Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Топологическое состояние ДНК в интерфазных ядрах и метафазных хромосомах

ВАК РФ 03.00.25, Гистология, цитология, клеточная биология

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Кузин, Федор Эдмундович

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

§1.1. Топология ДН К.

1.1.1. Топологически замкнутая ДНК может быть сверхспирализована и торсионно напряжена.

1.1.2. ДНК в ядре топологически замкнута.

1.1.3. Влияние сверхспирализации на ДНК-зависимые процессы.

§.1.2. Механизмы изменения топологического статуса ДНК.

1.2.1. Способы устранения торсионных напряжений в ядерной ДНК.

1.2.2. Механизмы создания торсионных напряжений в ДНК.

§ 1.3. Методы регистрации торсионных напряжений.

1.3.1. Топология ДНК минихромосом.

1.3.2. Топология ДНК интерфазного хроматина.

1.3.3. Изучение вторичной структуры ДНК метафазных хромосом.

§ 1.4. Итоги обзора литературы.

1.4.1. Постановка задачи исследования.

1.4.2. Способы реализации поставленной задачи.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ЭКСПЕРИМЕНТОВ.

§ 2.1. Подготовка исследуемого материала.

§ 2.2. Процедура определения топологического состояния ДНК.

§ 2.3. Анализ сайтов расщепления ДНК топоизомеразой 1.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ПРОВЕДЁННОЙ РАБОТЫ.

§ 3.1. Торсионные напряжения в ДНК политенных хромосом.

3.1.1. Часть ДНК политенных хромосом торсионно напряжена.

3.1.2. Торсионно напряжена транскрибируемая ДНК политенных хромосом.

3.1.3. Результаты, получаемые in situ, отражают топологическое состояние ДНК в живои клетке.

3.1.4. Существует механизм поддержания стабильного торсионного напряжения в ДНК.

3.1.5. Топологический механизм регуляции активности топоизомеразы 1.

3.1.6. Величина торсионного напряжения не зависит от интенсивности транскрипции.

§ 3.2. Торсионные напряжения в ДНК метафазных хромосом и интерфазных ядер.

3.2.1. Большая часть ДНК метафазных хромосом торсионно напряжена.

3.2.2. Напряжения в ДНК интерфазного хроматина.

3.2.3. Торсионные напряжения в ДНК интерфазного ядра существуют до активации генов.

§ 3.3. Влияние бромистого этидия на структуру хроматина.

3.3.1. Большие концентрации красителя изменяют структуру хроматина.

3.3.2. Изменениям подвергается транскрипционно неактивный эухроматин, содержащий торсионно не напряжённую ДНК.

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ.

§4.1. Оценка точности полученных результатов.

§ 4.2. Торсионные напряжения в ДНК интерфазного ядра.

4.2.1. Регуляция ДНК-релаксирующей функции топоизомеразы I.

4.2.2. О причинах торсионно напряжённого состояния ДНК интерфазного хроматина. ^

§ 4.3. Торсионные напряжения в ДНК метафазных хромосом.

4.3.1. Механизм возникновения напряжений.

4.3.2. Значение напряжений в ДНК метафазных хромосом.

§ 4.4. Топология ДНК и состояние хроматина.

ВЫВОДЫ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Топологическое состояние ДНК в интерфазных ядрах и метафазных хромосомах"

У1олекулы кольцевой ДНК, содержащей разрывы цепей двойной спирали, или ДНК, имеющей свободные концы, являются топологически разомкнутыми. Если разрывов нет, или концы ДНК жёстко закреплены, то молекулу называют топологически замкнутой. Скручивание или раскручивание двойной спирали перед топологическим замыканием молекулы приводит к возникновению в ДНК торсионных напряжений (Freeman and Garrard, 1992).

Актуальность исследования. Функциональное значение ДНК не ограничивается только хранением и переносом генетической информации, основанными на первичной структуре нуклеотидов. Накопился фактический материал показывающий, что в регуляции ДНК-зависимых процессов важное значение приобретает специфическая пространственная организация топология молекулы (Droge, 1993). Её базовыми характеристиками является топологическая замкнутость-разомкнутость молекулы и отсутствие-наличие в ней торсионных напряжений.

К настоящему времени топология ДНК в прокариотических клетках известна: молекулы замкнуты и торсионно напряжены. Показано, что вариации в величине напряжений ДНК влияют на основные процессы связанные с функционированием генетического аппарата бактерий (Pruss and Drlica, 1989). Однако, при изучении топологии ДНК в составе эукариотических хромосом возникают затруднения, обусловленные дефицитом адекватных методов. Основная проблема связана с тем, что большая часть ДНК в ядре или не изменяет своей топологии, или связана с белками. На фоне такой, топологически инертной ДНК сложно исследовать малую долю той ДНК, топологическое состояние которой может изменяться (Sinden et al., 1980; Freeman and Garrard, 1992). Эту проблему решают с использованием молекулярных методов, которые позволяют изучать состояние ДНК отдельных генов (Ljungman and Hanawalt, 1992,1995; Jupe et al.,1993,1995; Kramer and Sinden, 1997; Kramer et al., 1999). С помощью этих методов изучено несколько транскрипционно активных генов различных организмов и показано, что их ДНК торсионно напряжена. Однако глобальный анализ топологии ДНК в эукариотической клетке отсутствует. Без зтого невозможно в полной мере представлять значение топологического состояния ДНК для функционирования генома. Поэтому, для расширения наших представлений о структурно функциональных взаимоотношениях в хроматине, является актуальным детальное исследование топологии ДНК, как функции состояния хроматина.

Цель и задачи исследования. Основной целью настоящей работы явилось исследование топологии ДНК в составе хромосом эукариот на примере политенных клеток слюнных желез личинок хирономуса Chiroriomus thummi и клеток культуры мышиных фибробластов. Были поставлены следующие конкретные задачи:

1. Определить топологическое состояние ДНК областей хроматина, различающихся по своему функциональному статусу;

2. Проанализировать механизм регуляции топологического состояния ДНК;

3. Исследовать и проанализировать вариации в топологии ДНК, коррелирующие с изменением функционального статуса хроматина.

Объекты и методы исследования. В настоящей работе, с использованием микрофлуориметрического метода, исследовалась топология ДНК in situ политенных хромосом личинок Chironomus thummi находящихся как на стадии активной транскрипции, так и после воздействий вызывающих остановку транскрипции. Также исследовалась ДНК клеток культуры мышиных фибробластов, находящихся на различных стадиях клеточного цикла, в том числе ДНК метафазных хромосом. Метод микрофлуориметрии с применением интеркаляторов-флуоро-хромов, встраивающихся в ДНК, основан на том факте, что интеркаляция красителя в молекулу зависит от имеющихся в ней напряжений. Для выяснения механизмов регуляции величины торсионных напряжений в ДНК был проведён компьютерный анализ сайтов «расщепления» ДНК топоизомеразой I, позволяющий выявлять конформационные и физико-химические особенности двойной спирали.

Научная новизна результатов исследования. Показано, что в интерфазном ядре ДНК неактивного эухроматина топологически замкнута и ненапряжена. В свою очередь, ДНК транскрибируемых последовательностей торсионно напряжена.

Обнаруженные напряжения стабильны, т.е. существуют при ингибировании источника их возникновения. С учётом этого сделан вывод о регуляции в ядре ДНК-релаксирующей активности ферментов - топоизомераз.

Компьютерный анализ сайтов «расщепления» ДНК топоизомеразой I выявил зависимость эффективности расщепления от конформации ДНК, а, следовательно, и от топологии молекулы в окрестности сайта взаимодействия с ферментом. Выдвинуто предположение о том, что регуляция активности топоизомеразы основана на распознавании ферментом топологического состояния ДНК.

Показано также, что в метафазных хромосомах культуры клеток ДНК эухроматина торсионно напряжена. К концу цитокинеза большая доля напряжённой ДНК релаксирует, однако часть ДНК сохраняет напряжённое состояние. Домены ДНК, сохраняющей напряжение, содержат гены, которые активируются к транскрипции после окончания митоза.

Полученные результаты позволили выдвинуть предположение о том, что торсионные напряжения в ДНК являются эпигенетическим фактором, ответственным за выбор генов, которые экспрессируются в ряду клеточных поколений.

Теоретическая и практическая значимость работы. Предложен экспериментальный подход для выяснения топологии ДНК в хромосомах эукариот. На его основе получена качественно новая информация о взаимоотношениях между топологическим состоянием ДНК и функциональным статусом хроматина. Её анализ позволяет считать, что полученные данные носят общий характер и характеризуют не только политенные хромосомы хирономуса и хромосомы клеток культуры мышиных фибробластов. Возможность экстраполяции значительно повышает ценность результатов работы и делает их полезными для всех учёных, исследующих структурно-функциональные взаимоотношения в хроматине.

Полученные данные имеют и практическую ценность, поскольку выявляют значение топологического состояния ДНК как возможной мишени для направленного изменения экспрессии генов. Представительная (более 800 последовательностей) база данных сайтов «расщепления» ДНК топоизомеразой I позволяет проверять любую последовательность ДНК на наличие нукпеотид-ных и конформационных мотивов сайтов «расщепления» с целью прогнозирования свойств исследуемой последовательности ДНК.

Апробация работы. Результаты диссертации обсуждались на межлабораторных семинарах и отчётных сессиях ИЦиГ СО РАН (1996, 1999), а также были представлены на Международной научной студенческой конференции (Новосибирск, 1995); на VIII Международном совещании по Кольцу Бальбиани (Фальстербо, Швеция, 1997); на международной конференции «Биоинформатика: структура и регуляция генома» (Новосибирск, 1998); на 2-м съезде Вавиловского общества генетиков и селекционеров (Санкт-Петербург, 2000).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 7 работ.

Структура и объём работы. Диссертация изложена на 131 странице и состоит из введение, обзора литературы, описания материалов и методов, результатов, обсуждения, выводов и списка цитируемой литературы, включающего 294 наименования. Работа иллюстрирована 21 рисунком и 3 таблицами.

Заключение Диссертация по теме "Гистология, цитология, клеточная биология", Кузин, Федор Эдмундович

выводы

Микрофлуориметрическим методом исследовано топологическое состояние ДНК политенных ядер хирономуса С. thumml, а также ядер и метафазных хромосом из культуры клеток мышиных фибробластов.

1. В политенных ядрах обнаружены три различные фракции ДНК:

I - замкнутая напряженная ДНК (15%); II - замкнутая релаксированная (80%) и III -нерегистрируемая в опыте, связывание БЭ с которой не изменяется после ДНКазной обработки, (5%). В интерфазных ядрах мыши соотношение между фракциями таково: замкнутая напряженная (I) - 21%, замкнутая релаксированная (II) - 55%, нерегистрируемая (III) -25%. Показано, что фракция I соответствует транскрипционно активной ДНК, фракция II - ДНК неактивного эухроматина. Предполагается, что фракция III соответствует ДНК гетерохроматина.

2. Показано, что торсионные напряжения в транскрибируемой ДНК стабильны, т.е. они не релаксируют ни в процессе выделения ядер, ни после теплового шока личинок хирономуса, ингибирующего транскрипцию, ни во время клеточного деления.

3. Выдвинуто предположение, что стабильность напряжений связана с регуляцией активности топоизомеразы I в ядре. Создана база данных последовательностей сайтов связывания фермента с ДНК. Методами компьютерного анализа показано, что активность фермента зависит от конформации двойной спирали в сайте, что может служить основой его регуляциии.

4. В метафазных хромосомах найдены только две фракции - замкнутая напряженная ДНК (75%) и нерегистрируемая ДНК (25%). На стадии цитокинеза появляется замкнутая релаксированная ДНК (40%), а в начале Gl-фазы её доля увеличивается до 55%. Оставшаяся часть доменов ДНК сохраняет напряжённое состояние. Доля нерегистрируемой ДНК практически не изменяется.

5. Получены экспериментальные свидетельства в пользу того, что домены ДНК, сохраняющей напряжения, содержат гены, активирующиеся к транскрипции в начале интерфазы. Домены, ДНК которых релаксирует к концу митоза, содержат гены неактивные в интерфазе. Выдвинуто предположение, что сохранение напряжений при переходе клетки от митоза к интерфазе является фактором, который способствует сохранению картины экспрессии генов в ряду поколений клеток.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Кузин, Федор Эдмундович, Новосибирск

1. Беляев Н.Д., Будкер В.Г., Дубровская В.А., Освобождение белков из метафазных хромосом при действии липидных мембран. Мол. Биол, 22, 430-438, 1988.

2. Беляев Н.Д., Будкер В.Г., Дубровская В.А., Шилов А.Г., Флуоресценция комплексов ТЬ3+ с метафазными хромосомами фибробластов норки. Биохимия, 50, 1782-1785, 1985.

3. Борисова О. Ф., Щелкина А. К., Карапетян А. Т., Суровая А. Н., Гетерогенность мест сильного связывания бромистого зтидия на ДНК. Флуоресцирующие и нефлуоресцирующие комплексы. Мол. Биол., 32, 855-862, 1998.

4. Валеева Ф. С., Кикнадзе И. И., Панова Т. М., Перов Н. А., Действие высоких доз актиномицина D на структуру, пуффинг и транскрипцию политенных хромосом слюнных желез Chironomus thummi. Цитология, 21, 1411-1418, 1979.

5. Власова И.Е., Кикнадзе И.И., Влияние циклогексимида на включение НЗ-тими-дина в хромосомы слюнных желез Chironomus thummi на различных стадиях развития личинок. Цитология 17, 518-524, 1975.

6. Груздев А.Д., Кузин Ф.Э., Галиева Э.Р., Матвеева Н.М., Трунова С.А., Шилов А.Г., Торсионное напряжение в ДНК метафазных хромосом, Биофизика, т. 44, вып. 4, с.688-693, 1999.

7. Груздев А.Д., Лецци М., ДНК в дисках политенных хромосом торсионно не на= пряжена. Биопол. и Кл., 13, 460-462, 1997.

8. Груздев А.Д., Павлов Н.В., Дубатолова Т.Д., Изменения топологического состояния ДНК политенных хромосом во время личиночной линьки хирономуса. Онтогенез 26, 108-114, 1995.

9. Кикнадзе И. И., Колесников Н. Н., Лопатин О. Е., Хирономус Chironomus thummi Kieff (лабораторная культура). В кн. "Объекты биологии развития", М. Наука, 95-127, 1975.

10. Кикнадзе И. И., Сравнительная характеристика пуффинга в хромосомах слюнных желез Chironomus thummi в личиночном возрасте и при метаморфозе. II. Пуффинг в хромосомах I, II, и III. Цитология, 20, 514-521, 1978.

11. Кузин Ф.Э., Груздев А.Д., Сохранение в клеточном цикле торсионного напряжения в ДНК транскрипционно активных генов. Цитология, 42, №5, с. 454460, 2000.

12. Кузин Ф.Э., Сохранение в клеточном цикле торсионного напряжения в ДНК транскрипционно активных генов. Тезисы докладов II съезда Вавиловского общества генетиков и селекционеров. Санкт-Петербург, с. 238-239, 2000

13. Кузин Ф.Э., Шилова И.Э., Бугреев Д.В., Невинский Г.А., Груздев А.Д., Стабильное торсионное напряжение в ДНК политенных хромосом Chironomus thummi. Биополимеры и клетка, т. 15, № 6, с. 510=515, 1999.

14. Марзлаф У. и Хуан Р., Транскрипция РНК в изолированных ядрах, в кн. Транскрипция и трансляция. Методы. Москва, "Мир", 111-159, 1987.

15. Филиппович И. В., Сорокина Н. И., Суперспиральная ДНК клеточного ядра. Успехи cosp. биол., 95, 163=180, 1983.

16. Чернохвостое В. В., Ядерный матрикс эукариотической клетки: некоторые вопросы выделения, структуры и функционирования. Успехи совр. биол., 99, 371-384, 1985.

17. Adachi Y., Luke М. and Laemmli U. К., Chromosome assembly in vitro: topoisomerase II is required for condensation. C@//, 64, 137-148, 1991.

18. Ambrose C., McLaughlin R. and Bina M., The flexibility and topology of simian virus 40 DNA in minichromosomes. Nucl. Acid Res., 15, 3703-3721, 1987.

19. Been M. D., Burgess R. R., Champoux J.J., Nucleotide sequence preference at rat liver and wheat germ type 1 DNA topoisomerase breakage sites in duplex SV40 DNA. Nucleic Asids Res. 12, 3097-3114, 1984.

20. Belmont A. S., Bruce K., Visualization of G1 chromosomes: a folded, twisted, super-coiled chromonema model of interphase chromatid structure. J. Cell Biol., 127, 287-302, 1994.

21. Belyaev N.D., Budker V.G., Dubrovskaya V.A. and Matveeva N.M., Structure of DNA in metaphase chromosomes of mouse fibroblasts. FEBS Letters, 154, 285-287, 1983.

22. Benham C. J., Energetics of superhelicity and of B Z transitions in superhelical DNA. Cell. Biophys., 10, 193-204, 1987b.

23. Benham C. J., Sites of predicted stress-induced DNA duplex destabilization occur preferentially at regulatory loci. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 90, 2999-3003, 1993.

24. Benham C. J., The role of the stress resultant in determining mechanical equilibria of superhelical DNA. Biopolymers, 21, 679-696, 1987a.

25. Berezney R., Coffey G. S., Identification of nuclear pritein matrix. Biochem. Biophys. Res. Commun., 60, 1410-1419, 1974.

26. Berezney R., Coffey G. S., Nuclear matrix. Isolation and characterization of a framework structure from rat liver. J. Cell Biol., 73, 616-637, 1977.

27. Berrios M., Osheroff N. and Fisher P. A, In situ localization of DNA topoisomerase II, a major polypeptide component of the Drosophila nuclear matrix fraction. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 82, 4142-4146, 1985.

28. Bharti A., Olson M.O.J., Kule D.W., Rubin Eric H. Identification of a nucleolin binding site in human topoisomerase I. J. Biol. Chem., 271, 1993-1997, 1996.

29. Bi X., Broach J. R., DNA in transcriptionally silent chromatin assumes a distinct topology that is sensitive to cell cycle progression. Mol. and Cell. Biol., 17, 70777087, 1997.

30. Bianchi M. E., Beltrame M. and Paonessa G., Specific recognition of cruciform DNA by nuclear protein HMG1. Science, 243, 1056-1059, 1989.

31. Bjorkroth B., Ericsson C., Lamb M. M., Daneholt B., Structure of the chromatin axis during transcription. Chromosoma, 96, 333-340, 1988.

32. Blank T., Trendelenburg M., Kleinschmidt J. A., Reactivation of DNA replication in erythrocyte nuclei by Xenopus extracts involves energy-dependent chromatin decondensation and changes in histone phosphorylation. Exp. Cell Res., 202, 224-232, 1992.

33. Bode J., Kohwi Y., Dickinson L., Joh T., Klehr D., Mielke C., Kohwi-Shigematsu T., Biological significance of unwinding capability of nuclear-matrix-associating DNAs. Science, 255, 195-197, 1992.

34. Bode J., Maass K, Chromatin domain surrounding the human interferon-p gene as defined by scaffold-attached regions. Biochem., 27, 4706=4711, 1988.

35. Bone J. R., Lavender J., Richman R., Palmer M. J., Turner B. M., Kuroda M. I., Acety-lated histone H4 on the male X chromosome is associated with dosage compensation in Drosophila. Genes and Dev., 8, 96-104, 1994.

36. Bonven B. J., Gocke E., Westergaard O., A high affinity topoisomerase I binding sequence is clustered at DNAase I hypersensitive sites in Tetrahymena R-chromatin. Cell, 41, 541-551, 1985

37. Bouvet P., Dimitrov S., Wolff© A. P., Specific regulation of chromosomal 5S rRNA gene transcription in vivo by histone H1. Genes Dev., 8, 1147-1159, 1994.

38. Bresloff J.L., Crothers D.M., DNA-ethidium reaction kinetics: demonstration of direct ligand transfer between DNA binding sites. J. Mol. Bio/., 95, 103=123, 1975.

39. Bresnick E. H., Bustin M., Marsaud V., Richard-Foy H., Hager G. L., The transcrip-tionally-active MMTV promoter is depleted of H1. Nucleic Acids Res., 20, 273278,1991.

40. Bustin M., Regulation of DNA-dependent activities by the functional motifs of the high-mobility-group chromosomal proteins. Mol. Cell. Biol., 19, 5237-5246, 1999.

41. Cartwright I. L., Elgin S. C. R., Nucleosomal instability and induction of new upstream protein DNA associations accompany activation of four small heat shock protein genes in Drosophi/a Melanogaster. Mol. Cell. Biol., 6, 779-791, 1986.

42. Caserta M., di Mauro E., The active role of DNA as a chromatin organizer. Bioessays, 18, 685-693, 1996.

43. Chaires J. B., Priebe V., Graves D. E., Burke T. G., J. Am. Chem. Soc., 115, 53605364, 1993.

44. Champoux J.J., Strand breakage by the DNA untwisting enzyme results in covalent attachment of the enzyme to DNA. Proc. Nat. Acad. Sci., USA. 74, 3800-3804, 1977.

45. Christel B., Kuhn A., Chaudhary S., Grummt I., Davidson I. and Tora L., Sequence-specific transactivators counteract topoisomerase ll-mediated inhibition of in vitro transcription by RNA polymerases I and II. Nucl. Acids Res., 21, 4011-4018, 1993.

46. Christiansen K., Bonven B. J., Westergaard O., Mapping of sequence-specific chromatin proteins by a novel method: topoisomerase I on Tetrahymena ribosomal chromatin. J. Mol. Biol., 193, 517-525, 1987.

47. Chuang P.-T., Albertson D.G., Meyer B.J., DPY-27: a chromosome condensation protein homolog that regulates C. elegans dosage compensation through association with X chromosome. Cell., 79, 459-474, 1994

48. Chuang P.-T., Lieb J.D., Meyer B.J., Sex specific assembly of a dosage compensation complex on nematode chromosome. Science. 274,1736-1739, 1996.

49. Ciejek E. M., Tsai M.-J., O'Malley B. W., Actively transcribed genes are associated with the nuclear matrix. Nature, 306, 607-609,1983.

50. Clark D. J. and Felsenfeld G., Formation of nucleosomes on positively supercoiled DNA. EMBOJ., 10, 387-395, 1991.

51. Cockerill P. N., Garrard W. T., Chromosomal loop anchorage of the kappa immunoglobulin gene occurs next to the enhancer in a region containing topoisomerase II sites. Cell, 44, 273-282, 1986.

52. Cockerill P. N., Yuen M,-H., Garrard W. T., The enhancer of the immunoglobulin heavy chain locus is flanked by presumptive chromosomal loop anchorage elements. J. Biol. Chem., 262, 5394-5397, 1987.

53. Cook P. R. and Brazell I. A, Conformational constraints in nuclear DNA. J. Cell Sci., 22, 287-302, 1976.

54. Cook P. R. and Brazell I. A., Supercoils in human DNA. J. Cell Sci., 19, 261-279, 1975.

55. Cook P. R., Brazell I. A., Jost E., Characterization of nuclear structures containing su-perhelical DNA. J. Cell. Sci., 22, 303-324, 1976.

56. Cozzarelli N.R., Boles T.C., White J.H. Primer on the topology and geometry of DNA supercoiling. In Cozzarelli N.R and Wang J.C. (eds), DNA topology and its

57. Biological Effects. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY, 139-184, 1990.

58. Csink A., Henikoff S., Large-scale chromosomal movements during interphase progression in Drosophila. J. Cell Biol., 144, 13-22, 1998.

59. Csordas A, On the biological role of histone acetylation. Biochem. J., 265, 22-38, 1990.

60. Daneholt B., The transcribed template and the transcription loop in Balbiani rings. Cell Biol. International Reports, 16, 709-715,1992.

61. Darst S. A., Edwards A. M., Kubalek E. W. and Kornberg R. D., Three-dimensional structure of yest RNA polimerase II at 16 A° resolution. Cell, 66, 121-126,1991.

62. Darzynkiewicz Z., Traganos F., Sharpless T. and Melamed M.R., Different sensitivity of DNA in situ in interphase and metaphase chromatin to heat denaturation. J. Cell Biol., 73, 128-138, 1977.

63. Delbarre A., Gourevitch M. I., Gaugain B., Le Pecq J. B., Roques B. P., 1H NMR study of an ethidium dimer poly (dA-dT) complex. Evidence of a transition between bis and monointercalation. Nucl. Acids Res., 11, 4467-4482, 1983.

64. Dimitrov S., Dasso M. C., Wolffe A. P., Remodeling sperm chromatin in Xenopus laevis egg extracts: the role of core histone phosphorylation and lincer histone B4 in chromatin assembly. J. Cell Biol., 126, 591-601, 1994.

65. Dimitrov S., Wolffe A., Remodeling somatic nuclei in Xenopus laevis egg extracts: molecular mechanisms for the selective release of histones H1 and H1° from chromatin and the acquisition of transcriptional competence. EMBO J., 15, 5897-5906, 1996.

66. Doenecke.D., Ethidium Bromide binding to nucleosomal DNA. Exp. Cell Res., 109, 309-315, 1977.

67. Droge P., Protein-induced supercoiling of DNA: a tool to regulate DNA transactions in vivo? BioEssays, 16, 91-99, 1994.

68. Dunaway M., Ostrander E. A., Local domains of supercoiling activate a eukaryotic promoter in vivo. Nature, 361, 746-748, 1993.

69. Dunn T., Hahn S., Schleif R. An operator at -280 that is required for repression of ara BAD. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 81, 5017-5020, 1984.

70. Earnshaw W., Halligan B., Cooke C. A., Heck M. M. S. and Liu L. F., Topoisornerase II is a structure component of mitotic chromosomal scaffolds. J. Cell Biol., 100, 1706-1715, 1985.

71. Egyhazi E. and Durban E., Microinjection of antitopoisomerase I immunoglobulin G into nuclei of Chironomus tentans salivary gland cells leads to blockage of transcriptional elongation. Mof. and Cell. Biol, 7, 4308-4316, 1987.

72. Eissenberg J. C., Cartwrigh I. L., Thomas G. H., Elgin S. C. R., Selected topics in chromatin structure. Annu. Rev. Genet., 19, 485-536, 1985.

73. Ericsson C., Mehlin H., Bjorkroth B., Lamb M. M., Daneholt B., The ultrastructure of upstream and downstream regions of an active Balbiani ring gene. Cell, 56, 631-639, 1989.

74. Fishburn P. C., Utility theory for decision making, N. Y. : Wiley, 569, 1970.

75. Frank-Kamenetskii M. D., Lazurkin Yu. S., Conformational changes in DNA molecules. Ann. Rev. Biophys. Bioeng., 3, 127-150, 1974.

76. Freeman L. A., Garrard W. T., DNA supercoiling in chromatin structure and gene expression. CRC Critical Rev. Euk. Gene Exp., 2,165-209, 1992.

77. Gamper, H.B. and Hearst, J.E., Size of unwound region of DNA in Escherichia coli polymerase and calf thymus RNA polymerase II ternary complexes. Cold Spring Harbor Symp. Quant. BioIXLVII, 455-461, 1982.

78. Garrard W. T., Histone H1 and the conformation of transcriptionally active chromatin. BioEssays, 13, 87-88, 1991.

79. Gasser S. M., Laemmli U. K., Cohabitation of scaffold binding regions with upstream/enhancer elements of three developmental^ regulated genes of D. Melanogaster. Cell, 46, 521-530, 1986.

80. Gasser S. M., Laroche T., Falquet J., De La Tour B. and Laemmli U. K., Metaphase chromosome structure. Involment of DNA topoisomerase II. J. Mol. Biol., 188, 613-629, 1986.

81. Gellert M., Mizuuchi K., O'Dea M. H. and Nash H. A., DNA gyrase: an enzyme that introduces superhelical turns into DNA. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 73, 38723876, 1976.

82. Germond J. E., Hirt B., Oudet P., Gross-Bellard M. and Chambon P., Folding of the DNA double helix in chromatin-like structures from simian virus 40. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 72, 1843-1847, 1975.

83. Giaever G. N. and Wang J. C., Supercoiling of intracellular DNA can occur in eukary-otic cells. Cell, 55, 849-856, 1988.

84. Giaever G., Snyder L. and Wang J. C., DNA supercoiling in vivo. Biophys. Chem. 29, 7-15, 1988.

85. Grasser K. D., Teo S. H„ Lee K. B., Broadhurst R. W., Rees C., Hardman C. H , Thomas J. 0., DNA-binding properties of the tandem HMG boxes of high-mobility-group protein 1 (HMG1). Eur. J. Biochem., 253, 787-795, 1998.

86. Greenblatt J., Roles of TFIID in transcriptional initiation by RNA polymerase II. Cell, 66, 1067-1070, 1991.

87. Greenstein R. J., Constitutive attachment of murine erythroleukemia cell histone-depleted DNA loops to nuclear scaffolding is found in the fi-major but not the a1-globin gene. DNA, 7, 601-607, 1988.

88. Gross D. S. and Garrard W. T., The ubiquitous potential Z-forming sequence of eukaryotes, (dT-dG)n(dC-dA)n, is not detectable in thr genomes of eubacteria, archaebacteria, or mitohondria. Mol. Cell Biol., 6, 3010-3013, 1986.

89. Grosschedl R., Giese K., Pagel J. HMG domain proteins: architectural elements in the assembly of nucleoprotein structures. Trends Genet. 10, 94-100, 1994.

90. Grosveld F., Van Assendelft G. B., Greaves D. R., Kollias G., Position-independent, high-level expression of the human p-globin gene in transgenic mice. Cell, 51, 975-985, 1987.

91. Gruskin E. A., Rich A., B-DNA to Z-DNA structural transition in the SV40 enhancer: stabilization of Z-DNA in negatively supercoiling DNA minicircles. Biochem., 32, 2167-2176, 1993.

92. Gruzdev A. D., DNA topology in heterochromatin (a hypothesis). J. Theor. Biol., 207, 255-264.

93. Gruzdev A. D. and Lezzi M, The torsional state of DNA in a transcriptionally hyperactive puff of polytene chromosomes. Chromos. Res., 6, 367-378, 1998.

94. Gruzdev A. D. and Shurdov M. A., Topological state of DNA in polytene chromosomes. Biochem. et Biophys. Acta., 1131, 35-40. 1992.

95. Gruzdev A., Kuzin T., Torsionally stressed DNA in the transcriptionally active loci of polytene chromosomes. Abstr. Of VIII International Balbiani Ring Workshop. Falsterbo, Sweden, P. 31,1997.

96. Hagerman P. J., Sequence directed curvature of DNA. Nature, 321, 449-450, 1986.

97. Hamada H. and Kakunaga W.T., Potential Z-DNA forming sequences are highly dispersed in the human genome. Nature, 298, 396-398, 1982.

98. Harland R. M., Weintraub H. and McKnight S. L., Transcription of DNA injected in Xenopus oocytes is influenced by template topology. Nature, 302, 38-43, 1983.

99. Herbert A. G., Spitzner J. R., Lowenhaupt K., Rich A., Z-DNA binding protein from chicken blood nuclei. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90, 3339-3342, 1993.

100. Herbert A., Schade M., Lowenhaupt K., Alfken J., Schwartz T., Shlyakhtenko L. S., Lyubchenko Y. L., Rich A., The Zalpha domain from human ADAR 1 binds to the Z-DNA conformer of many different sequences. Nucl. Acids Res., 26, 34863493, 1998.

101. Hirano T. and Mitchison T. J., A heterodimeric coiled-coil protein required for mitotic condensation in vitro. Cell, 79, 449-458, 1994.

102. Hirano T., Kobayashi R. and Hirano M., Condensins, chromosome condensation protein complex XCAP-C, XCAP-E and a Xenopus homolog of the Drosophila barren protein. Cell, 89, 511-521, 1997.

103. Hirano T., Kobayashi R., Hirano M., Condensins, chromosome condensation protein complex XCAP-C, XCAP-E and a Xenopus homolog of the Drosophila barren protein. Cell. 89, 511 -521, 1997.

104. Hirano T., Mitchison T.J., A heterodimeric coiled-coil protein required for mitotic condensation in vitro. Cell. 79, 449-458, 1994.

105. Hirano T., Mitchison T.J., Swedlow J.R., The SMC family: from chromosome condensation to dosage compensation. Current Opinion in Cell Biology, 7, 329-336,1995.

106. Howell M. L., Schroth G. P., Ho P. S, Sequence-dependent affects of spermine on the themodynamics of the B-DNA to Z-DNA transition. Biochem., 35, 15373-15382,1996.

107. Jaxel C., Vohn K. W., Pommier Y., Topoisomerase I interaction with SV40 DNA in the presence and absence of camptothecin. Nucl. Acids Res., 16, 11157-11170, 1988.

108. Jessberger R., Riwar B., Baechtold H., Akhmedov AT., SMC proteins constitute two subunits of the mammalian recombination complex RC-1. EMBO J., 15, 40614068, 1996.

109. Jupe, E.R., Sinden, R.R. and Cartwright, I.L., Specialized chromatin structure domain boundary elements flanking a Drosophila heat shock gene locus are under torsional strain in vivo. Biochem., 34, 2628-2633, 1995.

110. Jupe, E.R., Sinden, R.R. and Cartwright, I.L., Stably maintained microdomain of localized unrestrained supercoiling at Drosophila heat shock gene locus. EMBO J., 12, 1067-1075, 1993.

111. Kampinga H. H., Wright W. D., Konings A. W., Roti-Roti J. L., Changes in the structure of nucleoids isolated from heat-shocked HeLa cells. Int. J. Radiat. Biol., 56, 369-382, 1989.

112. Karpov V. L., Preobrazhenskaya O. V., Mirzabekow A. D., Chromatin structure of hsp 70 genes, activated by heat shock: selective removal of h¡stones from the coding region and their absence from the 5' region. Cell, 36, 423-431, 1984.

113. Kato M., Matsunaga K, Shimizu N., A novel unusual DNA structure formed in an inverted sequence, Biochem. Biophys. Res. Commun., 246, 532-534, 1998.

114. Kimura K, Hirano T., ATP-dependent positive supercoiling of DNA by 13S condensin; a biochemical implication for chromosome condensation. Cell. 90, 625-634, 1997.

115. Kingston R. E., Bunker C. A., Imbalzano A. N., Repression and activation by multiprotein complexes that alter chromatin structure. Genes Develop., 10, 905-920, 1996.

116. Kjeldsen E., Mollerup S., Thomsen B., Bonven B. J., Bolund L., Westergaard O., Sequence-dependent effect of camptothecin on human topoisomerase I DNA cleavage. J. Mol. Biol., 202, 333-342, 1988.

117. Klehr D., Maass K., Bode J., Scaffold-attached regions from the human interferon p domain can be used to enhance the stable expression of genes under the control of various promoters. Biochem., 30, 1264-1270,1991.

118. Kobayashi M., Aita N., Hayashi S., Okada K., Ohta T., Hirose S., DNA supercoiling factor localizes to puffs on polytene chromosomes in Drosophila melanogaster. Mol. Cell. Biol. 18, 6737-6744, 1998.

119. Kobel H. R., Brun R. B., Fischberg M., Nuclear transplantation with rnelanophores, ciliated epidermal cells, and the established cell-line A8 in Xenopus laevis. J Embryol. Exp. Morphol., 29, 539-547, 1973.

120. Kohwi-Shigematsu T., Kohwi Y., Torsional stress stabilizes extended base unpairing in suppressor sites flanking immunoglobulin heavy chain enhancer. Biochemistry, 29, 9551-9560, 1990.

121. Krajewski W. A., Alternations in the internucleosomal DNA helical twist in chromatin of human erythroleukemia cells in vivo influences the chromatin higher-order folding. FEBSLett., 361, 149-152, 1995.

122. Krajewski W. A., Ausiy J., Relationship between chromatin high-order folding and nu-cleosomal linker twist in nuclei of human HeLa s3 cells. J. Biomol. Struct Dyn., 14,641-649,1997.

123. Krajewski W. A., Luchnik A. N., Georgiev G. P., Relationship of histone acetylation to DNA topology and transcription. Mol. Gen. Genet., 230, 442-448, 1991.

124. Kramer P. R. and Sinden R. R., Measurement of unrestrained negative supercoiling and topological domain size in living human cells. Biochem., 18, 3151-3158, 1997.

125. Kramer P.R., Fragoso G., Pennie W., Htun H., Hager G.L., Sinden R.R., Transcriptional state of the mouse mammary tumor virus promoter can affect topological domain size in vivo. J. Biol. Chem., 274, 28590-28597, 1999.

126. Kroeger P. E. and Rowe T. C., Analysis of topoisomerase I and II cleavage sites on the Drosophila actin and Hsp70 heat shock genes. Biochem., 31, 2492-2501, 1992.

127. Kroeger P. E. and Rowe T. C., Interaction of topoisomerase 1 with the transcribed region of the Drosophila HSP 70 heat shock gene. Nucl. Acids Res., 17, 84958509, 1989.

128. Krogh S., Mortensen U. H., Westergaard 0. and Borwen B. J., Eukaryotic topoisome-rase l-DNA interaction is stabilized by helix curvature. Nucl. Acids Res., 19, 1235-1241, 1991.

129. Kukushkin A. N., Svetikova S. B., Pospelov V. A., A structure of potentially active and inactive genes of chicken erthrocyte chromatin upon decondensation. Nucl. Acids Res., 16, 8555-8569, 1988.

130. McClure W. R., Mechanism and control of transcription initiation in procaryotes. Annual Rev Biochem., 54, 171-204, 1985.

131. McCready S. J., Godwin J. D., Mason D. W., Brasell I. A, and Cook P. R., DNA is replicated at the nuclear cage. J. Cell Sci., 46, 365-386, 1980.

132. McGhee J. D., von Hippel P. H., Theoretical aspects of DNA-protein interactions: Cooperative and noncooperative binding of large ligands to a one-dimensional homogeneous lattice. J. Mol. Biol., 54, 171-204, 1974.

133. McMurray C. T., Small E. W., van Holde K. E., Binding of ethidium to the nucleosome core particle. 2. Internal and external binding modes. Biochem., 30, 5644-5652, 1991.

134. McMurray C. T., van Holde K. E., Binding of ethidium to the nucleosome core particle. 1. Binding and dissociation reactions. Biochem., 30, 5631-5643,1991.

135. Merino A., Madden K.R., Lane W.S., Champoux J.J., Reinberg D. DNA topoisomerase I is involved in both repression and activation of transcription. Nature, 365, 227232, 1993.

136. Meyer-Almes F. J., Porschke D., Mechanism of intercalation into the DNA double helix by ethidium. Biochem., 32, 4246-4253, 1993.

137. Mielke C., Kohwi Y., Kohwi-Shigematsu T. and Bode J., Hierarchical binding of DNA fragments derived from scaffold-attached regions: correlation of properties in vitro and in vivo. Biochem., 29, 7475-7485, 1990.

138. Mirkovitch J., Mirault M.-E. and Laemmli U. K., Organization of the higher-order chromatin loops: specific DNA attachment sites on the nuclear scaffold. Cell, 39, 223-232, 1984.

139. Morales N. M., Cobourn S. D., Muller U. R., Effect of in vitro transcription on cruciform stability. Nucl. Acids Res., 18, 2777-2782, 1990.

140. Nakayasu H., Berezney R., Mapping replication sites in the eucariotic cell nucleus. J. Cell Biol., 108,1-11,1989.

141. Ner S. S., Travers A. A., HMG-D, the Drosophila melanogaster homologue of HMG1 protein, is associated with early embryonic chromatin in the place of histone H1. EMBOJ., 13, 1817-1822, 1994.

142. Ness P. J., Koller T., Thoma F., Topoisomerase I cleavage sites identified and mapped in the chromatin of Dictyostelium ribosomal RNA genes., J. Mol. Biol. 200, 127-139, 1988.

143. Nightingale K., Dimitrov S., Reeves R., Wolffe A. P., Evidence for a shared structural role for HMG1 and linker histones B4 and H1 in organizing chromatin. EMBO J., 15, 548-561, 1996.

144. Nissen M. S., Reeves R., Changes in superhelicity are introduced into closed circular DNA by binding of HMG protein l/Y. J. Biol. Chem., 270, 4355-4360, 1995.

145. Nordheim A., Rich A., Negatively supercoiled simian virus 40 DNA contains Z-DNA segments within transcriptional enhancer sequences. Nature, 303, 674-679, 1983.

146. Norton V. G., Imai B. S., Yau P. and Bradbury E. M., Histone acetylation reduces nu-cleosome core particle linking number change. Cell, 57, 449-457, 1989.

147. Ohta T. and Hirose S., Purification of a DNA supercoiling factor from the posterior silk gland of Bombyx mori. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 87, 5307-5311, 1990.

148. Olins A. L., Olins D. E., Levy H. A., Durfee R. C., Margie S. M. and Tinnel E. P., DNA compaction during intense transcription measured by electron microscope tomography. Eur. J. Cell Biol., 40, 105-110, 1986.

149. Paoletti I., Magee B. B., Magee P. T., The structure of chromatin: interaction of ethid-ium bromide with native and denatured chromatin. Biochem., 16, 351-357, 1977.

150. Paoletti J., Magee B. B., Magee P. T., The structure of chromatin: interaction of ethid-ium bromide with native and denatured chromatin. Biochem., 16, 351-357, 1977.

151. Parvin J. D. and Sharp P. A, DNA topology and a minimal set of basal factors for transcription by RNA polymerase II. Cell, 73, 533-540,1993.

152. Parvin J. D., Shykind B. M., Meyers R. E., Kim J., Sharp P. A., Multiple sets of basa! factors initiate transcription by RNA polymerase II. J. Biol. Chem., 269, 1841418421, 1994.

153. Paulson J. R. and Laemmli U. K., The structure of histone-depleted metaphase chromosomes. Cell, 12, 817-828, 1977.

154. Payet D. and Travers A., The acidic tail of the high mobility group protein HMG-D modulates the structural selectivity of DNA binding. J. Mo!. Biol., 266, 66-75, 1997.

155. Pelling C., Allen T. D., Scanning electron microscopy of polytene chromosomes (!). Chromosome Res., 1, 221-237, 1993.

156. Perez-Stable C., Shen C. C., Shen C.-K. J., Enrichment and depletion of HeLa topoi-somerase ! recognition sites among specific types of DNA elements. Nucl. Acids Res., 16, 7975-7993, 1988.

157. Petryniak B. and Lutter L. C., Topological characterization of the simian virus 40 transcription complex. Cell, 48, 289-295, 1987.

158. Pfaffle P., Gerlach V., Bunzel L., Jackson V., In vitro evidence that transcription-induced stress causes nucleosome dissolution and regeneration. J. Biol. Chem., 265, 16830-16840, 1990.

159. Phi-Van L. and Stratling W. H., The matrix attachment regions of the chicken lyso-zyme gene comap with the boundaries of the chromatin domain. EMBO J., 7, 655, 1988.

160. Pil P.M., Lippard S. J., Specific binding of chromosomal protein HMG1 to DNA damaged by the anticancer drug cisplatin. Science. 256, 234-237, 1992.

161. Pohl F. M., Jovin T. M., Baehr W., Holbrook J. J., Ethidium bromide as a cooperative effector of a DNA structure. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 69, 3805-3809.

162. Ponomarenko M. P., Ponomarenko J. V., Kel A. E., Kolchanov N. A., Search for DNA conformational features for functional sites. Investigation of the TATA box. Pass. Symp. Biocom., 2, 340-351, 1997.

163. Porter S. E. and Champoux J. J., Mapping in vivo topoisomerase I sites on simian virus 40 DNA: asymmetric distribution of sites on replicating molecules. MoI. Ceil. Biol., 9, 541-550, 1989.

164. Potaman V. N., Ussery D. W., Sinden R. R., Formation of a combined H-DNA/open TATA box structure in the promoter sequence of the human Na, K-ATPase al-pha2 gene. J. Biol. Chem., 271, 13441-13447, 1996.

165. Pruss G. J. and Drlica K., DNA supercoiling and prokaryotic transcription. Cell, 56, 521-523, 1989.

166. Pulleyblank D. E., Haniford D. B., Morgan A. R., A structural basis for S1 nuclease sensitivity of double-stranded DNA. Cell, 42, 509-513, 1985.

167. Putnam C. D., Copenhaver G. P., Denton M. L., Pikaard C. S., The RNA PI transacti-vator upstream binding factor requires its dimerization domain and HMG box I to bend, wrap and positively supercoil enhancer DNA. Mol. Cell. Biol., 14, 64766488, 1994.

168. Quinn J., Fyrberg A. M., Ganster R. W., Schmidt M. C., Peterson C. L., The yeast SWI/SNF complex has DNA-binding properties similar to HMG-box proteins. Nature, 379, 844-847, 1996.

169. Razin S. V., DNA interactions with the nuclear matrix and spatial organization of replication and transcription. BioEssays, 6, 19-23, 1987.

170. Reaban M.E., Griffin J.A., Induction of RNA-stabilized DNA conformomers by transcription of an immunoglobulin switch region. Nature, 348, 342-344, 1990.

171. Reznik N.A., Gruzdev A.D., Kerkis I.E., Puffing and structural changes following brief temperature shocks in the polytene chromosomes of Chironomus thummi. Biol. Zbl., 103, 267-282, 1984.

172. Robbins P.D., Rio D.C., Botchan M.R., Trans activation of the simian virus 40 enhan-ser. Mol. Cell. Biol. 6, 1283-1295, 1986.

173. Roberge M., Gasser S. M., DNA loops, structural and functional properties of scaffold-attached regions. Mol. Microbiol., 6, 419-423,1992.

174. Robert M., Einfluss von lonenstarke und pH auf die différentielle Decondensation der Nucleoproteide isolierter Speicheldrusen-Zllkerne und Chromosomen von Chironomus thummi. Chromosoma, 37, 1-33, 1971.

175. Roca J., The mechanisms of DNA topoisomerases. TIBS 20, 156-160, 1995.

176. Rose K. M., Szopa J., Han F.-S., Cheng Y. C., Richter A., and Scheer U., Association of DNA topoisomerase I and RNA polimerase I: a possible role for topoisomerase I in ribosomal gene transcription. Chromosoma, 96, 411-416, 1988.

177. Roth S. Y., Allis C. D., Chromatin decondensation: does histone dephosphorylation play a role? Trends Biochem. Sci., 17, 93-98, 1992.

178. Roti Roti L. and Wright W. D., Visualization of DNA loops in nucleoids from HeLa cells: assays for DNA damage and repair. Cytometry, 8, 461-467, 1987.

179. Rowe T. C., Wang J. C. and Liu L. F., In vivo localization of DNA topoisomerase II cleavage sites on Drosophila heat shock chromatin. Mol. and Cell. Biol., 6, 985992, 1986.

180. Ryoji M. and Worcel A., Chromatin assembly inXenopus oocytes: in vivo studies. Cell, 37, 21-32, 1984.

181. Saavedra R. A. and Huberman J. A., Both DNA topoisomerase I and II relax 2&m plasmid DNA in living yest cells. Cell, 45, 65-60, 1986.

182. Saitoh N., Goldberg I.G., Wood E.R., Earnshaw W.C., Sell: an abundant chromosome scaffold protein is a member of a family of putative ATPases with an unusual predicted tertiary structure. J. Cell Biol., 127, 303-318,1994.

183. Saka Y., Sutani T., Yamashita Y., Saitoh S., Takeuchi M., Nakaseko Y., Yanagida M., Fission yest cut3 and cut14, members of ubiquitous protein family, are required for chromosome condensation and segregation in mitosis. EMBO J., 13, 49384952, 1994.

184. Schaack J. Ho Y.-W., Freimuth and Shenk T., Adenovirus terminal protein mediates both nuclear matrix association and efficient transcription of adenovirus DNA. Genes Dev., 4, 1197-1208, 1990.

185. Schlick T., Olson W. Supercoiled DNA energetics and dynamics by computer simulation. J. Mol. Biol., 223, 1089-1119,1992.

186. Schroter H., Maier G., Ponstingl H., Nordheim A, DNA intercalators induce specific release of HMG14, HMG17 and other DNA-binding proteins from chicken erythrocyte chromatin. EMBO J., 4, 3867-3872, 1985.

187. Sekiguchi J. M., Swank R. A., Kmiek E. B., Changes in DNA topology can modulate in vitro transcription of certain RNAP II! genes. Mof. Cell. Biochem., 85, 123-133, 1989.

188. Sheflin L. G., Fucile N. W., Spaulding S. W., The specific interactions of HMG 1 and 2 with negatively supercoiled DNA are modulated by their acidic C-terminal domains and involve cysteine residues in their HMG 1/2 boxes. Biochem., 32, 3238-3248, 1993.

189. Sheflin L. G., Spaulding S. W., High mobility group protein 1 preferentially conserves torsion in negatively supercoiled DNA. Biochem., 28, 5658-5664, 1989.

190. Shuey D. J. and Parker C. S., Bending of promoter DNA on binding of heat shock transcription factor. Nature, 340, 459-461, 1986.

191. Shykind B.M., Kim J., Stewart L., Champoux J.J., and Sharp, P. A., Topoisomerase I enhances TFIID-TFIIA complex assembly during activation of transcription. Genes Dev. 11, 397-407, 1997.

192. Spengler S.J., Stasiak A, Cozzarelli N.R. The stereostructure of knots and catenanes produced by phage X integrative recombination: implications for mechanism and DNA structure. Cell, 42, 325-334, 1985.

193. Stefanovsky V. Y., Bazett-Jones D. P., Pelletier G., Moss T., The DNA supercoiling architecture indused by the transcription factor xllBF requires three of its five HMG-boxes. Nucl. Acids Res. 24, 3208-3215, 1996.

194. Stewart A. F., Herrera R. E. and Nordheim A., Rapid induction of c-fos transcription reveals quantitative linkage of RNA polimerase II and DNA topoisomerase I enzyme activities. Cell, 60, 141-149, 1990.

195. Stewart A. F., Schutz G., Camptothecin-induced in vivo topoisomerase I cleavages in the transcriptionally active tyrosine aminotransferase gene. Cell, 50, 11091117, 1987.

196. Stief A., Winter D. M., Stratling W. H. and Sippel A. E., A nuclear DNA attachment element mediates elevated and position-independent gene activity. Nature, 341, 343-345, 1989.

197. Stokes D. G., Tartof K. D. and Perry R. P., CHD1 is concentrated in interbands and puffed regions of Drosophila polytene chromosome. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93, 7137-7142, 1996.

198. Straetling W.H., Seidel I., Relaxation of chromatin structure by ethidium bromide binding: Determination by viscosity and histone dissociation studies. Biochem., 15, 4803-4809, 1976.

199. Stratling W. H., Dolle A., Sippel A. E., Chromatin structure of the chicken lysozyme gene domain as determinad by chromatin fractionation and micrococcal nuclease digestion. Biochem., 25, 495-502, 1986.

200. Stros M., Stokrova J., Thomas J. O., DNA looping by the HMG-box domains of HMG 1 and modulation of DNA binding by the acidic C-terminal domain. Nucl. Acids Res., 22, 1044-1051, 1994.

201. Strunnikov A.V., Hogan E., Koshland D., SMC 2, a Saccharomyces cerevisiae gene essential for chromosome segregation and condensation, defines a subgroup within the SMC family. Genes Development., 9, 587-599, 1995.

202. Strunnikov A.V., Larionov V.L., Koshland D., SMC I: an essential yest gene encoding a putative head-rod-tail protein is required for nuclear division and defines a new ubiquitous protein family. J. Cell Biol., 123,1635-1648,1993.

203. Studitsky V. M., Belyavsky A. V., Melnikova A. F., Mirzabekov A. D., The structure of nucleosomal core particles within transcribed and repressed gene regions. Nucl. Acids Res., 16, 11187-11205, 1988.

204. Sutani T., Yanagida M., DNA renaturation activity of the SMC complex implicated in chromosome condensation. Nature, 388, 798-801, 1997.

205. Sutton A. and Broach J. R., Signals for transcription initiation and termination in the Saccharomyces cerevisiae plasmid 2&m circle. Mol. Cell. Biol., 5, 2770-2778, 1985.

206. Tabuchi H. and Hirose S., DNA supercoiling facilitates formation of the transcription initiation complex on the fibroin gene promoter. J. Biol. Chem., 263, 1528215287, 1988.

207. Tabuchi H., Handa H., Hirose S., Underwinding of DNA on binding of yeast TFIID to the TATA element. Biochem. Biophys. Res. Commun., 192, 1432-1438, 1993.

208. Taquet A., Labarbe R., Houssier C., Calorimetric investigation of ethidium and netrop-sin binding to chicken erythrocyte chromatin. Biochem., 37, 9119-9126, 1998.

209. Thomsen B., Bendixen C. and Westergaard 0., Histone hyperacetylation is accompanied by changes in DNA topology in vivo. Eur. J. Biochem., 201, 107-111, 1991.

210. Thomsen B., Mollerup S., Bonven B. J., Frank R., Blocker H., Nielsen 0., Westergaard O., Sequence specificity of DNA topoisomerase I in the presence and absence of camptothecin. EMBO J, 6, 1817-1823, 1987.

211. Timmers H. T., Transcription initiation by RNA polymerase II does not require hydrolysis of beta-gamma phosphoanhydride bond of ATP. EMBO J, 13, 391-399, 1994.

212. Topal M.D. and Fresco J.R., Fluorescence of terbium ion-nucleic acid complexes: a sensitive specific probe for unpaired residues in nucleic acids. Biochem., 19, 5531-5537, 1980.

213. Tsao Y.-P., Wu H.-Y., Liu L.F., Transcription-driven supercoiling of DNA: direct biochemical evidence from in vitro studies. Cell, 53, 111-118, 1989.

214. Tsui S., Anderson M. E. and Tegtmeyer P., Topoisomerase I sites cluster asymmetrically at the ends of the simian virus 40 core origin of replication. J Virol, 63, 5175-5183, 1989.

215. Turner B. M., Histone acetylation and control of gene expression. J. Cell. Sci., 99, 1320, 1991.

216. Uemura T. and Yanagida M., Mitotic spindle pulls but fails to separate chromosomes in type II DNA topoisomerase mutants: uncoordinated mitosis. EMBO J., 5, 1003-1111, 1986.

217. Uemura T., Ohkura H., Adachi Y., Morimno K., Shiozaki K. and Yanigida M., DNA to-poisomerase II is required for condensation and separation of mitotic chromosomes in S. pombe. Cell, 50, 917-925, 1987.

218. Ura K., Hayes J. J., Wolffe A. P., A positive role for nucleosome mobility in the transcriptional activity of chromatin templates: restriction by lincer histones. EMBO J., 14, 3752-3765, 1995.

219. Usheva A., Shenk T., TATA-binding protein-independent initiation: YY1, TFIIB, and RNA polymerase II direct basal transcription on supercoiled template DNA. Cell, 76, 1115-11121, 1994.

220. Utsuno K., Tsuboi M., Degree of unwinding caused by the binding of aclacinomycin A. Chem. Pharm. Bull. (Tokyo), 45, 1551-1557, 1997.van Holde K. and Zlatanova J., Unusual DNA structures, chromatin and transcription. BioEssays, 16, 59-68, 1994.

221. Varga-Weisz P., van Holde K. and Zlatanova J., Preferential binding of histone H1 to four-way helical junction DNA. J. Biol. Chem., 268, 20699-20700, 1993.

222. Vergani L., Gavazzo P., Mascetti G., Nicolini C., Ethidium bromide intercalation and chromatin structure: a spectropolarimetric analysis. Biochem., 33, 6578-6585, 1994.

223. Villeponteau B., Characterization of a topoisomerase-like activity at specific hypersensitive sites in the Drosophila histone gene cluster. Boichem. Biophys. Res. Commun., 162, 232-237, 1989.

224. Vologodskii A. V., Levene S. D., Klenin K. V., Frank-Kamenetskii M., Cozzarelli N. R., Conformational and thermodynamic properties of cupercoiled DNA. J. Mol. Biol., 227, 1224-1243, 1992.

225. Vologodskii A., Cozzarelli N. R., Effect of supercoiling on the juxtaposition and relative orientation of DNA sites. Biophys. J., 70, 2548-2556, 1996.

226. Waga S., Mizuno S. and Yoshida M., Chromosomal protein HMG1 removes the transcriptional block caused by the cruciform in supercoiled DNA. J. Biol. Chem., 265, 19424-19428, 1990.

227. Waga S., Mizuno S. and Yoshida M., Nonhistone protein HMG1 removes the transcriptional block caused by left-handed Z-form segment in a supercoiled DNA. Biochem. Biophys. Res. Commun., 153, 334-339,1988.

228. Wang Z., Droge P., Differential control of transcription-induced and overall DNA supercoiling by eukaryotic topoisomerases in vivo. EMBOJ., 15, 581-589, 1996.

229. Weintraub H., Cheng P. F. and Conrad K., Expression of transfected DNA depends on DNA topology. Ceil, 46, 115-122, 1986.

230. White J. H., Cjzzarelli N. R. and Bauer W. R., Helical repeat and linking number of surface-wrapped DNA. Science, 241, 323-327, 1988.

231. White J. H., Self-linking and the Gauss integral in higher dimensions. Am. J. Math., 91, 693-708 1969.

232. Widmer R. M., Lucchini R., Lezzi M., Meyer B., Sogo J. M., Edstrom J. E., Kollr T., Chromatin structure of a hyperactive secretory protein gene (in Balbiani ring 2) of Chironomus. EMBO J., 3, 1635-1641, 1984.

233. Williams S. P., Athey B. D., Muglia L. J., Schappe R. S., Gough A. H., Langmore J. P., Chromatine fibers are left-handed double helices with diameter and mass per unit length that depend on linker length. Biophys. J., 49, 233-248, 1986.

234. Wollfe A.P., Chromatin: Structure and Function, 2nd edn. Academic Press, London, UK, 1995.

235. Worcel A. and Bugi E., On the structure of the folded chromosome of Escherichia Coli. J. Mol. Biol., 71, 127-147, 1972.

236. Wray W., Stubblefield E., A new method for the rapid isolation of chromosomes, mitotic apparatus, or nuclei from mammalian fibroblasts at near neutral pH. Exper. Cell Res., 59, 469-478, 1970.

237. Wu P., Song L., Clendenning J.B., Fujimoto B.S., Benight A.S., Schurr J.M., Interaction of chloroquine with linear and supercoited DNAs. Effect on the torsional dynamics, rigidity, and twist energy parameter. Biochemistry, 27, 8128-8144, 1988.

238. Wulfl S., Witting B., Dorbic T., Rich A., Identification of processes that influence negative supercoiling in the human c-myc gene. Biochim. Biophys. Acta, 1352, 213221,1997.

239. Yang !., Jessee C. B., Lau K., Zhang H. and Liu L. F., Template supercoiling during ATP-dependent DNA helix tracking: Studies with Simian Virus 40 large tumor antigen. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 86, 6121-6125,1989.

240. Ying C., Gorski J., DNA topology regulates rat prolactin gene transcription. Mol. Cell. Endocrinol., 99, 183-192, 1994.

241. Zechiedrich E.L., Osheroff N., Eukaryotic topoisomerases recognize nucleic acid topology by preferentially interacting with DNA crossovers. EMBO J., 9, 45554562, 1990.

242. Critical Rev. Euk. Gene Exp. ,2,211 -224, 1992. Zlatanova J. S., Histone H1 and the regulation of transcription of eukaryotic genes. Trends Biochem. Sci., 15, 273-276, 1990.