Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Транспорт ионов через каналы, образуемые антибиотиком сирингомицином Е, в модельных и клеточных мембранах

ВАК РФ 03.00.25, Гистология, цитология, клеточная биология

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Каулин, Юрий Альфредович

Введение

Актуальность проблемы.

Цели и задачи исследования.

Научная новизна исследования.

Теоретическое и практическое значение работы.

Глава 1. Литературный обзор

1.1.1. Многоуровневая организация проводимости ионных каналов.

1.1.2. Критерии определения существования подуровней проводимости

1.1.3. Подсостояния проводимости каналов, появляющиеся благодаря флуктуациям эффективного диаметра поры.

1.1.4. Кластерная организация ионных каналов.

1.2. Влияние поверхностного заряда мембраны на свойства ионных каналов.

1.3. Закрытое и открытое состояния ионных каналов.

1.4. Характеристика объекта исследования.

Глава 2. Материалы и методы исследования

2.1. Материалы.

2.2. Методы.

2.2.1. Формирование БЛМ и измерение их электрических характеристик.

2.2.2. Измерение ионной проницаемости эритроцитарных мембран.

2.2.3. Приготовление липосом и изменение стеринового состава мембран эритроцитов.

Г л а в а 3. Результаты и обсуждение

3.1. Многоуровневая организация СМЕ-каналов.

3.1.1. Зависимость свойств СМЕ-каналов от концентрации электролита в водной фазе.

3.1.2. Катион анионная селективность больших и малых СМЕ-каналов.

3.1.3. Влияние водо-растворимых полимеров на проводимость больших и малых каналов. Радиус СМЕ-канала.

3.2. Потенциал-зависимость СМЕ-каналов.

3.2.1. Эффекты пространственного распределения заряда в проводимости одиночных каналов, образованных СМЕ.

3.2.2. Кинетика открывания/закрывания каналов, образованных сирингомицином Е в липидных бислоях . 73 3.3 Влияние липидного состава мембран на каналоформерную активность СМЕ в эритроцитарных и модельных мембранах

3.3.1. Влияние сфинголипидов на каналоформерную активность СМЕ в БЛМ.

3.3.2. Влияние стиринового состава эритроцитарных мембран на каналоформерную активность СМЕ

Выводы.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Транспорт ионов через каналы, образуемые антибиотиком сирингомицином Е, в модельных и клеточных мембранах"

Ионные каналы - это надмолекулярные образования белковой природы, играющие существенную роль в регуляции транспорта ионов через клеточные мембраны. Транспорт через ионные каналы клеточных мембран необходим для поддержания ионного гомеостаза клетки и обеспечения таких функций, как проведение нервного импульса, преобразование энергии, рецепция и многие другие. Для нормального функционирования клетки необходимы ионная избирательность каналов, их способность к открыванию и закрыванию в ответ на изменение трансмембранного потенциала, ионного состава и других факторов (Hille, 1992). Если экзогенное соединение при взаимодействии с клеткой образует в мембране ионные каналы, то может происходить нарушение согласованных функций каналов клеточной мембраны, приводящее зачастую к гибели клетки. Поэтому изучение механизмов функционирования каналов клеточных мембран и каналов, образованных экзогенными веществами, представляется необходимым и для понимания механизмов функционирования клетки и для решения некоторых практических задач медицинской биохимии, биотехнологии и т.д.

Последние годы ознаменовались бурным развитием исследований ионных каналов различных типов, как на клеточных, так и на модельных мембранах. Использование бислойных липидных мембран (БЛМ) объясняется тем, что последние позволяют гораздо шире варьировать условия эксперимента, чем крайне чувствительные клеточные мембраны. Изучение ионного транспорта, индуцированного соединениями известной структуры, позволяет получить обширную информацию о процессах, происходящих в канале на молекулярном уровне.

Данное исследование посвящено изучению каналоформерной активности нового антибиотика сирингомицина Е (СМЕ) в БЛМ и в мембранах эритроцитов. СМЕ - циклический липодепсипептид, продуцируемый фитопатогенными бактериями Pseudomonus syringae pv. syringae. Антибиотик нетоксичен для клеток млекопитающих и обладает выраженной противогрибковой активностью, благодаря чему может быть использован в фармакологии.

В модельных липидных мембранах СМЕ образует потенциал-чувствительные ионные каналы с различными стабильными уровнями проводимости, а также с необычно высокой степенью зависимости проводимости от потенциала (Hutchison et. al., 1995; Feigin et. al., 1996; Dalla Serra et. al., 1999). Результаты исследования каналоформерной активности СМЕ могут быть полезными для понимания молекулярных механизмов функционирования ионных каналов.

Антигрибковая активность СМЕ обусловлена особым стериновым и сфинголипидным составом плазматических мембран клеток-мишеней (Takemoto et. al., 1993; Grilley et. al., 1998). Исследования, проведенные на модельных мембранах, показали, что структура молекул стеринов, входящих в состав мембран, влияет на каналоформерную активность СМЕ (Feigin et. al., 1997). Можно ожидать, что изучение роли липидных компонентов в образовании СМЕ-каналов будет способствовать выявлению механизмов действия стеринов и сфинголипидов на чувствительность клеток к этому антибиотику.

Цели и задачи исследования

Цель данной работы состояла в изучении свойств ионных каналов, образованных СМЕ, в БЛМ и мембранах эритроцитов. Такое исследование может помочь пониманию активности СМЕ в клеточных мембранах, а также может дать возможность использовать систему СМЕканал - БЛМ в качестве модели ионных каналов клеточных мембран с выраженной кластерной организацией и потенциал-зависимостью.

Были поставлены следующие экспериментальные задачи: 1) изучить проводимость и селективность ионных каналов в мембранах различного липидного состава при различных концентрациях электролита в водной фазе; 2) оценить внутренний диаметр канала и его зависимость от трансмембранного потенциала; 3) выяснить механизм потенциал-зависимого открывания/закрывания каналов; 4) выяснить влияние пространственного распределения зарядов в системе мембрана-канал на вольтамперные характеристики СМЕ-каналов; 5) изучить влияние сфинголипидного и стеринового состава на чувствительность модельных мембран и мембран эритроцитов к СМЕ.

Научная новизна исследования

Впервые показано, что в липидных бислоях антибиотик СМЕ образует два типа каналов: "малые" и "большие". Большие каналы -кластеры синхронно открывающихся/закрывающихся малых каналов. Разработан новый теоретический подход, позволяющий оценить радиус канала и среднее число зарядов на его стенках. Подход основан на зависимости чисел переноса ионов в канале от концентрации электролита в водной фазе. Впервые изучены и теоретически описаны кинетические характеристики потенциал-зависимости открывания/закрывания СМЕ-каналов. Предложено описание нелинейности и асимметрии вольтамперных кривых на основе представлений о пространственном разделении зарядов в системе канал-мембрана. Показана возможность участия мембранных липидов в формировании ионного канала и участия сфинголипидов в резистентности БЛМ к СМЕ. 6

Теоретическое и практическое значение работы

Выяснение механизмов открывания/закрывания ионных каналов с ярко выраженной кластерной организацией на примере анионных СМЕ-каналов важно для понимания функционирования клеточных каналов с многоуровневой организацией. Исследования, проведенные на модельных липидных мембранах, показали, что структура молекул фосфолипидов и сфинголипидов влияет на каналоформерную активность СМЕ в БЛМ. Сопоставление механизмов функционирования ионных каналов, образованных противогрибковым антибиотикам СМЕ в модельных и клеточных мембранах, позволяет делать выводы о природе его активности в клетках-мишенях.

Заключение Диссертация по теме "Гистология, цитология, клеточная биология", Каулин, Юрий Альфредович

выводы

1. Антибиотик сирингомицин Е (СМЕ) в бислойных липидных мембранах образует ионные каналы ("большие" и "малые"), проявляющие кластерную организацию и обладающие преимущественно анионной селективностью.

2. Радиус малого канала составляет 1 нм, а среднее число зарядов на его стенках - 1 эл. ед. з. Вывод сделан на основе экспериментально полученной зависимости чисел переноса анионов от концентрации ШС1 в водной фазе и нового теоретического подхода, учитывающего неэлектронейтральность канала, а также из непосредственного определения размеров каналов при измерении их проводимости в присутствии в водной фазе нейтральных водорастворимых полимеров. Не обнаружено зависимости радиуса канала от величины трансмембранного потенциала.

3. Разработана принципиальная схема образования каналов, которая включает общий предшественник, состоящий из шести молекул сирингомицина Е и некоторого количества мембранных липидов, а также непроводящее и проводящее состояния каналов. Предложена эмпирическая модель воротного механизма канала, в которую входят заряды обоих знаков, расположенные вблизи границы с водной фазой.

4. Развито теоретическое описание нелинейности и асимметрии вольтамперных характеристик СМЕ-каналов на основе представлений о пространственном распределении зарядов мембраны и канала.

5. Сфинголипиды влияют на чувствительность клеток к СМЕ через изменение каналоформерной активности антибиотика в мембранах.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Каулин, Юрий Альфредович, Санкт-Петербург

1. Геленок, В.И., Казаченко В.Н. 1987. Кластерная организация ионных каналов в биологических мембранах. ДАН, 295(4): 994-8

2. Гелетюк, В.И., Казаченко В.Н. Кластерная организация ионных каналов. М., Наука, 1990.

3. Гельферих Ф. Иониты. М., ИЛ, 1962.

4. Ивков В. Г., Берестовский Г.Н Динамическая структура липидного бислоя. М., Наука, 1981.

5. Казаченко В.Н., Гелетюк, В.И., 1984. Одиночный Са2+ активируемый К+ канал в нейронах крысы: квантованность состояний проводимости. Биол. Мембраны. 1: 1253-1256.

6. Каулин Ю.А., Щагина Л.В. 1999. Влияние электролитного состава водных растворов на потенциал-чувствительность ионных каналов, образованных сирингомицином Е в липидных бислоях. Цитология. 41: 610-614.

7. Корчев Ю. Е. Влияние липидного состава бимолекулярных мембран на свойства ионного грамицидинового канала. Диссертация на соискание степени кандидата биологических наук. Л., 1989.

8. Костюк П.Г. Кальций и клеточная возбудимость. М., Наука. 1986.

9. Малев В.В., Айтьян С.Х., Маркин B.C. 1975. Сопоставление дискретной и непрерывной моделей переноса заряда в тонких мембранах. I. Стационарный режим. Биофизика 20: 1019-1024.

10. Малев В.В., Каулин Ю.А., Безруков С.М., Гурьнев Ф.А., Такемото Д., Щагина Л. В. Кинетика открывания закрывания каналов, образованных сирингомицином Е в липидных бислоях. Биол. мембраны. 2000, май-июнь. (В печати).

11. Можаева Г.Н., Наумов А.П. 1971. Влияние поверхностного заряда мембраны на проницаемость клетки для ионов калия. Укр. Биохим. Журнал. 2: 159-165.

12. Можаева Г.Н., Наумов А.П. 1972. Влияние поверхностного заряда мембраны на стационарную калиевую проводимость мембраны перехвата Ранвье. Биофизика. 17: 412-421.

13. Покровский Г. А. Биохимические методы в клинической медицине Медицина, стр. 300-311, Москва, 1969.

14. Ростовцева Т.К., Осипов В.В., Лев A.A. 1987. Зависимость проводимости грамицидиновых каналов от потенциала, задаваемого адсорбцией анионов 1-анилинонафталин-8-сульфаната на липидных мембранах. Биол. Мембраны. 4: 955964.

15. Шноль С. Э. Физико-химические факторы биологической эволюции. М.: Наука, 1979.

16. Щагина Л. В., Каулин Ю. А., Фейгин А. М., Такемото Д., Бранд Д., Малев В. В. 1998. Зависимость свойств ионных каналов,образованных антибиотиком сирингомицином Е в липидных бислоях, от концентрации электролита в водной фазе. Биол. мембраны. 15:433-446.

17. Adelsberger-Mangan D.M., Colombini M. 1987. Elimination and restoration of voltage dependence in the mitochondrial channel, VDAC, by graded modification with succinic anhydride. J. Membr. Biol.; 98 (2): 157-68.

18. Anzai K, Takano C, Tanaka K, Kirino Y. 1994. Asymmetrical lipid charge changes the subconducting state of the potassium channel from sarcoplasmic reticulum. Biochem Biophys Res Commun. 199 (2): 1081-7.

19. Apell H. J., Bamberg E., La'uger P. 1979. Effects of surface charge onthe conductance of the gramicidin channel. Biochim. Biophys. Acta. 552:369 -378.

20. Baumann G, Mueller P. 1974. A molecular model of membrane excitability. J. Supramol. Struct. 2 (5-6): 538-57.

21. Bechinger B. 1997. Structure and functions of channel-forming peptides: magainins, cecropins, melittin and alamethicin. J. Membr. Biol. 156 (3): 197-211. Review.

22. Bell J.E., Miller C. 1984. Effects of phospholipid surface charge on ion conduction in the K+ channel of sarcoplasmic reticulum. Biophys. J. 45(1): 279-87.

23. Benz R. 1990. Biophysical properties of porin pores from mitochondrial outer membrane of eukaryotic cells. Experientia. 46(2):131-137

24. Bezprozvanny I.B, Benevolensky D.S, Naumov A.P. 1991. Potassium channels in aortic microsomes: conductance, selectivity, barium-induced blockage and subconductance states. Biochim. Biophys. Acta. 1064 (1): 75-80.

25. Bezrukov S.M., Vodyanoy I. 1993. Probing alamethicin channels with water-soluble polymers. Effect on conductance of channel states. Biophys. J. 64(1): 16-25.

26. Bezrukov S.M., Vodyanoy I., Brutyan R.A., Kasianowicz J J. 1996. Dynamics and free energy of polymers partitioning into a nanoscale pore. Macromolecules. 29: 8517-8522.

27. Bezrukov S.M., Kasianowicz J.J. 1997. The charge state of an ion channel controls neutral polymer entry into its pore. Eur. Biophys. J. 26:471-476.

28. Bidwai A.P., Takemoto J.Y. 1987. Bacterial phytotoxin syringomycin, induces a protein kinase-mediated phosphorylation of red beet plasma membrane polypeptides. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 84:6755-6759.

29. Blasko K., Schagina L. V., Agner G., Kaulin Yu. A., Takemoto. J. Y. 1998. Membrane sterol composition modulates the pore forming activity of syringomycin E in human red blood cells. Biochim. Biophys. Acta., 1373 (1): 163-169.

30. Boheim G. 1974. Statistical analysis of alamethicin channels in black lipid membranes. J. Membr Biol. 19 (3): 277-303.

31. Brunen M., Engelhardt H. 1993. Asymmetry of orientation and voltage gating of the Acidovorax delafieldii porin Omp34 in lipid bilayers. Eur. J. Biochem. 212 (1): 129-135.

32. Brunen M., Engelhardt H., Schmid A., Benz R. 1991. The major outer membrane protein of Acidovorax delafieldii is an anion-selective porin. J. Bacteriol. 173 (13): 4182-4187.

33. Bullock J.O., Kolen E.R. 1995. Ion selectivity of colicin El: III. Anion permeability. J. Membr. Biol. 144 (2): 131-145.

34. Cecchi X., Bull R., Franzoy R., Coronado R., Alvarez O. 1982. Probing the pore size of the hemocyanin channel. Biochim. Biophys. Acta. 693(1): 173-176.

35. Chang H.W., Bock E. 1977. Molecular forms of acetylcholine receptor. Effects of calcium ions and a sulfhydryl reagent on the occurrence of oligomers. Biochemistry. 16 (20): 4513-4520.

36. Colombini M. 1980. Pore size and properties of channels from mitohondria isolated from neurospora crassa. J. Memebr. Biol. 53: 79-84.

37. Colombini M. 1989. Voltage gating in the mitochondrial channel, VDAC. J. Membr. Biol. 111 (2): 103-11.

38. Colombini M. 1987. Regulation of the mitochondrial outer membrane channel, VDAC. J. Bioenerg. Biomembr. 19.(4): 309-20.

39. Creighton M.E. Proteins structure and molecular properties. W.H. Fridman and Co., New York, 1993, p. 229.

40. Dalen A.B. 1975. Multiple forms of staphylococcal alpha-toxin. Acta. Pathol. Microbiol. Scand. Suppl. 83(6): 561-568.

41. Desai S.A., Rosenberg R.L. 1997. Pore size of the malaria parasite's nutrient channel. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 94: 2045-2049.

42. Eisenberg M, Hall J.E, Mead C.A. 1973. The nature of the voltage-dependent conductance induced by alamethicin in black lipid membranes. J. Membr. Biol. 14 (2): 143-176.

43. Feigin, A.M., Takemoto, J.Y., Wangspa, R., Teeter, J.H., Brand, J.G. 1996. Properties of voltage-gated ion channels formed by syringomycin E in planar lipid bilayers. J. Membr. Biol. 49 (1): 41-47.

44. Feigin, A.M., Schagina, L.V., Takemoto, J.Y., Teeter J.H., Brand, J.G. 1997. The effect of sterols on the sensitivity of membranes to the channel-forming antifungal antibiotic, syringomycin E. Biochim. Biophys. Acta 1324 (1): 102-10.

45. Fesenko E.E., Geletyuk V.I., Kazachenko V.N., Chemeris N.K. 1995. Preliminary microwave irradiation of water solutions changes their channel-modifying activity. FEBS Lett. 366(1): 49-52.

46. Finkelstein A., Andersen O.S. 1981. The gramicidin A channel: a review of its permeability characteristics with special reference to the single-file aspect of transport. J. Membr. Biol. 59 (3): 155-171.

47. Fox J.A. 1987. Ion channel subconductance states. J. Membr. Biol. 97 (1): 1-8.

48. Forte M, Blachly-Dyson E, Colombini M. 1996. Structure and function of the yeast outer mitochondrial membrane channel, VDAC. Soc. Gen. Physiol. Ser. 51: 145-154. Review.

49. Frohlich O. 1979. Asymmetry of the gramicidin channel in bilayers of asymmetric lipid composition: II. Voltage dependence of dimerization. J. Membr. Biol. 48 (4): 385-401.

50. Geletyuk V.I., Kazachenko V.N. 1984. The potential-dependent K+ channel in molluscan neurones is organized in a cluster of elementary channels. Biochim. Biophys. Acta. 773 (1): 132-42

51. Geletyuk V.I., Kazachenko V.N. 1985. Single CI" channels in molluscan neurones: multiplicity of the conductance states. J. Membr. Biol. 86(1): 9-15.

52. Geletyuk V.I., Kazachenko V.N. 1989. Single potential-dependent K+ channels and their oligomers in molluscan glial cells. Biochim. Biophys. Acta. 981 (2): 343-350.

53. Gorczynska E., Huddie P.L., Miller B.A., Mellor I.R., Vais H., Ramsey R.L. 1996. Potassium channels of adult locust (Schistocerca gregaria) muscle. Usherwood PNR Pflugers. Arch. 432 (4): 597-606

54. Gordon L.G., Haydon D.A. 1975. Potential-dependent conductances in lipid membranes containing alamethicin. Philos. Trans. R. Soc. Lond. Biol. Sci. 270 (908): 433-447.

55. Grey, G.S., Kehoe M. 1984. Primary sequence on the alpha-toxin gene from Staphylococcus aureus Wood 46. Infect. Immun. 46: 615618

56. Grilley, M.M., Stock, S.D., Dickson, R.C., Lester, R.L., Takemoto, J.Y. 1998. Syringomycin action gene SYR2 is essential for sphingolipid 4-hydroxylation in Saccharomyces cerevisiae. J. Biol. Chem. 273 (18): 11062-11068.

57. Groves J.D., Tanner M.J. 1999. Structural model for the organization of the transmembrane spans of the human red-cell anion exchanger (band 3; AE1). Biochem. J. 344 (3): 699-711

58. Grygorzuk R., Simon M. 1986. Single K channels in the apical membrane of amphitrocytes. Biochim. Biophys. Acta. 861: 385-388.

59. Hall J.E., Mead C.A., Szabo G. 1973. A barrier model for current flow in lipid membranes. J. Membr. Biol. 11: 75-85.

60. Hamasaki N., Kuma H., Ota K., Sakaguchi M., Mihara K. 1998. A new concept in polytopic membrane proteins following from the study of band 3 protein. Biochem. Cell Biol. 76 (5): 729-733.

61. Hanke W., Breer H. 1987. Characterization of the channel properties of a neuronal acetylcholine receptor reconstituted into planar lipid bilayers. J. Gen. Physiol. 90 (6): 855-879.

62. Hille B. 1992. Ionic channels of excitable membranes. Sunderland Massachusetts. Sinauer Associates Inc.

63. Hodge T, Colombini M. 1997. Regulation of metabolite flux through voltage-gating of VDAC channels. J. Membr. Biol. 157 (3): 271-279.

64. Hille B. Ionic channels of excitable membranes. Sunderland Massachusetts. Sinauer Associates Inc. 1992.

65. Hunter M, Giebisch G. 1987. Multi-barrelled K channels in renal tubules. Nature. 327 (6122): 522-524.

66. Kaulin Yu. A., Schagina L. V., Bezrukov S. M., Malev V. V., Feigin A. M., Takemoto J. Y., Teeter J. H., Brand J. G. 1998. Cluster organization of ion channels formed by the antibiotic syringomycin E in lipid membranes. Biophys. J. 74: 2918-2925.

67. Korchev, Y.E., Bashford C.L., Alder C.M., Kasianowicz J.J., Pasternak C.A. 1995. Low conductance states of a single ion channel are not "closed." J. Membr. Biol. 147: 233-239

68. Kosower E.M. 1984. Revised assignments for the beta-, gamma- and delta-subunits of the acetylcholine receptor structural model. FEBS Lett. 172(1): 1-5.

69. Krasilnikov O.V, Merzlyak P.G., Yuldasheva L.N., Rodrigues C.G., Nogueira R.A. 1999. Heparin influence on alpha-staphylotoxin formed channel. Biochim. Biophys. Acta. 1417: 167-182.

70. Krasilnikov O.V., Sabirov R.Z., Teraovsky R.Z., Merzliak, P.G., Muratkhodjaev. J.N. 1992. A simple method for the determination of the pore radius of ion channels in planar lipid bilayer membranes. FEMS Microbiol. Immunol. 105: 93-100.

71. Krouse M.E., Schneider G.T, Gage P.W. 1986. A large anion-selective channel has seven conductance levels. Nature. 319 (6048): 58-60.

72. Kruijff B. 1990. Cholesterol as a target for toxins. Bioscience Reports. 10: 127-130.

73. Langlet J., Berges J., Caillet J., Demaret J.P. 1994. Theoretical study of the complexation of amphotericin B with sterols. Biochim. Biophys. Acta. 1191:79-93.

74. Latorre R., Miller C.G., Quay S. 1981. Voltage-dependent conductance induced by alamethicin-phospholipid conjugates in lipid bilayers. Biophys. J. 36(3): 803-809.

75. Martin D. R. Williams R. J. 1975. The nature and function of alamethicin. Biochem. Soc. Trans. 3: 166-167.

76. Martin D. R. Williams R. J. 1976. Chemical nature and function of alamethicin. Biochem. J. 153: 184-190.

77. Ma J., Coronado R. 1988. Heterogeneity of conductance states in calcium channels of skeletal muscle. Biophys J. 53(3): 387-395.

78. Malev V.V., Rusanov A.I. 1989. Thermodynamics, mechanical and electrical properties of biomembranes. J. Theor. Biol. 136: 295-307.

79. Mannella C.A, Colombini M, Frank J. 1983. Structural and functional evidence for multiple channel complexes in the outer membrane of Neurospora crassa mitochondria. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 80: 2243-2247.

80. Mannella C.A, Colombini M, Frank J. 1998. Conformational changes in the mitochondrial channel protein, VDAC, and their functional implications. J. Struct. Biol. 121(2): 207-218

81. Menestrina G, Voges KP, Jung G, Boheim G. 1986. Voltage-dependent channel formation by rods of helical polypeptides. J. Membr. Biol. 93(2): 111-132.

82. Menestrina G. 1986. Ionic channels formed by Staphylococcus aureus alpha-toxin: voltage-dependent inhibition by divalent and trivalent cations. J. Membr. Biol. 90(2): 177-190.

83. Merrill AR, Cramer WA. 1990. Identification of a voltage-responsive segment of the potential-gated colicin El ion channel. Biochemistry. 29(37): 8529-8534.

84. Miller C. 1982. Open-state substructure of single chloride channels from Torpedo electroplax. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 299(1097):.401-411.

85. Montall M., Muller P. 1972. Formation of bimolecular membranes from lipid monolayers and a study of their electrical properties. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 65: 3561-3566.

86. Merzlyak P.G., Yuldasheva L.N., Rodrigues C. G., Cameiro C.M., Krasilnikov O.V., Bezrukov S.M. 1999. Polymeric Nonelectrolytes to Probe Pore Geometry: Application to the -Toxin Transmembrane Channel Biophys. J. 77: 3023-3033.

87. Meves H, Nagy K. 1989. Multiple conductance states of the sodium channel and of other ion channels. Biochim Biophys Acta. 988(1): 99-105. Review.

88. Parsegian, V.A., Bezrukov S.M., Vodyanoy I. 1995. Watching small molecules move: interrogating ionic channels using neutral solutes. Biosci. Rep. 15:503-514.

89. Phale PS, Philippsen A, Kiefhaber T, Koebnik R, Phale VP, Schirmer T, Rosenbusch J.P. 1998 Stability of trimeric OmpF porin: the contributions of the latching loop L2. Biochemistry. 37(45): 1566315670.

90. Pin S, Royer CA, Gratton E, Alpert B, Weber G. 1990. Subunit interactions in hemoglobin probed by fluorescence and high-pressure techniques. Biochemistry. 29(39): 9194-9202.

91. Quigley N.B, Gross D.C. 1994. Syringomycin production among strains of Pseudomonas syringae pv syringae conservation of the SyrB and SyrD genes and activation of phytotoxin production by plant signal molecules. Mol. Plant-Microbe Interact. 7: 78-90.

92. Raymond L., Slatin S.L., Finkelstein A. 1985. Channels formed by colicin El in planar lipid bilayers are large and exhibit pH-dependent ion selectivity. J. Membr. Biol. 84(2): 173-181.

93. Reidl H.H., Grover T.A., Takemoto J.Y. 1989. 31P-NMR evidence for cytoplasmic acidification and phosphate extrusion in syringomycin-treated cells of Rhodotorula pilimanae. Biochim. Biophys. Acta. 1010: 325-329.

94. Rostovtseva T.K., Aguilella V.M., Vodyanoy I., Bezrukov S.M., Parsegian V.A 1998. Membrane Surface-Charge Titration Probed by Gramicidin A Channel Conductance . Biophys. J. 75: 1783-1792.

95. Sansom M.S. 1993. Alamethicin and related peptaibols—model ion channels. Eur. Biophys. J. 22(2): 105-124

96. Sansom M.S. 1993. Structure and function of channel-forming peptaibols. Q. Rev. Biophys. 26(4): 365-421.

97. Sun X.P., Supplisson S., Torres R., Sachs G., Mayer E. 1992. Characterization of large-conductance chloride channels in rabbit colonic smooth muscle. J. Physiol. (Lond.). 448: 355-382.

98. Schagina L.V., Grinfeldt A.E., Lev A.A. 1983. Concentration dependence of bidirectional flux ratio as a characteristic of transmembrane ion transporting mechanism. J. Membr. Biol. 73: 203216.

99. Schagina LV, Korchev YE, Grinfeldt AE, Lev AA, Blasto K. 1992. Sterol specific inactivation of gramicidin A induced membrane cation permeability. Biochim Biophys Acta. 1109(1): 91-96.

100. Schein S.J., Colombini M., Finkelstein A. 1976. Reconstitution in planar lipid bilayers of a voltage-dependent anion-selective channel obtained from Paramecium mitochondria. J. Membr. Biol. 30(2): 99-120.

101. Sabirov, R.Z., Krasilnikov O.V., Ternovsky V.I., Merzliak P.G., Muratkhodjaev J.N. 1991. Influence of some nonelectrolytes on conductivity of bulk solution and conductance of ion channels.

102. Determination of pore radius from electric measurements. Biol. Membr. 8: 280-291.

103. Shimizu S., Ide Т., Yanagida Т., Tsujimoto Y. 2000. Electrophysiological study of a novel large pore formed by Bax and the voltage-dependent anion channel that is permeable to cytochrome c. J. Biol. Chem. 275(16): 12321-12325.

104. Schindler H, Spillecke F, Neumann E. 1984. Different channel properties of Torpedo acetylcholine receptor monomers and dimers reconstituted in planar membranes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 81(19): 6222-6226.

105. Shtrom S.S, Hall Z.W. 1996. Formation of a ligand-binding site for the acetylcholine receptor in vitro. J Biol Chem. 271(41): 2550625514.

106. Schwarz G, Stankowski S, Rizzo V. 1986. Thermodynamic analysis of incorporation and aggregation in a membrane: application to the pore-forming peptide alamethicin. Biochim. Biophys. Acta. 861(1): 141-151.

107. Sorenson K.N., Kim K.H., Takemoto J.Y. 1995. In vitro antifungal and fungicidal activity of of a cyclic lipodepsipeptide,syringomycin E. Abst. 35th Interscience Conference Antimicrobial Agents and Chemotherapy. F103.

108. Tabares L., Mazzanti M., Clapham D.E. 1991. Chloride channels in the nuclear membrane. J. Membr. Biol. 123(1): 49-54.

109. Takemoto J.Y. Bacterial phytotoxin syringomycin and its interaction with host membranes. In: D.P.S. Verma (ed.), Molecular signals in plant-microbe communications. CRC Press, Inc. Boca Raton. 1992.

110. Takemoto J.Y., Yu, Y., Stock, S.D., Miyakawa, T. 1993. Yeast genes involved in growth inhibition by Pseudomonas syringae pv. syringae syringomycin family lipodepsipeptides. FEMS Microbiol. Lett. 114(3): 339-342.

111. Tanner M.J. 1997. The structure and function of band 3 (AE1): recent developments (review). Mol. Membr. Biol. 14(4): 155-165

112. Tatuluan S.A. Ionization and ion binding. Phospholipids Handbook. Ed. Cevc G. N.Y.: Marcell Dekker, 1993. P 511-552.

113. Ternovsky, V.I., Berestovsky B.N. 1998. Effective diameter and structural organization of reconstituted calcium channels from the Characeae algae Nitellopsis. Membr. Cell Biol. 12: 79-88.

114. Tosteson MT, Holmes S J, Razin M, Tosteson DC. Melittin lysis of red cells. J. Membr. Biol. 1985. 87(1): 35-44.

115. Villarroel A., Burnashev N., Sakmann B. 1995. Dimensions of the narrow portion of a recombinant NMD A receptor channel. Biophys. J. 68: 866-875.

116. Vodyanoy, I., Bezrukov S.M. 1992. Sizing of an ion pore by access resistance measurement. Biophys. J. 62: 10-11.

117. Wilmsen H.U., Pugsley A.P., Pattus F. 1990. Colicin N forms voltage- and pH-dependent channels in planar lipid bilayer membranes. Eur. Biophys. J. 18 (3): 149-158.

118. Yamamoto D., Suzuki N. 1987. Blockage of chloride channels by HEPES buffer. Proc. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 230(1258): 93100.

119. Zhang J.H, Quigley N.B, Gross D.C. 1995. Analysis of the SyrB and Syr C genes of Pseudomonas syringae pv. syringae indicates that syringomycin is synthesized by a thiotemplate mechanism. J.Bact.177: 4009-4020.

120. Zimmerberg J. V., Parsegian A. 1986. Polymer inaccessible volume changes during opening and closing of a voltage-dependent ionic channel. Nature. 323: 36-39.

121. Я благодарен всем сотрудникам Лаборатории физиологии клеточного цикла и лично заведующему Лабораторией академику РАН Николаю Николаевичу Никольскому за создание теплой и дружественной атмосферы в научном коллективе.