Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Позиционирование нуклеосом на гене неомицинфосфотрансферазы в репрессированном состоянии и при индукции экспрессии в составе дрожжевых плазмид
ВАК РФ 03.00.03, Молекулярная биология
Автореферат диссертации по теме "Позиционирование нуклеосом на гене неомицинфосфотрансферазы в репрессированном состоянии и при индукции экспрессии в составе дрожжевых плазмид"
На правах рукописи
ЗАХАРОВА Мария Глебовна
ПОЗИЦИОНИРОВАНИЕ НУКЛЕОСОМ НА ГЕНЕ НЕОМИЦИНФОСФОТРАНСФЕРАЗЫ В РЕПРЕССИРОВАННОМ СОСТОЯНИИ И ПРИ ИНДУКЦИИ ЭКСПРЕССИИ В СОСТАВЕ ДРОЖЖЕВЫХ ПЛАЗМИД
□□3457В13
03.00.03 - молекулярная биология
АВТОРЕФЕРАТ
Диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук
1 2 ДЕК 2008
Москва 2008
003457813
Работа выполнена в отделе молекулярных основ онтогенеза НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского Московского государственного университета имени М.В. Ломоносова
Научный руководитель:
член-корр. РАН, доктор биологических наук, профессор Ванюшин Борис Федорович Официальные оппоненты:
доктор биологических наук, профессор Колесников Александр Александрович
доктор биологических наук, профессор Сулимова Галина Ефимовна
Ведущая организация: Институт молекулярной биологии им. В.А. Энгельгардта РАН, Москва
ЭХймалЪ //
Зашита состоится---------2008г. в----'часов на заседании совета Д501.001.76 по защите
докторских и кандидатских диссертаций при Московском государственном университете имени М.В. Ломоносова по адресу 119992 Москва, Ленинские Горы, МГУ, НИИ физико-химической биологии им. А.Н. Белозерского, лаб.корпус «А», аудитория 536.
С диссертацией можно ознакомится в библиотеке биологического факультета Московского государственного университета имени М.В. Ломоносова, Москва
Автореферат разослан-—- --------2008г.
Ученый секретарь диссертационного совета,
кандидат биологических наук (V—^с^^_-_5*. И.А.Крашенинников
Актуальность проблемы
В эукариотической клетке все процессы, определяемые ДНК (репликация, транскрипция, рекомбинация и т.д.), происходят на матрице, единицей которого является нуклеосома (Komberg R. D., and Lorch Y., 1999). Упаковка ДНК в нуклеосому существенно ограничивает возможности реализации ее потенциала: репрессируется узнавание нуклеотидной последовательности специфичными к последовательности белками, в том числе факторами, регулирующими транскрипцию, взаимодействие их с ДНК, ограничиваются процессы инициации и элонгации синтеза мРНК. В настоящее время стало понятным, что клетка обладает механизмами, которые позволяют преодолеть эти ограничения.
Более того, стало ясно, что сама нуклеосома является единицей модуляции активности генов в ходе экспрессии. В отдельных нуклеосомах при этом происходит глобальное их ремоделирование, включающее несколько десятков точечных энзиматических модификаций гистонов или замену канонических гистонов их субтипами. Следствием этого является как изменение структуры октамера гистонов, так и его взаимодействие с ДНК, что приводит к изменению доступности ДНК для узнавания и взаимодействия с факторами транскрипции. •
Свой значительный вклад в регуляцию экспрессии генов вносит феномен позиционирования нуклеосом. Позиционирование нуклеосом означает неслучайный характер распределения нуклеосом по последовательности ДНК или по отдельным участкам гена. На первом этапе изучения позиционирования нуклеосом было выявлено, что позиционирующим сигналом обладает сама последовательность ДНК. Выявлен ряд особенностей первичной структуры ДНК, благоприятствующих связыванию октамера или затрудняющих его. Показано, что по своей аффиности разные последовательности ДНК отличаются на порядки. Затем стало ясно, что нуклеосомы неслучайным образом расположены по гену, в частности, наиболее выражено позиционирование на промоторных участках гена. В настоящее время существуют несколько моделей, объясняющих как позиционирование нуклеосом на промоторах, которое блокирует узнавание ТАТА-боксов, преодолевается в ходе индукции гена. Практически не исследованы вопросы о возможных других сигналах позиционирования, в частности, наличие соседних нуклеосом, влияние соседствующих последовательностей ДНК и иных пограничных факторов.
Мы предложили тактику исследования этих проблем на дрожжевых плазмидах, в которых генно-инженерным путем осуществили смену последовательностей ДНК, соседствующих с той, на которой позиционирована нукпеосома.
Такой подход позволяет ответить на вопрос о роли самой последовательности ДНК или участка гена и возможном взаимовлиянии соседствующих нуклеосом на их позиционирование. Поскольку для исследования был выбран индуцибельный ген неомицинфосфотрансферазы, это позволило также связать позиционирование нуклеосом с функциональным состоянием гена.
Цели и задачи исследования
Целью настоящей работы было исследование позиционирования нуклеосом на индуцибелыюм гене неомицинфосфотрансферазы (№ТИ) в составе дрожжевых плазмид. В процессе работы решались следующие задачи:
1. Выявить позиционирование нуклеосом на отдельных участках гена: промоторе, структурной части, на вставке последовательности РЯТ и на вставке в ген мономера сателлитной ДНК мыши.
2. Создать генно-инженерные конструкции, в которых для отдельных участков гена менялись соседи, и оценить возможное влияние смены соседней последовательности (и нуклеосом на них) на позиционирование нуклеосом на изучаемом участке гена.
3. Выявить возможное изменение позиционирования нуклеосом на промоторе и других частях гена при индукции экспрессии гена галактозой.
4. Проверить возможный вклад гиперацетилирования гистонов при ингибировании гистондеацетилаз трихостатином А в изменение позиционирования нуклеосом.
Научная новизна работы
Предложен новый способ оценки взаимного влияния соседних последовательностей (и наличия нуклеосом на них) на позиционирование нуклеосом. Смену соседних последовательностей осуществляли генно-инженерным путем.
Показано, что куклеосомы позиционированы на разных участках гена индивидуально и их положение не зависит от соседних последовательностей, соседних нуклеосом, и определяется позиционирующими трансляционным и пограничным сигналами.
Показано, что все нуклеосомы позиционированы поливариантно, что предполагает скольжение октамера гистонов относительно последовательности ДНК.
Установлено, что на промоторе гена ИРТП в неактивном состоянии нуклеосомы закрывают ТАТА-бокс. При экспрессии гена нуклеосома смещается с ТАТА-бокса и репозиционируется. Новое положение этой нуклеосомы обеспечивает пространственное сближение энхансера и ТАТА-бокса.
Такой же эффект без воздействия активатора достигается при ингибировании деацетилаз гистонов.
Выявлена возможность двойного характера экспрессии одного и того же гена ОТТИ: индуцибельной с ОАЬСУС-промотора и базальной с ТАТА-элемента РЯТ.
Практическая значимость работы
Результаты работы могут быть использованы в практике научных исследований в области молекулярной биологии.
Апробация работы
Основные результаты работы докладывались и обсуждались на Международном симпозиуме по проблемам мейоза (Санкт-Петербург,2003).
Публикации
По материалам диссертации опубликовано 5 печатных работ.
Структура работы
Диссертация состоит из разделов «Введение», «Обзор литературы», «Материалы и методы», «Результаты и их обсуждение», «Заключение», «Выводы», «Список литературы».
СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ
В проблеме позиционирования нуклеосом одним из главных аспектов является выяснение природы позиционирующего сигнала. Выявлена группа мотивов (достаточно коротких нуклеотидных последовательностей), обладающих повышенной или пониженной аффиностью к октамеру гистонов. Таким образом, сигнал может заключаться в локальных особенностях структуры (в том числе, геометрии) ДНК. В то же время предполагается существование иных позиционирующих сигналов, которые не связаны с последовательностью ДНК, ассоциированной с октамером гистонов. В качестве кандидатов на эту роль могут претендовать пограничные факторы, такие как особенности структуры соседних участков ДНК, локализация соседней нуклеосомы, занятость позиционирующего участка аффинным белком негистоновой природы и т.п. Нельзя исключить возможности каскадного механизма посадки онамера гистонов на ДНК (в ходе ее репликации), когда образование одной нуклеосомы задает сигнал для позиционирования последующих.
Для выявления позиционирующих сигналов этой природы мы создали серию генно-инженерных конструкций, содержащих ген ЫРТП в составе дрожжевых плазмид, в которых осуществлена смена окружения последовательности ДНК соседствующей с той, на которой позиционирована нуклеосома. В таких конструкциях возможно выявить влияние соседствующих последовательностей (и нуклеосом на них) на позиционирование нуклеосомы.
1. В используемых конструкциях оценивалось позиционирование нуклеосом на гене неомнцинфософотрансферазы в составе дрожжевых плазмид, экспрессия которого обеспечивает возможность роста клеток на среде с антибиотиком генетицином (С418).
Ранее в лаборатории была создана серия конструкций плазмид, содержащих ген ЫРТН в прямой и обратной ориентации относительно вЛЬСУС-промотора. Нами были созданы дополнительные конструкции: УерММБ, содержащая вставку мономера сателлитной ДНК мыши под ОАЬСУС-промотором и ДММ5/обр.1Д, содержащая делетированный фрагмент сателлитной ДНК мыши, встроенный в обратной ориентации между ОАЬСУС-промотором и ЖТ-участком. Все эти конструкции были использованы для изучения позиционирования нуклеосом. В данных конструкциях произведена смена соседних с ОАЬСУС-промотором последовательностей.
&с| ХЬа1 РуцЦ йша1,Р,'и" ХЬ.
тт 1 1 1 , {[ 1
ГИТ N1411
РП|И ХЬа I
| | рШ'пео1 Л(1Д-2)
ркг
\cpMMS
_
&гс1 ХЬа 1 Рта II |,321ш | | РЦ0рпсодММ$обр./ 1д
Ь1!Т
\'РТ||
Рис. 1 Схема исследуемых областей плазмид риоРпео1Д, риоРпеоД(1&-2), УерММ8 и риоРпеоДММ8обр/1Л. Вертикальными стрелками указаны сайты рестрикции.
В конструкции 1Д справа от промотора расположена ИЯТ -последовательность (166 и.о.), а далее ЫРТН ген (796 п.о.).
В конструкцииЛ(1Д -2) - вАЬСУС-промотор расположен перед укороченной областью терминатора БУ 40 (174 п.о.), далее №ТП ген и ЖТ-последовательность в обратной ориентации.
В конструкции УерММЗ мономер сателлитной ДНК (234 п.о.) расположен между ОАЬСУС-промотором и терминатором РЬР-гена. На расстоянии 330 п.о. от конца сателлитной ДНК расположена ИЯТ-последовательность в обратной ориентации.
N'1' 1 и ХЬа I
В конструкции ДММ8обр/1Д - укороченный фрагмент (122 п.о.)
инвертированной сателлитной ДНК расположен между вАЬСУС-промотором и РИТ-последовательностью.
Таким образом, созданные конструкции позволяют изучать проблему взаимовлияния соседствующих последовательностей (и нуклеосом на них) на позиционирование нуклеосом.
2. Позиционирование нуклеосом на отдельных участках гена ОТТП (базовая конструкция).
Первой задачей являлось выявление позиционирования нуклеосом на базовой конструкции рЬГо Рпео1Д (далее 1Д).
щ
■45»
GALIO
Xhol
«ö'SacI
Xbal
Pvuli
TATA i TATA2
тш
upl
-189-179 -154 -12«
CYC1
+ +
up4 up2
FRT
4-
low?
4-
NPTII bw3
Рис. 2 Схема участка рекомбинантной плазмиды pUoFneo 1Д.
GALlO-CYCl-гибридный дрожжевой промотор, FRT-последовательность (166 п.о.) из 2р дрожжевой плазмиды, NPT П -ген неомицинфосфотрансферазы, UAS - регуляторные участки связывания с белком GAL4, Вертикальные стрелки указывают сайты расщепления ДНК соответствующими рестриктазами, горизонтальные стрелки определяют положение праймеров для ПЦР.
Конструкция представляет собой нуклеотидную последовательность, включающую промотор GAL10-CYC1 и ген NPTÜ, обеспечивающий рост клеток на аминогликозидном антибиотике генетицине (G418). Промотор GAL-CYC представляет собой гибридную конструкцию, состоящую из фрагмента GALIO (550 п.н.) и CYCl-части (260 п.н.).
Ближайшая к участку CYC часть GALIO содержит четыре цис-регуляторных элемента UAS (upstream activating sequence), свободных от нуклеосом и экспонированных в репрессированном и активированном состоянии. UAS оккупированы белком-активатором Gal4. Правее от UAS-элементов на CYCI-части промотора (260 п.н.) расположены два ТАТА-бокса. Между CYC-частью гибридного промотора и структурной частью гена NPTII в нашей конструкции имеется вставка длиной 166 п.н.
Xbal
..глг/ 47 69. Hi : .,/ Щ ЩП Я f .95 * i\
53 - '6'4 -■«"'••'--. <--[66
..........76 88 97 109..... 123
Рис. 3 Схема последовательности FRT. Темный прямоугольник - TATA подобный элемент. Два серых прямоугольника - расположение предполагаемых аффинных последовательностей. Горизонтальные стрелки - инвертированные повторы, серые вертикальные стрелки - гиперчувствительный для микрококковой нуклеазы участок ДНК. Дуги, пересекающие прямоугольник, соответствуют границам нуклеосом.
Это так называемая последовательность FRT (FLP recombination target) из дрожжевой 2 (х плазмиды, которая обуславливает внутримолекулярную рекомбинацию. Также следует отметить, что в состав последовательности ERT входит сайт, аналогичный ТАТА-боксам, способный обеспечивать инициацию транскрипции.
В целом, наша конструкция в составе дрожжевой плазмиды способна реагировать на сигнал индукции и при переводе клеток в среду с галактозой обеспечивает синтез полноценной неомицинфосфотрансферазы.
Позиционирование нуклеосом анализировали двумя методами: непрямым концевым мечением и primer extention (удлинение праймера).
Методом непрямого концевого мечения удается локализовать нуклеосомы с точностью 20-40 п.о.
2322_
2027 -
564-
_1185
-760
I -450 Hi-348
Рис. 4. A - Электрофореграмма фрагментов ДНК, выщепляемых при гидролизе хроматина сферопластов дрожжевых клеток микрококковой нуклеазой, в 2% агарозном геле, обработанных рестриктазой Xbal для непрямого концевого мечения. 2, 3, 4 - ДНК из сферопластов дрожжей, трансформированных плазмидой pUoFneola. Стрелка указывает углубление гидролиза при повышающихся отношениях нуклеаза/ДЙК. 1 - ДНК фага лямбда рестрицированная рестриктазой Hind Ш.
В - автограф электрофореграммы фрагментов ДНК, полученных при гидролизе хроматина сферопластов дрожжей микрококковой нуклеазой с последующей рестрикцией Xbal и 32
гибридизацией с Р-меченным зондом.
1-Фрагменты ДНК из дрожжевых клеток, трансформированных плазмидой pUoFneol, выращенных на среде с глюкозой. 2, 3,4,5 - маркерные фрагменты ДНК.
С - автограф электрофореграммы фрагментов ДНК, полученных при гидролизе
хроматина сферопластов дрожжей микрококковой нуклеазой с последующей рестрикцией 32
Pvu II и гибридизацией с Р-меченным зондом.
1-Фрагменты ДНК из дрожжевых клеток, трансформированных плазмидой pUoFneolA, выращенных на среде с глюкозой, 2- маркерные фрагменты ДНК.
Исходя из результатов, полученных данным методом, можно заключить, что на базовой конструкции локализованы, по-крайней мере, 3 нуклеосомы. Для детализации положения нуклеосом на последовательности ДНК использовали метод primer extention, который позволяет локализовать границы нуклеосом с точностью до 1 п.о.
На рисунке 5 представлена схема позиционирования нуклеосом на базовой конструкции 1 А, полученная сочетанием методов непрямого концевого мечения и primer extention.
Рис.5 Схема позиционирования нуклеосом на исследуемой области плазмиды pUcFneo 1Д.
a) положение (-2) нуклеосомы на GAL10-CYC1 промоторе.
b) (-1)нуклеосома на CYC1 и FRT последовательности.
c) (+1) нуклеосома на FRT и 5 - области NPTII в условиях репрессии (Glu) и индукции (Gal) промотора.
Положение (-2) нуклеосомы.
Нуклеосома, расположенная проксимально от 0-точки ("О" — SacI), обозначаемая далее как (-2) нуклеосома, локализована в трех наиболее представительных вариантах положений. Метод удлинения праймера позволяет выявить варианты расположения этой нуклеосомы: (-270)-(-122), (-285)-(-140) и (-310)-(-164). Из рисунка видно, что эта нуклеосома закрывает или оба ТАТА-бокса, или один проксимально расположенный ТАТА-бокс. Очевидно, что расстояние между тремя положениями, составляющее ~ 40 и.о., определяется подвижностью октамера гистонов на ДНК, т.е. возможностью скольжения относительно предполагаемого, но неизвестного нам сигнала позиционирования.
Положение (-1) нуклеосомы.
(-1) нуклеосома позиционирована также поливариантно. Скольжение (-1) нуклеосомы вдоль ДНК составляет примерно 30 п.и. Сигнал позиционирования этой нуклеосомы мы локализовали на FRT-последовательности. Предполагаемые сигналы позиционирования представлены в виде двух блоков, расположенных на расстоянии 19-32 и 53-64 от "0" FRT (рис.3). Нуклеосома (-1) в нашей конструкции в указанных трех вариантах перекрывает один, полтора или два блока с предполагаемым сигналом позиционирования.
Положение (+1) нуклеосомы.
Эта (+1) нуклеосома расположена на FRT-последовательности и частично перекрывает структурную часть гена NPTII. Можно выявить три варианта ее положения. Скольжение этой нуклеосомы составляет -25 п.н.
1) В целом, можно заключить, что в исследуемой области между элементами UAS и началом структурной части гена NPTII позиционированы три нуклеосомы. Принципиально важным является то, что при таком расположении нуклеосом оба ТАТА-бокса на CYC -части промотора закрыты нуклеосомой.
2) Позиционирование сочетает в себя фиксацию октамера на аффинном сигнале и возможность скольжения (слайдинга) октамера относительно этого сигнала. Позиционирование нуклеосом полнвариантно с возможностью скольжения октамера гистонов по занимаемому фрагменту ДНК на расстоянии 20-30 пар нуклеотидов в соответствии с внутренним аффинным сигналом. Вопрос о механизмах такой подвижности (слайдинга) нуклеосом остается открытым. Характерно, что слайдинг нуклеосом индивидуален для каждой нуклеосомы и не связан, следовательно, со слайдингом соседствующей нуклеосомы. Слайдинг нуклеосом, в принципе, может обеспечиваться сложным ферментативным путем при участии комплексов типа SWI/SNF (Komberg R. D., and Lorch Y., 1999; Becker P.B., 2002; Owen-HughesT. et al., 1996). Пока трудно представить себе возможность участия подобных комплексов в слайдинге индивидуальных нуклеосом по гену вне процессов транскрипции гена. Нельзя исключить возможность, что смещение октамера относительно позиционирующей последовательности отражает внутреннюю природу взаимодействия ДНК и участков октамера. В этом случае слайдинг может отражать энергозависимые смещения, вызываемые нарушением структуры ДНК при ее накручивании на октамер (Tolstorukov M.Y. et al, 2007).
3) Возможности скольжения ограничиваются положением соседней нуклеосомы. Действительно, у нуклеосомы (-1), позиционированной на FRT-последовательности возможное скольжение в левую сторону ограничивается положением (-2) нуклеосомы. Таким образом, в конструкции 1Д скольжение в этом случае ограничивается соседней нуклеосомой. Показательно, что эта же нуклеосома в другой конструкции Д(1Д-2), где FRT-сайт не соседствует с GALCYC-промотором, способна сдвигаться еще на 20 п о.
4) Возможность скольжения нуклеосомы ограничивается также соседней с позиционированной нуклеосомой последовательностью ДНК. Это хорошо иллюстрировано на FRT-последовательности. В FRT-последовательности нами обнаружен участок (75-95), гиперчуствительный к нуклеазе, и, по-видимому, постоянно экспонированный во всех вариантах конструкции. Примечательно, что правая граница нуклеосомы (-1) совпадает с началом этого участка, а левая граница нуклеосомы (+1) с окончанием этого участка (рис. 3).
3. Позиционирование нуклеоеом на отдельных участках гена при смене их соседей.
Для того, чтобы определить, только ли внутренний сигнал самой последовательности САЬСУС-промотора определяет позиционирование на нем, мы осуществили смену соседей промотора. Так, в конструкции Д(1Д-2), соседом САЬСУС-промсггора вместо РЯТ- последовательности становится инвертированный ген ]ЧРТП, точнее укороченная область терминатора 5У40. Позиционирование нуклеоеом на ОАЬСУС-промоторе при этом не меняется. Вкратце, как и на базовой конструкции оба ТАТА-бокса закрыты нуклеосомой. На довольно протяженном участке терминатора 5У40 (примерно 170 п.о.) нуклеосомы отсутствуют или они не позиционированы (чему соответствуют множественные разрывы ДНК микрококковой нуклеазой) . Отсутствие позиционированных нуклеоеом на этом участке имеет следствием снятие ограничений на сдвиг (-2) нуклеосомы на промоторе и появление нескольких новых ее положений. Таким образом, соседствующая последовательность в данном случае не влияет на позиционирование нуклеоеом на промоторе.
В другом случае смены последовательности в конструкции УерММБ, соседом ОАЬСУС-промотора становится мономер сателлитной ДНК мыши (234 п о ). В отличие от первого случая, эта ДНК обладает четко выраженным характером позиционирования нуклеоеом. Выявляется множественное позиционирование нуклеоеом на сателлитной ДНК (7-8 положений).
: S С Г G *g5
197190-
801-
W Wm i ff»1"
if®1
* * li | fi *
|îi|
*tl4 I ■■■ i
i *
160- 151- ï|f
141- » t i
» *
130- »
123- 120- î # *
114- i *
2?= I 8= | f • i = Nf!
? ■■ 11 ! - ■ * i ? >
. -219 ' -221
Рис. 6 Автограф
Электр офореграммы амплифицированных фрагментов ДНК в 6% секвенирующем полиакриламидном геле. Цифрами сбоку указаны места наиболее
представительных фрагментов.
GLU - ДНК из клеток, выращенных в
присутствии глюкозы.
GAL - ДНК из клеток, выращенных в
присутствии галактозы.
1, 2, 3, 4, 5, 6,- разделение фрагментов, амплифицированных, соответственно, с
помощью II, I ,Upl праймеров. А, Т, G, С -сиквенс полимерной ДНК при использовании тех же праймеров.
Замена FRT последовательности на мономер сателлитной ДНК никак не влияет на позиционирование нуклеосом на промоторе. И в этом случае оба ТАТА-бокса закрыты нуклеосомой. В свою очередь, GALCYC-промотор не определяет позиционирование нуклеосом на мономере сателлитной ДНК. Действительно, во всех этих вариантах расположения нуклеосом, фланкирующим сигналом перед началом и (или) концом нуклеосом является гексанухлеотид GAAAAA. Это же выявляется при позиционировании нуклеосом на сателлитной ДНК при их реконструкции in vitro (Linxweiler W., and Horz W., 1985). В целом, расположение нуклеосом на сателлитной ДНК определяется только сигналом самой последовательности.
GIu
Glu
Gal
TATA TATA
Рис. 7 Схема позиционирования нуклеосом на исследуемой области плазмиды YEpMMS. Плотная линия (0-234) - мономер сателлитной ДНК, черные квадраты - TATA боксы, овалы - нуклеосомы. Цифры указывают положение нуклеосом относительно 0-точки (начало и конец) в нуклеотидных парах. Gu- клетки выращены на среде с глюкозой, Gal - клетки выращены на среде с галактозой
Таким образом, наличие четко позиционированных нуклеосом не определяет характер позиционирования на соседней последовательности.
В конструкции AMMSo6p./l А между GALCYC-промотором и FRT-
последовательностью встроен делегированный фрагмент сателлитной ДНК в инвертированном положении. И в этом случае, позиционирование нуклеосом на сателлитной ДНК определяется внутренним сигналом самой последовательности, а позиционирование нуклеосом на GALCYC-промоторе практически не меняется. Следует отметить, что на последовательности FRT позиционирование нуклеосом также не меняется при смене ее соседей.
В целом, можно заключить, что позиционирование нуклеосом на изучаемых последовательностях определяется главным образом внутренним сигналом последовательности. Позиционирование нуклеосом поливариантно, что определяется их скольжением. Позиционирование нуклеосомы на отдельных участках гена индивидуально и не зависит от типа соседней последовательности и соседней нуклеосомы.
4. Позиционирование нуклеосом на гене NPTII при индукции его
экспрессии.
Как показано выше, на промоторе гена NPTII в его репрессированном состоянии нуклеосомы позиционированы таким образом, что один или два ТАТА-бокса связаны с октамером гистонов. Сборка преинициаторного комплекса на промоторе может происходить только при экспонированности ТАТА-бокса. Экспонирование ТАТА-боксов может произойти при скольжении нуклеосом или при их разборке, как показано для промотора РН05 (Adkins M.W., Williams S.K., Lingor J., Tyler J.K., 2007). В действительности мы наблюдаем сохранение всех трех нуклеосом: (-2), (-1) и (+1), но положение двух нуклеосом радикальным образом меняется.
Положение (-2) нуклеосомы.
Перевод клеток в среду с галактозой приводит к появлению новых положений этой нуклеосомы. При этом наблюдается смещение (-2) нуклеосомы на расстояние не менее 35 п о. в сторону UAS. Таким образом, при индукции происходит скольжение (-2) нуклеосомы с открытием ТАТА-бокса и ее репозиционирование.
Принципиально важно, что такое репозиционирование помимо "открытия" ТАТА-бокса, сближает пространственно UAS и открывшийся ТАТА-бокс. UAS2 и ТАТА-бокс в ДНК разделены примерно на 150 п.н. Точно позиционированная нуклеосома обеспечивает расположение этих двух сайтов в месте входа и выхода ДНК в нуклеосому. Предположительно, такое расположение нуклеосомы облегчает сборку преинициаторного комплекса.
с> сЛ О
ÜAS2 ТАТА1
Рис. 8 Позиционирование (-2) нуклеосомы на GAJL-CYC промоторе при индукции галактозой. Стрелки, соединенные горизонтальной линией, определяют участок ДНК, оккупированной (-2) нуклеосомой. Спираль отражает сближение UAS и TATA бокса при накручивании ДНК на гистоновый октамер.
Остается открытым вопрос о молекулярных механизмах такого смещения (-2) нуклеосомы. Известно, что скольжение нуклеосом детерминируется ослаблением связи ДНК и октамера гистонов и нарушением гистон-гистоновых взаимодействий в октамере. В клетке этот феномен обеспечивается гиперацеггилированием «хвостов» гистонов. Мы выращивали клетки в присутствии трихостатина A (TSA), известного ингибитора деацетилаз гистонов, воздействие которого приводит к гиперацетилированию гистонов. Сопоставление расположения позиционированной (-2) нуклеосомы при индукции галактозой и при росте клеток на среде с глюкозой в присутствии трихостатина приводит к заключению, что позиционирование (-2) нуклеосомы в обоих случаях идентично (рис. 9).
'0"SacI
Можно заключить, что, действительно, в скольжении (-2) нуклеосомы задействован механизм ферментативной модификации гистонов. На втором этапе репозиционирования нуклеосом может быть задействована система АТФ-зависимого ремоделирования нуклеосом.
Рис.9 Радиоавтограф электрофореграммы амплифицированных фрагментов мононуклеосомной ДНК в 6% секвенирукмцем полиакриламидном геле.
Цифрами с боку указаны точки разрыва, соответствующие длине фрагмента от «О» Sac.
1,5 - ДНК из клеток, выращенных в глюкозной среде;
2, 6 - ДНК из клеток, выращенных в глюкозной среде в присутствии TSA;
3,7- ДНК из клеток, выращенных в галактозной среде;
4, 8 - ДНК из клеток, выращенных в галактозной среде в присутствии TSA.
Up 1 и Low9 праймеры для амплификации ДНК.
А, Т, G, С - сиквенс полимерной ДНК 1Д при использовании праймера Upl. 12 3 4ATGC 5 678
Low9
Положение (-1) нуклеосомы.
Расположение этой нуклеосомы одинаково при активации промотора галактозой и при ингибировании Ш5АС трихостатином, но резко отличается от позиционирования в условиях репрессии.
Как и в случае с (-2) нуклеосомой, можно заключить, что при индукции экспрессии происходит уменьшение сродства (-1) нуклеосомы к ДНК с увеличением подвижности октамера. Это приводит к репозиционированию (-1) нуклеосомы на новое место, предпочтительное по сродству. При этом важно, что такое репозиционирование (-1) нуклеосомы, возможно, определяется хотя бы частично последовательностью ЖТ, и участок (75-95) остается экспонированным.
События, реализующиеся на САЬСУС-промоторс, по крайней мере, слайдинг (-1) нуклеосомы, по-видимому, определяется не самим фактом экспрессии, а активацией промотора. Действительно, в конструкции УерММБ, где ген ЫРТП отсутствует, а соседом САЬСУС-промотора является мономер сателлитной ДНК, (-1) нуклеосома при росте клеток на галактозе также смещается. Мы обнаружили, что она сдвигается на сателлитную ДНК, частично перекрывая ее. При этом показательно, что она позиционируется в этом месте в связи с сигналом сателлитной ДНК, два новых положения (-1) нуклеосомы имеют границей справа сайт ОААААА.
В конструкции Д(1Д-2) с инвертированным №411 геном, при индукции также происходит сдвиг (-1) нуклеосомы, но она не позиционируется, по-видимому, в следствие отсутствия явного позиционирующего сигнала.
Таким образом, активация промотора и ивдукция экспрессии (на базовой конструкции) существенным образом меняет позиционирование (-2) нуклеосомы, затрагивает положение (-1) нуклеосомы и практически не меняет положение (+1) нуклеосомы, частично перекрывающей начало структурной части гена. Из этого следует, в частности, что наличие позиционированной нуклеосомы справа от места сборки преинициативного комплекса не препятствует экспрессии гена, т.к. не ограничивает элонгацию.
5. Экспрессия гена ОТТП в неиндуцибельных и индуцибельных условиях. Как
было показано в нашей лаборатории ранее, дрожжевые клетки, трансформированные плазмидой 14, способны расти на среде с глюкозой, содержащей антибиотик генетицин
(0418), т.е. без присутствия индуктора, хотя этот рост значительно менее заметен, чем рост при индукции. Клетки с плазмидой Д(1Д- 2) содержат ген №Т Ив инвертированном по отношению к САЬСУС-промотору положении и, следовательно, он не должен экспрессироваться при активации промотора. Клетки с плазмидой УерММ8 содержат встроенный за САЬСУС-промотором мономер сателлитной ДНК мыши и не содержат ген №ГО (негативный контроль).
В клетках, содержащих плазмиду ДММБобрЛД ген ЫРТП разобщен с ОАЬСУС-промотором не только ИЯТ последовательностью, но и укороченной инвертированной сателлитной ДНК.
М№
Са1+С418
61и+С418
Са1 45ч.
Рис. 10 Рост дрожжевых клеток трансформированных плазмидами 1Д, Д(1 Д-2), ДММ8обр/1 Д и ММ8, на среде с глюкозой, глюкозой с антибиотиком 0418, галактозой и галактозой с антибиотиком 0418.
Рис. 10 показывает, что клетки со всеми вариантами плазмид растут на среде с глюкозой без антибиотика с сопоставимой скоростью. Это же наблюдается и на среде с галактозой (без антибиотика). Клетки без КРТП гена лишены способности роста в присутствии антибиотика (УерММЗ). Клетки с инвертированным геном (плазмида Д (1Д-2)) способны к росту на среде с галактозой и антибиотиком, хотя и со значительно меньшей скоростью, чем клетки с плазмидой 1 Д. Примечательно, что при этом скорость роста клеток с плазмидойА(1Д -2) и I Д в среде с глюкозой и антибиотиком практически одинакова. Очевидно, что в этом случае экспрессия гена ЫРТ II осуществляется не в связи с ОЛЬСУС промотором. Вероятнее всего, эта экспрессия направляется с ТАТА-подобного элемента РЯТ-последовательности
Экспрессия гена №ТН в конструкциях 1Д и ДММ8обр/1 Д в индуцибельных условиях почти одинакова. Следовательно, наличие между индуцибельным вАЬСУС промотором а структурной частью гена вставки (в первом случае последовательность РИТ, а во втором еще и укороченная сателлитная ДНК) не препятствует индуцированной экспрессии гена. При росте клеток в среде с глюкозой и антибиотиком скорость роста близка, как мы уже говорили для конструкции 1 Д и Д(1 Д -2), но она заметно выше для клеток с конструкцией ДММЭобрЛД. Во всех трех случаях, очевидно, что экспрессия направляется с ТАТА-злемента ШТ. Возможное объяснение этому лежит в различиях позиционирования нуклеосом на отдельных участках исследуемых конструкций.
Таким образом, ген ЭТТ II способен экспрессироваться как при индукции, так и без нее, без привлечения дополнительных активаторов экспрессии.
Изучение факторов экспрессии одного и того же гена в двух состояниях: индуцибельном и базальном может пролить свет на сх дство и р аличие двух этих процессов.
выводы
1. Для изучения роли пограничных факторов в позиционировании нуклеосом предложен новый подход, заключающийся в смене соседствующих последовательностей ДНК.
2. Создано семейство генно-инженерных конструкций дрожжевых плазмид, в готорых САЬСУС-промотор и структурная часть индуцибельного гена неомицинфосфотрансферазы разделены вставками последовательностей ДНК (РЯТ-последовательность, мономер сателлитной ДНК мыши) в различных комбинациях.
3. Показано, что на разных участках гена нуклеосомы позиционированы индивидуально в соответствии с сигналом оккупированной последовательности. Позиционирование нуклеосом не зависит от соседствующей последовательности ДНК и нуклеосом на ней.
4. Позиционирование нуклеосом поливариантно, что определяется смещением октамера гистонов относительно позиционирующего сигнала и предполагает скольжение нуклеосом вдоль ДНК. Скольжение ограничивается соседней нуклеосомой или определенной пограничной последовательностью.
5. Нуклеосомы на промоторных участках ОТТП-гена позиционированы таким образом, что закрывают ТАТА-бокс. При индукции экспрессии галактозой нуклеосома смещается, открывая ТАТА-бокс, и репозиционируется. Новое положение нуклеосомы пространственно сближает энхансер (иАБ) и ТАТА-бокс, что предполагает облегчение сборки преинициаторного комплекса.
6. Активация промотора и индукция экспрессии достигается и без индуктора при выращивании клеток в присутствии ингибитора деацетилаз гистонов трихостатина А.
7. Выявлена возможность двойного характера экспрессии одного и того же гена (КРТ): индуцибельного с САЬСУС-промотора и базального с ТАТА-элемента вставки РЯТ.
Список работ, опубликованных по теме диссертации.
1. Г.И. Кирьянов, Л.В. Исаева, Л.Н. Кинцурашвили, М.Г. 3ахарова.(2003) Позиционирование нуклеосомы на дрожжевых плазмидах определяется только внутренним сигналом последовательности ДНК, оккупированной нуклеосомой. Биохимия , том 68, вып.4, с. 603-608.
2. Г.И. Кирьянов, Л.Н. Кинцурашвили, Л.В. Исаева, М.Г. Захарова.(2004)Позиционирование нуклеосом на сателлитной ДНК мыши в составе дрожжевой плазмиды определяется последовательностью ДНК и соседней нуклеосомой. Биохимия 2004, том 69, вып. 9, с. 1044-1050
3. Г.И. Кирьянов, Л.В. Исаева, Л.Н. Кинцурашвили, М.Г. Захарова.(2008)Позиционирование нуклеосом на репрессированном и активном гене неомицинфосфотрансферазы (ИРТ II) в составе дрожжевой плазмиды. Молекулярная
биология 2008, том 42, вып. 6, с. 1-10
*
4. Л.Н. Кинцурашвили, М.Г. Захарова, Г.И. Кирьянов, Л.В. Исаева.(2003) Позиционирование нуклеосом на сателлитной ДНК мыши в дрожжевой плазмиде определяется ее нуклеотидной последовательностью и соседней нуклеосомой . Международный симпозиум по проблемам мейоза, г. Санкт- Петербург, 17.10.2003.
5. Л.В. Исаева, М.Г. Захарова, Л.Н. Кинцурашвили, Г.И. Кирьянов.(2003) Исследование роли пограничных факторов в позиционировании нуклеосом на гене №ТП в дрожжевой плазмиде. Международный симпозиум по проблемам мейоза, г. Санкт-Петербург, 17.10. 2003.
Подписано в печать 11.11.2008 Формат 60x88 1/16. Объем 1.75 п.л. Тираж 100 экз. Заказ № 781 Отпечатано в ООО «Соцветие красок» 119991 г.Москва, Ленинские горы, д.1 Главное здание МГУ, к. А-102
Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Захарова, Мария Глебовна
ВВЕДЕНИЕ.
I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.
1. Состав хроматина.
1.1. Гистоны.
1.2. Негистоновые белки.
1.3. Структурно-функциональная организация хроматина.
1.3.1. Основная единица структуры хроматина - нуклеосома.
1.3.2. Структура нуклеосомы.
1.3.3. Уровни компактизации ДНК в хроматин.;.
2. Динамичность нуклеосом и механизм реализации динамичности.
2.1. Метилирование ДНК.
2.2.Ковалентные модификации гистонов.
2.2.1. Ацетилирование гистонов.
2.2.2. Деацетилирование гистонов.
2.2.3. Фосфорилирование гистонов.
2.2.4. Метилирование гистонов.
2.3. Субтипы гистонов. Замена субтипов гистонов.
2.4.Концепция гистонового кода.
3. Ремоделирование нуклеосом.
3.1. Ранние наблюдения о подвижности нуклеосом.
3.2 АТФ-зависимые комплексы, ремоделирующие хроматин.
3.2.1. Структура комплексов, ремоделирующих хроматин.
3.2.2. Механизм действия комплексов, ремоделирующих хроматин.
4. Позиционирование нуклеосом.
4.1. Общие принципы позиционирования нуклеосом.
4.2. Позиционирование нуклеосом на промоторах.
II. ЦЕЛИ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ.
III. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.
IV. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ.
1. Конструирование плазмид.
2. Структура изучаемых последовательностей и смена соседствующего окружения.
3.1. Позиционирование нуклеосом на конструкции 1А в репрессированном состоянии гена неомицинфосфотрансферазы (NPTII) при росте клеток на глюкозе.:.
3.2; Позиционирование нуклеосом на конструкции YepMMS при росте клеток на глюкозе.
3.3. Позиционирование нуклеосом на конструкции pUcFneo Д(1Д - 2) при росте клеток на глюкозе.
3.4. Позиционирование нуклеосом на конструкции
AMMSo6p./l А при росте клеток на глюкозе.
4.1. Позиционирование нуклеосом на конструкции pUc FneolA в активированном состоянии гена неомицинфосфотрансферазы (NPTII) при росте клеток на галактозе.
4.2. Позиционирование нуклеосом на конструкции YepMMS при росте клеток на галактозе.
4.3. Позиционирование нуклеосом на конструкции AMMSo6p./l Д на промоторе GALCYC при росте клеток на галактозе.
5. Экспрессия гена неомицинфосфотрансферазы в неиндуцибельных и индуцибельных условиях.
Введение Диссертация по биологии, на тему "Позиционирование нуклеосом на гене неомицинфосфотрансферазы в репрессированном состоянии и при индукции экспрессии в составе дрожжевых плазмид"
Еще десятилетие назад нуклеосомная структура хроматина представлялась одним из уровней упаковки гигантских молекул-ДНК в ядре. За последние годы стало ясно, что нуклеосомы и, в • целом, хроматин являются носителем механизма регуляции включения и выключения генетических программ.
Эпигенетика, описывающая механизмы последовательной реализации разнообразных клеточных программ в онтогенезе, становится самостоятельной областью знаний.
Два основополагающих постулата эпигенетики: метилирование ДНК и энзиматические модификации гистонов во многом объяснили молекулярные механизмы переключения экспрессии генов и клеточной дифференцировки.
Одной из самых продвинутых концепций в этой области является идея гистонового кода. Многообразные и точечные модификации хвостов молекул гистонов не только способны изменить характер структуры хроматина, но и служат молекулярными маркерами, определяющими способность взаимодействия регуляторных белков клетки с компонентами хроматина, в частности с ДНК. И если, пока не ясно, что определяет первоначальную направленность точечной модификации гистонов, логика последствий этих модификаций- во многом уже ясна.
Вкратце, стало ясно, как из одной клетки могут после репликации возникать две клетки с различной дифференцировкой, и как эти различия сохраняются в онтогенезе.
С другой стороны, эпигенетика на уровне энзиматических модификаций ДНК и гистонов объясняет, почему при практически идентичной нуклеотидной- последовательности, структурных генов у далеко не близких видов животных, возникают огромные различия на клеточном, органном и организменном уровне.
Большая часть событий, связанных с модификациями гистонов, ремоделированием структуры хроматина происходит на регуляторных участках генов. Эти участки, как известно, содержат ряд последовательностей и мотивов ДНК, отличных от участков структурных частей гена. Важно при этом, что эти участки генов являются мишенью для избирательных взаимодействий с октамером гистонов. Именно для них, в основном, показан неслучайный характер расположения, нуклеосом. Этот феномен, получивший название позиционирование нуклеосом, далеко не до конца изучен. В* многочисленных модельных опытах по реконструкции нуклеосом на коротких последовательностях ДНК выявлена аффинная предрасположенность неких мотивов последовательностей ДНК к, октамеру гистонов. Это предполагает, что октамер гистонов (какие — либо его участки) фиксирует (узнает) нуклеотидную последовательность. В этом смысле позиционирование нуклеосом следует отнести к генетическим, а не эпигенетическим факторам. Однако, ситуация в хроматине in vivo, оказывается более сложной, чем в опытах по реконструкции. На позиционирование нуклеосом могут влиять и иные (кроме аффинных мотивов ДНК) факторы, в том числе пограничные и далеко отстоящие трансфакторы.
Исследование принципов позиционирования нуклеосом на моделях in vivo в этой связи является актуальной задачей, требующей расширения моделей и подходов.
В настоящей диссертации мы разработали подход к изучению характера позиционирования нуклеосом на генах дрожжевых плазмид, сутью которого является замена последовательностей ДНК, рядом с позиционированной нуклеосомой.
В работе были исследованы как мотивы в ДНК, позиционирующие нуклеосому in vivo, так и возможное влияние окружающих позиционированную нуклеосому последовательностей ДНК на ее местоположение, а также взаимовлияние соседних нуклеосом на их позиционирование.
I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 1. Состав хроматина
Результаты работ последних десяти лет принципиально изменили само понятие хроматин, так что обсуждение всех накопленных раннее данных представляет, в основном, исторический интерес. Целесообразно, однако, рассмотреть основные постулаты, которые привели к пониманию принципов универсальности природы (состава и структуры) хроматина у всех таксонов организмов.
Главными компонентами, хроматина являются ДНК и белки, среди которых основную массу составляют гистоны. В среднем в хроматине около 40% приходится на ДНК и около 60% - на белки, среди которых специфические ядерные белки - гистоны составляют от 40 до 80% всех белков, входящих в состав хроматина.
1.1. Гистоны
Впервые гистоны были обнаружены в позапрошлом веке. [Kossel, 1884]. Гистоны оказались универсальными компонентами хроматина. Их долгое время рассматривали как генетический материал клетки, позднее гистоны считали различными белками, участвующими в генной регуляции, однако затем выяснилась необоснованность этой точки зрения: огромное разнообразие гистонов, на которое она опиралась, было вызвано методом их выделения - эти белки интенсивно разрушались. При совершенствовании методов экстракции (кислая среда, предотвращающая протеолиз) выяснилось, что гистоны представлены небольшой группой белков: в эукариотической клетке всего 5 основных типов молекул гистонов (HI, Н2А, Н2В, НЗ и Н4) [Phillips and Johns, 1965].
Принято различать пять основных классов гистонов, которые распадаются на три главные группы: гистоны, умеренно обогащенные лизином (гистоны Н2А и Н2В); гистоны, богатые аргинином (гистоны НЗ и Н4) и HI-гистоны (богатые лизином). Одной из самых удивительных особенностей гистонов является эволюционный консерватизм. Практически у всех эукариот обнаруживаются одни и те же классы гистонов, которые обладают сходными свойствами. Было показано, что аминокислотные последовательности гистонов схожи для организмов всех видов [DeLange et al., 1969]. Например, аминокислотная последовательность гистона Н4, выделенного из тимуса теленка и проростков гороха отличается только двумя остатками аминокислот из 102. В широком диапазоне организмов гистоны НЗ и Н4 являются наиболее консервативными. Такая эволюционная консервативность предполагает, что для функционирования данных гистонов важны почти все их аминокислоты. Два других гистона Н2А и Н2В - менее консервативны. У различных объектов внутри этой группы обнаруживаются межвидовые вариации в их первичной структуре (последовательности аминокислот). Гистон HI представляет собой не уникальную молекулу, а класс белков, состоящий из нескольких близкородственных молекул с перекрывающимися последовательностями аминокислот. Гистоны HI наиболее крупные (около 220 аминокислот) и менее консервативные в ходе эволюции. У этих гистонов обнаружены значительные межвидовые и межтканевые вариации. Такая множественность особенно характерна для гистонов класса HI млекопитающих. В этом случае разделяют 7 подтипов, названных Hl.l - HI. 5, HI о и Hit. Однако их общим свойством является обогащенность лизином.
Подразделение гистонов на 5 групп и достаточное сходство их внутри каждой группы в целом характерны для эукариот. Однако, наблюдается целый ряд отличий в составе гистонов, как у высших, так и у низших эукариотических организмов. Так, у низших позвоночных вместо HI, характерного для всех тканей этих организмов, в эритроцитах находится гистон Н5, который содержит больше аргинина и серина. В то же время наблюдается отсутствие некоторых групп гистонов у ряда эукариот, например, гистона HI у дрожжей и в целом ряде случаев полная замена этих белков на другие [Ausio, 2006].
Гистоноподобные белки были обнаружены в составе вирусов, бактерий и митохондрий. Так, у E.coli в клетке в большом количестве выявлены белки (HU и H-NS), по аминокислотному составу напоминающие гистоны. Более подробно подтипы гистонов будут рассматриваться далее.
Такая высокая консервативность гистонов, естественно предполагает важность их функций в клетках эукариот и универсальность механизма реализации этих функций.
На следующем этапе исследований хроматина интерес сместился к изучению дезоксирибонуклеопротеида (ДНП) - комплекса гистонов с ДНК. Взаимодействие гистонов с ДНК происходит за счет солевых или ионных, а также 120 водородных связей и неспецифично в отношении состава или последовательности нуклеотидов в молекуле ДНК [Luger et al., 1997, Luger, 2006]. Положительные заряды на аминогруппах лизина и аргинина обуславливают солевую или электростатическую связь этих белков с отрицательными зарядами на фосфатных группах ДНК. Это связь достаточно лабильна, легко разрушается, в результате чего может происходить диссоциация дезоксирибонуклеопротеида на ДНК и гистоны. Уже довольно давно, в ранних работах было обнаружено, что гистоны взаимодействуют не только с ДНК. Выделенные гистоны формируют агрегаты и индивидуально, и, находясь в смеси с другими [Edwards and Shooter, 1969, D'Anna and Isenberg, 1974]. Было также выявлено неоднородное распределение различных аминокислот вдоль после -довательности гистонов. Основные аминокислоты локализованы преимущественно в N-концевой области [DeLange et al., 1969], а центральная часть и С-концы содержат большое количество гидрофобных аминокислот.
Было установлено, что N-концевые участки молекулы гистонов ответственны за взаимодействие с ДНК, а С-концевые участки определяют гистон-гистоновые взаимодействия. Таким образом, эти данные уже предполагают бифункциональную роль молекул гистона и предвосхищают открытие коровой части нуклеосомы и октамера гистонов, как ее основы.
Помимо исследования ДНП, основу которого составляет ДНК и гистоны, большое внимание привлекало изучение структуры хроматина, как комплекса ДНК с разнообразными белками. Таким образом, возникла новая область исследований — негистоновые белки хроматина.
Заключение Диссертация по теме "Молекулярная биология", Захарова, Мария Глебовна
выводы
1. Предложен новый подход к оценке роли погранйчных факторов в позиционирование нуклеосом, заключающийся в смене соседствующих последовательностей ДНК.
2. Создано семейство генно-инженерных конструкций дрожжевых плазмид, в которых GALCYC-промотор и структурная часть индуцибельного гена неомицинфосфотрансферазы разделены вставками последовательностей ДНК (FRT-последовательность, мономер сателлитной ДНК мыши) в различных комбинациях.
3. Показано, что на разных участках гена нуклеосомы позиционированы индивидуально в соответствии с сигналом оккупированной последовательности.
Позиционирование нуклеосом не зависит от структуры соседствующей последовательности ДНК и нуклеосом на ней.
4. Позиционирование нуклеосом поливариантно, что определяется смещением октамера гистонов относительно позиционирующего сигнала и предполагает скольжение нуклеосом вдоль ДНК. Скольжение ограничивается соседней нуклеосомой или определенной пограничной последовательностью.
5. Нуклеосомы на промоторных участках NPTII-гена позиционированы таким образом, что закрывают ТАТА-бокс. При индукции экспрессии галактозой нуклеосома смещается, открывая ТАТА-бокс, и репозиционируется. Новое положение нуклеосомы пространственно сближает энхансер (UAS) и ТАТА-бокс, что предполагает облегчение сборки преинициаторного комплекса.
6. Активация промотора и индукция экспрессии достигается и без индуктора при выращивание клеток в присутствие ингибитора деацетилаз гистонов трихостатина.
7. Выявлена возможность двойного характера экспрессии одного и того же гена (NPTII): индуцибельный с GALCYC-промотора и базальный с ТАТА-элемента вставки FRT.
ЗАКЛЮЧЕНИЕ
В заключение, целесообразно, обсудить одну из важных проблем, являющихся следствием позиционирования нуклеосом. А именно, какими путями клетки преодолевают репрессирующее транскрипцию влияние нуклеосом на промоторе.
Из наших экспериментальных данных и из данных, опубликованных в литературе, ясно, что нуклеосомы на промоторных участках генов позиционированы. В ряде случаев это приводит к тому, что нуклеосома на промоторе гена в репрессированном состоянии закрывает ТАТА-бокс, что и препятствует сборке преинициаторного комплекса, в частности взаимодействию с ТАТА-боксом белка ТВР. В целом, такой механизм репрессии с помощью позиционированной нуклеосомы представляется защитой гена в клетке от несанкционированной экспрессии в отсутствие индуцируюших факторов.
При индукции экспрессии на промоторах индуцибельных генов ТАТА-бокс становится экспонированным. Описаны два возможных механизма возникновения такой экспонированности. В нашем случае в промоторе NPTII-гена под действием индуктора ТАТА-бокс, закрытый позиционированной нуклеосомой высвобождается посредством сдвига нуклеосомы на соседствующую последовательность.
Другой механизм высвобождения ТАТА-бокса, закрытого нуклеосомой, реализуется на дрожжевых РН05-промоторах. В этом случае наблюдается разрушение нуклеосом с исчезновением их из промоторного участка.
Общим начальным этапом перестройки хроматина при активации экспрессии на двух этих типах промоторов является ослабление связи октамера с ДНК, по-видимому, при участии ацетилтрансфераз гистонов.
Что же может быть причиной данного различия в развитии событий?
Можно предположить, что на промоторе РН05-генов существуют какие-то ограничения для сдвига (слайдинга) нуклеосом. В нашей работе показано, что существует несколько факторов, ограничивающих сдвиг нуклеосом: особенность структуры соседней с нуклеосомой последовательности ДНК или наличие на соседней последовательности жестко позиционированной нуклеосомы. Не исключено, что эти причины могут объяснять невозможность слайдинга нуклеосом на РН05-промоторе.
Интересно, что оба механизма возникновения экспонированности промоторов реализуются в одной клетке (на разных промоторах). Так, в клетках дрожжей с делецией гена шаперонов (белок, удаляющий гистоны из нуклеосом), гены РН05 не индуцируются, однако экспрессия многих других генов происходит [Adkins et al., 2007].
Таким образом, преодоление репрессирующего влияния позиционированных нуклеосом может преодолеваться разными путями.
Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Захарова, Мария Глебовна, Москва
1. Карпов B.JI. От чего зависит судьба гена. // Природа. 2005, №3
2. Кирьянов Г.И., Исаева JI.B., Кинцурашвили JI.H., Захарова М.Г. Позиционирование нуклеосомы на дрожжевых плазмидах определяется только внутренним сигналом последовательности ДНК, оккупированной нуклеосомой. //Биохимия. 2003. т.68. сс. 603-608.
3. Разин С.В. Хроматин и регуляция транскрипции. // Молекулярная биология. 2007. №41, т.З. сс.З 87-394.
4. Ченцов Ю. С. Общая цитология. // М:Наука. 1978.
5. Ченцов Ю.С., Бураков В.В. Хромонема забытый уровень укладки хроматина в митотических хромосомах. // Биол. Мембраны. 2005, т.22, сс. 178-87.
6. Ченцов Ю.С., Поляков В.Ю. Ультраструктура клеточного ядра. // М.: Наука. 1974. с. 152
7. Шиф М. Метелирование и деметилирование ДНК как мишени для противораковой терапии // Биохимия. 2005. т.70. сс.651-669.
8. Щелкунов, С.Н. // В кн. Генетическая инженерия, Сибирское университетское издательство, Новосибирск, 2004, с. 289-292.
9. Aasland R., A. F. Stewart A.F., Gibson Т. The SANT domain: a putative DNA-binding domain in the SWI-SNF and ADA complexes, the transcriptional corepressor NCoR and TFIIIB. // Trends Biochem. Sci. 1996. v.21. pp.87-88.
10. Abbott D.W., Ivanova V.S., Wang X., Bonner W.M, Ausio J. Characterization of the stability and folding of H2A.Z chromatin particles: implications for transcriptional activation. // J Biol Chem. 2001. v.216. pp.41945-41949.
11. Adkins M.W., Williams S.K., Lingor J., Tyler J.K. Chromatin disassembly from the PH05 promoter is essential for the recruitment of the general transcription machinery and coactivators. // Mol. Cell Biol. 2007. v.27. pp.6372-6382.
12. Akhtar A, Becker P.B. Activation of transcription through histone H4 acetylation by MOF, an acetyltransferase essential for dosage compensation in Drosophila. // Mol Cell. 2000. v.5. pp.367-375.
13. Alexeev A., Mazin A., Kowalczykowski S.C. Rad54 protein possesses chromatinremo deling activity stimulated by the Rad51-ssDNA nucleoprotein filament. //Nat. Struct. Biol. 2003. v.10. pp.182-186.
14. Alexiadis V. and Kadonaga J.T. Strand pairing by Rad54 and Rad51 is enhanced by chromatin. // Genes. Dev. 2002. v.16. pp. 2767-2771.
15. Archer Т.К., Cordingley M.G., Wolford R.G., Hager G.L. Transcription factor access is mediated by accurately positioned nucleosomes on the mouse mammary tumor vims promoter. // Mol Cell Biol. 1991. v.ll. pp.688-698.
16. Archer Т.К., Lefebvre P., Wolford R.G., Hager G.L. Transcription factor loading on the MMTV promoter: a bimodal mechanism for promoter activation. // Science. 1992. v.255. pp. 1573-1576.
17. Ausio J. Histone variants—the structure behind the function. // Brief Funct Genomic Proteomic. 2006. v.5. pp.228-243.
18. Ausio J., Abbott W. The Role of Histone Variability in Chromatin Stability and Folding. // Amsterdam, The Netherlands: Elsevier. 2004.
19. Aravind L. and Landsman D. AT-hook motifs identified in a wide variety of DNA-binding proteins. // Nucleic Acids Res. 1998. v.26. pp.4413-4421.
20. Bak A.L., Zeuthen J., Crick F.H. Higher-order structure of human mitotic chromosomes. // Proc Natl Acad Sci U S A. 1977. v.74. pp. 15951599.
21. Baldari C., Murray J.A., Ghiara P., Cesareni G., Galeotti C.L. Novel leader peptide which allows efficient secretion of a fragment of human interleukin 1 beta in Saccharomyces cerevisiae. // EMBO J. 1987. v.6. pp.229-234.
22. Bannister A.J., Kouzarides T. The СВР co-activator is a histone acetyltransferase.//Nature 1996. v.384.pp.641-643.
23. Barak O., LazzaroM.A., Cooch N.S., Picketts D.J., Shiekhattar R. A tissue-specific, naturally occurring human SNF2L variant inactivates chromatin remodeling. // J Biol Chem. 2004. v.279. pp.45130-45138.
24. Barak O., Lazzaro M.A., Lane W.S., Speicher D.W, Picketts D.J, Shiekhattar R. Isolation of human NURF: a regulator of Engrailed gene expression. //EMBO J. 2003. v.22. pp.6089-6100.
25. Beard P. Mobility of histones on the chromosomes of simian virus 40.//Cell. 1978. v.15. pp.955-967.
26. Becker P.B. Nucleosome sliding: facts and fiction. // EMBO J. 2002. v.21. pp. 4749-4753.
27. Becker P. B. and Horz W. ATPdependent nucleosome remodeling. // Annu. Rev.Biochem. 2002. v.71. pp.247-73.
28. Bednar J., Horowitz R.A., Dubochet J., Woodcock C.L. Chromatin conformation and salt-induced compaction: three-dimensional structural information from cryoelectron microscopy. // J Cell Biol. 1995 v.131. pp.1365-1376.
29. Belikov S., Gelius B. and Wrange O. Hormone-induced nucleosome positioning in the MMTV promoter is reversible. // EMBO. J. 2001. v.20. pp.2802-2811.
30. Belmont A.S., Bruce K. Visualization of G1 chromosomes: a folded, twisted, supercoiled chromonema model of interphase chromatid structure. // J Cell Biol. 1994. v. 127. pp.287-302.
31. Berger SL. An embarrassment of niches: the many covalent modifications of histones in transcriptional regulation. // Oncogene. 2001. v.20. pp.3007-3013.
32. Berger SL, Felsenfeld G. Chromatin goes global. // Mol Cell. 2001. v8. pp.263-268.
33. Bhaumik S.R., Green M.R. SAGA is an essential in vivo target of the yeast acidic activator Gal4p. // Genes Dev. 2001. v.5. pp. 1935-1945.
34. Bhaumik S.R., Green M.R. Differential requirement of SAGA components for recruitment of TATA-box-binding protein to promoters in vivo. // Mol Cell Biol. 2002. v.22. pp.7365-7371.
35. Bina M. Periodicity of dinucleotides in nucleosomes derived from simian virus 40 chromatin. // J Mol Biol. 1994. v.235. pp.198-208.
36. Blanco J.C., Minucci S., Lu J., Yang X.J., Walker K.K., Chen H., Evans R.M., Nakatani Y., Ozato K. The histone acetylase PCAF is a nuclear receptor coactivator. // Genes Dev. 1998. v.12. ppl638-1651.
37. Bolshoy A. CC dinucleotides contribute to the bending of DNA in chromatin. //Nat Struct Biol. 1995. v.2. pp.446-448.
38. Borrow J., Stanton V.P., Andresen J.M., Becher R., Behm F.G., Chaganti R.S., Civin C.I., Disteche C., Dube I., Frischauf A.M., Horsman
39. D., Mitelman F., Volinia S., Watmore A.E., Housman D.E. The translocation t(8;16) (pi l;pl3) of acute myeloid leukemia fuses a putative acetyltransferase to the CREB-binding protein. // Nat Genet. 1996. v. 14. pp.33-41.
40. Boyer L.A., Logie C., Bonte E., Becker P.B., Wade P.A., Wolffe A.P., Wu C., Imbalzano A.N., Peterson C.L. Functional delineation of three groups of the ATP-dependent family of chromatin remodeling enzymes. // J Biol Chem. 2000. v.275. pp. 18864-18870.
41. Bram R.J., Lue N.F., Kornberg R. D. A GAL family of upstream activating sequences in yeast: roles in both induction and repression of transcription. // EMBO J. 1986. v.5, pp.603-608.
42. Brehm A., Langst G., Kehle J., Clapier C.R., Imhof A., Eberharter A., Muller J. and Becker P.B. dMi-2 and ISWI chromatinremodelling factors have distinct nucleosome binding and mobilization properties. // EMBO. J. 2000. v.19. pp.4332-4341.
43. Bresnick E.H., Bustin M., Marsaud V., Richard-Foy H., Hager G.L. The transcriptionally-active MMTV promoter is depleted of histone HI. // Nucleic Acids Res. 1992. v.20. pp.273-278.
44. Brown C.E., Howe L., Sousa K., Alley S.C., CarrozzaM.J., Tan S., Workman J.L. Recruitment of HAT complexes by direct activator interactions with the ATM-related Tral subunit. // Science. 2001. v.292. pp.2333-2337.
45. Brown C.E., Lechner Т., Howe L., Workman J.L. The many HATs of transcription coactivators. // Trends Biochem Sci. 2000. v.25. pp. 15-19.
46. Brzeski J. and Jerzmanowski A. Deficient in DNA methylation 1 (DDM1) defines a novel family of chromatin-remodeling factors. // J.Biol. Chem. 2003. v.78. pp. 823-828.
47. Bustin M. Chromatin Unfolding and activation by HMGN chromosomal proteins. // Trends Biochem. Sci. 2001. v.26. pp.431-437.
48. Cairns B.R., Erdjument-Bromage H., Tempst P., Winston F., and Romberg R.D. Two actin-related proteins are shared functional components of the chromatin-remodeling complexes RSC and SWI/SNF. // Mol.Cell. 1998. v.2. pp.2639-651.
49. Cairns B.R., Lorch Y., Li Y., Zhang M., Lacomis L., Erdjument-Bromage H., Tempst P., Du J., Laurent В., and Kornberg R. D. RSC, an essential, abundant chromatin-remodeling complex. // Cell. 1996. v.87. pp.l 249-1260.
50. Candau R., Moore P.A, Wang L., Barlev N., Ying C.Y., Rosen C.A., Berger S.L. Identification of human proteins functionally conserved with the yeast putative adaptors ADA2 and GCN5. // Mol Cell Biol. 1996. v.16. pp.593-602.
51. Cao H., Widlund H.R., Simonsson Т., Kubista M. TGGA repeats impair nucleosome formation. // J Mol Biol. 1998. v.28L pp.253-2660.
52. Carr K.D., Richard-Foy H. Glucocorticoids locally disrupt an array of positioned nucleosomes on the rat tyrosine aminotransferase promoter in hepatoma cells. // Proc Natl Acad Sci USA. 1990. v.87. pp.9300-9304.
53. Chadwick B.P., Valley C.M., Willard H.F. Histone variant macroH2A contains two distinct macrochromatin domains capable of directing macroH2A to the inactive X chromosome. // Nucleic Acids Res. 2001. v.29. pp.2699-2705.
54. Chadwick B.P., Willard H.F. Chromatin of the Barr body: histone and non-histone proteins associated with or excluded from the inactive X chromosome. // Hum Mol Genet. 2003 v. 12. pp.2167-2178.
55. Champagne N., Bertos N.R., Pelletier N., Wang A.H., Vezmar M., Yang Y., Heng H.H., Yang X.J. Identification of a human histone acetyltransferase related to monocyte leukemia zinc finger protein. // J Biol Chem. 1999. v.274. pp.28528-28536.
56. Chen D., Ma H., Hong H., Koh S.S., Huang S.M., Schurter B.T., Aswad D.W., Stallcup M.R. Regulation of transcription by a protein methyltransferase. // Science. 1999. v. 284. pp.2174-2177.
57. Chen H., Tini M., Evans R.M. HATs on and beyond chromatin. // Curr Opin Cell Biol. 2001. v.13. pp.218-224.
58. Comb M.3 Goodman H.M. CpG methylation inhibits proenkephalin gene expression and binding of the transcription factor AP-2. // Nucleic Acid Res. 1990. v.18. pp. 3975-3982.
59. Cheung P., Allis C.D., Sassone-Corsi P. Signaling to chromatin through histone modifications. // Cell 2000. v. 103. pp.263-271.
60. Cheung P., Tanner K.G., Cheung W.L., Sassone-Corsi P., Denu J.M., Allis C.D. Synergistic coupling of histone H3 phosphorylation and acetylation in response to epidermal growth factor stimulation. // Mol Cell. 2000. v. 5. pp.905-915.
61. Clarke M.F., FitzGerald P.C., Brubaker J.M., Simpson R.T. Sequence-specific interaction of histones with the simian virus 40 enhancer region in vitro. // J Biol Chem. 1985. v.260. pp. 12394-12397.
62. Comings D.E., Okada T.A. Nuclear proteins. III. The fibrillar nature of the nuclear matrix. // Exp Cell Res. 1976. v.103. pp.341-360.
63. Cosgrove M.S. and Wolberger C. How does the histone code work? // Biochem. Cell Biol. 2005. v. 83. pp.468-470.
64. Costanzic C. and Pehrson. J.R. Histone macro H2A is concentrated in the inactive X chromosome of female mammals. // Nature. 1998. v.393/ pp.599-601.
65. Cote'J., Peterson C.L., and Workman J.L. Perturbation of nucleosome core structure by the SWI/SNF complex persists after its detachment, enhancing subsequent transcription factor binding. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. v.95. pp.4947-4952.
66. Cote J., Quinn J, Workman J.L, and Peterson C.L. Stimulation of GAL4 derivative binding to nucleosomal DNA by the yeast SWI/SNF complex. // Science. 1994. v.265. pp.53-60.
67. Crippa M. P., Trieschmann L., Alfonso P.J., Wolffe A.P., Bustin M. Deposition of chromosomal protein HMG-17 during replication affects the nucleosomal ladder and transcriptional potential of nascent chromatin. // EMBO J. 1993. v.12. pp.3855-3864.
68. Cuthbert G.L., Daujat S., Snowden A.W., Erdjument-Bromage H., Hagiwara Т., Yamada M., Schneider R., Gregory P.D., Tempst P., Bannister A J., Kouzarides T. Histone deimination antagonizes arginine methylation. // Cell. 2004. v. 18. pp.545-553.
69. Davey C., Pennings S., Allan J. CpG methylation remodels chromatin structure in vitro. // J Mol Biol. 1997. v.267. pp276-288.
70. D'Anna J.A.Jr., Isenberg I. A histone cross-complexing pattern. // Biochemistry. 1974. v. 13. pp.4992-4997.
71. De la Cruz X., Lois S., Sanchez-Molina S., Martinez-Balbas M.A. Do protein motifs read the histone code? // Bioessays. 2005. v.27. pp.164-175.
72. DeLange R.J., Fambrough D.M., Smith E.L., Bonner J. Calf and pea histone IV. II. The complete amino acid sequence of calf thimus histone IV; presense of epsilon-N-acetiyllysine. // J Biol Chem. 1969. v.244. pp.319334.
73. DeLange R.J., Fambrough D.M., Smith E.L., Bonner J. Calf and pea histone IV. 3. The complete amino acid sequence of pea seedling histone IV; comparison with the homologous calf thimus histone. // J Biol Chem. 1969. v.244. pp.5669-5779.
74. Delmas V., Stokes D.G. and Perry R.P. A mammalian DNA-binding protein that contains a chromodomain and an SNF2/SWI2-like helicase domain. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1993. v. 90, pp.2414-2418.
75. De Souza C.P., Osmani A.H., Wu L.P., Spotts J.L.j Osmani S.A. Mitotic histone H3 phosphorylation by the NIMA kinase in Aspergillus nidulans. Cell // 2000, v. 102. pp293-302.
76. Dhalluin C., Carlson J.E., Zeng L., He C., Aggarwal A.K., Zhou M.M. Structure and ligand of a histone acetyltransferase bromodomain. // Nature. 1999. v.399. pp.491-496.
77. Ding H.F., Rimsky S., Batson S.C., Bustin M., Hansen U. Stimulation of RNA polymerase II elongation by chromosomal protein HMG-14. // Science. 1994. v.265. pp.796-799.
78. Downs J.A., Lowndes N.F., Jackson S.P. 2000 A role for Saccharomyces cerevisiae histone H2A in DNA repair. // Nature. 2000. v.408. pp.1001-1004.
79. Drew H.R., TraversA.A. DNA bending and its relation to nucleosome positioning. // J. Mol. Biol. 1985. v. 186. pp.773-790.
80. Dryhurst D, Thambirajah AA, Ausio J. New twists on H2A.Z: a histone variant with a controversial structural and functional past. // Biochem Cell Biol. 2000. v.82. pp.490-497.
81. Dudley A.M., Rougeulle C., Winston F. The Spt components of SAGA facilitate TBP binding to a promoter at a post-activator-binding step in vivo. // Genes Dev. 1999. v. 13. pp.2940-2945.
82. Durant M., Pugh B.F. Genome-wide relationships between TAF1 and histone acetyltransferases in Saccharomyces cerevisiae. // Mol Cell Biol. 2006. v.26. pp.2791-2802.
83. Earnshaw W.C., Halligan В., Cooke C.A., Heck M.M., Liu L.F. Topoisomerase II is a structural component of mitotic chromosome scaffolds. // J Cell Biol. 1985. v.100. pp.1706-1715.
84. Eberharter A., Sterner D.E., Schieltz D., Hassan A:, Yates J.R., Berger S.L., Workman J.L. The ADA complex is a distinct histone acetyltransferase complex in Saccharomyces cerevisiae. // Mol Cell Biol. 1999. v.19. pp.6621-6631.
85. Edwards P.A., Shooter K.V. The aggregation of calf thimus histone fraction solution. // Biochem J. 1969. v.l 14. pp.53.
86. Eisen A., Utley R.T., Nourani A., Allard S., Schmidt P., Lane W.S., Lucchesi J.C., Cote J. The yeast NuA4 and Drosophila MSL complexes contain homologous subunits important for transcriptional regulation. // J Biol Chem. 2001. v.276. pp.3484-3491.
87. Eisen J. A., Sweder K.S. and Hanawalt P.C. Evolution of the SNF2 family of proteins: subfamilies with distinct sequences and functions. // Nucleic Acids Res. 1995. v.23. pp. 2715-2723.
88. Ekwall K., Olsson Т., Turner B.M., Cranston G., Allshire R.C. Transient inhibition of histone deacetylation alters the structural and functional imprint at fission yeast centromeres.// Cell. 1997. v.91. pp.10211032.
89. Englander E.W. and Howard B.H. A naturally occurring T14A11 tract blocks nucleosome formation over the human neurofibromatosis type 1 (NFl)-Alu element. // Mutat Res. 1997 v.385. pp.31-39.
90. Falvo J. V., Thanos D., Maniatis T. Reversal of intrinsic DNA bends in the IFN beta gene enhancer by transcription factors and the architectural protein HMG I(Y).// Cell. 1995. v.83. pp.1101-1111.
91. Fan H.Y., He X., Kingston R.E. and Narlikar G J. Distinct strategies to make nucleosomal DNA accessible. // Mol. Cell. 2003. v. 11, pp.13111322.
92. Fang Y., Hoh J.H. Cationic silanes stabilize intermediates in DNA condensation. // FEBS Lett. 1999. v.459. pp.173- 178.
93. Farrar N.A. and Williams K.L. Nuclear plasmids in the simple eukaryotes Saccharomyces cerevisiae and Dictyostelium discoideum. //
94. Trends Genet. 1988. v.4. pp.343-348.
95. Fazzio T.G. and Tsukiyama T. Chromatin remodeling in vivo: evidence for a nucleosome sliding mechanism. // Mol. Cell. 2003. v. 12, pp.1333-1340.
96. Fedor M.J., Lue N.F., Kornberg R.D. Statistical positioning of nucleosomes by specific protein-binding to an upstream activating sequence in yeast. // J Mol Biol. 1988. v.204. pp. 109-127.
97. Feng Q. and ZhangY. The NuRD complex: linking histone modification to nucleosome remodeling. // Curr. Top. Microbiol.Immunol. 2003. v.274. pp.269-290.
98. Finch J.T., Klug A. Solenoidal model for superstructure in chromatin. //Proc. Nalt.Acad. Sci. USA. 1976. v.73. pp.1897-1901.
99. Finch J.T., Lutter L.C., Rhodes D., Brown R.S., Rushton В., Levitt M., Klug A. Structure ofnucleosome core particles of chromatin. // Nature. 1977. v.269. pp.29-36.
100. Fletcher T.M., Hansen J.C. The nucleosomal array: structure/function relationships. // Crit Rev Eukaryot Gene Expr. 1996. v.6. p. 149-188.
101. Gassmann R., Henzing A.J., Earnshaw W.C. Novel components of human mitotic chromosomes identified by proteomic analysis of the chromosome scaffold fraction. // Chromosoma. 2005. v.l 13. pp.3 85-3 97.
102. Ghaemmaghami S., Huh W.K., Bower K., Howson R. W., Belle A., Dephoure N., O'Shea E.K.,Weissman J.S. Global analysis of protein expression in yeast. // Nature. 2003. v.425. pp.737-741.
103. Georgakopoulos Т., Thireos G. Two distinct yeast transcriptional activators require the function of the GCN5 protein to promote normal levels of transcription. // EMBO J. 1992. v.l 1. pp.4145-4152.
104. Georgel P.T., Tsukiyama Т., and Wu C. Role of histone tails innucleosome remodeling by Drosophila NURF. // EMBO J. 1997. v. 16. pp.4717-4726.
105. Glass C.K., Rosenfeld M.G. The coregulator exchange in transcriptional functions of nuclear receptors. // Genes Dev. 2000. v. 14. pp.121-141.
106. Godde J.S. and Wolffe A.P. Nucleosome assembly on CTG triplet repeats. //J Biol Chem. 1996. v.271. pp.l 5222-15229.
107. Goldmark J.P., Fazzio T.G., Estep P.W., Church G.M. and Tsukiyama T. The Isw2 chromatin remodeling complex represses early meiotic genes upon recruitment by Ume6p. // Cell. 2000. v. 103. pp.423433.
108. Grant P.A., Berger S.L. Histone acetyltransferase complexes. // Semin Cell Dev Biol. 1999. v.10. pp. 169-177.
109. Grant P.A., Sterner D.E., Duggan L.J., Workman J.L., Berger S.L. The SAGA unfolds: convergence of transcription regulators in chromatin-modifying complexes. // Trends Cell Biol. 1998. v.8. pp.193-197.
110. Grant P.A., Workman J.L. Transcription: a lesson in sharing? // Nature. 1998. v.396. pp.410-411.
111. Gregory P.D., Schmid A., Zavari M., Lui L., Berger S.L., Horz W. Absence of Gcn5 HAT activity defines a novel state in the opening of chromatin at the PH05 promoter in yeast. // Mol Cell. 1998. v.l. pp.495505.
112. Grozinger C.M., Schreiber S.L. Deacetylase enzymes: biological functions and the use of small-molecule inhibitors. // Chem Biol. 2002. v.9. pp.3-16.
113. Grime Т., Brzeski J., Eberharter A., Clapier C.R., Corona D.F., Becker P.B. and Muller C. W. Crystal structure and functional analysis of a nucleosome recognition module of the remodeling factor ISWI. // Mol. Cell. 2003. v. 12. pp. 449-460.
114. Grunstein M. Histone acetylation in chromatin structure and transcription. //Nature. 1997. v.389. pp.349-355.
115. Guarente L., Hoar E. Upstream activation sites of the CYC1 gene of Saccharomyces cerevisiae are active when inverted but not when placed downstream of the "TATA box". // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1984. v. 81. pp.7860-7864.
116. Guschin D., Geiman T.M., Kikyo N., Tremethick D.J., Wolffe A.P., Wade P.A. Multiple ISWI ATPase complexes from xenopus laevis. Functional conservation of an ACF/CHRAC homolog. // J Biol Chem. 2000. v.275. pp.35248-35255.
117. Guyon, J.R., Narlikar G.J., Sif S., and Kingston R.E. Stable remodeling of tailless nucleosomes by the human SWI-SNF complex. // Mol. Cell. Biol. 1999. v. 19. pp.2088-2097.
118. Hamiche A., Sandaltzopoulos R., Gdula D.A., Wu C. ATP-dependent histone octamer sliding mediated by the chromatin remodeling complex NURF. // Cell. 1999. v.91. pp.833-842.
119. Hampsey M. SAGA of histone acetylation and gene expression. // Trends Genet. 1997. v. 13. pp.427-429.
120. Happel N., Schulze E., Doenecke D. Characterisation of human histone Hlx. I I Biol Chem. 2005. v.386. pp.541-551.
121. Hayes J J. Changing chromatin from the inside. // Nat Struct Biol. 2002. v.9. pp.161-163.
122. Hassan A.H., Prochasson P., Neely K.E., Galasinski S.C., Chandy M., Carrozza M.J., Workman J.L. Function and selectivity of bromodomains in anchoring chromatin-modifying complexes to promoter nucleosomes. // Cell. 2002. v.l 11. pp.369-379.
123. Havas K., Whitehouse I. and Owen-Hughes T. ATP-dependent chromatin remodeling activities. // Cell. Mol. Life. Sci. 2001. v.58. pp.673682.
124. Hebbes T.R., Clayton A.L., Thorne A.W., Crane-Robinson C. Core histone hyperacetylation co-maps with generalized DNase I sensitivity in the chicken beta-globin chromosomal domain. // EMBO J. 1994. v. 13. pp.18231830.
125. Hewish D.R., Burgoyne L.A. Chromatin sub-structure. The digestion of cromatin DNA at regularly spaced sites by a nuclear deoxyribonucleasa. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1973. v.52. pp.504-510.
126. Hill D.A., Peterson C.L., Imbalzano A.N. Effects of HMGN1 on chromatin structure and SWI/SNF-mediated chromatin remodeling. // J Biol Chem. 2005. v.280. pp.41777-41783.
127. Hilton T.L., Li Y., Dunphy E.L., Wang E.H. TAF1 histone acetyltransferase activity in Spl activation of the cyclin D1 promoter. // Mol Cell Biol. 2005 v.25. pp.4321-4332.
128. Holstege F.C., Jennings E.G., Wyrick J.J., Lee T.I., Hengartner C.J., Green M.R., Golub T.R., Lander E.S., Young R.A. Dissecting the regulatory circuitry of a eukaryotic genome. // Cell. 1998. v.95. pp.717-728.
129. Horn P. J. and Peterson C. L. The bromodomain: a regulator of ATP-dependent chromatin remodeling? // Front. Biosci. 2001. v.6, pp. 1019-1023.
130. Howe L., Brown C.E., Lechner Т., Workman J.L. Histone acetyltransferase complexes and their link to transcription. // Crit Rev Eukaryot Gene Expr. 1999. v.9. pp.231-243.
131. Huh W.K., Falvo J.V., Gerke L.C., Carroll A.S., Howson R.W., Weissman J.S., O'Shea E.K. Global analysis of protein localization in budding yeast. // Nature. 2003. v.425. pp.686-691.
132. Huth J.R., Bewley C.A., Nissen M.S., Evans J.N.S., Reeves R., Gronenborn A.M., Clore G.M. The solution structure of an HMGI(Y)-DNA complex defined a new architectural minor groove binding motif. // Nat. Struct. Biol. 1997. v.4. pp.657-665.
133. Jenuwein Т., Allis C.D. Translating the histone code. // Science. 2001. v.293. pp. 1074-1080.
134. Ikura Т., Ogryzko V.V., Grigoriev M., Groisman R., Wang J., Horikoshi M., Scully R., Qin J., Nakatani Y. Involvement of the TIP60 histone acetylase complex in DNA repair and apoptosis. // Cell. 2000. v. 102. pp.463-473.
135. Imbalzano A.N., Kwon H., Green M.R., and Kingston R.E. Facilitated binding of TATA-binding protein to nucleosomal DNA.// Nature. 1994. v.370. pp.481-485.
136. Imoberdorf R.M., Topalidou I., Strubin M. A role for gcn5-mediated global histone acetylation in transcriptional regulation. //'Mol Cell Biol. 2006. v.26. pp.1610-1616.
137. Ioshikhes I., Bolshoy A., Derenshteyn K., Borodovsky M., Trifonov E.N. Nucleosome DNA sequence pattern revealed by multiple alignment of experimentally mapped sequences. // J. Mol. Biol. 1996. v.262. pp.129-139.
138. Ito Т., Bulger M., Pazin M.J., Kobayashi R., and Kadonaga J.T. ACF, an ISWI-containing and ATP-utilizing chromatin assembly and remodeling factor. // Cell. 1997. v.90. pp. 145-155.
139. Jackson J.R., Benyajati C. DNA-histone interactions are sufficient to position a single nucleosome juxtaposing Drosophila Adh adult enhancer and distal promoter. //Nucleic Acids Res. 1993. v.21. pp.957-967.
140. Johnston M. A model fungal gene regulatory mechanism: the GAL genes of Saccharomyces cerevisiae. //Microbiol.Rw. 1987. v.51. pp. 458-476.
141. Jones M.H., Hamana N., Nezu J., Shimane M. A novel family of bromodomain genes. // Genomics. 2000. v.63. pp.40-45.
142. Jones P.A. DNA methylation and cancer. // Oncogene. 2002. v.21(35). pp5358-5360.
143. Kassabov S.R., Henry N.L., Zofall M., Tsukiama Т., Bartholomew B. High resolution mapping of changes in the histone-DNA contacts of nucleosomes remodeled by ISW2. // Mol.Cell. Biol. 2002. v.22. pp.75247534.
144. Kassabov S.R., Zhang В., Persinger J and Bartholomew B. SWI/SNF unwraps, slides, and rewraps the nucleosome. // Molecular Cell. 2003. v.l 1, pp.391-403
145. Kelley D.E., Stokes D.G. and Perry R.P. CHD1 interacts with SSRP1 and depends on both its chromodomain and its ATPase/helicase-like domain for proper association with chromatin. // Chromosoma. 1999. v.108. pp. 1025.
146. Kent N.A. and Mellor J. Chromatin structure snap-shots: rapid nuclease digestion of chromatin in yeast. // Nucleic Acids Res. 1995. v.23. pp.3786-3787.
147. Khochbin S., Verdel A., Lemercier C., Seigneurin-Berny D. Functional significance of histone deacetylase diversity. // Curr Opin Genet Dev. 2001. v. 11. pp. 162-166.
148. Kim M.S., Merlo X., Wilson C., Lough J. Co-activation of atrial natriuretic factor promoter by Tip60 and serum response factor. // J Biol Cell. 2006. v.281. pp.15082-15089.
149. Kingston R.E., Narlikar G.J. ATP-dependent remodeling and acetylation as regulators of chromatin fluidity. // Genes Dev. 1999 v.13. pp.2339-2352.
150. Kireeva N., Lakonishok M., Kireev I., Hirano Т., Belmont A.S. Visualization of early chromosome condensation: a hierarchical folding, axial glue model of chromosome structure. // J Cell Biol. 2004. v. 166(6). pp.775-785.
151. Kiryanov G.I., Manamshjan T.A., Polyakov V.Y., Fais D., Chentsov J.S. Levels of granular organization of chromatin fibres. // FEBS Lett. 1976. v.67. pp.323-327.
152. Kiryanov G.I., Smirnova T.A., Polyakov V.Y. Nucleomeric organization of chromatin.// EurJBiochem. 1982. v.124. pp.331-338.
153. Kleff S., Andrulis E.D., Anderson C.W., Sternglanz R. Identification of a gene encoding a yeast histone H4 acetyltransferase. // J Biol Chem. 1995. v.270. pp.24674-24677.
154. Kornberg R.D. Chromati structure: a repeating unit of histones and DNA. // Science. 1974. v. 184. pp.868-871.
155. Kornberg R.D. and Lorch Y. Twenty-five yerars of nucleosome, fundamental particle of the eukaryote chromosome. // Cell. 1999. v.98. pp285-294.
156. Korzus E., Torchia J., Rose D.W., Xu L., Kurokawa R., Mclnerney E.M., Mullen T.M., Glass C.K., Rosenfeld MG. Transcription factor-specifrequirements for co-activators and their acetyltransferase function. // Science.1998. v.279. pp.703-707.
157. KroganN.J., Keogh M.C., DattaN., Sawa C., Ryan O. W., Ding, H., Haw, R. A., Pootoolal, J., Tong, A., Canadien V. A Snf2 family ATPase complex required for recruitment of the histone H2A variant Htzl. // Mol. Cell. 2003. v.12, pp.1565-1576.
158. Kusch Т., Florens L., Macdonald W.H., Swanson S.K., Glaser R.L., Yates J.R. Abmayr S.M., Washburn M.P., Workman J.L. Acetylation by Tip60 is required for selective histone variant exchange at DNA lesions. // Science. 2004. v.306. pp.2084-2087.
159. Kwon H., Imbalzano A.N., Khavari P.A., Kingston R.E., and Green M.R. Nucleosome disruption and enhancement of activator binding by a human SWI/SNF complex. //Nature. 1994. v.370. pp.477-481.
160. Kiyama R., Trifonov E.N. What positions nucleosomes?—A model. // FEBS Lett. 2002. v.523. pp.7-11.
161. Laemmli U.K., Cheng S.M., Adolph K.W., Paulson J.R., Brown J.A., Baumbach W.R. Metaphase chromosome structure: the role of nonhistone proteins. // Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 1978. v.42. pp.351-360.
162. Langmore J.P., Schutt C. The higher order structure of chicken erythrocyte chromosomes in vivo. //Nature. 1980. v.288. pp620-622.
163. Langst G. and Becker P.B. Nucleosome mobilization and positioning by ISWI-containing chromatin remodeling factors. // J. Cell Sci. 2001.v.l 14, pp.2561-2568.
164. Langst G. and Becker P.B. Nucleosome remodeling-one mechanism, many phenomena? //Biochem. Biophys. Acta. 2004. v.1677. pp. 58-63.
165. Langst G., Bonte E.J., Corona D.F., Becker P.B. Nucleosome movement by CHRAC and ISWI without disruption or trans-displacement of the histone octamer. // Cell. 1999. v.97. pp. 843-852.
166. Laughlin Т.J., Wilkinson-Singley E., Olins D.E., Olins A.L. Stereo electron microscope studies of mitotic chromosomes from Chinese hamster ovary cells. // Eur J Cell Biol. 1982. v.27. pp.170- 176.
167. Laurent B.C., Treich I., and Carlson M. The yeast SNF2/SWI2 protein has a DNA-stimulated ATPase activity required for transcriptional activation. // Genes Dev. 1993. v.7. pp.583-591.
168. Lee C.K., Shibata Y., Rao В., Strahl B.D., Lieb J.D. Evidence for nucleosome depletion at active regulatory regions genome-wide. // NatGenet. 2004.V.36. pp.900-905.
169. Lee H.L., Archer Т.К. Nucleosome-mediated disruption of transcription factor-chromatin initiation complexes at the mouse mammary tumor virus long terminal repeat in vivo. // Mol Cell Biol. 1994. v. 14. pp.3241.
170. Lee T.I., Causton H.C., Holstege F.C., Shen W.C., Hannett N., Jennings E.G., Winston F., Green M.R., Young R.A. Redundant roles for the TFIID and SAGA complexes in global transcription. //Nature. 2000. v.405. pp. 701-704.
171. LeRoy G., Orphanides G., Lane W.S., and Reinberg D. Requirement of RSF and FACT for transcription of chromatin templates in vitro. // Science. 1998. v.282. pp. 1900-1904.
172. Levitsky V.G., Ponomarenko M.P., Ponomarenko J.V., Frolov A.S., Kolchanov N.A. Nucleosomal DNA property database. // Bioinformatics. 1999. v.15. pp.582-592.
173. Levitsky V.G., Podkolodnaya O.A., Kolchanov N.A., Podkolodny N.L. Nucleosome formation potential of eukaryotic DNA: Calculation and promoters analysis. //Bioinformatics. 2001. v.17. pp.998-1010.
174. Lewis C.D., Laemmli U.K. Higher order metaphase chromosome structure: evidence for metalloprotein interactions. // Cell. 1982. v.29(l):171-181.
175. Li Q., Wrange O. Translational positioning of a nucleosomal glucocorticoid response element modulates glucocorticoid receptor affinity. // Genes Dev. 1993. v.7. pp.2471-2482.
176. Liang J., Prouty L., Williams B.J., Dayton M.A., Blanchard K.L. Acute mixed lineage leukemia with an inv(8) (pi lql3) resulting in fusion of the genes for MOZ and TIF2. // Blood. 1998. v.2. pp.2118-2122.
177. Linxweller W., Horz W. Reconstitution experiments show that sequence-specific histone-DNA interactions are the basis for nucleosome phasing on mouse satellite DNA. // Cell.1985. v.42. pp.281-290.
178. Litt M.D., Simpson M., Recillas-Targa F., Prioleau M.N., Felsenfeld G. Transitions in histone acetylation reveal boundaries of three separately regulated neighboring loci. // EMBO J. 2001. v.20. pp. 2224-2235.
179. Logie C., Tse C., Hansen J.C., and Peterson C.L.'The core histone N-terminal domains are required for multiple rounds of catalytic chromatin remodeling by the SWI/SNF and RSC complexes. // Biochemistry. 1999. v.38. pp.2514-2522.
180. Lohr D. Nucleosome transactions on the promoters of the yeast GAL and PHO genes. // J.Biol. Chem. 1997. v.272. pp.26795-26798.
181. Lohr D., Tatchell K., Van Holde K.E. On the occurrence of nucleosome phasing in chromatin. // Cell. 1977.V.12. pp.829-836.
182. Lohr D., Van Holde K.E. Yeast chromatin subunit structure. // Science. 1975. v. 188. pp.165-176.
183. Lomvardas S. andThanos D. Nucleosome sliding via TBP DNA binding in vivo. // Cell. 2001. v. 106. pp. 685-696.
184. LorchY., Cairns B.R., Zhang M., and Kornberg R.D. Activated RSC-nucleosome complex and persistently altered form of the nucleosome. // Cell. 1998. v.94. pp.29-34.
185. Lorch Y, Zhang M., Kornberg R.D. Histone octamer transfer by a chromatin-remodeling complex. // Cell. 1999. v.96. pp.389-392.
186. Love J. J., Li X, Case D.A., Giese K., Grosschedl R., Wright P.E. Structural basis for DNA bending by the architectural transcription factor LEF-1. //Nature. 1995. v.376. pp.791-795.
187. Lu Q., Wallrath L.L., Elgin S.C. Nucleosome positioning and gene regulation. // J. Cell. Biochem. 1994. v.55. pp.83-92.
188. Lu Q., Wallrath L.L., Granok H., Elgin S.C. (CT)n (GA)n repeats and heat shock elements have distinct roles in chromatin structure and transcriptional activation of the Drosophila hsp26 gene. // Mol Cell Biol. 1993. v.13. pp.2802-2814.
189. Luger K. Dynamic nucleosomes. // Chromosome Res. 2006. v. 14. pp.5-16.
190. Luger K., Mader A.W., Richmond R.K., Sargent D.F., Richmond T.J. Crystal structure of nucleosome core particle at 2.8 A resolution. // Nature. 1997. v.389. pp.251-260.
191. Luger K., Richmond T .J. The histone tails of the nucleosome. // Curr Opin Genet Dev. 1998. v.8. pp.140-146.
192. Luger K., Richmond,T.J. DNA binding within the nucleosome core. // Curr. Opin. Struct. Biol. 1998. v.8 pp.33-40.
193. Luisi B.F., Xu W.X., Otwinowski Z., Freedman L.P., Yamamoto K.R., Sigler P.B. Crystallographic analysis of the interaction of the glucocorticoid receptor with DNA. //Nature. 1991. v.352. pp.497-505.
194. Lusser A. and Kadonaga J. T. Chromatin remodeling by ATP-dependent molecular machines. // Bioessays 2003. v. 5. pp.1192-1200.
195. Margueron R, Trojer P, Reinberg D. The key to development: interpreting the histone code? // Curr Opin Genet Dev. 2005. v. 15. pp. 163176.
196. Matangkasombut O., Buratowski R.M., Swilling N.W., Buratowski S. Bromodomain factor 1 corresponds to a missing piece of yeast TFIID. // Genes Dev. 2000. v. 14. pp.951-962.
197. Matzke M., Aufsatz W., Kanno Т., Daxinger L., Papp I., Mette M.F., Matzke A.J. Genetic analysis of RNA-mediated transcriptional gene silencing. //Biochim. Biophys. Acta. 2004. v.1677. pp.129-141.
198. McBryant S.J., Adams V.H., Hansen J.C. Chromatin architectural proteins. // Chromosome Res. 2006. v. 14(1). pp. 39-51.
199. Meersseman G., Pennings S. and Bradbury E.M. Mobile nucleosomese a general behaviour. // EMBO J. 1992, v:l 1. pp. 2951-2959.
200. Mujtaba S., He Y., Zeng L., Yan S.5 Plotnikova O., Sachchidanand,Sanchez R., Zeleznik-Le N.J., Ronai Z., Zhou M.M. Structural mechanism of the bromodomain of the coactivator СВР in p53 transcriptional activation. //Mol Cell. 2004. v.13. pp.251-263.
201. Mirzabekov A.D., Shick V.V., Belyavsky A.V., Bavykin S.G. Primary organization of the nucleosome core particle of chromatin: Sequence ofhistone arrangement along DNA. // Proc.Nalt.Acad.Sci.USA. 1978. v.75. pp.4184-4188.
202. Mizuguchi G., Shen X., Landry J., Wu W.H., Sen S. and Wu С. ATP-driven exchange of histone H2AZ variant catalyzed by SWR1 chromatin remodeling complex. // Science. 2003. v.303. pp. 343-348.
203. Mizzen C.A., Allis C.D. Linking histone acetylation to transcriptional regulation.// Cell Mol Life Sci. 1998. v.54. pp.6-20.
204. Noll M. Subunit structure of chromatin. // Nature. 1974. v.251. pp. 249-251.
205. Murray K. The occurence of N-methyl lysine in histones. // Biochemistry. 1964, v.3. pp.10-15.
206. Nakatani Y. Histone acetylases-versatile players. // Genes Cells. 2001. v.6. pp79-86.
207. Neely K.E. and Workman J.L. The complexity of chromatin remodeling and its linksto cancer. //Biochim. Biophys. Acta. 2002. v. 1603. pp. 19-29.
208. Ng H.H., Robert F., Young R.A. and Struhl K. Genome-wide location and regulated recruitment of the RSC nucleosome-remodeling complex. // Genes. Dev. 2002. v. 16. pp. 806-819.
209. Nickol J., Behe M., Felsenfeld G. Effect of the B—Z transition in poly(dG-m5dC) . poly(dG-m5dC) on nucleosome formation. // Proc Natl Acad Sci USA. 1982. v.79. pp.1771-1775.
210. Noll M., Kornberg R.D. Action of micrococcal nuclease on chromatin and the location of histone HI. // J Mol Biol. 1977. v. 109. pp.393-404.
211. Ogryzko V.V. Mammalian histone acetyltransferases and their complexes. // Cell Mol Life Sci. 2001. v.58. pp.683-692.
212. Okabe L, Bailey L.C., Attree О., Srinivasan S., Perkel J.M., Laurent
213. B.C., Carlson M., Nelson D.L., and Nussbaum R.L. Cloning of human and bovine homologues of SNF2/SWI2: a global activator of transcription in yeast S. cerevisiae. //Nucleic Acids Res. 1992. v.20. pp.4649-4655.
214. Okano M., Bell D.W., Haber D.A., Li E. DNA methyltransferases Dnmt3a and Dnmt3b are essential for de novo methylation and mammalian development. // Cell. 1999. v.99 pp. 247-257.
215. Olins A.L., Olins D.E. Spheroid chromatin units (v bodies). // Science.1974. v. 183. pp.330-332.
216. Otero G., Fellows J., Li Y., de Bizemont Т., Dirac A.M., Gustafsson
217. C.M., Erdjument-Bromage H., Tempst P., Svejstrup J.Q. Elongator, a multisubunit component of a novel RNA polymerase II holoenzyme for transcriptional elongation. // Mol Cell. 1999. v3. pp. 109-118.
218. Oudet P., Gross-Bellard M., Chambon P. Electron microscopic and biochemical evidence that chromatin structure is repeating unit. // Cell.1975. v.4. pp.281-300.
219. Owen-Hughes Т., Utley R.T., Cote J., Peterson C.L., Workman J.L. Persistent site-specific remodeling of a nucleosome array by transient action of the SWI/SNF complex. // Science. 1996. v. 273. pp.513-516.
220. Pannuti A., Lucchesi J.C. Recycling to remodel: evolution of dosage-compensation complexes. // Curr Opin Genet Dev. 2000.' v. 10. pp.644-650.
221. Papoulas О., Beek S J., Moseley S.L., McCallum C.M., Sarte M., Shearn A., and Tamkun J.W. The Drosophila trithorax group proteins BRM, ASH1 and ASH2 are subunits of distinct protein complexes. // Development. 1998. v.125. pp.3955-3966.
222. Parseghian M.H., Henschen A.H., Krieglstein K.G. A proposal for a coherent mammalian histone HI nomenclature correlated with amino acid sequences. // Protein Sci. 1994. v.3. pp.575-587.
223. Parthun M.R., Widom J., Gottschling D.E. The major cytoplasmic histone acetyltransferase in yeast: links to chromatin replication and histone metabolism. // Cell. 1996. v.87. pp.85-94.
224. Patel S.A., Graunke D.M., Pieper R.O. Aberrant silencing of the CpG island-containing human 06-methylguanine DNA methyltransferase gene is associated with the loss of nucleosome-like positioning. // Cell Biol. 1997. v.17. pp.5813-5822.
225. Peckham H.E., Thurman R.E., Fu Y., Stamatoyannopoulos J.A., Noble W.S., Struhl K., Weng Z. Nucleosome positioning signals in genomic DNA. // Genome Res. 2007. v.17. pp.1170-1177.
226. Pennings S., Meersseman G. and Bradbury M.E. Mobility on nucleosomes on 5S rDNA. // J. Mol. Biol. 1991. v.220. pp.101-110.
227. Perlmann Т., Wrange O. Specific glucocorticoid receptor binding to DNA reconstituted in a nucleosome. // EMBO J. 1988. v.7. pp.3073-3079.
228. Peterson C.L., Herskowitz I. Characterization of the yeast SWI1, SWI2, and SWI3 genes, which encode a global activator of transcription. // Cell. 1992. v.68. pp.573-583.
229. Peterson C.L., Zhao Y, and Chait B.T. Subunits of the yeast SWI/SNF complex are members of the actin-related protein (ARP) family. // J. Biol. Chem. 1998. v.273. pp.23641-23644.
230. Pfaff S.L. and Taylor W.L. Xenopus TFIIIA gene transcription is dependent on cis-element positioning and chromatin structure. // Mol Cell Biol. 1998. v.18. pp.3811-3818.
231. Phelan M.L., Schnitzler G.R., Kingston R.E. Octamer transfer and creation of stably remodeled nucleosomes by human SWI-SNF and its isolated ATPases. // Mol Cell Biol. 2000. v.20. pp.6380-6389.
232. Phelan M.L., Sif S., Narlikar G.J., and Kingston R.E. Reconstitution239. of a core chromatin remodeling complex from SWI/SNF subunits. // Mol. Cell. 1999. v.3. pp.247-253.
233. Phillips D.M., Johns E.W. A fractionation of the histones of group F2A from calf thimus. // Biochem J. 1965. v.94. pp. 127-130.
234. Pilch D.R., Sedelnikova О .A., Redon C., Celeste A., Nussenzweig A., Bonner W.M. Characteristics of gamma-H2AX foci at DNA double-strand breaks sites. // Biochem Cell Biol. 2003. v.81.pp. 123-129.
235. Pina В., Bruggemeier U., Beato M. Nucleosome positioning modulates accessibility of regulatory proteins to the mouse mammary tumor virus promoter. // Cell. 1990. v.60. pp.719-731.
236. Poot R.A., Dellaire G., Hulsmann B.B., Grimaldi M.A., Corona D.F., Becker P.B., Bickmore W.A., Varga-Weisz P.D. EMBO J// 2000. v. 19. pp.3377-3387.
237. Postnikov Y. V., Trieschmann L., Rickers A., Bustin M. Homodimers of chromosomal proteins HMG-14 and HMG-17 in nucleosome cores. // J. Mol. Biol. 1995. v.252. pp.423-432.
238. Prendergast G.C., Lawe D., Ziff E.B. Association of Myn, the murine homo log of max, with c-Myc stimulates methylation-sensitive DNA binding and ras cotransformation. // Cell. 1991. v.65. pp. 395-407.
239. Prunell A. Nucleosome reconstitution on plasmid-inserted poly(dA) . poly(dT). // EMBO J. 1982. v.l. pp.173-179.
240. Qin S., Parthun M.R. Recruitment of the type В histone acetyltransferase Hatlp to chromatin is linked to DNA double-strand breaks. //Mol Cell Biol. 2006. v.26. pp.3649-3658.
241. Quinn J., Fyrberg A.M., Ganster R.W., Schmidt M.C., and Peterson C.L. DNA-binding properties of the yeast SWI/SNF complex. // Nature. 1996. v.379. pp.844-847.
242. Randazzo F.M., Khavari P., Crabtree G., Tamkun J.M., and Rossant J. Brgl: a putative murine homolog of the Drosophila brahma gene, a homeotic gene regulator. // Dev. Biol. 1994. v. 161 pp.229-242.
243. Razin S.V. Chromosomal DNA loops may constitute basic units of the eukaryotic genome organization and evolution. // Crit Rev Eukaryot Gene Expr. 1999. v.9. pp.279-283.
244. Redon C., Pilch D., Rogakou E., Sedelnikova O., Newrock K., Bonner W. Histone H2A variants H2AX and H2AZ. // Curr Opin Genet Dev. 2002. v.12. pp.162-169.
245. Reid J.L., Iyer V.R., Brown P.O., Struhl K. Coordinate regulation of yeast ribosomal protein genes is associated with targeted recruitment of Esal histone acetylase. // Mol Cell. 2000. v.6. pp. 1297-1307.
246. Reinke H. and Horz W. Histones are first hyperacetylated and then lose contact with the activated PH05 promoter. // Mol. Cell. 2003. v.l 1. pp.1599-1607.
247. Richard-Foy H., Hager G.L. Sequence-specific positioning of nucleosomes over the steroid-inducible MMTV promoter. // EMBO J. 1987. v.6. pp.2321-2328.
248. Ris H. Stereoscopic electron microscopy of chromosomes. // Methods Cell Biol. 1981. v.22. pp.77-96.
249. Robyr D., Suka Y., Xenarios I., Kurdistani S.K., Wang A., Suka N., Grunstein M. Microarray deacetylation maps determine genome-wide functions for yeast histone deacetylases. // Cell. 2002. v. 109. pp.437-446.
250. Roth S.Y., Denu J.M., Allis C.D. Histone acetyltransferases. // Annu Rev Biochem. 2001. v.70. pp.81-120.
251. Rothstein R. // Cloning in yeast. DNA cloning- a practical approach. 1985. Glover G.M. (ed.), IRL Press, Oxford, vol.11, pp. 45-66.
252. Rozman M., Camos M., Colomer D., Villamor N., Esteve J. Type MOZ/CBP (MYST3/CREBBP) is the most common chimeric transcript in acute myeloid leukemia with t(8;16) (pi l;pl3) translocation. // Genes Chromosomes Cancer. 2004. v.40. pp. 140-145.
253. Ruiz-Garria AB, Sendra R, Galiana M, Pamblanco M, Perez-Ortin JE, Tordera V. HAT1 and HAT2 proteins are components of a yeast nuclear histone acetyltransferase enzyme specific for free histone H4. // J Biol Chem. 1998. v.273. pp.12599-12605.
254. Saha A., Wittmeyer J. and Cairns B.R. Chromatin remodeling by RSC involves ATP-dependent DNA translocation. // Genes. Dev. 2002. v. 16. pp.2120-2134.
255. Saitoh N., Goldberg I.G., Wood E.R., Earnshaw W.C. Sell: an abundant chromosome scaffold protein is a member of a family of putative ATPases with an unusual predicted tertiary structure. // J Cell Biol. 1994. v.127. pp.303-318.
256. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. // Molecular Cloning. A laboratory manual. Gold Spring Harbor Laboratory Press, New York. 1989.
257. Satchwell S.C., Drew H.R., Travers A.A. Sequence periodicities in chicken nucleosome core DNA. // J. Mol. Biol. 1986. v.191. pp.659-675.
258. Saveliev S.V., Fessing M.Y., Kopylov A.M., Kirjanov G.I. 'Phase variation'-type regulation of gene expression and gene replacement mediated by FLP recombinase in the yeast Saccharomyces cerevisiae. // Curr. Genet. 1993. v.24. pp. 26-31.
259. Schiessel H., Widom J., Bruinsma R.F. and Gelbart W.M. Polymer reptation and nucleosome repositioning. // Phys. Rev. Lett.2001. v.86. pp.4414-4417.
260. Schild C., Claret F.X., Wahli W., Wolffe A.P. A nucleosome-dependent static loop potentiates estrogen-regulated transcription from the Xenopus vitellogenin В1 promoter in vitro. // EMBO J. 1993. v.12. pp.423433.
261. Schmid MB. More than just "histone-like" proteins. // Cell. 1990. v.2. pp.451-453.
262. Segal E., Fodufe-Mittendorf Y., Chen L., Transtrom A., Field Y., Moore I.K., Wang J-P.Z., Widom J. A genomic code for nucleosome positioning. Nature. 2006. v.442. pp.772-778.
263. Sekinger E.A., Moqtaderi Z., Struhl K. Intrinsic histone-DNA interactions and low nucleosome density are important for preferential accessibility of promoter regions in yeast. // Mol. Cell. 2005. v. 18. pp.735748.
264. Seyedin S.M., Kistler W.S. Isolation and characterization of rat testis Hit. An HI histone variant associated with spermatogenesis. // J Biol Chem. 1980. v.255. pp.5949-5954.
265. Shikama N., Lyon J., La Thangue N.B. The рЗОО/CBP family: integrating signals with transcription factors and chromatin. // Trends Cell Biol. 1997. v.6. pp.230-236.
266. Shrader Т.Е., Crothers D.M. Artificial nucleosome positioning sequences. // Proc Natl Acad Sci USA. 1989. v.86. pp.7418-7422.
267. Shrader Т.Е., Crothers D.M. Effects of DNA sequence and histone-histone interactions on nucleosome placement. // Mol Biol. 1990. v.216. pp.69-84.
268. Simpson R.T. Nucleosome positioning: Occurrence, mechanisms, and functional consequences. // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 1991. v.4. pp. 143-184.
269. Southern P.J., Berg P. Transformation of mammalian cells to antibiotic resistance with a bacterial gene under control of the SV40 early region promoter. // J Mol Appl Genet. 1982 v.l. pp.327-341.
270. Sparvoli E., Gay H., Kaufmann B.P. Number and pattern of accosiation of chromonemata in the chromosomes of tradescantia. // Chromosoma. 1965. v.16. pp.415-435.
271. Staffelbach H., Koller Т., Burks C. DNA structural patterns and nucleosomepositioning. // J Biomol Struct Dyn. 1994. v.12. pp.301-325.
272. Sterner D.E., Berger S.L. Acetylation of histones and transcription-related factors. // Microbiol Mol Biol Rev. 2000. v.64. pp.435-459.
273. Sterner D.E., Grant P.A., Roberts S.M., Duggan L.J., Belotserkovskaya R., Pacella L.A., Winston F., Workman J.L., Berger S.L.
274. Functional organization of the yeast SAGA complex: distinct components involved in structural integrity, nucleosome acetylation, and TATA-binding protein interaction. //Mol Cell Biol. 1999. v.19. Pp.86-98.
275. Strahl B.D., Ohba R., Cook R.G., Allis C.D. Methylation of histone H3 at lysine 4 is highly conserved and correlates with transcriptionally active nuclei in Tetrahymena. // Proc Natl Acad Sci USA. 1999. v.96. pp. 14967-14972.
276. Straka C., Horz W. A functional role for nucleosomes in the repression of a yeast promoter. // EMBO J. 1991. v. 10. pp.361-368.
277. Struhl K. Histone acetylation and transcriptional regulatory mechanisms. // Genes Dev. 1998. v. 125. pp.599-606.
278. Strukov Y.G., Wang Y., Belmont A.S. Engineered chromosome regions with altered sequence composition demonstrate hierarchical large-scale folding within metaphase chromosomes. // J Cell Biol. 2003. v.l62. pp.23-35.
279. Stubblefield E., Wray W. Architecture of the Chinese hamster metaphase chromosome. // Chromosoma. 1971. v.32. pp.262-294.
280. Sudarsanam P. and Winston F. The Swi/Snf family nucleosome-remodeling291. complexes and transcriptional control. // Trends.Genet. 2000. v. 16. pp. 345-351.
281. Suka N., Suka Y., Carmen A.A., Wu J, Grunstein M. Highly specific antibodies determine histone acetylation site usage in yeast heterochromatin and euchromatin. Mol Cell // 2001. v.8. pp.473-479.
282. Sussman J.L., Trifonov E.N. Possibility of nonkinked packing of DNA in chromatin. // Proc Natl Acad Sci USA. 1978. v.75. pp.103-107.
283. Suter В., Schnappauf G., ThomaF. Poly(dA.dT) sequences exist as rigid DNA structures in nucleosome-free yeast promoters in vivo. // Nucleic Acids Res. 2000. v.28. pp.4083-4089.
284. Suto R.K., Clarkson M.J., Tremethick D.J., Luger K.Crystal structure of a nucleosome core particle containing the variant histone H2A.Z. // Nature Struct Biol. 2000. v.7. pp.1121-1124.
285. Takai D., Jones P.A. Comprehensive analysis of CpG islands in human chromosomes 21 and 22. // Proc Nalt Acad Sci USA. 2002. v.99. pp.3740-3745.
286. Tanaka M., Kihara M., Meczekalski В., King G.J., Adashi E.Y.HI oo: a pre-embryonic HI linker histone in search of a function. // Mol Cell Endocrinol. 2003. v.202. pp.5-9.
287. Tanaka S., Zatchej M., Thoma F. Artificial nucleosome positioning sequences tested in yeast minichromosomes: a strong rotational setting is not sufficient to position nucleosomes in vivo. // EMBO J. 1992. v.l 1. pp.1187-1193.
288. Taylor I.C., Workman J.L., Schuetz T.J., Kingston R.E. Facilitated binding of GAL4 and heat shock factor to nucleosomal templates: differential function of DNA-binding domains. // Genes Dev. 1991. v.5. pp.1285-1298.
289. Thoma F. Nucleosome positioning. // Biochim. Biophys. Acta. 1992. v.1130. pp.1-19.
290. Thomas G.H., Elgin S.C. Protein/DNA architecture of the DNase I hypersensitive region of the Drosophila hsp26 promoter. // EMBO J. 1988. v.7. pp.2191-2201.
291. Thomson S., Mahadevan L.C., Clayton A.L. MAP kinase-mediated signalling to nucleosomes and immediate-early gene induction. // Semin Cell Dev Biol. 1999. v. 10. pp.205-214.
292. Th'ng J.P., Sung R., Ye M., Hendzel M.J. HI family histones in the nucleus. Control of binding and localization by the C-terminal domain. // J Biol Chem. 2005. v.280. pp.27809-27814.
293. Tikhonenko A.S., Bespalova I.A., Martinkina L.P., Popenko V.I., Sergejeva G.I. Structural organization of macronuclear chromatin of the ciliate Bursaria truncatella in resting cysts and at excysting. // Eur J Cell Biol.1984. v.33. pp.37-42.
294. Timmermann S., Lehrmann H., Polesskaya A., Harel-Bellan A. Histone acetylation and disease. // Cell Mol Life Sci. 2001. v.58. pp.728736.
295. Tolstorukov M.Y., Colasanti A.V., McCandlish D., Olson W.K., Zhurkin V.B. A novel roll-and-slide mechanism of DNA. folding in chromatin: implications for nucleosome positioning. // J.Mol.Biol. 2007. v.371. pp. 725-738.
296. Tong J. K., Hassig C.A., Schnitzler G.R., Kingston R.E., and Schreiber S.L. Chromatin deacetylation by an ATP-dependent nucleosome remodelling complex.//Nature. 1998. v.395. pp.917-921.
297. Travers A.A. and Miyldermans S.V. A DNA sequence for positioning chromatosomes. // J Mol Biol. 1996. v.257. pp.486-491.
298. Tremethick D. J. and Hyman L. High mobility group proteins 14 and 17 can prevent the close packing of nucleosomes by increasing the strength of protein contacts in the linker DNA. // J. Biol. Chem. 1996. v.271.pp. 12009-12016.
299. Trifonov E.N. Genetic level of DNA sequences is determined by superposition of many codes. // Mol. Biol. (Mosk.). 1997. v.31. pp.759767.
300. Truss M., Bartsch J., Schelbert A., Hache R.J. and Beato M. Hormone induces binding of receptors and transcription factors to arearranged nucleosome on the MMTV promoter in vivo. // EMBO. J. 1995. v.14. pp.1737-1751.
301. Tse C., Sera Т., Wolffe A.P., Hansen J.C. Disruption of higher-order folding by core histone acetylation dramatically enhances transcription ofnucleosomal arrays by RNA polymerase III. // Mol Cell Biol. 1998. v. 18. pp.29-38.
302. Tsukiyama Т., Daniel C., Tamkun J. and Wu C. ISWI, a member of the SWI2/SNF2 ATPase family, encodes the 140 kD subunit of the nucleosome remodeling factor. // Cell. 1995. v.83. pp.1021-1026.
303. Tsukiyama Т., and Wu C. Purification and properties of an ATPdependent nucleosome remodeling factor. // Cell. 1995. v.83. pp.1011— 1020.
304. Tyler J.K., Kadonaga J.T. The "dark side" of chromatin remodeling: repressive effects on transcription. // Cell. 1999. v.99. pp.443-446.
305. Van Holde K.E. and Yager T.D. Nucleosome motion: evidence and models. Structure and Function of the Genetic Apparatus. // Plenum Press, New York, NY. 1985. pp.35-53.
306. Vanyushin B.F. Enzymatic DNA methylation is an epigenetic control for genetic functions of the cell. // Biochemistry (Mosc). 2005. v.70. pp.488499.
307. Vanyushin B.F. DNA metylation and epigenetics. // Genetica. 2006. Sep, v.42. pp. 1186-1199.
308. Vanyushin B.F. A view of an elemental naturalist at the DNA world (base composition, sequences, methylation). // Biochemistry (Mosc). 2007. v.72. pp. 1289-1298.
309. Vanyushin B.F, Belozersky A.N., Kokurina N.A., Kadirova D.X. 5-methylcytosine and 6-methylamino-purine in bacterial DNA. // Nature. 1968. v.218. pp.1066-1070.
310. Varga-Weisz P.D., Blank T.A. and Becker P.B. Energydependent chromatin accessibility and nucleosome mobility in a cell-free system. // EMBO J. 1995. v.14. pp.2209-2216.
311. Varga-Weisz P. D., Wilm M., Bonte E., Dumas K., Mann M, and Becker P.B. Chromatin-remodelling factor CHRAC contains the ATPases ISWI and topoisomerase II. //Nature. 1997. v.388. pp.598-602.
312. Yerdin E., Dequiedt F., Kasler H.G. Class II histone deacetylases: versatile regulators. // Trends Genet. 2003. v. 19. pp.286-293.
313. Yerdone L., Caserta M., Di Mauro E. Role of histone acetylation in the control of gene expression. // Biochem Cell Biol. 2005. v.83. pp.344350.
314. VestnerB., Bustin M., Gruss C. Stimulation of replication efficiency of a chromatin template by chromosomal protein HMG-17. // J. Biol. Chem. 1998. v.273. pp.9409-9414.
315. Yignali M., Hassan A.H., Neely K.E., Workman J.L. ATP-dependent chromatin-remodeling complexes. // Mol Cell Biol. 2000. v.20. pp. 18991910.
316. Vogelauer M., Wu J., Suka N., Grunstein M. Global histone acetylation and deacetylation in yeast. // Nature. 2000. v.408. pp.495-498.
317. Wade P.A., Jones P.L., Vermaak D, and Wolffe A.P. A multiple subunit Mi-2 histone deacetylase from Xenopus laevis cofractionates with an associated Snf2 superfamily ATPase. // Curr. Biol. 1998. v.8. pp.843846.
318. Wang W., Co~te J, Xue Y, Zhou S., Khavari P., Biggar S.R., Muchardt C., Kalpana G.V., Goff S.V., Yaniv M., Workman J.L., and Crabtree G.R. Purification and biochemical heterogeneity of the mammalian SWISNF complex. //EMBO J. 1996. v. 15. pp.5370-5382.
319. Wang W., Xue Y., Zhou S., Kuo A., Cairns B.R., and Crabtree G.R. Diversity and specialization of mammalian SWI/SNF complexes. // Genes Dev. 1996. v.10. pp.2117-2130.
320. Ward G.E., Kirschner M.W. Identification of cell cycle-regulated phosphorylation sites on nuclear lamin C. // Cell. 1990. v.61(4). pp.561-577.
321. Waterborg J.H. Steady-state levels of histone acetylation in Saccharomyces cereviasie. // J Biol Chem. 2000. v.275. pp.13007-13011.
322. Werner M.H., Huth J.R., Gronenborn M., Clore G.M. Molecular basis of human 46X,Y sex reversal revealed from the three-dimensional solution structure of the human SRY-DNA complex. // Cell. 1995. v.81. pp.705-714.
323. Widlund H.R., Cao, H., Simonsson S., Magnusson E., Simonsson Т., Nielsen P.E., Kahn J.D., Crothers D.M., Kubista M. Identification and characterization of genomic nucleosome-positioning sequences. // J. Mol. Biol. 1997. v.267. pp.807-817.
324. Widom J. Equilibrium and dynamic nucleosome stability. // Methods Mol. Biol. 1999. v.119. pp.61-77.
325. Wittmeyer J. and Cairns B.R. Chromatin remodeling by RSC involvesATP-dependent DNA translocation. // Genes. Dev. 2002. v. 16, pp.2120-2134.
326. Wolffe A.P. Nucleosome positioning and modification: Chromatin structures that potentiate transcription. // Trends Biochem. Sci.1994. v. 19. pp.240-244.
327. Wolffe A.P., Hayes JJ. Chromatin disruption and modification. // Nucl. Acids Res. 1999. v.27. pp.711 720.
328. Woodcock C.L., Horowitz R.A. Chromatin organization re-viewed. // Trends Cell Biol. 1995. v.5. pp.272-277.
329. Woodcock CL, Grigoryev SA, Horowitz RA, Whitaker N. A chromatin folding model that incorporates linker variability generates fibersresembling the native structures. // Proc. Nalt.Acad. Sci. USA. 1993. v.90. pp.9021-9025.
330. Woodcock C.L., Safer J.P., Stanchfield J.E. Structural repeating units in chromatin. I. Evidence for their general occurrence. // Exp Cell Res. 1976. v.97. pp.101-110.
331. Woodcock C.L., Sweetman H.E., Frado L.L. Structural repeating units in chromatin. II. Their isolation and partial characterization. // Exp Cell Res. 1976. v.97. pp.l 11-119.
332. Wu J., Carmen A.A., Kobayashi R., Suka N., Grunstein M. HDA2 and HDA3 are related proteins that interact with and are essential for the activity of the yeast histone deacetylase HDA1. // Proc Natl Acad Sci U S A. 2001. v.98. pp.4391-4396.
333. Wu J., Grunstein M. 25 years after the nucleosome model: chromatin modifications. // Trends Biochem Sci. 2000. v.25. pp.619-623.
334. Xu W., Edmondson D.G., Roth S.Y. Mammalian GCN5 and P/CAF acetyltransferases have homologous amino-terminal domains important for recognition of nucleosomal substrates. Mol Cell Biol. 1998. v. 18. pp.56595669.
335. Xue Y., Wong J, Moreno G.T., Young M.K., СоЧе J., and Wang W. NURD, a novel complex with both ATP-dependent chromatin-remodeling and histone deacetylase activities. //Mol. Cell. 1998. v.2. pp.851-861.
336. Yan W., Ma L., Burns K.H., Matzuk M.M. HILS1 is a spermatid-specific linker histone HI-like protein implicated in chromatin remodeling during mammalian spermiogenesis. // Proc Natl Acad Sci USA. 2003.v.l00. pp. 10546-10551.
337. Yang X.J. The diverse superfamily of lysine acetyltransferases and their roles in leukemia and other diseases. // Nucleic Acid Res. 2004. v.32. pp.959-976.
338. Yie J., Liang S., Merika M., Thanos D. Intra- and intermolecular cooperative binding of high-mobility-group protein I(Y) to the beta-interferonpromoter. //Mol. Cell. Biol. 1997. v.17. pp.3649-3662.
339. Yoshida M., Kijima M., Akita M., Beppu T. Potent and specific inhibition of mammalian histone deacetylase both in vivo and in vitro by trichostatin A. // J.Biol. Chem. 1990. v.265. pp. 17174-17179.
340. Yoshinaga S.K., Peterson C.L., Herskowitz I., Yamamoto K.R. Roles of SWI1, SWI2, and SWI3 proteins for transcriptional enhancement by steroid receptors. // Science. 1992. v.258. pp.1598-1604.
341. Yu Y., Eriksson P., Bhoite L.T., Stillman D.J. Regulation of TATA-binding protein binding by the SAGA complex and the Nhp6 high-mobility group protein. // Mol Cell Biol. 2003. v.23. pp. 1910-1921.
342. Zatsepina O.V., Poliakov V.Iu., Chentsov Iu.S. Chromonema and chromomere: structural units of mitotic and interphase chromosomes. // Chromosoma. 1983. v.88. pp.91-97.
343. Zeng L., Zhou M.M., Bromodomain: an acetyl-lysine binding domain. // FEBS Lett. 2002. v.513. pp. 124-128.
344. Zhang W., Bone J.R., Edmondson D.G., Turner B.M., Roth S.Y. Essential and redundant functions of histone acetylation revealed by mutation of target lysines and loss of the Gcn5p acetyltransferase. // EMBO J. 1998. v.17. pp.3155-3167.
345. Zhang. X. and Horz W. Nucleosomes are positioned on mouse satellite DNA in multiple highly specific frames that are correlated with a diverged subrepeat of nine base-pairs. // J. Mol. Biol. 1984. v. 176. pp. 105129.
346. Zhang, Y., LeRoy G., Seelig H.P., Lane W.S., and Reinberg D. The dermatomyositis-specific autoantigen Mi2 is a component of a complex containing histone deacetylase and nucleosome remodeling activities. // Cell. 1998. v.95. pp.279-289.1. БЛАГОДАРНОСТИ
347. Благодарю всех сотрудников отдела молекулярных основ онтогенеза (заведующий отделом проф. член-корр. РАН Ванюшин Борис Федорович), в котором была выполнена работа.
348. Выражаю особую признательность зав. лабораторией организации генома Кирьянову Г.И. и сотрудникам лаборатории Кинцурашвили J1.H. и Исаевой J1.B. за постоянное внимание и помощь в работе.
349. Благодарю за техническую помощь в оформлении диссертации Кирьянова А.Г.
-
Захарова, Мария Глебовна
-
кандидата биологических наук
-
Москва, 2008
-
ВАК 03.00.03
- Регуляция экспрессии генов и генетические перестройки при САЙТ-специфической рекомбинации в дрожжах SACCHAROMYCES CEREVISIAE
- Организация и эксперессия генов плазмид COLD и COLIb, связанных с синтезом колицина
- Структура нуклеосом и организация 30-им фибриллы хроматина
- Структура нуклеосом и организация 30-нм фибриллы хроматина
- Изучение факторов регуляции транскрипции РНК-полимеразой II у дрожжей Saccharomyces cerevisiae
