Роль CART и AGRP в модуляции функциональной активности дофаминергических нейронов мозга

Романова, Ирина Владимировна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Роль CART и AGRP в модуляции функциональной активности дофаминергических нейронов мозга
ВАК РФ 03.03.01, Физиология

Автореферат диссертации по теме "Роль CART и AGRP в модуляции функциональной активности дофаминергических нейронов мозга"

На правах рукописи

005056736 ^ с

Романова Ирина Владимировна

РОЛЬ CART И AGRP В МОДУЛЯЦИИ ФУНКЦИОНАЛЬНОЙ АКТИВНОСТИ ДОФАМИНЕРГИЧЕСКИХ НЕЙРОНОВ МОЗГА

03.03.01 — Физиология

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук

Санкт-Петербург 2012

6 ДЕК 2012

005056736

Работа выполнена в лаборатории сравнительной сомнологии и нейроэндокринологии Федерального государственного бюджетного учреждения науки Институте эволюционной физиологии и биохимии им. И.М. Сеченова Российской академии наук

Научный консультант - доктор медицинских наук Оганесян Генрих Амазаспович

Официальные оппоненты:

Отеллин Владимир Александрович - член-корреспондент РАМН, доктор медицинских наук, заслуженный деятель науки, профессор (Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт физиологии им. И.П. Павлова РАН, заведующий лабораторией онтогенеза нервной системы)

Краснощекова Елена Ивановна - доктор биологических наук, доцент (Федеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего профессионального образования Санкт-Петербургский государственный университет, профессор кафедры цитологии и гистологии, заведующая лабораторией функциональной нейроморфологии)

Журавин Игорь Александрович - доктор биологических наук (Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт эволюционной физиологии и биохимии им. И.М. Сеченова РАН, заведующий лабораторией сравнительной физиологии и патологии центральной нервной системы)

Ведущая организация: Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт цитологии и генетики Сибирского отделения

Защита диссертации состоится «11 » декабря 2012 года в 11 часов на заседании диссертационного совета (Д.002.127.01) при Федеральном государственном бюджетном учреждении науки Институте эволюционной физиологии и биохимии им. И.М. Сеченова Российской академии наук по адресу: 194223, г. Санкт-Петербург, пр. Мориса Тореза, 44.

С диссертацией и авторефератом можно ознакомиться в библиотеке Института эволюционной физиологии и биохимии им. И.М. Сеченова РАН (194223, г. Санкт-Петербург, пр. Мориса Тореза, 44), а также с авторефератом - на сайте ВАК.

РАН.

Автореферат разослан «_»

2012 г.

Ученый секретарь диссертационного совета доктор биологических наук, профессор

М.Н. Маслова

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы

Одной из актуальных проблем физиологии и медицины является изучение механизмов взаимосвязи пищевого поведения и цикла бодрствование-сон у человека и животных. С древнейших времен обращалось внимание на связь межу этими функциями организма, на чем во многом основывались и основываются гигиена питания и гигиена сна. Несмотря на то, что в исследованиях взаимосвязи пищевого поведения и сна достигнуты определенные успехи (Koban, et al., 2006, 2008), центральные механизмы взаимосвязи этих функций организма до сих пор остаются во многом не выясненными.

Открытие в мозге новых пептидов, участвующих в регуляции пищевого поведения и локализованных в дофаминергических структурах или областях дофаминергической иннервации, ставит вопрос о выяснении их роли в регуляции различных функций организма, в том числе пищевого поведения и цикла бодрствование-сон.

нейронов, локализованы нейроны других эргичностей, в частности, и дофаминергические нейроны. В нейросекреторных центрах паравентрикулярном и супраоптическом ядрах гипоталамуса, которые получают мощную дофаминергическую иннервацию (Buijs, et al., 1984; Wagner, et al., 1995; Cheung, et al., 1998; Угрюмов, 1999), выявлена экспрессия CART и обильная иннервация AGRP (Koylu, et al., 1997; 1998; Broberger, et al., 1998; Haskell-Luevano, et al., 1999). Данные о локализации CART и AGRP являются предпосылкой для изучения функциональных связей этих пептидов с дофаминергическими нейронами как элементов функционального модуля, обеспечивающих координирование работы дофаминергической системы мозга в норме и при патологиях.

Функциональная активность CART- и AGRPeprH4ecKHX нейронов аркуатного ядра гипоталамуса контролируется различными метаболическими факторами, поступающих из крови. На них выявлены рецепторы к лептину, инсулину, грелину и др. (Stanley, et al., 2001; Schwartz, Mortin, 2002; Charbonneau, et al., 2004). В связи с этим нейроны аркуатного ядра гипоталамуса могут выполнять роль функционального посредника между периферическими тканями и дофаминергическими нейронами мозга в частности.

Цель настоящей работы: исследовать морфофункциональные взаимодействия CART и AGRP с дофаминергическими нейронами мозга.

Задачи:

1) Оценить характер распространения CART и AGRP в дофаминергических структурах мозга.

2) Оценить морфофункциональное состояние CART- и AGRPeprmecKHx нейронов на фоне изменений функциональной активности дофаминергических нейронов.

3) Оценить функциональную активность дофаминергических нейронов мозга на фоне воздействия CART и AGRP.

4) Оценить функциональную активность CARTepra4ecKHX нейронов при нарушениях интегративных взаимодействий в стриатонигральных проекциях и баланса AGRP в мозге.

5) Проследить становление структурных и функциональных взаимосвязей CART- и AGRPepmnecKHX нейронов в связи с развитием дофаминергических нейронов в пренатальном и постнатальном развитии.

Научная новизна

тирозингидроксилазы, ключевого фермента синтеза дофамина, в различных формах поведения изменяется однонаправленно с уровнем иммунореактивности CART-пептида и противоположно с уровнем AGRP, что демонстрирует роль CART-пептида и AGRP как функциональных антагонистов.

Впервые показано, что на фоне 6-часовой депривации сна уменьшение активности тирозингидроксилазы в дофаминергических нейронах сопровождается уменьшением уровня CART-пептида и увеличением уровня AGRP. В стриатуме на фоне уменьшения активности тирозингидроксилазы выявлено увеличение иммунореактивности Д1 рецепторов, а в крупноклеточных ядрах гипоталамуса - уменьшение, что, очевидно, обусловлено различными функциями дофамина в этих системах и направлено на обеспечение телэнцефало-диэнцефального взаимодействия при изменении функциональных состояний организма. На фоне постдепривационного сна в стриатуме и в гипоталамусе выявлено восстановление уровня тирозингидроксилазы и увеличение иммунореактивности Д2 рецепторов дофамина, что свидетельствует об их участии в развитии синхронизированной активности мозга, сопровождающей медленноволновый сон.

Полученные данные демонстрируют участие одних и тех же нейрохимических механизмов (CART и AGRP) в регуляции функций организма, связанных с работой дофаминергической системы мозга (в частности, пищевое поведение, стресс, сон), что объясняет многофакторный характер нарушений при дисфункции какой-либо из этих систем.

Показано, что структурные взаимосвязи между CART- и дофаминергическими нейронами формируются в ходе пренатального развития организма, тогда как созревание АОЯРергической системы и установление ее взаимосвязей с дофаминергической системой происходит в раннем постнатальном периоде развития.

Впервые показано, что формирование механизма влияния CART-пептида на дофаминергические нейроны среднего мозга наблюдается у представителей низших tetrapoda (амфибии, рептилии). Активация CART-пептида в стриатонигральных проекциях на фоне гибели дофаминергических нейронов черной субстанции может носить компенсаторный характер.

Положения, выносимые на защиту:

1. CART- и АСКРергические системы оказывают модулирующее разнонаправленное действие на дофаминергические нейроны мозга млекопитающих.

2. Доминирующим компонентом в функциональном взаимодействии CART- и AGRP- с дофаминергической системой является более поздно созревающая АСЯРсргическая система.

3. Формирование взаимосвязей нейронов, вырабатывающих CART и дофамин, происходит в пренатальном периоде, когда формируются функциональные системы организма.

4. Формирование взаимосвязей нейронов, вырабатывающих AGRP и дофамин, происходит в постнатальном периоде, когда происходят процессы дифференцировки функциональных систем организма, включая фазы и стадии цикла бодрствование-сон.

5. Активация CARTeprn4ecKHX нейронов при нарушении интегративных взаимосвязей в нигростриатной системе носит компенсаторный характер.

Теоретическая и практическая значимость

Исследование имеет фундаментальное значение для понимания нейрохимических механизмов взаимосвязи пищевого поведения с циклом бодрствование-сон. Полученные данные демонстрируют существование общих нейрохимических механизмов регуляции различных форм поведения организма (как, например, двигательная активность -пищевое поведение-цикл бодрствование-сон), что объясняет возникновение многофакторных нарушений в этих системах при патологиях.

Полученные результаты демонстрируют роль пептидергических факторов в функционировании дофаминергической системы в норме и при патологии и могут быть использованы для разработки новых методов диагностики дисфункций дофаминергической системы, а также фармацевтических стратегий при их лечении.

Полученные результаты важны для понимания нейробиологических основ метаболической хирургии: уменьшение аппетита и потребления пищи после уменьшения объема желудка связано с изменением баланса орексигенных и анорексигенных пептидов в аркуатном ядре гипоталамуса. В работе показано, что сроки развития

канцер-анорексии зависят от нутритивных факторов и функциональной активности нейронов аркуатного ядра гипоталамуса.

Полученные данные могут быть использованы в курсах лекций и практических занятий для студентов биологических и медицинских факультетов университетов и медицинских институтов.

Апробация работы

Результаты исследования были представлены и обсуждены на Конгрессе ACS (Chicago, Illinois, USA, 2003), на международной конференции «Brain control of feeding behavior» (Stockholm, Sweden, 2004), на XX и XXI съездах физиологического общества им. И.П. Павлова (Москва, 2007; Калуга, 2010), на VII международном конгрессе «Neurohypophyseal hormones» (Regensburg, Germany, 2007), на конференции с международным участием "Нейрохимические механизмы формирования адаптивных и патологических состояний мозга" (Санкт-Петербург-Колтуши, 2008), на VI Всероссийской конференции с международным участием "Механизмы функционирования висцеральных систем", посвященной 50-летию открытия A.M. Уголевым мембранного пищеварения (Санкт-Петербург, 2008), на конференции "Механизмы нервных и нейроэндокринных регуляций", посвященной 90-летию со дня рождения академика Т.М. Турпаева (Москва, 2008), на II Съезде физиологов СНГ (Кишинев, Молдова, 2008), на VI, VII Всероссийских конференциях с международным участием "Актуальные проблемы сомнологии " (Санкт-Петербург, 2008; Москва 2010), на BSA annual meeting (Edinburg, UK, 2009), на VII Всероссийской конференции с международным участием "Механизмы функционирования висцеральных систем " (Санкт-Петербург, Россия, 2009), на VII и VIII Всероссийских конференциях «Нейроэндокринология» (Санкт-Петербург, 2005, 2010), на 14-й и 15-й международных конференциях "Stress and Behavior" (Санкт-Петербург, 2010, 2011), на Всероссийской конференции с международным участием «Механизмы регуляции физиологических систем организма в процессе адаптации к условиям среды» (Санкт-Петербург, 2010), на XIV Международном совещании и VII школе по эволюционной физиологии (Санкт-Петербург, 2011), на 10-м Симпозиуме «Catecholamines and other neurotransmitters in stress» (Smolenice Castle, Slovakia, 2011), на III съезде физиологов СНГ (Ялта, Украина, 2011).

Финансовая поддержка работы. Работа выполнена при финансовой поддержке Российской академии наук, Российского фонда фундаментальных исследований №№ 07-04-01258, 10-04-00624, 12-0401543, грантов ОБН и ОФФМ РАН.

Личный вклад автора. Результаты работы получены лично автором, под его руководством и при его непосредственном участии в проведении экспериментов. Имена соавторов указаны в соответствующих публикациях.

Публикации. По теме диссертации опубликовано 45 работ, 19 из которых - статьи в рецензируемых журналах, 26 - тезисы и статьи в других печатных изданиях.

Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, результатов исследования и их обсуждения, выводов и списка

литературы, включающего _отечественных и _зарубежных

источников. Работа изложена на _ страницах машинописного

текста, иллюстрирована таблицей и 113 рисунками.

ОСНОВНОЕ СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ Экспериментальные животные

В работе представлены результаты исследований, которые проведены на крысах, на мышах линии C57BL/6J нормального генотипа а/а и Ay/a (Agouti yellow), который характеризуется доминантной (спонтанной) мутацией гена агути и развитием ожирения. Также проведены исследования на болотных черепахах (Emys Orbicularis) и травяных лягушках (Rana temporaria).

Были использованы следующие экспериментальные модели:

Модели in vitro

Животных декапитировали, немедленно извлекали мозг и в стерильных условиях вырезали необходимую область мозга. Сначала проводили преинкубацию срезов в течение 30 минут, а затем инкубацию в питательной среде (DMEM с 50 мкг/мл пенициллина, 100 мкг/мл стрептомицина, 20% инактивированной нормальной сыворотки крови лошади) в инкубаторе, поддерживающем температуру 37° С и концентрацию газов Ог 95% и СОг 5%.

Инкубация нигроаккумбальных переживающих срезов мозга крысы в среде с блокатором синтеза дофамина альфа-метил-паратирозином (аМПТ).

У самцов крыс линии Вистар массой 180-200 г горизонтально был вырезан участок мозга таким образом, что в нем содержалась substantia

nigra и nucleus accumbens, а так же были сохранены структурные связи между ними. Контрольные эксплантаты (п=5) помещали в питательную среду с добавлением 200 мкл дистллированной воды, а опытные (п=5) -в среду со 100 мкМ аМПТ. Инкубацию проводили в течение 4 ч.

Инкубация переживающих срезов substantia nigra крысы в среде с CART-пептидом

Фронтальные срезы мозга самцов крыс линии Вистар (180-200 г) толщиной 300-400 мкм (п=10) из области substantia nigra инкубировали 1 ч в питательной среде с добавлением 100 нМ CART-пептида (CART 55-102, Phoenix Pharmaceuticals Inc., USA, специфичный для крысы), разведенного на фосфатно-солевом буфере (PBS). Контролем служили срезы (п=10), инкубированные 1 ч в чистой среде с добавлением 1мкл PBS.

Инкубация переживающих срезов с ventral tegmental area мозга мыши в среде с AGRP

Фронтальные срезы мозга самок мышей C57BL/6J (вес 22-24 г) инкубировали в течение 3 ч в среде с 200 нМ AGRP (AGRP 83-132, Phoenix Pharmaceuticals Inc., USA, специфичный для мыши), разведенного на PBS (п=13). Контролем служили срезы, инкубированные * в течение 3 ч в питательной среде с 1мкл PBS на 2 мл

питательной среды (п=13).

Во всех сериях экспериментов по окончании инкубации образцы, предназначенные для иммуногистохимии, погружали в свежеприготовленный на PBS охлажденный 4% раствор параформальдегида и фиксировали при + 4° С 24 ч. Экспланты, предназначенные для Вестерн блоттинга, подмораживали на сухом льде, вырезали необходимую область и замораживали при -80°С для последующего приготовления проб.

Модели in vivo Депривация сна

Депривация (лишение) сна - широко распространенный и общепризнанный подход в сомнологии при изучении организации цикла бодрствование-сон и его патологии. Электрофизиологически показано, что после 6-ти часовой мягкой тактильной депривации сна за вибрисы у крыс происходит подавление как медленноволновой, так и быстроволновой фаз сна, а в 2-часовом постдепривационном сне развивается медленноволновая фаза сна (Оганесян, и др., 2002, 2007). В

эксперименте использованы самцы крыс линии Вистар массой 200-220 г. В период активного бодрствования (9-10 ч) был фиксирован мозг контрольных крыс, в 15 ч- мозг крыс после 6-часовой депривации сна, а в 17 ч - мозг крыс после 2 ч постдепривационного сна. После легкого эфирного наркоза фиксация материала мозга производилась либо посредством транскардиальной перфузии и последующей обработки для иммуногистохимических исследований, либо животных декапитировали и вырезали структуры мозга и приготавливали пробы для Вестерн блоттинга. Во всех сериях эксперимента в каждой группе было по 5-6 животных.

Иммобилизационный стресс

Самцы крыс линии Вистар (200-220 г) были подвергнуты жесткой иммобилизации - фиксации за конечности на спине в течение 30 минут (п=5). Контролем служили крысы без воздействия (п=5). Мозг погружали в фиксатор при +4° С.

Кашолирование животных

Самцам крыс линии Вистар (массой 250 г) за 7 дней до эксперимента с помощью стереотаксического аппарата билатерально были вживлены направляющие канюли из нержавеющей стали в области мозга над серединой дорзальной поверхности компактной части substantia nigra по координатам АР= -5 мм, L=2.0 мм, V=8,5 мм относительно Брегмы, в соответствии со стереотаксическим атласом (Paxinos, Watson, 1998). Крысам контрольных групп через канюли вводили PBS. Канюлированные животные были использованы в трех экспериментах. В первом экспериментальным крысам через канюли вводили CART-пептид (1 мкл с 1 мкг белка, растворенного на PBS) и через 2 ч (после эфирного наркоза) животных перфузировали транскардиально с последующей обработкой мозга для морфологических исследований. Во втором эксперименте через 3 ч после введения 1 мкл CART-пептида (1 мкг) крыс декапитировали, извлекали мозг и фиксировали в 4% параформальдегиде.

Третий эксперимент был проведен сотрудниками лаборатории сравнительной термофизиологии ИЭФБ РАН для выявления тирозингидроксилазы в мозге (Пастухов, и др., 2010) после двукратного введения через каждую канюлю либо 1 мкл лактацистина - ингибитора протеасом, растворенного на PBS (п=5), либо 1 мкл PBS (п=5). Нами были использованы срезы мозга этих же крыс*.

*Автор выражает глубокую благодарность заведующему лаборатории д.б.н. Пастухову Ю.Ф. за возможность использовать этот материал.

Модель ожирения использована для выяснения баланса AGRP/CART. Для эксперимента использованы самки мышей линии C57/6J генотипа а/а и Ау/а, характеризуемый доминантной (спонтанной) мутацией гена агути и развитием ожирения. Использованы мыши одинакового возраста весом 22-24 г (а/а) и 36-40 г (Ау/а).

Мозг лактируннцих самок (на 3-21 день лактации) был использован для исследования, так как при лактации не наблюдается разницы в весе и аппетите между а/а и Ау/а мышами. Для контроля использован мозг виргильных а/а и Ау/а мышей (вес составлял соответственно 22 и 35 г).

Исследования мозга у эмбрионов и крысят

Беременных самок крыс линии Вистар наркотизировали и декапитировали на 20-й день беременности. После транскардиальной перфузии 4% параформальдегидом у эмбрионов обрезали верх черепа и погружали мозг при +4 0 С в фиксатор для постфиксации. Крысят на 5-й день после рождения подвергали эфирному наркозу и транскардиальной перфузии 4% параформальдегидом, после чего мозг дофиксировали в том же фиксаторе при +4 ° С.

Особи болотной черепахи (пол не определяли, п=4) и самцы травяной лягушки (п=5) были перфузированы транскардиально после наркоза.

Обработка материала

Транскардиальную перфузию проводили с помощью перфузионного насоса сначала 0,1М фосфатным буфером (РВ), а потом 4% параформальдегидом, разведенном на 0,2М РВ, после чего мозг оставляли в том же фиксаторе при +4° С в течение 12 ч. В таком же растворе фиксировали мозг из экспериментов in vitro в течение суток, а после погружения - в течение трех суток. Затем материал промывали в холодном 0,02М PBS и помещали в 30% раствор сахарозы. Материал замораживали в изопентане, охлажденном на сухом льду или жидком азоте до температуры - 42° С и хранили при - 86° С. Мозг эмбрионов и лягушек замораживали на сухом льду в криогеле Tissue-Tek (Sakura Finetek, NL). На криостате (Leica, Германия) изготавливали либо фронтальные свободно плавающие срезы мозга толщиной 20 мкм, либо срезы толщиной 12-16 мкм монтировали на стекла super frost/plus. Чередующиеся серии срезов изучаемой зоны накапливали в холодном PBS (+4° С), каждый десятый срез окрашивали 1% раствором толлуидинового синего для контроля уровня структуры согласно атласам мозга (Paxinos, Watson, 1998; Paxinos, Franklin, 2001). Срезы,

монтированные на стекла, хранили при -25 ° С. Накануне проведения иммуногистохимической реакции стекла высушивали при комнатной температуре в течение ночи.

Иммуногистохимический метод

Иммуногистохимический метод с использованием немеченых антител и иммуногистохимические реакции проводили по стандартной методике. После предварительной промывки в PBS и PBS с 0,1% Tween-20 (PBST) проведена 30 минутная блокировка эндогенной пероксидазы 0,3 % раствором перекиси водорода на 50% метаноле, растворенном на PBST. После нескольких промывок в PBST была проведена блокировка неспецифического связывания 1 ч при комнатной температуре в 4% блокирующем раствором, содержащем 1% бычий сывороточный альбумин и 3% нормальную сыворотку козы, разведенные на PBST. Затем при + 4° С в течение 48 ч были проведены инкубации с первичными антителами: кроличьими к CART-пептиду (Phoenix Inc., США) - 1:5000, кроличьими к AGRP (Phoenix Inc., США) - 1:1000, мышиными к Д1-рецепторам дофамина (Chemicon, США) - 1:200, кроличьими к Д2-рецепторам дофамина (Chemicon, США) - 1: 200, кроличьими (Abeam, Великобритания) или мышиными (Sigma, США) к тирозингидроксилазе - 1:2000, кроличьими к фосфорилированной (Ser31) тирозингидроксилазе (Millipore, США) — 1:1000, овцы к c-Fos (Abeam, Великобритания) - 1:300, кроличьими к вазопрессину (Abeam, Великобритания) - 1:200, кроличьими к окситоцину (Sigma, США) -1:200, кроличьими к NMDA(R1-субъединица; Abeam, Великобритания, 1:500) и кроличьими к АМРА (2/3 субъединица; Abeam, Великобритания, 1:400) рецепторам глутамата. Все первичные антитела разводили на 1 % блокирующем растворе. После инкубации и тщательной промывки в PBST срезы инкубировали при комнатной температуре в течение 1 ч в соответствующих вторичных антителах, конъюгированных с биотином: либо против кролика (VectorLab., Великобритания) - 1:300, либо против мыши (VectorLab., Великобритания) - 1:300, либо против козы (Sigma, США) - 1:300. После промывки в PBS срезы на 1 ч также при комнатной температуре помещали в раствор стрептовидин-пероксидазы (Sigma, США), разведенной на PBS 1:500. В эксперименте с инкубацией substantia nigra с CART-пептидом, меченным биотином, так же проводили блокировку эндогенной пероксидазы 0,3% перекисью водорода и после промывки в PBS инкубировали со стрептовидин-пероксидазой (1:700) и тщательно промывали. Во всех случаях для визуализации пероксидазы использовали 0,05% раствор диаминобензидина с 0,03 % перекисью водорода на PBS. После тщательной промывки в PBS свободноплавающие срезы натягивали на стекла super frost (Menzel, Germany), предварительно покрытые 0,1% -

ным желатином и высушивали. Стекла из эксперимента с биотинилированным CART-пептидом подкрашивали гематоксилином Эрлиха. Далее стекла подвергали стандартной гистологической обработке и заключали в прозрачную среду Bio-Mount (Bio-Optica, Италия).

Двойное флуоресцентное нммуномечение

Для исследования распределения двух веществ одновременно в структурах мозга мы использовали общепринятый метод «коктейля»: после промывки в PBST и блокировки в 5% блокирующем растворе инкубацию проводили одновременно в растворе двух антител, произведенных от разных животных, которые разводили на 1% блокирующем растворе: кролика к CART-пептиду (1:3000) и мыши к тирозингидроксилазе (1:1000) или мышиные против глутамат-декарбоксилазы-67 (1:500); кролика к AGRP (1:500) и мыши к тирозингидроксилазе (1:1000), овцы к c-Fos (1:200) и кролика к тирозингидроксилазе (Ser31), кролика к NMDA (1:300) и кролика к АМРА (1:300) рецепторам глутамата. Инкубацию проводили при + 4° С 48-72 ч. После тщательной промывки в PBS в течение 1 ч проводили инкубацию в «коктейле» соответствующих вторичных антител, так же произведенных в разных животных (козы против кролика, осла против мыши и цыпленка против овцы), конъюгированных с различными флуорохромами: Alexa-488 (Invitrogen) или Alexa-568 (Invitrogen) или Alexa-546 (Invitrogen) или CY3 (Jackson Imm.Res.Lab.). Инкубацию со вторыми антителами и последующие процедуры проводили в затемненной комнате при комнатной температуре. После тщательной промывки в PBS свободноплавающие срезы натягивали на стекла, слегка подсушивали и заключали в мовиол под покровное стекло и хранили при + 4° С. Анализ препаратов проводили с помощью флуоресцентного микроскопа Zeiss (Германия) и лазерного сканирующего конфокального микроскопа Leica ХР-5 (Германия) и пакетов программ Zeiss LSM Image Browser и Leica LAS AF Lite. Последовательное сканирование проводили с помощью иммерсионных объективов х40, хбЗ.

Вестерн блоттинг

Образцы ткани мозга размораживали, взвешивали и гомогенизировали в десятикратном растворе лизирующего буфера (0,02М TRIS (hydroxymethylami-nomethane), 0,15М NaCl, 0,001М EDTA, 1% Triton Х-100, ингибитор протеаз в разведении 1:100, pH 7,5 (Sigma, США). После центрифугирования количество белка в лизате определяли по методу Бредфорд. Белки в пробах разделяли с помощью электрофореза в 10% бис-АА акриламидном геле по Лэммли (SDS-PAGE). Гель с белковыми фракциями переносили на нитроцеллюлозную

мембрану (Amersham, Великобритания). Были использованы те же антитела, что и при иммуногистохимическом методе и соответствующие вторые антитела, конъюгированные с пероксидазой.

Визуализацию сигнала проводили с помощью хемилюминисцентной системы ECL (Amersham, Великобритания) и чувствительной рентгеновской пленки (Amersham, Великобритания), которую проявляли стандартным фотонабором (Реактив-фото, Россия). Денситометрический анализ проводили с помощью программы Photo-M. Уровень белков интереса был скорректирован по сигналу GAPDH, выявляемый для определения количества общего белка в пробах.

Морфофункциональный анализ материала

Изображения изучаемых структур мозга крысы были получены с помощью микроскопа Leika (Germany), Zeiss (Германия) со встроенной видеокамерой Imager 4.1, программного обеспечения для захвата изображения в .jpg и .bmp и .tiff форматах - AxioVision- 4.7.2. Были использованы объективы Plan-Neo xlO, х20.

На полученных снимках проводили количественную оценку оптической плотности иммунореактивного вещества в программе Scion Image Analysis (4.0b, NIH) или Photo-M (Черниговский, http:t_lambda.chat.ru). При анализе учитывалась либо область структуры с иммунореактивными отростками и нейронами, либо все иммунореактивные нейроны (35-300) на снимке (стандартная площадь). По каждому животному в каждой структуре анализировали 8-30 снимков. Результат выражали в условных единицах оптической плотности на мкм2. Визуально оценивали характер распределения иммунореактивного вещества в структурах.

Статистический анализ результатов

Статистический анализ полученных данных проводили с помощью критерия Стьюдента (парного двухвыборочный t-критерий для независимых выборок или непарного t-критерия) с помощью коммерческой программы Microsoft Excel 2003. При сравнении двух животных (контроль-опыт) за п было принято количество срезов. Достоверными считались отличия при уровне значимости р<0,05. Результаты представлены в условных единицах и как процент изменения по сравнению с контрольным (100%) уровнем среднего арифметического по каждой группе животных ± средняя квадратическая погрешность оптической плотности.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

Морфологические взаимосвязи CART-, AGRP- и дофаминергических структур в мозге млекопитающих

О возможности морфофункционального взаимодействия CART- и AGRP- с дофаминергическими структурами свидетельствует характер их распространения в мозге млекопитающих (Koylu, et al., 1997, 1998; Vicentic, Jones, 2007; Bagnol, et al., 1999). С помощью непрямого мечения (ДАБ-метод) на последовательных срезах мозга были выявлены тирозингидроксилаза, CART-пептид и AGRP, что свидетельствует о присутствии всех трех веществ в одной и той же зоне мозга. С помощью двойного флуоресцентного иммуномечения мы показали наличие CART-или AGRP-иммунореактивных отростков вокруг тел и отростков дофаминергических нейронов (аркуатное, перивентрикулярное ядра гипоталамуса, zona incerta, substantia nigra, ventral tegmental area, околоводопроводное серое вещество), что свидетельствует о наличии структурных связей между ними. Таким образом, данные о наличии тесных структурных взаимосвязей между САКТ-/дофамин- и AGRP-/дофаминергическими структурами ставят вопрос об их функциональных взаимосвязях в мозге.

Влияние воздействия CART-пептида на дофаминергические нейроны

Эксперименты in vitro были проведены для того, чтобы исключить афферентные влияния и определить характер прямого воздействия белка на дофаминергические нейроны. На

свободноплавающих фронтальных срезах эксплантов мозга иммуногистохимически выявлено увеличение оптической плотности тирозингидроксилазы в нейронах компактной части substantia nigra после инкубации в среде с CART-пептид ом на 51% по сравнению с контролем (р<0,05), что демонстрирует рис. 1. На срезах, инкубированных с биотинилированным CART-пептидом, с помощью стрептавидин-пероксидазы, ДАБ-реакции (с подкраской гематоксилином для визуализации тел нейронов) выявлено, что биотинилированный белок в основном локализован вокруг тел компактной части substantia nigra,' что, по-видимому, может свидетельствовать о связывании белка со своим лигандом. Механизмы воздействия CART на клетки связывают с существованием одного или даже нескольких типов метаботропных рецепторов, которые пока не удается идентифицировать (Vicentic, et al., 2006).

Рис. 1. Иммуногистохимическая реакция на тирозингидроксилазу в substsntia nigra compacta (SNc) крысы после 1 ч инкубации эксплантатов в среде с CART-пептидом (эксперимент). Масштаб 100 мкм.

Влияние воздействия AGRP на дофаминергические нейроны

В опытах in vitro после 3 ч инкубации в среде с AGRP с помощью Вестерн блоттинга выявлено уменьшение иммунореактивности тирозингидроксилазы (на 45%, р<0,05) по сравнению с уровнем контроля (рис. 2).

Рис. 2. Вестерн блоттинг тирозингидроксилазы ventral tegmental area мыши после 3 ч инкубации с AGRP. Для контроля количества белка в пробах использовали GAPDH.

Физиологическое действие AGRP в мозге связывают с их ролью как блокаторов рецепторов меланокортина 3-го и 4-го типов (МКЗ и МК4). В области substantia nigra и VTA выявлены только МКЗ рецепторы (Roselli-Rehfiiss, et al., 1993). Однако в литературе обсуждается возможность влияния AGRP и через другие, пока не известные, рецепторы (Pritchard, White, 2005; Creemers, 2006).

Таким образом, полученные нами данные свидетельствуют об активирующем влиянии CART-пептида и тормозном влиянии AGRP на

функциональную активность_дофаминергических нейронов, и

демонстрируют их роль как функциональных антагонистов.

Влияние блокады синтеза дофамина на количество иммунореактивного CART-пептида

Показано, что внутрибрюшинные введения крысам аМПТ -блокатора синтеза тирозингидроксилазы, приводят к уменьшению синтеза дофамина в мозге (Watanabe, et al., 2005). Нейроны nucleus accumbens посылают САЯТергические проекции в substantia nigra (Dallvechia-Adams, et al., 2002), поэтому нами был проведен эксперимент in vitro с инкубацией нигростриатных отделов.

После 4 ч инкубации с аМПТ выявлено уменьшение оптической плотности тирозингидроксилазы в телах нейронов компактной части substantia nigra (на 26 %, р<0,05) по сравнению с контрольными образцами, которые инкубировали в чистой среде. При этом в нигроаккумбальных эксплантах прослеживалось увеличение иммунорсактивности CART-пептида в нейронах nucleus accumbens (на 44 %, р<0,05), а также и в отростках, которые выявляются в substantia nigra (на 87%, р<0,05). Таким образом, на фоне торможения в нейронах substantia nigra синтеза тирозингидроксилазы и, как мы полагаем, уменьшения уровня синтеза дофамина. наблюдается активация CARTeprn4ecKiix нейронов в nucleus accumbens.

Известно, что CART-иммунореактивные нейроны nucleus accumbens экспрессируют Д2 и ДЗ рецепторы дофамина (Hunter, et al., 2006), что также может свидетельствовать о тормозном характере влияния дофамина на них. Также известно, что в части нейронов nucleus accumbens CART-пептид колокализован с ГАМК, активность этих нейронов тормозится агонистами ДЗ рецепторов (Dallvechia-Adams, et al., 2002). Эти данные указывают на то, что конечный результат изменения дофаминергической иннервации в nucleus accumbens может зависеть и от функциональных взаимосвязей CART с другими нейротрансмиттерами: активация ГАМК (главного тормозного нейротрансмиттера) в nucleus accumbens, вероятно, может приводить к торможению ГАМКергических нейронов в ретикулярной части substantia nigra. Это, в свою очередь, может повлиять и на функционирование дофаминергических нейронов компактной части substantia nigra, имеющих синаптические связи с последними.

После введения агониста ДЗ рецепторов выявлено уменьшение мРНК CART в nucleus accumbens (Hunter, et al., 2006), что также свидетельствует о тормозном характере влияния дофамина. Показано, что Д1 рецепторы присутствуют в 25% CART-иммунореактивных нейронах, однако введение антагонистов и агонистов Д1 рецепторов не вызывало изменения уровня мРНК CART-пептида. Аналогичные данные получены относительно Д2 рецепторов (Hubert, et al., 2006).

Таким образом, полученные нами в эксперименте in vitro данные демонстрируют тормозный характер влияния дофамина на САИТергические нейроны nucleus accumbens.

Влияние CART-пептида на содержание и активность тирозингидроксилазы в нейронах substantia nigra

Возможность и характер влияния CART-пептида на дофаминергические нейроны были исследованы иммуногистохимически (ДАБ-метод) после введения 1 мкл (0,2 нМ) CART-пептида крыс линии Вистар через заранее вживленные билатерально канюли в область substantia nigra. Через 1,5 ч после воздействия в нейронах substantia nigra выявлено увеличение оптической плотности тирозингидроксилазы как к общей форме, так и активной фосфорилированной (по Ser31) форме (рис. 3).

Через 1,5 ч после введения CART-пептида в нейронах substantia nigra выявлено достоверное увеличение иммунореактивности c-Fos протеина по сравнению с контролем (введение фосфатного буфера), а с помощью тройного флуоресцентного иммуномечения выявлено присутствие c-Fos (Alexa-546) как в цитоплазме дофаминергических нейронов (меченных фосфорилированной по Ser31тирозингидроксилазой, А1еха-488), так и в их ядрах (DAPI), о чем свидетельствует картина колокализации этих маркеров.

Через 3 ч после введения CART-пептида в нейронах substantia nigra выявлено увеличение оптической плотности тирозингидроксилазы

Рис. 3. Оптическая плотность тирозингидроксилазы общей (ТН) и фосфорилированной по серину (Ser31) формы в нейронах substantia nigra крысы после введения 1 мкл CART-nenmuda (0,2 нМ) через канюлю.

тн

THISM11I

Обозначения: * - достоверность отличия от соответствующего контроля(р<0,05).

(на 15%, р<0,05) по сравнению с контролем. Увеличение с-Ров, а также фосфорилированной формы тирозингидроксилазы после введения

CART-пептида демонстрируют его участие в активации функциональной активности дофаминергических нейронов и влияние на активность фермента синтеза дофамина (Grattan, Kokay, 2008). С другой стороны, увеличение фосфорилирования (по серину 31) тирозингидроксилазы указывает на то, что эффект CART-пептида опосредуется ERK1/2 киназами, которые, как известно, влияют на активность транскрипционных факторов и, в частности, CREB (Lakatos, et al., 2005). Введение CART-пептида в VTA вызывало повышенную двигательную активность у крыс, которая блокировалась на фоне введения галоперидола (Kimmel, et al., 2000), что свидетельствует о действии CART через модуляцию дофаминергических нейронов.

Полученные данные демонстрируют активирующее влияние CART-пептида на функциональную активность дофаминергических нейронов.

Исследование CART-пептида в нигростриатных проекциях на фоне гибели дофаминергических нейронов

Известно, что при нейродегенеративных заболеваниях, в частности при паркинсонизме, в течение многих лет происходит постепенная гибель дофаминергических нейронов substantia nigra. Однако на ранних стадиях заболевания отсутствуют какими-либо моторные симптомы (доклиническая стадия; Угрюмов, 2010). Нарушения двигательной активности появляются только тогда, когда погибает более 70% нейронов substantia nigra (клиническая стадия). В связи с этим встает вопрос о существовании в ЦНС механизмов, которые компенсируют функцию погибших и поддерживают активность еще

функционирующих дофаминергических нейронов. Было проведено иммуногистохимическое исследование CART-пептида на срезах мозга из области nucleus accumbens и substantia nigra в модели протеасомной дисфункции, вызванной лактацистином (Пастухов, и др., 2010). В этой модели в substantia nigra на фоне гибели 30% нейронов substantia nigra не было выявлено уменьшения оптической плотности тирозингидроксилазы как в телах выживших 70% нейронов substantia nigra, так и в отростках, иннервирующих стриатум (оптическая плотность тирозингидроксилазы, напротив, несколько возрастала). Мы показали, что при этом происходит увеличение оптической плотности CART-пептида в nucleus accumbens, в substantia nigra (Рис. 4), а также в нейронах дорзального стриатума.

Таким образом, учитывая возможность активирующего влияния CART-пептида на дофаминергические нейроны в экспериментах in vitro и in vivo, мы полагаем, что на фоне гибели нейронов в черной субстанции увеличение иммунореактивности CART-пептида в стриатонигральных

проекциях можно рассматривать как компенсаторный механизм, направленный на поддержание баланса дофамина.

Рис. 4. Количественный анализ изменения иммунореактивности CART-nenmuda в прилежащем ядре (NAcc) и substantia nigra (SN) после билатерального введения пактацистина (ЛЦ) в SN. Обозначения: * -достоверность отличая от соответствующего контроля (р<0,05).

Исследование баланса AGRP, CART и тирозингидроксилазы при изменении пищевого поведения и развитии ожирения

В гипоталамусе взаимодействие орексигенных (нейропептид-Y/AGRP) и анорексигенных (POMC/CART) пептидов обеспечивает регуляцию пищевого поведения (Schwartz, Morton, 2002; Druce, Bloom, 2003). Показано, что активация нейронов аркуатного ядра гипоталамуса, экспрессирующих нейропептид-Y и AGRP, вызывает увеличение аппетита и, соответственно, вызывает увеличение потребления пищи и увеличение массы тела. Активация же нейронов, которые экспрессируют РОМС (и его производные, в частности a-MSH) и CART-пептид приводит к снижению аппетита.

У мышей Agouti yellow (Ау/а) начиная с 6-недельного возраста отмечено увеличение потребления пищи по сравнению с мышами C57BL/6J (а/а), что приводило к увеличению массы тела и развитию ожирения (Бажан, и др., 2007). У Ау/а мышей на фоне активации аппетита выявлено снижение экспрессии AGRP в мозге (Makarova, et al., 2010). С помощью иммуногистохимии и денситометрии мы показали, что на фоне уменьшения уровня AGRP и, соответственно, иннервации AGRP различных ядер гипоталамуса (рис. 5А), происходит увеличение иммунореактивности CART-пептида (рис. 5Б). При этом выявлено увеличение иммунореактивности тирозингидроксилазы в нейронах различных дофаминергических структур: в аркуатном ядре на 30% (р<0,05), в медиальной части zona incerta на 52% (р<0,05), в вентральном

тегментуме на 76% (р<0,05), а так же в перивентрикулярном ядре по сравнению с а/а мышами.

I AGRP

>> 0,06 .а

0 0,04 с

1 0,02

гЬ

□ а/а ш Ау/а

-ь

г*г

АРК

пвя

соя

схя

АРК пвя соя схя

Рис. 5. Анализ оптической плотности иммунореактивного вещества AGRP- (А) и CART- (Б) у а/а и Ау/а мышей в аркуатном (АРК), паравентрикулярном (ПВЯ), супраоптическом (СОЯ) и супрахиазматическом (СХЯ) ядрах гипоталамуса.

По оси ординат: оптическая плотность выражена в условных единицах намкм ■ обозначения: *-достоверность отличия (р<0,05) Ау/а от а/а.

Известно, что дофаминергические нейроны аркуатного ядра иннервируют, в частности, супраоптическое ядро гипоталамуса (Buijs, et al., 1984), zona incerta и перивентрикулярное ядра — паравентрикулярное ядро (Moore, Lookingland, 2000), вентральный тегментум - ядра амигдалы. Таким образом, увеличение дофаминергической иннервации при ожирении может влиять на изменение различных функций организма.

Полученные данные свидетельствуют о том, что на фоне уменьшения иммунореактивности AGRP наблюдается увеличение иммунореактивности CART-пептида и тнрозингидроксилазы в

исследованных структурах_мозга, что демонстрирует

однонаправленные_изменения уровней CART-пептида_и

тнрозингидроксилазы и противоположные изменения уровней AGRP и CART-пептида.

Исследование баланса AGRP/CART у мышей Ау/а на фоне лактации

Во время беременности и лактации у а/а и Ау/а мышей выявлено увеличение экспрессии AGRP в мозге, а у Ау/а мышей отмечено уменьшение уровня инсулина, лептина и глюкозы в крови (Makarova, et al., 2010). Кроме того, известно, что уровень дофамина как фактора, тормозящего секрецию пролактина, в аркуатном ядре гипоталамуса во

время беременности и лактации уменьшается, что приводит к активации секреции пролактина (Ben-Jonathan, et al., 1980, 1991), поэтому мы использовали лактирующих мышей как модель, для исследования баланса CART и тирозингидроксилазы на фоне увеличения уровня AGRP в мозге.

0,03 0,02 0,01

Па/а AGRP я _ ED Ау/а у

о 0,4

£ 0,2

тирозингидроксилаза

•f— #

sfe

виргильные

Рис. 6 . Анализ оптической плотности гшмунореактивного вещества AGRP (А) и тирозингидроксилазы (Б) в аркуатном ядре гипоталамуса у виргильных и лактирующих мышей а/а и Ау/а.

По оси ординат: оптическая плотность выражена в условных единицах на мкм обозначения: * - достоверность отличия (р<0,05) Ау/а от а/а, — - отсутствие отличий.

На фоне лактации увеличение иммунореактивности AGRP в нейронах аркуатного ядра гипоталамуса (рис. 6А) и увеличение AGRP в отростках, иннервирующих другие структуры мозга, сопровождалось уменьшением тирозингидроксилазы (рис. 6Б) и иммунореактивности CART-пептида у а/а и у Ау/а мышей (р<0,05) по сравнению с виргильными мышами (рис. 7).

Приведенные_данные демонстрируют, что активация

AGRPepnwecKHx нейронов сопровождается_уменьшением

иммунореактивности_тирозингидроксилазы и CART-пептида и

свидетельствуют об_однонаправленных морфофункциональных

изменениях дофамин- и CARTepra4ecKHx нейронов, а также о роли CART и AGRP как функциональных антагонистов.

А виргильные лактация Б виргильные лактация

Рис. 7. Анализ иммунореактивности CART-nenmuda в аркуатном ядре гипоталамуса (А) и в латеральном гипоталамусе (Б) у виргильных и дампирующих а/а и Ау/а мышей.

По оси ординат: оптическая плотность выражена в условных единицах на мкм > обозначения: достоверность отличия (р<0,05): * - Ау/а от а/а, # - лактирующих от виргильных.

Исследование морфофункциональных взаимодействий дофаминергической системы с CART и AGRP в цикле бодрствование-сон

Депривация сна сопровождается изменением пищевого поведения: при хронической депривации парадоксального сна отмечена активация аппетита и трехкратное увеличение потребления пищи, что, однако, сопровождалось уменьшением массы тела вследствие усиления энергетического обмена (Koban, et al., 2006, 2008). После депривации сна выявлено увеличение экспрессии нейропептида-Y и уменьшение про-опиомеланокортина (ПОМК), что соответствует их роли как орексигенного и анорексигенного факторов.

Известно, что дофамин функционирует как нейротрансмиттер и как нейрогормон. Дофаминергические нейроны substantia nigra посылают отростки в стриатум, где дофамин, как хорошо известно, участвует в регуляции двигательной активности. Нейросекреторные дофаминергические нейроны гипоталамуса участвуют в регуляции различных функций организма, в частности, стрессорных реакций. Так как выявлены структурные взаимосвязи CART- и AGRPepranecKHX элементов с дофаминергическими нейронами среднего мозга и гипоталамуса, нами было проведено изучение динамики их изменений в нигростриатной системе и гипоталамусе в цикле бодрствование-сон, так как в этом цикле двигательная активность меняется наиболее ярко и

происходит смена функциональных состояний организма (активность-покой).

В нигростриатной системе мы показали, что на фоне изменения оптической плотности тирозингидроксилазы в нейронах substantia nigra (рис. 8А) в дорзальном стриатуме изменяется иммунореактивность общей и фосфорилированной (по серину31) тирозингидроксилазы (рис. 8Б).

0,4 1

0,3 -

0,2 -

0,1 -

контроль

ДС

ПДС

0,1 □ тн

®TH(Ser31)

0,08 0,0Ё 0,04 0,02 0

¡¿и

пЬ

ri" |

контроль ДС

ПДС

Рис. 8. Иммунореактивность тирозингидроксилазы (ТН) в нейронах substantia nigra (А) и фосфорилированной ТН по серину 31 (Ser31) в дорзальном стриатуме крысы (Б) после 6 ч депривации сна (ДС) и 2 ч постдепривационного сна (ПДС).

По оси ординат: оптическая плотность, выраженная в условных единицах намкм'. Достоверность отличия (р<0,05) по сравнению с соответствующим уровнем: * - контроля, # - ДС.

Изменение функциональной активности дофаминергических нейронов сопровождалось изменением оптической плотности CART-пептида: в нейронах nucleus accumbens (рис. 9) и в их отростках в substantia nigra (рис. 10) выявлено уменьшение уровня CART после депривации сна и увеличение на фоне постдепривационного сна.

0,2 Л и □ CART

5 о,1б ■ о X О 0,12 Г*! Hh * г-Н Ш AGRP

К 0,08 ■ Я X ilfcr ШШй

ffl 0,04 У S

С О о

контроль ДС ПДС

Рис. 9. Иммунореактивность CART-nenmuda и AGRP в nucleus accumbens крысы после 6 ч депривации сна (ДС) и 2 ч постдепривационного сна (ПДС).

По оси ординат - оптическая плотность в условных единицах намкм Достоверность отличий при р<0,05: * - по сравнению с соответствующим контролем, # - по сравнению с уровнем ДС.

При этом оптическая плотность AGRP в nucleus accumbens менялась противоположным образом: возрастала после депривации сна и уменьшалась в постдепривационеный период (рис. 9).

Рис. 10. Иммунореактивность CART-nenmuda в substantia nigra крысы после б ч депривации сна (ДС) и 2 ч постдепривационного сна (ПДС).

По оси ординат — оптическая плотность в условных единицах на мкм Достоверность отличий (р<0,05): * - по сравнению с соответствующим контролем, # - по сравнению с уровнем ДС.

Аналогичные изменения тирозингидроксилазы, CART-пептида и AGRP выявлены и в нейронах аркуатного ядра гипоталамуса (рис. 11).

Таким образом, уменьшение функциональной активности дофаминергических нейронов сопровождались уменьшением уровня иммунореактивности CART-пептида и увеличением уровня AGRP.

Повышение функциональной активности дофаминергических нейронов сопровождалось снижением иммунореактивности AGRP и повышением уровня CART. Таким образом, полученные результаты демонстрируют как в нигростриатной системе, так и в гипоталамусе однонаправленные изменения иммунореактивности

тирозингидроксилазы и CART-пептида, а с другой - противоположный с ними характер реакции AGRP аналогично тому, что было выявлено при изменении пищевого поведения.

Полученные данные свидетельствуют о возможности модулирующего действия AGRP и CART на дофаминергшеские нейроны, а также AGRP и на CARTepni4ecKne нейроны в различных формах поведения организма. в которых задействована дофаминергическая система.

£ 0,025 и х 0,02 ¡5 § 0,015 - 1 0,01 и ш g 0,005 н с 0 Нл А Г*1 # п

контроль ДС ПДС

0,35

§ 0,2 S

fc 0,15

% 0,1

0,05 a

О контроль ШДС ■ ГЩС

CART

ASRP

Рис. 11. Иммунореактивностъ тирозингидроксилазы (TH), CART-пептида и AGRP в нейронах аркуатного ядра крысы на фоне 6 ч депрнвацин сна (ДС) и 2 ч постдепривационного сна (ПДС). По оси ординат: оптическая плотность в условных единицах (усл. ед.) на мкм2 Достоверность отличия (р<0,05): * - по сравнению с соответствующим контролем, # - по сравнению с соответствующим уровнем ДС.

Влияние иммобилизационного стресса на функциональную активность CART-, AGRP- и дофаминергических нейронов в гипоталамусе

Этот эксперимент был проведен для того, чтобы проверить специфичность реакции CART-/AGRPepra4ecKHx нейронов гипоталамуса на длительное стрессорное воздействие и увеличение двигательной активности. Биохимический анализ выявил достоверное увеличение концентрации АКТГ крови, что подтверждает участие гипоталамо-гипофизарной системы в реализации стрессорного ответа. После иммобилизации в нейронах аркуатного ядра выявлено увеличение оптической плотности тирозингидроксилазы (от 0,23±0,01 до 0,31±0,02, р<0,05), а также CART-пептида (от 0,26±0,01 до 0,32±0,01, р<0,05). При этом достоверных изменений оптической плотности AGRP не было обнаружено. Приведенные данные, по-видимому, свидетельствуют о том, что 6-часовая депривация сна является длительным стрессорным воздействием, которое приводит к истощению CARTepnweci-coft и дофаминергической систем и свидетельствует в пользу предположения о модулирующем активирующем влиянии CART-пептида на дофаминергические нейроны мозга.

Взаимодействия дофамина с другими нейротрансмиттерными системами в цикле бодрствование-сон

Высокая плотность Д1 и Д2 рецепторов дофамина выявлена в дорзальном стриатуме (Mansour, et al., 1990). Факт повышения после депривации сна оптической плотности Д1 рецепторов (рис. 12), которые влияют на увеличение внутриклеточной цАМР (Girault, Greengard, 2004; Kebabian, Calne, 1979), по-видимому, является результатом стрессорного воздействия и активации гипоталамо-гипофизарно-адреналовой системы. Депривация сна является сильным стрессором, который приводит к повышению уровня гормонов стресса и прежде всего кортикостерона (Andersen, 2005). Повышение оптической плотности Д1 рецепторов на фоне депривации сна можно рассматривать и как компенсаторную реакцию, вызванную снижением синтеза дофамина, что, очевидно, направлено на усиление чувствительности нейронов при падении уровня дофамина. Функциональное значение Д2 рецепторов дофамина связывают с торможением цАМР (Bunzow, et al., 1988, Kebabian, Calne, 1979; Piazz, 1994), и их экспрессия не зависит от воздействия кортикостерона (Czyrak, et al., 1999).

При «отдаче» сна наблюдается уменьшение оптической плотности Д1- и увеличение оптической плотности Д2-рецепторов, которые также могут оказывать ауторецепторные эффекты, т.е. модулируют синтез и/или выведение дофамина (Deutch, 1993; Eaton, et al., 1996).

С помощью Вестерн блоттинга в дорзальном стриатуме на фоне изменения уровня рецепторов дофамина (рис. 12) показана динамика изменения рецепторов глутамата (АМРА и NMDA) (рис. 13). Наши данные свидетельствуют об однонаправленных изменениях Д1/АМРА и Д2/ЫМБА рецепторов.

□ Д1-

л ШД2-

II 0,5 -,

_ Г*! —ь- *#

- *

- — ш&г H

контроль ДС ПДС

Рис. 12. Иммунореактивность Д1 и Д2 рецепторов дофамина в дорзальном стриатуме крысы на фоне 6 ч депривации сна (ДС) и 2 ч

постдепривационного сна (ПДС). По оси ординат: оптическая плотность в условных единицах (усл. ед.) налиаг. Достоверность отличия (р<0.05) по сравнению с соответствующим уровнем: * - контроля, # - ДС.

Рис. 13. Иммунореактивность AMPA(GIu2/3) и NMDA(Rl) рецепторов глутамата в дорзальном стриатуме крысы после 6 ч депривации сна (ДС) и 2 ч постдепривационного сна (ПДС) (Вестерн блоттинг анализ). По оси ординат: оптическая плотность, выраженная в условных единицах (усл. ед.) на мкм2 Достоверность отличия (р<0,05) от соответствующего уровня: * - контроля, # - ДС.

В гипоталамусе показана обильная дофаминергическая иннервация нейросекреторных центров, в которых присутствуют все типы рецепторов дофамина (Czyrak, et al., 2000; Baskerville, Douglas, 2008). Ha фоне изменения оптической плотности тирозингидроксилазы в дофаминергических структурах (в медиальной части zona incerta, перивентрикулярном и аркуатном ядрах), которые иннервируют нейросекреторные центры, иммуногистохимически было показано уменьшение оптической плотности Д1 и Д2 рецепторов дофамина при депривации сна и увеличение, особенно уровня Д2 рецепторов, на фоне постдепривационного сна (рис. 14).

Рис. 14. Иммунореактивностъ Д1 и Д2 рецепторов дофамина в нейросекреторных паравентрикулярном (ПВЯ) и супраоптическом (СОЯ) ядрах гипоталамуса крысы после 6 ч депривации сна (ДС) и 2 ч постдепривационного сна (ПДС).

По оси ординат: оптическая плотность, выраженная в условных единицах (усл. ед.) на мкм~ Достоверность отличия (р<0,05) от соответствующего уровня: * - контроля, # - ДС.

Таким образом, наши данные демонстрируют различные тенденции

изменения уровня Д1 рецепторов дофамина в телэнцефальных_и

диэнцефальных отделах мозга после 6 ч депривации сна: в стриатуме — увеличение, а в нейросекреторных ядрах гипоталамуса - уменьшение, что, очевидно, обусловлено различной функциональной ролью дофамина в этих отделах мозга. Первое, по-видимому, связано с увеличением чувствительности нейронов-мишеней при недостатке дофамина, а второе — с активацией при стрессе синтеза и выведения нейросекреторными клетками нонапептидных нейрогормонов, которые участвуют в поддержании гомеостатического равновесия и в стрессорных реакциях в организме. В нейронах паравентрикулярного ядра при депривации сна содержание иммунореактивного вазопрессина достоверно возрастало (рис. 15), а на фоне постдепривационного сна - снижалось, что свидетельствует об его участии в стрессорной реакции. В супраоптическом ядре в телах и отростках нейросекреторных клеток выявлено уменьшение иммунореактивного вазопрессина при депривации сна, а на фоне постдепривационного сна, напротив, увеличение. При этом анализ иммунореактивного вазопрессина в срединном возвышении косвенно свидетельствует об активном его выведении в кровоток. В супраоптическом ядре отмечено усиление выведения

иммунореактивного окситоцина из тел нейросекреторных клеток в отростки при депривации сна и его накоплении в телах нейросекреторных клеток на фоне постдепривационного сна.

иммунореактивность вазопрессина

□ пвя

контроль Д С ПДС

Рис. 15. Содержание иммунореактивного вазопрессина в нейросекреторных клетках паравентрикулярного (ПВЯ) и

супраоптического (СОЯ) ядер гипоталамуса крысы после 6 ч депривации сна (ДС) и 2 ч постдепривационного сна (ПДС). По оси ординат: оптическая плотность, выраженная в условных единицах (усл. ед.) на мкм2 Достоверность отличия (р<0,05) от соответствуюгцего уровня: * - контроля, # - ДС.

Полученные нами результаты демонстрируют тесные

морфофункциональные взаимосвязи дофаминергической системы с другими активирующими системами (в частности, глутамагергической, вазопрессин- и окситоцинергической). Таким образом, модулирующие действия CART-пептида и AGRP на дофамннергические нейроны также может определять их взаимодействие с другими нейротрансмиттерными и нейросекреторными системами мозга.

Исследование локализации CART, AGRP и дофаминергических нейронов в пренатальном (Е20) и раннем постнатальном (Р5) развитии крысы

Использование онтогенетического подхода позволяет проследить становление структурных взаимосвязей различных систем организма в ходе его индивидуального развития. У 20-дневных эмбрионов в аркуатном ядре не выявлено AGRP-иммунореактивных структур. При этом CART-иммунопозитивные нейроны отростчатой формы у эмбрионов хорошо выявлялись в различных отделах мозга: в аркуатном, паравентрикулярном, супраоптическом ядрах гипоталамуса, в дофаминергических областях - substantia nigra и ventral tegmental area, в области околоводопроводного серого вещества, а также в конечном мозге в обеих частях nucleus accumbens, в областях коры больших полушарий и др. При этом отростчатые нейроны, иммунопозитивные к

тирозингидроксилазе, также хорошо выявлялись как в

дофаминергических структурах (zona incerta, substantia nigra и ventral tegmental area), так и в структурах гипоталамуса, в частности, в крупноклеточной части паравентрикулярного ядра.

У 5-дневных крысят тела AGRP-иммунопозитивных нейронов выявляются в аркуатном ядре. Более интенсивная

иммуногистохимическая реакция отмечается в их отростках, что, по-видимому, свидетельствует о высокой скорости выведения AGRP из тел нейронов. По сравнению со взрослыми особями количество AGRP-иммунопозитивных отростков у 5-дневных крысят небольшое. Лишь отдельные отростки отчетливо выявляются в аркуатном ядре, в перивентрикулярной зоне, в паравентрикулярном ядре; наибольшее количество отростков выявлено в преоптической области гипоталамуса. В областях среднего мозга у 5-дневных крысят не выявлено AGRP-иммунопозитивных структур.

У 5-дневных крысят CART-иммунопозитивные нейроны и отростки отчетливо выявляются в гипоталамусе: в аркуатном,

паравентрикулярном, супраоптическом ядрах, в перивентрикулярной области вдоль 3-го желудочка мозга, в перифорникальной области латерального гипоталамуса, в zona incerta. В среднем мозге отдельные нейроны выявляются в substantia nigra и ventral tegmental area. В конечном мозге - в нейронах nucleus accumbens, где отмечается четкая дифференцированность на две части: более плотную скорлупу (shell) и рыхлую сердцевину (core), в которой отмечена более интенсивная реакция. CART-иммунопозитивные нейроны выявлены в дорзальном стриатуме, в отдельных слоях префронтальной и перифорникальной областей коры больших полушарий.

Экспрессия тирозингидроксилазы у 5-дневных крысят отмечена в нейронах всех дофаминергических формаций.

Приведенные данные свидетельствуют о том, что морфогенез и формирование структурно-функционального взаимодействия CART- и дофаминергических нейронов наблюдается уже в ходе эмбрии'.м п пого развития, так как CART присутствует во всех дофаминергических областях мозга, и продолжается в постнатальном развитии. Развитие же AGRPepni4CCKoii системы и формирование ее структурных и функциональных связей наблюдается постнатально.

В исследованиях динамики развития эмбрионального мозга у крысы показано, что CART-продуцирующие нейроны одними из первых идентифицируются в ЦНС уже на стадии ЕЮ, еще до появления дофаминергических нейронов (Brischoux, et al., 2002). В среднем мозге на стадии Е13 количество CART-продуцирующих нейронов возрастает перед тем, как начинают идентифицироваться нейроны, экспрессирующие тирозингидроксилазу. Таким образом, развитие

дофаминергических нейронов в различных дофаминергических формациях мозга происходит на фоне присутствия CART, который, по мнению авторов, обладает морфогенетическим действием (Brischoux, et. al., 2002; A'braha'm, et al., 2007). Методом ПЦР (в реальном времени) показано, что в мозге эмбрионов крыс мРНК AGRP определяется уже на стадии Е13, однако ее уровень стремительно уменьшался и уже вообще не определялся на стадии Е18 (Beloosesky, et al., 2006). Наши результаты иммуногистохимического анализа подтверждают отсутствие AGRP на стадии Е20 и его экспрессию в постнатальном развитии крыс.

Приведенные данные демонстрируют, что падение уровня мРНК AGRP совпадает с периодом дифференцировки, в частности, дофаминергических нейронов в гипоталамусе и в среднем мозге, которые развиваются на фоне функционирования СА11Тергических нейронов. Учитывая тормозный характер влияния AGRP на дофаминергические нейроны, мы полагаем, что ведущим компонентом при становлении функциональных взаимодействий этих двух систем является более поздно созревающая AGRPepгичecкaя система.

Исследование локализации CART-пептида в связи с локализацией дофаминергических нейронов у представителей низших позвоночных

Использование сравнительно-морфологического подхода дает понимание формирования структурных взаимосвязей при развитии и совершенствовании функций организма в ходе его эволюционного развития. Для нас представляло интерес рассмотреть взаимосвязь САЯТергических структур с дофаминергическими нейронами у представителей более низко организованных позвоночных - амфибий и рептилий, так как в эволюционном ряду Tetrapoda показано прогрессивное развитие дофаминергических элементов среднего мозга и усиление их морфофункциональных взаимодействий со структурами конечного мозга, прежде всего, в связи с совершенствованием двигательной активности (Alexander, Crutcher, 1990; DeLong, 1990; Heimer, et al., 1995; Smeets, et al., 2000).

У травяной лягушки и болотной черепахи в ростральной части телэнцефалона вдоль вентромедиальной стенки латерального желудочка мозга выявляются небольшие группы CART-иммунореактивных нейронов. Их локализация соответствует областям nucleus accumbens у этих животных (Smeets, et al., 2000). В среднем мозге у обоих видов CART-иммунореактивные отростки выявлены в областях, где расположены дофаминергические нейроны, и непосредственно вокруг тел дофаминергических нейронов.

Присутствие CART-иммунореактивных нейронов в гипоталамусе низших позвоночных (в частности, в преоптическом ядре у лягушки, в супраоптическом и паравентрикулярном ядрах у черепахи), может свидетельствовать об их участии в регуляции тех же функций, что и у млекопитающих (Volkoff, Peter, 2001; Lazar, et al., 2004).

Представленные данные свидетельствуют о том, что развитие дофаминергической системы в эволюционном ряду tetrapoda происходило в связи с развитием САЯТергических структур.

Морфофункциональные взаимодействия между CART-_и

дофаминергическими нейронами устанавливаются на ранних этапах эволюционного развития, а САЯТергичсские влияния на

дофаминергические нейроны_является эволюционно древним

механизмом.

Заключение

Как уже отмечалось, проблема центральных механизмов взаимосвязи пищевого поведения с циклом бодрствование-сон и функциональными состояниями организма, где активную роль играет дофаминергическая система, во многом остается невыясненной. Гипоталамус является высшим центром, контролирующим различные вегетативные функции организма. Регуляция периферических эндокринных желез, водно-солевого обмена, тонуса мускулатуры, стрессорных реакций, процессов размножения, лактации и др. осуществляется нейронами различных эргичностей, локализованных в гипоталамусе. В контроле пищевого поведения важную роль играют нейроны аркуатного ядра гипоталамуса. При активации аппетита и потребления пищи наблюдается увеличением нейропептида-Y и AGRP, а при уменьшении аппетита и потребления пищи - увеличение уровня CART- и ПОМК в аркуатном ядре (Kxistensen, et al., 1998; Stanley, et al., 2001; Schwartz, Mortin, 2002). Таким образом, баланс орексигенных (активирующих аппетит) и анорексигенных (тормозящих аппетит) пептидов гипоталамуса определяет функциональное состояние систем организма, контролирующих пищевое поведение.

В аркуатном ядре отмечается изменение экспрессии белков при депривации сна, что приводит к изменению пищевого поведения (Koban, et al., 2006, 2008). Нарушение пищевого поведения проявлялось в значительном увеличении потребления пищи, потере массы тела и истощении жировой ткани, что сопровождалось увеличением экспрессии нейропептида-Y и уменьшением ПОМК, что соответствует их роли как орексигенного и анорексигенного факторов.

В настоящей работе выявлена тесная структурная и функциональная взаимосвязь белков пищевого поведения CART и AGRP

с дофаминергической системой мезэнцефальных, диэнцефальных и телэнцефальных уровней головного мозга, что позволяет рассматривать ее как основу функционального взаимодействия центральных механизмов пищевого поведения с различными функциональными состояниями организма, включая цикл бодрствование-сон.

Результаты, представленные в настоящей работе, впервые демонстрируют различный характер реакции CART-, AGRP и дофаминергических нейронов в зависимости от стрессорного воздействия. Если при кратковременном иммобилизационном стрессе в аркуатном ядре наблюдается активация CART- и дофаминергических нейронов при отсутствии изменений в AGRPepni4ecKHX нейронах, то на фоне 6-ти часовой депривации сна увеличение иммунореактивности AGRP сопровождалось уменьшением иммунореактивности CART-пептида и активности тирозингидроксилазы, что свидетельствует о возможности тормозного влияния AGRP на другие нейроны и, в частности, на дофаминергические.

Исследования механизмов, регулирующих функциональную активность дофаминергических нейронов мозга, являются чрезвычайно актуальными в связи с их участием в различных физиологических процессах. В настоящем исследовании впервые продемонстрировано, что такие белки CART и AGRP оказывают модулирующее влияние на дофаминергические нейроны и являются функциональными антагонистами. Показана их роль в регуляции функций организма, связанных с работой дофаминергической системы (пищевого поведения, стрессорных реакций, двигательной активности и цикла бодрствование-сон). В исследованиях in vitro выявлено прямое активирующее влияние CART-пептида и тормозное влияние AGRP на функциональную активность дофаминергических нейронов, что подтверждается в различных поведенческих моделях на уровне целого организма.

Показанное нами выраженное увеличение иммунореактивности CART-пептида в постдепривационном периоде, а также увеличение в этом периоде иммунореактивности Д2 рецепторов дофамина свидетельствуют о тесной связи указанных систем в стрессорных реакциях организма, особенно выраженных по мере созревания функциональных систем организма человека и животных.

Данные о том, что CART-пептид присутствует в стриатонигральных проекциях в эволюционном ряду Tetrapoda (у представителей амфибий, рептилий, млекопитающих) свидетельствуют о том, что CARTeprn4ecKne влияния являются эволюционно древним механизмом, который развивается по мере становления стриатонигральных взаимодействий.

Учитывая активирующий характер воздействия CART-пептида на дофаминергические нейроны, увеличение его иммунореактивности в

стриатонигральных проекциях на фоне гибели нейронов черной субстанции можно рассматривать как компенсаторный механизм при развитии патологических процессов в ЦНС, который направлен на поддержание активности дофаминергических нейронов.

Показано, что при развитии дофаминергических нейронов их морфофункциональные взаимосвязи с САЯТергическими структурами формируются в пренатальном периоде развития, а с АСЯРергическими -в раннем постнатальном периоде. Полученные нами данные о нарастании в постнатальном периоде развития организма взаимосвязей AGRP- и дофаминергической систем, свидетельствуют об увеличении влияний AGRPepniMecKoii системы в постнатальном периоде, что коррелирует с созреванием и дифференцировкой различных систем организма, включая гипоталамо-гипофизарную нейросекреторную систему, регулирующую стрессорный ответ, и организацию фаз цикла бодрствование-сон. Так как нейроны, экспрессирующие AGRP, локализованы только в аркуатном ядре гипоталамуса (Oilman, et al., 1997; Bagnol, et al., 1999), то прогрессивное нарастание связей AGRP с другими отделами мозга в ходе постнатального развития коррелирует с развитием и усилением интегративной, координирующей роли гипоталамуса в целом.

Изестно, что функциональная активность CART- и AGRPepniMecKiix нейронов аркуатного ядра гипоталамуса модулируется периферическими тканями, так как в этих нейронах присутствуют рецепторы к инсулину, лептину, грелину и другим факторам (Stanley, et al., 2001; Schwartz, Mortin, 2002; Charbonneau, et al., 2004). Поэтому CART-пептид и AGRP можно рассматривать как функциональные посредники между периферическими тканями и различными структурами мозга, в частности дофаминергическими.

Проведенное нами исследование демонстрирует роль CART- и AGRPeprn4ecKiix структур в интегративных взаимодействиях, которые обуславливают и координируют работу дофаминергической системы, и определяющую роль AGRP в этом взаимодействии как тормозного фактора, функциональное значение которого нарастает в ходе постнатального развития организма и формирования его систем.

Полученные нами данные свидетельствуют о возможности модулирующего влияния CART- и AGRP на взаимодействия дофаминергической системы с другими нейротрансмиттерными и нейросекреторными системами (в частности ГАМК-, глутамат- и вазопрессинергической) как в регуляции цикла бодрствование-сон, стрессорного ответа, пищевого поведения, а также и в других функциональных состояниях организма, в регуляции которых принимает участие дофаминергическая система мозга.

ВЫВОДЫ:

1. Морфофункциональной основой взаимосвязи пищевого поведения с циклом бодрствование-сон является структурная конвергенция и функциональное взаимодействие CART- и AGRPepniTCciaix нейронов с дофаминергическими нейронами мозга.

2. Показано, что функциональные взаимосвязи CART-пептида и AGRP имеют реципрокный характер, о чем свидетельствует активирующее влияние CART-пептида и тормозное влияние AGRP на функциональную активность дофаминергических нейронов.

3. CARTcpni4ccKne влияния на дофаминергические нейроны среднего мозга являются эволюционно древним механизмом, о чем свидетельствует присутствие CART-пептида в стриатонигральных проекциях во всем эволюционном ряду четвероногих (Tetrapoda): у представителей амфибий, рептилий, млекопитающих

4. CART-пептид участвует в компенсаторных механизмах мозга, обеспечивающих поддержание функциональной активности дофаминергической системы, о чем свидетельствуют результаты, полученные нами в экспериментах in vivo и in vitro.

5. Становление взаимосвязей дофаминергической системы с CART-ергической происходит в эмбриональном периоде развития, когда формируются функциональные системы организма.

6. Формирование взаимосвязей дофаминергической системы с AGRP происходит в постнатальном периоде развития, когда происходят процессы дифференцировки функциональных систем организма, включая фазы и стадии цикла бодрствование-сон.

7. CART- и AGRPepni4ecKne системы участвуют в регуляции различных функциональных состояний организма и различных форм поведения млекопитающих, в которых дофаминергическая система играет активную роль за счет изменения баланса этих пептидов.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1. Оганесян Г.А., Аристакесян Е.А., Элиава М.И., Красновская И.А., Кузик В.В., Романова И.В., Таранухин А.Г. Морфофункциональный анализ действия кратковременной депривации сна на цикл

бодрствование-сон молодых и взрослых крыс // Журн. эволюц. биохим. и физиол. - 2002. - Т. 38, N3. - С. 232-239.

2. Ramos E.J., Xu Y., Romanova I., Middleton F., Chen C., Quinn R., Inui A., Das U., Meguid M.M. Is obesity an inflammatory disease? // Surgery.-2003.-V. 134,N2.-P. 329-35.

3. Xu Y., Ramos E.J., Middleton F., Romanova I., Quinn R., Chen C., Das U., Inui A., Meguid M.M. Gene expression profiles post Roux-en-Y gastric bypass // Surgery. - 2004. - V.136, N2. - P. 246-252.

4. Ramos E.J., Middleton F.A., Laviano A., Sato Т., Romanova I.V., Das U.N., Chen C., Qi Y., Meguid M.M. Effects of omega-3 fatty acid supplementation on tumor-bearing rats // JACS. - 2004. - V.199, N5. - P. 716-723.

5. Romanova I.V., Ramos E.J., Xu Y., Quinn R., Chen C., George Z.M., Inui

A., Das U., Meguid M.M. Neurobiologic changes in the hypothalamus associated with weight loss after gastric // JACS. - 2004. - V. 199, N6. - P. 887-895.

6. Ramos E.J., Romanova I.V., Suzuki S., Chen C., Ugrumov M.V., Sato Т., Goncalves C.G., Meguid M.M. Effects of omega-3 fatty acids on orexigenic and anorexigenic modulators at the onset of anorexia // Brain Res. - 2005. - V. 1046, N1 -2. - P. 157-164.

7. Goncalves C.G., Ramos E.J., Romanova I.V., Suzuki S., Chen C., Meguid M.M. Omega-3 fatty acids improve appetite in cancer anorexia, but tumor resecting restores it // Surgery. - 2006. - V. 139, N2. - P. 202-208.

8. Оганесян Г.А., Аристакесян E.A., Белова B.A., Артамохина И.В., Романова И.В. Дофаминергическая нигростриатная система в условиях депривации сна у крыс // Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. -2007,- T.93,N12.- С.1344-1354.

9. Оганесян Г.А., Романова И.В., Аристакесян Е.А., Кузик В.В., Макина Д.М., Морина И.Ю., Храменкова А.Э., Артамохина И.В., Белова

B.А. Диэнцефало- телэнцефальные изменения активности тирозингидроксилазы у крыс и травяных лягушек при депривации сна // Журн. эволюц. биохим. и физиол. - 2008. - Т. 44, N3. - С. 250257.

Ю.Оганесян Г.А., Романова И.В., Аристакесян Е.А., Кузик В.В., Макина Д.М., Морина И.Ю., Храменкова А.Э., Артамохина И.В., Белова В.А. Дофаминергическая система телэнцефало-диэнцефальных отделов головного мозга позвоночных в организации цикла

бодрствование-сон // Рос. физиол. журн им. И.М.Сеченова. - 2008. -Т.94, N9. - С.1071-1091.

П.Пастухов Ю.Ф., Чеснокова А.Ю., Якимчук А.А., Екимова И.В., Романова И.В., Худик К.А. Изменение сна при дегенерации нейронов черной субстанции, вызванной ингибитором протеасом

лактацистином, у крыс // Рос. физиол. журн. им И.М. Сеченова. -2010. - Т. 96, N12. - С. 1190-1202.

12.Оганесян Г. А., Романова И.В., Аристакесян Е.А. Участие активирующих систем переднего мозга в организации цикла бодрствование-сон у позвоночных // Журн. эволюц. биохим. и физиол. -2011.-Т. 47,N3,-С. 193-204.

13.Оганесян Г.А., Романова И.В., Аристакесян Е.А., Ватаев С.И. Эволюция цикла бодрствование-сон и телэнцефало-диэнцефальное взаимодействие в ряду позвоночных // Рос. физиол. журнал им. И.М. Сеченова. - 2011. - Т. 97, N4. - С. 337-350.

14.Артамохина И.В., Белова В.А., Романова И.В. Иммуногистохимическое исследование белков Вс1-2 и р53 в гипоталамусе крысы после депривации сна // Журн. эволюц. биохим. и физиол. - 2011. - Т. 47, N5. - С. 391-395.

15.Оганесян Г.А., Аристакесян Е.А., Романова И.В., Ватаев С.И., Кузик В.В., Камбарова Д.К. Вопросы эволюции цикла бодрствование-сон. Часть 1: нейрофизиологические аспекты // Биосфера. - 2011. - Т.З, N4. -С. 514-527.

16. Романова И.В., Чеснокова А.Ю., Михрина A.JI. Иммуногистохимическое исследование CART-пептида в стриатонигральных проекциях при дефиците дофамина // Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. - 2012. - Т. 98, N 8. - С. 980-989.

17. Чернышева М.П., Романова И.В., Михрина A.JI. Влияние ретинола на взаимодействие белка PERIOD 1, окситоцина и ГАМК в пренатальный период формирования циркадианного clock-механизма у крыс // Журн. эволюц. биохим. и физиол. - 2012. - Т. 48, N5. - С. 481-486.

18. Оганесян Г.А., Аристакесян Е.А., Романова И.В., Ватаев С.И., Кузик В.В. О фило- и онтогенетическом становлении дофаминергической регуляции цикла бодрствование-сон позвоночных // Рос. физиол. журн. им. И.М. Сеченова. -2012. - Т. 98, N 10. - С. 1213-1227.

19. Романова И.В. Морфофункциональное взаимодействие CART-пептида и дофаминергических нейронов мозга // Журн. эволюц. биохим. и физиол. - 2013. - Т. 49, N1. - С. 71 -78.

Всего опубликовано 35 статей в рецензируемых журналах

Список публикаций в других печатных изданиях

1. Romanova I., Ramos E.J.B., Ugrumov M., Chen С., Quinn R., Das U., Inui A., Meguid M.M. The neurobiological basis of weight loss after gastric bypass // Conference of Society of University surgeons. Huston, USA. - 2003. - P. 86.

2. Romanova I.V., Chen С., Ugrumov M.V., Inui A., Meguid M.M. The balance between hypothalamic orexigenic and anorexigenic modulators after gastric bypass // Fundamental surgical Problems. Chicago, Illinois, USA.-JACS. 2003.-S43.

3. Romanova I.V., Suzuki S., Ramos E.J.В., Middleton F., Chen C., Meguid M.M. Restoration of hypothalamic orexigenic/anorexigenic peptides balance after gastric bypass contributes to sustained weight loss // 43-rd Karolinsca Institute Nobel Conference "Brain control of feeding behaviour". Stockholm, Sweden. - 2004. - P.51.

4. Романова И.В., Белова В.А., Артамохнна И.В., Арнстакесян Е.А., Оганесян Г.А. Баланс CART, AGRP и дофамина в мозге крыс после депривации сна // XX Съезд Физиологического общества им. И.П. Павлова. - Москва. - 2007. - С.79.

5. Romanova I.V., Belova V.A., Artamochina I.V. CART-immunoreactivity in rat hypothalamus after sleep deprivation // VII World Congress on neurohypophyseal hormones, Regensburg, Germany. - 2007. - P. 118.

6. Романова И.В., Глазова M.B., Артамохнна И.В., Белова В.А., Оганесян Г.А. Баланс рецепторов дофамина и глутамата в хвостатом ядре крысы в цикле бодрствование-сон // Конференция с международным участием "Нейрохимические механизмы формирования адаптивных и патологических состояний мозга". Санкт-Петербург-Колтуши. - 2008. - С. 113-114.

7. Артамохнна И.В., Белова В.А., Романова И.В. Изменение тирозингидроксилазы в гипоталамусе крысы после депривации сна. "Нейрохимические механизмы формирования адаптивных и патологических состояний мозга"// Конференция с международным участием, Санкт-Петербург-Колтуши. - 2008. - С. 10-11.

8. Романова И.В., Михрина A.JL, Белова В.А., Артамохнна И.В. Изменение баланса CART, AGRP и дофамина в мозге на фоне развития ожирения. "Механизмы функционирования висцеральных систем" // VI Всероссийская конференция с международным участием, посвященная 50-летию открытия A.M. Уголевым мембранного пищеварения. Санкт-Петербург. - 2008.-С. 176.

9. Михрина A.JL, Белова В.А., Артамохнна И.В., Романова И.В. Изменение активности вазопрессинергической системы гипоталамуса на фоне генетически обусловленного ожирения // VI Всероссийская конференция с международным участием "Механизмы функционирования висцеральных систем", посвященная 50-летию открытия A.M. Уголевым мембранного пищеварения. Санкт-Петербург. - 2008. - С. 144-145.

10. Романова И.В., Михрина А.Л., Белова В.А., Артамохнна И.В. Роль CART и AGRP как модуляторов дофаминергических нейронов мозга // Всероссийская конференция с международным участием

"Механизмы нервных и нейроэндокринных регуляций", посвященная 90-летию со дня рождения академика Т.М. Турпаева. Москва. - 2008. - С. 93.

11. Романова И.В., Михрина A.JL, Белова В.А., Артамохина И.В. КАРТ-пептид как возможный модулятор эффектов дофамина в амигдале // Научные труды И Съезда физиологов СНГ "Физиология и здоровье человека" (посвященного памяти академика О.Г. Газенко). Кишинев, Молдова. - 2008. - С. 147-148.

12. Оганесян Г.А., Романова И.В., Глазова М.В., Артамохина И.В., Белова В.А. Участие кортико-стриатной глутаматергической системы в организации цикла бодрствование-сон у позвоночных // Всероссийская конференция. Научное наследие академика JI.A. Орбели. Структурные и функциональные основы эволюции функций, физиология экстремальных состояний. Санкт-Петербург. - 2008. - С. 119-120.

13. Романова И.В., Белова В.А., Артамохина И.В., Михрина A.JL CART-пептид как модулятор дофамина и ГАМК // VI Всероссийская конференция с международным участием "Актуальные проблемы сомнологии ". Посвящается памяти профессора И. Г. Кармановой и академика A.M. Вейна. Санкт-Петербург. - 2008. - С. 80.

14. Оганесян Г.А., Романова И.В., Аристакесян Е.А., Кузик В.В., Макина Д.М., Храменкова И.Э., Морина И.Ю., Артамохина И.В., Белова В.А. Нейротрансмиттерная и нейросекреторная функции дофамина в цикле бодрствование-сон позвоночных // VI Всероссийская конференция с международным участием "Актуальные проблемы сомнологии ". Санкт-Петербург. - 2008. - С.66.

15. Artamokhina I.V., Belova V.A., Romanova I.V. Immunohistochemical study interactions of CART- and dopaminergic brain neurons in dopamine deficit // BSA annual meeting. Edinburg, UK. - 2009. - P. 45.

16. Romanova I.V., Mikhrina A.L., Belova V.A., Artamokhina I.V. Investigation of AGRP/CART balance in hypothalamus of obese Agouti yellow mice//BSA annual meeting. Edinburg, UK. - 2009. -P.45.

17. Артамохина И.В., Белова В.А., Романова И.В. Влияние КАРТ-пептида на дофаминергических нейронов черной субстанции мозга крысы // VII Всероссийская конференция с международным участием, посвященная 160-летию со дня рождения И.П. Павлова "Механизмы функционирования висцеральных систем ". Санкт-Петербург, Россия. - 2009. - С.33-34.

18. Романова И.В., Артамохина И.В., Белова В.А., Михрина АЛ. Роль КАРТ-пептида как модулятора функциональной активности дофаминергических нейронов мозга // Актуальные проблемы интегративной деятельности и пластичности нервной системы. "Гитутюн" HAH РА. Ереван. - 2009. - С.246-250.

19. Оганесян Г.А., Романова И.В., Глазова М.В., Артамохина И.В., Белова В.А. О механизмах участия возбуждающих нейротрансмиттерных систем переднего мозга в регуляции двигательной активности позвоночных // Актуальные проблемы интегративной деятельности и пластичности нервной системы. "Гитутюн" НАН РА. Ереван. - 2009. - С.231-235.

20. Романова И.В., Михрина A.JI. Взаимодействие CART и AGRP в модуляции функций гипоталамуса // VIII Всероссийская конференция "Нейроэндокринология-2010". Санкт-Петербург. -2010. - С. 122.

21. Романова И.В., Михрина A.JI. Роль CART и AGRP в модуляции функциональной активности дофаминергических нейронов мозга // XXI съезд физиологического общества им. И.П. Павлова, Калуга. -2010. -С.521.

22. Романова И.В., Михрина А.Л. Роль CART-пептида в компенсаторных механизмах мозга при дефиците дофамина // Всероссийская конференция с международным участием «Механизмы регуляции физиологических систем организма в процессе адаптации к условиям среды», посвященной 85-летию со дня основания Института физиологии им. И.П. Павлова РАН. Санкт-Петербург. - 2010. - С. 243-244.

23. Romanova I.V., Chesnokova A.Yu., Mikhrina A.L. Immunohistochemical investigation of CART-peptide in striato-nigral projections at dopamine loss // ISBS 15-th Multidisciplinary International Conference on Neuroscience and Biological Psychiatry "Stress and Behavior". St-Petersburg, Russia. - 2011. - P.38-39.

24. Романова И.В., Михрина А.Л. Взаимодействие CART и AGRP как модуляторов функциональной активности дофаминергических нейронов мозга // XIV Международное совещание и VII школа по эволюционной физиологии. Санкт-Петербург. - 2011,- С. 163.

25. Romanova I.V., Mikhrina A.L. A role of CART and AGRP as a modulators of functional activity of the brain dopamine neurons. Endocrine regulation. V.45 (2) // 10-th Symposium "Catecholamines and other neurotransmitters in stress". Smolenice Castle, Slovakia. - 2011. -A35.

26. Оганесян Г.А., Романова И.В., Аристакесян E.A., Ватаев С.И. Участие глутамат- и дофаминергических систем переднего мозга в организации цикла сон-бодрствование у позвоночных // Научные труды III съезда физиологов СНГ. Ялта, Украина. - 2011. - С.223.

Подписано в печать 19.09.2012. Формат 60x84/16. Печать цифровая. Усл. печ. л. 2,0. Тираж 100. Заказ 9749b.

Отпечатано с готового оригинал-макета, предоставленного автором, в типографии Издательства Политехнического университета. 195251, Санкт-Петербург, Политехническая ул., 29. Тел.:(812)550-40-14 Тел./факс: (812) 297-57-76

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Романова, Ирина Владимировна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВСТУПЛЕНИЕ.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Общая характеристика CART-пептида.

1.1.1. Структура и ген CART-пептида, особенности процессинга.

1.1.2. Локализация САЯТергических нейронов в центральной нервной системе.

1.1.2.1. Морфофункциональная характеристика некоторых структур гипоталамуса, содержащих САЯТергические нейроны.

1.1.2.2. Морфофункциональная характеристика структур стриатума, содержащих САЯТергические нейроны

1.1.3. Колокализация CART- пептида с другими нейротрансмиттерами.

1.1.4. Локализация CART- пептида в периферических тканях.

1.1.5. Механизмы действия CART-пептида

1.1.6. Известные функции CART-пептида.

1.1.6.1. Роль CART-пептида в регуляции пищевого поведения и энергетического баланса.

1.1.6.2. Анксиогенные свойства CART- пептида.

1.1.6.3. Роль CART- пептида в стрессорных реакциях

1.1.6.4. Нейропротекторные свойства CART- пептида.

1.1.6.5. Исследования роли CART-пептида в механизмах награды и подкрепления и в модуляции подкрепляющих свойств психостимуляторов.

1.1.6.6. Другие функции CART-пептида.

1.2. Общая характеристика белков семейства агути.

1.2.1. Агути белок.

1.2.2. AGRP.

1.2.2.1. Структура и ген AGRP, особенности процессинга.

1.2.2.2. Локализация АСЯРергических нейронов и их проекции в центральной нервной системе.

1.2.2.3. Локализация AGR-Рергических нейронов в периферических тканях.

1.2.2.4. Механизмы действия AGRP.

1.2.2.5. Известные функции AGRP.

1.2.2.5.1. Роль AGRP в регуляции пищевого поведения и энергетического баланса.

1.2.2.5.2. Роль AGRP в стрессорных реакциях.

1.2.3. Мыши Agouti yellow с генетически детерминированным ожирением.

1.3. Общая характеристика дофаминергической системы мозга.

1.3.1. Структура и синтез дофамина.

1.3.2. Локализация дофаминергических нейронов в мозге млекопитающих.

1.3.3. Рецепторы дофамина и механизмы действия дофамина.

1.3.4. Морфофункциональные характеристики дофаминергических формаций мозга.

1.3.4.1. В среднем мозге.

1.3.4.2. В гипоталамусе.

1.3.4.3. Морфофункциональные взаимодействия дофаминергических и ГАМКергических нейронов мозга.

1.3.6. Функции дофамина.

1.3.7. Патологии дофаминергической системы мозга и экспериментальные модели, используемые для их изучения.

1.3.8. Развитие дофаминергической системы мозга млекопитающих в онтогенезе.

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

2.1. Экспериментальные животные и экспериментальные модели.

2.1.1. Модели in vitro

2.1.1.1. Инкубация нигроаккумбальных переживающих срезов мозга крысы в среде с блокатором синтеза дофамина альфа-метил-паратирозином (аМПТ).

2.1.1.2. Инкубация переживающих срезов черной субстанции крысы в среде с CART-пептидом.

2.1.1.3. Инкубация переживающих срезов мозга с вентральной тегментарной областью мозга мыши в среде с AGRP.

2.1.2. Модели in vivo.

2.1.2.1. Депривация сна

2.1.2.2. Иммобилизационный стресс.

2.1.2.3. Канюлирование животных.

2.1.2.4. Исследования мозга у эмбрионов и крысят.

2.1.2.5. Модель ожирения у мышей Agouti yellow (Ay/a).

2.1.2.6. Модель лактации у мышей Agouti yellow (Ay/a).

2.1.2.7. Модель канцер-анарексии.

2.1.2.8. Операция Roux-en-Y gastric bypass (RYGB) - изменения веса после хирургического уменьшения объема желудка.

2.1.2.9. Эксперименты на низших позвоночных (черепаха и лягушка).

2.2. Обработка материала

2.2.1. Морфологический контроль.

2.2.2. Иммуногистохимический метод

2.2.3. Двойное флуоресцентное иммуномечение и конфокальная микроскопия.

2.2.4. Вестерн-блоттинг.

2.2.5. Метод гибридизации in situ.

2.2.6. Определение уровня АКТГ в крови

2.3. Морфофункциональный анализ материала.

2.4. Статистический анализ результатов.

Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.

3.1. Исследование морфологических взаимосвязей между CART- и AGRP- с дофаминергическими нейронами в мозге млекопитающих.

3.2. Исследование влияния CART-пептида и AGRP на дофаминергические нейроны мозга.

3.2.1. Влияние CART-пептида на функциональное состояние дофаминергических нейронов в опытах in vitro.

3.2.2. Влияние AGRP на функциональное состояние дофаминергических нейронов в опытах in vitro.

3.2.3. Влияние дофамина на морфофункциональное состояние CARTeprH4ecKHX нейронов в опытах in vitro.

3.2.4. Влияние CART-пептида на иммунореактивность c-Fos протеина и активность тирозингидроксилазы в дофаминергическихнейронах в экспериментах in vivo.

3.2.5. Исследование морфофункционального состояния САРТергических нейронов в стриатонигральных проекциях после гибели дофаминергических нейронов (в модели протеосомной дисфункции, вызванной лактацистином).

3.3. Исследование изменения баланса белков гипоталамуса в различных моделях пищевого поведения.

3.3.1. Анализ морфофункционального взаимодействия CART и AGRP у мышей Agouti yellow (Ау/а) с генетически детерминированным ожирением.

3.3.1.1. Исследование баланса CART и AGRP у мышей Ау/а на фоне развития ожирения.

3.3.1.1.1. Анализ AGRP-иммунореактивных структур.

3.3.1.1.2. Анализ CART-иммунореактивных структур.

3.3.1.1.3. Анализ дофаминергических структур.

3.3.1.2. Исследование баланса CART и AGRP у мышей Ау/а при лактации.

3.3.2. Модель анорексии, вызванной периферической опухолью.

3.3.2.1. Влияние со-3 жирных кислот на пищевое поведение.

3.3.2.2. Исследование экспрессии мРНК CART в гипоталамусе.

3. 3.2.3. Исследование иммунореактивности других орексигенных и анорексигенных пептидов гипоталамуса.

3.3.2.3.1. Иммуногистохимический анализ нейропептида-Y.

3.3.2.3.2. Иммуногистохимический анализ a-MSH.

3.3.2.3.3. Иммуногистохимический анализ нейропептида-Y и a-MSH после удаления опухоли.

3.3.3. Хирургическое уменьшение объема желудка операция Roux-en-Y), приводящее к уменьшению аппетита

3.4. Исследование морфофункциональных взаимодействий CART- и AGRPepra4ecKHx нейронов в гипоталамусе при иммобилизационном стрессе.

3.5. Исследование морфофункциональных взаимодействий CART- и AGRPeprH4ecKHX структур с дофаминергическими структурами в цикле бодрствование-сон.

3.5.1. Исследование нигростиатной системы после депривации сна и на фоне постдепривационного сна.

3.5.1.1. Динамика изменения дофаминергической системы.

3.5.1.2. Динамика изменения CART- и AGRPepnreecKHX структур.

3.5.2. Исследование ядер гипоталамуса после депривации сна и на фоне постдепривационного сна.

3.5.2.1. Динамика изменения дофаминергической системы.

3.5.2.2. Динамика изменения CART-пептида и AGRP.

3.5.3. Исследование взаимодействия дофаминергической системы с другими нейротраисмиттерными системами в цикле бодрствование-сон.

3.5.3.1. Анализ изменения NMDA и АМРА рецепторов глутамата.

3.5.3.2. Анализ изменения рецепторов ГАМК в стриатуме.

3.5.3.3. Исследование баланса иммунореактивного вазопрессина и окситоцина в крупноклеточных ядрах гипоталамуса.

3.5.3.4. Роль CART-пептида и AGRP в телэнцефало-диэнцефальном взаимодействии в цикле бодрствование-сон.

3.6. Анализ становления морфофункциональных взаимосвязей CART- и AGRPepra4ecKHX нейронов с дофаминергическими структурами в онтогенезе млекопитающих.

3.6.1. В ходе пренатального развития.

3.6.2. В раннем постнатальном развитии

3.7. Исследование морфологических взаимосвязей между CARTи дофаминергическими нейронами у представителей низших Tetrapoda.

3.7.1. У травяной лягушки (Rana temporaria).

3.7.2. У болотной черепахи (Emys Orbicularis).

Введение Диссертация по биологии, на тему "Роль CART и AGRP в модуляции функциональной активности дофаминергических нейронов мозга"

Актуальность проблемы и степень ее разработанности

Такими относительно "новыми" пептидами являются CART- пептид (cocaine- and amphetamine-regulated transcript, Douglas, et. al., 1995) и AGRP (Agouti related peptide, Ollmann, et al., 1997). В литературе функциональная роль этих пептидов обсуждается в связи с регуляцией пищевого поведения как факторов, которые тормозят и активируют аппетит, а также участвуют в регуляции энергетического баланса организма (Kristensen, et al., 1998; Stanley, et al, 2001; Schwartz, Mortin, 2002). Однако на основании данных, которые появились в литературе за последние годы и собственных наблюдений, мы полагаем, что функциональная роль этих пептидов может быть значительно шире. Нейроны, экспрессирующие CART, выявлены во многих областях мозга: этот пептид широко распространен в гипоталамусе, а также в мезолимбической системе (Couceyro, et al., 1997; Koylu, et al., 1997, 1998; Vicentic, Jones, 2007). Экспрессия AGRP выявлена только в нейронах аркуатного ядра гипоталамуса (Bagnol, et al., 1999). Показано его функциональное значение как эндогенного антагониста меланокортиновых рецепторов. CART- и AGRP-иммунореактивные нейроны или их отростки присутствуют в областях мозга, где локализованы либо сами дофаминергические нейроны, либо их мишени. В частности, показано, что черная субстанция и вентральная тегментарная область - самые крупные дофаминергические формации мозга, получают иннервацию от CARTepra4ecKHx нейронов прилежащего ядра (Dallvechia-Adams, et al., 2002) и от AGRP-экспрессирующих нейронов аркуатного ядра (Bagnol, et al., 1999). В самом аркуатном ядре гипоталамуса кроме CART- и AGRPeprn4ecKnx нейронов, локализованы нейроны других эргичностей, в частности, и дофаминергические нейроны. В нейросекреторных центрах паравентрикулярном и супраоптическом ядрах гипоталамуса, которые получают мощную дофаминергическую иннервацию (Buijs, et al., 1984; Wagner, et al., 1995; Cheung, et al., 1998; Угрюмов, 1999), выявлена экспрессия CART и обильная иннервация AGRP (Koylu, et al., 1997; 1998; Broberger, et al., 1998; Haskell-Luevano, et al., 1999). Данные о локализации CART и AGRP являются предпосылкой для изучения функциональных связей этих пептидов с дофаминергическими нейронами как элементов функционального модуля, обеспечивающих координирование работы дофаминергической системы мозга в норме и при патологиях.

Функциональная активность CART- и AGRPepra4ecKHX нейронов аркуатного ядра гипоталамуса контролируется различными метаболическими факторами, поступающих из крови. На них выявлены рецепторы к лептину, инсулину, грелину и др. (Stanley, et al., 2001; Schwartz, Mortin, 2002; Charbonneau, et al., 2004). В связи с этим нейроны аркуатного ядра гипоталамуса могут выполнять роль функционального посредника между периферическими тканями и дофаминергическими нейронами мозга в частности.

Задачи:

1) Оценить характер распространения CART и AGRP в дофаминергических структурах мозга.

2) Оценить морфофункциональное состояние CART- и AGRPeprH4ecKHx нейронов на фоне изменений функциональной активности дофаминергических нейронов.

3) Оценить функциональную активность дофаминергических нейронов мозга на фоне воздействия CART и AGRP.

4) Оценить функциональную активность CARTeprH4ecKHX нейронов при нарушениях интегративных взаимодействий в стриатонигральных проекциях и баланса AGRP в мозге.

5) Проследить становление структурных и функциональных взаимосвязей CART- и AGRPeprH4ecKHx нейронов в связи с развитием дофаминергических нейронов в пренатальном и постнатальном развитии.

Научная новизна

Впервые выявлено взаимодействие CART-пептида и AGRP в модуляции функциональной активности дофаминергических нейронов мозга. Выявлено активирующее влияние CART-пептида и тормозное влияние AGRP на дофаминергические нейроны мозга. Показано, что в дофаминергических нейронах мозга иммунореактивность тирозингидроксилазы, ключевого фермента синтеза дофамина, в различных формах поведения изменяется однонаправленно с уровнем иммунореактивности CART-пептида и противоположно с уровнем AGRP, что демонстрирует роль CART-пептида и AGRP как функциональных антагонистов.

Впервые показано, что на фоне 6-часовой депривацни сна уменьшение активности тирозингидроксилазы в дофаминергических нейронах сопровождается уменьшением уровня CART-пептида и увеличением уровня AGRP. В стриатуме на фоне уменьшения активности тирозингидроксилазы выявлено увеличение иммунореактивности Д1 рецепторов, а в крупноклеточных ядрах гипоталамуса - уменьшение, что, очевидно, обусловлено различными функциями дофамина в этих системах и направлено на обеспечение телэнцефало-диэнцефального взаимодействия при изменении функциональных состояний организма. На фоне постдепривационного сна в стриатуме и в гипоталамусе выявлено восстановление уровня тирозингидроксилазы и увеличение иммунореактивности Д2 рецепторов дофамина, что свидетельствует об их участии в развитии синхронизированной активности мозга, сопровождающей медленноволновый сон.

Показано, что структурные взаимосвязи между CART- и дофаминергическими нейронами формируются в ходе пренатального развития организма, тогда как созревание AGRPepraRecKoft системы и установление ее взаимосвязей с дофаминергической системой происходит в раннем постнатальном периоде развития.

Положения, выносимые на защиту:

1. CART- и AGRPepranecKHe системы оказывают модулирующее разнонаправленное действие на дофаминергические нейроны мозга млекопитающих.

2. Доминирующим компонентом в функциональном взаимодействии CART-и AGRP- с дофаминергической системой является более поздно созревающая AGRPepгичecкaя система.

5. Активация САЛТергических нейронов при нарушении интегративных взаимосвязей в нигростриатной системе носит компенсаторный характер.

Теоретическая и практическая значимость

Исследование имеет фундаментальное значение для понимания нейрохимических механизмов взаимосвязи пищевого поведения с циклом бодрствование-сон. Полученные данные демонстрируют существование общих нейрохимических механизмов регуляции различных форм поведения организма (как, например, двигательная активность — пищевое поведение-цикл бодрствование-сон), что объясняет возникновение многофакторных нарушений в этих системах при патологиях.

Апробация работы

Механизмы нервных и нейроэндокринных регуляций", посвященной 90-летию со дня рождения академика Т.М. Турпаева (Москва, 2008), на II Съезде физиологов СНГ (Кишинев, Молдова, 2008), на VI, VII Всероссийских конференциях с международным участием "Актуальные проблемы сомнологии " (Санкт-Петербург, 2008; Москва 2010), на BSA annual meeting (Edinburg, UK, 2009), на VII Всероссийской конференции с международным участием "Механизмы функционирования висцеральных систем " (Санкт-Петербург, Россия, 2009), на VII и VIII Всероссийских конференциях «Нейроэндокринология» (Санкт-Петербург, 2005, 2010), на 14-й и 15-й международных конференциях "Stress and Behavior" (Санкт-Петербург, 2010, 2011), на Всероссийской конференции с международным участием «Механизмы регуляции физиологических систем организма в процессе адаптации к условиям среды» (Санкт-Петербург, 2010), на XIV Международном совещании и VII школе по эволюционной физиологии (Санкт-Петербург, 2011), на 10-м Симпозиуме «Catecholamines and other neurotransmitters in stress» (Smolenice Castle, Slovakia, 2011), на III съезде физиологов СНГ (Ялта, Украина, 2011).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 45 работ, 19 из которых -статьи в рецензируемых журналах, 26 - тезисы и статьи в других печатных изданиях.

Заключение Диссертация по теме "Физиология", Романова, Ирина Владимировна

ВЫВОДЫ:

1. Морфофункциональной основой взаимосвязи пищевого поведения с циклом бодрствование-сон является структурная конвергенция и функциональное взаимодействие CART- и AGRPepraMecKHx нейронов с дофаминергическими нейронами мозга.

3. CARTepra4ecKHe влияния на дофаминергические нейроны среднего мозга являются эволюционно древним механизмом, о чем свидетельствует присутствие CART-пептида в стриатонигральных проекциях во всем эволюционном ряду четвероногих (Tetrapoda): у представителей амфибий, рептилий, млекопитающих

7. CART- и AGRPeprH4ecKne системы участвуют в регуляции различных функциональных состояний организма и различных форм поведения млекопитающих, в которых дофаминергическая система играет активную роль за счет изменения баланса этих пептидов.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Как уже отмечалось, проблема центральных механизмов взаимосвязи пищевого поведения с циклом бодрствование-сон и функциональными состояниями организма, где активную роль играет дофаминергическая система, во многом остается невыясненной. Гипоталамус является высшим центром, контролирующим различные вегетативные функции организма. Регуляция периферических эндокринных желез, водно-солевого обмена, тонуса мускулатуры, стрессорных реакций, процессов размножения, лактации и др. осуществляется нейронами различных эргичностей, локализованных в гипоталамусе. В контроле пищевого поведения важную роль играют нейроны аркуатного ядра гипоталамуса. При активации аппетита и потребления пищи наблюдается увеличением нейропептида-Y и AGRP, а при уменьшении аппетита и потребления пищи - увеличение уровня CART- и РОМС в аркуатном ядре (Kristensen, et al., 1998; Stanley, et al., 2001; Schwartz, Mortin, 2002). Таким образом, баланс орексигенных (активирующих аппетит) и анорексигенных (тормозящих аппетит) пептидов гипоталамуса определяет функциональное состояние систем организма, контролирующих пищевое поведение.

В настоящей работе выявлена тесная структурная и функциональная взаимосвязь белков пищевого поведения CART и AGRP с дофаминергической системой мезэнцефальных, диэнцефальных и телэнцефальных уровней головного мозга, что позволяет рассматривать ее как основу функционального взаимодействия центральных механизмов пищевого поведения с различными функциональными состояниями организма, включая цикл бодрствование-сон.

Результаты, представленные в настоящей работе, впервые демонстрируют различный характер реакции CART-, AGRP и дофаминергических нейронов в зависимости от стрессорного воздействия. Если при кратковременном иммобилизационном стрессе в аркуатном ядре наблюдается активация CART-и дофаминергических нейронов при отсутствии изменений в АвКРергических нейронах, то на фоне 6-ти часовой депривации сна увеличение иммунореактивности AGRP сопровождалось уменьшением иммунореактивности CART-пептида и активности тирозингидроксилазы, что свидетельствует о возможности тормозного влияния AGRP на другие нейроны и, в частности, на дофаминергические.

Данные о том, что CART-пептид присутствует в стриатонигральных проекциях в эволюционном ряду Tetrapoda (у представителей амфибий, рептилий, млекопитающих) свидетельствуют о том, что САЯТергические влияния являются эволюционно древним механизмом, который развивается по мере становления стриатонигральных взаимодействий.

Учитывая активирующий характер воздействия CART-пептида на дофаминергические нейроны, увеличение его иммунореактивности в стриатонигральных проекциях на фоне гибели нейронов черной субстанции можно рассматривать как компенсаторный механизм при развитии патологических процессов в ЦНС, который направлен на поддержание активности дофаминергических нейронов.

Показано, что при развитии дофаминергических нейронов их морфофункциональные взаимосвязи с САЯТергическими структурами формируются в пренатальном периоде развития, а с АОЯРергическими - в раннем постнатальном периоде. Полученные нами данные о нарастании в постнатальном периоде развития организма взаимосвязей AGRP- и дофаминергической систем, свидетельствуют об увеличении влияний АСЯРергической системы в постнатальном периоде, что коррелирует с созреванием и дифференцировкой различных систем организма, включая гипоталамо-гипофизарную нейросекреторную систему, регулирующую стрессорный ответ, и организацию фаз цикла бодрствование-сон. Так как нейроны, экспрессирующие AGRP, локализованы только в аркуатном ядре гипоталамуса (Oilman, et al., 1997; Bagnol, et al., 1999), то прогрессивное нарастание связей AGRP с другими отделами мозга в ходе постнатального развития коррелирует с развитием и усилением интегративной, координирующей роли гипоталамуса в целом.

Изестно, что функциональная активность CART- и АСЫРергических нейронов аркуатного ядра гипоталамуса модулируется периферическими тканями, так как в этих нейронах присутствуют рецепторы к инсулину, лептину, грелину и другим факторам (Stanley, et al., 2001; Schwartz, Mortin, 2002; Charbonneau, et al., 2004). Поэтому CART-пептид и AGRP можно рассматривать как функциональные посредники между периферическими тканями и различными структурами мозга, в частности дофаминергическими.

Проведенное нами исследование демонстрирует роль CART- и AGRPeprH4ecKHX структур в интегративных взаимодействиях, которые обуславливают и координируют работу дофаминергической системы, и определяющую роль AGRP в этом взаимодействии как тормозного фактора, функциональное значение которого нарастает в ходе постнатального развития организма и формирования его систем.

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Романова, Ирина Владимировна, Санкт-Петербург

1. Анохин П.К. Очерки по физиологии функциональных систем. М.: Медицина, 1975. -447с.

2. Бажан, Н.М., Макарова, E.H. Влияние мутации "yellow" в локусе агути на гормональный профиль беременности и лактации у мышей // Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова. 2009. - Т. 95, №11. - С. 1254-1257.

3. Бархатова, В.П. Нейротрансмиттеры и экстрапирамидная патология. М.: Медицина, 1988. - С. 4-23.

4. Богословский, М.М. Сравнительно-физиологическое исследование цикла «Бодрствование-сон» млекопитающих в норме и при его экспериментальных нарушениях: автореф. дис. докт. биол. наук: 03.03.01 / Михаил Михайлович Богословский. Тбилиси, 1989. - 35с.

5. Борбели, А. Тайна сна. / Александр Борбели; Пер. с нем. М.Ковальзона. -М., Издательство " Знание", 1989. С. 192.

6. Гриневич В.В., Поленов A.JI. Эволюция нонапептидергических нейросекреторных центров гипоталамуса у позвоночных животных // Ж. эвол. биохим. физиол. 1994. - Т. 30, №5. - С. 688-690.

7. Ещенко, Н.Д. Биохимия психических и нервных болезней. СПб.: Изд-во С.-Пб. ун-та, 2004. - С. 18-22.

8. Ковров, Г.В., Вейн, A.M. Стресс и сон у человека. М.: НейроМедиа, 2004. - 220с.

9. Козина, Е.А., Хаиндрава, В.Г., Кудрин, B.C. Экспериментальное моделирование функциональной недостаточности нигростриатной дофаминергической системы у мышей // Рос. физиол. журн. 2010. - Т. 96, №3. - С.270-282.

10. Краснощекова Е.И. Модульная организация нервных центров. Спб.: Изд-во С.-Петерб. Ун-та, 2007. - 130с.

11. Крыжановский, Г.Н., Карабань, И.Н., Магаева, C.B. Болезнь Паркинсона: (Этиология, патогенез, диагностика, лечение, рофилактика). М.: Медицина, 2002. - 336 с.

12. Кучеряну, В.Г., Крыжановский, Г.И. Влияние глутамата и антагонистов N-метил-0-аспартат-рецепторов на экспериментальный паркинсонический синдром у крыс // Бюлл. эксперим. биологии и медицины. 2000. - Т. 130. -С. 20-23.

13. Кукуев, JI.А. Структура двигательного анализатора. JL: Медицина, 1968. - 166с.

14. Левин, О.С. Экстрапирамидные рассторойства. Руководство. -М.: МЕДпресс, 2002. 606с.

15. Макарова, E.H., Шевченко, А.Ю., Яковлева, Т.В., Бажан, Н.М. Беременность и лактация препятствуют развитию синдрома меланокортинового ожирения у мышей с мутацией Agouti yellow // Докл. АН. 2006,- Т. 407, № 3. - С.426-429.

16. Наливаева, H.H., Журавин, И.А., Тернер, Э. Дж. Молекулярные основы патогенеза болезни Альцгеймера / Нейродегенеративные заболевания: фундаментальные и прикладные аспекты. М.: Наука, 2010. - С.253-285.

17. Наточин, Ю.В. Проблемы эволюционной физиологии водно-солевого обмена. Л.: Наука, 1984. - С. 19.

18. Ноздрачев, А.Д. Поляков, Е.Л. Анатомия крысы (лабораторные животные). СПб.: Лань, 2001. - С. 317-318.

19. Оганесян, Г.А., Карманова, И.Г., Шустин, В.А., Корзенев, A.B., Арестова, М.В. Эволюционно-диссолюционный анализ цикла бодрствование-сон при болезни Жиля де ля Туретта // Ж. эвол. биохим. физиол. 1996. - Т. 32, №4. - С. 478-487.

20. Оганесян, Г.А., Аристакесян, Е.А., Белова, В.А., Артамохина, И.В., Романова, И.В. Дофаминергическая нигростриатная система в условиях депривации сна у крыс // Рос. физиол. журнал им. И.М. Сеченова. 2007. -Т. 93, №12. - С.1344-1354.

21. Орбели Л.А. Основные задачи и методы эволюционной физиологии / Избранные труды. М.-Л.: Изд-во Академии наук СССР, 1961. - Т.1. -С.59-68.

22. Отеллин, В.А., Арушанян, Э.Б. Нигро-стрионигральная система. М.: Медицина, 1989. 272с.

23. Поленов, А.Л. Гипоталамическая нейросекреция. Л.: Наука, 1968. - 159с.

24. Поленов, А.Л., Константинова, М.С., Гарлов П.Е. Гипоталамо-гипофизарный нейроэндокринный комплекс / Основы современнойфизиологии (нейроэндокринология). СПб.: Знание, 1993. - 4.1 (Кн.1). - С. 139-187.

25. Снеговой, A.B., Салтанов, А.И., Манзюк, JI.B., Сельчук, В.Ю. Нутритивная недостаточность и методы ее лечения у онкологических больных // Практическая онкология. 2009. - Т. 1, №1. - С. 49-57.

26. Толкунов, Б.Ф. Роль стриатума в эволюции конечного мозга млекопитающих // Ж. эвол. биохимии и физиол. 2002. - Т.38, №5. - С.47-60.

27. Угрюмов, М.В. Нейроэндокринная регуляция в онтогенезе (структурно-функциональные основы). М.: Наука, 1989. - С. 247- 264.

28. Угрюмов, М.В. Механизмы нейроэндокринной регуляции. М.: Наука, 1999. - 299с.

29. Угрюмов, М.В. Экспрессия ферментов синтеза дофамина в недофаминергических нейронах: функциональное значение и регуляция // Успехи физиол. наук. 2007. - Т. 38, №4. - С. 3-20.

30. Угрюмов М.В. Эндокринные функции мозга у взрослых млекопитающих и в онтогенезе // Онтогенез. 2009. - Т.40, №1. - С. 1-11.

31. Угрюмов, М.В. Традиционные представления о нейродегенеративных заболеваниях / Нейродегенеративные заболевания: фундаментальные и прикладные аспекты. М.: Наука, 2010. - С. 8-35.

32. Филаретов, A.A. Закономерности функционирования гипоталамо-гипофизарно-адренокортикальной системы // Успехи физиологических наук. 1993. - Т. 24, №2. - С. 70-83.

33. Хериет Э.Р., Гаттер К.С. Иммуноцитохимия: световая микроскопия / Молекулярная клиническая диагностика. Методы. М.: Мир, 1999. - С.20-65.

34. Черниговская, Е.В., Глазова, М.В., Ямова, Л.А., Евтеева, С.Е., Красновская, И.А. Роль катехоламинов в регуляции функциональногосостояния вазопрессинергических клеток гипоталамуса крыс // Ж. эвол. биохимии и физиологии. 2001. - Т.37, №2. - С. 144-149.

35. Чернышева, М.П., Луцик, Е.А. Эфферентные и афферентные связи нейросекреторных центров гипоталамуса / Основы современной физиологии (нейроэндокринология). СПб.: Знание, 1993. - 4.2, Книга 2. -С. 230-286.

36. Шевченко, А.Ю. Особенности кортикостероидной функции надпочечников у мышей с мутацией Agouti yellow: автореф. дис. канд. биол. наук: 03.03.01 / Шевченко Антонина Юрьевна. Новосибирск, 2008. - 19с.

37. Шабанов, П.Д., Лебедев, A.A., Мещеров. Ш.К. Дофамин и подкрепляющие системы мозга. СПб: Лань, 2002. - С. 25-43.

38. Шабанов, П.Д., Лебедев, A.A. Зоосоциальное поведение крыс // Обзоры по клинической фармакологии и лекарственной терапии. 2007. - Т. 5, №3. - С. 2-20.

39. Шток, В.Н., Федорова, Н.В. Болезнь Паркинсона // Экстрапирамидные расстройства: Руководство по диагностике и лечению. М.: МЕДпресс-инфор., 2002. - С. 87-124.

40. Шуваев, В.Т., Суворов Н.Ф. Базальные ганглии и поведение. СПб.: Наука, 2001. - С. 32-45.

41. Abbott, C.R., Rossi, М., Wren, A.M., Murphy, K.G., Kennedy, A.R.,

42. Abdel-Malek, Z.A. Melanocortin receptors: their functions and regulation by physiological agonists and antagonists // Cell. Mol. Life Sci. 2001. - V. 58. - P. 434-441.

43. A'braha'm, H., Orsi, G., Seress, L. Ontogeny of cocaine- and amphetamine-regulated transcript (CART) peptide and calbindin immunoreactivity in granule cells of the dentate gyrus in the rat //Int. J. Devi. Neurosci. -2007.- V.25. P. 265-274.

44. Adams, L.D., Gong, W„ Vechia, S.D., Hunte,r R.G., Kuhar, M.J. CART: from gene to function. // Brain Res. -1999. V. 848. - P. 137-140.

45. Aguilera, G., Subburaju, S., Young, S., Chen, J. The parvocellular vasopressinergic system and responsiveness of the hypothalamic pituitary adrenal axis during chronic stress // Progress in Brain Res. 2008. - V. 170. -P. 29-39.

46. Ahima, R.S. Adipose tissue as an endocrine organ // Obesity. 2006. - V. 14. -P. 242-249.

47. Aja, S., Schwartz, G.J., Kuhar, M.J., Moran, T.H. Intracerebroventricular CART peptide reduces rat ingestive behavior and alters licking microstructure // Am. J. Physiol. 2001. - V. 280. - P. R1613-R1619.

48. Aja, S., Robinson, B.M., Mills, K.J., Ladenheim, E.E., Moran, T.H. Fourth ventricular CART reduces food intake and water intake and produces a conditions taste aversion in rats // Behav. Neurosci. 2002. - V. 116. - P. 918921.

49. Albin, R.L., Young, A.B., Penney, J.B. The functional anatomy of basal ganglia disorders // Trends in Neurosciences. 1989. - V. 12. - P. 366-375.

50. Alexander, G.E., Crutcher, M.D. Functional architecture of basal ganglia circuits: neural substrates of parallel processing // Trends in Neurosci. 1990. -V. 13.-P. 266-271.

51. Anagnoste, B., Shirron, C., Friedman, E. Goldstein, M. Effect of dibutyryl cyclic adenosine monophosphate on 14C dopamine biosynthesis in rat brain striatal slices // J. Pharmacol. Exp. Ther. 1974. - V. 191. - P. 370-376.

52. Andersen, M., Martins, P.J.F., D'Almeida, V., Bignotto, M., Tufik, S. Endocrinological and catecholaminergic alterations during sleep deprivation and recovery in male rats // Sleep Res. 2005. - V. 14. - P. 83-90.

53. Armstrong, W.E. Hypothalamic supraoptic and paraventricular nuclei /In: The rat nervouse system. (3-d Ed.), Elsever, USA, 2004. - P. 369-388.

54. Arai, N., Misugi, K., Goshima, Y., Misu, Y. Evaluation of a 1 -methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyr idine (MPTP)-treated C57 black mouse model for parkinsonism // Brain Res. 1990. - V. 515. - P. 57- 63.

55. Asakawa, A., Inui, A., Yuzuriha, H., Nagata, T., Kaga, T., Ueno, N., Fujino, M.A., Kasuga, M. Cocaine-amphetamine-regulated transcript influences energy metabolism, anxiety and gastric emptying in mice // Horm. Metab. Res. 2001. -V. 33. - P. 554-558.

56. Azdad, K., Piet, R., Poulain, D.A., Oliet, S.H.R. Dopamine D4 Receptor-Mediated Presynaptic Inhibition of GABAergic Transmission in the Rat Supraoptic Nucleus // J. Neurophysiol. 2003. - V. 90, №2. - P. 559-565.

57. Balkan, B., Koylu, E.O., Kuhar, M.J., Pogun, S. The effect of adrenalectomy on cocaine and amphetamine-regulated transcript (CART) expression in the hypothalamic nuclei of the rat // Brain Res. 2001. - 917, № 1. -P. 15-20.

58. Balkan, B., Koylu, E., Pogun, S., Kuhar, M.J. Effects of adrenalectomy on CART expression in the rat arcuate nucleus // Synapse. 2003. - V.50, №1. -P.14-19.

59. Balkan, B., Gozen, O., Yararbas, G., Koylu, E.O., Akinturk, S., Kuhar, M.J., Pogun, S. CART expression in limbic regions of rat brain following forced swim stress: sex differences //Neuropeptides. 2006. - V.40, №3. - P. 185-193.

60. Balkan, B., Keser, A., Gozen, O., Koylu, E.O., Dagci, T., Kuhar, M.J., Pogun, S. Forced swim stress elicits region-specific changes in CART expression in the stress axis and stress regulatory brain areas // Brain Res. 2012. -V. 1432. - P. 56-65.

61. Banks, W.A. The blood-brain barrier as a regulatory interface in the gutbrain axes // Physiol. Behav. 2006. - V. 89. - P. 472-476.

62. Barber, M.D., Ross, J.A., Voss, A.C., Tisdale, M.J., Fearon, K.C. The effect of an oral nutritional supplement enriched with fish oil on weight-loss in patients with pancreatic cancer // Br. J. Cancer. 1999. - V. 81. - P. 80-86.

63. Barsh, G.S. The genetics of pigmentation: from fancy genes to complex traits // Trends Genet. 1996. - V. 12, №8. - P. 299-305.

64. Bartholini, G., Richards, J.G., Pletscher, A. Dissociation between biochemical and ultrastructural effects of 6-hydroxydopamine in rat brain // Experientia. -1970,- V. 26.-P. 142-144.

65. Baskerville, T.A., Douglas, A.J. Interactions between dopamine and oxytocin in the control of sexual behaviour // Progresses in Brain Res. 2008. - V.170. - P. 277-290.

66. Beckstead, R.M., Domesick, V.B., Nauta, W.J. Efferent connections of the substantia nigra and ventral tegmental area in the rat // Brain Res. 1979. - V. 175. - P. 191-217.

67. Bellin, M.F., Vasile, M., Morel-Precetti, S. Currently used non-specific extracellular MR contrast media (Review) // Eur. Radiol. 2003. - V. 13, № 12. - P. 2688-2698.

68. Bellinger, L., Lilley, C., Langley-Evans, S.C. Prenatal exposure to a maternal low-protein diet programmes a preference for high-fat foods in the young adult rat // Br. J. Nutrition. -2004. V. 92. - P. 513-520.

69. Beloosesky, R., Gayle, D.A., Amidi, F., Ahanya, S.N., Desai, M., Ross, M.G. Ontogenic expression of putative feeding peptides in the rat fetal brain and placenta // Neurosci. 2006. - V. 9, №1-2. - P. 33-40.

70. Ben-Jonathan, N., Neill, M.A., Arbogast, L.A., Peters, L.L., Hoefer, T. M. Dopamine in Hypophysial Portal Blood: Relationship to Circulating Prolactin in Pregnant and Lactating Rats // Endocrinology. 1980. - V. 106. - P. 690-696.

71. Ben-Jonathan, N., Laudon, M., Garris, P. A. Novel aspects of posterior pituitary function: regulation of prolactin secretion // Front. Neuroendocrinol. 1991. -V. 12. - P. 231-277.

72. Biron, D., Dauphin, C., Di Paolo, T. Effects of adrenalectomy and glucocorticoids on rat brain dopamine receptors // Neuroendocrinology. 1992. -V. 55. - P. 468-476.

73. Bjorklund, A., Lindvall, O. Dopamine-containing systems in the CNS. / In Handbook of Chemical Neuroanatomy: Classical Transmitter in the rat. (Bjorklund A., Hokfelt T. eds.). Elseivier/North Holland, Amsterdam, 1984. -V. 2. P. 1-51.

74. Boston, B. A. The role of melanocortins in adipocyte function // Ann. N.Y. Acad. Sci. 1999. - V. 885. - P. 75-84.

75. Braak, H., Ghebremedhin, E., Rub, U. Stages in the development of Parkinson's diseaserelated pathology// Cell Tissue Res. 2004. - V. 318. - P. 121-34.

76. Brawley, L., Itoh, S., Torrens, C., Barker, A., Bertram, C., Poston, L., Hanson, M. Dietary protein restriction in pregnancy induces hypertension and vascular defects in rat male offspring // Pediatr. Res. 2003. - V. 54. - P. 83-90.

77. Broman, J., Rinvik, E., Sassoe-Pognetto, M., Shandiz, K., Ottersen O.P. Glutamate /In: The rat nervouse system. (3-d Ed.), Elsever, USA, 2004. - P. 1269- 1292.

78. Brunton, P. J., Russell, J. A., Douglas, A. J. Adaptive responses of the maternal hypothalamic-pituitary-adrenal axis during pregnancy and lactation // J. Neuroendocrinol. 2008. - V. 20. - P. 764-776.

79. Buijs, R.M. Intra- and extrahypothalamic vasopressin- and oxytocin-pathways in the rat // Cell Tiss. Res. 1978. - V.192. - P. 423-435.

80. Buijs, R.M., Geffard, M., Pool, C.W., Hoorneman, E.M. The dopaminergic innervation of the supraoptic and paraventricular nucleus. A light and electron microscopical study // Brain Res. 1984. - V. 323. - P. 65 - 72.

81. Buijs, R.M, Wortel, J., Feenstra, M., Ter Horst, G.J., Romijn, H.J., Kalsbeek, A. Anatomical and functional demonstration of a multisynaptic suprachiasmaticnucleus adrenal (cortex) pathway // Eur. J. Neurosci. 1999. - V.ll. - P. 15351544.

82. Bultman, S., Michaud, E., Woychik, R. Molecular characterization of the mouse agouti locus//Cell. 1992. -V. 71. - P.l 195-1204.

83. Bunzow, J.R, van Tol H.H., Grandy, D.K., Albert, P., Salon, J., Christie, M„ Machida, C.A., Neve K.A., Civelli, O. Cloning and expression of a rat D2 dopamine receptor cDNA // Nature. 1988. - V. 336. - P. 783-787.

84. Cadete, L.M., Katz, L., Jackson, L.V., Fahn, S. Vitamin, E. Attenuate toxic effect of intrastriatal injection of 6-hydroxydopamine (6 -OHDA) in cats. Behavioral and biochemical evidence // Ibid. 1989. - V. 476. - P. 10-15.

85. Calder PC. Dietary modification of inflammation with lipids // Proc. Nutr. Soci. 2002. - V. 61. - P. 345-358.

86. Campbell, D.B., North, J.B., Hess, E.J. Tottering mouse motor dysfunction is abolished on the Purkinje cell degeneration (pcd) mutant background // Exp. Neurol. 1999. - V. 160, № 1. - P. 268-278.

87. Carr, D.B., Sesack, S.R. GABA-containing neurons in the rat ventral tegmental area project to the prefrontal cortex // Synapse. 2000. - V. 38, №2. - P.l 14123.

88. Carvey, P.M., McRae, A., Lint, T.F. The potential use of a dopamine neuron antibody and a striatalderived neurotrophic factor as diagnostic markers in Parkinson's disease //Neurology. 1991. - V. 41. - P. 53-58.

89. Casanueva, F.F., Dieguez, C. Neuroendocrine regulation and actions of leptin // Front. Neuroendocrinol. 1999. - V.20. - P. 317-63.

90. Chai, B.X., Richard, R.N., Millhauser, G.L., Thompson, D.A., Jackson, P.J. Inverse agonist activity of agouti and agouti-related protein // Peptides. 2003. -V. 24. - P.603-609.

91. Chai, B.X., Pogozheva, I.D., Lai, Y.M., Li, J.Y., Neubig, R.R. Receptor-antagonist interactions in the complexes of agouti and agouti-related protein with human melanocortin 1 and 4 receptors // Biochemistry. 2005. - V. 44, №9. - P. 3418-3431.

92. Chaki, S., Kawashima, N., Suzuki, Y., Shimazaki, T., Okuyama, S. Cocaine- and amphetamine-regulated transcript peptide produces anxiety-like behavior in rodents // Eur. J. Pharmacol. 2003. - V. 464. - P. 49-54.

93. Charbonneau, C., Bai, F., Richards, B.S., Argyropoulos, G. Central and peripheral interactions between the agouti-related protein and leptin // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2004. - V. 319, №2. - P. 518-524.

94. Chiba, T., Murata, Y. Afferent and efferent connections of the medial preoptic area in the rat: a WGA-HRP study // Brain Res Bull. 1985. - V. 14, № 3. -P.261-272.

95. Ciliax, B.J., Nash, N., Heilman, C., Sunahara, R., Hartney, A., Tiberi, M., Rye, D.B., Caron, M.G., Niznik, H.B., Levey, A.I. Dopamine D(5) receptor immunolocalization in rat and monkey brain // Synapse. 2000. - V. 37, № 2. -P. 125-145.

96. Coleman, D.L. Effects of parabiosis of obese with diabetes and normal mice // Diabetologia. 1973. - V.9. - P. 294-298.

97. Cone, R.D. The central melanocortin system and energy homeostasis // Trends Endocrinol. Metab. 1999. - V. 10. - P. 211-216.

98. Cone RD, Cowley MA, Butler AA, Fan W, Marks DL, Low MJ. The arcuate nucleus as a conduit for diverse signals relevant to energy homeostasis // Int. J. Obes. 2001. -V. 25. - P. 63-67.

99. Cone, R.D. Anatomy and regulation of the central melanocortin system // Nat. Neurosci. 2005. - V. 8, №5. - P. 571-578.

100. Contreras, F., Fouillioux., C., Boh'var, A., Simonovis, N., Hema'ndez-Herna'ndez, R., Armas-Hernandez, M.J., Velasco, M. Dopamine, hypertension and obesity// Human Hyperten. 2002. - V. 16, Suppl. 1. - S.13-S.17

101. Cook, C., Pertucelli, L. A critical evaluation of the ubiquitin-proteasome system in Parkinson's disease // Biochim. Biophys. Acta. 2009. - V. 1792, №7. - P. 664- 675.

102. Cota, D., Marsicano, G., Tschop, M., Grubler, Y., Flachskamm, C., Schubert, M. The endogenous cannabinoid system affects energy balance via central orexigenic drive and peripheral lipogenesis // J. Clin. Invest. 2003. - V.112. -P.423-431.

103. Couceyro, P.R., Koylu, E.O., Kuhar, M.J. Further studies on the anatomical distribution of CART by in situ hybridization // J. Chem. Neuroanat. 1997. -V. 12, №4. P. 229-241.

104. Cowley, M.A., Smart, J.L., Rubinstein, M., Cerdan, M.G., Diano, S., Horvath , T.L., Cone, R.D., Low, M.J. Leptin activates anorexigenic POMC neuronsthrough a neural network in the arcuate nucleus // Nature. 2001. - V. 411, № 6836. - P. 480-484.

105. Czyrak, A., Chocyk, A., Mackowiak, M., Fijal, K., Wedzony, K. Distribution of dopamine D1 receptors in the nucleus paraventricularis of the hypothalamus in rats: an immunohistochemical study // Mol. Brain Res. 2000. - V. 85, №1-2. -P. 209-217.

106. Czyrak, A., Mackowiak, M., Chocyk, A., Fija, K., Wedzony, K. Role of glucocorticoids in the regulation of dopaminergic neurotransmission // Pol. J. Pharmacol. 2003. - V. 55. - P. 667-674.

107. Dagnelie, P.C., Bell, J.D., Williams, S.C., Bates, T.E., Abel, P.D., Foster, C.S. Effect of fish oil on cancer cachexia and host liver metabolism in rats with prostate tumors // Lipids. 1994. - V. 29. - P. 195-203.

108. Dahlstrom, A., Fuxe, K. Evidence for existence of monoamine containing neurons in the central nervous system. I. Demonstration of monoamines in the cell bodies of brain stem neurons // Acta Physiol. Scand. 1964. - V. 62, Suppl. 2332. - P. 1-55.

109. Dahlstrom, A., Wigander, A., Lundmark K. Investigations on auto-antibodies in Alzheimer's and Parkinson's diseases, using defined neuronal cultures // J. Neurol. Transm. 1990. - V. 29. - P. 195-206.

110. Dallvechia-Adams, S., Smith, Y., Kuhar, M. CART peptide-immunoreactive projection from the nucleus accumbens targets substantia nigra pars reticulata neurons in the rat // J. Comp. Neurol. 2001. - V. 434. - P. 29-39.

111. Damaj, M.I., Martin, B.R., Kuhar, M.J. Antinociceptive effects of supraspinal rat cart (55-102) peptide in mice // Brain Res. 2003. - V.983. - P.233-236.

112. Das U.N, Meguid M.M. Nutrition, physical activity and obesity // Lancet. -2002. V.360. - P. 1249-1250.

113. Das, U.N., Ramos, E.J.B., Meguid, M.M. Metabolic alterations during inflammation and its modulation by central actions of omega-3 fatty acids // Curr. Op in. Clin. Nutr. Metab. 2003. - V. 6. - P. 413-419.

114. DeLong, M.R. Primate models of movement disorders of basal ganglia origin //Trends inNeurosci. 1990. -V. 13. - P. 281-285.

115. Deniau, J.M., Menetrey, A., Thierry, A.M. Indirect nucleus accumbens input to the prefrontal cortex via the substantia nigra pars reticulata: a combined anatomical and electrophysiological study in the rat // Neuroscience. 1994. -V.61, №3. - P.533-45.

116. Deutch, A.Y. Prefrontal cortical dopamine systems and the elaboration of functional corticostriatal circuits: implications for schizophrenia and

117. Parkinson's disease // J. Neural Transm. Gen. Sect. 1993. - V. 91. - P. 197221.

118. Dhillo, W.S., Small, C.J., Gardiner, J., Bewick, G., Whiteworth, E. Agouti-related protein has an inhibitory paracrine role in the rat adrenal // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2003. - V. 301. - P. 102-107.

119. Diaz, J., Lévesque, D., Lammers, C.H., Griffon, N., Martres, M.P., Schwartz, J.C., Sokoloff, P. Phenotypical characterization of neurons expressing the dopamine D3 receptor in the rat brain // Neuroscience. 1995. - V.65, №3. -P.731-745.

120. Dinulescu, D.M., Cone, R.D. Agouti and Agouti-related protein: analogies and contrasts // J. Biol. Chem. 2000. - V. 275, №10. - P. 6695-6698.

121. Dominguez G, del Giudice EM, and Kuhar MJ CART peptide levels are altered by a mutation associated with obesity at codon 34 // Mol. Psychiatry. -2004,- V. 9.-P.1065-1066.

122. Dominguez, J.M., Hull E.M. Dopamine, the medial preoptic area, and male sexual behavior // Physiol. Behav. 2005. - V. 86. - P. 356 - 368.

123. Dongen, Y., Deniau, J., Pennartz, C., Galis-de Graaf, Y., Voorn, P., Thierry, A., Groenewegen, H. Anatomical evidence for direct connections between the shell and core subregions of the rat nucleus accumbens // Neurosci. 2005. - V. 136. -P.1049-1071.

124. Douglass, J., McKinzie, A.A., Couceyro, P. PCR differential display identifies a rat brain mRNA that is transcriptionally regulated by cocaine and amphetamine//J. Neurosci. 1995. - V. 15. - P. 2471-2481.

125. Douglas, A.J. Central noradrenergic mechanisms underlying stress responses of the hypothalamo-pituitary-adrenal axis: adaptations through pregnancy and lactation // Stress. 2005. - V.8, №1. - P. 5-18.

126. Douglas, A.J., Johnstone, L.E., Leng, G. Neuroendocrine mechanisms of change in food intake during pregnancy: A potential role for brain oxytocin // Physiol. Behav. 2007. - V. 9. - P. 352-365.

127. Douglass, J., Daoud, S. Characterization of the human cDNA and genomic DNA encoding CART: a cocaine- and amphetamine-regulated transcript // Gene. 1996. - V.169, №2. - P. 241-245.

128. Druce, M., Bloom, S.R. Central regulators of food intake // Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. 2003. - V. 6. - P. 361-367.

129. Duhl, D.M., Vrieling, H., Miller, K.A., Wolff, G.L., Barsh, G.S. Neomorphic agouti mutations in obese yellow mice // Nat. Genet. 1994. - V. 8. - P. 59-65.

130. Dumont, L.M., Wu, C.S., Tatnell, M.A., Cornish, J., Mountjoy, K.G. Evidence for direct actions of melanocortin peptides on bone metabolism // Peptides. -2005. -V. 26. P. 1929-1935.

131. Eaton, M.J., Cheung, S., Moore, K.E., Lookingland, K.J. Dopamine receptor-mediated regulation of corticotropin-releasing hormone neurons in the hypothalamic paraventricular nucleus // Brain Res. 1996. - V. 738. - P. 60-66.

132. Ekblad, E., Kuhar, M., Wierup, N., Sundler, F. Cocaine- and amphetamine-regulated transcript: distribution and function in rat gastrointestinal tract // Neurogastroenterol Motil. 2003. - V. 15, №5. - P.545-557.

133. Elias, C.F., Lee, C.E., Kelly, J.F., Ahima, R.S., Aschkenasi, C., Couceyro, P.R., Kuhar, M., Saper, C.B., Elmquist, J.K. Leptin activates hypothalamic

134. CART neurons projecting to the spinal cord // Neuron. 1998. - V. 21. - P. 1376-1385.

135. Elias, C.F., Lee, C.E., Kelly, J.F., Ahima, R.S, Kuhar, M., Saper, C.B., Elmquist, J.K. Characterization of CART neurons in the rat and human hypothalamus // J. Comp. Neurol. 2001. - V.432, №1. - P. 1-19.

136. Elmquist, J.K., Bjorbaek, C., Ahima, R.S., Flier, J.S., Saper, C.B., Distributions of leptin receptor mRNA isoforms in the rat brain // J. Comp. Neurol. 1998. - V. 395. - P. 535-547.

137. Engelmann, M., Wotjak, C.T., Neumann, I., Ludwig, M., Landgraf, R. Behavioral consequences of intracerebral vasopressin and oxytocin: focus on learning and memory // Neurosci. Behav. Rev. 1996. - V. 20, № 3. - P. 341358.

138. Enna, T., Möhler, S., Hannshe, J. GABA Receptors. 3rd ed. 2007. - P. 69-75.

139. Fekete, C., Wittmann, G., Liposits, Z., Lechan, R.M. Origin of cocaine- and amphetamine-regulated transcript (CART)-immunoreactive innervation of the hypothalamic paraventricular nucleus // J. Compar. Neurol. 2004. - V. 469, №3. - P. 340-350.

140. Fenteany, G., Standaert, R.F., Lane, W.S., Choi, S., Corey, E.J., Schreiber, S.L. Inhibition of proteasome activities an subunit-specific amino-terminalthreonine modification by lactacystin // Science. 1995. - V. 268, № 5211. -P. 726-731.

141. Fetissov, S.O., Meguid, M.M., Sato, T., Zhang, L-H. Expression of dopaminergic receptors in the hypothalamus of lean and obese Zucker rats and food intake // Am. J. Physiol. 2002. - V. 283. - P. 905-910.

142. Fields, H.L., Hjelmstad, G.O., Margolis, E.B., Nicola, S.M. Ventral Tegmental Area Neurons in Learned Appetitive Behavior and Positive Reinforcement // Annu. Rev. Neurosci. 2007. - V. 30. - P. 289-316.

143. Finch, D.M., Derian, E.L., Babb, T.L. Afferent fibers to rat cingulate cortex // Exp. Neurol. 1984. - V. 83, №3. - P.468-85.

144. Floresco, S. Dopaminergic regulation of limbic-striatal interplay // J. Psychiatry Neurosci. 2007. - V. 32, №6. - P. 400-411.

145. Furumura, M., Sakai, C., Abdel-Malek, Z., Barsh, G.S., Hearing, V.J. The interaction of agouti signal protein and melanocyte stimulating hormone to regulate melanin formation in mammals // Pigment. Cell Res. 1996. - V. 9, №4. - P. 191-203.

146. Geffen, L.B., Jessell, T.M., Cuello, A.C., Iversen, L.L. Release of dopamine from dendrites in rat substantia nigra // Nature. 1976. - V. 260, № 5548. - P. 258-60.

147. Gerfen, C.R., Staines, W.A., Arbuthnott, G.W., Fibiger, H.C. Crossed connections of the substantia nigra in the rat // J. Comp. Neurol. 1982. - V. 207, №3. - P. 283-303.

148. Gerfen, Ch.R. Basal ganglia /In: The rat nervouse system. (3-d Ed.), Elsever, USA, 2004. - P.455- 508.

149. Girault, J.-A., Greengard, P. The neurobiology of dopamine signaling // Arch. Neurol. 2004. - V. 61. - P. 641-644.

150. Gong, H., Szymusiak, R., King, J., Steininger, T., McGinty, D. Sleep-related c-Fos protein expression in the preoptic hypothalamus: effects of ambient warming. // J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2000. - V. 279. - P. 2079-2088.

151. Gong H., McGinty D., Guzman-Marin R., Chew K.T., Stewart D., Szymusiak R. Activation of c-fos in GABAergic neurons in the preoptic area during sleep and in response to sleep deprivation // J. Physiol. Lond. 2004. - V. 556. - P. 935-946.

152. Goncalves, C.G., Ramos, E.J., Romanova, I.V., Suzuki, S., Chen, C., Meguid, M.M. Omega-3 fatty acids improve appetite in cancer anorexia, but tumor resecting restores it // Surgery. 2006. - V. 139, №2. - P. 202-208.

153. Gonsalvez, D.G., Kerman, I.A., McAllen, R.M., Anderson, C.R. Chemical coding for cardiovascular sympathetic preganglionic neurons in rats // J. Neurosci. -2010. V. 30, №35. - P. 11781-11791.

154. Grace, A. Dopamine. In: Psychoneuropharmacology: The Fifth Generation of Progress. 2002. - P. 119-132. /www.asnp.org

155. Graham, A., Wakamatsu, K., Hunt, G., Ito, S., Thody, A.J. Agouti protein inhibits the production of eumelanin and phaeomelanin in the presence and absence of alpha-melanocyte stimulating hormone // Pigment. Cell Res. 1997. -V. 10, №5. - P. 298-303.

156. Grattan, D.R., Kokay, I.C Prolactin: A Pleiotropic Neuroendocrine Hormone // J. Neuroendocrinol. 2008. - V.20. - P. 752-763.

157. Groenewegen, H.J., Witter, M.P. Thalamus. /In: The rat nervouse system. -(3-d Ed.), Elsever, USA, 2004. P. 407-453.

158. Gvilia I., Turner A., McGinty D., Szymusiak R. Preoptic area neurons and the homeostatic regulation of rapid eye movement sleep // J. Neurosci. 2006. V.26. P. 3037-3044.

159. Hagan, M.M., Rushing, P.A., Pritchard L.M., Schwartz, M.W., Strack, A.M., Van der Ploeg, L.H.T. Long-term orexigenic effects of AgRP-(83-132) involve mechanisms other than melanocortin receptor blockade // Am. J. Physiol. 2000. - V. 279. - R47-52.

160. Hahn, T.M., Breininger, J.F., Baskin, D.G., Shwartz, M.W. Coexpression of AgRp and NPY in fasting-activated hypothalamic neurons // Nature Neurosci. 1998.-V. l.-P. 271-272.

161. Harrold, J.A., Widdowson, P.S., Williams, G. Beta-MSH: A functional ligand that regulated energy homeostasis via hypothalamic MC4-R? // Peptides. -2003. -V. 24. P. 397-405.

162. Hauguel-De Mouzon, S., Lepercq, J., Catalano, P. The known and unknown of leptin in pregnancy // Am. J. Obstet. Gynecol. 2006. - V. 194. - P. 1537-45.

163. Haycock, J.W. Phosphorylation of tyrosine hydroxylase in situ at serine 8, 19, 31 and 40// J. Biol. Chem. 1990. - V. 265. - P. 11682—11691.

164. Haycock, J.W., Ahn, N.G., Cobb, M.H., Krebs, E.G. ERK1 and ERK2, two microtubule-associated protein kinases, mediate the phosphorylation of tyrosine hydroxylase at serine 31 in situ// Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. -V. 89.-P. 2365-2369.

165. He, L., Eldridge, A.G., Jackson, P.K., Gunn, T.M., Barsh, G.S. Accessory proteins for melanocortin signaling: attractin and mahogunin // Ann. NY Acad. Sci. 2003. - V. 994. - P. 288-298.

166. Henry, B.A. and Clarke, I.J. Adipose tissue hormones and the regulation of food intake // Neuroendocrinol. 2008. - V. 20. - P. 842-849.

167. Henson, M.C., Castracane, V.D. Adipokines in pregnancy // Biol. Reprod. -2006. V. 74. - P.65-65.

168. Henson, M.C., Castracane, V.D. Leptin in pregnancy: an update // Biol. Reprod. 2006. - V.74. - P. 218-29.

169. Hill, J.O., Wyatt, H.R., Reed, G.W., Peters, J.C. Obesity and the environment: where do we go from here? // Science. 2003. - V. 299. - P. 853-856.

170. Hillebrand, J.J.G., de Wied, D., Adán, R.A.H. Neuropeptides, food intake and body weight regulation: a hypothalamic focus // Peptides. 2002. - V. 23. - P. 2283-2306.

171. Hodge, G.K., Butcher, L.L. Pars compacta of the substantia nigra modulates motor activity but is not involved importantly in regulating food and water intake //N. Sch.Arch. Pharmacol. 1980. - V. 313, №1. - P. 51-67.

172. Hopf, F.W., Cascini, M.G., Gordon, A.S., Diamond, I., Bonci, A. Cooperative activation of dopamine D1 and D2 receptors increases spike firing of nucleus accumbens neurons via G-protein py subunits // J. Neurosci. 2003. - V. 23. -P. 5079-5087.

173. Hrabovszky, E. and Liposits, Z. Novel aspects of glutamatergic signalling in the neuroendocrine system // J. Neuroendocrinol. 2008. - V. 20. - P.743-751.

174. Hubert, G.W., Kuhar, M.J. Colocalization of CART with substance P but not enkephalin in the rat nucleus accumbens // Brain Res. 2005. - V. 1050. - P.8-14.

175. Hubert, G.W., Kuhar, M. J. Colocalization of CART peptide with prodynorphin and dopamine D1 receptors in the rat nucleus accumbens // Neuropeptides. 2006. - V. 40. - P. 409-415.

176. Hubert, G.W., Kuhar, M.J. Cocaine administration increases the fraction of CARTcells in the rat nucleus accumbens that co-immunostain for c-Fos // Neuropeptides. 2008. - V. 42, №3. - P. 339-343.

177. Hunt, G., Thody, A.J. Agouti protein can act independently of melanocyte-stimulating hormone to inhibit melanogenesis // J. Endocrinol. 1995. - V. 147, №2. - P. 1-4.

178. Hunter, R., Jones, D., Vicentic, A., Hue, G., Rye, D., Kuhar, M. Regulation of CART mPNA in the rat nucleus accumbens via D3 dopamine receptors // Neuropharmacology. 2006. - V. 50. - P. 858-864.

179. Huszar, D., Lynch, C.A., Fairchild-Huntress, V., Dunmore, J.H., Fang, Q., Berkemeier, L.R., et al. Targeted disruption of the melanocortin-4 receptor results in obesity in mice//Cell. 1997. - V.88. -P.131-41.

180. Inui, A. Cancer anorexia-cachexia syndrome: are neuropeptides the key? // Cancer Res. 1999. - V. 59. P. 4493-4501.

181. Irani, B.G., Holder, J.R., Todorovic, A., Wilczynski, A.M., Joseph, C.G., Wilson, K.R., Haskell-Luevano, C. Progress in the development of melanocortin receptor selective ligands // Curr. Pharm. Des. 2004. - V. 10, №28. - P. 3443-3479.

182. Jackson, D., Westlind-Danielsson, A. Dopamine receptors: molecular biology, biochemistry and behavioural aspects // Pharmacol. Ther. 1994. - V. 64, №2. - P.291-370.

183. Jaworsky, J.N., Jones, D.C. The role of CART in the reward/reinforcing properties of psychostimulants // Peptides. 2006. - V. 27, №8. - P. 1993-2004.

184. Jaworski, J.N., Kimmel, H.L., Mitrano, D.A., Tallarida, R.J., Kuhar, M.J. Intra-VTA CART 55-102 reduces the locomotor effect of systemic cocaine in rats: an isobolographic analysis //Neuropeptides. 2007. - V.41, №2. - P.65-72.

185. Jaworski, J.N., Hansen, S.T., Kuhar, M.J., Mark, G.P. Injection of CART (cocaine- and amphetamine-regulated transcript) peptide into the nucleus accumbens reduces cocaine self-administration in rats // Behav. Brain Res. -2008. -V. 191. P. 266-271.

186. Jeanrenaud, B., Rohner-Jeanrenaud, F. CNS-periphery relationships and body weight homeostasis: influence of the glucocorticoid status. // Int. J. Obes. Relat. Metab. Disord. 2000. - V. 24. - P. S74-S76.

187. Jia, J., Chen, X., Zhu, W., Luo, Y., Hua, Z., Xu, Y. CART protects brain from damage through ERK activation in ischemic stroke //Neuropeptides. 2008. -V. 42.- P.653-661.

188. Johnstone, L.E., Higuchi, T. Food intake and leptin during pregnancy and lactation // Prog. Brain Res. 2001. - V. 133. - P. 215-28.

189. Jones, B., Kim, J., Zemel, M., Woychik, R., Michaud, E., Wilkison, W., Moustaid, N. Upregulation of adipocyte metabolism by agouti protein: possible paracrine actions in yellow mouse obesity // Am. J. Physiol. 1996. -V. 270. - P. 192-196.

190. Jourdain, P., Dupouy, B., Bonhomme, R., Poulain, D.A., Israel, J.M., Theodosis, D.T. Visualization of local afferent inputs to magnocellular oxytocin neurons in vitro // Eur. J. Neurosci. 1999. - V. 11. - P. 1960-1972.

191. Juraska, J.M, Wilson, C.J, Groves, P.M. The substantia nigra of the rat: a Golgi study//J. Compar. Neurol. 1970. - V.172, №4. - P. 585-600.

192. Kanetsky, P.A., Swoyer, J., Panossian, S., Holmes, R., Guerry, D., Rebbeck, T.R. A polymorphism in the agouti signaling protein gene is associated with human pigmentation // Am. J. Hum. Genet. 2002. - V. 70, №3. - P.770-775.

193. Karmanova, I.G., Oganesyan, G.A. Sleep: Evolution and Dissolution. Lanham-N-Y-Oxf.: Univ. Press of America, 1999. P. 188.

194. Kask, A., Schioth, H.B., Mutulis, F., Wikberg, J.E., Rago, L. Anorexigenic cocaine- and amphetamine-regulated transcript peptide intensifies fear reactions in rats // Brain Res. 2000. - V.857. - P.283-285.

195. Kaufman, D.L., Houser, C.R., Tobin, A.J. Two forms of the gamma-aminobutyric acid synthetic enzyme glutamate decarboxylase have distinct intraneuronal distributions and cofactor interactions // J. Neurochem. 1991. -V.56. - P.720-723.

196. Kawaguchi, Y., Wilson, C.J., Augood, S.J., Emson, P.C. Striatal interneurons: chemical, physiological and morphological characterization // Trends in Neurosci. 1995. - V. 18. - P. 527-535.

197. Keay, K.A., Bandler, R. Periagueductal gray. / In: The rat nervouse system. -(3-d Ed.), Elsever, USA, 2004. P. 243-257.

198. Kesterson, R.A., Huszar, D., Lynch, C.A., Simerly, R.B., Cone, R.D. Induction of neuropeptide Y gene expression in the dorsal medial hypothalamic nucleus in two models of the agouti obesity syndrome // Mol. Endocrinol. 1997. - V. 11. - P. 630-637.

199. Kew, J.N.C., Kemp, J.A. Ionotropic and metabotropic glutamate receptor structure and pharmacology // Psychopharmacology. 2005. - V. 179. - P. 429.

200. Koban, M., Sita, L.V., Le, W.W., Hoffman, G. E. Sleep Deprivation of Rats: The Hyperphagic Response Is Real // Sleep. 2008. - V. 31, №7. - P. 927933.

201. Korotkova, T.M., Ponomarenko, A.A., Brown, R.E., Haas, H.L. Functional diversity of ventral midbrain dopamine and GABAergic neurons // Mol. Neurobiol. 2004. - V.29. - P.243-259.

202. Koylu, E.O., Couceyro, P.R., Lambert, P.D., Ling, N.D., DeSouza, E.B., Kuhar, M.J. Immunohistochemical localization of novel CART peptides in rat hypothalamus, pituitary and adrenal gland // J.Neuroendocrinol. 1997. - V. 9. -P. 823-833.

203. Koylu, E. O, Couceyro, P. R, Lambert, P. D., Kuhar, M. J. Cocaine- and amphetamine-regulated transcript peptide immunohistochemical localization in the rat brain // J. Compar. Neurol. 1998. - V. 391, №1. - P. 115-132.

204. Koylu, E.O., Smith, Y., Couceyro, P.R., Kuhar, M.J. CART Peptides Colocalize With Tyrosine Hydroxylase Neurons in Rat Locus Coeruleus // J. Synapse. 1999. - V. 31. - P. 309-311.

205. Koylu, E.O., Balkan, B., Kuhar, M.J., Pogun, S. Cocaine and amphetamine regulated transcript (CART) and the stress response // Peptides. 2006. - V. 27, №8. - P. 1956-1969.

206. Kuhar, M.J., Ritz, M.C., Boja, J.W. The dopamine hypothesis of the reinforcing properties of cocaine // Trends Neurosci. 1991. - V. 14, №7. - P. 299-302.

207. Kuhar, M.J., Adams, L.D., Hunter, R.G., Vechia, S.D., Smith, Y. CART peptides // Reg. Pept. 2000. - V. 89. - P. 1-6.

208. Kuhar, M.J., Adams, S., Dominguez, G., Jaworski, J., Balkan, B. CART peptides // Neuropeptides. 2002. - V. 36. - P. 1-6.

209. Kuhar, M.J., Jaworski, J.N., Hubert, G.W., Philpot, K.B., Dominguez, G. Cocaine- and amphetamine-regulated transcript peptides play a role in drug abuse and are potential therapeutic targets // AAPS. 2005. - V.7, №1. -P.259-265.

210. Ladyman, S.R., Grattan, D.R. Suppression of leptin receptor messenger ribonucleic acid and leptin responsiveness in the ventromedial nucleus of the hypothalamus during pregnancy in the rat // Endocrinology. 2005. - V. 146. -P. 3868-3874.

211. LaHoste, G.J., Yu, J., Marshall, J.F., Striatal Fos expression is indicative of dopamine D1/D2 synergism and receptor supersensitivity // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1993. - V. 90. - P. 7451-7455.

212. Lambert, P.D., Couceyro, P.R., McGirr, K.M., Dall-Vechia, S.E., Smith, Y., Kuhar, M.J. CART peptides in the central control of feeding and interactions with neuropeptide-Y // Synapse. 1998. - V. 29. - P. 293-298.

213. Lancel, M., Reizen, H., van Glat, A. Enhanced slow-wave activity within NREM sleep in the cortical and subcortical EEG of the cat after sleep deprivation//Sleep. 1992. - V.15. - P. 102-118.

214. Lancel, M., Krômer, S., Neumann, I.D. Intracerebral oxytocin modulates sleep-wake behaviour in male rats // J. Neurosci. 2003. - V. 114, № 2-3. - P. 14552.

215. Lazar, G., Calle, M., Roubo, E.W., Kozicz, T. Immunohistochemical Localization of Cocaine- and Amphetamine-Regulated Transcript Peptide in the Central Nervous System of the Frog Rana esculenta II J.Compar. Neurol. -2004. V. 477. - P. 324-339.

216. Leak, R.K., Moore, R.Y. Topographic organization of suprachiasmatic nucleus projection neurons // Compar. Neurol. 2001. - V. 433, №3. - P. 312-334.

217. Lechan, R.M., Fekete, C. Role of melanocortin signaling in the regulation of the hypothalamic-pituitary-thyroid (HPT) axis // Peptides. 2006. - V. 27. - P. 310-325.

218. Lee, E.H., Lu, K.T. Neurotoxicity of MPTP and uptake of MPPT into dopamine and norepinephrine neurons in mice // Adv. Exp. Med. Biol. 1995. - V. 363. - P. 29-46.

219. Lee, M., Wardlaw, S.L. The central melanocortin system and the regulation of energy balance // Frontiers in Bioscience. 2007. - V.12. - P. 3994-4010.

220. Legradi, G. and Lechan R. M. Agouti-related protein containing nerve terminals innervate thyrotropin-releasing hormone neurons in the hypothalamic paraventricular nucleus // Endocrinology. 1999. - V. 140, № 8. - P. 36433652.

221. Leng G, Onaka T, Caquineau C, Sabatier N, Tobin VA. and Takayanagi Y Oxytocin and appetite // Progress in Brain Res. 2008. - V. 170, № 3. - P. 137-151.

222. Lester, J., Fink, S., Aronin, N., and DiFiglia, M. Colocalization of D1 and D2 dopamine receptor mRNAs in striatal neurons // Brain Res. 1993. - V. 621. -P. 106-110.

223. Lindgren, N., Xu, Z.-Q. D., Herrera-Marschitz, M., Haycock, J., Ho Ekfelt, T., Fisone, G. Dopamine D2 receptors regulate tyrosine hydroxylase activity andphosphorylation at Ser40 in rat striatum // Eur. J. Neurosci. 2001. - V. 13. - P. 773-780.

224. Lipton, J.M., Catania, A.P. Antiinflammatory actions of the neuroimmunomodulator a-MSH // Imm. Today. 1997. - V. 18. - P. 140-145.

225. Liu, L., Song, Z., Sheikhahmadi, A., Jiao, H., Lin, H. Effect of corticosterone on gene expression of feed intake regulatory peptides in laying hens // Compar. Biochem. Physiol. 2012. - V.162, №4. - P. 81-87.

226. Lu, D., Willard, D., Patel, I., Kadwell, S., Overton, L. Agouti protein is an antagonist of the melanocyte-stimulating-hormone receptor // Nature. 1994. -V. 371. - P. 799-802.

227. Lu, X.Y., Nicholson, J.R., Akil, H., Watson, S.J. Time course of short-term and long-term orexigenic effects of Agouti-related protein (86-132) // Neuroreport. -2001. -V. 12. P. 1281-1284.

228. Ludwig, M., Bull, P.M., Tobin, V.A., Sabatier, N., Landgraf, R., Dayanithi, G. Regulation of activity-dependent dendritic vasopressin release from rat supraoptic neurons // J. Physiol. 2005. - V. 564. - P. 515-22.

229. Maab, A.M., Ehlers, M.D. Ubiqutination in postsynaptic function and plasticity // Ann. Rev. Cell Dev. Biol. 2010. - V. 26. - P. 179-210.

230. MacNeil, D.J., Howard, A.D., Guan, X., Fong, T.M., Nargund, R.P. The role of melanocortins in body weight regulation: opportunities for the treatment of obesity // Eur. J. Pharmacol. 2002. - V. 450, №1. - P.93-109.

231. Makarenko, IG, Meguid, M.M., Gatto, L., Chen, C., Ugrumov, M.V. Decreased NPY innervation of the hypothalamus nuclei in rats with cancer anorexia // Brain Res. 2003. - V. 24. - P. 100-108.

232. Makarova, E.N., Yakovleva, T.V., Shevchenko, A.Y. Pregnancy and lactation have antiobesity and anti-diabetic effects in Ay/a mice // Acta Physiologica. -2010. -V. 198, №2. P. 169-177.

233. Mansour, A., Meador-Woodruff, J.H., Bunzow, J.R., Civelli, O., Akil, H., Watson, S.J. Localization of Dopamine D2 Receptor mRNA and Di and D2

234. Receptor Binding in the Rat Brain and Pituitary: An in situ Hybridization-Receptor Autoradiographic Analysis // J. Neuroscience. 1990. - V. 70, №8. -P. 2587-2800.

235. Mansour, A., Watson, S.J.Jr. Dopamine Receptor Expression in the Central Nervous System // Neuropsychopharmacology: The Fifth Generation of Progress. 2000. - www.acnp.org

236. Mao, P., Ardeshri, A., Jacks, R., Yang, S., Hum, P., Alkayed, N. Mitochondrial mechanism of neuroprotection by CART // Eur. J. Neurosci. 2007. - V.26. -P. 624-632.

237. Mao P., Meshul C.K., Thuillier P., Goldberg N.R. S., Hemachandra R. P. CART peptide is a potential endogenous antioxidant and preferentially localized in mitochondria // PLoS One. 2012,- V. 7, № 1. - e29343.

238. Margetic, S., Gazzola, C., Pegg, G.G., Hill, R.A. Leptin: a review of its peripheral actions and interactions // Intern. J. Obes. Rel. Metab. Disorder. -2002,-V. 26.-P.1407-1433.

239. Mari'n, O., Smeets, W.J.A.J., Gonza' lez, A. Basal ganglia organization in amphibians: chemoarchitecture // J.Comp. Neurol. 1998. - V. 392. - P. 285312.

240. Masserano, J.M., Weiner, N. Tyrosine hydroxylase regulation in the central nervous system // Mol. Cell. Biochem. 1983. - V. 53-54, №1-2. - P. 129-152.

241. McKinley MJ, McAllen RM, Mendelsohn FAO, Allen AM, Chai SY, Oldfield BJ. Circumventricular organs: neuroendocrine interfaces between the brain and the hemal milieu// Front. Neuroendocrinol. 1990. - V. 11. - P. 91-127.

242. McNaught, K.S., Perl, D.P., Brownell, A.L., Olanow, C.W. Systemic exposure to proteasome inhibitors causes a progressive model of Parkinson's desease // Ann. Neurol. 2004. - V. 56, №1. - P. 149- 162.

243. McNaught, K.S., Jnobaptiste, R., Jackson, T., Jengelley, T.A. The pattern of neuronal loss and survival may reflect differential expression of proteasome activators in Parkinson's desease // Synapse. 2010. - V. 64, № 3. - P.241-250.

244. Meguid, M.M., Fetissov, S.O., Varma, M., Sato, T., Zhang, L., Laviano, A., Rossi-Fanelli, F. Hypothalamic dopamine and serotonin in the regulation of food intake // Nutrition. 2000. - V. 16. - P. 843-857.

245. Meguid, M.M., Ramos, E.J.B., Suzuki, S., Xu, Y., George, Z.M., Das, U.N., Hughes, K., Quinn, R., Chen, C., Marx, W., Cunningham, P.R. A surgical rat model of human Roux-en-Y gastric bypass // J. Gastrointest. Surg. 2004. -V.8. - P. 621-630.

246. Meister, B., Elde, R. Dopamine transporter mRNA in neurons of the rat hypothalamus //Neuroendocrinol. 1993. - V. 58. - P.388-395.

247. Mimics, K., Middleton, F.A., Marquez, A., Lewis, D.A., Levitt P. Molecular characterization of schizophrenia viewed by microarray analysis of gene expression in prefrontal cortex // Neuron. 2000. - V. 28, № 1. - P. 53-67.

248. Missale, C., Nah, R., Robinson, S., Jaber, M., Caron, M. Dopamine receptors: from structure to function // Physiological reviews. 1998. - V. 78, №1. - P. 188-212.

249. Mitra, N., Mohanakumar, K.P., Ganguly, D.K. Dissociation of serotoninergic and dopaminergic components in acute effects of l-methyl-4-phenyl-l,2,3,6-tetrahydropyridine in mice // Brain Res. Bull. 1992. - V. 28. - P.355-364.

250. Moffett, M., Stanek, L., Rogge, G., Asnicar, M., Hsiung, H., Kuhar, M. Studies of cocaine- and amphetamine-regulated transcript (CART) knockout mice // Peptides. 2006. - V. 27. - P. 2037-2045.

251. Mokdad, A.H., Bowman, B.A., Ford, E.S. The continuing epidemic of obesity and diabetes in the United States // JAMA. 2001. - V. 286. - P. 1195-1200.

252. Monti, J., Monti, D. The involvement of dopamine in the modulation sleep and waking // Sleep Med. Reviews. 2007. - V.l 1. - P. 113-133.

253. Moore, K.E., Lookingland, K.J. Dopaminergic Neuronal Systems in the Hypothalamus / In PsychoNeuropharmacology: The Fifth Generation of Progress. -2000. P. (www.acnp.org).

254. Morgenroth, V.H., Hegstrand, L.R., Roth, R.H., Greengard, P. Evidence for involvement of protein kinase in the activation by adenosine30: 5(¿-monophosphate of brain tyrosine 3-monooxygenase // J. Biol. Chem. 1975. - V. 250. - P. 1946- 1948.

255. Morton, G.J., Cummings, D.E., Baskin, D.G., Barsh, G.S., Schwartz, M.W. Central nervous system control of food intake and body weight // Nature. -2006. V. 443. - P. 289-295.

256. Mountjoy, K.G., Robbins, L.S., Mortrud, M.T., Cone, R.D. The cloning of a family of genes that encode the melanocortin receptors // Science. 1992. - V. 257. - P. 1248-1251.

257. Murphy, K.G. Dissecting the role of cocaine- and amphetamine-regulated transcript (CART) in the control of appetite // Brief. Funct. Genomic Proteomic. 2005. - V. 4, №2. - P. 95-111.

258. Nakamura, H., Seto, T., Nagase, H., Yoshida, M., Dan, S., Ogino, K. Inhibitory effect of pregnancy on stress-induced immunosuppression through corticotropin releasing hormone (CRH) and dopaminergic systems // J. Neuroimmunol. 1997. - V. 75. - P. 1-8.

259. Nelson E.L., Liang C.-L., Sinton C.M., German D.C. Midbrain dopamineergic neurons in the mouse: computer-assisted mapping // J. Compar. Neurol. 1996. - V.369. - P. 361-371.

260. Naoi M., Parvez S.H. Tyrosine hydroxylase: from discovery to cloning / Utrecht: VSP. (Third edition), Netherlands, 1993,- P. 311.

261. Neumann, I.D., Russell, J.A., Landgraf, R. Oxytocin and vasopressin release within the supraoptic and paraventricular nuclei of pregnant, parturient and lactating rats: a microdialysis study//Neurosci. 1993. - V. 53. - P. 65-75.

262. Neumann, I.D., Torner, L., Wigger, A. Brain oxytocin: differential inhibition of neuroendocrine stress responses and anxiety-related behaviour in virgin, pregnant and lactating rats // Neurosci. 2000. - V. 95. - P. 567-575.

263. Neumann, I.D., Bosch, O.J., Toschi, N., Torner, L., Douglas, A.J. No stress response of the hypothalamo-pituitary-adrenal axis in parturient rats: lack of involvement of brain oxytocin // Endocrinology. 2003. - V. 144. - P. 24732479.

264. Oades, R.D., Halliday, G.M. Ventral tegmental (A10) system: neurobiology. 1. Anatomy and connectivity // Brain Research Reviews. 1987. - V. 12. - P. 117-165.

265. Ojeda S.R., Lomniczi A., Sandau U.S. Glial-gonadotrophin hormone (GnRH) neurone interactions in the median eminence and the control of GnRH secretion // J. Neuroendocrinol. 2008. - V. 20. - P. 732-742.

266. Oldfield, B.J, Mckinley, M.J. Circumventricular Organs / In: The rat nervouse system. (3-d Ed.), Elsever, USA, 2004. - P.389-406.

267. Ollmann, M.M., Wilson, B.D., Yang, Y.K., Kerns, J.A., Chen, Y., Gantz, I., Barsh, G.S. Antagonism of central melanocortin receptors in vitro and in vivo by agouti-related protein // Science. 1997. - V. 278. - P. 135-138.

268. Onali, P., Olianas, M.C., Bunse, B. Evidence that adenosine A2 and dopamine autoreceptors antagonistically regulate tyrosine hydroxylase activity in rat striatal synaptosomes // Brain Res. 1988. - V. 456. - P. 302-309.

269. Oota, H. Fine structure of the median eminence and the pers nervosa of the mouse//J. Fac. Sci. Univ. Tokyo. 1963. -V. 10. - P. 155-168.

270. Ordyan, N.E., Pivina, S.G., Rakitskaya, V.V., Shalyapina, V.G. The neonatal glucocorticoid treatment-produced long-term changes of the pituitary-adrenal function and brain corticosteroid receptors in rats // Steroids. 2001. V. 66. - P. 883-888.

271. Paladini, C.A., Celada, P., Tepper, J.M. Striatal, pallidal, and pars reticulata evoked inhibition of nigrostriatal dopaminergic neurons is mediated by GABA(A) receptors in vivo // Neuroscience. 1999. - V. 89. - P. 799-812.

272. Pandit, R., De Jong, J.W., Vanderschuren, L.J., Adan, R.A.H. Neurobiology of overeating and obesity: The role of melanocortins and beyond // Eur.J. of Pharmacol. 2011. - V. 660. - P. 28-42.

273. Parent, A., Parent, M., Levesque, M. Basal ganglia and Parkinson's: An anatomical perspective //Neurosci. News. 1999. - V. 2. - P. 19-26.

274. Parker, J.A., Bloom, S.R. Hypothalamic neuropeptides and the regulation of appetite // Neuropharmacology. 2012. - V. 63, №1. - P. 18-30.

275. Pasquali, R., Vicennati, V., Cacciari, M., Pagotto, U. The hypothalamic -pituitary-adrenal axis activity in obesity and the metabolic syndrome // Ann. NY Acad. Sci. 2006. - V. 1083. - P.ll 1-128.

276. Paxinos, G.T., Watson, Ch. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. (Fourth Edition). Academic Press, San Diego, California, USA, 1998. International Standard Book Number: 0-12-547617-5.

277. Paxinos, G.T., Franklin K.B.J. The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. -2-nd Edition, Academic, San Diego, CA, 2001.

278. Pei, L., Lee, F. J. S., Moszczynska, A., Vukusic, B., and Liu, F. Regulation of dopamine D1 receptor function by physical interaction with the NMD A receptors // J. Neurosci. 2004. - V. 24. - P. 1149-1158.

279. Perez-Alvarez, S., Solesio, M.E. Manzanares, J., Jordan, J., Galindo, M.F. Lactacystyn requires reactive oxygen species an Bax redistribution to induce mitochondria-mediated cell death // Br. J. Pharmacol. 2009. - V.158, № 4,-P.l 121-1130.

280. Philpot, K., Smith, Y. CART peptide and the mesolimbic dopamine system // J. Peptides. 2006. - V. 27, №8. - P. 1987-1992.

281. Piazza, P.V., Maccari, S., Deminiere, J.M., Le Moal, M., Mormede, P., Simon, H. Corticosterone levels determine individual vulnerability to amphetamine selfadministration // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1991. - V. 88. - P. 20882092.

282. Plata-Salaman, C.R. Anorexia during acute and chronic disease // Nutrition. -1996. V. 12.-P. 69-78.

283. Pories, W.J., Albrecht, R.J. Etiology of type II diabetes mellitus: role of the foregut // World J. Surg. 2001. - V. 25. P. 527-531.

284. Price, Ch.J., Pittman, Q.J. Dopamine D4 Receptor Activation Inhibits Presynaptically Glutamatergic Neurotransmission in the Rat Supraoptic Nucleus//J. Neurophysiol. -2001. V. 86, №3. - P. 1149-1155.

285. Pritchard, L.E., White, A. Agouti-related protein: More than a melanocortin-4 receptor antagonist? // Peptides. 2005. - V. 26. - P. 1759-1770.

286. Quillan, J.M., Sadee, W., Wei, E.T., Jimenez, C., Ji, L., Chang, J.K. A synthetic human Agouti-related protein-(83-132)-NH2 fragment is a potent inhibitor of melanocortin receptor function // FEBS Lett. 1998. - V. 428, № 1-2. - P. 59-62.

287. Ramos, E.J., Xu, Y., Romanova, I., Middleton, F., Chen, C., Quinn, R., Inui, A., Das, U., Meguid, M.M. Is obesity an inflammatory disease? // Surgery. -2003. -V. 134. P. 329-335.

288. Reiner, A., Medina, L., Veenman, C.L. Structural and functional evolution of the basal ganglia in vertebrates // Brain Res. Reviews. 1998. - V. 28. - P. 235285.

289. Reizes, O., Benoit, S.C., Strader, A.D., Clegg, D.J., Akunuru, S., Seeley, R.J. Syndecan-3 modulates food intake by interacting with the melanocortin/AGRP pathway // Ann. N-Y Acad. Sci. 2003. - V. 994. - P. 66-73.

290. Renquist, B.J., Lippert, R.N., Sebag, J.A., Ellacott Kate, L.J., Cone, R.D. Physiological roles of the melanocortin MC3 receptor // Eur. J. Pharmacol. -2011. V. 660, №1. - P. 13-20.

291. Rocha, M., Bing, C., Williams, G., Puerta, M. Pregnancy-induced hyperphagia is associated with increased gene expression of hypothalamic agouti-related peptide in rats // Regul .Pept. 2003. - V. 114. - P. 159-165.

292. Rosenwasser, A.M. Functional neuroanatomy of sleep and circadian rythms // Brain Res. Rew. 2009. - V.61. - P. 281-306.

293. Rousseau, K., Atcha, Z., Loudon A.S.I. Leptin and seasonal mammals // J. Neuroendocrinol. 2003. - V. 15. - P. 409-414.

294. Russell, J.A., Leng, G., Douglas, A.J. The magnocellular oxytocin system, the fount of maternity: adaptations in pregnancy // Front. Neuroendocrinol. -2003. -V. 24. P. 27-61.

295. Sakai, C., Ollmann, M., Kobayashi, T., Abdel-Malek, Z., Muller, J., Vieira, W.D., Imokawa, G., Barsh, G.S., Hearing, V.J. Modulation of murine melanocyte function in vitro by agouti signal protein // EMBO J. 1997. - V. 16, №12. - P. 3544-3552.

296. Salinas, A., Wilde, J.D., Maldve, R.E. Ethanol enhancement of cocaine- and amphetamine-regulated transcript mRNA and peptide expression in the nucleus accumbens // J. Neurochem. 2006. - V.97. - P.408-415.

297. Saper C.B., Chou T.C. and Scammell T.E. The sleep switch: hypothalamic control of sleep and wakefulness // Trends in Neurosci. 2001. - V. 24, № 12. - P. 726-741.

298. Sasaki, T., Kanke, Y., Kudoh, K., Misawa, Y., Shimizu, J., Takita, T. Effects of dietary docosahexaenoic acid on surface molecules involved in T-cell proliferation// Biochim. Biophys. Acta. 1999. - V. 1436. - P. 519-530.

299. Saper C.B., Cano G., Scammell T.E. Homeostatic, circadian and emotional regulation of sleep // J. Comp. Neurol. 2005. V. 493. P. 92-98.

300. Sato, T., Meguid, M.M., Fetissov, S.O., Chen, C., Zhang, L. Hypothalamic dopaminergic receptor expressions in anorexia of tumor bearing rats // Am. J. Physiol. -2001. -V. 281. P. 1907-1916.

301. Sato T, Laviano A, Meguid MM, Chen, C., Rossi-Fanelli, F., Hatakeyama, K. Involvement of plasma leptin, insulin and free tryptophan in cyctokine-induced anorexia // Clin. Nutr. 2003. - V. 22. - P. 139-146.

302. Schneider, J.S., Rothblat, D.S., Distefano, L. Volume transmission of dopamine over large distances may contribute to recovery from experimental parkinsonism // Brain Res. 1994. - V. 643. - P. 86-91.

303. Schwartz, M.W., Woods, S.C., Porte, D.Jr., Seeley, R.J., Baskin, D.G. Central nervous system control of food intake // Nature. 2000. - V. 404. P.661-671.

304. Schwartz, M.W., Morton, G.J. Obesity: keeping hunger at bay // Nature. -2002. V.418. - P.595-597.

305. Schwarting, R.K.W., Huston, J.P. The unilateral 6-hydroxydopamine lesion model in behavioral brain research: analysis of functional defi cits, recovery and treatments // Progr. Neurobiol. 1996. - V. 50. - P. 275-331.

306. Sedelis, M., Rainer, K.W., Schwarting, J.P. Behavioral phenotyping of the MPTP mouse model of Parkinson's disease // Behav. Brain Res. 2001. - V. 125. - P. 109-122.

307. Segref, A., Hoppe, T. Think locally: control of ubiquitin-dependent protein degradation in neurons // EMBO Rep. 2009. - V. 10, № 1. - P.44-50.

308. Sergeyev, V., Broberger, C., Hokfelt, T., 2001. Effect of LPS administration on the expression of POMC, NPY, galanin, CART and MCH mRNAs in the rat hypothalamus. Brain Res. Mol. Brain Res. 90 (2), 93-100.

309. Shapovalova, K.B., Yakumovskii, A.F. Participation of the nigrostriatal and mesolimbic dopaminergic systems of the brain in the control of components of learned motor responses in the dogs // Neurosci. Behav. Physiol. 1988. -V.18, №1. - P. 76-85.

310. Sharrer, E. Neurosecretion. X. A relationship between the paraphysis and the paraventricular nucleus in the Carter snake (Thamnophis sp) // Biol. Bull. -1951. -V. 101. -P. 106-113.

311. Shieh, K.R. Effects of the cocaine- and amphetamine-regulated transcript peptide on the turnover of central dopaminergic neurons // Neuropharmacology. 2003. - V.44. - P. 940-948.

312. Shutter, J.R., Graham, M., Kinsey, A.C., Scully, S., Luthy, R., Stark, K.L. Hypothalamic expression of ART, a novel gene related to agouti, is up-regulated in obese and diabetic mutant mice // Genes Dev. 1997. - V. 11. - P. 593-602.

313. Sim, L.J, Joseph, S.A. Arcuate nucleus projection to brainstream regions which modulates nociception // J. Chem. Neuroanat. 1991. - V.4. - P. 391-401.

314. Simerly, R. B. Anatomical Substrates of Hypothalamic Integration /In: The rat nervouse system. (3-d Ed.), Elsever, USA, 2004. - P. 335-368.

315. Slominski, A., Wortsman, J., Plonka, P.M., Schallreuter, K.U., Paus, R., Tobin, D.J. Hair follicle pigmentation // J. Invest. Dermatol. 2005. - V. 124, №1. -P. 13-21.

316. Smeets, W.J.A.J., Marin, O., Gonzales, A. Evolution of the basal ganglia: new perspectives through a comparative approach. // J. Anat. 2000. - V. 196. - P. 501-517.

317. Smith, Y., Koylu, E.O., Couceyro, P., Kuhar, M.J. Ultrastructural localization of CART (cocaine- and amphetamine-regulated transcript) peptides in the nucleus accumbens of monkeys // Synapse. 1997. - V. 27, №1. - P.90-94.

318. Smith, S.M., Vaughan, J.M., Donaldson, C.J., Rivier, J., Li, C., Chen, A., Vale, W.W. Cocaine- and Amphetamine-Regulated Transcript Activates the

319. Hypothalamic-Pituitary-Adrenal Axis through a Corticotropin-Releasing Factor Receptor-Dependent Mechanism // J.Endocrinology. 2004. - V. 145, №11. - P. 5202-5209.

320. Snow, B.J., Vingerhoets, F.J.G., Langston, J.W. Pattern of dopaminergic loss in the striatum of humans with MPTP induced parkinsonism // J. Neurol. Neurosurg. Psychiat. 2000. - V. 68. - P. 313-316.

321. Speakman, J., Hambly, C., Mitchell, S., Krol, E. Animal models of obesity // Obesity Rev. 2007. - V.8, №1. - P. 55-61.

322. Spencer, J.D., Schallreuter, K.U. Regulation of pigmentation in human epidermal melanocytes by functional high-affinity P-melanocyte-stimulating hormone/melanocortin-4 receptor signaling // Endocrinology. 2009. - V. 150, №3. - P. 1250-1258.

323. Spiess, J., Villarreal, J., Vale, W. Isolation and sequence analysis of a somatostatin-like polypeptide from ovine hypothalamus // Biochemistry. -1981. V. 20, №7. - P.1982-1988.

324. Stanek L. Cocaine- and amphetamine related transcript (CART) and anxiety // Peptides. 2006. - V. 27. - P. 2005-2011.

325. Sten, M.L., Miura G.I., Marsh D.J., Yagaloff K., Palmiter R.D. A metabolic defect promotes obesity in mice lacking melanocortin-4 receptors // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. - V. 97. - P. 12339-12344.

326. Strader, A.D., Reizes, O., Woods, S.C., Benoit, S.C., Seeley, R.J. Mice lacking the syndecan-3 gene are resistant to diet-induced obesity // J. Clin. Invest. -2004. -V. 114, №9. P. 1354-1360.

327. Stutz, A.M., Staszkiewicz, J., Ptitsyn, A., Argyropoulos, G. Circadian expression of genes regulating food intake // Obesity. 2007. - V. 15, №3. - P. 607-615.

328. Suntsova, N., Szymusiak, R., Alam, M.N., Guzman-Marin, R., McGinty, D. Sleep-waking discharge patterns of median preoptic nucleus neurons in rats // J. Physiol. Lond. 2002. - V. 543. - P. 665-667.

329. Suzuki, K., Jayasena, C.N., Bloom, S.R. Obesity and appetite control // Exp. Diabetes. Res. 2012. - ID 824305.

330. Swanson, L.W. The projections of the ventral tegmental area and adjacent regions: a combined fluorescent retrograde tracer and immunofluorescence study in the rat // Brain Res Bull. 1982. - V. 9, №1-6. - P.321-353.

331. Szczypka, M.S., Mandel, R.J., Donahue, B.A., Snyder, R.O., Leff, S.E., Palmiter, R.D. Viral gene delivery selectively restores feeding and prevents lethality of dopamine-deficient mice //Neuron. 1999. - V.22. - P. 167-178.

332. Takeda, S. Central Control of Bone Remodelling // J. Neuroendocrinol. 2008. -V. 20. - P.802-807.

333. Tartaglia, L.A. The leptin receptor // J. Biol. Chem. 1997. - V. 272. - P. 6093-6096.

334. Tepper, J.M., Nakamura, S., Young, S.J., Groves, P.M. Autoreceptormediated changes in dopaminergic terminal excitability: effects of striatal drug infusions // Brain Res. 1984. - V. 309. - P. 317-333.

335. Tobler, I., Borbely, A. A. The effect of 3h and 6h sleep deprivation in sleep and EEG spectra of the rat // Behav. Brain Res. 1990. - V.29. - P. 73-78.

336. Tolle, V., Low, M.J. In vivo evidence for inverse agonism of Agouti-related peptide in the central nervous system of proopiomelanocortin-deficient mice // Diabetes. 2008. - V. 57, №1. - P. 86-94.

337. Tong, Q., Ye, Ch.-P., Jones, J.E., Elmquist, J.K., Lowell, B.B. Synaptic release of GABA by AGRP neurons is required for normal regulation of energy balance //Nat. Neurosci. 2008. - V. 11, №9. - P. 998-1000.

338. Ugrumov M.V. Non-dopaminergic neurons partly expressing dopaminergic phenotype: Distribution in the brain, development and functional significance. J. Chem. Neuroanat. 2009, 38, 241-256.

339. Uschakov, A., Gong, H., McGinty, D., Szymusiak, R. Sleep-active neurons in the preoptic area project to the hypothalamic paraventricular nucleus and the perifornical lateral hypothalamus // J. Eur. Neurosci. 2006. V. 23. P. 32843296.

340. Uversky, V.N. Neuropatology, biochemistry and biophysics of a-sinuclein aggregation // J. Neurochem. 2007. - V. 103, №1. - P. 17-37.

341. Vicentic, A. CART peptide diurnal variations in blood and brain // Peptides. -2006. -V. 27. P. 1942-1948.

342. Vicentic A, Hunter RG, Kuhar MJ. Effect of corticosterone on CART peptide levels in rat blood // Peptides. 2005. - V. 26, № 3. . P.531-533.

343. Vicentic, A., Lakatos, A., Jones, D. The CART receptors: background and recent advances // Peptides. 2006. - V. 27, №8. - P. 1934-1937.

344. Vicentic, A., Jones, D.C. The CART (cocaine- and amphetamine-regulated transcript) system in appetite and drug addaction // J.Pharmacol. Exp. 2007. -V.320, №2. - P.599-506.

345. Viviani D., Stoop R. Opposite effects of oxytocin and vasopressin on the emotional expression of the fear response // Progress in Brain Res. 2008. - V. 170. - P. 207-218.

346. Volkoff, H., Peter, R.E. Effects of lipopolysaccharide treatment on feeding of goldfish: role of appetite-regulating peptides // Brain Res. 2004. - V. 998. - P. 139-147.

347. Vrang, N., Larsen, P.J., Clausen, J.T., Kristensen, P. Neurochemical characterization of hypothalamic cocaine-amphetamine-regulated transcript neurons // J. Neurosci. 1999. - V. 19. - P. RC5.

348. Vrang, N., Larsen, P.J., Kristensen, P., Tang-Christensen, M. Central administration of cocaine-amphetamine-regulated transcript activates hypothalamic neuroendocrine neurons in the rat // Endocrinol. 2000. - V. 141. - P. 794-801.

349. Wang, H., Storlien, L.H., Huang, X.F. Effects of dietary fat types on body fatness, leptin, and ARC leptin receptor, NPY, and AgRP mRNA expression // Am. J. Physiol .Endocrinol .Metab. 2002. - V. 282,- P. 1352-1359.

350. Wang, H-L. and Morales, M. Corticotropin-releasing factor binding protein within the ventral tegmental area is expressed in a subset of dopaminergic neurons // J. Compar. Neurol. 2008. - V. 509. - P. 302-318.

351. Wierup, N., Gunnarsdottir, A., Ekblad, E., Sundler, F. Characterisation of CART-containing neurons and cells in the porcine pancreas, gastro-intestinal tract, adrenal and thyroid glands // BMC Neurosci. 2007. - V.8. - P. 3-11.

352. Wigmore, S.J., Barber, M.D., Ross, J.A., Tisdale, M.J., Fearon, K.C. Effect of oral eicosapentaenoic acid on weight loss in patients with pancreatic cancer // Nutr. Cancer. 2000. - V. 36. P. 177-184.

353. Wolff, G.L., Roberts, D.W., Mountjoy, K.G. Physiological consequences of ectopic agouti gene expression: the yellow obese mouse syndrome // Physiol. Genomics. 1999. - V. 1, №3. - P. 151-163.

354. Xia, Y., Wikberg, J.E. Postnatal expression of melanocortin-3 receptor in rat diencephalon and mesencephalon//Neuropharmacology. 1997. - V. 36, №2. -P. 217-224.

355. Xu, Y., Ohinata, K., Meguid, M.M., Marx, W„ Tada, T., Chen, C., Quinn,

356. R., Inui, A. Gastric bypass model in the obese rat to study metabolic mechanism of weight loss // J. Surg. Res. 2002. - V. 107. - P. 56-63.

357. Xu Y, Ramos EJ, Middleton F, Romanova I, Quinn R, Chen C, Das U, Inui A, Meguid MM. Gene expression profiles post Roux-en-Y gastric bypass // Surgery. 2004. - V. 136, № 2. - P. 246-252.

358. Xua, H., Chena, R., Caia, X., Hea, D. Differential effects of activating D1 and D2 receptors on electrophysiology of neostriatal neurons in a rat model of Parkinson's disease induced by paraquat and maneb // Neurosci. Res. 2011. -V.4. - P. 411-420.

359. Yang, Y.K., Ollmann, M., Wilson, B., Dickinson, C., Yamada, T., Barsh, G., Gantz, I. Effects of recombinant agouti-signaling protein on melanocortin action // Mol. Endocrinol. 1997. - V. 11. - P. 274-280.

360. Yang, Y.K., Thompson, D.A., Dickinson, C.J., Wilken, J., Barsh, G.S., Kent, S.B., Gantz, I. Characterization of Agouti-related protein binding to melanocortin receptors // Mol. Endocrinol. 1999. - V. 13, №1. - P. 148-155.

361. Yang, S., Shief, K. Cocaine- and amphetamine-regulated transcript (CART) peptide and the mesolimbic and nigrostriatal dopaminergic system // Tzu. Chi. Med. J. 2008. - V.20, №4. - P. 248-252.

362. Yen, T.T., Gill, A.M., Frigeri, L.G., Barsh, G.S., Wolff, G.L. Obesity, diabetes, and neoplasia in yellow Avyl- mice; ectopic expression of the agouti gene // FASEB J. 1994. - V. 8. - P. 479-488.

363. Zahm, D.S. Functional-anatomical implications of the nucleus accumbens core and shell subterritories // Ann. N-Y Acad. Sci. 1999. - V. 877. - P. 113-128.

364. Ziegler, D., Herman, J. Neurocircuitry of stress Integration: anatomical pathways regulating the Hypothalamo-Pituitary-Adrenocortical axis of the rat // Integr. Comp. Biol. 2002. - V. 42. - P. 541-551.

365. Zigmond, M.J., Abercrombie, E.D., Berger, T.W., Grace A.A., Strieker, E.M. Compensations after lesions of central dopaminergic neurons: some clinical and basic implications // Trends Neurosci. 1990. - V. 13, N7. - P. 290-296.

Информация о работе

Романова, Ирина Владимировна
доктора биологических наук
Санкт-Петербург, 2012
ВАК 03.03.01

Диссертация

Роль CART и AGRP в модуляции функциональной активности дофаминергических нейронов мозга - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы