Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Структурные особенности промоторной ДНК и их роль в активации транскрипции

ВАК РФ 03.00.02, Биофизика

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Масулис, Ирина Станиславовна

1. Введение.

2. Обзор литературы.

2.1. Общие представления о механизмах инициации транскрипции

2.1.1. Предварительная характеристика РНК-полимеразы и промоторных участков ДНК - основных партнеров в инициации транскрипции.

2.1.2. Кинетическое описание процесса инициации транскрипции.

2.2 Структура РНК-полимераза-промоторных комплексов: методология исследования и современные представления.

2.2.1. Методы непосредственной регистрации транскрипционных комплексов.

2.2.2. Картирование полимераза-промоторного взаимодействия

2.2.3. Структура открытых полимераза-промоторных комплексов

2.2.4. Представления о динамике полимераза-промоторного взаимодействия (по материалам структурных исследований)

2.2.5. Функциональная топология РНК-полимеразы.

2.3. Конформационный полиморфизм ДНК и его роль в регуляции транскрипции.

2.3.1. Искривление оси двойной спирали: изгибы и кинки. Структурная основа.

2.3.2. Изгибные свойства ДНК и активация транскрипции.

2.3.3. Структурные образования с отличной от В-формы конформацией. Генезис и предполагаемая роль.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Структурные особенности промоторной ДНК и их роль в активации транскрипции"

Исследование механизмов регуляции генетической активности, лежащих в основе развития и сбалансированного функционирования клетки и организма в целом, является одной из фундаментальных проблем биологической науки. Первой ступенью в воспроизведении наследственной информации как у про-, так и у эукариот является ДНК-зависимый синтез РНК, контролируемый в клетке на всех стадиях транскрипции. Однако наиболее эффективные механизмы, определяющие выбор экспрессируемого гена в зависимости от метаболического статуса и адаптационных потребностей клетки, действуют на этапе инициации синтеза РНК. Этот процесс предполагает специфическое взаимодействие фермента транскрипции - ДНК-зависимой РНК-полимеразы с промоторными участками ДНК, включает несколько стадий и завершается образованием транскрип-ционно активного комплекса. На стадии инициации синтеза РНК реализуется действие большинства факторов белковой и небелковой природы, модулирующих эффективность транскрипции. Основные молекулярные механизмы реализации генетической информации обнаруживают высокую степень эволюционной консервации как у про-, так и у эукариот (гомология функциональных доменов фермента; наличие консервативных промоторных детерминант; параллелизм основных стадий инициации). Этим в значительной степени обусловлен интерес исследователей к организации транскрипционного аппарата Е.соИ, который можно рассматривать как адекватную модель базовых механизмов экспрессии генетической информации.

Несмотря на многолетний устойчивый интерес к исследованию процесса инициации синтеза РНК у бактерий и значительный прогресс в этой области, молекулярные механизмы, определяющие эффективное взаимодействие РНК-полимеразы с вариабельными по нуклетидной последовательности промоторами остаются еще недостаточно изученными. В значительной степени это обусловлено сложностью структуры РНК-полимеразы (мультисубъединичный фермент, состоящий их четырех полипептидов со стехиометрией а2рр"ст) и многостадийным характером процесса формирования транскрипционного комплекса. Имеющиеся в литературе данные свидетельствуют о том, что, несмотря на общность основных этапов комплексообразования, механизмы взаимодействия РНК-полимеразы с промоторами разных генов существенно отличаются, что, вероятно, и обеспечивает дифференцированную регуляцию их активности. С этой точки зрения идентификация структурных модулей в пространственной организации промоторов, ответственных за формирование транскрипционно активных комплексов, представляется чрезвычайно информативной. При этом наибольшую теоретическую и практическую ценность имеет сравнительный анализ функциональных и структурных параметров транскрипционных комплексов, формируемых РНК-полимеразой с разными промоторами.

Механизмы взаимодействия РНК-полимеразы с промоторными участками ДНК при инициации транскрипции интенсивно изучаются различными физическими и биохимическими методами. Так, оценка термодинамических и кинетических параметров РНК-полимеразной реакции в зависимости от температуры позволила выявить последовательные стадии в процессе инициации транскрипции, которым соответствуют дискретные структурно-конформационные превращения фермент-промоторного комплекса (На\у1еу&МсС 1 иге, 1980; Вис&МсС1иге, 1985). Однако эти методы не позволяют визуально зарегистрировать полимераза-промоторный комплекс и изменения его состояния.

Исследование топологических характеристик комплексов РНК-полимеразы с промоторной ДНК на разных стадиях инициации транскрипции стало доступным по мере развития методов футпринтинга ДНК-белковых комплексов с использованием ДНК-гидролизующих агентов с различной структурной специфичностью. Данные, получаемые с использованием этого подхода, позволяют выявить как универсальные структурные признаки транскрипционных комплексов, отражающие наиболее общие механизмы взаимодействия, так и индивидуальные характеристики, обеспечивающие модуляцию его эффективности. В то же время, наметившаяся в последние годы тенденция в исследовании принципов ДНК-белкового узнавания подчеркивает актуальность соотнесения структурных параметров ДНК в комплексе с белком с особенностями ее пространственной организации в свободном состоянии (Crothers, 1998; Jones et al., 1999). Большинство экспериментальных работ в области исследования структуры функционально значимых участков ДНК (промоторы, сайты связывания факторов регуляции транскрипции, репликации и рекомбинации) и их комплексов с соответствующими белками выполнены на коротких олигонуклеотидных дуплексах в кристаллическом состоянии и не позволяют в полной мере экстраполировать полученные данные на поведение протяженных нативных фрагментов ДНК в растворе. Поэтому целью данной работы стало комбинированное исследование особенностей пространственной структуры ДНК промоторов, узнаваемых РНК-полимеразой E.coli (Т7А1 и T7D) в свободном состоянии и в составе транскрипционных комплексов в растворе с использованием методов энзиматического и химического футпринтинга.

2. ОБЗОР ЛИТЕРА ТУРЫ

Заключение Диссертация по теме "Биофизика", Масулис, Ирина Станиславовна

выводы

1. Выявлен нелинейный характер температурной зависимости для скорости абортивного синтеза олигонуклеотидов с промотора Т7Б и показано, что изменение температуры промотор-специфически влияет на макроскопические параметры транскрипционного комплекса.

2. Выявлены вариации в пространственной организации ДНК промоторов Т7Б и Т7А1 и показано, что они носят индивидуальный характер, определяемый первичной структурой промотора, в частности, - наличием протяженных А/Т треков (для А1) и прямых нуклеотидных повторов (для Т70). В случае промотора Т7Э обнаружены и картированы участки, появление локальных деформаций в которых проявляет зависимость от температуры.

3. Методом футпринтинга ДНКазой 1 получены фактические данные о топологической организации транскрипционных комплексов РНК-полимеразы с промоторами Т7Э и Т7А1 и показано, что в случае Т7Э изменение температуры влияет на структуру его контактов с ферментом в участке, характеризующемся наличием температуро-зависимой структурной деформации.

4. Доказано, что образование открытого комплекса с исследованными промоторами сопровождается нарушением стэкинг взаимодействия (для Т7А1) и двунитевой конформации двойной спирали (для Т7Б) в участках, удаленных от стартовой точки транскрипции. Появление локально расплетенного участка в транскрибируемой области промотора зарегистрировано впервые и может иметь значение для понимания механизмов регуляции транскрипции, действующих на стадии элонгации цепи РНК.

5. Сравнительный анализ структуры свободной промоторной ДНК с ее конфигурацией в транскрипционном комплексе свидетельствует о том, что наличие и локализация структурных деформаций в двойной спирали ДНК, индуцированных взаимодействием с ферментом, зависят от предсуществующих структурных особенностей матрицы.

4.7. Заключение

Выбор направления и конкретизация задач данного исследования были продиктованы все возрастающим интересом к роли структурных особенностей ДНК в оптимизации белково-нуклеинового взаимодействия, в частности, в процессах образования транскрипционных комплексов. В ходе выполнения работы было проведено детальное картирование структурных неоднородностей в свободной промоторной ДНК для двух промоторов ДНК фага Т7. Для одного из них - T7D - обнаружено, что вариации в пространственной организации ДНК обусловлены наличием прямых нуклеотидных повторов. Показано, что распределение участков с измененной конформацией двойной спирали оказывает влияние на структуру образующихся транскрипционных комплексов, в частности - на характер взаимодействия с РНК-полимеразой в "upstream" области и, как следствие этого, - на функциональные свойства (для T7D).

Методом футпринтинга ДНКазой I исследована топологическая организация комплексов РНК-полимеразы E.coli с промоторами T7D и Т7А1. Получены приоритетные данные, которые могут быть использованы для системного классификационного анализа структуры транскрипционных комплексов.

Для комплекса РНК-полимеразы E.coli с промотором T7D обнаружен не описанный ранее в литературе факт "внеконтактной" деформации ДНК в транскрибируемой области и определена ее точная локализация. Структурной основой для удаленных конформационных перестроек ДНК-матрицы в данном случае может служить система сопряженных прямых повторов, способных к образованию однонитевых участков. Выявленные методами энзиматического и химического футпринтинга кооперативные структурные перестройки, сопровождающие образование транскрипционных комплексов, позволяют более предметно характеризовать физико-химическую природу процессов, происходящих при инициации транскрипции. Изучение термодинамических аспектов обнаруженных конформационных перестроек промоторной ДНК может в будущем составить предмет специального исследования.

Результаты, полученные в ходе выполнения данной работы, акцентируют внимание на роли структурных факторов в функционировании транскрипционного аппарата и предполагают дальнейшее направленное изучение соотношения "структура - функция" при инициации транскрипции. Перспективы продолжения работы заключаются в получении мутантных производных исследуемых промоторов с видоизмененными структурными характеристиками с последующим анализом их функциональных свойств.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Масулис, Ирина Станиславовна, Пущино

1. Горгошидзе М.З., Минят Э.Е., Горин А.А., Демчук Е.Я., Фарутин В.А., Иванов В.И. SLS- новый тип укладки полинуклеотидной цепи.-Молек.биология, 1992, т.26, N6, стр. 1263-1273.

2. Зенгер В. Принципы структурной организации нуклеиновых кислот,- М., Мир, 1987.

3. Королева О.Н. Друца BJL, Басби С.Дж.В. Модельный прокариотический промотор: Футпринтирование комплексов РНК полимеразы E.coli с конструкциями, содержащими повторы последовательности Прибноу. .Мол. биология, 1997, т.31, N1, стр.49-58.

4. Королева О.Н. Друца B.JL, Басби С.Дж.В. Модельный прокариотический промотор: свойства конструкций, содержащих перекрывающиеся консенсусные промоторы. Мол. биология, 1997, т.31, N6, стр.935-944.

5. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Молекулярное клонирование.- М., Мир., 1984.

6. Озолинь О.Н., Утешев Т.А., Камзолова С.Г. РНК полимераза рифампицин-устойчивого мутанта Escherichia coli имеет измененную селективность к промоторам ДНК фага Т7.- Молек.биол., 1988, т.22, N2, стр.384-392.

7. Потапенко А.И., Обухова JI.K. Испытание фермента нуклеазы S1 для опознания дефектов вторичной структуры ДНК. Изв. АН (серия биол.), 1992, т.6, стр.937-939.

8. Сухорукое Б.И., Камзолова С.Г., Калонтаров А.И., Петров А.И. Изучение структурных превращений ДНК в комплексе с РНК-полимеразой,-Биофизика, 1973, том 18, вып.2, стр.377-378.

9. Часов В.В., Масулис И.С., Озолинь О.Н. Особенности элонгации транскрипции, инициированной на промоторе D ДНК фага Т7. Материалы II Съезда биофизиков России, М.,1999, том 1, стр. 180-181.

10. Afflerbach Н., Schroder О., Wagner R. Conformational changes of the upstream DNA mediated by H-NS and FIS regulate E.coli rrnB PI promoter activity.-J.Mol.Biol., 1999, v.286, N12, pp.339-353.

11. Aiyar S.E. Helmann J.D. Mutations in sigma factor that affect the tempereture dependence of transcription from a promoter, but not from a mismatch bubble in double-stranded DNA.- Biochemistry, 1994, v.33, N38, pp.11501-11506.

12. Amouyal M. The remote control of transcription, DNA looping and DNA compaction.- Biochimie, 1991, v.73, pp. 1261-1268.

13. Ando T. A nuclease specific for heat-denaturated DNA isolated from a product of Aspergillus orysae.- Biochim. et Biophys. Acta, 1966, v.l 14, pp. 158-168.

14. Ansari A.Z., Bradner J.E., O'Halloran T.V. DNA-bend modulation in a repressor-to- activator switchin mechanism.- Nature, 1995, v.374, pp. 371-375.

15. Barne K.A., Bown J.A., Busby S.J.W., Minchin S.D. Region 2.5. of theescherichia coli RNA polymerase a70 subunit is responsible for the recognition of the "extended -10" motif at promoters.- EMBO J., 1997, v. 16, N13, pp. 4034-4040.

16. Bauer B.F., Kar E.G., Elford R.M., Holmes W.M. Sequence determinants for promoter strength in the leuV operon of Escherichia coli.- Gene, 1988, v.63, N1, pp. 123-134.

17. Belyaeva T., Griffiths L., Minchin S., Cole J., Busby S. The Escherichia coli cysG promoter belonges to the"extended-10" class of bacterial promoters.-Biochem.J., 1993, v.296, pp.851-857.

18. Bertrand-Burgraff E., Lefevre J.F., Daune M. A new experimental approach for studying assosiation between RNA polymerase and the tet promoter pBR322.-Nucleic Acids res., 1984, v. 12, pp.1697-1706.

19. Bertrand O., Ha-Duong T., Fermandjian S., Hartmann B. Flexibility of the B-DNA backbone: effects of lokal and neighbouring sequences on pyrimidine-purine steps.- Nucleic Acids Res., 1998, v.26, N5, pp.1261-1267.

20. Bordier C., Dubochet J. Electron microscopic localization of the binding sites of E.coli RNA polymerase in the early promoter region of T7 DNA.- Eur.J.Biochem., 1974, v.44, pp. 617-624

21. Borowiec J. A., Gralla J.D. Supercoiling response of the lac ps promoter in vitro. J.Mol. Biol., 1985, v.184, N2, pp.587-598.

22. Borowiec J.A., Gralla J.D. High-resolution analysis of lac transcription complexes inside cells. Biochemistry, 1986, v. 25, N18, pp.5051-5057.

23. Borukhov S., Lee J., Goldfarb A. Mapping of a contact site for the RNA 3' terminus in the largest subunit of RNA polymerase.- J.Biol.Chem., 1991, v.266, N.38, pp. 23932-23935.

24. Bowater R.P., Rosche W.A., Jaworski A., Sinden R.R., Wells R.D. Relationship between Escherichia coli growth and deletions of CTG*CAG triplet repeats in Plasmids.- J.Mol.Biol., 1996, v.264, N1, pp.82-96.

25. Bowers C.W., Dombroski A.J. A mutation in region 1.1 of a70 affects promoter DNA binding by Escherichia coli RNA polymerase holoenzyme.- The EMBO J., 1999, v.18, N.3, pp.709-716.

26. Bracco L., Kotlartz D., Kolb A., Diekmann S., Buc H. Synthetic curved DNA sequences can act as a transcriptional activators in Escherichia coli.- The EMBO J., 1989, v.8, N13, pp.4289-4296.

27. Brenowitz M., Senear D.F., Shea M.A., Ackers G.K.- Quantitative DNase footprint titration: a method for studying protein-DNA interactions.- Methods Enzymol., 1986, v.130, pp.132-181.

28. Brukner I., Sanchez R., Suck D., Pongor S. Sequence-dependent bending propensity of DNA as revealed by DNAsel: parameters for trinucleotides.- EMBO J., 1995, v.14, N8, pp.1812-1818.

29. Buc H., McClue W.R. Kinetics of open complex formation between Escherichia coli RNA polymerase and the /acUV5 promoter. Evidence for a sequential mechanisms involving three steps. Biochemistry, 1985, v.24, N11, pp.2723-2731.

30. Burgess R.B., Jendrisak J.J. A procedure for the rapid large-scale purification of Escherichia coli RNA polymerase involving Polymin P precipitation and DNA-cellulose chromatography.- Biochemistry, 1975, v.14, N21, pp.4634-4635.

31. Burns H., Belyaeva T., Busby S., Minchin S. Temperature-dependence of open complex formation at two Escherichia coli promoters with extended -10 sequences. Biochem.J., 1996, v.317, pp.305-311.

32. Burns H., Ishihama A., Minchin S.D. Open complex formation during transcription initiation at Escherichia coli gal PI promoter: the role of the RNA polymerase a subunit at promoters lacking an UP-element.- Nucl.Acids Res., 1999, v.27, N9, pp.2051-2056.

33. Busby S., Ebright R.H. Promoter structure, promoter recognition and transcription activation in procariotes.- Cell, 1994, v.79, Dec., pp.743-746.

34. Chamberlin M.J. The selectivity of transcription.- Annu.Rev.Biochem., 1974, v.43, pp.721-775.

35. Chan B., Busby S. Recognition of nucleotide sequences at the Escherichia coli galactose operon PI promoter by RNA polymerase. Gene, 1989, v.84, N2, pp.227-237.

36. Chan B., Spassky A., Busby S. The organization of open complexes between Escherichia coli RNA polymerase and DNA fragments carrying promoters with or without consensus -35 region sequences.- Biochem J., 1990. V. 270, N1, pp.141148.

37. Chastain P.D., Eichler E.E., Kang S., Nelsen P.L., Levene S.P., Sinden R.R. Anomalous rapid electrophoretic mobility of DNA containing triplet repeats associated with human disease genes.- Biochemistry, 1995, v.34, pp. 16125-16131.

38. Chaudhry M.A., Weinfeld M. Induction of double-strand breaks by SI nuclease, mung bean nuclease and nuclease PI in DNA containing abasic sites and nicks.-Nucl. Acs. Res., 1995, v.23, N.19, pp.3805-3809.

39. Chen J.H., Seeman N.C., Kallenbach N.R. Tracts of A,T base pairs retard the electrophoretic mobility of short DNA duplexes.- Nucl. Acs. Res., 1988, v. 16, N14(B), pp.6803-6812.

40. Chen Y.-F., Helmann J.D. DNA melting at the Bacillus subtilis flagellin promoter nucleates near -10 and expands unidirectionally.- J.Mol.Biol., 1997, v.267, N1, pp.47-59.

41. Chenchik A., Beabealashvilli R., Mirzabekov A. Topography of interaction of Escherichia coli RNA polymerase subunits with lacUV5 promoter.- FEBS Lett., 1981, v.128, N.l, pp. 46-50.

42. Church G.V., Gilbert W. Genomic sequencing.- Proc.Natl. Acad.Sci. USA, 1984, v.81, pp. 1991-1995

43. Chuprina V.P., Lipanov A.A., Fedoroff O.Y., Kim S.-G., Kintanar A., Reid

44. B.P. Sequence effects on local DNA topology.- Proc.Natl. Acad.Sci. USA, 1991, v.88, pp.9087-9091.

45. Colland F., Fujita N., Kotlarz D., Bown J.A., Meares C.F., Ishihama A., Kolb

46. A. Positioning of sigma (S), the stationary phase sigma factor, in RNA polymerase-promoter open complexes. The EMBO J., 1999, v. 18, N.14, pp.4049-4059.

47. Cowing D.W., Mescas J., Record M.T., Gross C.A. Intermediates in the formation of the open complex by RNA polymerase holoenzyme containing the sigma factor a32 at the gro E promoter.- J.Mol.Biol., 1989, v.210, N.3, pp.521-530.

48. Darst S.A., Kubalek E.W., Kornberg R.D. Three-dimensional structure of E.coli RNA polymerse holoenzyme determined by electron microscopy.- Nature, 1989, v.340, pp.730-732.

49. Davis N.A., Majee S.S., Kahn J.D. TATA box DNA deformation with and without TATA box-binding protein.- J.Mol.Biol., 1999, v.291, N2, pp.249-265.

50. Dayton C.J., Prosen D.E., Parker K.L., Cech C.L. Kinetic mesurements of Escherichia coli RNA polymerase association with bacteriophage T7 early promoters.- J.Biol.Chem., 1984, v.259, N3, pp.1616-1621.

51. Dickerson R.E., Drew H.R. Structure of B-DNA dodecamer. II. Influence of base sequence on helix structure.- J.Mol.Biol., 1981, v.149, pp.761-786.

52. Diekmann S. On the sequence determinants and flexibility of the kinetoplast DNA fragment with abnormal gel electrophoretic mobilities.- J.Mol.Biol., 1985, v. 186, N1, pp. 1-11.

53. Dlakic M., Harrington R.E. Bending and torsional flexibility of G/C rich sequences as determined by cyclisation assays.- J.Biol.Chem., 1995, v.270, N50, pp.29945-29952.

54. Dlakic M., Harrington R.E. The effect of sequence context on DNA curvature.-Proc.Natl.Acad.Sci. USA, 1996, v.93, April, pp.3847-3852.

55. Dombroski A.J., Johnson B.D., Lonetto M., Gross C.A. The sigma subunit of Escherichia coli RNA polymerase senses promoter spacing.- Proc.Natl.Acad.Sci. USA, 1996, v.93, pp.8858-8862.

56. Drak J., Crothers D.M. Helical repeat and chirality effects on DNA gel electrophoretic mobility.- Proc.Natl.Acad.Sci. USA, 1991, v.88, pp.3074-3078.

57. Drew H.R., Wing R.M., Takano T., Broka C., Tanaka S., Itakura K., Dickerson R.E. Structure of B-DNA dodecamer: conformation and dynamics.-Proc.Natl.Acad.Sci. USA, 1981, v.78, pp.2179-2183.

58. Drew H.R. Structural spécificités of five commonly used DNA nucleases.-J.Mol.Biol., 1984, v.176, N4, pp.535-557.

59. Drew H. Travers A. DNA structural variations in E.coli TyrT promoter. Cell, 1984, v.37, N2, pp.491-502.

60. Drew H.R., Travers A.A. Structural junctions in DNA: the influence of flaking sequences on nuclease digestion specificities.- Nucl.Acids Res., 1985, v.13, N12, pp.4445-4467.

61. Duval-Valentin G.,Ehrlich R. Interaction between E.coli RNA polymerase and the tet R promoter from PsclOl: homologies and differences with other E.coli promoter systems from close contact point studies.- Nucl.Acids Res., 1986, v. 14, N.5, pp.1967-1983.

62. Duval-Valentin G., Ehrlich R. Dynamic and structural characterisation of multiple steps during complex formation between E. coli RNA polymerase and the tetR promoter from pSCIOl.- Nucl.Acids Res., 1987, v.15, N.2, pp.575-594.

63. Duval-Valentin G., Reiss C. How Escherichia coli can negatively regulate transcription from a constitutive promoter. -Mol.Microbiol., 1990, v.4,N9, pp. 1465-1475.

64. Ebright R.H., Busby S. The Escherichia coli RNA plymerase a-subunit: structure and function.- Current Opinion in Genetics and Development, 1995, v.5, pp. 197203.

65. Ellinger T., Behnke D., Bujard H., Gralla J.D. Stalling of Escherichia coli RNA polymerase at the +6 to +24 region in vivo is assosiated with tight binding to consensus promoter elements. J.Mol.Biol., 1994, v.239, pp.455-465.

66. Estrem S.T., Gaal T., Ross W., Gourse R.L. Identification of an upstream element consensus sequence for bacterial promoters.- Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 1998, v. 95, pp. 9761-9766.

67. EvansT., Schon E., Gara-Maslak G., Patterson J., Efstratiadis A. Sl-hypersensitive sites in eucariotic promoter regions.- Nucleic Acids Res., 1984, v.12, N12, pp.8043-8058.

68. Falkenburg D., Dworniczak B., Faust D.M., Bautz E.K.F. RNA polymerase II of Drosophila. Relation of its 140000MR subunit to the ß subunit of E.coli RNA polymerase.- J.Mol.Biol., 1987, v. 195, N.3, pp.923-927.

69. Finer M.N., Aho S., Gerstenfeld L.C., Boedtker H., Doty P. Unusual DNA sequences located within the promoter region and the first intron of the chiken Pro-ocl(I) collagen gene.- J.Biol.,Chem., 1987, v.262, N27, pp.13323-13332.

70. Fried M.G., Crothers D.M. CAP and RNA polymerase interactions with the lac promoter: binding stoichiometry and long range effects.- Nucl. Acids Res., 1983, v.ll,Nl,pp.l41-158.

71. Fujita N., Ishihama A. Reconstitution of RNA polymerase. Methods Enzymol., 1996, v.173, pp.121-130.

72. Galas D.J., Shmitz A. DNAse fooprinting, a simple method for detection of protein-DNA binding specificity.- Nucl. Acids Res., 1978, v.5, pp.3157-3170.

73. Gardella T., Moyle H., Susskind M. A mutant Eschericha coli er70 subunit of RNA polymerase with altered promoter specificity.- J.Mol.Biol., 1989, v.206, N.4, pp.579-590.

74. Gartenberg M.R., Crothers D.M. Synthetic DNA bending sequences increase the rate of in vitro transcription initiation at the Escherichia coli lac promoter. -J.Mol.Biol., 1991, v.219, N2, pp.217-230.

75. Geiselmann J. The role of DNA conformation in transcriptional initiation and activation in Escherichia coli.- Biol.Chem., 1997, v.378, N3, pp.599-607.

76. Gourse R.L. Visualization and quantitative analysis of complex formation between E.coli RNA polymerase and rRNA promoter in vitro.- Nucl.Acids Res., 1988, v. 16, N20, pp. 9789-9809.

77. Greiner D.P., Huges K.A., Gunasekera A.H., Meares C.F. Binding of the a protein to the core subunits of the Escherichia coli RNA polymerase studied by iron-EDTA protein footprinting.- Proc.Natl.Acad.Sci. USA, 1996, v.93, N.l, pp.71-75.

78. Guthold M., Bezamilla M., Eric D.A., Jenkins B., Hansma H.G., Bustamante

79. C. Following the assembly of RNApolymerase-DNA complexes in aqueous solutions with the scanning-force microscope.- PNAS, 1994, v.91, N.26, pp. 1292712931.

80. Harrington R.E. Studies of DNA bending and flexibility using gel electrophoresis.- Electrophoresis, 1993, v. 14, N18, pp.732-746.

81. Helmann J.D., Chamberlin M.J. Structure and function of bacterial sigma factors.- Annu.Rev.Biochem., 1988, v.57, pp.839-872.

82. Hofer B., Muller D., Koster H. The pathway of E.coli RNA polymerase-promoter complex formation as visualized by fooprinting.- Nucleic Acids Res., 1985, v. 13, N16., pp.5995-6013.

83. Hoffmann E.K., Trusko S.P., Murphy M., George D.L. An Sl-nuclease-sensitive homopurine/homopyrimidine domain in c-ki-ras promoter interacts with a nuclear factors.- Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1990, v.87, N7, pp.2705-2709.

84. Hsu L.M., Giannini J.K., Leung T.-W., Crosthwaite J.C.- Upstream sequence activation of Escherichia coli argT promoter in vivo and in vitro.- Biochemistry, 1991, v. 30, N3, pp. 813-822.

85. Htun H., Dalhberg J.E. Single strands, triple strands, and kinks in H-DNA.-Science, 1988, v.241, Sep., pp. 1791-1796.

86. Igarashi K., Fujita N., Ishihama A. Identification of a subunit assembly domain in the alpha subunit of Escherichia coli RNA polymerase.- J.Mol.Biol., 1991, v.218, N.l, pp. 1-6.

87. Igarashi K., Ishihama A. Bipartite functional map of E.coli RNA polymerase alpha subunit: involvement of the C-terminal region in transcription activation by cAMP-CRP.-Cell, 1991, v.65, pp. 1015-1022.

88. Ishihama A. Subunit assembly of Escherichia coli RNA polymerase.- Advan. Biophys.,1981, v.14, pp.1-35.

89. Ishihama A. Role of the RNA polymerase alpha subunit in transcription activation.-Mol.Microbiol., 1992, v.6, pp. 3283-3288.

90. Ishihama A. Promoter selectivity control of RNA polymerase. In: Nucieic Acids and Molecular Biology, ed. By Eckstein F. and Lilley D.M.J., Springer-Verlag Berlin Heidelberg, 1997, v.l 1, pp.53-70.

91. Jaehning J.A. Sigma factor relatives in eucariots.- Science, 1991, v.253, p.859.

92. Jin D.J., Gross C.A. RpoB8, a rifampicin-resistant termination proficient RNA polymerase, has an increased km for purine nucleotides during transcription elongation.-J.Biol.Chem.,1991, v.266, N.22, pp.14478-14485.

93. Jin D.J. A mutant RNA polymerase reveal the kinetic mechanism for the switch between nonproductive stuttering synthesis and productive initiation during promoter clearance.- J.Biol.Chem., 1996, v.271, N.20, pp.11659-11667.

94. Johnson R.S., Chester R.E. Stopped-flow kinetic analysis of the interaction of Escherichia coli RNA polymerase with the bacteriophage T7 Al promoter.-J.Mol.Biol., 1998, v.283, N3, pp.353-370.

95. Jones C.H., Moran C.P. Mutant a factor blocks transition between promoter binding and initiation of transcription.- Proc.Natl.Acad.Sci. USA, 1992, v.89, N.5, pp.1958-1962.

96. Kabata H., Kurosawa O., Arai I., Washizu M., Margarson S.A., Glass R.E., Shimamoto N. Vizualization of single molecules of RNA polymerase sliding along DNA.- Science, 1993, v.262., pp.1561-1563.

97. Kadesh T., Rosenberg S., Chamberlin M. Binding of Escherichia coli RNA polymerase holoenzyme to bacteriophage T7 DNA. Measurements of binding at bacteriophage T7 promoter Al using a template competition assay.- J.Mol.Biol.,1982, v.l55, N1, pp. 1-29.

98. Kahn A., Stefanovsky V., Grummt I. The nucleolar transcription activator UBF reveals Ku antigen mediated repression of mouse ribosomal gene transcription.- Nucleic Acids Res., 1993, v.21, pp.2057-2063.

99. Katayama A., Fujita N., Ishihama A., Mapping of subunit-subunit contact surfaces on the ß' subunit of Escherihia coli RNA polymerase.- J.Biol.,Chem., 2000, v.275, N5, pp.3583-3592.

100. Khomyakova E.B., Petrova M.V., Minyat E.E., Ivanov V.l. Slipped loop structure of DNA: a specific nucleotide sequense forms only one unique conformer.- FEBS Letters, 1998, v.422, N2, pp.265-268.

101. Kimura M., Fujita N., Ishihama A. Functional map of the alpha subunit of Escherichia coli RNA plymerase: Deletion analysis of the amino-terminal assembly domain.- J.Mol.Biol., 1994, v.242, N.l, pp. 107-115.

102. Kimura M., Ishihama A. Functional map of the alpha subunit of Escherichia coli RNA polymerase: Insertion analysis of the amino-terminal assembly domain.-J.Mol.Biol., 1995, v.248, pp.756-767.

103. Knaus R., Bujard H. Pl of coliphage lambda: an alternative solution for an efficient promoter. The EMBO J., 1988, v.7, N9, pp.2919-2923.

104. Koo H.S., Drak J., Rice J.H., Crothers D.M. Determination of the extent of DNA bending by. an adenine-thymine tract.- Biochemistry, 1990, v.29, N7, pp.4227-4234.

105. Kovacic R.T. The 0°C closed complexes between Escherichia coli RNA polymerase and two promoters, T7-A3 and lacUV5.- J.Biol.Chem., 1987, v.262, N28, pp.13654-13661.

106. Kosilkov K.M., Gorin A.A., Zhurkin V.B., Olson W.K. DNA stretching and compression: large-scale simulations of double helical structures.- J.Mol.Biol., 1999, v.289, pp.1301-1326.

107. Krohn M., Pardon B., Wagner R. Effects of template topolody on RNA-polymerase pausing during in vitro transcription of the Escherichia coli rrnB leader region.- Mol.Microbiol., 1992, v.6, N5, pp.581-589.

108. Kubori T., Simamoto N. A branched pathway in the early stage of transcription by Escherichia coli RNA polymerase.- 1996, J.Mol.Biol., v.256, N3, pp.449-457.

109. KulbachinskiyA., Mustaev A., Goldfarb A., Nikiforov V. Interaction with free beta' subunit unmasks DNA-binding domain of RNA polymerase sigma subunit.- FEBS Lett., 1999, v.454, N1-2, pp.71-74.

110. Kumar A., Grimes B., Fujita N., Makino K., Malloch R.A., Hayward R.S., Ishihama A. Role of sigma 0 subunit of Escherichia coli RNA polymerase in transcriptional activation.- J.Mol.Biol., 1994, v.235, N.l, pp.405-413.

111. Kuwabara M., Sigman D.S. Footprinying DNA-protein complexes in situ following gel retardation assays using 1,10 phenantroline-copper ion: E.coli RNA polymerase —lac promoter complexes. Biochemistry, 1987, v.26, N23, pp.72347238.

112. Lahm A., Suck D. Dnasel-induced DNA conformation:2A° structure of a Dnasel-octamer complex.- J.Mol.Biol., 1991, v.262, N.2, pp. 645-667.

113. Larsen A., Weintraub H. An altered DNA conformation detected by SI nuclease occurs at specific regions in active chick globin chromatin Cell, 1982, v.29, pp.609-622.

114. Lavigne M., Kolb A., Buc H. Transcription activation by cAMP receptor protein (CRP) at the Escherichia coli gal PI promoter. Crucial role for the spacing between the CRP binding site and the -10 region.- Biochemistry, 1992, v.31, N40, pp.9647-9656.

115. Lee J., Kashlev M., Borukhov S., Goldfarb A. A ß subunit mutation disrupting the catalitic function of Escherichia coli RNA polymerase.-Proc.Natl.Acad.Sci. USA, 1991, v.88, pp.6018-6022.

116. Lefevre J.-F., Lane A.N., Jardetzky O. A description of conformational transitions in the Pribnow box of the trp promoter of Escherichia coli-Biochemistry, 1988, v.27, N4, pp.1086-1094.

117. Leirmo S., Record M. Structural, termodynamic and kinetic studies of the interaction of Ect70 RNA polymerase with promoter DNA. In:Nicleic Acids and Molecular Biology, 1990, v.4, pp. 123-150.

118. Lesley S.A., Burgess R.R. Characterization of the Escherichia coli transcription factor a70 : localization of a region involved in the interaction with core RNA polymerase.- Biochemistry, 1989, v.28, pp.7728-7734.

119. Lilley D.M., Higgins C.F. Local DNA topology and gene expression, the case of the leu-500 promoter.- Mol.Microbiol., 1991, v.5, n4, pp.79-83.

120. Lisser S., Margalit H. Compilation of E.coli mRNA promoter sequences.-Nucleic Acids Res., 1993, v.21,N 7, pp.1507-1516.

121. Liu L.F., Wang J.C. Supercoiling of the DNA template during transcription.-Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 1987, v.84, pp.7024-7032.

122. Lonetto M., Gribskov M., Gross C.A. The a70 family. sequence concervation and evolutionary relationships.- J.Bacteriol., 1992, v. 174, pp.3843-3849.

123. Lukascovich T., Gaal T., Venetianer P. The structural basis of the high in vivo strength of the rRNA P2 promoter of Escherichia coli Gene, 1989, v.78, N1, pp. 189-194.

124. Mace H.A., Pelham H.R.B., Travers A.A. Assosiation of an Sl-sensitive structures with short direct repeats 5' in Drosophila heat shock genes.- Nature, 1983, v.304, pp.555-558.

125. Marini J.C., Levene S.D., Crothers D.M., Englund P.T. Bent helical structure in kinetoplast DNA.- Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 1982, v.79, pp.76647668.

126. Masai H., Arai K. Frpo: a novel single-stranded DNA promoter for transcription and for primer RNA synthesis of DNA replication.- Cell, 1997, v.89, N2, pp.897-907.

127. Margalit H., Shapiro B.A., Nussinov R., Owens J., Jernigan R.L. Helix stability in procariotic promoter regions. Biochemistry, 1988, v.27, N13, pp.5179-5188.

128. Markovtsov V., Mustaev A., Goldfarb A. Protein-RNA interactions in the active center of transcription elongation complex.- Proc.Natl.Acad.Sci., 1996, v.93, N.6, pp.3221-3226.

129. Marr M.T., Roberts J.W. Promoter recognition as measured by binding of polymerase to nontemplate strand olygonucleotides.- Science, 1997, v.276, N.5316, pp.1258-1260.

130. Malhotra A., Severinova E., Darst S.A. Crystal structure of a a70 subunit fragment from E.coli RNA polymerase.- Cell, 1996, v.87, N.l, pp.127-136.

131. Maxam A.M., Gilbert W. Sequencing of an endlabeled DNA with base-specific chemical cleavages.- Methods Enzymol., 1985, v.230, pp.679-695.

132. McClure W.R., Cech C.L. On the mechanism of rifampicin inhibition of RNA sythesis. J.Biol.Chem., 1978, v.253, pp.8949-8956.

133. McKeon C., Schmidt A., de Crombrugghe B. A sequence conserved in both chiken and mouse a2(I) collagen promoter contains sites sensitive to SI nuclease.-J.Biol.Chem., 1984, v.259, pp.6636-6644.

134. Melnikova A., Beabealashvilly R., Mirzabekov A.D. A study of unwinding of DNA and shielding of the DNA grooves by RNA polymerase by using methylation with dimethylsulphate.- Eur.J.Biochem., 1978, v.84, N1, pp.301-309.

135. Mescas J., Cowing D.W., Gross C.A. Development of RNA polymerase-promoter contacts during open complex formation.- J.mol.,Biol., 1991, v.220, N3, pp.585-597.

136. Metzger W., Shikor P., Heumann H. A cinematographic view of Escherichia coli RNA polymerase translocation.- EMBO J., 1989, v.8, N9, pp.2745-2754.

137. Minchin S., Busby S. Location of close contacts between Escherichia coli RNA polymerase and guanine residues at promoters either with or without consensus-35 region sequences.- Biochem.J., 1993, v.289, pp. 771-775.

138. Mills J.B. Electrophoretic evidence that single-stranded regions of one or more nucleotides dramatically increase the flexibility of DNA.- Biochemistry, 1994, v.33, N7, pp.1797-1803.

139. Moyle H., Waldburger C., Susskind M.M. Hierarchies of base pair preferences in the P22 ant promoter.- J.Bacteriol., 1991, v.173, pp.1944-1950.

140. Mulligan M.E., Hawley D.K., Entriken R., McClue W.R. Escherichia coli promoter sequences predict in vitro RNA polymerase selectivity.- Nucleic Acids Res., 1984, v. 12, N4, pp.789-800.

141. Mustaev A.A., Zaychikov E.F., Severinov K., Kashlev M., Polyakov A., Nikiforov V., Golgfarb A. Topology of the RNA polymerase active center probed by chimeric rifampicin-nucleotide compounds. Proc.Natl.Acad.Sei. USA, 1994, v.91,N.28, pp. 12036-12040.

142. Mustaev A., Kozlov M., Markovtsov V., Zaychikov E., Denissova L., Goldfarb A. Modular organization of the catalitic center of RNA polymerase.-Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 1997, v.94, N.13, pp.6641-6645.

143. Nedea E.C,.Markov D., Naryshkina T., Severinov K. Lokalisation of Escherichia coli rpoC mutations that affect RNA polymerase assembly and actvity at high temperatures.- J.Bacteriol., 1999, v. 18, N.8, pp.2663-2665.

144. Nechaev S., Severinov K. Inhibition of Escherichia coli RNA polymerase by bacteriophag T7 gene 2 protein. J.Mol.Biol., 1999, v.289, N4, pp.815-826.

145. Nick H., Gilbert W. Detection in vivo protein-DNA interactions within the lac operon of Escherichia coli- Nature, 1985, v. 313, p.795

146. Nickerson C.A., Achberger E.C. Role of curved DNA in binding of Escherichia coli RNA polymerase to promoters.- J. Bacteriol., 1995, v. 177, N20, pp.5756-5761.

147. Nickol J.M., Felsenfeld G. DNA conformation at the 5' end of the chicken adult ß-globin gene.- Cell, 1983, v.35, N1, pp.467-476.

148. Nielsen P.E. In vivo footprinting: studies of protein-DNA interactions in gene regulation.- BioEssays, 1989, v.l 1, N.5, pp.152-155.

149. Nomura T., Fujita N., Ishihama A. Mapping of subunit-subunit contact surfaces on the ß subunit of Escherichia coli RNA polymerase.- Biochemistry, 1999, v.38,N.4, pp. 1346-1355.

150. Nudler E., Avetissova E., Markovtsov V., Goldfarb A. Transcription processivity: protein-DNA interactions holding togeher the elongation complex.-Science, 1996, v.273, N.5272, pp.211-217.

151. Ohkuma Y., Sumimoto H., Hoffmann A., Shimasaki S., Horikoshi M., Roeder R. Structural motifs and potential a homologies in the large subunit of human general transcription factor TFIIE. Nature, 1991, v.354, pp. 398-401.

152. C.F. Mapping of the promoter DNA sites proximal to consensus regions of a in a Escherichia coli RNA polymerase lacUV5 open promoter complex.-Biochemistry, 1998, v.37, N.21, pp.7670-7675.

153. Ozoline O.N., Uteshev T.A., Masulis I.S., Kamzolova S.G. Interaction of bacterial RNA-polymerase with two different promoters of phage T7 DNA. Conformational analysis.- Biochimica et Biophys. Acta, 1993, v.l 172, pp.251-261.

154. Ozoline O.N., Tsyganov M.A. Structure of open promoter complexes of Escherichia coli RNA polymerase as revealed by the Dnasel footpriting technique: compilation analysis.- Nucleic Acids Res., 1995, v.23, pp.4533-4541.

155. Ozoline O.N., Deev F.F., Arkhipova M.V. Non-canonical sequence elements in the promoter structure. Cluster analysis of promoters recognized by Escherichia coli RNA polymerase.- Nucleic Acids Res., 1997, v.25, pp. 4703-4709.

156. Ozoline O.N., Deev A.A., Trifonov E.N. DNA bendability a novel feature in E.coli promoter recognition.- J.Biomolec. Struct.Dyn., 1999, v. , pp.

157. Papavassiliou A.G. Chemical nucleasas as probes for studyng DNA-protein interactions.- Biochem J., 1995, v.305, N.l, pp. 345-357.

158. Peretz-Martin J., Rojo F., de Lorenzo V. Promoters, responsive to DNA bending: a common theme in procariotic gene expression.- Microbiological Rev., 1994, v.58, pp.268-290.

159. Pestov D.G., Dayan A., Siyanova E.Yu., George D.L., Mirkin S.M. H-DNA and Z-DNA in the mouse c-ki-ras promoter.- Nucleic Acids Res., 1991, v. 19, N23, pp.6527-6532.

160. Plaskon R.R., Wartell R.M. Sequence distribution associated with DNA curvature are found upstream of strong Escherichia coli promoters.- Nucleic Acids Res., 1987, v. 15, N2, pp.785-796.

161. Polyakov A., Severinova E., Darst S.A. Three-dimensional structure of E.coli core RNA polymerase: promoter binding and elongation conformations of the enzyme.- Cell, 1995, v.83, pp.365-373.

162. Price M.A., Tullius T.D. How the structure of adenine tract depends on sequence context: a new model for the structure of TnAn DNA sequences. -Biochemistry, 1993, v.32, N1, pp. 127-136.

163. Pulley blank D.E., Haniford D.B., Morgan A.R. A structural basis for SI nuclease sensitivity of double stranded DNA.- Cell, 1985, v.42, Nl, pp.271-280.

164. Rahmoni A.R. Z- DNA as a probe for localised supercoiling in vivo. -Mol.Microbiol., 1992, v.6, pp.572-569.

165. Ramstein J., Lavery R. Energetic coupling between DNA bending and base pair opening.- Proc.Natl.Acad.Sci. USA, 1988, v.85, N19, pp.7231-7235.

166. Rosenberg S., Kadesh T., Chamberlin M. Binding of Escherichia coli RNA polymerase holoenzyme to bacteriophage T7 DNA. Mesurements of the rate of open complex formation at T7 promoter Al.- J.Mol.Biol., 1982, v.155, N1, pp.3151.

167. Ruiz-Carrillo A. The histone H5 gene is flanked by SI hypersensitive structures.- Nucleic Acids res., 1984, v.12, N16, pp.6473-6492.

168. Sasse-Dwight S., Gralla J. Footprinting protein-DNA complexes in vivo.-Methods Enzymol., 1991, v.208, pp.146-168.

169. Schon E., Evans T., Welsh J., Efstratiadis A. Conformation of promoter DNA: fine mapping of SI hypersensitive sites. Cell, 1983, v.35, N3, pp.837-848.

170. Schroth G.P., Ho P.S. Occurrence of potential cruciform and H-DNA forming sequences in genomic DNA. -Nucleic Acids Res., 1995, v.23, N11, pp.1977-1983.

171. Schulz A., Mucke N., Langowski J., Rippe K. Scanning force microscopy of E.coli RNA polymerase o54 holoenzyme complexes with DNA in buffer and in air.- J.Mol.Biol., 1998, v.283., pp.821-836.

172. Severinov K., Fenyo D., Severinova E., Mustaev A., Chait B.T., Goldfarb A., Darst S.A. The sigma subunit concerved region 3 is part of "5'-face" of active center of Escherichia coli RNA polymerase.- J.Biol.Chem., 1994, v.269, N.33, pp.20826-20828.

173. Severinov K., Darst S.A. A mutant RNA polymerase that forms unusual open promoter complexes.- Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 1997,v.94, pp. 13481-13486.

174. Severinov K., Soushko M., Goldfarb A., Nikiforov V. Rifampicin region revisited. New rifampicin-resistant and streptolidigin-resistant mutants in the ß-subunit of Escherichia coli RNA polymerase.- J.Biol.Chem., 1993, v.268, N.20, pp.14820-14825.

175. Severinov K., Mustaev A., Severinova E., Kozlov M., Darst S.A., Goldfarb

176. A. The beta subunit Rif-clusterl is only angstroms away from the active center of Escherichia coli RNA polymerase.- J.Biol.Chem., 1995, v.270, N.49, pp.2942829532.

177. Severinov K., Mooney R., Darst S.A., Landick R. Tethering of the large subunits of Escherichia coli RNA polymerase.- J.Biol.Chem., 1997, v.272, N39, pp. 24137-24140.

178. Sibenlist U. RNA polymerase unwinds an 11-base pair segment of a phage T7 promoter.- Nature, 1979, v. 279, N4, pp. 651-652

179. Sibenlist U., Simpson R.B., Gilbert W. E.coli RNA polymerase interacts homologously with two different promoters.- Cell, 1980, v. 20, N2, pp. 269-281.

180. Sprous D., Young M.A., Beveridge D.L. Molecular dynamic studies of axis bending in d(G5-(GA4T4C)2-C5) and d(G5-(GT4A4C)2-C5): effects of sequence polarity on DNA curvature.- J.Mol.Biol., 1999, v.285, pp.1623-1632.

181. Trigwell S., Glass R.E. Function in vivo of separate segments of the beta subunit of Escherichia coli RNA polymerase.- Genes Cells, 1998, v.3, N 10, pp. 635-647.

182. Trifonov E.N. DNA in profile.- TIBS, 1991, v.16, Dec., pp.467-471.

183. Vologodskii A.V., Frank-Kamenetskii M.P. Theoretical study of cruciform states in superhelical DNAs.- FEBS Let., 1982, v.143, N.2, pp.257-260.

184. Waldburger C., Gardella T., Wong R., Susskind M.M. Changes in70conserved region 2 of E.coli a affecting promoter recognition.- J.Mol.Biol., 1990, v.215, N.l, pp.267-276.

185. Wang J.N., Hogan M. An equilibrium between distorted and undistorted DNA in the adult chiken ßA globin gene.- J.Biol.Chem., 1985, v.260, N13, pp.8194-8202.

186. Werner M.H., Gronenborn A.M., Clore G.M. Intercalation, DNA kinking and the control of transcription.- Science, 1996, v.271, pp.778-784.

187. Watson J.D., Crick F.N. The structure of DNA viruses.- Cold Spring Harbor Symp.Quant.Biol., 1953, v. 18, pp. 123-162.

188. Wilson C., Dombroski A.J. Region of sigma 70 is required for efficient isomerization and initiation of transcription by Escherichia coli RNA polymerase.-J.Mol.Biol., 1997, v.267, N.l, pp.60-74.

189. Williams R.C., Chamberlin M.J. Elecron microscope studies of transient complexes formed between escherichia coli RNA polymerase holoenzyme and T7 DNA.- 1977, Proc.Natl.Acad.Sci. USA, v.74, N3,pp.3740-3744

190. Yagil G. Paranemic structures of DNA and their role in DNA unwinding.-Critical Reviews in Biochemistry and Molecular Biology, 1991, v.26, N5/6, pp.475-559.

191. Yang C.-F., Kim J.-M., Molinary E., Das Sarma S. Genetic and topological analyses of the bop promoter of Halobacterium halobium: stimulation by DNA supercoiling and non-B-DNA structure. J.Bacteriol., 1996, v.178, N3, pp.840-845.

192. Young M.A., Beveridge D.L. Molecular Dynamics simulations of an oligonucleotide duplex with adenine tracts phased by a full helix turn. -J.Mol.Biol., 1998, v.281, N2, pp.675-687.

193. Yu Y.-T., Manley J.L.Structure and function of Sl-nuclease-sensitive site in the adenovirus later promoter.- Cell, 1986, v.45, pp.743-751.

194. Zacharias M., Wagner R., Goringer H.U. Polyacrilamide gradient gel electrophoresis for the detection of bended DNA fragments.- Nucl.Acids Res., 1990, v.18, N9, pp.2827-2828.

195. Zahn K., Blattner F.R. Sequence induced DNA curvature in bacteriophage lambda origin of replication.- Nature, 1985, v.317, N6036, pp.451-453.

196. Zaychikov E., Martin E., Denissova L., Kozlov M., Markovtsov V., Kashlev M., Heumann H., Nikiforov V., Goldfarb A., Mustaev A. Mapping of catalytic residues in the RNA polymerase active center.- Science, 1996, v.273, N.5271, pp.107-109.

197. Zaychikov E., Denissova L., Meier T., Gotte M., Heumann H. Influence of Mg2+ and temperature on formation of the transcription bubble. J.Biol.Chem., 1997, v.272, pp.2259-2267.

198. Zinkel S.S., Crothers D.M. Catabolite activator protein-induced DNA bending in transcription initiation.- J.Mol.Biol., 1991, v.219, N1, pp.201-215.

199. Zhang G., Campbell E.A., Minakin L., Richter C., Severinov K., Darst S.A. Crystal structure of Thermus aquaticus core RNA polymerase at 3.3 A resolution.-Cell, 1999, v.98, Sept., pp.811-824.

200. Zhou Y.N., Jin D.J. The rpoD mutants destabilizing initiation complexes at stringently controlled promoters behave like "stringent" RNA polymerase in E.coli.- Proc.Natl.Acad.Sci. USA, 1998, v.95, N.6, pp.2908-2913.

201. Zuber D., Healy J., Carter H.L., Cutting S., Moran C.P., Losick R. Mutational changing the specificity of an RNA polymerase sigma factor.-J.Mol.Biol., 1989, v.206, N.4, pp.605-614.1. БЛАГОДАРНОСТИ

202. Искреннюю благодарность испытываю к руководителю лаборатории физико-химических механизмов функционирования генома Светлане Григорьевне Камзоловой за поддержку этой работы и плодотворное обсуждение ее первых результатов.

203. Чувство глубокой признательности испытываю к нашим коллегам из лаборатории молекулярных механизмов клеточного стресса (руководитель Михаил Борисович Евгеньев), обеспечивших возможность завершения этой работы, за теплое и доброжелательное отношение:

204. Благодарна своему коллеге Виталию Васильевичу Часову за готовность разделить решение технических и методических проблем и обсуждение теоретических вопросов.

205. Я необыкновенно благодарна своей семье и друзьям за искренний интерес к проблеме, которой занимаюсь, сопереживание и помощь на всех этапах выполнения работы.