Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Влияние мезенхимальных стволовых клеток на восстановление периферического нерва после травмы

ВАК РФ 03.01.04, Биохимия

Автореферат диссертации по теме "Влияние мезенхимальных стволовых клеток на восстановление периферического нерва после травмы"

На правах рукописи

Карагяур Максим Николаевич

ВЛИЯНИЕ МЕЗЕНХИМАЛЬНЫХ СТВОЛОВЫХ КЛЕТОК НА ВОССТАНОВЛЕНИЕ ПЕРИФЕРИЧЕСКОГО НЕРВА ПОСЛЕ

ТРАВМЫ

03.01.04-Биохимия 03.03.04 - Клеточная биология, цитология, гистология

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

О 5 СЕН 2013

Москва-2013

005532562

Работа выполнена в Лаборатории молекулярной эндокринологии НИИ экспериментальной кардиологии ФГБУ «Российский кардиологический научно-производственный комплекс» МЗ РФ и в лаборатории генных и клеточных технологий Факультета Фундаментальной Медицины МГУ им. М.В. Ломоносова.

Научные к.б.н. Калинина Наталья Игоревна, с.н.с. лаборатории

руководители: генных и клеточных технологий ГУНУ ФФМ МГУ им.

М.ВЛомоносова

к.б.н. Стамбольский Дмитрий Викторович, в.н.с. лаборатории молекулярной эндокринологии НИИЭК ФГБУ «РКНПК» МЗ РФ

Официальные д.б.н., профессор Гривенников Игорь Анатольевич -оппоненты: руководитель лаб. молекулярной генетики соматических

клеток ФГБУ НИИ молекулярной генетики РАН,

д.б.н., профессор Васильев Андрей Валентинович -

в.н.с. лаб. проблем клеточной пролиферации,

зам. директора по науке ФГБУ ИБР им. Н.К. Кольцова РАН,

Ведущая: ГБОУ ВПО «Российский национальный исследовательский

организация: медицинский университет имени Н. И. Пирогова»

Защита состоится « 16 »

октября

2013 г. на заседании

диссертационного совета Д 208.073.01 по присуждению ученой степени кандидата биологических наук в ФГБУ «Российский кардиологический научно -производственный комплекс» МЗ РФ (121552 Москва, ул. 3-я Черепковская, д. 15а).

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке ФГБУ «РКНПК» МЗ РФ. Автореферат разослан _2013 года.

Ученый секретарь диссертационного совета, д.м.н.

И.В. Сергиенко

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ Актуальность проблемы. Травматические повреждения нервных стволов и сплетений являются самой частой причиной временной и стойкой утраты трудоспособности населения. Одним из перспективных подходов к лечению повреждений периферической нервной системы является терапевтический нейрогенез, основанный на введении в денервированные ткани генетических конструкций с генами нейротрофических факторов или стволовых/прогениторных клеток. Мезенхимальные стволовые клетки (МСК), выделенные из костного мозга или жировой ткани, считаются перспективным инструментом для стимуляции регенерации поврежденной ткани благодаря своей способности стимулировать рост кровеносных сосудов и нервных волокон. Способность МСК стимулировать ангиогенез связывают с их способностью секретировать ангиогенные факторы роста и стабилизировать формирующиеся сосуды. На моделях ишемии конечностей и миокарда у животных показано, что локальное и системное введение МСК способствует увеличению количества сосудов в тканях с нарушенным кровоснабжением и улучшению перфузии тканей кровью (Парфенова ЕВ, 2006; Rehman J, 2004; Nakagami Н, 2006; Gimble JM, 2007; Zhang YQ, 2007; Cai L, 2009; Kondo K, 2009). Также было показано, что МСК, трансплантированные под кожу экспериментальным животным, способны стимулировать прорастание нервных волокон из окружающих тканей в имплант матригеля (Lopatina TV, 2011). В то же время способность МСК стимулировать восстановление поврежденных нервных волокон не исследована. Также не изучен и механизм, благодаря которому МСК стимулируют прорастание нервных волокон в имплант. Вероятно, эта способность МСК связана с их способностью секретировать большое количество биологически активных соединений, в том числе обладающих и нейротрофической активностью (Johnson TV, 2010, Lopatina TV, 2011). Однако это требует дополнительного исследования, поскольку изучение свойств МСК и механизмов, благодаря которым они стимулируют восстановление структуры и функции поврежденных тканей и органов, позволит не только усилить их эффективность при использовании в клинике, но и позволит приблизиться к пониманию физиологической роли мезенхимальных стволовых клеток в организме.

Цель работы: Исследовать механизмы влияния мезенхимальных стволовых клеток, полученных из жировой ткани, на восстановление периферического нерва после травмы.

Для достижения цели были поставлены следующие задачи:

1. Проанализировать влияние мезенхимальных стволовых клеток, выделенных из жировой ткани (МСК), на восстановление периферического нерва после травмы.

2. Идентифицировать факторы, участвующие в процессах репарации нервной ткани под влиянием МСК.

3. Разработать генетическую конструкцию, кодирующую один из ключевых факторов роста, и оценить ее влияние на восстановление поврежденного нерва.

Научная новизна. Впервые была показана способность мезенхимальных стволовых клеток экспрессировать большое число транскриптов, которые кодируют белки, участвующие в различных этапах процессов нейрогенеза и нейрорегенерации. Благодаря экспрессии таких белков МСК могут воздействовать на различные этапы восстановления структуры и функции поврежденного нерва: от роста аксонов и пролиферации шванновских клеток до процессов миелинизации нервных волокон и восстановления их проводимости. Впервые предпринята попытка выяснения механизма, благодаря которому мезенхимальные стволовые клетки стимулируют восстановление структуры и функции периферического нерва после травмы. Было установлено, что трансплантация антител, нейтрализующих мозговой фактор роста нервов (ЕШЫР), вместе с МСК снижает способность МСК стимулировать восстановление структуры и функции травмированного периферического нерва. Это свидетельствует о важном вкладе мозгового фактора роста нервов в способность МСК стимулировать регенерацию периферического нерва. Это подтверждает и тот факт, что гиперэкспрессия рекомбинантного мозгового фактора роста нервов в мышечных волокнах способствует восстановлению поврежденного нерва. Впервые было показано, что генетическая конструкция рУах1-ЬВО№, кодирующая мозговой фактор роста нервов, стимулирует восстановление структуры и функции травмированного нерва. Впервые была подобрана концентрация генетической конструкции рУахЬИВВОТ, которая обеспечивает максимально полное восстановление структуры и функции нерва под действием данной генетической конструкции. Впервые было показано, что мезенхимальные стволовые клетки, продуцирующие целый спектр нейротрофических и ангиогенных факторов, стимулируют восстановление структуры и функции поврежденного нерва лучше, чем генетическая конструкция, обеспечивающая гиперэкспрессию одного из ключевых факторов роста.

Результаты данной работы позволяют подтвердить важный вклад паракринной активности МСК в их способность стимулировать процессы репарации поврежденной ткани и помогают приблизиться к пониманию физиологической роли МСК в организме.

Внедрение в практику. Результаты работы внедрены в научно-исследовательскую и педагогическую деятельность ФФМ МГУ имени М.В. Ломоносова: используются в материалах лекций для студентов по курсу «Молекулярная медицина».

Апробация работы. Результаты диссертационной работы были представлены на совместном заседании научно-исследовательской лаборатории генных и клеточных технологий и кафедры биохимии и молекулярной медицины факультета фундаментальной медицины МГУ имени М.В. Ломоносова (5 февраля 2013г.), на заседании лаборатории ангиогенеза Института экспериментальной кардиологии РКНПК МЗСР РФ (12 февраля 2013г.), а также на научных конференциях: Международный форум по нанотехнологиям (Москва, 2008), Симпозиум «Высокие медицинские технологии в нейрохирургии» (Москва, 2009),

Всероссийская научная школа-конференция «Аутологичные стволовые клетки: экспериментальные и клинические исследования» (Москва, 2009), Всероссийская научная школа-конференция «Стволовые клетки и регенеративная медицина» (Москва, 2010), Всероссийская научная конференция «Регенеративная биология и медицина» (Москва, 2011), III Конференция «Биология стволовых клеток: фундаментальные аспекты» (Москва, 2011).

Работа выполнялась в рамках Государственных контрактов Министерства образования и науки РФ № 16.512.12.2005 от 16.06.2011, №16.512.11.2262 от 14.09.2011, №02.740.11.0872 от 28.06.2010, №16.512.11.2064 от 14.02.2011. Публикации. По материалам диссертации опубликованы 3 статьи, 5 тезисов докладов, 1 глава в сборнике статей.

Структура работы. Диссертация содержит 169 страниц и состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов исследования, результатов и их обсуждения, выводов и списка литературы, включающего 391 источник. Работа иллюстрирована 3 таблицами и 31 рисунком.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ Животные. Для изучения восстановления общего малоберцового нерва после травмы, а также для получения мезенхимальных стволовых клеток жировой ткани использовали самцов мышей гибридов Fl линий СВА/С57В16 в возрасте 8-9 недель. Животных перед экспериментальными манипуляциями анестезировали внутрибрюшинной инъекцией 400 мкл 2,5% раствора 2,2,2-трибромметанола («Sigma»). Лабораторных животных содержали и использовали в соответствии с правилами, принятыми в Институте экспериментальной кардиологии, рекомендациями национального совета и национальными законами. Культура мезенхимальных стволовых клеток. В работе были использованы МСК жировой ткани мыши и человека. Выделение клеток из жировой ткани проводили согласно ранее опубликованному протоколу (Rubina К, 2009) с модификациями. Более подробно методика выделения МСК из жировой ткани и последующего их культивирования описана в диссертации и печатных работах соискателя (статьи 1,2). Для экспериментов по трансплантации клеток использовали МСК второго пассажа, достигшие 70-80% конфлюентного монослоя. Клетки депривировали в течение одних суток, а затем на 48 часов клетки помещали в гипоксический инкубатор (1% кислорода).

Выделение тотальной РНК. Выделение РНК из МСК осуществляли при помощи набора Qiagen RNeasy Mini Kit согласно приложенному протоколу с использованием ДНКазы I. Полученную РНК элюировали 50 мкл деионизованной воды без РНКаз. Концентрацию РНК определяли по поглощению раствора РНК при длине волны 260 нм на спектрофотометре NanoDrop. Качество РНК оценивали с помощью электрофореза в агарозно-формальдегидном геле. Транскриптомный анализ. РНК, выделенную из МСК, подвергли транскриптомному анализу. 500 нг тотальной РНК метили и гибридизовали на HumanHT-12 v4 Expression Bead Chip (Cat. no. BD-103-0204; Illumina, San Diego, CA, USA), согласно рекомендациям производителя (Illumina Gene Expression

Profiling Assay Guide). BeadChips были проанализированы при помощи Illumina iScan Reader. Данные были импортированы в GenomeStudio (Illumina) и проанализированы.

Модель повреждения периферического нерва. Повреждение общего малоберцового нерва осуществляли раздавливанием согласно опубликованному ранее протоколу (Balezina OP, 2004 et 2005; Vard'ya IV, 2000) с модификациями. Более подробно методика повреждения общего малоберцового нерва описана в диссертации и печатных работах соискателя (статьи 1,2). Методы оценки эффективности регенерации периферического нерва.

Оценка восстановления функции двигательных нервных волокон. Через 1, 2, 4 и 7 суток от момента повреждения нерва у экспериментальных животных оценивали восстановление функции мышц-разгибателей стопы с помощью измерения функционального индекса малоберцового нерва (PFI) в соответствии с опубликованным ранее протоколом (Yuan Y et al, 2009; Kah-Hui Wong et al., 2011). По функционированию данных мышц судили о степени восстановления иннервирующих их двигательных волокон общего малоберцового нерва.

Оценка восстановления функции нерва (электрофизиологическое исследование. Восстановление функции нерва оценивали с помощью вызванных потенциалов действия, регистрируемых с поверхностной веточки общего малоберцового нерва. Подробное описание процедуры подготовки периферического нерва к электрофизиологическому исследованию и процедуры самого исследования можно найти в диссертации и печатных работах соискателя (статьи 1,2). Стимуляцию нерва осуществляли на 7 - 8 мм проксимальнее места повреждения с использованием пары серебряных электродов (дистанция между электродами составляла 1,5мм). Применяли следующие параметры стимуляции: частота импульса 1 Гц, продолжительность импульса 0,05 мс и супрамаксимальная амплитуда 10 В.

У зарегистрированных вызванных потенциалов действия измеряли 2 параметра: латентный период и амплитуду, которые позволяли нам судить о степени восстановления нерва. Латентный период представляет собой промежуток времени от момента стимуляции нерва до момента регистрации вызванного потенциала действия, измеряется в миллисекундах. Он обратно пропорционально характеризует скорость проведения возбуждения по нерву. Таким образом, увеличение латентного периода после повреждения свидетельствует о снижении скорости проведения вызванных потенциалов по нервным волокнам.

Амплитуда характеризует количество нервных волокон, участвующих в проведении возбуждения; измеряется в милливольтах (мВ). Чем меньше амплитуда СПДН, тем меньшее количество нервных волокон содержит поврежденный нерв (Fugleholm К, 2000; Vleggeert-Lankamp CLAM, 2007).

Оценка восстановления структуры поврежденного нерва (иммуногистохилшческое исследование). Восстановление структурной

целостности нерва оценивали с помощью иммунофлуоресцентного окрашивания замороженных срезов поврежденных общих малоберцовых нервов. Для этого

через 4 суток после операции животных забивали, изолировали поврежденные участки нервов и фиксировали их 4% раствором формальдегида на фосфатно-солевом буфере в течение 3 часов. Подробное описание процедуры приготовления криосрезов и их последующего окрашивания можно найти в диссертации и печатных работах соискателя (статьи 1,2). На полученные криосрезы наносили первичные кроличьи антитела к белку цитоскелета аксонов NF200 (Abeam, ab8135). Часть срезов окрашивали кроличьими неспецифическими IgG в качестве отрицательного контроля (Thermo scientific, #NC-100-P0). Вторичными антителами были козьи антитела против иммуноглобулинов кролика, конъюгированные с Alexa 488 (Invitrogen, Lot 702323). Срезы инкубировали, отмывали в фосфатно-солевом буфере (pH 7,0) и заключали в нефлюоресцирующую среду.

Съемку полученных срезов осуществляли с помощью микроскопа LeicaöOOO, оборудованного CCD камерой DFC490 (Leica Microsystems). Возбуждение красителя Alexa 488 проводили при длине волны 488 нм, а регистрацию вызванного возбуждения- при максимуме длин волн 546 нм. Количество окрашенных аксонов на полученных снимках оценивали при помощи программы Metamorph 7.1.

Оценка восстановления структуры поврежденного нерва (гистохимическое окрашивание срезов нерва Судановым черным). Для того чтобы оценить степень повреждения и уровень восстановления миелиновых оболочек в нерве после его травмы, мы окрашивали поперечные срезы нерва Судановым черным. Подробное описание процедуры окраски криосрезов поврежденного нерва для визуализации миелиновых оболочек можно найти в диссертации и печатных работах соискателя (2).

Имплантация МСК на поврежденный нерв. Для оценки влияния МСК на восстановление периферического нерва после травмы 1 х 10б МСК мыши второго пассажа, прекондиционированных в течение 48 часов в условиях гипоксии, были апплицированы в виде суспензии в матригеле, обедненном факторами роста (GFR Matrigel™ (BD, США), на нерв сразу после его раздавливания. Объем GFR Matrigel™ с клетками составлял 70 мкл.

При исследовании принципиальной возможности МСК, культивированных в условиях гипоксии, стимулировать восстановление поврежденного периферического нерва помимо группы экспериментальных животных, которым трансплантировали МСК, было 3 контрольные группы животных. Животным из группы отрицательного контроля на нерв трансплантировали 1 * 106 клеток линии NIH-3T3 в 70 мкл GFR Matrigel™. Мышам из группы положительного контроля помимо трансплантации на поврежденный нерв 70 мкл GFR MatrigelTM без МСК делали ежедневные внутрибрюшинные инъекции витамина В12 (65 мкг/кг), который является стимулятором регенерации нервной ткани. Животным из группы контроля на носитель на поврежденный нерв трансплантировали 70 мкл GFR Matrigel™ без МСК.

При исследовании вклада мозгового фактора роста нервов в способность МСК стимулировать регенерацию поврежденного периферического нерва на поврежденный нерв апплицировали МСК в GFR Matrigel™, содержащем 10 мкг/мл блокирующих антител к BDNF. В качестве нейтрализующих антител к мозговому фактору роста нервов использовали кроличьи поликлональные антитела, специфические к BDNF человека и мыши (Abeam, ab6201). В данном эксперименте использовали блокирующие антитела к BDNF, поскольку эффективная трансфекция первичной культуры МСК малыми интерферирующими РНК к мРНК BDNF по техническим причинам не была возможна.

При исследовании вклада мозгового фактора роста нервов в способность МСК стимулировать регенерацию поврежденного периферического нерва существовало 3 группы контрольных животных. Животным из группы положительного контроля на травмированный нерв апплицировали МСК в GFR Matrigel™, содержащем 10 мкг/мл неспецифических IgG кролика (Thermo scientific, #NC-100-P0). Животным из группы контроля на носитель на поврежденный нерв трансплантировали GFR Matrigel™ без МСК. Чтобы выяснить влияние антител, блокирующих BDNF, на регенерацию периферического нерва в отсутствие МСК животным из 3-й группы контроля на поврежденный нерв апплицировали GFR Matrigel™, содержащий 10 мкг/мл блокирующих антител к BDNF.

Получение плазмидной конструкции для экспрессии мозгового фактора роста

нервов. Для исследования вклада мозгового фактора роста нервов в способность

МСК стимулировать восстановление периферического нерва на основе вектора

pVaxl (3 т.п.н., Invitrogen) была создана генетическая конструкция, содержащая

кДНК мозгового фактора роста нервов. Фрагмент ДНК, кодирующий мозговой

фактор роста нервов, размером 744 п.н. (locus DSHEN LH, 2007А; 3966) был

собран из синтетических олигонуклеотидов и встроен в сайт множественного

клонирования между сайтами рестрикции EcoR I и EcoR V вектора pVaxl.

Правильность полученной синтетической последовательности подтверждена

секвенированием (Евроген). Нуклеотидная последовательность вставки:

5'-ATGACCATCCTTTTCCTTACTATGGTTATTTCATACTTTGGTTGCATGAAG

GCTGCCCCCATGAAAGAAGCAAACATCCGAGGACAAGGTGGCTTGGCCTAC

CCAGGTGTGCGGACCCATGGGACTCTGGAGAGCGTGAATGGGCCCAAGGCA

GGTTCAAGAGGCTTGACATCATTGGCTGACACTTTCGAACACGTGATAGAAG

AGCTGTTGGATGAGGACCAGAAAGTTCGGCCCAATGAAGAAAACAATAAGG

ACGCAGACTTGCACACGTCCAGGGTGATGCTCAGTAGTCAAGTGCCTTTGGA

GCCTCCTCTTCTCTTTCTGCTGGAGGAATACAAAAATTACCTAGATGCTGCA

AACATGTCCATGAGGGTCCGGCGCCACTCTGACCCTGCCCGCCGAGGGGAG

CTGAGCGTGTGTGACAGTATTAGTGAGTGGGTAACGGCAGCAGACAAAAAG

ACTGCAGTGGACATGTCGGGCGGGACGGTCACAGTCCTTGAAAAGGTCCCT

GTATCAAAAGGCCAACTGAAGCAATACTTCTACGAGACCAAGTGCAATCCC

ATGGGTTACACAAAAGAAGGCTGCAGGGGCATAGACAAAAGGCATTGGAAC

TCCCAGTGCCGAACTACCCAGTCGTACGTGCGGGCCCTTACCATGGATAGCA

AAAAGAGAATTGGCTGGCGATTCATAAGGATAGACACTTCTTGTGTATGTAT ATTGACCATTA AAAGGGGAAG ATAG-3 '

Компетентные клетки E.Coli (штамм DH5cc) получали и трансформировали готовой генетической конструкцией pVaxl-hBDNF в соответствии с описанным ранее протоколом (Hiroaki Inoue, 1990).

Выделение плазмидной конструкции осуществляли при помощи набора Qiagen (EndoFree Plasmid Giga Kit, cat. No 12391) в соответствии с протоколом производителя. Полученную плазмидную ДНК тщательно ресуспендировали в 7 мл стерильного физиологического раствора. Концентрацию плазмидной ДНК в полученном растворе определяли на спектрофотометре NanoDrop по поглощению при длине волны 260 нм с коррекцией на длину волны 320 нм. Тестирование полученной плазмидной конструкции pVaxl-hBDNF.

Анализ наличия кДНК BDNF в плазмидной конструкции с помощью полимеразной цепной реакции. Для подтверждения наличия кДНК BDNF в полученной плазмидной конструкции проводили ПЦР. Для этого использовали следующие пары праймеров:

1-я пара: 5'-АТС СТТ TTC СТТ ACT ATG GTT ATT ТСА-3'

5'- AGT CTG CGT CCT TAT TGT TTT CTT-3'

2-я napa: 5'-TCG GCC CAA TGA AGA AAA CAA TAA GG-3'

5'- TCG GCG GGC AGG GTC AGA GT -3'

Для первой пары праймеров температура отжига составила 54°С, а длина продукта амплификации 259 п.н.. Для второй пары праймеров использовали температуру отжига 62СС, а длина продукта амплификации составила 175 п.н..

Для амплификации использовали следующие режимы:

- первичная денатурация: 95°С, 10 мин

- денатурация: 95°С, 20 сек

- отжиг праймеров: 54°С, 20 сек

- элонгация: 72°С, 30 сек

Продукты полимеразной цепной реакции были подвергнуты электрофорезу в 1,5% агарозном геле в течение 40 минут при напряжении 90 В и силе тока 290 мА

Анализ эффективности экспрессии тазмидной конструкции pVaxl-hBDNF в эукариотических клетках. Для анализа эффективности экспрессии BDNF клетки линии НЕК293Т были трансфицированы полученной плазмидной конструкцией с помощью Lipofectamine2000 (Invitrogen, США) в соответствии с протоколом от производителя. Для этого использовали клетки линии НЕК293, растущие на 12-луночном планшете, при достижении 50% монослоя. Содержание BDNF человека в кондиционированной среде трансфецированных клеток оценивали с помощью иммуноферментного анализа через 72 часа после проведения трансфекции. Иммуноферментный анализ кондиционированной среды. Содержание BDNF человека в кондиционированной среде трансфицированных клеток линии НЕК293, МСК или эксплантов мышц оценивали с помощью набора для иммуноферментного анализа ChemikineTM BDNF ELISA Kit (Millipore, США) в соответствии с прилагаемым к набору протоколом. Регистрацию оптической

плотности в лунках осуществляли при помощи спектрофотометра Zenith 3200 Anthos при длине волны 450 нм.

Доставка плазмидной конструкции pVaxl-hBDNF в мышцы. С целью достижения эффективной трансфекции мышц был проведен подбор оптимальных условий для доставки плазмидной конструкции в мышцы. Для отработки оптимальных параметров электропорации мышцы мы использовали генетическую конструкцию pc4W-p-Gal, любезно предоставленную руководителем лаборатории ангиогенеза НИИЭК ФГБУ РКНПК Минздравсоцразвития РФ д.м.н. Е.В.Парфеновой. После подбора оптимального метода доставки плазмид в мышечные волокна и определения оптимальной дозы pVaxl-hBDNF, обеспечивающей наибольшую экспрессию рекомбинантного BDNF в мышечных волокнах, исследовали влияние pVaxl-hBDNF на восстановление структуры и функции поврежденного нерва. Более подробно процедура доставки генетической конструкции в мышечные волокна отражена в диссертации соискателя. Электропорацию осуществляли в виде 6 импульсов электрического тока с напряжением 100 или 175 В/см, длительностью 20 мкс и частотой 1 Гц. После третьего импульса полярность меняли. Источником тока служил аппарат ВТХ Harvard Apparatus ЕСМ 830 (ВТХ, США).

Анализ эффективности экспрессии BDNF в мышечных волокнах. Для

тестирования продукции BDNF в мышцах через 3 суток после операции и введения генетических конструкций pVaxl и pVaxl-hBDNF получали экспланты мышц согласно описанному ранее протоколу [Jang HS, 2004]. Полученные экспланты высаживали на 24-луночный планшет, покрытый GFR Matrigel™. Экспланты культивировали в среде DMEM с 2% FBS. Через 3 суток после высаживания эксплантов кондиционированную среду собирали и оценивали в ней содержание BDNF с помощью иммунноферментного анализа. Статистическая обработка данных. Данные оценивали на нормальность распределения с помощью теста Колмогорова — Смирнова. Статистический анализ проводили в программе SigmaPlotll.O. Разницу между группами контроля и экспериментальной группой оценивали при помощи тестов: для нормальных распределений - one-way ANOVA для множественных сравнений, тест Holm-Sidak; для распределений отличных от нормальных - one-way ANOVA on ranks, тест Dunn's. Данные представлены в виде среднего ± стандартное отклонение или медианы и процентилей (25%; 75%) в зависимости от типа распределения. Статистически значимой мы считали разницу при р<0,05.

ОСНОВНЫЕ РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ МСК стимулируют функциональное и структурное восстановление поврежденного периферического нерва. Для того чтобы исследовать способность МСК стимулировать восстановление нервных волокон после травмы нами была использована модель повреждения периферического нерва с помощью раздавливания. После этого на поврежденный нерв трансплантировали МСК или матригель, обедненный факторами роста.

Для того чтобы исследовать влияние МСК на восстановление двигательных волокон общего малоберцового нерва, мы измеряли РР1 через 1, 2, 4 и 7 суток после повреждения нерва. Через сутки после повреждения мы не наблюдали различий в величинах РИ у животных, которым были трансплантированы МСК и контрольных (рис.1). Однако уже через 2 суток после повреждения РР1 поврежденной конечности животных, получивших МСК, был в 1,5 раза выше (п=84; р<0,001) по сравнению с животными из групп отрицательного и положительного контролей (рис.1). Через 4 суток после повреждения РР1 поврежденной конечности животных с апплицированными МСК был в 1,6 раз выше по сравнению с группами отрицательного и положительного контролей (42,7 ± 18,5 усл.ед. (п=84) против -82,8 ± 3 усл.ед. (п=84, р<0,001) и -79,9 ± 8,5 усл.ед. (п=84, р<0,001), соответственно). В группе контроля на носитель РР1 поврежденной конечности достоверно не отличался от групп отрицательного и положительного контролей и составлял -70,6 ± 15,2 усл.ед. (п=84). Полученные данные свидетельствуют о более быстром восстановлении двигательных нервных волокон при трансплантации МСК на участок повреждения нерва.

Однако уже через 7 суток после повреждения нерва РП у мышей, для лечения которых использовали МСК, достоверно не отличался (р=0,061) от групп отрицательного и положительного контролей: -42,7 ± 19,9 усл.ед. (п=84) против -67,3 ± 4,4 усл.ед. (п=84) и -48,9 ± 14,4 усл.ед. (п=84), соответственно. В группе контроля на носитель РР1 поврежденной конечности через 7 суток составил -63,6 ± 7,5 усл.ед. (п=84).

Рисунок 1. Восстановление функции двигательных нервных волокон под действием МСК. Данные представлены в виде среднего ± стандартное отклонение. РР1 интактного нерва отмечен красной пунктирной линией (*-р<0,001).

Таким образом, мы обнаружили, что двигательные нервные волокна и иннервируемые ими мышцы-разгибатели пальцев стопы у животных, которым были трансплантированы МСК, функционировали лучше, чем у животных из контрольных групп. Отсутствие разницы между функционированием мышц-разгибателей у экспериментальных животных через 7 суток после повреждения, вероятно, объясняется спонтанным восстановлением иннервации мышц.

Мы предположили, что стимуляция возобновления иннервации мышц-мишеней под действием МСК может быть обусловлена более быстрым восстановлением структуры и проводимости нерва.

Для того чтобы проанализировать влияние трансплантации МСК на восстановление структуры поврежденного нерва, мы оценивали количество аксонов, пересекших место повреждения через 1, 4 и 7 суток после повреждения. С помощью окрашивания срезов нерва Судановым черным мы установили, что уже через сутки после повреждения наблюдаются признаки повреждения нерва. На срезах поврежденного участка нерва видны набухание и расслаивание миелиновых оболочек, которые в норме выглядят как кольца серо-голубого цвета. С помощью иммуннофлуоресцентного окрашивания антителами к маркерному белку аксонов №200 нами также было показано, что пережатие нерва вызывает деградацию аксонов и миелиновых оболочек дистальнее участка повреждения (рис.2).

до повреждения ЄРГ! МаМееІ™ бРІЗ МаМ^еІ™ + В12 МН ЗТЗ МСК

Количество нервных волокон на срезах нерва через 4 суток после повреждения

юі

500

400 300 200 -100

до повреждения

Ма»г1е«1то Ма«г1ее1™ + В12

Рисунок 2. Восстановление структуры периферического нерва под действием МСК.

Вверху- иммуногистохимическое окрашивание замороженных срезов нервов дистальнее места повреждения через 4 суток после повреждения. Зеленое окрашивание соответствует локализации аксонов (№200). Внизу- подсчет числа нервных волокон, восстанавливающихся под действием МСК. Результаты представлены в виде медианы и процентилей 25% и 75%. Среднее количество нервных волокон интактного нерва отмечено красной пунктирной линией (*-р<0,05).

Эти данные указывают на то, что использованный нами метод повреждения нерва вызывает разрушение аксонов и миелиновых оболочек ниже участки передавливания. При этом морфология участков повреждения нервов у животных, которым были трансплантированы МСК, и животных контрольных групп через

сутки после повреждения не отличались.Мы обнаружили, что у животных, которым были трансплантированы МСК, количество и размер структур, окрашивающихся антителами к белку аксонов ОТ200, было больше уже через 4 дня после повреждения по сравнению с животными контрольных групп. Так, через 4 дня после повреждения в нервах, на которые были трансплантированы МСК, мы наблюдали в 1,9 раза больше аксонов, содержащих №200, по сравнению с нервами животных из групп отрицательного, положительного контролей и контроля на носитель: 437 (261; 473) (п=9) против 187 (157; 204) (п=9, р<0,05), 216 (203; 230) (п=9, р<0,05) и 203 (171; 236) (п=9, р<0,05), соответственно (рис. 2). Эти данные свидетельствуют о более быстром росте и лучшей выживаемости аксонов в поврежденных нервах, на которые были трансплантированы МСК.

Через 7 суток после повреждения нерва количество структур, содержащих нейрофиламенты 200, также было в 2 раза больше у животных, которым были трансплантированы МСК, чем у мышей из групп отрицательного контроля и контроля на носитель (п=9, р<0,05). Через 7 суток в группе положительного контроля количество нервных волокон увеличилось, но все же их оказалось в 1,28 раза меньше, чем в группе животных, которым трансплантировали МСК.

Таким образом, мы установили, что МСК стимулируют восстановление структуры нерва, по-видимому, посредством активации роста и выживаемости аксонов.

Поскольку увеличение количества и миелинизация восстановившихся нервных волокон должны обусловливать восстановление функции поврежденного нерва, мы предположили, что МСК способны стимулировать скорость проведения и амплитуду вызванных потенциалов действия.

Повреждение общего малоберцового нерва с помощью передавливания вызывало нарушение функции нерва, о чем свидетельствовало уменьшение амплитуды и увеличение латентного периода суммарного потенциала действия нерва. Так, нам не удалось зафиксировать вызванные потенциалы действия через 1 и через 4 суток после повреждения нерва.

Однако через 7 суток после повреждения нерва и аппликации МСК при измерении вызванных потенциалов действия (СПДН) с поверхностной веточки общего малоберцового нерва с помощью электрофизиологической методики, мы обнаружили, что у животных, которым трансплантировали МСК, амплитуда СПДН была выше, а латентный период короче по сравнению с животными контрольных групп (рис. 3). Так, амплитуда СПДН поверхностной веточки общего малоберцового нерва у мышей, получивших МСК, через 7 дней после повреждения была в 3,8, 1,65 и 2.45 раза больше, чем амплитуды СПДН у мышей из групп отрицательного и положительного контролей, а также группы контроля на носитель: 0,685 (0,39; 0,92) мВ (п=18) против 0,18 (0,084; 0,249) мВ (п=18; р<0,001), 0,415 (0,33; 0,5) мВ (п=18; р<0,001) и 0.28 (0,185; 0.38) мВ (п=18; р<0,001), соответственно. Это позволяет предположить, что в нерве, на который

трансплантировали МСК, большее количество нервных волокон участвует в проведении сигнала.

Латентный период СПДН поврежденного нерва мышей, которых подвергали лечению МСК, через 7 дней после операции был в 1,6, 1,55 и 1,36 раза короче по сравнению с животными из групп отрицательного и положительного контролей, а также группы контроля на носитель: 1,07 (0,96; 1,1) мс (п=18) против 1,72 (1,63; 1,86) мс (п=18, р<0,001), 1,46 (1.41; 1,66) мс (п=18, р<0,001) и 1,66 (1,44; 1.77) мс (п=18, р<0,001), соответственно. Укорочение латентного периода СПДН, то есть более быстрое проведение возбуждения по нервным волокнам, свидетельствует о восстановлении миелиновой оболочки миелиновых и толщины безмиелиновых нервных волокон. Полученные нами данные указывают на способность МСК стимулировать восстановление функции нерва после травмы.

GFR GFR Matrtgei™ N)H зтз

Matrigel™

до повреждения

Х|Т

i n г

GFR GFR Matriger" Nm 3T3 MatrlgeF'*' +B12

Рисуиок 3. Восстановление проводимости поврежденного периферического нерва под действием МСК (через 7 суток после повреждения). Слева - латентный период (в мс); справа - амплитуда (в мВ). На графиках приведены медианы ± 25% и 75% процентили Пунктирной красной линией помечены соответствующие значения параметров для интактного нерва (*-р<0,05).

Таким образом, мы показали, что МСК, трансплантированные на травмированный нерв сразу после его повреждения, стимулируют его структурное и функциональное восстановление. Стимулируя прорастание нервных волокон, пролиферацию и миграцию шванновских клеток, МСК способствуют восстановлению структуры поврежденного нерва. Активизируя навигацию аксонов, процессы миелинизации и синаптогенеза, мезенхимальные стволовые клетки способствуют скорейшему восстановлению функции поврежденного нерва и его органа-мишени. Также некоторые авторы указывают на способность МСК замедлять атрофию непосредственно денервированной мышцы, что способствует ее скорейшему восстановлению (Liu X, 2008; Santiago LY, 2009). МСК экспрессируют факторы роста, белки матрикса, необходимые для роста аксонов, а также компоненты миелина. Мы предположили, что МСК могут стимулировать восстановление структуры и функции поврежденного нерва

благодаря способности секретировать широкий спектр факторов роста. Так, ранее было показано, что одним из основных механизмов стимуляции ангиогенеза под действием МСК является продукция МСК проангиогенных факторов роста (Rubina К, 2009). Для того, чтобы идентифицировать факторы, участвующие в процессах репарации нервной ткани под влиянием МСК, мы провели транскриптомный анализ этих клеток.

При анализе на 24500 генов было обнаружено, что МСК экспрессируют 10995 известных транскриптов (р<0,05). При обработке полученных данных обработки с помощью биоинформатической программы DAVID Bioinformatics Resources 6.7, NIAID/NIH (http://david.abcc.ncifcrf.gov/) было установлено, что 980 транскриптов (8,9%) кодируют специфические белки, принимающие участие в процессах нейрогенеза, в том числе факторы, обладающие нейротрофической активностью, навигационные молекулы, белки матрикса и даже белки миелина.

Таким образом, мы показали, что МСК экспрессируют множество транскриптов, задействованных в процессах регенерации нервной ткани. Способность МСК секретировать ангиогенные и нейротрофические факторы была показана ранее (Nombela-Arrieta С, 2011; Gimble JM, 2007; Lopatina TV, 2011). Блокирующие антитела к факторам роста подавляют способность МСК стимулировать восстановление функции и структуры поврежденного периферического нерва. Среди факторов, которые экспрессируют и секретируют (Lopatina TV, 2011) МСК. выделяется мозговой фактор роста нервов (BDNF). По данным литературы он является ключевым нейротрофическим фактором для выживания и последующей регенерации чувствительных, двигательных и симпатических нейронов. В связи с этим, после того, как было показано, что МСК экспрессируют и секретируют BDNF, мы решили выяснить его вклад в способность МСК стимулировать восстановление поврежденных нервных волокон. Для этого мы трансплантировали на поврежденный нерв МСК в GFR Matrigel™, содержащем нейтрализующие антитела к мозговому фактору роста нервов. Через 1, 2, 4 и 7 суток после повреждения нерва у экспериментальных животных по величинам PFI оценивали восстановление функции двигательных нервных волокон.

Мышцы-разгибатели пальцев у животных, которым были трансплантированы МСК в сочетании с блокирующими антителами, функционировали хуже, чем у животных из группы положительного контроля, где на нерв были апплицированы МСК в сочетании с неспецифическими иммуноглобулинами. Подавляющий эффект был наиболее заметен через 2 и 4 суток после повреждения (рис.4).

Через сутки после повреждения мы не наблюдали различий в величинах PFI между животными, которым наносили МСК вместе с антителами, блокирующими факторы роста, и животными из групп контроля (рис.4). Однако уже через 2 суток после травмы PFI поврежденной конечности животных, которым трансплантировали МСК в сочетании с антителами, блокирующими BDNF, был, соответственно, в 1,55 раза меньше (п=84; р<0,05) по сравнению с животными из группы положительного контроля (рис.4) и составлял -101,6 ± 6,7 усл.ед.. В группе

положительного контроля РИ1 через 2 суток составил -65,0 ± 5,5 усл.ед. (п=84), в группе контроля на носитель- -112,0 ± 2,5 усл. ед. (п=84). Через 4 суток после повреждения РР1 травмированной конечности животных, которым трансплантировали МСК в сочетании с антителами, блокирующими ЕШЫР, был в 1,55 раза меньше (п=84; р<0,05) по сравнению с животными из группы положительного контроля (рис.4) и составил -62,3 ± 4,4 усл.ед. (п=84).

В группе положительного контроля РИ1 через 4 суток составил -40.0 ± 6,3 усл.ед. (п=84), а в группе контроля на носитель- -70,5 ±4,1 усл. ед. (п=84). В группе животных, которым трансплантировали СИЯ Matrigel™ в сочетании с антителами, блокирующими ВООТ, РР1 поврежденной конечности через 2 и 4 суток существенно не отличался от группы контроля на носитель (п=84) (рис.4).

Через 7 суток после повреждения нерва РР1 у мышей из всех групп достоверно не отличался. По-видимому, это связано со спонтанным восстановлением иннервации мышц-разгибателей у экспериментальных животных через неделю после повреждения.

Полученные данные свидетельствуют о замедлении восстановления двигательных нервных волокон при трансплантации МСК в сочетании с антителами, которые блокируют ВО№.

Для того чтобы проанализировать вклад ВВ№ в способность МСК стимулировать восстановление структуры поврежденного нерва, мы оценивали количество аксонов, пересекших место повреждения через 4 суток после повреждения.

Мы обнаружили, что у животных, которым были трансплантированы МСК в сочетании антителами, блокирующими ВООТ, количество и размер структур, окрашивающихся антителами к белку аксонов ОТ200, через 4 дня после повреждения было меньше по сравнению с животными из группы положительного контроля и группы контроля на антитела. Так, через 4 дня после повреждения в нервах, на которые были трансплантированы МСК в сочетании с антителами, блокирующими мы наблюдали в 1,44 раз меньше аксонов, содержащих

ОТ200, по сравнению с нервами животных из группы положительного контроля: соответственно, 303 (191; 307) против 437 (391; 493) (п=9, р<0,05) (рис. 5).

В группе контроля на носитель мы обнаружили 203 (171; 236) нервных волокон (п=9), а в группе экспериментальных животных, которым трансплантировали вРЯ МаИ^е1™ в сочетании с антителами, блокирующими ВОЫР, количество нервных волокон через 4 суток от момента повреждения составило 232 (191; 268) (п=9). Количество нервных волокон животных из этой группы не отличалось достоверно от такового животных из группы контроля на носитель. Эти данные свидетельствуют о замедлении роста и худшей выживаемости аксонов в поврежденных нервах, на которые были трансплантированы МСК в сочетании с антителами, блокирующими ВОЫР.

Поскольку снижение количества восстанавливающихся нервных волокон и уменьшение их миелинизации должны обусловливать снижение амплитуды и скорости проведения вызванного потенциала действия нерва, мы предположили,

что трансплантация вместе с МСК антител, блокирующих ЕШ^, будет подавлять способность МСК стимулировать восстановление амплитуды и скорости проведения вызванных потенциалов действия.

■мск+де

МСК + блокир.АТк ВОМР Блокир.АТ к ВОМ р

Рисунок 4. Восстановление функции двигательных нервных волокон при трансплантации на нерв МСК в сочетании с антителами, блокирующими BDNF. Данные представлены в виде среднего ± стандартное отклонение. РН для интактного нерва отмечен красной пунктирной линией (*-р<0,001).

2 сутки 4

РР Повреждение

йгем»ые.|™ МСХ-МеО МСК+Ьто,р.АТк Блокир.АТ к В[ЖР

II

II ||

Количество нервных волокон на срезах нерва через 4 суток после повреждения нерва

бБК МаШ'веІ™

МСК + ІгЗ

МСК+блокир. АТг Блокир.АТ г 6РЫР_БРМР

Рисунок 5. Восстановление структуры нерва через 4 суток после повреждения нерва и трансплантации МСК в сочетании с антителами, блокирующими ВООТ.

Вверху- поперечные срезы общего малоберцового нерва (3 мм дистальнее места повреждения), окрашенные антителами к белку №200 (зеленое окрашивание). Внизу-количество нервных волокон через 4 суток после повреждения нерва и трансплантации на него МСК в сочетании с антителами, блокирующими ВООТ. Данные представлены в виде медианы и процентилей 25% и 75%. Красным пунктиром отмечено соответствующее значение для интактного нерва (*-р<0,05).

Повреждение общего малоберцового нерва с помощью передавливания вызывало нарушение функции нерва. Через 1 и 4 суток после повреждения нерва нам не удалось зафиксировать вызванные потенциалы действия.

Однако через 7 суток после повреждения нерва и трансплантации МСК при измерении вызванных потенциалов действия (СПДН) с поверхностной веточки общего малоберцового нерва с помощью электрофизиологической методики, мы обнаружили, что у животных, которым трансплантировали МСК в сочетании с антителами, блокирующими BDNF, амплитуда СПДН была меньше, а латентный период длинее по сравнению с животными из группы положительного контроля (рис. 6). Так, амплитуда СПДН поверхностной веточки общего малоберцового нерва у мышей, получивших МСК в сочетании с антителами, блокирующими BDNF, через 7 дней после повреждения была в 2,38 раза меньше, чем у животных из группы положительного контроля (п=18, р<0,05) и составляла 0,288 (0,24; 0,36) мВ против 0,685 (0.39; 0,92) мВ в группе положительного контроля (п=18).

Рисунок 6. Проводимость общего малоберцового нерва через 7 суток после повреждения и трансплантации МСК в сочетании с антителами, блокирующими BDNF, электрофизиологическое исследование: сверху- латентный период (в мс), снизу- амплитуда (в мВ). Данные представлены в виде медианы и процентилей 25% и 75%. Пунктирной линией отмечены соответствующие значения параметров для интактного нерва (*-р<0,05).

Через 7 суток после повреждения нерва и трансплантации МСК у животных, которым апплицировали ОРК Май^е1™ в сочетании с антителами, блокирующими ВЭЫР, амплитуда была 0,259 (0,231; 0,291) мВ (п=18), а в группе контроля на носитель - 0,28 (0,185; 0,38) мВ (п=18). Уменьшение амплитуды в группе животных, которым трансплантировали МСК вместе с антителами, нейтрализующими ВОЫР, свидетельствует об уменьшении в данной группе числа

Латентный период СПДН через 7 суток после повреждения нерва

2

до пе

" _

В||«ЖДвНИЯ

? в в е> я ш я

GPR МСК+ Блокир.

MatrieelWi МСК + IgG блокир. AT к AT к * BDNF BDNF

Амплитуда СПДН через 7 суток после повреждения нерва

* 1-

т і

1 1 т. ,1 * 1.1 г 1

GFR Matrîgel™

МСК+ Блокир. МСК + IgG блокир. AT AT к кBDNF BDNF

восстановившихся нервных волокон. Латентный период через 7 суток после повреждения нерва у животных, которым трансплантировали МСК в сочетании с антителами, блокирующими BDNF, был в 1,47 раза длиннее, чем у животных из группы положительного контроля (п=18, р<0,05) и составлял 1,544 (1,32; 1,955) мс против 1,049 (0,989; 1,08) мс в группе положительного контроля (п=18). Через 7 суток после повреждения нерва у животных, которым апплицировали GFR Matrigel™ в сочетании с антителами, блокирующими BDNF, латентный период был 1,72 (1,47; 2,03) мс (n=18), а в группе контроля на носитель - 1,66 (1,44; 1,77) мс (п=18). Увеличение латентного периода в группе животных, которым трансплантировали МСК вместе с антителами, нейтрализующими BDNF, свидетельствует о худшей миелинизации восстанавливающихся нервных волокон в данной группе животных.

По данным электрофизиологического исследования латентный период и амплитуда у мышей, которым апплицировали МСК в сочетании с неспецифическими антителами, достоверно не отличались от аналогичных показателей животных из группы положительного контроля.

Полученные нами данные указывают на то, что антитела, блокирующие BDNF, подавляют способность МСК стимулировать восстановление функции и структуры нерва после травмы. Это свидетельствует о важном вкладе BDNF в способность МСК стимулировать восстановление поврежденных нервных волокон.

Полная нейтрализация способности МСК стимулировать восстановление травмированного нерва при блокировании всего лишь одного фактора роста может быть связана со сложным динамическим взаимодействием трофических факторов в процессе восстановления нерва. При этом вовсе не исключена возможность их взаимной регуляции. Например, в литературе встречаются данные о тесном взаимодействии сигнальных путей нейротрофических факторов (NGF, BDNF) и других белков (сериновые протеазы, матриксные металлопротеиназы), участвующих в процессах регенерации и дифференцировки нервной ткани. Так. было показано, что для реализации влияния NGF на дифференцировку клеток линии РС12 необходима экспрессия и последующая активация рецептора урокиназы (Chen L, 2008), a BDNF стимулирует экспрессию урокиназного активатора плазминогена и матриксных металлопротеиназ в эндотелиоцитах пуповины человека (HUVEC) (Sun CY, 2006).

Мы также не исключаем, что полная нейтрализация способности МСК стимулировать восстановление травмированного нерва при блокировании всего лишь одного фактора роста может быть связана с диффузией антител, блокирующих факторы роста, из Матригеля в окружающие ткани и последующей нейтрализацией факторов роста, экспрессируемых мышью-реципиентом. Отсутствие в первые часы после травмы каких-либо ключевых факторов препятствует репарации нервной ткани, поскольку для выживания поврежденных нейронов, лишенных нейротрофической поддержки, временной фактор является решающим (Gordon Boyd J, 2003).

Генетическая конструкция pVaxl-BDNF стимулирует восстановление функции и структуры периферического нерва после травмы. Для того чтобы подтвердить важность вклада BDNF в способность МСК стимулировать восстановление периферического нерва была создана генетическая конструкция, содержащая кДНК BDNF. После того, как была показана ее способность экспрессироваться в клетках линии НЕК293Т и в эксплантах мышц, после того, как были подобраны оптимальный метод доставки и доза генетической конструкции, мы исследовали способность pVaxl-hBDNF стимулировать восстановление травмированного нерва. Через 1, 2, 4 и 7 суток после повреждения нерва и инъекции генетической конструкции pVaxl-hBDNF измеряли PFI, через 4 суток- оценивали восстановление структуры нерва, а через 7 суток- исследовали проводимость нерва. Измерение PFI через 1, 2, 4 и 7 суток после повреждения нерва и инъекции генетической конструкции pVaxl-hBDNF показало, что генетическая конструкция pVaxl-hBDNF не оказывает достоверного стимулирующего влияния на восстановление функции двигательных нервных волокон после их повреждения.

Однако при исследовании структуры нерва через 4 суток после его повреждения было показано, что у животных, которых лечили pVaxl-hBDNF в дозе 200 мкг, количество окрашивающихся положительно структур через 4 суток после повреждения было в 1,78 раз больше по сравнению с нервами животных из группы контроля: 318 (281; 411) (п=9) против 179 (157; 253) (п=9, р<0,05) (рис. 7). Эти данные свидетельствуют о более быстром росте и лучшей выживаемости аксонов в поврежденных нервах у животных, которых лечили генетической конструкцией pVaxl-hBDNF в дозе 200 мкг.

При помощи электрофизиологического исследования нами было показано, что генетическая конструкция pVaxl-hBDNF в дозе 200 мкг на экспериментальное животное способствует регенерации большего числа нервных волокон и восстановлению проводимости по поврежденному нерву. Через 7 суток после повреждения нерва и инъекции генетической конструкции при измерении вызванных потенциалов действия (СПДН) с поверхностной веточки общего малоберцового нерва с помощью электрофизиологической методики, мы обнаружили, что у животных, которым делали инъекцию pVaxl-hBDNF, амплитуда СПДН была выше, а латентный период короче по сравнению с животными, которым инъецировали вектор pVaxl (рис. 8).

Так, амплитуда СПДН поверхностной веточки общего малоберцового нерва у мышей, получивших pVaxl-hBDNF, через 7 дней после повреждения была в 1,34 раза больше, чем амплитуда СПДН у мышей из группы контроля: 0,291 (0,285;0,307) мВ против 0,217 (0,142;0,221) мВ (п=9; р<0,001). Латентный период СПДН поврежденного нерва мышей, которых подвергали лечению pVaxl -hBDNF, через 7 дней после операции был в 1,25 раза короче по сравнению с животными, которых лечили pVaxl: 1,481 (1,456;1,523) мс против 1,855 (1,77;1,885) мс (п=9; р<0,001).

Таким образом, мы установили, что плазмида рУах1-ЬЕШ№ стимулирует восстановление структуры и функции поврежденного нерва. По-видимому, это происходит посредством активации роста и выживаемости аксонов.

рУах1-ИВ0^ увеличивает количество регенерирующих нервных волокон

ІІ"

до повреждения

рУахІ+ВВИР

Рнсунок 7. Восстановление структуры поврежденного нерва после инъекции генетической конструкции рУахІ-ІіВО^. Вверху - поперечные срезы общего малоберцового нерва, 3 мм дистальнее места повреждения, через 4 суток после травмы: А-норма, Б- р\'"ах1. В- рУах1-1іВО№. Зеленое окрашивание соответствует локализации восстановившихся аксонов (антитела к ОТ200). Внизу- Восстановление структуры поврежденного нерва после инъекции генетической конструкции рУах1-ЬВОЫР. Данные представлены в виде медианы и процентилей 25% и 75%. Красным пунктиром отмечено соответствующее значение для интактного нерва (*-р<0,05).

Рисунок 8. Проводимость поврежденного нерва после инъекции генетической конструкции рУахІ-ЬВО^, электрофизиологическое исследование через 7 суток после травмы: Слева- латентный период (в мс), справа- амплитуда (в мВ). Значения представлены в виде медианы и процентилей 25% и 75%. Пунктирной линией отмечены соответствующие значения параметров для интактного нерва (*-р<0,001).

Однако суммарный эффект от использования pVaxl-hBDNF был достоверно слабее, чем эффект от трансплантации на нерв мезенхимальных стволовых клеток. Мезенхимальные стволовые клетки по сравнению с pVaxl-hBDNF оказывали достоверно лучшее восстановление функции двигательных нервных волокон и восстановление проводимости поврежденного нерва. Вероятно, это объясняется тем, что МСК экспрессируют не один фактор роста, а целый спектр факторов, обладающих нейротрофическими и ангиогенными свойствами (Pittenger MF, 2004; Haniffa МА, 2009; Nombela-Arrieta С, 2011; Ефименко АЮ, 2010). Секретируемые факторы продуцируются в физиологических отношениях и функционально дополняют друг друга. Также, есть все основания полагать, что мезенхимальные стволовые клетки, которые сразу после трансплантации секретируют широкий спектр протективных факторов, будут лучше способствовать выживанию травмированных нейронов и запуску в них программы регенерации, чем генетическая конструкция, которая начинает экспрессироваться, минимум через 15-18 часов после инъекции (Johnson BD, 2005). Более того, недавно стало известно, что для реализации иммунносупрессивного эффекта МСК недостаточно одной их кондиционированной среды, а необходимо динамическое взаимодействие МСК с Т-лимфоцитами (Nauta AJ, 2007). Возможно, такого рода «диалог» между МСК и нейральными клетками необходим для более полноценного восстановления поврежденного нерва, чего не может обеспечить гиперэкспрессия одного, пусть и ключевого, фактора роста.

ВЫВОДЫ

1. Мезенхимальные стволовые клетки, выделенные из жировой ткани, стимулируют восстановление структуры и функции периферического нерва после повреждения.

2. Мезенхимальные стволовые клетки экспрессируют нейротрофические факторы, навигационные молекулы, компоненты матрикса и миелина, необходимые для восстановления структуры и функции нервного волокна. Ключевую роль в способности МСК стимулировать восстановление травмированного нерва играет мозговой фактор роста нервов (BDNF).

3. Генетическая конструкция, содержащая кДНК BDNF, стимулирует восстановление структуры и функции травмированного периферического нерва, что подтверждает важный вклад этого фактора в способность МСК стимулировать восстановление поврежденного нерва. Эффект генетической конструкции pVaxl-hBDNF на восстановление поврежденного нерва достоверно меньше, чем эффект МСК.

ЗНАЧИМОСТЬ И РЕКОМЕНДАЦИИ Результаты диссертационной работы демонстрируют способность мезенхимальных стволовых клеток стимулировать восстановление структуры и функции травмированного периферического нерва и раскрывают механизм стимулирующего действия МСК. Полученные данные указывают на секреторную активность МСК, как на основной механизм стимуляции восстановления поврежденных нервных волокон. Результаты диссертационной работы

демонстрируют целесообразность использования мезенхимальных стволовых клеток для стимуляции восстановления травмированного периферического нерва и позволяют предположить, что улучшить способность МСК стимулировать восстановление поврежденной ткани можно за счет усиления их секреторной активности. Этого можно добиться с помощью генетической модификации МСК конструкциями, кодирующими факторы роста, или с помощью предтрансплантационного культивирования МСК в условиях гипоксии.

В результате проведенной работы была создана генетическая конструкция, кодирующая один из ключевых факторов роста нервов (мозговой фактор роста нервов). Была показана ее способность стимулировать восстановление структуры и функции травмированного нерва. Однако эффективность данной генетической конструкции восстанавливать травмированные нервные волокна значительно уступала эффективности МСК. Это демонстрирует, что МСК оказывают лучший эффект на восстановление травмированного нерва, чем гиперэкспрессия одного, пусть и ключевого нейротрофического фактора. Полученные результаты демонстрируют необходимость использования для стимуляции восстановления поврежденного нерва целого комплекса факторов роста. Такого же эффекта можно добиться, трансплантируя в место повреждения клетки, продуцирующие факторы роста. Такими клетками являются мезенхимальные стволовые клетки.

Результаты работы рекомендуется использовать в материалах лекций для студентов по курсу «Молекулярная медицина» и для разработки более эффективных методов лечения травм периферических нервов.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ Статьи в журналах и сборниках:

1. Tatjana Lopatina, Natalia Kalinina, Maxim Karagyaur, Dmitry Stambolsky, Kseniya Rubina, Alexander Revischin, Galina Pavlova, Yelena Parfyonova, Vsevolod Tkachuk- Adipose-derived stem cells stimulate regeneration of peripheral nerves: BDNF secreted by these cells promotes nerve healing and axon growth de novo. // PLoS One. 2011; 6 (3): el7899. http://www.plosone.org/article/info%3Adoi%2F10.1371%2Fjournal.pone.0017899

2. Карагяур M.H., Лопатина T.B., Стамбольский Д.В., Калинина НИ., Ткачук В.А. -Стимуляция восстановления общего малоберцового нерва мыши после травмы с помощью мультипотентных мезенхимальных стромальиых клеток. // сборник статей по материалам конференции «Стволовые клетки и регенеративная медицина», изд. МАКС Пресс, 2011 год, стр. 102-112.

3. Ракитянский М.М., Агранат МБ., Ашитков СИ., Карагяур М.Н., Мухамеджанова Д.М .Домогатский С П., Овчинников A.B., Ситников Д.С., Стамбольский Д.В., Шевелев И.Н. Исследования биологических объектов на клеточном и субклеточном уровне с помощью фемтосекундного лазерного оптического пинцета-скальпеля, Вестник трансплантологии и искусственных органов, 2009 г., том XI № 3, стр. 107-113.

4. Белоглазова И.Б., Акопян Ж.А., Карагяур М.Н., Плеханова О С., Семина Е.В., Стамбольский Д.В. - Перспективы создания противоопухолевых лекарственных средств, направленных на

'м

систему активатора плазминогена урокиназного типа. // Технологии живых систем, 2013г., № 1, стр. 3-19.

Тезисы конференций:

1. Карагяур М.Н.. Лопатина Т.В.. Стамбольский Д.В., Суздальцева Ю.Г., Калинина Н.И., Ткачук В.А. - Стимуляция посттравматического восстановления периферического нерва мезенхимапьными стволовыми клетками опосредована продукцией нейротрофических факторов. // III конференция "Биология Стволовых Клеток: Фундаментальные аспекты", посвященная памяти академика Н.Г.Хрущова: сборник тезисов, Москва, 6-8 июня, 2011, стр.51-52.

2. Карагяур М.Н., Лопатина ТВ., Стамбольский Д.В., Калинина НИ., Ткачук В.А. -Мезенхимальные стволовые клетки стимулируют восстановление периферического нерва благодаря секреции нейротрофических факторов. // Всероссийская конференция "Регенеративная биология и медицина": сборник научных трудов, Москва, издательский дом "Нарконет", 2011, стр.78-79.

3. Ракитянский М.М., Агранат М.Б, Ашитков С И., Комаров П.С., Овчинников A.B., Ситников Д.С., Карагяур М.Н., Стамбольский Д.В., Шевелев И.Н. - Фемтосекундный лазерный «пинцет-скальпель» для захвата и манипулирования нанообъектами, оптической микро-нанохирургии и тканевой инженерии. // Тезисы докладов международного форума по нанотехнологиям. Москва 2008. http://www.edu-cons.net/atlas_last/doc/200/12_6.pdf

4. Ракитянский М.М., Карагяур М.Н., Агранат М.Б, Мухамеджанова Д.М., Ашитков С И., Домогатский С П.. Овчинников A.B., Ситников Д.С., Стамбольский Д.В., Шевелев И.Н. Оптическое трехмерное позиционирование и модификация биологических объектов на клеточном и субклеточном уровне // Материалы Всероссийской научной школы-конференции «Аутологичные стволовые клетки: экспериментальные и клинические исследования для молодежи», Москва, 2009, стр.28-29.

5. Ракитянский М.М., Агранат М.Б., Шевелев И.Н., Ашитков С И., Карагяур М.Н., Мухамеджанова Д.М., Домогатский С П., Овчинников A.B., Ситников Д.С., Стамбольский Д.В. - Лазерные технологии оптического манипулирования и модификации клеточных объектов, в том числе и нервной ткани. // Симпозиум «Высокие медицинские технологии в нейрохирургии» Москва, 2009.

Подписано в печать. Формат А4 Бумага офсетная. Печать цифровая. Тираж - 100 экз. Заказ N0 153 Типография ООО "Ай-клуб" (Печатный салон МДМ) 119146, г. Москва, Комсомольский пр-т, д.28 Тел. 8(495)782-88-39

Текст научной работыДиссертация по биологии, кандидата биологических наук, Карагяур, Максим Николаевич, Москва

НИИ экспериментальной кардиологии ФГБУ «Российский кардиологический научно-производственный комплекс» Министерства Здравоохранения Российской Федерации

На правах рукописи

04201361843

КЛРАГЯУР МАКСИМ НИКОЛАЕВИЧ

ВЛИЯНИЕ МЕЗЕНХИМАЛЬНЫХ СТВОЛОВЫХ КЛЕТОК НА ВОССТАНОВЛЕНИЕ ПЕРИФЕРИЧЕСКОГО НЕРВА ПОСЛЕ ТРАВМЫ

03.01.04 - Биохимия 03.03.04 - Клеточная биология, цитология, гистология

Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Научные руководители

к.б.п., с.н.с. Н.И.Калинина к.б.н., в.н.с. Д.В.Стамбольский

Москва- 2013

Список сокращений

Оглавление

4

ВВЕДЕНИЕ_8

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ_12

Патогенез травматических повреждений нервов_12

Актуальность проблемы_12

Краткий обзор устройства периферической нервной системы млекопитающих_13

Патогенез травматических повреждений нервов_16

Факторы, стимулирующие рост и регенерацию нервных волокон_21

Факторы, определяющие успешную регенерацию периферического нерва_41

Существующие подходы к терапии поврежденных нервов_45

Перспективные подходы к терапии поврежденных нервов_ 47

Мезенхимальные стволовые клетки_53

Характеристика мезенхимальных стволовых клеток_53

Роль МСК в тканях_61

МСК- перспективный материал для клеточной терапии и тканевой инженерии_65

Возможные механизмы, благодаря которым МСК стимулируют регенерацию тканей_68

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ_72

Животиые_72

Культура мезенхимальных стволовых клеток_72

Выделение тотальной РНК_74

Денатурирующий электрофорез РНК в агарозно-формальдегидном геле_ 75

Транскриптомный анализ__76

Модель повреждения периферического нерва_76

Методы оценки эффективности регенерации периферического нерва_78

Оценка восстановления функции двигательных нервных волокон_79

Оценка восстановления проводимости нерва (электрофизиологическое исследование)_80

Оценка восстановления структуры поврежденного нерва (иммунногистохимическое

исс ледо ван ие)_8 3

Оценка восстановления структуры поврежденного нерва (гистохимическое окрашивание

срезов нерва Судановым черным)_84

Имплантация МСК на поврежденный нерв_85

Получение плазмидной конструкции для экспрессии мозгового фактора роста нервов_87

Выделение плазмидной конструкции pVaxl-hBDNF_91

Электрофорез генетической конструкции pVaxl-hBDNF в агарозном геле_92

Тестирование полученной плазмидной конструкции pVaxl-hBDNF_93

Анализ наличия кДНК BDNF в плазмидной конструкции с помощью полимеразной

цепной реакции__93

Анализ эффективности экспрессии плазмидной конструкции pVaxl-hBDNF в

эукариотических клетках_94

Иммуноферментный анализ кондиционированной среды_94

Доставка плазмидной конструкции pVaxl-hBDNF в мышцы_95

Анализ эффективности экспрессии BDNF в мышечных волокнах_99

Статистическая обработка данных_99

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ_101

МСК стимулируют функциональное и структурное восстановление поврежденного

периферического нерва___101

МСК экспрессируют факторы роста и компоненты матрикса, необходимые для

роста аксонов, а также компоненты миелина_108

Блокирующие антитела к факторам роста, продуцируемым МСК, подавляют способность МСК стимулировать восстановление функции и структуры

поврежденного периферического нерва___110

Оптимальный метод доставки генетических конструкций в мышечные волокна_120

Вектор pVaxl-hBDNF экспрессируется в эукариотических клетках и мышечных

эксплантах_124

Генетическая конструкция pVaxl-hBDNF содержит кДНК hBDNF_124

Генетическая конструкция pVaxl-hBDNF экспрессируется в клетках линии НЕК293Т_125

Максимально эффективная экспрессия hBDNF в мышечных волокнах может быть

достигнута инъекцией 200 мкг pVaxl-hBDNF_126

Максимально эффективное восстановление структуры и функции поврежденного

нерва наблюдается после инъекции 200 мкг pVaxl-hBDNF_127

Генетическая конструкция pVaxl-BDNF стимулирует восстановление функции и структуры периферического нерва после травмы_132

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ ИССЛЕДОВАНИЯ_136

ВЫВОДЫ_146

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ_148

Список сокращений АТФ- аденозинтрифосфат ЖТ- жировая ткань ИФА- иммуноферментный анализ КМ- костный мозг

ММП- матриксные металлопротеиназы мВ- милливольт мс- миллисекунда

МСК- мезенхимальные стволовые клетки ПНС- периферическая нервная система СПДН- суммарный потенциал действия нерва ЦНС- центральная нервная система ЭБС- эмбриональная бычья сыворотка ЭДТА- этилендиаминтетрауксусная кислота Allt- annexin А-2, аннексии А-2 Art- artemin, артемин

BDNF- brain-derived neurotrophic factor, мозговой фактор роста нервов CD- cluster of differentiation, кластер дифференцировки CNTF, CNTFR- Ciliary neurotrophic factor, Ciliary neurotrophic factor Receptor, ресничатый нейротрофический фактор, рецептор ресничатого нейротрофического фактора

DAPI- 4',6-diamidino-2-phenylindole, 4',6-диамидино-2-фенилиндол DCC- Deleted in Colorectal Cancer

DMEM- Dulbecco's Modified Eagle Medium, среда Игла, модифицированная Дульбекко

EGF- Epidermal growth factor, эпидермальный фактор роста ELISA- Enzyme-Linked Immunosorbent Assay, иммуноферментный анализ erk- extracellular signal-regulated kinases, киназы, регулируемые внеклеточными сигналами

FGF, FGFR- Fibroblast growth factor, Fibroblast growth factor Receptor, фактор роста фибробластов, рецептор фактора роста фибробластов

Flk-1- fetal liver kinase-1, киназа фетальной печени-1, рецептор фактора роста сосудистого эндотелия

FIt-1, -4- fms-liketyrosine kinase-1, -4, рецептор фактора роста сосудистого эндотелия

fMLP- Formyl-Methionyl-Leucyl-Phenylalanine

GDNF- Glial cell line-derived neurotrophic factor, глиальный фактор роста нервов

GFR- Growth factors- reduced

GFRa- Glial cell line-derived neurotrophic factor family Receptor-a, a-рецептор для семейства глиальных факторов роста нервов GMF-P- Glia maturation factor, фактор созревания глии-р GPÏ- glycosylphosphatidylinositol, гликозилфосфатидилинозитол HGF, HGFR- Hepatocyte growth factor, Hepatocyte growth factor Receptor, фактор роста гепатоцитов, рецептор фактора роста гепатоцитов

HUVEC- Human Umbilical Vein Endothelial Cells, эндотелиоциты пуповинной крови человека

ICAM-1- Inter-Cellular Adhesion Molecule-1, молекула межклеточной адгезии

IGF-I- Insulin-like growth factor-I, фактор роста, подобный инсулину

JAK- Janus kinase

JNK- Jun N-terminal Kinase

LIF, LIFR- Leukemia inhibitory factor, Leukemia inhibitory factor Receptor, подавляющий лейкемию фактор, рецептор фактора, подавляющего лейкемию LRP- LDL receptor-related protein

MAG- Myelin Associated Glycoprotein, гликопротеин, ассоциированный с миелином

МАРК- mitogen-activated protein kinase, киназа, активируемая митогенами

MBP- Myelin basic protein, основной белок миелина NCAM- Neural cell adhesion molecule, молекула адгезии нервной ткани NENF- Neuron-derived neurotrophic factor, фактор роста нервов, выделенный из нейронов

NF200- neurofilament-200

NGF- nerve growth factor, фактор роста нервов

NP-1, -2- neuropilin-1, -2, нейропилин-1, -2

NT-3, -4/5- neurotrophine-3, -4/5, нейротрофин-3, -4/5

Omgp- Oligodendrocyte myelin glycoprotein, гликопротеин миелина олигодендроцитов

OSMR- oncostatin M receptor, рецептор онкостатина М PAI-1- plasminogen activators inhibitor-1, ингибитор активаторов плазминогена

PAs- plasminogen activators, активаторы плазминогена PAR-1- Protease-activated receptor, рецептор, активируемый протеазами PCNA- Proliferating cell nuclear antigen, ядерный антиген пролиферирующих клеток

PDGF, PDGFR- Platelet-derived growth factor, Platelet-derived growth factor Receptor, фактор роста, выделенный из тромбоцитов, рецептор фактора роста, выделенного из тромбоцитов

PFI- peroneal functional index, функциональный инекс малоберцового нерва

PI3K- Phosphoinositide З-kinase, фосфоинозитол-3-киназа

PLC-y- phospholipase С-у, фосфолипаза С-у

PNT-1- Panneurotrophin-1, паннейротрофин-1

ras- RAt Sarcoma

Robo- Roundabout

STAT- Signal Transducers and Activators of Transcription, активаторы транскрипции и проводники сигнала

Sema3A- Semaphorin ЗА, семафорин ЗА

TGF-a, TGF-ß- Transforming growth factor-a, -ß, трансформирующий фактор роста -a, -ß

trkA, В, С- tropomyosin-receptor-kinase А, В, С tPA- tissue plasminogen activator, тканевой активатор плазминогена uPA- urokinase plasminogen activator, урокиназный активатор плазминогена uPAR- urokinase plasminogen activator receptor, рецептор урокиназного активатора плазминогена

VCAM-1- Vascular cell adhesion protein-1, молекула адгезии клеток сосудов VEGF- Vascular endothelial growth factor, фактор роста эндотелия сосудов

ВВЕДЕНИЕ

Изучение регенерации тканей у человека и, в частности, механизмов восстановления периферических нервов после травмы, остается актуальной задачей биологии и медицины. Данные последних лет позволяют утверждать, что регенерация тканей человека и животных во многом опосредована активностью стволовых клеток (Bell DR, 2004; Dorshkind К, 2009; Jones DL, 2011). Помимо тканеспецифичных стволовых клеток, по-видимому, существенный вклад в процесс регенерации тканей вносят мезенхимальные стволовые клетки. Благодаря локализации в периваскулярном пространстве крупных и мелких сосудов мезенхимальные стволовые клетки могут быть обнаружены в стромально-сосудистом компоненте множества органов и тканей. Первоначально они были идентифицированы в строме костного мозга, однако уже в 2002 году они были найдены в строме жировой ткани группой Zuk PA (Zuk РА; 2002). И с тех пор были получены многочисленные сведения о существовании МСК в тех или иных органах.

Несмотря на широкую распространенность в организме, именно МСК жировой ткани представляют наибольший интерес для клеточной терапии и тканевой инженерии. Это связано с относительной доступностью жировой ткани, легкостью ее получения и потенциально большим содержанием в ней МСК (Madonna R, 2009; Izadpanah R, 2006; Mohammadi R, 2011a). С момента открытия МСК в ЖТ были определены их маркерные антигены, культуральные и дифференцировочные свойства. Более того, оказалось, что МСК из жировой ткани подобно МСК, полученным из других источников, способны стимулировать восстановление многих органов и тканей. Так, МСК жировой ткани способствуют замещению костных и хрящевых дефектов (Tapp Н, 2009; Zuk РА, 2010; Мао JJ, 2006), стимулируют неоангиогенез (Ефименко АЮ, 2010) и восстановление миокарда (Gimble JM, 2007), а также заживление раневых дефектов и язв (Riordan NH, 2009; Natesan S, 2011; Morikuni Tobita, 2011; Kim WS, 2009). Также стало известно, что МСК жировой ткани способны

стимулировать восстановление спинного мозга, улучшать общее состояние при сахарном диабете и повреждениях печени; замедлять развитие болезни Хантингтона и тормозить реакцию отторжения трансплантата (Zuk РА, 2010). В некоторых областях медицины исследование возможности применения МСК жировой ткани достигло уже уровня клинических испытаний: стимуляция ангиогенеза (Efimenko AY, 2011) и терапия болезни Крона (Zuk РА, 2010).

Ранее нашей исследовательской группой также было показано, что мезенхимальные стволовые клетки из жировой ткани стимулируют неоангиогенез (Rubina К, 2009). Так, на моделях ишемии конечностей и миокарда у животных было показано, что локальное и системное введение МСК жировой ткани способствует увеличению количества сосудов в тканях с нарушенным кровоснабжением и улучшению перфузии тканей кровью (Парфенова, 2006; Rehman, 2004; Miyahara, 2006; Nakagami, 2006; Gimble, 2007; Zhang, 2007; Cai, 2009; Kondo, 2009). Как оказалось, восстановление кровотока в ишемизированной ткани при трансплантации МСК жировой ткани обусловлено несколькими механизмами: продукцией широкого спектра ангиогенных факторов (Rehman, 2004; Gimble, 2007; Kondo, 2009; Rubina, 2009; Madonna, 2010), активаторов плазминогена и матриксных протеаз (Kachgal, 2011), а также способностью МСК стабилизировать вновь образованные сосуды, выполняя функцию перицитов (Miranville, 2004; Planat-Benard, 2004; Miyahara, 2006; Sumi, 2007). Восстановление кровообращения в свою очередь обеспечивает трофику регенерирующей ткани и стимулирует ее репарацию.

В ходе исследования свойств МСК жировой ткани оказалось, что помимо упомянутых факторов роста и биологически активных молекул они способны продуцировать нейротрофические факторы, такие как фактор роста нервов (NGF), мозговой фактор роста нервов (BDNF), глиальный фактор роста нервов (GDNF) и фактор, ингибирующий лейкемию (LIF) (Pittenger MF, 2004; Traktuev DO, 2008а; Jing D, 2010; Kucerova L, 2007; Frenette PS, 2009; Carlson S, 2011). Более того, МСК способны не только продуцировать нейротрофические

факторы, но также стимулируют рост нервных волокон. Так, Лопатиной Т.В. было показано, что МСК, трансплантированные в GFR Matrigel™ под кожу экспериментальному животному, стимулируют прорастание из окружающих тканей в имплант нервных окончаний (Lopatina Т, 2011).

Эти данные позволили нам предположить, что МСК из жировой ткани способны стимулировать регенерацию нервной ткани. В пользу этого предположения свидетельствовали' и литературные данные о сходстве в строении, развитии, функционировании и регенерации кровеносной, и нервной систем (Serini G & Bussolino F, 2004). Так, авторы указывают на тот факт, что навигация аксона и переднего края растущего сосуда осуществляется сходным образом (Eichmann А, 2005; Dontchev VD & Letourneau PC, 2003; Serini G & Bussolino F, 2004; Autiero V, 2005). Более того, кровеносная и нервная системы похожим образом реагируют на одни и те же факторы роста и навигационные молекулы (bFGF, VEGF, IGF-I и TGF-ct) (Louissaint, А, 2002; Leventhal, С, 1999), а в процессах их регенерации задействованы одни и те же факторы роста. Так, VEGF является не только ангиогенным фактором, но и обладает нейротрофическим эффектом (Caporali А & Emanueli С, 2009), а общеизвестный нейротрофин BDNF стабилизирует вновь образующиеся сосуды и играет важную в роль в закладке сердца у эмбриона (Caporali А & Emanueli С, 2009). Более того, уже установлено, что между кровеносной и нервной системой существуют тесные взаимоотношения, т.е. эндотелиоциты и гладкомышечные клетки сосудов продуцируют артемин и BDNF, осуществляя трофику и стимулируя рост симпатических нервных волокон, а нервные окончания и шванновские клетки, продуцируя VEGF, осуществляют трофику сосудов (рис. 1) (Serini G & Bussolino F, 2004).

Таким образом, можно предположить, что МСК жировой ткани, синтезируя ангиогенные (VEGF, HGF, P1GF, PDGF) и нейротрофические (NGF, BDNF, GDNF, LIF) факторы, стимулируя ангиогенез и обеспечивая реперфузию области повреждения, способны стимулировать восстановление

периферических нервов после травмы (Pittenger MF, 2004; Traktuev DO, 2008а; Jing D, 2010; Kucerova L, 2007; Frenette PS, 2009; Carlson S, 2011).

В ходе работы нами было получено экспериментальное подтверждение этой гипотезы. Почти одновременно с нами схожие результаты были получены и зарубежными учеными (Mohammadi R, 2011а; Santiago LY, 2009; Erba Р, 2010а; Liu G, 2011). Однако механизм стимулирующего влияния МСК на восстановление нерва эти работы не прояснили. В литературе существует точка зрения, что регенеративный потенциал МСК обусловлен в основном их паракринной активностью, но некоторые авторы предполагают, что МСК способны к дифференцировке в функциональные клетки паренхимы. Для прояснения механизмов стимулирующего влияния МСК нами была проведена данная исследовательская работа. Исследование этих механизмов позволит понять, каким образом можно ускорить и сделать более полноценным процесс восстановления травмированного нерва и какую роль в этом могут сыграть МСК.

Таким образом, целью данной работы являлось исследование механизмов влияния мезенхимальных стволовых клеток, полученных из жировой ткани, на восстановление периферического нерва после травмы.

Для достижения этой цели были сформулированы следующие экспериментальные задачи:

1. Проанализировать влияние мезенхимальных стволовых клеток, выделенных из жировой ткани (МСК), на восстановление периферического нерва после травмы.

2. Идентифицировать факторы, участвующие в процессах репарации нервной ткани под влиянием МСК.

3. Разработать генетическую конструкцию, кодирующую один из ключевых факторов роста, и оценить ее влияние на восстановление поврежденного нерва.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Патогенез травматических повреждений нервов

Актуальность проблемы

Травматические повреждения нервных стволов и сплетений являются самой частой причиной временной и стойкой утраты трудоспособности (Одинак ММ и Живолупов СА, 2009; Шевелев ИН, 2005). Это связано с важностью функций, которые позволяет осуществлять периферическая нервная система (ПНС) в организме. Повреждение нервных сплетений и стволов с большой вероятностью приводит к нарушению или утрате этих функций, а ограниченная способность нервной ткани к регенерации после повреждения препятствует их полноценному восстановлению. Так, было показано, что травма плечевого сплетения влечет за собой инвалидизацию субъекта в 75% случаев (Шевелев ИН, 2005).

Травматические повреждения периферической нервной системы встречаются не только в военное время, но и в мирное. Самой частой их причиной в мирное время являются аварии на мотоциклах и снегоходах (41%), за ними следуют автоаварии (28%), индустриальная травма (10%) и падение с высоты (11%) (Шевелев ИН, 2005).

Существующие подходы к терапии поврежденных нервных стволов позволяют добиваться значимых успехов лишь в регенерации легко травмированных периферических нервов. Перед тяжелыми, застарелыми или сочетанными травмами периферических нервов и нервных сплетений существующие терапевтические подходы бессильны. Причины неэффективности существующих подходов к терапии травматических повреждений периферических нервов и причины неэффективности спонтанной регенерации у человека будут рассмотрены далее.

Отсутствие действенных способов стимуляции восстановления поврежденных периферических нервов подталкивает к необходимости поиска новых подходов в терапии повреждений ПНС.

Нерв

■ ГМК перициты • - эндотелиоциты

BDNF артемин

Sema ЗА

Кровеносный сосуд

- нервное окончание

Рисунок 1. Трофические взаимоотношения между периферическими нервами и кровеносными сосудами. Нервные окончания и шванновские клетки продуцируют УЕОБ, а гладкомышечные клетки со