Роль экдистероидов в развитии стресс-реакции и контроле репродуктивной функции Drosophila в неблагоприятных условиях

Карпова, Евгения Константиновна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Роль экдистероидов в развитии стресс-реакции и контроле репродуктивной функции Drosophila в неблагоприятных условиях
ВАК РФ 03.00.15, Генетика

Автореферат диссертации по теме "Роль экдистероидов в развитии стресс-реакции и контроле репродуктивной функции Drosophila в неблагоприятных условиях"

-о На правах рукописи

0031БВ901

КАРПОВА ЕВГЕНИЯ КОНСТАНТИНОВНА

РОЛЬ ЭКДИСТЕРОИДОВ В РАЗВИТИИ СТРЕСС-РЕАКЦИИ И КОНТРОЛЕ РЕПРОДУКТИВНОЙ ФУНКЦИИ ОЯОЯОРНИА В НЕБЛАГОПРИЯТНЫХ УСЛОВИЯХ.

Генетика - 03 00 15

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

1 6 АП Р 2008

Новосибирск, 2008

003166901

Работа выполнена в лаборатории генетики стресса, Институт цитологии и генетики СО РАН, г Новосибирск

Научный руководитель кандидат биологических наук, доцент,

Грунтенко Наталия Евгеньевна, Институт цитологии и генетики СО РАН, г. Новосибирск

Официальные оппоненты доктор биологических наук, профессор

Маркель Аркадий Львович,

кандидат биологических наук Дубовский Иван Михайлович,

Ведущее учреждение

Томский государственный университет, г Томск

Защита диссертации состоится "30" ОллJa&juX 2008 г на утреннем заседании диссертационного совета по защите диссертаций на соискание ученой степени доктора наук (Д - 003 011 01) в Институте цитологии и генетики СО РАН в конференц-зале института по адресу 630090, г Новосибирск, проспект Лаврентьева, 10, т/ф (383^)33-12-78, c-mail. dissov(a>bionet nsc ru

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института цитологии и генетики СО РАН

Автореферат разослан "с&Г"" 2008 г

Ученый секретарь

диссертационного совета, ,

доктор биологических наук АД Груздев

Актуальность проблемы. Непрерывный рост социально-экологической напряженности на планете привлекает все большее внимание исследователей к проблеме стресса Эффективным способом защиты от неблагоприятных факторов среды является нейроэндокринная стресс-реакция, свойственная всем представителям царства животных Она позволяет им либо адаптироваться к неблагоприятным условиям, либо свести к минимуму повреждающее воздействие стрессора, если первое невозможно (обзоры. Jancovic-Hladni, 1991, Rauschenbach, 1991, Раушенбах, 1997, Грунтенко, Раушенбах, 2004) Таким образом, изучение адаптационных механизмов, обеспечивающих стресс-устойчивость, является одной из важнейших задач современной биологии

Показано, что центральными звеньями стресс-реакции имаго насекомых являются биогенные амины, ювенильный гормон (ЮГ) и экдистероиды (Orchard et al, 1981, Davenport, Evans, 1984, Hirashima et al, 1993, 2000a,b, Rauschenbach et al, 1993, 1995, Раушенбах и др, 2000) Однако до сих пор остается неясным, существует ли компонент стресс-реакции (триггер), запускающий каскад изменений в остальных компонентах, или эти системы отвечают на неблагоприятные условия независимо друг от друга9 Ранее на роль триггера стресс-реакции были протестированы биогенные амины - дофамин (ДА) и окгопамин (OA), белки теплового шока, и ЮГ (Rauschenbach et al., 1993, 1995, 1996, Gruntenko et al, 1999, 2003b, Раушенбах и др, 2001) Однако, как оказалось, ни один из этих важнейших компонентов стресс-реакции не является пусковым

Известно, что 20Э играет чрезвычайно важную роль в развитии, размножении и других жизненно важных функциях насекомых Совместно с ЮГ он контролирует переход от одной онтогенетической стадии к другой при высоком титре ЮГ происходит личиночно-личиночная линька, при снижении титра ЮГ и резком повышении содержания 20Э наступает метаморфоз, а в отсутствие ЮГ осуществляется линька в имаго (обзоры Hammock, 1985, Zdarek, 1985, Riddiford, 1994) У имаго насекомых 20Э и ЮГ выполняют функции гонадотропинов регулируют репродуктивную функцию самок Drosophila, инициируя синтез желточных белков (ЖБ) в жировом теле после вылета имаго, поддерживая затем его на определенном уровне и контролируя поглощение ЖБ ооцитами Однако,

до сих пор не существует единого мнения о вкладе каждого из этих гормонов в регуляцию репродуктивной функции насекомых (оогенеза, в частности)

В конце 1999 года Соллер с соавторами (БоИег ег а1, 1999) на основании результатов экспериментов по обработке самок £> melanogaster экзогенными ЮГ и 20Э впервые выдвинули гипотезу о том, что для нормального течения оогенеза необходимо сохранение баланса 20Э и ЮГ Результаты исследования влияния теплового стресса на оогенез £> у/п/м (СгиШепко е( а1, 2003а) дали подтверждение этой гипотезе и позволили авторам предположить что 20Э контролирует ранние, а ЮГ поздние стадии развития ооцитов дрозофилы

Цель работы. Установить, какую роль играет 20-гидроксиэкдизон в развитии нейрогормональной стресс-реакции ¡УгозорМа и в контроле репродуктивной функции самок в условиях стресса

Для достижения этой цели были поставлены следующие конкретные задачи:

1 Исследовать влияние мутации есф5о/ге/еи/, нарушающей синтез 20-гидроксиэкдизона, на развитие стресс-реакции ИгозорМа и выяснить, является ли 20-гидрокиэкдизон запускающим звеном реакции

2 Исследовать влияние пищевого стресса на оогенез и плодовитость линий О угп/« дикого типа и мутантной, с измененным уровнем 20-гидроксиэкдизона и ювенильного гормона

3 Изучить воздействие экзогенных 20-гидроксиэкдизона и ювенильного гормона на плодовитость О тйи дикого типа в нормальных условиях и при пищевом стрессе

4 Изучить механизм взаимодействия 20-гидроксиэкдизона и ювенильного гормона в контроле репродуктивной функции йгоюрЬйа

Научная новизна в практическая ценность работы.

Впервые проанализировано развитие стресс-реакции у самок линии ес<£, несущих рецессивную температурочувствигельную мутацию есфзопекзя' - она прерывает синтез 20Э при рестриктивной температуре Установлено, что отсутствие 20Э не препятствует инициации стресс-реакции, хотя значительно изменяет ее интенсивность, т е 20Э является важным, но не пусковым звеном стресс-реакции дрозофилы

Впервые обнаружено, что пищевой стресс вызывает у самок дрозофилы нарушения в ходе оогенеза деградацию части ранних вителлогенических

ооцитов, задержку их созревания и накопление зрелых ооцитов Продемонстрировано, что эти изменения являются следствием изменений в метаболизме ЮГ и 20Э в ответ на действие стрессора, причем 20Э контролирует вителлогенические стадии оогенеза, а ЮГ - созревание и откладку яиц

Впервые in vivo показано, что у самок дрозофилы существует механизм взаиморегуляции ЮГ и 20Э, опосредованной через систему метаболизма ДА

Впервые установлено, что экспериментальное увеличение титра 20Э или ЮГ в нормальных условиях приводит к различным изменениям в репродуктивной функции самок дрозофилы повышение титра 20Э снижает уровень плодовитости, не останавливая откладку яиц, а увеличение титра ЮГ вызывает прекращение откладки яиц, не влияя на уровень плодовитости

Научно-практическая значимость работы. Результаты работы дают представление о структуре нейроэндокринного механизма, контролирующего приспособляемость насекомых к неблагоприятным условиям, которое может быть использовано для создания новых видов инсектицидов, безопасных для млекопитающих

Апробация работы. Результаты исследования были представлены на IV Европейском симпозиуме по экофизиологии беспозвоночных (Санкт-Петербург, 2001), на конференции «Эндокринная регуляция физиологических функций в норме и патологии» (Новосибирск, 2002), на III Международной научной конференции молодых ученых (Алматы, Казахстан, 2003), на 18ой Европейской конференции по исследованиям на дрозофиле (Гетшнген, Германия, 2003), на IV конференции молодых ученых, посвященной М А Лаврентьеву (Новосибирск, 2004), на III съезде ВОГИС (Москва, 2004), на VIII Международной конференции по ювенильному гормону (Кингз Бич, 2004), на XVI Международном симпозиуме по экдизону (Тент 2006), на XIII Международном совещании и VI школе по эволюционной физиологии (Санкт-Петербург, 2006), на IX Международной конференции по ювенильным гормонам (Йорк, 2007) и на 2 Международном конгрессе по исследованию стресса (Будапешт, 2007)

Вклад автора. Основная часть экспериментов проведена автором самостоятельно Автор выражает искреннюю признательность сотрудникам лаборатории генетики стресса Института цитологии и генетики СО РАН Адоньевой Н В , Фаддеевой Н В , Ченцовой Н А, Богомоловой Е В, а также

Сапрыкиной ЗА и доктору Иване Газиовой (Университет Южной Богемии, Чехия) за любезно предоставленную линию ecd' Особую благодарность автор выражает своему руководителю — кбн НЕ Грунтенко и заведующей лабораторией д б н И Ю Раушенбах

Публикации. По теме диссертации опубликовано 18 работ (из них 7статей )

Структура и объем работы. Диссертация включает введение, обзор литературы, материалы и методы, результаты, обсуждение, выводы и список литературы, который состоит из 256 наименований Работа изложена на 158 страницах, содержит 25 рисунков и 3 таблицы

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Материалы. Исследование проведено на двух моделях

I Линии Drosophda melanogaster дикого типа - Canton S и линия ecdysoneless', несущая рецессивную термочувствительную мутацию, прерывающую синтез 20Э при рестриктивной температуре (29°С)

II Линии D virilis, контрастные по реакции на действие теплового стресса линия дикого типа 101 и линия 147, несущая мутации brick (розовые глаза), broken (прервана задняя поперечная жилка крыла) и detached (недоразвитие продольных жилок крыла) в хромосоме-2, температурочувствительную условную личиночную деталь в хромосоме-6

Культуры линий выращивали на стандартной питательной среде (Раушенбах, Лукашина, 1984) при температуре 25°С и плотности 20 личинок на 7 мл среды Синхронизацию культур проводили по вылуплению личинок и по вылету имаго

Условия стрессирования. Мух стрессировали высокой температурой (38°С, экспозиция указана в соответствующих разделах) или голоданием (содержание на обедненной питательной среде 20г агара и 4г сахарозы на 1л воды)

Биохимические методы. Содержание ДА измеряли флюориметрическим методом Майкеля (Maickel et al, 1968), модифицированным Кудрявцевой и Бакштановской (1989), измерение содержания 20Э проводили по методу Вайнрайта с соавторами (Wamwnght et al, 1997), измерение деградации ЮГ проводили при помощи модифицированного (Rauschenbach et al, 1991) метода Хэммока и Спаркса (Hammock, Sparks, 1977)

Анализ плодовитости при голодании и экспериментальном изменении

уровня 20Э осуществляли, как описано Раушенбах и др (2005), при голодании и аппликации ЮГ - как описано Раушенбах и др (2004)

Приготовление препаратов яичников, окрашивание по Хечсту. Стадии развития ооцитов определяли в соответствии с King (1970), окрашивая яичники по Хечсту в модификации Соллера с соавторами (Soller et al, 1999) и анализируя препараты с использованием флюоресцентного микроскопа Zeiss Axioskop 2 Plus (программное обеспечение Axio Vision)

Достоверность результатов оценивали, используя /-критерий Стьюдента Стресс-реактивность рассчитывали, как процент изменения признака у каждой стрессированной особи по отношению к среднему в контроле

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Роль 20-гидроксиэкдизона и ювенильного гормона в регуляции оогенеза D. virilts в нормальных условиях и при голодании.

Ранее в лаборатории ИЮ Раушенбах было показано, что тепловой стресс (38°С, 4 ч) вызывает у самок дикого типа (101) D virihs накопление зрелых ооцитов, 24 ч задержку в откладке яиц, деградацию вителлогенических ооцитов и снижение плодовитости в течение нескольких суток, деградация ооцитов и снижение плодовитости наблюдались и у самок мутантной линии (147), однако накопления зрелых яиц и прекращения их откладки у мутантных самок зафиксировано не было (Rauschenbach et al, 1996, Gruntenko et al, 2003a) Исходя из этих результатов Грунтенко с соавторами (Gruntenko et al, 2003а) предположили, что деградация ранних вителлогенических ооцитов у D virtlis происходит под влиянием 20Э, титр которого возрастает у самок обеих линий (Раушенбах и др , 2000а, Gruntenko et al, 2003а), накопление же ооцитов на 14 стадии развития у самок дикого типа происходит в ответ на увеличение титра ЮГ при тепловом стрессировании, тогда как мутантные самки не накапливают зрелые яйца, так как их система метаболизма ЮГ не отвечает изменениями на тепловой стресс (Rauschenbach et al, 1995, Gruntenko et al, 2003a) Поскольку мутация 147 линии изначально была обнаружена, как температурочувствительная личиночная леталь (Raushenbach et al, 1984), можно было ожидать, что при стрессирующих воздействиях иной природы (например, при голодании), реакция системы метаболизма ЮГ у самок 147 линии окажется

подобной той, которая наблюдается у самок дикого типа Для проверки этого предположения мы исследовали ЮГ деградацию и оогенез у самок обеих линий под воздействием голодания

Таблица I. Динамика ЮГ-гидролизующей активности при гоюдании у самок 1Уго$орЫа дикого типа (101) и мутантов (147)

длительность голодания, ч Гидролиз ювенильного гормона, пмоль/мин/муху

101 147

контроль 13,1 ±0,45 11,5±0,б7

6 9,3±0,35 7,7±0,48

12 9,2±0,36 8,3±0,79

18 8,0±0,29 7,3±0,44

24 9,2±0,34 7,б±0,28

В таблице 1 представлены результаты измерения уровня деградации ЮГ при голодании у самок линий 101 и 147 Видно, что голодание сопровождается резким снижением уровня деградации ЮГ у особей обеих линий (различия с контрольным уровнем достоверны для всех точек для самок линии дикого типа при р<0,001 и для мутантных самок при р<0,01)

Примечание Дчя каждой точки сделано 8-13 измерений

Как и ожидалось, мутация 147 линии не мешает отвечать ей на голодание снижением деградации (повышением уровня) ЮГ (табл 1) и если накопление зрелых яиц при стрессе обусловлено именно повышением уровня ЮГ, то при голодании у самок линии 147 можно ожидать изменения на поздних стадиях оогенеза, которые отсутствуют при тепловом стрессе (ОплЦепко е/ о/, 2003а)

Действительно, данные по распределению ооцитов но стадиям 3-суточных самок линий 147 и 101 И уггйи при голодании весьма сходны (рис 1) у самок обеих линий после суточного голодания наблюдается значительное снижение доли ооцитов 9-13 стадий (различия достоверны при р<0 001 для всех стадий у обеих линий), сопровождающееся накапливанием зрелых яиц (14 стадии) (различия достоверны при р<0 001 для обеих линий) Необходимо подчеркнуть, что для линии дикого типа при тепловом стрессировании были получены аналогичные результаты (Огаг^епко е/ а/, 2003а)

Поскольку Соллер с соавторами (воПег ег а1, 1999) показали, что обработка самок О melanogaster 20Э вызывает деградацию ранних вителлогенических ооцитов, мы предположили, что деградация ооцитов при голодании вызывается повышением титра 20Э Данные, представленные на рисунке 2, подтвердили это титр гормона после 12ч голодания вдвое превышает его уровень у кормленных

самок (различия достоверны при р<0,001).

И 101 контроль □ 101 голод Ш 147 контроль ■ 147 голод

11-13 14 стадии ооцитов

Рис 2. Влияние 12 час голодания на содержание 20Эу 3 суточных самок линии 101 Д ппШ.

Рис. 1. Влияние голодания на вклад каждой стадии развития ооцита в формирование общего пупа яйцевых камер стадий 8-14 у 3-суточных самок 101 и¡47 линий Д. шНа.

Примечание: 8 пар яичников использовапи в каждой экспериментальной группе.

Роль 20-гидроксиэкдизона и ювенильного гормона в регуляции плодовитости В. \4rilis в нормальных условиях и при голодании.

Исходя из изменений, наблюдаемых в метаболизме 20Э и ЮГ и оогенезе при голодании (таблица 1, рис. 1, 2), можно было ожидать появления изменений и в плодовитости. Действительно, результаты, представленные на рисунке 3 демонстрируют наличие таких изменений в плодовитости самок 101 и 147 линий О. \irilis. Отчетливо видно, что в нормальных условиях мутантная линия начинает размножаться на 2 дня позже линии дикого типа и плодовитость её значительно снижена. При голодании у самок обеих линий наблюдается прекращение откладки яиц на 1 сутки, затем повышение плодовитости - на 7 сутки после вылета (различия с контролем достоверны для 147 линии при р<0,001 и для самок 101 линии при р<0,01), и вслед за этим достоверное ее снижение, происходящее на 8-е сут после вылета у самок 101 (р<0,01) и на 9-е сут - у самок 147 (р<0,001). Таким образом голодание, в отличие от теплового воздействия (КаивсЬепЬасЬ с! а1., 1996), вызывает у мутантных самок изменения в плодовитости, аналогичные изменениям у самок дикого типа.

Возник вопрос, какой из гонадотропинов вызывает прекращение откладки яиц при голодании? Чтобы выяснить это, были оценены: плодовитость кормленных

самок, которым апплицировали 2 мкг ЮГ, растворенного в ацетоне,

Рис.3. Влияние

голодания на

плодовитость половозрелых самок 101 и 147 линий О У1п1ч (24 часовое гочодание на 6-й день после вылета)

плодовитость и количество отложенных яиц у самок, которым апплицировали 2 мкг ЮГ перед голоданием, и плодовитость голодавших и контрольных мух, которым апплицировали соответствующее количество ацетона (рис 4) Плодовитость оценивалась как количество потомков успешно прошедших метаморфоз У самок линии дикого типа И угпНя, содержащихся на нормальной питательной среде, экспериментальное повышение титра ЮГ вызывает падение уровня плодовитости до нуля, но не приводит затем к ее снижению в последующие дни (рис 4) Однако, у самок линии дикого типа, которым перед голоданием апплицировали ЮГ (рис 4), число потомков заметно увеличено не только по сравнению с необработанными гормоном голодавшими самками, но и по сравнению с контрольной группой (все различия достоверны при р<0,001) В последующие 3 суток значения плодовитости для обработаных ЮГ голодавших самок не отличаются от таковых для самок, голодавших без предварительной обработки ЮГ

Рис.4. Влияние аппликации ЮГ на плодовитость самок 101 линии Л жйи в нормальных условиях и при голодании

Для проверки представления Ричарда (Richard et al, 2001) о ведущей роли 20Э в гормональном контроле репродуктивной функции самок Drosophila мы изучили влияние экспериментального увеличения титра 20Э на плодовитость самок D virilis линий дикого типа (101) и мутантной (147) в нормальных условиях и при голодании (рис 5)

Данные, показанные на рисунке 5А, демонстрируют, что в отличие от

экспериментального повышения титра ЮГ (рис 4) и пищевого стресса (рис 3), кормление самок 101 линии 20Э не вызывает прекращения откладки яиц

Повышение титра 20Э приводит у них к продолжительному снижению уровня плодовитости, начиная со дня обработки (7й день после вылета) в этот день плодовитость обработанных мух снижается по сравнению с контрольными особями (р<0,05) На 9, 10 день после вылета у самок дикого типа также наблюдается сниженный уровень плодовитости (различия достоверны при р<0,01 для обоих дней), соответствующий уровню, наблюдаемому на 9, 10 день у необработанных 20Э голодавших мух Обработка самок 101 20Э одновременно с голоданием практически не влияет на плодовитость мух в первые 2 дня эксперимента (7-8 сутки после вылета) Однако на третий день (9-е сутки после вылета) их плодовитость достоверно снижается (р<0,05) по сравнению с необработанными

Рис.5 Влияние 24-часового кошения 20Э (60 мкг 20Э на еиалу) на откладку яиц самками 101 (А) и 147 (Б) линий £> тйк в нормальных условиях и при голодании

голодающими мухами На 4 день после эксперимента (11 день после вылета) различия между всеми группами исчезают

Результаты, представленные на рисунке 5Б, указывают на то, что в целом изменения в уровне плодовитости, вызываемые экзогенным 20Э, у мутантных особей линии 147 с повышенным, по сравнению с диким типом, эндогенным уровнем 20Э (НцавсЬта е1 а1, 2000), аналогичны обнаруженным у мух дикого типа наблюдается снижение плодовитости начиная со дня обработки (7й день после вылета) продолжающееся в течение 8-10 дней после вылета Однако, плодовитость обработанных 20Э мутантных мух снижается в день обработки значительней, чем у особей линии 101 Обработка 20Э голодающих самок линии 147 сказывается на уровне их плодовитости (вызывает достоверное ее снижение (р<0,001)) на сутки позже, чем у самок дикого типа (10 сут после вылета)

Сравнение наших результатов с данными, полученными ранее в лаборатории И Ю Раушенбах (ЯаизсЬепЬасЬ ех а1, 1996, Огшиепко ег а1, 2003а), указывает на то, что механизм ответа репродуктивной системы самок £> vmlls на пищевой стресс в целом аналогичен ответу на тепловое стрессирование

Надо отметить, что обработка самок 101 и 147 линий £> \irilis экзогенным 20Э одновременно с голоданием приводит, в отличие от ЮГ-обработки, к более выраженному падению плодовитости (см рис 4, 5) вследствие голодания

Итак, увеличение титра ЮГ в нормальных условиях останавливает откладку яиц, но не снижает плодовитость самок после ее возобновления, а увеличение титра 20Э ее не останавливает, но снижает плодовитость в течение нескольких дней, а также усиливает отрицательный эффект голодания на уровень плодовитости

Взаимодействие 20-гидроксиэкдизона с ювенильным гормоном и биогенными аминами у ЛгоьорЫа.

Для того, чтобы выяснить какие изменения в метаболизме ДА и ЮГ повлечет за собой повышение титра 20Э, мы провели анализ воздейстия экзогенного 20Э на эти параметры у особей дикого типа И \irdis

Из результатов, представленных на рисунке 6, видно, что кормление 20Э вызывает существенное снижение деградации (повышение титра) ЮГ у молодых самок (различия с контролем достоверны при р<0,001 для обеих использованных доз 20Э) Причем влияние 20Э на метаболизм ЮГ носит дозозависимый характер использование более высокой концентрации 20Э при обработке мух

более резко снижает деградацию гормона (различия между группами, обработанными 30 и 60 мкг 20Э, достоверны при р<0,05). У зрелых (7-суточных, рис.7) самок, как и у молодых (3-суточных, рис. 6), повышение уровня 20Э вызывает тот же эффект - снижение деградации (повышение титра) ЮГ (различия с контролем достоверны при р<0,01).

Рис. 6. Влияние 72 часового кормления 20Э (30 или 60 мкг 20Э на виалу) на содержание ДА и деградацию ЮГ у 3-суточных самок 101 линии О. угпШ.

Рис. 7. Влияние 7-дневного кормления 20Э (60 мкг 20Э на виалу) на содержание ДА и деградацию ЮГ у 7-суточных сачок 101 линии Д \irilis

Возник вопрос, влияет ли изменение уровня 20Э непосредственно на метаболизм ЮГ или опосредовано - через систему метаболизма ДА, поскольку ранее было показано, что метаболизм ЮГ в нормальных условиях регулируется ДА: ДА ингибрует деградацию ЮГ у молодых самок и стимулирует ее у зрелых (Gruntenko et al., 2000). Данные, представленные на рисунках 6, 7, показывают резкое дозозависимое возрастание уровня ДА у молодых самок при обработке их 20Э (различия с контролем достоверны при р<0,001 для обеих использованных доз 20Э) и его снижение у половозрелых (различия достоверны при р<0,01). Заметим, что при прямом влиянии 20Э на уровень ЮГ, мы наблюдали бы обратную картину, поскольку повышение тира ЮГ повыщает уровень ДА у молодых самок дрозофилы'и снижает его у зрелых (Раушенбах и др.,2004)

Итак, 20Э регулирует in vivo метаболизм ЮГ опосредованно через систему ДА. Чтобы еще раз проверить это, мы использовали линию ecdysoneless' (ecd') D. melanogaster с рецессивной температурочувствительной мутацией, которая прерывает синтез 20Э при рестриктивной температуре (29°С) (Garen et al., 1977).

Мы измерили ЮГ-гидролизующую активность у половозрелых самок линии ecd', лишенных 20Э (при 29°С), используя в качестве контроля мух той же линии, развивавшихся при пермиссивной температуре (19°С) - т.е. синтезирующих 20Э, и у самок линии дикого типа Canton S, развивавшихся как при 19°С, так и при 29°С. Результаты представлены на рисунке 8. Видно, что перенос мух ecd' в 29°С (и, соответственно, прекращение у них синтеза 20Э) вызывает у самок значительное увеличение деградации (снижение титра) ЮГ-по сравнению с особями обеих линий, содержавшимися при 19°С и самками Canton S при 29°С (различия достоверны для всех групп при р<0,001). Отметим, что самки ecd' и CantonS при 19°С и самки CantonS при 29°С ее различаются между собой по уровню деградации ЮГ.

х >-,

! 4 s .2

4 3 о

5 С

и 2

s 1

о.

s О

пЕп

□ контроль S стресс

ecd! 9 ecd 29 CS19 CS29

g о

a«-

ecd 19 ecd 29 CS 19 CS 29

□ кот-роль S стресс

Ê®

Рис.8. Гидролиз ЮГ y 5-суточных самок линий ecd' и Canton S при пермиссивной (19°С) и рестриктивной (29°С) температурах, в нормальных условиях и под воздействием теплового стресса (38°С, Зч).

