Влияние острой гипобарической гипоксической гипоксии и верапамила на аутолитические изменения липидного компонента серого и белого вещества головного мозга крыс

Лещенко, Джулианна Викторовна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Влияние острой гипобарической гипоксической гипоксии и верапамила на аутолитические изменения липидного компонента серого и белого вещества головного мозга крыс
ВАК РФ 03.00.04, Биохимия

Автореферат диссертации по теме "Влияние острой гипобарической гипоксической гипоксии и верапамила на аутолитические изменения липидного компонента серого и белого вещества головного мозга крыс"

Государственное образовательное учреждение высшего профессионального образования министерства образования РФ

Тверской государственный университет

На правах рукописи

ЛЕЩЕНКО Джулианна Викторовна

ВЛИЯНИЕ ОСТРОЙ ГИПОБАРИЧЕСКОЙ ГИПОКСИЧЕСКОЙ ГИПОКСИИ И ВЕРАПАМИЛА НА АУТОЛИТИЧЕСКИЕ ИЗМЕНЕНИЯ ЛИПИДНОГО КОМПОНЕНТА СЕРОГО И БЕЛОГО ВЕЩЕСТВА ГОЛОВНОГО МОЗГА КРЫС

03.00.04 - Биохимия

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

ТВЕРЬ, 2003

Работа выполнена на кафедре биохимии и биотехнологии Тверского государственного университета и кафедре биологической и биоорганической химии Тверской государственной медицинской академии

Ведущая организация: Российская Академия Наук, Институт биофизики клетки, г. Пущино.

Защита состоится «=?Я> /^¿и^Зл 2003 г. в 1400 ч на заседании диссертационного совета К212.263.01 в Тверском государственном университете по адресу: 170002, г. Тверь, пр. Чайковского, 70а, корп. 5 ТвГУ, ауд. 318.

€ диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Тверского государственного университета по адресу: г. Тверь, ул. Володарского, 44а.

Научный руководитель:

заслуженный работник высшей школы РФ, доктор биологических наук, профессор Г. А. Грибанов.

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук, профессор Л. Б. Ребров доктор медицинских наук, профессор Н. Н. Слюсарь.

Автореферат разослан

Ученый секретарь диссертационного совета доктор биологических наук, профессор

А. Н. Панкрушина

loo?

■A

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность исследования: Центральное место при развитии деструктивных изменений в переживающих структурах нервной системы в условиях ишемии, гипоксии и других энергодефицитных состояний могут занимать аутолити-ческие процессы [Лушников Е.Ф., Шапиро Н.А., 1974, Ikuta F. et al., 1993]. На основе многочисленных исследований [Ребров Л.Б. и др., 1983, Грибанов Г.А., 19772003], посвященных изучению биохимических аспектов аутолиза в различных органах и тканях, было предложено следующее его современное определение «Ау-толиз - это выработанное в процессе эволюции свойство биологических объектов разлагать ферментативным и неферментативным путем собственные структуры разного уровня с преимущественным участием гидролазных, а также трансфераз-ных и других реакций биодеградации и биотрансформации их молекулярных компонентов» [Грибанов Г.А., 1986]. В настоящее время опубликовано немного работ по изучению изменений липидного компонента головного мозга в процессе аутолиза in vitro в норме и при различных экспериментальных воздействиях [Грибанов Г.А., Ильяшенко Д.В., 1993-1994; Грибанов Г.А., Головко М.Ю., 1998].

Наиболее распространены поражения нервных клеток при гипоксии, что связано во многом со структурными и функциональными изменениями липидов различных биологических структур. Одним из существенных деструктивных факторов в развитии постгипоксических повреждений липидного компонента в нервных и других тканях является увеличение содержания внутриклеточной концентрации кальция, что приводит к активации Са -зависимых процессов липоли-за с последующей модификацией фосфолипидного и жирнокислотного состава клеточных мембран, повреждению структуры, нарушению функции биомембран и гибели клеток [Siesjo В.К., 1986; Trump B.F. et al., 1996, Lee J-M. et a!., 2000]. В качестве средств антигяггоксической защиты мозга часто используются блокаторы кальциевых каналов, которые воздействуют на основные звенья патогенетической цепи, возникающей при ишемии и гипоксии органов [Gisvold S.E. et al., 1985, Triggle D.J., 1999, Robert F. et al., 2002]. Одним из широко применяемых антагонистов кальция, используемых при коронарной недостаточности и обладающих кардиопротекгоркыми свойствами, является верапамил, аитагипоксическое действие которого показано и для ткани мозга [Бурцев Е.М. и др., 1989; Миллер Л.Г. и др., 1993; Feng L. et al., 2002]. Однако остаются по-прежнему мало изученными вопросы влияния верапамила на метаболические превращения липидов головного мозга как в обычных условиях, так и при дефиците кислорода и аутолизе. Очевидно, что оценка действия широко применяемого блокатора кальциевых каналов верапамила на изменения липидного компонента серого и белого вещества головного мозга в процессе аутолиза в обычных условиях и при последующем воздействии гипоксии может представлять определенный теоретический интерес и практическую значимость, поскольку в динамике аутолитических изменений могут отражаться не выявляемые при жизни метаболические нарушения, обусловленные различными внешними и внутренними факторами, воздействиями.

Цель и задачи исследования: Целью настоящего исследования явилось изучение влияния острой гипобарической гипоксической гипоксии и верапамила на характер изменений липидного компонента серого и белого вещества головного мозга крыс в ходе аутолиза in vitro.

Перед исследованием были поставлены следующие задачи:

1. Изучить характер метаболических перестроек различных групп липидов и фосфолипидов на разных сроках аутолиза серого и белого вещества головного мозга после действия острой гипобарической гипоксической гипоксии.

2. Исследовать действие верапамила на изменений л^дцдцщйЭДШгедайФр0™ и белого вещества головного мозга крыс при аутоли ie in vjjlfbfl ИОТЕКА 1

СЯенрвург , I

3. Оценить влияние верапамила на характер и динамику аутолитических превращений липидов исследуемых структур мозга при последующем воздействии острой кислородной недостаточности.

Теоретическое и практическое значение работы: Проведенные исследования способствуют более глубокому пониманию молекулярно-биохимических механизмов влияния кислородной недостаточности, а также антагонистов кальция (верапамила) на изменения липидов мозговой ткани, а также их превращения при аутолизе in vitro. Результаты исследования могут быть использованы для прогнозирования посмертных процессов в ткани мозга как в обычных условиях, так и после действия кислородной недостаточности. Полученные данные необходимо учитывать при выборе способов коррекции постгипоксических состояний мозга, а также в ребиотизационных, реанимационных мероприятиях и при трансплантации нервной ткани.

Основные положения диссертации, выносимые на защиту:

1. Острая гипобарическая гипоксическая гипоксия видоизменяет липидный состав в сером и белом веществе головного мозга крыс. В процессе аутолиза в исследованных мозговых структурах гипоксическое воздействие усиливает гидролиз ФЛ, ФЭА и ФХ, способствует трансацилазным перестройкам в системе ФЛ-ДГ-ТГ в белом веществе мозга, а также стимулирует трансферазные превращения в системах ФЭА—>ФС, ФХ-*СФМ (в сером веществе) и ФЭА—>ФХ, ФХ—>СФМ (в белом веществе).

3. Введение верапамила (в дозе 0,6 мг/кг) перед ОПТ не препятствует- развитию количественных изменений липидных показателей исследуемых структур головного мозга крыс, происходящих под действием острой гипоксии. В процессе последующего аутолиза наблюдаются близкие к контрольным значениям изменения относительного содержания большинства липидных фракций серого и белого вещества головного мозга крыс.

Тверь, 2001; научной конференции аспирантов и студентов ТвГУ, Тверь, 2001; научной конференции молодых ученых «Актуальные проблемы современной медицины», Тверь, 2001; I Международном конгрессе «Новые медицинские технологии», Санкт-Петербург, 2001; Научной конференции «Организация и пластичность коры больших полушарий головного мозга», Москва, 2001; 5-ой, 6-ой и 7-ой школе-конференции молодых ученых «Биология - наука 21 века», Пущино, 2001,2002,2003; HUPO 2nd Annual & IUBMB XIX World Congress, Montreal, 2003.

Публикации: По теме диссертации опубликовано 15 работ, 1 принята в пе-I чать (журнал «Биомедицинская химия»),

Обьем и структура диссертации: Диссертация изложена на 163 страницах машинописного текста и состоит из введения, обзора литературы, методов иссле-I дований, результатов собственных исследований и их обсуждения, выводов и

списка цитируемой литературы, включающего 276 источников, из которых 162 иностранных. Работа иллюстрирована 32 таблицами и 24 рисунками.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

Исследования выполнены в зимний период на беспородных белых крысах-самцах массой 120-140 г. Острую гипобарическую гипоксическую гипоксию (ОПТ) создавали барокамерным методом (1 ч 30 мин при давлении 190-200 мм рт. ст в барокамере объемом 20 л ) [Гефтер Ю.М. и соавт., 1962]. Для изучения характера изменений липидов крыс делили на следующие группы: 1) животные, получавшие внутрибрюшинно инъекцию 1 мл физиологического раствора (ФР) за 2 ч до умерщвления животных (контрольная группа); 2) животные, подвергнутые ОГГГ (1 ч 30 мин) на фоне предварительного (за 30 мин) введения (внутрибрю-шинно) 1 мл ФР («гипоксическая» группа); 3) животные, получавшие внутри-брюшинно инъекцию 1 мл раствора гидрохлорида верапамила в дозе 0,6 мг/кг массы тела за 30 мин до ОПТ (1 ч 30 мин); 4) животные, которым за 2 ч до умерщвления вводили внутрибрюшинно раствор гидрохлорида верапамила в дозе

0.6 мг/кг. Умерщвление животных осуществляли путем декапитации после короткого эфирного наркоза. Выделенные на холоде серое и белое вещество головного мозга каждой крысы делили на 5 примерно равных частей (массой 20-30 mi ) для анализа на разных сроках аутолиза. После взвешивания навески мозга (без иссечения) с соблюдением асептики переносили в 1 мл стерильного ФР и либо сразу экстрагировали липиды (0 ч), либо после инкубации в термостате при Т=+37 С в течение 10 мин, 1 ч, 4 ч, 24 ч [Грибанов Г.А. и соавт., 1993]. Экстракцию лииидов проводили по методу E.Bligh, W.Dayer (1959). Определение содержания общих липидов (ОЛ) производили гравиметрически ¡"Прохорова М.И., 1982]. Фракционирование ОЛ, количественное определение общих фосфолигшдов (ОФЛ) и их отдельных представителей осуществляли экспрессными микрометодами с применением одномерной микротонкослойной хроматографии на силикат еле [Грибанов Г.А.,1980; Молочкина Е.М., 1992]. Результаты обрабатывали статистически с использованием критерия Стьюдента [Лакин Г.Ф., ] 990].

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

1. Характеристика и возможные молекулярно-биохимические механизмы влияния острой гипобарической гипоксической гипоксии на изменения липидов серого и белого вещества головного мозга крыс при аутолизе in vitro

Приведенные в табл. 1 данные показывают, что в ткани серого вещества головного мозга контрольных животных содержание ОЛ менялось в колебательном

Таблица 1

Аутолитические изменения содержания общих липидов и фосфолипидов ткани серого и белого вещества головного мозга крыс под действием острой

гипобарической гипоксической гипоксии (М±т)

Группа крыс Вещество мозга Сроки аутолиза

0 ч 10 мин 1 ч 4 ч ! 24 ч

Общие липиды (мг%„ ,«)

Контроль Серое (п = 8) 7155,0 ± 72,3 7147,3 ± 308,5 7678,7 ± 234,2 7726,7 ± 239,9* 6327,4 ± 88,4*

Белое (п=8) 16630,1 ± 523,8 15252,0 ± 288,7* 13152,5 ± 1258.0* 12642,2 ± 351,5* 12295,8± 643,2*

Острая гипоксия Серое (п = 5) 7650,2 ± 481,4 7577,6 ± 124,9 7960.6 ± 245,6 6694,7 ± 377,8 v 7604,4 ± 173,5 v

Белое (п = 5) 15549,7 ± 338,4 11662,0 ± 778,0* v 13511,2± 911,8 13654,5 ± 506,6* 11536,8 ± 520,0* '

Общие фосфолипиды (Рлип., мг%ш ж)

Контроль Серое (п = 8) 186,2± 5,7 154,2± 22,5 199,0± 18,0 198,5 ± ' 7,3 119,0 ± 11,1*

Белое (п = 8) 304,4 ± 6,0 264,9 ± 18,7 224,6 ± 6,4* 252,7 ± 21,6 213,4 ± 3,8*

Острая гипоксия Серое (п = 5) 181,2± 2,7 205,5 ± 13,9 v 194,3 ± 11,8 134,9 ± 15,5* v 112,9 ± 6,1*

Белое 259,2 ± 11,5 v 203,3 ± 5,5* v 240,2 ± 15,4 251,8 ± 6,8 159,5 ± 20,9* v

Здесь и далее: * - достоверно по сравнению с 0 ч аутолиза, р<0,05; - достоверно по сравнению с соответствующим сроком аутолиза у контрольных крыс, р<0,05.

режиме, возрастая к 4 ч и уменьшаясь к 24 ч аутолиза. В белом веществе содержание OJI прогрессивно снижалось, начиная с 10 мин инкубации. Снижение уровня ОЛ как в сером веществе (24 ч), так и в белом веществе (10 мин- 24 ч), скорее всего, может происходить за счет падения доли суммарных фосфолипидов вследствие активации липолитических ферментов в переживающих структурах мозга [Deutsch J. et al., 1997, Головко М.Ю., 1998].

В исследуемых структурах мозга контрольных крыс (рис.1 А и 1Б) доля ФЛ уменьшалась, в основном, к 24 ч инкубации, одновременно возрастало содержание ДГ, СЖК, а также ТГ (в сером веществе). При этом снижение уровня ХС к 24 ч аутолиза сопровождалось параллельным увеличением доли ЭХ.

Возможными причинами повышения уровня СЖК в исследуемых структурах мозга могут быть как освобождение жирных кислот из протеолипидов мозговой ткани за счет действия соответствующих ферментов [Bizzozero O.A. et al., 1992], так и гидролиза ФЛ, интенсивность которого может возрастать на поздних сроках аутолиза за счет активации эндогенных фосфолипаз (типа С) в ткани мозга [Lee С.Н. et al., 1991, Грибанов Г.А., Головко М.Ю., 1998]. К концу периода наблюдения (24 ч), вероятно, имели место также и реакции трансацилирования в системах ФЛ-ДГ-ТГ в сером веществе и ФЛ-ХС-ЭХ в белом веществе мозга. Эстерифика-ция ХС, возможно, происходила как с участием пула СЖК, так и путем реализации трансацилазных реакций (под действием холестерол-О-ацилтрансферазы) за счет фракций ДГ. ФЛ, ТГ [Грибанов Г.А., 1986, Грибанов Г.А., Ильяшенко Д.В., 1993].

В процессе аутолиза серого вещества головного мозга контрольных крыс (табл. 1) содержание ОФЛ уменьшалось лишь к 24 ч, а в белом веществе их уро-

вень менялся в колебательном режиме, снижаясь к 1 ч и 24 ч инкубации. В сером веществе мозга (рис. 2А) уменьшение доли ФЭА к 10 мин и 24 ч инкубации

70-1 ^

Д Здесь и далее:

сроки аутолиза

г.

ё ss

фл д г хс ежи

Рис.1. Аутолитические изменения фракций общих липидов ткани серого (А) и белою (Б) вещества головного мозга контрольных крыс (п=8).Обозначсния здесь и далее: * - достоверно по сравнению с 0 ч аутолиза, р<0,05. ФЛ, ДГ, ХС, СЖК, ТГ, ЭХ - см. список сокращений

сопровождалось параллельным накоплением ГЛФ (10 мин), ЛФЛ (24 ч), а также ФК (10 мин и 24 ч) и ПГ'Ф (10 мин). В ткани белого вещества мозга (рис. 2Б) концентрация ФЭА уменьшалась к I ч с одновременным повышением уровня ЛФЛ, ФК и С'ФМ. Через 4 ч аутолиза доля ФЭА увеличивалась, но снижалось количество ФК, ФС и СФМ. Уменьшение содержания ФЭА к 24 ч происходило параллельно увеличению уровня ФХ.

Выявленные изменения фосфолипидов в изученных структурах мозга контрольных животных, вероятно, имели своей причиной гидролитические механизмы деградации ФЭА и ФС специфическими фосфолипазами Aj, Аг и D [Головко М.Ю., 1998, Yoshida H. et al., 1998], a также активацию гликолитических процессов с накоплением ГЛФ (10 мин) и последующих реакций его ацилирова-ния с образованием ФК и далее ПГФ (в сером веществе) [Грибанов Г.А., 1979, Мок Amy Y.P. ei al., 1990, Marris P.F. el al., 1993]. В белом веществе одновременно возможна и реализация механизмов биотрансформации ФЛ в реципрокных парах ФЭА-ФХ (24 ч), ФЭА-ФС (4 ч) и ФЭА-ФХ-СФМ (1 ч, 4 ч), что отмечали и другие исследователи [Ильяшенко Д.В., 1995, Головко М.Ю., 1998].

После действия ОГГГ содержание общих липидов (табл. 1; 0 ч) и большинства их фракций в исследуемых структурах мозга (рис. 1, 3; 0 ч) не изменилось, но произошло снижение уровня свободного холестерина как в сером, так и в белом веществе, причем в первом при параллельном повышении количества его эфиров. Выявленные изменения согласуются с имеющимися литературными данными о влиянии кислородной недостаточности на метаболизм холестериновой фракции в мозге [DorszewskaJ. et al., 1997,2000].

В процессе аутолиза под влиянием ОПТ (табл.1) количество ОЛ в ткани серого вещества мозга достоверно не изменялось, что может быть связано как с

-е-з г г

увеличением количества веществ, экстрагируемых жировыми растворителями [Сергеев С.А., Грибанов Г.А., 1980], так и с возрастанием кровенаполнения мозга при гипоксии. В белом веществе содержание ОЛ снижалось в колебательном режиме через 10 мин, 4 ч и 24 ч инкубации. Падение уровня ОЛ к 10 мин аутолиза было более существенным, чем в контрольной группе крыс, возможно, вследствие

4 О

3 5 - А

§ зо -

2 52 0 1 6 1 0 -5 -0 -

4 0 —! 3 5 3 0

2 520 -1 5 1 0 -5 -0 -

Рис. 2. Аполитические изменения фосфолипидных фракций ткани серого (А) и белого (Б) вещества головного мозга контрольных крыс (п=8). Обозначения: см. рис. 1 и список сокращений.

повышенной активности ферментов липолиза при кислородной недостаточности [А1Ьег§Ыпа М. й а1., 1982, УаповЬИа К.И. <Л а1., 1993].

После воздействия ОГТТ в сером веществе мозга (рис. ЗА) уменьшение доли ФЛ уже через 10 мин, а также 24 ч инкубации сопровождалось повышением уровня ДГ и СЖК. К 24 ч аутолиза увеличилось содержание ХС с параллельным, значительным возрастанием доли его эфиров. В белом веществе (рис. ЗБ) только к 24 ч инкубации снижался уровень ФЛ и одновременно накапливались ДГ, СЖК и ТТ. Содержание ХС менялось в колебательном режиме, возрастая к 24 ч инкубации без достоверного изменения количества ЭХ. Вероятно, в мозговых структурах усиливался не только гидролиз ФЛ, как следствие повышенной активности фосфолипаз после гипоксического воздействия [Вагап N.0. е1 а!., 1980, УапоБ!^ К.Я. ег а1., 1993], но и трансацилазные процессы в системах ФЛ-ДГ-ТГ (в белом веществе) и ФЛ-ХС-ЭХ (в сером веществе). Острая гипоксия видоизменяла характер аутолити-ческих перестроек холестериновой фракции, вызывая падение исходного уровня ХС в обеих структурах мозга (0 ч), и способствовала нарастанию его относительного содержания к 24 ч аутолиза.

Острая кислородная недостаточность (табл. 1) не вызывала изменений содержания ОФЛ в сером веществе, но стимулировала снижение их количества в белом веществе мозга. Очевидно, что стабильное содержание ОФЛ в ссром веществе мо-

жег быть следствием компенсаторного поступления их из кровотока, поскольку серое вещество имеет более интенсивное кровоснабжение, большую плотность капилляров по сравнению с белым веществом [Таранова И.П., 19881 и более высокий

7 0 -1

Рис. 3. Аутолитические изменения фракций общих липидов тканей серого (А) и белого (Б) вещества головного мозга крыс под действием ОГГТ (п=5). Обозначения: см. рис. 1; V- достоверно по сравнению с соответствующим сроком аутолиза у контрольных крыс, р<0,05.

процент содержания микроглии, представленной иммунокомпетентными клетками, способными защищать мозг от повреждающих факторов [Wood P.L., 1994, Гусев Е.И., Скворцова В.И., 2001].

После острой гипоксии (рис. 4А,2А, 0 ч) в сером веществе снижалось содержание ФЭА, но одновременно происходило повышение доли ФК. В белом веществе (рис. 4Б, 2Б, 0 ч) выявлено снижение количества ФС с параллельным возрастанием уровня ЛФЛ, что отмечали для ткани мозга другие авторы [Alberghina М. et а!.,1982]. Предпочтительный гидролиз ФЭА по сравнению с другими фракциями фосфолипидов показан и другими исследователями в ранние сроки гипоксии и ишемии нервной ткани [Терновой В.A., 1993J.

В ходе аутолиза серого вещества после действия ОПТ (табл. 1) снижение количества ОФЛ происходило к4чи24ч,ав белом веществе их уровень менялся в колебательном режиме, уменьшаясь к 10 мин и 24 ч инкубации. В сером веществе (рис. 4А) к 10 мин аутолиза доля ФЭА снижалась, но одновременно накапливались ЛФЛ. Снижение содержания ФЭА к 1 ч происходило с повышением только уровня ФС, а к 24 ч аутолиза сопровождалось понижением концентрации ФХ и увеличением доли ГЛФ, а также ФС, ФИ и СФМ. По-видимому, в ранние сроки аутолиза (10 мин) здесь усиливался гидролиз ФЭА, а в поздние (24 ч) и ФХ, вследствие повышения активности не только фосфолипазы А2, но и фосфолипазы С, о чем свидетельствует также накопление ДГ (рис. ЗА). Одновременно, вероятно. реализовались и трансферазные перестройки (в отличие от контрольных животных) в системах ФЭА--»ФС (1 ч, 24 ч), ФХ -♦СФМ (24 ч). Повышение уровня ФИ к 24 ч аутолиза может быть результатом либо увеличения их экстрагируемо -

ста [Кейтс M., 1975], либо трансформации ЛФИ в ФИ [Darnell J.C. et al., 1991, Deutsch J. et al., 1997].

4 0-, v

Рис. 4. Изменения фосфолипидных фракций при аутолизе в ткани серого (А) и белого (Б) вещества головного мозга крыс после ОПТ (п = 5). Обозначения: см. рис.!, 3 и список сокращений.

После острой гипоксии в аутолизирующемся белом веществе (рис. 4Б) наблюдали разнофазный колебательный характер изменений основных фосфолипидных фракций с увеличением относительного содержания ФХ и уменьшением доли ФЭА к 10 мин, 1 ч и, особенно, к 4 ч инкубации на фоне не меняющегося количества продуктов их гидролиза (ЛФЛ и ГЛФ). Выявленные превращения могут свидетельствовать о возможной трансформации ФЭА в ФХ, не связанной с большими затратами энергии [Грибанов Г.А., 1986]. По-видимому, гипоксия, как стрессорный фактор, индуцировала увеличение концентрации дофамина, который может повышать активность фосфатидилэтаноламинтрансферазы, стимулирующей образование ФХ [Leprohon C.B. et al., 1983]. К 24 ч инкубации гидролитический распад ФХ и ФЭА происходил с участием фосфолипазы А2, поскольку параллельно накапливались ЛФЛ. В этот период также повышалось содержание СФМ, вероятно, как следствие трансферазных превращений в системе ФХ—СФМ.

Можно полагать, что действие гиноксичсского фактора на содержание О Л и ОФЛ в неизмельченной ткани белого вещества проявляется в более значительной степени, по сравнению с серым, что характеризуется падением исходного уровня суммарных фосфолипидов, а также существенным снижением количества ОЛ и ОФЛ как на ранних, так и на поздних этапах инкубации in vitro. Однако в ходе ау-толиза в условиях предшествующей острой гипоксии липидный компонент белого вещества мозга проявляет большую стабильность, чем серого вещества, о чем свидетельствует более поздняя гидролитическая деградация его липидных и фосфолипидных фракций.

2. Характеристика и возможные молекулярно-биохимические механизмы влияния верапамила и последующей острой гипобарической гипоксической гипоксии на аутолитические изменения липидов серого и белого вещества

головного мозга крыс Как видно из табл. 2, в сером веществе мозга (0 ч) введение верапамила не оказывало существенного влияния на содержание ОЛ, а в белом веществе их количество уменьшалось по сравнению с контрольными животными (ср. табл. 1; О ч). В процессе аутолиза в изучаемых структурах мозга содержание ОЛ

Таблица 2

Аутолитические изменения ОЛ и ОФЛ в сером и белом веществе головного мозга крыс под действием верапамила в обычных условиях и при

Группа крыс Вещество мозга Сроки аутолиза

0 мин 10 мин 1 ч 4ч 24 ч

Общие липиды (mf%m „„;)

Верапа-мил Серое (л = 8) 7146,0 ± 520,7 6003,1 ± 489,6* v 7656,4 ± 293,2 6771,9 ± 66,2 v 7205,5 ± 354,3 v

Белое (п = 8) ¡2941,3 ± 628,4 v 13124,6 ± 263,1 v 10281,9 ± 742,5* П 362,8 ± 1081,0 13320,6 ± 961,5

Верапа- мил + оггт Серое (п = 6) 7099,3 ± 544,6 7202,3 ± 244,8 7686,7 ± 71,78 7838.4 ± 292,1 0 7517,2 ± 569,7 v

Белое (п = 6) 16667,0 ± 685,3 14643,8 ± 1130,0° 12151,1 ± 937,8* 15175,3 ± 936,3 v 12394,9 ± 1552,2*

Общие фосфолипиды (Рлип., МГ%ВЛ вес)

Вера-памил Серое (п = 8) 237,3 ± 24,6 211,2 ± 45,1 189,2 ± 36,2 176,4± . 7,4* 175,7 ± 6,3* v

Белое <п = 8) 330,4 ± 14,7 305,4 ± 12,4 235,9 ± 19,1* 212,6 ± 13,1* 208,3 ± 5,5*

Вера- памил + оггг Серое (п = 6) 173,6 J-7,0 148,9± 11,2° 158,1 ± 11,2 134.9 ± 10,l*v 147,1 ± 2,5* vo

Белое (п-6) 273,0 ± 14,9 241,1 А Ufi" 206,1 ± 8,7* 211,5 ± 9,8*° 186,2 i 12,1*

Обозначения: см. табл. 1; 0-достоверно по сравнению с соответствующим сроком аутолиза у "гипоксических" крыс, изменялось в колебательном режиме, достоверно снижаясь только к 10 мин инкубации (в сером веществе) и к 1 ч (в белом веществе). В обеих мозговых структурах после инъекции верапамила уровень ОЛ через 10 мин инкубации находился ниже показателей контрольных животных. По-видимому, снижение количества ОЛ может быть связано с повышенной секрецией катехоламинов или замедлением метаболизма этих соединений под действием верапамила и, как следствие, усилением липолиза [Федоров A.A.. 1997].

В сером веществе мозга (0 ч, рис. 5А, 1А) введение верапамила снижало относительное количество ФЛ при одновременном накоплении продуктов их гидролиза (ДГ, СЖК), а также ЭХ. В белом веществе мозга (0 ч, рис. 5Б, 1Б) происходило повышение относительного содержания ДГ, ТГ, СЖК и уменьшение уровня свободного холестерина. Указанные изменения могут быть следствием снижения концентрации ацетил-КоА в цитоплазме под действием верапамила, как это показано для нервных окончаний мозга, и, соответственно, замедлением биосинтеза ХС и ФЛ [Tomaszewicz М., 1997]. Индуцированное верапамилом увеличение количества СЖК, по-видимому, может происходить вследствие гидролитического распада ФЛ или высвобождения жирных кислот из липидных фракций

мембранных структур (синаптосом) клеток головного мозга крыс [ОшЗгдо К.,1992].

фл Д Г X С С Ж X тг эх

Рис. 5. Динамика аутолитических изменений фракций общих липидов в ткани серого (А) и белого (Б) вещества головног о мозга крыс, индуцируемых верапамилом (п=8). Обочначения: см. рис. 1,3 и список сокращений.

В ходе ауголиза серого вещества (рис. 5А) отмечено повышение содержания СЖК к 4 ч. Через 24 ч доля ФЛ снижалась без существенных изменений других ацилсодержащих фракций, но с параллельным накоплением СЖК. В белом веществе (рис. 5Б) уменьшение уровня ФЛ и нарастание СЖК также выявлено лишь к 24 ч инкубации. В этот период увеличивалось содержание ХС на фоне не меняющегося количества ЭХ (рис. 5Б). По-видимому, в ходе ауголиза введение верапамила индуцировало гидролазные механизмы превращений, не связанные с участием фосфолипазы С (рис. 6).

Введение верапамила (в дозе 0,6 мг/кг) (табл. 2) не оказывало влияния на содержание ОФЛ в изучаемых мозговых структурах (ср. табл. 1), но вызывало снижение количества ФЭА в сером веществе (рис. 6А, 0 ч) и ФС в белом веществе мозга (рис. 6Б, 0 ч) с параллельным накоплением продуктов их гидролиза (ДГ и СЖК, рис. 5,0 ч), а также ЛФЛ (в сером веществе).

Из данных табл. 2 следует, что в исследуемых тканях мозга верапамил не препятствовал уменьшению содержания ОФЛ, начиная с 1 ч инкубации в белом веществе и с 4 ч ауголиза в сером веществе, но замедлял их распад в этой структуре мозга к 24 ч (ср. табл. 1). При этом в сером веществе (рис. 6А) к 1 ч инкубации отмечено повышение уровня ФХ и ФЭА при одновременном снижении доли ЛФЛ и ФИ, что, вероятно, может быть связано с акгивацией реакций ацилирова-ния соответствующих лизофосфолипидных форм, а также с реализацией реакций биотрансформации в системе ФИ...—>ФС -+ ФЭА—► ФХ [Грибанов Г.А., 1986. Головко М.Ю., 1998]. Через 24 ч преобладали реакции глубокого гидролитического распада ФХ, на что указывает нарастание количества ГЛФ и СЖК. В это же время происходило и увеличение содержания ПГФ, возможность синтеза которых в мозге из ГЛФ за счет реакций ацилирования через стадию образования ФК

Рис. 6. Аутолитические изменения фосфолипидных фракций ткани серого (А) и белого (Б) вещества головного мозга крыс под влиянием вераламила (п = 8). Обозначения: см. рис. 1,3 и список сокращений

обсуждалась в других работах [Грибанов Г.А. 1986, Мок Amy Y.P. et а!., 1990]. В белом вещества мозга (рис. 6Б) введение верапамила вызывало гидролиз ФХ к 24 ч инкубации, что сопровождалось увеличением концентрации ЛФЛ. а также ФК, по-видимому, за счет активации фосфолипаз А^ и D.

Можно заключить, что в обеих структурах мозга верапамил стимулировал гидролитический распад ФХ в поздний период аутолиза (24 ч) и видоизменял характер аутолитических перестроек их фосфолипидного компонента таким образом, что на ранних сроках инкубации реализовались механизмы биотрансформации фосфолипидных фракций (в сером веществе), а реакции гидролиза ФЛ в мозговых структурах активировались только к 24 ч аутолиза.

Острое гипоксическое воздействие на фоне предварительного введения верапамила (табл. 2) не меняло содержания ОЛ в исследуемых структурах мозга, а также их количества в аутолизирующемся сером веществе. В белом веществе введение верапамила перед острой гипоксией ограничивало значительное снижение уровня ОЛ к 10 мин и 4 ч инкубации, но не препятствовало уменьшению содержания общих липидов к 1 ч и 24 ч аутолиза (ср. табл. 1). В этих условиях в сером веществе (рис. 7А. 0 ч), отмечено снижение количества свободного холестерина при параллельном нарастании содержания его эфиров. В белом веществе (рис. 7Б, 0 ч) на фонг снижения доли свободного холестерина не только относительно контрольных показателей, но и «гипоксической» группы животных, наблюдали незначительное повышение уровня ФЛ (см. рис. 1 А, ЗА, 0 ч).

В процессе аутолиза ткани серого вещества в данных условиях (рис. 7А) количество ФЛ снижалось к 10 мин с параллельным повышением доли ТГ и ЭХ. В поздние сроки инкубации (4 ч и 24 ч) уменьшение концентрации ФЛ происходило с одновременным увеличением содержания ДГ, СЖК, а также ТГ (24 ч),

фл дг хс сжк тг эх

Рис. 7. Изменения фракций ОЛ в ткани серого (А) и белого (Б) вещества головного мозга крыс при аутолизе in vitro под влиянием верапамила и ОГГГ (п=6). Обозначения: см. рис. 1, 3 и список сокращений; здесь и далее: 0 - достоверно по сравнению с соответствующим сроком аутолиза у "гипоксических" крыс, р < 0,05.

но не ЭХ как при действии одной гипоксии (рис. ЗА). Следует отметить, что гидролитический распад ФЛ был менее выраженным, чем при воздействии одного гипоксического фактора, а уровень суммарного холестерина, как и относительное содержание остальных фракций ОЛ в этот период, практически не отличались от показателей контрольной группы крыс (см. рис.1 А).

В ткани белого вещества (рис. 7Б) изменения фракций ОЛ происходили к 4 ч и 24 ч аутолиза и характеризовались снижением уровня ФЛ и накоплением ДГ, СЖК, а также ХС (4 ч). К концу периода наблюдения гидролитический распад ФЛ также не превышал показателей контрольных животных (рис. 1Б).

Выявленные изменения указывают на то, что в данных условиях в аутоли-зирующемся сером веществе мозга наряду с гидролазными реакциями, имели место и трансацилазные механизмы превращений ОЛ в системах ФЛ-»ТГ (10 мин, 24 ч) и ФЛ—>ЭХ (10 мин). Стабильная концентрация ДГ в ранний период аутолиза может свидетельствовать о способности верапамила ограничивать повышение их уровня, вследствие замедления кальций-зависимых процессов катаболизма церебральных ФЛ и уменьшения их перекисного окисления [Damron D.S. et al., 1990, Goncalves Т. et al., 1991 J. В белом веществе в ходе аутолиза преобладали гидролазные реакции в отношении фосфолипидного компонента.

Введение верапамила перед острой гипоксией (табл. 2) не изменяло содержания ОФЛ в исследуемых структурах мозга и не вызывало количественных перестроек их фракций в сером веществе (рис. 8А, 0 ч). В белом веществе уровень ФЭА повышался, но снижалась доля ФИ и ФС относительно показателей как контрольных, так и "гипоксических" крыс (ФИ) (ср. рис. 2Б, 4Б, 0 ч).

В аутолизирующемся сером веществе (табл. 2) количество ОФЛ менялось в колебательном режиме, снижаясь к 4 ч и 24 ч инкубации. Уровень ОФЛ через 10 мин аутолиза был ниже показателей "гипоксических" крыс, а через 4 ч - ниже значений контрольных животных (ср. табл. 1). Однако к 24 ч инкубации уменьшение

содержания ОФЛ было менее выраженным по сравнению как с контрольными, так и «гипоксическими» крысами (ср. табл. 1). В белом веществе мозга содержание ОФЛ прогрессивно снижалось, начиная с 1 ч инкубации, и динамика их ауто-литических изменений практически не отличалась от контрольной группы. Снижения количества ОФЛ в ткани белого вещества к 10 мин инкубации не происходило, как при действии одного гипоксического фактора, но наблюдалось их уменьшение к 4 ч аутолиза. К 24 ч степень снижения доли ОФЛ не превышала показателей контрольных крыс (см. табл. 1).

4 5 -

Рис.8. Изменения фракций фосфолипидов в ткани серого (А) и белого (Б) вещества головного мозга крыс при аутолизе in vitro под влиянием верапамила и ОГГГ (п=6). Обозначения: см. рис. 1,3, 7 и список сокращений

Верапамил и последующая ОГГГ (рис. 8А) в сером веществе мозга через 10 мин инкубации вызывали снижение содержания ФЭА и ФХ с нарастанием количества ЛФЛ, ГЛФ и ФС. К 24 ч аутолиза выявлено только падение уровня ФЭА, но не ФХ (как при действии одной гипоксии, см. рис. 4А) с параллельным повышением концентрации ГЛФ. В белом веществе (рис. 8Б) доля ФЭА резко уменьшалась, начиная с 10 мин инкубации, и оставалась на зтом же уровне до 24 ч. На ранних сроках аутолиза одновременно нарастало содержание ФХ и ФИ (10 мин), ФС и ФИ (1 ч), а в поздний период инкубации параллельно повышалось количество ФС, ФИ и ПГ'Ф (4 ч), а также ФХ и ФИ (24 ч).

Можно полагать, что в данных условиях в аутолизирующейся ткани серого вещества протекали не только гидролазные реакции (с участием фосфолипаз А2 и D), как при действии одного гипоксического фактора, но и реализовались механизмы биотрансформации фосфолипидных фракций на ранних сроках инкубации в системах ФЭА—»ФС или ФХ—>ФЭА~>ФС. Через 10 мин после одного гипоксического воздействия не происходило уменьшения количества ФХ, а после острой гипоксии с предварительным введением верапамила уровень ФХ снижался (рис. 4А, 8А). На основании данных других исследователей [Tappia P.S. et al., 2001J такой эффект верапамила можно объяснить снижением синтеза лецитина за счет ингибирования N-метилтрансферазы ФЭА, участвующей в образовании ФХ. В

белом веществе мозга в ходе аутолиза происходили, в основном, реакции биотрансформации фосфолипидных фракций, сопровождавшиеся трансферазными перестройками в системах ФЭА—>ФХ, ФЭА—>ФС, а также превращением ФЭА в ПГФ без накопления ФК или ГЛФ.

Таким образом, в условиях воздействия верапамила и последующей ОПТ в ауголизирующихся структурах мозга крыс наблюдались перестройки фракций ОЛ, близкие к контрольным животным. Вместе с тем, введение верапамила не препятствовало развитию количественных изменений липидных показателей, происходящих под влиянием ОПТ, а также видоизменяло характер действия гипоксии на фосфолипидный компонент мозговых структур.

ВЫВОДЫ

1. Острая гипобарическая гипоксическая гипоксия не меняет содержания общих липидов в исследуемых структурах мозга крыс и только в белом веществе к 10 мин, 4 ч и 24 ч аутолиза вызывает уменьшение их количества. В изученных мозговых структурах гипоксическое воздействие снижает уровень свободного холестерина и в ходе аутолиза усиливает гидролитический распад фосфолипидов с участием фосфолипазы С как на поздних его сроках (24 ч), так и в ранний период инкубации (10 мин, серое вещество), а также стимулирует трансацилазные превращения в системе фосфолипиды-диацилглицерины-триацилглицерины (в белом веществе) и способствует трансацилазным перестройкам в триаде фосфолипиды-холестерин-эфиры холестерина (в сером веществе).

2. Острое гипоксическое воздействие в белом веществе мозга снижает уровень общих фосфолипидов и фосфатидилсеринов, а в сером веществе стимулирует гидролиз фосфатидилэтаноламинов. В ходе аутолиза в сером веществе происходит уменьшение количества общих фосфолипидов на поздних сроках инкубации, при этом, наряду с гидролизом основных фосфолипидных фракций, происходят и трансферазные реакции в системах фосфатидилэтаноламины-фосфатидилсерины (1ч, 24 ч) и фосфатидилхолины-сфингомиелины (24 ч). В белом веществе снижение уровня суммарных фосфолипидов через 10 мин и 24 ч инкубации сопровождается трансферазными превращениями в системе фосфатиди-лэтаноламины—»фосфатидилхолины (10 мин - 4ч), а к 24 ч отмечен гидролиз фосфатидилэтаноламинов и фосфатидилхолинов.

3. Введение верапамила в дозе 0,6 мг/кг не меняет содержания общих липидов в сером веществе мозга, но снижает их уровень в белом веществе. В обеих структурах мозга происходит снижение доли холестерина и накопление жирных кислот, диацилглицеринов, триацилглицеринов (в белом веществе), а также эфи-ров холестерина с одновременным гидролизом фосфолипидов (в сером веществе). В ауголизирующихся структурах мозга содержание общих липидов меняется в колебательном режиме, возвращаясь к начальным величинам к 24 ч и только в этот период инкубации верапамил стимулирует гидролиз фосфолипидов.

4. Верапамил (0,6 мг/кг) не меняет содержания общих фосфолипидов в изученных структурах мозга, но способствует гидролизу фосфатидилэтаноламинов (в сером веществе) и фосфатидилсеринов (в белом веществе). В динамике аутолиза количество общих фосфолипидов снижается. При этом в сером веществе к 1 ч аутолиза верапамил стимулирует трансферазные реакции в системах фосфати-дилинозиты->фосфатидилхолины, лизофосфолипиды—»фосфатидилхолины, ли-зофосфолиниды—»фосфатидилэтаноламины, а гидролитическая деградация фосфатидилхолинов в обеих структурах мозга происходит только к 24 ч инкубации с участием фосфолипаз А2 и О.

5. Острая гипоксия на фоне предварительной инъекции верапамила (0,6 мг/кг) не меняет- содержания общих липидов в мозговых структурах, но вызыва-

ет уменьшение уровня холестерина и увеличение содержания его эфиров (в сером веществе) и фосфолипидов (в белом веществе). В ходе аутолиза только в белом веществе мозга количество общих липидов уменьшается к 1 ч и 24 ч. В сером веществе через 10 мин инкубации верапамил не препятствует стимулированному гипоксией снижению доли фосфолипидов, но способствует трансацилазным механизмам их превращений в системах фосфолипиды—»триацилглицерины, фосфолипиды—»эфиры холестерина. К 24 ч аутолиза в обеих структурах мозга введение верапамила перед острой гипоксией ограничивает гидролиз фосфолипидов.

6. В условиях введения верапамила и последующей острой гипоксии в мозговых структурах содержание общих фосфолипидов не изменяется, а в ходе аутолиза их уровень снижается. В этих условиях в белом веществе повышается концентрация фосфатидилэтаноламинов, однако с 10 мин инкубации их количество резко снижается и в ходе аутолиза реализуются, в основном, трансферазные реакции в системах фосфатидилэтаноламины—»фосфатидил-серины-+...фосфатидилинозиты, фосфатидилэтаноламины -»фосфатидилхолинь: и фосфатидилэтаноламины—> полиглицерофосфатиды. В сером веществе, наряду с гидролизом фосфатидилэтаноламинов (10 мин, 24 ч) и фосфатидилхолинов (10 мин), реализовались и механизмы их биотрансформации в системах фосфатидилэтаноламины—>фосфатидилсерииы или фосфатидилхолины—»фосфатидилэтаноламины—»фосфатидилсерины.

7. Использование модели аутолиза тканей, органов, ультраструктур клеток может быть полезным для выявления отсроченных и/или предшествующих реакций организма и его структур на имевшиеся ранее воздействия, в частности, острой гипоксии, введении верапамила или их сочетания.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1. Головко М. Ю., Лещенко Д.В., Грибанов Г.А. и др. Влияние кислых значений рН на динамику аутолитических перестроек липидов серогр вещества головного мозга крыс in vitro //Актуальные проблемы биохимии и биотехнологии. - Тверь,

2000.-С. 83-89.

2. Грибанов Г.А., Лещенко Д.В., Головко М.Ю. О некоторых хронобиологических аспектах аутолитических изменений фосфолипидов белого вещества головного мозга белых крыс под влиянием острой гипобарической гипоксии //Материалы X Междунар. симп. "Эколого-физиологические проблемы адаптации". - Москва,

2001.- С. 139-140.

3. Лещенко Д.В., Грибанов Г.А., Головко М.Ю. Изменения липидов белого вещества головного мозга крыс в процессе аутолиза после воздействия острой гипобарической гипоксиии //Тез. докл. науч. конф. асп. и студ. 'ГвГУ. - Тверь, 2001. - С. 29-30.

4. Лещенко Д.В., Головко М.Ю., Грибанов Г.А. и др. Аутолитические изменения фосфолипидов серого вещества головного мозга крыс при острой гипобарической гипоксии //Тез. докл. Межвузовской науч. конф. молодых ученых «Актуальные проблемы современной медицины». - Тверь, 2001. - С. 7-8.

5. Грибанов Г.А., Лещенко Д.В., Головко М.Ю. Влияние острой гипобарической гипоксии на динамику аутолитических перестроек фосфолипидов белого вещества головного мозга крыс //Тез. докл. VIII Областной научно-техн. конф. молодых ученых "Химия и химические технологии". - Тверь, 2001. - С. 25.

6. Грибанов Г.А., Белякова М.Б., Лещенко Д.В. и др. Влияние острой гипобарической гипоксии на характер изменений липидов в аутолизирукнцейся in vitro печени белых крыс //Тез. докл. VIII Областной научно-технической конф. молодых ученых "Химия и химические технологии". - Тверь, 2001.- С. 9.

7. Грибанов Г.А., Лещенко Д.В., Головко М.Ю. Аутолитические изменения общих липидов серого вещества головного мозга крыс при острой гипобарической гипоксии //Тез. докл. 5-оЙ Путинской конф. молодых ученых "Биология - наука 21 века". - Пущино, 2001. - С. 144.

8. Грибанов Г.А., Лещенко Д.В., Белякова М.Б. Хронобиологические аспекты влияния острой гипобарической гипоксии на аутолитические изменения липидов головного мозга, миокарда и печени крыс in vitro //Тез. докл. 1 Междунар. Конгр. "Новые медицинские технологии". - СПб, 2001. - С. 123-124.

9. Грибанов Г.А., Лещенко Д.В., Головко М.Ю. и др. Влияние острой гипобариче- t ской гипоксии на аутолитические изменения липидов серою и белого вещества головного мозга белых крыс //Авиакосм, и экол. медицина.- 2001 4. - С. 53-57.

10. Грибанов Г.А., Лещенко Д.В., Головко М.Ю. Влияние верапамила на динамику изменений липидов серого вещества головного мозга крыс в процессе аутолиза in vitro при острой гипобарической гипоксии //Тез. докл. конф. «Организация и пластичность коры больших полушарий головного мозга». - Москва, 2001. - С.29.

11. Грибанов Г.А., Головко М.Ю., Макарова И.И., Лещенко Д.В. Влияние кислых значений pH на аутолитический распад липидов серого вещества головного мозга крыс in vitro //Тез. докл. конф. «Организация и пластичность коры больших полушарий головного мозга». - Москва, 2001. - С. 28.

12. Белякова М.Б., Грибанов Г.А., Лещенко Д.В. и др. Изменения липидных показателей головного мозга и миокарда крыс под влиянием острой гипобарической гипоксии при аутолизе in vitro //Тез. докл. 6-ой Пущинской конф. молодых ученых "Биология - наука 21 века". - Пущино, 2002. - С. 276.

13. Белякова М.Б., Лещенко Д.В., Головко М.Ю. Изменения липидов миокарда и печени белых крыс после действия острой гипобарической гипоксии при аутолизе in vitro //Тез. докл. II Межвуз. науч. конф. молодых ученых.- Тверь, 2002.-С.15-16.

14. Белякова М.Б., Лещенко Д.В., Грибанов Г.А. и др. Влияние острой гипобарической гипоксии и верапамила на посмертные изменения липидных показателей головного мозга и миокарда крыс // Тез. докл. 7-ой Пущинской конф. молодых ученых "Биология - наука 21 века". - Пущино, 2003. - С. 310.

15. Gribanov G.A., Leshchenko J.V., Belyakova M.B. Effect of Acute Hypoxia on Lipid Alterations of Rats' Brain, Liver and Mvocardium During Autolysis in Vitro //HUPO 2nd Annual & IUBMB XIX World Congress, October 8-11, 2003: - Abstr. Montreal, 2003. - Vol. 2.9. Molecular & Cellular Proteomics. - P.985.

16. Грибанов Г.А., Лещенко Д.В., Головко М.Ю. Изменения фосфолипидов серого и белого вещества головного мозга крыс в процессе аутолиза in vitro под влиянием острой гипобарической гипоксической гипоксии //Биомедицинская химия -принята к печати.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ГЛФ - глицерофосфаты ДГ - диацилглицерины ЛФЛ - лизофосфолипиды ЛФИ - лизофосфатидилинозитиды

см. - смотреть

ср. - сравнить

СФМ ~ сфингомиелины

ТГ - триацилг лицерины

МТСХ - микротонкослойная хроматография ФИ - фосфатидилинозиты

ОЛ - общие липиды ОФЛ - общие фосфолипиды ПГФ - полиглицерофосфатиды ПОЛ - перекисное окисление липидов СЖК - свободные жирные кислота

ОПТ-острая гипобарическая гипоксическая шпоксия

ФК - фосфатидные кислоты ФЛ - фосфолипиды ФР - физиологический раствор ФС - фосфатидилсерины ФХ - фосфагидилхолины ФЭА - фосфатидилэтаноламины ХС - свободный холестерин ЭХ - эфиры холестерина

Отпечатано 22.10.2003 г. ОАО «Центров», Тверь, б-р Радищева, 44.

Тираж 100 экз.

»16692

â^oj-A

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Лещенко, Джулианна Викторовна

I. ВВЕДЕНИЕ.:.

П. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

2.1. Липиды головного мозга. Состав, содержание и их функции.

2.2. Гипоксия и ее воздействие на биохимические процессы в нервной ткани.

2.2.1 Современные представления о гипоксии.

2.2.2. Некоторые особенности метаболизма в нервной ткани при гипоксии.

2.2.3 Влияние кислородной недостаточности на липидный обмен в головном мозге.

2.3. Аутолиз и его биологическое значение.

2.3.1. Современные представления об аутолизе.

2.3.2. Биохимические механизмы развития смерти и аутолиза нервной ткани.

2.3.2.1. Изменения энергетического статуса, углеводного и азотистого обменов в переживающем мозге.

2.3.2.2. Особенности обмена липидов в мозге при умирании и аутолизе

2.4. Роль ионов кальция при умирании и кислородной недостаточности мозга.

2.4.1 Участие ионизированного кальция в гипоксических повреждениях и деструктивных процессах клеток переживающего мозга.

2.4.2. Блокирование кальциевых каналов - один из способов коррекции гипоксических состояний.

2.4.3. Действие верапамила на липидный компонент и кальций-зависимые процессы в клетках.

III. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ. $ 3. 1. Объекты исследования.

3.2. Организация исследований.

3.2.1. Создание модели острой гипобарической гипоксической гипоксии.

3.3. Исследование аутолитических изменений липидов в тканевых срезах серого и белого вещества мозга.

3.3.1. Получение исследуемого материала.

3.3.2. Выбор сроков инкубации.

3.4. Методы анализа липидов.

3.4.1. Получение и очистка общего липидного экстракта.

3.4.2. Анализ общих липидов и их отдельных фракций. а) количественное определение общих липидов. б) микроанализ липидных фракций с помощью микротонкослойной хроматографии.

3.4.3. Микрометоды определения общих фосфолипидов и их фракций. 62 а) количественное определение общих фосфолипидов. б) микротонкослойная хроматография фосфолипидов и их количественное определение.

3.5. Изучение влияния верапамила на липиды мозга.

3.5.1. Исследование влияния верапамила на состав и содержание липидов белого и серого вещества мозга при аутолизе в условиях острого гипоксического воздействия.

3.6. Статистическая обработка результатов исследований.

IV. РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ.

4.1. Изменения липидного компонента ткани серого и белого вещества

4 головного мозга крыс в процессе аутолиза в обычных условиях и после острой гипобарической гипоксической гипоксии

4.1.1. Изменения содержания общих липидов и их фракций в белом и сером веществе мозга при аутолизе in vitro.

4.1.2. Аутолитические изменения общих липидов и их фракций в ткани серого и белого вещества мозга крыс после острой гипоксии.

4.1.3. Динамика изменений содержания общих фосфолипидов и их фракций в сером и белом веществе при аутолизе in vitro.

4.1.4. Изменения содержания общих фосфолипидов и их отдельных классов в ходе аутолиза серого и белого вещества головного мозга крыс после острой гипобарической гипоксической гипоксии

4.2. Влияние верапамила на изменения липидных показателей серого и белого вещества головного мозга крыс в процессе аутолиза in vitro в обычных условиях и при последующем воздействии гипоксического фактора.

4.2.1. Влияние верапамила на аутолитические изменения общих липидов и их фракций ткани серого и белого вещества мозга крыс

4.2.2. Изменения фосфолипидных показателей серого и белого вещества головного мозга крыс при аутолизе под действием верапамила.

4.2.3. Динамика изменений липидных показателей серого и белого вещества мозга крыс при аутолизе in vitro после действия верапамила и острой гипобарической гипоксической гипоксии.

4.2.4. Влияние верапамила и острой гипобарической гипоксической ^ гипоксии на аутолитические изменения фосфолипидного компонента серого и белого вещества головного мозга крыс.

V. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ ИССЛЕДОВАНИЙ.

5,1. Характеристика и возможные молекулярно-биохимические механизмы влияния острой гипобарической гипоксии на липидные показатели серого и белого вещества головного мозга крыс при аутолизе in vitro.

5.1.1. Молекулярно-биохимические механизмы аутолитических # изменений общих липидов и их отдельных фракций в сером и белом веществе головного мозга крыс после острой гипобарической гипоксической гипоксии

5.1.2. Особенности изменений общих фосфолипидов и их отдельных фракций в сером и белом веществе головного мозга крыс в процессе аутолиза in vitro после действия гипоксического фактора

5.2. Молекулярно-биохимические механизмы влияния верапамила и последующей острой гипобарической гипоксической гипоксии на аутолитические изменения липидного компонента серого и белого вещества головного мозга крыс

5.2.1. Действие верапамила на динамику изменений общих липидов и их фракций в ткани серого и белого вещества головного мозга крыс при аутолизе in vitro

5.2.2. Особенности аутолитических изменений фосфолипидных показателей в белом и сером веществе мозга под действием верапамила.

5.2.3. Характеристика влияния верапамила и острой кислородной недостаточности на изменения липидных показателей серого и белого вещества головного мозга крыс при аутолизе in vitro.

5.2.4. Влияние верапамила и последующей ОГГГ на аутолитические изменения фосфолипидного компонента ткани серого и белого вещества головного мозга крыс.

VI. ВЫВОДЫ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Влияние острой гипобарической гипоксической гипоксии и верапамила на аутолитические изменения липидного компонента серого и белого вещества головного мозга крыс"

Актуальность исследования: Центральное место при развитии деструктивных изменений в переживающих структурах нервной системы в условиях ишемии, гипоксии и других энергодефицитных состояний могут занимать аутолитические процессы [Душников Е.Ф., Шапиро Н.А., 1974, Ikuta F. et al., 1993]. На основе многочисленных исследовании [Ребров Л.Б. и др., 1983, Грибанов Г.А., 1977-2003], посвященных изучению биохимических аспектов аутолиза в различных органах и тканях, было предложено следующее его современное определение «Аутолиз - это выработанное в процессе эволюции свойство биологических объектов разлагать ферментативным и неферментативным путем собственные структуры разного уровня с преимущественным участием гидролазных, ^ а также трансферазных и других реакций биодеградации и биотрансформации их молекулярных компонентов» [Грибанов Г.А., 1986]. В настоящее время опубликовано немного работ по изучению изменений липидного компонента головного мозга в процессе аутолиза in vitro в норме и при различных экспериментальных воздействиях [33, 34, 35].

Наиболее распространены поражения нервных клеток при гипоксии, что связано во многом со структурными и функциональными изменениями липидов различных биологических структур. Одним из существенных деструктивных факторов в развитии постгипоксических повреждений липидного компонента в нервных и других тканях является увеличение содержания внутриклеточной концентрации кальция, что приводит к активации Са2+-зависимых процессов липолиза в клеточных мембранах, нарушению структуры и функций биомембран и гибели клеток [196, 241, 258]. В качестве средств антигипоксиче-ской защиты мозга часто используются блокаторы кальциевых каналов, которые воздействуют на основные звенья патогенетической цепи, возникающей при ишемии и гипоксии органов [158, 259, 234]. Одним из широко применяе-# мых антагонистов кальция, используемых при коронарной недостаточности и обладающих кардиопротекторными свойствами, является верапамил, антигипоксическое действие которого показано и для ткани мозга [12, 72, 152]. Однако остаются по-прежнему мало изученными вопросы влияния верапамила на метаболические превращения липидов головного мозга как в обычных условиях, так и при дефиците кислорода и аутолизе. Очевидно, что оценка действия широко применяемого блокатора кальциевых каналов верапамила на изменения липидного компонента серого и белого вещества головного мозга в процессе аутолиза в обычных условиях и при последующем воздействии гипоксии может представлять определенный теоретический интерес и практическую значимость, поскольку в динамике аутолитических изменений могут отражаться не выявляемые при жизни метаболические нарушения, обусловленные различными внешними и внутренними факторами, воздействиями.

2. Исследовать действие верапамила на изменения липидных показателей серого и белого вещества головного мозга крыс при аутолизе in vitro.

Научная новизна: В работе представлены приоритетные данные о влиянии острой гипобарической гипоксической гипоксии на динамику аутолитических изменений липидного компонента ткани серого и белого вещества головного мозга крыс. На основании полученных результатов установлено участие верапамила в регуляции содержания липидов и их отдельных представителей в ткани серого и белого вещества мозга в обычных условиях и при кислородной недостаточности. Проведено сравнительное изучение аутолитических изменений липидного спектра в сером и белом веществе головного мозга крыс в условиях предшествующей острой гипобарической гипоксии, введения верапамила и действия верапамила с последующей острой гипоксией. Дан анализ возможных метаболических превращений отдельных групп липидов серого и белого вещества головного мозга крыс при указанных воздействиях. Использование модели аутолиза может быть полезным для выяснения не выявляемых прижизненных нарушений биохимических процессов в тканях организма при действии как неблагоприятных факторов (гипоксии), так и лекарственных препаратов. Теоретическое и практическое значение: Проведенные исследования способствуют более глубокому пониманию молекулярно-биохимических механизмов влияния кислородной недостаточности, а также антагонистов кальция (верапамила) на изменения липидов мозговой ткани, а также их превращения при аутолизе in vitro. Результаты исследования могут быть использованы для прогнозирования посмертных процессов в мозговой ткани как в обычных условиях, так и после действия кислородной недостаточности. Полученные экспериментальные данные необходимо учитывать при выборе способов коррекции постгипоксических состояний мозга, а также в ребиотизационных, реанимационных мероприятиях и при трансплантации нервной ткани. Основные положения диссертации, выносимые на защиту:

1. Острая гипобарическая гипоксическая гипоксия видоизменяет липидный состав в сером и белом веществе головного мозга крыс. В процессе аутолиза в исследованных мозговых структурах гипоксическое воздействие усиливает гидролиз ФЛ, ФЭА и ФХ, способствует трансацилазным перестройкам в системе ФЛ-ДГ-ТГ в белом веществе мозга, а также стимулирует трансферазные превращения в системах ФЭА—>ФС, ФХ—>СФМ (в сером веществе) и ФЭА—>ФХ, ФХ—>СФМ (в белом веществе).

2. Однократная инъекция верапамила в дозе 0,6 мг/кг видоизменяет липидный и фосфолипидный состав тканей исследуемых структур мозга. Аутолитические перестройки липидов в сером и белом веществе под действием верапамила происходят на поздних сроках и сопровождаются гидролизом ФЛ с накоплением СЖК. При этом на ранних сроках инкубации серого вещества верапамил индуцирует реакции биотрансформации фосфолипидов (в системе ФИ .—»• ФХ), а через 24 ч в обеих структурах мозга способствует гидролизу ФХ. 3. Введение верапамила (в дозе 0,6 мг/кг) перед ОГГГ не препятствует развитию количественных изменений липидных показателей исследуемых структур головного мозга крыс, происходящих под действием острой гипоксии. В процессе последующего аутолиза наблюдаются близкие к контрольным значениям изменения относительного содержания большинства липидных фракций серого и белого вещества головного мозга крыс.

Апробация работы: Материалы диссертационного исследования докладывались и обсуждались на X Международном симпозиуме «Эколого-физиологические проблемы адаптации», Москва, 2001; III Областной научно-практической конференции молодых ученых «Химия и химическая технология», Тверь, 2001; научной конференции аспирантов и студентов ТвГУ, Тверь, 2001; научной конференции молодых ученых «Актуальные проблемы современной медицины», Тверь, 2001; I Международном конгрессе «Новые медицинские технологии», Санкт-Петербург, 2001; Научной конференции «Организация и пластичность коры больших полушарий головного мозга», Москва, 2001; 5-ой, 6-ой и 7-ой Пущинской школе-конференции молодых ученых «Биология - наука 21 века», Пущино, 2001, 2002, 2003; HUPO 2nd Annual & IUBMB XIX World Congress, Montreal, 2003.

Публикации: По теме диссертации опубликовано 15 работ, 1 принята в печать (журнал «Биомедицинская химия»).

Объем и структура диссертации: Диссертация изложена на 163 страницах машинописного текста и состоит из введения, обзора литературы, методов исследований, результатов собственных исследований и их обсуждения, выводов и списка цитируемой литературы, включающего 276 источников, из которых 162 иностранных. Работа иллюстрирована 32 таблицами и 24 рисунками.

Заключение Диссертация по теме "Биохимия", Лещенко, Джулианна Викторовна

VI. выводы

2. Острое гипоксическое воздействие в белом веществе мозга снижает уровень общих фосфолипидов и фосфатидилсеринов, а в сером веществе стимулирует гидролиз фосфатидилэтаноламинов. В ходе аутолиза в сером веществе происходит уменьшение количества общих фосфолипидов на поздних сроках инкубации, при этом, наряду с гидролизом основных фосфолипидных фракций, происходят и трансферазные реакции в системах фосфатидилэтано-ламины-фосфатидилсерины (1ч, 24 ч) и фосфатидилхолины-сфингомиелины (24 ч). В белом веществе снижение уровня суммарных фосфолипидов через 10 мин и 24 ч инкубации сопровождается трансферазными превращениями в системе фосфатидилэтаноламины—>фосфатидилхолины (10 мин - 4ч), а к 24 ч отмечен гидролиз фосфатидилэтаноламинов и фосфатидилхолинов.

3. Введение верапамила в дозе 0,6 мг/кг не меняет содержания общих липидов в сером веществе мозга, но снижает их уровень в белом веществе. В обеих структурах мозга происходит снижение доли холестерина и накопление жирных кислот, диацилглицеринов, триацилглицеринов (в белом веществе), а также эфиров холестерина с одновременным гидролизом фосфолипидов (в сером веществе). В аутолизирующихся структурах мозга содержание общих липидов меняется в колебательном режиме, возвращаясь к начальным величинам к 24 ч и только в этот период инкубации верапамил стимулирует гидролиз фос-фолипидов.

4. Верапамил (0,6 мг/кг) не меняет содержания общих фосфолипидов в изученных структурах мозга, но способствует гидролизу фосфатидилэтанола-минов (в сером веществе) и фосфатидилсеринов (в белом веществе). В динамике аутолиза количество общих фосфолипидов снижается. При этом в сером веществе к 1 ч аутолиза верапамил стимулирует трансферазные реакции в системах фосфатидилинозиты—>фосфатидилхолины, лизофосфолипи-ды—>фосфатидилхолины, лизофосфолипиды—►фосфатидилэтаноламины, а гидролитическая деградация фосфатидилхолинов в обеих структурах мозга происходит только к 24 ч инкубации с участием фосфолипаз А2 и D.

5. Острая гипоксия на фоне предварительной инъекции верапамила (0,6 мг/кг) не меняет содержания общих липидов в мозговых структурах, но вызывает уменьшение уровня холестерина и увеличение содержания его эфиров (в сером веществе) и фосфолипидов (в белом веществе). В ходе аутолиза только в белом веществе мозга количество общих липидов уменьшается к 1 ч и 24 ч. В сером веществе через 10 мин инкубации верапамил не препятствует стимулированному гипоксией снижению доли фосфолипидов, но способствует транса-цилазным механизмам их превращений в системах фосфолипи-ды—►триацилглицерины, фосфолипиды—>эфиры холестерина. К 24 ч аутолиза в обеих структурах мозга введение верапамила перед острой гипоксией ограничивает гидролиз фосфолипидов.

6. В условиях введения верапамила и последующей острой гипоксии в мозговых структурах содержание общих фосфолипидов не изменяется, а в ходе аутолиза их уровень снижается. В этих условиях в белом веществе повышается концентрация фосфатидилэтаноламинов, однако с 10 мин инкубации их количество резко снижается и в ходе аутолиза реализуются, в основном, трансферазные реакции в системах фосфатидилэтаноламины—►фосфатидил-серины—►. фосфатидилинозиты, фосфатидилэтаноламины —►фосфатидил-холины и фосфатидилэтаноламины—► полиглицерофосфатиды. В сером веществе, наряду с гидролизом фосфатидилэтаноламинов (10 мин, 24 ч) и фосфати-дилхолинов (10 мин), реализовались и механизмы их биотрансформадии в системах фосфатидилэтаноламины—►фосфатидилсерины или фосфатидилхоли-ны—>фосфатидилэтаноламины—>фосфатидилсерины.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Лещенко, Джулианна Викторовна, Тверь

1. Агаджанян Н.А., Дружинин Ю.П., Родин Г.П., Шевченко Ю.В. Суточные ритмы и действие гипоксической гипоксии //Тез. докл. всесоюзн. симпозиума 23-25 июня , 1975. Фрунзе, 1975. - С. 105-106.

2. Агаджанян Н.А., Чижов А.Я. Классификация гипоксических состояний. -М.: 1998.-24 с.

3. Алесенко А.В. Функциональная роль сфингозина в индукции пролиферации и гибели клеток //Биохимия 1998. - Т. 63. - № 1.- С. 75-82.

4. Алсаева М.А., Верлан Н.В., Миллер Л.Г. и др. В кн.: Физиология, патофизиология, фармакология мозгового кровообращения. Тбилиси, 1988. — С.11.

5. Антонов Л.М., Гастева С.В. Влияние адреналэктомии на интенсивность обмена фосфолипидов мозга крыс при гипоксии //Бюлл. экспер. биол. и мед. — 1969. № 6. - С. 28-29

6. Антонов В.Д., Смирнова В.Ю., Шевченко Е.В. Липидные мембраны при фазовых превращениях. М.: Наука., 1992. - 136 с.

7. Бергельсон Л.Д., Дятловицкая Э.В., Молотковский Ю.Г. и др. Препаративная биохимия липидов. М.: Наука, 1981. - 259 с.

8. Болдырев А.В. Парадоксы окислительного метаболизма мозга //Биохимия. 1995. -Т. 60. - №9. - С. 1536-1543.

9. Брокерхоф X., Дженсен Р. Липолитические ферменты /Пер. с англ. М.: Мир,- 1978.-397с.

10. Буреш Я., Бурешова О., Хьюстон П.Х. Методики и основные эксперименты по изучению мозга и поведения /Пер. с англ. М.: Высш. школа, 1991. -399 с.

11. Бурлакова Е.Б. Роль липидов синаптических мембран в передаче и хранении информации //В кн.: Исследование памяти. М., 1990. - С. 146-153.

12. Бурцев Е.М., Савков B.C. Опыт применения финоптина (верапамила) при цереброваскулярных заболеваниях //Журн. невропатол. и психиатр, им. Корсакова 1989. - №1. - С. 43-46.

13. Ван Лир Э., Стикней К. Гипоксия. М.: Медицина, 1967. - 367с.

14. Болдырев А.А. Введение в биомембранологию. — М.: МГУ. 1990. -208 с.

15. Векшина О.М. Роль сфингозина и его производных в регуляции Са-гомеостаза //Биологические мембраны. — 2000.- Т. 17.- №4.- С. 341-367.

16. Влияние кислородной недостаточности на обмен веществ в тканях //Под ред. Ю.М.Гефтер и М.А.Добринской. Ленинград, 1962. - вып.2. — 99 с.

17. Волянский Ю.Л., Колотова Т.Ю., Васильев Н.В. Молекулярные механизмы программированной клеточной гибели //Усп. совр. биол.- 1994. Т. 114. -№6.- С. 679-692.

18. Гаевская М.С. Биохимия мозга при умирании и оживлении организма. -М.: Медгиз., 1963. 207 с.

19. Гастева С.В., Райзе Т.Е., Шарагина Л.М. Метаболизм фосфолипидов в микросомах и цитозоле ткани головного мозга крыс в норме и при гипоксической гипоксии //Бюлл. экспер. биол. и мед. — 1978. № 11. - С. 533-535.

20. Гастева С.В. Особенности изменений метаболизма мозга при различных формах его кислородного голодания. //Тез. докл. VIII Всесоюз. конф. по биохимии ЦНС. Минск, 1980. - С. 164-165.

21. Гастева С.В., Райзе Т.Е., Шарагина JI.M. Фосфолипиды субклеточных фракций тканей мозга и печени крыс при общем кислородном голодании организма //Бюлл. экспер. биол. и мед. 1984. -№9. - С. 290-292.

22. Гипоксия. Адаптация, патогенез, клиника. //Под общ. ред. Ю.Л. Шевченко Спб. - 2000. - 384с.

23. Гиппенрейтер Е.Б. IV Международный симпозиум по гипоксии (21-25 февраля 1989 г„ Лейк-Луиз, Канада) //Косм. биол. и авиакосм, медиц. — 1990. -Т. 24. -№3.- С. 60-63.

24. Глебов Р.Н., Крыжановский Г.И. Функциональная биохимия синапсов. -М.: Медицина, 1978. 326 с.

25. Головко М.Ю. Влияние различных экзогенных физико-химических факторов на аутолитические изменения липидного компонента головного мозга крыс: Дис. канд. биолог, наук. / Тверь, 1998.

26. Грибанов Г.А. О метаболических взаимоотношениях липидов //Успехи совр. биологии. 1979. - № 1. - С. 16-31.

27. Грибанов Г.А. Об особенностях катаболической деградации эндогенных липидов семенных желез крыс при аутолизе //Тез. научн. сообщ. IV Всесоюзн. биохим. съезд. М.: Наука, 1979. - Т. 3. - С. 57-58.

28. Грибанов Г.А. Методы анализа липидов. Лабораторный практикум, -Калинин: КГУ, 1980. 51 с.

29. Грибанов Г.А. Исследование биохимических превращений эндогенных липидов биологических структур при аутолизе: Дис. . д-ра биолог, наук /Калинин, 1986.

30. Грибанов Г.А., Сергеев С.А. Липиды миокарда крыс при аутолизе //Вопр. мед. химии. 1983. - № 4.- С. 33-36.

31. Грибанов Г.А., Ильяшенко Д.В. Липиды серого и белого вещества головного мозга крыс при аутолизе //Вопр. мед. химии. 1993. - Т.39. - № 2. - С. 4345.

32. Грибанов Г.А., Бурлакова Е.Б., Архипова Г.В., Ильяшенко Д.В. Липиды синаптических мембран головного мозга крыс при аутолизе //Вопр. мед. химии. 1994. - Т. 40. - № 1. - С. 49-52.

33. Грибанов Г.А., Головко М.Ю. Влияние бычьего сывороточного альбумина на характер аутолитических изменений липидного компонента ткани серого и белого вещества головного мозга крыс in vitro //Вопр. мед. хим. 1998. -№3. — С. 241-246.

34. Грибанов Г.А. Новые концептуальные подходы к оценке смерти мозга. Нейросинаптическая структурно-энерго-информационная концепция смерти мозга //Психолого-педагогические аспекты многоуровневого образования, 2001. Т. 14. - С. 165-176.

35. Грибанов Г. А. Некоторые методологические аспекты танатогенеза. Новые представления о взаимоотношениях жизни и смерти //Сб. науч. трудов «Актуальные проблемы биохимии и биотехнологии», г. Тверь, 2001.- С. 14-26.

36. Грибанов Г.А. Новые представления о взаимоотношениях апоптоза, аутолиза и некроза //Труды Всерос. конф. «Проблемы медицинской энзимологии. Современные технологии лабораторной диагностики нового столетия», Москва, 2002. С. 65-66.

37. Гусев Е.И., Скворцова В.И. Ишемия головного мозга. -М.: Медицина, 2001.- 328с.

38. Давлетчина Р.Ф., Черкасова Л.В. Ультраструктура нейронов коры больших полушарий мозга при гипоксической гипоксии //Журн. невропатологии и психиатрии им. Корсакова. 1988. - Т.88. - №7. - С. 16-19.

39. Джафаров А.И., Магомедов М.М., Касумов В.М. Перекисное окисление липидов в трансплантанте и в тканях реципиента при различных условиях пересадки //Бюлл. экспер. биол. и мед. 1981. — № 10. - С. 422- 424.

40. Ещенко Н.Д., Путилина Ф. Е. Липогенез в головном мозге при гипоксии //Вестн. Росс. Акад. Мед. Наук 2000. - №9. - С. 12-16.

41. Заморський I.I., Мещишен 1.Ф., Пипак В.П. Фотоперюдичш змши систе-ми глутатюну мозку з rocTpoi гипоксп //Укр. 6ioxiM. журн. — 1998. — Т. 70, №6. - С.69-75.

42. Западнюк Л.П., Западнюк В.И. и др. Лабораторные животные. Разведение, содержание, использование в эксперименте. — Киев: Вища школа, 1974. — 303 с.

43. Захарова Е.И., Лукьянова Л.Д., Иванов Д.С. Сравнительная характеристика холинэргических систем неокортекса и гиппокмпа мозга крыс с низкой и высокой устойчивостью к гипоксии //Бюлл. экспер. биол. и мед. 1998. — Т. 125.-№5.-С. 521-525.

44. Зима В.Л., Дячок О.М. Клеточные кальциевые сигналы: природа, регистрация и количественная оценка //Укр. 6ioxiM. журн. 2000. — Т. 72. - №6. — С. 513.

45. Иванов К.П. Основы энергетики организма: Теоретические и практические аспекты. Том 2. Биологическое окисление и его обеспечение кислородом. -СПб.: Наука, 1993.-272 с.

46. Иванова И.А., Бобков Ю.Г. Сравнительное изучение некоторых препаратов на разных моделях гипоксии мозга //Бюлл. экспер. биол. и мед. — 1984. — Т.98. № 11.-С. 567-570.

47. Ильяшенко Д.В. Аутолитические изменения липидов различных отделов и ультраструктур головного мозга крыс: Дис. .кандидата биолог, наук. Тверь., 1995.-124 с.

48. Кейтс М. Техника липидологии. Выделение, анализ и идентификация липидов. -М.: Мир, 1975. 322 с.

49. Корпачев В.Т., Лосенков С.П., Тель А.З. Моделирование клинической смерти и постреанимационной болезни у крыс //Патол. физиол. 1982. - № 3. -С. 78-80.

50. Крепе Е.М. Липиды клеточных мембран. Эволюция липидов мозга Адаптационная функция липидов. Л.: Наука.,- 1981. - 339 с.

51. Кудинов С.А. Система транспорта Са в нервных клетках.- Киев: Наук, думка, 1983.- 158 с.

52. Лакин Г.Ф. Биометрия. М.: Высшая школа, 1990. - 351 с.

53. Ланкин В.З., Осис Ю.Г., Тихадзе А.К. Гидроперокси- и гидроксипроиз-водные свободных ненасыщенных жирных кислот и фосфолипидов как модификаторы структуры липосомальных мембран //Докл. Акад. Наук. — 1996. Т.351. -№2.-С. 269-271.

54. Левко А.В., Аксенцев С.Л., Федорович С.В., Конев С.В. Влияние кальция на энергетический статус синаптосом мозга крыс при ацидозе //Биохимия. — ч 1998. Т.63. - №2 . - С. 218-223.

55. Литвинко Н.М., Кисель М.А. Эндогенные фосфолипазы А2: структура и функция.- Минск, 1991.- 269 с.

56. Лобов В.В., Конвай В.Д. Нарушение регуляции углеводного обмена и сопряженных с ним процессов в восстановительном периоде после клинической смерти разной продолжительности //Вопр. мед. химии. 1991. — Т. 37. - № 4. -С. 45-48.

57. Лукьянова Л.Д., Романова В.Е., Чернобаева Г.Н. Особенности окислительного фосфорилирования в митохондриях мозга крыс с различной чувствительностью к кислородному недостатку //Бюлл. экспер. биол. и мед. — 1991. — Т. 112. №7.-С. 49-51.

58. Лукьянова Л.Д. Биоэнергетическая гипоксия: понятие, механизмы и способы коррекции //Бюлл. экспер. биол. и мед. 1997. - Т. 124. - №9. - С. 244-254.

59. Лукьянова Л.Д., Дудченко A.M., Чернобаева Г.Н. Роль биоэнергетического обмена в формировании долгосрочных механизмов адаптации //В кн.: Гипоксия: механизмы, адаптация, коррекция. Материалы II Всерос. конф. М., 1999. - С. 92.

60. Лушников Е.Ф., Шапиро Н.А. Аутолиз. М.: 1974. - 200 с.

61. Ляпков В.Г., Ткачук Е.Н. Тканевая гипоксия: клинико-биохимические аспекты //Вопр. мед. химии. 1995. - Т.41. - №2. - С. 2-8.

62. Манина А.А. Ультраструктура и цитохимия нервной системы. М.: Медицина, 1978. - С. 104-107.

63. Манукян К.Г., Степанян А.А., Левонян K.JI. и др. Содержание и обмен -фосфоора фосфолипидов, менее и более прочно связанных с белками протео-липидов головного мозга крыс //Нейрохимия. 1999. - Т. 16. - №3. - С. 243-248.

64. Меньковская И.Н., Вавилова Г.А., Харламова О.Н. и др. Влияние таурина на активность транспортных АТФ-аз и ферментов энергетического обмена в различных тканях крысы при острой гипоксии //Укр. биохим. ж. 1992.- Т. 64.-№ 6.- С. 43-48.

65. Мережинский В.М., Т.Н.Норман. Фракционный анализ фосфолипидов в различных тканях белых крыс при гипоксии //Сб. науч. работ "Актуальные проблемы теоретической и клинической медицины", Минск. - 1975. - С. 45-46.

66. Методы биохимических исследований //Под ред. Прохоровой М.И. Л. ЛГУ, 1982.-215 с.

67. Миллер Л.Г., Захарова М.А., Бурцев Е.М., Савков B.C. Экспериментальное и клиническое исследование действия верапамила (финоптина) на мозговое кровообращение при транзиторной церебральной ишемии //Эксперим. и клин, фармакол. 1993. - № 4. - С. 19-22.

68. Молчанова Л.В., Пылова С.И., Запс И.О. Повреждение мембран субклеточных структур головного мозга в терминальных состояниях и в постреанимационном периоде//Бюлл. экспер. биологии. 1983. - № 5. - С. 17-19.

69. Мохова Е.Н., Старков А.А., Бобылева В.А. Разобщение окислительного фосфорилирования жирными кислотами в митохондриях печени и мышц //Биохимия.- 1993.- Т. 58.- № 10.- С. 1513-1523.

70. Неговский В.А. Очерки по реаниматологии. М.: Медицина, 1986. - 252 с.

71. Неговский В.А., Гурвич A.M. и др. Постреанимационная болезнь. М.: Медицина, 1987. - 383 с.

72. Нейрохимия//Под ред. И.П.Ашмарина. М., 1996. - 275 с.

73. Нейрохимия //Под ред. Н.И. Прохоровой. Ленинград: ЛГУ, 1979. — 257 с.

74. Опарина Т.И., Путилина Ф.Е. Метаболизм холестерина миелиновых мембран в условиях демиелинизации //Тез. докл. 10 Всесоюзн. конф. «Фундаментальные достижения нейрохимии медицине».- Горький, 1987. - С. 200.

75. Осипова Л.Н., Богуславская A.M. Активность ферментов пентозного цикла и содержание ацетилкоэнзима А в тканях белых крыс при гипоксии //Сб. науч. работ «Актуальные проблемы теоретической и клинической медицины». -Минск, 1975. С. 43-44.

76. Полежаев Л.В., Александрова М.А. Трансплантация тканей мозга в норме и патологии. М.: Медицина, 1986. - 298 с.

77. Программированная клеточная гибель.- СПб:Наука, 1996. 276 с.

78. Проказова Н.В., Звездина Н.Д., Коротаева А.А. Влияние лизофосфати-дилхолина на передачу трансмембранного сигнала внутрь клетки //Биохимия. -1998. Т. 63. - №1. - С. 38-46.

79. Пухальская Т.Г., Колосова О.А., Меньшиков М.Ю., Цейн A.M. Влияние анатгонистов кальция на серотонин-зависимую агрегацию и транспорт серото-нина в тромбоцитах больных с мигренью //Бюлл. экспер. биол. и мед. — 2000. — №11.-С. 24-27.

80. Райзе Т.Е., Самойлов М.О. Содержание и обмен фосфоинозитидов в коре большого мозга крыс при аноксии и в раннем периоде реоксигенации. //Бюлл. экспер. биол. и мед. 1994. - №6. — С. 569-571.

81. Ребров Л.Б., Козельцев В.А., Шишкин С.С., Дебов С.С. Некоторые энзи-матические аспекты посмертного аутолиза //Вестн. АМН СССР. 1983. - № 10. - С. 82-89.

82. Рубцов A.M., Баркалая Н.З., Болдырев А.А. и др. Влияние производных 1,4-дигидропиридина на потоки кальция через мембраны саркоплазматического ретикулума //Биол. мембр. 1989. - №6. - С. 18-27.

83. Самойлов М.О. Базисные молекулярно-клеточные механизмы адаптивных реакций мозга //Физиол. журн. 1995. - Т.81. - №8. - С. 3-11.

84. Самойлов М.О., Мокрушин А.А. Роль эндогенных нейромодуляторных пептидов в повышении функциональной толерантности нейронов мозга к аноксии //Бюлл. экспер. биол. и мед. 1998. — Т. 125 .- №5. — С. 503-505.

85. Сейфула Л.Д., Борисова И.Г. Проблемы фармакологии антиоксидантов //Фарм. и токсикол. 1990. - Т.53. - №6. - С. 3-10.

86. Семченко В.В., Полуэктов JI.B., Конвай В.Д. Роль перекисного окисления липидов в повреждении нейронов мозга при ишемии и в постишемическом периоде //Бюлл. экспер. биол. 1983. - № 7. - С. 12-14.

87. Сергеев С.А., Грибанов Г.А. Аутолитические изменения липидов сыворотки крови крыс в норме и при кислородном голодании организма // Вопр. мед. химии. 1980. - Т. 26. - № 2. - С. 260-264.

88. Сидоренко Б.А., Преображенский Д.В. Современная классификация антагонистов кальция //Кардиология. 1997. - №3 - С. 96-99.

89. Сидоренко Б.А., Преображенский Д.В. Применение антагонистов кальция в кардиологической практике. Москва, 1997. - 122 с.

90. Скрипниченко О.В. Изменения содержания некоторых биохимических компонентов крови, ликвора и мозга человека при разных патологиях в условиях инкубации in vitro: Автореф. дис. канд. биол. наук. Тверь, 2001. — 22 с.

91. Соболевский В.А. //Совр. вопр. суд. мед. и экспер. практ. 1993. - № 6. -С. 84-88.

92. Таранова И.П. Липиды центральной нервной системы при повреждающих воздействиях. Л., - 1988 - 158 с.

93. Терновой В.А., Михайлов И.В., Яковлев В.М. Влияние острой гипоксии на фосфолипидный состав плазматических, микросомальных и митохондриаль-ных мембран мозга и печени крыс. //Вопр. мед. химии. — 1993 №5. - С. 50-52.

94. Ткачук В.А. Мембранные рецепторы и внутриклеточный кальций IIБиол. мембр. 1999. - Т.16. -№ 2. - С. 212-229.

95. Трофимов В.А., Подерв В.Н., Федаев А.А. и др. Модификация липидов под влиянием витамина Е и верапамила при перитоните //Тез. докл. II конф. молодых ученых Морд. гос. ун-та. Саранск, 1997. -С. 64.

96. Тюлькова Е.И., Четвериков Д.А. Влияние гипобарической гипоксии на скорость включения ацетата в гидрофильные и гидрофобные компоненты фосфолипидов мозга //Бюлл. экспер. биол. и мед. 1979. — №12. - С. 676-678.

97. Тюлькова Е.И., Семенов Д.Г., Самойлов М.О. Участие кальциевой и фос-фоинозитидной систем внутриклеточной регуляции в адаптации нейронов срезов обонятельной коры мозга к гипоксии in vitro //Бюлл. экспер. биол. и мед. — 1998. -№3.- С. 259-262.

98. Федоров А.А. Люминесцентно-гистохимический анализ действия антагонистов кальция //Тез. докл. V Всерос. науч. конф «Фармакол. водно-солев. обмена и почек». Чебоксары. - 1997. -С. 53-54.

99. Фролов Ю.П. Возрастная динамика скорости аутолитической инактивации некоторых ферментов в гомогенатах органов //Самарский гос. ун-т.- Самара, 1993.- С. 7. ДЕП в ВИНИТИ 12.01.93. N 54-В93.

100. Хаснеков Л.Г., Фаюк Д.А., Викторов И.В. и др. Динамика концентрации ионов кальция в культивируемых нейронах гиппокампа при гипоксии и глю-козной депривации //Биол. мембр. 1992. - Т.9. - № 10. - С. 1042-1044.

101. Хватова Е.М., Сидоркина A.M. Нуклеотиды мозга. М.: Медицина, 1987. -204 с.

102. Хухо Ф. Нейрохимия: основы и принципы /Пер. с англ. М.: Мир, 1990. — 304 с.

103. Цыган В.Н. Нейрофизиологические механизмы компенсации при травмах в экстремальных условиях военно-профессиональной деятельности: Автореф. дис. д-ра мед. наук. СПб, 1995. - 40 с.

104. Чарный A.M. Патофизиология гипоксических состояний.-М.:Медгиз, 1961.- 343 с.

105. Шахламов В.А., Сороковой В.И. Реакция клеток на гипоксию //Архив анатомии, гистологии и эмбриологии. 1983. - № 7. - Т. 85. - С. 12-23.

106. Шпигель С., Кувилье О., Эдзаль П. и др. Роль сфингозин-1-фосфата в росте, дифференцировке и смерти клеток //Биохимия. 1998.- Т. 63. - № 1.- С.83.88.

107. Abdel-Latif A.A. Calcium-mobilizing receptors, polyphosphoinositides, and the generation of second messengers //Pharmacol. Rev. 1986. -Vol. 38. - №3. — P.227.272.

108. Akino M., Odonnell M., Robitaille P.M.L., et al. P-31 magnetic-resonance spectroscopy studies of pig spinal-cord injury myelin changes, intracellular pH, and bioenergetics //Investig. Radiol.- 1997.- Vol. 32.- №7.- P. 382-388.

109. Alberghina M., Viola M., Giufrida A. Changes in enzyme activities of glyceric* olipid metabolism of guinea-pig cerebral hemispheres during experimental hypoxia

110. J. Neurosci. Res.- 1982. Vol. 7. - № 2. - P. 363-370. ^ 118. Ando S, Waki H, Коп K. Differential fatty acid release from CA1 and С A3 regions of rat hippocampal slices under hypoxia and hypoglycemia //Neurosci. Lett. -1993.-Vol. 151.-Nl.-P. 48-50.

111. Arai Y., Sasaki M., Sakuragawa N. Hypoxic effects on cholesterol metabolism of cultured rat aortic and brain microvascular endothelial cells, and aortic vascular smooth muscle cells //Tohoku. J. Exp. Med. 1996. - Vol. 180. - № 1. - P. 17-25.

112. Ares M.P.S., Porn-Ares M.I., Thyberg J. et al. Ca2+-channel blockers verapamil and nifedipine inhibit apoptosis induced by 25-hydroxychole-sterol in human aortic smooth muscle cells //J. Lipid Res. 1997. - Vol. 38. - №10. - P. 2049-2061.

113. Bastiaanse E.M., Hold H.M., Van Der Laarse A. The effects on ion transport processes in plasma membranes //Cardiov. Res. 1997. - Vol. 33. -№2. — P.272-283.

114. Bazan N.C., Rodriguez de Turco E.B. Membrane lipid in the pathogenesis of brain edema: phospholipids and arachidonic acid, the earliest membrane components changes at the onset of ischemia //Adv. Neurol. 1980. - Vol. 28. - P. 197-205.

115. Beley A., Bertrand N., Beleg P. Cerebral ischemia: changes in brain choline, acetylcholine and other monoamines as related to energy metabolism //Neurochem.

116. Res.- 1991.- Vol. 16.- № 5.- P. 555-561.

117. Berger L., Hakim A.M. Calcium channel blockers correct acidosis in ischemic rat brain without altering cerebral blood flow //Stroke. 1988. - Vol. 19. -№ 10. - P. 1257-1261.

118. Bhamidipati S.P., Hamilton J.A. Interactions of lysol11 11 ——palmitoylphosphatidylcholine with phospholipids С and P NMR study //Biochemistry.- 1995.- Vol. 34.- № 16.- P. 5666-5677.

119. Bizzozero O.A., Leyba J., Nunez D.J. Characterization of proteolipid protein fatty acylesterase from rat brain myelin //J. Biochem. -1992.- Vol. 267. №11. -P.7886-7894.

120. Bligh E., Dyer W.A. A rapid method of total lipid extraction and purification // Can. J. Biochem. 1959. - Vol. 37. - № 8. - P. 911-917.л

121. Bonventre J.V. Roles of phospholipases A(2) in brain-cell and tissue injury associated with ischemia and excitotoxicity //J. Lipid Mediators and Cell Signalling .1997.- Vol. 16.- № 3.- P 199-208.

122. Brindley D. N., Waggoner D. W. Phosphatidate phospohydrolase and signal transduction //Chem. and Phys. Lipids.- 1996.- Vol. 80.- №1-2.- P.45-57.

123. Chambers D.E., Parks D.A., Paterson G. et al. Xanthine oxidase as a source of free radical damage in myocardial ischemia //J. Mol. Cell. Cardiol. 1985. — Vol. 17. -№ 2-P. 145-152.

124. Chang L.-M., Shiranf R., Weinstein P.R. et al. Cerebral metabolite dynamics during temporary complete ischemia in rats monitored by time-shared 1H and 3 IP NMR spectroscopy //Magn. Resonan. Med. -1990.- Vol. 13.- № 1.- P. 6-13.

125. Choi D.W. Cerebral hypoxia: some new approaches and unanswered questions //J. Neurochem. 1990. - Vol. 10.-№ 8.-P. 2493-2501.

126. Choi D.W., Rothman S.M. The role of glutamate neurotoxicity in hypoxic-ischemic neuronal death //Annu. Rev. Neurosci. 1990. - Vol.13. - P. 3440-3450.

127. Conev A., Marshall J.M. Effect of systematic hypoxia upon circulation of the cerebral cortex in the anaesthetized rat //J.Physiol.Proc. 1995. -Vol. 483. — P.88.

128. Cummings T.J., Strum J.C., Yoon L.W. et al. Recovery and expression of messenger RNA from postmortem human brain tissue //Mol. Pathol. 2001. — Vol. 14. — № 11.-P. 1157-1161.

129. Damron D.S., Domran R.V. Calcium-dependent phospholipid catabolism and arachidonic acid mobilization in cerebral minces //Mol. Chem. Neuropathol. 1990. — Vol. 12. - № 3. - P. 177-190.

130. Darnell J.C., Saltiel A.R. Coenzime A-dependent, ATP-independent acylation of 2-acyl lisophosphatidilinositol in rat liver microsomes //Biochim. et Biophys. Acta. Lipids and Lipid Metab.- 1991.- Vol. 1084.- № 3.- P. 292-299.

131. Deutsch J., Rapoport S.I., Purdon A.D. et al. Relation between free fatty-acid and acyl-CoA concentrations in rat-brain following decapitation //Neurochem. Research.- 1997.- Vol. 22.- №7. P. 759-765.

132. Di Biase A., Salvati S. et al. Lipid profile of rat myelin subtractions //Neurochem. Res. 1990. - Vol. 15. - № 5. - P. 519-522.

133. Dorszewska J., Adamczewska-Goncerzewicz Z. Free sterols of the cerebral white matter in experimental severe hypoxia//Folia Neuropathol. 1997. - Vol. 35. -№2.-P. 115-120.

134. Dorszewska J., Adamczewska-Goncerzewicz Z. Composition of the cerebral white matter sterol ester fraction in severe experimental hypoxia //Folia Neuropathol. 1997. - Vol. 35. - № 3. - P. 197-202.

135. Dorszewska J., Adamczewska-Goncerzewicz Z., Michalak S. et al. The effect of moderate hypoxia on free sterols: content and pattern in the white matter //Folia Neuropathol. 2000. - Vol. 38. - № 1. - P. 35-37.

136. Duan C., Yan F., Lu G. et al. Changes of phospholipids and free fatty acids in the brain of mice preconditioned by hypoxia //Biol. Signals Recept. 1999. — Vol. 8.4.5. P. 261-266.

137. Dumaurier M.J., Pelassy C., Marhaba R. et al. Regulation of phospholipid biosynthesis by Ca calmodulin - dependent protein - kinase inhibitors //J. of Lipid Mediators and Cell Signalling .- 1997.- Vol. 16.- №1.- P. 39-52.

138. Dyson M., Walker J. Proteolytic activity associated with the mammalian cell nucleus //Biochem. Soc. Trans. 1982.- Vol. 10. - № 5. - P. 351-352.

139. Edgar A., Strosznajder J., Horrocks L.A. Activation of ethanolamine phosphol-ipase A2 in brain during ischemia //J. Neurochem. 1982. - Vol. 39. -№ 4. - P. 11111116.

140. English D., Cui X., Siddigui R. Messenger function of phosphatidic acid //Chem. and. Phys. Lipids.- 1996.- Vol. 80.- №1-2.- P. 117-132.

141. Erecinska M., Nelson D., Silver I.A. Metabolic and energetic properties of isolated nerve ending particles (synaptosomes) //Biochim. Biophys. Acta. -1996. Vol. 1277.-№ 1-2.-P. 13-34. .

142. Escuret E . Cerebral ischemic cascade //Ann. Fr. Anesth. Reanim. 1995. -Vol. 14.-№1.-P. 103-113. *

143. Fatatis A., Rusell J. T. Spontaneous changes in intracellular calcium concentration in type I astrocytes from rat cortex in primary culture //Glia.-1992. Vol. 5.- № 2.-P. 95-104.

144. Feng L., Fitzimmons B.F., Young W.L. et al. Intraarterially administered verapamil as adjunct therapy for cerebral vasospasm: safety and 2-year experience //Am. J. Neuroradiol. 2002.- Vol. 23. - № 8. - P.1284-1290.

145. Fisrum E., Charderbhan R., Rosental R.E. Phospholipid degradation and lipid peroxidation in the cerebral cortex during cardia arrest and resuscitation //Free Radic. Biol, and Med. 1990. - № 1. - P. 94.

146. Fleckenstain A. Calcium antagonism in heart and smooth muscle: experimental facts and therapeutic prospects. New York, 1983. - 216 p.

147. Flogel U., Leibfritz D. рН regulation in neuronal and glial cells //Eur. soc. for magnetic resonance in med. and biol.: 10th Ann. Sci. Meet, and Exibition, Rome, June 3-6, 1993: Abstr. -Roma, 1993. P. 209.

148. Freeman M., Mangiapane E. H. Translocation to rat liver mitochondria of phosphatidate phosphohydrolase //Biochem. J.- 1989. Vol. 263.- № 2.-P. 589-595.

149. Gisvold S.E., Steen P.A. Drug therapy in brain ischemia //Brit. J. Anaesth. -1985.- Vol.57. -P. 96-106.

150. Goncalves Т., Carvalho A.P. Oliveria C.R. Antioxidant effect of calcium antagonists on microsomal membranes isolated from different brain areas //Eur. J. Pharmacol. 1991. - Vol. 204. - №3. - P. 315-322.

151. Hallows K. R., Restrepo D., Knauf P. A. Control of intracellular pH during regulatory volume decrease in HL-60 cells //Amer. J. Physiol.- 1994.- Vol. 267.- № 4.- Pt.l.- P. 1057-1066.

152. Hannun Y. A. The sphingomyelin cycle and the second messenger function of ceramide //J. Biol. Chem.- 1994.- Vol. 269.- № 5.- P. 3125-3128.

153. Hawthorne J.N., Ansell G.B. Phospholipids. Chemistry, metabolism and function. Amsterdam. - Elsevier, 1982. - 482 p.

154. Henzi V., Mac Dermott A.B. Characteristics and function of Ca2+ and inositol 1,4,5-trisphosphate-releasable stores of Ca in neurons //Neuroscience. 1992. - Vol. 46. - № 2.- P.251-273.

155. Henseleit U., Plasa G., Haest C. Effect of divalent cations on lipid flip-flop in the human erithrocytes membrane //Biochim. et Biophys. Acta. Biomembranes.-1990.- Vol. 1029.- №1 P. 127-135.

156. Hermoni-Levine M., Rahamimoff H. Role of the phospholipid environment in modulating the activity of the rat brain synaptic plasma membrane Ca2(+)-ATPase. //Biochemistry. 1990. - Vol. 29. - № 20. - P. 4940-4950.

157. Hill N., Lee S.L., Fanburg B. Effect of calcium channel blockers on serotonin uptake //Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 1990. - Vol. 193. - P. 326-330.

158. Hillered L., Valtysson J., Enblad P., Persson L. Interstitial glycerol as a marker for membrane phospholipid degradation in the acutely injured human brain //J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry. 1998. - Vol. 64. - № 4. - P. 486-491.

159. Hochachka P.W., Buck L.T., Doll C.J., Land S.C. Unifying theory of hypoxia tolerance : molecular/metabolic defense and rescue mechanisms for surviving oxygen lack //Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1996. - Vol. 93. - №18. - P. 9493-9498.

160. Honkaniemi J., Sharp F.R. Global ischemia induces immediate-early genes encoding zinc finger transcription factors //J. Cereb. Blood Flow Metab. — 1996. — VoU6.-№4-P. 557-565.

161. Hope P.L., Cady E.B., Chu A. et al. Brain metabolism and intracellular pH during ischemia and hypoxia: an in vivo 31P and *H nuclear magnetic resonance study in the lamb //J. Neurochem. 1987. - Vol.49. - № 1- P. 75-82.

162. Howie A, Huang Y-S., Horrobin David F. Effects of cholesterol on viability and (n-6) fatty acid metabolism in cultured human monocyte-like cells (U 937) //Biochem. and Cell Biol.- 1992.- Vol.70.- № 8.- P. 643-649.

163. Huang H-M, Gilson G. E. Effects of in vivo hypoxia on depolarization stimulated accumulation of inositol phosphates in synaptosomes //Life Sci.- 1989.- Vol. 45.-№16.-P. 1443-1449.

164. Ikeda M., Busto R., Yoshida S. et al. Cerebral phosphoinositide, triacylglycerol and energy metabolism during severe hypoxia and recovery //Brain Res. 1988. - Vol. 459.-№2. -P. 334-350.

165. Ikuta F., Takeda S. Neuropathology required from '"brain death": 38-th Annu. Meet. Dtsch., Ges. Neuropathol. and neuroanat.; Berlin, Oct. 6-9, 1993 //Clin. Neuro-pathol. -1993. Vol. 12. - № 5. - P. 251.

166. Issandou M., Grand-Perret T. Multidrug resistance P-glycoprotein is not involved in cholesterol esterification //Biochem. Biophys. Res. Commun. 2000.- Vol. 279.-№2.-P. 369-377.

167. Joseph J.A., Villalobos-Molinas R., Denisova N.A. et. al. Cholesterol: A two-edged sword in brain aging //Free Radic Biol, and Med. 1997. - Vol. 22.- №3. - P. 455-462.

168. Kalous M., Rauchova H., Drabota Z. The effect of lysophosphatidylcholine on the activity of various mitochondrial enzymes //Biochem. et biophys. Acta. Bioenerg.-1991.- Vol. 1098.-№2.- P. 167-171. ч

169. Kamija H., Zucker R. S. Residual Ca2+ and short-terms synaptic plasticity //Nature (Gr.Brit.).- 1994.- Vol. 371.- № 6498.- P.603-606.

170. Kan Per J. N., Mclartney D. G., Singh I. et al. Acidic phospholipids inhibit the phospholipase D activity of rat brain neuronal nuclei //FEBS Lett.- 1996.- Vol. 383.-№1-2.- P.6-8.

171. Keelan J., Bates Т.Е., Clark J.B. Intrasynaptosomal free calcium concentration during rat brain development: effects of hypoxia, aglycaemia, and ischemia IIJ. Neurochem. 1996. - Vol. 66. - P. 2460-2467.

172. Keith R.A., Mangano T.J., DeFeo P. A. et al. Differential inhibition of neuronal calcium entry and 3H.-D-aspartate release by the quaternary derivatives of verapamil and emopamil //British J. Pharmacol. 1994. - Vol. 113. - P. 379-384.

173. Kehl F., Schlote W. Neuropathology of brain death-facts and fiction: 38-th Annu. Met. Dtsch. Ges. Neuropathol. and neuroanat., Berlin, Oct. 6-9, 1993 //Clin. Neuropathol. 1993. - Vol. 252. - P. 252.

174. Klatzo I. Pathophysiologic aspects of cerebral ischemia //The nervous system.-N.Y.: Raven Press. -1995. Vol.29. -№2. - P.223-229.

175. Klein J., Chatteijee S.S., Loffelholz K. Phospholipid breakdown and choline release under hypoxic conditions: inhibition by bilobalide, a constituent of Ginkgo biloba //Brain. Res. 1997. - Vol. 755. - № 2. - P. 347-350.

176. Kluck R. M., McDougall C. A., Harmon В. V. et al. Calcium chelators induce apoptosis evidence that raised intracellular ionised calcium is not essential for apop-tosis //Biochim. et Biophys. acta. Mol. Cell Res.- 1994.- Vol. 1223.- № 2.- P. 247254.

177. Kopp S.J., Krieglstein J., Freidank A. et al. P-31 nuclear magnetic resonance analysis of brain: II. Effects of oxygen deprivation on isolated perfused and nonper-fused rat brain //J. Neurochem. 1984. - Vol. 43. - P. 1716-1731.

178. Koronkiewicz S., Bryl K. Cholesterol-induced variations in fluctuations of the pores in bilayer lipid membrane //Cell and Mol. Biol. Lett. 1999. - Vol. 4. - № 4. - P. 567-582.

179. KozukaM. Changes in brain energy metabolism, neurotransmitters, and choline during and after incomplete cerebral ischemia in spontaneously hypertensive rats //Neurochem Res. 1995. - Vol. 20. - № 1. - P. 23-30.

180. Krause K-H. Ca2+-storage organelles //FEBS Lett.- 1990-1991.- Vol. 285.-№2.- P. 225-229.

181. Lapetina E. G. The inositide and arachidonic acid signal system //Contr. thyroid. glund. regulat. normal funct. and growth.: Proc. Symp., Bethesda, Md. March 20-21,1989.- New York; London, 1989.- P. 285-293.

182. Lazarewicz J.W., Samoilov M.O., Semenov D.G. Changes of intracellular calcium homeostasis in brain cortical structures during anoxia in vivo and in vitro //Resuscitation. 1987. - Vol. 15. - P. 245-255.

183. Lee C.H., Hajra A.K. Molecular species of diacylglycerols and phosphoglyc-erides and the postmortem changes in the molecular species of diacylglycerols in ratч * brain //J.Neurochem. 1991. - Vol. 56. - № 2. - P. 370-379.

184. Lee C.Y. Gating mechanisms of ATP-sensitive potassium channels: implication in ischemia //Biophis. J.- 1994.- Vol. 66.- № 2.- Pt.2.- P.428.

185. Lee J.M., Grabb M.C., Zipfel G.J. et al. Brain tissue responses to ischemia //J. Clinical Invest. 2000. - Vol.106. - № 6. - P. 723-731.

186. Leeden R.W. Gangliosides in: Handbook of Neurochemistry, N.Y. — 1983. — Pt. 3.-P. 41-90.

187. Lees M.B., Brostoff S.W. Proteins of myelin /Ed. Morell P.N/Y.: Plenum -4 Press, 1984. 298 p.

188. Leprohon C.E., Blusztajn J.K., Wurtman R.J. Dopamine stimulation of phos-^ phatidylcholine (lecithin) biosynthesis in rat brain neurons //Proc. Natl. Acad. Sci. U

189. S A. 1983. - Vol. 80. - № 7. - P. 2063-2066.

190. Li G., Comte M., Wollheim С. B. et al. Mode of activation of bovine brain inositol 1,4,5-trisphosphate 3-kinase by calmodulin and calcium //Biochem. J.- 1989. Vol. 260.-№3.-P. 771-775.

191. Li H.L., Moreno-Sanches R., Rottenberg H. Alcohol inhibits the activation of NAD-linked dehydrogenases by calcium in brain and heart mitochondria //Biochim. Biophys. Acta. 1995.- Vol.1236. - P. 306-316.

192. Li X.H., Song L., Jope R.S. Modulation of phosphoinositide metabolism in rat brain slices by excitatory amino acids, arachidonic acid, and GAB A //Neurochem. Res. 1990. - Vol. 15. - № 7. - P. 725-738.

193. Liaki S., Fain J. N. a-Adrenergic receptor-mediated activation of phospholipase D in rat cerebral cortex //J. Biol. Chem.- 1992.- Vol. 267.- № 6.- P. 3679-3685.

194. Lin L-L., Clark J. D., Schievella A. R. et al. Regulation and phosphorylation of the cytosolic phospholipase A2 //J. Cell. Biochem.- 1994.- Suppl. 18d.- P. 24.

195. Lipton P. Ischemic cell death in brain neurons //Physiol. Rev. 1999. - Vol.• 79.-№4.-P. 1431-1468.

196. Liscovitch M., Cantley L. С. Lipid second messengers //Cell.- 1994.- Vol. 77.-№33.- P. 329-334.

197. LoPachin R.M., Lehning E.J. Mechanism of calcium entry during axon injury and degeneration //Toxicol. Appl. Pharmacol. 1997. - Vol. 143. -№2. - P. 233-244.

198. Luberto C., Hannun Y.A. Sphingolipid metabolism in the regulation of bioactive molecules //Lipids. -1999. Vol. 34. -Suppl. - P. 5-11.

199. Manev H., Guidotti A., Costa E. Ganglioside antagonism of neuronal Ca homeostasis destabilization induced by exitatory amino acids //Biol. Psychiat.: Proc. 5th World Congr., Florence, 9-14 June, 1991.- Vol. 2.- Amsterdam etc., 1991. P. 736738.

200. Manzoni O., Prezeau L., Marin P. et al. Nitric oxide-induced blockade of NMDA receptors //Neuron.- 1992.- Vol. 8.- № 4. p. 653-662.

201. Marangos P. J., Sperelakis N., Patel J. Ontogeny of calcium antagonist binding sites in chick brain and heart //J. Neurochem. 1984. - Vol. 42. - P. 1338:1342.

202. Martinez-Serrano A., Beanco P., Satrustegui J. Calcium binding to the cytosol and calcium extrusion mechanisms in intact synaptosomes and their alterations with aging //J. Biol.Chem. 1992.- Vol. 267.- № 7.- P. 4672-4679.

203. Meldrum В., Evans M. Protection of tissues against hypoxia. Amsterdam, 1982.-348 p.

204. Meyer F.B. Calcium, neuronal hyperexcitability and ischemic injury //Brain Res. Rev. 1989. - Vol. 14.- № 3 - P. 227-243.

205. Miller R.J. The control of neuronal Ca2+ homeostasis //Prog. Neurobiol. — 1991. Vol. 37.- № 3 -P. 255-285.

206. Мок Amy Y.P., McMurrax W.C. Biosynthesis of phosphatidic acid by glycerophosphate acyltransferases in rat liver mitochondria and microsomes //Biochem. and Cell Biol. 1990. - Vol. 68. - № 12. - P. 1380-1392.

207. Mozzi R, Andreoli V, Horrocks LA. Phosphatidylserine synthesis in rat cerebral cortex: effects of hypoxia, hypocapnia and development //Mol. Cell Biochem. -1993. Vol. 126. - № 2. - P. 101-107.

208. Mozzi R., Andreoli V., Buratta S. Synthesis of ethanolamine phosphoglyc-erides in rat cerebral cortex subjected in vitro to experimental hypoxia with and without hypocapnia//Neurochem. Res. 1997.- Vol. 22. - № 10. - P. 1223-1229.

209. Muralikrishna A. R., Hatcher J. F., Dempsey R. J. Lipid alterations in transient forebrain ischemia. Possible new mechanisms of CDP-choline neuroprotection //J. Neurochem. 2000. - Vol. 75. - № 6. - P. 2528-2535. *

210. Negre-Salvayre A., Salvayre R. Protection by Ca2+ channel blockers (nifedipine, diltiazem and verapamil) against the toxicity of oxidized low density lipoprotein to cultured lymphoid cells //Br. J. Pharmacol.- 1992. Vol. 107. - P. 738-744.

211. Newman G. C. Hospod F. E., Wu P. Glucose utilization of ischemic hippocam-pal slices //J. Neurosci. Meth. -1989.- Vol. 28.- № 1-2.- P.23-24.

212. Nichols B.J., Denton R. M. Towards the molecular basis for the regulation of mitochondrial dehydrogenases by calcium ions //Mol. and Cell Biochem.- 1995.-Vol. 149-150.-P. 203-212.1. A 1

213. Nishida Т., Inoue Т., Kamike W. et al. Involvement of Ca release and activation of phospholipase A2 in mitochondrial disfunction during anoxia //J. Biochem.-1989.- Vol. 106.- № 3.- P. 538-540.

214. Olanow C.W. A radical hypothesis for neurodegeneration //Trends Neurosci. -1993.-Vol. 16.-№ 11-P. 439-444.

215. Ondrias К., Ondriasova E., Stasko A. Perturbation effect of eight calcium channel blockers on liposomal membranes prepared from rat brain total lipids //Chem. Phys. Lipids. 1992. - Vol. 62. - № 1. - P. 11-17.л i

216. Orenjus S., McCabe M.J., Nicotera P. Ca -dependent mechanisms of cytotoxicity and programmed cell death //Toxicol. Lett.- 1992.- Vol. 64-65.- № Srec. Issue. -P.357-364.

217. Perry D.K., Hannun Y.A. The role of ceramide in cell signalling //Biochim. Biophys. Acta. Mol. and Cell Biol. Lip. 1999(1998). - Vol. 1436.- № 1-2. - P.233-243.

218. Plateel M., Dehouck M.P., Torpier G. et al. Hypoxia increases the susceptibility to oxidant stress and the permeability of the blood-brain barrier endothelial cell monolayer //J. Neurochem. 1995. - Vol 65. - P. 2138-2145.

219. Purshottam Т., Chosh M. Effect of acetazolamide (Diamox) at different dose levels on survival time of rats under acute hypoxia and on Na + -К + -ATP-ase activity of rat tissue microsomes //Aerospace Med. 1972. - Vol. 43. - №6. - P.610-613.

220. Reddy T.S, Horrocks L.A. Effects of neonatal under nutrition on the lipid composition of gray matter and white matter in rat brain //J.Neurochem.- 1982. Vol. 38. -№3.- P. 601-605.

221. Riva C., Lamonille S., Roundier E. et al. Role of ceramide in cell death in hypoxic injury to HEP-G2 cells: Abstr. 6th IntConf. Anticancer Res., Kallithea, Oct. 21-25,1998 //Anticancer. Res. 1998. - Vol. 18. - № 6. - P. 4935-4936.

222. Ruggiero F.M., Cafagna F., Petruzzella V. et al. Lipid composition in synaptic and nonsynaptic mitochondria from rat brains and effect of aging //Neurochem. -1992. Vol. 59. - № 2. - P. 487-491.

223. Ruscak M., Juhasz О., Orlicky J., Zachar J. Inhibition of Na+/Ca2+-exchange by calcium antagonists in rat brain microsomal membranes //Gen. Phisiol. Biophys. -1986. Vol. 5. - № 5.- P. 529-535.

224. Sajdel-Sulkowska E.M., Manz H.J., Mandel A. et al. Regional RNA synthesis in postmortem Alzheimer and normal brain and in CSF cell //J. Neurochem. 1989. -Vol. 52. - P. 44.

225. Schwartz-Bloom R. D., Sah R. y-aminobutyric acid neurotransmission and cerebral ischemia //J. Neurochem. 2001- Vol. 77. - № 2. - P. 353-371.

226. Semenov D.G., Samoilov M.O., Zielonka P., Lazarewicz J.W. Responses to reversible anoxia of intracellular free and bound Ca(2+) in rat cortical slices //Resuscitation. 2000. - Vol. 44.-№ 3. - P. 207-214.

227. Siddiqui R.A., Burtschi D.J., Kovacs R. Phosphatidic acid induces calcium influx in neutrophils via verapamil-sensitive calcium channels //J. Cell. Biochem. — 2000. Vol. 78. - № 2. - P. 297-304.

228. Siesjo B.K. Cellular calcium metabolism, seizures, and ischemia //Mayo Clin. Proc.-1986.-Vol. 61.-№4.-P. 299-302. *

229. Siesjo B.K., Zhao Q., Pahlmark K. et al. Glutamate, calcium, and free radicals as mediators of ischemic brain damage //Ann. Thorac. Surg. 1995. — Vol. 59. - № 5.-P. 1316-1320.л .

230. Simpson P.B., Russell J.T. Role of mitochondrial Ca regulation in neuronal and glial cell signaling //Brain Res. Rev. 1998.- Vol.26. - №1. - P. 72-81.

231. Stillwell W., Jenski L.J., Crump F.T. et al. Effect of docosahexaenoic acid on mouse mitochondrial-membrane properties //Lipid.- 1997.- Vol. 32.- №5.- P. 497506.

232. Soderberg M, Edlund C, Kristensson K, Dallner G. Lipid compositions of different regions of the human brain during aging IIJ. Neurochem. 1990.- Vol. 54. - № 2.-P. 415-423.

233. Strosznajder J., Wikiel Y., Sun G.Y. Effects of cerebral ischemia on 3H.inositol lipids and [3H]inositol phosphates of gerbil brain and subcellular fractions //J.Neurochem. -1987. Vol. 48. - №3. - P. 943-948.

234. Sugiura Т., Yoshinaga N., Kondo S. et al. Generation of 2-arachidonoylglycerol, an endogenous cannabinoid receptor ligand, in picrotoxinin-administered rat brain //Biochem. Biophys. Res. Commun. 2000. - Vol. 271. - № 3. - P. 654-658.

235. Sugiura Т., Yoshinaga N., Waku K. Rapid generation of 2-arachidonoylglycerol, an endogenous cannabinoid receptor ligand in rat brain after decapitation //Neurosci. Lett. 2001. - Vol. 297. -№ 3. - P.l 75-178.

236. Sun D., Gilboe D.D. Ischemia-induced changes in cerebral mitochondrial free fatty acids, phospholipids, and respiration in the rat //J. Neurochem. 1994. - Vol. 62.- №5.-P. 1921-1928.

237. Sunagawa S., Buist R. J., Hruska F. E. et al. Hydrogen ion compartmentation11during and following cerebral ischemia evaluated by P NMR spectroscopy //Brain Res. 1994. - Vol. 641.- № 2.- P. 328-332.

238. Szutowicz A., Bielarczyk H., Kisielevski Y. et al. Effects of aluminum and calcium on acetyl-CoA metabolism in rat brain mitochondria //J. Neurochem. 1998.- Vol. 71.-P. 2447-2453.

239. Takeishi M. Functional corelation between cell adhesive properties and some cell surfase proteins //J. NIH Res.- 1996.- Vol. 8.- №5.- P. 43-50.

240. Takeuchi Y., Morii H., Tamura M. et al. A possible mechanism of mitochondrial disfunction during cerebral ischemia: inhibition of mitochondrial respiration activity by arachidonic acid //Arch. Biochem. and Biophys. 1991.- Vol. 289. - № 1.- P. 33-38.

241. Tappia P.S., Okumura K., Kawabata К et al. Ca2+-antagonists inhibit the N-methyltransferase-dependent synthesis of phosphatidylcholine in the heart //Mol. Cell. Biochem. -2001. -Vol. 221. -№ 1-2.-P. 89-98.

242. Timada Т., Somalyo A.S. Modulation of voltage-dependent Ca-channel current by arachidonic acid and other long-chain fatty acids in rabbit intestinal smooth muscle //J. Gen. Phisiol. 1992.- Vol. 100.- № 1.- P. 27-44.

243. Tomaszewicz M., Bielarczyk H., Jankowska A., Szutowicz A. Pathways of beta-hydroxybutyrate contribution to metabolism of acetyl-CoA and acetylcholine in rat brain nerve terminals //Folia Neuropathol. 1997. - Vol. 35. - № 4. - P. 244-246.

244. Trump B.F., Berezesky I.K. The role of altered Ca2+.j regulation in apoptosis, oncosis and necrosis //Biochim. Biophys. Acta. 1996. - Vol. 1313. - P. 173-178.

245. Triggle D.J. The pharmacology of ion channels: with particular reference to voltage-gated Ca2+-channels //Eur. J. Pharmacol.- 1999. Vol. 375. - P. 311-325.

246. Tsakiris S., Deliconstantinos G. Influence of phosphatidylserine on (Na+/K4)-stimulated ATPase and acetylcholinesterase activities of dog brain synaptosomal plasma membranes //Biochem J. 1984. - Vol. 220. - № 1. - p. 301-307.

247. Tucek S. Problems in the organization and control of acetylcholine synthesis in brain neurons. Prog Biophys Mol Biol. — 1984.- Vol. 44. № 1. - P. 1-46.

248. Vanhaesebroeck В., Leevers S.J., Ahmadi K. et al. Synthesis and function of 3-phosphorylated inositol lipids //Annu. Rev. Biochem. 2001. - Vol. 70. - P. 535-602.

249. Van der Bend R. L., Brunner J., Jalink K. et al. Identification of a putative membrane receptor for the bioactive phospholipid, lysophosphatidic acid //EMBO Journal.- 1992.- Vol. ll.-№7.-P. 2495-2501.

250. Vergun O., Sobolevsky A.I., Yelshansky M.V. Exploration of the role of reactive oxygen species in glutamate neurotoxicity in rat hippocampal neurones in culture //J. Physiol. 2001. - Vol. 531. - P. 147-163.

251. Verwer R.W., Hermens W.T., Dijkhuizen P. et al. Cells in human postmortem brain tissue slices remain alive for several weeks in culture //FASEB J. 2002. - Vol. 16.-№ l.-P. 54-60.

252. Walker D., De Waard M. Subunit interaction sites in voltage-dependent Ca2+-channels. Role in channel function //Trends Neurosci. 1998. - 21. - № 4. — P. 148154.

253. Walton M., Connor В., Lawlor P. et al. Neuronal death and survival in two models of hypoxic-ischemic brain damage //Brain Res. Rev. 1999. - Vol. 29. - N 2-3.-P. 137-168.

254. Wender M., Adamczewska-Goncerzewicz Z., Zorawski A. Influence of experimental hypoxia on content and composition of free fatty acids in cerebral white matter//Exp. Pathol. 1989. - Vol. 36. - №2. - P.123-127.

255. Wender M, Adamczewska-Goncerzewicz Z, Stanislawska J. et al. Myelin lipids of the rat brain in experimental hypoxia //Exp. Pathol. 1988. - Vol. 33. - № 1. -P. 59-63.

256. White B.C., De Gracia D.J., Krause G.S. et al. Brain nuclear DNA survives candia arrest and reperfusion //Free Radic. Biol, and med. 1991. - Vol. 10. - № 2. -P. 125-135.л ,

257. Williamson P., Kulick A., Zachevski A. et al. Ca induces transbilayer redistribution of all major phospholipids in human erythrocytes //Biochemistry. 1992. -Vol. 31.-№ 27. - P. 6355-6360.

258. Wood P.L. Differential regulation of IL-1 alpha and TNF alpha release from immortalized murine microglia (BV-2) //Life Sci. 1994. - Vol. 55. - № 9. - P. 661668.

259. Wurtman R., Ulus J.H., Bluzzlajn J.K., Lopes G. et al. Dynamic relationships between choline, phosphatidylcholine and acetylcholine //J. Neurochem. 1989. -Vol. 52.-P. 1.

260. Zhang Y., Lipton P. Cytosolic Ca2+ Changes during In Vitro ischemia in rat hippocampal slices: major roles for glutamate and Na+-dependent Ca2+ release from mitochondria //J. Neurosci. 1999. - Vol. 19. - № 9. - P. 3307-3315.

261. Yanoshita K.R., Yanoshita R., Kudo J. et al. Preferential hydrolysis of phos-phatidylethanolamine in rat ischemic heart homogenates during in vitro incubation //J. Biochem. 1993. - Vol.l 14. - № 1. - P. 33-38.

262. Yoshida H., Tsujishita Y., Hullin F. et al. Isolation and properties of a novel phospholipase A from rat brain that hydrolyses fatty acids at sn-1 and sn-2 positions //Ann. Clin. Biochem. 1998. - Vol. 35. - № 2. - P. 295-301.

Информация о работе

Лещенко, Джулианна Викторовна
кандидата биологических наук
Тверь, 2003
ВАК 03.00.04

Диссертация

Влияние острой гипобарической гипоксической гипоксии и верапамила на аутолитические изменения липидного компонента серого и белого вещества головного мозга крыс - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы