Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Пуринергическая сигнальная система вкусовых клеток

ВАК РФ 03.00.02, Биофизика

Содержание диссертации, кандидата физико-математических наук, Барышников, Сергей Геннадиевич

1. Введение.

2. Литературный обзор.

2.1 Вкусовые клетки млекопитающих.

2.2 Сигнальные каскады вкусовых клеток.

2.3 Межклеточные коммуникации и сигнальные молекулы вкусовой почки.

2.4 Пуринорецепторы и сопряжённые с ними сигнальные каскады.

2.5 Кальциевая сигнализация.

3. Материалы и методы.

3.1 Выделение вкусовых клеток и их подготовка к эксперименту.

3.2 Метод микрофотометрии и экспериментальная установка.

4. Результаты и обсуждение.

4.1 Феноменология действия АТР.

4.2 Активация фосфолипазы С и 1Рз рецепторов под действием АТР.

4.3 Вклад SOC каналов в АТР-ответы.

4.4 Механизмы удаления Са из цитоплазмы.

4.5 Модуляция сАМР и фосфорилированием.

4.6 Моделирование динамики Са сигналов во вкусовых клетках в ответ на АТР

Введение Диссертация по биологии, на тему "Пуринергическая сигнальная система вкусовых клеток"

Сенсорные системы обеспечивают организмы информацией об окружающем мире, которая жизненно важна для их существования. Основной функцией вкусовой системы является оценка качества пищи. Так вещества, имеющие сладкий (т.е., привлекательный) вкус, являются высококалорийными, а большинство горьких веществ являются ядовитыми. Считается, что человек способен различать пять базовых вкуса: кислый, соленый, сладкий, горький и умами (umami), который вызывается глютаматом и некоторыми другими аминокислотами. Поведенческие эксперименты, а также регистрации активности вкусовых нервных волокон дают основания полагать, что данные вкусовые модальности скорее всего применимы к животному миру в целом. Это предполагает существование молекулярных структур на рецептирующей поверхности вкусовых клеток, которые специализируются в распозновании вкусового стимула соответствующей модальности. Достижения последних лет молекулярной биологии вкуса свидетельствуют о том, что это действительно так. В частности, идентифицированы мембранные рецепторы для сладких и горьких веществ и аминокислот, вызывающих умами вкус. Тем не менее, молекулярные механизмы вкуса во многом не ясны, поскольку во вкусовой клетке ни для одного из вкусовых стимулов не прослежена вся последовательность событий от взаимодействия с молекулярным рецептором до выброса нейромедиатора.

Одной из задач физиологии вкусового органа, которую предстоит решить, является исследование межклеточных коммуникаций во вкусовой почке. Популяция вкусовых клеток гетерогенна. Во вкусовой почке идентифицировано три морфологически различных типа веретенообразных клеток, функциональная роль которых доподлинно неизвестна, но которые, по-видимому, выполняют рецепторную, поддерживающую и/или секреторную функции. Эти клетки обмениваются примерно раз в двадцать дней, развиваясь из клеток предшественников и в конце жизни подвергаясь апоптозу. Поскольку вкусовые клетки устанавливают афферентные синапсы с вкусовыми нервами, то их непрерывное обновление требует постоянного установления новых синаптических связей во вкусовой почке. Кроме того, подобно тому, как это происходит в сетчатке или обонятельной луковице, сенсорная информация также может подвергается первичной обработке во вкусовой почке. Протекание всех этих гетерогенных но синхронизированных процессов несомненно требует хорошо отлаженных коммуникаций между клетками вкусовой почки. Ряд фактов, установленных в последние годы, свидетельствуют в пользу подобной точки зрения. В частности, присутствие сигнальных молекул нескольких типов (ацетилхолин, ГАМК, субстанция Р) во вкусовой почке было показано иммуногистохимически, в то время как рецепторы к ним были найдены во вкусовых клетках методами молекулярной биологии и электрофизиологии.

Недавно нами было установлено, что экстраклеточный АТР мобилизует л I

Са в цитоплазме вкусовых клеток. Фармакология эффектов АТР не оставляет сомнения в том, что действие нуклеотида опосредуется метаботропными рецепторами P2Y типа. Эти и другие наблюдения свидетельствуют о том, что АТР может быть еще одной сигнальной молекулой, обеспечивающией коммуникации между вкусовыми клетками. Поэтому основной целью данной работы было изучить механизмы генерации внутриклеточных Са2+ сигналов во вкусовых клетках в ответ на АТР и очертить возможную роль пуринэргической сигнальной системы в функционировании органа вкуса.

2.Литературный обзор.

Заключение Диссертация по теме "Биофизика", Барышников, Сергей Геннадиевич

Выводы.

1. На основе функциональных и фармакологических критериев впервые показано, что вкусовые клетки млекопитающих экспрессируют метаботропные пуринорецепторы P2Y-rana, характеризуемые следующим рядом агонистов при насыщающей концентрации 100 jiM:

ATP>2Me S ATP>UTP> ADP>UDP>> adenosine, GTP. Сходный ряд агонистов характерен лишь для P2Y2 и P2Y4 рецепторов, что является указанием на то, что именно эти изоформы пуринорецепторов экспрессируются во вкусовых клетках, обеспечивая их чувствительность к АТР.

2. Установлено, что во вкусовых клетках P2Y рецепторы контролируют активность фосфоинозитидного каскада. Основная цепь событий, запускаемая внеклеточным АТР, включает активацию фосфолипазы С, катализирующей гидролиз фосфатидилинозитолбифосфада (PIP2) до диацилглицерола и инозитолтрифосфата (IP3), активацию 1Р3 рецептора л . с последующей мобилизацией внутриклеточного Са за счет выброса из внутриклеточных Са2+ депо и входа Са2+ из внеклеточного пространства.

3. Показано, что на плазматической мембране вкусовых клеток функционируют Са2+ каналы SOC (store operated channel) типа, активируемые при опустошении Са2+ депо. Эксперименты предполагают, что в основном SOC каналы обеспечивают вход внеклеточного Са2+, сопровождающий АТР-зависимый выброс депонированного Са2+.

4. Изучены механизмы откачки цитоплазматического Са2+ в процессе генерации Са ответов на АТР. Ингибиторный анализ предполагает, что Са АТРаза плазматической мембраны является основным Са насосом, удаляющим Са2+ из цитоплазмы АТР-чувствительных вкусовых клеток в процессе их возбуждения; вклад Na+/Ca2+ обмена и других систем

Са2+ гомеостаза в кинетику ответов на АТР - незначительн.

5. Установлено, что сАМР-зависимое фосфорилирование контролирует эффективность фосфоинозитидного каскада, вовлечённого в трансдукцию АТР.

6. Разработана математическая модель, описывающая АТР-зависимые Са сигналы в цитоплазме вкусовых клеток.

Заключение.

Итак, полученные нами данные свидетельствуют о том, что ВРК экспрессируют метаботропные пуринорецепторы P2Y типа, благодаря которым они могут генерировать Са сигналы (P2Y - фосфолипаза С — 1Р3 - выброс/вход Са2+) в ответ на появление АТР во внеклеточной среде. л I

Оказалось, что АТР и UTP мобилизуют Са в цитоплазме вкусовых клеток примерно в равной степени и заметно превосходят в этом отношении ADP. Концентрационные зависимости предполагают, что АТР и UTP являются полными агонистами, a ADP - частичный агонист. Из известных на данный момент рекомбинантных P2Y рецепторов подобный ряд агонистов характерен лишь для P2Y2 и P2Y4 рецепторов, что является указанием на то, что именно эти подтипы P2Y рецепторов экспрессируются во вкусовых клетках и обеспечивают их чувствительность к АТР. В подтверждение этой идеи, предварительные эксперименты с использованием методов RT-PCR и иммуногистохимии, проведенные в нашей лаборатории, свидетельствуют о том, что P2Y2 и P2Y4 рецепторы действительно экспрессируются во вкусовых клетках.

Как сигнальная молекула АТР является первичным мессенджером в межклеточных коммуникациях, принимая участие в таких процессах, как, например, синаптическая передача и формирование болевого ощущения (North and Barnard, 1997; Burnstock, 2001; Khakh, 2001). Роль пуринэргической сигнализации в функционировании вкусовых клеток пока можно только предполагать. Возможно, АТР является эфферентным нейромедиатором, модулирующим чувствительность вкусовых клеток ко вкусовым стимулам. Вполне вероятно, что клетки вкусовой почки коммуницируют между собой, одни - выделяя АТР, а другие - меняя свою активность в зависимости от концентрации АТР в межклеточном пространстве.

Потенциально активация P2Y рецепторов может вызывать в цитоплазме вкусовых клеток широкий спектр событий. Действительно, фосфолипаза Ср2 - единственная PLC изоформа, идентифицированная на данный момент во вкусовых клетках (Rossler et al. 1998; Huang et al., 1999; Asano-Miyoshia et al., 2000). Фосфолипазы Cpi-3 активируются G-белками из семейства Gq или Gi/Go (Zinger et al., 1997; Rebecchi and Pentyala, 2000). В настоящее время мы не знаем какой G-белок участвует в сопряжении P2Y рецепторов вкусовых клеток и фосфолипазы Ср2. Вполне возможно, что P2Y2 и P2Y4 сопряжены с разными G-белками. В случае, если в сопряжении участвует Gi-белок, как известно, только Ру субъединицы которого активируют фосфолипазы CP, его а-субъединица может контролировать активность аденилатциклазы или фосфодиэстеразы, или ионных каналов (Burnstock, 2001; Di Virgilio and Solini, 2002; Abbracchio et al., 2003). Вполне вероятно поэтому, что внеклеточный АТР может контролировать возбудимость вкусовых клеток, влияя на активность ионных каналов либо непосредственно через G-белки, либо через регуляторные каскады, меняя концентрации таких вторичных месенджеров, как PIP2, IP3, DAG, Са2+ и сАМР. Внести ясность в эти и другие вопросы - задача будущих экспериментов.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата физико-математических наук, Барышников, Сергей Геннадиевич, Пущино

1. Abaffy Tatjana, Kristina R. Trubey, and Nirupa Chaudhari

2. Adenylyl cyclase expression and modulation of camp in rat taste cells, Am J Physiol Cell Physiol 284: C1420-C1428, 2003.

3. Airey J.A., Grinsell M.M., Jones L.R., Sutko J.L., and Witcher D. Three ryanodine receptor isoforms exist in avian striated muscles. Biochemistry 32: 5739-5745, 1993.

4. Asano-Miyoshia M, Abe K, and Emori Y. Co-expression of calcium signaling components in vertebrate taste bud cells. Neurosci Lett 283: 6164, 2000.

5. Baxter DA and Byrne JH. Reduction of voltage activated K+ currents by forskolin is not mediated via cAMP in pleural sensory neurons of Aplysia. J Neurophysiol 64: 1474-1483, 1990.

6. Behe P, DeSimone JA, Avenet P, and Lindemann B. Membrane currents in taste cells of the rat fungiform papilla: Evidence for two types of Ca currents and inhibition of К currents by saccharin. J Gen Physiol 96: 1061-1084,1990.

7. Bernhard SJ, Nairn M, Zehavi U, and Lindemann B. Change in IP3 and1. Л L #cytosolic Ca in response to sugars and non-sugar sweeteners in transduction of sweet taste in the rat. J Physiol 490: 325-336, 1996.

8. Berridge MJ, Lipp P, and Bootman MD. The versatility and universality of calcium signaling. Nature Rev Mol Cell Biol 1:11-21,2000.

9. Biel M, Zong X, Ludwig A, Sautter A, Hofmann F. Structure and function of cyclic-nucleotide-gated channels., Rev PhysiolBiochem Pharmacol; 135: 151-171, 1999

10. Bigiani, A., R. J. Delay, N. Chaudhari, S. C. Kinnamon, and S. D. Roper. Responses to glutamate in rat taste cells. J Neurophysiol 77: 3048-3059, 1997.

11. Blaustein MP and Lederer. WJ. Sodium/calcium exchange: Its physiological implications. Physiol Rev 79: 763-854, 1999.

12. Bogdanov YD, Wildman SS, Clements MP, King BF, and Burnstock G. Molecular cloning and characterization of rat P2Y4 nucleotide receptor. Br J Pharmacol 124:428-430, 1998.

13. Boughter JD, Pumplin DW, Yu C, Christy RC, and Smith DV. Differential expression of alpha-gustducin in taste bud populations of the rat and hamster. J Neurosci 17: 2852-2858, 1997.

14. Brown P and Dale N. Spike-independent release of ATP from Xenopus spinal neurons evoked by activation of glutamate receptors. J Physiol 540: 851860, 2002.

15. Bunemann M, Lee KB, Pals-Rylaarsdam R, Roseberry AG, Hosey MM. Desensitization of G-protein coupled receptors in the cardiovascular system. Annu Rev Physiol 61:169-192, 1999.

16. Burns ME and Baylor DA. Activation, deactivation, and adaptation in vertebrate photoreceptor cells. Annu Rev Neurosci 24:779-805,2001.

17. Burnstock G. Purine-mediated signalling in pain and visceral perception. Trends Pharm.Sci. 22: 182-188,2001.

18. Caicedo A, Jafri MS, and Roper SD. In Situ Ca Imaging Reveals Neurotransmitter Receptors for Glutamate in Taste Receptor Cells. J.Neurosci. 20:7978-7985,2000.

19. Carafoli E. Calcium pump of the plasma membrane. Phys. Rev. 71: 129-153, 1991.

20. Cervetto L, Lagnado L, Perry RJ, Robinson DW, and McNaughton PA. Extrusion of calcium from rod outer segments by both sodium and potassium gradients. Nature 337: 740-743,1989.

21. Chaudhari N, Landin AM, and Roper SD. A novel metabotropic glutamate receptor is a taste receptor for monosodium L-glutamate. Nat.Neurosci. 3:113-119,2000.

22. Chaudhari N, Yang H, Lamp C, Delay E, Cartford C, Than T, and Roper S. The taste of monosodium glutamate: Membrane receptors in taste buds. J Neurosci 16:3817-3826, 1996.

23. Chen S.R, Ebisawa K, Li X, and Zhang L. Molecular identification of the ryanodine receptor Ca2+ sensor. J Biol Chem 273: 14675-14678,1998.

24. Chen S.R, Ebisawa K, Li X, and Zhang L., Functional characterization of the recombinant type 3 Ca2+ release channel (ryanodine receptor) expressed in HEK293 cells. J Biol Chem 272: 24234-24246, 1997.

25. Clapham DE, Loren W, Runnels LW, and Striibing C. The TRP ion channel family. Nature Rev Neurosci 2: 387-396, 2001.

26. Communi D, Govaerts C, Parmentier M, and Boeynaems JM. Cloning of a human purinergic P2Y receptor coupled to phospholipase С and adenylyl cyclase. J Biol Chem 272: 31969-31973, 1997.

27. Communi D, Suarez Gonzales N, Detheux M, Brezillon S, Lannoy V, Parmentier M, and Boeynaems J-M. Identification of a novel human ADP receptor coupled to Gi. J Biol Chem 276: 41479-41485, 2001.

28. Coronado R, Morrissette J, Sukhareva M, and Vaughan D.M., Structureand function of ryanodine receptors., Am J Physiol Cell Physiol 266: С1485-C1504, 1994.

29. Cooper DMF and Rodbell M. ADP is a potent inhibitor of human platelet plasma membrane adenylate cyclase. Nature 282: 517-518, 1979.

30. Currie KPM and Fox AP. ATP serves as a negative feedback inhibitor of voltage-gated Ca2+ channel currents in cultured bovine adrenal chromaffin cells. Neuron 16: 1027-1036 1996.

31. Dascal Nathan, Ion-channel regulation by G proteins,

32. Trends in Endocrinology and Metabolism Vol.12 No.9 November 2001

33. Delay RJ, Kinnamon SC, and Roper SD. Serotonin modulates voltage dependent calcium current in Necturus taste cells. J Neurophysiol 77: 2515-2524, 1997.

34. Delay RJ and Roper SD. Ultrastructure of taste cells and synapses in the mudpuppy Necturus maculosus. J Comp Neurol 277: 268-280, 1988.

35. Di Virgilio F and Solini A. P2 receptors: new potential players in atherosclerosis. Br J Pharmacol 135: 831-842, 2002.

36. DiPolo R and Beauge L. Metabolic pathways in the regulation of invertebrate and vertebrate Na+/Ca2+ exchange. BBA 1422: 57-71, 1999.

37. Diver JM, Sage SO, and Rosado JA. The inositol trisphosphate receptor antagonist 2-aminoethoxydiphenylborate (2-APB) blocks Ca2+ entry channels in human platelets: cautions for its use in studying Ca2+ influx Cell Calcium (2001) 30: 323-329,2001.

38. Dolphin A.C., G Protein Modulation of Voltage-Gated Calcium Channels, Pharmacol Rev 55:607-627, 2003

39. Duchen MR. Mitochondria and calcium: from cell signalling to cell death. J Physiol 529: 57-68, 2000.

40. Dunn PM, Zhong Y, and Burnstock G. P2X receptors in peripheral neurons. ProgrNeurobiol 65: 107-134,2001.

41. Eatock RA. Adaptation in hair cells. Annu Rev Neurosci 23: 285-314, 2000.

42. Ewald DA and Roper SD. Cholinergic responses of taste cells in Necturus taste buds. Soc Neurosci Abstr 20: 980, 1994.

43. Fain GL, Matthews HR, Cornwall MC, and Koutalos Y. Adaptation in1. Vertebrate Photoreceptors

44. Physiol Rev 81: 117-151,2001.

45. Filippov AK, Webb ТЕ, Barnard EA, and Brown DA. P2y2 nucleotide receptors expressed heterologously in sympathetic neurons inhibit both N-type Ca2+ and M-type K+ currents. J Neurosci 18: 5170-5179, 1998.

46. Fill Michael and Jullio A. Copello

47. Ryanodine Receptor Calcium Release Channels Physiol Rev 82: 893-922,2002

48. Fisher SK. Homologous and heterologous regulation of receptor stimulated phosphoinositide hydrolysis. Eur J Pharmacol 288: 231-250, 1995.

49. Francesco Di Virgilio & 2Anna Solini, P2 receptors: new potential players in atherosclerosis, British Journal of Pharmacology, 2002, 135, 831 — 842

50. Fill Michael and Julio A. Copello, Ryanodine Receptor Calcium Release Channels, Physiol Rev 82: 893-922, 2002

51. Fruen B.R., Bardy J.M., Byrem T.M., Strasburg G.M., and Louis C.F. Differential Ca2+ sensitivity of skeletal and cardiac muscle ryanodine receptors in the presence of calmodulin. Am J Physiol Cell Physiol 279: C724-C733,2000.

52. Galligan JJ, LePard, Schneider, and Zhou X. Multiple mechanisms of fast excitatory synaptic transmission in the enteric nervous system. J Auton Nerv Syst 81: 97-103, 2000.

53. Ganchrow JR. Taste cell function: Structural and biochemical implications. Physiol Behav 69: 29-40,2000.

54. Garber SS, Hoshi T, and Aldrich RW. Interaction of forskolin with voltage-gated K+ channels in PC 12 cells. J Neurosci 10: 3361-3368, 1990.

55. Gilbertson Timothy A, Damak Sami and Robert F Margolskee The molecular physiology of taste transduction Current Opinion in Neurobiology, 10:519-527, 2000

56. Grynkiewicz G, Poenie M, and Tsien RY. A novel generation of Ca2+ indicators with greatly improved fluorescence properties. J Biol Chem 260: 3440-3450, 1985.

57. Hain J, Onoue H, Mayrleitner M, Fleischer S, and Schindler H.

58. Phosphorylation modulates the function of the calcium release channel of sarcoplasmic reticulum from cardiac muscle. J Biol Chem 270: 20742081, 1995.

59. Hanoune J and Defer N. Regulation and role of adenylyl cyclase isoforms. Annu Rev Pharmacol Toxicol 41: 145-74, 2001.

60. Hardie RC. Regulation of TRP channels via lipid second messengers. Annu Rev Physiol 65:735-59, 2003.

61. Herness MS and Chen Y. Serotonergic agonists inhibit calcium-activated potassium and voltage-dependent sodium currents in rat taste receptor cells. J Memb Biol 173: 27-138, 2000.

62. Herness MS and Sun XD. Characterization of chloride currents and their noradrenergic modulation in rat taste receptor cells. J Neurophysiol 82: 260-271, 1999.

63. Herness MS and Gilbertson ТА. Cellular mechanisms of taste transduction. Annu Rev Physiol 61: 873-900, 1999.

64. Herness MS, Sun XD, and Chen YS. cAMP and forskolin inhibit potassium currents in rat taste receptor cells by different mechanisms. Am J Physiol Cell Physiol 272: C2005-C2018, 1997.

65. Herness S and Chen Y. Serotonin inhibits calcium-activated K+ current in rat taste receptor cells. NeuroReport 8; 3257-3261, 1997.

66. Herness S, Zhao F, Kaya N, Lu S, Shen T, and Sun X. Adrenergic signalling between rat taste receptor cells. J Physiol 543: 601-614,2002a.

67. Herness S, Zhao F, Lu S, Kaya N, and Shen T. Expression and Physiological Actions of Cholecystokinin in Rat Taste Receptor Cells. J Neurosci 22: 10018-10029,2002b.

68. Holmes ME, Chaudhary J, and Grover AK. Mechanism of action of the novel plasma membrane Ca2+-pump inhibitor caloxin. Cell Calcium 33: 241-245, 2003.

69. Huang L, Shanker YG, Dubauskaite J, Zheng JZ, Yan W, Rosenzweig S, Spielman AI, Max M, and Margolskee RF. Cry 13 colocalizes withgustducin in taste receptor cells and mediates IP3 responses to bitter denatonium. Nat Neurosci 2: 1055-1062, 1999.

70. Hussain A., Inesi G. Involvement of Sarco/endoplasmic Reticulum Ca2+ ATPases in Cell Function and the Cellular Consequences of Their Inhibition,

71. Back in the water: The Return of the inositol phosphates, Molecular Cell Biology, Volume 2, May 2001

72. Jeyakumar L.H., Copello J.A., O'Malley A.M., Wu G.M., Grassucci R, Wagenkhecht T, and Fleischer S. Purification and characterization of ryanodine receptor 3 from mammalian tissue. J Biol Chem 273: 16011-16020, 1998.

73. Jo YH and Role LW. Coordinate Release of ATP and GABA at In Vitro Synapses of Lateral Hypothalamic Neurons. J Neurosci 22: 4794—4804, 2002.

74. Jo YH and Schlichter R. Synaptic corelease of ATP and GABA in cultured spinal neurons. Nature Neurosci 2: 241-245,1999.

75. Kawai K, Sugimoto K, Nakashima K, Miura H, and Ninomiya Y. Leptin as a modulator of sweet taste sensitivities in mice. Proc Natl Acad Sci USA 97:11044-11049, 2000.

76. Kim YV, Bobkov YV, and Kolesnikov SS. ATP mobilizes cytosolic calcium and modulates ionic currents in mouse taste receptor cells. Neurosci Lett 290: 165-168,2000.

77. King BF, Townsend-Nicholson A, and Burnstock G. Metabotropic receptors for ATP and UTP: exploring the correspondence between native and recombinant nucleotide receptors. Trends Parmacol Sci 19: 506—514, 1998.

78. Kobrinsky E, Mirshahi T, Zhang H, Jin, T, and Logothetis DE. Receptor-mediated hydrolysis of plasma membrane messenger PIP2 leads to K+-current desensitization. Nat. Cell Biol. 2: 507-514, 2000.

79. Kraus-Friedmann N., Cyclic nucleotide-gated channels in non-sensory organs Cell Calcium 27 (3), 127-138, 2000

80. Kukkonen JP, Lund P-E, and Akerman KEO. 2-aminoethoxydiphenyl borate reveals heterogeneity in receptor-activated Ca2+ discharge and store-operated Ca2+ influx. Cell Calcium 30: 117-129,2001.

81. Kaupp U.B. and Seifert R. Cyclic Nucleotide-Gated Ion Channels, Physiol Rev, 82, 769-824, 2002

82. Kinnamon S.C., Margolskee R.F., Mechanisms of taste transduction. Curr Opin Neurobiol, 6:506-513, 1996

83. Крутецкая З.И., Лебедев O.E. Метаболизм фосфоинозитидов и формирование кальциевого ответа в клетке. // Цитология, 1992. Т. 34. С. 26-44.

84. J. of Theoretical Biology, 20031.mon G., Gibson W.G., Bennett M.R. Metabotropic receptor activation, desensitization and sequestration—II: modelling the dynamics of the pleckstrin homology domain. J. of Theoretical Biology, 2003

85. Левицкий Д.О. Кальций и биологические мембраны: Учебное Пособие. М.: Высш. Шк., 1990. — 124с. (Биохимия мембран / Под ред. А.А. Болдырева; кн. 7).

86. M, MacGregor GG, Wang W, and Giebisch G. Extracellular ATP Inhibits the Small-conductance К Channel on the Apical Membrane of the Cortical Collecting Duct from Mouse Kidney. J Gen Physiol 116: 299— 310,2000.

87. Margolskee RF. Molecular Mechanisms of Bitter and Sweet Taste Transduction. J Biol Chem 277: 1-4,2002.

88. McLaughlin SK, McKinnon PJ, and Margolskee RF. Gustducin is a taste-cell-specific G protein closely related to the transducins. Nature 57: 563569,1992.

89. Mehats С, Andersen CB, Filopanti M, Jin С, and Conti M. Cyclic nucleotide phosphodiesterases and their role in endocrine cell signaling. Trends Endocr Metab 13: 29-35,2002.

90. Molday R.S, Molday L.L. Molecular properties of cyclic nucleotide-gated channel of rod photo-receptors., Vision Research, 38: 1315-1323, 1998

91. Molday RS. Calmodulin regulation of cyclic nucleotide-gated channels. Curr Opin Neurobiol; 6: 445-452, 1996.

92. Monteith G.R. and Roufogalis B.D. The plasma membrane calcium pump: a physiological perspective on its regulation. Cell Calcium 18: 459-470, 1995.

93. Murray RG, Murray A, and Fujimoto A. Fine structure of gustatory cells in rabbit taste buds. J Ultrastruct Res 27: 444-461, 1969.

94. Nagai T, Kim DJ, Delay RJ, and Roper SD. Neuromodulation of transduction and signal processing in the end organs of taste. Chem Senses 21: 353365,1996.

95. North RA and Barnard EA. Nucleotide receptors. Curr Opin Neurobiol 7: 346-357, 1997.

96. Obata H, Shimada K, Sakai N, Saito N. GABAergic neurotransmission in rat taste buds: immunocytochemical study for GAB A and GAB A transporter subtypes. Mol Brain Res 49:29-36,1997.

97. Ogura T, Margolskee RF, and Kinnamon S. Taste Receptor Cell Responses to the Bitter Stimulus Denatonium Involve Ca2+ Influx Via Store-Operated Channels J Neurophysiol 87: 3152-3155,2002.л .

98. Ogura T. Acetylcholine increases intracellular Ca in taste cells via activation of muscarinic receptors. J Neurophysiol 87: 2643-2649,2002.л I

99. Penniston JT and Enyedi A. Comparison of ATP-powered Ca pumps. In: Ion Pumps, edited by Bittar EE. Greenwich, CT: JAI, 1998, p. 249-274.

100. Petersen OH and Fedirko NV. Calcium signalling: Store-operated channel found at last. Curr Biol 11: R520-R523,2001.

101. Philipson KD and Nicoll DA. Sodium-calcium exchange: A molecular perspective. Annu Rev Physiol 62:111-133, 2000.

102. Puceat M, Bony C, Jaconi M, and Vassort G. Specific activation of adenylyl cyclase V by a purinergic agonist. FEBS Lett 431: 189-94, 1998.

103. Pumplin DW and Getschman E. Synaptic proteins in rat taste bud cells: Appearance in the Golgi apparatus and relationship to a-Gustducin and the Lewisb and A antigens. J Comp Neurol 427: 171-184, 2000.

104. Ralevic V and Burnstock G. Receptors for purines and pyrimidines. Pharmacol Rev 50: 413-492, 1998.

105. Rebecchi MJ and Pentyala SN. Structure, Function, and Control of Phosphoinositide-Specific Phospholipase C. Physiol Rev 80: 1291-1335, 2000.

106. Reisert J and Matthews HR. Na -dependent Ca extrusion governs response recovery in frog olfactory receptor cells. J Gen Physiol 112: 529-535, 1998.

107. Ren Y, Shimada K, Shirai Y, Fujimiya M, and Saito N. Immunocytochemical localization of serotonin and serotonin transporter (SET) in taste buds of rat. Mol Brain Res 74:221-224,1999.

108. Proenza C, O'Brien J., Nakai J., Mukherjee S., Allen P.D., and Beam K.G. Identification of a region of RYR1 that participates in allosteric coupling with the 1S (CaVl.1) II-III loop. J Biol Chem 277: 65306535,2002.

109. Protasi F. Structural interaction between RYRs and DHPRs in calcium release units of cardiac and skeletal muscle cells. Front Biosci 7: d650-d658,2002.

110. Ronnett GV and Moon C. G proteins and olfactory signal transduction. Annu Rev Physiol 64:189-222,2002.

111. Rossler P, Kroner C, Freitag J, Noe J, and Breer, H. Identification of a phospholipase С subtype in rat taste cells. Eur J Cell Biol 77: 253-261, 1998.

112. Royer SM and Kinnamon JC. HVEM serial-section analysis of rabbit foliate taste buds: I. Type III cells and their synapses. J Comp Neurol 306: 4972,1991.

113. Runnels LW, Yue L., and Clapham, DE. The TRPM7 channel is inactivated by PIP2 hydrolysis. Nat Cell Biol 4: 329-336, 2002.

114. Ruiz-Avila L, Wong GT, Damak S, and Margolskee RF. Dominant loss of responsiveness to sweet and bitter compounds caused by a single mutation in a-gustducin Proc Natl Acad Sci 98: 8868-8873,2001.

115. Palmer T.M., Gettys T.W. and Stiles G.L., Differential interaction with and regulation of multiple G-proteins by the rat A3 adenosine receptor. J Biol Chem 270:16895-16902, 1995

116. Penniston J.T. and Enyedi A. Modulation of the plasma membrane Ca21 pump. JMembrBiol 165: 101-109, 1998.

117. Sbarbati A, Crescimanno C, Bernardi P, and Osculati F. Alpha-gustducin-immunoreactive solitary chemosensory cells in the developing chemoreceptorial epithelium of the rat vallate papilla. Chem Senses 24: 469-472, 1999.

118. Shoshan-Barmatz, V. and Ashley, R. H., The structure, function, and cellular regulation of ryanodine-sensitive Ca2+ release channels. Int. Rev. Cytol. 183,185-270,1998

119. Schwinger Robert H. G., Munch Gotz, BOck Brigit, Karczewski Peter, Krause Ernst-Georg and Erland Erdmann,

120. Reduced Ca2+-Sensitivity of SERCA 2a in Failing Human Myocardium due to Reduced Serin-16 Phospholamban phoshorylation J. Mol Cell Cardiol 31,479-491, 1999

121. Silinsky EM and Redman RS. Synchronous release of ATP and neurotransmitter within milliseconds of a motor nerve impulse in the frog. J Physiol 492:815-822, 1996.

122. Singer WD, Brown HA, and Sternweis PC. Regulation of eukaryotic phosphatidylinositol-specific phospholipase С and phospholipase D. Annu Rev Biochem 66: 475-509, 1997.

123. Smith DV, Som J, Boughter JD, St.John SJ, Yu C, and Christy RC. Cellular expression of alpha-gustducin and the A blood group antigen in rat fungiform taste buds cross-reinnervated by the IXth nerve. J Comp Neurol 409: 118-130,1999.

124. Stojilkovic SS and Koshimizu T. Signaling by extracellular nucleotides in anterior pituitary cells. Trends Endocr Metab 12: 218-225, 2001.

125. Stojilkovic SS, Tomic M, Koshimizu T, and Van Goor F. Calcium Ions as Intracellular Messengers. Pathways and Action. In: Principles of Molecular regulation, edited bu Conn MP and Means AR Totowa, NJ: Humana Press, 2000, p. 149-185.

126. Strehler E.E. and. Zacharias D.A.

127. Role of Alternative Splicing in Generating Isoform Diversity Among

128. Plasma Membrane Calcium Pumps,

129. Physiological Reviews, Vol. 81, No. 1, January 2001

130. Suh B-C and Hille B. Recovery from Muscarinic Modulation of M Current Channels Requires Phosphatidylinositol 4,5-Bisphosphate Synthesis. Neuron 35: 507-520,2002.

131. Tanabe T, Mikami A, Niidome T, Numa S, Adams B.A, and Beam KG. Structure and function of voltage-dependent calcium channels from muscle. Ann NY Acad Sci 707: 81-86, 1993.

132. Thrower EC, Hagar RE, and Ehrlich BE. Regulation of Ins(l,4,5) P3 receptor isoforms by endogenous modulators. Trends Pharm Sci 22: 580-586, 2001.

133. Toyono T, Seta Y, Kataoka S, Harada H, Morotomi T, Kawano S, Shigemoto R, and Toyoshima K. Expression of the metabotropic glutamate receptor, mGluR4a, in the taste hairs of taste buds in rat gustatory papillae. Arch Histol Cytol 65: 91-96,2002.

134. Tsien R.W., Tsien R.Y. Calcium channels, stores, and oscillations. // Annu. Rev. Cell Biol. 1990. V. 6. P. 475-478.

135. Vassort Guy, Adenosine 59-Triphosphate: a P2-Purinergic Agonist in the Myocardium. Physiological Reviews, Vol. 81, No. 2,2001.

136. Vazquez G., Lievremont JP, St J Bird G, and Putney JW Jr. Human Trp3 forms both inositol trisphosphate receptor-dependent and receptor-independent store-operated cation channels in DT40 avian В lymphocytes. Proc Natl Acad Sci USA 98: 11777-11782, 2001.

137. Venkatachalam К, Ma HT, Ford DL, and Gill DL. Expression of functional receptor-coupled TRPC3 channels in DT40 triple InsP3 receptor-knockout cells. J Biol Chem 276: 33980-33985,2001.

138. Wei J, Roy DS, Leconte L, and Barnstable CJ. Molecular and pharmacological analysis of cyclic nucleotide-gated channel function in the central nervous system. Progr Neurobiol 56: 37-64, 1998.

139. Williams A.J, West D.J and Rebecca Sitsapesan1.ght at the end of the Ca2+-release channel tunnel: structures and mechanisms involved in ion translocation in ryanodine receptor channels Quarterly Reviews of Biophysics 34,1, pp. 61-104,2001

140. Wong GT, Gannon KS, and Margolskee RF Transduction of bitter and sweet taste by gustducin. Nature 381: 796-800,1996.

141. Yamamoto T, Nagei T, Shimura T, Yasoshimi Y. Roles of chemical mediators in the taste system. Jpn J Pharmacol 76:325-348, 1998.

142. Yang R, Crowley HH, Rock ME, and Kinnamon JC. Taste bud cells with synapses express SNAP-25-like immunoreactivity. J Comp Neurol 424: 205-215, 2000a.

143. Yang R, Tabata S, Crowley HH, Margolskee RF, and Kinnamon JC. Ultrastructural localization of gustducin immunoreactivity in microvilli of type II taste cells in the rat. J Comp Neurol 425: 139-151, 2000b.

144. Yee CL, Yang R, Bottger B, Finger ТЕ, and Kinnamon JC. "Type III" Cells of Rat Taste Buds: Immunohistochemical and Ultrastructural Studies of Neuron-Specific Enolase, Protein Gene Product 9.5, and Serotonin. J Comp Neurol 440: 97-108, 2001.

145. Yoshie S, Kanazawa H, and Fujita T. A possibility of efferent innervation of the gustatory cell in the rat circumvallate taste bud. Arch Histol Cytol 59: 479-484, 1996.

146. Yue G, Malik B, Yue G, and C. Eaton DC. Phosphatidylinositol 4,5bisphosphate (PIP2) stimulates epithelial sodium channel activity in A6 cells. J

147. Biol Chem 277: 11965-11969, 2002.

148. Zhang Y, Hoon MA, Chandrashekar J, Mueller KL, Cook B, Wu D, Zuker CS, and Ryba NJP. Coding of sweet, bitter, and umami tastes: Different receptor cells sharing similar signaling pathways. Cell 112: 293-301, 2003.