Рис.9. Содержание ДА у 5-суточных самок линий ecd1 и Canton S при пермиссивной (19°С) и рестриктивной (29РС) температурах, в нормальных условиях и при тепловом стрессе (38°С, Зч)

Данные, представленные на рисунке 9, показывают резкое возрастание уровня ДА у самок ecd', развивающихся при рестриктивной температуре (различия с особями обеих линий, содержавшимися при 19°С и самками CantonS при 29°С достоверны при р<0,001). Так же, как по уровню деградации ЮГ, самки ecd' и Canton S при 19°С и самки Canton S при 29°С не различаются между собой по содержанию ДА. Таким образом падение титра 20Э у зрелых самок дрозофилы вызывает возрастание уровня ДА, что приводит к повышению деградации (снижению титра) ЮГ.

Как и зрелые, молодые самки ecd' (рис. 10) в условиях резкого дефицита 20Э

(при 29°С) имеют достоверно (р<0,001) повышенный уровень деградации (сниженный титр) ЮГ по сравнению с особями с нормальным титром 20Э

(при 19°С). В то же время, уровень ДА у молодых самок ecd' с резко сниженным уровнем 20Э, в отличие от зрелых особей (рис. 9), снижен, что и приводит (см. выше) к повышению деградации (снижению титра) ЮГ.

Итак, полученные нами результаты подтверждают гипотезы Соллера с соавт. (Soller et al, 1999) о необходимости баланса ЮГ и 20Э для нормального протекания оогенеза и Грунтенко с соавт. (Gnintenko et al., 2003а) о том, что 20Э регулирует ранние, а ЮГ - поздние стадии оогенеза у Drosophila и, вместе с тем, не противоречат гипотезе Ричарда с соавторами (Richard et al, 1998) о том, что 20Э может играть

определяющую роль (регулируя титр ЮГ, в том числе) в этом процессе.

Роль экдистероидов в регуляции развития стресс-реакции у Drosophila

Как уже было упомянуто, неблагоприятные факторы вызывают у насекомых неспецифичную, адаптивную реакцию нервной и эндокринной систем, включающую значительные изменения в статусе систем метаболизма биогенных аминов, экдистероидов и ЮГ (обзоры: Ivanovic, 1991; Chemysh, 1991; Cymborowski 1991; Rauschenbach, 1991; Раушенбах, 1997). Однако взаимоотношения между этими компонентами остаются неясными. Остаётся открытым вопрос: существует ли компонент стресс-реакции, запускающий каскад изменений в остальных компонентах? Или эти системы отвечают на неблагоприятные условия независимо друг от друга?

В поисках пускового механизма стресс-реакции ранее в лаборатории И.Ю. Раушенбах был изучен ряд линий D. melanogaster и D. virilis с мутациями, которые резко изменяют уровень ДА и ОА, синтез белков теплового шока, метаболизм и рецепцию ЮГ (Rauschenbach et al, 1993,1995а, 1996, Раушенбах и др., 2001, Gruntenko et al, 1999, 2003b, 2004). Было обнаружено, что эти мутации не препятствуют развитию стресс-реакции, но меняют уровень ее

1Î4 16/~

X s |i S X

s , 2 3 Щ - 12 3

E о a

§ i s

2 si u

S 2 § È •8 -S

£ s P u

Cl 1 <

В 1 H 1 О 1 É ( ■4 4 S

И m 3 • H

s i и

о 0 Ol

.с „G .G G о

i о

Рис.10. Гидролиз ЮГ и содержание ДА у суточных самок ecd1 при пермиссивной (19°С) и рестриктивной (29°С) температурах.

интенсивности. В настоящей работе мы пытались выяснить роль 20Э в развитии

стресс-реакции. Если бы 20Э являлся пусковым звеном стресс-реакции, особи

линии ecd1 не должны были бы развивать эту реакцию при рестриктивной

температуре. Наши данные показывают, что этого не происходит: хотя особи

ecd' при рестриктивной температуре и имеют изменения в метаболизме ЮГ и

ДА, (рис. 9, 10), они отвечают на стресс повышением содержания ДА. и

снижением деградации ЮГ, т.е. стресс-реакция у них инициируется.

Чтобы оценить интенсивность

ответа систем метаболизма ЮГ и ДА

на тепловой стресс при дефиците

20Э, мы расчитали у 6 суточных

самок линий ecd1 и Canton S,

содержавшихся при пермиссивной и

рестриктивной температурах, стресс-

реактивность этих систем, как

процент снижения уровня деградации

ЮГ и процент увеличения

содержания ДА при тепловом стрессе

Рис.11. Стресс-реактивность систем относительно значений этих метаболизма ДА и ЮГ самок линий ecd и

CantonS при пермиссивной (1УС) и признаков в нормальных условиях

рестриктивной (29°С) температурах. (рис. 11).

Видно, что линия дикого типа (CantonS) при 19°С и при 29°С, и линия ecd1 при 19°С характеризуются сходной стресс-реактивностью как системы метаболизма ЮГ, так и системы ДА (различия между группами недостоверны). В тоже время у линии ecd' при 29°С наблюдается существенно более низкий уровень этого параметра (р<0.001 для системы ДА и р<0,05 для системы ЮГ) при сравнении с остальными группами.

Таким образом, очевидно, что 20Э не является компонентом, запускающим стресс-реакцию у Drosophila, однако его отсутствие приводит к значительным изменениям в ответе на стрессор систем метаболизма ДА и ЮГ, что свидетельствует о важной роли 20Э в развитии стресс-реакции.

Подводя итоги, мы можем заключить, что настоящее исследование: (1) показало, что 20-гидроксиэкдизон является важным, но не пусковым компонентом стресс-реакции дрозофилы;

(2) продемонстрировало, что изменения в процессе оогенеза при пищевом стрессе у дрозофилы обусловлены ответом систем метаболизма ЮГ и 20Э на действие стрессора и совпадают с происходящими при тепловом стрессе (ОгиШепко ег а1, 2003а), а следовательно, являются универсальной реакцией организма на неблагоприятное воздействие,

(3) выявило, что 20Э ответственен за снижение плодовитости самок дрозофилы при повышении его титра, а ЮГ - за остановку откладки яиц,

(4) показало, что 20Э регулирует титр ЮГ опосредованно через систему метаболизма ДА в контроле репродуктивной функции самок дрозофилы

ВЫВОДЫ

1 Показано, что температурочувствительная мутация £> melanogaster есйу&опеЫи5\ прерывающая синтез 20-гидроксиэкдизона при рестриктивной температуре, не препятствует инициации стресс-реакции, но существенно изменяет ее интенсивность Сделано заключение о том, что 20-гидроксиэкдизон является важным, но не пусковым компонентом стресс-реакции дрозофилы

2. Установлено, что механизм ответа репродуктивной системы самок дрозофилы на пищевой стресс аналогичен ответу на тепловой стресс вызывает задержку созревания ооцитов, деградацию ранних вителлогенических яйцевых камер, накопление зрелых ооцитов и прекращение откладки яиц

3. Показано, что изменения в процессе оогенеза при пищевом стрессе у дрозофилы обусловлены ответом систем метаболизма ЮГ и 20Э на действие стрессора, причем 20Э котролирует вителлогенические стадии оогенеза, а ЮГ - созревание и откладку яиц

4. Обнаружено, что в нормальных условиях повышение титра 20Э не вызывает прекращения откладки яиц, но снижает плодовитость в лечение нескольких дней, а увеличение титра ЮГ останавливает откладку яиц, не приводя к снижению уровня плодовитости

5 Установлено, что 20Э регулирует титр ЮГ у дрозофилы и делает это опосредованно через систему метаболизма ДА повышение титра 20Э увеличивает уровень ДА у молодых самок I) шЫи и снижает его у половозрелых, вызывая снижение деградации (повышение титра) ЮГ у тех и других, а резкое падение титра 20Э у £> теЫпо^азгег, напротив, снижает

уровень ДА у молодых самок и повышает у половозрелых, приводя к резкому

повышению деградации (снижению титра) ЮГ у тех и других

СПИСОК ОСНОВНЫХ ПУБЛИКАЦИЙ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1 Раушенбах И Ю , Адоньева Н В , Грунтенко Н Е, Карпова Е.К, Ченцова Н А, Фаддеева Н В Синтез и деградация ювенильного гормона у Drosophila находятся под общим контролем // Докл. РАН 2002 V. 386 Р 136-138

2 Грунтенко НЕ, Карпова Е.К, Раушенбах ИЮ Ювенильный гормон контролирует откладку яиц у Drosophila при тепловом стрессе // Докл РАН, 2003, Т 392, №2, С 283-285

3 Карпова Е.К, Ченцова Н А, Адоньева Н В, Грунтенко Н Е Взаимодействие дофамина и гонадотропных гормонов Drosophila melanogaster в нормальных условиях и при тепловом стрессе // III Международная научная конференция молодых ученых "Актуальные вопросы современной биологии и биотехнологии" Алматы Казахстан 2003 с 105

4 Adonyeva N V , Gruntenko N Е., Karpova Е.К, Faddeeva N V, Rauschenbach I Yu The effect of starvation on juvenile hormone metabolism and reproduction in Drosophila virilis // 18th European Drosophila Research Conference Goettmgen Germany 2003 P 148

5 Raushenbach IY , Gruntenko N E, Bownes M, Adomeva N V, Terashima J , Karpova E.K., Faddeeva N V, Chentsova N A The role of juvenile hormone in the control of reproductive function in Drosophila virilis under nutritional stress // J Insect Physiol 2004 V 50 P 323-330

6 Раушенбах И Ю , Грунтенко Н Е, Баунс М, Адоньева Н В , Карпова Е.К Взаимодействие ювенильного гормона и 20-гидроксиэкдизона в контроле оогенеза Drosophila в норме и при стрессе генетически детерминировано // III съезд ВОГИС Москва 2004 С 468

7 Gruntenko N.E, Bownes М , Adonyeva N V , Terashima J , Karpova Е.К, Rauschenbach I Yu Juvenile hormone in the control of reproductive function in Drosophila virilis under stress // Eighth International Conference on the Juvenile Hormones King's Beach, USA 2004 P 10

8 Раушенбах И Ю , Адоньева Н В , Грунтенко Н Е , Карпова Е.К, Фаддеева Н В Ювенильный гормон контролирует процесс откладки яиц и плодовитость Drosophila virilis при голоде // Онтогенез 2004 Т 35 №5 С 366-371

9 Gruntenko N Е, Karpova Е.К., Adonyeva N V., Chentsova N А, Faddeeva N V, Alekseev А А, Rauschenbach I Yu Juvenile hormone, 20-hydroxyccdysone and dopamine interaction in Drosophila virilis reproduction under normal and nutritional stress conditions//J Insect Physiol 2005 V 51 P

417-425

10 Раушенбах И Ю , Грунтенко Н Е, Карпова Е.К, Адоньева Н В , Алексеев А А, Володин В В 20-гидроксиэкдгоон взаимодействует с ювенильным гормоном и дофамином в контроле плодовитости Ого$орЫа \mlis // ДАН 2005 Т 400 С 847-849.

11 Карпова Е.К, Грунтенко НЕ, Раушенбах ИЮ Ген есф$оле/е.м' регулирует метаболизм ювенильного гормона и дофамина у ОгозорИйа теЬпо^ег // Генетика 2005 Т 41 №11 С 1480-1486

12 Карпова Е.К, Ченцова Н А, Грунтенко Н Е, Раушенбах И Ю Роль экдистероидов и ювенильного гормона в развитии стресс-реакции у ОгоьорЫа melanogaster // XIII Международное совещание и VI школа по эволюционной физиологии Тезисы докладов Санкт-Петербург 2006 С 100

Подписано к печати 12 03 2008 г

Формат бумага 60x90 1/16 Печ л 1 Уч-изд л 0,7

Тираж 100 экз Заказ 20

Ротапринт Института цитологии и генетики СО РАН 630090, Новосибирск, пр ак Лаврентьева, 10

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Карпова, Евгения Константиновна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Стресс-реакция как механизм адаптации.

1.1.1. Реакция теплового шока.

1.1.2. Нейрогормоналъная стресс-реакция.

1.1.3. Стресс-реакция личинок насекомых.

1.1.4. Стресс-реакция имаго насекомых.

1.2. Гонадотропины насекомых.

1.2.1. 20-гидроксиэкдизон.

1.2.1.1. Источники и природа 20Э.

1.2.1.2. Регуляция титра 20Э.

1.2.1.3. Механизм действия 20Э.

1.2.2. Ювенилъный гормон.

1.2.2.1. Структура и источники ЮГ.

1.2.2.2 Механизм действия ЮГ.

1.2.2.3. Регуляция титра ЮГ.

1.3. Биогенные амины насекомых.

1.4. Регуляция оогенеза гонадотропинами у насекомых.

1.4.1. Оогенез Drosophila.

1.4.2. Роль 20Э в размножении насекомых.

1.4.3. Роль ЮГ в размножении насекомых.

1.4.4. Взаимодействие гонадотропинов в регуляции репродуктивной функции Drosophila.

Резюме:.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Экспериментальные насекомые.

2.2. Условия стрессирования.

2.2. У. Тепловое стрессирование.

2.2.2. Стрессирование голоданием.

2.3. Биохимические методики.

2.3.1. Измерение уровня содержания дофамина.

2.3.2. Измерение гидролиза ювенилъного гормона.

2.3.3. Измерение содержания 20-гидроксиэкдизона.

2.3.4. Аппликация ювенилъного гормона.

2.3.5. Кормление 20-гидроксиэкдизоном.

2.4. Анализ плодовитости.

2.5. Приготовление препаратов яичников, окрашивание по Хечсту.

2.6. Статистическая обработка результатов.

ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1. Исследование роли ювенильного гормона в регуляции оогенеза D. virilism нормальных условиях и при голодании.

3.1.1. Влияние голодания на метаболизм ЮГ у 3-дневных самок линий 101 и 147 D. virilis.

3.1.2. Изучение динамики деградации ЮГ у самок линии дикого типа (101) D. virilis при экспериментальном повышении титра ЮГ.

3.1.3. Влияние голодания на течение оогенеза у самок линий 101 и 147 D. virilis.

3.1.4. Влияние голодания на откладку ягщ и плодовитость 3-суточных'самок линии дикого типа D. virilis.

3.1.5. Влияние голодания на плодовитость 6-суточных самок линий 101 и 147 D. virilis.

3.1.6. Влияние аппликации ЮГ на плодовитость и откладку яиц у самок линии дикого типа (101) D. virilis в норме и при 24 час голодании.

3.1.7. Влияние теплового стресса (38 С) различной продолэ/сительности на деградацию ЮГ у 6-дневных самок линий 147 и 101 D. virilis uuxFl (101 х 147) гибридов.

3.1.8. Влияние теплового стресса (38 С) различной продолжительности на плодовитость самок линий 147 и 101 D. virilis uuxFl (101 х 147) гибридов.

3.2. Исследование роли 20-гидроксиэкдизона в контроле плодовитости D. virilis в нормальных условиях и при стрессе^.

3.2.1. Влияние длительного кормления 20Э на плодовитость линии дикого типа 101 D. virilis.

3.2.2. Влияние краткосрочного кормления 20Э на плодовитость самок линии 101 D. virilis в норме и при 24 час голодовом стрессе.

3.2.3. Влияние краткосрочного кормления 20Э на плодовитость самок линии 147 D. virilis в норме и при 24 час голодовом стрессе.

3.3. ИССЛЕДОВАНИЕ РОЛИ 20-ГИДРОКСИЭКДИЗОНА В РАЗВИТИИ НЕЙРОГОРМОНАЛЬНОЙ СТРЕСС РЕАКЦИИ DROSOPHILA И ЕГО ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ С ЮВЕНИЛЬНЫМ ГОРМОНОМ И БИОГЕННЫМИ АМИНАМИ.

3.3.1. Воздействие длительного кормления 20Э на метаболизм ЮГ и содержание ДА у 3-суточных самок линии 101 D. virilis.

3.3.3. Воздействие длительного кормления 20Э на метаболизм ЮГ и содержание ДА у 7-суточных самок линии 101 D. virilis.

3.3.4. Деградация ЮГ у 5-суточных самок линий ecdysoneless' и CantonS D. melanogaster при пермиссивной и рестриктивной температурах и под воздействием теплового стресса.

3.3.5. Содержание ДА у 5-суточных самок линий ecdysoneless1 и Canton S D. melanogaster при пермиссивной и рестриктивной температурах и под воздействием теплового стресса.

3.3.6. Стресс-реактивность систем метаболизма ЮГ и ДА у самок линий ecdysoneless1 и Canton S D. melanogaster при пермиссивной и рестриктивной температурах.

3.3.7. Деградация ЮГ и содержание ДА у 1-суточных самок линий ecdysoneless1 и Canton S D. melanogaster при пермиссивной и рестриктивной температурах и под воздействием теплового стресса.

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ.

4.1. Роль экдистероидов в регуляции развития стресс-реакции у Drosophila.

4.2. Роль ювенильного гормона и 20-гидроксиэкдизона в регуляции оогенеза D. virilis в нормальных условиях и при голодании.

4.3. роль ювенильного гормона и 20-гидроксиэкдизона в регуляции плодовитости D. virilis в нормальных условиях и при голодании.

4.4. Взаимодействие 20-гидроксиэкдизона с ювенильным гормоном и биогенными аминами у Drosophila.

ВЫВОДЫ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Роль экдистероидов в развитии стресс-реакции и контроле репродуктивной функции Drosophila в неблагоприятных условиях"

Введение в проблему

Непрерывный рост социально-экологической напряженности на планете привлекает всё большее внимание исследователей к проблеме стресса. Эффективным способом защиты от неблагоприятных факторов среды является нейроэндокринная стресс-реакция, свойственная всем представителям царства животных. Она позволяет им либо адаптироваться к неблагоприятным условиям, либо свести к минимуму повреждающее воздействие стрессора, если первое невозможно (обзоры: Jancovic-Hladni, 1991; Rauschenbach, 1991; Раушенбах, 1997; Грунтенко, Раушенбах, 2004). Таким образом, изучение адаптационных механизмов, обеспечивающих стресс-устойчивость, является одной из важнейших задач современной биологии.

У насекомых, как и у млекопитающих, при стрессе изменяется уровень гонадотропинов, играющих центральную роль в контроле репродуктивной функции, и биогенных аминов, являющихся нейротрансмиттерами, нейромодуляторами и нейрогормонами, задействованными в контроле многих жизненно важных функций у представителей обоих таксонов (обзоры: Jancovic-Hladni, 1991; Cymborowski, 1991; Rauschenbach, 1991; Tilbrook et al., 2002; Torner, Neumann, 2002). В связи с высокой эволюционной консервативностью стресс-реакции, некоторые элементы которой являются общими у столь далеко отстоящих таксонов, как насекомые и млекопитающие (Neckameyer, Weinstein, 2005), изучение механизмов взаимодействия стресс-индуцируемых гормонов насекомых и их генетической компоненты может оказаться полезным для выявления подобных закономерностей у млекопитающих.

Показано, что центральными звеньями нейроэндокринной стресс-реакции имаго насекомых являются биогенные амины, ювенильный гормон (ЮГ) и экдистероиды.(ОгсЬаг(1 et al, 1981; Davenport, Evans, 1984; Hirashima et al, 1993, 2000b,c; Rauschenbach et al., 1993,1995a, Раушенбах и др., 2000a). Однако до сих пор остаётся неясным существует ли компонент стресс-реакции (триггер), запускающий каскад изменений в остальных компонентах или эти системы отвечают на неблагоприятные условия независимо друг от друга? Ранее в нашей лаборатории на роль триггера стресс-реакции были протестированы ДА и октопамин (OA), белки теплового шока, и ЮГ (Rauschenbach et al, 1993, 1995а, 1996, Раушенбах и др., 2001, Gruntenko et al., 1999, 2003b). Однако, как оказалось, ни один из этих важнейших компонентов стресс-реакции не является пусковым. В настоящей работе мы пытались прояснить роль 20-гидроксиэкдизона (20Э) в развитии стресс-реакции.

Известно, что 20Э играет чрезвычайно важную роль в развитии, размножении и других жизненно важных функциях насекомых. Совместно с ювенильным гормоном он контролирует переход от одной онтогенетической стадии к другой: при высоком титре ЮГ происходит личиночно-личиночная линька, при снижении титра ЮГ и резком повышении содержания 20Э наступает метаморфоз, а в отсутствие ЮГ осуществляется линька в имаго (обзоры: Hammock, 1985; Zdarek, 1985; Riddiford, 1994). Также являясь гонадотропином насекомых, 20Э регулирует репродуктивную функцию самок Drosophila, инициируя синтез желточных белков (ЖБ) в жировом теле после вылета имаго, поддерживая затем его на определенном уровне и контролируя поглощение ЖБ ооцитами. Однако у исследователей в этой области до сих пор не существует единого мнения о роли стероидных гормонов в регуляции репродуктивной функции насекомых (вителлогенеза, в частности). В настоящей работе предлагается рассмотреть эту проблему, а также впервые обсуждаются механизмы, посредством которых экдистероиды регулируют репродуктивную функцию в условиях стресса.

В конце 1999 года Баунс с соавторами (Bownes et al., 1999) на основании результатов экспериментов по обработке самок D. melanogaster экзогенными ЮГ и 20Э впервые выдвинули гипотезу о том, что нормальный ход репродукции насекомых, определяется балансом 20Э и ЮГ. Эта гипотеза получила подтверждение в исследовании влияния теплового стресса на оогенез D. virilis (Gruntenko et al., 2003a). Одной из задач настоящей работы является проверка этой гипотезы, а такаже выяснения вопроса о том, какие изменения в балансе гонадотропинов происходят при ином виде стресса, голодании.

Многочисленные исследования указывают на существование гормонального контроля баланса 20Э и ЮГ. Показано, что метаболизм ЮГ подвергается регуляции гормонами мозга, в частности — биогенными аминами. Так, группами исследователей в США и Японии установлено in vitro, что у разных видов насекомых ДА и OA влияют на синтез и деградацию ЮГ (Granger et al., 1996, Hirashima et al., 1999). Изучая метаболизм эндогенного ЮГ у линий Drosophila melanogaster с резко измененным уровнем ДА и OA, Грунтенко и соавторы (Gruntenko et al., 2000а) показали in vivo, что и у Drosophila биогенные амины в норме и при стрессе регулируют титр ЮГ. В опытах на Manduca sexta было показано, что повышение титра экдистероидов, 20Э в частности, в пределах физиологических концентраций приводит к стимуляции синтеза ЮГ-кислот (Watson et al., 1986; Granger et al., 1987; Whisenton et al., 1987). В своих исследованиях Ричард с соавторами (Richard et al., 1998), продемонстрировали возрастание биосинтеза экдистероидов при инкубации яичников молодых самок (в течение первых 18 часов после вылета) с ЮГБ3, что свидетельствует о ЮГ-стимуляции синтеза экдистероидов в яичниках. Однако остается открытым вопрос, каков механизм взаимодействия 20Э и ЮГ у дрозофилы, и какую роль в этом взаимодействии играют биогенные амины (ДА и OA). Прояснить эти вопросы является одной из задач данной работы.

Цель и задачи исследования:

Цель: Установить, какую роль играет 20-гидроксиэкдизон в развитии нейрогормональной стресс-реакции Drosophila и в контроле репродуктивной функции самок в условиях стресса.

Задачи:

1. Исследовать влияние мутации ecdysoneless1, нарушающей синтез 20-гидроксиэкдизона, на развитие стресс-реакции Drosophila и выяснить, является ли 20-гидроксиэкдизон запускающим звеном реакции.

2. Исследовать влияние пищевого стресса на оогенез и плодовитость линий D. virilis дикого типа и мутантной, с изменённым уровнем 20-гидроксиэкдизона и ювенильного гормона.

3. Изучить воздействие экзогенных 20-гидроксиэкдизона и ювенильного гормона на плодовитость D. virilis дикого типа в нормальных условиях и при пищевом стрессе.

4. Изучить механизм взаимодействия 20-гидроксиэкдизона и ювенильного гормона в контроле репродуктивной функции Drosophila.

Научная новизна:

Впервые проанализировано развитие стресс-реакции у самок линии ecd1, несущих рецессивную температурочувствительную мутацию ecdysoneless1 - она прерывает синтез 20Э при рестриктивной температуре.

Установлено, что отсутствие 20Э не препятствует инициации стресс-реакции, хотя значительно изменяет ее интенсивность, т.е. 20Э является важным, но не пусковым звеном стресс-реакции дрозофилы.

Впервые обнаружено, что пищевой стресс вызывает у самок дрозофилы нарушения в ходе оогенеза: деградацию части ранних вителлогенических ооцитов, задержку их созревания и накопление зрелых ооцитов. Продемонстрировано, что эти изменения являются следствием изменений в метаболизме ЮГ и 20Э в ответ на действие стрессора, причем 20Э контролирует вителлогенические стадии оогенеза, а ЮГ — созревание и откладку яиц.

Впервые in vivo показано, что у самок дрозофилы существует механизм взаиморегуляции ЮГ и 20Э, опосредованной через систему метаболизма ДА.

Впервые установлено, что экспериментальное увеличение титра 20Э или ЮГ в нормальных условиях приводит к различным изменениям в репродуктивной функции самок дрозофилы: повышение титра 20Э снижает уровень плодовитости, не останавливая откладку яиц, а увеличение титра ЮГ вызывает прекращение откладки яиц, не влияя на уровень плодовитости.

Вклад автора

Основная часть экспериментов проведена автором самостоятельно. Автор выражает искреннюю признательность сотрудникам лаборатории генетики стресса Института цитологии и генетики СО РАН Адоньевой Н.В.,

Фаддеевой Н.В., Ченцовой Н.А., Богомоловой Е.В, Сапрыкиной З.А., а также доктору Иване Газиовой, Университет Южной Богемии, Чехия, за любезно предоставленную линию ecd1. Особую благодарность автор выражает своему руководителю — к.б.н. Н.Е. Грунтенко и заведующей лабораторией д.б.н. И.Ю. Раушенбах.

Публикации

По теме диссертации опубликовано 18 работ в том числе 7 статей в российских и международных журналах.

Структура и объем работы

Заключение Диссертация по теме "Генетика", Карпова, Евгения Константиновна

ВЫВОДЫ

1. Показано, что температурочувствительная мутация D. melanogaster ecdysoneless1, прерывающая синтез 20-гидроксиэкдизона при рестриктивной температуре, не препятствует инициации стресс-реакции, но существенно изменяет ее интенсивность. Сделано заключение о том, что 20-гйдроксиэкдизон является важным, но не пусковым компонентом стресс-реакции дрозофилы.

2. Установлено, что механизм ответа репродуктивной системы самок дрозофилы на пищевой стресс аналогичен ответу на тепловой: стресс вызывает задержку созревания ооцитов, деградацию ранних вителлогенических яйцевых камер, накопление зрелых ооцитов и прекращение откладки яиц.

3. Показано, что изменения в процессе оогенеза при пищевом стрессе у дрозофилы обусловлены ответом систем метаболизма ЮГ и 20Э на действие стрессора, причем 20Э контролирует вителлогенические стадии оогенеза, а ЮГ - созревание и откладку яиц.

4. Обнаружено, что в нормальных условиях повышение титра 20Э не вызывает прекращения откладки яиц, но снижает плодовитость в течение нескольких дней, а увеличение титра ЮГ останавливает откладку яиц, не приводя к снижению уровня плодовитости.

5. Установлено, что 20Э регулирует титр ЮГ у дрозофилы и делает это опосредованно через систему метаболизма ДА: повышение титра 20Э увеличивает уровень ДА у молодых самок D. virilis и снижает его у половозрелых, вызывая снижение деградации (повышение титра) ЮГ у тех и других, а резкое падение титра 20Э у D. melanogaster, напротив, снижает уровень ДА у молодых самок и повышает у половозрелых, приводя к резкому повышению деградации (снижению титра) ЮГ у тех и других.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Карпова, Евгения Константиновна, Новосибирск

1. Грунтенко Н.Е., Хлебодарова Т.М., Анкилова И.А., Суханова М.Ж., Кайданов JI.3., Раушенбах И.Ю. Система деградации ювенильного гормона не играет роли в репродуктивной функции самцов Drosophila melanogaster // Докл. РАН. 1998а. Т. 359. С. 428-429.

2. Грунтенко Н. Е., Хлебодарова Т. М., Суханова М. Ж., Васенкова И. А., Раушенбах И. Ю. Нарушение синтеза белков теплового шока не препятствует нормальному развитию стресс-реакции у Drosophila melanogast. II Докл. РАН. 19986. Т. 362. С. 844-845.

3. Грунтенко Н.Е., Монастириоти М., Раушенбах И.Ю. Биогенные амины контролируют метаболизм ювенильного гормона у имаго Drosophila melanogaster // Докл. РАН. 2001. Т. 376. С. 427-429.

4. Кайданов JI.3., Мыльников C.B., Иовлева O.B., Галкин А.П. Направленный характер генетических изменений при длительном отборе линий Drosophila melanogaster по адаптивно важным признакам // Генетика. 1994. Т. 30. №8. С. 1085-1096.

5. Кожанова Н.И. Гормональная регуляция гаметогенеза у насекомых // Цитология. 2000. Т. 42. С. 115-126.

6. Раушенбах И.Ю., Лукашина Н.С. Стрессоподобная реакция насекомых на экстремальные воздействия // Журн. общ. биологии. 1984. Т. 45. С. 536544.

7. Раушенбах И.Ю. Нейроэндокринная регуляция развития насекомых в условиях стресса. Генетико-физиологические аспекты. Новосибирск: Наука, 1990. 165 с.

8. Раушенбах И. Ю., Серова Л. И., Тимохина И. С., Ченцова Н. А., Шумная Л. В. Изменение содержания биогенных аминов у двух линий Drosophila virilis в онтогенезе и при тепловом стрессе // Генетика. 1991. Т. 27. С. 657-666.

9. Раушенбах И.Ю. Стресс-реакция имаго насекомых: механизм и генетический контроль // В "Современные концепции эволюционной генетики". Материалы международной конференции. Новосибирск. 1997. Т. 2. С. 292-294.

10. Раушенбах И.Ю., Суханова М.Ж., Хирашима А., Суцугу Е., Куано Е. Роль системы экдистероидов в регуляции размножения Drosophila в стрессирующих условиях среды // Докл. РАН. 2000а. Т. .375. N. 4.

11. Раушенбах И.Ю., Адоньева Н.В., Грунтенко Н.Е., Карпова Е.К., Ченцова Н.А., Фаддеева Н.В. Синтез и деградация ювенильного гормона у Drosophila находятся под общим контролем // Докл. РАН. 2002. Т. 386. № 1.С. 136-138.

12. Раушенбах И.Ю., Карпова Е.К., Грунтенко Н.Е., Шумная Л.В., Фаддеева Н.В. Влияние биогенных аминов на метаболизм ювенильного гормона в норме и при тепловом стрессе у самцов Drosophila II ДАН. 2007. Т. 413. N. 1.С. 135-137.

13. Тыщенко В.П. Физиология насекомых. М.: Высшая школа, 1988. 299 с.

14. Хлебодарова Т. М., Анкилова И. А., Грунтенко Н. Е., Суханова М. Ж., Раушенбах И. Ю. Нарушения в стресс-реакции Drosophila коррелируют с изменениями в хит-шок ответе // Докл. РАН. 1998. Т. 361. С. 184-186.

15. Adams T.S. The role of juvenile hormone in house-fly ovarian follicle morphogenesis // J. Insect Physiol. 1974. V. 20. P. 263-276.

16. Adams T.S. The role of ovarian hormones in maintaining cyclical egg production in insects // Advances in Invertebrate Reproduction / Eds Clark W.H. Jr., Adams T.S. NY: Elsevier. 1980. V. 10. P. 109-125.

17. Altaratz, M., Applebaum, Sh.W., Richard, D.S., Gilbert, L.I. and Segal, D. Regulation of juvenile hormone synthethis in wild-type and apterous mutant Drosophila // Mol. Cell. Endocrinol. 1991. V. 81. P. 205-216.

18. Andres A.J., Fletcher J.C., Karim F.D., Thummel C.S. Molecular analysis of the initiation of insect metamorphosis: A comparatyive study of Drosophila ecdysteroid-regulated transcription // Dev. Biol. 1993. V. 160. P. 388-404.

19. Ashburner M.C., Chihara C., Meltzer P., Richards G. On the temporal control of puffing activity in polytene chromosomes // Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 1974. V. 38. P. 566-662.

20. Audit-Lamour C. and Busson D. Oogenesis defects in the ecd-1 mutant of Drosophila melanogaster, deficient in ecdysteroid at high temperature // J. Insect Physiol. 1981. V. 27. P. 829-837.

21. Baehr J.C., Cassier P., Caussanel C., Porcheron P. Activity of corpora allata endocrine ballance and reproduction in female Labidura riparia (Dermaptera) // Cell Tissue Res. 1982. V. 225. P. 267-282.

22. Barber R.F., Downer R.G.H., Thompson R.G.H. Perturbation of phospholipid membranes by juvenile hormone // Biochem. Biophys. Acta 1981. V. 643. P. .593-600.

23. Barnett Т., Pachl C., Gergen J.P., Wensink P.C. The isolation and characterization of Drosophila yolk protein genes // Cell. 1980. V. 21. P. 729738.

24. Bender M., Imam F.B., Talbot W.S., Ganetzky В., Hogness D.S. Drosophila ecdysone receptor mutations reveal functional differences among receptor isoforms // Cell. 1997. V. 91. P. 777-788.

25. Benford H.H., Bradley J.T. Early detection and juvenile hormone-dependence of cricket vitellogenin // J. Insect Physiol. 1986. V. 32. P. 109-116.

26. Bicker G., Menzel R. Chemical codes for the control of behaviour in arthropods //Nature. 1989. V. 337. P. 33-39.

27. Bollenbacher W.E., Goodman W., Vedeckis W.V., Gilbert L. The in vitro synthesis and secretion of a-ecdysone by the ring glands of the fly, Sacrophaga bullata II Steroids. 1976. V. 27. P. 309-324.

28. Bollenbacher W.E., Smith S.L., Wielgus J.I., Gilbert L.I. Evidence for an a-ecdysone cytochrome P-450 mixed function oxidase in insect fat body mitochondria//Nature. 1977. V. 268. P. 660-663.

29. Bollenbacher W.E., Smith S.L., Goodman W., Gilber L.I. Ecdysteroid titer during larval-pupal-adult development of tobacco hornworm, Manduca Sexta I I Gen Comp Endocr. 1981. V 44. P 302-306.

30. Borovsky D., Thomas B.R., Carlson D.A., Whisenton L.R., Fuchs M.S. Juvenile hormone and 20-hydroxyecdysone as primary and secondary stimuli of vitellogenesis in Aedes aegypti // Arch. Insect Biochem. Physiol. 1985. V. 2. P. 75-90.

31. Borst D.W., Engelmann F. In vitro secretion of a-ecdysone by prothoracic glands of a hemimetabolous insect Leucophaea maderae {Blattaria) // J. Exp. Zool. 1974. V. 189. P. 413-419.

32. Bownes M., Nothiger R. Sex determining genes and vitellogenin synthesis in Drosophila melanogaster // Mol. Gen. Genet. 1981. V. 182. P. 222-228.

33. Bownes M, Blair M., Kozma R., Dempster M. 20-hydroxyecdysone stimulates tissue specific yolk protein gene transcription in both male and female Drosophila 11J Embyol. Exp. Morphol. 1983. V. 78. P. 249-263.

34. Bownes, M. Expression of genes coding for vitellogenin (yolk protein) // Annu. Rev. Entomol. 1986. V. 31. P. 507-531.

35. Bownes M. The roles of juvenile hormone, ecdysone and the ovary in the control of Drosophila vitellogenesis // J. Insect Physiol. 1989. V. 35. P. 409413.

36. Bownes M., Ronaldson E., Mauchiline D., Martinez A. Regulation of vitellogenesis in Drosophila I I International Journal of Insect Morphology and Embryology. 1993. V. 22. P. 249-367.

37. Bownes M., Ronaldson E., Mauchiline D. 20-hydroxiecdysone, but not juvenile hormone, regulation of yolk protein gene expression can be mapped to cis-acting DNA sequences // Dev. Biol. 1996. V. 173. P. 475-489.

38. Brennan M.D., Weiner A.J., Goralski T.J., Mahowald A.P.The follicle cells are a major site of vitellogenin synthesis in Drosophila melanogaster // Dev Biol. 1982. V. 89. P. 225-236.

39. Brown C.S., Nestler C. Catecholamines and indolalkylamines // Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology / Eds Kerkut B. A., Gilbert L. I. Oxford: Pergamon Press. 1985. V. 11. P. 435-469.

40. Buszczak M., Freeman M.R., Carlson J.R., Bender M., Cooley L. and Segraves W.A. Ecdysone response genes govern egg chamber development during mid-oogenesis in Drosophila // Development 1999. V. 126. P. 45814589.

41. Candy D.J. The regulation of locust flight muscle metabolism by octopamine and other compounds // Insect Biochem. 1979. V. 8. P. 177-181.

42. Cassier P., Fain-Maurel M.A. A study of the infrastructure of the retrocerebral neurosecretory system in Locusta migratoria migratorioides (R. and F.). I. The corpora cardiaca // Z Zellforsch Mikrosk Anat. 1970. V. 111(4). P. 471-82.

43. Chen J-H, Kabbouh M., Fisher M.J., Rees H.H. Induction of an activation pathway for ecdysteroids in larvae of the cotton leafworm, Spodoptera littoralis // Biochem. J. 1994. V. 301. P. 89-95.

44. Chen T.T., Couble P., De Lucca F.L., Wyatt G.R. Juvenile hormone control of vitellogenin synthesis in Locusta migratoria 11 The Juvenile Hormones / New York. 1976. P. 505-529.

45. Chernysh S.I. Neuroendocrine system in insect stress // In Hormones and metabolism in insect stress / Eds Ivanovic J., Jankovic-Hladni M. Boca Raton: CRC Press. 1991. P. 69-98.

46. Chino H., Sakurai S., Ohtaki Т., Ikekawa N., Miyazaki H., Ishibashi M., Abuki H. Biosynthesis of a-ecdysone by prothoracic glands in vitro Ц Science. 1974. V. 183. P. 529-530.

47. Clements A.N., Boocock M.R. Ovarian development in mosquitoes: stages of growth and arrest, and follicular resorption // Physiol. Entomol. 1984. V. 9. P. 1-8.

48. Cooper R.L., Neckameyer W.S. Dopaminergic modulation of motor neuron activity and neuromuscular function in Drosophila melanogaster // Сотр. Biochem. Physiol. 1999. V. 122. P. 199-210.

49. Cusson M., Yu C.G., Karruthers K., Wyatt G.R., Tobe S.S., McNeil J. Regulation of vitellogenin production in armyworm moth, Pseudaletia unipuncta II J. Insect Physiol. 1994. V. 40. P. 129-136.

50. Cymborowski В., Bogus, M. Juvenilizing effect of cooling stress on Galleria mellonella // J. Insect Physiol. 1976. V. 22. P. 669—672.

51. Cymborowski B. Effect of cold sress on endocrine system in Galleria mellonella // Hormones and metabolism in insect stress / Eds Ivanovic J., Jankovic-Hladni M. Boca Raton: CRC Press, 1991. P. 99-114.

52. Dai J.D., Henrich V.C., Gilbert L.I. An ultrastructural analysis of the ecdysoneless (l(3)ecd"s) ring gland during the third larval instar of Drosophila melanogaster 11 Cell Tissue Res. 1991. V. 265, P. 435-445.

53. Davenport A.K., Evans P.D. Stress-induced changes in octopamine levels of insect haemolimph // Insect Biochem. 1984. V. 14. P. 135-150.

54. Davey K.G. The female reproductive tract // Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology / Eds Kerkut G.A., Gilbert L.I. Oxford: Pergamon Press. 1985. V. 1. P. 1-14.

55. Davey K.G. Hormonal controls on reproduction in female Heteroptera // Arch. Insect Biochem. Physiol. 1997. V. 35. P. 443-453.

56. Dean R.L., Bollenbacher W.E., Locke M., Smith S.L., Gilbert L.I. Haemolymph ecdysteroid levels and cellular events in the intermoult/moult sequence of Calpodes ethlius I I J. Insect Physiol. 1980. V. 26. P. 267-280.

57. Delbecque J-P., Weidner K., Hoffmann K.H. Alternative sites for ecdysteroid production in insects // Invertebr Reprod Dev 1990. V. 18. P. 29-42

58. Dhadialla T.S., Raikhel A.S. Endocrinology of mosquito vitellogenesis // Perspectives in comparative endocrinology / Eds. Davey K.G., Peter R.E., Tobe S.S. Ottawa: National Research Counsil of Canada. 1994. P. 275-281.

59. Downer R.G.H. Trehalose production in isolated fat body of the American cockroach, Periplaneta americana // Сотр. Biochem. Physiol. C.1979a. V. 62. P. 31-34.

60. Downer R.G. H. Induction of hypertrehalosemia by excitation in Periplaneta americana // J. Insect Physiol. 1979b. V. 25. P. 59-63.

61. Dumser J.B. The regulation of spermatogenesis in insect // Ann. Rev. Entomol. 1980. V. 25. P. 341-369.

62. Dumser J.B., Davey K.G. The Rhodnius testis: hormones, differentiation of the germ cells, and duration of the molting cycle // Can. J. Zool. 1975. V. 53. P. 1673-1681.

63. Edwards J.P., Cerf D.C., Staal G.B. Inhibition of ootheca production in Periplaneta americana (L.) with the anti-juvenile hormone fluoromevalonate // J. Insect Physiol. 1985. V. 31. P. 723-728.

64. Ellis R., van der Vies S. Molecular chaperones // Annu. Rev. Biochem. 1991. V. 60, P. 321-347.

65. Engelmann F. Endocrinal control of insect reproduction, a possible basis for insect control // Acta Phytopathologica Academiae Scientiarum Hungaricae. 1971. V. 6. P. 211-217.

66. Engelmann F., Mala J. The interactions between juvenile hormone (JH), lipophorin, vittelogenin, and JH esterases in two cocroach spesies // Insect Biochem. Mol. Biol. 2000. V. 30. P. 793-803.

67. Engelmann F. Ecdysteroids, juvemile hormone and vitellogenesis in the cocroach Leucophaea maderae I I J. Insect Sci. 2002. V. 2. P. 152-160.

68. Evans P. D. Biogenic amines in the insect nervous system // Adv. Insect Physiol. 1980. V. 15. P. 317-322.

69. Evans P.D. Octopamine // Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology / Eds Kerkut G.A., Gilbert L.I. Oxford: Pergamon press, 1985. V. 11. P. 499-538.

70. Evans P. D., OvShea M. An octopaminergic neurone modulates neuromuscular transmission in the locust // Nature. 1978. V. 270. P. 257-259.

71. Feder M.E., Hofmann G.E. Heat-shock proteins, molecular chaperonoes, and the stress response // Annu. Rev. Physiol. 1999. V. 61. P. 243-282.

72. Feder M., Parsell D., Lindquist S. Stress response and stress proteins // in Cell Biology of Trauma. Boca Raton. CRC Press. 1995. P. 177—191.

73. Feyereisen R, Durst F. Ecdysterone biosynthesis: a microsomal cytochrome P-450 linked ecdysone 20-monooxygenase from tissues of the African migratory locust II Eur J Biochem. 1978. V. 88. P. 37-47.

74. Fields P.E., Woodring J.P. Octopamine mobilization of lipids and carbohydrates in the house cricket, Acheta domesticus // J. Insect Physiol. 1991. V. 37. P. 193-199.

75. Freeman M.R. Dobritsa, A., Gaines, P., Segraves, W.A., Carlson, J.R. The dare gene: steroid hormone production, olfactory behavior, and neural degeneration in Drosophila // Development. 1999. V. 126. P. 4591-4602.

76. Friedel Т., Feyereisen R., Mundall E.C., Tobe S.S. The allostatic effect of 20-hydroxyecdysone on the adult viviparous cockroach, Diploptera punctata // J. Insect Physiol. 1980. V. 26. P. 695-670.

77. Gao В., Biosca J., Craig E.A., Greene L.E., Eisenberg E. Uncoating of coatel vessicles by yeast hsp70 proteins // Journal of Biological Chemistry. 1991. V. 266. P. 19565-19571.

78. Garabedian M.J., Shirras A.D. Bownes M., Wensink P.C. The nucleotide sequence of the gene coding for Drosophila melanogaster yolk protein 3 // Gene. 1987. V. 55. P. 1-8.

79. Garcia M.L.M., Mello R.P., Garcia E.S. Ecdysone, juvenile hormone and oogenesis in Rhodniusprolixus // J. Insect Physiol. 1979. V. 25. P. 695-700.

80. Garen A., Kauvar L., Lepesant J.-A. Roles of ecdysone in Drosophila development//Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1977. V. 74. P. 5099-5103.

81. Gersch M. Insect metamorphosis and the activation hormone // Amer. Zool. 1961. V. 1. P. 53-57.

82. Gerstenlauer В., Hoffmann K.H. Ecdysteroids during ovarian development and embryogenesis in the cricket, Gryllus bimaculatus (Ensifera: Gryllidae) // Eur J Entomol 1995. V. 92. P. 81-92

83. Giorgi F. In vitro induced pinocytotic activity by a juvenile hormone analogue in oocytes of Drosophila melanogaster // Cell Tissue Res. 1979. V. 203. P. 241-247.

84. Goltzene F., Lagueux M., Charlet M., Hoffmann J.A. The follicle cell epithelium of maturing ovaries of Locusta migratoria: a new biosynthetic tissue for ecdysone // Hoppe Seylers Z Physiol Chem. 1978. V. 359(10). P. 1427-34.

85. Goodman W., Gilbert L.I. The haemolymph titer of juvenile hormone binding protein and binding sites during the fourth larvae instar of Manduca sexta // Gen. Сотр. Endocrinol. 1978. V. 35. P .27-34.

86. Goodman W.G., Chang E.S. Juvenile hormone cellular and haemolymph binding proteins // Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology / Eds Kerkut G.A., Gilbert L.I. Oxford: Pergamon press. 1985. V. 7. P. 491-510.

87. Goodman W.G., Maxfield В., Park Y.C. Immunochemical similarities among the hemolymph juvenile hormone binding proteins // Experientia. 1991. V. 47. P. 945-948.

88. Granger N.A.,Whisenton L.R., Janzen W.P., Bollenbacher W.E. Interendocrine control by 20-hydroxyecdysone of the coropora allata of Manduca sexta I I Insect Biochem. 1987. V. 17. P. 949-954.

89. Granger N.A., Sturgis S.L., Ebersohl R., Geng C., Sparks T.C. Dopaminergic control of corpora allata activity in the larval tobacco hornworm, Manduca sexta II Arch. Insect Biochem. Physiol. 1996. V. 32. № 34. p. 449-466.

90. Gruntenko N. E., Wilson T. G., Monastirioti M., Rauschenbach I. Yu. Stress-reactivity and juvenile hormone degradation in Drosophila melanogaster strains having stress-related mutations // Insect Biochem. Mol. Biol. 2000a. V. 30. P. 775-783.

91. Gruntenko N.E., Khlebodarova T.M., Vasenkova I.A., Sukhanova M.Jh., Wilson T.G., Rauschenbach I.Yu. Stress-reactivity of a Drosophila melanogaster strain with impaired juvenile hormone action // J. Insect Physiol., 2000b, V. 46, P. 451-456.

92. Hagedorn H.H. Ecdysone a honadal hormone in insects // Advances in Invertebrate reproduction / Eds: Clark WH, Adams TS. Amsterdam: Elsevier/North Holland Biomedical Press. 1980. P. 97-107.

93. Hagedorn H.H. The role of ecdysteroids in redroduction // In: Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology. New York: Pergamon Press. 1985. V.8. P. .205-262.

94. Hagedorn H.H. The endocrinology of the adult female mosquito // Advances in Disease Vector Research. 1994. V. 10. P. 109-148.

95. Hammock B.D. Regulation of juvenile hormone titer: degradation // Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology / Eds Kerkut G.A., Gilbert L.I. Oxford: Pergamon Press, 1985. V. 7. P. 431-472.

96. Handler AM Ecdysteroid titers during pupal and adult development in Drosophila melanogaster // Dev Biol 1982. V. 93. P. 73-82

97. Harris J.W., Woodring J. Effects of stress, age, season, and sourse colony on levels of octopamine, dopamine and serotonin in the honey bee (Apis Mellifera L.) brain // J. Insect Physiol. 1992. V. 38. P. 29-35.

98. Harshman L.G., Loeb A.M., Johnson B.A. Ecdysteroid titers in mated and unmated Drosophila melanogaster females // J Insect Physiol. 1999. V. 45. P. 571-577

99. Henrich V.C., Tucker R.L., Maroni G., Gilbert L.I. The ecdysoneless (ecd"s) mutation disrupts ecdysteroid synthesis autonomously in the ring gland of Drosophila melanogaster // Dev. Biol. 1987. V. 120, P. 50-55.

100. Herman W.S., Baker J.F. Ecdyserone antagonism, mimicry, and synergism of juvenile hormone action on the monarch butterfly reproductive tract // J. Insect Physiol. 1976. V. 22. P. 643-648.

101. Hirashima A., Nagano Т., Eto M. Stress-induced changes in the biogenic amine levels and larval growth of Tribolium castaneum Herbst // Biosci. Biotech. Biochem. 1993. V. 57. P. 2085-2089.

102. Hirashima A., Raushenbach I. Yu., Sukhanova M. Jh. Ecdysteroids in stress responsive and nonresponsive Drosophila virilis lines under stress conditions // Biosci. Biotech. Biochem. 2000a. V. 64(12). P. 2657-2662.

103. Hirashima A., Sukhanova M. Jh., Rauschenbach I. Yu. Biogenic amines in Drosophila virilis under stress conditions. // Biosci. Biotech. Biochem. 2000b. V. 64(12). P. 2625-2630.

104. Hirashima A., Sukhanova M. Jh., Rauschenbach I. Yu. Genetic control of biogenic amines system in Drosophila under normal and stress conditions // Biochem. Genet. 2000c. V. 38(5-6). P. 167-180.

105. Hirn M., Hetru C., Lagueux M., Hoffmann J.A. Prothoracic gland activity and blood titres of ecdysone and ecdysterone during the last larval instar of Locusta migratoria L. // J. Insect Physiol. 1979. V. 25. P. 255-261.

106. Hodgetts R.B., Konopka R.J. Tyrosine and catecholamine metabolism in wild-type Drosophila melanogaster and a mutant, ebony // J. Insect Physiol. 1973. V. 19. P. 1211-1220.

107. Hodin J., Riddiford L.M. The ecdysone receptor and ultraspiracle regulate the timing and progression of ovarian metamorphosis during Drosophila metamorphosis // Dev. Genes Evol. 1998. V. 208. P. 304-317.

108. Hoffmann J.A., Koolman J., Beyler Ch. Role des glandes prothorciques dans la production d'ecdysone au cours du dernier stade larvaire de Locusta migratoria // C.R. Acad. Sci. Paris (d) 1975. V. 280. P. 733-736.

109. Hoffmann KH, Weidner K, Seidel M Sites of ecdysteroid biosynthesis in female adults of Gryllus bimaculatus (Ensifera, Gryllidae) // J Comp Physiol В 1992. V.162. P.731-739.

110. Hoffmann A.A., Parsons P.A. Extreme environmental change and evolution // Cambridge: Cambr. Univ. Press, 1997. 259 p.

111. Hung M.C., Wensink P.C. Sequence and structure conservation in yolk proteins and their genes // J. Mol. Biol. 1983. V. 164. P. 481-492.

112. Ilenchuk T.T., Davey K.G. The development of responsiveness to juvenile hormone in the follicle cells of Rhodnius prolixus // Insect Biochem. 1987. V. 17. P. 525-529.

113. Isaac P.G., Bownes M. Ovarian and fat-body vitellogenin synthesis in Drosophila melanogaster // Eur. J. Biochem. 1982. V. 23. P. 527-534.

114. Ivanovic J. P. Metabolic response to stressors // In Hormones and metabolism in insect stress. CRC Press, Boca Raton. 1991. P. 27-68.

115. Jankovic-Hladni M.I. Hormones and metabolism in insect stress (Historical survey) // Hormones and metabolism in insect stress / Eds Ivanovic J., Jankovic-Hladni M.I. Boca Raton: CRS Press. 1991. P. 5-27.

116. Johnson E., Ringo J., Dowse H. Modulation of Drosophila heart beat by neurotransmitters // J.Comp.Physiol. 1997. V. 167. P. 89-97.

117. Johnson P., Rees H.H. The mechanism of C-20 hydroxylation of a-ecdysone • in the desertr locust Schistocerca gregaria // Biochem. J. 1977. V. 168. P. 513520.

118. Jowett Т., Postlethwait J. The regulation of yolk polypeptide synthesis in Drosophila ovaries and fat body by 20-hydroxyecdysone and a juvenile hormone analog I I Dev. Biol. 1980. V. 80. P. 225-234.

119. Kappler C., Kabbouh M., Hetru C. Characterisation of three hydroxylases involved in the final steps of biosynthesis of the steroid hormone ecdysone in Locusta migratoria {Insecta, Orthoptera) // J. Steroid Biochem., 1988. V. 31. №6. P. 891-898.

120. Kawakami A., Kataoka H, Oka T, Mizoguchi A, Kimura-Kawakami M, Adachi T, Iwami M, Nagasawa H, Suzuki A, Ishizaki H. Molecular cloning of the Bombyx mori prothoracicotropic hormone // Science. 1990. V. 247. P. 13331335.

121. Kelley T.J. Endocrinology of vitellogenesis in Drosophila melanogaster. Perspectives in Comparative Endocrinology // National Research Council of Canada. 1994. P. 282-290.

122. King D.S., Bollenbacher W.E., Borst D.W., Vedeckis W.V., O'Connor J.D., Ittycheriah P.I., Gilbert, L.I. The secretion of a-ecdysone by the prothoracic glands of Manduca sexta in vitro // Proc. Nat. Acad. Sci. 1974. V. 71. P. 793796.

123. King R.C. Ovarian development in Drosophila melanogaster. New York: Academic Press, 1970. 270 p.

124. Koelle M.R., Talbot W.S., Segraves W.A., Bender M.T., Cherbas P., Hogness D.S. The Drosophila EcR gene encodes an ecdysone receptor, a new member of the steroid receptor superfamily // Cell. 1991. V. 67. P. 59-77.

125. Koeppe J.K., Fuchs M., Chen T.T., Hunt L.M., Kovalick G.E. The role of juvenile hormone in reproduction // Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology / Eds Kerkut G.A., Gilbert L.I. Oxford: Pergamon Press, 1985. V. 8. P. 165-203.

126. Koolman J., Karlson P. 1985. Regulation of ecdysteroid titer: Degradation // In: Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology. (G.A. Kerkut and L.I. Gilbert, Eds.). New York: Pergamon Press, 1985. V. 7. P. .343361.

127. Kozanek M., Jurani M., Somgyiova E. Influence of social stress of monoamine concentration in the central nervous system of the cockroach Nauphoeta cineria // Acta Ent. Bohemos. 1986. V. 83. P. 171-179.

128. Kramer K.J., Sanburg L.I., Kezdy F.J., Law J.H. The juvenile hormonebinding protein in the haemolymph of Manduca sexta // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1974. V. 71, P. 493-497.

129. Lindquist S. The heat-shock response // Annu. Rev. Biochem. 1986. V. 55 P. 1151—1191.

130. Lindquist S., Craig E.A. The heat-shock proteins // Annu Rev Genet. 1988. V.22. P.631-677.

131. Lundell M. J., Hirsh J. Temporal and spatial development of serotonin and dopamine neurons in the Drosophila CNS // Develop. Biol. 1994. V. 165. P. 385-396.

132. Maickel P., Cox R. H., Saillant J., Miller F. P. A method for the determination of serotonin and noradrenaline in discrete areas of rat brain // Int. J. Neuropharmacol. 1968. V. 7. P. 275-278.

133. Martinez Т., Hagedorn H.H. Development of responsiveness to hormones after a blood meal in the mosquito Aedes aegypti // Insect Biochem. 1987. V. 17. P. 1095-1098.

134. Mellanby K. Acclimatization and the thermal death point in insect // Nature. 1954. V. 173. P. 582—583.

135. Mercer A.R., Flanagan D. Dopamine and 5-hydroxytriptamine in the brain of the honey bee, Apis mellifera // Сотр. Biochem. Physiol. C. 1988. V. 91. P. 133-137.

136. Milde J. J., Ziegler R., Wallstein M. Adipokinetic hormone stimulates neurones in the insect central nervous system // J. Exp. Biol. 1995. V. 198. P. 1307-1311.

137. Miller A. The internal anatomy and histology of the imago of Drosophila melanogaster // In Biology of Drosophila, ed. M. Demerec. Cold Spring Harbour Laboratory Press. New York. 1994. P. 442—457.

138. Monastirioti M., Gorczyca M., Eckert M., Rapus J., White K., Budnik V. Octopamine immunoreactivity in the fruit fly Drosophila melanogaster 11 J. Сотр. Neurol. 1995. V. 356. P. 275-287.

139. Monastirioti M., Linn C.E., White K. Characterization of Drosophila Tyramine (3-hydroxylase gene and isolation of mutant flies lacking octopamine // J. Neurosci. 1996. V. 16. P. 3900-3911.

140. Monastrioti M. Biogenic amine systems in the fruit fly Drosophila melanogaster I I Microscopy Research and Technique. 1999. V. 45. P. 106.-121.

141. Nagasawa H., Isogai A., Suzuki A. Purification and properties of the prothoracotropic hormone of the silkworm Bombyx mori I I Dev. Grown Differ. 1979. V. 21.P. 29-38

142. Nappi A J., Vass E. Melanogenesis and the Generation of Cytotoxic molecules during insect cellular immune reaction // Pigment Cell Res. 1993. V. 6. P. 117-126.

143. Neckameyer W.S. Multiple roles for dopamine in Drosophila development // Dev. Biol. 1996. V. 176. P. 209-219.

144. Neckameyer W.S. Dopamine modulates female sexual receptivity in Drosophila melanogaster // J. Neurogenetics. 1998a. V. 12. № 2. P. 101-114.

145. Neckameyer W.S. Dopamine and mushroom bodies in Drosophila: experience-dependent and -independent aspects of sexual behavior // Learn Mem. 1998b. V. 5. P. 157-165.

146. Neckameyer W.S., Weinstein J.S. Stress afeects dopaminergic signalling pathways in Drosophila melanogaster I I Stress. 2005. V. 8. P. 117-131.

147. Nigg H.N., Svoboda J.A., Thompson M.J., Dutky S.R., Kaplanis J.N., Robbins W.E. Ecdysone 20-hydroxylase from the midgut of the tobacco hornworm (Manduca Sexta L.) // Experientia. 1976. V. 32. P. 438-439

148. Nishikava K., Kidokoro Y. Octopamine inhibits synaptic transmission at the larval neuromuscular junction in Drosophila melanogaster // Brain Res. 1999. V. 837. P. 67-74.

149. Oeh U., K.H. Hoffmann, M.W. Lorenz Ecdysteroid release by the prothoracic gland of Gryllus bimaculatus (Ensifera: Gryllidae) during larval-adult development // Journal of Insect Physiology. 1998. V. 10. P. 941-946.

150. Orchard I., Loughton B.G. Is octopamine a transmitter mediating hormone release in insects? // J. Neurobiol. 1981. V. 12. P. 143-153.

151. Orchard I. Octopamine in insects: Neurotransmitter, neurohormone, and neuromodulator// Can. J. Zool. 1982. V. 60. P. 659.

152. Ого A.E., McKeown M., Evans R.M. Relationship between the product of the Drosophila ultraspiracle locus and the vertebrate retinoid X receptor // Nature. 1990. V. 347. P. 298-301.

153. Pannabecker Т., Orchard I. Octopamine and cyclic AMP mediate release of adipokinetic hormone I and II from isolated locust neuroendocrine tissue // Mol. Cell. Endocrinol. 1986. V. 48. P. 153.

154. Passier P. C., Vullings H. G., Diederen J. H., Van der Horst D. J. Modulatory effects of biogenic amines on adipokinetic hormone secretion from locust corpora cardiaca in vitro I I Gen. Сотр. Endocrinol. 1995. V. 97. P. 231238.

155. Pastor D., Piulachs M.D., Cassier P., Andre M., Belles X. In vivo and in vitro study of the action of dopamine on oocyte growth and juvenile hormone production in Blattella germanica // C. R Acad. Sci. III. 1991. V. 313. P. 207212.

156. Pendleton R.G., Robinson N., Roychowdhury R., Rasheed A., Hillman R. Reproduction and development in Drosophila are dependent upon catecholamines // Life Sciences. 1996. V. 59 (24). P. 2083-2091.

157. Postlethwait J., Handler A., Gray P. A genetic approach to the study of juvenile hormone control of vitellogenesis in Drosophila melanogaster 11 The juvenile hormones / Ed Gilbert L. New York: Plenum Press, 1976. P. 449-469.

158. Postlethwait J.H., Jones G.J. Endocrine controle of larval fat body histolisis in normal and mutant D. melanogaster // J. Exp. Zool. 1978. V. 203. P. .207214.

159. Postlethwait J.H., Handler A.M. The roles of juvenile hormone and 20-hydroxyecdysone during vitellogenesis in isolated abdomens of Drosophila melanogaster II J. Insect Physiol. 1979. V. 25. P. 455-460.

160. Postlethwait J.H., Parker J. Regulation of vitellogenesis in Drosophila // Molecular biology of invertebrate development / Eds O'Connor J. D., Alan R. New York: Liss Inc., 1987. P. 29-42.

161. Raikhel A.S., Lea A.O. Control of follicular epithelium development and vitelline envelope formation in the mosquito — role og juvenile-hormone and 20-hydroxyecdysone // Tissue Cell 1991. V. 23. P. .577-591.

162. Rauschenbach I.Yu., Lukashina N. S., Korochkin L. I. Genetic of esterases in Drosophila. VIII. The gene controlling the activity of JH-esterase in D. virilis // Biochem. Genet. 1984. V. 22. P. 65-80.

163. Rauschenbach, I.Y., Lukashina, N.S., Maksimovsky, L.F., Korochkin, L.I. Stress-like reaction of Drosophila to adverse environmental factors // Journal of Comparative Physiology. 1987. V. 157. P. 519-531.

164. Rauschenbach I.Yu.Changes in ecdisteroid and juvenile hormone under heat stress // In Hormones and metabolism in insect stress. (Eds Ivanovic J. and Jankovic-Hladni M.) Boca Raton: CRS Press, 1991. P. 115-148.

165. Rauschenbach I.Yu., Lukashina N.S., Khlebodarova T.M., Korochkin L.I. Role of juvenile hormone esterase in Diptera (Drosophila virilis) metamorphosis // J. Insect Physiol. 1991. V. 37. P. 541-548.

166. Rauschenbach I.Yu., Serova L.I., Timochina I.S., Chentsova N.A., Schumnaja L.V. Analysis of differences in dopamine content between two lines of Drosophila virilis in response to heat stress // J. Insect Physiol. 1993. V. 39. №9. P. 761-767.

167. Redfern C.P.F., Bownes M. Pleiotropic effects of the 'ecdysoneless-1' mutation of Drosophila melanogaster // Mol. Gen. Genet. 1983. V. 189. P. 432440.

168. Rees H.H. Biosynthesis of ecdysone // In: Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology. New York: Pergamon Press. 1985. V. 7. P. 249-294.

169. Rees H.H. Ecdysteroid biosynthesis and activation in relation to function // Eur. J. Entomol. 1995. V. 92. P. 9-39.

170. Renucci M., Strambi C., Strambi A., Augier R., Charpin P. Ovaries and regulation of juvenile hormone titer in Acheta domesticus L. (Ortoptera) // Gen. Сотр. Endocrinol. 1990. V. 78. P. 137-149.

171. Richard D.S., Applebaum S.W., Gilbert L.I. Allatostatic regulation of juvenile hormone production in vitro by the ring gland of Drosophila melanogaster // Mol. Cell. Endocrinol. 1990. V. 68. P. 153-161.

172. Richard D.S., Watkins N.L., Serafin R.B., Gilbert L.I. Ecdysteroids regulate yolk protein uptake by Drosophia melanogaster oocytes // J. Insect Physiol. 1998. V. 44. P. 637-644.

173. Richards G. The radioimmune assay of ecdysteroid titres in Drosophila melanogaster II Mol Cell Endocr. 1981. V. 21. P. 181-197.

174. Richards G. The ecdysone regulatory cascades in Drosophila // Adv. Dev. Biol. 1997. V. 5. P. 81-135.

175. Riddiford L. Cellular and molecular actions of juvenile hormone 1. General considerations and premetamorphic actions // Adv. Insect Physiol. 1994. V. 24. P. 213-274.

176. Robbins W.E., Kaplanis J.N., Thompson M.J., Shortino T.J., Cohen C.F., Joyner S.C. Ecdysones and analogs: effects on development and reproduction of insects // Science. 1968. V. 161. P. 1158-1159.

177. Roberts P.E., Jefferies L.S. Grasshopper as a model system for the analysisof juvenile hormone delivery to chromatine acceptor sites // Arch. Insect Biochem. Physiol. 1986. Suppl. 1. P. 7-23.

178. Romer F, Emmerich H, Nowock J. Biosynthesis of ecdysones in isolated prothoracic glands and oenocytes of Tenebrio molitor in vitro // J Insect Physiol. 1974. V. 20. P. 1975-1987.

179. Russel S., Ashburner M. Ecdysone-regulated chromosome puffing in Drosophila melanogaster // Metamorphosis: postembryonic reprogramming of gene expression in amphibian and insect cells / Ed. Gilbert L.I. Academic Press, 1996. P. 109-173.

180. Samaranskaya M. Possible involement of adipokinetic hormone in the locust Shistocerca gregaria. // J. Exp. Biol. 1976. V. 65. P. 415-425.

181. Satyanarayana K., Bradfield J.Y., Bhaskaran G., Dahm K.H. Stimulation of vitellogenin production by methoprene in prepupae and pupae of Manduca sexta // Arch. Insect Biochem. Physiol. 1994. V. 25. P. .21-37.

182. Schooley D.A., Baker F.C. Juvenile hormone biosynthesis // Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology / Eds Kerkut G.A., Gilbert L.I. Oxford: Pergamon Press, 1985. V. 7. P. .363-389.

183. Schubiger M., Wade A.A., Carney G.E., Truman J.W., Bender M. Drosophila EcR-B ecdysone receptor isoforms are required for larval molting and for neuron remodeling during metamorphosis // Development. 1998. V. 125. P. 2053-2062.

184. Segraves W. Ecdysone response in Drosophila // Hormones and growth factors in development and neoplasia / Eds. Dickson R.B., Salomon D.S. Wiley-Liss. 1998. P. 45-78.

185. Selye H. The evolution of stress concept // Amer.Scient. 1973. V. 61. P. 692699.

186. Smagghe G., Degheele D. Action of the nonsteroidal ecdysteroid mimic RH 5849 on larval development and adult reproduction of insects of different orders // Invertebr. Reprod. Dev. 1994. V. 25. P. 227-236.

187. Smith S.L., Bollenbacher W.E., Cooper D.Y.Schleyer H., Wielgus J.J., Gilbert 1.1. Ecdysone 20-monooxygenase: characterization of an insect cytochrome P-450 dependent steroid hydroxylase // Mol. Cell. Endocrinol. 1979. V. 15. P. 111-133.

188. Smith S.L. Ecdysone 20-monooxygenase activity in adult female Aedes aegypti II Ohio J Sci. 1983. V. 83. P. 68-69

189. Smith S.L. Regulation of ecdysteroid titer: synthesis // In: Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology. New York: Pergamon Press, 1985. V. 7. P. 295-342.

190. Soller M., Bownes M., Kubli E. Control of oocyte maturation in sexually mature Drosophila females // Dev. Biol. 1999. V. 208. P. 337-351.

191. Spielman A., Gwards R.W., Anderson W.A. Ecdysone-initiated ovarian development in mosquitoes // J. Insect Physiol. 1971. V. 17. P. 1807-1814.

192. Spradling, A.C. Developmental genetics of oogenesis // In The development of Drosophila melanogaster (Bate M., and Arias, A.M., eds). Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor. New York. 1993. P. 1-70

193. Stay B. A review of the role of neurosecretion in the control of juvenile hormone synthesis: a tribute to Berta Scharrer // Insect Biochem. Mol. Biol. 2000. V. 30. P. 653-662.

194. Sukhanova M.Jh., Shumnaya L.V., Grenback L.G., Gruntenko N.E., Khlebodarova T.M., Rauschenbach, I.Y. Tyrosine decarboxylase and dopa decarboxylase in Drosophila virilis under heat stress // Biochem. Genet. 1997. V. 35. P. 91.-ЮЗ.

195. Sun X., Song Q., Barrett B. Effect of Ecdysone agonists on vitellogenesis and the expression of EcR and USP in codling moth (Cydia pomonella) // Arch. Insect Biochem. Physiol. 2003. V. 52. P. 115-129.

196. Svoboda J.A., Kaplanis J.N., Robbins W.E., Thompson M.J. Recent development in insect steroid metabolism // Ann. Rev. Entomol. 1975. V. 20. P. 205-220.

197. Talbot W.S., Swyryd E.A., Hogness D.S. Drosophila tissues with different metamorphic responses to ecdysone express different ecdysone receptor isoforms // Cell. 1993. V. 73. P. 1323-1337.

198. Thomas H.E., Stunnenberg H.G., Stewart A.F. Heterodimerization of the Drosophila ecdysone receptor with retinoid X receptor and ultraspiracle // Nature. 1993. V. 362. P. 471-475.

199. Thummel C.S. Flies on steroids Drosophila metamorphosis and the mechanisms of steroid hormone action // Trends. Genet. 1996. V. 12. P. 306310.

200. Tilbrook A.J., Turner A.I., Clarke I.J. Stress and reproduction: central mechanisms and sex differences in non-rodent species // Stress. 2002. V. 5. P. 83-100.

201. Tillman J.A., Seybold S.J, Jurenka R.A., Blomquist J. Insect pheromones -an overview of biosynthesis and endocrine regulation // Ins. Biochem. Mol. Biol. 1999. V. 29. P. 481-514.

202. Tobe S.S., Stay В. Modulation of juvenile hormone synthesis by an analogue in the cockroach // Nature. 1979. V. 281. P. 481-482.

203. Tobe S.S., Stay B. Structure and regulation of the corpus allatum // Adv. Insect. Physiol. 1985. V. 18. P. 305-432.

204. Torner L., Neumann I.D. The brain prolactin system: involvement in stress response adaptations in lactation // Stress. 2002. V. 5. P. 249-257.

205. Trowell S.C. High affinity juvenile hormone carrier proteins in the hemolymph of insects // Сотр. Biochem. Physiol. B. 1992. V. 103. P. 795-808.

206. Tsuchida K., Nagata M., Suzuki A. Hormonal control of ovarian development in the silkworm, Bombyx mori I I Arch. Insect Biochem. Physiol. 1987. V. 5. P. 167-177.

207. Wagener-Hulme C., Kuehn J.C., Schulz D.J., Robinson G.E. Biogenic amines and division of labor in honey bee colonies // J.Comp.Physiol. 1999. V. 184. P. 471-479.

208. Wainwright G., Prescott M.C., Lomas L.O., Webster S.G., Rees H.H. Development of a new high-performance liquid chromatography-mass spectrometric method for the analysis of ecdysteroids in biological extracts //

209. Arch. Insect Biochem. Physiol. 1997. V.35. P. 21-31.

210. Wang Z., Davey K.G. The role of juvenile hormone in vitellogenin production in Rhodniusprolixus // J. Ins. Physiol. 1993. V. 39. P. 471-476.

211. Warren J.T., Wismar J., Subrahmanyam B. and Gilbert L.I. Woe (without children) gene control of ecdysone biosynthesis in Drosophila melanogaster // Mol. Cell Endocrinol. 2001. V. 181. P. 1-14.

212. Watson R.D., Whisenton L.R., Bollenbacher W.E., Granger N.A. Interendocrine regulation of the corpora allata and prothoracic glands of Manduca sexta // Insect Biochem. 1986. V. 6. P. 149-158.

213. Weaver R.J., Edwards J.P. The role of the corpora allata and associated nerves in the regulation of ovarian cycles in the oviparous cockroach Periplaneta americana // J. Insect Physiol. 1990. V. 36. P. 51-59.

214. Webb T.J., Powls R., Rees H.H. Enzymes of ecdysteroid transformation and inactivation in the midgut of the cotton leafworm, Spodoptera littoralis // Properties and developmental profiles. Biochem. J. 1995. V. 312. P. 561-568.

215. Weirich G.F., Thompson M.J., Svoboda J.A. Ecdysone oxidase and 3-oxoecdyseroid reductases in Manduca Sexta midgut: kinetic parameters // Arch. Insect. Biochem. Physiol. 1989. V. 23. P. 199-211.

216. Weirich G.F., Bell R.A. Ecdysone 20-hydroxylation and 3-Epimerization in Larvae of the Gypsy Moth, Lymantria dispar L. // Tissue distribution and developmental changes. 1997. V. 43. P. 643-649

217. Whisenton L.R., Granger N.A., Bollenbacher W.E. Regulation of juvenile hormone biosynthesis by 20-hydroxyecdysone during the fourth larval instar of the tobacco hornworm, Manduca sexta // Gen. Сотр. Endocrionol. 1987. V. 66. P. 62-70.

218. Whitmore D., Gilbert L.I. Haemolymph lipoprotein transport of juvenilehormone // J. Insect Physiol. 1972. V. 11. P. 201-210. «

219. Wismar J., Habtemichael N., Warren J.T., Dai J.D., Gilbert L.I., Gateff E. The mutation without children (wocrgl) causes ecdysteroid deficiency in third-instar larvae of Drosophila melanogaster I I Dev. Biol., 2000. V. 226. P. 1-17.

220. Woodring J.P., Meier O.W., Rose R. Effect of development, photoperiod, and stress on octopamine levels in the house cricket, Acheta demosticus // J. Insect Physiol., 1988. V. 34, P. 759-765.

221. Woodring J. P., McBride L. A., Fields P. The role of octopamine in handling and exercise-induces hyperglycaemia and hyperlipaemia in Acheta domesticus // J. Insect Physiol. 1989. V. 41. P. 613-617.

222. Woodring J., Hoffmann K.H. The effects of octopamine, dopamine and serotonin on juvenile hormone synthesis, in vitro, in the cricket, Gryllus bimaculatus II J. Insect Physiol. 1994. V. 40. P. 797-802.

223. Wright J.E., Kaplanis J.N. Ecdysone and ecdysone-analogues: effects on fecundity of the stable fly, Stomoxys calcitrans 11 Annals of the Entomological Society of America. 1970. V.63. P.622-623.

224. Wright T.R.F. Genetic of biogenic amines metabolism, sclerotisation and melanisation in Drosophila melanogaste. // Advances of Genetics. 1987. V. 24. P. 127-221.

225. Wyatt J.R., Davey K.J. Cellular and molecular actions of juvenile hormone II. Roles of juvenile hormone in adult insects // Adv. Insect. Physiol. 1996. V.26. P.1-155.

226. Yagi S., Kuramochi K. The role of juvenile hormone in larval duration and spermiogenesis in relation to phase variation in the tobacco cutworm, Spodoptera litura (Lepidoptera: Pyralidae) // Appl. Entomol. Zool. 1976. V. 11. P. 133-138.1. С9 ^

227. Yamamoto К., Chadarevian A./~PeUegrini М. Juvenile hormone action mediated in male accessory glands of Drosophila by calcium and kinase С // Science. 1988. V. 239. P. 916-919.

228. Yao Т., Forman B.M., Jiang Z., Cherbas L., Chen J.D., McKeown M., Cherbas P., Evans R.M. Functional ecdysone receptor is the product of EcR and ultraspiracle genes // Nature. 1993. V.366. P.476-479.

229. Yellman С., Tao H., He В., Hirsh J. Conserved and sexually dimorphic behavioral responses to biogenic amines in decapitated Drosophila 11 Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 4131-4136.

230. Zdarek J. Regulation of pupariation in flies // Comprehensive insect physiology, biochemistry and pharmacology / Eds Kerkut G.A., Gilbert L.I. Oxford: Pergamon Press, 1985. V. 8. P. 301-335.

231. Zornik E., Paisley K., Nichols R. Neural transmitters and a peptide modulate Drosophila heart rate // Peptides. 1999. V. 20. P. 45-51.

Информация о работе

Карпова, Евгения Константиновна
кандидата биологических наук
Новосибирск, 2008
ВАК 03.00.15

Диссертация

Роль экдистероидов в развитии стресс-реакции и контроле репродуктивной функции Drosophila в неблагоприятных условиях - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы