Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Стереохимический анализ полярных взаимодействий в α-спиральных белках

ВАК РФ 03.00.03, Молекулярная биология

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Кондратова, Мария Сергеевна

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР.

1.1 Упаковка длинных а-спиралей в белках.

1.2 Гидрофильные взаимодействия в белках.

ГЛАВА 2. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЯ.

2.1 Постановка задачи.

2.2 Спрятанные гидрофильные остатки в белках как фактор, определяющий нативную упаковку спиралей.

2.3 Стереохимический анализ гидрофильных взаимодействий в а-спиральных белках с различными упаковками а-спиралей.

2.4 Взаимосвязь между геометрическими параметрами межспиральных водородных и солевых связей и типами остатков, которые в них участвуют.

2.5 Моделирование «нативных» и «ненативных» межспиральных взаимодействий.

2.6 Вероятность образования разных типов межспиральпых связей. Вероятность образования межспиральных солевых мостиков в зависимости от доступности заряженных остатков. Доступность доноров и акцепторов в межспиральных связях.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Стереохимический анализ полярных взаимодействий в α-спиральных белках"

Предсказание третичной структуры белка по его аминокислотной последовательности продолжает оставаться одной из важнейших задач структурной биологии. Для ее успешного решения требуется учесть все многочисленные физико-химические факторы, определяющие взаимодействия белка как с окружающей средой, так и внутри макромолекулы. Существуют многочисленные экспериментальные методы определения энергии тех или иных (гидрофобных, полярных и т.д.) взаимодействий в белках, однако все они чрезвычайно трудоемки, а так же недостаточно точны и универсальны. Целью данной работы была разработка теоретических методов и подходов для учета полярных взаимодействий (водородных связей и солевых мостиков) в белках. В качестве основного объекта исследования были выбраны а-спиральные белки с параллельной и антипараллельной упаковкой спиралей, - это довольно обширный класс белков, обладающий относительно простой архитектурой, что делает их чрезвычайно удобным объектом для структурного анализа.

В ходе нашей работы нами были рассмотрены общие черты организации а-спиральных олигомеров и а-спиральных пучков и выявлено определяющее влияние двух типов полярных взаимодействий - спрятанных водородных связей и солевых мостиков. Нами был так же предложен оригинальный метод учета относительного вклада различных полярных взаимодействий в формирование нативной структуры. Материалы диссертации докладывались на научных конференциях. По теме диссертации опубликовано две печатные работы, не считая тезисов конференций, и одна работа принята в' печать.

ГЛАВА 1. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

1.1 Упаковка длинных а-спиралей в белках

1.1.1 Основные теоретические модели упаковки а-спиралей в белках

Как только стало известно, что все многообразие белковых структур может быть описано в терминах взаимодействия элементов регулярной вторичной структуры (а-спиралей и р-тяжей) и петель или перетяжек с нерегулярной структурой, встал вопрос, какие именно принципы определяют упаковку элементов вторичной структуры. Первая работа, посвященная анализу принципов упаковки а-спиралей, появилась еще в 50-х годах двадцатого столетия [1]. С тех пор было опубликовано множество теоретических моделей, более или менее детально описывающих принципы организации а-спиральных пучков.

Теоретические подходы к анализу упаковок а-спиральных белков в самом общем виде можно свести к трем основным типам:

1) Модели, учитывающие лишь геометрическое расположение аминокислотных остатков на спиралях, но пренебрегающие различиями в их размерах и физико-химических свойствах. В данном типе моделей все без исключения остатки описываются как шары одинаковых размеров, расположенные на поверхности цилиндра - спирали.

2) Модели, учитывающие различия в размерах аминокислотных остатков.

3) Модели, учитывающие различия физико-химических свойств остатков, которые определяются не только их размерами, но и химическими свойствами входящих в их состав функциональных групп.

1.1 Л.а Модели, учитывающие геометрию а-спиралей и взаимное расположение аминокислотных остатков на их поверхности

Первая такая модель была предложена Криком в его классической работе, посвященной упаковке а-спиралей [1]. В ней он рассматривал боковые цепи аминокислот, независимо от их формы и размеров, в виде шаров, имеющих радиусы в 5 А и жестко связанных с цилиндрическим остовом спирали. Согласно этой модели, при объединении спиралей для достижения плотной упаковки каждая боковая цепь одной спирали должна помещаться в углубление между четырьмя шарами на поверхности другой спирали. Чтобы такая картина наблюдалась на всем протяжении контактирующих поверхностей а-спиралей, они должны располагаться относительно друг друга под совершенно определенными углами в 20° (рис. 1.1). или -70° между их осями. Эта модель упаковки спиралей не только объяснила рефлексы рентгенограмм некоторых известных на тот момент фибриллярных белков, но и предсказала два класса взаимных ориентаций спиралей в глобулярных белках. Крик назвал этот тип упаковки «кпоЬБ-тШ-ЬоЬб» (выступ-во-впадину).

Позднее Чотиа, Левитт и Ричардсон [2, 3], взяв за основу модель Крика, предложили свою схему упаковки спиралей. Поверхность а-спиралей они описали в терминах рядов боковых цепей. Один ряд образуется остатками ¡±3, \±в, .л±3п, второй - \±4, ¡±8,.л±4п, третий - 1, ¡±1. В грубом приближении эти ряды представляют собою «хребты», а углубления между ними - «желобки». Плотная упаковка а-спиралей имеет место, когда «хребты» входят в «желобки» (рис. 1.2), и возможна при трех дискретных значениях углов между осями спиралей:П= -80°, -60° и 19°(здесь и далее угол £2 - это торсионный угол между осями контактирующих а-спиралей). Эта модель удовлетворительно описывает экспериментальные данные для целого ряда а-белков. Впоследствии авторы

Рисунок 1.1 - Схема упаковки а-спиралей по Крику, показанная с помощью а-спиральных разверток. Боковые остатки одной спирали показаны кружочками, другой- крестиками. (Рисунок перепечатан из работы [1]).

Рисунок 1.2 - Схема упаковки спиралей предложенная группой Чотна. (Рисунок перепечатан из работы [3]). внесли в нее целый ряд дополнений и уточнений. В частности, в более поздней работе [3] значения трех дискретных углов Q, соответствующих трем идеальным типам упаковки, уточнены до -105°, -52° и +23° соответственно. Однако ценность этого теоретического уточнения представляется довольно сомнительной, если принять во внимание то, в каких пределах могут варьировать в белках геометрические параметры реальных спиралей. По аналогии с названием, предложенным Криком, эта группа исследователей назвала описанную ими упаковку спиралей «ridges into grooves» (хребты в желобки).

В 1996 г Уолтер, Айзенхабер и Аргос [4] предложили свою модель упаковки а-спиралей в глобулярных белках, так называемую «модель наложения спиральных решеток». Базируясь, по существу, на тех же предпосылках, что и Крик, они рассматривают область контакта двух спиралей как область наложения двух решеток, в узлах которых находятся аминокислотные остатки. Взаимодействие этих остатков и ограничивает подвижность спиралей, форма которых аппроксимирована цилиндром. С помощью сложного математического аппарата, используя геометрические параметры идеальной спирали и аминокислотных остатков, они выводят уравнение, имеющее три дискретных решения, соответствующих трем углам Q. Для идеальных спиралей эти три оптимальных угла равны £2= -37,1°; -97,4° и +22,0°. Главный вывод, который делают авторы на основании своих расчетов: упаковка а-спиралей в белках лучше описывается моделью "выступ во впадину" (knobs into holes), чем моделью «гребень в желоб» (ridges into grooves). Геометрический анализ, проделанный авторами сложен и даже изощрен, но в какой степени эта теория, разработанная для описания взаимодействий «идеальных» спиралей, может быть применена к реальным а-спиралям в реальных белках? Удовлетворительного ответа на этот немаловажный в практическом плане вопрос авторы не дают.

Хотя опубликованная Криком модель упаковки а-спиралей уже отпраздновала свое пятидесятилетие, до сих пор появляются публикации авторов, использующих и развивающих предложенный им подход. Так в своей недавней статье Уолшоу и Вулфсон используют именно криковскую модель для описания упаковок спиралей в белках (рис. 1.3). Распространяя предложенный Криком подход на пучки состоящие из трех и более спиралей, они вводят понятие циклическая комплементарность выступов и впадин ("cyclic complementarity of knobs-into-holes») для описания упаковок 3-,4-, и 5-спиральных пучков. [5]

В 1988 году вышла в свет работа Мурзина и Финкелыитейна [6], посвященная структурной систематизации а-спиральных белков. В модели, предложенной авторами, спирали накладывались на ребра квазисферических многогранников. Авторы исходили из того, что правильный многогранник, как высоко-симметричное закрытое геометрическое тело, это как раз то, к чему должна стремиться упаковка спиралей вокруг гидрофобного ядра. Данная модель предсказывала наличие лишь небольшого числа стабильных архитектур для а-спиралей в глобулярных белках и описывала геометрию упаковки а-спиралей (рис. 1.4). Она показала высокое соответствие известным белковым структурам. Более того, даже для тех белков, которые не являются гомологами, но чьи структуры описываются одним и тем же многогранником, среднеквадратичное отклонение в положениях С-а атомов лежит в границах 1,6-3А, что сопоставимо с величиной разрешения,метода рентгенструктурного анализа. То обстоятельство, что в данной модели авторы оперируют спиралями как простыми геометрическими телами, подчиненными лишь одному принципу - принципу плотной упаковки позволяет отнести их модель к данной группе моделей, хотя следует отметить, что в ряду статей, посвященных проблемам упаковки спиралей, эта работа стоит особняком.

Рисунок 1.3 - «Классическая» (а) и «циклическая» (б, в) упаковка а-спиралей по принципу «выступ во впадину» по Уолшоу и Вулфсону. (Рисунок перепечатан из работы [5])

Рнсунок 1.4 - Квазисферические многогранники (а), описывающие компактные укладки трех, четырех, пяти и шести спиралей {по Мурз и ну и Финкельштейну). Пример того, как упаковка спиралей в глобулярном белке описывается моделью квазисферических многогранников (б), С-концевой домен термолизина и его модель, основанная на размещении спиралей на ребрах квазисферического многогранника. (Рисунок перепечатан из работы[6]).

1.1.1.6 Модели, учитывающие различия в размерах аминокислотных остатков

Приблизительно в то же время, что работы группы Чотиа были опубликованы первые статьи Ричмонда и Ричардса [7], но предложенная ими модель учитывала не только взаимное расположение остатков на остове спирали, но и их размеры. Особое значение авторы придавали остаткам глицинов, в местах расположения которых на поверхности спирали образуются глубокие впадины. Чтобы при попарном взаимодействии спиралей не нарушался принцип плотной упаковки, этим углублениям на одной спирали должны комплементарно соответствовать «выступы» -массивные аминокислотные остатки на другой спирали. По мнению Ричмонда и Ричардса, именно такого рода комплементарность больших и маленьких остатков на контактирующих поверхностях спиралей в конечном счете определяет однозначность выбора ориентации взаимодействующих а-спиралей, поскольку те будут стремиться к плотной упаковке. Наблюдения Ричмонда и Ричардса о геометрической комплементарности взаимодействующих белковых поверхностей не утратили своей ценности и по сей день и находят свое применение в многочисленных программах подгонки и стыковки нескольких белковых молекул в комплекс (docking programs), однако с увеличением числа известных белковых структур стало очевидно, что большинство спиралей не имеют глицинов на контактирующих поверхностях, а, стало быть, однозначность их ориентации определяется какими-то иными правилами.

В 1993 году была опубликована работа Редди и Бланделла [8]. Авторы исходили из того, что при межспиральных контактах остатки в области контакта теряют от 0 до 10 возможных контактов с растворителем и должны как-то их возмещать. Они проанализировали 1095 пар межспиральных контактов и показали, что пары спиралей в белках должны укладываться друг относительно друга под предпочтительными углами Q от

-160° до -140°, от -100° до -20°, от 10° до 40° и от 50° до 160°. Редди и Бланделл также показали, что расстояние между осями спиралей в области контакта спиралей линейно коррелирует с объемом остатков в данной области. Эта корреляция позволяет предсказывать межспиральные расстояния для эквивалентных пар гомологичных белков, что и представляет ценность для сравнительного, гомологичного моделирования белковых структур.

Логическим следствием из данного наблюдения является то, что спирали, стремящиеся к плотной упаковке, должны иметь в интерфейсе контактирующих поверхностей преимущественно короткие остатки. И действительно, как показали Йанг и Ваксер на примере как мембранных, так и водорастворимых белков — короткие аминокислотные остатки в области контакта спиралей позволяют оптимизировать их упаковку [9].

1.1.1.в Модели, учитывающие различия физико-химических свойств остатков

Следующим шагом в развитии представлений о факторах, определяющих трехмерную структуру белка, явилась попытка учесть не только размеры боковых остатков аминокислот, но и их физико-химическую природу. Еще в 1967 году Шиффер и Эдмундсон [10] показали, что при представлении трехмерной структуры а-спиральных участков белков в виде двумерных «спиральных колес» обнаруживается тенденция гидрофобных остатков группироваться в п±3, п, п±4 позициях на соседних витках а-спиралей, с образованием на проекциях характерных гидрофобных дуг (рис. 1.5). Такие дуги не наблюдались в случае построения двумерных проекций неспиральных участков белков. Авторы предположили, что данную особенность можно использовать для разделения потенциально спиральных и неспиральных аминокислотных последовательностей. Позднее эти идеи

RES. 3-1 в

RES. 20-35

Рисунок 1.5 - «Спиральные колеса» Шиффер и Эдмунд сон. В виде двумерной проекции представлены спирали мио глобин а. Гидрофобные аминокислоты обнаруживают тенденцию группироваться в п±3, п, п±4 позициях на соседних витках а-спиралей. (Рисунок перепечатан из работы [10]). белковая неполярная v~ глобула упаковка полярная упаковка

Рисунок 1.6 - Полярная («side by side») и неп о л ярная( «face-to-face») упаковка а-спиралей (по Ефимову). Заштрихованные области - гидрофобные кластеры. N и С - обозначение концов а-спиралей, направленных к наблюдателю. 1, 2 и 3 - различные варианты полярной упаковки. (Рисунок перепечатан из работы [14]). были развиты Лимом [11] и легли в основу его метода предсказания вторичной структуры.

Ефимовым было показано, что объединение гидрофобных кластеров контактирующих спиралей может осуществляться двумя способами [12,13, 14]: в первом случае гидрофобные боковые группы образуют общий слой на поверхности контактирующих между собой полипептидных остовов -«полярная» или «бок-о-бок» упаковка. Во втором случае гидрофобные кластеры объединяются наложением двух слоев гидрофобных групп друг на друга - «неполярная» или «лоб-в-лоб» упаковка (рис. 1.6). Оптимальная гидрофобная плоскость получается при сближении комплементарных краев гидрофобных кластеров по принципу «выступ-впадина». При этом для а-спиралей возможны три варианта минимальных или необходимых гидрофобных кластеров, обеспечивающих плотную упаковку а-спиралей. Гидрофобные остатки должны располагаться в аминокислотной последовательности так, чтобы образовывать на поверхности спирали непрерывную гидрофобную полосу. Для этого они должны занимать следующие позиции: 1-5-9-12-16., 1-5-8-12-15. или 1-5-9-13. При объединении спиралей, имеющих одинаковые кластеры, достигается оптимальная упаковка. Плотная упаковка слоев боковых цепей («лоб-в-лоб» упаковка) может быть получена при трех дискретных значениях углов О. = +30°, -30° и +90°. (В более поздних работах, для длинных спиралей значение первого угла было уточнено [14]. Так, согласно последним работам Ефимова, полярной упаковке спиралей при минимальном гидрофобном кластере 1-4-811 соответствует угол П ~ +20°). А неполярной («бок-о-бок») упаковке спиралей соответствуют углы : П ~ 20° (минимальный гидрофобный кластер 1-4-8-11-15-18.), П ~ 0°-(-10°) (минимальный гидрофобный кластер 1-4-812.) и О. ~ (-30° )-(-40°) минимальный гидрофобный кластер 1-5-9-13.). Модель, предложенная Ефимовым, позволяет различить шесть типов одной только продольной упаковки а-спиралей (рис. 1.7).

Длинные альфа-спирали с разными типами минимальных гидрофобных кластеров

Упаковка "лоб-в-лоб"

Укладка параллельная ь-е 1 .г *

Укладка аитипараллельная

Ш А лй ^

ГО а Ш . * [т->

1 а-слой г/ .**г' Ж С V

I I

А < Упаковка "бок-о-бок'

Укладка параллельная

Укладка антипараллельная г а (I-слой <1 я с!а-ело й

Рисунок 1.7 - Система классификации упаковок а-спиралей (по Ефимову ), Шарами обозначены аминокислотные остатки, образующие минимальный гидрофобный кластер.

1.1.2. Другие факторы, накладывающие ограничения на укладку спирален в глобулярных белках

Говоря об упаковке а-спиралей в глобулярных белках не следует забывать о структурном контексте, который способен накладывать свои ограничения на укладку спиралей. Наиболее важным элементом этого контекста следует считать нерегулярные участки или «перетяжки» между спиралями. Очевидно, что спирали, следующие друг за другом по цепи и соединенные короткой перетяжкой, не имеют никакой возможности упаковаться параллельно. Запрет на пересечение перетяжек [15] (связанный с запретом на потерю водородной связи) так же «отбраковывает» целый ряд возможных упаковок а-спиральных пучков в глобулярных белках. Наряду с этими грубыми ограничениями, накладываемыми практически любыми перетяжками, существуют более тонкие стереохимические эффекты, связанные с короткими перетяжками.

Так, в ряде статей Ефимова [16, 17], посвященных стереохимическому анализу а-а-шпилек с короткими перетяжками, было показано, что таким перетяжкам из стереохимических соображений должны соответствовать совершенно определенные аминокислотные мотивы первичной структуры, различные для правых и левых шпилек. Особые аминокислотные мотивы соответствуют также а-а-уголкам [16] с короткими перетяжками, Ь и У-образным двуспиральным структурам [16]. Эти работы внесли некоторую ясность в вопрос о том, каким образом определяется взаимное расположение двух а-спиралей, связанных короткой перетяжкой. Однако вопрос о том, какие именно факторы определяют однозначность упаковки а-спиралей, объединенных длинными нерегулярным участками, по-прежнему остается открытым.

В 1994 г увидела свет обзорная статья Гарриса, Преснелла и Кохена [18], посвященная анализу такого часто встречающегося структурного

Рисунок 1.8 - Три случая идеальной полярной упаковки а-спиралей с разными типами гидрофобных кластеров (По Ефимову). (Рисунок перепечатан из работы[13]). и И п м н наклонные углы (градусы)

Рисунок 1.9 - Наклонные углы (skew angles) аминокислотных остатков в области межспиральных контактов. Распределение значений наклонных углов в четырехсприральных пучках. (Рисунок (с изменениями) перепечатан из работы [19]).

Пютвлпый угол мотива а-спиральных белков, как четырехспиральный пучок (four helix bundle). Проанализировав значительную выборку известных к тому моменту а-спиральных белков, они предложили классификацию четырехспиральных пучков, основанную на различиях углов между осями упакованных в пучок-спиралей. При детальном исследовании геометрических параметров спираль-спиральных контактов внутри пучка ими был проведен статистический анализ наклонных углов (skew angles) контактирующих остатков (наклонным авторы называют угол между плоскостью, проведенной через центр С-а атома и ось спирали и нормалью, проведенной в точку контакта), и выявлен неслучайный характер распределения этих углов. Пики их распределения приходятся на -24° и +23°, что, как полагают авторы, подчеркивает важность учета наклонных углов при моделировании спиральных упаковок.

1.1.3 Сс-белки (Coiled-coil proteins) - идеальный модельный объект для изучения принципов упаковки а-спнрален в белках.

В последние десятилетия ценным источником информации для теоретиков, занимающихся моделированием взаимодействия а-спиралей, стали данные, полученные в экспериментах на белках типа coiled-coil (далее сс-белков). К сожалению, английский термин «coiled-coil» не может быть корректно переведен на русский язык. Некоторые авторы используют для обозначения этих структур термин «суперспираль» [19], но такой приблизительный перевод может ввести в заблуждение, так как в действительности понятие «суперспираль» уже используется для совершенно иного класса белков (фолд "Superhelix" по классификации SCOP [20]). Мы предлагаем использовать для этой группы белков наименование сс-белки.

Структуры типа coiled-coil являются, вероятно, самыми распространенными из числа мотивов, отвечающих за белок-белковые взаимодействия. Есть основания полагать, что 5-10% от всех генных последовательностей кодируют сс- регионы [21]. Эти участки представляют собой длинные а-спирали, взаимодействующие с образованием олигомерных структур. Как правило, белок содержит сс-домен (длинную спираль, отвечающую за олигомеризацию комплекса) и один или более функциональных доменов с самыми разнообразными функциями [22, 19]. Для большинства известных нам на сегодняшний день сс-комплексов, характерна параллельная упаковка а-спиралей, но изредка встречается и антипараллельная [23]. В природе встречаются как гомо, так и гетероолигомерные сс-белки [24, 25]. Степень олигомеризации также сильно варьирует: от димерной (рис. 1.10) у белков регуляторов генной активности (для многих из них характерен аминокислотный мотив получивший название «лейциновый зиппер») [24, 25] до пентамерной у некоторых структурных белков [26].Как правило, последовательность аминокислот в сс-белках имеет гептадную периодичность. В каждой гептаде (abcdefg) в позициях and находятся преимущественно гидрофобные остатки, боковые группы которых обеспечивают межспиральные взаимодействия и формируют гидрофобное ядро (кор) сс-белка. В положениях Ь, с, е, f., g, как правило, находятся л гидрофильные остатки, чьи полярные группы частично или полностью экспонированны в растворитель.

По ряду параметров сс-белки занимают промежуточное положение между обычными глобулярными белками и надмолекулярными олигомерными комплексами белков. С одной стороны, сс-белки образуются в результате свободной ассоциации а-спиралей в растворе. С другой, геометрия этих комплексов близка к геометрии простых глобулярных а-спиральных белков (сс-димерам в глобулярных белках соответствуют а-спиральные шпильки (alpha-hairpins), а сс-структурам более высокой степени олигомеризации - разного рода а-спиральные пучки (helix bundles)). Сс-белки обладают выраженным гидрофобным ядром и полярной оболочкой (что нехарактерно для олигомерных структур). Они высокостабильны, энергия плавления сс-белков близка к таковой у глобулярных белков и значительно выше энергии диссоциации большинства белковых комплексов.

Все это делает сс-белки идеальным модельным объектом для изучения взаимодействий, определяющих нативную упаковку спиралей.

1.1.3.а Влияние структуры гидрофобного ядра на упаковку спиралей в сс-белках

Путем многочисленных экспериментов было показано, что существует взаимосвязь между типом гидрофобного кластера на поверхности спирали и степенью олигомеризации сс-белка. Природный белок ССЫ4 -димер, однако его мутантные формы демонстрируют различную степень олигомеризации, в зависимости от того, какие гидрофобные остатки находятся в а и (5 позицях (остатки в остальных положениях в ходе этих экспериментов не изменялись). Так синтетический аналог вСЖ , имеющий остатки изолейцина в а-позиции и лейцина в с1-позиции, формирует димер. Мутанты с ядром из остатков изолейцина в а и (5 позициях (синтетический белок р-Н) и лейцина в а и с! позициях (синтетический белок соП-Бег) образуют тримеры, а белок с ядром из остатков лейцина в а-позиции и изолейцина в <1-позиции образует тетрамер. [27,28, 29]. Кор из одних остатков изолейцина в обеих гидрофобных позициях способствует образованию тримера [27]. Замена остатков лейцина в позиции а на изолейцин или валин дополнительно стабилизирует димерный лейциновый зиппер (в сравнении с белком дикого типа ), так же как и замена валина на изолейцин в любой из гидрофобных позиций [30]. На основании анализа олигомерности ряда пептидов на основе лейцинового зиппера, но с различными остатками в гидрофобных позициях были сформулированы правила олигомерности сс- белков [28]. Эти правила уже нашли свое применение в белковой инженерии и синтезе искусственных сс-белков, однако, к сожалению, они мало применимы для анализа и успешного моделирования глобулярных белков, которые, как правило, имеют более сложный аминокислотный состав без выраженных повторов.

Важную роль в определении степени олигомерности сс-белков играет также степень гидрофобности остатков в е, § позициях. В тетрамерах эти позиции часто занимают гидрофобные остатки, в то время как в димерах почти исключительно гидрофильные.

Таким образом, можно утверждать, что гидрофобные взаимодействия определяют преимущественно стереохимию упаковки спиралей в сс-белках, но (как это будет показано дальше) не их взаимное расположение (параллельное или антипараллельное). Что же касается вклада гидрофильных взаимодействий в формирование нативных упаковок сс-белков, то об этом будет сказано ниже в разделе, посвященном гидрофильным взаимодействиям в белках.

Заключение Диссертация по теме "Молекулярная биология", Кондратова, Мария Сергеевна

Основные результаты диссертационной работы представлены в публикациях [99, 100, 101, 102, 103, 104].

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Кондратова, Мария Сергеевна, Пущино

1. Crick F.H.C. The packing of a-helices: simple coiled-coils. Acta Cryst., 1953, v. 6, pp. 689-697.

2. Chothia C., Levitt M., Richardson D. Structure of proteins: Packing of a-helices and pleated sheets. Proc. Nat. Akad. Sci. USA, 1977 v.74, pp.4130-4134.

3. Chothia C., Levitt M., Richardson D. Helix to helix packing in proteins. J. Mol. Biol., 1981, v. 145, pp 215-250.

4. Walther D., Eisenhaber F., Argos P. Principles of helix-helix parking in proteins: helical lattice superposition model J. Mol. Biol., 1996, v. 255, pp. 536-553.

5. Walshaw J., Woolfson D.N. Extended knobs-into-holes packing in classical and complex coiled-coil assemblies. J. Struct. Biol., 2003, v. 144, pp. 349361.

6. Murzin A.G., Finkelstein A.V. General arhitecture of a-helical globule. J. Mol. Biol., 1988, v. 204, pp. 749-769.

7. Richmond T.J. Richards F.M. Packing of a-helices: Geometrical constraints and contact areas. J. Mol. Biol., 1978, v. 119, pp. 537-555.

8. Reddy B.V.B., Blundell, T.L. Parking of secondary structural elements in ptoteins. Analysis and prediction of inter-helix distances. J. Mol. Biol., 1993, v. 233, pp. 464-479.

9. Jiang S, Vakser I.A. Shorter side chains optimize helix-helix packing. -Protein Sci., 2004, v. 13, 1426-1429.

10. Schiffer M., Edmundson A. Use of helical wheels to represent the structures of proteins and to identify segments with helical potential. Biophysical Journal, 1967, v. 7, pp. 121-134.

11. Lim V.I. Structural principles of globular organisation of protein chains. A stereochemical theory of globular protein secondary structure. — J. Mol. Biol., 1974, v. 88, pp. 857-872.

12. Ефимов A.B. Стереохимия упаковок а-спиралей и ^-структуры в компактной глобуле. Доклады Академии наук СССР, 1977, том 235, с. 699-702.

13. Efimov A.V. Packing of a-helices in globular proteins. Layer structure of globin hydrophobic cores. J. Mol. Biol., 1979, v. 134, pp. 23-40.

14. Efimov A.V. Complementary packing of a-helices in proteins. — FEBS Letters, 1999, v. 463, pp. 3-6.

15. Лим В.И., Мазанов А.Л., Ефимов A.B. Стереохимическая теория пространственной структуры глобулярных белков. Мол. Биол., 1978, т. 12, с. 206-213.

16. Efimov A.V. Structure of a-a-hairpins with short connections. — Protein Engineering, 1991, v. 4, pp. 245-250.

17. Efimov A.V. Standard structures in proteins. Prog. Byophys. Mol. Biol., 1993, v. 60, pp. 201-239.

18. Harris N.L., Presnell S.R. and Cohen F.E. Four helix bundle diversity in globular proteins. J. Mol.Biol., 1994, v. 236, pp. 1356-1368.

19. Лондер Ю.Я., Будько С.П., Месянжинов В.В. Суперспиральные белки: структура и функции. Успехи биологической химии, 1999, том 39, с. 45-76.

20. Murzin A.G., Brenner S.E., Hubbard Т., Chothia С. SCOP: a structural classification of proteins database for the investigation of sequences and structures. J. Mol. Biol., 1995, v. 247, pp. 536-540.

21. Newman J.R., Wolf E., Kim P.S. A computationally directed screen identifying interacting coiled coils from Saccharomyces cerevisiae. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000, v. 97, pp. 13203-13208.

22. Lupas A. Coiled coils: new structures and new functions. Trends Biochem. Sci, 1996, v. 21, pp. 375-382.

23. Zuccola H.J., Rozzelle J.E., Lemon S.M., Erickson B.W., Hogle J.M. Structural basis of the oligomerization of hepatitis delta antigen. Structure, 1998, v. 15, pp. 821-830.

24. Swaminathan K., Flynn P., Reece R.J., Marmorstein R. Crystal structure of a PUT3-DNA complex reveals a novel mechanism for DNA recognition by a protein containing a Zn2Cys6 binuclear cluster. Nat. Struct. Biol., 1997, v.4, pp. 751-759.

25. Glover J.N., Harrison S.C. Crystal structure of the heterodimeric bZIP transcription factor c-Fos-c-Jun bound to DNA. Nature, 1995, v. 373, pp. 257-261.

26. Malashkevich V.N., Kammerer R.A., Efimov V.P., Schulthess T., Engel J. The crystal structure of a five-stranded coiled coil in COMP: a prototype ion channel? Science, 1996 v. 274, pp. 761-765.

27. Harbury P.B., Kim P.S., Alber T. Crystal structure of an isoleucine-zipper trimer. Nature, 1994, v. 371, pp. 80-83.

28. Harbury P.B., Zhang T., Kim P.S., Alber T. A switch between two-, three-, and four-stranded coiled coils in GCN4 leucine zipper mutants. Science, 1993, v. 262, pp. 1401-1407.

29. Lovejoy B., Choe S., Cascio D., McRorie D.K., DeGrado W.F., Eisenberg D. Crystal structure of a synthetic triple-stranded alpha-helical bundle. -Science, 1993, v. 259, pp. 288-293.

30. Pauling L., Corey R.B., Branson H.R. The structure of proteins: two hydrogen-bonded helical configurations of the polypeptide chain. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A, 1951, v. 37, pp. 205-211.

31. Pauling L., Corey R.B. The pleated sheet, a new layer configuration of polypeptide chains. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 1951, v. 37, pp. 251256.

32. Baker E.N., Hubbard R.E. Hydrogen bonding in globular proteins. -Prog. Biophys. Mol. Biol., 1984, v. 44, pp. 97-179.

33. Barlow D.J., Thornton J.M. Ion-pairs in proteins. J. Mol. Biol., 1983, v. 168, pp. 867-885.

34. Scheraga H.A., Nemethy G., Steinberg I.Z. Influence of water structure and hydrophobic interactions on the strength of side-chain hydrogen bonds in proteins. Biopolymers, 1963, v. 1 pp. 43-69.

35. Rashin A.A., Honig B. On the environment of ionizable groups in globular proteins.-J. Mol. Biol., 1984, v.l73,pp. 515-521.

36. Stickle D.F., Presta L.G., Dill K.A., Rose G.D. Hydrogen bonding in globular proteins. J. Mol. Biol., 1992, v. 226, pp.1143-1159.

37. McDonald I.K., Thornton J.M. Satisfying hydrogen bonding potential in proteins. J. Mol. Biol., 1994, v. 238, pp. 777-793. http://www.biochem.ucl.ac.uk/bsm/atlas/

38. Fersht A. Structure and mechanism in protein science : a guide to enzyme catalysis and protein folding. W.H. Freeman and Company, New York, 1998.

39. Jeffrey G.A., Saenger W. Hydrogen Bonding in Biological Structures. -Springer, Berlin Heidelberg, 1991.

40. Пиментел Дж., Мак-Клеллан О., Водородная связь, Мир, Москва, 1964.

41. Шульц Г., Ширмер Р., Принципы структурной организации белков. -Мир, Москва, 1982.

42. Финкелынтейн А.В., Птицын О.Б., Физика белка. Книжный дом «Университет», Москва, 2002.

43. Kabsch W., Sander С. Dictionary of protein secondary structure: pattern recognition of hydrogen-bonded and geometrical features. Biopolymers, 1983, v.22,pp. 2577-2637.

44. Petukhov M., Cregut D., Soares C.M., Serrano L. Local water bridges and protein conformational stability. Protein Science, 1999, v. 8, pp. 19821989.

45. Russell A.J., Fersht A.R. Rational modification of enzyme catalysis by engineering surface charge. Nature, 1987, v. 328, pp. 496-500.

46. Russell A.J., Thomas P.G., Fersht A.R. Electrostatic effects on modification of charged groups in the active site cleft of subtilisin by protein engineering. -J. Mol. Biol., 1987, v. 193, pp. 803-813.

47. Myers J.K., Pace C.N. Hydrogen bonding stabilizes globular proteins. -Biophys. J., 1996, v. 71, pp. 2033-2039.

48. Sheu S.Y., Yang D.Y., Selzle H.L., Schlag E.W. Energetics of hydrogen bonds in peptides. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2003, v. 100, pp. 1268312687.

49. Waldburger C.D., Schildbach J.F., Sauer R.T. Are buried salt bridges important for protein stability and conformational specificity. — Nature Struct. Bol., 1995, v. 2, pp. 122-128.

50. Hendsch Z.S., Tidor B. Do salt bridges stabilize proteins? A continuum electrostatic analysis. Protein Science, 1994, v. 3, pp. 211-226.

51. Regan L., DeGrado W.F. Characterization of a helical protein designed from first principles. Science, 1988, v. 241, pp. 976-978.

52. Hill C.P., Anderson D.H., Wesson L., DeGrado W.F., Eisenberg D. Crystal structure of alpha 1: Implications for protein design. Science, 1990, v. 249, pp. 543-546.

53. Lopez de la Paz M., Serrano L. Sequence determinants of amyloid fibril formation. -Proc. Natl. Acad. Sci. U S A., 2004, v. 101, pp. 87-92.

54. Kumar S., Tsai C.J., Nussinov R. Factors enhancing protein thermostability. Protein Eng., 2000, v. 13, pp. 179-191.

55. Xiao L., Honig B. Electrostatic contributions to the stability of hyperthermophilic proteins. J. Mol. Biol., 1999,v. 289, pp. 1435-1444.

56. Spek E.J., Bui A.H., Lu M., Kallenbach N.R. Surface salt bridges stabilize the GCN4 leucine zipper. Protein Sci., 1998, v. 7, pp. 2431-2437.

57. Zhou F.X., Cocco M.J., Russ W.P., Brunger A.T., Engelman D.M. Interhelical hydrogen bonding drives strong interactions in membrane proteins. Nat. Struct. Biol., 2000, v. 7, pp. 154-160.

58. Adamian L., Liang J. Interhelical hydrogen bonds in transmembrane region are important for function and stability of Ca2+-transporting ATPase. CellBiochem. Biophys., 2003, v. 39, pp. 1-12.

59. Dong F., Zhou H.X. Electrostatic contributions to T4 lysozyme stability: solvent-exposed charges versus semi-buried salt bridges. Biophys. J., 2002, v. 83, pp. 1341-1347.

60. Marqusee S., Baldwin R.L. Helix stabilization by Glu-.Lys+ salt bridges in short peptides of de novo design. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1987, v. 84, pp. 8898-8902.

61. Myers J.K., Pace C.N. Hydrogen bonding stabilizes globular proteins. -Biophys. J., 1996, v. 71, pp. 2033-2039.

62. Pace C.N. Polar group burial contributes more to protein stability than nonpolar group burial. Biochemistry, 2001, v. 40, pp. 310-313.

63. Matthews B.W. Can proterins be turned inside-out? Nat. Struct.I Biol., 1995, v.2, pp. 85-86.

64. Takano K., Scholtz J.M., Sacchettini J.C., Pace C.N. The contribution of polar group burial to protein stability is strongly context-dependent. J. Biol. Chem., 2003, v. 278, pp. 31790-31795.

65. Delbruck H., Mueller U., Perl D., Schmid F.X., Heinemann U. Crystal structures of mutant forms of the Bacillus caldolyticus cold shock protein differing in thermal stability. J. Mol. Biol., 200,1 v.313, pp. 359-369.

66. Janin J., Chothia C. The structure of protein-protein recognition sites. J. Biol. Chem., 1990, v. 265, pp. 16027-16030.

67. Sheinerman F.B., Norel R., Honig B. Electrostatic aspects of protein-protein interactions. Curr. Opin. Struct. Biol., 2000, v. 10, pp. 153-159.

68. Fersht A.R., Shi J.P., Knill-Jones J., Lowe D.M., Wilkinson A.J., Blow D.M., Brick P., Carter P., Waye M.M., Winter G. Hydrogen bonding and biological specificity analysed by protein engineering. Nature, 1985, v. 314, pp. 235-238.

69. Jones S., Thornton J.M. Principles of protein-protein interactions. —Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1996, v. 93, pp. 13-20.

70. Bogan A.A., Thorn K.S. Anatomy of hot spots in protein interfaces. J. Mol. Biol., 1998, v. 280, pp. 1-9.

71. Zhou F.X., Cocco M.J., Russ W.P., Brunger A.T., Engelman D.M. Interhelical hydrogen bonding drives strong interactions in membrane proteins. Nat. Struct. Biol., 2000, v. 7, pp. 154-160.

72. DeGrado W.F., Gratkowski H., Lear J.D. How do helix-helix interactions help determine the folds of membrane proteins? Perspectives from the study of homo-oligomeric helical bundles. Protein Sei., 2003, v. 12, pp. 647-665.

73. Hu J.C., Newell N.E., Tidor B., Sauer R.T. Probing the roles of residues at the e and g positions of the GCN4 leucine zipper by combinatorial mutagenesis. Protein Sei. 1993, v. 2, pp. 1072-1084.

74. Dill K.A. Dominant forces in protein folding. Biochemistry, 1990, v. 29, pp. 7133-7155.

75. Akey D.L., Malashkevich V.N., Kim P.S. Buried polar residues in coiled-coil interfaces. Biochemistry. 2001, v. 40, pp 6352-6360.

76. Potekhin S.A., Medvedkin V.N., Kashparov I.A., Venyaminov S.Y. Synthesis and properties of the peptide corresponding to the mutant form of the leucine zipper of the transcriptional activator GCN4 from yeast. -Protein Eng., 1994, v. 7, pp. 1097-1101.

77. Lumb K.J., Kim PS. A buried polar interaction imparts structural uniqueness in a designed heterodimeric coiled coil. Biochemistry, 1995, v. 34, pp. 8642-8648.

78. Gonzalez L.J., Woolfson D.N., Alber T. Buried polar residues and structural specificity in the GCN4 leucine zipper. Nat. Struct. Biol., 1996, v.3, pp. 1011-1018.

79. Oakley M.G., Kim P.S. A buried polar interaction can direct the relative orientation of helices in a coiled coil. Biochemistry, 1998, v. 37, pp. 12603-12610.

80. Myszka D.G., Chaiken I.M. Design and characterization of an intramolecular antiparallel coiled coil peptide. Biochemistry, 1994, v. 33, pp. 2363-2372. ,

81. Glover J.N., Harrison S.C. Crystal structure of the heterodimeric bZIP transcription factor c-Fos-c-Jun bound to DNA. Nature, 1995, v. 373, pp. 257-261.

82. Lovejoy B., Choe S., Cascio D., McRorie D.K., DeGrado W.F., Eisenberg D. Crystal structure of a synthetic triple-stranded alpha-helical bundle. -Science, 1993, v. 259, pp. 1288-1293.

83. Garbuzynskiy S.O., Finkelstein A.V., Galzitskaya O.V. Outlining folding nuclei in globular proteins. J. Mol. Biol. 2004, v.336, pp. 509-525.

84. Waldburger C.D., Jonsson T., Sauer R.T. Barriers to protein folding: formation of buried polar interactions is a slow step in acquisition of structure. -Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1996, v. 93, pp. 2629-2634.

85. Berman H.M., Westbrook J., Feng Z., Gilliland G., Bhat T.N., Weissig H., Shindyalov I.N., Bourne P.E.: The Protein Data Bank. — Nucleic Acids Research, 2000, v. 28, pp. 235-242. http://www.rcsb.org/pdb/

86. Eisenhaber F., Argos P. Improved Strategy in Analytic Surface Calculation for Molecular Systems: Handling of Singularities and Computational Efficiency. J. Comput. Chem., 1993, v. 14, pp. 1272-1280. http://www.bork.embl-heidelberg.de/ASC/

87. Hooft R.W.W., Sander C., Vriend G. Positioning hydrogen atoms by optimizing hydrogen-bond networks in protein structures. -Proteins, 1996, v.26, pp. 363-376.http://www.cmbi.kun.nl: 1100/WIWWWI/hnet.htrril )

88. Lombardi A., Summa C.M., Geremia S., Randaccio L., Pavone V., DeGrado W.F. Retrostructural analysis of metalloproteins: application to the design ofa minimal model for diiron proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2000,v.97, pp. 6298-6305.

89. Altschul, S.F., Gish, W., Miller, W., Myers, E.W., Lipman D.J. Basic local alignment search tool. J. Mol. Biol. 1990, v. 215, pp.403-410. (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/BLAST/).

90. Walther D. WebMol a Java based PDB viewer. Trends Biochem. Sci., 1997, v.22, pp. 274-275 (http://w\vw.cmpharm.ucsf.edu/cgi-bin/vvebinol.pi).

91. Гублер E.B., Генкин A.A. Применение непараметрических методов статистики в медико-биологических исследованиях. «Медицина», Ленинград, 1973.

92. Кондратова М.С., Ефимов А.В. Систематический анализ спрятанных полярных боковых цепей и их взаимодействий в а-спиральных белках. Мол. Биол., 2002, т. 36, с. 144-151.

93. Ефимов А.В. Кондратова М.С. Сравнительный анализ межспиральных полярных взаимодействий в различных упаковках а-спиралей в белках. -Мол. Биол., 2003, т. 37, с. 515-521.

94. Кондратова М.С. Взаимодействия спрятанных полярных остатков в а-спиральных глобулярных белках. 5-ая Пущинская конференция молодых ученых, Пущино, 2001, Сборник тезисов докл., с. 33.

95. Кондратова М.С., Ефимов А.В. Исследование специфичности полярных межспиральных взаимодействий в а-спиральных белках. Материалы международной конеренции студентов и аспирантов по фундаментальным наукам «Ломоносов-2002». Секция «Химия», т. 1, с. 99.

96. Бражников Е.В., Кондратова М.С., Ефимов А.В. Зависимость энергии водородных связей в белках от доступности доноров и акцепторов молекулам воды. III съезд биофизиков России, Воронеж, 2004, Сборник тезисов докл., с. 15.

97. Kondratova M.S. Efimov A.V. The effect of structural context of specificity of polar interactions in proteins. Recent Advances in Protein Engineering, in press.