesota Peatlands // Microb. Ecol., 1983. V. 9. P. 201-214.

188. Wood, J.A. and Rubec, C.D.A. Chemical characterization of several wetlands in Kejimkujik national park, Nova Scotia // Water, Air, and Soil pollution, 1989. V. 46. P. 177-186.

Информация о работе

Панкратов, Тимофей Анатольевич
кандидата биологических наук
Москва, 2007
ВАК 03.00.07

Диссертация

Бактериальные сообщества сфагновых болот и их участие в деструкции природных полимеров - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы