Бесплатный автореферат и диссертация по сельскому хозяйству на тему

Вертикальная передача бакуловирусов и закономерности проявления полиэдрозов у лесных насекомых-филлофагов

ВАК РФ 06.01.11, Защита растений

Автореферат диссертации по теме "Вертикальная передача бакуловирусов и закономерности проявления полиэдрозов у лесных насекомых-филлофагов"

.I1

На правах рукописи

Ильиных Александр Васильевич

ВЕРТИКАЛЬНАЯ ПЕРЕДАЧА БАКУЛОВИРУСОВ И ЗАКОНОМЕРНОСТИ ПРОЯВЛЕНИЯ ПОЛИЭДРОЗОВ У ЛЕСНЫХ НАСККОМЫХ-ФИЛЛОФАГОВ

06.01.11 - защита растений

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук

иизов5б17

Екатеринбург - 2007

003065617

Работа выполнена в Институте систематики и экологии животных Сибирского отделения Российской Академии наук

Научный консультант-

доктор биологических наук, профессор Глунов Виктор Вячеславович

Официальные оппоненты-

доктор биологических наук, профессор

Бабушкина Люцяя Георгиевна

доктор сельскохозяйственных наук, профессор

Кобзарь Василий Федосович

доктор биологических наук

Пономарев Василий Иванович

Ведущая организация'

ГНУ Всероссийский научно-исследовательский институт агролесомелиорации (ВНИАЛМИ)

Защита состоится "25" октября 2007 г. в 10.00 на заседании диссертационного совета Д 212.281.01 при Уральском государственном лесотехническом университете по адресу. 620100, Екатеринбург. Сибирский тракт 36, ауд. 320 Факс (343) 254622')

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Уральского государственного лесотехнического университета

Автореферат разослан " 4 " сентября 2007 г.

Ученый секретарь диссертационного совета, доктор сельскохозяйственных наук, профессор Р7**^ Аткина Л И

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Леса России составляют около 22% мировой площади лесов (Колтунов, 2006) поэтому им принадлежит важная планетарная роль в процессах фотосинтеза, депонирования углерода, круговорота веществ в природе и многих других функциях. Одним из важнейших резервов сохранения лесного фонда и продуктивности лесного хозяйства является защита насаждений от насекомых. В России от различных негативных факторов (в основном пожаров) ежегодно погибает около 300 тыс. га лесов, на долю насекомых в этом процессе приходится в среднем 36 тыс. га, или более 10% (Матусевич, Гниненко, 2000). В отдельные годы влияние этого фактора увеличивается до 30-50% (Матусевич, Гниненко, 2000), т.е. ущерб от деятельности насекомых становится сопоставим с лесными пожарами. Наиболее вредоносная роль принадлежит сибирскому шелкопряду Dendrotímus superans sibiricus., непарного шелкопряда Lymantria dispar и шелкопряда-монашенку Lymantria monacha также относят к группе наиболее опасных лесных фитофагов. Эти насекомые периодически дают крупномасштабные вспышки массового размножения в различных частях своего ареала, иногда на площадях, исчисляемых в миллионах гектаров (Marshall, 1981; Harris, Lavers, 1985). На территории России наибольшие по площади очаги среди дендрофильных насекомых образует непарный шелкопряд. Так, за последние 20 лет площадь его очагов в среднем ежегодно составляла 726 тыс. га (Матусевич, Гниненко, 2000), а шелкопряда-монашенки за последние 10 лет - 36,4 тыс. га (Сергеенко, 1999).

Комплексный подход к защите растений предполагает максимальное использование разнообразных естественных регуляторов, а при необходимости защитных мероприятий -применение искусственных факторов, сдерживающих численность насекомых на экономически неощутимом уровне при возможно меньшем нарушении равновесия среды. Такой подход представляется наиболее целесообразным и к настоящему времени он получил широкое признание (Знаменский, 1973; Рукавишников, 1973; 1979; Долган, 1989; Кобзарь, 1991; Штерншис, 1995; Белицкая, 2004; Pimentel et al, 1984; Reardon, 1988; Fffippov, 1989; Howarth, 1991;

Cameron, 1991). Основу интегрированного управления численностью насекомых составляет детальное изучение биологии, динамики численности и вредоносности, а также выявление естественных регуляторов и их роли в ограничении численности насекомых.

Краткий анализ современного состояния проблемы. Проблема, каким образом поддерживается перманентность бакуловирусной инфекции в популяциях насекомых-хозяев, и как инициируются массовые заболевания при естественных эпизоотиях, является предметом дискуссии на протяжении последних десятилетий Часть исследователей полагает, что вирусы могут длительное время сохраняться в среде обитания насекомых (Doane, 1976; Thompson et al., 1981; Weseloh, Andreadis, 1986; Oloffson, 1988; Murray, Elkinton, 1989; Dwyer, Elkinton, 1995; Richards et al., 1999 и др.), а эпизоотии возникают на пике численности популяции, когда увеличивается вероятность контактов насекомых с вирусом. Альтернативная теория построена вокруг идеи, согласно которой в популяциях насекомых присутствует скрытый вирус, который активируется некоторыми экстремальными факторами, вызывая смертность насекомых (Гершензон, 1961; Тарасевич, 1975; Steinhays, 1958; Aruga, 1963; Vago, 1963; Fuxa et al., 1999; Boots et al., 2003; Cooper et al., 2003 и др.). Полярность точек зрения, вероятно, объясняется практически полным отсутствием работ, позволяющих в прямых экспериментах исследовать вертикальную передачу вирусов у насекомых и идентифицировать эндо- и экзогенную вирусные инфекции. Дакое дифференцирование принципиально важно, поскольку на воздействие скрытого вируса ответ насекомого детерминирован в основном физиологическим статусом последнего и действием индуцирующих факторов. В свою очередь, реакция насекомого на экзогенное инфицирование, помимо физиологического статуса, обусловлена главным образом биологической активностью вируса и множественностью заражения.

Большое значение при изучении динамики численности насекомых уделяется трофическому фактору, поскольку при высокой плотности популяции уменьшается количество корма и изменяется его качество (Рафес, 1981; Haukioya, 1991; Larson et al., 2000 и др.), вызывающие изменение резистентности насекомых к вирусной инфекции (Shapiro et al., 1994; Boots, 2000). Однако и при оценке роли трофического фактора закономерности проявления вирозов во многом не ясны. Так, эпизоотии в популяциях массовых видов лесных фитофагов отмечались и при слабой степени дефолиации

насаждений (Гулий, Рыбина, 1988; Ильиных и др., 2005), которая не вызывает существенных изменений биохимического состава корма. С другой стороны, даже при высокой и сплошной степени дефолиации основных кормовых пород непарного шелкопряда в Зауралье и Западной Сибири гибель насекомых от полиэдроза наблюдалась на энзоотическом уровне - спорадически и у незначительной части популяции, не превышающей нескольких процентов (Колтунов, 1993; Колтунов и др., 1998; Ильиных, 2005; Iiyinykh et al., 2004). В свою очередь, в североамериканских и европейских популяциях непарного шелкопряда полиэдроз является одним из ведущих факторов динамики численности, нередко приводящим к массовой гибели насекомых (Вейзер, 1972; Woods, Elkmton, 1987; Dwyer, Elkinton, 1995).

С помощью молекулярно-биологических методов была обнаружена интеграция бакуловирусного генома в клеточный геном насекомого-хозяина у таких видов, как большая вощинная огневка Galleria mellonella (Мирюта и др., 1985) и тутовый шелкопряд Bombyx mori (Кок и др., 1983; Yamab et al., 1999). Однако для других видов насекомых способ существования скрытой вирусной инфекции оставался неизвестным. Первые сведения о проявлении спонтанного полиэдроза у насекомых получены более ста лет назад (Pogwaîtô, Mazzone, 1986), однако до настоящего времени отсутствовали прямые доказательства, подтверждающие регистрацию скрытой вирусной инфекции у насекомых и ее способность к переходу в острую форму, и все предположения строились по косвенным данным. Имеются отдельные работы по активации скрытых вирусных инфекций у непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки, но оставалось во многом невыясненным, насколько латентные инфекции распространены в популяциях названных насекомых. В результате практически отсутствуют представления о характере причинно-следственных связей, обуславливающих степень сопряжения фитофагов с их бакуловирусами и, соответственно, закономерности проявления вирозов в популяциях насекомых.

Цель исследования заключалась в комплексном изучении основных механизмов вертикальной передачи бакуловирусов и формирования заболеваний полиэдрозом у непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки.

Для достижения указанной цели необходимо было решить следующие задачи:

1) Оптимизировать состав искусственной питательной среды (ИПС) и разработать методику культивирования непарного шелкопряда в лабораторных условиях.

2) Изучить возможность вертикальной передачи бакуловируса в виде латентной инфекции, а также через инфицирование насекомых вирусом в среде обитания.

3) Исследовать индукцию вирусной репликации у непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки в экспериментальных условиях в различные периоды онтогенеза и фазы градации численности.

4) Выявить распространение скрытой вирусной инфекции в очагах массового размножения непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки.

5) Исследовать особенности проявления спонтанного полиэдроза у непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки в очагах массового размножения насекомых в различные фазы градации численности .

Научная новизна работы. Впервые с применением современных диагностических методов установлено, что вертикальная передача бакуловируса у одного и того же вида насекомого может осуществляться как в виде скрытого вируса, так и через внешнее инфицирование насекомых в среде обитания.

Впервые в прямом эксперименте продемонстрировано, что скрытая вирусная инфекция может формироваться у насекомых, выживших после воздействия бакуловируса, и может быть активирована в дочернем поколении

Впервые показано, что уровень скрытого вирусоносительства в популяциях лесных филлофагов поддерживается за счет особей, погибших от полиэдроза в предшествующих генерациях насекомых.

Впервые проведен анализ причинно-следственных связей, обуславливающих различную степень сопряжения насекомых с их бакуловирусами. Показано, что уровень проявления спонтанного полиэдроза в популяциях лесных филлофагов определяется биологической активностью вируса, множественностью заражения, биологическими особенностями и физиологическим состоянием насекомого, особенностями кормовой породы, а также факторами внешней среды.

Практическая значимость работы. Разработана оригинальная ИПС для выращивания гусениц непарного шелкопряда и методика культивирования, исключающая экзогенное инфицирование насекомых вирусом и позволяющая получить ряд генераций непарного шелкопряда в лабораторных условиях

Показано, что процент гибели насекомых от индуцированного полиэдроза и количество выделенного вируса на одну особь могут служить характерными точками градационного цикла и наряду с традиционными показателями (масса куколок, плодовитость насекомых) применяться в качестве индикаторов фаз вспышки шелкопряда-монашенки.

Предложен метод получения вируса ядерного полиэдроза (ВЯП) у шелкопряда-монашенки, заключающийся в содержании гусениц из природных популяций на пике численности или в фазу кризиса, в условиях 100% влажности воздуха для индукции вирусной репликации. Этот метод позволяет оптимизировать культивирование вирусного материала, поскольку получение вируса не связано с его расходом.

Концептуальные положения, которые выносятся на защиту. 1 Вертикальная передача бакуловируса может осуществляться как за счег передачи скрытого вируса, так и через экзогенное инфицирование насекомых в среде обитания.

2. Латентная вирусная инфекция может формироваться у насекомых, выживших после заражения бакуловирусом, и может быть активирована в дочернем поколении.

3 Уровень скрытого вирусоносительства в популяциях насекомых поддерживается за счет особей, погибших от полиэдроза в предшествующих генерациях.

4. Интенсивность эпизоотии у лесных филлофагов обусловлена главным образом биологическими особенностями насекомых и характером лесорастительных условий, при которых обеспечивается сохранность вируса в экосистеме и высокая вероятность контакта бакуловируса с насекомым-хозяином.

Апробация работы.

Материалы диссертации были представлены на I и И Всесоюзных конференциях по промышленному разведению насекомых (Москва, 1986, 1989); на Всесоюзной конференции "Пути совершенствования микробиологической борьбы с вредаыми насекомыми и болезнями" (Оболенск, 1986); на отраслевом совещании "Биологические и технологические проблемы создания вирусных препаратов для интегрированной защиты растений" (Новосибирск, 1989), на II симпозиуме стран-членов СЭВ по микробным пестицидам (Москва, 1990); на Всероссийском научно-производственном совещании (Краснодар, 1994), на Международном конгрессе по химическим пестицидам (США, Вашингтон, 1994); на XIII Международном

конгрессе по защите растений (Голландия, Гаага, 1995); на Всероссийском съезде по защите растений (Санкт-Петербург, 1995); на международном симпозиуме "Биологическая и интегрированная защита леса" (Пушкино, 1998); на XI и XI съездах Русского Энтомологического Общества (Санкт-Петербург, 1998, 2002); на Международном симпозиуме "Сохранение и защита горных лесов" (Ош, 1999); на международном симпозиуме "Интегрированная защита растений: достижения и проблемы" (Кишинев, 2000); на международном симпозиуме "Молекулярные механизмы генетических процессов и биотехнология" (Москва, Минск, 2001); на международной конференции "Достижения биотехнология для будущего человечества" (Самарканд, 2001); на научно-практической конференции, посвященной 100-летию профессора Е.В. Талалаева (Иркутск, 2002), на Сибирской зоологической конференции (Новосибирск, 2004); на XXV юбилейном конгрессе ВПС/МОББ (Венгрия, Будапешт, 2005); на II Межрегиональной научной конференции паразитологов Сибири и Дальнего Е>остока (Новосибирск, 2005), на VII Межрегиональном совещании энтомологов Сибири и Дальнего востока (Новосибирск, 2006).

Публикации Основные материалы диссертации изложены в 74 научных работах, из них 22 в рецензируемых журналах.

Структура и объем работы. Диссертация изложена на 282 страницах машинописного текста, включает 45 таблиц и 22 рисунка. Работа состоит из введения, семи глав, заключения, выводов и списка литературы

Благодарности Автор признателен Глупову В.В. за ценные советы; Петрову B.C., Петровой И.Д., Чешенко И.О. за помощь в проведении ряда экспериментальных работ; Штерншис М.В. и Бахвалову С.А. за обсуждение работы и конструктивную критику. Признателен коллективу лаборатории патологии насекомых Р1СиЭЖ СО РАН за доброжелательность и творческую обстановку.

Глава 1. Объекты и методы исследований

Объектами исследований были непарный шелкопряд, шелкопряд-монашенка и их бакуловирусы.

Исследования выполнялись в период 1980 - 2005 гг в очагах массового размножения непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки (география и хронология событий приведены в тексте диссертации), а также в лабораторных условиях.

Культивирование насекомых в лабораторных условиях Для

культивирования непарного шелкопряда нами разработан состав ИПС (Ильиных, 1996) и методика, позволяющая получить ряд генераций насекомого в условиях, исключающих экзогенное инфицирование вирусом (Ильиных, 1997а).

Для культивирования непарного шелкопряда на естественном корме использовали ветви березы повислой Betula pendula, а для шелкопряда-монашенки — сосны обыкновенной Pinns sylvestris.

Инфицирование насекомых вирусом. Для оценки чувствительности шелкопряда-монашенки и непарного шелкопряда к бакуловирусу нами разработана методика определения величины JIK50, при применении которой, помимо концентрации, определяется объем вирусной суспензии и площадь поверхности, на которую наносится определенное количество инокулята (Ильиных, 19976) Применение данной методики позволяет получить удовлетворительные по воспроизводимости результаты при относительно невысоких трудозатратах.

Диагностика ядерного полиэдроза. Поскольку при ядерных полиэдрозах чешуекрылых в пораженных клетках насекомых образуются включения (полиэдры), различимые в световом микроскопе, в работе в качестве одного из основных методов диагностики полиэдроза использовали микроскопический анализ материала (Ильинский, Тропин, 1965;Вейзер, 1972).

Дня электронно-микроскопических исследований образцы органов и тканей насекомого фиксировали в 1%-ном растворе четырехокиси осмия, приготовленном на фосфатном буфере с pH = 7,2. После обезвоживания образцов в спиртах возрастающей концентрации их заключали в аралдит (Гайер, 1974). Срезы готовили на ультрамикротоме Reichert - Jung, окрашивали уранилацетатом и цитратом свинца и просматривали на электронном микроскопе JEOL -300С.

Выделение и очистка вируса. К погибшим от полиэдроза насекомым добавляли калий-фосфатный буфер (pH = 7,2) в соотношении 1:2 и гомогенезировали в присутствии антибиотиков (ампициллин, тетрациклин с концентрацией 100 единиц в миллилитре) Гомогенат выдерживали при комнатной температуре 4050 минут, разводили калий-фосфатным буфером и фильтровали через 2 слоя марли. Фильтрат центрифугировали в течение 10 минут на центрифуге J-21B при 5000 g и надосадочную жидкость сливали. Осадок ресуспендировали и центрифугировали повторно. При

необходимости дальнейшую очистку полиэдров осуществляли с помощью градиента плотности сахарозы.

Идентификация вирусных изолятов. ДНК из очищенных полиэдров выделяли фенольно-детергентным методом (Кок и др., 1983). Обработку вирусной ДНК эндонуклеазами рестрикции BaraHI, PstI, Salí, HindlII (НПО "СибЭнзим", Новосибирск) осуществляли по известной методике (Маниатис и др., 1984). Разделение фрагментов гидролиза проводили в 0,8% или 1% - ном агарозном геле ("Sigma") при напряжении 0,8 в/см и 1 в/см соответственно в течение 6 или 24 часов Гели окрашивали в водном растворе бромистого этидия (5 мкг/мл) 15 минут, затем отмывали в дистиллированной воде в течение 30 минут и фотографировали при ультрафиолетовом освещении.

Идентификация скрытой вирусной инфекции у насекомых. Для выполнения ДНК-ДНК гибридизации ДНК насекомых выделяли из ядер клеток гусениц непарного шелкопряда III-V-го возрастов фенольно-детергентным методом (Кок и др., 1983). В качестве зонда использовали ДНК ВЯП непарного шелкопряда, выделенную аналогичным методом. ДНК очищали ультрацентрифугированием в градиенте хлористого цезия с бромистым этидием, рестрицировали 6-кратным избытком фермента EcoRI и метили - Р с помощью ник-трансляции (Маниатис и др., 1984).

Для диагностики скрытого вируса у эмбрионов непарного шелкопряда применяли метод ОТ-ПЦР. Амплификацию Г1ЦР-продукта гена белка слияния Ldl30 проводили в 25 мкл буфера, содержащего 2,5 мкл буфера Х10 для Taq-полимеразы, 0,4 мМ каждого dNTP, 5 U термостабильной Taq-полимеразы, 0,8 мкМ специфических прямого и обратного праймеров и 28% ДНК по объему. Дизайн специфических праймеров выполнен с применением опубликованной в Gene Bank (номер AF081810) структуры генома ВЯП непарного шелкопряда (Kuzio et al., 1999).

ПЦР проводили на амплификаторе «Gene Cycler» («Bio-Rad», Япония) в режиме: денатурация 30 сек. - 94°С, отжиг 40 сек. - 63°С и синтез 40 сек. - 72°С - 3 цикла; денатурация 20 сек. - 94°С, отжиг 30 сек. - 68°С и синтез 30 сек. - 72°С - 42 цикла; синтез 7 мин. - 72°С. Размер амплифицируемого фрагмента составлял 294 пн.

Мониторинг непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки в очагах массового размножения. В своих исследованиях мы использовали традиционные методы, применяющиеся службами лесного хозяйства (Ильинский, Троаин, 1965; методика БелНИИЛХа, 1985; Берриман, 1990).

Применение ВЯП для ограничения численности непарного шел код ряда. Для контроля численности насекомого применяли ВЯП с титром Ю10 (10 млрд.) полиэдров в 1 мл в количестве 5-10 г на гектар. Вирус вносили наземно-очаговым методом, который предусматривает обработку яйцекладок в весенний период перед выходом гусениц из яиц (Лиховидов, 1983; Беднова, 1998 и др.). В очаге массового размножения насекомого на площади 10 га лесонасаждений обрабатывали не менее 2-х отдельных участков, с общим количеством яйцекладок в них не менее 1500 - 2000. Для идентификации причины гибели насекомых применяли микроскоп ирование, а в некоторых случаях - рестрикционный анализ вирусной ДНК, выделенной из погибших особей.

Ограничение численности шелкопряда-монашенки. Авиационная обработка лесных массивов осуществлялась с помощью самолета АН-2, оборудованного опрыскивательной аппаратурой. Для аэрозольной обработки насаждений применялся генератор ДАГ-3, разработанный в ГНЦ ВБ "Вектор" (п. Кольцово Новосибирской обл ). Применялся ВЯП (5*1011 полиэдров/га) и в качестве эталона -бактериальный препарат лепидоцид (1*1014 спор/га) производства ПО "Сиббиофарм" (г. Бердск Новосибирской обл) Эффективность обработок определяли по методике БелНИИЛХа (1985)

Планирование экспериментов и статистическая обработка данных. Для поиска оптимального состава ИГ1С для непарного шелкопряда использовали метод математического планирования экспериментов (Лисенков, 1979; Старец, Менчер, 1980). Влияние компонентов ЙПС на рост насекомых оценивалось с помощью регрессионного анализа (Кендалл, Стьюарт, 1973; Браунли, 1977).

Данные в экспериментах по инфицированию насекомых вирусом для определения величин ЛК50 и ЛД50 обрабатывали с помощью пробит-анализа (Виэтте, 1971) Величины ЛТ50 определяли по методу Кербера (Ашмарин, Воробьев, 1962). Гибель насекомых определяли с поправкой на контроль по формуле Аббота (Гар, 1963) Достоверность различий выборочных средних вычисляли по критериям Уэлча (Кендалл, Стьюарт, 1973; Браунли, 1977) н Стьюдента (Гублер, 1978).

Глава 2. Совершенствование методов лабораторного культивирования непарного шелкопряда

Насекомые-фитофаги, выращенные в лаборатории на ИПС, являются объектами многих фундаментальных и прикладных

исследований (Тамарина, 1987; Злотин, 1990; Leppa, Ashley, 1989). В применении к бакуловирусам наличие лабораторной культуры насекомого позволяет получать особей со стандартными характеристиками (в частности, стандартной реакцией на инфицирование) и исследовать биологическую активность вирусов. Лабораторное культивирование насекомых на питательных средах позволяет также выполнять отдельные операции (стерилизацию поверхности яиц, приготовление питательных сред, культивирование гусениц) в стерильных или асептических условиях Это, в свою очередь, дает возможность осуществлять комплекс работ по моделированию и диагностике инфекций. В литературе имеется достаточно большое количество вариантов ИПС для культивирования гусениц непарного шелкопряда (Зиновьева, Захарченко, 1974; Эдельман, 1974; Цветаева, 1976, Зиновьева и др., 1977; Орловская и др., 1980; O'Dell, Rollinson, 1966; Magnoler, 1970, Ridet, 1972; Shapiro et al, 1981). Однако все вышеперечисленные среды составлялись эмпирически, без выявления оптимального соотношения компонентов для конкретного состава. Поэтому по-прежнему весьма актуальна проблема оптимизации ИПС с целью упрощения состава и методики приготовления, применяющейся при лабораторном культивировании непарного шелкопряда.

Комплекс экспериментов состоял из трех этапов- 1) предварительного (ориентировочное определение концентраций компонентов), 2) отсеивающего (исключение из состава сред компонентов, резко отрицательно влияющих на развитие гусениц) и 3) выбора области оптимального состава.

Предварительный этап экспериментов был проведен по схеме ортогональных латинских квадратов, в дальнейшем для сокращения числа вариантов применялся ортогональный план с двумя фиктивными порядковыми факторами (Лисенков, 1979). Всего было испытано 130 вариантов сред. В качестве функции отклика применяли количество выживших особей, а также средний возраст гусениц на 17 сутки - величину, имевшую высокий положительный коэффициент корреляции с массой куколок. Оптимизированный состав среды выглядит следующим образом (указано содержание компонентов в 500 г среды), кукурузная мука - 75 г; соевая мука - 15 г; кормовые дрожжи - 30 г; аскорбиновая кислота - 4,5 г; метабен — 1 г; уксусная кислота 50%-ная - 2 мл; агар-агар - 6,2 г; вода дистиллированная -360 мл. Среда предлагаемого состава относительно проста, не требует сложной методики в процессе приготовления, позволяет выращивать

гусениц до старших возрастов без пересадки на свежеприготовленный корм и может применяться при культивировании непарного шелкопряда в качестве тест-объекта иди для по пучения вирусного материала. Для получения имаго в состав среды вводят льняное масло (1 мл на 0,5 кг).

Нами разработана методика, позволяющая получить ряд генераций насекомого с высокими биологическими показателями в условиях, исключающих экзогенное инфицирование насекомых вирусом Методика включает следующие основные этапы: сбор яйцекладок в очагах массового размножения и их хранение; стерилизацию поверхности яиц; приготовление питательной среды, культивирование гусениц; сбор и содержание куколок; культивирование имаго. Культуры непарного шелкопряда на основе Красноярской, Оренбургской, и Тюменской географических популяций прошли соответственно 3, 4 и 6 генераций в лабораторных условиях, биологические показатели насекомых представлены в таблице 1

Таблица 1

Некоторые биологические показатели лабораторных культур непарного шелкопряда

Наименование и номер генерации лабораторной культуры Масса куколок самок, мг Плодовитость, яиц/самку Фертиль-ность яиц, %

Красноярская 3 1212 ±179 475 ±67 98 ± 1,3

Оренбургская 4 1669 ±162 617+ 85 98 ± 1,7

Тюменская 6 1838 + 161 589 ± 82 88 ± 5,6 .....

Глава 3. Латентность бакуловирусов

Диагностика скрытого вируса. Интеграция бакуловирусного и клеточного геномов была обнаружена И П. Кок с коллегами (1983) при исследовании латентной инфекции у тутового шелкопряда. Было показано, что количество вирусной ДНК в клеточном геноме (? теНопеИа составляло 20 + 0 6% (Мирюта и др., 1985) Описана

латентная вирусная инфекция в культуре клеток хлопковой совки Heliothis zea (Lin et al., 1999). Персистентно-инфицированные клетки в отдельных случаях содержали вирусную ДНК до 16% от общей ДНК. ДНК-ДНК гибридизация показала, что вирусная ДНК включена в хромосомы клеток хозяина (Lm et al., 1999).

Нами исследовалось скрытое вирусоносительство у непарного шелкопряда, выращенного из яйцекладок природных популяций в лабораторных условиях. Эффективность гибридизации во всех случаях оказалась достоверно выше, чем эффективность неспецифического связывания с таким же количеством стандартной ДНК (табл. 2). Это указывает на наличие гомологичных вирусной ДНК последовательностей в геноме непарного шелкопряда, которые могут являться геномом скрытого вируса.

Таблица 2

Гибридизация ДИК вируса ядерного полиэдроза непарного шелкопряда с ДНК непарного шелкопряда

Доноры ДНК Количество ДНК, Эффективность

мкг гибридизации (%)*

Насекомые 1,0 65 + 13

московской 10,0 78+11

популяции

Насекомые 1,0 58 ±13

тюменской 10,0 67 ±12

популяции

ВЯЛ непарного 1,0 100

шелкопряда 10,0 100

(положительный

контроль)

ДНК из молок 1,0 0

лосося 10,0 3,3 ±1

(отрицательный

контроль)

* Указан 95%-ный доверительный интервал

Вертикальная передача вируса. Нами исследоваяась вертикальная передача ВЯЛ у непарного шелкопряда и проявление

спонтанного и индуцированного полиэдроза у насекомых дочернего поколения. Кроме того, с помощью метода ОТ-ПЦР выполнялась диагностика скрытого вируса у насекомых до их инфицирования в лабораторных условиях, а также у потомков особей, выживших после инфицирования вирусом (рис. 1). Уровень вирусоносительства у эмбрионов, полученных от выживших насекомых, потомки которых в родительском поколении были инфицированы ВЯП в четвертом возрасте гусеницы, а также у интактных насекомых, составил 80% и 20% соответственно, различия статистически достоверны (Р < 0,05) Полученные данные являются доказательством, экспериментально подтверждающим, что скрытый вирус формируется у выживших после заражения бакуловирусом насекомых-хозяев. Впервые экспериментальное подтверждение экзогенного инфицирования, как источника скрытого вируса у выживших насекомых, было продемонстрировано в работе (Burden et al., 2002) на личинках индийской мучной моли Plodia interpunctella. Нам впервые удалось показать, что скрытая вирусная инфекция может не только формироваться у выживших после заражения насекомых, но может быть также индуцирована воздействием экстремального фактора. Однако вопрос о том, в течение какого периода (числа генераций насекомого) вирус может находиться в скрытом виде в организме хозяина, сохраняя при этом способность к репликации, на сегодняшний день остается открытым.

В наиболее ранних работах у отдельных видов насекомых в яйцах были диагностированы вирусные частицы, что рассматривалось авторами (Else, Truts, 1966; Ермакова, Тарасевич, 1968) как доказательство передачи вируса в виде открытой инфекции через внутреннее содержимое яйца. Однако дальнейшие исследования показали, что вероятность вертикальной передачи вируса в виде вирионов или полиэдров, по-видимому, следует рассматривать как событие маловероятное В противном случае следовало бы ожидать высокой чувствительности к спонтанному и индуцированному полиэдрозу у насекомых в эмбриональной фазе, или у гусениц младших возрастов, как наиболее чувствительных к открытой инфекции.

Однако диагностически подтвержденные результаты гибели насекомых на стадии эмбриона от вируса не известны, а результаты других авторов (Карпов, 1979; Fuxa et al, 1999) и наших исследований (глава 4) показывают, что личинки младших возрастов наиболее устойчивы к проявлению спонтанного и индуцированного полиэдроза.

Стерилизация поверхности

Инфицирование вирусом

и

Детекзди скрытого вируса О'Г-ПЦР-20%

V

Яйца

! Личинки

Л

4

Гибель Опыт 48% Контроль 2.3%

Стерилизация поверхности

Индукция ьнрусной реплики 1И И

V

Ояьп ет! Контрить

Рис. 1. Вертикальная передача ВЯГТ у непарного шелкопряда.

Судя по имеющимся данным, "результативность" вертикальной передачи вируса через внутреннее содержимое яйца следует в основном оценивать за счет передачи скрытого вируса.

Скрытый вирус в популяциях насекомых. Изучение распространения латентной инфекции у капустной совки МатеШа Ьгашсае на территории Англии с использованием ПЦР показал о, что вирусная ДНК присутствует у насекомых из зсех 10 исследованных географически удаленных районов (Вшчкп е* а1., 2003), а уровень вирусоносяте-льства варьировал от 50% до 100%, Применение ПЦР для диагностики скрытого вируса в популяциях яблонной плодожорки СусНа ротопеИа в Британской Колумбии (Канада) показало (Еа^-еИ е! а!., 1999), что 23% личинок несу! вирус гран улез а, и этот вирус также присутствовал в лабораторных культурах насекомого.

Нами исследовалась возможность скрытого вирусоносительства у непарного шелкопряда из очагов массового размножения, действовавших в период 1985 - 2003 гг. на территории 12 краев и областей бывшего СССР и России. Гусениц, отродившихся из яйцекладок, культивировали в лабораторных условиях на ИПС по методике, исключающей экзогенное инфицирование насекомых вирусом В 11 случаях из 12 отмечалась гибель насекомых от спонтанного полиэдроза, которая варьировала от 1,4% (Новосибирская обл.) до 10,7% (Ошская обл, Кыргызстан).

Диагностика с помощью ОТ-ПЦР, выполнявшаяся на насекомых из очагов на территории Новосибирской области и республики Алтай показала, что после стерилизации поверхности яйцекладок во всех случаях пробы на вирус были отрицательными То есть, с высокой вероятностью можно утверждать, что роль внешнего инфицирования вирусом в этом случае исключалась. У эмбрионов, выделенных после стерилизации поверхности яйцекладок, была проведена диагностика скрытого вируса. Результаты показали, что уровень скрытого вирусоносительства у непарного шелкопряда из очагов на территории республики Алтай и Новосибирской области составил 20 + 6% и 37 ± 9% соответственно.

При заражении гусениц шелкопряда-монашенки вирусом непарного шелкопряда происходила активация собственной скрытой вирусной инфекции, что показал рестрикционный анализ вирусной ДНК, выделенной из погибших от полиэдроза особей шелкопряда-монашенки (Ильиных, Чуйкова, 1989) Судя по литературным данным, идентичность рестрикционных картин ДНК вирусного потомства и гомологичного вируса является доказательством активации скрытой вирусной инфекции при инфицировании насекомых чужеродным вирусом (Холодилов и др., 1985; Jurkovicova, 1979; Wood, 1988,Cooper et а!., 2003).

Глава 4. Индукция вирусной репликации у непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки

Для непарного шелкопряда известно, что ядерный полиэдроз может быть вызван воздействием на организм насекомого пониженных температур (Чернявская и др., 1979), а также обработкой корма различными химическими соединениями, в частности, сульфатами железа и меди (Luhl, 1974; Штерншис и др., 1977). Кроме того, активация скрытого вируса у непарного шелкопряда отмечалась

при инфицировании гусениц чужеродным вирусом (Wood, 1988), а также в период культивирования насекомых на искусственной питательной среде, обедненной витаминами (Lmdroth et al., 199}).

Нами показано, что смертность от индуцированного полиэдроза у непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки зависит от периода онтогенеза, в котором действовал индуцирующий фактор, и способа воздействия на организм насекомых. Максимальная чувствительность к индукции вирусной репликации отмечена у гусениц III-IV возрастов, гусеницы младших (I-II) и старших возрастов (V-VI), а также куколки менее чувствительны к индуцирующему воздействию. Соответственно, гибель основной части насекомых от полиэдроза происходит у гусениц старших возрастов Вероятно, это явление связано со стратегией вируса, направленной на максимальный выход вирусной продукции. Так, для некоторых бакуловирусов и их хозяев показано, что в целях предупреждения запрограммированной гибели клеток гены-ингибиторы (zap-гены) и ген-супрессор апоптоза (/>35) могут кодировать каспазы, блокируя пути возникновения апоптоза (Bump et al, 1995; Bertin et al., 1996; Manji et al., 1997).

Наиболее выраженное индуцирующее воздействие, приводящее к максимальной гибели особей от полиэдроза, на непарного шелкопряда оказывает однократная обработка корма гусениц 0,6%-ным водным раствором сульфата меди, а на шелкопряда-монашенку - содержание насекомых в условиях 100%-ной относительной влажности воздуха в течение 96 часов Смертность от индуцированного полиэдроза у непарного шелкопряда из очагов на территории Западной Сибири относительно невысока и слабо изменяется по мере развития вспышки, максимальное значение смертности насекомых составляет 17,5 + 3% и совпадает с пиком численности (рис. 2). Смертность от индуцированного полиэдроза у шелкопряда-монашенки возрастает в динамике вспышки примерно в 10 раз, максимальная смертность от вироза достигает 92 ± 7% в период фазы кризиса (рис. 3).

с< „В

(5 щ

ф

о

£ ф

ю £

25 20 15 10

-

пН +1

т 1 1

Пшдущрованиый пошэрроз ОспошанныА полмэдроз I

Рис, 2, Проявление спонтанного и индуцированного лолиэдроза у непарного шелкопряда, выращенного из яйцекладок, собранных в очагах массового размножения (Западная Сибирь). 3 - рост численности, 2 - пик численности, 3 - фаза кризиса.

100

х я 5

о £ яа со го х .о

Ф Ю 5

80 60 40 20 0

?

¡□индуцированный полмэдроз Е1 спонтанный полиэдроз

Рис. 3, Проявление спонтанного и индуцированного поли эд роза > шелкопряда-монашенки, выращенного нз яйцекладок, собранных в очагах массового размножения (Западная Сибирь). 5 - рост численности, 2 - пик численности, 3 - фаза кризиса.

Количество погибших насекомых от индуцированного полиэдроза и выход полиэдров на одну особь могут служить характерными точками градационного цикла и индикаторами фаз вспышки массового размножения шелкопряда-монашенки.

Глава 5. Особенности проявления полиэдроза в очагах массового размножения непарного шелкопряда в Западной

Сибнри

Особенности биологии и экологии непарного шелкопряда в Западной Сибири. Кроме выполнения собственных исследований, нами проанализированы архивы Федерального лесного агентства России, а также центров защиты леса Тюменской и Новосибирской областей, в которых регулярные лесопатологические наблюдения выполнялись с 1948 года.

Очаги непарного шелкопряда на территории Западной Сибири в основном действовали в березовых и березово-осиновых волках степной и лесостепной зон. По нашим данным, предпочитаемая древесная растительность представлена двумя видами березы: повислой Betula pendula и пушистой В. pubescens. Лесистость основной части территории в основном варьировала от 1% до 10%, в отдельных местах достигая 30% - 40%. Наши исследования показали, что в очагах массового размножения непарного шелкопряда на территории Западной Сибири, как правило, не наблюдалось выраженной повторной дефолиации насаждений. Этот эффект, вероятно, отчасти объясняется энтоморезистентностью насаждений. К одним из наиболее важных факторов энтоморезистентаости древостоев относят изменения в биохимическом составе листьев (Schultz, Lechwicz, 1986; Haukioja, 1991), вызывающие антибиоз (Берриман, 1990, Иерусалимов, 2004; Schowalter et ail., 1986). Нами с коллегами было показано (Бахвалов и др., 2002), что у насекомых, развивавшихся в садках на дефолиированных в предыдущем сезоне березовых насаждениях, происходило значительное снижение количества гемоцитов с фенолоксидазной активностью, а также изменение биологических показателей- увеличение смертности в предимагинальных фазах и уменьшение плодовитости.

Характерной особенностью непарного шелкопряда в очагах на территории Западной Сибири является высокая миграционная активность насекомых, в частности, способность бабочек самок к активному полету (Ильиных, 2002) В степной и лесостепной зонах

Новосибирской области в период вспышек массового размножения до наступления фазы кризиса отмечалось ежегодное смещение границы очагов насекомого до 50-70 километров в северо-восточном направлении (в сторону господствующих ветров в период вегетации непарного шелкопряда). Анализ архивных данных Тюменского центра защиты леса показал, что в период вспышек непарного шелкопряда в 80-х и 90-х годах минувшего столетия ежегодный дрейф очагов в Тюменской области варьировал от 25 до 100 километров в сторону господствующих ветров.

Низкая лесистость территории, энтоморезистентность насаждений, высокая миграционная активность насекомого и другие факторы оказывали значительное влияние на формирование пространственно-временной структуры очагов непарного шелкопряда Характерной особенностью очагов в течение вспышки являлась дискретность в пространстве и времени стаций, заселенных непарным шелкопрядом, в частности, в период гусеничной фазы. Это, в свою очередь, снижало вероятность контактов в фазе гусеницы между особями различных микропопуляций, а также между вирусом и насекомыми в среде обитания последних.

Роль полиэдроза в нонуляционной динамике непарного шелкопряда Для азиатской части ареала непарного шелкопряда имеются лишь спорадические сведения о влиянии полиэдроза на попу ияционную динамику (Колтунов, 1993; Колтунов и др., 1998), г для Западной Сибири такие данные отсутствовали

Гибель основной части насекомых, у которых был выявлен полиэдроз, происходила в V-VI возрастах гусеницы и фазу куколки. Значительная часть насекомых одновременно была поражена энтомофагами, представленными семействами Tachinidae, Sarcophagidae и Braconidae (видовой состав приведен в тексте диссертации, определение НГ. Коломийца) Среди патогенов у погибших насекомых наряду с вирусом иногда диагностировались бактерии, грибы и простейшие; максимальная гибель насекомых от смешанной инфекции, одной из которых была вирусная, составляла 6222 особей на гектар (рис. 4), а гибель от "чистого" полиэдроза составила 789 особей. Для сравнения: во время эпизоотии непарного шелкопряда, отмечавшейся в американском штате Массачусетс (Murray, Elkinton, 1989) было зарегистрировано до 24000 гусениц на гектар, погибших от полиэдроза. Количество вируса, приходящегося на 1 погибшую особь, в нашем случае не превышало 1,1*108 полиэдров. В свою очередь, количество вируса на 1 га насаждений по

мере развития вспышки изменялось незначительно, максимальное значение составляло ~ 3,6* 10й на гектар насаждений.

В лабораторных экспериментах была определена чувствительность гусениц У-У1 возрастов к вирусу, выделенному из погибших от спонтанного полиэдроза насекомых этой же популяции. Оказалось, что величина ЛК50 в пересчете на гектар составляет ~ 3,8-10п полиэдров для гусениц У-го возраста, а гусеницы У1-го возраста практически не чувствительны к вирусу. То есть, максимальное количество полиэдров на гектар ниже, чем величина Ж50 в лабораторных условиях. Поэтому даже при многих допущениях (равномерном распределении вируса в кроне насаждений, отсутствии репеллентного эффекта у гусениц к недавно погибшим насекомым, одновременном инфицировании всех гусениц) множественность заражения недостаточна для инициации массовых заболеваний при горизонтальной передаче вируса, поскольку основная часть насекомых (около 80%) гибнет в У-У1 возрастах гусеницы и фазу куколки. Мы не отмечали 2-х волнового течения заболеваний полиэдрозом среди насекомых, зарегистрированного в североамериканской популяции непарного шелкопряда (У/оосЬ, Е1кш1ш, 1987). Насекомых исследуемой популяции следует характеризовать, как относительно устойчивых к проявлению спонтанного и индуцированного полиэдроза.

а

I I

в

0

13

1

I

10000 8000 6000

х л

I

8 4000

2000 0

-- --

фаза вспышки

Рис 4. Среднее количество особей непарного шелкопряда, у которых был диагностирован полиэдроз, на 1 гектар насаждений в период вспышки на территории Западной Сибири. 1 - рост численности, 2 - пик численности, 3 -фаза кризиса.

Персистенцня вируса непарного шелкопряда в лесной экосистеме. Для изучения передачи вируса в очагах массового размножения непарного шелкопряда был применен рестри купонный анализ вирусной ДНК. Для инфицирования яйцекладок применяли маркерный штамм Джалал-Абадский (Кыргызстан), который отличался от аборигенного изолята по рестрикнионным картинам гидролиза ДНК. Погибших от полиэдроза насекомых на обработанных и необработанных участках собирали, проводили микроскопическую диагностику, выделяли полиэдры и вирусную ДНК. Рестрикционный анализ вирусной ДНК эндонукдеазами рестрикции BamHI, Pstl, Sali показал идентичность картин гидролиза штамма Джалал-Абадский и вируса, выделенного из погибших насекомых Hai инфицированных участках. Сравнение электрофореграмм BamHI-, Pstl- гидролизатов ДНК штамма Джалал-Абадский и вируса, выделенного из погибших насекомых на инфицированных участках, показало их отличие от вируса, выделенного из погибших насекомых с интактных участков (рис. 5).

12 3 4

Рис. 5. Электрофореграмма Pstl- гидролизатоэ ДНК ВЯП непарного шелкоряда. ] - HindLH- гидролнзат ДНК фаги /. С 1857 (маркер), 2 - штамм Джалал-Абадский, 3 - вирус, выделенный из погибших насекомых на обработанных участках, 4 - вирус, выделенный из погибших насекомых на необработан пых участках. Буквами обозначены фрагменты, по которым наблюдаются различия, стрелкой - диффузное окрашивание геля.

При разделении PstI- фрагментов ДНК отмечено диффузное окрашивание геля у аборигенного изолята в области верхних фрагментов, что свидетельствует о неодинаковой длине фрагментов ДНК и, соответственно, о гетерогенности генотипического состава.

Таким образом, рестрикдионный анализ вирусной ДНК показал идентичность вируса, внесенного в очаг массового размножения непарного шелкопряда, и вируса, выделенного из погибших насекомых в инфицированных участках. Одновременно показано различие вирусов, выделенных из погибших насекомых в инфицированных и интакгных участках, что свидетельствует о принципиальной возможности вертикальной передачи вируса через наружную поверхность хориона яиц. Однако реальная роль этого способа передачи в очагах массового размножения на территории Западной Сибири сравнительно невысока и связана с относительно низкой вирусной нагрузкой на биотоп. Наши исследования показали, что стерилизация поверхности яйцекладок, собранных в очагах массового размножения, не оказывала существенного влияния на смертность насекомых в лабораторных условиях от индуцированного полиэдроза. Контаминация яйцекладок вирусом в окружающей среде была незначительной и, вероятно, этот фактор не оказывал существенного влияния на вертикальную передачу вируса в природных условиях. Наиболее вероятным путем вертикальной передачи вируса в очагах на территории Западной Сибири является передача в виде латентной инфекции. В связи с этим вывод о том, что инфицирование яйцекладок непарного шелкопряда в среде обитания является ведущим фактором передачи вируса между генерациями насекомого в популяциях, достигших пика численности (Murray, Elkmton, 1989), справедлив лишь для североамериканских популяций. Известно, что в Северной Америке самки непарного шелкопряда представлены нелетающими формами (Wallner, 1993; Кеепа, О'Dell, 1994).

Идентификация бакуловирусных изолятов, выделенных в различные фазы градации численности непарного шелкопряда.

Определение биологической активности изолятов ВЯП непарного шелкопряда, выделенных из очагов на территории Новосибирской области на пике численности, в фазу кризиса и депрессии численности выявило, что показатели биологической активности (логарифмы ЛК50 и ЛВ50) во всех случаях достоверно не различаются (табл. 3).

Рестрикдионный анализ вирусной ДНК эндонуклеазами рестрикции ВатНЗ, PstI, Sali, HindlII выявил гетерогенность

генотипического состава вирусных изолятов (рис. 6) Данное явление не уникально и встречается как у бакуловирусов, так и у вирусов теплокровных (Lee, Miller, 1978; Vlak, Groner, 1980; Knell, Sammers, 1981; Bihmoria, 1983; Laitinen et al., 1996; Cooper et al., 2003).

Таблица 3

Биологическая активность изолятов ВЯП, выделенных из очагов непарного шелкопряда в различные фазы вспышки

Очаг массового размножения Фаза вспышки Логарифм ЛК50* ЛВ5о (сутки) *

Венгеровский р-н, Новосибирская обл. Пик численности Кризис Депрессия численности 6 +0,2а 6,1 ± 0,2а 5,9 + 0,4а 16,9 ± 2,ЗЬ 16,9 ± 2,2Ь 15,1 ±3,4Ь

*Указан 95%-ный доверительный интервал

Исследуемые изоляты обладали относительно низкой биологической активностью по сравнению с данными, имеющимися в литературе для изолятов, выделенных из североамериканских и европейских популяций непарного шелкопряда (Magnoler, 1970; Shapiro et al., 1984).

Исследования, проводившиеся нами в очагах массового размножения непарного шелкопряда в Западной Сибири, показали, что гибель насекомых от спонтанного полиэдроза, как правило, не превышает нескольких процентов, и слабо изменяется в динамике вспышки (глава 5). Очевидно, в этих условиях преобладает вертикальная передача в виде скрытого вируса, а частота контактов насекомых с экзогенным вирусом относительно низкая. Если провести аналогию с пассированием вирусного изолята в лабораторных условиях, которое обычно приводит к возрастанию его биологической активности (Shapiro et al., 1984; Горбунова и др., 1997), то "пассирования" вируса в природных условиях практически не происходило. Возможно, поэтому вероятность отбора вариантов ВЯП

j

Xilt-

fj,5ft 4.ЧТ.

Рис. 6. Э ле к грофоре грамма Ннк1Ш- гид рол из ато в ДНК ВЯЛ непарного шелкопряда. 1 - Нтс1Ш- гидрояшат ДНК фага (размерь! фрагментов рестрикции указаны в т.п.н.), 2, 3 - изоляты ВЯП. выделенные из лчага непарного шелкопряда в период депрессия численности и на пике численности соответственно. Буквами обозначены фрагменты, по которым наблюдаются различия.

с высокой вирулентностью в исследуемой популяции непарного шелкопряда была незначительной, Судя по литературным данным (Воронцов, 1963; Вейзер, J 972; Гулий, Голосова, 1975; Doane, 1976; Woods, Elkinton, 1987; Murray, Elkimon, 1989; EJkinton, 1990; Bogenschutz, Капшегег, 1995). массовые проявления Полиэдроза отмечались в североамериканских и европейских популяциях непарного шелкопряда. Вероятно, в популяциях непарного шелкопряда с относительно высокой смертностью насекомых (з условиях увеличения вирусной нагрузки на биотоп) возрастает интенсивность отбора вариантов ВЯП с более высокой биологической активностью. Данные, полученные для изолятов ВЯП из различных частей ареала непарного шелкопряда, показали, что наибольшей биологической активностью обладали североамериканские изоляты, наименьшей - азиатские, а промежуточное положение занимали изоляты из европейских популяций (Shapiro et а\.. 1984).

Относительно низкий уровень проявления полиэдроза в очагах массового размножения непарного шелкопряда на территории Западной Сибири обусловлен комплексом факторов различной природы. Среди них выделим особенности лесорастительных условий (низкая степень облесенности территории) и высокую миграционную активность насекомого, что приводит к дискретности в пространстве и времени стаций, заселенных непарным шелкопрядом, в частности, в период гусеничной фазы. Это, в свою очередь, снижает вероятность контактов в фазе гусеницы между особями различных микропопуляций, а также между вирусом и насекомыми в среде обитания последних.

В случае, когда миграционная активность непарного шелкопряда относительно низкая (неспособность к полету или слабая летательная способность бабочек) и очаги действуют в сплошных лесных массив,«, вероятность контактов между насекомыми, а также между насекомыми и вирусом, по-видимому, возрастает В динамике вспышки увеличивается вирусная нагрузка на биотоп, а, следовательно, вероятность массовых вирусных заболеваний Вероятно, поэтому, как показал анализ литературных данных (Вейзер, 1972; Е!оронцов, 1963; Гулий, Голосова, 1975; Doane, 1976; Murray, Elkinton, 1989, Elkinton, 1990, Bogenschutz, Kamnerer, 1995 и др), вирусные эпизоотии отмечались в североамериканских и европейских популяциях непарного шелкопряда. В азиатской части ареала, в частности, в Западной Сибири, полиэдроз проявлялся спорадически, на небольших площадях и у незначительной части насекомых.

Глава 6. Влияние полиэдроза на поиуляционную динамику шелкопряда-монашенки

Особенности биологии и экологии шелкопряда-монашенки, связанные с проявлением полиэдроза в очагах массового размножения. Наши многолетние исследования показали, что сезонный дрейф очагов шелкопряда-монашенки на территории Западной Сибири от пика численности до деградации, как правило, был незначительный, и в большинстве случаев не превышал нескольких десятков метров То есть, очаги действовали практически в тех же насаждениях, что и в предыдущем сезоне. Лишь в одном случае, во время вспышки в Кудряшовском бору (Новосибирская обл.) в течение 1980-1982 гг. мы отмечали смещение границы очагов на

расстояние в несколько километров. Наблюдения в очагах массового размножения показали, что способностью к активному полету обладают только самцы шелкопряда-монашенки. Самки практически не летают, однако способны преодолевать расстояния до нескольких десятков метров (визуальные наблюдения), в основном за счет планирования в воздушных потоках. Расселение шелкопряда-монашенки в фазе гусеницы лимитируется присутствием кормовой породы, полнотой сосновых насаждений, а также наличием просек и противопожарных разрывов.

В сосновых насаждениях Западной Сибири гусеницы I возраста питаются мужскими соцветиями сосны и пыльцой, во втором -мужскими соцветиями сосны, пыльцой, а также молодой хвоей и побегами, старой же хвоей не питаются (Прозоров, 1949; Егоров, 1961; личные наблюдения). Как показали лабораторные опыты, гусеницы шелкопряда-монашенки (в том числе 1-11 возрастов) способны питаться и листьями деревьев, входящих в состав смешанных пород или подлеска (березы, осины, черемухи, рябины). Однако по сравнению с питанием на ветвях сосны с мужскими соцветиями и молодыми побегами эти гусеницы значительно отставали в развитии.

Вероятно, особенности пищевых связей насекомых-фитофагов связаны с относительным несовершенством их пищеварительной системы, поскольку даже у полифагов пищевые ниши достаточно ограничены Это проявляется в резко выраженной органотронности фитофагов, в сопряженности каждой фазы и стадии развития насекомого с морфофизиологическим состоянием кормового растения и определенным биохимическим составом корма (Эдельман, 1963; Шумаков, Эдельман, 1979; Киреева, 1983). Синхронизация сезонных изменений биохимического состава корма со скоростью развития гусениц является одной из причин вспышек массового размножения непарного шелкопряда, а разрыв в фенологии растений и развитии насекомых может быть причиной затухания вспышек (Эдельман, 1963; Бенкевич, 1984; Пономарев, 2004).

Нащи многолетние исследования показали, что в очагах шелкопряда-монашенки через 4-5 недель после выхода основной части гусениц из яиц возрастной состав гусениц варьировал, как правило, от I до IV, а иногда от I до V возрастов. Вероятно, этот эффект в определенной степени обусловлен особенностями гладки яиц шелкопряда-монашенки, самки которого откладывают яйца в трещины коры сосновых деревьев в нижней части ствола (в частности,

для защиты их от высыхания из-за отсутствия покрывающих волосков). Однако в весенний период эти участки относительно менее теплообеспечены, что, по-видимому, создает разрыв в фенологии сосны и отрождении гусениц. В итоге определенная часть насекомых вынуждена питаться кормом, отличающимся по биохимическому составу. Известно, что биохимический состав ассимиляционного аппарата сосны претерпевает значительные изменения в процессе вегетации последней (Юшков, 1965; Бабушкина и др., 1993).

В свою очередь, изменение биохимического состава корма отражается на физиологическом состоянии гусениц - снижении их резистентности к эндогенной вирусной инфекции. Лабораторные эксперименты показали, что искусственная задержка выхода гусениц из яиц по сравнению с выходом в природных условиях является одним из факторов, активирующих скрытую вирусную инфекцию. В конечном итоге отставание в развитии сопровождается гибелью части насекомых, что создает очаги полиэдроза в популяции шелкопряда-монашенки.

Роль полиэдроза в затухании вспышек массового размножения шелкопряда-монашенки. Спонтанное проявление полиэдроза, являющееся одной из ведущих причин затухания очагов шелкопряда-монашенки в Западной Сибири - явление достаточно распространенное (Прозоров, 1949; Майер 1960; Егоров 1961, Бахвалов и др., 1998). Нами получены новые сведения о роли полиэдроза в затухании вспышек, а также исследованы причины, обуславливающие высокую степень зависимости шелкопряда-монашенки от полиэдроза в очагах массового размножения насекомого.

Наиболее значительными по времени, площади распространения, а также степени дефолиации насаждений были очаги шелкопряда-монашенки, отмечавшиеся на территориях Новосибирской (19801982 ¡гг.) и Тюменской (1987-1989 гг.) областей (табл. 4). На затухание этих ¡вспышек оказали влияние естественные факторы - полиэдроз и энтомофаги, а также защитные мероприятия. Три других очага, отмечавшиеся на территории Новосибирской области, были скоротечны во времени, охватывали относительно небольшие пространства и не вызывали высокой и сплошной степени дефолиации насаждений. Основная причина затухания очагов в этих случаях была связана с действием полиэдроза и энтомофагов.

Насекомые, у которых диагностировался полиэдроз, во многих случаях (иногда до 80%) одновременно были поражены паразитическими мухами, представленными семействами ТасЫтйае

Таблица 4

Некоторые показатели вспышек массового размножения шелкопряда-монашенки на территориях Новосибирской и Тюменской областей

Наименование Периоды Площадь Степень Основная

географической пика очагов, дефолиа- причина

популяции численно- га ции затухания

шелкопряда- сти и насажде- вспышки

монашенки кризиса ний, %

(годы)

Новосибирская 1980 -1982 5200 0-100 Спонтанно,

(Кудряшовская) проведение

защитных

мероприятий

1992-1993 280 0-30 Спонтанно

2002 - 2003 220 0-25 Спонтанно

Новосибирская 1994-1995 250 0-30 Спонтанно

(Караканская)

Тюменская 1987 -1989 1020 0-70 Спонтанно;

(Ялуторовская) проведение

защитных

мероприятий

и Sarcophagidae (отряд Díptera). Кроме того, в составе смешанной инфекции наряду с полиэдрами у погибших насекомых в отдельных случаях обнаруживались бактерии, грибы и простейшие. Тем не менее, с высокой долей вероятности можно утверждать, что полиэдроз в исследуемых популяциях был одним из ведущих факторов смертности, прервавшим вспышки массового размножения шелкопряда-монашенки. Об этом свидетельствуют факты высокой смертности от полиэдроза насекомых (около 50%), собранных в деградирующих очагах и выращенных в стационарных условиях без доступа энтомофагов. Кроме того, количество полиэдров, выделенное в расчете на 1 погибшую от вирусной инфекции особь шелколряда-

монашенки в очагах массового размножения ("-1-2*10 ), было сопоставимо с количеством полиэдров, выделенных в расчете на 1 погибшую особь при инфициро&ании гусениц Ш-1У возрастов вирусом в лабораторных условиях.

Анализ структуры погибших насекомых от полиэдроза показал, что гибель основной части насекомых отмечалась в У-У) возрастах гусеницы и фазу куколки. Количество полиэдров, рассчитанное как возможная вирусная нагрузка на 1 гектар сосновых насаждений в очагах массового размножения а период фазы кризиса, варьировало от -5,5*1012 до -8,7*101" полиэдров, что значительно превышает величины ЛК50 для гусениц V возраста (-2,2*10 1), полученные в экспериментальных условиях (рис. 7), Таким образолг, погибшие ог полиздроза насекомые могли быть источником инокулята как для горизонтальной передачи вируса, так и для получения гусеницами сублетальной дозы.

Рис:. 7. Ориентировочное количество полиэдров на 1 гектар насаждений при спонтанном проявлении полиэдров а в различные периоды вспышки шел коп ряда-монашенки и величина ЛКЯ для гусениц У-го возраста в пересчете на 1 гектар. 1 - пик численности, 2 — деградация численности, 3 -ЛК;о б пересчете на I гектар.

Учеты численности в последующие сезоны за вспышками показали, что шелкопряд-монашенка сохраняется лишь в отдельных резервациях с плотностью, не превышающей несколько особей на 1 дерево

Идентификация бакуловирусных изолятов, выделенных в различные фазы градации численности шелкопряда-монашенки.

Анализ данных по биологической активности вирусных изолятов, выделенных в различные фазы вспышки массового размножения шелкопряда-монашенки, обнаружил следующее (табл 5). Изоляты,

Таблица 5

Биологическая активность изолятов ВЯП, выделенных из очагов шелкопряда-монашенки в различные фазы вспышки

Очаг массового размножения Фаза вспышки Логарифм лк50* ЛВ5о (сутки) *

Коченевский р-н, Новосибирская обл Пик численности Кризис Депрессия численности 6,1 ± 0,2а 5,8 ± 0,2а 7,1 ± 0,4Ь 16,7 ± 2,6с 15,3+ 2,4с 22,1 ±3,2<1

*Указан 95%-ный доверительный интервал

выделенные на пике численности и в фазу кризиса, не различались по биологической активности, а биологическая активность иаолята, выделенного в фазу депрессии численности, более чем на порядок ниже По-видимому, это объясняется элиминированием вариантов вируса с относительно высокой биологической активностью из популяции на пике численности шелкопряда-монашенки. Кроме того, происходит резкое сокращение плотности популяции насекомого в фазу депрессии численности, снижение вирусной нагрузки на биотоп, уменьшение частоты экзогенного инфицирования насекомых, и, как следствие, уменьшение вероятности отбора вариантов ВЯП с относительно высокой биологической активностью.

Для анализа генотипического состава вируса были исследованы изоляты ВЯП, выделенные из географически удаленных очагов массового размножения шелкопряда-монашенки, а также в различные фазы вспышки массового размножения. Рестрикционный анализ ДНК

ВЯП эндонуклеазами рестрикции PstI, Slal, BamHI показал гетерогенность генотипического состава ВЯП шелкопряда-монашенки. Было показано, что генетическая вариабельность изолятов ВЯП шелкопряда-монашенки, выделенных на пике численности и в фазу депрессии, была относительно выше, чем у изолятов непарного шелкопряда, выделенных в аналогичные фазы вспышки. Инфицирование гусениц шелкопряда-монашенки ВЯП приводит к появлению новых генетических вариантов вируса.

Тагам образом, полиэдроз, как результат моноинфекции, а также в составе комплекса "полиэдроз - энтомофаги" практически в течение одного сезона прекращал вспышки массового размножения шелкопряда-монашенки, вызывая деградацию действующих очагов. Такая ситуация возникала при совпадении действия ряда факторов, асинхронности скорости развития гусениц с фенологией сосны, незначительном сезонном дрейфе очагов массового размножения и относительно высокой нагрузке экзогенного вируса на биотоп. В целом взаимодействие между шелкопрядом-монашенкой и его бакуловирусом можно охарактеризовать, как относительно высокую степень сопряженности насекомого-хозяина и патогена.

Глава 7. Оптимизация культивирования вирусов шелкопряда-монашенки и непарного шелкопряда и их применение в качестве агентов биологического контроля численности насекомых-хозяев

Культивирование вируса на гусеницах шелкопряда-монашенки из очагов массового размножения во 2-й год эруптивной фазы вспышки и фазу кризиса (действовавших на территории Западной Сибири) показало, что в эти фазы градации численности предпочтительнее активировать латентную вирусную инфекцию у гусениц III-IV возрастов содержанием при 100%-ной относительной влажности воздуха в течение 96 часов. В этом случае выход вируса в расчете на 1 особь больше, а время, затраченное на его получение - меньше, чем при инфицировании насекомых вирусом. При получении вируса на насекомых из очагов массового размножения в продромальную фазу и 1-й год эруптивной фазы вспышки максимальный выход вируса наблюдается при инфицировании гусениц III-IV возрастов вирусной суспензией в концентрации 107 полиэдров/мл.

Оценка культивирования ВЯП непарного шелкопряда показала, что максимальный выход полиэдров (2,3*109) отмечается при инфицировании гусениц самок V возраста дозой 107 полиэдров.

Применение активаторов скрытой вирусной инфекции у непарного шелкопряда приводит к относительно низкой смертности насекомых от полиэдроза и, соответственно, к более низкому выходу полиэдров в расчете на 1 особь.

Было подтверждено, что применение ВЯП в качестве агента биологического контроля шелкопряда-монашенки проблематично, поскольку шелкопряд-монашенка относительно устойчив к действию вируса Для достижения удовлетворительной эффективности необходимы высокие дозы вируса (не менее 1012 полиэдров на гектар), однако стоимость обработок составит около 200$ за гектар. Поэтому представляется перспективным поиск и применение активаторов скрытой вирусной инфекции в популяциях насекомого с помощью аэрозольной технологии.

Применение ВЯП наземно-очаговым способом (1 5*10ш полиэдров/ га) в качестве агента контроля численности непарного шелкопряда в Западной Сибири показало, что в 1-й год применения препарата не удавалось предотвратить существенной дефолиации насаждений на участках с зимующим запасом насекомых свыше 3000 яйцекладок на гектар Однако в течение 2-х лет, как правило, удавалось вызвать затухание действующих очагов непарного шелкопряда. Как показали исследования, необработанные очаги насекомого на территории Западной Сибири действовали 3-4 года. К несомненным плюсам контроля численности непарного шелкопряда с помощью вирусологического метода следует отнести относительно низкую стоимость обработок. Так, по результатам 2005 года стоимость обработок 1 гектара насаждений против непарного шелкопряда в Новосибирской области составила для ВЯП и лепидоцида 78 руб и 444 руб. соответственно (данные ПО "Сиббиофарм", г Бердск и ОГУ "Новосибирсксельлес"). Разница в основном обусловлена меньшим расходом ВЯП на гектар по сравнению с лепидоцидом. К достоинствам наземно-очагового метода следует также отнести простоту и доступность, что позволяет привлекать к обработкам рабочих лесхозов.

Необходима экспертная оценка и классификация насаждений, основанная на всестороннем анализе последствий их дефолнации, обосновывающая необходимость применения или отказа от проведения защитных мероприятий в тех или иных участках лесных массивов. На сегодняшний день представляется оправданным применение вирусологического контроля численности насекомых в насаждениях, примыкающих к населенным пунктам, зонам отдыха и

водоохранным зонам, где применение химических средств защиты растений ограничено законодательством России.

8. Заключение

Тагам образом, взаимодействие насекомого-хозяина и его бакуловируса обусловлено комплексом биотических и абиотических факторов. Характер взаимодействия определяется биологическими особенностями насекомого-хозяина и его физиологическим статусом, а также множественностью заражения и биологической активностью вируса В свою очередь, контакт насекомого-хозяина и его бакуловируса обуславливает эффект, который для насекомого может быть нейтральным, сублетальным или летальным (рис. 8). На интенсивность эпизоотических процессов у лесных филлофагов главным образом влияют биологические особенности насекомых и характер лесорастительных условий, при которых обеспечивается сохранность вируса в экосистеме и высокая вероятность контакта бакуловируса с насекомым-хозяином.

Впервые продемонстрировано, что скрытая вирусная инфекция может формироваться у насекомых, выживших после заражения бакуловирусом, и может быть активирована в дочернем поколении воздействием экстремальных факторов. Однако присутствие скрытого вируса у насекомых не означает скорой и неизбежной гибели хозяев Во-первых, часть вирусной ДНК может утратить свою инфегашонность, хотя и выявляться в анализируемых образцах насекомых Во-вторых, возможно, что воздействие индуцирующего фактора не всегда приводит к выходу вируса из хромосомы хозяина и формированию репродуктивного цикла развития вируса. Наконец, репликация вируса может подавляться механизмами преодоления вирусной инфекции в организме насекомого-хозяина.

В будущем предстоит выяснить механизмы полного блокирования репликации и сборки вируса при латентных инфекциях, а также детально исследовать способность скрытого вируса к инициации острой инфекции в прямых экспериментах. Тем не менее, есть все основания полагать, что уровень скрытого вирусоносительства в популяции насекомого поддерживается за счет экзогенного инфицирования особей предшествующих генераций.

Вероятно, латентность бакуловирусов является важной составляющей в системе взаимоотношений между насекомыми-фитофагами, дающими вспышки массового размножения, и их

бакуловирусами. Не исключено, что латентность бакуловирусов - это один из факторов, который способствует успешному существованию в природе как вирусам, так и их хозяевам - насекомым, С одной стороны, латентность позволяет избегать вирусам элиминирующего воздействия факторов внешней среды и пережидать периоды депрессии численности хозяев, не нарушая жизненно важных функций насекомых, связанных с репродукцией и распространением.

Рис 8 Схема формирования взаимодействия между насекомым и его бакуловирусом

Однако при определенных условиях латентная инфекция может переходить в острую с летальным для насекомых исходом, выполняя в этом случае роль фактора отбора и регулятора численности

Феномен интеграции клеточного и вирусного геномов, обнаруженный у некоторых видов насекомых, придает особый статус латентности бакуловирусов Вероятно, при выходе из хромосомы насекомого вирусная ДНК может содержать фрагменты ДНК хозяина, которые передаются другим насекомым, что создает возможность для смешивания различных генофондов.

Высокий уровень скрытого вирусоносительства и проявления спонтанного полиэдроза в популяции насекомого обусловлен сравнительно высокой нагрузкой экзогенного вируса на биотоп. Тогда при высокой плотности насекомых возрастает вероятность их экзогенного инфицирования вирусом, что в свою очередь, увеличивает частоту получения насекомыми сублетальных доз, а также вероятность мутации или делеции вируса. Такая ситуация возникает при совпадении действия ряда факторов* хорошей сохранности вируса в среде обитания насекомого, относительно высокой активности насекомых в младших возрастах гусеницы и относительно невысоком сезонном дрейфе очагов массового размножения Совпадением этих факторов объясняется высокая частота проявления спонтанного полиэдроза у шелкопряда-монашенки на территории Западной Сибири, что подтвердилось в лабораторных экспериментах с применением рестрикционного анализа вирусной ДНК (Ильиных, Чуйкова, 1989), Напротив, высокая миграционная активность непарного шелкопряда (в частности, способность бабочек к активному полету) является одним из факторов, приводящих к "ускользанию" популяции от бакуловируса. Основным путем вертикальной передачи вируса в очагах на территории Западной Сибири является передача в виде латентной инфекции. В связи с этим вывод о том, что инфицирование яйцекладок непарного шелкопряда в среде обитания является ведущим фактором передачи вируса между генерациями насекомого в популяциях, достигших пика численности (Мштау, ЕПшйоп, 1989), вероятно, справедлив лишь для североамериканских популяций. Известно, что в Северной Америке самки непарного шелкопряда представлены нелетающими формами (№а11пег, 1993; Кеепа, 0'0е11, 1994).

Было подтверждено, что применение ВЯП в качестве агента биологического контроля шелкопряда-монашенки проблематично,

поскольку шелкопряд-монашенка относительно устойчив к действию вируса. Поэтому представляется перспективным поиск и применение активаторов скрытой вирусной инфекции в популяциях насекомого для ограничения его численности. Кроме того, индукция репликации вируса может найти применение в диагностике фаз вспышек массового размножения шелкопряда монашенки, а также при культивировании вирусного материала.

Применение ВЯП наземно-очаговым способом (1-5*Ю10 полиэдров/ га) в качестве агента контроля численности непарного шелкопряда в Западной Сибири показало, что в течение 2-х лег, как правило, удавалось вызвать затухание действующих очагов непарного шелкопряда. Как показали исследования, в сопредельных территориях необработанные очаги насекомого на территории Западной Сибири действовали 3-4 года

Выводы

1 Скрытая вирусная инфекция может формироваться у насекомых, выживших после заражения бакуловирусом, и может быть активирована в дочернем поколении.

2. Показателями уровня латентного вирусоносительства у насекомых являются количество особей-вирусоносителей, выявляемых с помощью метода ОТ-ПЦР, и смертность от индуцированного полиэдроза.

3 Вертикальная передача бакуловируса может осуществляться как в виде скрытого вируса, так и через внешнее инфицирование насекомых в среде обитания.

4. Смертность от индуцированного полиэдроза у непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки зависит от периода онтогенеза, в котором действовал индуцирующий фактор, и способа воздействия на организм насекомых Максимальная чувствительность к индукции вирусной репликации отмечена у гусениц Ш-1У-го возрастов.

5. Смертность от индуцированного полиэдроза у шелкопряда-монашенки из очагов массового размножения на территории Западной Сибири за период развития вспышки возрастает практически в 10 раз.

6. Количество погибших насекомых от индуцированного полиэдроза и выход полиэдров на одну особь могут служить характерными точками градационного цикла и индикаторами фаз вспышки массового размножения шелкопряда-монашенки.

7. Смертность от индуцированного полиэдроза у непарного шелкопряда из очагов массового размножения на территории Западной Сибири относительно невысока и слабо изменяется в динамике вспышки. Максимальное значение смертности насекомых составляет 17,5 + 3%.

8. Уровень скрытого вирусоносительства в популяциях непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки поддерживается за счет особей, погибших от полиэдроза в предшествующих генерациях насекомых.

9. Проявление вирозов в популяциях лесных филлофагов обусловлено комплексом факторов различной природы. Результат контакта бакуловируса и хозяина определяется биологической активностью вируса, множественностью заражения, биологическими особенностями и физиологическим состоянием насекомого, особенностями кормовой породы, а также факторами внешней среды.

10. Интенсивность эпизоотических процессов у лесных филлофагов обусловлена главным образом биологическими особенностями насекомых и характером лесорастительных условий, при которых обеспечивается сохранность вируса в экосистеме и высокая вероятность контакта бакуловируса с насекомым-хозяином

11. Вирус ядерного полиэдроза непарного шелкопряда может применяться в качестве агента контроля численности насекомого в Западной Сибири. Весенняя очаговая обработка яйцекладок вирусом в дозе 5 х Ю10 полиэдров на гектар в течение двух лет на участках, где зимующий запас насекомого не превышает 3000 яйцекладок на гектар, приводит к затуханию действующих очагов.

Список основных работ но теме диссертации

1. Ильиных AB,, Чуйкова Г.В Идентификация природных изолятов вируса ядерного полиэдроза шелкопряда-монашенки // Вопросы вирусологии. 1989. № 1. С. 84-89.

2. Ильиных A.B., Бахвалов С.А., Божко H.A. Индикация фаз вспышки массового размножения шелкопряда-монашенки // Лесное хозяйство. 1990. № 12. С. 40-41.

3 Бахвалов С.А., Загуляев Г Н., Ильиных А.Е&, Лопаткин А.В , Логунов Д.В., Осколков Д.П., Плетнев В.Г. Биологическое подавление шелкопряда-монашенки с применением аэрозольной технологии // Лесное хозяйство 1991. № 9. С. 50-51.

4. Ильиных A.B., Бахвалов С.А., Моховиков С.М. Естественное вирусоносительство у массовых видов насекомых-фитофагов и его связь с жизнеспособностью хозяев // Вопросы вирусологии, 1995. № 4. С 186-187.

5. Ильиных A.B. Оптимизированная искусственная питательная среда для культивирования непарного шелкопряда // Биотехно чогия. 1996. №7. С. 42-43.

6. Ильиных A.B. Оценка чувствительности шелкопряда-монашенки к вирусу ядерного полиэдроза // Лесное хозяйство. 1997. № 3. С. 50-51.

7. Ильиных A.B., Мамонтова С.А., Петров B.C. Изучение трансгенерационной передачи вируса ядерного полиэдроза непарного шелкопряда // Вопросы вирусологии 1997. № 2. С. 88-90.

8. Ильиных A.B., Мамонтова С.А., Петров B.C., Колосов A.B. Регуляция численности непарного шелкопряда в Западной Сибири // Биотехнология. 1997. № 3. С. 45-47.

9 Ильиных A.B. Методика культивирования непарного шелкопряда в лабораторных условиях // Биотехнология. 1997. № 9,10. С. 45-47.

10. Ильиных A.B., Мамонтова С.А. Применение вирусного энтомопатогенного препарата в Западной Сибири Н Лесное хозяйство.

1998. №2. С. 52.

И. Колосов A.B., Ильиных A.B., Золина Е.Д., Борисова О.Д., Сергеев А.Н., Рыжиков А.Б., Ананько Г.Г. Сравнительное изучение аэрозольного и орального методов инфицирования гусениц непарного шелкопряда вирусом ядерного полиэдроза // Вопросы вирусологии.

1999. № 4. С.183-186.

12. Ильиных A.B. Индуцируемость бакуловирусной инфекции в различные периоды онтогенеза непарного шелкопряда // Вопросы вирусологии. 2000. № 1. С. 42-45.

13. Ильиных AB. Активация латентного вируса у непарного шелкопряда в различные периоды вспышки массового размножения // Биотехнология. 2000. № 5. С.77-80.

14. Ильиных A.B., Петрова И. Д., Колосов A.B. Идентификация бакуловйрусных изолятов непарного шелкопряда, выделенных в различные фазы градации численности насекомого // Рук. деп. ред, ж-ла "Вопросы вирусологии" в ГЦНМБ 12.10.2001, № 26897.12 с.

15 Бахвалов С.А., Ильиных A.B., Жимерикин В.Н., Мартемьянов В.В. Динамика численности шелкопряда-монашенки и непарного шелкопряда: роль кормовых ресурсов и вирусной инфекции //

Евразиатский энтомологический журнал. 2002. Т.1. Вып.1. С. 101108.

16. Ильиных A.B. Анализ причин затухания вспышки массового размножения непарного шелкопряда (Lymantria dispar L.) на территории Новосибирской области // Сибирский экологический журнал. Новосибирск, 2002. №6. С. 697-702.

17. Ильиных A.B. Оптимизация культивирования вируса ядерного полиэдроза шелкопряда-монашенки // Биотехнология. 2003. № 1. С. 70-72.

18. Ilyinykh А. V., Shtemshis M. V , Kuzminov S. V Exploration into a mechanism of transgenerati onai transmission of nucleopolyhedroviras in Lymantria dispar L. in Western Siberia // BioControl. 2004. Vol. 49 № 4. P. 441-454.

19. Ильиных A.B., Бахвалов С.A., Кузьминов C.B., Ульянова Е.Г., Ильиных Ф.А. Биологическое подавление очагов массового размножения непарного шелкопряда (Lymantria dispar L, Lepidoptera Lymantriidae) // Биотехнология. 2004. Ka 4. С. 72-76.

20. Ильиных А В., Кузьминов C.B., Ульянова Е Г., Ильиных Ф.А., Кожоев Ш.С. Влияние полиэдроза на популяции непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки //Защита и карантин растений. 2005. №3. С 53-54.

21. Ильиных A.B. Экология вируса ядерного полиэдроза непарного шелкопряда (Lymantria dispar L) в Западно-сибирской популяции насекомого //Экология. 2005. № 3. С. 222-226.

22. Ильиных A.B., Ульянова Е.Г Латентность бакуловирусов // Известия РАН. Серия биологическая. 2005. № 5. С. 599-606.

23. Ильиных A.B. Эпизоотология бакуловирусов // Известия РАН. Серия биологическая. 2007. № 5.

Подписано к печати 31.05.2007 г.

Формат бумаги 60 х 84/16.Печ.л.2,0.Бумага офсетная.

Times New Roman. Тираж 120 экз. Заказ № 112

630090, г.Новосибирск, ул. Академическая, 27. Тел./факс (383) 333 08 78, моб.8 913 946 83 45.

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Ильиных, Александр Васильевич

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1 ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ.

1.1 Объекты исследований.

1.2 Культивирование насекомых на искусственной питательной среде.

1.3 Культивирование насекомых на естественном корме.

1.4 Инфицирование насекомых вирусом и активация латентной вирусной инфекции.

1.5 Диагностика ядерного полиэдроза.

1.6 Выделение и очистка вируса.

1.7 Идентификация вирусных изолятов.

1.8 Идентификация скрытой вирусной инфекции у насекомых.

1.9 Исследование вертикальной передачи бакуловируса.

1.10 Мониторинг непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки в очагах массового размножения.

1.11 Применение вируса ядерного полиэдроза для ограничения численности непарного шелкопряда

1.12 Ограничение численности шелкопряда-монашенки.

1.13 Планирование экспериментов и статистическая обработка данных

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ.

ГЛАВА 2 СОВЕРШЕНСТВОВАНИЕ МЕТОДОВ ЛАБОРАТОРНОГО

КУЛЬТИВИРОВАНИЯ НЕПАРНОГО ШЕЛКОПРЯДА

2.1 Оптимизация состава искусственной питательной среды

2.2 Разработка методики культивирования непарного шелкопряда.

2.3 Получение лабораторных культур непарного шелкопряда.

ГЛАВА 3 ЛАТЕНТНОСТЬ БАКУЛОВИРУСОВ.

3.1 Преодоление насекомыми вирусной инфекции. Диагностика скрытого вируса.

3.2 Формирование латентности и локализация скрытого вируса.

3.3 Вертикальная передача вируса.

3.4 Скрытый вирус в популяциях насекомых.

ГЛАВА 4 ИНДУКЦИЯ ВИРУСНОЙ РЕПЛИКАЦИИ У НЕПАРНОГО

ШЕЛКОПРЯДА И ШЕЛКОПРЯДА-МОНАШЕНКИ.

4.1 Возрастная чувствительность гусениц непарного шелкопряда к активации бакуловирусной инфекции.

4.2 Индукция вирусной репликации в различные фазы градации численности непарного шелкопряда.

4.3 Индукция вирусной репликации в различные периоды онтогенеза шелкопряда-монашенки.

4.4 Возможность применения активации латентной вирусной инфекции в диагностике фаз градации численности шелкопряда-монашенки

ГЛАВА 5 ОСОБЕННОСТИ ПРОЯВЛЕНИЯ ПОЛИЭДРОЗА В

ОЧАГАХ МАССОВОГО РАЗМНОЖЕНИЯ НЕПАРНОГО ШЕЛКОПРЯДА В ЗАПАДНОЙ СИБИРИ.

5.1 Некоторые аспекты биологии и экологии непарного шелкопряда.

5.2 Особенности биологии и экологии непарного шелкопряда в Западной Сибири.

5.3 Роль полиэдроза в популяционной динамике непарного шелкопряда.

5.4 Персистенция вируса непарного шелкопряда в лесной экосистеме.

5.5 Идентификация бакуловирусных изолятов, выделенных в различные фазы градации численности непарного шелкопряда

5.6 Анализ причин затухания вспышки массового размножения непарного шелкопряда.

ГЛАВА 6 ВЛИЯНИЕ ПОЛИЭДРОЗА НА ПОПУЛЯЦИОННУЮ

ДИНАМИКУ ШЕЛКОПРЯДА-МОНАШЕНКИ.

6.1 Распространение, вредоносность и биология шелкопряда-монашенки

6.2 Особенности биологии и экологии шелкопряда-монашенки, способствующие проявлению полиэдроза в очагах массового размножения.

6.3 Роль полиэдроза в затухании вспышек массового размножения шелкопряда-монашенки.

6.4 Идентификация бакуловирусных изолятов, выделенных в различные фазы градации численности шелкопряда-монашенки

ГЛАВА 7 ОПТИМИЗАЦИЯ КУЛЬТИВИРОВАНИЯ ВИРУСОВ ШЕЛКОПРЯДА-МОНАШЕНКИ И НЕПАРНОГО ШЕЛКОПРЯДА И ИХ ПРИМЕНЕНИЕ В КАЧЕСТВЕ

АГЕНТОВ БИОЛОГИЧЕСКОГО КОНТРОЛЯ ЧИСЛЕННОСТИ НАСЕКОМЫХ-ХОЗЯЕВ.

7.1 Определение возрастной чувствительности гусениц шелкопряда-монашенки к вирусу.

7.2 Оценка способов культивирования вируса шелкопряда-монашенки.

7.3 Определение возрастной чувствительности гусениц непарного шелкопряда к вирусу и условий культивирования вирусной биомассы

7.4 Ограничение численности непарного шелкопряда с помощью вирусологического метода.

7.5 Ограничение численности шелкопряда-монашенки.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

В Г - вирус гранулеза

ВЦП - вирус цитоплазматического полиэдроза

В ЯП - вирус ядерного полиэдроза

ДНК - дезоксирибонуклеиновая кислота

ИПС - искусственная питательная среда

J1B - летальное время

ЛД - летальная доза

J1K - летальная концентрация мРНК - матричная рибонуклеиновая кислота

ОТ-ПЦР - обратная транскрипция - полимеразная цепная реакция

РНК - рибонуклеиновая кислота

ЦЗЛ - центр защиты леса

Введение Диссертация по сельскому хозяйству, на тему "Вертикальная передача бакуловирусов и закономерности проявления полиэдрозов у лесных насекомых-филлофагов"

Актуальность проблемы. Леса России составляют около 22% мировой площади лесов, поэтому им принадлежит важная планетарная роль в процессах фотосинтеза, депонирования углерода, круговорота веществ в природе и многих других функциях (Колтунов, 2006). Одним из важнейших резервов сохранения лесного фонда и продуктивности лесного хозяйства является защита насаждений от насекомых. В России от различных негативных факторов (в основном пожаров) ежегодно погибает около 300 тыс. га лесов, на долю насекомых в этом процессе приходится в среднем 36 тыс. га, или более 10% (Матусевич, Гниненко, 2000). В отдельные годы влияние этого фактора увеличивается до 30-50%, то есть ущерб от деятельности насекомых становится сопоставим с лесными пожарами (Матусевич, Гниненко, 2000). Наиболее вредоносная роль принадлежит сибирскому шелкопряду Dendrolimus superans sibiricus Tschetv.; непарного шелкопряда Lymantria dispar L. и шелкопряда-монашенку Lymantria monacha L. также относят к группе наиболее опасных лесных фитофагов. Эти насекомые периодически дают крупномасштабные вспышки массового размножения в различных частях своего ареала, иногда на площадях, исчисляемых в миллионах гектаров (Marshall, 1981; Harris, Lavers, 1985). На территории России наибольшие по площади очаги среди дендрофильных насекомых образует непарный шелкопряд. Так, за последние 20 лет площадь его очагов в среднем ежегодно составляла 726 тыс. га (Матусевич, Гниненко, 2000), а шелкопряда-монашенки за последние 10 лет - 36,4 тыс. га (Сергеенко, 1999).

Комплексный подход к защите растений предполагает максимальное использование разнообразных естественных регуляторов, а при необходимости защитных мероприятий - применение искусственных факторов, сдерживающих численность насекомых на экономически неощутимом уровне при возможно меньшем нарушении равновесия среды. Такой подход представляется наиболее целесообразным и к настоящему времени он получил широкое признание (Знаменский, 1973; Рукавишников, 1973; 1979; Найт, Тетчер, 1986; Долгин, 1989; Кобзарь, 1991, 2004; Штерншис, 1995; Белицкая, 2004; Apple, Smith, 1976; Pimentel et al., 1984; Reardon, 1988; Filippov, 1989; Howarth, 1991; Cameron, 1991). Основу интегрированного управления численностью насекомых составляет детальное изучение биологии, динамики численности и вредоносности, а также выявление естественных регуляторов и их роли в ограничении численности насекомых.

Краткий анализ современного состояния проблемы.

В популяциях насекомых, дающих вспышки массового размножения, распространены болезни, вызываемые энтомопатогенными вирусами, которые имеют важное значение в регуляции численности своих хозяев (Воронцов, 1963; Воробьева, 1976; Гулий, Рыбина, 1988; Bird, 1955; Urguhart, 1966; Krieg, 1973; Anderson, May, 1980; Elkinton, 1990; Berriman, 1995; Hoch et al., 2001; Cooper et al., 2003a). Проблема, каким образом поддерживается перманентность вирусной инфекции в популяциях насекомых, и как инициируются массовые бакуловирусные заболевания при естественных эпизоотиях, является предметом длительной дискуссии. Одни исследователи полагают, что вирусы могут длительное время сохраняться в среде обитания насекомых, а эпизоотии возникают на пике численности популяции, когда увеличивается вероятность контактов насекомых с вирусом (Jagues, 1970; Doane, 1976; Crawford, Kalmakoff, 1977; Carruthers et al., 1988; Soikkonen, 1995; Richards et al., 1999). Альтернативная теория построена вокруг идеи, согласно которой в популяциях насекомых присутствует скрытый вирус, который активируется под воздействием различных факторов, вызывая смертность насекомых (Тарасевич, 1975; Steinhays, 1958; Aruga, 1963; Tanada, 1975;

Fuxa et al., 1999; Boots et al., 2003; Cooper et al., 2003b). Полярность точек зрения, вероятно, объясняется практически полным отсутствием работ, позволяющих в прямых экспериментах исследовать вертикальную передачу вирусов у насекомых и идентифицировать эндо- и экзогенную вирусные инфекции. Такое дифференцирование принципиально, поскольку на воздействие скрытого вируса ответ насекомого детерминирован в основном физиологическим статусом последнего и действием факторов, индуцирующих вирусную репликацию. При экзогенном инфицировании помимо физиологического статуса реакция насекомого обусловлена главным образом биологической активностью вируса и множественностью заражения.

Большое значение при изучении динамики численности насекомых уделяется трофическому фактору, поскольку при высокой плотности популяции уменьшается количество корма и изменяется его качество (Рафес, 1981; Haukioya, 1991; Larson et al., 2000 и др.), вызывающие изменение резистентности насекомых к вирусной инфекции (Shapiro et al., 1994; Boots, 2000). Однако и при оценке роли трофического фактора закономерности проявления вирозов во многом не ясны. Так, эпизоотии в популяциях массовых видов лесных фитофагов отмечались и при слабой степени дефолиации насаждений (Тулий, Рыбина, 1988; Ильиных и др., 2005), которая не вызывает существенных изменений биохимического состава корма. С другой стороны, даже при высокой и сплошной степени дефолиации основных кормовых пород непарного шелкопряда в Зауралье и Западной Сибири гибель насекомых от полиэдроза наблюдалась на энзоотическом уровне - спорадически и у незначительной части популяции, не превышающей нескольких процентов (Колтунов, 1993; Колтунов и др., 1998; Ильиных, 2005; Ilyinykh et al., 2004). В свою очередь, в североамериканских и европейских популяциях непарного шелкопряда полиэдроз является одним из ведущих факторов динамики численности, нередко приводящим к массовой гибели насекомых (Вейзер, 1972; Woods, Elkinton, 1987; Dwyer, Elkinton, 1995).

С помощью молекулярно-биологических методов была обнаружена интеграция бакуловирусного генома в клеточный геном насекомого-хозяина у таких видов, как большая вощинная огневка Galleria mellonella L. (Мирюта и др., 1985) и тутовый шелкопряд Bombyx mori L. (Кок и др., 1983; Yamao et al., 1999). Однако для других видов насекомых, включая фитофагов, дающих вспышки массового размножения, способ существования скрытой вирусной инфекции оставался неизвестным.

Первые сведения о проявлении спонтанного полиэдроза у насекомых получены более ста лет назад (Pogwaite, Mazzone, 1986), однако до настоящего времени отсутствовали прямые доказательства, подтверждающие регистрацию скрытой вирусной инфекции у насекомых и ее способность к переходу в острую форму, и все предположения строились по косвенным данным. Имеются отдельные работы по индуцированию скрытой вирусной инфекции у непарного шелкопряда (Luhl, 1974; Штерншис и др., 1977; Чернявская и др., 1979; Lindroth et al., 1991) и шелкопряда-монашенки (Yadava, 1970; Бахвалов и др., 1979), но оставалось невыясненным, насколько латентные вирусные инфекции распространены в популяциях названных насекомых. Малоисследованной оставалась и проблема индуцируемости скрытой вирусной инфекции в различные периоды онтогенеза и в динамике вспышки массового размножения насекомых. В результате практически отсутствуют представления о характере причинно-следственных связей, обуславливающих ту или иную степень сопряжения фитофагов с поражающими их бакуловирусами и, соответственно, закономерности проявления вирозов в популяциях насекомых.

Подробный анализ современного состояния проблемы по различным аспектам вертикальной передачи бакуловирусов и проявлению вирозов у насекомых дан в соответствующих главах.

Цель исследования заключалась в комплексном изучении основных механизмов вертикальной передачи бакуловирусов и формирования заболеваний полиэдрозом у непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки.

Для достижения указанной цели необходимо было решить следующие задачи:

1) Оптимизировать состав ИПС и разработать методику культивирования непарного шелкопряда в лабораторных условиях.

2) Изучить возможность вертикальной передачи бакуловируса в виде латентной инфекции, а также через инфицирование насекомых вирусом в среде обитания.

3) Исследовать индукцию вирусной репликации у непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки в экспериментальных условиях в различные периоды онтогенеза и фазы градации численности.

4) Выявить распространение скрытой вирусной инфекции в очагах массового размножения непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки.

5) Исследовать особенности проявления спонтанного полиэдроза у непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки в очагах массового размножения насекомых в различные фазы градации численности.

Научная новизна работы. Впервые с применением современных диагностических методов установлено, что вертикальная передача бакуловируса у одного и того же вида насекомого может осуществляться как в виде скрытого вируса, так и через внешнее инфицирование насекомых в среде обитания.

Впервые в прямом эксперименте продемонстрировано, что скрытая вирусная инфекция может формироваться у насекомых, выживших после воздействия бакуловируса, и может быть активирована в дочернем поколении.

Впервые показано, что тот или иной уровень скрытого вирусоносительства в популяциях лесных филлофагов поддерживается за счет особей, погибших от полиэдроза в предшествующих генерациях насекомых.

Впервые проведен анализ причинно-следственных связей, обуславливающих различную степень сопряжения насекомых с их бакуловирусами. Показано, что уровень проявления спонтанного полиэдроза в популяциях лесных филлофагов определяется биологической активностью вируса, множественностью заражения, биологическими особенностями и физиологическим состоянием насекомого, особенностями кормовой породы, а также факторами внешней среды.

Практическая значимость работы. Разработана оригинальная ИПС для выращивания гусениц непарного шелкопряда и методика культивирования, исключающая экзогенное инфицирование насекомых вирусом и позволяющая получить ряд генераций непарного шелкопряда в лабораторных условиях.

Показано, что количество погибших насекомых от индуцированного полиэдроза и выход полиэдров на одну особь могут служить характерными точками градационного цикла и наряду с традиционными показателями (масса куколок, плодовитость насекомых) применяться в качестве индикаторов фаз вспышки шелкопряда-монашенки.

Предложен метод получения ВЯП у шелкопряда-монашенки, заключающийся в содержании гусениц из природных популяций на пике численности или в фазу кризиса в условиях 100%-ной влажности воздуха для индукции вирусной репликации. Этот метод позволяет оптимизировать культивирование вирусного материала, поскольку получение вируса не связано с его расходом.

Концептуальные положения, которые выносятся на защиту.

1. Вертикальная передача бакуловируса может осуществляться как за счет передачи скрытого вируса, так и через экзогенное инфицирование насекомых в среде обитания.

2. Латентная вирусная инфекция может формироваться у насекомых, выживших после заражения бакуловирусом, и может быть активирована в дочернем поколении.

3. Уровень скрытого вирусоносительства в популяциях насекомых поддерживается за счет особей, погибших от полиэдроза в предшествующих генерациях.

4. Интенсивность эпизоотии у лесных филлофагов обусловлена главным образом биологическими особенностями насекомых и характером лесорастительных условий, при которых обеспечивается сохранность вируса в экосистеме и высокая вероятность контакта бакуловируса с насекомым-хозяином.

Апробация работы. Материалы диссертации были представлены на I и II Всесоюзных конференциях по промышленному разведению насекомых (Москва, 1986, 1989); на Всесоюзной конференции "Пути совершенствования микробиологической борьбы с вредными насекомыми и болезнями" (Оболенск, 1986); на отраслевом совещании "Биологические и технологические проблемы создания вирусных препаратов для интегрированной защиты растений" (Новосибирск, 1989); на II симпозиуме стран-членов СЭВ по микробным пестицидам (Москва, 1990); на Всероссийском научно-производственном совещании (Краснодар, 1994); на Международном конгрессе по химическим пестицидам (США, Вашингтон, 1994); на XIII Международном конгрессе по защите растений (Голландия, Гаага, 1995); на Всероссийском съезде по защите растений (Санкт-Петербург, 1995); на международном симпозиуме "Биологическая и интегрированная защита леса" (Пушкино, 1998); на XI и XI съездах

Русского Энтомологического Общества (Санкт-Петербург, 1998, 2002); на Международном симпозиуме "Сохранение и защита горных лесов" (Ош, 1999); на международном симпозиуме "Интегрированная защита растений: достижения и проблемы" (Кишинев, 2000); на международном симпозиуме "Молекулярные механизмы генетических процессов и биотехнология" (Москва, Минск, 2001); на международной конференции "Достижения биотехнологии для будущего человечества" (Самарканд, 2001); на научно-практической конференции, посвященной 100-летию профессора Е.В. Талалаева (Иркутск, 2002); на Сибирской зоологической конференции (Новосибирск, 2004); на XXV юбилейном конгрессе ВПС/МОББ (Венгрия, Будапешт, 2005); на II Межрегиональной научной конференции паразитологов Сибири и Дальнего Востока (Новосибирск, 2005), на VII Межрегиональном совещании энтомологов Сибири и Дальнего востока (Новосибирск, 2006).

Публикации. Материалы диссертации изложены в 74 научных работах, из них 22 в рецензируемых журналах.

Структура и объем работы. Диссертация изложена на 282 страницах машинописного текста, включает 45 таблиц и 22 рисунка. Работа состоит из введения, семи глав, заключения, выводов и списка литературы.

Заключение Диссертация по теме "Защита растений", Ильиных, Александр Васильевич

ВЫВОДЫ

1. Скрытая вирусная инфекция может формироваться у насекомых, выживших после заражения бакуловирусом, и может быть активирована в дочернем поколении.

2. Показателями уровня латентного вирусоносительства у насекомых являются количество особей-вирусоносителей, выявляемых с помощью метода ОТ-ПЦР, и смертность от индуцированного полиэдроза.

3. Вертикальная передача бакуловируса может осуществляться как в виде скрытого вируса, так и через внешнее инфицирование насекомых в среде обитания.

4. Смертность от индуцированного полиэдроза у непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки в экспериментальных условиях зависит от периода онтогенеза, в котором действовал индуцирующий фактор, и способа воздействия на организм насекомых. Максимальная чувствительность к индукции вирусной репликации отмечена у гусениц III-IV-го возрастов.

5. Смертность от индуцированного полиэдроза у шелкопряда-монашенки из очагов массового размножения на территории Западной Сибири за период развития вспышки возрастает практически в 10 раз.

6. Количество погибших насекомых от индуцированного полиэдроза и выход полиэдров на одну особь могут служить характерными точками градационного цикла и индикаторами фаз вспышки массового размножения шелкопряда-монашенки.

7. Смертность от индуцированного полиэдроза у непарного шелкопряда из очагов массового размножения на территории Западной Сибири относительно невысока и слабо изменяется в динамике вспышки. Максимальное значение смертности насекомых составляет 17,5 + 3%.

231

8. Уровень скрытого вирусоносительства в популяциях непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки поддерживается за счет особей, погибших от полиэдроза в предшествующих генерациях насекомых.

9. Проявление вирозов в популяциях лесных филлофагов обусловлено комплексом факторов различной природы. Результат контакта бакуловируса и насекомого-хозяина определяется биологической активностью вируса, множественностью заражения, биологическими особенностями и физиологическим состоянием насекомого, особенностями кормовой породы, а также факторами внешней среды.

10. Интенсивность эпизоотических процессов у лесных филлофагов обусловлена главным образом биологическими особенностями насекомых и характером лесорастительных условий, при которых обеспечивается сохранность вируса в экосистеме и высокая вероятность контакта бакуловируса с насекомым-хозяином.

11. Вирус ядерного полиэдроза непарного шелкопряда может применяться в качестве агента контроля численности насекомого в Западной Сибири. Весенняя очаговая обработка яйцекладок вирусом в дозе 5-1010 полиэдров на гектар в течение двух лет на участках, где зимующий запас насекомого не превышает 3000 яйцекладок на гектар, приводит к затуханию действующих очагов.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Анализ литературных данных и результаты собственных исследований показали, что взаимодействие насекомого-хозяина и его бакуловируса обусловлено комплексом биотических и абиотических факторов. Характер взаимодействия определяется биологическими особенностями насекомого-хозяина и его физиологическим статусом, а также множественностью заражения и патогенностью вируса. В свою очередь, степень сопряжения насекомого и его бакуловируса обуславливает эффект, который для насекомого может быть нейтральным, летальным или сублетальным (рисунок 22).

Впервые в прямом эксперименте нами продемонстрировано, что скрытая вирусная инфекция может формироваться у насекомых, выживших в результате воздействия бакуловируса, и может быть индуцирована в дочернем поколении. Однако присутствие скрытого вируса у насекомых не означает скорой и неизбежной гибели хозяев. В этом случае возможно несколько вариантов. Во-первых, часть вирусной ДНК может полностью утратить свою инфекционность, хотя и выявляться в анализируемых образцах насекомых. Во-вторых, возможно, что воздействие индуцирующего фактора не всегда приводит к выходу вируса из хромосомы хозяина и формированию репродуктивного цикла развития вируса. В-третьих, репликация вируса при выходе из хромосомы может подавляться механизмами преодоления вирусной инфекции в организме насекомого-хозяина. Поэтому вопрос о том, в течение какого периода (числа генераций насекомого) вирус может находиться в скрытом виде в организме хозяина, сохраняя при этом способность к репликации, на сегодняшний день остается открытым.

В будущем предстоит выяснить механизмы полного блокирования репликации и сборки вируса при латентных инфекциях, а также детально

Рисунок 22 - Схема формирования взаимодействия между насекомым и его бакуловирусом. исследовать способность скрытого вируса к инициации острой инфекции в прямых экспериментах. Тем не менее, есть все основания полагать, что уровень скрытого вирусоносительства в популяции насекомого поддерживается за счет экзогенного инфицирования особей предшествующих генераций.

Вероятно, латентность бакуловирусов является важной составляющей в системе взаимоотношений между насекомыми-фитофагами, дающими вспышки массового размножения, и их бакуловирусами. Не исключено, что латентность бакуловирусов - это один из факторов, который способствует успешному существованию в природе как вирусам, так и их хозяевам - насекомым. С одной стороны, латентность позволяет избегать вирусам элиминирующего воздействия факторов внешней среды и пережидать периоды депрессии численности хозяев, не нарушая жизненно важных функций насекомых, связанных с репродукцией и распространением. Однако при определенных условиях латентная инфекция может переходить в острую с летальным для насекомых исходом, выполняя в этом случае роль фактора отбора и регулятора численности.

Феномен интеграции клеточного и вирусного геномов, обнаруженный у некоторых видов насекомых, придает особый статус латентности бакуловирусов. Вероятно, при выходе из хромосомы насекомого вирусная ДНК может содержать фрагменты ДНК хозяина, которые передаются другим насекомым, что создает возможность для смешивания различных генофондов.

Высокий уровень скрытого вирусоносительства и проявления спонтанного полиэдроза в популяциях насекомых обусловлен сравнительно высокой нагрузкой экзогенного вируса на биотоп. При высокой плотности насекомых возрастает вероятность их экзогенного инфицирования вирусом, что, в свою очередь, увеличивает частоту получения насекомыми сублетальных доз, а также вероятность мутации или делеции вируса. Такая ситуация возникает при совпадении действия ряда факторов: хорошей сохранности вируса в среде обитания насекомых, относительно высокой активности в младших возрастах гусеницы и относительно невысоком сезонном дрейфе очагов массового размножения. Совпадением этих факторов объясняется высокая частота проявления спонтанного полиэдроза у шелкопряда-монашенки на территории Западной Сибири, что подтвердилось в лабораторных экспериментах с применением рестрикционного анализа вирусной ДНК (Ильиных, Чуйкова, 1989). Напротив, высокая миграционная активность непарного шелкопряда (в частности, способность бабочек к активному полету) является одним из факторов, приводящих к "ускользанию" популяции от бакуловируса.

Было подтверждено, что применение ВЯП в качестве агента биологического контроля шелкопряда-монашенки проблематично, поскольку шелкопряд-монашенка относительно устойчив к действию вируса. Поэтому представляется перспективным дальнейший поиск и применение активаторов скрытой вирусной инфекции в популяциях насекомого для ограничения его численности. Кроме того, индукция репликации вируса может найти применение в диагностике фаз вспышек массового размножения шелкопряда-монашенки, а также при культивировании вирусного материала.

Применение ВЯП наземно-очаговым способом (1-54010 полиэдров/ га) в качестве агента контроля численности непарного шелкопряда в Западной Сибири показало, что в течение двух лет, как правило, удавалось вызвать затухание действующих очагов непарного шелкопряда. Как показали исследования, в сопредельных территориях необработанные очаги насекомого на территории Западной Сибири действовали 3-4 года.

Библиография Диссертация по сельскому хозяйству, доктора биологических наук, Ильиных, Александр Васильевич, Екатеринбург

1. Анищенко, Б.И. Против шелкопряда-монашенки / Б.И. Анищенко, М.В. Торчик, О.Г. Флейшер // Защита растений. 1982. - № 4. - С. 17.

2. Ашмарин, И.П. Статистические методы в микробиологических исследованиях / И.П. Ашмарин, А.А. Воробьев // Л.: Медгиз, 1962. 350 с.

3. Баранчиков, Ю.Н. Трофическая специализация чешуекрылых / Ю.Н. Баранчиков // Красноярск, 1987. 171с.

4. Бахвалов, С.А. Биологическое подавление популяций шелкопряда-монашенки {Lymantria monacha L.) в Западной Сибири: опыт применения и анализ результатов / С.А. Бахвалов // Сибирский экологический журнал. -1995.-№5.-С. 466-473.

5. Бахвалов, С.А. Биологическое подавление шелкопряда-монашенки с применением аэрозольной технологии / С.А. Бахвалов, Г.Н. Загуляев, А.В. Ильиных, А.В. Лопаткин, Д.В. Логунов, Д.П. Осколков, В.Г. Плетнев // Лесное хозяйство. 1991. - № 9. - С. 50-51.

6. Бахвалов, С.А. Взаимоотношения шелкопряда-монашенки и поражающего его вируса ядерного полиэдроза / С.А. Бахвалов // Автореф. дисс. канд. биол. наук. Новосибирск, 1987. - 22 с.

7. Бахвалов, С.А. Взаимосвязь популяционной динамики непарного шелкопряда {Lymantria dispar L., Lym:. Lep.) и генетическогополиморфизма вируса ядерного полиэдроза / С.А. Бахвалов, В.Н. Бахвалова, О.В. Морозова // Экология. 2002. - № 6. - С. 455-459.

8. Бахвалов, С.А. Динамика популяций шелкопряда-монашенки Lymantria monacha L. (Lymantriidae: Lepidoptera) и поражающего его бакуловируса в Западной Сибири / С.А. Бахвалов, А.Н. Башев, И.Б. Кнорр //Лесоведение.-1998,- №4.- С. 26-33.

9. Бахвалов, С.А. Динамика численности шелкопряда-монашенки и непарного шелкопряда: роль кормовых ресурсов и вирусной инфекции / С.А. Бахвалов, А.В. Ильиных, В.Н. Жимерикин, В.В. Мартемьянов // Евразиат. энтомол. журн. -2002.- Т. 1. Вып. 1.- С. 101-108.

10. Бахвалов, С.А. Особенности морфогенеза бакуловирусов при генерализованных полиэдрозах у некоторых чешуекрылых в динамике инфекционного процесса / С.А. Бахвалов, С.В. Деветьярова // Изв. СО АН СССР. Сер. биол. наук. 1980.- Вып.1.- С. 58-65.

11. Бахвалов, С.А. Опыт применения сульфата меди для активации скрытой вирусной инфекции у шелкопряда-монашенки в очаге его массового размножения / С.А. Бахвалов, А.В. Ильиных, О. А. Чернявская,

12. B.Н. Бахвалова // Микробиологические исследования в Западной Сибири. -Новосибирск: Наука, 1989.- с. 91-95.

13. Бахвалов, С.А. Подавление очагов массового размножения шелкопряда-монашенки биологическими и химическими методами / С.А. Бахвалов, Г.В. Ларионов, Г.П. Пешков // Лесное хозяйство. 1986. - № 3.1. C. 65-66.

14. Бахвалов, С.А. Развитие индуцируемого ядерного полиэдроза у монашенки в экспериментальных условиях / С.А. Бахвалов, Г.В. Ларионов, В.Н. Жимерикин, О.А. Чернявская // Изв. СО АН СССР. Сер. биол. наук. -1979.- Вып.2. С. 65-70.

15. Бахвалов, С.А. Экология бакуловируса шелкопряда-монашенки (Ocneria monacha L., Lepidoptera, Lymantriidae). Персистенция вируса влесной экосистеме / С.А. Бахвалов, В.Н. Бахвалова // Известия СО АН СССР. Сериябиол. наук.- 1990 б,-№ 1,- С. 51-55.

16. Бахвалов, С.А. Экология бакуловируса шелкопряда-монашенки {Ocneria monacha L., Lepidoptera: Lymantriidae). Персистенция вируса в популяциях насекомого / С.А. Бахвалов, В.Н. Бахвалова // Экология. -1990 а. -№ 6.-С. 53-59.

17. Бахвалов, С.А. Экспериментальное исследование индуцируемости бакуловирусной инфекции в онтогенезе шелкопряда-монашенки / С.А. Бахвалов, А.В. Ильиных // Экология и география членистоногих Сибири. -Новосибирск: Наука, 1987. С. 136-137.

18. Бахов, Н.И. Клеточные системы защиты организма от вирусной инфекции: внутриклеточные механизмы защиты / Н.И. Бахов, А.А. Барсуков, В.М. Земсков // Успехи современной биологии. 2003. - Т. 123. -№ 2. - С. 161-174.

19. Беднова, О.В. Непарный шелкопряд и вирус ядерного полиэдроза: некоторые аспекты взаимодействия и эффективность биологического контроля / О.В. Беднова // Научные труды Моск. гос. унив. леса. 1998. -№294.-4. 1.- С. 165-175.

20. Бектемиров, Т.А. Гибридизация нуклеиновых кислот как средство быстрой вирусологической диагностики / Т.А. Бектемиров // Вопросы вирусологии. -1988. -№ 1.-С. 110-117.

21. Белицкая, М.Н. Экологические аспекты управления фитосанитарным состоянием лесоаграрных ландшафтов аридной зоны / М.Н. Белицкая // Автореф. дисс. док. биол. наук. Краснодар, 2004. - 40 с.

22. Бенкевич, В.И. К вопросу о прогнозе массовых появлений Ocneria monacha L. (Lepidoptera, Lymantriidae) в Московской области / В.И. Бенкевич//Энтомол. обозр.- I960. Т. 33.- Вып. 4. - С. 1321-1328.

23. Бенкевич, В.И. Массовые появления непарного шелкопряда в европейской части СССР / В.И. Бенкевич // М.: Наука, 1984. 142 с.

24. Берриман, А. Защита леса от насекомых вредителей / А. Берриман И М.: Агропромиздат, 1990. 288 с.

25. Божко, Н.А. Разработка и применение в народном хозяйстве вирусных энтомопатогенных препаратов / Н.А. Божко // Биотехнология. 1988.-№2.-С. 59-60.

26. Бойчук, Ю.Д. Принципы и методы отбора исходного материала для культивирования насекомых / Ю.Д. Бойчук, А.З. Злотин // Успехи современной биологии. 1999 а. - Т. 119. - № 6. - С. 590-598.

27. Бойчук, Ю.Д. Формирование стартовой колонии непарного шелкопряда при его лабораторном разведении / Ю.Д. Бойчук, А.З. Злотин // Лесное хозяйство. 1999 б. - № 3. - С. 49-50.

28. Большее, Л.Н. Таблицы математической статистики / Л.Н. Большее, Н.В. Смирнов // М.: Наука, 1983. 416 с.

29. Браунли, К.А. Статистическая теория и методология в науке и технике / К.А. Браунли // М.: Наука, 1977. 408 с.

30. Васечко, Т.Н. Развитие идей А.И. Ильинского в познании динамики численности непарного шелкопряда / Т.И. Васечко //Лесоведение. 1990. №6,- С. 41-48.

31. Васильева, В.Л. Результаты испытания вирусного препарата в борьбе с непарным шелкопрядом в садах: эффективность, безопасность / В.Л. Васильева, В.Г. Яценко, В.И. Трусов // Молекулярная биология. Киев, 1983. - Вып. 34. - С. 41-42.

32. Вейзер, Я. Микробиологические методы борьбы с вредными насекомыми (болезни насекомых) / Я. Вейзер // М.: Колос. 1972. - 640 с.

33. Верещагина, В.В. Роль света в поведении и распределении непарного шелкопряда и дубовой листовертки в условиях полезащитных лесных полос / В.В. Верещагина//Зоол. журн. 1952.-Т. 31.- Вып.1.-С. 25-32.

34. Викторов, Г.А. Динамика численности животных и управление ею / Г.А. Викторов // Зоол. журн. 1975. - Т. 54. - Вып. 6. - С. 804-821.

35. Викторов, Г.А. Колебания численности насекомых как регулируемый процесс / Г.А. Викторов // Журнал общей биологии. 1965. Т. 26.-№ 1.- С. 43-55.

36. Викторов, Г.А. Проблемы динамики численности насекомых на примере вредной черепашки / Г.А. Викторов // М.: Наука. 1967. -270 с.

37. Викторов, Г.А. Трофическая и синтетическая теории динамики численности насекомых / Г.А. Викторов // Зоол. журн. 1971. - Т. 50. -Вып. 3.- С. 361-372.

38. Воробьева, Н.Н. Энтомопатогенные вирусы / Н.Н. Воробьева // Новосибирск: Наука, 1976. 286 с.

39. Воронцов, А.И. Биологические основы защиты леса / А.И. Воронцов // М.: Высшая школа, 1963.- 324 с.

40. Воронцов, А.И. Биология непарного шелкопряда и меры борьбы с ним /А.И. Воронцов// Вестн. сел. хоз-ва. 1958.-№4.-С. 101-107.

41. Воронцов, А.И. Некоторые итоги изучения непарного шелкопряда / А.И. Воронцов // Насекомые вредители лесов Башкирии. - Уфа, 1977. -С.3-25.

42. Воронцов, А.И. Современные методы учета и прогноза хвое-листогрызущих насекомых / А.И. Воронцов, А.В. Голубев, Е.Г. Мозолевская // Тр. Всес. Энтомол. Общ ва. - 1983. - Т. 65. - С. 4-19.

43. Гайер, Г. Электронная гистохимия / Г. Гайер // М: Мир, 1974. 488 с.

44. Гар, К.А. Методы испытания токсичности и эффективности инсектицидов / К.А. Гар // М.: Сельхозиздат, 1963. 288 с.

45. Гершензон, С.М. Явление латентности у полиэдренных вирусов насекомых / С.М. Гершензон // Журнал общей биологии. 1961. - Т. 22. -Вып. 1. - С. 32-41.

46. Глупов, В.В. Механизмы резистентности насекомых при патогенезе / В.В. Глупов, С.А. Бахвалов // Успехи совр. биол. 1998. - Т. 118. - № 4. - С. 466-482.

47. Глупов, В.В. Структура и функции перитрофической мембраны и перитрофического геля насекомых / В.В. Глупов // Евразиат. энтомол. журн.- 2002. -Т.1. С. 11-16.

48. Гниненко, Ю.И. Вспышки массового размножения лесных насекомых в Сибири и на Дальнем Востоке в последней четверти XX века / Ю.И. Гниненко // Лесохоз. информ. 2003. - № 1. - С 46-57.

49. Гниненко, Ю.И. Географические формы непарного шелкопряда в Северной Азии / Ю.И. Гниненко // Защита и карантин растений. 1998. -№ 6. - С 35-36.

50. Горбунова, Е.Е. Сравнительная характеристика изолятов вируса ядерного полиэдроза непарного шелкопряда Lymantria dispar L. / Е.Е. Горбунова, А.В. Колосов, О.Д. Борисова, Б.Н. Зайцев, Н.А. Божко // Вопросы вирусологии. 1997. - № 1. - С. 41-43.

51. Гримальский, В.И. Причины устойчивости сосновых насаждений к хвоегрызущим вредителям / В.И. Гримальский // Зоол. журн. 1961. -Т.40. - Вып. 11.- С. 1656-1664.

52. Гримальский, В.И. Устойчивость древесных насаждений к хвое- и листогрызущим вредителям в связи с трофической теорией динамики численности насекомых / В.И. Гримальский // Зоол. журн. 1974. - Т.53. №2.- С. 189-198.

53. Гримальский, В.И. Устойчивость сосновых насаждений против хвоегрызущих вредителей / В.И. Гримальский // М., 1971. 136 с.

54. Гублер, Е.В. Вычислительные методы анализа и распознавания патологических процессов /Е.В. Гублер // Л.: Медицина, 1978. 294 с.

55. Гулий, В.В. Вирусы в защите леса от вредных насекомых / В.В. Гулий, М.А. Голосова // М.: Лесная промышленость, 1975. 168 с.

56. Гулий, В.В. Вирусные болезни насекомых и их диагностика / В.В. Гулий, С.Ю. Рыбина // Кишинев: Штиинца, 1988. 126 с.

57. Гулий, В.В. Особенности проявления вирусных эпизоотий в популяциях хвое- и листогрызущих насекомых / В.В. Гулий // Лесоведение.- 1974,-№4.- С. 63-68.

58. Гулий, В.В. Микроорганизмы, полезные для биометода /В.В. Гулий, Т.В. Теплякова, Г.М. Иванов //Новосибирск: Наука, 1981. 267 с.

59. Долгин, М.М. Биология паразитов лиственничной почковой галлицы /М.М. Долгин//Зоол. журн.- 1989.-Т.65. Вып. 12. - С. 131-134.

60. Дмитриев, П.П. Борьба с непарным шелкопрядом с помощью вирусного препарата Вирин ЭНШ / П.П. Дмитриев, И.А. Федоров // Лесное хозяйство. - 1981.-№ 1.- С. 56-57.

61. Закревская, М.В. Реактивация различных по глубине диапаузы яиц монашенки и их хранение / М.В. Закревская // Экология и защита леса. Лесные экосистемы и их защита. Л., 1984. - С. 57-66.

62. Закревская, М.В. Питательные среды: для шелкопряда-монашенки / М.В. Закревская // Защита растений.- 1983. № 10. - С. 33.

63. Земкова, Р.И. О возможности использования светоловушек для выявления вредных насекомых в горных лесах Западного Саяна / Р.И. Земкова // Защита лесов Сибири от насекомых-вредителей. -М., 1963. С. 78-85.

64. Зиновьева, Л.А. Авторское свидетельство СССР / Л.А. Зиновьева, Е.В. Орловская, И.С. Захарченко, Ю.А. Масюк // № 577001. -Кл. А. 01 К 67/00. - 1977.

65. Зиновьева, Л.А. Полусинтетическая питательная среда для гусениц непарного шелкопряда / Л.А. Зиновьева, И.С. Захарченко //Научные труды МЛТИ.-М., 1974.-С. 164-170.

66. Злотин, А.З. Селекция насекомых / А.З. Злотин // Итоги науки и техники. Серия: Энтомология.-М.: ВИНИТИ. - 1990. - Т. 10. - С. 96-179.

67. Злотин, А.З. Техническая энтомология / А.З. Злотин // Киев: Наукова думка, 1989. 183 с.

68. Знаменский, B.C. Влияние плотности популяции на качественные показатели динамики численности непарного шелкопряда / B.C. Знаменский, Н.И. Лямцев // Защита леса от вредителей и болезней. М., 1980.-С. 21-39.

69. Знаменский, B.C. Индикаторы массового размножения непарного шелкопряда / B.C. Знаменский, Н.И. Лямцев // Лесное хозяйство. 1985. -№ 2. - С. 60-62.

70. Знаменский, B.C. Принципы интегрированной борьбы с вредителями леса / B.C. Знаменский // Лесное хозяйство.- 1973. № 8.- С. 68-72.

71. Знаменский, B.C. Роль энтомофагов в динамике численности непарного шелкопряда / B.C. Знаменский // Биологическая и интегрированная борьба с вредителями в лесных биоценозах. М: Наука, 1989.-С. 60-65.

72. Егоров, Н.Н. Вспышки вредных насекомых в ленточных борах / Н.Н. Егоров //Лесное хозяйство. 1959. - № 7. - С. 47-50.

73. Егоров, Н.Н. Шелкопряд-монашенка в ленточных борах Алтайского края / Н.Н. Егоров // Научные записки Воронежского лесотехнического института, Воронеж, 1961.-Т.26.- С. 13-22.

74. Ермакова, Г.И. Применение метода флюоресцирующих антител для обнаружения полиэдренного агента в яйцах (грене) тутового шелкопряда / Г.И. Ермакова, Л.М. Тарасевич // Вопросы вирусологии. 1968.- № 1. - С. 89-93.

75. Иерусалимов, Е.Н. Зоогенная дефолиация и лесное сообщество / Е.Н. Иерусалимов // М.: Товарищество научных изданий КМК, 2004. -263 с.

76. Ильинский, А.И. Надзор, учет и прогноз массовых размножений хвое- и листогрызущих насекомых в лесах СССР / А.И. Ильинский, И.В. Тропин (ред.) // М.: Лесная промышленность, 1965. 526 с.

77. Ильинский, А.И. Непарный шелкопряд и меры борьбы с ним / А.И. Ильинский // М.: Гослесбумиздат, 1959. 63 с.

78. Ильинский, А.И. Организация надзора за хвое- и листогрызущими вредителями в лесах и прогнозирование их массовых размножений / А.И. Ильинский // Защита леса от вредителей и болезней. М.: Сельхозгиз, 1961,- С. 57-96.

79. Ильиных, А.В. Активация латентного вируса у непарного шелкопряда в различные периоды вспышки массового размножения / А.В. Ильиных // Биотехнология. 2000. - № 5. - С. 77-80.

80. Ильиных, А.В. Анализ причин затухания вспышки массового размножения непарного шелкопряда (Lymantria dispar L.) в Новосибирской области / А.В. Ильиных // Сибирский экол. журнал. 2002. - № 6. - С. 697702.

81. Ильиных, А.В. Вертикальная миграция гусениц непарного шелкопряда на юге Западной Сибири / А.В. Ильиных, С.А. Бахвалов, А.А. Шаров // Сохранение и защита горных лесов. Матер, межд. симп. Ош, 1999.-С. 57-59.

82. Ильиных, А.В. Влияние полиэдроза на популяции непарного шелкопряда и шелкопряда-монашенки / А.В. Ильиных, С.В. Кузьминов, Е.Г. Ульянова, Ф.А. Ильиных, Ш.С. Кожоев // Защита и карантин растений. 2005.-№3.-С. 53-54.

83. Ильиных, А.В. Естественное вирусоносительство у массовых видов лесных насекомых-фитофагов и его связь с жизнеспособностью хозяев / А.В. Ильиных, С.А. Бахвалов, С.М. Моховиков // Вопросы вирусологии. -1995.-№4.-С. 186-187.

84. Ильиных, А.В. Идентификация бакуловирусных изолятов непарного шелкопряда, выделенных в различные фазы градации численности насекомого / А.В. Ильиных, И.Д. Петрова, А.В. Колосов // Рук. деп. ред. жур. "Вопросы вирусологии" в ГЦНМБ 12.10. 2001. № 26897.

85. Ильиных, А.В. Идентификация природных изолятов вируса ядерного полиэдроза шелкопряда-монашенки / А.В. Ильиных, Г.В. Чуйкова // Вопросы вирусологии. 1989. - № 1. - С. 84-89.

86. Ильиных, А.В. Изучение трансгенерационной передачи вируса ядерного полиэдроза непарного шелкопряда / А.В. Ильиных, С.А. Мамонтова, B.C. Петров // Вопросы вирусологии. 1997. - № 2. - С. 88-90.

87. Ильиных, А.В. Индикация фаз вспышки массового размножения шелкопряда-монашенки / А.В. Ильиных, С.А. Бахвалов, Н.А. Божко // Лесное хозяйство. -1990. № 12. - С. 40-41.

88. Ильиных, А.В. Индуцируемость бакуловирусной инфекции в различные периоды онтогенеза непарного шелкопряда / А.В. Ильиных // Вопросы вирусологии. 2000. - № 1. - С. 42-45.

89. Ильиных, А.В. Латентность бакуловирусов / А.В. Ильиных, Е.Г. Ульянова // Известия РАН. Серия биологическая. 2005. - № 5. - С. 599606.

90. Ильиных, А.В. Методика культивирования непарного шелкопряда в лабораторных условиях / А.В. Ильиных // Биотехнология. 1997. - № 9, 10. -С. 27-29.

91. Ильиных, А.В. Оптимизация культивирования вируса ядерного полиэдроза шелкопряда-монашенки / А.В. Ильиных // Биотехнология. -2003.-№ 1.-С. 70-72.

92. Ильиных, А.В. Оптимизированная искусственная питательная среда для культивирования непарного шелкопряда / А.В. Ильиных // Биотехнология. 1996. - № 7. - С. 42-43.

93. Ильиных, А.В. Оценка чувствительности шелкопряда-монашенки к вирусу ядерного полиэдроза / А.В. Ильиных // Лесное хозяйство. 1997. -№ 3.-С. 50-51.

94. Ильиных, А.В. Последействие вирусов ядерного полиэдроза на вредных насекомых / А.В. Ильиных, А.В. Лопаткин // Микроорганизмы в сельском хозяйстве и промышленности. Новосибирск: СО ВАСХНИЛ, 1982.-С. 94- 98.

95. Ильиных, А.В. Регуляция численности непарного шелкопряда в Западной Сибири / А.В. Ильиных, С.А. Мамонтова, B.C. Петров, А.В. Колосов // Биотехнология. 1997. - № 3. - С. 45-47.

96. Ильиных, А.В. Экология вируса ядерного полиэдроза непарного шелкопряда (Lymantria dispar L.) в западносибирской популяции насекомого / А.В. Ильиных // Экология. 2005. - № 3. - С. 222-226.

97. Исаев, А.С. Динамика численности лесных насекомых / А.С. Исаев, Р.Г. Хлебопрос, Л.В. Недорезов, Ю.П. Кондаков, В.В. Киселев // Новосибирск: Наука, 1984. 224 с.

98. Исаев, А.С. Популяционная динамика лесных насекомых / А.С. Исаев, Р.Г. Хлебопрос, Л.В. Недорезов, Ю.П. Кондаков, В.В. Киселев, В.Г. Суховольский // М.: Наука, 2001. 374 с.

99. Исаев, А.С. Принцип стабильности в динамике численности лесных насекомых / А.С. Исаев, Р.Г. Хлебопрос // Докл. АН СССР. 1973. - Т. 208.-№ 1.-С. 225-228.

100. Исаев, А.С. Эффекты запаздывания в регуляции численности лесных насекомых / А.С. Исаев, Р.Г. Хлебопрос // Докл. АН СССР. 1977. - Т. 232. -№ 6.-С. 1448-1451.

101. Карпов, А.Е. Латентность бакуловирусов и ее практическое значение / А.Е. Карпов // Молекулярная биология. 1979.-Вып. 22. - С. 74-83.

102. Келус, О.Г. Географическое распространение и районы массового размножения непарного шелкопряда (Porthetria dispar L.) / О.Г. Келус // Вестн. защиты растений. 1941. - № 1. - С. 45-52.

103. Кендалл, М.Д. Статистические выводы и связи / М.Д. Кендалл, А. Стьюарт // М.: Наука., 1973. 899 с.

104. Киреева, И.М. Экология и физиология непарного шелкопряда / И.М. Киреева // Киев: Наукова Думка, 1983. 128 с.

105. Кобзарь, В.Ф. Особенности применения микробиологических инсектицидов и специфичность их действия на вредных насекомых / В.Ф. Кобзарь, М.И. Кобзарь // Матер. Всерос. научно-практич. конф. -Ставрополь, 2004. С. 432-437.

106. Кобзарь, В.Ф. Теоретические основы и разработка авиационного способа применения бактериальных препаратов против хвое- и листогрызущих насекомых / В.Ф. Кобзарь // Автореф. дисс. докт. с-х. наук. -Л., 1991. -34 с.

107. Кожанчиков, И.В. Биологическая специфика видов насекомых в их массовых размножениях / И.В. Кожанчиков // Успехи современной биологии. 1948. - Т. XXV. - Вып. 2. - С. 251-268.

108. Кожанчиков, И.В. Фауна СССР. / И.В. Кожанчиков // М.: АН СССР, 1950. -Т. 12.-582 с.

109. Кок, И.П. Обнаружение интеграции бакуловирусного и клеточного геномов (ДНК) при латентной инфекции / И.П. Кок, И.Н. Скуратовская, Л.И. Строковская, Н.Ю. Мирюта, Л.П. Алексеенко // Молекулярная биология. 1983. - Вып. 34. - С. 67-69.

110. Коли, Г. Анализ популяций позвоночных / Г. Коли // М.: Мир, 1979. -362с.

111. Коломиец, Н.Г. Враги леса (Самые опасные насекомые и грибные болезни в лесах Приобья) / Н.Г. Коломиец, И.С. Коссинская, Э.И. Майер // Томск, 1971.-71с.

112. Коломиец, Н.Г. Лесные насекомые Сибири, реагирующие на ультрафиолетовый свет / Н.Г. Коломиец, И.А. Терсков // Известия СО АН СССР. Сер. биол,- мед. наук. 1963. -№ 12. - Вып. 3. - С. 82-83.

113. Колтунов, Е.В. Насекомые-фитофаги лесных биоценозов в условиях антропогенного воздействия / Е.В. Колтунов // Екатеринбург: УИФ "Наука", 1993.-136с.

114. Колтунов, Е.В. О введении карантина против азиатской расы непарного шелкопряда / Е.В. Колтунов, В.И. Пономарев, С.И. Федоренко // Лесное хозяйство. 2001. - № 4. - С. 43-46.

115. Колтунов, Е.В. Проблемы популяционной экологии насекомых-фитофагов, образующих периодические крупномасштабные вспышки в лесах Урала/ Е.В. Колтунов //Екатеринбург, 1997. -С. 134-137.

116. Колтунов, Е.В. Экология непарного шелкопряда в лесах Евразии / Е.В. Колтунов // Екатеринбург, 2006. -232с.

117. Колтунов, Е.В. Экология непарного шелкопряда в условиях антропогенного воздействия / Е.В. Колтунов, В.И. Пономарев, С.И. Федоренко // Екатеринбург: УрО РАН, 1998. 212 с.

118. Кондаков, Ю.П. Непарный шелкопряд (Ocneria dispar L.) в лесах Красноярского края / Ю.П. Кондаков // Защита лесов Сибири от насекомых-вредителей. -М., 1963. С. 30-77.

119. Коников, А.С. Регуляторы численности лесных насекомых / А.С. Коников // Новосибирск: Наука, 1978. 95 с.

120. Корочкин, Л.И. Геном, клонирование, происхождение человека / Л.И. Корочкин (ред.) // Фрязино: "Век 2", 2004. 224 с.

121. Костомаров, А.В. Особенности аэрозольной обработки с использованием пиретроидов и биопрепаратов / А.В. Костомаров // Лесопатологическая обстановка в лесном фонде Уральского региона. -Екатеринбург: Изд-во "Екатеринбург", 2001. С. 66-71.

122. Крушев, Л.Т. Против шелкопряда-монашенки / Л.Т. Крушев, Я.И. Марченко // Защита растений. 1981. - № 11. - С. 35.

123. Ландау, С.М. Исследование возможности получения линий тутового шелкопряда, устойчивых к активации латентного вируса ядерного полиэдроза / С.М. Ландау, Г.Н. Добровольская, В.И. Киреева // Молекулярная биология. 1979.-Вып. 22.-С. 86-89.

124. Лисенков, А.Н. Математические методы планирования многофакторных медико-биологических экспериментов / А.Н. Лисенков // М.: Медицина. 1979. - 242 с.

125. Лиховидов, В.Е. Опыт применения Вирина ЭНШ в борьбе с непарным шелкопрядом в лесах Юго-западной части СССР / В.Е. Лиховидов // Микроорганизмы в защите растений. Кишинев: Тимпул, 1984. - С. 15-20.

126. Лямцев, Н.И. Влияние климата и погоды на динамику численности непарного шелкопряда в Европейской России / Н.И. Лямцев, А.С. Исаев, Н.В. Зукерт // Лесоведение. 2000. - № 1. - С. 62-67.

127. Лямцев, Н.И. Плодовитость как показатель динамики численности непарного шелкопряда / Н.И. Лямцев // Материалы 8-й научной конференции аспирантов и научных сотрудников ВНИИЛМ. М., 1985. -С. 126-129.

128. Максимов, С.А. О причинах массовых размножений шелкопряда-монашенки (Lymantria monacha L.) / С.А. Максимов // Экология. 1999. -№1.-С. 54-59.

129. Маниатис, Т. Молекулярное клонирование / Т. Маниатис, Э. Фрич, Дж. Сэмбрук // М.: Мир, 1984. 480с.

130. Марков, В. А. Длительная эмбриональная диапауза непарного шелкопряда / В.А. Марков // Непарный шелкопряд: итоги и перспективы исследований. Красноярск: ИЛиД, 1988.- С. 13-14.

131. Марков, В.А. Миграции как фактор динамики численности массовых видов листо- и хвоегрызущих насекомых / В.А. Марков // Зоол. журн. -1999.-Т. 78.-№ 1.-С. 49-56.

132. Марков, В.А. Многолетняя эмбриональная диапауза шелкопряда-монашенки (Lymantria monacha L.) / В.А. Марков // Зоол. журн. 1989. - Т. 68.-№ 1.-С. 52-59.

133. Марков, В.А. Развитие шелкопряда-монашенки Lymantria monacha L. (Lepidoptera, Lymantriidae) в период нарастания ее численности / В.А. Марков // Энтомол. Обозр. 1995.- Т. 74. -№ 2. - С. 323-341.

134. Марушина, Н.Г. Шелкопряд-монашенка / Н.Г. Марушина // Защита растений. 1978. -№ 3. - С. 38-39.

135. Марченко, Я.И. Восприимчивость гусениц шелкопряда-монашенки к бактериальной инфекции / Я.И. Марченко, Г.М. Емельянчик // Лесоведение. 1981. - № 5. - С. 85-89.

136. Матусевич, Л.С. Санитарное состояние лесов Росси и некоторые перспективы лесозащиты / Л.С. Матусевич, Ю.И. Гниненко // Лесное хозяйство. 2000. - № 4. - С. 52-53.

137. Мешкова, В.Л. Результаты исследования непарного шелкопряда на Украине / В.Л. Мешкова // Непарный шелкопряд: итоги и перспективы исследований. Красноярск: ИЛиД, 1988. - С. 24-25.

138. Мирюта, Н.Ю. Обнаружение ковалентно связанного с ДНК клетки генома бакуловируса у большой вощинной моли пражской линии / Н.Ю. Мирюта, Л.И. Строковская, И.П. Кок, И.Н. Скуратовская // Биополимеры и клетка. 1985. - Т. 1. - № 2. - С. 106-108.

139. Монастырский, А.Л. Массовое разведение насекомых для биологической защиты растений / А.Л. Монастырский, В.В. Горбатовский // М.: Агропромиздат, 1991. 239 с.

140. Найт, Ф.Б. Интегрированная защита леса в США / Ф.Б. Найт, Р.С. Тетчер // Лесное хозяйство. 1986. - № 9. - С. 70-74.

141. Обухов, А. Монашенка, совка и пилильщик в дачах Кыштымского горного округа / А. Обухов // Лесной журнал. 1894. - № 5. - С. 522-530.

142. Огиевский, В. Баварские исследования о монашенке / В. Огиевский // Лесной журнал. 1894. - № 6. - С. 588-605.

143. Орлинский, А.Д. Некарантинный вредитель стал карантинным / А.Д. Орлинский // Защита растений. 1993.- № 1. - С. 44-45.

144. Орловская, Е.В. Авторское свидетельство СССР / Е.В. Орловская, Ю.А. Масюк, Р.В. Моисеева, Н.И. Андрианова // № 731938. кл. А 01 К 67/00.- 1980.

145. Орловская, Е.В. Географическое распространение и проявление вирозов на территории Советского Союза / Е.В. Орловская // Энтомологическое обозрение. 1968. -№ 4. - С. 741-756.

146. Орловская, Е.В. Использование вирусов в борьбе с хвоегрызущими насекомыми в СССР / Е.В. Орловская // Информационный бюллетень МОББ. ВПС. 1989. № 27. - С. 69-72.

147. Пономарев, В.И. Закономерности взаимоотношений в системе "дерево-насекомое" и морфофизиологические особенности популяций непарного шелкопряда {Lymantria dispar L.) / В.И. Пономарев // Дисс. док. биол. наук. Екатеринбург, 2004.- 308 с.

148. Пономарев, В.И. Несколько замечаний к экологии зауральской популяции непарного шелкопряда / В.И. Пономарев // Лесопатологическая обстановка в лесном фонде Уральского региона. Екатеринбург: изд-во "Екатеринбург", 2001. - С. 93-104.

149. Пономарев, В.И. Популяционно-генетические особенности вспышек массового размножения непарного шелкопряда (Lymantria dispar L.) / В.И. Пономарев // Экология. 1994. ~№ 5.- С. 81-89.

150. Пономарев, В.И. Физиологический возраст листвы кормового растения и выживаемость гусениц непарного шелкопряда / В.И. Пономарев // Экология. 2003. - № 5. - С. 387-391.

151. Пономарев, В.И. Экологические и генетико-популяционные особенности непарного шелкопряда ) В.И. Пономарев // Екатеринбург, препринт УрО РАН. 1992. - 60 с.

152. Прозоров, С.С. Шелкопряд-монашенка в сосновых лесах Западной Сибири / С.С. Прозоров // Труды Сибирского лесотехнического института. -Красноярск, 1979. -Т. 5. -Вып. 4. -С. 19-42.

153. Райе, Э. Природные средства защиты растений от вредителей / Э. Райе // М.: Мир, 1986. 184 с.

154. Распопов, П.М. Динамика популяций, растительноядных членистоногих как причина и следствие изменений среды обитания / П.М. Распопов, П.М. Рафес // Биологические методы оценки природной среды. -М.: Наука, 1978.-С. 36- 57.

155. Рафес, П.М. Биогеоценологические исследования растительноядных лесных насекомых / П.М. Рафес // М.: Наука, 1980. 168 с.

156. Рафес, П.М. Взаимодействие насекомых, повреждающих листья, с кормовыми деревьями / П.М. Рафес // Итоги науки и техники. -Энтомология.-Т. 5,-М.: ВИНИТИ, 1981.-С. 140-152.

157. Рожков, А.С. Дерево и насекомое / А.С. Рожков // Новосибирск: Наука, 1981.- 176 с.

158. Рожков, А.С. Непарный шелкопряд в Восточной Сибири / А.С. Рожков, Т.Г. Васильева // Непарный шелкопряд в Средней и Восточной Сибири. Новосибирск, 1982.-С. 5-19.

159. Рубцов, Н.А. Об условиях массового размножения насекомых (влияние паразитов и хищников на колебание численности хозяев) / Н.А. Рубцов // Зоол. журнал. 1953. - Т. 32. - Вып. 3. - С. 321-328.

160. Руднев, Д.Ф. Влияние физиологического состояния растений на массовое размножение вредителей леса / Д.Ф. Руднев // Зоол. журн. 1962. -Т. 41.-Вып. 3.-С. 313-329.

161. Рыбин, А.В. Лесопатологическое состояние голесфонда сельскохозяйственной зоны Тюменской области / А.В. Рыбин, Т.В. Бучельникова // Леса и лесное хозяйство Западной Сибири. Тюмень: изд-воТГУ, 1998.-С. 120-127.

162. Сахаров, В.М. Эффективность термомеханических аэрозолей / В.М. Сахаров, К.П. Куценогий, Е.М. Киров, В.И. Макаров, О.В. Чанкина, Г.А. Махов, Г.В. Ларионов, В.Н. Жимерикин, С.А. Бахвалов, Л.А. Литвина // Защита растений. 1980. - № 8. - С. 36-37.

163. Сергеенко, В.Н. Пути повышения надежности и экономичности лесозащиты / В.Н. Сергеенко // Применение биологических препаратов для защиты лесных насаждений. -Бердск, 1999. С. 34-35.

164. Симонова, Э.Ж. Вирусы для защиты леса / Э.Ж. Симонова, JI.K. Новикова, Н.И. Никитина // Биологическая и интегрированная борьба с вредителями в лесных биоценозах.- М., 1989.-С. 105-109.

165. Соколов, Г.И. Непарный шелкопряд в Челябинской области и борьба с ним / Г.И. Соколов // Непарный шелкопряд: итоги и перспективы исследований. Красноярск, 1988. - С. 28-29.

166. Стадницкий, Г.В. Влияние качества пищи на выживаемость и темпы развития рыжего соснового пилильщика / Г.В. Стадницкий //Лесной журнал. 1969. - №5. - С. 159-161.

167. Стадницкий, Г.В. О дискретности популяций / Г. В. Стадницкий, А. М. Бортник // Научн. труды МЛТИ.- 1974.- Вып. 65. С. 19-34.

168. Стадницкий, Г.В. Стациальная теория динамики популяций насекомых / Г.В. Стадницкий, A.M. Бортник // Чтения памяти Холодковского. Л., 1977. - С. 44-63.

169. Старец, В.А. Метод оптимизации рецептов полусинтетических питательных сред для разведения насекомых-фитофагов Amathes C-nigrum L. (Lepidoptera, Lymantriidae) / В.А. Старец, B.M. Менчер // Зоол. журн. -1980.- Т. 59. -Вып. 5. С. 771-776.

170. Тамарина, Н.А. Техническая энтомология новая отрасль прикладной энтомологии / Н. А. Тамарина // Итоги науки и техники. Т. 7. Энтомология. - М., 1987. - С.7-144.

171. Таран, И.В. Леса и лесное хозяйство Новосибирской области / И.В. Таран, С.И. Кабалин, И.А. Бех, А.Э. Платаис // Новосибирск: Наука, 1979. -270 с.

172. Тарасевич, Л.М. Вирусы насекомых / Л.М. Тарасевич // М.: Наука, 1975.- 198 с.

173. Турова, Г.И. Непарный шелкопряд (Lymantria dispar L.) в лесах Дальнего Востока (Распространение, биология, хозяйственное значение, особенности надзора) / Г.И. Турова // Автореф. дисс. канд. биол. наук. -Красноярск, 1992. 20 с.

174. Турова, Г.И. О массовом размножении монашенки в хвойно-широколиственных лесах Дальнего Востока / Г.И. Турова, Г.И. Юрченко // Труды Дальневосточного НИИ лесного хозяйства. 1986. - № 28. - С. 130136.

175. Ульянова, Е.Г. Сублетальное действие вируса ядерного полиэдроза на непарного шелкопряда (Lymantria dispar L.) / Е.Г. Ульянова // Автореф. дисс. канд. биол. наук. Новосибирск, 2005. - 19 с.

176. Федоренко, С.И. Оценка устойчивости березовых древостоев Зауралья к дефолиации насекомыми-филлофагами / С.И. Федоренко // Лесопатологическая обстановка в лесном фонде Уральского региона. -Екатеринбург: изд-во "Екатеринбург", 2001. С. 133-140.

177. Ханисламов, М.Г. Массовые размножения непарного шелкопряда в Башкирии / М.Г. Ханисламов, Л.Н. Гирфанова, З.Ш. Яфаева, Р.К. Степанова // Исследование очагов вредителей леса Башкирии. Уфа, 1958. - С.5-45.

178. Ханисламов, М.Г. Условия развития массовых размножений шелкопряда-монашенки в Башкирии / М.Г. Ханисламов, Н.К. Латышев, З.Ш. Яфаева // Исследование очагов вредителей леса Башкирии. Уфа, 1962.-Вып. 2.-С. 5-31.

179. Холодилов, Н.Г. Изучение некоторых свойств вирусов ядерного полиэдроза капустной и хлопковой совок / Н.Г. Холодилов, Г.В. Рассказова, А.В. Лопаткин, Л.Я. Кренделева // Вопросы вирусологии. -1985.-№6. -С. 717-721.

180. Цветаева, И.А. Питательные среды / И.А. Цветаева // Защита растений. 1976. - № 3. - С. 27.

181. Челышева, Л.П. О вспышках массового размножения розового и непарного шелкопрядов в Приморье / Л.П. Челышева, Ю.М. Орлов // Труды Дальневосточного НИИ лес. х-ва. 1986. № 28. - С. 125-129.

182. Черепанов, А.И. Вредные насекомые полезащитных лесных полос / А.И. Черепанов // Новосибирск: Наука, 1952. 128 с.

183. Чернышев, В.Б. Массовое разведение насекомых в СССР // Тезисы докладов второй всесоюзной конференции по промышленному разведению насекомых / В.Б. Чернышев // М.: Издательство МГУ, 1989. С. 3-6.

184. Чернявская, О.А. Выращивание шелкопряда-монашенки / О.А. Чернявская // Интегрированная защита растений от вредителей. -Новосибирск: СО ВАСХНИЛ, 1987. С. 167-175.

185. Чугунин, Я.В. Очаговая цикличность массовых размножений непарного шелкопряда / Я.В. Чугунин // Зоол. журн. 1949. - Т. 28. - Вып. 5.- С. 431-438.

186. Шилов, И.А. Эколого-физиологические основы популяционных отношений у животных / И.А. Шилов // М.: Изд-во МГУ, 1977. 263 с.

187. Ширяев, Л.П. Об опыте работы аэрозольного отряда и радиологической лаборатории / Л.П. Ширяев // Лесопатологическая обстановка в лесном фонде Уральского региона. Екатеринбург: Изд-во "Екатеринбург", 2001. - С. 72-78.

188. Шовен, Р. Физиология насекомых / Р. Шовен // М.: Мир, 1953. 495с.

189. Штерншис, М.В. Повышение эффективности микробиологической борьбы с вредными насекомыми / М.В. Штерншис // Новосибирск: изд-во НГАУ, 1995.-194 с.

190. Штерншис, М.В. Применение химических стрессоров в вирусологической борьбе с непарным шелкопрядом / М.В. Штерншис,

191. B.В. Гулий, Н.И. Северина // Сибир. вестник с.-х. науки. 1977. - № 2. - С. 46-48.

192. Шумаков, Е.М. Современные представления о специфике питания насекомых-фитофагов / Е.М. Шумаков, Н.М. Эдельман // Успехи современной биологии. 1979. - Т. 88. - № 2(5). - С. 277-291.

193. Эдельман, Н.М. Возрастные изменения физиологического состояния личинок некоторых древоядных насекомых в связи с условиями их питания / Н.М. Эдельман // Энтомологическое обозрение. 1963. Т XLII.1.1. C. 11-21.

194. Эдельман, Н.М. Выращивание фитофагов с различными типами питания на питательных средах с проростками бобовых / Н.М. Эдельман // Труды ВИЗР. Л, 1974. - Вып. 40. - С. 128-134.

195. Эдельман, Н.М. Пути использования кормовой специализации непарного шелкопряда в целях обоснования профилактических мероприятий / Н.М. Эдельман // Зоологический журнал. 1957. - № 3. - С. 408-420.

196. Эпова, В.И. Зоны вредоносности насекомых-филло фагов в Азиатской России / В.И. Эпова, А.С. Плешанов // Новосибирск: Наука, 1995.-47с.

197. Юшков, В.И. Биохимическая характеристика ассимиляционного аппарата сосны и березы в условиях Северного Урала / В.И. Юшков // Второе Уральское совещание по экологии и физиологии древесных растений. Уфа, 1965. - С. 43-44.

198. Abul-Nasr, S.E. Effects of nuclear polyhedrosis virus on various developmental stages of the cotton leafworm Spodoptera littoralis (Boisd) / S.E. Abul-Nasr, E.D. Ammar, S.M. Abul-Ela // J. Appl. Entomol. 1979. - Vol. 88. -P. 181-187.

199. Aruga, H. Induction of virus infections / H. Aruga // Insect pathology. -N.-Y. and L.: Acad. Press, 1963. Vol. 1. - P. 499-530.

200. Alberts, B. Molecular biology of the cell / B. Alberts, D. Bray, J. Lewis, M. Raff, K. Roberts, J.D. Watson // N.-Y. and L.: Garland Publishing, Inc., 1994,- 1994 p.

201. Altenkirch, W. Die nonne in Nordwestdent-Schaland 1977-1980 / W. Altenkirch // Aus. Schadlingsk. 1986. - Vol. 59. - № 4. - S. 67-74.

202. Anderson, R.M. Infections diseases and populations cycles of forest insects / R.M. Anderson, R.M. May// Science. 1980. - Vol. 210. - P. 658-661.

203. Antonovics, J. The cost of resistance and maintenance of genetic polymorphism in host-pathogen systems / J. Antonovics, P.H. Thrall // Proc. Royal Soc. London B, Biol. Sci. 1994. - Vol. 257. - P. 105-110.

204. Apple, J. L. Integrated pest management / J. L. Apple, R.F. Smith (ed.) // N.-Y. and L.: Plenum Press, 1976. 200 p.

205. Bejer, В. Nun moth outbreaks in Denmark and their association with site factors and climate / B. Bejer // For. Comm. Res. Dev. Pap. 1985. - Vol. 135. -P. 21-26.

206. Bergold, G.H. Isolation and chemical composition of the membranes of an their relation to the virus and polyhedral bodies / G.H. Bergold, E. Wellington // J. Bacterid. 1954. - Vol. 67. - P. 210-216.

207. Bergold, G.H. Viruses of insects / G.H. Bergold // Hand-buch der Virusforschung. 1958. - № 4. - S. 60-142.

208. Berryman, A.A. Dynamics of forest insect populations / A.A. Berryman (ed). // N-Y.: PI. Press, 1988.-603 p.

209. Berryman, A.A. What causes population cycles of forest Lepidopteral / Berryman A.A. // Trends Ecol. Evol. 1995. - Vol. 11. - P. 28-32.

210. Bilimoria, S.L. Genomic divergence among single nucleocapsid nuclear polyhedrosis viruses of Plusiin hosts / S.L. Bilimoria // Virology. - 1983. - Vol. 127. -№ l.-P. 15-23.

211. Bird, F.T. A virus disease of the European pine sawfly, Neodiprion sertifer (Geoffr.) / F.T. Bird, M.M. Wallen // Can. Entomol. 1953. - Vol. 85. -P.433-437.

212. Bird, F.T. Transmission of some insect viruses with particular reference to ovarial transmission and its importance in the development of epizootics / F.T. Bird // J. Insect. Pathol. 1961. - Vol. 3. - P. 352-380.

213. Bird, F.T. Vims diseases of sawflies / F.T. Bird // Can. Entomol. 1955. Vol. 87.- P. 122-124.

214. Black, B.C. Potentiation of epizootic viral infections of insects / B.C. Black // Patent USA № 5879674. 1999. - P. 1-6.

215. Bogenschutz, H. The gypsy moth situation in Germany / H. Bogenschutz // Proceeding USDA.-NE-188.- 1994.-P. 8-9.

216. Bogenschutz, H. Untersuchungen zum Massenwechsel des Schwammspinners, Lymantria dispar L., Baden-Wurttemberg / H. Bogenschutz, M. Kamnerer// Mitt. Dtsch. Ges. Allg. Und Angew. Entomol. 1995. -Vol. 10. № 1-6.-P. 113-117.

217. Boots, M. Density-independent resource limitation and the transmission of an insect pathogen / M. Boots // Oecologia. 2000. -Vol. 124. - P. 172-175.

218. Boots, M. Resourse limitation and the letal and subllethal effects of a viral pathogen in the Indian meal moth / M. Boots, M. Begon // Ecol. Entomol.1994.-Vol. 19.-P. 319-326.

219. Boots, M. The population dynamical implications of covert infections in host-microparasite interactions / M. Boots, J. Greenman, D. Ross, R. Normann, R. Hails, S. Sait // J. Animal. Ecol. 2003. Vol. 72. P. 1064-1072.

220. Boucias, D.G. Interinstar susceptibility of the fall webworm, Hyphantria cunea, to its nucleopolyhedrosis and granulosis viruses / D.G. Boucias, G.L. Nordin H J. Ivertebr. Pathol. 1977. - Vol. 30. - № 1. -P. 68-75.

221. Burden, J.P. Covert infections as a mechanism for long-term persistence of baculoviruses / J.P. Burden, C.P. Nixon, A.E. Hodgkinson, R.D. Rossee, S.M. Sait, L.A. King, R.S. Hails // Ecol. Letters. 2003. -Vol. 6. - P. 524-531.

222. Burden, J.P. Vertical transmission of sublethal granulovirus infection in the Indian meal moth, Plodia interpunctella / J.P. Burden, C.M. Griffiths, J.S. Cory, P. Smith, S.M. Sait // Molecul. Ecol. 2002. -Vol. 11.- P. 547-555.

223. Busvine, I.A. Critical review of the techniques insecticides / I.A. Busvine //London, 1971.-267 p.

224. Capinera, J.L. Transmission of nuclear polyhedrosis virus to gypsy moth larvae by Calosoma sycophanta / J.L. Capinera, P. Barbosa // Ann. Entomol. Soc.Amer.-1975.-Vol. 68. №3.- P. 593-594.

225. Carruthers, W.R. Recovery of pine beauty moth (Panolis flammea) nuclear polyhedrosis vims from pine foliage / W.R. Carruthers, J.S. Cory, P.F. Entwistle // J. Invert. Pathol.- 1988. Vol. 52. - № 1. - P. 27-32.

226. Cameron, E.A. The gypsy moth: how integrated is pest management / E.A. Cameron // Forest Ecol. and Manag. 1991. - Vol. 39. - № 1-4. - P. 113118.

227. Cooper, D. Hierarchical spatial structure of genetically variable nucleopolyhedrovirus infecting cyclic populations of western tent caterpillars / D. Cooper, J.S. Cory, J.H. Myers // Mol. Ecol. 2003a. - Vol. 12. - P. 881-890.

228. Crawford, A.M. A host-vims interaction in a pasture habitat, Wiseanna spp. {Lepidoptera: Hepialidae) and its baculovimses / A.M. Crawford, J. Kalmakoff// J. Invertebr. Pathol. -1977. Vol. 29. - P. 81-87.

229. Crone, E.E. The dynamics of carbon nutrient balance: effects of cottonwood to short - and long - term shade on beetle feeding preferences / E.E. Crone, C.G. Jones // J. Chem. Ecol. - 1999. - Vol. 25. - № 3. - P. 635-656.

230. Davidson, J. The influence of rainfall, evaporation and atmospheric temperature on fluctuations in the size of a natural population of Trips imagines (Thysanoptera) / J. Davidson, H.G. Andrewartha // J. Anim. Ecol. 1948. - Vol. 17.-P. 200-222.

231. Dercsen, A.C.G. Alteration of a lepidopteran peritrophic membrane by baculovirus and enhancement of a viral infection / A.C.G. Dercsen, R.R. Granados // Virology. 1988. - Vol. 167. - P. 242-250.

232. Dreistadt, S.H. Gypsy moth Eradication in Pacific Coast States: History and Evaluation / S.H. Dreistadt, D.l. Dahlsten // Bull. Entomol. Soc. Amer. -1989.-Vol. 35.-P. 13-19.

233. Doane, C.C. Ecology of pathogens of the gypsy moth // Perspectives in Forest Entomology / C.C. Doane // Anderson J. F., Kaya H. (eds.). New York: Academic Press, 1976. P. 285-293.

234. Doane, C.C. Trans-ovum transmission of a nuclear- polyhedrosis virus in the gypsy moth and the inducement of vims susceptibility / C.C. Doane // J. Invertebr. Pathol. -1969. Vol. 14.-P. 199-210.

235. Dwyer, G. Host dispersal and the spatial spread of insect pathogens / G. Dwyer, J.S. Elkinton // Ecology. 1995. -Vol. 76.- № 4. - P. 1262-1275.

236. Eastwell, K.C. Charakterisation of Cydia pomonella granulovirus from codling moths in a laboratory colony and in orchards of British Columbia / K.C. Eastwell, J.E. Cossentine, M.G. Bernardy // Ann. App. Biol. 1999. - Vol. 134.-P. 285-291.

237. Eidmann, H.H. Vims mot insecter / H.H. Eidmann // Skogs agaren. -1970. -№ 12. -P. 7-9.

238. Elam, P. Infectivity of Autographa californica nuclear polyhedrosis vims extracted with digestive fluids of Heliothis zea, Estigmene acrea, and carbonatesolutions / P. Elam, P.V. Vail, F. Schreiber // J. Invertebr. Pathol. 1990. Vol. 55.-P. 278-283.

239. Elkinton, J.S. Population dynamics of gypsy moth in North America / J.S. Elkinton // Ann. Rev. Entomol. 1990. - Vol. 35. - P. 517-596.

240. Elmore, J.C. Natural versus artificial dissemination of nuclear-polyhedrosis virus by contaminated adult cabbage loopers / J.C. Elmore, A.F. Howland // J. Insect Pathol. 1964. - Vol. 6. - P. 430-438.

241. Else, Y. Uber die Polyederkrankheit von Dasychira pudipunda und deren ubertrafung / Y. Else, W. Truts // Ans. Schadlihgskunde. 1966. - Vol. 39. -№ 3.-S. 39-42.

242. Engelhard, E.K. Developmental resistance in fourth instar Trichoplusia ni orally inoculated with Autographa califomica M nuclear polyhedrosis virus / E.K. Engelhard, L.E. Volkman // Virology. -1995. Vol. 209. - P. 384-389.

243. Etsel, L.K. Studies of transovum and transstadial transmission of a granulosis virus of the codling moth / L.K. Etsel, L.A. Falkon // J. Invertebr. Pathol. 1976.-Vol. 27.-№1.-P. 13-26.

244. Evans, H.F. The influence of larval maturation on responses of Mamestra brassicae L. to nuclear polyhedrosis virus infection / H. F. Evans // Arch, of Virol. 1983.- Vol. 75. - № 3. - P. 163-170.

245. Evans, H.F. Quantitative assessment of relationships between dosage and response of nuclear polyhedrosis virus of Mamestra brassicae / H.F. Evans // J. Invertebr. Pathol. 1981.-Vol. 37.-P. 101-109.

246. Harrison, S. Persistent, localized outbreaks in the western tussock moth Orgyia vetusta: the roles of resourse quality, predation and poor dispersal / S. Harrison // Ecol. Entomol. 1997. - Vol. 22. - № 2. - P. 158-166.

247. Haukioja, E. Induction of defense in trees / E. Haukioja II Ann. Rev. Entomol. 1991. Vol. 36. - Palo Alto (Calif.). - P. 25-42.

248. Hochberg, M.E. Non-linear transmission rates and dynamics of infectious disease /М.Е. Hochberg // J. Theor. Biol. 1991. - Vol. 153.- P. 301-321.

249. Hurpin, В. Evolution de deutilisation en lutte biologigue de preparations base de vims / B. Hurpin, L. Falcon // Bull. Soc. Entomol. Fr. 1984. - Vol. 89. -№ 1-4.-P. 794-800.

250. Filippov, N.A. The present state and future outlook of biological control in the USSR / N.A. Filippov // Acta Entomol. Fenn. 1989. - Vol. 53.-P. 1118.

251. Fosberg, M.A. Modeling airborne transport of the gypsy moth (Lepidoptera: Lymantriidae) larvae / M.A. Fosberg, M. Peterson // Agricult. and ForestMeteorol. -1986.-Vol. 38.-P. 1-8.

252. Fuxa, J.R. Polyhedra without virions in a vertically transmitted nuclear polyhedrosis vims / J.R. Fuxa, E.H. Weidner, A.R. Richter // J. Invertebr. Pathol. 1992. - Vol. 60. - P. 53-58.

253. Fuxa, J.R. Selection for an increased rate of vertical transmission of Spodoptera frugiperda (.Lepidoptera: Noctuidae) nuclear polyhedrosis vims / J.R. Fuxa, A.R. Richter // Environ. Entomol. 1991.- Vol. 20. - P. 603-609.

254. Fuxa, J.R. Stressors and rearing diseases of Trichplusia ni: evidence of vertical transmission of NPV and CPV / J.R. Fuxa, J.-S. Sun, E.H. Weidner, L.R. LaMotte // J. Invertebr. Pathol. 1999. - Vol. 74. - P. 149-155.

255. Fuxa, J.R. Vertical transmission of TnSNPV, TnCPV, AcMNPV, and possibly recombinant NPV in Trichplusia ni / J.R. Fuxa, A.R. Richter, A.O. Ameen, B.D. Hammock // J. Invertebr. Pathol. 2002. - Vol. 79. - P. 44-50.

256. Gaylord, E.S. Interactions between host plants, endophytic fungi and a phytophagous insect in an oak (Quercus grisea) hybrid zone /E.S. Gaylord, R.W. Preszler, W.J. Boecklen // Oecologia. 1996. - Vol. 105.- № 3. - P. 336342.

257. Giese, R.L. Cartographic comparisons of eurasian gypsy moth distribution {Lymantria dispar L.; Lepidoptera: Lymantriidae) / R.L. Giese, M.L. Schneider // Ent. new. 1979. Vol. 90. - № 1. - P. 1-16.

258. Glowacka, B. Choroby epizootyczne brudnicy mniszki (Lymantria monacha L.) I mozliwosci mikrobiologicznego jej zwalczania / B. Glowacka // Prace Instytutu Badawczego Lesnictwa. Warszaw, 1989. - № 691. - 71 p.

259. Glowacka-Pilot, B. Zvalczanie gasienic brudnicy mniszki (Lymantria monacha L.) w drzewostanach sosnwych pray uzycin wirusa poliedrosy / B. Glowacka-Pilot // Prace Instytutu Badawczego Lesnictwa. Warszaw, 1983. -№618. - P. 55-65.

260. Goldberg, A.V. Effect of the epap granulovirus on its host, Epinotia aporema (Lepidoptera: Tortricida) / A.V. Goldberg, V. Romanowski, B.A. Federici, A. Sciocco de Cap // J. Invert. Pathol. 2002. - Vol. 80. - P. 148-159.

261. Goulson, D. Sublethal effects of baculovirus in the cabbage moth, Mamestra brassicae / D. Goulson, J.S. Cory // Biol. Control. 1995. - Vol. 5. -P. 361-367.

262. Hajek, A.E. Distribution of resting spores of the Lymantria dispar pathogen Entomophaga maimaiga in soil and on bark / A.E. Hajek, L. Bauer, M.L. McManus, M.M. Wheeler // BioControl. 1998. - Vol. 43. - P. 189-200.

263. Hajek, A.E. Effect of host insects on activation of Entomophaga maimaiga resting spores / A.E. Hajek// J. Invertebr. Pathol. 2001. - Vol. 77. -P. 290-291.

264. Hajek, A.E. Isolating Entomophaga maimaiga using resting spore-bearing soil / A.E. Hajek, M. Shimazu, B. Knoblauch // J. Invertebr. Pathol. 2000. -Vol. 75.-P. 298-300.

265. Harris, B. Poland: management of forest / B. Harris, A. Lavers // Span. 1985.-Vol. 28.-№ 1.-P. 8-10.

266. Haukioja, E. Induction of defense in trees / E. Haukioja // Ann. Rev. Entomol. 1991. - Vol. 36. - Palo Alto (Calif.). - P. 25-42.

267. Herniou, E.A. Ancient coevolution of baculoviruses and their insect hosts / E.A. Herniou, J.A. Olszewski, D.R. O'Reilly, J.S. Cory // J. Virol. 2004. -Vol. 78. - № 7. - P. 3244-3251.

268. Herniou, E.A. Use of whole genome sequence data to infer baculovirus phylogeny / E.A. Herniou, T. Luque, X. Chen, J.M. Vlak, D. Winstanley, J.S. Cory, D.R.O'Reilly//J. Virol. -2001. Vol. 75. - № 7. - P. 8117-8126.

269. Himeno, M. The occult virus of NPV of the silkworm larvae / M. Himeno, F. Matsubara, K. Hayashiya // J. Invertebr. Pathol. 1973. - Vol. 22. - № 2. -P. 292-295.

270. Hoover, K. Systemic component to intrastadial developmental resistance in Lymantria dispar to its baculovirus / K. Hoover, M.J. Grove, S. Su // Biol. Control. 2002. -Vol. 25. - P. 92-98.

271. Howarth, F.G. Environmental impacts of classical biological control / F.G. Howarth // Ann. Rev. Entomol. 1991. - Vol. 36. - P. 485-509.

272. Hoy, M.A. Rapid response to selection for nondiapausing gypsy moth / M.A. Hoy//Science.- 1977.-Vol. 196. -№ 4297. -P. 1462-1463.

273. Ноу, М.А. Development hatch dates, overwintering success, and spring emergence of a "non diapausing" gypsy moth strain in field cages / M.A. Hoy, N. F. Knop // Can. Entomol. 1978. - Vol. 110. - № 9. - P. 1003-1008.

274. Hughes, D.S. Activation and detection of a latent baculovirus resembling Mamestra brassicae nuclear polyhedrosis virus in M. brassicae insects / D.S. Hughes, R.D. Rossee, L.A. King//Virology. 1993.-Vol. 194.-P. 608-615.

275. Hughes, D.S. Evidence for the presence of a low-level, persistent baculovirus infection of Mamestra brassicae insects / D.S. Hughes, R.D. Possee, L.A. King // J.Gen. Virol. 1997. -Vol. 78. - P. 1801-1805.

276. Jaques, R.P. Application of viruses to soil and foliage for control of the cabbage looper and imported cabbage worm / R.P. Jaques // J. Invertebr. Pathol. 1970.-Vol. 15.-P. 360-365.

277. Jurkovicova, M. Activation of occult virus infections in larvae of Adoxophyes orana (Lepidoptera: Tortricidae) and Barathra brassicae (Lepidoptera: Noctuidae) by foreign polyhedra / M. Jurkovicova // J. Invertebr. Pathol.- 1979. Vol. 34. -P. 213-223.

278. Kaupp, W.J. Horseradish peroxidase-labelled probes and enhanced chemiluminescence to detect baculoviruses in gypsy moth and eastern spruce budworm larvae / W. J. Kaupp, P.M. Ebling // J. Virol. Methods. 1993. -Vol. 44.-P. 89-98.

279. Kaupp, W.J. Persistence of Neodiprion sertifer (Hymenoptera: Diprionidae) nuclear polyhedrosis virus on Pinus contorta foliage / W.J. Kaupp I I Can. Entomol. 1983. - Vol. 115. - № 8. - P. 869-873.

280. Kawabarata, T. Isolation and structure of nuclear polyhedrosis virus from polyhedra of the silkworm, Bombyx mori. / T. Kawabarata, K. Matsumoto // Appl. Entomol. Zool. 1973. - Vol. 8.- P. 227-233.

281. Keating, S.T. DNA hybridization assay for detection of gypsy moth nuclear polyhedrosis virus in infected gypsy moth {Lymantria dispar L.) larvae / S.T. Keating, J.P. Burand, J.S. Elkinton // Appl. Environ. Microbiol. 1989. -Vol. 55.-P. 2749 -2754.

282. Keating, S.T. Leaf phenolic inhibition of gypsy moth nuclear polyhedrosis virus. Role of polyhedral inclusion body aggregation / S.T. Keating, M.D. Hunter, J.C. Schults // J. Chem. Ecol. 1990. - Vol. 16. - № 5. - P. 1445-1457.

283. Keena, M. A. Effects of laboratory rearing on gypsy moth {Lepidoptera: Lymantriidae) / M.A. Keena, T.M. О 1 Dell // Gen. Tech. Rep. NE 181. Radnor, PA: USDA Forest Service, Northeastern Forest Experiment Station. 1994. -23 p.

284. Keena, M.A. Survival and development of Lymantria monacha {Lepidoptera: Lymantriidae) on North American and introduced Eurasian tree species / M.A. Keena // J. Econ. Entomol. 2003. - Vol. 96. - № 1. - P. 43-52.

285. Knell, R.J. Transmission of Plodia interpunctella granulesis vims does not conform to the mass action model / R.J. Knell, M. Begon, D.J. Thompson // J. Animal. Ecol. -1998. Vol, 67. - № 4. - P. 592-599.

286. Krieg A. Arthpopodenviren. / A. Krieg // Stuttgart: Thime, 1973. 238s.

287. Kudler, J. Vysledky pokusu о vyvolani nakasy populace Hrebenuie rysave /Neodiprion sertifer (Geoffr.) / rospthylen vim / J. Kudler 11 Lesnictvi. — 1981. — Vol. 27. № 7. - P. 621-627.

288. Kukan, B. DNA hybridization assay for detection of nuclear polyhedrosis virus in tent caterpillars / B. Kukan, J.H. Myers // J. Invertebr. Pathol. -1995. -Vol. 66.-P. 231-236.

289. Kukan, B. Vertical transmission of nucleopolyhedrovirus in insects / B. Kukan // J. Invertebr. Pathol. 1999. - Vol. 74. - P. 103-111.

290. Kunimi, Y. Transovum transmission of a nuclear polyhedrosis vims of the fall webvorn, Hyphantria cunea Drury, Lepidoptera: Arctiidae / Y. Kunimi // Appl. Entomol. and Zool. 1982. - Vol. 17. - № 3. - P. 410-417.

291. Magnoler, A. A wheat germ medium for rearing of the gypsy moth, Lymantria dispar L. / A. Magnoler // Entomol. Exp. App. 1970a. - Vol. 15. -P. 401-406.

292. Magnoler, A. Bioassay of nucleopolyhedrosis virus of the gypsy moth, Porthetria dispar / A. Magnoler // J. Invertebr. Pathol. 1974. - Vol. 25. - P. 343-348.

293. Magnoler, A. Susceptibility of gypsy moth larvae to Lymantria sp. nuclear and cytoplasmic viruses / A. Magnoler // Entomophaga. 19706. - Vol. 15. -P. 407-412.

294. Majunke, C. Waldschutzsituation 2000/2001 in Brandenburg und Berlin / C. Majunke, C. Walter // AFZ / Wald. 2001. - Vol. 56. - № 7. - P. 352-354.

295. Manji, G.A. Baculovirus inhibitor of apoptosis functions at or upstream of the apoptotic suppressor P 35 to prevent programmed cell death / G.A. Manji, R.R. Hozar, D.J. LaCount, P.D. Frisen // J. Virol. 1997. - Vol. 71. - P. 45094516.

296. Marovic, R. Results of the crossing inbred strain of gypsy moth, Lymantria dispar L., with wild moths / R. Marovic // Z. angew. Entomol. -1981.-Vol. 91.-№ l.-P. 107- 111.

297. Marshall, E. The summer of the gypsy moth / E. Marshall // Science. -1981.-Vol. 213.-№4511.-P. 991-993.

298. Mason, C.J. Larval dispersal of the Gypsy moth / C.J. Mason, M.L. McManus // The Gypsy Moth: Research Toward Integrated Pest Management. U. S. Department of Agriculture Technical Bulletin. Doane C.C., McManus M.L. (eds.).- 1981.-№ 1584.-P. 161-202.

299. Matthews, H.J. Lethal and sublethal effects of a granulovirus on the tomato moth Lacanobia oleracea / H.J. Matthews, I. Smith, J.P. Edwards // J. Invert. Pathol. 2001. - Vol. 80. - P. 73-80.

300. Meade, T. Interactions among plants, herbivores and entomopathogens: implications for pest management / T. Meade, G.W. Felton, S.Y. Young // Eur. Jorn. Plant Pathol. 1995. -XI11 Int. Plant Prot. Congr. - The Haque 2-7 July. - № 435.

301. Mellerik, D.M. Physical state of the latent herpes simplex virus genome in a mouse model system: evidence supporting an episomal state / D.M. Mellerik, N.M. Fraser // Virology. 1987. - Vol. 158. - P. 265-275.

302. McVean, R.I.K. Dietary stress reduces the susceptibility of Plodia interpunctella to infection by a granulovirus / R.I.K. McVean, S.M. Sait, D.J. Thompson, M. Begon // Biol. Control. 2002. - Vol. 25. - P. 81-84.

303. Milks, M.L. Costs and stability of cabbage looper resistance to a nucleopolyhedrovirus / M.L. Milks, J.M. Myers, M.K. Leptich // Evolution. Ecol. 2002. - Vol. 16. - P. 369-385.

304. Milks, M.L. Influence of larval age on the lethal and sublethal effects of nucleopolyhedrovirus of Trichoplusia ni in the cabbage looper / M.L. Milks I. Burnstyn, J.M. Myers//Biol. Control.- 1998.-Vol. 12.-P. 119-126.

305. Milks, M.L. The development of larval resistance to a nucleopolyhedrovirus is not accompanied by an increased virulence in the virus / M.L. Milks, J.M. Myers // Evolution. Ecol. 2001. - Vol. 14. - P. 645-664.

306. Miller, L.K. Insect viruses, sequences, insecticidal compositions and methods / L.K. Miller, B.C. Black, P.M. Dierks // Patent USA № 5858353. -1999.-P. 1-5.

307. Mohamed, M.A. Persistence in soil and on foliage of nucleopolyhedrosis virus of the European pine sawfly, Neodiprion sertifer (Heminoptera: Diprionidae) / M.A. Mohamed, H.C. Coppel, J.D. Podgwaite // Environ. Entomol. 1982. - Vol. 11.-P. 1116-1118.

308. Moran, P.J. Plant mediated interactions between insects and a fungal plant pathogen and the role of plant chemical responses to infection / P .J. Moran // Oecologia. - 1998. - Vol. 115. -№ 4.- P. 523-530.

309. Montgomery, M.E. The gypsy moth. A westward migrant / M.E. Montgomery, W.E. Wallner // Dynamics of forest insect populations. Berryman A. (Ed.). 1988. - P. 354-375.

310. Morewood, P. Towards pheromone-based detection of Lymantria monacha (Lepidoptera: Lymantriidae) in North America / P. Morewood, G. Gries, D. Haussler, K. Moller, J. Liska, P. Kapitola, H. Bogenschutz // Can. Entomol. Vol. 131. - P. 687-694.

311. Murray, K.D. Environmental contamination of egg masses as a major component of transgenerational transmission of gypsy moth nuclear polyhedrosis virus (LdMNPV) / K.D. Murray, J.S. Elkinton // J. Invertebr. Pathol. 1989. -Vol. 53. - № 3. - P. 324-334.

312. Murray, K.D. The effect of gypsy moth metamorphosis on the development of nuclear polyhedrosis vims infection / K.D. Murray, K.S. Shieds, J.P. Burand, J.S. Elkinton // J. Invertebr. Pathol. 1991. - Vol. 57. - P. 352-361.

313. Myers, J.H. Can a general hypothesis explain population of forest Lepidoptera / J.H. Myers // Adv. Ecol. Res. 1988. - Vol. 18. - P. 179-284.

314. Nair, K.P. Transmission of nuclear polyhedrosis virus of rice swarming caterpillar Spodoptera mauritia (Boisduvae) through egg / K.P. Nair, J.A. Vasudevan // Environ. Entomol. 1985. -Vol. 10. - № 1. - P. 1-6.

315. Neeglund, Y.F. Transmission of nuclear polyhedrosis virus in laboratory population of the armyworm, Mythimna (Pseudoletia) separata / Y.F. Neeglund, S.B. Mathad // J. Invertebr. Pathol. 1978. -Vol. 31. - P. 143-147.

316. Nicholson, A.J. An outline of the dynamics of animal populations / A.J. Nicholson // Aust. J. Zool. 1954. - Vol. 2. - P. 9-65.

317. Nicholson, A.J. The balance of animal populations / A.J. Nicholson // J. Anim. Ecol. 1933. -Vol. 2. - P. 132-178.

318. Novotny, J. The use of nucleopolyhedrosis virus (NPV) and microsporidia in the control of the gypsy moth {Lymantria dispar L.) / J. Novotny // Folia Parasitol. 1988. -Vol. 35. - № 3. - P. 199-208.

319. Oakland, J.S. Pest management: mead for integrated approach / J.S. Oakland//Pesticides.- 1981.-Vol. 18.-№ 9. P. 3-6.

320. O'Dell, T.M. A technique for rearing the gypsy moth, Porthetria dispar (L.) on an artificial diet / T.M. O'Dell, W.D. Rollinson // J. Econ. Entomol. -1966. Vol. 59. - № 3. - P. 741-742.

321. Olofsson, F. Environmental persistence of the European pine sawfly in relation to epizootics in Swedish Scots pine forests / F. Olofsson // J. Invertebr. Pathol.- 1988.-Vol. 52.-№ i. p. 119-129.

322. Oomens, A.G.P. The baculovirus gp64 envelope fusion protein: synthesis, oligomerization, and processing / A.G.P. Oomens, S.A. Monsma, G.W. Blissard // Virology. 1995. -Vol. 209. - P. 592-603.

323. O'Reilly, D.R. A baculovirus blocks insect molting by producing ecydysteroid UDP-glucosyl transferase / D.R. O'Reilly, L.K. Miller // Science. 1989. - Vol. 245. - P. 1110-1112.

324. Ossowski, L.L.J. The biological control of the wattle bagworm, Kotochalia junodi (Heyl) by a virus / L.L.J. Ossowski // Annu. Appl. Biol. -1960. Vol. 48.-P. 299-313.

325. Park, E.J. Baculovirus replication alters hormone regulated host development / E.J. Park, C.-M. Yin, J.P. Burand // J. Gen. Virol. - 1996. -Vol. 77. -№3.-P. 547-554.

326. Pearson, M.N. Identification of the Lymantria dispar nucleopolyhedrovirus envelope fusion protein provides evidence for a phylogenetic division of the Baculoviridae / M. N. Pearson, C. Groten, G.F. Rohrmann // J. Virol. 2000. - Vol. 74. - P. 6126-6131.

327. Pimentel, D. Environmental risks of biological pest controls / D. Pimentel, C. Glenister, S. Fast, D. Gallahan// Oikos. 1984. -Vol. 42.- № 3.- P. 283-290.

328. Podgwaite, J.D. Development of insect viruses as pesticides: the case of the gypsy moth (.Lymantria dispar L.) in North America / J.D. Podgwaite, H.M. Mazzone // Prot. Ecol. 1982. - Vol. 3. - P. 219-227.

329. Podgwaite, J.D. Efficacy of aerially-applied Gypchek against gypsy moth (Lepidoptera: Lymantriidae) in the Appalachian highlands / J.D. Podgwaite, R.C. Reardon, G.S. Walton, J. Witcosky // J. Entomol. Science. 1992. Vol. 27.-P. 337-344.

330. Podgwaite, J.D. Efficacy of ground application of the gypsy moth (Lepidoptera: Lymantriidae) nucleopolyhedrosis virus product, Gypchek / J.D.

331. Podgwaite, R.C. Reardon, D.M. Kolodny-Hirsch, G.S. Walton // J. Econ. Entomol. 1991. - Vol. 84. - P. 440-444.

332. Podgwaite, J.D. Environmental persistence of the nucleopolyhedrosis virus of the gypsy moth, Lymantria dispar / J.D. Podgwaite, S.K. Stone, R.T. Zerillo, R.B. Bruen // Environ. Entomol. 1979. - Vol. 8. - № 3. - P. 528-536.

333. Podgwaite, J.D. Gypchek. Biological insecticide for the gypsy moth / J.D. Podgwaite // J. Forestry. 1999.-Vol. 97. - № 3.- P. 16-19.

334. Podgwaite, J.D. Latency of insect viruses / J.D. Podgwaite, H.M. Mazzone // Adv. Virus Res. Orlando, 1986. - Vol. 31. - P. 293-320.

335. Popham, H.J.R. Both Lymantria dispar nucleopolyhedrovirus Enhancin genes contribute to viral potency H.J.R. Popham, D.S. Bischoff, J.M. Slavicek //J. Virol.-2001.-Vol. 75.-№ 18.-P. 8639-8648.

336. Raimo, B. Vectoring gypsy moth nuclear polyhedrosis vims by Apanteles melanoscelus (Нут/. Braconidae) / B. Raimo, R.C. Reardon, J.D. Podgwaite // Entomophaga. 1977. - Vol. 22. - № 2. - P. 207-215.

337. Reardon, R.C. Appalachian gypsy moth integrated pest management demonstration project / R.C. Reardon // 18th Int. Congr. Entomol. Vancouver, 1988.- P. 416.

338. Reardon, R.C. Summary of efficacy evaluations using aerially applied Gypchek against gypsy moth in the USA / R.C. Reardon, J.D. Podgwaite // J. Environ. Science and Health. 1994. - Vol. 29. - P. 739-756.

339. Reeson, A.F. Baculovims resistance in the noctuid Spodoptera exempta is phenotypically plastic and responds to population density / A.F. Reeson, K. Wilson, A. Gunn, R.S. Hails D. Goulson // Proc. R. Soc. Lond. B. -Vol. 265. -P. 1787-1991.

340. Reineke, A. Flight ability of gypsy moth females (Lymantria dispar L.) (Lep., Lymantriidae): a behavioural feature characterizing moths from Asia? / A. Reineke, C.P.W. Zebitz // J. Appl. Entomol. 1998. -Vol. 122. - P. 307-310.

341. Richards, A. Foraging in pathogen reservoir can lead to local host population exinction: a case study of Lepidoptera virus interaction / A. Richards, J. Cory, M. Speight, T. Williams // Oecologia. - 1999. - Vol. 118. - № l.-P. 29-38.

342. Richerson, J.V. Egg parameters as a measure of population qualityof the gypsy moth, Lymantria dispar / J.V. Richerson, E.A. Cameron, D.E. White, M. Walsh // Ann. Entomol. Soc. Amer. 1978. -Vol. 71. - № 1. - P. 60-64.

343. Ridet, J.M. Etude des conditions optimales d'elevage et d'alimentation de Lymantria dispar L. / J.M. Ridet // Ann. Soc. Entomol. de France. 1972. - Vol. 8.-P. 653-658.

344. Roelvink, P.W. Characterization of the Helicoverpa armigera and Pseudaletia unipuncta granulovirus enhancin genes / P.W. Roelvink, B.G. Corsaro, R.R. Granados // J. Gen Virol. 1995. Vol. 76. -P. 2693-2705.

345. Rothman, L.D. Debilitating effects of viral disease on host Lepidoptera / L.D. Rothman, J.H. Myers // J. Invertebr. Pathol. 1996. - Vol. 67. - P. 1-10.

346. Sait, S.M. Effect of a fertility-reducing baculovirus on sperm numbers and sizes in the indian meal moth, Plodia interpunctella / S.M. Sait, M.J.G. Gage, P.A. Cook // Function. Ecol. 1998. - Vol. 12. - P. 56-62.

347. Sait, S.M. Long-term population dynamics of the Indian meal moth Plodia interpunctella and its granulesis virus / S.M. Sait, M. Begon, D.J. Thompson // J. Animal. Ecol. 1994a. -Vol. 63. - P. 861-870.

348. Sait, S.M. The influence of a sublethal baculovirus infection in the indian meal moth Plodia interpunctella / S.M. Sait, M. Begon, D.J. Thompson // J. Animal Ecol. 1994b. - Vol. 63. - P. 541-550.

349. Schmidt, L. Granulosis a new virus disease of the fall webworm II L. Schmidt, G. Philips II Fac. Agr. Forestry. Inst. Entomol. - Zagreb, 1958. - № 1. -27 p.

350. Schowaiter, T.D. Herbivore in forested ecosystems / T.D. Schowalter, W.W. Hargrowe, D.A. Crossley // Ann. Rev. Entomol. -1986. Vol. 31. - P. 177-196.

351. Schults, J.C. Hostplant, larval age, and feeding behavior influence midgut pH in the gypsy moth (Lymantria dispar) / J.C. Schultz, M.J. Lechowicz // Oecologia.- 1986.-Vol. 71.-P. 133-137.

352. Schults, J.C. Impact of induced the responses on gypsy moth populations / J.C. Schults, M. Rossiter // Proc. 18th Int. Congr. Entomol. Vancouver, 1988. -P. 167.

353. Schults, J.C. Oak loaf quality delaines in response to defoliation by gypsy moth larvae / J.C. Schultz, J.T. Baldwin // Science. 1982. - Vol. 271. - № 9. -P. 149-150.

354. Schults, J.C. The multimillion-dollar gypsy moth question / J.C. Schults // Natur. Hist. 1991. - № 6. - P. 40-44.

355. Schwenke, W. Die Forstschadlinge Europas / W. Schwenke // Bd. 3. -Schmetterlinge, 1978. S. 349-368.

356. Shapiro, M. Biological activity of Lymantria dispar nucleopolyhedrosis virus from living and virus-killed larvae / M. Shapiro, R.A. Bell // Ann. Entomol Soc. Amer.- 1981.-Vol. 74.-№ 1.-P. 27-28.

357. Shapiro, M. Effect of nemm seed extract upon the gypsy moth (Lepidoptera, Lymantriidae) and its nuclear polyhedrosis virus / M. Shapiro, J. L. Robertson, R. E. Webb // J. Econ. Entomol. 1994. - Vol. 87. - № 2. P. -356-360.

358. Shapiro, M. Evalution of various artificial diets for in vivo production of the gypsy moth nucleopolyhedrosis virus / M. Shapiro, R.A. Bell, C.D. Owens // J. Econ. Entomol. 1981 a. - Vol. 74. - № 3. - P. 341-343.

359. Shapiro, M. Simplified efficient system for in vivo mass production of the gypsy moth nucleopolyhedrosis virus / M. Shapiro, C.D. Owens, R.A. Bell, H.A.Wood//J. Econ. Entomol.-1981 6. Vol. 74.-№ l.-P. 110-111.

360. Shapiro, M. Yield and activity of gypsy moth {Lepidoptera: Lymantriidae) nucleopolyhedrosis virus recovered from survivors of viral challenge / M. Shapiro, J.L. Robertson // J. Econ. Entomol. 1987. -Vol. 80. -P. 901-905.

361. Sheppard, R.F. Dosage-mortality and time- mortality studies of a granulesis virus in a laboratory strain of the codling moth, Laspeuresia pomonella / R. F. Sheppard, G.R. Stairs // J. Invertebr. Pathol. 1977. - Vol. 29.-№ 2.-P. 216-221.

362. Shieh, T. R. Production and efficacy of baculoviruses / T.R. Shieh, G.T. Bohmfalk // Biotechnol. and Bioeng. 1980. - Vol. 22.-№7.-P. 1357-1375.

363. Slavicek, J.M. Strain of gypsy moth virus with enhanced polyhedra and budded vims production / J.M. Slavicek, N. Hayes-Plasolles // Patent USA № 5582913.- 1999.-P. 1-7.

364. Sliva, E. Prognozovanie wystepewania brudnicy mniszki v latax 1978-1984/E. Sliva// Las. Pol. 1984.-№ 6.-P. 25-27.

365. Smirnoff, W.A. Trans-ovum transmission of virus of Neodiprion swainei Middleton / W.A. Smirnoff// J. Insect. Pathol. 1962. - Vol. 4. -№ 2. - P. 192200.

366. Smith, K.M. Insect virology / K.M. Smith // N.-Y. and L.: Acad. Press, 1967.- 256 p.

367. Smits, P.H. Biological activity of Spodoptera exigua nuclear polyhedrosis vims againts S. exigua larvae / P.H. Smits, J.M. Vlak // J. Invertebr. Pathol. -1988.-Vol. 51.- P. 107-114.

368. Soikkonen, K. Nuclear polyhedrosis virus of the European pine sawfly, Neodiprion sertifer (Geoffr.) retains infectivity in soil treated with simulated acid rain / K. Soikkonen // J. Appl. Entomol. 1995. -Vol. 119. - № 7. - P. 495-499.

369. Stairs, G.R. The effect of metamorphosis on nuclear polyhedrosis vims infection on certain Lepidoptera / G.R. Stairs // Can. J. Microbiol. 1965. - Vol. 11.-P. 509-512.

370. Steinhays, E.A. Crowding as a possible stress factor in insect disease / E.A. Steinhays // Ecology. 1958.- Vol. 39. - P. 503-514.

371. Tanada, Y. Recent advances in insect virology / Y. Tanada // Proc. Haw. Entomol. Soc. 1970. - Vol. 21.- № l.-P. 113-227.

372. Tatchell, G.M. The transmission of a granulosis vims folloving contamination of Pieris rapae adults / G.M. Tatchell // J. Invertebr. Pathol. -1981.-Vol. 37.-P. 210-213.

373. Teakle, R.E. Nuclear polyhedrosis vims productionin Heliothis armigera infected at different larval ages / R.E. Teakle, V.S. Byrne // J. Invertebr. Pathol. 1989.-Vol. 53.-№ l.-P. 21-24.

374. Thompson, W.R. The utility of mathematical methods in relation to work on biological control / W.R. Thompson // Ann.Appl. Biol. 1930. - Vol. 17. -P. 641-648.

375. Tinsley, T.W. The potential of insect pathogenic viruses as pesticidal agents / T.W. Tinsley // Ann. Rev. Entomol. 1979. - Vol. 24.-P. 63-87.

376. Urguhart, F.A. Virus-caused epizootic a factor in population fluctuations of the monarch butterfly / F.A. Urguhart // J. Invertebr. Pathol. 1966. - Vol. 8. -P. 492-495.

377. Vago, C. Phenomenes de "Latentia" dans une maladia a ultravirus des insects / C. Vago // Rev. Can. Biol. 1963. - Vol. 10. -№ 4. - P. 299-308.

378. Vail, P. V. Susceptibility of the pupa of the cabbage looper, Trichplusia ni, to nucleopolyhedrosis virus / P.V. Vail, I.M. Hall // J. Invertebr. Pathol. 1969. -Vol. 14.-P. 227-236.

379. Vlak, J. M. Identification of two nuclear polyhedrosis viruses from the cabbage moth, Mamestra brassicae / J. M. Vlak, A. Groner 11 J. Ivertebr. Pathol. 1980. - Vol. 35. -№ 2.-P. 269-278.

380. Wallner, W.E. Attractancy to light and flight behavior of asian gypsy moth females / W.E. Wallner // Proceeding of the 1993 annual gypsy moth review, 1993.-P. 30 33.

381. Wang, C.-H. Nested polymerase chain reaction and in situ hybridization for detection of nucleopolyhedrosis / C.-H. Wang, H.-N. Yang, H.-C. Liu // J.Virol. Methods. -2000. Vol. 24. - P. 65-75.

382. Wang, P. An intestinal mucin is the target for a baculovirus enhancin / P. Wang, R.R. Granados // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1997. - Vol. 94 - P. 69776982.

383. Wang, P. Interaction of Trichoplusia ni granulesis virus-encoded enhancin with the midgut epithelium and peritrophic membrane of four lepidopteran insects / P. Wang, P.A. Hammer, R.R. Granados // J. Gen. Virol. -1994.-Vol. 66.-P. 541-550.

384. Wang, P. Observetions on the presence of the peritrophic membrane in larval Tricoplusia ni and its role in limiting baculovirus infection / P. Wang, R.R. Granados // J. Invertebr. Pathol. -1998. -Vol. 72. P. 57-62.

385. Ward, V.K. Comparison of a DNA DNA dot-blot hybridization assay with light microscopy and radioimmunoassay for detection of a nuclear polyhedrosis virus / V.K. Ward, S.B. Fleming, J. Kalmakoff // J. Virol. Methods. - 1987.-Vol. 15.-P. 65-73.

386. Washburn, J.O. Insect protection against viruses / J.O. Washburn, B.E. Kirkpatrick, L.E. Volkman // Nature. 1996. - Vol. 383. - P. 767.

387. Webb, R. Hydraulic spray application of Gypchek as a homeowner control tactic against gypsy moth (Lepidoptera: Lymantriidae) / R. Webb, J. Podgwaite, M. Shapiro, K. Tatman, L. Douglass // J. Entomol. Science. 1990. -Vol. 25.-P. 383-393.

388. Wellington, W.C. Population quality and the maintenance of nuclear polyhedrosis between outbreaks of Malacosoma pluviale (Dyar) / W.C. Wellington 11 J. Invertebr. Pathol. 1962. - № 4. - P. 285-305.

389. Weseloh, R.M. Epizootiology of the fungus Entomophaga maimaiga, and its imact on gypsy moth populations / R.M. Weseloh, T.G. Andreadis 11 J. Invertebr. Pathol. 1992.-Vol. 59. - P. 133-141.

390. Weseloh, R.M. Laboratory assessment of forest microhabitat substrates as sources of the gypsy moth nuclear polyhedrosis virus / R.M. Weseloh, T.G. Andreadis // J. Invertebr. Pathol. 1986. -Vol. 48. - P. 27-33.

391. Westwood, J.A. Analysis of alternative poly(A) signals for use in baculovirus expression vectors / J.A. Westwood, I.M. Jones, D.H.L. Bishop // Virology. 1993. -Vol. 195. - P. 90-99.

392. Wilson, K. Density-dependent prophylaxis: evidence from Lepidoptera baculovirus interaction? / K. Wilson, A.F. Reeson // Ecol. Entomol. 1998. -Vol. 23.- № 1. - P. 100-101.

393. Wood, H.A. Do latent baculoviruses exist and what is their importance? / H.A. Wood, I.R.L. Smith, N.E. Crook // Proc. 18th Int. Cong. Entomol. -Vancouver, 1988. P. 251.

394. Woods, S.A. Bimodal patterns of mortality from nuclear polyhedrosis virus in gypsy moth (Lymantria dispar L.) populations / S.A. Woods, J.S. Elkinton//J. Ivertebr. Pathol. 1987.-Vol. 50.-№ 2. P.-151-157.

395. Yamao, M. Gene targeting in the silkworm by use of a baculovirus I M. Yamao, N. Katayama, H. Nakazawa, M. Yamakawa, Y. Hayashi, S. Нага, K. Kamei, H. Mori // Genes $ Dev. 1999. - Vol. 13. - P. 511 -516.

396. Yadava, R.L. Studdien uber den einflub von temperatur und relativer luflfeuchtigkeit auf die entwickhmg der kernpoiyedrose der none / R.L. Yadava // Z. Angew. Entomol. 1970. - № 2. - P. 167-171.

397. Young, S.Y. Effect of nuclear polyhedrosis virus in Spodoptera ornitogalli larvae on post larval stages and dessimination of adults / S.Y. Young // J. Ivertebr. Pathol. 1990. -Vol. 55. - P. 69-75.

398. Young, S.Y. Nuclear polyhedrosis vims infection of Pseudoplusia includens (Lep.: Noctuidae) larvae: effect on post larval stages and transmission / S. Y. Young, W.C. Yearian // Entomophaga. 1982. - Vol. 27. - P. 61-66.