Влияние кверцетина и дигидрокверцетина на свободнорадикальные процессы в разных органах и тканях крыс при гипоксической гипоксии

Накусов, Тамерлан Тамерланович

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Влияние кверцетина и дигидрокверцетина на свободнорадикальные процессы в разных органах и тканях крыс при гипоксической гипоксии
ВАК РФ 03.01.04, Биохимия

Автореферат диссертации по теме "Влияние кверцетина и дигидрокверцетина на свободнорадикальные процессы в разных органах и тканях крыс при гипоксической гипоксии"

На правах рукописи

003493655 НАКУСОВ ТАМЕРЛАН ТАМЕРЛАНОВИЧ

ВЛИЯНИЕ КВЕРЦЕТИНА И ДИГИДРОКВЕРЦЕТИНА НА СВОБОДНОРАДЖАЛЬНЫЕ ПРОЦЕССЫ В РАЗНЫХ ОРГАНАХ И ТКАНЯХ КРЫС ПРИ ГИПОКСИЧЕСКОЙ ГИПОКСИИ

03.01.04 - биохимия

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

- 4 МАР 2010

Ростов-на-Дону 2010

003493655

Работа выполнена на кафедре биохимии медицинского факультета Государственного образовательного учреждения «Кабардино-Балкарский государственный университет им. Х.М. Бербекова»

Официальные оппоненты: доктор биологических наук, профессор

Менджерицкий Александр Маркович

Ведущая организация: Ставропольский государственный университет (г. Ставрополь)

Защита состоится «25» марта 2010 г. в 10.00 на заседании диссертационного совета Д.212.208.07 при Южном федеральном университете (344006, г. Ростов-на-Дону, ул. Большая Садовая, 105/42, ЮФУ, ауд. 203).

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Федерального государственного образовательного учреждения высшего профессионального образования «Южный федеральный университет» по адресу: 344006, г. Ростов-на-Дону, ул. Пушкинская, 148.

Научный руководитель: доктор биологических наук, профессор

Шортанова Тамара Хамзетовна

доктор биологических наук, гл.в.с. Друккер Нина Александровна

Автореферат разослан

Ученый секретарь диссертационного совета, кандидат биологических наук , с.н.с.

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность исследовании. В настоящее время доказана ведущая роль интенсификации свободнорадикальных процессов (СРП) в патогенезе гипоксических состояний (Меньшикова и др., 2008). Одним из способов предотвращения окислительного стресса является активирование антиоксидантных систем, компоненты которых способны в малых концентрациях тормозить чрезмерное образование свободных радикалов (Владимиров и др., 1972; Меерсон, 1984).

Состояние системы свободнорадикального окисления (СРО) является универсальным неспецифическим критерием, по которому можно судить о степени развивающихся в организме патологических процессов, а также эффективности проводимой терапии. Свободнорадикальное окисление представляет собой процесс непосредственного переноса кислорода на субстрат с образованием перекисей, кетонов, альдегидов, причем характерной чертой является его цепной самоиндуцирующийся характер (Mehta и др., 1998; Khodr и др., 2001; Pavlick и др., 2002).

Как известно, избыточное накопление активных форм кислорода (АФК) контролируется деятельностью антиоксидантных ферментов (Felton и др., 1995; Wang и др., 2001; Barbehenn и др., 2002). К этим ферментам относятся супероксиддисмутаза, каталаза, пероксидаза и церулоплазмин. Ферменты-антиоксиданты обеспечивают прямое обезвреживание кислорода, сводят к минимуму концентрацию перекиси водорода, супероксидного радикала и резко уменьшают образование токсичного радикала ОН* (Владимиров и др., 1972; Соколовский и др., 1988), составляют важное звено антиоксидантной системы (АОС). Коррекция патологических изменений, развивающихся в результате активации СРП, требует поиска эффективных природных и синтетических антиоксидантов.

В последнее время большой интерес вызывают антиоксиданты кверцетин (КВ) и дигидрокверцетин (ДГК, таксифолин). Это природные флавоноиды, выделенные из древесины лиственницы. Более широким спектром биологической активности обладает ДГК. Он способствует уменьшению проницаемости и ломкости капилляров, снимает спазм гладкой мускулатуры, обладает выраженной антиоксидантной активностью (Тюкавкина и др., 1995; Тюкавкина и др, 1997). Однако, работ, посвященных защитному действию флавоноидов в условиях гипоксии, немного (Тюкавкина и др., 1995; Хачатурян и др., 1996; Шортанова и др., 1998). К тому же изучение морфологических изменений, возникающих в органах и тканях организма при острой гипоксии на фоне применения флавоноидов, до сих пор не проведено.

Поэтому изучение биохимических и морфологических показателей действия данных антиоксидантов при острой гипоксии и других патологических процессах, сопровождающихся гипоксией, в целях предупреждения активации СРП представляется актуальным.

Биологическую модель гипоксической формы гипоксии относят к

категории хорошо управляемых состояний. Изменяя высоту подъема животного в барокамере или содержание кислорода во вдыхаемом воздухе, можно воспроизводить заданные гипоксические условия и вызывать кислородную недостаточность определенной тяжести.

Управляемые модели гипоксии позволяют получить динамическую характеристику нарастающего процесса, а также определить в развитии гипоксии периоды, существенные для понимания ее механизмов, что, в свою очередь, позволяет направленно выбирать сроки для углубленного исследования энергетического режима. В этих условиях можно выявить регуляторную направленность в изменении метаболической адаптации в общем комплексе гипоксических сдвигов. Управляемая модель позволяет выявить интеграцию между кислородным режимом системы и ее метаболическим ответом.

Остро наступающая дезоксигенация организма при снижении атмосферного давления в барокамере до 198 мм.рт.ст. (10 ООО м над уровнем моря) детерминирует тяжелые сдвиги энергетического режима всех органов и этим исключает возможность мобилизации адаптационных механизмов. Кроме этого, по данным А.З. Колчинской (1991) на высоте 8000-9000 м над уровнем моря проявляются не только функциональные, но и структурные повреждения. Повреждающее действие гипоксии характеризуется лавинообразным накоплением недоокисленных продуктов с появлением высокотоксичных свободных радикалов, что, в свою очередь, приводит к дезорганизации дыхательной цепи и энергетическому дефициту в клетках.

В связи с вышесказанным, целью данного исследования явилось изучение особенностей действия кверцетина и дигидрокверцетина на свободнорадикальные процессы и морфологические показатели в разных тканях крыс, подвергнутых гипоксической гипоксии.

В соответствии с целью были реализованы следующие задачи исследования:

1. Исследовать состояние свободнорадикальных процессов в мозге, сердце, печени и крови крыс, подвергнутых гипоксической гипоксии;

2. Установить особенности реагирования различных тканей на гипоксическую гипоксию по морфологическим показателям;

3. Дать сравнительную характеристику эффектов двух антиоксидантов (кверцетина и дегидрокверцетина) на биохимические показатели в мозге, сердце, печени и крови крыс, подвергнутых гипоксической гипоксии;

4. Сравнить действие кверцетина и дигидрокверцетина на морфологические показатели в мозге, сердце, печени и крови крыс, подвергнутых гипоксической гипоксии.

Положения, выносимые на защиту.

1. При острой гипоксии наиболее значимое накопление продуктов свободнорадикального окисления происходит в сердце и мозге. Это

сопровождается снижением активности антиоксидантных ферментов, а также развитием прицелюлярных и периваскулярных отеков в исследованных тканях. В просветах кровеносных сосудов наблюдается гемолиз эритроцитов. Гепатоциты подвергаются зернистой и гидропической дистрофии.

2. В условиях введения флавоноидов интактным крысам происходит значительное повышение индекса деформируемости эритроцитов, снижение содержания продуктов перекисного окисления липидов во всех исследованных тканях, а также возрастание функциональной активности антиоксидантных систем защиты относительно крыс контрольной группы. Наиболее выраженые изменения происходят в сердце животных, которым вводили дигидрокверцетин.

3. Предварительное введение флавоноидов перед гипоксической гипоксией снижает морфологические изменения в тканях, нормализует показатель деформируемости эритроцитов за счет снижения накопления продуктов свободнорадикального окисления и увеличения антиоксидантной системы защиты тканей.

Научная новизна результатов исследования.

Впервые показано, что флавоноиды, введенные интактным животным, оказывают прекондиционирующий эффект, снижая уровень продуктов переокисления липидов и увеличивая активность антиоксидантных ферментов преимущественно в тканях, которые наиболее чувствительны к действию гипоксии (сердце и мозге). Повышение активности глутатионпероксидазы в условиях введения флавоноидов интакнтным животным сопровождается возрастанием активности глутатионредуктазы, причем, при введении кверцетина эти изменения носят более выраженный характер в сердце, а в условиях применения дигидрокверцетина - в мозге животных.

Впервые показано, что предварительное введение дигидрокверцетина перед гипоксической гипоксией сопровождается возрастанием супероксидустраняющей и каталазной активности в исследованных тканях, что происходит на фоне повышения индекса деформируемости эритроцитов. При введении кверцетина перед острой гипоксией происходит менее значимое истощение антиоксидантного звена защиты и снижение индекса деформируемости эритроцитов относительно крыс, подвергнутых гипоксической гипоксии без предварительного введения препарата. Большая антиоксидантная активность дигидрокверцетина по сравнению с кверцетином отражается и в его более выраженном протекторном эффекте на морфологическую структуру тканей крыс, подвергнутых гипоксии.

Теоретическая и практическая значимость работы.

Получены результаты расширяют существующие представления об эффектах гипоксической гипоксии на биохимическом и морфологическом уровнях, а также особенностях действия антиоксидантов (кверцетина и дигидрокверцетина).

Даны научные рекомендации по применению антиоксидантов в клинике

для предупреждения патологических процессов, возникающих при острой гипоксии. Предложенный метод определения индекса деформируемости эритроцитов может быть использован для прогностической оценки реологических свойств крови при острой гипоксии и на фоне использования антиоксидантов.

Внедрение результатов исследования в практику.

Материалы исследования легли в основу мероприятий, проводимых в клинике при Кабардино-Балкарском медицинском университете для профилактики окислительного стресса при острой гипоксии с помощью антиоксидантов.

Результаты исследования влияния антиоксидантов на течение свободнорадикальных процессов в разных тканях организма при гипоксической гипоксии используются в лекционных курсах по дисциплинам «Биоорганическая химия», «Биохимия», «Клиническая фармакология», «Патологическая физиология» на медицинском факультете.

Апробация результатов исследования.

Материалы диссертации были представлены и доложены на пленарной сессии Адыгской Международной Академии наук (Нальчик, 1998); 12 Международной конференции по нейрохимии (СПб, 1998); межвузовской научно-практической конференции «Актуальные проблемы медицины» (Нальчик, 2000); научной конференции г. Санкт-Петербурга (2005).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 4 научных работы, в том числе 3 статьи в рецензируемых журналах ВАК РФ, личный вклад 52 %, 0,5 п.л.

Объем и структура работы.

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов исследования, результатов исследования и их обсуждения, выводов, списка литературы. Список литературы включает 351 источников, из них 201 работа отечественных авторов и 150 работ зарубежных авторов. Диссертационная работа изложена на 163 страницах машинописного текста, содержит 17 таблиц и 27 рисунков.

МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Исследования проводили на беспородных половозрелых крысах-самцах массой 150-200 г, выращенных в условиях вивария при свободном доступе к пище и воде, а также естественном чередовании суточной освещенности. Содержание животных и проведение экспериментов проводили в соответствии с международными правилами «Guide for the Care and Use of Laboratory Animals». В работе использовали экспериментальную модель острой гипоксической гипоксии: в течение 30 минут крыс выдерживания в вентилируемой лабораторной барокамере при давлении 198 мм рт.ст., соответствующем высоте 10 000 м над уровнем моря (Хватова и др., 1977). Опыты проводили на животных, разделенных на 6 групп:

1 группа - интактные животные, которым за 30 минут до эксперимента

вводили внутрибрюшинно физиологический раствор из расчета 1 мл на 100 г. массы тела (контроль); 2 группа - животные, которых через 30 минут после внутрибргошного введения физиологического раствора подвергали действию острой гипоксии, помещая на 30 минут в барокамеру, где производили «подъем» на высоту 10 000 м (давление 198 мм рт. ст., скорость декомпенсации 0,0005 Мпа/мин (Гипоксия); 3 группа - животные, которым за 30 минут до эксперимента вводили кверцетин (KB) внутрибрюшинно 30 мг/кг (Контроль+К); 4 группа - животные, которым за 30 минут до гипоксического воздействия вводили кверцетин (К) внутрибрюшинно 30 мг/кг (Гипоксия+К); 5 группа - животные, которым за 30 минут до эксперимента вводили дигидрокверцетин (ДГК) внутрибрюшинно 30 мг/кг (Контроль+ ДГК); 6 - животные, которым за 30 минут до гипоксического воздействия вводили дигидрокверцетин (ДГК) внутрибрюшинно 30 мг/кг (Гипоксия+ДГК).

Животных декапитировали сразу после приведения барокамеры к нормобарическим условиям.

Биохимические методы исследования. Определение диеновых конъюгатов в плазме крови осуществляли модифицированным методом Плацера (Камышников, 2000). Об интенсивности СРП в тканях и плазме крови судили по приросту ТБК-реактивных продуктов (ТБК-РП), содержание которого определяли по методу И.Д.Стальной и др. (1977). Основания Шиффа (ОШ) определяли по интенсивности флюоресценции хлороформенных растворов липидов на спектрофлюориметре «Hitachi-MPF2a» (Bidlack, Tappel, 1973). Активность супероксиддимутазы (СОД) определяли по методу В.Н.Чумакова и Л.Ф.Осинской (1977). Активность каталазы определяли методом М.А. Королюк и др. (1988). Суммарную пероксидазную активность определяли фотометрическим методом (Покровский и др., 1969). Спектрофотометрическими методами определяли активность глутатионпероксидазы (ГПО) (Моин, 1967) и глутатионредуктазы (ГР) (Beutler, 1984). Оксидазную активность церулоплазмина определяли по методу Ревина в модификации (Колб, Камышников, 1982). Определение содержания сульфгидрильных групп проводили методом Sedlak и Lindsay (1968).

Морфологическая часть работы была выполнена на 24 белых беспородных крысах-самцах весом 150-200 граммов. Морфологические материалы готовили согласно методам, описанным в руководствах О.В. Волкова и др. (1971) и А.Г. Сапожников и др. (2000). Препараты всех тканей окрашивали гематоксилин-эозимов, гликоген в препаратах печени - ШИК-реакцией, эластические волокна миокарда - по Ван Гизону, макроглию - по Нисслю. Для исследования деформирующей способности эритроцитов в качестве показателя определяли индекс деформируемости эритроцитов (ИДЭ) (Васильев, 1991).

Полученные в экспериментах результаты подвергали статистической обработке (Лакин, 1973) с использованием t-критерия Стьюдента. Статистическую обработку данных проводили с использованием пакета прикладных программ Statistica 6.0.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Антиоксидантное действие кверцетина при острой гипоксической гипоксии. К настоящему времени накоплено большое количество данных об изменениях перекисных процессов в мозге при ишемических и реперфузионных повреждениях. Тем не менее, для сопоставления степени изменения интенсивности свободнорадикальных процессов с морфологическими показателями является необходимым дополнительное исследование.

Согласно полученным результатам, воздействие однократной 30-минутной острой гипоксической гипоксии приводит к достоверному увеличению количества продуктов ПОЛ во всех исследуемых тканях по сравнению с контролем. В мозге содержание ДК увеличилось на 28% (р<0,05), ШО - на 28% (р<0,05), а ТБК-РП - на 41% (р<0,05). В сердце содержание ДК увеличилось на 40% (р<0,05), ШО - на 46% (р<0,05), а ТБК-РП - на 96% ¿<0,05). В печени уровень ДК возрос на 38% (р<0,05), ШО - на 36% (р<0,05), а ТБК-РП - на 33% (р<0,05). В крови уровень ДК изменился на 29% (р<0,05), ШО - на 33% (р<0,05), а ТБК-РП - на 30% (р<0,05).

Таким образом, наиболее значимое повышение продуктов ПОЛ обнаружено в сердце, особенно конечного продукта - ТБК-РП.

На фоне повышения уровня продуктов СРП в условиях воздействия однократной 30-минутной острой гипоксической гипоксии отмечалось снижение активности антиоксидантных ферментов. Так, в мозге происходило уменьшение активности СОД на 33% (р<0,05), в печени - на 35% (р<0,05), а в сердце - на 36% (р<0,05) по сравнению с контролем. В крови изменение активности СОД было не значимым (снижение на 18%; 0,05<р<0,05), однако одновременно в плазме крови обнаружено снижение содержания церулоплазмина на 22% (р<0,05). Следовательно, во всех исследованных тканях супероксиддисмутазная активность снижается, что свидетельствует о накоплении в мозге, сердце, печени и крови супероксида.

На фоне СОД-подобной активности, ЦП обладает способностью эффективно ингибировать ОН-радикалы (А1апазш и др., 1998), что делает его наиболее эффективным сывороточным ингибитором АФК, образующихся в реакции Фентона (Широколава и др., 1994). Вероятно, изменение содержания церулоплазмина в крови отражает его способность выступать в качестве «ловушки» для 02" и ОН-радикалов. Возможно поэтому, в крови активность каталазы уменьшилась лишь на 22% (р<0,05). Одновременно выявлено достоверное снижение активности каталазы в печени (28%; р<0,05). Известно, что максимальное содержание фермента в организме обнаружено в эритроцитах, а также печени и почках (Абрамова, Оксенгендлер, 1985). Это может быть еще одной причиной межтканевых различиях в изменении активности каталазы. Так, по сравнению с контрольной группой животных каталазная активность снижается наиболее значимо в миокарде (44%; р<0,05) и мозге (42%; р<0,05), где активность данного фермента, особенно в мозге, низка. Накопление ОН-радикалов в этих тканях сразу отражается на

состоянии каталазной ферментной системы.

Активность пероксидаз также претерпевала изменения в условиях воздействия однократной 30-минутной острой гипоксической гипоксии. Известно, что пероксидазы используют в качестве субстратов перекись водорода или органические перекиси. В том числе, обнаружено достоверное снижение активности ферментов, обладающих пероксидазной активностью, в мозге (на 32%; р<0,05), миокарде (на 39%; р<0,05), печени (на 43%; р<0,05) и крови (на 33%; р<0,05) по сравнению с группой контроля. При этом активность ГПО также снижалась в мозге (на 28%; р<0,05), миокарде (на 34%; р<0,05), печени (на 38%; р<0,05) и крови (на 26%; р<0,05).

Известно, что ГПО в той или иной степени способна катализировать реакцию восстановления глутатионом нестойких органических гидроксипероксилов в стабильные оксикислоты, а также, подобно каталазе, способен утилизировать Н202. Исходя из того, что в защите клеток от окислительного стресса, вызванного высокими концентрациями НгОг, ключевая роль принадлежит каталазе (Scott и др., 1991), вероятно, основное действие ГПО при гипоксической гипоксии направлено на восстановление глутатионом нестойких органических гидропероксидов. На это косвенно указывает снижение активности ГР в исследованных тканях, поскольку известно, что с участием ГР осуществляется реакция восстановления окисленного глутатиона. Так, активность ГР была ниже контрольного уровня в мозге (на 30%; р<0,05), миокарде (на 40%; р<0,05), печени (на 36%; р<0,05) и крови (на 23%; р<0,05).

Важную роль в антиоксидантной защите организма и поддержании окислительно-восстановительного баланса играют легкоокисляемые белки и пептиды, в состав которых входят SH-содержащие аминокислоты: цистеин и метионин. В условиях гипоксической гипоксии у крыс выявлено снижение содержания SH-групп в мозге (на 33%; р<0,05), миокарде (на 36%; р<0,05), печени (на 35%; р<0,05) и крови (на 30%; р<0,05) относительно контрольной группы. Следовательно, гипоксическая гипоксия является фактором, нарушающим баланс между про- и антиоксидантами во всех исследованных тканях организма.

Далее было проведено исследование влияния предварительного введения кверцетина перед острой гипоксической гипоксией на свободнорадикальные процессы в разных тканях. Установлено, что введение антиоксиданта перед гипоксической гипоксией сопровождалось снижением содержания первичных и вторичных продуктов ПОЛ, а также возрастанием активности антиоксидантных ферментов во всех исследованных тканях относительно второй группы животных. При сравнении с контрольной группой крыс было обнаружено, что у крыс 3-й группы происходило накопление ДК в мозге (21%; р<0,05), печени (22%; р<0,05), сердце (15%; р<0,05) и крови (14%; р<0,05). Увеличивалось и содержание ШО в мозге (на 18%; р<0,05), миокарде (на 20%; р<0,05), печени (на 18%; р<0,05) и крови (на 16%; р<0,05). Повышение уровня ТБК-реактивных продуктов составило в мозге 28% (р<0,05), печени - 23% (р<0,05), сердце - 59% (р<0,05), а в крови -

17% (р<0,05).

Таким образом, в условиях введения кверцетина перед гипоксической гипоксией отмечается накопление первичных и вторичных продуктов ПОЛ, однако, эти изменения не носили столь выраженный характер, как у животных второй группы.

Относительно 2-й группы животных предварительное введение КВ перед гипоксической гипоксией способствовало снижению уровня ДК в миокарде (на 18%; р<0,05) и крови (на 12%; р<0,05), а также ТБК-реактивных продуктов в миокарде (на 19%; р<0,05) и крови (на 11%; р<0,05). В тканях мозга и печени также отмечали некоторое снижение уровня продуктов ПОЛ, но эти изменения были недостоверны.

Причиной не столь значимого накопления ДК и ТБК-РП у животных 3-й группы являлось менее выраженное снижение активности ферментов относительно контрольной группы животных. В том числе, снижение активности СОД у крыс 3-й группы обнаружено только в миокарде (на 20%; р<0,05) по сравнению с контролем. Во всех остальных тканях эти изменения носили вид тенденции. Содержание ЦП также было несколько снижено (на 13%; 0,05<р<0,05) относительно 1-й группы крыс. Тогда как по отношению ко 2-ой группе у животных, подвергнутых предварительному введению кверцетина перед гипоксической гипоксией, активность СОД возрастала в мозге на 29% (р<0,05), в печени - на 35% (р<0,05), в миокарде - на 24% (р<0,05), в крови - на 12% (0,05<р<0,05). По сравнению со 2-ой группой происходило повышение содержания церулоплазмина в крови (на 11%; р<0,05).

В исследуемых тканях 3-й группы животных каталазная активность была значительно ниже контрольного уровня. Наиболее значимое снижение активности каталазы выявлено в мозге (на 39%; р<0,05) и миокарде (на 35%; р<0,05). В печени и крови снижение активности фермента составило, соответственно, 21% (р<0,05) и 16% (р<0,05). При этом по сравнению со второй группой животных у крыс, находящихся в условиях предварительного введения кверцетина перед гипоксической гипоксией, достоверное возрастание активности каталазы отмечалось лишь в миокарде (на 17%; р<0,05). Можно предположить, что кверцетин не играет значимой роли в регуляции активности данного фермента.

Пероксидазная активность также оставалась ниже контрольного уровня во всех тканях. В том числе, снижение активности пероксидаз в мозге, сердце, печени и крови составило, соответственно, 26% (р<0,05), 24% (р<0,05), 16% (р<0,05) и 24% (р<0,05). В то же время, необходимо отметить тот факт, что по сравнению со 2-й группой крыс пероксидазная активность значительно возросла в миокарде (на 24%; р<0,05) и крови (на 13%; р<0,05). В мозге и печени достоверных изменений пероксидазной активности не обнаружено.

Активность глутатионпероксидазы в тканях крыс 3-й группы была ниже контроля: в мозге - на 18% (р<0,05), в миокарде - на 26% (р<0,05), в печени -на 18% (р<0,05) и в крови - на 22% (р<0,05). Однако, при сравнении с

результатами исследования активности ГПО крыс 2-й группы у животных, подвергнутых предварительному введению кверцетина перед гипоксической гипоксией, наблюдалось выраженное повышение активности данного фермента в мозге (на14%; р<0,05), миокарде (на 18%; р<0,05) и, особенно, печени (на 25%; р<0,05). В то же время, в крови крыс 3-й группы активность ГПО соответствовала уровню животных 2-й группы.

Одновременно обнаружено, что достоверное снижение активности глутатионредуктазы в 3-й группе животных наблюдалось лишь в миокарде (на 22%; р<0,05). В остальных тканях снижение активности ГР было не достоверно. Относительно 2-й группы крыс в условиях предварительного введения кверцетина перед гипоксической гипоксией отмечали повышение активности ГР в мозге (на 21%; р<0,05), миокарде (на 31%; р<0,05), печени (на 50%; р<0,05) и крови (на 14%; р<0,05). Содержание БН-групп в тканях животных 3-й группы, хоть и было ниже контрольного уровня (в мозге - на 20%; р<0,05, в печени - на 24%; р<0,05, а в миокарде и крови - на 18%; р<0,05), но по сравнению со второй группой крыс отмечалось накопление БН-содержащих соединений, особенно, в миокарде (29%; р<0,05).

Таким образом, относительно 2-й группы крыс менее значимое накопление ДК, ШО и ТБК-РП в миокарде и крови животных, которым вводили КВ перед гипоксической гипоксией, можно объяснить повышением антиоксидантной активности ферментов. Причем следует указать на тканеспецифичную чувствительность активности ферментов к действию кверцетина. Если в миокарде предварительное введение КВ перед гипоксической гипоксией приводит к увеличению активности СОД, пероксидаз, ГПО, ГР и каталазы, то в крови - лишь СОД и пероксидазы (в меньшей степени - ГР), а в мозге и печени - СОД, ГПО и ГР относительно животных 2-й группы.

Для проверки данного предположения далее было проведено исследование влияния введения кверцетина на свободнорадикальные процессы в разных тканях животных.

Было установлено, что в ответ на введение кверцетина в тканях крыс происходило снижение уровня ДК и ТБК-реактивных продуктов по сравнению с контролем. Интересно, что в крови и печени изменения уровней ДК и ТБК-РП были равнозначны: снижение содержания ДК составило 14% (р<0,05), а ТБК-РП - 17% (р<0,05). Одновременно, повышение уровня ШО в печени и крови составило, соответственно, 18% (р<0,05) и 12% (р<0,05). В миокарде также снижался уровень ДК (на 19%; р<0,05), ШО (на 21%; р<0,05) и ТБК-РП (на 14%; р<0,05). Наиболее выраженные изменения обнаружены в мозговой ткани: снижение содержания ДК составило 27% (р<0,05), ШО -30% (р<0,05) и ТБК-РП - 22% (р<0,05).

Снижение накопления продуктов ПОЛ в тканях животных при введении кверцетина происходило на фоне возрастания активности антиоксидантных ферментов. В том числе, обнаружено повышение активности СОД в мозге (на 25%; р<0,05), печени (на 18%; р<0,05), миокарде (на 26%; р<0,05) и крови (на 15%; р<0,05) по сравнению с контролем. Активность каталазы достоверно

увеличивалась только в миокарде (на 18%; р<0,05), хотя и в других тканях выявлено некоторое ее повышение: в мозге - на 11%, печени - на 17% и крови - на 18% по сравнению с контрольными значениями.

Введение кверцетина также приводило к достоверному повышению активности пероксидазы во всех исследуемых тканях: в мозге - на 17% (р<0,05), в печени - на 17% (р<0,05), в миокарде - на 32% (р<0,05) и в крови

- на 16% (р<0,05).

При изучении изменения активности ГПО в тканях при введении КВ были получены сходные результаты. Активность глутатионпероксидазы повысилась в мозге на 16% (р<0,05), в печени - на 18% (р<0,05), в миокарде

- на 34% (р<0,05) и в крови - на 16% (р<0,05) относительно контрольных значений. Можно предположить, что при введении кверцетина содержание глутатиона также увеличивалось в исследованных тканях, поскольку как активность глутатионредуктазы, так и содержание SH-содержащих соединений увеличивалось у животных 4-й группы по сравнению с контролем. Активность ГР повысилась в мозге на 16% (р<0,05), печени - на 22% (р<0,05), миокарде - на 28% (р<0,05) и крови - на 16% (р<0,05). Одновременно происходило накопление SH-групп в мозге (14%; р<0,05), печени (16%; р<0,05), миокарде (18%; р<0,05) и крови (12%; р<0,05).

Обсуждая результаты исследования эффектов кверцетина можно предположить, что, по-видимому, его действие определяется способностью нейтрализовывать свободные радикалы, разрушать перекисные соединения, а также проявлять хелатные свойства, связывая железо. Это подтверждается и данными литературы (Костюк с соавт., 1988, Kitura с соавт., 1981). Кроме того, имеются данные, указывающие на способность кверцетина образовывать комплексы с убихином Q10, тем самым способствуя более эффективной работе последнего, а взаимодействуя с молекулами фосфолипидов, в частности, лецитином, кверцетин препятствует взаимодействию чужеродных субстанций (например, аллергенов) с клеточными мембранами (Насибулин и др., 2002; Дадали и др., 2004).

Антиоксидантное действие дигидрокверцетина при острой гипоксической гипоксии. При изучении эффектов дигидрокверцетина на свободнорадикальные процессы в разных тканях организма был получен следующие результаты. В условиях предварительного введения дигидрокверцетина перед гипоксической гипоксией в мозге происходило значимое накопление диеновых коньюгатов (26%; р<0,05), ТБК-реактивных продуктов (37%; р<0,05) и оснований Шиффа (20%; р<0,05) относительно контрольной группы крыс. При этом значимых отличий в накоплении продуктов переокисления липидов по сравнению со второй группой животных (Гипоксия) не отмечали. Кроме того, при введении дигидрокверцетина перед гипоксической гипоксией в мозге происходило снижение активности глутатионпероксидазы на 26% (р<0,05), глутатионредуктазы - на 24% (р<0,05) и содержания SH-групп на 18% (р<0,05) относительно интактных животных. В то же время активность супероксиддисмутазы, каталазы и пероксидазы возрастала, соответственно,

на 32% (р<0,05), 47% (р<0,05) и 36% (р<0,05) по сравнению с контролем. На фоне введения дигидрокверцетина в мозге животных 5-й группы выявлено снижение уровня диеновых коныогатов (на 14%; р<0,05) и оснований Шиффа (на 18%; р<0,05) одновременно с возрастанием активности СОД (на 35%; р<0,05), каталазы (на 23%; р<0,05), пероксидазы (на 32%; р<0,05), ГПО (на 29%; р<0,05), ГР (на 30%; р<0,05) и содержания БН-групп (на 15%; р<0,05).

В печени крыс, подвергнутых введению дигидрокверцетина перед гипоксической гипоксией, обнаружено накопление диеновых коныогатов, ТБК-реактивных продуктов и конечных продуктов (ШО) относительно контрольной группы. В 5-й группе животных также установлено повышение активности СОД (на 27%; р<0,05) и снижение активности пероксидазы (на 23%; р<0,05), ГПО (на 33%; р<0,05), ГР (на 32%; р<0,05) и уровня 8Н-групп (на 17%; р<0,05) по сравнению с 1-й группой крыс. По сравнению с животными, подвергнутыми гипоксической гипоксии (2-я группа), в печени крыс б-й группы установлено снижение уровня оснований Шиффа на 16% (р<0,05). На этом фоне у крыс 6-й группы установлена повышенная активность СОД (96%; р<0,05), каталазы (44%; р<0,05), ГР (20%; р<0,05) и уровень БН-групп (26%; р<0,05) относительно животных 2-й группы. При введении дигидрокверцетина (5 группа) в печени крыс отмечено снижение содержания оснований Шиффа (на 22%; р<0,05) и одновременное повышение антиоксидантного статуса за счет возрастания активности СОД (на 23%; р<0,05), пероксидазы (на 19%; р<0,05), ГПО (на 16%; р<0,05), ГР (на 14%; р<0,05) и содержания БН-групп (на 17%; р<0,05) по сравнению с контролем.

Следовательно, введение дигидрокверцетина способствует изменению интенсивности свободнорадикальных процессов в печени путем активации антиоксидантного звена регуляции и снижения накопления продуктов ПОЛ даже в большей степени, чем в мозге.

В сердце животных 6-й группы также происходило накопление диеновых коныогатов (22%; р<0,05), ТБК-реактивных продуктов (26%; р<0,05) и оснований Шиффа (14%; р<0,05) по сравнению с контролем. Тем не менее, относительно 2-й группы крыс у животных, подвергнутых предварительному введению дигидрокверцетина перед гипоксической гипоксией, установлено снижение содержания ДК (на 13%; р<0,05), ТБК-реактивных продуктов (на 36%; р<0,05) и ШО (на 18%; р<0,05). Эти изменения в накоплении продуктов ПОЛ можно объяснить тем, что дигидрокверцетин способствовал активации системы антиоксидантной защиты.

Таблица 1

Содержание диеновых коньюгатов (ЦК), ТБК-реактивных продуктов (ТБК-РП) и активность супероксиддисмутазы (СОД), каталазы и пероксидазы в мозге, печени, сердце и крови крыс при введении

кверцетина перед острой гипоксией, (М + т)

Ткани Серии ДК нмоль/мг липидов МДА нмоль/г, мл ШО ед./мг липида СОД ед.акт./г, мл Катал аза ед.пл./г, мл

Мозг Контроль 0,42+0,03 28,4+2,4 2,44 + 0,22 546+44 1,36+0,2

Гипоксия 0,54+0,01* 40,2+3,6* 3,12 + 0,30 371+21* 0,8+0,05*

Контроль+кверцетин 0,31+0,09* 22,3+2,1* 1,7 ±0,44* 682+38* 1,52+0,4

Гипоксия+кверцетин 0,51+0,03* 36,5+2,77* 2,88 + 0,21 482+44* 0,84+0,04*

Печень Контроль 0,50+0,01 40,9+3,7 2,58 + 0,18 4780+260 5,9+0,3

Гипоксия 0,69+0,01* 54,8+6,5* 3,5 + 0,23* 3107+166* 4,29+0,1*

Контроль+кверцетин 0,43+0,02 30,8+2,6* 2,11 + 0,15* 5650+344* 6,9+0,6*

Гипоксия+кверцетин 0,61+0,04* 50,4+5,0* 3,0 + 0,14 4207+311 4,67+0,2*

Сердце Контроль 0,44+0,03 30,6+1,5 2,72 + 0,22 447+36 1,6+0,2

Гипоксия 0,62+0,04* 60,1+5,6* 3,8 + 0,20* 287+21* 0,89+0,04*

Контроль+кверцетин 0,36+0,02* 26,8+3,2 2,14 + 0,20* 567+28* 1,9+0,1

Гипоксия+кверцетин 0,51+0,04 48,7+4,0* 3,26 + 0,12 358+22* 1,04+0,06*

кровь Контроль 4,35+0,21 150,9+10,1 7,42 + 0,45 1400+66 4,08+0,1

Гипоксия 5,65+0,22* 196,5+9,5* 9,86 + 0,81* 1148+22* 3,22+0,12*

Контроль+кверцетин 3,75+0,14* 127,7+4,4* 6,5 + 0,44* 1610+72* 4,8+0,36*

Гипоксия+кверцетин 4,97+0,11 176,8+8,7 8,6 + 0,79* 1294+63* 3,44+0,2*

* - достоверные различия относительно контроля

Таблица 2

Содержание оснований Шиффа, небелковых БН-групп и активность глутатионпероксидазы (ГПО) и глутатионредуктазы (ГР) в мозге, печени, сердце и крови крыс при введении кверцетина перед острой гипоксией,

__ (М + т)___

Ткани Серии Пероксидаза ед.пл./г, мл ГПО мкмольНАДРН/ мг белка/мин ГР мкмольНАДРН/ мг белка/мин Небелковые 5Н- группы мкмоль/г ткани

Мозг Контроль 42,85+3,2 0,0107 + 0,0071 0,033 + 0,003 6,5+1,4

Гипоксия 29,28+2,1* 0,0077 + 0,003* 0,023 ± 0,002* 4,4 + 0,7*

Контроль+кверцетин 50,56+2,2 0,0124 + 0,005 0,040 + 0,001* 7,4 + 0,9*

Гипоксия+кверцетин 31,8±4,5* 0,0088 + 0,005* 0,028 + 0,005* 5,2+1,3*

Печень Контроль 104,28+8,14 0,06 + 0,01 0,044 + 0,006 6,4 + 0,4

Гипоксия 82,5+6,3* 0,04 + 0,01* 0,025 + 0,004* 4,2 + 0,4*

Контроль+кверцетин 121,53+6,2* 0,07 ± 0,02 0,055 + 0,001* 7,4 + 0,7*

Гипоксия+кверцетин 87,9+5,1 0,05 + 0,01 0,037 + 0,002* 4,8 + 0,7*

Сердце Контроль 34,3+3,6 0,052 + 0,002 0,028 + 0,003 5,9 + 0,6

Гипоксия 21,0+1,8* 0,038 + 0,008* 0,016 + 0,001* 3,8+1,2*

Контроль+кверцетин 45,6+4,2* 0,069 + 0,012* 0,035 + 0,006* 6,9 + 0,4*

Гипоксия+кверцетин 26,1+2,1* 0,038 + 0,009* 0,021 +0,005* 4,8 + 0,2*

кровь Контроль 148,6+9,5 0,56 + 0,04 0,24 + 0,02 8,2 + 2,2

Гипоксия 100,35+5,6* 0,41 + 0,05* 0,18 + 0,06* 5,7+1,3*

Контроль+кверцетин 170,5+4,2* 0,64 + 0,06* 0,27 + 0,01 9,1 + 2,0*

Гипоксия+кверцетин 113,56+6,4 0,43 + 0,09* 0,21 + 0,01* 6,7 + 2,1*

* - достоверные различия относительно контроля

Относительно контроля в 6-й группе животных выявлено увеличение активности СОД (на 25%; р<0,05), каталазы (на 25%; р<0,05), пероксидазы (на 46%; р<0,05). По сравнению со 2-й группой крыс (Гипоксия) активность СОД, каталазы, пероксидазы, глутатионредуктазы и содержание БН-групп было выше, соответственно, на 95% (р<0,05), 125% (р<0,05), 139% (р<0,05), 38% (р<0,05) и 24% (р<0,05). Также необходимо отметить, что активность ферментов глутатионовой системы в сердце животных 6-й группы была ниже контрольного уровня: активность ГПО - на 13%, а глутатионредуктазы - на 21% (р<0,05).

Введение дигидрокверцетина интактным крысам (5-я группа) способствовало снижению уровня диеновых коньюгатов (на 27%; р<0,05), ТБК-реактивных продуктов (на 18%; р<0,05) и, особенно, оснований Шиффа (на 31%; р<0,05) в сердце по сравнению с контрольной группой. Снижение содержания продуктов ПОЛ в сердце крыс 5-й группы сопровождалось возрастанием активности СОД (на 19%; р<0,05), каталазы (на 19%; р<0,05), пероксидазы (на 173%; р<0,01), глутатионпероксидазы (на 15%; р<0,05), глутатионредуктазы (на 18%; р<0,05) и уровня БН-групп (на 15%; р<0,05).

В крови животных 6-й группы (введение дигидрокверцетина перед гипоксической гипоксией) выявлено накопление диеновых коньюгатов (44%; р<0,05), а изменения в содержании ТБК-реактивных продуктов и оснований Шиффа были недостоверными относительно контрольной группы животных. На этом фоке в крови крыс 6-й группы отмечено увеличение активности СОД (на 26%; р<0,05) и каталазы (на 76%; р<0,05), а также снижение активности пероксидазы (на 39%; р<0,05), глутатионпероксидазы (на 39%; р<0,05), глутатионпероксидазы (на 21%; р<0,05) и уровня БН-групп (на 17%; р<0,05) по сравнению с интактными крысами.

Следовательно, несмотря на снижение функциональной активности ферментов глутатионовой системы и пероксидазной активности в целом, за счет увеличения супероксидустраняющей и каталазной активности накопления конечных продуктов ПОЛ в крови крыс, которым вводили дигидрокверцетин перед гипоксической гипоксией, не происходило. При сравнении результатов исследования 2-й и 6-й групп было показано следующее. Снижение накопления оснований Шиффа (на 35%; р<0,05) в крови крыс 6-й группы наблюдали на фоне повышения активности СОД (на 54%; р<0,05), каталазы (на 124%; р<0,01), церулоплазмина (на 18%; р<0,05) и уровня БН-групп (на 19%; р<0,05), но снижения активности глутатионпероксидазы (на 17%; р<0,05).

В крови крыс 5-й группы отмечали снижение накопления ТБК-реактивных продуктов на 17% (р<0,05) и оснований Шиффа - на 35% (р<0,05) одновременно с увеличением активности СОД (30%; р<0,05), каталазы (69%; р<0,05), церулоплазмина (21%; р<0,05), пероксидазы (16%; р<0,05), ГПО (14%; р<0,05), ГР (21%; р<0,05) и уровня БН-групп (16%; р<0,05).

Сравнительный анализ результатов исследования эффектов изученных флавоноидов показал некоторые различия их влияния на

свободнорадикальные процессы в разных тканях животных при гипоксической гипоксии. Предварительное введение дигидрокверцетина способствовало более значительному повышению активности супероксиддисмутазы (на 50%; р<0,05), каталазы (на 138%; р<0,01) и пероксидазы (на 84%; р<0,05) относительно группы крыс, которым вводили кверцетин. Введение же интактным крысам ДГК приводило к более выраженному накоплению продуктов ПОЛ: ДК - на 16% (р<0,05), ТБК-РП -на 20% (р<0,05) и ШО - на 17% (р<0,05) относительно животных, которым вводили кверцетин. При этом активность СОД, каталазы, пероксидазы, ГПО и ГР, а также содержание 8Н-групп не различались в 3-й и 5-й группах крыс. В печени крыс, подвергнутых предварительному введению ДГК перед гипоксической гипоксией, наблюдали более значительное повышение активности СОД (на 44%; р<0,05) и каталазы (на 33%; р<0,05), а также снижение активности ГПО (на 20%%; р<0,05) относительно животных, которым перед гипоксией вводили кверцетин. В то же время, введение дигидрокверцетина интактным животным способствовало достоверному накоплению ТБК-реактивных продуктов (26%; р<0,05) и снижению активности каталазы (на 20%; р<0,05) в печени по сравнению с 3-й группой животных. В сердце в условиях введения ДГК перед гипоксической гипоксией обнаружено понижение уровня ТБК-реактивных продуктов (на 21%; р<0,05) и возрастание активности СОД (на 56%; р<0,05), каталазы (на 92%; р<0,05), пероксидазы (на 92%; р<0,05) и ГПО (на 18%; р<0,05) относительно 4-й группы крыс. У животных, которым вводили ДГК (5 группа), выявлено снижение накопления ШО (на 12%; р<0,05) и возрастание активности пероксидазы (на 26%; р<0,05) по сравнению с 3-й группой крыс (введение кверцетина).

В крови животных, которым вводили дигидрокверцетин перед гипоксической гипоксией, выявлено более значительное накопление ДК (26%; р<0,05) и повышенная активность супероксиддисмутазы (36%; р<0,05), каталазы (109%; р<0,01) на фоне снижения активности пероксидазы (20%; р<0,05) и ГПО (21%; р<0,05) относительно крыс 4-й группы. В крови крыс, которым вводили дигидрокверцетин (5-я группа) установлено повышение содержания ДК (на 25%; р<0,05) и активности каталазы (на 43%; р<0,05) по сравнению с 3-й группой животных.

Таким образом, в ответ на введение дигидрокверцетина в тканях организма отмечается более значительное накопление продуктов перекисного окисления липидов, но на этом фоне выявляется и более выраженное возрастание активности антиоксидантных ферментов по сравнению с животными, которым вводили кверцетин. Данный эффект дигидрокверцетина можно охарактеризовать как эффект фармакологического прекондиционирования, т.е., когда в ответ на введение препарата повышается интенсивность метаболических процессов, что способствует подготовке организма к внешнему (стрессорному) воздействию. Тогда как, в условиях введения дигидрокверцетина перед гипоксической гипоксией более значительное накопление продуктов ПОЛ выявлено только в крови (ДК),

тогда как в сердце, напротив, установлено снижение уровня ТБК-реактивных продуктов относительно животных 4-й группы. Также при сравнении результатов изучения состояния антиоксидантной системы защиты в условиях введения флавоноидов были выявлены более выраженные эффекты дигидрокверцетина на активность СОД и каталазы во всех исследованных тканях. В печени и крови более низкие значения активности ГПО выявлены в 6-й группе по сравнению с 4-й. В мозге и сердце животных 6-й группы активность пероксидазы была выше уровня крыс 4-й группы. Следовательно, действия флавоноидов в условиях гипоксической гипоксии можно охарактеризовать как тканеспецифичные.

Влияние флавоноидов на морфологическую структуру органов и тканей и индекс деформируемости эритроцитов при острой гипоксической гипоксии. Известно, что ряд физиологических и биохимических показателей отражает общий «итог реакций» многих клеток и не дает представлений о сложности клеточных превращений. В связи с этим, морфологическая оценка клеточных изменений приобретает важное значение в том смысле, что позволяет разграничить патологические и приспособительные реакции, протекающие одновременно. Для выявления структурных изменений в тканях мозга, печени, миокарда и крови при острой гипоксии и после предварительного введения ДГК были проведены морфологические исследования, а также определена степень деформируемости эритроцитов.

В результате проведенного исследования установлено, что действие острой гипоксии способствовало развитию в головном мозге экспериментальных животных приваскулярного и перицеллюлярного отека. В данных условиях мягкая мозговая оболочка становится фрагментированной, разволокненной, отечной. При этом наблюдаются периваскулярно обширные кровоизлияния, состоящие из гемолизированных эритроцитов. Одновременно, в нейроцитах и клетках глии отмечается зернистая дистрофия. В условиях предварительного введения флавоноидов и, особенно, дигидрокверцетина перед острой гипоксией признаки периваскулярного и перицеллюлярного отеков в мозге менее выражены. Эритроциты в данных условиях были округлой формы, дистрофические изменения в них менее выражены; структура нейроцитов четкая, относительно гиперхромные. Мозговая оболочка также более четкая.

В миокарде в условиях острой гипоксии отмечается значительный интерстициальный отек. В просветах интрамуральных сосудов наблюдается гемолиз эритроцитов. Значительная часть кардиомиоцитов некротизирована, зерна гликогена не обнаружены. Применение флавоноидов и, в первую очередь, дигидрокверцетина в условиях острой гипоксии обеспечивает более высокую сохранность эритроцитов, подавляет их гемолиз. Некротические изменения встречаются в миокарде значительно реже по сравнению со 2-й группой животных. Относительно выражена поперечная исчерченность кардиомиоцитов. Шик-реакцией выявлены зерна гликогена. При острой гипоксии в печени отмечается гемолиз эритроцитов.

Таблица 3

Содержание диеновых коньюгатов (ДК), ТБК-реактивных продуктов (ТБК-РП) и активность супероксиддисмутазы (СОД), каталазы и пероксидазы в мозге, печени, сердце и крови крыс при введении __дигидрокверцетина перед острой гипоксией, (М ± т)__

Ткани Серии ДК нмоль/мг липидов МДА нмоль/г, мл ШО ед./мг липида СОД ед.акт./г, мл Катал аза ед.пл./г, мл

Мозг Контроль 0,42±0,03 28,4±2,4 2,44 ± 0,22 546±44 1,36±0,2

Гипоксия 0,54±0,01* 40,2±3,6* 3,12 ±0,30* 371±21* 0,8±0,05*

Контроль-^- ДГК 0,36±0,02* 26,80±2,7 2,0 ±0,12* 740±56* 1,68±0,08

Гипоксия+ДГК 0,53±0,08* 38,9±2,8* 2,92 ±0,18* 722±60* 2,0±0,35*

Печень Контроль 0,50±0,01 40,9±3,7 2,58 ±0,18 4780±260 5,9±0,3

Гипоксия 0,69±0,01* 54,8±6,5* 3,5 ± 0,23* 3107±166* 4,29±0,1*

Контрольн- ДГК 0,48±0,05 38,85±3,9 2,01 ±0,14* 5878±334* 5,52±0,52

Гипоксия+ ДГК 0,67±0,04* 50,0±4,45* 2,94 ±0,14* 6075±322* 6,2±0,3

Сердце Контроль 0,44±0,03 30,6±1,5 2,72 ± 0,22 447±36 1,6±0,2

Гипоксия 0,62±0,04* 60,1±5,6* 3,8 ±0,20* 287±21* 0,89±0,04*

Контроль+ ДГК 0,32±0,03* 25,18±1,4* 1,88 ±0,20* 530±37* 1,91±0,07

Гипоксия+ДГК 0,54±0,01* 38,6±3,0* 3,1 ±0,19* 559±34* 2,0±0,09*

кровь Контроль 4,35±0,21 150,9±10,1 7,42 ± 0,45 1400±66 4,08±0,1

Гипоксия 5,65±0,22* 196,5±9,5* 9,86 ±0,81* 1148±22* 3,22±0,12*

Контроль + ДГК 4,70±0,22 124,8±7,4 6,38 ± 0,35* 1820±111* 6,88±0,4*

Гипоксия+ ДГК 6,27±0,37* 176,16±10,1* 8,31 ±0,51* 1763±105* 7,2±0,2*

* - достоверные различия относительно контроля

Таблица 4

Содержание оснований Шиффа, небелковых БН-групп и активность глутатионпероксидазы (ГПО) и глутатионредуктазы (ГР) в мозге, печени, сердце и крови крыс при введении дигидрокверцетина перед острой ___гипоксией, (М ± т)___

Ткани Серии Пероксидаза ед.пл./г, мл ГПО мкмольНАДРН/ мг белка/мин ГР мкмольНАДРН/ мг белка/мин Небелковые БН- группы мкмоль/г ткани

Мозг Контроль 42,85±3,2 0,0107 ±0,0071 0,033 ± 0,003 6,5 ± 1,4

Гипоксия 29,28±2,1* 0,0077 ±0,003* 0,023 ± 0,002* 4,4 ± 0,7*

Контроль+ ДГК 56,7±3,4* 0,0138 ±0,0011* 0,043 ±0,021* 7,5 ±0,5*

Гипоксия+ДГК 58,5±3,8* 0,0079 ± 0,0022* 0,025 ± 0,006* 5,3 ± 1,2*

Печень Контроль 104,28±8,14 0,06 ±0,01 0,044 ± 0,006 6,4 ± 0,4

Гипоксия 82,5±6,3* 0,04 ±0,01* 0,025 ± 0,004* 4,2 ± 0,4*

Контроль+ ДГК 124,2±3,9* 0,07 ± 0,008 0,05 ± 0,002* 7,5 ±0,7*

Гипоксия+ ДГК 80,3±4,6* 0,04 ±0,012* 0,03 ±0,001* 5,3 ± 0,7*

Сердце Контроль 34,3±3,6 0,052 ± 0,002 0,028 ±0,003 5,9 ±0,6

Гипоксия 21,0±1,8* 0,038 ± 0,008* 0,016 ±0,001* 3,8 ± 1,2*

Контроль+ ДГК 57,40±2,01* 0,06 ± 0,002* 0,033 ± 0,001 6,8 ± 0,3*

Гипоксия+ ДГК 50,1±3,6* 0,045 ±0,001* 0,022 ± 0,003* 4,7 ± 1,1*

кровь Контроль 148,6±9,5 0,56 ± 0,04 0,24 ±0,02 8,2 ±2,2

Гипоксия 100,35±5,6* 0,41 ± 0,05* 0,18 ±0,06* 5,7 ± 1,3*

Контроль+ ДГК 172,6±7,3* 0,64 ±0,09* 0,29 ±0,01* 9,5 ±2,1*

Гипоксия+ ДГК 90,5±4,7* 0,34 ±0,03* 0,19 ±0,01 6,8 ± 1,2*

* - достоверные различия относительно контроля

Печеночные балки не имеют четких границ, а образуют как бы сплошное розовое поле. При этом пространства Диссе, синусоидные капилляры не определяются из-за резкого набухания гепатоцитов, зернистой и гидропической дистрофии, также определяется дискомплексация печеночных балок.

Особое внимание обращают на себя обширные кровоизлияния в ткаии печени, преимущественно состоящие из гемолизированных эритроцитов с некрозом самих гепатоцитов. Гранулы гликогена не выявлены. В условиях введения флавоноидов эти изменения в печени снижены. При применении дигидрокверцетина сохранение ткани печени более выражено. Об этом свидетельствуют определенные морфологические признаки: в условиях введения дигидрокверцетина эритроциты имеют округлую форму, а печеночные балки и пространства Диссе - более четкие очертания. Менее выражены некрозы гепатоцитов, кровоизлияния в печени животных, которым вводили ДГК, относительно крыс, которым перед острой гипоксией вводили кверцетин. Гранулы гликогена также в большей степени сохранены у крыс 6-й группы относительно животных 4-й группы. Кроме того, поскольку функционально эритроциты обеспечивают тканевое дыхание, поэтому сохранившие свою форму эритроциты в условиях введения флавоноидов перед гипоксической гипоксией способны более эффективно выполнять свои физиологические функции. В этих условиях меньше развивается тканевая гипоксия, которая и является основополагающей причиной гибели клеток различных тканей.

Обсуждая данные морфологических исследований, следует подчеркнуть, что ключевым моментом в развитии и поддержании гипоксических повреждении тканей является повреждение мембраны митохондрий, лизосом и клеток. Оно в значительной степени обусловлено переокислением ненасыщенных жирных клеток их липидных компонентов (Владимиров и др., 1972).

Как было ранее показано, равновесие между окислением жирных кислот и их восстановлением определяется соотношением образования активных форм кислорода и функциональным состоянием антиоксидантных систем, включающих супероксиддисмутазу, пероксидазу, каталазу и биоантиокислители - доноры сульфгидрильных групп, токоферолы, катехины, аскорбиновую кислоту и др. При гипоксии имеет место резкое снижение антиоксидантной активности тканей и сдвиг равновесии в сторону окисления липидов. Кроме того, перекисное окисление липидом может протекать при не ничтожной концентрации 02 (10"6 м) и при тяжелой гипоксии может составить прямую конкуренцию использованию Ог в энергозависимых процессах (Васильев и др., 1962).

Флавоноиды, обладая способностью тормозить перекисное окисление липидов, входящих в состав мембран клеток и органелл обеспечивают тем самым стабилизацию мембран, что считают ведущим механизмом защиты организма антиоксидантами от различных повреждающих воздействий. В том числе от гипоксии.

Приведенные морфологические данные позитивного действия флавоноидов в условиях острой гипоксии подтверждаются результатами исследования степени деформируемости эритроцитов (ИДЭ) (рис. 1).

60 50 40 с* 30 20

10-1— 0

1-2 группы

□ контроль

□ гипоксия

3-4 группы

60 50 40

20 10

1-2 группы

□ контроль

□ ГИПОКСИЯ

5-6 группы

Рис. 1. Индекс деформируемости эритроцитов у животных разных групп

А - влияние кверцетина на индекс деформируемости эритроцитов в условиях нормы и при гипоксической гипоксии;

Б - влияние дигидрокверцетина на индекс деформируемости эритроцитов в условиях нормы и при гипоксической гипоксии.

В условиях острой гипоксии происходило снижение деформируемости эритроцитов, что проявилось в уменьшении ИДЭ на 43% (р<0,001) по сравнению с контролем.

Введение кверцетина не приводило к значимым изменениям индекса, а применение дигидрокверцетина способствовало повышению ИДЭ на 10% (р<0,05).

В условиях введения кверцетина перед гипоксическим воздействием индекс деформируемости эритроцитов оставался ниже контрольного уровня на 31%о (р<0,01), но относительно 2-й группы животных увеличился на 20% (р<0,05), что свидетельствует о положительном влиянии кверцетина на структуру мембран эритроцитов при гипоксической гипоксии.

На фоне предварительного введения ДГК перед гипоксической гипоксией отмечены позитивные изменения в структурно-функциональном состоянии клеточных мембран эритроцитов: индекс деформируемости эритроцитов увеличился на 32% (р<0,01) по сравнению со второй группой животных, хотя относительно контрольного уровня оставался ниже на 25% (р<0,01).

Таким образом, в условиях острой гипоксической гипоксии нами выявлено антиоксидантное действие дигидрокверцетина, заключающееся в стабилизирующем действии на структуру и свойство мембран и в активировании ферментов антиоксидантной защиты, продемонстрирована взаимосвязь между значениями ИДЭ (индекса деформируемости эритроцитов) и показателями перекисного окисления липидов и антиоксидантной системы.

ВЫВОДЫ

1. В условиях гипоксической гипоксии наиболее значительное накопление продуктов переокисления липидов происходит в мозге и сердце в результате резкого снижения антиоксидантного статуса. В крови и печени данные изменения менее выражены.

2. Введение флавоноидов интактным животным способствует возрастанию активности антиоксидантных ферментов и снижению содержания продуктов перекисного окисления липидов в тканях организма по сравнению с контролем. Наиболее значимое понижение уровня продуктов переокисления липидов в условиях введения кверцетина происходит в мозге, а при введении дигидрокверцетина - в сердце. Дигидрокверцетин относительно кверцетина оказывает более выраженное влияние на функциональное состояние ферментативных систем супероксиддисмутазы и суммарной пероксидазной активности.

3. При гипоксической гипоксии в тканях животных развиваются прицелюлярный и периваскулярный отеки. В просветах кровеносных сосудов наблюдается гемолиз эритроцитов. Формируется зернистая и гидропическая дистрофия гепатоцитов.

4. У животных, получающих флавоноиды перед гипоксической гипоксией, циркуляторные расстройства, дистрофические изменения клеток нервной ткани, миокарда, гепатоцитов менее выражены относительно крыс, перенесших острую гипоксию без предварительного введения флавоноидов. Наиболее выраженный протективный эффект на морфологические показатели тканей крыс выявлены при введении дигидрокверцетина перед гипоксической гипоксией.

5. Дигидрокверцетин способствует более значимому возрастанию активности супероксиддисмутазы, каталазы и пероксидазы, а также индекса деформируемости эритроцитов относительно кверцетина у животных, подвергнутых гипоксической гипоксии.

Список работ, опубликованных по теме диссертации в журналах, рекомендованных ВАК РФ

1. Накусов Т.Т., Шортанова Т.Х., Самойлик Н.И., Шилина Н.М. Изучение влияния дигидрокверцетина на систему перекисного окисления липидов (антиоксидантная защита при острой экспериментальной гипоксии). // Вопросы детской диетологии, 2005. - Т. 3. - № 6. - С. 9-11. - 0,021 п.л., личный вклад - 57%.

2. Шортанова Т.Х., Самойлик Т.Т., Накусов Т.Т., Ячная Е.В. Влияние вольпроата кальция и кверцетина на перекисные процессы при острой гипоксии. // Известия ВУЗов. Северо-Кавказский регион. Естественные науки. Спецвыпуск, 2005. - С. 60-63. - 0,083 п.л., личный вклад - 50%.

3. Накусов Т.Т., Шортанова Т.Х., Конь И.Я., Самойлик Н.И., Кубардиев М.М. Влияние антиоксидантов на морфологическую структуру органов

крыс при острой гипоксии. // Вопросы питания, 2005. - Т. 74. - № 5. -С. 22-24. - 0,021 п.л., личный вклад - 50%.

Список работ, опубликованных по теме диссертации

4. Shortanova T.Kh., Nakusov Т.Т., Samoylik N.I. An effect of querzitine on peroxidation of lipids and on activity of enzymes under acute hypoxial hypoxia.// 12th Meeting, St. Peterburg, Russia. - J. Neurochemistry, 1998. -Vol. 71. - Suppl. 1. - P. S43. - 0,042 пл., личный вклад - 50%.

Список сокращений

АО - антиоксиданты

АОА - антиоксидантная активность

АОС - антиокислительная система

ГПО - глутатионпероксидаза

ДГК - дигидрокверцетин

ДК - диеновые конъюгаты

ИДЭ - индекс деформируемости эритроцитов

КВ - кверцетин

ПОЛ - перекисное окисление липидов СОД - супероксиддисмутаза СРО - свободнорадикальное окисление СРП - свободнорадикальные процессы

ТБК-РП - реактивные продукты, реагирующие с тиобарбитуровой кислотой ЦП - церулоплазмин

Подписано в печать 15.02.2010 г. Формат 60*84 / 16. Объем 1,2 п.л. Набор компьютерный Гарнитура Times New Roman. Бумага офсетная. Тираж 100 экз. Заказ №31.

Отпечатано в копировально-множительном отделе Южного федерального университета 344006, г. Ростов-на-Дону, ул. Большая Садовая, 105/42, тел (863) 263-82-91.

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Накусов, Тамерлан Тамерланович

Введение.

Глава 1. Обзор литературы.

1.1. Современные представления о развитии гипоксического синдрома

1.2. Роль свободнорадикальных процессов в организме при развитии гипоксического синдрома.

1.3. Система антиоксидантной защиты клетки.;.

1.4. Фармакологическая коррекция гипоксических состояний.

1.5. Характеристика флавоноидных соединений.

Глава 2. Материалы и методы исследования.

2.1. Постановка эксперимента.

2.2. Получение биологического материала.

2.2.1. Получение плазмы крови.

2.2.2. Приготовление суспензии эритроцитов и гемолизатов.

2.2.3. Приготовление гомогенатов тканей.

2.3. Биохимические методы исследования.

2.3.1. Определение коньюгированных диенов в плазме крови и гомогенатах тканей.

2.3.2. Метод определения содержания малонового диальдегида.

2.3.3. Определение содержания оснований Шиффа.

2.3.4. Определение активности супероксиддисмутазы.

2.3.5. Определение активности каталазы.

2.3.6. Определение суммарной пероксидазной активности (СПА).

2.3.7. Метод определения активности глутатионпероксидазы.

2.3.8. Метод определения активности глутатионредуктазы.

2.3.9. Определение оксидазной активности церулоплазмина.

2.3.10. Определение содержания сульфгидрильных групп.

2.3.11. Определение содержания белка.59.

2.4. Морфологические исследования.

2.5. Статистическая обработка результатов исследования.

Глава 3. Результаты исследования и их обсуждение.

3.1. Влияние кверцетина и дигидрокверцетина на свободнорадикальные процессы в головном мозге, печени, сердце и крови крыс при острой гипоксической гипоксии.

3.1.1. Влияние гипоксической гипоксии на свободнорадикальные процессы в тканях крыс.

3.1.2. Антиоксидантное действие кверцетина при острой гипоксической гипоксии.

3.1.3. Антиоксидантное действие дигидрокверцетина при острой гипоксической гипоксии.

3.2. Влияние флавоноидов на морфологическую структуру органов и тканей и индекс деформируемости эритроцитов при острой гипоксической гипоксии.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Влияние кверцетина и дигидрокверцетина на свободнорадикальные процессы в разных органах и тканях крыс при гипоксической гипоксии"

В настоящее время доказана ведущая роль интенсификации свободнорадикальных процессов (СРП) в развитии патологических процессов, сопровождающихся гипоксическим состоянием (Меньшикова Е.Б. с соавт., 2008). Одним из способов предотвращения окислительного стресса является активирование антиоксидантных соединений, способных в малых концентрациях тормозить чрезмерное образование свободных радикалов в результате окислительного стресса (Владимиров Ю.А. с соавт., 1972; Меерсон Ф.З., 1984).

Состояние системы свободнорадикального окисления (СРО) является универсальным неспецифическим критерием, по которому можно судить о степени развивающихся в организме патологических процессов, а также эффективности проводимой терапии. Свободнорадикальное окисление представляет собой процесс непосредственного переноса кислорода на субстрат с образованием перекисей, кетонов, альдегидов, причем характерной чертой является ее цепной самоиндуцирующийся характер (Mehta A. et al., 1998; Khodr В. et al., 2001; Pavlick K.P. et al., 2002).

Избыточное накопление активных форм кислорода (АФК) контролируется деятельностью антиоксидантных ферментов (Felton G.W. et al., 1995; Wang Y. et al., 2001; Barbehenn R.V. et al., 2002).

Ферменты - антиоксиданты обеспечивают прямое обезвреживание кислорода, они сводят к минимуму концентрацию перекиси водорода, супероксидного радикала и резко уменьшают образование токсичного радикала ОН* (Владимиров Ю.А. с соавт., 1972; Соколовский В.В. с соавт., 1988).

Следовательно, эти ферменты составляют важное звено антиоксидантной системы (АОС). Поэтому коррекция патологических изменений, развивающихся в результате активации СРП, требует поиска эффективных биологических и синтетических антиоксидантов.

В последнее время большой интерес вызывают антиоксиданты кверцетин (KB), дигидрокверцетин (ДГК) (таксифолин). Это прородные флавоноиды выделенные из древесины лиственницы. Более широким спектром биологической активности обладает ДГК. Он способствует уменьшению проницаемости и ломкости капилляров, снимает спазмы гладкой мускулатуры, обладает выраженной антиоксидантной активностью (Тюкавкина Н.А. с соавт., 1995; Тюкавкина Н.А. с соавт, 1997).

Однако, работ, посвященных защитному действию флавоноидов в условиях гипоксии немного (Тюкавкина Н.А. с соавт., 1995; Хачатурян M.JL с соавт., 1996; Шортанова Т.Х. с соавт., 1998), к тому же почти все они выполнены с помощью биохимических методов исследования. В то же время, изучение морфологических изменений, возникающих в органах и тканях организма при острой гипоксии на фоне применения флавоноидов, до сих пор не проведено.

Поэтому изучение биохимических и морфологических показателей действия антиоксидантов при острой гипоксии и других патологических процессах сопровождающихся гипоксией в целях предупреждения активации СРП представляется переспективным направлением.

Биологическую модель гипоксической формы гипоксии относится к категории хорошо управляемых состояний. Изменяя высоту подъема животного, в барокамере или содержание кислорода во вдыхаемом воздухе, можно воспроизводить заданные гипоксические условия и вызывать кислородную недостаточность определенной тяжести.

Управляемые модели гипоксии позволяют получить динамическую характеристику нарастающего процесса, а также определить в развитии гипоксии периоды, существенные для понимания ее механизмов, что в свою очередь, позволяет направленно выбирать сроки для углубленного исследования энергетического режима. В этих условиях можно выявить регуляторную направленность в изменении метаболической адаптации в общем комплексе гипоксических сдвигов. Управляемая модель позволяет выявить интеграцию между кислородным режимом системы и ее метаболическим содержанием.

Остро наступающая дезоксигенация организма при снижении атмосферного давления в барокамере до 198 мм. рт. ст. (10 ООО м) детерминирует тяжелые сдвиги энергетического режима всех органов и этом исключает возможность мобилизации адаптационных механизмов системного метаболического уровней. Кроме этого, по данным (Колчинская А.З., 1991) на высоте 8000-9000 м проявляются не только функциональные, но и структурные изменения.

Повреждающее действие гипоксии характеризуется лавинообразным накоплением недоокисленных продуктов с появлением высокотоксичных свободных радикалов, что а свою очередь приводит к дезорганизации дыхательной цепи и энергетическому дефициту в клетках.

В связи с вышесказанным, целью данного исследования явилось изучение особенностей действия кверцетина и дигидрокверцетина на свободнорадикальные процессы и морфологические показатели в разных тканях у крыс, подвергнутых гипоксической гипоксии.

В соответствии с целью были реализованы следующие задачи исследования:

Положения, выносимые на защиту

1. При острой гипоксии наиболее значимое накопление продуктов свободнорадикального окисления происходит в сердце и мозге. Это сопровождается понижением активности антиоксидантных ферментов, а также развитием прицелюлярных и периваскулярных отеков в исследованных тканях. В просветах кровеносных сосудов наблюдается гемолиз эритроцитов. Гепатоциты подвергаются зернистой и гидропической дистрофии.

Научная новизна результатов исследования

Впервые было показано, что флавоноиды, введенные интактным животным, оказывают прекондиционирующий эффект, снижая уровень продуктов переокисления липидов и увеличивая активность антиоксидантных ферментов преимущественно в тканях, которые наиболее чувствительны к действию гипоксии (сердце и мозге).

Впервые было показано, что повышение активности глутатионпероксидазы в условиях введения флавоноидов интакнтным животным сопровождается возрастанием и активности глутатионредуктазы: при введении кверцетина эти изменения носят более выраженный характер в сердце, а в условиях применения дигидрокверцетина — в мозге животных.

Впервые было показано, что предварительное введение дигидрокверцетина перед гипоксической гипоксией сопровождается возрастанием супероксидустраняющей и каталазной активности в исследованных тканях, что сопровождается и повышением индекса деформируемости эритроцитов. При введении кверцетина перед острой гипоксией происходит менее значимое истощение антиоксидантного звена защиты и снижение индекса деформируемости эритроцитов относительно крыс, подвергнутых гипоксической гипоксии без предварительного введения препарата. Большая антиоксидантная активность дигидрокверцетина по сравнению с кверцетином отражается и в его более выраженном протекторном эффекте на морфологическую структуру тканей крыс, подвергнутых гипоксии.

Теоретическая и практическая значимость работы.

Получены результаты работы расширяют существующие представления об эффектах гипоксической гипоксии на биохимическом и морфологическом уровнях, а также особенностях действия антиоксидантов (кверцетина и дигидрокверцетина).

Даны научные рекомендации по применению антиоксидантов в клинике для предупреждения патологических процессов, возникающих при острой гипоксии. Предложенный метод определения индекса деформируемости эритроцитов может быть использован для прогностической оценки реологических свойств крови при острой гипоксии и на фоне использования антиоксидантов.

Внедрение результатов исследования в практику.

Материалы исследования легли в основу мероприятий, проводимых в клинике для профилактики окислительного стресса при острой гипоксии с помощью антиоксидантов.

Апробация результатов исследования

Материалы диссертации были представлены и доложены на межвузовской научно-практической конференции «Актуальные проблемы медицины» (Нальчик, 2000); пленарной сессии Адыгской Международной Академии наук (Нальчик, 1998); научной конференции г. Санкт-Петербурга, (2005).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 5 научных работ, в том числе 1 статья в рецензируемом журнале.

Объем и структура работы.

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов исследования, результатов исследования и их обсуждения, выводов, списка литературы. Список литературы включает 351 источников, из них 201 работ отечественных авторов и 150 работ зарубежных авторов. Диссертационная работа изложена на 162 страницах машинописного текста, содержит 17 таблиц и 27 рисунков.

Заключение Диссертация по теме "Биохимия", Накусов, Тамерлан Тамерланович

109 ВЫВОДЫ

1. В условиях гипоксической гипоксии наиболее значительное накопление продуктов переокисления липидов происходит в мозге и, особенно, сердце в результате резкого снижения антиоксидантного статуса. В ответ на острую гипоксию интенсивность свободнорадикальных процессов в крови и печени, чем в мозге и сердце.

2. Введение флавоноидов интактным животным способствует возрастанию активности антиоксидантных ферментов и снижению содержания продуктов перекисного окисления липидов в тканях организма по сравнению с контролем. Наиболее значимое понижение уровня продуктов переокисления липидов в условиях введения кверцетина происходит в мозге, а при введении дигидрокверцетина — в сердце. Дигидрокверцетин оказывает более выраженное влияние на функциональное состояние ферментативных систем супероксиддисмутазы и суммарной пероксидазной активности относительно кверцетина.

ГЛАВА 4. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Способность организма переносить различные уровни кислородной недостаточности - эволюционно древний способ адаптации. В настоящее время известно, что существует определенная взаимосвязь чувствительности к кислородному голоданию с типом ткани. Это связано с уровнем метаболических реакций и функциональной активностью антиоксидантных систем защиты в той или иной ткани организма.

Окислительный стресс определяется как изменение в балансе про- и антиоксидантов, приводя к потенциальному повреждению клеток (Sies Н., 1991). Повышенный уровень внутриклеточного Са2+ при ишемии и, как следствие, активация кальмодулин-зависимых фосфолипаз, протеинкиназ и эндонуклеаз приводит к изменениям структуры биомакромолекул и к гибели клетки (Olney J.W.E., 1994). Активация кальцием фосфолипазы С и А2 приводит к гидролизу фосфолипидов, в то время как для синтеза фосфолипидов необходима ATP (Warner D.S. et al., 2004). Разрушение фосфатидилхолина и фосфатидилэтаноламина свидетельствует о высвобождении пальмитиновой и докозогексановой кислот из плазматических мембран, которые, в свою очередь, являются субстратом для перекисного окисления липидов (Abe К. et al., 1987). Во время развития ишемии мозга, вследствие выхода большого количества жирных кислот, значительно увеличивается концентрация арахидоновой кислоты, что дополнительно ингибирует окислительное фосфорилирование (Rao A.M. et al., 1999). Окисление арахидоновой кислоты сопряжено с образованием эйкозаноидов, простагландинов, лейкотриенов, тромбоксанов, липоперекисей, свободных радикалов (Katsuki Н., Okuda S., 1995). Арахидоновая кислота и другие амфофилические жирные кислоты образуют мицеллы, которые способны изменять конформационную структуру цитоплазматических мембран (Katz A.M., Messineo F.C., 1981). Арахидоновая кислота участвует в образовании эйкозаноидов, усиливающих агрегацию тромбоцитов и констрикцию сосудов. Распад фосфолипидов приводит к образованию фактора активации тромбоцитов. Эйкозаноиды и фактор активации тромбоцитов замыкают порочный круг патологических реакций (Суслина Э.А., Максимова М.Ю., 2004).

Таким образом, усиление процессов свободнорадикального окисления (СРО) при ишемии/реперфузии приводит к повреждению мембранных структур (Биленко, 1989).

Основным источником образования свободных радикалов при ишемии является утечка электронов на 02 в дыхательной цепи митохондрий, а также аутоокисление моноаминов, синтез простагландинов и лейкотриенов (Halliwell В., Gutteridge J.M.C., 1999). Эти реакции значительно активируются на фоне ишемии, так как большинство из них являются Са. -зависимыми.

Наиболее значимое влияние при окислительном стрессе оказывает формирование супероксид-радикала (02*~) и NO-радикала (NO*) (Warner D.S. et al., 2004). Супероксид-радикал окисляет Fe-S- группы аконитазы — важного фермента в цикле трикарбоновых кислот (Gardner P.R., Fridovich I., 1991), а также при взаимодействии с NO" участвует в формировании пероксинитрита и в реакции Haber-Weiss (Liochev S.I., Fridovich I., 2002).

Особенно высоким цитотоксическим и мутагенным действием обладает гидроксильный радикал (ОН* - радикал), большая часть которого образуется в реакции Фентона с участием металлов переменной валентности (Владимиров с соавт., 1991). ОН* - радикал является фактором окислительной модификации белков, липидов, ДНК. Активно атакуя мембранные липиды, содержащие ненасыщенные двойные связи, ОН* - радикал усугубляет процесс перекисного окисления липидов и приводит к изменению свойств клеточных мембран (Болдырев А.А., 2001).

При этом в условиях развития окислительного стресса формирование продуктов липидной пероксидации стимулирует активацию пероксидазной активности цитохрома с. Известно, что большая часть цитохрома с в составе митохондрий содержится в комплексе с кардиолип ином на наружной поверхности внутренней мембраны митохондрий. При выходе цитохрома с из митохондрий в цитозоль инициируется каспазный каскад, приводящий к гибели клетки.

В связи с этим с выше сказанным является актуальным поиск новых антиоксидантных препаратов, применение которых при патологических состояниях, сопровождаемых гипоксическими процессами в тканях организма, остается одним из важнейших терапевтических способов лечения.

В данном исследовании были изучены эффекты двух флавоноидов: кверцетина и дигидрокверцетина, - на свободнорадикальные процессы и морфологические показатели в мозге, печени, сердце и крови при гипоксической гипоксии.

Отмечаемый в наших исследованиях неодинаковый прирост продуктов липопероксидации в мозге, печени, сердце и в крови при воздействии острой гипоксической гипоксии мы связываем с разной устойчивостью этих органов и тканей к гипоксии обусловленной их различиями в отношении активности антиокислительной системы (АОС), и в частности, с разным содержанием антиоксидантных ферментов.

Так, например, низкая активность каталазы определяется в мозге и сердце, а в печени и в крови он имеет максимальное значение (Лукьянова Л.Д. с соавт. 1982, Андреев А.Ю. с соавт. 2005, Morran M.S. et al. 1976).

Наиболее чувствительная ткань к недостатку кислорода — это нервная ткань. По интенсивности дыхания головной мозг занимает ведущее место среди крупных органов и тканей (Ашмарин И.П. с соавт., 1999). Именно поэтому мозг очень чувствителен к недостатку кислорода. Энергетическое обеспечение аэробных эукариотических клеток, в том числе и нейронов, осуществляется путем окислительного фосфорилирования — окисления восстановительных эквивалентов молекулярным кислородом с образованием АТР (Кургалюк Н.Н., 2002). Снижение перфузии ткани мозга при ишемии сопровождается уменьшенной доставкой кислорода и ведет к развитию гипоксического состояния головного мозга (Скворцова В.И.,

2003).0тносительно резистентности различных органов и тканей к гипоксии также представляют интерес данные, приведенные в работе Ю.В. Зиновьева и соавторов (1988), где показано, что сердце крыс является одним из наиболее чувствительных к гипоксии органов в связи с наибольшим по сравнению с другими органами скоростью гликолиза, а, следовательно, и с воспроизводством запасов АТФ.

Одной из возможных причин снижения темпов гликолиза в сердце может быть резкое уменьшение содержания гликогена в условиях острой гипоксии, что продемонстрировано в наших морфологических и гистохимических исследованиях, где мы наблюдали практически полное исчерпание запасов гликогена по ШИК — реакции в кардиомиоцитах в результате воздействия острой гипоксической гипоксии.

Кроме того, включение аварийных механизмов энергообеспечения сердца при стрессе, в частности, гипоксии, предполагает использование в качестве энергосубстратов и свободные жирные кислоты, что в условиях кислородного дефицита способствует интенсификации ПОЛ.

Что касается мозга, то дополнительным фактором, способствующим развитию оксидативного стресса, является высокое содержание в нем липидов (около 50% сухого вещества) ненасыщенные связи которых подвергаясь свободнорадикальной атаке становятся источником все новых и новых продуктов ПОЛ. (Владимиров Ю.А., 2000, Бодыхов М.К. с соавт., 2004, Васильева Е.М., 2005).

Менее выраженное накопление продуктов липопероксидации ДК и ТБК-реактивных продуктов в печени в условиях острой гипоксической гипоксии, продемонстрированный в данном исследовании, можно связать с более высоким по сравнению с другими органами и тканями содержанием ферментативных и неферментативных антиоксидантов. То есть, печень представляет собой своеобразное депо антиоксидантов с помощью которых она может принимать участие в регулировании процессов ПОЛ в организме.

Так, введение экспериментальным животным суммы природных антиоксидантов сопровождается увеличением их в печени почти в 40 раз (ХраповаН.Г. 1977).

В пользу высокой антиоксидантной оснащенности печени свидетельствуют и данные, полученные на животных - опухоленосителях, где было установлено, что оттекающая от печени кровь обладает высокими антирадикальными свойствами. (Иванов И.И., 1966).

Кроме того, печень благодаря своей детоксицирующей функции принимает активное участие в обезвреживании токсических продуктов накапливающихся в организме в процессе ПОЛ и способных поддерживать реакции липопероксидации (Бреэхман И.И. с соавт. 1970, Голиков С.Н. с соавт. 1986).

Важным моментом для понимания особенностей перекисного метаболизма, имеющих место в условиях острой гипоксической гипоксии, а также механизма реализации активности исследуемых препаратов, по нашему мнению, является характер взаимосвязи между показателями системы антиоксидантной защиты и содержанием продуктов ПОЛ, т.е. существование тесной зависимости процессов липопероксидации и показателей антиоксидантной системы.

Анализ взаимоотношений между этими двумя процессами позволяет расценивать их как двусторонние причинно-следственные отношения: снижение величины антиоксидантной активности, с одной стороны, может быть предпосылкой, условием, способствующим активации процессов ПОЛ и накоплению продуктов липоперекисной природы, а с другой — следствием усиления процессов ПОЛ, при котором происходят потребления неферментных антиоксидантов и инактивация ферментного звена антиоксидантного механизма (Мхитарян В.Г. с соавт., 1978; Varskeviciene Z.Z. etal. 1984).

Ряд авторов утверждают (Дудник Л.Б. с соавт., 1981; 1981 а), что снижение активности антиоксидантных ферментов являются основной причиной активации СРП в условиях нарушенного кислородного гомеостаза.

Вместе с тем, имеются наблюдения, свидетельствующие о том, что повышению активности реакций переокисления при гипоксии не обязательно предшествует снижению активности ферментных систем. Так в работе В.Д. Конвай (1982) было показано, что накопление первичных и вторичных продуктов ПОЛ в головном мозге крыс во время асфиксии и после реанимации происходило на фоне неизменной активности антиоксидантных ферментов в печени животных в реанимационном периоде. Аналогичные результаты были получены в данном исследовании.

Мы придерживаемся той точки зрения, которая предполагает первичным в сложной цепи взаимодействующих факторов избыточное накопление продуктов ПОЛ. Именно последним- обстоятельством объясняется, на наш взгляд, снижение активности ферментных антиоксидантов при воздействии острой гипоксической гипоксии. Фармакологические препараты кверцетин и в большей степени дигидрокверцетин, снижающие содержание продуктов ПОЛ или сдерживающие их избыточное накопление во время гипоксического воздействия повышают активность антиоксидантных ферментов за счет устранения ингибирующего влияния на них продуктов перекисного метаболизма. Также эти флавоноиды способных оказывать прямое влияние на ферменты, взаимодействуя с аминокислотными радикалами полипептидной цепи и тем самым изменяя конформацию белковой молекулы, что способствует изменению свойств фермента (кинетика катализируемой реакции, взаимодействие с модуляторами и др.). Именно этим механизмом на наш взгляд можно объяснить и подъем активности СОД и каталазы выше контрольного уровня при применении исследуемых флавоноидов.

Здесь следует также отметить, что каталаза является одним из ключевых ферментов антиоксидантного механизма и активно участвует в нерадикальном разложении перекиси водорода (Н202) до воды либо по каталазному, либо по пероксидазному механизму соответственно при высоких и низких концентрациях Н202 (Лукьянова Л.Д. с соавт., 1982).

Однако Н2О2 является субстратом не только для каталазы, но и для пероксидазы. Ранее существовала точка зрения, согласно которой каталаза может вступать в действие лишь при очень высоких концентрациях Н2О2 в клетке, а в физиологических условиях функцию ее разложения выполняет пероксидаза. И только после опубликования работ N.Oshino стало ясно, что оба фермента ответственны за процесс, контролирующий поддержание стационарной концентрации Н2О2 на различных субклеточных уровнях и в различных типах клеток; в метаболизме Н202 ни один энзиматический путь не исключает другого. В условиях, когда падает активность пероксидазы, большой субстратной доступностью обладает каталаза, что в свою очередь вызывает субстратзависимую активацию каталазной системы. Эта точка зрения вполне согласуется с данными, согласно которым увеличение концентрации Н2О2 из-за подавления каталитической способности каталазы азидом и цианидом вызывает повышение активности оставшейся каталазы и тем самым постепенно уменьшает содержание Н202 в клетке.

Активность каталазы, превышающая контрольный уровень в группе животных, находящихся в условиях острой гипоксии на фоне введения дигидроквертицина также, на наш взгляд, опосредована субстратом и связана с высокой активностью СОД, так как в процессе СОД-зависимой дисмутации супероксидного анион-радикала происходит образование и накопление Н2Ог в клетке.

С устранением исследуемыми флавоноидами (в большей степени дигидрокверцетином) ингибирующего влияния на СОД продуктов перекисного метаболизма мы связали выявленную в наших исследованиях активность этого антиоксидантного фермента достоверно превосходящую таковую в контрольной группе животных во всех исследуемых органах и в крови.

Таким образом, введение кверцетина и в большей степени дигидрокверцетина оказывает четкий защитный эффект при острой гипоксической гипоксии подавляя накопление продуктов липопероксидации ДК и МДА в мозге, печени, сердце и в крови действуя как «ловушка» свободных радикалов и повышая активность ферментов АОС (СОД, каталазы, пероксидазы и ЦП). Это согласуется с данными литературы. Так, в работе Е.М. Демина, Е.В. Проскурякова и Ю.А. Владимирова (2008) установлено, что дигидрокверцетин и рутин (кверцетин-3-рутинозид) угнетают пероксидазную активность связанного с кардиолипином цитохрома с, обрывает цепи окисления, тормозя тем самым развитие цепной реакции окисления.

Происходящая под влиянием кверцетина и в большей степени дигидрокверцетина перестройка метаболической утилизации кислорода, создавая энергетические предпосылки для повышения переносимости кислородного голодания, способствует формированию противогипоксической устойчивости и позволяет рассматривать использование указанных фармакологических средств, как весьма перспективное направление в формировании экстренной адаптивной реакции к гипоксии.

Также в данном исследовании было показано ухудшение деформируемости эритроцитов при активации процессов перекисного окисления липидов и снижении факторов антиоксидантной защиты при острой гипоксической гипоксии.

Внутриклеточные накопления перекисей липидов, возникающие при аутоокислении полиненасыщенных жирных кислот мембран снижает деформируемость эритроцитов. Активация свободнорадикальных процессов обусловливает гемореологические нарушения, реализуемые через повреждение циркулирующих эритроцитов (потерей мембранных липидов, повышения жесткости билипидного слоя, агрегации мембранных белков), оказывая опосредованное влияние и на другие показатели кислородтранспортной функции крови и в целом транспорт кислорода в ткани.

В ряде работ показано, что деформируемость эритроцитов происходит на фоне накопления кислородным радикалам, что проявляется в увеличении времени их прохождения через поры фильтра и обусловлено перекисным сшиванием спектрина и гемоглобина, предупреждаемое введением супероксиддисмутазы и каталазы. Широкий арсенал механизмов поддержания «гомеостаза вязкости» биологической мембраны не допускает дезинтеграцию ее многоклеточной системы. Супероксидисмутаза, вместе с другими компонентами антиоксидантной системы, обеспечивает регуляцию прооксидантно-антиоксидантного состояния организма через стабилизацию мембранных структур клетки. Несомненно, основным проявлением повреждающего действия радикалов на мембраны является деструкция- ее липидного компонента (Ymre S.G. с соавт., 1994; Baskurt O.K., 1996). Позитивный эффект экстракта Lychnis chalcedonica L. на деформируемость эритроцитов обусловлен его антиоксидантными свойствами (Плотников М.Б. с соавт., 2005). Кратковременная инкубация эритроцитов от больных диабетом с креатинином улучшало их фильтруемость и устойчивость к свободнорадикальному окислению, обусловленному его способностью ингибировать процессы перекисного окисления липидов, что вносит вклад в поддержание нормальной деформируемости эритроцитов (Lipovac V. с соавт., 2000).

В работе Т.М. Плотниковой и соавторов (1992) в опытах на крысах с острой ишемией мозга (ишемию мозга воспроизводили 30-минутной перевязкой обеих сонных артерий и последующей рециркуляцией) показано, что этомерзол, ограничивая накопление первичных и вторичных продуктов липидной пероксидации в мембранах эритроцитов, предупреждает нарушение их микровязкости и деформируемости.

Окислительное повреждение эритроцитов сопровождается изменениями белкового и липидного компонента клеточных мембран. Исследование деформируемости эритроцитов методом всасывания в микропипетку на различных моделях окислительного стресса выявило наличие значимой отрицательной логарифмической корреляции между эластическим мембранным модулем, коэффициентом вязкости и содержанием тиольных радикалов в мембранных белках (Wang X. с соавт., 1999). Методом электрофореза установлено, что мембранные белки образуют путем взаимодействия с тиольными радикалами высокомолекулярный компонент, который затрудняет конформационные изменения мембранных протеинов. Эти экспериментальные результаты предполагают, что реакции окислительного повреждения тиольных радикалов супероксиданионом может быть важным молекулярным механизмом, вызывающими изменения вязкоэластичности мембран и деформируемости эритроцитов. Активация процессов перекисного окисления липидов является важным механизмом ухудшения деформируемости эритроцитов при различных патологических состояниях.

Возросшая ригидность эритроцитов обусловливает увеличение вязкости крови, что требует роста энергозатрат сердца на обеспечение продвижения крови по сосудистому руслу, ухудшение деформируемости эритроцитов.

Деформируемость эритроцитов является не только важным фактором транспорта кислорода в ткани и обеспечении их потребности в нем, но и механизмом, влияющим на эффективность функционирования антиоксидантной защиты, и в конечном итоге, всей организации поддержания прооксидантно-антиоксидантного равновесия всего организма. Деформируемость эритроцитов формирует кислородтранспортную функцию крови и обеспечивает достижение полезного приспособительного результата системы транспорта кислорода. Оценка данного показателя чрезвычайно важна для характеристики функционального состояния организма.

Обобщая данные, полученные нами при морфологических исследованиях в тканях головного мозга, сердца и печени можем отметить, что острая гипоксия, безусловно, оказывает повреждающее действие на морфологические структуры в указанных органах, обусловливает нарушение микроциркуляции, вызывает дистрофические очаги в исследуемых тканях. Антиоксидант ДГК изменяет процессы пероксидации, препятствуя возникновению морфологических изменений, характерных для острой гипоксии, а также улучшению реологических свойств крови.

Кроме того, мы предполагаем, что такое существенное увеличение ИДЭ при применении ДГК может в определенной степени объясняться следующими факторами:

1) Деформируемость эритроцитов является одной из наиболее лабильных характеристик крови, которая чувствительно реагирует на изменение практически любого метаболического процесса в эритроцитах, и в целом всего организма. При острых заболеваниях изменения деформируемости эритроцитов проявляются очень быстро, даже в течение нескольких минут.

2) При таком способе введения, который использовался в наших экспериментах (внутрибрюшной), препараты быстро поступают в системный кровоток, так как листки брюшины обладают очень высокой резорбционной способностью.

3) В работе Н.Б. Мельниковой и соавторов (2002) в модельном эксперименте показано, что ДГК в течение 30 минут (а именно такой временной промежуток мы использовали в наших экспериментах до помещения животных в барокамеру после введения препаратов) очень быстро и эффективно взаимодействует как с липофильными, так и гидрофильными компонентами мембран.

4) Рабочая доза препаратов 30 мг/кг используемая в наших исследованиях укладывается в рамки суточной потребности в веществах, обладающих Р-витаминной активностью (Покровский А.А. с соавт., 1971; Ильюченко Т.Ю. с соавт., 1975).

Мы полагаем, что единовременное поступление в организм флавоноидов, в дозе соответствующей суточной норме потребления, приводит к достаточно существенному оснащению мембранных структур клеток молекулами этих препаратов.

Так в работе А.В. Савич (1981) показано, что в клеточных мембранах на одну молекулу антиоксиданта тормозящего перекисное окисление липидов приходится несколько тысяч молекул полиненасыщенных жирных кислот (претерпевающих перекисное окисление в составе фосфолипидов).

В этом отношении также очень интересна работа, где на примере антиоксиданта витамина Е (токоферола) показано следующее: отмечалось снижение содержания витамина Е в печени и сердце крыс, получавших полусинтетическую диету с низким уровнем витамина Е (6 мг/кг) (Архипенко Ю.В. с соавт., 1988).

За 2 месяца содержания на диете с добавкой 6 мг DL-a-токоферилацетата на 1 кг рациона, количество токоферола в печени и сердце крыс снизилось соответственно в 2,2 и почти в 3 раза. Однако ни в печени, ни в сердце животных из этой группы не было отмечено изменений содержания первичных и вторичных продуктов ПОЛ, а также активности исследованных антиоксидантных ферментов по сравнению с тканями животных, получавших полусинтетический рацион с добавкой 100 мг/кг витамина Е. По мнению авторов данной работы, уровень снабжения витамином Е организма крысы, обеспечиваемый его концентрацией в рационе 6 мг/кг, достаточен для поддержания антиоксидантной защиты организма. И это наблюдается при снижении содержания витамина в клетках почти в 3 раза по сравнению с контролем.

Анализ литературы отечественных и зарубежных авторов свидетельствует о том, что научных работ по данной проблеме немного.

В результате анализа проведенных биохимических исследований установлено, что на фоне воздействия острой однократной 30 минутной гипоксии происходит активация СРП. Кроме того, острая гипоксия оказывает ингибирующее действие на активность антиоксидантых ферментов в исследуемых тканях.

Предварительное введение биофлавоноидов (кверцетина и дигидрокверцетина) оказывало протекторное действие, более выраженное при введении ДГК, на ряд отрицательных эффектов острой гипоксии, что проявлялось в стабилизирующем влиянии на процессы ПОЛ, активность ферментов АО защиты, СОД, каталазы, пероксидазы и ЦП, достоверному возрастанию индекса деформируемости эритроцитов.

Острая гипоксия рассматривается как стресс, в котором повышен запрос к активности систем, обеспечивающих борьбу за кислород, в частности, систему крови (Меерсон Ф.З., 1981; Миррахимов М.М. с соавт., 1984; Меерсон Ф.З. с соавт., 1988; Погорелова Т.Н. с соавт., 1990).

В механизме гипоксических нарушений кровотока важное значение имеют изменения реологических свойств крови, которые проявляются увеличением агрегации и жесткости эритроцитов, падением их деформирующей способности (Плотникова Т.М. с соавт., 1992; Hirayama Т. с соавт., 1986).

Под влиянием однократной острой гипоксии отмечено снижение деформируемости эритроцитов, что проявилось в уменьшении ИДЭ в 2-ой группе животных на 42,9 по сравнению с контролем.

Позитивные изменения в структурно-функциональном состоянии клеточных мембран эритроцитов на фоне предварительного введения ДГК привели к увеличению деформируемости эритроцитов.

Полученные данные свидетельствуют о том, что интенсивность СРП, уровень активности каталазы и пероксидазы играют важную роль в механизмах реализации гипоксического воздействия на реологические свойства крови, а также о возможностях коррекции возникающих при этом нарушении биофлавоноидами.

Ряд биохимических показателей отражает общий итог реакций многих клеток и не дают представлений о сложности клеточных превращений. Поэтому гистологическая оценка клеточных изменений приобретает важное значение, поскольку позволяет разграничить патологические и приспособительные реакции, происходящие одновременно.

Гистологами разработаны методы, позволяющие оценить характер морфологических изменений в органах и тканях при экстремальном воздействии острой гипоксии.

Мы провели морфологические исследования после введения кверцетина и дигидрокверцетина в качестве протекторов при острой гипоксии. При этом эффект от введения ДГК при гипоксической гипоксии был более выраженным, чем при введении кверцетина.

Проведенные морфологические исследования свидетельствуют о том, что острая гипоксия вызывает циркуляторные расстройства во всех исследуемых тканях, заключающихся в значительном периваскулярном и перицеллюлярном отеке. В просветах кровеносных сосудов наблюдается гемолиз эритроцитов.

Гепатоциты подвергались значительной зернистой и гидропической дистрофии. У животных, получавших до гипоксического воздействия ДГК, отмеченные изменения выражены в меньшей степени. Дистрофические изменения клеток нервной ткани и миокарда также менее выражены. Нейроциты отчетливые, мозговая оболочка четкая, некроз гладкомышечных клеток миокарда и гемолиз эритроцитов встречается редко, отчетливо выражена поперечнополосатая исчерченность гладкомышечных клеток.

В настоящее время накопилось большое количество исследований клинического и экспериментального характера посвященных вопросу биохимических и морфологических изменений внутренних органов, в частности головного мозга, сердца, печени при гипоксических состояниях (Португалов В.В. с соавт., 1968; Гоникман В.И., 1969; Матвеева Т.С., 1976; Клещинов В.Н., 1987; Сирота А.Р., 1988; Лукьянова Л.Д., 1991; Савельева Г.М. с соавт., 1991; Bischoff, 1969).

Исследованиями, проведенными в этом направлении, было показано, что поражение сердечной мышцы при гипоксии в основном характеризуется: 1) интенсификацией процессов свободнорадикального окисления, в частности ПОЛ;

2) нарушением энергообразования, накопления и потребления энергии;

3) нарушением микроциркуляции и реологических свойств крови;

4) нарушением структурно-функциональной организации сердечной мышцы с образованием дистрофических и некробиотических очагов. (Меерсон Ф.З., 1973; Зарифьян А.Г., 1974; Мусаева Д.М. с соавт., 2004; Надев А.В., 2004; Хрептовский A.M., 2004; Alexander J.K., 1966; Kotmier С.А. et al., 1966; Romeo D.C. et al., 1966).

Важным показателем реологических свойств крови является деформируемость эритроцитов. При различных патологических снижение деформируемости эритроцитов преимущественно обусловлено повреждением их мембран, и ведущая роль нарушений принадлежит активации процессов ПОЛ.

Уровень деформируемости эритроцитов играет важную роль, поскольку ослабление деформируемости эритроцитов в областях перераспределения кровотока, артериальных сужений приводит к локальному нарушению кровотока, повышению вязкости крови. Эти нарушения могут в свою очередь вызвать травматические повреждения эндотелия либо даже разрушение тромбоцитов (Сигал В.Л., 1989; Катюхин Л.Н., 1995; Stolyz J.F., 1982; Simeon S. et al., 1987; Becker R.C., 1993; SomerT. et al., 1993). Возрастание показателя деформируемости эритроцитов под влиянием введения биофлавоноидов (особенно дигидрокверцетина) в условиях гипоксической гипоксии наблюдается одновременно с очевидным положительным влиянием флавоноидов на про-антиоксидантный баланс в разных тканях экспериментальных животных. Это свидетельствует в пользу взаимосвязи между биохимическими и морфологическими исследованиями в органах и тканях при острой гипоксии. Изучение биохимических и морфологических аспектов влияния гипоксии позволяет оценить уровень поражения органов и тканей при данном режиме гипоксии.

Также интересным, на наш взгляд, является неоднозначное влияние биофлавоноидов на функциональное состояние разных антиоксидантных систем, как в разных тканях, так и при разных условиях.

Например, кверцетин, введенный интактным животным, способствует повышению активности каталазы во всех исследованных тканях, но в условиях гипоксии, активность данного фермента понижается, причем наиболее значимо в мозге и сердце (рис. 26). Можно предположить, что это происходит в результате того, что в этих тканях активность каталазы значительно ниже активности глутатионпероксидазы, которая и играет роль фактора, снижающего уровень перекиси водорода при интенсификации СРП. Однако если проанализировать результаты исследования введения дигидрокверцетина как интактным, так и крысам при гипоксической гипоксии, то можно отметить иную картину влияния дигидрокверцетина на активность каталазы.

80 60 40 20 0 -20 -40 К Г мозг печень сердце кровь

Рис. 26. Изменения активность каталазы в разных тканях крыс, находящихся в условиях предварительного введения флавоноидов перед гипоксической гипоксией, относительно контрольного уровня К - кверцетин; ДК - дигидрокверцетин Причем, в обоих функциональных состояниях (контроль или гипоксия) введение дигидрокверцетина одинаково сказывалось на активности этого фермента в разных тканях. Вероятно, кверцетин обладает меньшими эффектами на каталазную активность по сравнению с дигидрокверцетином.

40 ЗО 20 Ю О -10 -20 -ЗО

-4 О ллозг печень сердце кровь

Рис. 27. Изменения активность глутатионпероксидазы в разных тканях крыс, находящихся в условиях предварительного введения флавоноидов перед гипоксической гипоксией, относительно контрольного уровня

К - кверцетин; ДК - дигидрокверцетин * - достоверные отличия (р<0,05) показателей относительно контрольного уровня

С другой стороны, эффекты биофлавоноидов значительно различаются и относительно их влияния на активность ГПО (рис. 27). Так, введение контрольным крысам кверцетина приводит к повышению активности ГПО преимущественно в сердце, тогда как введение дигидрокверцетина - к повышению активности ГПО в мозге. В условиях гипоксии наиболее выраженное понижение активности ГПО при введении кверцетина происходило в сердце, а при введении дигидрокверцетина, напротив, в сердечной ткани понижение активности фермента было несущественным. Сходные изменения относительно контроля происходили и с активностью глутатионредуктазы в разных тканях и разных функциональных состояниях. Это, тем не менее, частично расходится с данными литературы, согласно которым большинство флавоноидов способны ингибировать глутатионредуктазу, но активировть глутатионпероксидазу (Н. Nagata et al., 1999).

Таким образом, полученные данные демонстрируют высокую антиоксидантную активность кверцетина и дигидрокверцетина в условиях острой гипоксической гипоксии и указывают на перспективность использования исследованных биофлавоноидов в профилактике и лечении различных заболеваний, сопровождающихся гипоксией и дисбалансов в системе перекисного окисления липидов.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Накусов, Тамерлан Тамерланович, Ростов-на-Дону

1. Абрамова Ж.И., Оксигендлер Г.И. Человек и противоокислительные вещества. Л.: Наука, 1985. - 232 с.

2. Агаджанян Н.А., Миррахимов М.М. Горы и резистентность организма.- М.: Наука, 1970. 183 с.

3. Агаджанян Н.А. Организм и газовая среда обитания. — М.: Медицина, 1972.-245 с.

4. Александрова А.Е. Антигипоксическая активность и механизмы действия некоторых синтетических и природных соединений.// Эксперим. и клинич.фармакология, 2005. Т. 68. - № 5. - С. 72-78.

5. Андреев А.Ю., Кушнарева Ю.Е., Старков А.А. Метаболизм активных форм кислорода в митохондриях. Обзор.// Биохимия, 2005. Т.70. -Вып.2. - С. 246-264.

6. Андреева В.А. Фермент пероксидаза. М.: Наука, 1988. - 127 с.

7. Антонова Г.Ф., Ткжавкина Н.А. Водорастворимые вещества лиственницы и возможности их использования. // Химия древесины, 1983. -№ 2 С.89-96.

8. Ашмарин И.П., Стукалов П.В., Ещенко Н.Д. Биохимия мозга.- СПб.: Изд-во Санкт-Петерб. унив-та, 1999.- 576 с.

9. Ю.Башкиров А.А. Физиологические механизмы адаптации к гипоксии.// Адаптация человека и животных к экстремальным условиям внешней среды. Сборник научных трудов. М.: Издательство УДН, 1985. — С. 10.

10. П.Березовский В .А., Сушко Б.С. Профиль концентрации кислорода в клетке и некоторые спорные вопросы перемещения свободного кислорода в биологических объектах.// Физиологический журнал, 1984. — Т.ЗО. № 3.- С. 345-353.

11. Биленко М.В. Ишемические и реперфузионные повреждения органов. М.: Медицина, 1989. - 368 с.

12. Бодыхов М.К., Федоров В.Н., Скворцова В.И. Свободные радикалы при ишемии головного мозга.// Инсульт, 2004. № 10. - С.33-38.

13. Н.Болдырев А.А. Окислительный стресс и мозг.// Соросовский образовательный журнал, 2001.- Т. 7.- № 4.- С. 21-28.

14. Бондарь Т.Н., Ланкин В.З., Антоновский В.Л. Восстановление органических гидроперекисей глутатионпероксидазой и глутатион-S-трансферазой: влияние структуры субстратаУ/Докл. АНСССР, 1989. -Т. 304,- № 1.-С. 217-220.

15. Брехман И.И., Голотин В.Г., Добрякова А.И., Гоненко В.А. О накоплении хинонов и липидных перекисей в печени крыс при различных видах стрессирующих воздействий.// Лекарственные средства Дальнего Востока. Владивосток, 1972. — Вып. 11. - С.31-34.

16. Бунятян А.А. / Руководство по кардиоанестезиологии / А.А. Бунятян, Н.А. Трекова / Изд-во: медицинского информационного агентства. -М., 2005.-С. 88.

17. Бурлакова Е.Б., Храпова Н.Г. Перекисное окисление липидов мембран и природные антиоксиданты. //Успехи химии, 1985. Т.54. - № 9. - С. 1540-1558.

18. Васильев А.П. Определение индекса деформируемости эритроцитов.// Лаб. дело, 1991. № 9. - С. 44-46.

19. Васильев В.Ф., Вичутинский А.А.// Докл. АН СССР, 1962. Т. 145. - № 6.-С. 1301.

20. Величковский Б.Т. Свободнорадикальное окисление как звено срочной и долговременной адаптации организма к факторам окружающей среды. // Вестник РАМН, 2001. № 6. - С. 45-52.

21. Васильева Е.М., Баканов М.И., Поддубная А.Е., Шор Т.А. Перекисное окисление липидов при неврологической патологии у детей. // Клин, лаб. диагностика, 2005 . № 2. - С.8-12.

22. Виноградов В.М., Урюпов Ю.Ю. Гипоксия как фармакологическая проблема.// Фармакология и токсикология, 1985. № 4. - С.9-20.

23. Владимиров Ю.А., Арчаков А.И. Перекисное окисление липидов в биологических мембранах. М.: Наука, 1972. - 252 с.

24. Владимиров Ю.А. Свободные радикалы и антиоксиданты.//Вестник РАМН, 1998. № 7. - С. 43-51.

25. Владимиров Ю.А., Азизова О.А., Деев А.И., Козлов А.В., Осипов А.Н., Рощупкин Д.И. Свободные радикалы в живых системах. // Итоги науки и техники. Сер. Биофизика, 1991. Т. 29. - 249 с.

26. Владимиров Ю.А. Свободные радикалы в биологических системах. // Соросовский образовательный журнал. Биология, 2000. № 12. - С. 1319.

27. Волин М.С. Дэвидсон К.А., Камински П.М. и др. Механизмы передачи сигнала оксидант оксид азота в сосудистой ткани. // Биохимия, 1998.- Т. 63. № 7. - С. 958-965.

28. Втюрин Б.В. Электронно-микроскопические исследования миокарда при острой гипоксии. // Труды IV Всесоюзного съезда патологоанатомов. Кишинев, 1965. - С. 40.

29. Голиков С.Н., Саноцкий И.В., Тиунов JI.A. Общие механизмы токсического действия. М.: Медицина, 1986 - 278 с.

30. Гоникман В.И. Морфологические изменения во внутренних органах крыс в условиях высокогорья.// Мат. VI объединенной науч. конф. мед. и научно-исследовательских институтов. Ростова-на-Дону, 1969.-С.57-59.

31. Грек О.Р. Противогипоксические свойства ненасыщенных аминов и их влияние на процессы расхода кислорода в тканях: Автореф.дис. д-ра мед. наук. М., 1982. - 36 с.

32. Данияров С.Б., Кононец И.Е., Наумова Т.Н., Тюраканова Н.Э. Состояние сердечно-сосудистой системы в условиях высокогорья Киргизии. — Фрунзе: Илим, 1982. 116 с.

33. Дзуцева Э.И., Кулагин В.И., Бурова С.А. и др. Влияние диквертина на интенсивность процесса перекисного окисления липидов у больных сахарным диабетом при лечении грибкового поражения ногтей. // Клин, лаб. диагностика, 2003. № 4. - С. 11-13.

34. Дремина Е.С., Шаров B.C. Владимиров Ю.А. Использование кинетики Fe2+ индуцированной хемимонесценции в трис-буферной суспензии липосом для исследования антионсидентной активности плазмы крови. // Биофизика, 1993. - Т. 38. - Вып. 6. - С . 1047-1052.

35. Дубинина Е.Е. Роль активных форм кислорода в качестве сигнальных молекул в метаболизме тканей при состояниях окислительного стресса. // Вопр. мед.химии, 2001. Т. 47. - № 6. - С. 561-581.

36. Л.Д. Дудник, А.К. Тихазе, А.В. Алесенко, В.З. Ланкин, Е.Б. Буплакова. Изменение активности супероксиддиемутазы и глутатоипероксмдазы в процессе интенсификации перекленого окисления липидов при ишемии печени.// Вопр. мед. химии, 1981. № 4. - С. 451-453.

37. Дудник Л.Б., Биленко М.Н., Алексеенко А.В. и др.// Вопр. мед. химии, 1981. Т. 27. - Вып. 3. - С. 380-383.

38. Ефуни С.Н., Шпектор В.А. Гипоксические состояния и их классификация // Анестез и реанимат, 1981.-№2.-С. 3-12.

39. Жапаров Б.Ж. Влияние высокогорья на клеточные и внутриклеточные структуры миокарда экспериментальных животных. Сборник научных трудов./ В кн.: Вопросы адаптации к условиям высокорья. // Сб. трудов СГМИ, 1973. Т. 90. - С. 25-37.

40. Жиронкин А.Т. Кислород. Физиологическое и токсическое действие. -Л.: Наука, 1972.-170 с.

41. Жиронкин А.Т. Роль различных отделов головного мозга в происхождении судорог при повышенном давлении кислорода. /В кн.: Функции организма в условиях измененной газовой среды. Л.-М., 1955. — Т. I. — С. 32.

42. Жоробекова Ш.Ж. Макролигандные свойства гуминовых кислот. — Фрунзе: Илим, 1987. 194 с.

43. Журавлев А.И. Биоантиокислители в животном организме. // Бионтио-кислители. -М.: Наука, 1975. С. 15-29.

44. Иванов И.И. Изучение процессов злокачественного роста методом сверхслабой хемилюминесценции: Автореф. дис.канд. мед. наук- М., 1966.-24 с.

45. Ильюченок Т.Ю., Хоменко А.И., Фригидова JI.M. и др. Фармакологические и радиозащитные свойства некоторых производных D- пирона (флаваноны и флаванолы). // Фармакология и токсикология, 1975. № 5.-С. 607-612.

46. Кадывкина З.М., Колмаков В.Н., Радченко В.Г. Проницаемость эрит-роцитарных мембран у больных с хроническими заболеваниями печени.// Клин, медицина, 1987. № 8. - С. 57-59.

47. Казакбаева Р.А. Влияние условий высокогорья на структуру миокарда. /В кн.: Пластичность и реактивность тканевых структур и сосудистой системы. Фрунзе, 1972. - С.240-241.

48. Казакова П.Б., Хохрина Н.Т. Морфологические изменения в головном мозге после перенесенной при рождении асфиксии (к патогенезу умственной отсталости). // Ж. невропатал. и психиатр., 1979. — Вып. 7. — С. 857-864.

49. Камышников B.C. Справочник по клинико-биологической диагностике Минск: «Беларусь», 2000. - Т. 2.

50. Катюхин JT.H. Реологические свойства эритроцитов. Современные методы исследования.// Физиол.журнал им. И.М.Сеченова, 1995. Т. 81. -№6.-С. 122-129.

51. Кемень Т., Антал М. Значение энергетической системы эритроцитов в адаптации организма./ В кн.: Проблемы биохимической адаптации- М.: Медицина, 1966. С. 51- 55.

52. Китаев М.И., Тулебеков Б.Т., Собуров К.А. Неспецифическая резистентность организма при адаптации к высокогорью и деадаптации. — Фрунзе: Илим, 1990. 117 с.

53. Клебанов Г.И., Теселкин Ю.О., Бабенкова И.В. и др. Ингибирование дигидрокверцетином свободно-радикального окисления липидов сухого молока.// Биотехнология и управление, 1995. № 1.- С. 36-39.

54. Клещинов В.Н. Особенности ультраструктуры нейронов с явлениями гиперхромии и вакуолизации, обнаруживаемых в нервной ткани после гипоксии.// Бюл.эксперим. биологии и медицины, 1987.- № 11.- С. 622625.

55. Коган А.Х., Кудрин А.Н. Кактурский А.В., Лосев Н.И. Свободноради-кальные перекисные механизмы патогенеза ишемии и инфаркта миокарда и их фармакологическая регуляция.// Патол. физиология и экс-перим.терапия, 1992. № 2. - С.5-15.

56. Кожевников Ю.Н. О перекисном окислении липидов в норме и при патологии./ Вопросы мед.химии. М.: Медицина, 1985. - Т. XXXI. — С. 57-64.

57. Колесниченко Л.С., Кулинский В.И. Глутатионтрансферазы. // Успехи совр. биол., 1989.- Т. 107. № 2. - С. 179-194.

58. Колесова Г.М., Ягучинский Л.С. Митохондрии. М.: Наука, 1974. - С. 78-91.

59. Колчин И.Н., Попович Л.Ф., Грабовский Л.А. и др. Эффект ингибитора 5-липоксигепазы кверцетина на функциональные и морфологическиепроявления повреждения миокарда при ишемии и реперфузии сердца.// Кардиология, 1990. Т. 30. - № 3. - С.72-75.

60. Колчинская А.З. О классификации гипоксических состояний. // Пат. физиол., 1981. Вып. 4. - С. 3-10.

61. Конвай В.Д. // Патологическая физиол., 1982. № 5. - С. 30-32.

62. Корнеев А.А. Лукьянова Л.Д., особенности энергетического обмена и сократительная способность миокарда крыс с разной чувствительностью к кислородной недостаточности. // Пат физиология и экспер. тер., 1987.-№3.-С. 53-55.

63. Королюк М.А., Иванова Л.И., Майорова И.Г., Токарев В.Е. Метод определения активности каталазы // Лаб. дело.-1988.-№1.-С. 16-19.

64. Кондрашова М.Н. Фармакологическая коррекция гипоксических состояний. -М., 1989. С.51-66.

65. Кондрашова М.Н., Каминский Ю.Г., Маевский Е.И. Янтарная кислота в медицине, пищевой промышленности, сельском хозяйстве.- Пущино, 1996.- 172 с.

66. Королюк М.А., Иванова Л.И., Майорова И.Г., Токарев В.Е. Метод определения активности каталазы. // Лаб. дело, 1988. № 1. - С. 16-19.

67. Косицын Н.С., Реутов В.П., Свинов М.М. Ионкина Е.Г. Механизмы ультраструктурных изменений клеток тканей млекопитающих при гипоксии.// Тезисы докладов I Российского конгресса по патофизиологии -М., 1996.-С.120.

68. Костюк В.А., Потапович А.И., Терещенко С.М., Афанасьев И.Б. Антиокислительная активность флавоноидов в различных системах пере-кисного окисления липидов.// Биохимия, 1988. — Т. 53. Вып.8. — С.1365- 1369.

69. Кричевская А.А., Лукаш А.И., Броновицкая З.Г. Биохимические механизмы кислородной интоксикации. Ростов-на-Дону: Издательство Ростовского университета, 1980. - 116 с.

70. Кубатиев А.А., Тюкавкина Н.А., Ядигарова З.Т. и др. Влияние диквер-тина на содержание циклических нуклеотидов в трамбоцитах. // Бюл. эксперим. биол. и мед., 1999.- Т. 128. № 9. - С.267- 269.

71. Кубатиев А.А., Ядигарова З.Т., Рудько И.А. и др. Подавление диквер-тином АДФ и тромбининдуцированного накопления цитоплазматиче-ского кальция в тромбоцитах человека.// Хим.-фарм. журнал, 1999. № 12.-С. 3-4.

72. Кулиненский В.И., Колесниченко JI.C. Биологическая роль глутатиона. // Успехи соврем, биол., 1990. Т. 1. - № 4. - С. 20-83.

73. Кулинский В.И. Активные формы кислорода и оксидативная модификация макромолекул: польза, вред и защита.//Сорос.Образ.журн., 1999. -№ 1 С. 2-7.

74. Кургалюк Н.Н. Оксид азота как фактор адаптационной защиты при гипоксии.// Успехи физиологических наук, 2002.- Т. 33.- № 4.- С. 65-79.

75. Лакомкин В.Л., Коновалова Г.Г., Каленикова Е.И. и др. Изменение антиоксидантного статуса миокарда под влиянием коэнзима Qw при окислительном стрессе.// Биохимия, 2005. Т. 70. - Вып. 1. - С. 97-104.

76. Ланкин В.З. Метаболизм липоперекисей в тканях млекопитающих. /В кн.: Биохимия липидов и их роль в обмене веществ. — М.: Наука, 1981. С.75-95.

77. Ланкин В.З. Тихазе А.К., Осис Ю.Г. и др. Ферментативная регуляция перекисного окисления липидов в биомембранах: роль фосфалипазы А2 и глутатионтрансферазы. // Докл. АНСССР, 1985. Т. 281. - Вып. 1. -С. 204-207.

78. Ланкин В.З., Тихазе А.К., Беленков Ю.Н. Свободнорадикальные процессы при заболеваниях сердечно-сосудистой системы (Обзор). // Кардиология, 2000. № 7. - С. 48-61.

79. Ларкий Э.Г. Методы определения и метаболизм металлобелковых комплексов.// Итоги науки и техники. Сер.Биологичнская химия, 1990. — Т.41.-185 с.

80. Левченко О.С., Новиков В.Е., Парфенов Э.А. Антигипоксическая активность новых производных кумарина.// Вятский медицинский вестник, 2004. № 2 -4 . - С. 40-43.

81. Лукьянова Л.Д., Балмуканов Б.С. Уголев А.Г. Кислородзависи-мые процессы в клетке и ее функциональное состояние. — М., 1982. — 263 с.

82. Лукьянова Л.Д. Фармакологическая коррекция гипоксических состояний- М.: Наука, 1989. С. 5-44.

83. Лукьянова Л.Д. Власова И.Г. Энергетический механизм фазных изменений спонтанной электрической активности нейронов при гипоксии // Бюл. экспер. биол. и мед., 1989. № 9. - С. 266-269.

84. Лукьянова Л.Д. // Бюл. экспер. бБюл. и мед., 1997. Т. 124. - №9. С. 244-254.

85. Лукьянова Л.Д. Новые подходы к созданию антигипоксантов метаболического действия.// Вестник РАМН, 1999. № 3. - С. 18-25.

86. Лукьянчук В.Д., Савченкова Л.В. Антигипоксанты: состояние и перспективы. // Эксперим. и клинич. фармакология, 1998. Т. 61. - № 4. - С. 72-79.

87. Макарова М.Н., Макаров В.Г., Зенкевич И.Г. Антирадикальная активность флавоноидов и их комбинаций с другими антиоксиданта-ми.// Фармакология, 2004. -№ 2. С. 30-32.

88. Максименко А.В., Безрукавникова Л.М., Григорьева Е.Л. и др. Антифиброзное действие модифицированных форм каталазы и супер оксиддиемутазы при экспериментальном силикозе.// Вопр. мед. химии, 1992. № 3. - С.4 - 8.

89. Малкин В.Б., Гиппенрейтер Е.Б. Острая и хроническая гипоксия. / В кн.: Проблемы космической биологии. М.: Наука, 1977. - Т. 35. -320 с.

90. Маслова М.В., Граф А.В., Маклакова А.С. и др. Острая гипоксия в период органогенеза изменяет баланс вегетативной регуляции сердца у беременных самок крыс.// Бюл. экперим.биол. и медицины, 2005. Т. 139. - № 2. - С.147 - 149.

91. Матвеева Т.С. Динамика морфологических изменений сенсомо-торной коры крыс при острой гипоксии и ее последствиях.// Ж. невро-патол. и психиат., 1976. — Вып. 4. С. 530—535.

92. Меерсон Ф.З., Капелько В.И. Сократительная функция миокарда при двух типах адаптации сердца к длительным нагрузкам.// Вестн. АМН СССР, 1970. -№ 11.-С.14

93. Меерсон Ф.З. Общий механизм адаптации и профилактики. М.: Медицина, 1973. - 359 с.

94. Меерсон Ф.З. Патогенез и предупреждение стрессорных и ише-мических повреждений сердца. — М.: Медицина, 1984 270 с.

95. Меерсон Ф.З., Коган В.Е., Голубева Л.Ю. и др. Предупреждение стрессорных и гипоксических повреждений сердца с помощью антиоксиданта ионола.//Кардиология, 1979.-№ 8.- С. 108-111.

96. Меерсон Ф.З. Патогенез и предупреждение стрессорных и ише-мических повреждений сердца. М.: Медицина, 1984. - 270 с.

97. Миррахимов М.М., Мейманалиев Т.С. Высокогорная кардиология. Фрунзе: Кыргызстан, 1984 - 316 с.

98. Мищук И.И., Березовская З.Б., Оссовская А.Б. и др. Нарушение деформируемости эритроцитов. (Обзор).// Анестезиология и реаниматология, 1993. № 2. - С. 72-77.

99. Могильницкая JI.B., Фан Ан, Баранова Н.Ю., Шугалей B.C. Влияние аргинина на свойства эритроцитарных мембран в условиях гипоксии// Бюл. эксперим. биол. и мед., 1992. № 5. — С. 497-498.

100. Мусаева Д.М., Клычева Ф.К., Юлдашева Д.Х. Влияние антиоксидантов на морфологические показатели печени при интоксикации (Обзор мат. VII Конгресса международной ассоциации морфологов).// Морфология, 2004. № 4. - С. 84 - 85.

101. Мхитарян В.Г., Агаджанов М.И., Геворкян JI.M. Ферментные механизмы антирадикальной защиты клетки при экстремальных состояниях.// Вести. АМН СССР, 1982. № 9. - С.29-34.

102. Мхитарян В.Г., Бадалян Г.Е.// Журн. эксперим. и клин, мед., 1978.- №6. -С. 7-11.

103. Осадчий П.В., Сигал B.JI. Изменение деформируемости эритроцитов в процессе хранения донорской крови.// Гематология и трансфу-зиология, 1987. № 3. - С.31-33.

104. Надеев А.П., Кузнецова И.В., Шкурупий В.А. Структурные нарушения в печени новорожденных мышей линии СВА и С57В1/6 после внутриутробной гипоксии. (Обзор материалов VII Конгресса международной ассоциации морфологов).// Морфология, 2004. № 4. - С.87-88.

105. Насибуллин Р.С., Никитина Т.И., Афанасьева Ю.Г. и др. Комплекс 3, 5, 7, 3, 4 пентаоксифлавонола (кверцетина) с фосфатидилхо-лином.// Хим.-фармац.журнал, 2002. - № 9. - С. 33-36.

106. Недосугова JI.B., Волковой А.К., Рудько И.А. и др. Сравнительная оценка эффективности биофлавоноидов Диквертина и Танакана в терапии сахарного диабета 2 типа.// Клин.фармакол. и терапия, 2000. -№ 4. С.65-67.

107. Неустроева Т.С., Мишина С.В. Перекисное окисление липидов, липидный обмен и морфологические изменения печени при экспериментальном атеросклерозе у кроликов. // Проблемы общей патологии хронических процессов в клинике и эксперименте./Под ред.

108. B.П.Казначеева. Новосибирск: СФАМН СССР, 1977. - С.78-84.

109. Николаев В.Е., Христенко Т.В. К биохимической характеристике эритроцитарных мембран при травматическом шоке. //Воен. мед. журн.,1978. № 6.- С. 66-67.

110. Новиков B.C., Шанин В.Ю., Козлов К.Л. // Под. Ред. Ю.Л. Шевченко. СПб, 2000.- С. 12-23.

111. Мхитарян В.Г., Бадалян Г.Е.// Журн. эксперим. и клин, мед., 1978.- №6. -С. 7-11.

112. Павловская Н.М., Матвеева Т.С. Ранние изменения коры мозга при острой ишемии (свето-электронно-микроскопическое исследование). // Ж. невропатол. и психиатр., 1978. Вып. 12. - С. 1776-1783.

113. Панченко Л.Ф., Герасимов A.M., Антоненков В.Д. Роль перокси-сом в патологии клетки. М.: Медицина, 1981. — 207 с.

114. Пархоменко А.Н., Иркин О.И., Кожухов С.Н. Возможности фармакологической защиты миокарда при синдроме ишемии-реперфузии в эксперименте и клинической практике.// Лши Украши, 2002. № 7-8.1. C. 2-11.

115. Пинзур Е.Д., Невская Т.С., Левачев М.М., Корф И.И. Сравнительная оценка лечебного действия диет с различным в качественном и количественном отношении содержание жира при циррозах печени у детей.// Вопр. питания, 1977. № 1. - С. 32-35.

116. Плотников М.Б., Кобзева Е.А., Плотникова Т.М. А тельные эффекты антигипоксантов при ишемии мозга. // Бю биол. и медицины, 1992. № 5. - С. 504-506.

117. Плотников М.Б., Алиев О.И., Маслов М.Ю. и др. Kopj дрома повышенной вязкости крови в условиях ишемии мс комплексом диквертина и аскорбиновой кислоты.// клин.фармакология, 1999. Т. 62. - № 6. - С.45-47.

118. Плотников М.Б., Маслов М.Ю., Алиев О.И. и др. Ко. мореологических расстройств при остром инфаркте миока комплексом диквертина и аскорбиновой кислоты.// Вопр. ( фарм. химии., 2000. № 2. - С. 31- 33.

119. Плотников М.Б., Тюкавкина Н.А., Алиев О.И., МаслоЕ сильев А.С. Патент RU 2150282 «Гемореологическое 06.11.1998 // Открытия изобретения, 2000. № 16. - С. 36-47,

120. Плотников М.Б., Алиев О.И., Васильев А.С. и др. Гемс екая и церебропротекторная активность экстракта Lychnis С L. При ишемии мозга у крыс.// Бюл. эксперимен. биол. и 2005.-Т. 139. -№ 1. -С.68-71.

121. Плотников М.Б., Логвинов С.В., Пугаченко Н.В. и д{ протекторная активность экстракта Rhaponticum carthamoidi Jin при ишемии мозга у крыс.// Эксперимент, и клин, фар 2005. Т. 68. - № 4. - С. 19-23.

122. Плотникова Т.М., Фирсов Н.Н., Ваизова О.Е. Мехаш преждения этамерзолом нарушений деформируемости эритр ишемии мозга и рециркуляции. // Эксперим. и клин, фармав Т. 55.-№4.- С.29-31.

123. Погорелова Т.Н., Дгушевская Н.А., Друккер Н.А. и д высотной гипоксии на состав мембран эритроцитов в течеш ности.// Эксперим. и клинич. медицина. Ереван, 1990.- № 296.

124. Подколзин А.А., Донцов В .И., Бабижаева О.М. Коррекция ферментов антиоксидантной системы старых мышей новым иммуномоду-лятором «Галавит»// Ежегодник национального Героптологического центра, 2001.- Вып. 4. С.81-83.

125. Покровский А.А. (под ред.) Биохимические методы исследования в клинике.-М.: Мед.-1969.-652с.

126. Покровский А.А., Савощенко И.С., Самсонов М.А., и др. Лечебное питание. -М.: Медицина, 1971- 50 с.

127. Португалов В.В., Капланский А.С., Дурнова Г.Н. Изменения во внутренних органах мышей при гипоксической гипоксии// Арх. патологии, 1968. № 9. - С. 39-44.

128. Реутов В.П., Орлов В.В., Брагин A.M. Действие NO- генерирующих агентов и гипоксии на память и обучение// Мат. I Российского Конгресса по патофизиологии. М., 1996. - С. 125.

129. Рогинский В.А. Фенольные антиоксиданты. Реакционная способность и эффективность. — М.: Медицина, 1988. 247 с.

130. Руленко И.А., Тюкавкина Н.А., Радаева И.А. и др.Анализ дигидрокверцетина в сухих молочных продуктах методом высокоэффективной жидкостной хроматографии.// Вопр. питания, 1995. № 3. — С. 2830.

131. Руленко И.А., Тюкавкина Н.А., Колесник Ю.А. и др.// 4-й Международный симпозиум «Экология человека: пищевые технологии и продукты». М., 1995. - С. 293-294.

132. Рябов Г.А. Гипоксия критических состояний. М.: Медицина, 1988.- 276 с.

133. Савельева Г.М., Чхонин В.П., Павлова Т.А., Кущ И.Б. и др. Им-мунохимический анализ состояния гематоэцефалического барьера при острой гипоксии плодов и асфиксии новорожденных//. Акушерство и гинекология, 1991. № 2. - С.43-46.

134. Сапожников А.Г., Доросевич А.Е. Гистологическая и микроскопическая техника. Смоленск: САУ, 2000. - 354 с.

135. Сигал В.Л. Фильтрационные методы определения деформационных (вязкоупругих) свойств мембран биологических клеток (Обзор литературы) // Лаб. дело, 1989. № 5. - С. 4-9.

136. Симоненков А.П., Федоров В.д., Клюжев В.М. и др. // Вестник РАМН, 2004. №1. - С. 46-48.

137. Сирота А.Р., Кадырова М.Г. Морфологическое и морфометриче-ское исследование печени плодов и новорожденных, развивавшихся в условиях гипоксии. // Медицинский журнал Узбекистана, 1988. № 7. — С. 57-59.

138. Скворцова В.И. Механизмы повреждающего действия церебральной ишемии и нейропротекция.// Вестник Российской Академии Медицинских Наук, 2003.- №11.- С. 74-80.

139. Скорикова Ю.Г. Полифенолы плодов и ягод и формирование цвета продуктов. М.: Пищевая промышленность, 1973.- 230 с.

140. Соболева М.К., Шарапов В.И. Диагностическая и прогностическая значимость определения дненовых коньюгатов в плазме больных сепсисом//. Клин. лаб. диагностика, 1992. № 9-10. - С. 15-18.

141. Соболева М.К, Колпаков М.А., Шарапов В.И, Грек О.Р. Особенности обмена железа и сосяние системы трансферри- церупоплазмин у крыс с различной устойчивостью к гипоксии. // Бюл. экспер. биол. и мед, 1993.-№6.-С. 614-616.

142. Соколовский В.В. Тиоловые антиоксиданты в молекулярных механизмах неспецифической реакции организма на экстремальное воздействие (Обзор). // Вопр. мед. химии, — 1988. № 6. - С. 2-11.

143. Стальная И.Д., Гаришвили Т.Г. Методы определения малонового диальдегида с помощью тиобарбитуровой кислоты. / В кн: Современные методы в биохимии/ Под ред. В.Н.Ореховича, М.: Медицина, 1977. С. 66-68.

144. Суслина Э.А, Максимова М.Ю. Концепции нейропротекции: новые возможности ургентной терапии ишемического инсульта.// Нервные болезни, 2004.- № 3.- С. 4-7.

145. Сутковой Д.А, Барабой В.А, Катков А.Ю. и др. Действие экстремальных факторов и адаптации к условиям высокогорья на показатели перекисного окисления липидов в сыворотке крови//. Укр. био-хим. журн, 1985. Т. 57. - № 3.- С. 78-80.

146. Сутковой Д.А., Барабой В.А. Неспецифическая резистентность организма и влияние условий высокогорья. // Сборник науч. Трудов: Адаптация и резистентность организма в условиях гор.- Киев: Науско-ва Думка, 1986 С. 97.

147. Тен Э.В. // Лаб. дело, 1981. № 6. - С. 334-335.

148. Тимушева Ю.Т, Маренинова О.А, Вагина О.В. и др. Роль структуры мембран в активации митохондриальных фосфолипаз. 1.Активация митохондриальных фосфолипаз продуктами ПОЛ.// Биологические мембраны, 1998. Т. 15. - № 1. - С.36-42.

149. Трещинский А.И, Заброда Г.С. Справочник по анестезиологии и реаниматологии/ Под ред. А.А.Бунятяна. — М, 1982. — С. 310-316.2. 72-78.173. Тюкавкина Н.А., J

150. Фридович И. Свойств древесины даурской лиственницы // Мат. I С. 272-314. (Фенольные соединения и их биологические

151. Хазанов В.А., Смирнова Н.Б., Сайфутдинов P.P./ Актуальные проблемы фармакологии и поиск новых лекарственных препаратов.-Томск, 1999. Т. 10. - С. 77-83.

152. Хачатурян M.JL, Гукасов М.В., Комаров П.Г. и др. Показатели перекисного окисления липидов органов крыс с различной устойчивостью к гипоксии. //Бюл. эксперим.биол. и мед., 1996. № 1. - С.26-29.

153. Хватова Е.М., Мартынов Н.В. Метаболизм острой гипоксии. -Горький: Волго-Вятское книжное издательство, 1977. 157 с.

154. Хвития Н.Г., Хечинашвили Г.Н. Ультраструктурные особенности форменных элементов крови под воздействием специфических и неспецифических инфекционных агентов.// Вопр.биол., мед. и фарм. химии, 2005.-№ 1. -С.29-32.

155. Хмелевский Ю.В., Подберезкина Н.Б., Задорина О.В. и др. Витамин Е и его синтетические аналоги при экспериментальной сердечнососудистой патологии.// Вопр. мед. химии, 1992. № 5. — С.30-33.

156. Храпова Н.Г. Кинетические характеристики токоферолов как регуляторов перекисного окисления липидов.// В кн.: Липиды. Структура, биосинтез, превращения и функции. -М.: Наука, 1977. С. 157-170.

157. Цагарели З.Г., Курносенко М.А. Структурные изменения в сердце при общей гипоксии организма.- Тбилиси: Мецниереба, 1978. 211 с.

158. Чернобаева Г.Н., Романова В.Е., Дудченко A.M. и др. // ВИНИТИ. Итоги науки и техники. М., 1991. - Т. 27.- С. 26-38.

159. Чернов Ю.Н., Бузлама А.В., Дропова Ю.М. Полифенольные соединения: структура, свойства и прикладные аспекты применения (Обзор). //Фарматека, 2004. № 8. - С. 43-48.

160. Чумаков В.Н., Осинская Л.Ф. Количественный метод определения активности цинк — медь- зависимой супероксиддисмутазы в биологическом материале. // Вопр. мед. Химии, 1977. № 5. - С. 712-716.

161. Шамсиев С.Ш., Крылов В.И., Шамсиев Ф.С. Антиоксидантная и мембраностабилизирующая терапия гипоксических состояний у новорожденных.// Вестн. АМН СССР, 1990. № 8. - С. 16-18.

162. Шевченко Ю.Л., Новиков Л.А. // Гипоксия. Адаптация, патогенез, Клиника/ Под. Ред. Ю.Л. Шевченко. СПб, 2000. - С 216-235.

163. Шепотиновский В.И. Обменные процессы в эритроцитах при стрессе и экстремальных состояниях.// Пат.физиол., 1984. № 2. - С. 70-74

164. Шилов П.И., Яковлев Т.Н. Основы клинической витаминологии. -Л.: Медицина, 1974. 73 с.

165. Шортанова Т.Х. Некоторые стороны азотистого обмена мозга пригипероксии и естественной гипоксии: Автореф. дисд-ра биол.наук. —1. Ереван, 1975.-43 с.

166. Шортанова Т.Х., Самойлик Н.И., Антиоксидантное действие кверцетина при гипоксической гипоксии.//Актуальные проблемы медицины. Нальчик, 2001. - С.290-291.

167. Шугалей B.C., Могильницкая Л.В., Ананян А.А. и др. Механизмы зимней спячки. Махачкала, 1990. - С.138 — 139.

168. Юдина Т.П., Мищенко Н.П., Цыбулько Е.И. и др. Поиск антиок-сидантов в экстрактах корней колючелистника//Вопросы питания, 2004. Т. 73. - № 2. - С.32-33.

169. Яковлев В.М., Долгих В.Т., Яковлева Т.А. Денисова И.А. Кверцетин как средство профилактики кардиотоксического действия противотуберкулезных препаратов. // Патол.физиол. и экспериментальная терапия, 1986. № 2. - С. 68-71.

170. Яковлева Н.И., Матвеева Т.С., Боголепов Н.Н. Влияние тканевой гипоксии на структуру нейронов коры мозга (свето-электронномикроскопическое исследование). // Ж.невропатол. и психиатр., 1979. — Вып. 7. С.864-871.

171. Abe К., Kogure К., Yamamoto Н., Imazawa М., Miyamoto К. Mechanisms of arachidonic acid liberation during ischemia in gerbil cerebral cortex.//Neurochem., 1987.- Vol. 48.- P. 503-509.

172. Akashi M., Hachiya M., Paquette R.L. Jrradiation increases manganese superoxide dismufase m RNA Levels in himan fibroblasts-possible mechanism for accumulation. // J. Biol. Chem., 1995. Vol. 270.- P 1586415869.

173. Alcaraz M .J., Fernandez M.J. Modification of arachidonic metabolism by flavonoids // J. Ethofarmacology, 1987. Vol. 21. - P. 209-229.

174. Antunes F., Han D., Cadenas E. Relative contributions of heart mitochondria dlutathione peroxidase and catalase to H2O2 detoxification in in vivo conditions. // Free Radic. Biol. Med, 2002. Vol. 33. - № 9 - P. 12601267.

175. Atanasiu R.L. Stea D., Mateescu M.A. Et al. Direct evidence of cae-ruloplasmin antioxidant properties. // Mol. Cell. Biochem., 1998. Vol. 189.-P. 127-135.

176. Aust S.D., Svinger B.A. Ihe role of iron in enzymatic lipid peroxidation. // Free Radicals in Biol., 1982. - Vol. 5. - P. 1-28.

177. Barbehenn R.V. Gut-Based antioxidant enzymes in a polyphagous and a graminivorous grasshopper. // J.Chem. Ecol., 2002. Vol. 28. — P. 1329-1347.

178. Basags Н/S/ Biochemical aspects of free radicals // Biochem. And cell Biol., 1990.- Vol. 68.- P.989-998.

179. Baskurt O.K. Activated granulocyte induced alteration in red blood cells and protection by antioxidant enzymes. // Clinical Hemorheo — logy — 1996.-Vol.16.-№ l-P.49-56.

180. Baumann J., Bruckhausen F., Wurm.G. Flavonoids and related compounds as inhibitors of arachidonic acid peroxidation. // Prostaglandins, 1980. Vol.20. - № 4 - P.627 - 639.

181. Becker R.C. The role of blood viscosity in the development and progression of coronary artery disease.//Cleveland Clin. J. Med., 1993. Vol. 60-№5. -P. 353 -358.

182. Bernardi L., Passino C., Wilmerding V. et al. Breathing patterns and cardiovascular autonomic modulation during hypoxia induced by simulated altitude.//J. Hypertens., 2001. Vol. 19 - № 5. - P.947.

183. Bischoff M.B., Dean W.D., Bucci T.J., Erics L.A. Ultrastructural changes in myocardium of animals alter five months residence at 14110 feet.//Fed. Proc., 1969 Vol. 28. - № 3 - P. 1268 - 1273.

184. Ching K. Nutritional influence on cellular antioxidant defence sys-tem//Am. J. Clin. Nutr., 1979 Vol. 32. - № 5 - P. 1066 - 1081.

185. Cholbi M.R., Paya M., Alcazaz M.J. Inhibitory effects of phenolic compounds on CCL induced microsomal lipid peroxidation. // Experientia, 1991.-Vol. 47. -№ 2. — P. 195 - 199.

186. Chu F.F., Doroshow J.H., Esworthy R.S. Expression, characterization and tissue distribution of a new cellular selenium — dependent glutathione peroxidase GSHPX GI. // J. Biol. Chem., 1993 - Vol. 268. - P.2571- 2576.

187. Claiborne A. Catalase activity. //Hand book of Methods for Oxygen Research Research. Boca Raton: CRC Press, 1986. - P.283-284.

188. Cook N.C., Samman S. Flavonoids Chemistry, metabolism, cardioprotective effects and dietary sources//J. Nutr. Biochem., 1996. - Vol. 7. -P.66-76.

189. Cos P., Ying L, Calomme M, et al. Structure — activity relationships and classification of flavonoids as inhibitors of xanthine oxidase and superoxide scavengers. // J. Nat. Prod, 1998. Vol. 61 - P.71-76.

190. Das D.K, Engelman R.M, Rousou J.A. et al. / Ann. Chirung. et nae-col. 1987. - Vol. 76. -P. 68-76.

191. Deborah R. Gold, M.D. and Bruee H. Cohen, M.D. Treatment of Mitochondrial Cytopathies. //Semin Neurol, 2001. Vol. 21. - № 3. - P. 309 -325

192. Del Maestro R.F, Mc Donald W. Oxidative enzymes in tissue homo-genates// Handbook of Methods for Oxygen Radical Research. Boca Raton: CRC Press, 1986. - P.291 - 296.

193. Dianzani M.U. Biochemical effects of saturated and unsaturated aldehydes. In: Free Radicals Lipid Peroxidation and Cancer. Eds. D. С. H. Mc Brien, Т.Е. Slater. London etc: Academic Press, 1982. P.129 - 166.

194. Docampo R, Casselas A.M., Madeira E.D. et al. // FEBS Lett, 1983. -Vol. 155. -№> l.-P. 25-30.

195. Eaton J.W. Catalases and peroxidases and glutathione and hydrogen peroxide: Mysteries of the bestiary//J. Lab. and Clin. Med, 1991. Vol. 118. -P.3-4.

196. Eriksson A.M. Lunddren B, Andersson K, DePierre J.W, Js the cy-tosolic catalase induced by peroxisome proliferators in mouse liver on its way to the peroxisomes? // FEBS Lett, 1992. Vol. 308.- P.211.-214.

197. Esterbauer H, Schaur R.J, Zollner H. Chemistry and biochemistry of 4 — hydroxynonenal, malonaldehyde and related aldehydes.//Free Radic. Biol. Med, 1991.-Vol. 11. — P.81—128.

198. Farinelli C.C, Fayser B, Binzoni T. et al. Autonomic nervous control of heart rate at altitude (5050m).//Eur. J. Appl. Physiol, 1994. Vol. 69. -№ 6. - P.502.

199. Felton G.W, Summers C.B. Antioxidant systems in insects. //Arch. Insect. Biochem. Physiol, 1995. Vol. 2. - P.187-197.

200. Ferrari R., Viscoli O., Gaarnieri C., Caldarera M. Vitamin E and the heart: possible role as antioxidant. //Acta, vitaminol. and enzymol., 1983. — Vol. 5. № l.-P.ll -22.

201. Fewtrell CMS, Gomperts B.O. Querecetin: a novel inhibitor of Ca2+ influx and exocytosis in rat peritoneal mast cells.//Biochem Biophys Acta, 1977.-Vol. 469.-P.52.

202. Forman H.J. Oxidant radical production and lung injury//Oxygen Radicals: Systemic Events and Disease Processes. — Basel: Karger, 1990. P.71 -96.

203. Frankel E.N. Secondary products of lipid oxidation//Chem. and Phys. of lipids, 1987. Vol. 44. - № 24. - P.73 - 85.

204. Frem K.L., Sommerwille J., Massaro D. Protection from oxygen toxicity with endotoxion: role of the endogenous antioxidant enzymes of the endogenous antioxidant enzymes of the lung//J. Cell. Invest., 1980. Vol. 65.-P.l 104-1110.

205. Gardner P.R., Fridovich I. Superoxide sensitivity of the Escherihia co-li aconitase.// Biol. Chem., 1991.- Vol. 266.- P. 19328-19333.

206. Green R.S. O' Brien P. J. // Biochim. Biophys. Acta, 1970. Vol. 197. -P. 31-39.

207. Gunzler W.A., Flohe L. Glutathione peroxidase//Handbook of Methods for Oxygen Radical Research. Boca Raton: CRC Press, 1986. -P.285 -290.

208. Halliwell В., Gutteridge J.M.C. Caeruloplasmin and the superoxide radical // lancet., 1982.- Vol. 2. P. 556-559.

209. Halliwell В., Gutteridge J.M.C. Free radicals in Biology and Medicine.- Oxford: Oxford University Press, 1999.- P. 34-42.

210. Handler J.A., Thurman R.G. Catalasedependent ethanol oxidation in perfused rat liver. Refluirement for fatty acidstimulated H2O2 production by peroxisomes. // Eur.J. Biochem., 1988. - Vol. 176. - P.477 - 484.

211. Hansen J.C., Pedersen H.S., Mulvad G. Fatty acids and antioxidants in the inuit diet. Their role in ishemic heart disease (IHD) and possible interactions with other dietary factors. A review.//Arctic. Med. Res., 1984. Vol. 53. - P. 4—7.

212. Haraguchi H., Ohmi L., Fucuda A. et al. Inhibition of aldosereductase and sorbitol accumulation by astilbin and taxifolin dihidroflavols in Engel-hardtia chrysolepis.//Biosci. Biotechnol. Biochem., 1997. Vol.61. - № 4. -P. 651-654.

213. Harris E.D. Regulation of antioxidant enzymes. // FASEB J., 1992. -Vol. 6.-P. 2675-2683.

214. Hermes Lima M., Zenteno - Savin T. Animal response to drastic changec in oxygen availability and physiological oxidative stress. // Сотр. Biochem. Physiol., 2002. - Vol. 133. - P. 537.

215. Hochachka P.W., Rupert J.L., Monge C. Adaptation and conservation of physiological systems in the evolution of human hypoxia tolerance. // Сотр. Biochem. Physiol., 1999. Vol. 124. - P.l.

216. Hotamisligil G. Mechanisms of TNF2 induced insulin resis-tance.//Exp. Clin. Endocrinol. Diabetes., 1999. - Vol. 107. - P.l 19 - 125.

217. Hudson B.J.F. Food antioxidants London: New Jork, 1990. - 317 P.

218. Hughson R.L., Yamamoto Y., Mc McCullough R.E. et al. Sympathetic and parasympathetic indicators of heart rate control at altitude studied by spectral analysis. // J. Appl. Physiol., 1994. Vol. 77. - P. 2537.

219. Imre S.G., Fekete I., Farkas T. Increased proportion of docosahenoic acid and high lipid peroxidation capacity in erythrocytes of stroke pa-tients//Stroke, 1994. Vol. 25. - № 12. - P. 2416 - 2420.

220. Kanai M., Nishihara F., Shida T. et al. Alteration in autonomic nervous control of heart rate among tourists at 2700 and 3700 m above sela level // Wild. Environ. Med., 2001. Vol. 12. - P. 8.

221. Katsuki H., Okuda S. Arachidonic acid as a neurotoxic and neurotrophic substance. // Pray Neurobiol., 1995. Vol. 46. - P. 607-636.

222. Katz A.M., Messineo F.C. Lipid membrane interactions and the pathogenesis of ischemic damage in the myocardium.// Circ. Res., 1981.- Vol. 48.-P. 1-16.

223. Khodr В., Khalil Z. Modulation of inflammation by reactive oxygen species: implications for aging and tissue repair. // Rree Radical. Biol. Med., 2001.-Vol. 30. P. 1-8.

224. Kimura G., Kuso M., Tanir. et al. //Chem. Pharm. Dyll., 1981 Vol. 29. - P. 2610-2617.

225. Klebanoff S. J. // Ann. Intern. Med., 1980. Vol. 93.- № 3. - P 480489.

226. Kolhir V.K., Tjukavkina N. A., Kolesnik Yl.A., Rulenko I.A. et al. Antioxidant Activity of a Dihydroguercetin Isolated from Larix gmelinii (Rupr). Rupr. Wood. // Phytotherapy research., 1996. Vol. 10 - P. 478482.

227. Kottmeier C.A., Wheat M.W. Myocardial lysosomes in experimental atrial septal defecta (P). // Circulation., 1966. Vol. 33. - № 34. - Suppl.l. - H. 148.

228. Kurth E.F., Chan F.L. Dihydroguercetin as antioxidant// J.Amer. Oil.Chem. Soci., 1951. Vol.28. - № 10. - P. 433-436.

229. Lands W.E.M. Biochemistry of arachidonic acid metabolism.- Boston: Nijhoff, 1985.-226 p.

230. Lankin V.Z. Vikhert A.M. Kosykh V.A. et al. Enzymatic detoxication of superoxide anion radical and lipoperoxides in intima and media of atherosclerotic aorta.// Biomed Biochim Acta, 1984. - Vol. 43. - P- 797802.

231. Lassen N.A. Cerebral blood flow and oxygen consumption in man// Physion. Reviews, 1959. Vol. 39. - № 2. - P. 183.

232. Leff J.A., Parsons P.E., Day C.E. et al. Serum antioxidants as predictors of adult respiratory distress syndrome in patients with sepsis// Lancet, 1993.-Vol. 341.-P. 777-780.

233. Link E.M. Why is H202 cytotoxicity pH dependent?// Free radikals, methodolody and concepts- London: Richelieu Press, 1988. - P.539 - 550.

234. Liochev S.I., Fridovich I. The Haber-Weiss cycle 70 years later: an alternative view.// Redox Report., 2002. - Vol. 7.- P. 55-57.

235. Lipovac V., Gavella M., Vucie M. et al. Effect of creatine on erythrocyte rheolofly in vitro// Clin. Hemorheol. Microcirc., 2000. Vol. 22. - № l.-P. 45-52.

236. Lipton P. Ichemic cell death in brain neurons// Physiol. Reviews, 1999.-Vol. 79.-P. 1431.

237. Lock R., Dahlgren C. Characteristics of the granulocyte chemilumi-nescence reaction following an interaction between human neutrophils and Salmonella typhimurium bacteria// Acta. Pathol. Microbiol. And Immurol. Scand., 1988. Vol. 96. - P.299-306.

238. Marin J, Radriguer-Martines A. Role of vascular nitric oxide physiological and pathological conditions. // Pharmacol. Ther, 1997. Vol. 57. -№ 2. - P.lll-134.

239. Mark A. Trying to unlock the mysteries of free radicals and antioxidants. // The Scientist, 1996. Vol. 10. - № 19. - P. 387-395.

240. Marklund S.L. Extracellular superoxide dismutase in human tissues and human cell lines. // J. Clin Jnvest, 1984. Vol 74.- P. 1398-1403.

241. Marklund S.L. Extracellular superoxide dismutase in human cell lines.// J.Clin. Invest., 1984. Vol. 74 - P. 1398 - 1403.

242. Masaki H, Okano Y., Sakurai H, Differential role of catalase and glutathione peroxidase in cultured human fibrodlasts under exposure of H202 or ultraviolet light. // Arch. Dermatol. Res, 1998. Vol. 290. - P. 113-118.

243. Maulic N, Yoshida T, Das D.K. Regulation of cardiomyocyte apop-tosis in ishemic reperfused mouse heart by glytathione peroxidasse.// Mol. and Gell. Biochen, 1999.- Vol. 1,2. P. 13-21.

244. Mayers J.S. Free radical damages of nucleic acids and their components: the direct absorption of energy. // Free Radicals in Biol, 1980. - Vol. 4.-P. 95-114.

245. Mazzeo R.S. Bender P.R, Broors G.A. et al. Arterial catecholamine responses during exercise with acute and chronic high altitude exposure. // Am. J. Physiol, 1991. Vol. 261. - P. 419.

246. Mehta A, Singh S, Dhawan V, Ganguly K.N. Intestinal mucosal lipid peroxidation and absorptive function in Salmonella typhimurium mediated intestinal infection. // Mol. Cell. Biochem, 1998. Vol. 178. - H. 345-352.

247. Mills G.C. Hemoglobin catabolism. I Glutathione peroxidase, an erythrocyte enzyme which protects hemoglobin from oxidative breakdown// J. Biol. Chem., 1957. Vol. 229. - P. 189- 197.

248. Moncada S., Palmer R.M.J., Higgs E.A. Nitric oxide: Physiology, pa-thophisiology and pharmacology. // Pharmacol. Reviews, 1991. Vol. 43. -№2.-P. 109-140.

249. Morman M.S.,De Pierre J.M., Jakobsson K., Mannet B. Levels of glutathione and glutathione metabolizing enzymes on rat lung.// Hoppe — Sey-lers Z. Physiol. Chem., 1976. Bd. 357 - S. 1042.

250. Nagase S., Takemura K., Ueda A., Hirayama A., Aoyagi K., Kandoh M., Koyama A. A novel nonenzymatic pathkay for the generation of nitric oxide by the reaction of hydrogen peroxide and D-or L-arginine. // J. Biol. Chem., 1997.-Vol. 329.-P. 178-182.

251. Nicolov., R., Nicolova M. // J. Cerebr. Blood Flow. Metab., 1993-Vol. 353.-P. 301-302.

252. Olney J.W.E. New mechanisms of excitatory transmitter neurotoxicity. //Neural. Transm., 1994. Vol. 43 (Suppl.) - P. 47-51.

253. Oshino N., Jamieson D., Sugano T. et al. // Biochem. J., 1975. Vol. 146.-P. 67-77.

254. Oshino N., Chance B. // J. Biochem., 1977.- Vol. 162. P 509-252.

255. Padmaja S., Squadrito G.L. Pryor W. A. Jnactivation of glutathione peroxidase by peroxynitrire. // Arc. Biochem. Biophys., 1998- Vol. 349. № 1.- P.l-6.

256. Parthasarathi К., Lipowsky H.H., Capillary recruitment in response to tissue hypoxia and its dependence on red blood cell deformability. // Am. J. Physiol., 1999. Vol. 277. - № 6. - Pt2. - P. H 2145-2157.

257. Pavlick K.P., Laroux F.S., Fuseler. et.al. Role of reactive metabolites of oxygen and nitrogen in inflammatory bowel disease// Free Radical Biol. Med., 2002 .- Vol. 33. № 3. - P.311-322.

258. Percy M.E. Catalase: an old enzyme with a new role? A review// Can. J. Biochem. And cell. Biol., 1984. Vol. 82 - P. 1006- 1014.

259. Perini R., Milesi S., Biancardi L., Veicsteinas A. Effects of high altitude acclimatization on heart rate variability in resting humans// Eur. J. Appl. Physiol., 1996. Vol. 73. - № 6. - P. 521.

260. Peterson J., Dwyer J., Flavonoids: dietary occurrence and biochemical activity.//Nutrition Res., 1998.- Vol. 18. № 12. - P.- 1995- 2018.

261. Pigeolet E., Corbisier P., Houbion A. et al. Glutathione peroxidase, superoxide dismutase, and catalase inactivation by peroxides and oxygen free radicals. // Mech. Age. Dev., 1990. Vol. 51. - P. 283- 297.

262. Pignol В., Etienne A., Crastas de Paulet A., et al.// Plant Flavonoids in Biology and Medicine. New Jork, 1988. - Vol. 280. - P. 173-182.

263. Prasad K., Lee P., Mantha S.V. et al. Detection of ischemia reper-fusion cardiac injury by cardiac muscle chemiluminescence// Mol. And Cell. Biochem., 1992 - Vol. 15. - P. 49-58.

264. Radi R., Tun-ens J.F., ChangL.Y., Bush K.M., Crapo J.D., Freeman B.A. Detection of catalase in rat heart mitochonderia. // J. Biol. Chem., 1991.- Vol. 266.- P. 22028-22034.

265. Raes M., Michiels C., Remacle J., Comparative stady of the enzymatic defense systems against oxygen derived free radicals: the key role ofglutathione peroxidase.// Free Radical Biol, and Med., 1987. Vol. 3. — P. 3-7.

266. Rahman I., Macnee W., Regulation of redox glutathione levels and gene transcription in lung inflammation: therapeutic approaches. // Free Radical Biol. Med., 2000 Vol. 28. - P.1405- 1420.

267. Ramos C.L., Pou S., Britigan B.E. et al. Spin trapping evidence for myeloperoxidase — dependent hydroxyl radical formation by hyman neutrophils and monocyte// J. Biol. Chem., 1992. Vol. 267. - P. 8307 - 8312.

268. Rao A.M., Hatcher I.F., Kindy M.S., Dempsey RJ. Arachidonic acid and leukotriene C4: role in transient cerebral ischemia of gerbilts.// Neuro-chem Res., 1999.- Vol. 24.- P. 1225-1232.

269. Remacle J., Lambert D., Raes M. et al. Importance of various antioxidant enzymes for cell stability. Confrontation between theoretical and experimental data// Biochem. J., 1992. Vol. 286. - P.41-46.

270. Rice Evans C.A., Miller N.J., Paganga G. Structure- antioxidant activity relationships of flavonoids and phenolic acids.// Free Radical Biol. Med., 1996. - Vol. 20. - P. 933.

271. Richard V.J., Murry C.E., Jennings R.B., Reimer K.A. Oxygen derived free radicals and post - ischemic myocardial reperfusion therapeutic implications.// Fundam. Clin. Pharmacol., 1990 . - Vol. 4. - P. 85-103.

272. Romeo D., Stangi N., Sattacasa G.L. Lysosomes in heart tis-sue.//Biochem., biopchys. Acta., 1966. Vol. 130. - P. 64.

273. Saito M., Mano Т., Iwase S. et al. Responses in muscle sympathetic activity to acute hypoxia in humans.// J. Appl. Physiol., 1988. — Vol. 65.- P. 1548.

274. Sando Т., Konno K., Takei N., Sakamoto Т., Higashi Т., Purification and characterization of rat liver cytosol catalase. // Cell. Struct. Funct., 1984. -Vol. 9.- P.125-133.

275. Scott M.D., Lubin B.H., Zuo L., Kuypers F.A. Erythrocyte defense against hydrogen peroxide: Pre-eminent importance of catalase.// J.Lab. and Clin. Med., 1991.-Vol. 118.-P. 7-16.

276. Sies H. Oxidative stress- From basic research to clinical application. // Amer. J. Ned., 1991. Vol. 91. - Suppl. 3 C. -P. S31-S38.

277. Sies H. Oxidative Stress II: Oxidants and Antioxidants.- London: Academic Press., 1991.- P. 3-22.

278. Siesjo B.K., Plum F. Cerebral energy metabolism in normoxia and in hypoxia.//Acta anaesthesiol. Scand., 1971 Vol. 15. -№ 45-P. 81.

279. Simchon S., Jan K.M., Chien Sh. Influence of reduced red cell defor-mability of regional blood flow.//Amer. J. Physiol., 1987 Vol. 253. - № 4. — Pt2. - PH. 898-903.

280. Somer Т., Meiselman H.J. Derorders of blood viscosity.// Ann. Med., 1993.-Vol. 25-№ 1.-P. 31-39.

281. Stoltz J.F. Main delerminants of red blood cell deformability. Clinikal and pharmacological applications.// Clin. Hemorheol., 1982. Vol. 2. - № 1-2.-P. 163-173.

282. Takahashi K., Avissar N., Whitin J., Cohen H. Purification and characterization of human plasma glutathione peroxidase: a selenoprotein distinct from the known cellular enzyme.//Arch. Biochem. And Biophys., 1987. -Vol. 256.-P.677-686.

283. Thomas J.P., Geiger P.G., Maiorino M. et al. Enzymatic reduction of phospholipids and cholesterol hydroperoxides in artificial bilayers and lipo-proteins.//Biochim. et biophys. acta., 1990. Vol. 1045. - P.252 - 260

284. Thomas G. Pickering, M D. What should We Advise Our Patients About Taking Antioxidants?//J. Clin. Hypertens., 2003. Vol. 5. - №3. -P.231 -233.

285. Torel J., Gillard J., Gillard P. Antioxidant activity of flavonoids and reactivity with peroxy radical.//Phytochemistry, 1986. Vol. 25. — P.383 — 385.

286. Udupi V., Rice — Evans C. Thiol compounds as protective agents in erythrocyte under oxidative stress.//Free Radical Res. Commun., 1992. -Vol. 16. — P.315 323

287. Ursini F., Bindoli A. The role of selenium peroxidases in the protection against oxidative damage of membranes//Chem. Phys. Lipids, 1987. — Vol. 44. P.255 - 276.

288. Uyesaka N., Hasegawa S., Ishioka N. et al. Effects of superoxide anion on red cell deformability and membrane proteins/ZBiorheology, 1992. -Vol. 29. -P.217 -229

289. Valenzuela A. The biological significance of malondialdehyde determination in the assessment of tissue oxidative stress//Life Sci., 1991 Vol. 48-P.301 -309

290. Van Reempts J. The hypoxic brain: histological and ultrastructural as-pects.//Behav. Brain. Res., 1984. Vol. 14. -№ 2. - P. 99 - 108.

291. Varga S.I., Novak Z., Pataki L. et al. The influence of antioxidants on the oxidative stress of red blood cells.//Clin. Chim. Acta., 1992. Vol. 205. -P.-241-244.

292. Varskeviciene Z.Z., Cerniauskiene R.C., Grybauskas P.S. // Gen. Physiol. Biophys., 1984. Vol. 3. - № 1. - P. 47-53.

293. Wanders R.J.A., Denis S. Zdentification of super-oxide dismutase in rat liver peroxisomes. // Biochem. Biophys. Acta., 1992- Vol. 115. P. 259262.

294. Wang X., Wu Z., Song G. et al. Effects of oxidative damage of membrane viscoelasticities//Clin. Hemorheol. Microcirc., 1999 Vol. 1 - №2. — P.137- 146.

295. Wang Y., Oberley L.W., Murhammer D.W. Antioxidant defense systems of two lepidopteran insect cell lines.//Free Radical. Biol. Med., 2001. — Vol. 30. -P. 1254- 1262.6

296. Wang Y., Oberley L.W., Murhammer D.W. Evidence of oxidative stress following the viral infection of two lepidopteran insect cell lines//Free Radical. Biol. Med., 2001. Vol. 31 -P.1448 - 1455 (a)

297. Warner D.S., Sheng H., Batinic-Haberle J. Oxidants, antioxidants and ischemic brain.// Exp. Biology, 2004.- Vol. 207.- P. 3221-3231.

298. Wendel A. Enzymes acting against reactive oxygen/ZEnzymes Tools and Targets - Basel: Karger, 1988. - P. 161 - 167.

299. Wu T. W., Wu J., Carey D., Zeng L.-H. Purpurogallin protects ventricular myocytes and aortic endothelial cells of rats against oxyradical dam-age//Biochem. And Cell. Biol., 1992. - Vol. 70 - P.803 - 809.

300. Xie A., Skatrud В., Puleo D. et al. Exposure to hypoxia produces long lasting sympathethetic activation in humans//J. Appl. Physiol., 2001. — Vol. 91. — P.1555.

301. Yamamoto Y., Nagata Y., Niki E. et al. Plasma glutathione peroxidase reduced phosphatidylcholine hydroperoxide./ZBiochem. and Biophys. Res commun, 1993-Vol. 193.-P.133 138

302. Yamamoto Y, Hoshikawa Y, Miyashita M. Effects of acute exposure to simulated altitude on heart rate variability during exercise//J. Appl. Physiol., 1996.-V. 81. -№ 3.-P.1223

303. Yang C.S, Landau J.M, Huang M.T, Newmark H.L. Inhibition of carcinogenesis by dietary polyphenolic compounds.//Annu. Rev. Nutr, 2001 -Vol. 21. -P.381 -406

304. Yu S.J. Induction of new glutathione S — transferase isozymes by alle-lochemicals in the fall armyworm/ZPestic. Biochem. Pphysiol, 1999. Vol. 63.-P.163-171

305. Zelko J.N, Mariani T.J, Folr R. J. Superoxide dismutase multigene family: a comparison of the Cu, Zn-SOD (SOD1) Mn- SOD (SOD2), and EC-SOD (SOD3) gene structures evolution and expression. // Free Radic. Biol. Med, 2002.- Vol. 33.-P. 337-349

306. Zinchuk V. Effect of NO Synthase inhibition on hemoglobin - oxygen affinity and lipid peroxidation in rabbits during fever//Respiration,1999. Vol. 66. - № 5 - P.448 - 454.

307. Zweier J.L, Wang P, Samouilov A, Kuppusamy P, Enzyme- independent formation of nitric oxide in biological tissues. // Nature Med, 1995 -Vol. 1-P. 804-807.

308. Содержание диеновых коньюгатов (ДК), ТБК-реактивных продуктов (ТБК-РП), оснований Шиффа (ШО) и активность супероксиддисмутазы (СОД) и каталазы в мозге крыс при введении кверцетина перед остройгипоксией, (М ± ш)

309. Серии Ж нмоль/мг липидов ТБК-РП нмоль/мг белка ШО отн.ед./ мг липидов СОД у.е. / мг белка Катал аза мкКатал/л

310. Контроль (интактные крысы) (п=8) 0,42±0,0,03 28,4±2,4 2,44 ± 0,22 546±44 1,36±0,2

311. Гипоксия (10 000 м, 30 мин) (п=8) 0,54±0,01 Р<0,05 40,2±3,6 Р<0,05 3,12 ±0,30 Р < 0,05 371±21 Р<0,05 0,8±0,05 Р<0,001

312. Контроль+кверцетин (п=8) 0,31±0,09 Pi<0,05 22,3±2,1 0,05<Р,<0,05 1,7 ±0,44 Р! < 0,05 682±38 Pi<0,05 1,52±0,4 Pi>0,l

313. Серии СПА е.о.п./мл ГПО МЕ/1 мг белка ГР мкмоль/мин/г белка Небелковые SH-группы мкмоль/мг белка

314. Контроль (интактные крысы) (п = 8) 42,85±3,2 0,0107 ±0,0071 0,033 ± 0,003 6,5 ±1,4

315. Гипоксия (10000 м, 30 мин) (п = 8) 29,28±2,1 Р<0,05 0,0077 ± 0,003 Р < 0,05 0,023 ± 0,002 Р < 0,05 4,4 ± 0,7 Р < 0,05

316. Контроль + кверцетин (п = 8) 50,56±2,2 0,05<Pi<0,l 0,0124 ±0,005 Р, < 0,05 0,040 ±0,001 Р, < 0,05 7,4 ± 0,9 Pi < 0,05

317. Гипоксия + кверцетин (п = 8) 31,8±4,5 Pi<0,05 Р2<0,05 0,0088 ± 0,005 Р, < 0,05 Р2>0,1 0,028 ± 0,005 0,05 < Pi <0,1 Р2 < 0,05 5,2 ± 1,3 Pi < 0,05 Р2 < 0,05

318. Содержание диеновых коньюгатов (ДК), ТБК-реактивных продуктов (ТБК-РП), оснований Шиффа (ШО) иактивность супероксиддисмутазы (СОД) и каталазы в печени крыс при введении кверцетина перед острой гипоксией, (М ± т)

319. Серии ДК нмоль/мг липидов ТБК-РП нмоль/мг белка ШО отн.ед./ мг липидов сод у .е. / мг белка Катал аза мкКатал/л

320. Контроль (интактные крысы) (п=8) 0,50±0,01 40,9±3,7 2,58 ±0,18 4780±260 5,9±0,3

321. Гипоксия (10 000 м, 30 мин) (п=8) 0,69±0,01 Р<0,001 54,8±6,5 Р<0,05 3,5 ± 0,23 Р< 0,001 3107±166 Р<0,01 4,29±0Д Р<0,05

322. Контроль+кверцетин (п=8) 0,43±0,02 Pi<0,05 30,8±2,6 Р,<0,05 2,11 ±0,15 Р, < 0,05 5650±344 0,05<Pi<0,05 6,9±0,6 Pi<0,05

323. Серии СПА е.о.п./мл ГПО МЕ/1 мг белка ГР мкмоль/мин/г белка Небелковые SH-группы мкмоль/мг белка

324. Контроль (интактные крысы) (п = 8) 104,28±8,14 0,06 ±0,01 0,044 ±0,006 6,4 ± 0,4

325. Гипоксия (10000 м, 30 мин) (п = 8) 82,5±6,3 Р<0,05 0,04 ±0,01 0,05 <Р< 0,1 0,025 ± 0,004 Р < 0,05 4,2 ± 0,4 Р < 0,001

326. Контроль + кверцетин (п = 8) 121,53±6,2 Pi>0,l 0,07 ± 0,02 Pi>0,l 0,055 ±0,001 Р, < 0,05 7,4 ± 0,7 Pi < 0,05

327. Гипоксия + кверцетин (п = 8) 87,9±5,1 Pi<0,05 Р2>0,1 0,05 ±0,01 Pi>0,l Р2 < 0,05 0,037 ± 0,002 0,05 < Pi <0,1 Р2 < 0,05 4,8 ± 0,7 Pi < 0,05 Р2 < 0,05

328. Содержание диеновых коньюгатов (ДК), ТБК-реактивных продуктов (ТБК-РП), оснований Шиффа (ШО) иактивность супероксиддисмутазы (СОД) и каталазы в сердце крыс при введении кверцетина перед острой гипоксией, (М ± ш)

329. Серии ДК нмоль/мг липидов ТБК-РП нмоль/мг белка ШО отн.ед./ мг липидов СОД у.е. / мг белка Каталаза мкКатал/л

330. Контроль (интактные крысы) (п=8) 0,44±0,03 30,6±1,5 2,72 ± 0,22 447±36 1,6±0,2

331. Гипоксия (10 000 м, 30 мин) (п=8) 0,62±0,04 Р<0,001 60,1±5,6 Р<0,001 3,8 ± 0,20 Р, < 0,001 287±21 Р<0,01 0,89±0,04 Р<0,05

332. Контроль+кверцетин (п=8) 0,36±0,02 Pi<0,05 26,8±3,2 Pi>0,l 2,14 ±0,20 Р, < 0,05 567±28 Pi<0,05 1,9±0,1 Р|>0,1

333. Серии СПА е.о.п./мл ГПО МЕ/1 мг белка ГР мкмоль/мин/г белка Небелковые SH-группы мкмоль/мг белка

334. Контроль (интактные крысы) (п = 8) 34,3±3,6 0,052 ± 0,002 0,028 ± 0,003 5,9 ±0,6

335. Гипоксия (10000 м, 30 мин) (п = 8) 21,0±1,8 Р<0,001 0,038 ± 0,008 Pi < 0,05 0,016 ±0,001 Pi <0,001 3,8 ± 1,2 Pi <0,05

336. Контроль + кверцетин (п = 8) 45,6±4,2 0,05<Pi<0,l 0,069 ±0,012 Pi < 0,05 0,035 ± 0,006 Р, < 0,05 6,9 ± 0,4 Pi < 0,05

337. Гипоксия + кверцетин (п = 8) 26,1±2,1 Pi<0,05 Р2<0,05 0,038 ±0,009 Р, < 0,05 Р2 > 0,05 0,021 ±0,005 Pi < 0,05 Р2 < 0,05 4,8 ± 0,2 Pi < 0,05 Р2 < 0,05

338. Pi достоверные отличия по отношению к контролю

339. Содержание диеновых коньюгатов (ДК), ТБК-реактивных продуктов (ТБК-РП), оснований Шиффа (ШО) и активность супероксиддисмутазы (СОД), каталазы и содержание церулоплазмина (ЦП) в крови крыспри введении кверцетина перед острой гипоксией, (М ± ш)

340. Серии ДК нмоль/мг липидов ТБК-РП нмоль/мг белка ШО отн.ед./ мг липидов сод у.е. / мг белка Катал аза мкКатал/л ЦП мМоль/л

341. Контроль (интактные крысы) (п=8) 4,35±0,21 150,9±10,1 7,42 ± 0,45 1400±66 4,08±0,1 48,47±1,33

342. Гипоксия (10 000 м, 30 мин) (п=8) 5,65±0,22 Р<05001 196,5±9,5 Р<0,001 9,86 ±0,81 Р < 0,001 1148±22 Р<0,05 3,22±0,12 Р<0,05 37,81±3,44 Р<0,05

343. Контроль+кверцетин (п=8) 3,75±0,14 Р,<0,05 127,7±4,4 Pi<0,05 6,5 ± 0,44 Р, <0,05 1610±72 Pi<0,05 4,8±0,36 Pi<0,05 56,25±3,18 Р,<0,05

344. Гипоксия+кверцетин (п=8) 4,97±0Д 1 Р,<0,05 Р2<0,05 176,8±8,7 Pi<0,05 Р2<0,05 8,6 ± 0,79 Pi < 0,05 Р2 < 0,05 1294±63 Р.>0,1 Р2<0,05 3,44±0,2 Pj<0,05 0,05<Р2<0,01 42,34±2,44 Pi<0,05 Р2>ОД

345. Суммарная пероксидазная активность, активность глутатионпероксидазы (ГПО) и глутатионредуктазы (ГР) и содержание небелковых SH-групп в крови крыс при введении кверцетина перед острой гипоксией, (М ± ш)

346. Серии СПА е.о.п./мл ГПО МЕ/1 мг НЬ ГР мкмоль/мин/г НЬ Небелковые SH-группы мкмоль/мг белка

347. Контроль (интактные крысы) (п = 8) 148,6±9,5 0,56 ± 0,04 0,24 ± 0,02 8,2 ± 2,2

348. Гипоксия (10000 м, 30 мин) (п = 8) 100,35±5,6 Р<0,001 0,41 ±0,05 Р< 0,001 0,18 ±0,06 Р < 0,005 5,7 ±1,3 Р< 0,001

349. Контроль + кверцетин (п = 8) 170,5±4,2 Pi<0,05 0,64 ± 0,06 Pi < 0,05 0,27 ±0,01 Р, < 0,05 9,1 ±2,0 Pi < 0,05

350. Гипоксия + кверцетин (п = 8) 113,56±6,4 Pi<0,05 Р2<0,05 0,43 ± 0,09 Р, < 0,05 Р2 < 0,05 0,21 ±0,01 Pi >0,1 Р2 < 0,05 6,7 ±2,1 Pi < 0,05 Р2 < 0,05

351. Содержание диеновых коньюгатов (ДК), ТБК-реактивных продуктов (ТБК-РП), оснований Шиффа (ШО) иактивность супероксиддисмутазы (СОД) и каталазы в мозге крыспри введении дигидрокверцетина перед острой гипоксией, (М ± ш)

352. Серии ДК нмоль/мг липидов ТБК-РП нмоль/мг белка ШО отн.ед./ мг липидов СОД у.е. / мг белка Катал аза мкКатал/л

353. Контроль (интактные крысы) (п=8) 0,42±0,0,03 28,4±2,4 2,44 ± 0,22 546±44 1,36±0,2

354. Гипоксия (10 000 м, 30 мин) (п=8) 0,54±0,01 Р<0,05 40,2±3,6 Р<0,05 3,12 ±0,30 Р < 0,05 371±21 Р<0,05 0,8±0,05 Р<0,001

355. Контроль+ дигидрокверцетин (п=8) 0,36±0,02 Pi<0,05 26,80±2,7 р2>од 2,0 ±0,12 Pi < 0,05 740±56 Pi<0,05 1,68±0,08 Pi<0,05

356. Гипоксия+ дигидрокверцетин (п=8) 0,53±0,08 Pi<0,05 Р2<0,05 38,9±2,8 Р,<0,05 Р2>од 2,92 ±0,18 Р, < 0,05 р2<од 722±60 Pi<0,05 Р2<0,05 2,0±0,35 Р,<0,05 Р2<0,05

357. Pi достоверные отличия по отношению к контролю

358. Суммарная пероксидазная активность, активность глутатионпероксидазы (ГПО) и глутатионредуктазы (ГР) и содержание небелковых SH-групп в мозге крыс при введении дигидрокверцетина перед острой гипоксией,1. М±т)

359. Серии СПА е.о.п./мл ГПО МЕ/1 мг белка ГР мкмоль/мин/г белка Небелковые SH-группы мкмоль/мг белка

360. Контроль (интактные крысы) (п = 8) 42,85±3,2 0,0107 ±0,0071 0,033 ± 0,003 6,5 ±1,4

361. Гипоксия (10000 м, 30 мин) (п = 8) 29,28±2Д Р<0,05 0,0077 ± 0,003 Р < 0,05 0,023 ± 0,002 Р < 0,05 4,4 ±0,7 Р < 0,05

362. Контроль + дигидрокверцетин (п = 8) 56,7±3,4 Pi<0,05 0,0138 ±0,0011 Р! < 0,05 0,043 ±0,021 Pi < 0,05 7,5 ± 0,5 0,05 <Р2< 0,1

363. Гипоксия + дигидрокверцетин (п = 8) 58,5±3,8 Pi<0,01 Р2<0,05 0,0079 ±0,0022 Pi < 0,05 0,025 ± 0,006 Pi < 0,05 0,05 <Р2< 0,1 5,3 ± 1,2 Pi < 0,05 Р2 < 0,05

364. Содержание диеновых коныогатов (ДК), ТБК-реактивных продуктов (ТБК-РП), оснований Шиффа (ШО) и активность супероксиддисмутазы (СОД) и каталазы в печени крыс при введении дигидрокверцетина передострой гипоксией, (М ± ш)

365. Серии ДК нмоль/мг липидов ТБК-РП нмоль/мг белка ШО отн.ед./ мг липидов СОД у.е. / мг белка Катал аза мкКатал/л

366. Контроль (интактные крысы) (п=8) 0,50±0,01 40,9±3,7 2,58 ±0,18 4780±260 5,9±0,3

367. Гипоксия (10 000 м, 30 мин) (п=8) 0,69±0,01 Р<0,001 54,8±6,5 Р<0,05 3,5 ± 0,23 Р < 0,001 3107±166 Р<0,01 4,29±0,1 Р<0,05

368. Контроль+ дигидрокверцетин (п=8) 0,48±0,05 Pi<0,l 38,85±3,9 Pi<0,05 2,01 ±0,14 Р, < 0,05 5878±334 Р,<0,05 5,52±0,52 Р|<0,1

369. Гипоксия+ дигидрокверцетин (п=8) 0,67±0,04 Pi<0,05 Р2<0,05 50,0±4,45 Pi<0,l Р2<0,05 2,94 ±0,14 0,05 <Р,< 0,1 Р2 < 0,05 6075±322 Pi<0,05 Р2<0,001 6,2±0,3 Pi<0,l Р2<0,05

370. Pi достоверные отличия по отношению к контролю

371. Суммарная пероксидазная активность, активность глутатионпероксидазы (ГПО) и глутатионредуктазы (ГР) и содержание небелковых SH-групп в печени крыс при введении дигидрокверцетина перед острой гипоксией,1. М±ш)

372. Серии СПА е.о.п./мл ГПО МЕ/1 мг белка ГР мкмоль/мин/г белка Небелковые SH-группы мкмоль/мг белка

373. Контроль (интактные крысы) (п = 8) 104,28±8,14 0,06 ±0,01 0,044 ± 0,006 6,4 ±0,4

374. Гипоксия (10000 м, 30 мин) (п = 8) 82,5±6,3 Р<0,05 0,04 ±0,01 Р < 0,05 0,025 ± 0,004 Р < 0,05 4,2 ± 0,4 Р< 0,001

375. Контроль + дигидрокверцетин (п = 8) 124,2±3,9 Р,<0,05 0,07 ± 0,008 0,05 <Pi< 0,1 0,05 ± 0,002 Р, < 0,05 7,5 ± 0,7 Pi < 0,05

376. Гипоксия + дигидрокверцетин (п = 8) 80,3±4,6 Pi<0,05 Р2<0,05 0,04 ±0,012 Р, < 0,05 Р2<0,05 0,03 ±0,001 Pi < 0,05 Р2 < 0,05 5,3 ± 0,7 Pi < 0,05 Р2 < 0,05

377. Содержание диеновых коньюгатов (ДК), ТБК-реактивных продуктов (ТБК-РП), оснований Шиффа (ШО) иактивность супероксиддисмутазы (СОД) и каталазы в сердце крыспри введении дигидрокверцетина перед острой гипоксией, (М ± ш)

378. Серии ДК нмоль/мг липидов ТБК-РП нмоль/мг белка ШО отн.ед./ мг липидов СОД у.е. / мг белка Каталаза мкКатал/л

379. Контроль (интактные крысы) (п=8) 0,44±0,03 30,6±1,5 2,72 ± 0,22 447±36 1,6±0,2

380. Гипоксия (10 000 м, 30 мин) (п=8) 0,62±0,04 Р<0,001 60,1±5,6 Р<0,001 3,8 ± 0,20 Pi <0,001 287±21 Р<0,01 0,89±0,04 Р<0,05

381. Контроль+ дигидрокверцетин (п=8) 0,32±0,03 Pi<0,05 0,05 < Pi <0,1 25,18±1,4 Pi<0,05 1,88 ±0,20 Р, < 0,05 530±37 Р,<0,05 1,91±0,07 Р,<0,05

382. Гипоксия+ дигидрокверцетин (п=8) 0,54±0,01 Pi>0,l Р2<0,05 38,6±3,0 Pi<0,02 Р2<0,05 3,1 ±0,19 PiXU Р2 < 0,05 559±34 0,05<Pi<0,l Р2<0,001 2,0±0,09 Р,<0,05 Р2<0,05

383. Pi достоверные отличия по отношению к контролю

384. Суммарная пероксидазная активность, активность глутатионпероксидазы (ГПО) и глутатионредуктазы (ГР) и содержание небелковых SH-групи в сердце крыс при введении дигидрокверцетина перед острой гипоксией,1. М±ш)

385. Серии СПА е.о.п./мл ГПО МЕ/1 мг белка ГР мкмоль/мин/г белка Небелковые SH-группы мкмоль/мг белка

386. Контроль (интактные крысы) (п = 8) 34,3±3,6 0,052 ± 0,002 0,028 ± 0,003 5,9 ± 0,6

387. Гипоксия (10000 м, 30 мин) (п = 8) 21,0±1,8 Р<0,001 0,038 ±0,008 Pi < 0,05 0,016 ±0,001 Pi <0,001 3,8 ± 1,2 Pi < 0,05

388. Контроль + дигидрокверцетин (п = 8) 57,40±2,01 Pi<0,05 0,06 ± 0,002 Pi < 0,05 0,033 ± 0,001 Pi < 0,05 6,8 ±0,3 Р, < 0,05

389. Гипоксия + дигидрокверцетин (п = 8) 50Д±3,6 Pi<0,05 Р2<0,05 0,045 ±0,001 0,05 < Pi <0,1 Р2 < 0,05 0,022 ± 0,003 Pi < 0,05 Р2 < 0,05 4,7 ±1,1 Pi < 0,05 Р2 < 0,05

390. Содержание диеновых коньюгатов (ДК), ТБК-реактивных продуктов (ТБК-РП), оснований Шиффа (ШО) и активность супероксиддисмутазы (СОД), каталазы и церулоплазмина (ЦП) в крови крыспри введении дигидрокверцетина перед острой гипоксией, (М ± ш)

391. Серии ДК нмоль/мг липидов ТБК-РП нмоль/мг белка ШО отн.ед./ мг липидов СОД у.е. / мг белка Катал аза мкКатал/л ЦП мМоль/л

392. Контроль (интактные крысы) (п=8) 4,35±0,21 150,9±10Д 7,42 ± 0,45 1400±66 4,08±0Д 48,47±1,33

393. Гипоксия (10 000 м, 30 мин) (п=8) 5,65±0,22 Р<0,001 196,5±9,5 Р<0,001 9,86 ±0,81 Р< 0,001 1148±22 Р<0,05 3,22±0Д2 Р<0,05 37,81 ±3,44 Р<0,05

394. Контроль+ дигидрокверцетин (п=8) 4,70±0,22 Pi<0,05 124,8±7,4 Pi<0,05 6,38 ± 0,35 0,05 <Pj < 0,1 1820±111 Pi<0,05 6,88±0,4 Р,<0,05 58,78±ЗД2 Pi<0,05

395. Гипоксия+ дигидрокверцетин (п=8) 6,27±0,37 Р,>0,05 Р2<0,05 176Д6±10Д 0,05<Pi<0,l Р2<0,05 8,31 ±0,51 0,05 < Pi <0,1 Р2<0,05 1763±105 0,05<Р,<0,1 Р2<0,05 7,2±0,2 Pi<0,05 Р2<0,05 44,67±1,22 Pi<0,l Р2<0,05

396. Pi — достоверные отличия по отношению к контролю

397. Суммарная пероксидазная активность, активность глутатионпероксидазы (ГПО) и глутатионредуктазы (ГР) и содержание небелковых SH-групп в крови крыс при введении дигидрокверцетина перед острой гипоксией,1. М±т)

398. Серии СПА е.о.п./мл ГПО МЕ/1 мг НЬ ГР мкмоль/мин/г НЬ Небелковые SH-группы мкмоль/мг белка

399. Контроль (интактные крысы) (п = 8) 148,6±9,5 0,56 ± 0,04 0,24 ±0,02 8,2 ± 2,2

400. Гипоксия (10000 м, 30 мин) (п = 8) 100,35±5,6 Р<0,001 0,41 ±0,05 Р< 0,001 0,18 ±0,06 Р < 0,005 5,7 ±1,3 Р < 0,001

401. Контроль + дигидрокверцетин (п = 8) 172,6±7,3 Pi<0,05 0,64 ± 0,09 Р, < 0,05 0,29 ±0,01 Pi < 0,05 9,5 ±2,1 Pi < 0,05

402. Гипоксия + дигидрокверцетин (п = 8) 90,5±4,7 Р!<0,001 Р2<0,05 0,34 ± 0,03 Р. < 0,05 Р2 < 0,05 0,19 ±0,01 Р! < 0,05 Р2 < 0,05 6,8 ± 1,2 Р, < 0,05 Р2 < 0,05

Информация о работе

Накусов, Тамерлан Тамерланович
кандидата биологических наук
Ростов-на-Дону, 2010
ВАК 03.01.04

Диссертация

Влияние кверцетина и дигидрокверцетина на свободнорадикальные процессы в разных органах и тканях крыс при гипоксической гипоксии - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Влияние кверцетина и дигидрокверцетина на свободнорадикальные процессы в разных органах и тканях крыс при гипоксической гипоксии - тема автореферата по биологии, скачайте бесплатно автореферат диссертации

Похожие работы