Регуляция циркадного ритма устьичных движений и транспирации рецепторами красного света

Константинова, Светлана Викторовна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Регуляция циркадного ритма устьичных движений и транспирации рецепторами красного света
ВАК РФ 03.00.12, Физиология и биохимия растений

Автореферат диссертации по теме "Регуляция циркадного ритма устьичных движений и транспирации рецепторами красного света"

На правах рукописи 1

КОНСТАНТИНОВА СВЕТЛАНА ВИКТОРОВНА

РЕГУЛЯЦИЯ ЦИРКАДНОГО РИТМА УСТЬИЧНЫХ ДВИЖЕНИЙ И ТРАНСПИРАЦИИ РЕЦЕПТОРАМИ КРАСНОГО СВЕТА

Специальность 03.00.12 - физиология и биохимия растений

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Москва, 2007

003057341

Диссертационная работа выполнена на кафедре физиологии растений биологического факультета Московского Государственного Университета им. М.В. Ломоносова

Защита состоится «11» мая 2007 г. в 15:30 часов на заседании диссертационного совета Д 501.001.46 в Московском Государственном Университете им. М.В. Ломоносова по адресу: 119992, г. Москва, Ленинские Горы д.1 к. 12, биологический факультет МГУ. Факс: (495)939-43-09

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке биологического факультета МГУ им. М.В. Ломоносова.

Автореферат разослан «У7 » ол^ё-л^ 2007 года.

Научный руководитель:

кандидат биологических наук, доцент У,Б. Баштанова

Официальные оппоненты: доктор биологических наук,

профессор Ф.Ф. Литвин

кандидат биологических наук, ст. н. сотр. О.Д. Бекасова

Ведущая организация:

Санкт-Петербургский Государственный Университет, (г. Санкт-Петербург).

М.А. Гусаковская

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ Актуальность темы. Необходимость контроля процессов газообмена и водообмена для роста, развития и продуктивности растений трудно переоценить. Важной составляющей этого контроля являются движения замыкающих клеток устьиц, обеспечивающих как газообмен, так и испарение воды (транспирацию). Вследствие этого устьичный аппарат представляет собой яркий пример высокоспециализированного образования с комплексной регуляцией, осуществляющего связь с окружающей средой, и, в то же время, находящегося под контролем растительного организма.

Одним из основных факторов окружающей среды, регулирующих работу устьичного аппарата, является свет. Согласно современным представлениям, практически все известные фоторецепторы растений участвуют в фоторегуляции устьичных движений: рецепторы синего света (СС) и ультрафиолета (УФ) - фототропины (Kinoshita et al., 2001), криптохромы (Мао et al., 2005) и зеаксантин (Talbott et al., 2003a). Ситуация с рецепторами красного света (КС) не так однозначна. Большинство исследователей относили ответы на КС к хлорофилл-зависимым, опосредованным работой фотосинтетического аппарата самих замыкающих клеток устьиц и/или подлежащих клеток мезофилла (Vavasseur, Ragbavendra, 2005). Однако ряд авторов получили косвенные доказательства участия в регуляции устьичных движений рецептора КС -фигохрома (Habermann, 1973; Roth-Bejerano, Itai, 1981; Eckert, Kaldenhoff, 2000; Talbott et al., 2003b). Таким образом, теоретически две рецепторные системы: хлорофилл-зависимая и фитохром-зависимая, - могут регулировать процессы устьичных движений и транспирации в ответ на КС, однако участие фитохромов в регуляции этих процессов нуждается в дополнительных прямых доказательствах.

Эндогенным механизмом, обеспечивающим тонкую настройку работы устьичного аппарата, являются биологические часы. Циркадные (с периодом около суток) ритмы устьичных движений являются одним из классических примеров работы биологических часов. Показано, что механизм биологических часов подстраивается к 24-часовому периоду и местному времени с помощью ежесуточных колебаний свет/темнота и в этом процессе участвуют ряд фоторецепторов растений - криптохромы и фитохромы. В свою очередь, часы регулируют эксперссию генов этих фоторецепторов, а также фазу (фотофильная и скотофильная) и амплитуду фотоответов (Gardner et al., 2006). В таком случае встает вопрос, какие именно фоторецепторы участвуют в настройке суточного ритма устьичных движений - фитохромы или (и) рецепторы синего света?

et al, 1991), в которых, однако, возможно наличие нормальных хлоропластов в замыкающих клетках устьиц, расположенных над бесхлорофильными участками мезофилла (Virgin, 1957; Sharkey, Ogava, 1987); некоторые авторы использовали растения, обработанные гербицидами (Karlsson et al., 1983; Sharkey, Ogava, 1987), значительно изменяющими метаболизм. Таким образом, до наших исследований на бесхлорофильных растениях не было прямых доказательств участия фитохрома в регуляции устьичных движений и транспирации. Ранее в нашей лаборатории на бесхлорофильном мутанте гороха XL-18 было показано КС-зависимое увеличение скорости транспирации. Детальное изучение этого феномена и стало основным направлением наших исследований.

Цель и задачи исследования. Целью данной работы было изучение природы КС-зависимых транспирационных и устьичных ответов с использованием бесхлорофильных и бесфитохромных мутантных растений, а также выявление различий в регуляции циркадных ритмов устьичных движений и транспирации рецепторами КС.

Для ее достижения были поставлены следующие задачи:

1. Получить доказательства фитохромной природы ответа на КС у бесхлорофильного мутанта mpoxaXL-IS:

выяснить, возможна ли обратимость ответа на КС дальним красным светом (ДКС);

отработать методику построения спектра действия устьичных движений; получить предварительный спектр действия устьичных движений в красной области действующего света;

определить к какой из фитохром-зависимых реакций (сверхнизкоэнергетической (VLFR), низкоэнергетической (LFR) или высокоэнергетической (HIR)) можно причислить этот ответ;

2. Выявить роль фитохрома и хлорофилла в регуляции суточного ритма устьичных движений и транспирации.

Научная новизна. Показана обратимость транспирационного ответа на красный свет дальним красным, также получена дозовая зависимость ответа. По обратимости и пороговым значениям интенсивности света ответ укладывается в низкоэнергетический тип фитохромных реакций, опосредованных фитохромом В. Получен предварительный спектр действия устьичных движений в красной области действующего света с характерным для спектров поглощения фитохромов максимумом около 670нм. Сделан вывод об участии фитохрома в регуляции ритмов транспирации и устьичных движений. Показано наличие ритмической регуляции скорости транспирации растений гороха дикого типа в ответ на красный свет. В этом ответе разделены фотосинтетическая и фитохромная составляющие. Показано, что суточные изменения интенсивности транспирации для растений гороха и томата дикого типа имеют характерные признаки эндогенного циркадного ритма. С помощью мутантных растений выявлены особенности регуляции

этих ритмов фотосинтетической и фитохромной составляющими. На основе анализа ответов мутантных растений сделан вывод о необходимости фитохрома для поддержания ритма транспирации на свету, тогда как фотосинтетическая составляющая влияет на ритмичность в течение темнового периода.

Практическая значимость работы. Представленная работа является фундаментальным исследованием сложной многоуровневой системы регуляции транспирации и усгьичных движений растений. Полученные результаты могут быть использованы в курсах лекций по физиологии растений и фоторегуляции физиологических процессов у растений. С другой стороны, в связи с адаптивной значимостью корректного функционирования эндогенных биологических часов растений, разработка данной проблемы представляется важной с точки зрения экологической и физиологической регуляции процессов роста и развития растений.

Апробация работы. Материалы диссертации обсуждались на заседаниях кафедры физиологии растений биологического факультета МГУ, доложены на XI Международном конгрессе по фотосинтезу (Будапешт, 1998); на Международных конференциях аспирантов и студентов по фундаментальным наукам «Ломоносов» (Москва, 2001, 2005); на IV и V съездах общества физиологов растений России (Москва, 1999; Пенза, 2003); на VII Молодежной конференции ботаников (Санкт-Петербург, 2000); на III и IV Всероссийских съездах фотобиологов (Воронеж, 2001; Саратов, 2005); на II международной конференции по анатомии и морфологии растений (Санкт-Петербург, 2002); на Всероссийской научно-практической конференции «Физиология растений и экология на рубеже веков» (Ярославль, 2003); на IV Международной научной конференции «Регуляция роста, развития и продуктивности растений» (Минск, 2005); на II международном симпозиуме «Сигнальные системы клеток растений: роль в адаптации и иммунитете» (Казань, 2006).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 15 работ.

Объем и структура диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания объектов и методов исследования, результатов исследований и их обсуждения, заключения, выводов, приложений и списка цитированной литературы, включающего работы (S2f на иностранных языках). Работа изложена на JL2G страницах, содержит JS_ таблиц и рисунок.

СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

Объекты исследования.

- горох посевной (Pisum sativum L.). Сорт "Ранний зеленый" (дикий тип) и бесхлорофильный мутант XL-¡8 (линия xantha) (Ежова, ГостимскиЙ, 1979). В экспериментах использовали 10 - 19-дневные проростки, в этом возрасте у растений было по 2 - 4 развитых листа.

- томат обыкновенный (Lycopersicon esculentum Mill). Сорт "Alisa Craig" (дикий тип) и бесфитохромный мутант aurea (Koornneef et al, 1985). Для экспериментов использовались 30 - 50-дневные растения, так как томат растет медленнее гороха. В этом возрасте у растений томата 2-6 развитых листьев, и их "физиологический" возраст сравним с 20-дневными растениями гороха.

Световая микроскопия. Размеры устьиц (длина, ширина, апертура усгьичной щели), их количество и осмотическое давление определяли на эпидермальных срывах листа методом световой микроскопии (МБИ-11, Россия). В экспериментах по воздействию света красной области спектра на устьичные движения все измерения проводили при нейтральном зеленом свете с использованием граничного зеленого светофильтра (Атпах = 531 нм; XV2= 33,6 нм), чтобы избежать изменения апертуры устьиц в ответ на интенсивный белый свет от осветителя микроскопа.

Определение среднего осмотического давления клеточного сока проводили на эпидермальных срывах листьев методом начинающегося плазмолиза (Грин, Стаут, Тейлор, 1993; Мейчик, Балнокин, 2005)

Электронная микроскопия. Кусочки листьев гороха дикого типа и мутанта XL-1S подготавливали стандартным методом: фиксировали в 2% растворе глутарового альдегида с добавлением сахарозы, дегидратировали в серии растворов этанола восходящей концентрации. Контрастировали в 2% растворе уранилацетата. Заливку проводили смесью смол аралдита и эпона. Ультратонкие срезы окрашивали цитратом свинца по Reynolds (Reynolds, 1963). Исследование ультраструктуры проводили методом просвечивающей электронной микроскопии (JEM-100В, Япония)

Получение спектров поглощения, пропускания и отражения. Измерения проводились на спектрофотометре (Hitachi 150-20, Япония), оснащенном интегрирующей сферой. Спектры пропускания и отражения обеих поверхностей листа (абаксиальной и адаксиальной) записывали в области 400-800 нм. В связи с тем, что интегрирующая сфера не полностью собирает свет, прошедший через растительную ткань, спектр пропускания корректировали в соответствии с методикой М. Н. Мерзляка (Merzlyak et al., 2002). Спектры поглощения рассчитывали, используя корректированный спектр пропускания и измеренный спектр отражения.

Условия освещения. В качестве осветителя использовался либо диапроектор (Свитязь, Россия) с набором интерференционных и граничных светофильтров, либо светодиодная лампа (ДЛ) (660нм, Россия). Для получения монохроматического света различной интенсивности использовали набор нейтральных светофильтров.

Измерение спектра действия устьичных движений в красной области спектра действующего света. Интактный (неповрежденный) лист растения фиксировали в необходимом положении (адаксиальной (верхней) стороной к источнику света) с

помощью камеры, показанной на рисунке 1 (1). Камера закреплялась на штативе таким образом, чтобы освещаемая поверхность была перпендикулярна световому потоку. Штатив с камерой помещали в черный ящик с двумя отверстиями, закрытыми фотографическими рукавами, что позволяло на ощупь работать с растениями, инкубированными в темноте. Построение спектра действия — зависимости амплитуды устьичных движений от длины волны действующего света - проводили по стандартной схеме (Шзи^ег ег а1., 2000).

Определение интенсивности (скорости) и ускорения транспирации целого листа проводили методом дифференциальной психрометрии на установке, собранной на кафедре физиологии растений МГУ Б.А. Соловьевым (Власова, 1994). Установка была значительно модифицирована в связи с условиями эксперимента. Блок-схема установки представлена на рисунке 1.

Рисунок 1. Блок-схема установки для определения скорости и ускорения транспирации целого листа методом дифференциальной психрометрии.

1 - герметичная камера; 2 - микрокомпрессор; 3 - датчик (психрометрическая ячейка на

основе двух термопар); 4 - черный ящик; 5 - осветитель; 6 - набор светофильтров; 7 -

резистор; 8 - батарейка, 1,5В; АЦП - аналогово-цифровой преобразователь; ПК -

персональный компьютер; Ф-136, ЛПУ-усилители; КСП- самописец.

(а) модификация для измерения скорости транспирации; (Ь) модификация для измерения

ускорения транспирации; (с) осветительная часть установки (используется при

необходимости)

Интактный лист растения помещался в герметично закрываемую камеру (1), через которую микрокомпрессором (2) прокачивался воздух. После камеры с листом воздух проходил через датчик (3), состоящий из двух медь-константановых термопар, соединенных последовательно одноименными полярностями (встречно), и помещенных в закрытую двухкамерную ячейку. Одна из камер ячейки заполнялась водой, куда был погружен нитчатый фитиль, соединенный с одной из термопар (увлажненная термопара). Вторая термопара не увлажнялась (сухая термопара). При встречном соединении

возникает разностная ЭДС (еим(), которая прямо пропорциональна разности температур сухой и увлажненной термопар. Для измерения интенсивности (скорости) транспирации (Г) в течение нескольких суток использовали в качестве измерителя, усилителя и преобразователя аналогово-цифровой преобразователь (АЦП), показания регистрировали с помощью компьютера (Рис. 1, модификация (а)). Для измерения ускорения транспирации (/) при действии света в качестве измерителя использовали микровольтнаноамперметр Ф136, в качестве усилителя ЛПУ-01 и самописец КСП-4 (Рис. 1, модификация (Ь)). Модификация (Ь) примерно в 10 раз чувствительнее чем модификация (а) (достоверно регистрирует изменения влажности до 0,5%), но подвержена перегреву и может использоваться только в течение 10-12 часов. Часть установки, а именно компрессор, камера для листа и датчик помещали в черный ящик (Рис. 1, (4)) с отверстиями, закрытыми фотографическими рукавами. Это позволяло работать с растениями, адаптированными к темноте. Калибровку установки производили по разным значениям влажности воздуха при разных температурах.

Расчеты интенсивности (скорости) и ускорения транспирации.

Интенсивность (скорость) транспираиии (I) рассчитывали по формуле:

. AxxPxVxM . тт „ -1 -1,

/ --[г Н20 устьице сек 1,

ЮОхйхГхяхЯ

где Ах - изменение относительной влажности в камере с листом [%], вычисленное по калибровочной кривой; Р - давление насыщенного водяного пара при данной температуре, [Па]; V — пропускная способность компрессора, 3*10"6 [м3 сек" ]; М -молярная масса воды, 18 [г моль"1]; R - универсальная газовая постоянная, 8,31 [Дж моль"1 К'1]; Г- температура, [К]; и - количество устьиц на мм2 листа; S - площадь листа, [мм2].

Ускорение (скорость изменения интенсивности) транспиуаиии (i) рассчитывали по формуле:

i = It~l [гН20устьице'1 сек'2],

где t - время, за которое транспирация изменяется на I единиц, [сек].

Представление результатов и обработка данных. От 4 до 20 независимых экспериментов проводилось на разных листьях мутантов XL-18 и аигеа, и соответствующих растениях дикого типа. Результаты представлены как среднее значение или средняя линяя + стандартная ошибка. Обработка данных проводилась с помощью программ Microsoft Excel и Microcal Origin 6.1.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

Морфологические, ультраструктурные и физиологические параметры замыкающих клеток устьиц. В процессе развития листа пути дифференциации эпидермальных и мезофильных клеток расходятся достаточно рано (Лотова, 2001), таким образом, отсутствие хлорофилла и неразвитость фотосинтетических мембран в

мезофильных клетках не гарантирует его отсутствие в усгьичных (Virgin, 1957; Sharkey, Ogava, 1987). В связи с этим методом электронной микроскопии было исследовано строение хлоропластов в замыкающих клетках устьиц растений гороха дикого типа и бесхлорофильного мутанта XL-18. В результате исследования хлоропластов замыкающих клеток растений дикого типа было показано, что их ультраструктура является характерной для большинства исследованных хлоропластов устьичных клеток (Zhao, Sack, 1999; Vavasseur, Raghavendra, 2005). Хлоропласта замыкающих клеток устьиц гороха дикого типа веретеновидной формы, располагаются в слое цитоплазмы, прилежащем к ядру, содержат развитую мембранную систему, многочисленные рибосомы, одиночные осмиофильные глобулы, и от одного до трех крупных крахмальных зерен. Пластиды замыкающих клеток мутанта XL-18 имеют неправильную вытянутую, слегка изогнутую форму, крахмальные зерна отсутствуют, мембранная система представлена в основном одиночными протяженными ламеллами. Таким образом, исследование ультраструктуры хлоропластов замыкающих клеток бесхлорофильного мутанта XL-18 четко указывает на отсутствие в этих клетках функционального фотосинтетического аппарата.

Для бесфитохромного мутанта томата аигеа показано полное восстановление содержания хлорофилла и функций фотосинтетического аппарата к возрасту тридцати дней (Biehler et al., 1997), то есть к началу наших экспериментов. Поэтому исследование ультраструктуры замыкающих клеток устьиц у аигеа не проводилось.

При исследовании устьичных движений на пигментных мутантах (бесхлорофильном горохе и бесфитохромном томате) встает вопрос о сравнимости результатов, полученных на их замыкающих клетках по сравнению с диким типом. Особую значимость этот вопрос приобретает в случае отсутствия хлорофилла, так как сахара фотосинтетического происхождения - один из источников осмотически активных веществ для замыкающих клеток (Vavasseur, Raghavendra, 2005). Измерение (*) количества устьиц, (**) их линейных размеров и (***) осмотического давления показали, что эти параметры в целом не отличаются для мутантов и растений дикого типа (результаты измерений представлены в диссертации).

Отражение, пропускание и поглощение света листьями гороха дикого типа и бесхлорофильного мутанта XL-18. Лист представляет собой сложную оптическую систему, в которой для каждого слоя клеток устанавливаются индивидуальные условия освещения из-за поглощения, отражения и пропускания в предыдущем слое (Vogelmann, 1986). При исследовании движений устьиц на абаксиальной (нижней) стороне листа в ответ на действие монохроматического света на ад аксиальную (верхнюю) сторону (подобно действию света в природных условиях) необходимо определить интенсивность света, достигающего замыкающих клеток. Для расчета этой интенсивности проводились измерения спектров отражения и пропускания листьев гороха дикого типа и мутанта XL-18 (рис.2). Интенсивность света, достигающего устьиц, рассчитывалась путем

коррекции интенсивности действующего света на значение пропускания при данной длине волны (Рис. 2Ь, 2с). Расчеты показали, что исходная интенсивность существенно падает при достижении устьичных клеток, так как поглощение и рассеяние в сумме составляли от 52,36% до 97,75% (расчеты и значения для каждой из длин волн действующего света приведены в диссертации). В случае единственного исключения, когда лист мутанта ХЬ-18 освещался светом 726 нм с абаксиальной стороны, коррекции на пропускание не проводили, однако учитывали дополнительное освещение устьиц, возникающее из-за отражения в вышележащих слоях мезофилла (рис. 2а) (расчет приведен в диссертации).

длина волны, нм.

Рисунок 2. Оптические свойства листьев гороха:

a. дикий тип, отражение от абаксиальной стороны;

b. дикий тип, скорректированное пропускание в направлении от адаксиальной к абаксиальной стороне;

c. бесхлорофильный мутант XL-¡8, скорректированное пропускание в направлении от адаксиальной к абаксиальной стороне;

Влияние монохроматического света на скорость транспирации листьев гороха .

Влияние синего света (СС). При исследовании ответов устьиц на СС у бесхлорофильных мутантов большинство авторов отмечают значительное усиление интенсивности (скорости) транспирации и/или открывание устьиц (Skaar, Johnsson, 1980; Sharkey, Rashke, 1981; Karlsson et al., 1983; Laffray et al., 1991). В связи с этим было проведено исследование изменения транспирации в ответ на СС, в основном для физиологического контроля, а также для сравнимости наших результатов с результатами других групп. Широкополосным синим светом (340 - 520нм) освещали листья гороха, как

дикого типа, так и мутанта XL-1S. Интенсивность СС1 для растений дикого типа -0,48 Вт/м2; для мутанта — 4,51 Вт/м2. СС вызывал значительное ускорение транспира »и и по величине превосходящее любые другие ответы на свет (Табл. 1). Полученный нами ответ свидетельствует о нормальной работе системы восприятия СС в замыкаюших клетках устьиц как дикого типа гороха, так и бесхлорофильного мутанта XL-18. Это ожидаемый результат, так как в большинстве работ последних лет устьнчные ответы на синий свет связывают с двумя рецепторными системами: фототропинами (Kinoshita et al, 2001) и криптохромами (Мао et al., 2005), которые не повреждены у мутанта XL-S8. Таблица 1. Влияние освещения монпхроматнческим светом на ускорение транспнрании

Растении гороха дикого типа и б ее хлор о ф н. ч ь н о го мутанта XL-18.

Растительный Ускорениетраиспирации, *10г" [rHjO/устьнцс/сек1]

материал сс КС ДКС после КС дкс КС после ДКС ДКСцЬах

MyramXLlS 17,8 ±4,3 9,t}± 1,7 -9,3 ¿2,8 -7,0 ± 1.5 4,2 ± 0,5 -

дикий тип 14.7 ±2,3 \Ъ,Ъ±Ъ,2утро 7,5 ±0,7 вечер -! ,4 ± 4,7 -I!,8±Z,5 13,5±4.0 утро 8,8 ± 1,0 вечер 10,3 ±4,0 8.8 ± 1,7 -5,5 ± 0,3

1,0x10^

| 5,0x10'"

0.0

S ■

1 -5,0x10"" Ё

-1,0*10""

Рисунок 3. Влияние освещения красным и дальним красным светом на ускорение траиспирации бесхлорофильного мутанта горохаХЬ-18. Освещение КС (670нм, 1,43 Вт/м2) с последующим освещением ДКС (726нм, 0,61 Вт/м ) и обратная последовательность освещения.

- т КС —f— КС

- дкс щ { ДКС ■1 [ а

1 Здесь и далее приведены --'н ■ достигавшего устьиц (исходная ингсгнсквноеп> света от источника скорректирована на значение црйТ^ФКЯНШ при данной дайне волны).

Влияние красного (КС) и дальнего красного света (ДКС) на транспираиию бесхлорофильного мутанта XL-18. При освещении КС (670нм, 1,43 Вт/м2) или ДКС (726нм, 0,61 Вт/м2) адаптированных в темноте листьев мутанта XL-18 наблюдались разные типы ответов (Табл. 1, Рис. 3):

(*) Если первым действующим светом был КС, скорость транспирации возрастала (/ > 0). Последующее действие ДКС вызывало ее равное по значению снижение (i < 0), или стоп-реакцию (/ = 0). (**)Если первым действующим светом был ДКС, то он вызывал снижение скорости транспирации (i < 0), последующее освещение КС либо обращало ответ (/ > 0), либо наблюдалась стоп-реакция (/ = 0). Таким образом, ДКС останавливал или обращал действие КС, и наоборот - действие КС останавливало или обращало действие ДКС. В связи с тем, что у мутанта XL-18 отсутствует хлорофилл, единственный возможный рецептор, поглощающий в красной-дальней красной области спектра — это фитохром. Более того, обращение ответа на красный свет дальним красным и наоборот, является одним из классических признаков участия этого фоторецептора в ответе (Kronenberg, Kendrick, 1986; Tu, Lagañas, 2005). Обратимость ответа характерна только для реакций, опосредованных фитохромом В (Shinomura et al., 1996). Это позволяет нам сделать предварительное заключение об участии в транспирационном ответе на КС и ДКС фитохрома, вероятнее всего фитохрома В.

Розовая зависимость ответа на КС v мутанта XL-18. При исследовании увеличения скорости транспирации в ответ на КС разной интенсивности было показано, что при интенсивности света ниже 0,14 Вт/м2 (0,78 мкмоль/м^/сек) ответ отсутствует, а при более высоких значениях интенсивности света наблюдается логарифмическая зависимость усиления скорости транспирации от увеличения интенсивности света. Такая дозовая зависимость хорошо укладывается в интервалы интенсивности, характерные для низкоэнергетических фитохромных ответов (1 - 103 мкмоль/м2) (Kronenberg, Kendrick, 1986; Nagy, Schäfer, 2002).

Влияние КС и ДКС на транспираиию гороха дикого типа

(*) Освещение КС с последующим ДКС.

При освещении листьев растений дикого типа КС (670нм, 0,09 Вт/м2) наблюдалось увеличение скорости транспирации (í > 0), однако амплитуда ответа зависела от времени дня. Максимальные значения ускорения наблюдались в утренние часы (10.00 - 12:00), тогда как вечером (16:00 - 20:00) значения ускорения транспирации были в 2 раза ниже. В середине дня ответа не наблюдалось (Рис. 4а; Табл. 1). Последующее освещение ДКС (726нм, 0,5 Вт/м2) вызывало все возможные типы ответов: увеличение скорости транспирации (г > 0), снижение скорости транспирации (i < 0) и стоп-реакцию (г = 0). Очевидно, что среднее значение в этом случае близко к нулю и характеризуется большой стандартной ошибкой (Табл. 1). Анализ ответов на красный свет растений гороха дикого типа усложняется наличием в этих растениях фотосинтетической составляющей ответа. В

данном случае можно предположить, что такое разнообразие к хаотичность реакций как раз и является следствием работы двух рецепторов красного света - фитохрома и хлорофилла. Исходная интенсивность света, падающего на лист, составляла 3 Вт/м2. Такая интенсивность КС достаточна для фотосинтеза на уровне целого листа. Зависимость транс пир анион но го ответа от времени суток также указывает на его фото синтетическую природу (Вгс^агсШ, ДоЬпазоп, 1975). Интенсивность КС на уровне замыкающих клеток устьиц (0,09 Вт/м2) является околопороговой для фитохромной составляющей ответа (см. выше). Таким образом, экспериментальные данные не исключают участия обеих составляющих - хлорофилл-зависимой и фитохромной - в транспирационном ответе дикого типа на КС.

а. Ь.

й И 15 Э в

- 2

= Р

I о

1 " ■

ЕЕ [*

' .. .. . .;.. . -...

время (уток. ч.

время гумк. ч

ЧО 1. 1Л

время суток, ч.

Рисунок 4. Ешяние освещения красным и дальним красны,и светан на ускорение транспирации растений гороха дикого типа.

a. КС (670нм, 0,09 Вт/м1)

освещалась ад аксиальная сторона листа

b. ДКС (726нмД5 Вг/мг)

освещалась адаквиальжя сторона листа

Л ДКС (726нм, 0,44 Вг/м2)

освещалась абаксиалыия сторона листа

(**) Освещение ДКС с последующим КС.

Освещение листьев растений дикого типа ДКС (726нм, 0,5 Вт/м:) приводило как к увеличению (( > 0), так и к снижению у < 0) скорости транспирации (Рис. 4Ь, Табл. I). В случае положительных значений ускорения транспирации (¡' > 0) амплитуда ответа

зависела от времени дня. Так, в утренние часы (11:00 - 13:00) наблюдались максимальные значения ускорения, с 14:30 до 20:00 - более низкие значения, тогда как в середине дня ответ отсутствовал. Последующее освещение КС (670нм, 0,09 Вт/и2) приводило к увеличению скорости транспирации (/ > 0) независимо от времени дня (Табл. 1). При снижении скорости транспирации (i < 0) в ответ на ДКС зависимости интенсивности ответа от времени дня не наблюдалось (Рис 4Ь, Табл. 1). Последующее освещение КС останавливало (/ = 0) либо обращало реакцию (i > 0). Разнонаправленные ответы, полученные в ответ на действие ДКС, также указывают на участие в процессе обоих рецепторов - и хлорофилла, и фитохрома. Хлорофилл-зависимые устьичные движения всегда вызывают увеличение скорости транспирации (Brogardh, 1975; Karlsson et al., 1983), кроме того, их интенсивность зависит от времени суток (Brogardh, Johnsson, 1975). В представленных экпериментах в ответ на действие ДКС наблюдается увеличение скорости транспирации, и величина ответа зависит от времени суток, что позволяет предположить, что этот ответ является хлорофилл-зависимым. Появление же отрицательного ответа (замедление скорости транспирации) связано, скорее всего, с фитохромной составляющей, так как у мутанта XL-18 ДКС вызывает только отрицательный ответ (см. выше).

(***) Действие ДКС при освещении абаксиальной стороны листьев гороха дикого типа.

Для отделения предполагаемой фитохромной сотавляющей ответа у растений гороха дикого типа проводилось освещение абаксиальной стороны листьев ДКС, 0,44 Вт/м2. В таких условиях, во-первых, свет попадает непосредственно на устьичный аппарат и исключается предварительное прохождение светового потока через мезофилл, и во-вторых, используемая нами интенсивность света ниже порога, определенного Sharkey и Rashke для зависимого от фотосинтеза увеличения устьичной проводимости (~ 3 Вт/м2) (Sharkey, Rashke, 1981); и, в тоже время, выше порога для ДКС-зависимого обращения низкоэнергетического фитохромного ответа (Shinomura с соавторами показали, что ответ вызывали интенсивности от 1,41 мкмоль/м2 (= 0,23 Вт/м2) и выше (Shinomura et al., 1996)). В представленных экспериментах при таком освещении наблюдалось только снижение скорости транспирации (/ < 0) (Рис. 4с, Табл. 1). Этот ответ не зависел от времени суток. Поскольку ДКС такой низкой интенсивности вызывает снижение скорости транспирации (подобно действию ДКС на скорость транспирации бесхлорофильного мутанта XL-18), а также не зависит от времени суток, можно заключить, что ответ на ДКС данной низкой интенсивности определяется фитохромом. Таким образом, нам удалось разделить фитохромную и фотосинтетическую составляющие и показать участие обеих в транспирационном ответе гороха дикого типа.

Спектр действия устьичных движений. Совпадение спектра действия процесса со спектром поглощения хромофора фоторецептора считается фотобиологически корректным доказательством участия этого фоторецептора в указанном процессе. В связи

с этим для доказательства участия фитохрома в регуляции устьичных движений необходимо было получить спектр действия устьичных движений бесхлорофильного мутанта горохаЛЯ,-/5 в красной области спектра.

| О,. ■

«Я

о 0,6

/У

---170 пт -$(В пт --СИпт тпт -ГМпт

интенсивность еве'й,

.1'! ^.

4-г-:-г- --; 1 -.

Рисунок 5. Световые кривые - зависимость изменения ширины устьичной апертуры от интенсивности действующего света. а. - 601нм; Ь. - 660пм, с. - 670нм; ё. - 698нм; е. — 726нм; Г. - общий вид пяти световых кривых.

Предварительные эксперименты. В качестве измеряемого показателя,

характеризующего степень открытости устьиц, могут использоваться два параметра: а) доля (процент) открытых устьиц и б) средняя ширина устьичной апертуры. Для того, чтобы выбрать наиболее чувствительный параметр, была исследована зависимость процента открытых устьиц от средней ширины апертуры. В результате исследования выяснилось, что для большинства измеренных точек наиболее чувствительным параметром является ширина апертуры. Этот параметр был избран для измерения спектра действия. Темновая адаптация. Исследование состояния устьиц в темноте показало, что в первые 6 часов после перенесения в темноту устьица остаются открытыми в среднем на 90%, что не позволяет регистрировать их открывание в ответ на КС. После 6 часов темноты устьица начинают закрываться. На таких, исходно «полузакрытых», устьицах уже можно регистрировать открывание. Таким образом, минимальное время темновой адаптации, позволяющее нам измерять фитохром-зависимые ответы, должно быть не менее 6 часов. Однако при более длительной темновой адаптации (более 14 часов) оказалось, что действие ДКС может вызывать открывание устьиц, предположительно за

счет значительного ресинтеза в темноте фитохрома A (Weller et al., 1995). В связи с этим оптимальным временем темновой адаптации был признан период 8-12 часов.

Световые кривые и спектр действия. Было получено пять световых кривых для красной области спектра (Рис. 5), по которым был построен спектр действия устьичных движений (Рис. 6). В связи с небольшим количеством световых кривых, данный спектр действия можно считать предварительным, однако уже из представленного спектра видно, что предположительное положение максимума, - около 670нм - близко к положению максимума поглощения фитохрома в красной (Рг) форме (Tu, Lagañas, 2005). Таким образом, нами впервые получено прямое доказательство участия фитохрома в регуляции устьичных движений у бесхлорофильного мутанта гороха XL-18.

длина аолны,нм

Рисунок 6. Предварительный спектр действия открывания устьиц бесхлорофильного мутанта гороха XL-18 в красной области действующего света.

Исследование ритмов транспирации.

Существование фотофильной и скотофильной фаз, во время которых растение либо отвечает, либо не отвечает на световой стимул, характерно для процессов, управляемых внутриклеточными биологическими часами (Millar, 1999; Gardner et al., 2006). Также широко известно, что в естественных условиях фитохромы участвуют в подстраивании периодов эндогенных ритмов к 24 часам (Webb, 2003; Gardner et al., 2006). В ходе экспериментов по влиянию КС и ДКС на изменение скорости транспирации растений гороха дикого типа и бесхлорофильного мутанта XL-18 была выявлена зависимость хлорофилл-зависимого ответа от времени суток (см. ранее: Рис. 4а,Ь; Табл.1), и независимость фитохромного. В связи с этим представлялось важным исследовать более подробно роль фитохрома и хлорофилла в формировании суточного ритма транспирации.

Ритмы транспираиии листьев гороха на естественном фотопериоде и в постоянной темноте. Исследования изменения интенсивности транспирации листьев гороха дикого типа показали наличие ритмических колебаний с циркадным периодом как в условиях

постоянной темноты, так и при естественном фотопериоде. Однако в темноте период ритма укорачивается и амплитуда падает по сравнению с условиями естественной

Таблица 2. Осиовныепарамегры ритмов транспирации исследованных расхний_

Условия освещения Растительный материал Параметры ритма

Время максимума, Ф, (ч: мин) I день/ II день эксперимента Амплитуда максимума, ^maxj *10г" (гН20/устьице/сек) I день / II день эксперимента Сдвиг фазы, Aq>, (ч: мин) Период, Т, (ч)

Естественный фотопериод Растения гороха дикого типа 21:00±0.10/ 18:00 ±1:00 15,4± 1,3 / 13,0 ±1,4 -3:00 21

Бесхлорофильный мутант гороха хын 21:20 ± 0 30/ 21:00 ±0:30 13,9 ±0,24/ 12,7 ±4,4 -0:20 23,7

Растения томата дикого типа 18:20 ±1.00/ 20:50 ±2.30 2,0 ±0,4/ 2,2 ±0,5 + 2:30 26,5

Бесфитохромный мутант томата аигеа

Постоянная темнота Растения гороха дикого типа 13:50±2 00/ 08:20 ±0:20 6,9 ±1,6/ 9,3 ±3,7 -5:30 18,5

Бесхлорофильный мутант гороха ХИН

Растения томата дикого типа 01:30± 1:30/ 04:30 ±0.30 3.1 ±0,2/ 1.2 ±0,4 + 3.00 27

Бесфигохромный мутант томата аигеа 22:10 ± 0:30 / 19:50 ±0:30 0,4 ±0,09/ 0,4±0,13 -2:20 21,7

смены дня и ночи (Табл. 2). Подобные изменения ритма в постоянных условиях широко известны (Millar et al., 1995b; Millar, Kay, 1996) и связаны с отсутствием подстраивания «хода» биологических часов к локальному времени (Gardner et al., 2006) Сохранения околосуточного ритма транспирации листа гороха в постоянной темноте в течение двух суток также свидетельствует в пользу эндогенной природы этого ритма. Для полного

доказательства эндогеаностй необходимо было бы проследить сохранение ритмичности в течение 3-4 суток в постоянных условиях. Однако для гороха это оказалось невозможным,

12:00 16:00 20:00 24:00 2в:00 32:00 36:00 40:00 44:00 4в;00 52ЛО время суток, ч.

9,0*10'

2,0*10'

1.0*10'

4C.0Ü +4:00 4ÜLOO ^lDO aa.OÍ]

ьрсмя суток".

Рисунок 7. Ритмы траношрации бесхлорофильного мутанта гороха XL-¡8:

a. на естественном фотопериоде;

b. в постоянной темноте

(представлена усредненная кривая и для примера две индивидуальные кривые), в связи с тем, что его нежные листья вянут, если находятся под ветром в камере больше дв;^ суток. Необходимо также отметить, что основная масса работ, прослеживающих ритмичность в течение трех и более суток, сделана при постоянном освещении (Millar et al., 1995а; Zliong et al., 1998). В условиях постоянной темноты ритмы прослеживают лишь

в течение 2-3 суток и отмечают резкое падение амплитуды и значительные изменения периода (Miliar et al., 1995b: Miliar, Kay, 1996; Nakahira et al., 1998).

3,0x10 ' " day МММ day ---- ■■■■HI

2,5x10'1 A

2,0xlQ,t1 ! i

Г ; J д 1; $

1.0*10"11 - л! щ* t fl V L LV n

5,0x10 11 - и s Г?

0,0 ■ 1 1 ■ . J . . - J

12:00 56:00 20.00 24:00 28:00 32 00 36 00 40,00 44:00 <6:00 S2:00 •ремя суток» ч.

'Л

£ 6,0x10'" «

к §

Я 4,0x104

s х

в а. х

s 2,0x104"

1 о.о

20 00 24:00 2В:00 32 00 зв:00 40:03 44.00 4S 00 S2:00 55:D0 60.W &4.М

DpC4fl С*ТОК. Ч.

Рисунок 8. Рипты транашрации бесфшпохромного мутанта томата аигеа:

a. на естественном фотоперноде

(представлша усредненная кривая и две индивидуальные кривые);

b. в постоянной темноте.

У бесхлорофш иного мутанта гороха XL-18 скоординированные ритмические колебания скорости траиспирации были обнаружены лишь при естественном фотоперноде (Рис. 7а; Табл. 2). В постоянной темноте наблюдалась аеинхронноегь ритмов: для каждого листа прослеживался некий ритм, но фазы их были произвольно сдвинуты и выявить средней кривой не удалось, {Рис. 7Ь). Отсутствие четкого ритма траиспирации у растений бесхлорофильного мутанта гороха XL-18 в постоянной темноте позволяет предположить, что процессы, связанные с фотосинтезом {например, накопление Сахаров

former day formor day

- _i_i_i— 1/4* у —i— i,i. VV

фотосинтетического происхождения в замыкающих клетках), участвуют в поддержании ритмичности транспирации в темноте.

Ритмы транспираиии листьев томата дикого типа и бесфитохромного мутанта аигеа на естественном фотопериоде и в постоянной темноте. Для растений томата дикого типа, как и для гороха дикого типа, наблюдались околосуточные ритмические колебания интенсивности транспирации как на естественном фотопериоде, так и в постоянной темноте (Табл. 2), что свидетельствует об эндогенном характере ритма. В условиях постоянной темноты околосуточный ритм наблюдался и для бесфитохромного мутанта томата аигеа (Рис. 8Ь). Однако на естественном фотопериоде ритм транспирации этого бесфитохромного мутанта полностью нарушался (Рис. 8а). Полученные данные говорят о том, что эндогенный ритм транспирации подстраивается к локальному времени именно фитохромом. Его отсутствие вызывает сбой и разлад ритма, который восстанавливается и становится циркадным только при снятии освещения, - в постоянной темноте.

Исследования ритмов устьичных движений. Для сравнения с ритмами транспирации были исследованы непосредственно ритмы усгьичных движений для бесхлорофильного мутанта гороха XL-18, бесфитохромного мутанта томата аигеа и соответствующих растений дикого типа. Результаты исследования представлены на рисунке 9. Поскольку циркадная регуляция "поведения" устьиц, в частности у бобовых, многократно показана различными авторами (Gorton et al., 1989; 1993), наблюдения проводились только на естественном фотопериоде.

Ритмы устьичных движений растений гороха дикого типа и бесхлорофильного мутанта XL-18. Для устьичных движений растений гороха дикого типа и бесхлорофильного мутанта XL-18 характерны сходные типы кривых - утреннее открывание, дневное закрывание и вечернее открывание (Рис. 9а). При этом совпадают амплитуды утренних пиков (85% открытых устьиц) и время дневного закрывания (13:20 ± 00:55 - для растений гороха дикого типа и 13:40 ± 00:50 - для бесхлорофильного мутанта XL-18). Однако для мутанта XL-18 наблюдается более сильное закрывание - закрывается до 20% всех устьиц (до 10% - у растений гороха дикого типа) и меньшая амплшуда вечернего пика - 70% открытых устьиц (90% - у растений гороха дикого типа). Таким образом, отсутствие фотосинтетического аппарата сказывается на амплитуде ритма, но не изменяет его фазы. Точно такие же выводы мы получили при исследовании ритмичности транспирации (см. выше).

Ритмы устьичных движений растений томата дикого типа и бесфитохромного мутанта аигеа. Кривые ритма устьичных движений растений томата дикого типа и мутанта аигеа существенно отличаются друг от друга (Рис. 9Ъ). Для дикого типа наблюдается характерное для таких ритмов дневное закрывание устьиц (12:40 ± 00:50), сопровождающееся вторым вечерним открыванием. Тогда как устьица бесфитохромного

мутанта аигеа после позднего утреннего открывания фактически не закрываются в течение всего периода наблюдений: с 10.40 до 20:40 среднее количество открытых устьиц составляет 83,1 ± 1,52%. Таким образом, отсутствие фитохрома вызывает нарушения ритма устьичных движений. Такие же выводы были сделаны нами при исследовании ритма транспирации (см. выше).

110

100

* «о

I 80

I 70

а.

е и

| 60

I ю

(яоо ш 12:00 1400 1600 1800 2000 время суток, ч.

Ь.

100

¡! 90

в ■

£ во и

Ё 70

6 60 в

\ 50 ж

» 40 30

Рисунок 9. Ритмы устьичных движений на естественном фотопериоде:

a. растений гороха дикого типа и бесхлорофильного мутантаЛХ-/5,

b. растений томата дикого типа и бесфитохромного мутанта аигеа.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ.

—■—горох, дикий тип -« - X118 бесхлорофильнь» нутант

j_<-1___i___i-1_|_

\-Л-/\ *

08 40 10 40 12 40 14 40 16 40 время суток, ч.

—■—томат, дикии тип » аигеа, бесфитохромкый

мутант

1 ■ * • 1

18 40 20 40

характерно, возможно, максимальное количество «обходных» путей на разных уровнях -это и уникальный набор ионных каналов, и наличие альтернативных путей трансдукции сигнала, и использование альтернативных осмотиков. В эту комплексную систему логично укладывается и возможность регуляции устьичных движений всеми известными фоторецепторами растений, а также «надсистемный» контроль со стороны эндогенных биологических часов. Регуляция работы устьиц фототропинами и криптохромами, а также хлорофилл-зависимая составляющая фоторегуляции были показаны ранее, наша работа впервые представляет прямые доказательства участия фитохромов в этом процессе.

Обратимость транспирационного ответа на красный свет дальним красным и дозовая зависимость этого ответа указывают на участие в процессе фитохрома В. По этим же данным ответ можно отнести к низкоэнергетическому типу фитохромных ответов (LFR). Предварительный спектр действия устьичных движений бесхлорофильного мутанта, измеренный в области 600 - 730 нм, имеет максимум около 670нм, что тоже подтверждает фитохромную природу ответа.

В зеленых растениях в ответе на красный и дальний красный свет участвуют как фитохром, так и хлорофилл. Впервые удалось разделить фитохромную и фотосинтетическую составляющие в регуляции транспирации. Фитохром вызывает как усиление, так и снижение транспирации в зависимости от длины волны действующего света (красного или дальнего красного), амплитуда ответа не зависит от времени суток. Хлорофилл-зависимые ответы вызывают только усиление транспирации, и их амплитуда зависит от времени суток.

С помощью мутанта ых растений удалось выявить особенности регуляции циркадного ритма транспирации и устьичных движений фотосинтетической и фитохромной составляющими: первая необходима для поддержания ритма в течение темнового периода, тогда как вторая подстраивает ритм к местному фотопериоду.

Таким образом, в работе доказано не только наличие фитохромного ответа в устьичных движениях и транспирации, но и показано его физиологическое значение в регуляции устьичной транспирации.

ВЫВОДЫ.

1. Получены прямые доказательства участия фитохрома в регуляции устьичных движений и транспирации у растений гороха ДТ и бесхлорофильного мутанта XL-I8-,

2. Действие красного света на траспирацию обращается действием дальнего красного света, при этом ответ укладывается в характерный для низкоэнергетических реакций интервал интенсивностей, что позволяет отнести его к ответам, опосредованным фитохромом В;

3. Обнаружено, что в регуляции циркадного ритма уетьичных движений и транспирации участвуют фитохромная и фотосинтетическая составляющие;

4. Фитохромная составляющая регулирует подстройку циркадного ритма уетьичных движений и транспирации к местному фотопериоду: отсутствие фитохрома нарушает ритм при естественной смене дня и ночи, но не влияет на ритм в постоянной темноте;

5. Фотосинтетичесая составляющая необходима для поддержания ритма в течение темнового периода: отсутствие хлорофилла и фотосинтетического аппарата сбивает фазу ритма в постоянной темноте, но не влияет на ритм при естесвенном фотопериоде.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ.

1. Sokolskaya (Konstantinova) S.V., Andreeva SE., Goiyaeva O.V., Ogorodnikova (Bashtanova) О В Phytochrome and chlorophyll involvement in regulation of stomatal transpiration in C3 plants. // Book of Abstracts of the XI International Congress on Photosynthesis. Budapest, Hungary. 1998, SY12-P9, p. 141.

2. Сокольская (Константинова) С В , Баштанова У Б Участие биологических часов и фитохрома в создании циркадного ритма устьичнсй транспирации у СЗ растений. // Тезисы докладов IV съезда общества физиологов растений России 1999, т.2, с.702-703.

3. Сокольская (Константинова) С.В, Баштанова У.Б. Фитохромная и фотосинтетическая составляющие в формировании циркадного ритма устьичдай транспирации //Тезисы VII молодежной конференции ботаников 2000, cl 5&

4. Сокольская (Константинова) C.B., Волкова П.А, Баштанова У.Б. Сравнительное исследование циркадных ритмов транспирации и уетьичных движений у СЗ растений и их фоторецепторных мутантов. // Вестник Башкирского Университета, 2001, №2, с.77-79.

5. Мазина С.Е., Сокольская (Константинова) C.B., Горяева О В, Баштанова У.Б. Исследование ультраструкгуры хлоропластов замыкающих клеток устьиц бесхлорофильного мутанта Pisum sativum L. XL-18 // Вестник Башкирского Университета, 2001, №2,с.61-63.

6. Сокольская (Константинова) C.B., Волкова П А, Баштанова У Б. Различные роли двух рецептаров красного света - хлорофилла и фитохрома - в регуляции циркадного ритма уетьичных движений у СЗ растений на примере Pisum sativum L. и Lycopersicon esculentum Mill // Материалы П1 съезда фотобиологов России, 2001, с. 203-204.

7. Сокольская (Константинова) C.B., Мазина С.Е., Горяева О В., Баштанова У.Б. Исследование роли фитохрома и биологических часов в регуляции уетьичных движений // Материалы международной конференции аспирантов и студентов по фундаментальным наукам «Ломоносов», секция, биология, 2001, вып. 6, с.39-40.

8. Сокольская (Константинова) C.B., Баштанова У.Б. Светозависимые движения замыкающих клеток устьиц. Темновая адаптация при получении спектра действия в красной области // Тезисы докладов П международной конференции по анатомии и морфологии растений, 2002, с. 345-346.

9. Кочетова Г.В., Сокольская (Константинова) C.B., Баштанова У.Б Доказательства отсутствия функционального фотосинтетического аппарата в замыкающих клетках устьиц бесхлорофильного мутанта гороха XL-18. // Физиология растений и экология на рубеже веков: материалы всероссийской научно-практической конференции, Яросл. гос. ун-т - Ярославль, 26-28 мая 2003, с. 33-34.

10. Сокольская (Константинова) C.B., Кочетова Г.В., Баштанова У.Б. Циркадный ритм транспирации. Регуляция светом и биологическими часами. // V съезд общества физиологов растений России и Международная конференция "Физиология растений - основа фитобиотехнологии", Пенза, 15-21 сентября 2003, ИФР РАН, 2003, с. 7576.

11. Sokolskaya (Konstantinova) S.V., Sveshnikova N.V., Kochetova G.V., Solovchenko A.E., Gostimski S.A., Bashtanova O.B. Involvanent of phytochiome in regulation of transpiration: red-/far red-induced responses in the chlorophyll-deficient mutant of pea. // Functional Plant Biology, 2003,30:1249-1259.

12. Кочетова Г.В., Константинова C.B., Баштанова У.Б. Участие фиггохромов А и В в регуляции устьичных движений на примере Pisum sativum L. и его бесхлорофильного мутанта мутанта XL18. II Тезисы докладов XII междушродной конференции студентов, аспирантов и молодых учёных «Ломоносов - 2005». Секция «Биологая»; 12-15 апреля 2005г.,- М: МАКС Пресс, 2005, с. 109-110.

13. Кочетова Г.В., Константинова C.B., Баштанова У.Б. Участие фитохромов А и В в регуляции устьичных движений на примере Pisum sativum L. и его бесхлорофильного мутанта XL/S. // IV Съезд фотобиологов России 26-30 сентября 2005 г. Материалы съезда. - Саратов, 2005. - С.87-90.

14. Кочетова Г.В., Константинова C.B., Баштанова У.Б. Участие фитохромов А и В в регуляции устьичных движений на примере Pisum sativum L. и его бесхлорофильного мутанта XL18. И Регуляция роста, развития и продуктивности растений (Материалы IV Международной научной конференции, г. Минск, 26-28 октября 2005). - Мн.: Право и экономика, 2005.- С. 115.

15. Кочетова Г.В, Константинова C.B., Баштанова У.Б. Доказательство участия фитохрома в регуляции транспирации и устьичных движений. // Сигнальные системы клеток растений: роль в адаптации и иммунитете. Тезисы докладов второго международного симпозиума. Казань, 27-30 июня 2006 года. Казань: «ФизтехПресс»КФТИКазНЦ РАН, 2006 - С. 188-189

Подписано в печать 06.04.2007 г. Исполнено 09.04.2007 г. Печать трафаретная.

Заказ № 256 Тираж: 100 экз.

Типография «11-й ФОРМАТ» ИНН 7726330900 115230, Москва, Варшавское ш., 36 (495) 975-78-56 www.autoreferat.ru

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Константинова, Светлана Викторовна

ВВЕДЕНИЕ

ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ. I. Устьичный аппарат

1. Анатомические особенности в связи с основными функциями -газообменом и транспирацией

1.1. Анатомия устьичного аппарата

1.2. Распределение устьиц

1.3. Работа устьиц и транспирация

2. Развитие устьичного аппарата

2.1. Особенности развития устьичного аппарата

2.2. Регуляция развития устьичного аппарата

3. Особенности физиологии замыкающих клеток устьиц

3.1. Особенности биоэнергетики замыкающих клеток устьиц

3.2. Особенности углеводного метаболизма

3.3. ФЕП-карбоксилаза замыкающих клеток устьиц

4. Функционирование устьичного аппарата

4.1. Анатомо-физиологические изменения, сопровождающие устьичные движения

4.2. Транспорт ионов в замыкающих клетках устьиц

4.2.1. Транспортные системы плазмалеммы замыкающих клеток

4.2.2. Транспортные системы тонопласта замыкающих клеток

4.3. Сопряжение ионных потоков

4.3.1. Открывание устьиц

4.3.2. Закрывание устьиц

5. Регуляция устьичных движений

5.1. Общие принципы регуляции

5.2. Предполагаемые механизмы фоторегуляции устьичных движений

5.2.1. Рецепторы СС в замыкающих клетках устьиц

5.2.2. Рецепторы КС в замыкающих клетках устьиц 87 II. Фитохромная система растений 89 1. Спектральные и молекулярные свойства фитохромов

1.1. Структура фитохрома

1.2. Спектральные свойства и фотохимия

1.3. Биосинтез фитохромов

1.4. Разнообразие фитохромов 95 2. Функционирование фитохромной системы

2.1. Пути передачи сигнала

2.1.1. Взаимодействие с криптохромами

2.1.2. Взаимодействие с фитогормонами

2.1.3. Содержание Сахаров, как регуляторный сигнал. Взаимодействие с фитохромным сигналом

2.2. Классификация фитохром-зависимых реакций по интенсивности и качеству действующего света

2.3. Фитохромные реакции в развитии растений 104 III. Биологические часы растений.

1. Основные принципы устройства и функционирования биологических часов

1.1. Современные представления о механизме биологических часов

1.2. Каноническая модель часов

1.2.1. Осциллятор

1.2.2. Взаимодействие с окружающей средой. "Вход " сигнала

1.2.3. "Выход" сигнала

1.3. Молекулярные основы регуляции генов, участвующих в работе биологических часов и контролируемых часами

1.3.1. Регуляция транскрипции

1.3.2. Регуляция процесса накопления транскрипта

1.3.3. Посттрансляционная регуляция в работе биологических часов

1.4. Посттрансляционный осциллятор: возможно, новый механизм работы биологических часов

2. Биологические часы растений на примере Arabidopsis thaliana 116 2.1. Вход сигнала и настройка часов Arabidopsis thaliana

2.1.1. Светозависимая настройка биологических часов

2.1.2. Настройка биологических часов циклическими изменениями температуры

2.1.3. «Включение» и исходная настройка биологических часов

2.2. Центральный осциллятор биологических часов Arabidopsis thaliana

2.3. Выход сигнала и ритмические процессы

2.3.1. Экспрессия генов

2.3.2. Кальций

2.3.3. Связь ритмической экспрессии генов с внешними ритмами

2.4. Температурная компенсация

2.5. Сколько часов в растении?

2.6. Зачем растениям биологические часы? 132 ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ

ГЛАВА II. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

1. Объекты исследований и условия выращивания

2. Световая микроскопия

3. Определение среднего осмотического давления клеточного сока методом начинающегося плазмолиза

4. Электронная микроскопия

4.1. Приготовление и заливка препаратов

4.2. Получение и анализ срезов

5. Измерение спектров поглощения, пропускания и отражения

6. Условия освещения

7. Измерение спектра действия устьичных движений в красной области спектра действующего света

7.1. Устройство установки

7.2. Процедура измерений

7.2.1. Светозависимое открывание устьиц

7.2.2. Светозависимое закрывание устьиц

7.3. Построение спектра действия устьичных движений в красной области спектра действующего света

8. Определение интенсивности (скорости) и ускорения транспирации целого листа методом дифференциальной психрометрии

8.1. Устройство и принцип работы установки

8.2. Процедура измерений интенсивности и скорости транспирации

8.3. Расчеты

8.3.1. Интенсивность (скорость) транспирации

8.3.2. Ускорение (скорость изменения интенсивности) транспирации

8.3.3. Параметры ритмов 153 9. Представление результатов и обработка данных

ГЛАВА III. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

1. Морфологические, ультраструктурные и физиологические параметры замыкающих клеток устьиц исследованных растений

1.1. Линейные размеры устьиц

1.2. Среднее осмотическое давление в замыкающих клетках устьиц

1.3. Ультраструктура пластид замыкающих клеток устьиц гороха дикого типа и бесхлорофшьного мутанта XL-18.

2. Оптические свойства листьев растений гороха дикого типа и бесхлорофильного мутанта XL-18. Расчеты интенсивности действующего монохроматического света, достигающего устьичных клеток

3. Влияние монохроматического света на скорость транспирации листьев гороха дикого типа и мутанта XL-18.

3.1. Влияние синего света на ускорение транспирации (i) растений гороха дикого типа и бесхлорофильного мутанта XL

3.2. Влияние красного и дальнего красного света на ускорение транспирации бесхлорофильного мутанта гороха XL

3.3. Дозовая зависимость ответа на красный свет бесхлорофильного мутанта гороха XL

3.4. Влияние красного и дальнего красного света на ускорение транспирации растений гороха дикого типа

3.4.1. Освещение КС с последующим освещением ДКС

3.4.2. Освещение ДКС с последующим освещением КС

3.4.3. Освещение ДКС абаксиальной стороны листьев растений гороха дикого типа

4. Спектр действия устьичных движений

4.1. Подбор условий для получения спектра действия

4.2. Световые кривые и спектр действия

5. Исследование роли фитохромной и фотосинтетической составляющих в регуляции транспирации. Ритмы транспирации

5.1. Исследование суточных изменений транспирации растений гороха дикого типа и бесхлорофильного мутанта XL

5.1.1. Ритмы транспирации растений гороха дикого типа на естественном фотопериоде и в постоянной темноте

5.1.2. Ритмы транспирации бесхлорофиллъного мутанта гороха XL-18 на естественном фотопериоде и в постоянной темноте

5.2. Исследование суточных изменений транспирации растений томата дикого типа и бесфитохромного мутанта аигеа

5.2.1. Ритмы транспирации растений томата дикого типа на естественном фотопериоде и в постоянной темноте

5.2.2. Ритмы транспирации бесфитохромного мутанта томата аигеа на естественном фотопериоде и в постоянной темноте

6. Исследование ритмов устьичных движений

6.1. Ритмы устьичных движений растений гороха дикого типа и бесхлорофиллъного мутанта XL

6.2. Ритмы устьичных движений растений томата дикого типа и бесфитохромного мутанта аигеа 201 ЗАКЛЮЧЕНИЕ 202 ВЫВОДЫ 204 СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ 205 ПРИЛОЖЕНИЯ 207 Список цитированной литературы

Введение Диссертация по биологии, на тему "Регуляция циркадного ритма устьичных движений и транспирации рецепторами красного света"

Необходимость контроля процессов газообмена и водообмена для роста, развития и продуктивности растений трудно переоценить. Важной составляющей этого контроля являются движения замыкающих клеток устьиц, обеспечивающих как газообмен, так и испарение воды (транспирацию). Вследствие этого устьичный аппарат представляет собой яркий пример высокоспециализированного образования с комплексной регуляцией, осуществляющего связь с окружающей средой, и, в то же время, находящегося под контролем растительного организма.

Одним из основных факторов окружающей среды, регулирующих работу устьичного аппарата, является свет. Согласно современным представлениям, практически все известные фоторецепторы растений участвуют в фоторегуляции устьичных движений: рецепторы синего света (СС) и ультрафиолета (УФ) - фототропины (Kinoshita et al., 2001), криптохромы (Мао et al., 2005) и зеаксантин (Talbott et al., 2003a). Показано, что СС низкой интенсивности вызывает увеличение концентрации растворимых Сахаров в замыкающих клетках за счет деградации крахмала, тогда как СС высокой интенсивности вызывает накопление К+ и также деградацию крахмала, но сопряженную с синтезом маната (Tallman, Zeiger, 1988). При этом фототропины вызывают активацию Н^-АТФазы плазмалеммы замыкающих клеток, что в свою очередь приводит к изменению направления транспорта ионов и накоплению К+ в этих клетках (Kinoshita et al., 2001; Liscum et al., 2003). Пути передачи сигнала от криптохромов интенсивно изучаются, однако пока известен лишь один компонент сигнального каскада и не ясно, как он связан с изменением содержания осмотиков в замыкающих клетках (Yang et al., 2001; Мао et al., 2005). Сигнальный каскад, связанный с участием зеаксантина пока существует лишь в теории (Zeiger, 2000) и не имеет экспериментальных подтверждений.

Ситуация с рецепторами красного света (КС) еще более неоднозначна. Большинство исследователей относили ответы на КС к хлорофилл-зависимым, опосредованным работой фотосинтетического аппарата самих замыкающих клеток устьиц и (или) подлежащих клеток мезофилла

Vavasseur, Raghavendra, 2005). Однако ряд авторов получили косвенные доказательства участия в регуляции устьичных движений рецептора КС -фитохрома (Habermann, 1973; Roth-Bejerano, Itai, 1981; Eckert, Kaldenhoff, 2000; Talbott et al., 2003b). Таким образом, теоретически две рецепторные системы: хлорофилл-зависимая и фитохром-зависимая, - могут регулировать процессы устьичных движений и транспирации в ответ на КС, однако участие фитохромов в регуляции этих процессов нуждается в дополнительных прямых доказательствах.

Эндогенным механизмом, обеспечивающим тонкую настройку работы устьичного аппарата, являются биологические часы. Циркадные (с периодом около суток) ритмы устьичных движений являются одним из классических примеров работы биологических часов растений. Показано, что механизм биологических часов подстраивается к 24-часовому периоду и местному времени с помощью ежесуточных колебаний свет/темнота и в этом процессе участвует ряд фоторецепторов растений - криптохромы и фитохромы. В свою очередь, часы регулируют экспрессию генов этих фоторецепторов, а также фазу (фотофильная и скотофильная) и амплитуду фотоответов (Gardner et al., 2006). В таком случае встает вопрос, какие именно фоторецепторы участвуют в настройке суточного ритма устьичных движений - фитохромы или (и) рецепторы синего света?

Наиболее адекватным подходом для решения этой задачи является изучения КС-зависимых ответов на бесхлорофильных мутантах, лишенных фотосинтетической составляющей ответа. Этот подход активно использовался, однако в литературе содержатся единичные упоминания об экспериментах на истинных бесхлорофильных растениях (Skaar, Johnsson, 1980), ряд авторов использовали вариегатные растения (Laffray et al., 1991), в которых, однако, возможно наличие нормальных хлоропластов в замыкающих клетках устьиц, расположенных над бесхлорофильными участками мезофилла (Virgin, 1957; Sharkey, Ogawa, 1987); некоторые авторы использовали растения, обработанные гербицидами (Karlsson et al., 1983; Sharkey, Ogawa, 1987), значительно изменяющими метаболизм.

Таким образом, до наших исследований на бесхлорофильных растениях не было прямых доказательств участия фитохрома в регуляции устьичных движений и транспирации. Ранее в нашей лаборатории на бесхлорофильном мутанте гороха XL-IS было показано КС-зависимое увеличение скорости транспирации. Детальное изучение этого феномена и стало основным направлением наших исследований.

Целью данной работы было изучение природы КС-зависимых транспирационных и устьичных ответов с использованием бесхлорофильных и бесфитохромных мутантных растений, а также выявление различий в регуляции циркадных ритмов устьичных движений и транспирации рецепторами красного света.

Заключение Диссертация по теме "Физиология и биохимия растений", Константинова, Светлана Викторовна

выводы.

1. Получены прямые доказательства участия фитохрома в регуляции устьичных движений и транспирации у растений гороха ДТ и бесхлорофильного мутанта XL-J8;

2. Действие красного света на транспирацию обращается действием дальнего красного света, при этом ответ укладывается в характерный для низкоэнергетических реакций интервал интенсивностей, что позволяет отнести его к ответам, опосредованным фитохромом В;

3. Обнаружено, что в регуляции циркадного ритма устьичных движений и транспирации участвуют фитохромная и фотосинтетическая составляющие;

4. Фитохромная составляющая регулирует подстройку циркадного ритма устьичных движений и транспирации к местному фотопериоду: отсутствие фитохрома нарушает ритм при естественной смене дня и ночи, но не влияет на ритм в постоянной темноте;

5. Фотосинтетическая составляющая необходима для поддержания ритма в течение темнового периода: отсутствие хлорофилла и фотосинтетического аппарата сбивает фазу ритма в постоянной темноте, но не влияет на ритм при естественном фотопериоде.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Наличие большого количества альтернативных метаболических путей и регуляторных механизмов связывают с прикрепленным образом жизни растений. В этой связи замыкающие клетки устьиц представляют собой уникальную систему, для которой характерно, возможно, максимальное количество «обходных» путей на разных уровнях - это и уникальный набор ионных каналов, и наличие альтернативных путей трансдукции сигнала, и использование альтернативных осмотиков. Многоуровневая регуляция устьичных движений и транспирации, несомненно, отражает жизненную важность этих процессов для растительного организма.

Регуляция работы устьиц фототропинами и криптохромами, а также хлорофилл-зависимая составляющая фоторегуляции были показаны ранее, наша работа впервые представляет прямые доказательства участия фитохромов в этом процессе.

Показанная при исследовании бесхлорофилльного мутанта гороха XL-18 обратимость транспирационного ответа на красный свет дальним красным и дозовая зависимость этого ответа указывают на участие в процессе фитохрома В. По этим же данным ответ можно отнести к низкоэнергетическому типу фитохромных ответов (LFR). Предварительный спектр действия устьичных движений бесхлорофильного мутанта, измеренный в области 600 - 730 нм, имеет максимум около 670нм, что тоже подтверждает фитохромную природу ответа.

В зеленых растениях в ответе на красный и дальний красный свет участвуют как фитохром, так и хлорофилл. В представленной работе впервые удалось разделить фитохромную и фотосинтетическую составляющие в регуляции транспирации. Фитохром вызывает как усиление, так и снижение транспирации в зависимости от длины волны действующего света (красного или дальнего красного), амплитуда ответа не зависит от времени суток. Хлорофилл-зависимые ответы вызывают только усиление транспирации, и их амплитуда зависит от времени суток.

С помощью мутантных растений удалось выявить особенности регуляции циркадного ритма транспирации и устьичных движений фотосинтетической и фитохромной составляющими.

Отсутствие фитохрома полностью разрушает ритм транспирации и сдвигает фазу устьичных движений в течение дня, то есть фитохром необходим для подстройки ритма к местным условиям - времени суток и длительности светового периода. Сам ход биологических часов не связан с фитохромом и не нарушается при его отсутствии, поскольку у бесфитохромного мутанта в постоянной темноте восстанавливается базальный ритм.

Напротив, отсутствие фотосинтетического аппарата не изменяет фазу обоих ритмов на свету, хотя амплитуда устьичных движений (но не транспирации), несколько снижается. То есть фотосинтетический аппарат не подстраивает ритм к местным условиям освещения, как фитохром, но регулирует ширину устьичной щели, по-видимому, за счет синтеза Сахаров. Самым драматическим последствием отсутствия фотосинтетического аппарата является рассинхронизация (потеря единого ритма) транспирации в темноте, хотя каждое растение сохраняет индивидуальный ритм, то есть ход индивидуальных биологических часов сохраняется. Рассинхронизация же общего ритма в темноте, возможно, вызвана отсутствием синтеза и запасания Сахаров фотосинтетического происхождения и, как следствие, разбалансировкой осмотической составляющей устьичной транспирации.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Константинова, Светлана Викторовна, Москва

1. Ache P., Becker D., Ivashikina N. Dietrich P., Roelfsema M.R.G., Hedrich R. GORK, a delayed outward rectifier expressed in guard cells of Arabidopsis thaliana, is a K+-selective, K+-sensing ion channel. FEBS Letters, 2000,486(2):93-98;

2. Ahn J.W., Kim M., Lim J.H., Kim G.T., Pai N.S. Phytocalpain controls the proliferation and differentiation fates of cells in plant organ development. Plant J., 2004,38(6): 969-981;

3. Alabadi D., Oyama Т., Yanovsky M.J., Harmon F.G., MasP., Kay S.A. Reciprocal regulation between TOC1 and LHY/CCA1 within the Arabidopsis circadian clock. Science, 2001,293(5531):880-883;

4. Allaway W.G. Accumulation of malate in guard cells of Vicia faba during stomatal opening. Planta, 1973,110(l):63-70;

5. Allen G., Amtmann A., Sanders D. Calcium-dependent and calcium-independent K+ mobilization channels in Vicia faba guard cell vacuoles. J. Exp. Bot., 1998, 49(special issue): 305-318;

6. Allen G.J., Kuchitsu K., Chu S.P., Murata Y., Schroeder J.I. Arabidopsis abil-1 and abi2-l phosphatase mutations reduce abscisic acid-induced cytoplasmic calcium rises in guard cells. Plant Cell, 1999, 11(9): 1785-1798;

7. Allen G.J., Murata Y., Chu S.P., Nafisi M., Schroeder J.I. Hypersensitivity of abscisic acid-induced cytosolic calcium increases in the Arabidopsis farnesyltransferase mutant era 1-2. Plant Cell, 2002, 14(7): 1649-1662;

8. Allen G.J., Sanders D. Control of ionic currents in guard cell vacuoles by cytosolic and luminal calcium. The Plant Journal, 1996, 10(6): 1055-1069;

9. Allen G.J., Sanders D. Two voltage-gated, calcium release channels coreside in the vacuolar membrane of broad bean guard cells. Plant Cell., 1994, 6(5):685-694;

10. Anderson S.L., Somers D.E., Millar A.J., Hanson K., Chory J., Kay S. Attenuation of phytochrome A and В signaling pathways by the Arabidopsis circadian clock. Plant Cell, 1997,9(10): 1727-1743

11. Aronson B.D., Johnson K.A., Loros J.J., Dunlap J.C. Negative feedback defining a circadian clock: autoregulation of the clock gene frequency. Science. 1994; 263(5153): 1578-1584;

12. Arpaia, G., Loros J. J., Dunlap J. C., Morelli G. Macino G. The circadian clock-controlled gene ccg-1 is induced by light. Mol. Gen. Genet., 1995,247: 157-163;

13. Asai N., Nakajima N., Tamaoki M., Kamada H., Kondo N. Role of malate synthesis mediated by phosphoenolpyruvate carboxylase in guard cells in the regulation of stomatal movement. Plant and Cell Physiology, 2000,41 (1): 10-15;

14. Assmann S.M., Haubrick L.L. Transport proteins of the plant plasma membrane. Curr Opin Cell Biol., 1996, 8(4):458-467;

15. Becker D., Zeilinger C., Lohse G., Depta H., Hedrich R. Identification and biochemical characterization of the plasma-membrane H+-ATPase in guard cells of Vicia faba L. Planta, 1993, 190(l):44-50;

16. Bergmann D.C. Integrating signals in stomatal development. Current Opinion in Plant Biology, 2004, 7: 26-32;

17. Bergmann D.C., Lukowitz W., Somerwille C.R. Stomatal development and pattern controlled by MAPKK kinase. Science, 2004,304(5676): 1494-1497;

18. Bihler H., Eing С., Hebeisen S., Roller A., Czempinski K., Bertl A. TPKI is a vacuolar ion channel different from the slow vacuolar cation channel. Plant Physiology, 2005, 139(1):417-424;

19. Blatt M.R. Cellular signaling and volume control in stomatal movement in plants. Annu. Rev. Cell Dev Biol., 2000,16:221-241;

20. Blatt M.R., Grabov A. Signal redundancy, gates and integration in the control of ion channels for stomatal movement. J Exp Bot., 1997,48:529-537;

21. Bognar L.K., Hall A., Adam Ё., Thain S.C., Nagy F., Millar A.J. The ciracdian clock controls the expression pattern of the circadian input photoreceptor, phytochrome B. PNAS, 1999, 96(25): 14652-14657;

22. Boudolf V., Barocco R., de Almerida Engler J., Verkest A., Beeckman Т., Naudts M., Inze D., De Veylder L. ВI-type cyclin-dependent kinases are essential for the formation of stomatal complexes in Arabidopsis thaliana. Plant Cell, 2004, 16(4):945-955;

23. Brogardh T. Regulation of transpiration in Avena. Responses to red and blue light steps. Physiol. Plant. 1975,35(4): 303-309;

24. Brogardh Т., Johnsson A. Regulation of transpiration in Avena. Responses to white light steps. Physiol. Plant. 1975,35(2): 115-125;

25. Bruggeman L.I., Pottosin 1.1., Schonknecht G. Cytoplasmic magnesium regulates the fast activating vacuolar cation channel. J Exp Bot., 1999 b, 50(339): 1547-1552;

26. Bruggeman L.I., Pottosin 1.1., Schonknecht G. Selectivity of the fast activating vacuolar cation channel. J Exp Bot., 1999 a, 50(335):873-876;

27. Burnette R.N., Gunesekera B.M., Gillapsy G.E. An Arabidopsis inositol 5 -phosphatase gain of function alters abscisic acid signalling. Plant Physiol., 2003,132(2):1011-1019;

28. Charlton W. Differentiation in leaf epidermis of Chlorophytum comosum Baker. Annals of Botany, 1990,66:567-578;

29. Chen M., Schwabb R., Chory J. Characterization of the requirements for localization of phytochrome В to nuclear bodies. PNAS, 2003 b, 100(24): 14493-14498;

30. Chen X., Goodwin S.M., Boroff V.L., Liu X., Jenks M.A. Cloning and characterization of the WAX2 gene of Arabidopsis involved in cuticle membrane and wax production. Plant Cell, 2003 a, 15(5): 1170-1185;

31. Christie J.M., Briggs W.R. Blue light sensing in higher plants. The Journal of Biological Chemistry, 2001, 276(15): 11457-11460;

32. Christodoulakis N.S., Menti J., Galatis B. Structure and Development of Stomata on the Primary Root of Ceratonia siliqua L. Annals of Botany, 2002, 89: 23-29;

33. Costa S., DoIanL. Epidermal patterning genes are active during embriogenesis in Arabidopsis. Development, 2003, 130(13): 2893-2901;

34. Cotelle V., Pierre J-N., Vavasseur A. Potential strong regulation of guard cell phosphoenolpyruvate carboxylase through phosphorylation. J Exp Bot., 1999, 50(335): 777783;

35. Coursol S., Fan L.M., Le Stunff H., Spiegel S., Gilroy S., Assmann S.M. Sphingolipid signaling in Arabidopsis guard cells involves heterotrimeric G proteins. Nature, 2003, 423(6949):651-654;

36. Covington M.F., Panda S., Liu H.L., Strayer C.A., Wagner D.R., Kay S.A. ELF3 modulates resetting of the circadian clock in Arabidopsis. Plant Cell, 2001, 13(6): 1305-1315;

37. Croxdale J. Stomatal patterning in angiosperms. American Journal of Botany, 2000, 87(8): 1069-1080;

38. Croxdale J. Stomatal patterning in monocotyledos: Tradescantia as a model system. J Exp Bot., 1998,49(320): 279-292;

39. Davis S.J., Millar A.J. Watching the hands of the Arabidopsis biological clock. Genome Biology, 2001; 2(3):reviewsl008.1-1008.4;

40. De Angeli A., Monachello D., Ephritikhine G., Frachisse J.M., Thomine S., Gambale F., Barbier-Brygoo H. The nitrate/proton antiporter AtCLCa mediates nitrate accumulation in plant vacuoles. Nature, 2006,442(7105):939-942;

41. Delvin P.F. Signs of the time: environmental input to the eireadian clock. J. Exp. Bot., 2002, 53(377): 1535-1550;

42. Desikan R., Griffiths R., Hancock J., Neill S. A new role for an old enzyme: Nitrate reductase mediated nitric oxide generation is required for abscisic acid-induced stomatal closure in Arabidopsis thaliana. PNAS, 2002,99(3): 16314-16318;

43. Dietrich P., Sanders D., Hedrich R. The role of ion channels in light-dependent stomatal opening. J Exp Bot., 2001,52(363): 1959-1967;

44. Dittrich P., Raschke K. Uptake and metabolism of carbohydrates by epidermal tissue. Planta, 1977,34(1): 83-90;

45. Dodd A.N., Parkinson K., Webb A.A.R. Independent eireadian regulation of assimilation and stomatal conductance in the ztl-1 mutant of Arabidopsis. New Phytol., 2004, 162(l):63—70;

46. Dodd A.N., Salathia N. Hall A., Toth E.-K., Nagy F., Hibberd J.M., Millar A.J., Webb A.A.R. Plant eireadian clock increase photosynthesis, growth, survival and competitive advantage. Science, 2005,309(5734): 630-633;

47. Dodd I.C., Tan L.P., He J. Do increases in xylem sap pH and/or ABA concentration mediate stomatal closure following nitrate deprivation? J Exp Bot., 2003, 54(385): 1281-1288;

48. Du Z., Aghoram K., Outlaw W.H. Jr. In vivo phosphorylation of phosphoenolpyruvate carboxylase in guard cells of Vicia faba L. is enhanced by fusicoccin and suppressed by abscisic acid. Arch Biochem Biophys., 1997,337:345-350;

49. Eckert M., Kaldenhoff R. Light-inducad stomatal movement of selected Arabidopsis thaliana mutants. Journal of Experimental Botany. 2000; 51(349): 1435-1442;

50. Edwards D., Kerp H., Hass H. Stomata in early land plants: an anatomical and ecophysiological approach. J Exp Bot., 1998,49 (special issue):255-278;

51. Eisinger W., Swartz Т.Е., Bogomolni R.A., Taiz L. The ultraviolet action spectrum for stomatal opening in broad been. Plant Physiology, 2000,122(1):99-105;

52. Emi Т., Kinoshita Т., Sakamoto K., Mineyuki Y., Shimazaki K. Isolation of a protein interacting with Vfphotl in guard cells of Vicia faba. Plant Physiology, 2005, 138(3):1615-1626;

53. Emmerlich V., Linka N., Reihold Т., Hurth M.A., Traub M., Martinoia E., Neuhaus H.E. The plant homolog to the sodium/dicarboxylic cotransporter is the vacuolar malate carrier. PNAS, 2003, 100(19): 11122-11126;

54. Eun S.O., Lee Y. Actin filaments of guard cells are reorganized in response to light and abscisic acid. Plant Physiology, 1997,115(4): 1491-1498;

55. Eun S.O., Lee Y. Stomatal opening by fusicoccin is accompanied by depolymerization of actin filaments in guard cells. Planta, 2000,210(6): 1014-1017;

56. Fagan Т., Morse D. Hastings J.W. Circadian synthesis of a nuclear-encoded chloroplast glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase in the dinoflagellate Gonyaulax polyhedra is translationally controlled. Biochemistry, 1999, 38: 7689-7695;

57. Felle H.H. The Н+/СГ symporter in root-hair cells of Sinapis alba. Plant Physiology, 1994, 106 (3): 1131-1136;

58. Felle H.H., Hanstein S., Steinmeyer R., Hedrich R. Dynamics of ionic activities in the apoplast of the sub-stomatal cavity of intact Vicia faba leaves during stomatal closure evoked by ABA and darkness. Plant Journal, 2000,24(3):297-304;

59. Fernandez A.P., Gil P., Valkai I., Nagy F., Shafer E. Analysis of the function of the photoreceptors phytochrome В and phytochrome D in Nicotiana plumbaginifolia and Arabidopsis thaliana. Plane Cell Physiology, 2005,46(5):790-796;

60. Franklin K.A., Lamer V.S., Whitelam G.C. The signal transducing photoreceptors of plants. Int. J. Dev. Biol., 2005,49(5/6):653-664;

61. Franklin K.A., Whitelam G.C. Phytochromes and shade-avoidance response in plants. Annals of Botany, 2005,96: 169-175

62. Franks P.J., Cowan I.R., Farquhar G.D. A study of stomatal mechanics using the cell pressure probe. Plant Cell Environ, 1998,21(1): 94-100;

63. Franks P.J., Farquhar G.D. The mechanical diversity of stomata and its significance in gas-exchange control. Plant Physiology, 2007, 143(l):78-87;

64. Frechilla S., Talbott L.D., Bogomolni R.A., Zeiger E. Reversal of blue light-stimulated stomatal opening by green light. Plant Cell Physiol., 2000,41(2): 171-176;

65. Frechilla S., Talbott L.D., Zeiger E. The C02 response of Vicia guard cells acclimates to growth environment. J Exp Bot., 2002, 53(368):545-550;

66. Fukuda M., Hasezawa S., Nakajima N., Kondo N. Changes in tubulin expression in guard cells of Vicia faba L., accompanied with dynamic organization of microtubules during the diurnal cycle. Plant and Cell Physiology, 2000,41:600-607;

67. Galatis В., Apostolakos P. The role of the cytoskeleton in the morphogenesis and function of stomatal complexes. New Phytologist, 2004, 161(3):613-639;

68. Gao X.Q., Li C.G., Wei P.C., Zhang X.Y., Chen J., Wang X.C. The dynamic changes of tonoplasts in guard cells are important for stomatal movement in Vicia faba. Plant Physiology, 2005,139(3): 1207-1216;

69. Garcia-Mata C., Gay R., Sokolovski S., Hills A., Lamattina L., Blatt M.R. Nitric oxide regulates K+ and CI- channels in guard cells through a subset of abscisic acid-evoked signaling pathways. PNAS, 2003, 100(3): 11116-11121;

70. Gardner M.J., Hubbard K.E., Hotta C.T., Dodd A.N., Webb A.A.R. How plants tell the time. Biochem. J., 2006,397(l):15-24;

71. Gautier H., Vavasseur A., Gans P., Lasceve G. Relationship between respiration and photosynthesis in guard cell and mesophyll cell protoplasts of Commelina communis L. Plant Physiology, 1991,95(2): 636-641;

72. Geisler M.J., Deppong D.O., Nadeau J.A., Sack F.D. Stomatal neighbor cell polarity and division in Arabidopsis. Planta, 2003,216(4):571-579;

73. Gilroy S., Read N.D., Trewavas A.J. Elevation of cytoplasmic calcium or caged inositol trisphosphate initiates stomatal closure. Nature, 1990,346(6286):769-771;

74. Girnth C., Bergfeld R., Kasemir H. Phytochrome-mediated control of grana and stroma thylakoid formation in plastids of mustard cotyledons. Planta, 1978,141, 191- 198;

75. Gorton H.L., Williams W.E., Assman S.M. Circadian rhythms in stomatal responsiveness to red and blue light. Plant Physiology, 1993, 103(2):399-406;

76. Gorton H.L., Williams W.E., Binns M.E., Gemmell C.N., Leheny E.A., Shepherd A.C. Circadian stomatal rhythms in epidermal peels from Vicia faba. Plant Physiology, 1989, 90(4): 1329-1334;

77. Gosti F., Beaudoin N., Serizet C., Webb A.A., Vartanian N., Giraudat J. ABI1 protein phosphatase 2C is a negative regulator of abscisic acid signaling. Plant Cell, 1999, 11(10):1897-1910;

78. Gotow K., Taylor S., Zeiger E. Photosynthetic carbon fixation in guard cell protoplasts of Vicia faba L. Plant Physiology, 1988, 86(3), 700-705

79. Gould P.D., Locke J.C., Larue C., Southern M.M., Davis S.J., Hanano S., Molve R., Milich R., Putterill J., Millar A., Hall A. The molecular basis of temperature compensation in the Arabidopsis circadian clock. Plant Cell, 2006,18(5): 1177-1187;

80. Gray J.E., Hetherington A. Plant development: YODA the stomatal switch. Current Biology, 2004,14: R448 R490;

81. Gray J.E., Holroyd G.H., van der Lee F.M., Bahrami A.R., Sijmons P.C., Woodward F.I., Schuch W., Hetherington A.M. The HIC signalling pathway links CO2 perception to stomatal development. Nature, 2000,408(6813):713-716;

82. Habermann H.M. Evidence for two photoreactions and possible involvement of phytochrome in light-dependent stomatal opening. Plant Physiology, 1973, 51(3): 543-548;

83. Halaban R. Effects of light quality on the circadian rhythm of leaf movement of a short-day-plant. Plant Physiology, 1969,44: 973-977;

84. Halliday K.J., Fankhauser C. Phytochrome-hormonal signaling networks. New Phytologist, 2003, 157:449-463;

85. Hamilton D.W.A., Hills A., Kohler В., Blatt M.R. Ca2t channels at the plasma membrane of stomatal guard cells are activated by hyperpolarization and abscisic acid. PNAS, 2000, 97(9):4967-4972;

86. Han S., Tang R., Anderson L., Woerner Т.Е., Pei Z-M. A cell surface receptor mediates extracellular Ca2+ sensing in guard cells. Nature, 2003,425(6954): 196-200;

87. Hanano S., Domagalska M.A., Nagy F., Davis S.J. Multiple phytohormones influence distinct parameters of the plant circadian clock. Genes to Cells, 2006, 11(12): 1381-1392;

88. Harmer S.L., Hogenesch J.B., Straume M., Chang H.-S., Han В., Zhu Т., Wang X., Kreps J.A., Kay S.A. Orchestrated transcription of key pathways in Arabidopsis by the circadian clock. Science, 2000,290(5499): 2110-2113;

89. Harmer S.L., Kay S.A. Positive and negative factors confer phase-specific circadian regulation of transcription in Arabidopsis. Plant Cell, 2005, 17: 1926-1940;

90. Hartmut K., Kappen L. In situ observations of stomatal movements in different light-dark regimes: the influence of endogenous rhythmicity and long-term adjustments. Journal of Experimental Botany, 1997,48(313): 1583-1589;

91. Hazen S.P., Schultz T.F., Pruned-Paz J.L., Borevitz J.O., Ecker J.R., Kay S.A. LUX ARRHYTHMO encodes a Myb domain protein essential for circadian rhythms. PNAS, 2005, 102(4): 10387-10392;

92. Hedrich R., Marten I., Lohse G., Dietrich P., Winter H., Lohaus G., Heldt H.W. Malate-sensitive anion channels enable guard cells to sense changes in the ambient C02 concentration. Plant Journal, 1994,6(6):741-748;

93. Hetherington A.M., Woodward F.I. The role of stomata in sensing and driving environmental change. Nature, 2003,424(6951):901-908;

94. Hicks K.A., Millar A.J., Carre I.A., Straume M.D., Meeks-Wagner R., Kay S.A. Conditional circadian dysfunction of the Arabidopsis early-flowering 3 mutant. Science, 1996,274: 790-792;

95. Hite D.R.C., Outlaw Jr.W.H., Tarczynski M.C. Elevated levels of both sucrose-phosphate synthase and sucrose synthase in Vicia guard cells indicate cell specific carbohydrate inerconvertions. Plant Physiology, 1993; 101(4): 1217-1221;

96. Hsiao T.C., Allaway W.G. Action spectra for guard cell Rb+ uptake and stomatal opening in Vicia faba. Plant Physiology, 1973, 51(l):82-88;

97. Hugouvieux V., Kwak J.M., Schroeder J.I. An mRNA cap binding protein ABH1 modulates early abscisic acid signal transduction in Arabidopsis. Cell, 2001, 106:477-487;

98. Humble G.D., Raschke K. Stomatal opening quantitatively related to potassium transport. Plant Physiology, 1971,48(4):447-453;

99. Hunt L., Mills L.N., Pical C., Lekie C.P., Aitken F.L., Корка J., Mueller-Roeber В., McAinsh M.R., Hetherington A.M., Gray J.E. Phospholipase С is required for the control of stomatal aperture by ABA. Plant J., 2003, 34(l):47-55;

100. Huq E., Ouail P.H. Phytochrome signaling. // W.R. Briggs, J.L. Spudich (eds.) Handbook of Photosensory receptors, 2005, WILEY-VCH Verlag Gmbh & Co. KGaA, Weinheim, pp.-151-170;

101. Hwang J.U., Lee Y. Abscisic acid-induced actin reorganization in guard cells of Dayflower is mediated by cytosolic calcium and by protein kinase and protein phosphatase. Plant Physiology, 2001,125(4): 2120-2128;

102. Hwang J.U., Suh H., Yi H., Kim J., Lee Y. Actin filaments modulate both stomatal opening and inward K+-channel activities in guard cells of Vicia faba L. Plant Physiology, 1997, 115(2):335-342;

103. Hwang S., Kawazoe R., Herrin D.L. Transcription of tufA and other chloroplast-encoded genes is controlled by a circadian clock in Chlamydomonas. PNAS, 1996, 93(3): 996-1000;

104. Inada S., Ohgishi M., Mayama Т., Okada K., Sakai T. RPT2 is a signal transducer involved in phototrophic response and stomatal opening by association with phototropin 1 in Arabidopsis thaliana. Plant Cell, 2004, 16(4):887-896;

105. Incoll L.D., Jewer P.C. Cytokinins and stomata. In Stomatal Function, ed. E. Zeiger, , Stanford Univ. Press, Stanford, California. 1987, pp. 281-292;

106. Irving H.R., Gehring C.A., Parish R.W. Changes in cytosolic pH and calcium of guard cells precede stomatal movements. PNAS, 1992, 89(5): 1790-1794;

107. Ivashikina N., Hedrich R. K+ currents through SV-type vacuolar channels are sensitive to elevated luminal sodium levels. The Plant Journal, 2005,41(4):606-614;

108. Johnson C.H., Knight M.R., Kondo Т., Masson P., Sedbrook J.K., Haley A., Trewavas A. Circadian oscillations of cytosolic and chloroplastic free calcium in plants. Science, 1995,269(5232), 1863-1865;

109. Jones L., Milne J.L., Ashford D., McQueen-Mason S.J. Cell wall arabinan is essential for guard cell function. PNAS, 2003,100(20): 11783-11788;

110. Kaczorowski K.A., Quail P.H. Arabidopsis PSEUDO-RESPONSE REGULATOR 7 is a signaling intermediate in phytochrome-regulated seedling deetiolation and phasing of the circadian clock. Plant Cell, 2003,15:2654-2665;

111. Kaiser W.M., Weiner H., Kandlbinder A., Tsai C.B., Rockel P., Sonoda M., Planchet E. Modulation of nitrate reductase: some new insights, an unusual case and a potentially important side reaction. J Exp Bot., 2002, 53(370):875-882;

112. Karlsson P.E., Hoglund H.-O., Klockare R. Blue light induces stomatal transpiration in wheat seedlings with chlorophyll deficiency caused by SAN 9789. Physiol. Plant. 1983, 57(4): 417-421;

113. Kawazoe R., Hwang S., Herrin D.L. Requirement for cytoplasmic protein synthesis during circadian peaks of transcription of chloroplast-encoded genes in Chlamydomonas. Plant Mol. Biol., 2000,44(6):699-709;

114. Kazama H., Dan H., Imaseki H., Wasteneys G.O. Transient exposure to ethylene stimulates cell division and alters the fate and polarity of hypocotyl epidermel cells. Plant Physiol., 2004, 134(4): 1614-1623;

115. Kendrick R.E., Kerckhoffs L.H.J., van Tuinen A., Koornneef M. Photomorphogenic mutants of tomato. Plant, Cell and Environ. 1997. 20:746-751.

116. Kessler S., Seiki S., Sinha N. Xcll causes delayed oblique periclinal cell divisions in developing maize leaves, leading to cellular differentiation by lineage instead of position. Development, 2002, 129(8): 1859-1869;

117. Kikis E.A., Khanna R., Quail P.H. ELF4 is a phytochrome-regulated component of a negative-feedback loop involving the central oscillator components CCA1 and LHY. Plant J, 2005,44(2):300-313;

118. Kim W.-Y., Geng R., Somers D.E.Circadian phase-specific degradation of the F-box protein ZTL is mediated by the proteasome. PNAS, 2003, 100(8): 4933-4938;

119. Kinoshita Т., Doi M., Suetsugu N., Kagawa Т., Wada M., Shimazaki К. PHOT1 and PHOT2 mediate blue light regulation of stomatal opening. Nature, 2001, 4I4(6864):656-660;

120. Kinoshita Т., Emi Т., Tominaga M., Sakamoto K., Shigegana A., Doi M., Shimazaki K. Blue-light- and phosphorylation-dependent binding of a 14-3-3 protein to phototropins in stomatal guard sells of broad bean. Plant Physiology, 2003, 133(4): 1453-1463;

121. Kloppstech K. Diurnal and circadian rhythmicity in the expression of light-induced plant nuclear messenger RNAs. Planta, 1985, 165(4): 502-506;

122. Kohler В., Blatt M.R. Protein phosphorylation activates the guard cell Ca2+ channel and is a prerequisite for gating by abscisic acid. Plant Journal, 2002, 32(2): 185-194;

123. Koornneef M, ConeJ.W., Deckens R.G., O'Herne-Roberts E.G., Spruit C.J.P., Kendrick R.E. Photomorphogenic responses of long hypocotyls mutant of tomato. Journal of Plant Physiology, 1985, 120: 153-165.

124. Kronenberg G.H.M., Kendrick R.E. The physiology of action. // Kendrick R.E. & Kronenberg eds. Photomorphogenesis in plants G.H.M., Martinus Nijhoff, Dordrecht. 1986, pp. 99-115.

125. Kwak J.M., Mori 1.С., Pei Z.M., Leonhardt N, Torres M.A., Dangl J.L., Bloom R.E., Bodde S., Jones J.D.G., Schroeder J.l. NADPH oxidase AtrbohD and AtrbohF genes function in ROS-dependent ABA signaling in Arabidopsis. EMBO J., 2003, 22(11):2623-2633;

126. Laffray D., Louguet P., Garrec J.-P. Comparative analysis of stomatal functioning on white and green leaves of a variegated leaf mutant of Pelargonium hortorum. Plant.Physiol.Biochem., 1991, 29, 657-666;

127. Lai L.B., Nadeau J.A., Lucas J., Lee E.K., Nakagawa Т., Zhao L., Geisler M., Sack F.D. The Arabidopsis R2R3 MYB proteins FOUR LIPS and MYB88 restrict divisions late in the stomatal cell lineage. Plant Cell, 2005, 17(10): 2754-2767;

128. Lake J.A., Woodward F.I., Quick W.P. Long-distance C02 signalling in plants. J Exp Bot, 2002, 53(367):183-193;

129. Langer K, Levchenko V, Fromm J., Geiger D, Steinmeyer R, Lautner S, Ache P, Hedrich R. The poplar K+ channel KPT I is associated with K+ uptake during stomatal opening and bud development. The Plant Journal, 2004,37(6):828-838;

130. Larkin J.C, Young M, Prigge M., Marks M.D. The control of trichome spacing and number in Arabidopsis. Development, 1996,122:997-1005;

131. Lasceve G, Leymarie J, Vavasseur A. Alterations in light-induced stomatal opening in a starch-deficient mutant of Arabidopsis thaliana L. deficient in chloroplast phosphoglucomutase activity. Plant, Cell and Environment, 1997,20: 350-358;

132. Lawson T, Oxborough K, Morison J.I.L, Baker N.R. Responses of Photosynthetic Electron Transport in Stomatal Guard Cells and Mesophyll Cells in Intact Leaves to Light, C02, and Humidity. Plant Physiology, 2002, 128(1): 52-62;

133. Lawson T, Oxborough K, Morison J.I.L, Baker N.R. The responses of guard and mesophyll cell photosynthesis to C02, 02, light and water stress in a range of spesies are similar. J Exp Bot, 2003, 54(388): 1743-1752;

134. Leckie C.P, McAinsh M.R, Allen G.J, Sanders D, Hetherington A.M. Abscisic acid-induced stomatal closure mediated by cyclic ADP-ribose. PNAS, 1998a, 95(26): 1583715842;

135. Leckie C.P, McAinsh M.R, Montgomery L, Priesley A.J, Staxen 1, Webb A.A.R, Hetherington A.M. Second messengers in guard cells. J Exp Bot, 1998b, 49(SpeciaI Issue): S339-S349;

136. Lemichez E, Wu Y, Sanches J.P, Mettouchi A, Mathur J, Chua N.-H. Inactivation of AtRacl by abscisic acid is essential for stomatal closure. Genes Dev., 2001, 15(14): 18081816;

137. Lemtiri-Chlieh F, MacRobbie E.A.C, Webb A.R, Manison N.F., Brownlee C, Skepper J.N, Chen J, Prestwich G.D, Brearley C.A. Inositol hexakisphosphate mobilizes an endomembrane store of calcium in guard cells. PNAS, 2003, 100(17): 10091-10095;

138. Leube M.P, Grill E, Amhrein N. ABI1 of Arabidopsis is a protein serine/threonine phosphatase highly regulated by the proton and magnesium ion concentration. FEBS Lett, 1998,424:100-104;

139. Levchenko V, Konrad K.R, Dietrich P, Roelfsema M.R.G, Hedrich R. Cytosolic abscisic acid activates guard cell anion channels without preceding Ca2+ signals. PNAS, 2005,102(11): 4203-4208;

140. Lillo C., Meyer C., RuofTP. The nitrate reductase circadian system. The central clock dogma contra multiple oscillatory feedback loops. Plant Physiology, 2001, 125(4): 15541557;

141. Lin Y., Schiefelbein J. Embryonic control of epidermal cell patterning in root and hypocotyl of Arabidopsis. Development, 2001, 128(19): 3697-3705;

142. Liscum E., Hodgson D.W., Campbell T.J. Blue light signaling through the cryptochromes and phototropins. So that's what the blues is all about. Plant Physiology, 2003, 133(4): 1426-1436;

143. Lu P., Zhang S.Q., Outlaw Jr. W.H., Riddle K.A. Sucrose: a solute that accumulates in the guard-cell apoplast and guard-cell symplast of open stomata. FEBS Letters, 1995, 362 (2): 180-184;

144. Lurie S. The effect of wavelength of light on stomatal opening. Planta, 1978, 140(3), 245-249;

145. MacRobbie E.A.C. Signal transduction and ion channels in guard cells. Phil. Trans. R. Soc. Lond. B, 1998,353:1475-1488;

146. Majewska-Sawka A., Miinster A., Rodriguez-Garcia M.l. Guard cell wall: immunocytochemical detection of polysaccharide components. J. Exp Bot., 2002, 53(371):1067-1079;

147. Mansfield T.A., Heath O.V.S. Photoperiodic effects on rhythmic phenomena in stomata ofXanthium strumarium J. Exp. Bot. 1963. Vol. 14. P. 334-352.

148. Mao J., Zhang Y-C., Sang Y., Li Q-H., Yang H-Q. A role for Arabidopsis cryptochromes and COP1 in the regulation of stomatal opening. PNAS, 2005, 102(34): 12270-12275;

149. Martin C., Glover B.J. Cellular differentiation in shoot epidermis. Current Opinion in Plant Biology, 1998, 1:511-519;

150. Martinez-Garcia J.F., Huq E., Quail P.H. Direct targeting of light signals to a promoter element-bound transcription factor. Science, 2000, 288(5467): 859-863;

151. Martinoia E., Maeshima M., Neuhaus H.E. Vacuolar transporters and their essential role in plant metabolism. J Exp Bot., 2007, 58(1):83-102;

152. Mas P. Circadian clock signaling in Arabidopsis thaliana: from gene expression to physiology and development. Int. J. Dev. Biol., 2005, 49 (5/6):491-500;

153. Matsushika A., Makino S., Kojima M., Mizuno T. Circadian waves of expression of the APRR1/TOC1 family of pseudo-response regulators in Atabidopsis thaliana: Insight into the plant circadian clock. Plant Cell Physiol., 2000, 41: 1002-1012;

154. Matsushita Т., Mochizuki N., Nagatani A. Dimers of the N-terminal domain of phytochrome В are functional in the nucleus. Nature, 2003,424: 571-574;

155. McAinsh M.R., Webb A.A.R., Taylor J.E., Hetherington A.M. Stimulus-induced oscillations in guard cell cytosolic free calcium. Plant Cell, 1995, 7(8): 1207-1219;

156. McClung C.R. Circadian rhythms in plants. Annu. Rev. Plant Mol. Biol., 2001, 52: 139162;

157. McWatters H.G., Bastow R.M., Hall A., Millar A.J. The ELF3 zeitnehmer regulates light signaling to the circadian clock. Nature, 2000,408: 716-720;

158. Meinhard M, Schnabl H. Fusicoccin- and light-induced activation and in vivo phosphorylation of phosphoenolpyruvate carboxylase in vicia guard cell protoplasts. Plant Sci., 2001, 160(4): 635-646;

159. Meinhard M., Grill E. Hydrogen peroxide is a regulator of AB11, a protein phosphatase 2C from Arabidopsis. FEBS Lett., 2001, 508(3):443-446;

160. Merlot S., Gosti F., Guerrier D., Vavasseur A., Giraudat J. The ABI1 and ABI2 protein phosphatases 2C act in a negative feedback regulatory loop of the abscisic acid signaling pathway. Plant J., 2001,25(3):295-303;

161. Meyer S., Lauterbach C., Niedermeier M., Barth I., Sjolund R.D., Sauer N. Wounding Enhances Expression of AtSUC3, a Sucrose Transporter from Arabidopsis Sieve Elements and Sink Tissues. Plant Physiology, 2004, 134(2):684-693;

162. Michael T.P., McClung C.R. Phase-specific circadian clock regulatory elements in Arabidopsis thaliana. Plant Physiology, 2002, 130 (2):627-638;

163. Michael T.P., Salome P.A., Yu H.J., Spencer T. R., Sharp E. L., McPeek M.A., Alonso J. M., Ecker J.R., McClung C.R. Enhanced Fitness Conferred by Naturally Occurring Variation in the Circadian Clock. Science, 2003,302(5647):1049-1053;

164. Miedema H., Assmann S.M. A membrane-delimited effect of internal pH on the K+ outward rectifier of Vicia faba guard cells. J Membr Biol., 1997, 154:227-237;

165. Millar A.J. and Kay S.A. Integration of circadian and phototransduction pathways in the network controlling CAB gene expression in Arabidopsis. PNAS, 1996, 93(26): 15491— 15496;

166. Millar A.J. Biological clocks in Arabidopsis thaliana. New Phytologist, 1999, 141 (2): 175-197;

167. Millar A.J. Input signals to the plant circadian clock. J. Exp. Bot., 2004, 55(395): 277-283;

168. Millar A.J. Turned over after hours. Current Biology, 2000,10:R529-R531;

169. Millar A.J., Carry I.A., Strayer C.A., Chua N-H., Kay S.A. Circadian clock mutants in Arabidopsis identified by luciferase imaging. Science, 1995a, 267(5201): 1161-1163;

170. Millar A.J., Straume M., Chory J., Chua N-H., Kay S.A. The regulation of circadian period by phototransduction pathways in Arabidopsis. Science, 1995b, 267(5201): 11631166;

171. Mittag M., Li L., Hastings J.W. The mRNA level of the circadian regulated Gonyaulax luciferase remains constant over the cycle. Chronobiol Int, 1998, 15: 93-98;

172. Mizoguchi Т., Wheatley K., Hanzawa Y., Wright L., Mizoguchi M., Song H.R., Carre I.A., Coupland G. LHY and CCA1 are partially redundant genes required to maintain circadian rhythms in Arabidopsis. Dev. Cell. 2002; 2(5): 629-41;

173. Moler S.G., Ingles P.J., Whitelam G.C. The cell biology of phytochrome signalling. New Physiologist, 2002,154: 553-590;

174. Morikawa K., Ito S., Tsunoyama Y., Nakahira Y., Shiina Т., Toyoshima Y. Circadian-regulated transcription of a nuclear-encoded plastid о factor gene (sigA) in wheat seedlings. FEBS Letters, 1999,451: 275-278;

175. Mustilli A.C., Merlot S., Vavasseur A., Fenzi F., Giraudat J. Arabidopsis OST1 protein kinase mediates the regulation of stomatal aperture by abscisic acid and acts upstream of reactive oxygen species production. Plant Cell, 2002, 14(12):3089-3099;

176. Nadeau J.A., Sack F.D. Control of stomatal development on the Arabidopsis leaf surface. 2002a, Science, 296(5573): 1697-1700;

177. Naef F. Circadian clock go in vitro: purely post-translational oscillators in cyanobacteria. Molecular Systems Biology, 2005, №2005.0019, doi: 10.1038/msb4100027;

178. Nagy F, Schafer E. Nuclear and cytosolic events of light-induced, phytochrome-regulated signaling in higher plants. The EMBO Journal, 2000,19(2): 157-163;

179. Nagy F, Schafer E. Phytochromes control photomorphogenesis by differentially regulated, interacting signaling pathways in higher plants. Annu. Rev. Plant. Biol., 2002, 53: 329-55;

180. Nakahira Y., Baba K., Yoneda A., Shiina Т., Toyoshima Y. Circadian-regulated transcription of the psbD light-responsive promoter in wheat chloroplasts. Plant Physiology, 1998, 118: 1079-1088;

181. Nakajima M., lmai K., Ito H., Nishiwaki Т., Murayama Y., Iwasaki H.,Oyama Т., Kondo T. Reconstitution of circadian oscillation of cyanobacterial KaiC phosphorylation in vitro. Science, 2005,308(5720):414-415;

182. Nakamura A., Fukuda A., Sakai S., Tanaka Y. Molecular cloning, functional expression and subcellular localization of two putative vacuolar voltage-gated chloride channels in rice (Oryza sativa L.). Plant and Cell Physiology, 2006, 47(l):32-42;

183. Nardini A., Salleo S. Effects of the experimentel blockage of the major veins on hydraulics and gas exchange of Prunus laurocarasus L. leaves. J Exp Bot., 2003, 54(385):1213-1219;

184. Neff M.M., Fankhauser C.H., Chory J. Light: an indicator of time and place. Genes and Development 2000,14:257-271;

185. Neill S.J., Desikan R., Clarke A., Hancock J.T. Nitric oxide is a novel component of abscisic acid signaling in stomatal guard cells. Plant Physiology, 2002; 128(1): 13-16;

186. Niittyla Т., Messerli G., Trevisan M., Chen J., Smith A.M., Zeeman S.C. A previously unknown maltose transporter essential for starch degradation in leaves. Science, 2004, 303(5654): 87-89;

187. Ohashi-Ito K., Bergmann D. Arabidopsis FAMA controls the final proliferation/differentiation switch during stomatal development. Plant Cell, 2006, 18(10):2493-2505;

188. Onai K., Ishiura M. PHYTOCLOCK.1 encoding a novel GARP protein essential for the Arabidopsis circadian clock. Genes Cells, 2005,10(l0):963-972;

189. Outlaw Jr. W.H., De Vlieghere-He X. Transpiration Rate. An Important Factor Controlling the Sucrose Content of the Guard Cell Apoplast of Broad Bean. Plant Physiology, 2001,126(4): 1716-1724;

190. Outlaw Jr.W.H. An introduction to carbon metabolism in guard cells. In Stomatal Function, ed. E. Zeiger, Stanford Univ. Press, Stanford, California, 1987, 115-124;

191. Outlaw W.H., Lowry O.H. Organic acid and potassium accumulation in guard cells during stomatal opening. PNAS, 1977, 74(10): 4434-4438;

192. Ouyang Y., Andersson C.R., Kondo Т., Golden S.S., Johnson C.H. Resonating circadian clock enhance fitness in cyanobacteria. PNAS, 1998, 95: 8660-8664;

193. Overlach S., Diekmann W., Raschke K. Phosphate translocator of isolated guard-cell chloroplasts from Pisum sativum L. transports glucose-6-phosphate. Plant Physiology, 1993,101(4): 1201-1207;

194. Palevitz B.A., Hepler. Cellulose microfibril orientation and cell shaping in development guard cells of Allium: the role of microtubules and ion accumulation. Planta, 1976, 132(l):71-93;

195. Pandey S., Assmann S.M. The Arabidopsis putative G protein-coupled receptor GCRI interacts with the G protein a subunit GPA1 and regulates abscisic acid signaling. Plant Cell, 2004, 16(6): 1616-1632;

196. Parks B.M. The Red Side of Photomorphogenesis. Plant Physiology, 2003, 133(4): 1437-1444;

197. Parvathi K., Raghavendra A.S. Both rubisco and phosphoenolpyruvate carboxylase are beneficial for stomatal function in epidermal strips of Commelina benghalensis. Plant Sci., 1997,124(2): 153-157;

198. Pei Z.M., Ghassemian M., Kwak J.M., McCourt P., Schroeder J.I. Role of farnesyltransferase in ABA regulation of guard cell anion channels and plant water loss. Science, 1998,282(5387):287-290;

199. Pei Z.M., Kuchitsu K., Ward J.M., SchwarzN., Schroeder J.I. Differential abscisic acid regulation of guard cell slow anion channels in Arabidopsis wild-type and abil and abi2 mutants. Plant Cell, 1997,9(3):409-423;

200. Pei Z-M., Murata Y., Benning G., Thomine S., Klusener В., Allen G.J., Grill E., Schroeder J. Calcium channels activated by hydrogen peroxide mediate abscisic acid signaling in guard cells. Nature, 2000,406(6797):731-734;

201. Pei Z-M., Ward J.M., Harper J.F., Schroeder J.I. A novel chloride channel in Vicia faba guard cell vacuoles activated by serine/threonine kinase, CDPK. EMBO Journal., 1996, 15(23):6564-6574;

202. Pei Z-M., Ward J.M., Schroeder J.I. Magnesium sensitizes slow vacuolar channels to physiological cytosolic calcium and inhibits fast vacuolar channels in fava bean guard cell vacuoles. Plant Physiology, 1999, 121(3):977-986;

203. Peiter E., Maathus F.J.M., Mills L.N., Knight H., Pelloux J., Hetherington A.M., Sanders D. The vacuolar Ca2+-activated channel TPC1 regulates germination and stomatal movement. Nature, 2005,434(7031):404-408;

204. Pilgrim M.L., Caspar Т., Quail P.H., McClung C.R. Circadian and light-regulated expression of nitrate reductase in Arabidopsis. Plant Mol Biol., 1993, 23(2):349—364;

205. Pillitteri L.J., Sloan D.B., Bogenschutz N.L., Torii K.U. Termination of asymmetric cell division and differentiation of stomata. Nature, 2007,445(7127):501-505;

206. Pittendrigh C.S. Temporal organization: reflections of a Darwinian clock-watcher. Annu. Rev. Physiol., 1993, 55:17-54;

207. Poffenroth M., Green D.B., Tallman G. Sugar concentrations in guard cells of Vicia faba illuminated with red or blue light: analysis by high performance liquid chromatography. Plant Physiology, 1992,98(4): 1460-1471;

208. Pottosin I.I., Martinez-Estevez M. Regulation of the fast vacuolar channel by cytosolic and vacuolar potassium. Biophysical Journal, 2003, 84(2):977-986;

209. Pottosin 1.1., Martinez-Estevez M., Dobrovinskaya O.R., Muniz J. Potassium-selective channel in the red beet vacuolar membrane. J Exp Bot., 2003, 54(383):663-667;

210. Pottosin 1.1., Martinez-Estevez M., Dobrovinskaya O.R., Muniz J., Schonknecht G. Mechanism of luminal Ca2+ and Mg2+ action on the vacuolar slowly activating channels. Planta, 2004,219(6): 1057-1070;

211. Presti D.E., Galland P. Photoreceptor biology of Phycomyces. In Phycomyces / Cerda-Olmedo E. and Lipson E. D. (eds.), Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY, USA, 1987, p.50;

212. Raschke K., Schnabl H. Availability of chloride affects the balance between potassium chloride and potassium malate in guard cells of Vicia faba L. Plant Physiol., 1978, 62(1): 84-87;

213. Raschke K., Shabahang M., Wolf R. The slow and the quick anion conductance in whole guard cells: their voltage-dependent alternation, and the modulation of their activities by abscisic acid and C02. Planta, 2003, 217(4):639-650;

214. Reintanz В., Szyroki A., Ivashikina N., Ache P., Godde M., Becker D., Palme K., Hedrich R. AtKCl, a silent Arabidopsis potassium channel a-subunit modulates root hair K+ influx. PNAS, 2002,99(6): 4079-4084;

215. Reynolds E.S. Use of lead citrate at high pH as an electron-opaque stain in electron microscopy. Journal of Cell Biology. 1963. Vol. 17.-P. 208-212.

216. Ritte G., Rashke K. Metabolite export of isolated guard cell chloroplast of Vicia faba. New Phytologist, 2003, 159(1): 195-202;

217. Ritte G., Rosenfeld J., Rohrig K., Raschke K. Rates of Sugar Uptake by Guard Cell Protoplasts of Pisum sativum L. Related to the Solute Requirement for Stomatal Opening. Plant Physiol, 1999,121(2): 647-656;

218. Rockwell N.C., Lagarias J.C. The structure of phytochrome: A picture is worth a thousand spectra. Plant Cell., 2006, 18(1):4-I4;

219. Rodermel S. Arabidopsis variegation mutants. // The Arabidopsis book, Somerville C.R., Meyerovitz E.M. (eds.), American Society of Plant Biologists, Rockville, MD. USA, 2002, doi/10.1199/tab.0074, http://www.aspb.org/puhlications/arabidopsis/

220. Roelfsema M.R.G., Hedrich R. In the light of stomatal opening: new insights into "the Watergate". New Phytologist, 2005, 167(3):665-691;

221. Roelfsema M.R.G., Hedrich R. Studying guard cells in the intact plant: modulation of stomatal movement by apoplastic factors. New Phytologist, 2002, 153 (3):425-431;

222. Roenneberg Т., Merrow M. The network of time: understanding the molecular circadian system. Current Biology, 2003, 13:198-207;

223. Roenneberg Т., Morse D. Two circadian oscillators in one cell. Nature, 1993, 362: 362364;

224. Roth-Bejerano N., Itai C. Involvement of phytochrome in stomatal movement: Effect of blue and red light. Physiologia Plantarum, 1981, 52(2): 201-206;

225. Roth-Bejerano N., Nejidat A., Itai C. Further support for the involvement of phytochrome in stomatal movement. Physiologia Plantarum, 1985, 64 (4): 501-506;

226. Sack F.D. The development and structure of stomata. In Stomatal Function, ed. E. Zeiger, 1987, pp.59-90, Stanford Univ. Press, Stanford, California;

227. Sai J., Johnson C.H. Different circadian oscillators control Ca2+ fluxes and Lhcb gene expression. PNAS, 1999, 96:11659-11663;

228. Saibo N.J., Vriezen W.H., Beemster G.T., Van Der Staeten D. Growth and stomata development of Arabidopsis hypocotyls are controlled by gibberellins and modulated by ethylene and auxins. Plant J., 2003,33(6): 989-1000;

229. Sakamoto K., Briggs W.R. Cellular and subcellular localization of phototropin 1. Plant Cell., 2002, 14(8): 1723 1735;

230. Sanders D., Bethke P. Membrane transport. In Biochemistry and Molecular Biology of Plants. Eds: Buchanan B.B., Gruissem W., Jones R.L., ASPP, 2000, 110-157;

231. Sanders D., Pelloux J., Brownlee C., Harper J. Calcium at the crossroads of signaling. Plant Cell, 2002, 14(supplement):S401-S417;

232. Schaffer R., Ramsay N., Samach A., Corden S., Putterill J., Carre I.A., Coupland G. The late elongated hypocotyls mutation of Arabidopsis disrupts circadian rhythms and the photoperiodic control of flowering. Cell, 1998, 93: 1219-1229;

233. Schmidt C., Schroeder J.I. Anion selectivity of slow anion channels in the plasma membrane of guard cells. Large nitrate permeability. Plant Physiology, 1994, 106(1)383-391;

234. Schnabl K., Kottmeier C. Determination of malate levels during swelling of vacuoles isolated from guard-cell protoplasts. Planta, 1984,161(1)27-31;

235. Schroeder J.I., Keller B.U. Two types of anion channel currents in guard cells with distinct voltage regulation. PNAS, 1992, 89(11):5025-5029;

236. Schulz-Lessdorf В., Hedrich R. Protons and calcium modulate SV-type channels in the vacuolar-lysosomal compartment channel interaction with calmodulin inhibitors. Planta, 1995,197(4):65 5-671;

237. Schwartz A., Zeiger E. Methabolic energy for stomatal opening. Roles of photophosphorilation and oxidative phosphorilation. Planta, 1984, 161(2): 129-136;

238. Serna L., Fenoll C. Stomatal development in Arabidopsis: how to make a functional pattern. Trends in plant science, 2000, 5(11): 458-460;

239. Serna L., Fenoll C. Tracing the ontogeny of stomatal clusters in Arabidopsis with molecular markers. Plant J., 1997, 12(4):747-755;

240. Shabala S. Regulation of potassium transport in leaves: from molecular to tissue level. Annals of Botany, 2003,92:627-634;

241. Shafer E., Nagy F. Light-activated intracellular movement of phytochrome. // W.R. Briggs, J.L. Spudich (eds.) Handbook of Photosensory receptors, 2005, WILEY-VCH Verlag Gmbh & Co. KGaA, Weinheim, pp. -197-210;

242. Shaffer R., Landgraf J., Accerbi M., Simon V., Larson M., Wisman E. Microarray analysis of diurnal and circadian-regulated genes in Arabidopsis. Plant cell, 2001, 13(1):113-123;

243. Sharkey T.D., Ogawa T. Stomatal responses to lihgt. Zeiger E. (ed.) Stomatal function. Stanford University Press: Stanford, CA, 1987, pp. 195-208;

244. Sharkey T.D, Raschkey K. Effect of light quality on stomatal opening in leaves of Xanthium strumarium L. Plant Physiol. 1981; 68(5): 1170-1174;

245. Sharma R, (2001) Phytochrome: A seine kinase illuminates the nucleus! Current Science, 80 (2), 178-188;

246. Shimazaki K.l, Gotow K, Kondo N. Photosynthetic properties of guard cell protoplasts from Vicia faba L. Plant and Cell Physiol. 1982; 23: 871-879;

247. Shimazaki K.I, Zeiger E. Cyclic and non-cyclic photophosphorilation in isolated guard cell protoplasts from Vicia Faba L. Plant Physiology, 1985, 78(2):211-214;

248. Shinomura T. Phytochrome regulation of seed germination. J. Plant Res, 1997, 110: 151-161;

249. Shinomura T, Nagatani A, Hanzawa H, Kubota M, Watanabe M, Furuya M. Action spectra for phytochrome A- and B-specific photoinduction of seed germination in Arabidopsis thaliana. PNAS, 1996, 93: 8129-8133;

250. Shinomura T, Uchida K, Furuya M. Elementary processes of photoperception by phytochrome A for high-irradiance response of hypocotyls elongation in Arabidopsis. Plant Physiology, 2000, 122(1):147-156;

251. Shope J.C, DeWald D.B, Mott K.A. Changes in surface area of intact guard cells are correlated with membrane internalization. Plant Physiology, 2003, 133(3): 1314-1321;

252. Shpak E.D, McAbee J.M, Pillitteri L.J, Torii K.U. Stomatal patterning and differentiation by synergistic interactions of receptor kinases. Science, 2005, 309(5732):290-293;

253. Skaar H, Johnsson A. Light-induced transpiration in a chlorophyll-deficient mutant of Hordeum vulgare. Physiol. Plant, 1980,49(2): 210-214;

254. Somers D. Clock-associated genes in Arabidopsis: a family affair. Phil. Trans. R. Soc. Lond, 2001,356: 1745-1753;

255. Somers D.E, Delvin P.F. Kay S.A. Phytochromes and cryptochromes in the entrainment of the Arabidopsis circadian clock. Science, 1998,282:1488-1490;

256. Song H.-R, Carre I.A. DET1 regulates the proteasomal degradation of LHY, a component of the Arabidopsis thaliana clock. Plant Mol Biol, 2005, 57:761 -771;

257. Spadling E.P, Folta K.M. Illuminating topics in plant photobiology. Plant, Cell and Environment, 2005,28: 39-53;

258. Stadler R, Buttner M, Ache P, Hedrich R, Ivashikina N, Melzer M, Shearson S.M, Smith S.M, SauerN. Diurnal and Light-Regulated Expression of AtSTPl in Guard Cells of Arabidopsis. Plant Physiology, 2003,133 (2): 528-537;

259. Staiger D, Zecca L, Kirk D.A.W, Apel K, Eckstein L. The circadian clock regulated RNA-binding protein AtGRP7 autoregulates its expression by influencing alternative splicing of its own pre-mRNA. Plant J, 2003, 33:361-371;

260. Suhita D, Raghavendra A.S, Kwak J.M, Vavasseur A. Cytoplasmic alkalization precedes reactive oxygen species production during methyl jasmonate- and abscisic acid-induced stomatal closure. Plant Physiology, 2004, 134(4): 1536-1545;

261. Sutter J.U, Campanoni P, Tyrrell M, Blatt M.R. Selective mobility and sensitivity to SNAREs is exhibited by the Arabidopsis KAT1 K+ channel at the plasma membrane. Plant Cell, 2006, 18(4):935-954;

262. Taiz L, Zeiger E. Blue-light responses: stomatal movement and morphogenesis. Plant Physiology, Taiz L, Zeiger E. (eds.), Second edition, Sinauer Associated, Inc., USA, 1998, pp.517-541;

263. Takemiya A., Kinoshita Т., Asanuma M., Shimazaki K. Protein phosphatase 1 positively regulates stomatal opening in response to blue light in Vicia faba. PNAS, 2006, 103(36):13549-13554;

264. Takeuchi Y., Kondo N. Effects of abscisic acid on cell-wall methabolism in guard cells of Vicia faba L. Plant and Cell Physiology, 1988,29(4):573-580;

265. Talbott L.D., Nikolova G., Ortiz A., Schmayevich I., Zeiger E. Green light reversal of blue-light-stimulated stomatal opening is found in a diversity of plant species. American Journal of Botany, 2002, 89(2): 366-368;

266. Talbott L.D., Rahveh E., Zeiger E. Relative humidity is a key factor in the acclimation of the stomatal response to C02. J Exp Bot., 2003a, 54(390): 2141-2147;

267. Talbott L.D., Schmayevich I.J., Chung Y., Hammad J.W., Zeiger E. Blue light and phytochrome-mediated stomatal opening in the npql and photlphot2 mutants of Arabidopsis. Plant Physiology, 2003b, 133(4): 1522-1529;

268. Talbott L.D., Zeiger E. Central role for potassium and sucrose in guard-cell osmoregulation. Plant Physiology, 1996, 111(4): 1051-1057;

269. Talbott L.D., Zeiger E. Sugar and organic acid accumulation in guard cells of Vicia faba in response to red and blue light. Plant Physiology, 1993, 102(4): 1163-1169;

270. Talbott L.D., Zeiger E. The role of sucrose in guard cell osmoregulation. J Exp Bot., 1998,49(special issue):329-337;

271. Tallman G., Zeiger E. Light quality and osmoregulation in Vicia guard cell. Plant Physiology, 1988, 88(3), 887-895;

272. Tarczynski M.C., Outlaw W.H., Jr. The interactive effects of pH, L-malate, and glucose-6-phosphate on guard-cell phosphoenolpyruvate carboxylase. Plant Physiology, 1993, 103(4): 1189-1194;

273. Terry M.J. & Kendrick R.E. The aurea and yellow-green-2 mutants of tomato are deficient in phytochrome chromophore synthesis. J. Biol.Chem., 1996, 271:21681-21686.

274. Terry M.J. Phytochrome chromophore-deficient mutants. Plant, Cell and Environ. 1997. Vol. 20. P. 740-745.

275. Thain S.C., Murtas G., Lynn J.R., McGrath R.B., Millar A.J. The circadian clock that controls gene expression in Arabidopsis is tissue specific. Plant. Physiology, 2002, 130(1): 102-110;

276. Tilhonova L.I., Pottosin 1.1., Dietz K-J., Schonknecht G. Fast-activating cation channel in barley mesophyll vacuoles. Inhibition by calcium. The Plant Journal, 1997, 11(5):1059-1070;

277. Tomita J., Nakajima M., Kondo Т., Iwasaki H. No transcription-translation feedback in circadian rhythm of KaiC phosphorylation. Science, 2005, 307(5746):251-254;

278. Trewavas A. Signal perception and transduction. // Buchanan В., Gruissen W., Jones R. (eds.) Biochemistry & Molecular Biology of Plants. American Society of Plant Physiologists, 2000, pp.-930-987;

279. Tu S.-L., Lagarias J.C. The phytochromes. // W.R. Briggs, J.L. Spudich (eds.) Handbook of Photosensory receptors, 2005, WILEY-VCH Verlag Gmbh & Co. KGaA, Weinheim, pp. 121-149;

280. Ueno K., Kinoshita Т., Inoue S., Emi Т., Shimazaki K. Biochemical characterization of plasma membrane H+ATPase activation in guard cell protoplasts of Arabidopsis thaliana in response to blue light. Plant Cell Physiol., 2005,46(6):955-963;

281. Vavasseur A., Raghavendra A.S. Guard cell metabolism and C02 sensing. New Phytologist, 2005, 165(3): 665-682;

282. Virgin H.l. Stomatal transpiration of some variegated plants and of chlorophyll-deficient mutants of barley. Physiologia Plantarum, 1957, 10(1): 170-185;

283. Wang H., Deng X.W. Phytochrome signaling mechanism. // The Arabidopsis book, Somerville C.R., Meyerovitz E.M. (eds.), American Society of Plant Biologists, Rockville, MD. USA, 2002, doi/10.1199/tab.0074. http://www.aspb.org/publications/arabidopsis/

284. Wang X.Q., Ullah H., Jones A.M., Assmann S.M. G protein regulation of ion channels and abscisic acid signaling in Arabidopsis guard cells. Science, 2001, 292(5524):2070-2072;

285. Wang Z.-Y., Tobin E.M. Constitutive expression of the CIRCADIAN CLOCK ASSOCIATED 1 (CCA1) gene disrupts circadian rhythms and suppresses its own expression. Cell, 1998,93: 1207-1217;

286. Webb A.A.R. The physiology of circadian rhythms in plants. New Phytologist, 2003, 160(2): 281-303;

287. Weller J.L., Nagatani A., Kendrick R.E., Murfet I.C., Reid J.B. New lv mutants of pea are deficient in phytochrome B. Plant Physiology, 1995, 108,525-532;

288. Weyers J.D.B., Meinder H. Methods in stomatal research. 1990, Longman Scientific & Technical, UK;

289. Xu Y., Mori Т., Johnson C.H. Circadian clock-protein expression in cyanobacteria: rhythms and phase setting. EMBO J., 2000, 19(13):3349-3357;

290. Yang H-Q., Tang R-H., Cashmore A.R. The signaling mechanism of Arabidopsis CRY1 involves direct interaction with COP1. Plant Cell, 2001, I3(I2):2573-2587;

291. Yang M., Sack F.D. The too many mouths and four lips mutations affect stomatal production in Arabidopsis. Plant Cell, 1995, 7(12): 2227-2239;

292. Yu R., Huang R-F., Wang X-C., Yuan M. Microtubule dynamics are involved in stomatal movement ofVicia faba L. Protoplasma, 2001,216(1-2):113-118;

293. Zacchini M., Morini S., Vitagliano C. Effect of photoperiod on some stomatal characteristics of in vitro cultured fruit tree shoots. Plant cell tissue and organ culture, 1997, 49(3): 195-200;

294. Zeiger E. Sensory transduction of blue light in guard cells. Trends in plant science, 2000, 5(5): 183-185;

295. Zeilinger M.N., Farre E.M., Taylor S.R., Kay S., Doyle F.J. A novel computational model of the circadian clock in Arabidopsis that incorporates PRR7 and PRR9. Molecular Systems Biology, 2006,2:58; doi: 10.1038/msb4100101;

296. Zhang W., Qin C., Zhao J., Wang X. Phospholipase Dal-derived phosphatide acid interacts with ABI1 phosphatase 2C and regulates abscisic acid signaling. PNAS, 2004, 101(25):9508-9513;

297. Zhao L., Sack F.D. Ultrastructure of stomatal development in Arabidopsis (Brassicaceae) leaves. Am J Bot., 1999,86(7): 929-939;

298. Zhong H.H., Painter J.E., Salome P.A., Straume M., McClung C.R. Imbibition, but not release from stratification, sets the circadian clock in Arabidopsis seedlings. Plant Cell, 1998, 10(12):2005-2017;

299. Zhou Y., Sun X.-D., Ni M. Timing of photoperiodic flowering: light perception and circadian clock. Journal of Integrative Plant Biology, 2007,49(l)."28-34;

300. Zhou Y., Sun X-D., Ni M. Timing of photoperiodic flowering: light perception and circadian clock. Journal of Integrative Plant Biology, 2007,49(l):28-34;

301. Ашофф Ю. Биологические часы. Под ред. Шноля С.Э. М.: Мир, 1964, с.27-59;

302. Бюннинг Э. Биологические часы. Под ред. Шноля С.Э. М.: Мир, 1964, с. 11-26, 409-421;

303. Власова Т.А. Водный режим растений. // А.Т. Мокроносов ред. Малый практикум по физиологии растений. М.: МГУ. 1994.

304. Гостимский С.А., Карвовская Е.А., Синещёков В.А., Беляева О.Б. Электронно-микроскопические и спектральные свойства жёлтых летальных мутантов гороха. Генетика.- 1982. №18(1)-С. 124-126.

305. Грин Н., Стаут У., Тейлор Д. Биология.-М.: Мир. 1993.-155 с.• 332. Ежова Т.А., Гостимский С. А. Генетический анализ хлорофильных мутантов гороха. Генетика. 1979.№15(4).-С. 691-695.

306. Кулаева О.Н. Как свет регулирует жизнь растений. Соросовский образовательный журнал, 2001,7(4): 6-12;

307. Курсанов Л.И., Комарницкий Н.А., Раздорский В.Ф., Уранов А.А. Анатомия и морфология растений под редакцией проф. Л.В.Кудряшова, 1966, T.l. c.l 11-114;

308. Лотова Л.И. Морфология и анатомия высших растений. М.: Эдиториал УРСС 2001. с.54-59;

309. Лотова Л.И., Тимонин А.Б. Сравнительная анатомия высших растений. Изд. Московского Университета, 1989;

310. Мейчик Н.Р., Балнокин Ю.В. Вода в жизни растений. В учебнике: Физиология растений / под ред. И.П. Ермакова М.: Изд. Центр «Академия», 2005. -283 е.;

311. Мокроносов А.Т., Гавриленко В.Ф. Фотосинтез. Физиолого-экологические и биохимические аспекты. Изд. Московского университета, 1992,151;

312. Неверов К.В. Исследование механизмов действия стимуляторов биосинтеза хлорофилла на фотоустойчивость фотосинтетического аппарата. Диссертация на соискание учёной степени кандидата биологических наук. Москва. 1994. -146 с;

313. Чайлахян М.Х. Фотопериодизм растений. М.: Знание, 1956;

314. Эдварде Дж., Уокер Д. Фотосинтез СЗ- и С4- растений: механизмы и регуляция. -М.: Мир, 1986, 524-529;

315. Якушкина Н.И. Физиология растений. 1993, Москва, Просвещение, 65-74;1. Благодарности

316. Автор сердечно благодарит У.Б. Баштанову и И.П. Ермакова за мудрое руководство и постоянную поддержку; Б.А. Соловьева и М.Е. Баштанова за создание и модификацию установок; А.Е. Соловченко за помощь в освоении спектральных методов;

317. О.В. Горяеву и С.Е. Мазину за помощь в освоении электронно-микроскопических методов;

318. Г.В. Кочетову за помощь при подготовке рукописи; а также весь коллектив кафедры физиологии растений за помощь, поддержку и внимание.

Информация о работе

Константинова, Светлана Викторовна
кандидата биологических наук
Москва, 2007
ВАК 03.00.12

Диссертация

Регуляция циркадного ритма устьичных движений и транспирации рецепторами красного света - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы