Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Оценка генетического разнообразия фитопатогенных бактерий рода Xanthomonas и разработка молекулярных маркеров для их диагностики
ВАК РФ 03.00.07, Микробиология
Автореферат диссертации по теме "Оценка генетического разнообразия фитопатогенных бактерий рода Xanthomonas и разработка молекулярных маркеров для их диагностики"
, московским государственный университет
'—■' им. м.в. Ломоносова
_Биологический факультет_
на правах рукописи
лунина наталия владимировна
Оценка генетического разнообразия фитопатогенных бактерий рола ХапЛотопаз и разработка молекулярных маркеров для их диагностики
03.00.07 - микробиология
автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук
Москва, 2009 г.
003481486
РАН
Работа выполнена в Учреждении Российской академии наук Центре "Биоинженерия" Научный руководитель
Официальные оппоненты:
Ведущая организация
доктор биологических наук Игнатов Александр Николаевич
доктор биологических наук Пирузян Элеонора Суреновна
кандидат биологических наук Турова Татьяна Павловна
РГАУ Московская сельскохозяйственная академия (МСХА) имени К. А. Тимирязева
Защита состоится «¿¿£_»
2009 года в 15 ч 30 мин. на заседании
диссертационного совета Д.501.001.21 при Московском государственном университете имени М.В.Ломоносова по адресу: 119991, Москва, Ленинские горы, дом 1, МГУ, корп. 12, Биологический факультет, ауд. М-1.
С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке биологического факультета МГУ. Автореферат разослан «.¿¿¿л октября 2009 г.
Ученый секретарь диссертационного совета, к.б.н.
\J/'cJгs~J)
Пискункова Н.Ф.
ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ
Актуальность темы. По данным FAO доля бактериальных болезней в среднегодовых потерях урожая сельскохозяйственных растений составляет около 25% (FAO, 2005). Бактерии рода Xanthomonas поражают более 400 видов растений (Leyns et al, 1984), включая основные продовольственные и технические культурные растения. Род Xanthomonas включает более 27 видов (Vauterin et al, 1997), обладающих сходными физиологическими и генетическими признаками. В связи с отсутствием эффективных мер борьбы с бактериозами и недостатком устойчивых сортов растений ранняя диагностика бактериального заражения семян и посадочного материала является ключевым способом снижения вредоносности заболеваний. В большинстве случаев бактерии рода Xanthomonas специализируются на определенном роде или семействе растений, однако некоторые растения поражаются сразу несколькими видами фитопатогена, а некоторые виды бактерии заражают растения различных семейств и классов. В последние годы наблюдается усиление вредоносности бактериозов, что является результатом нескольких факторов: 1) появления новых штаммов фитопатогенных бактерий, которые поражают более широкий круг сельскохозяйственных культур; 2) глобального изменения климата; 3) распространения патогенов из-за расширяющихся международной торговли и туризма; 4) внедрения индустриальной технологии растениеводства (Ежегодник ГЭП, 2006). В связи с этим проблема идентификации фитопатогена становится все более актуальной при диагностике зараженности материала.
Недостатком официально рекомендованных методов диагностики является тестирование штаммов на одном таксономическом уровне и только для ожидаемой группы фитопатогенных бактерий. Кроме этого, диагностика фитопатогенов затруднена присутствием на растении эпифитных бактерий родственных видов (Vauterin et al, 1997). Применение интегрального анализа, куда входят фенотипические и молекулярные методы для всех таксономических уровней, позволит диагностировать штаммы не только ожидаемых групп бактерий, но и новых, потенциально вирулентных групп. Цель и задачи исследования. Целью работы явилась оценка разнообразия последовательностей ключевых генов и межгенных регионов ДНК у наиболее вредоносных в России видов бактерий рода Xanthomonas для последующей разработки диагностических молекулярных маркеров. Задачи исследования состояли в следующем:
1) Проанализировать коллекцию штаммов X. campestris, X. vesicatoria и других видов бактерий рода Xanthomonas и выбрать представительные штаммы для наиболее распространенных в Российской Федерации фенотипических/генотипических групп Xanthomonas.
2) Изучить фенотипическое разнообразие выбранных штаммов.
3) Определить последовательности таксономически важных генов (16S -рРНК, gyrB, cyt-P450 сем. CYP133B3/B4, ХссОООб, Хсс0007, avrXccC),
Г \: \
межгенных регионов (16S-23S рРНК ITS и Хсс000б-0007). Изучить генетически индуцированную делению гена авирулентности avrXccC, приводящую к изменению специализации патогена.
4) Разработать праймеры и протоколы ПЦР-диагностики фитопатогенных бактерий рода Xanthomonas на уровне рода, вида и патоварианта. Научная новизна работы. При выполнении настоящей работы впервые проведено комплексное исследование разнообразия последовательностей генов gyrB, cyt-P450 сем. CYP133B3/B4 и региона Хсс0006-0007 для представительного набора российских и коллекционных штаммов X. campestris pv. campestris и родственных видов бактерий рода Xanthomonas. Выявлены устойчивые меж- и внутривидовые различия последовательностей генов 16S рРНК, gyrB, cyt-P450 сем. CYP133B3/B4, межгенного региона 16S-23S рРНК ITS и региона Хсс000б-0007 для Xanthomonas spp..
Впервые обнаружены бактерии вида X. arborícela, поражающие крестоцветные, злаковые и сложноцветные растения, полифаговость (способность поражать широкий спектр растений различных семейств) которых связана с уникальным физиологическим свойством - утилизацией хинной кислоты. Впервые в России обнаружены штаммы X. campestris pv. raphani, поражающие пасленовые растения и относящиеся к расе 3 этого патогена. Для их диагностики предложены специфические праймеры на основе характерных нуклеотидных последовательностей региона ХссОООб-0007.
Установлены нуклеотидные замены в нуклеотидных последовательностях генов gyrB, cyt-P450 сем. CYP133B3/B4 и 16S-23S рРНК ITS и региона Хсс000б-0007, характерные для различных видов и внутривидовых групп бактерий рода Xanthomonas и пригодные для создания диагностических маркеров.
Созданы и апробированы маркеры для диагностики Xanthomonas spp. на различных таксономических уровнях: рода, вида, патоварианта, рас X. campestris pv. campestris и маркеры для успешной диагностики вида X. arborícela. На основании исследования полиморфизма нуклеотидных последовательностей изученных регионов предложены праймеры и пробы для диагностики видов и патовариантов Xanthomonas. Доказана связь изменения расы патогена X. campestris pv. campestris с делецией гена avrXccC, индуцированной заражением растения с геномом ABC (т.н."Brassica composita") и геном устойчивости Rxccl. Практическая значимость работы. Полученные результаты могут использоваться для оценки генетического разнообразия фитопатогенных бактерий рода Xanthomonas; диагностики, детекции и идентификации бактерий данного рода; разработки рекомендаций для молекулярной диагностики бактерий.
Апробация работы. Материалы были представлены на российских и международных конференциях: "Bioinformatics of Genome regulation and structure"-BGRS (Новосибирск, 2006); "2-ой Международной конференции по
болезням томатов" (Турция, 2007); "Международной конференции молодых ученых" (Киев, 2007); конференции "Вычислительная филогенетика и геносистематика" (Москва, МГУ, 2007); VIII молодежной научной конференции "Биотехнология в растениеводстве, животноводстве и ветеринарии" (Москва, 2008), а также на "Школе молодых ученых и аспирантов по молекулярной биологии-NOVA" (Финляндия, 2008). Публикации. Основные материалы, обсуждаемые в диссертации, опубликованы в 5 статьях (в т.ч. 1 статья в журнале списка ВАК) и 7 материалах конференций.
Объем и структура диссертации. Материалы диссертации изложены на 172 страницах машинописного текста и вкшочают 49 рисунков и 17 таблиц. Диссертация состоит из разделов: "Введение", "Обзор литературы", "Экспериментальная часть" (включает главы "Материалы и методы исследования", "Результаты и обсуждения"), "Выводы", "Список литературы", который содержит 25 отечественных и 340 иностранных наименования, и "Приложение".
Место проведения работы. Физиологическая и биохимическая характеристика штаммов бактерий проводились в Лаборатории бактериальных болезней ГНУ-ВНИИ фитопатологии РАСХН. Определение нуклеотидных последовательностей генов 16S рРНК, gyrB, cyt-P450 сем. CYP133B3/B4, avrXccC, межгенного региона 16S-23S рРНК ITS и региона Хсс000б-0007 было выполнено в Учреждении Российской Академии Наук Центре «Биоинженерия» РАН. Автор выражает глубокую благодарность Колгановой Т.В., Булыгиной Е.В., Кузнецову Б.Б., Матвеевой Е.В., Корневу К.П. и другим сотрудникам Центра «Биоинженерия» и ГНУ-ВНИИ фитопатологии РАСХН за помощь в выполнении работы.
ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ Объекты исследований. В работе была использована коллекция бактерий рода Xanthomonas (113 штаммов), предоставленная лабораторией бактериальных болезней ГНУ-ВНИИ фитопатологии РАСХН. Коллекция включала:
1. типовые штаммы видов X. campestris, X gardneri, X. oryzae, X. fuscans, X. malvacearum и X. vesicatoria, собранные в разных странах мира;
2. штаммы, определенные позднее какХ arboricola, выделенные в России из пораженных растений капусты, подсолнечника и зерновых;
3. штаммы X. campestris pv. raphani, выделенные в России из пораженных растений томатов.
Все бактерии были проверены на принадлежность к роду Xanthomonas с помощью оценки вирулентности на соответствующих растениях-хозяевах, диагностических биохимических тестов, ПЦР со специфичными праймерами или анализа нуклеотидной последовательности фрагмента гена MSpPHK. Проверка вирулентности. Растения выращивались в 15-см вазонах до стадии 3-5 настоящего листа и инокулировались методами опрыскивания и прищипывания края листа. Симптомы учитывались через 21 день после
заражения. Все использованные в работе штаммы вызывали системное или локальное поражение соответствующих растений в тепличных условиях. Биохимические тесты. Определение биохимических свойств проводили согласно методам, описанным в «Лабораторном руководстве по идентификации фитопатогенных бактерий», раздел "Xanthomonads" (Schaad et al, 2000), а также с помощью системы BIOLÖG («Biolog» Inc., USA), согласно рекомендованной производителем методике. Выделение ДНК. Для выделения препаратов суммарной клеточной ДНК бактерии культивировали на агаризованной среде Кинга Б при 28°С в течение 72 ч.. ДНК была выделена с помощью модифицированой методики щелочного выделения ДНК Бирнбойма-Доли (Birnboim and Doly, 1979) и набора для Wizard-технологии фирмы («Promega», США). Очистка ПЦР-фрагментов. Продукты ПЦР очищали от посторонних примесей при помощи электрофореза в 0.8% легкоплавкой агарозе с применением набора реактивов "Wizard PCRPreps" («Promega», США). Клонирование ПЦР-фрагментов. Выделенный ПЦР-фрагмент гена avrXccC клонировали в компетентных клетках Escherichia coli DHlOß с использованием наборов реактивов "pGEM-T and pGEM-T Easy Vector Systems" («Promega», США). Выделение и очистку плазмидной ДНК проводили с помощью набора "Wizard MiniPrep" («Promega», США). Выбор молекулярных маркеров и ПЦР. Молекулярно-диагностические маркеры (МДМ) были выбраны на основании анализа имеющихся в ГенБанке полностью секвенированных геномов Xanthomonas spp. и близкородственных бактерий. Фрагменты генов 16S рРНК, gyrB, cyt-P450 сем. CYP133B3/B4, межгенного региона 16S-23S рРНК ITS и региона Хсс000б-0007 были амплифицированы с использованием разработанных нами специфических праймерных систем.
Секвенирование. Прямое секвенирование (Sanger et al, 1977) нуклеотидных последовательностей генов 16S рРНК, gyrB, cyt-P450 сем. CYP133B3/B4, межгенного региона 16S-23S рРНК ITS и региона Хсс0006-0007 проводили с использованием специфических прямых и обратных праймеров. Фрагмент гена avrXccC клонировали в клетках Escherichia coli и затем секвенировали с применением универсального плазмидного праймера SP6 и набора реактивов BigDye Terminator v.3.1 Cycle Sequencing Kit («Applied Biosystems», США). Нуклеотидные последовательности определяли на автоматическом секвенаторе DNA Analyzer 3730 («Applied Biosystems», США). Биоинформационный анализ данных. Сравнительный анализ полученных нуклеотидных последовательностей с последовательностями базы данных ГенБанка проводили с помощью программы NCBI BLAST (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/BLAST) при вероятности случайного совпадения не более Ю'50. Процедуры выравнивания нуклеотидных последовательностей проводили с помощью программы CLUSTALW v. 1.75 (Thompson et al, 1997). Проверку и редактирование последовательностей вручную проводили с помощью редактора BioEdit v.7.0.5.3 (Hall, 1999). Подбор праймеров и проб
осуществлялся с помощью программ Oligo v.6.01 и AllelelD v.6.0 («Premier Biosoft International», USA).
Попарные генетические расстояния между последовательностями были определены по 2-параметрической модели Кимуры (Kimura, 1980). Построение филогенетических деревьев проводили с использованием различных методов: метода ближайшего связывания («neighbor-joining») (Saitou & Nei, 1987); невзвешенного парно-групового метода с арифметическим усреднением (UPGMA) (Sokal, Sneath, 1963); метода минимально эволюции (ME) (Saitou and Nei, 1987), реализованных в пакете программ MEGA 4.0 (Nei and Kumar, 2000). Статистическая достоверность полученных деревьев была оценена с помощью «бутстреп» («bootstrap»)-анализа путем построения 1000 альтернативных деревьев и дана в процентах от исходного значения.
РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ОБСУЖДЕНИЕ
Оценка фенотипического СФизиологического) разнообразия исследуемой коллекции бактерий рода Xanthomonas. Бактерии рода Xanthomonas имеют сходные фенотипические признаки, отличаясь лишь немногим по утилизации некоторых источников азота и углерода (L-лейцина, L-аспарагиновой кислоты, янтарной кислоты и а-гидроксибутановой кислоты) и другим физиологическим признакам. По результатам анализа 295 морфологических, биохимических и физиологических признаков бактерии рода Xanthomonas были разделены на 9 фенонов (Рис.1) (Mooter, Swings, 1990). Только штаммы видов X. fragariae, X. albilineans, X. populi, X. transhicens (X. campestris pv. graminis) и X. oryzae имели видоспецифичные фенотипические признаки. Для фенона 9 (X. campestris до реклассификации Vauterin, 1995) у штаммов, принадлежащих различным патовариантам (геномовидам), фенотипические признаки существенно не различались (были обнаружены сходные фенотипические характеристики). В то же время патоварианты (геномовиды) X. (campestris pv.) citri и X. {campestris pv.) vesicatoria включали штаммы с контрастными фенотипическими свойствами.
В данной работе был проведен анализ 44 штаммов X. campestris, выделенных из культурных и дикорастущих растений сем. Капустные, по 95 физиологическим признакам с помощью системы BIOLOG («Biolog» Inc., USA), всего 34 из них были вариабельны. При сравнении патогенных бактерий вида Stenotrophomonas (Xanthomonas) maltophilia и Xanthomonas spp. достоверные различия были найдены только по использованию штаммами рода Xanthomonas монометилсукцината, яблочной кислоты, L-аланин-глицина, L-фукозы и штаммами рода Stenotrophomonas L-пролина, тиранозы, лимонной кислоты.
Штаммы X. campestris обладали различной физиологической активностью и утилизировали от 40% до 81% диагностических источников углерода и азота. В целом степень физиологической активности соответствовала кластеризации штаммов, представленной на Рис. 2. Группа с активностью ниже средней включала типовой штамм X. campestris NCPPB5281 и ряд типичных для патоварианта X. campestris pv. campestris штаммов, в основном зарубежного происхождения. 4 штамма из России и США, обладающие также низкой физиологической активностью, вошли в кластер 2, соответствовавший группе ХссА (вызывает, как правило, бактериальный ожог) (Mguni, 1996; Massomo et al., 2003). Третий кластер был образован штаммами X. campestris pv. raphani и X. campestris pv. campestris из России, Бразилии, Канады, Танзании, Германии и Японии. Некоторые из них вызывали как сосудистый бактериоз, так и листовую пятнистость растений или поражали альтернативных растений-хозяев (штаммы X. campestris pv. raphani 5001-5003 из томата). Штаммы со средней активностью, вошедшие в кластер 4, были выделены на территории России и по профилю реакции сходны с т.н. X. campestris pv. abberance. Пятый кластер был сформирован наиболее активными штаммами и включал штаммы X. campestris pv. armoraciae и ряд культур X. campestris pv. campestris из России и Германии.
Разнообразие биохимических свойств штаммов вида X. сатрехМз, а также встречаемость сходной реакции у штаммов других видов ХамЪотопаз не позволяют использовать их для целей диагностики, но служит важным инструментом для оценки разнообразия популяции патогена. В работе были также изучены штаммы X. агЬопсо1а, выделенные из пораженных растений в России. Данный вид, помимо поражения косточковых культур, вызывает сосудистое поражение растений подсолнечника, капусты и подсолнечника, ячменя. Штаммы отличались отХ. сатре51т и других ХапЛотопаз врр. по способности утилизировать хинаты (соли хинной кислоты) по шикиматному метаболическому пути, характерному для растительной клетки, что, вероятно, и позволяло им поражать растения различных семейств. Данное свойство встречается у ряда других патогенных бактерий с широким спектром растений-хозяев.
Mooter, Swings, 1990 Vauterin et al, 1995
Рис. 1. Схематическое представление реклассификации видов рода Xanthomonas (согласно Vauterin et al, 1995).
расстояние
Рис. 2. Кластерный анализ методом Барда (Ward, 1963) 44 штаммов X. campestris по результатам утилизации ими 95 (34 вариабельных) источников углерода и азота.
Выбор нуклеотидных последовательностей для создания молекулярных маркеров. По литературным данным известно, что для патогенности бактериям рода Xanthomonas необходимо -100 генов, и еще от 400 до 500 генов влияют на уровень ее проявления (Qian et al, 2008). Гены, определяющие патогенность бактерий рода Xanthomonas, относятся к следующим функциональным категориям: гены транспортах систем II (Xps), III (hrp, avr, Хор) и IV типа (pilC, pilB), гены систем детоксикации (разрушение ЖК, вторичных метаболитов и дефензинов растения - cyt, FadB, KatE, Glutation S-transferase), гены трансмембранного транспорта (ТопВ и 7'олВ-зависимые рецепторы), гены синтеза ЛПС и ЭПС. Специфичность патогенеза определяется, видимо, составом генов-эффекторов, системой детоксикации (cyt-P450) и селекцией основных MAMP's (ЛПС, ЭПС, флагеллина, Trigger Factor, факторов элонгации) для ухода от взаимодействия с рецепторами неспецифической иммунной системы растения.
Для проведения работы были выбраны 2 типа молекулярных маркеров: 1) выеококоррелирующие с расстоянием между геномами и широко используемые для таксономических исследований; 2) участвующие, по литературным данным, в специализации фитопатогена на растении-хозяине (в патогенезе). Для диагностики на уровне рода/вида в качестве молекулярных маркеров первого типа применялись последовательности генов 16S рРНК, gyrli и межгенного региона 16S-23S рРНК ITS; второго типа - cyt-P450 сем. СYP133B3/B4. Для диагностики на уровне вида/патоварианта был выбран ген cyt-P450 сем. CYP133B3/B4 и регион Хсс0006-0007 (Игнатов и др., 2004), для расовой диагностики X. campestris pv. campestris - ген авирулентности avrXccC (Castañeda et al, 2005).
Генетическое разнообразие нуклеотидной последовательности гена 16S рРНК у рода Xanthomonas. Были амплифицированы и секвенированы 28 нуклеотидных последовательностей гена у штаммов, представительных для физиологических и географических групп или требующих подтверждения принадлежности к роду Xanthomonas. Длина секвенированной нуклеотидной последовательности составила 1522 п.о.. Полученные фрагменты ДНК были сравнены со 170 последовательностями 16S рРНК Xanthomonas spp., отобранными в базе данных NCBI. По выровненным последовательностям с помощью алгоритма минимальной эволюции (ME) было построено филогенетическое дерево, отражающее эволюцию анализируемого гена (Рис. 3). Топология полученного дерева имела значительное сходство с филогенетической структурой рода, установленной с помощью ДНК-ДНК гибридизации (Vauterin et al, 1995), и филогенией, полученной для типовых штаммов 20 видов Xanthomonas spp. на основе анализа фрагмента I6S рРНК (Hauben et al, 1997) rep-PCR и AFLP (Vauterin et al, 1995; Rademaker et al, 2000) анализа. Штаммы образовывали 2 отдельных достоверно различимых кластера (бутстреп 92%): группу «Xanthomonas I» и «Xanthomonas II». Группа «Xanthomonas /» включала виды X. campestris, X. cucubitae, X. oryzae, X. bromi, X. vesicatoria, X axonopodis. Группа «Xanthomonas II» включала виды X. codiaei, X. sacchari, X. albilineans, X. theicola, X. hyacinthi и X. translucens с достоверным значением бутстрепа (72%). Для 26 штаммов Xanthomonas spp., использованных в нашей работе, X. vesicatoria LMG 911Т и типового штамма X. campestris pv. campestris NCPPB 528т нуклеотидные последовательности гена 16S рРШ были идентичны. Для нуклеотидных последовательностей таких видов как X oryzae pv. oryzae LMG 5047т и X. axonopodis LMG 53 8T были найдены соответственно 2 и 10 нуклеотидных замен. Изучаемые нами штаммы X. arboricola и X. campestris pv. raphani принадлежали роду Xanthomonas, группе Xanthomonas I, подгруппе 1 и имели идентичные с X. campestris нуклеотидные последовательности. Таким образом, вследствие высокой консервативности, применение гена 16S рРНК для оценки и изучения филогении на уровне ниже рода может привести к ошибке. Так, для большинства видов группы I было невозможно выделить специфичные нуклеотидные замены. Таким образом, ген 16S рРНК может быть использован для диагностики Xanthomonas spp. только на уровне рода и
it
группы (I и II) видов. Достоверные отличия между генами РНК малой рибосомальной субъединицы у видов группы I и II и высокое сходство последней со штаммами рода Stenotrophomonas подтверждают недавно сделанное предположение о полифилетичности данного рода в его нынешнем составе (Young et al, 2009).
X campestris (43 штаиш) +X сжшЬИае 1MG690+ X vesicat)rkt (3) X сугшгае (2)+"X arboricoh- {¡9}
-Xpcpuh
j X arbancob KMP35 It hortomm Ш3733 • X oryzaa (10) X cussaxx IM0673 . XfiagirviQ) X. bromt 1MW47 X ptsi LMGS47
"X amncpodis " (29J+X citri (3)+X mahaceantm (9) X vasUxUt (4)+X ewBlcaaria (4)X oxbitt (2)+X vasatbwm (13) -X a&rapcAs КШ31П
> <Xh
JX mmshcera (29)+X Aetcota 1MGS6S4 +X кухЫЫ IMCF719
X atoinxms (12)+X sacchari (4)
НЯОВВВЗ X rvtrojlgxus (1)+S maltophiUa (6)
Шг
Рис. 3. Филогенетическое дерево, построенное на основе данных сравнительного анализа нуклеотидных последовательностей фрагментов гена 16S рРНК бактерий рода Xanthomonas с использованием алгоритма ME. Масштаб соответствует 0.2 заменам на 100 пер оснований (эволюционным расстояниям). Цифрами показана статистическая достоверность порядка ветвления (в %), определенная с помощью «bootstrap»-aHanu3a 1000 альтернативных деревьев. В скобках дано количество штаммов, сгруппированных вместе. Группы «Xanthomonas I» и «Xanthomonas II» обозначены «Х.1» и «XII», соответственно.
Генетическое разнообразие нуклеотидной последовательности 16S-23S рРНК ITS. Наряду с геном 16S рРНК для таксономических изучений и идентификации бактерий рода Xanthomonas на уровне вида (Yamamoto, 1999) широко применяется нуклеотидная последовательность I6S-23S рРНК внутреннего транскрибируемого межгенного региона (ITS) рибосомального оперона (Goncalves and Rosato, 2002).
Для изучения генетического разнообразия нуклеотидных последовательностей 16S-23S рРНК ITS были взяты штаммы Xanthomonas spp., использованные в работе с геном 16S рРНК. С помощью праймеров 11-
27F/530R были амплифицированы и определены нуклеотидные последовательности длиной 500-550 п.о. (100% полной последовательности), которые затем были сравнены со 173 нуклеотидными последовательностями 16S-23S рРНК ITS Xanthomonas spp., отобранными в базе данных NCBI. По всем последовательностям были рассчитаны попарные генетические расстояния (2-параметрическая модель Кимуры) и с помощью метода UPGMA проведена группировка штаммов (Рис. 4).
i X campestris (32 штамиа)+Х vastcola (4) П +"Х arbortcoh- (19)
11.1 ХсисшЬиае Ш0690 +Z grnbsrt (б)
Xwslcatorta (3)+Х vlltaw (3)+Х агЬоПсоЬ (2)
IX campestris (23 штхииа) М ItZ orjzaa (10)+Х carolae (2)+Х zinroae (I)
r~X hortonm Ш3733 Ьгаяй 1MG94J . I X cassavas ШС673
J -X melaas [MW670
,,П -¡Cfra&rias (2)
ЧЦХ mabacsamm (9)+Х smttktt (4)+Х мйая ЧС/га@зпае
"X (29)
-X. xascubmm IBSBF72i _^Хст(3)+Х phaseoit (2)
} «Х.1»
3 -^ХтаЬкктгцт (9)
alfalfas (4) +Х euwsicabria (4) IT axhaei (2)
X sac&ari (3)
sacckiri IBSSF1656 X aMtnems (12) Xthekola 1MGS6S4
■X hyacinth! 1MG739 X tnmshians (29) Ц £ nallopkiha (7)
чХ.11»
o.oi
Рис. 4. Кластерный анализ, полученный на основе сравнительного анализа нуклеотидных последовательностей межгенного региона 16S-23S рРНК ITS бактерий рода Xanthomonas с использованием алгоритма UPGMA. Масштаб соответствует 1 замене на 100 пар оснований (эволюционным расстояниям).
Топология полученного дерева имела значительное сходство с филогенетическими деревьями, полученными для 16S рРНК и 16S-23S рРНК ITS типовых штаммов 20 геномовидов (Goncalves and Rosato, 2002). Так же, как и при анализе гена 16S рРНК, штаммы рода Xanthomonas были достоверно разделены на 2 группы: «Xanthomonas I» и «Xanthomonas II». Разделение по группам «Xanthomonas I» и «Xanthomonas II» шло в зависимости от наличия/отсутствия вставки в 16S-23S рРНК ITS, специфических нуклеотидных замен или делеций/вставок. З'-конец в районе 469 - 484 нуклеотидов у большинства штаммов различных видов отличался высокой степенью полиморфизма. У группы «Xanthomonas I» нуклеотидные
последовательности гена tPHK*"* были идентичны на всем протяжении (7579 п.о.), в то время как группа «Xanthomonas II» имела единичные нуклеотидные замены в позициях 10, 69, а также 4 делении. Последовательности гена тРНКИле (73-79 п.о.) и межгенных регионов МТР1, МТР2 и МТРЗ имели вариабельные нуклеотидные последовательности. Группа «Xanthomonas II» имела единичные нуклеотидные замены и делеции в позициях 17, 59,68-69. Нуклеотидные замены носили случайный характер. Однако сходные замены нуклеотидов встречались одновременно у разных видов Xanthomonas spp., что затрудняло оценку генетического разнообразия и идентификацию видов по данной последовательности. Штаммы X. campestris на филогенетическом дереве был разделены на 2 отдельные группы: 1 - включала 32 штамма X. campestris, а также близкородственные виды X. vasicola и X. arboricola; и 2 - была представлена 23 штаммами X. campestris и видами X. oryzae, X. carotae, X. zinniae. Данное разделение свидетельствует о генетическом разнообразии последовательности 16S-23S рРНК ITS внутри видаХ. campestris.
Как известно, регион I6S-23S-5S рРНК представляет собой оперон (Srivastava and Schlessinger, 1990). Для рода Xanthomonas вторичная структура данного оперона ранее не была изучена. По результатам исследования в данной работе предложена модель вероятной вторичной структуры оперона 16S-23S-5S рРНК для бактерий данного рода (Рис. 5). Нами была определена нуклеотидная последовательность антитерминаторного ЬохА-ЬохВ региона для рода Xanthomonas - 5'-ATGTTCTTTKAY-3' (длина 11 п.о.), которая способна давать информативные фингерпринты для различных патовариантов и штаммов Xanthomonas spp. по аналогии с последовательностью box А энтеробактерий (Louws et al, 1995).
Таким образом, нами было показано, что ген 16S рРНК и межгенный участок 16S-23S рРНК ITS могут быть применены для успешной диагностики бактерий только на уровне рода Xanthomonas, групп видов, а также отдельных видов «Xanthomonas II». Для проведения успешной диагностики бактерий на более низком таксономическом уровне вида и патоварианта требуется использование иных молекулярно - биологических маркеров, таких как протеин-кодирующие гены, детерминирующие различные процессы метаболизма, а также патогенеза.
Рис. 5. Вероятная вторичная структура оперона 16S - 23S - 5S рРНК для штаммаХ. campestris pv. campestris АТСС33913. Консервативные участки для рода Xanthomonas обозначены К1-К5, вариабельные - В1-ВЗ, позиция промоторной области (TATA - блок) - Р, антитерминаторная область обозначены и в лидерном, и в спейсерном регионе - ВохА, ВохВ. Гены 16S рРНК, 23SрРНК, 5S рРНКтРНК*"" и тРНЕ^е обозначены треугольниками.
Генетическое разнообразие нуклеотидной последовательности гена evrB. В качестве таксономического маркера видовой принадлежности штаммов был выбран ген субъединицы бета ДНК гиразы (далее gyrB). Он является надежным маркером, часто применяемым в настоящее время для изучения филогении бактерий на таксономическом уровне рода-вида и, иногда, патоварианта (Yamamoto et al, 1996,1997,1998,1999). С помощью праймеров F5063-R6500 и F6361-R7437 нами были амплифицированы и секвенированы фрагменты гена gyrB общей длиной 2395 п.о. (97.96% всего гена) для 113 штаммов и с помощью метода ближайшего соседа (NJ) построено филогенетическое дерево, показанное на Рис. 6. Топология полученного дерева имела значительное сходство с филогенетическими деревьями, полученными для 16S рРНК и 16S-23S рРНК ITS. Анализ выявил межвидовые и внутривидовые различия между видами X. campestris, X. vesicatoria, X. oryzae, X. fuscans, X. malvacearum, X. albilineans. В результате кластерного анализа полной последовательности гена было выделено 3 достоверные группы X. campestris pv. campestris. Группа 1 объединяла 41 штамм с бутстрепом 99%, включая типовой штамм X. campestris pv. campestris NCPPB5281. Группа 2 включала штаммы X. campestris pv. campestris 1385-1391. Группа 3 включала штаммы, выделенные из капустных
культур в США (AT. campestris pv. campestris PHW117), X. campestris pv. raphani NCPPB19461 и штаммы X. campestris pv. raphani (5001 - 5003), выделенные из растений томата в Северо-Кавказском регионе РФ. Штаммы X. arboricola (1392-1397, С-3, 5-4, 3,26, F-4, Y3004) выделялись в отдельный кластер с уровнем достоверности 99% и образовывали по результатам анализа 2 группы. Группа 1 «X. arboricola» содержала штаммы, выделенные в Краснодарском крае в 2006 г. (1392-1397), группа 2 - штаммы, выделенные из подсолнечника (С-3,5-4,3,26, F-4) и ячменя (Y3004).
J X campestris pv. cavpestris (41 ишаел}
Л К. campestris pv. campestris 1383-1391 -X campestris рv. campestris 1344 -X campestris pv. campestris ¡376 ~X campestris pv. campestris 1349 -X campestris pv. armaracto 2S6Q X campestris pv. campestris 1711 X campestris pv. campestris G&lif — X campestris pv. campestris 23 J W X сampestris pv. campestris PHW117
X сampestris pv. raphani HCPPB19461 "X. campestris pv. raphani' 3001 X campestris pv. campestris 305 "X arboricola" ¡393 "X arboricola" ¡397 92 "X arboricola" 1393 , "X arboricola" ¡396 Д "X arboricola" ¡392
_raj "X arboricola" ¡394
J i-"X arboricola" 73004 Ц|-"Х arboricofo" 5-4 ЩГХ arboricola" 3 2 И[ 'X arboricola" У-4 99 "X arboricola" C3 "X arboricola" 26 fX orjacúla tXT№13tSt tX orjücola BLS256 «Хотугмрт.йугм (3) •X prráneri :,Xvesícal<rrla324 X vesicatoria 322 'X vesicatoria 56 -Xvestcaloria83-10 X focara HS¡924a XJbscans 366 iX mahtacaarum (3} •X aMineara СРВРСЯ SI mallophilia £279a
\2
> X campestris
tX arboricola*
"о? ой оЙ Й 5$ йп Рис. 6. Филогенетическое дерево, построенное на основании сравнительного анализа нуклеотидных последовательностей гена ¡угВ бактерий рода ХаЫкотогт с использованием алгоритма Ш. Масштаб соответствует 2 заменам на 100 пар оснований.
В 2008 году Паркинсоном и др. было проведено секвенирование 3' — конца гена %угВ длинной 530 п.о. для всех известных видов бактерий рода ХапЛотопах (203 штамма), что позволило создать статистически значимую выборку для проведения видовой идентификации штаммов.
Нуклеотидные последовательности гена %угВ из ГенБанка были сравнены со 113 последовательностями штаммов ХапЖотопаз эрр., полученными в данной работе. По всем последовательностям были рассчитаны попарные генетические расстояния (2-параметрическая модель Кимуры) и с помощью метода ближайшего соседа (N1) построено филогенетическое дерево, представленное на Рис. 7.
X aliaUae. X. veriorans. X «^vesicatoria. X. betlicolc
щ
vassitiorae NCPPB23461 mamhotis NCPPBI8341 . vhaseoli NCPPB30Í3 X benniae NCPPB30031 ' згогопй ÑCPPB3SS6I _ mulonis NCPPB 34341 . . .Jantanae NCPPB] 4S5t
~--X-Vnonods NCPPB4S7t
i—IXJuscans
9(Я axmoiKxíii "
82--~Z bronú NCPPB43431
^ jr vaiculomm ,У UX vaneóla —Zo*Xorvzae
-ztr— X caimxstris m. camiabisNCPPB2S77t
_Xigeromaailansximae NCPPB2439Í
Z fraeoriat NCPPB!469t 911 X Pig 762
rH --ГХ campestris ок. laurel ion NCPPB1155l
X cammutris m. tucalvuti ЖГРВШП X vesicatoria ,
iXarboricola NCPPB4I ll íf X arboricola эт. ñaparía LMG19l45t arboricola" 21004
camuestris m. arracadas KCPPB243Ct - campestrispr. cannaa NCPPB4345t i
¡Xarboricola vr. corvlina JCMPS72C ]XarboricoIanv.celebensisNCPPB1132l I
Z arboricola'1 F-4 arboricola m. nnin' JICPPB4I6t caaaestris m. mrtionae NCPPBI932t I
~ arboricola" 1394
f... arboricola" 1397 1
cairmestris vv. exilien« 1ICPPBJ19Q camnestris DV xantedeschiae NCPPB297ÍI
*Zcaimestnspv. camnestns С112гитамиов) X. camuestris pv. abberans NCPPE29SSt X arboricola pv. voaM NCPPB245t X camoestris pv. canwestris. >345 X. canotstriz от. camoestriz ¡349 ~~~ X camvestris vv. ccennestrís 1344 X campesiris vv. campestris 1379 Zcampestris pv. papqvmcdgNCPPB297U. J" Zcampestrisvv. rapto " Í\JC camnestris rv. rapha¡_. 1 X campestris pv. raphartí
' tZ arboricola»
¡I5Q01 4ifíCPPBI946t
У tZ campestris pv. raphaní*
LXcamvestrispv. vlaxtaviristtCPPBlOSlt
X Doruli NCPPB29S9I X hartarían w. Mlareonii Zhortorumvv. tarazadHCPPB940t heteras NCPPB9Í9t
Z hórtorum pv.
X. ст&аг NCPPB435ít cucurbitae
e 1КРРВ42Я
X codiaci КСРРВ435П X cassavat NCPPB 1011 X translucens -X hracimhi NCPPB399I X ékco¡aNCPPB43S3t —**~X sacchari
Z albilinems Sf. maltophilia K279a
Рис. 7. Филогенетическое дерево, построенное на основании сравнительного анализа нуклеотидных последовательностей 3'-конца гена gyrB бактерий рода Хап1Иотопа$ с использованием алгоритма Ш. Масштаб соответствует 5 заменам на 100 пар оснований.
Все российские штаммы X. arboricola достоверно были сгруппированы вместе с типовыми штаммами X. arboricola. Внутри данной группы выделялось 3 кластера. Первый состоял из штаммов X. arboricola 1392-1397, патогенных для капусты. Второй включал штаммы X. arboricola С-3, 5-4, 3, 26, F-4, патогенные для подсолнечника и капусты, и третий - штамм X. arboricola Y3004 являлся патогеном ячменя.
Появление X. arboricola в России как патогена новых видов растений одновременно с усилением вредоносности этого вида в зонах традиционного распространения патогена (Закавказских и Балканских странах, Средней Азии, Китае, США, Австралии и Африке) позволяет предсказать расширение ареала патогена на север Европейской части РФ, а также дальнейшее увеличение числа поражаемых видов растений. Появление нового слабо специализированного фитопатогена, вероятно, переходящего с культуры на культуру, затрудняет борьбу с ним агротехническими методами и снижает эффективность контроля чистоты семенного материала. Нами была проанализирована зависимость таксономического разрешения филогенетического дерева, построенного по последовательности гена gyrB штаммов Xanthomonas spp., от длины и локализации фрагмента гена. Было проведено сравнение разрешающей спобности фрагментов гена gyrB различной длины, применяемых в работах Паркинсона (2008) (~530 п.о. -обозн. фрагмент А) и Янга с коллегами (2008) (-850 п.о. - фрагмент Б), и почти полного гена, секвенированного в данной работе (фрагмент В). Исследование полиморфизма (энтропии) нуклеотидной последовательности гена gyrB для 113 штаммов, используемых в данной работе, было выполнено в программе BioEdit и представлено на Рис. 8.
По результатам проведенного анализа было установлено, что фрагмент А обладал более высоким средним уровнем энтропии по сравнению с двумя другими. Доля вариаций, рассчитанная в программе DNAsp v.5 (Rozas et al, 2009) для данного фрагмента, составила 62.4%, для фрагментов Б и В она была равна 52.1% и 40.6%, соответственно. В то время как для полной нуклеотидной последовательности гена, без учета делеций, было выявлено 794 (35.8%) полиморфных сайтов, для фрагмента с 3'- конца гена - 340 сайтов с заменами (63.3%). Уровень гомологии между отдельными видами по полной последовательности и для фрагмента гена был практически одинаковым и варьировал от 74.1 до 100.0 %, среднее значение - 87.0%.
1s
Рис. 8. Распределение уровня полиморфизма (энтропии) по нуклеотидной последовательности гена gyrB (фрагменту В) для 113 штаммов. Серой тонкой линией отмечено распределение уровня энтропии на одной нуклеотидной позиции. Черной жирной линией представлено распределение среднего уровня полиморфизма по длит фрагмента для 100 п.о.. Вертикальными пунктирными линиями обозначены границы фрагментов А и
Б-
По результатам анализа последовательностей гена gyrB, секвенированных нами, и фрагментов гена, помещенных ранее в базу данных (Young et al, 2008), были найдены характерные нуклеотидные замены для X. arboricola. На основании этого была разработана система олигонуклеотидных праймеров (XarF-XarR), прошедшая проверку на специфичность для представителей видаХ arboricola (Рис. 9).
123456789
Рис. 9. Электрофоретический анализ амплификации фрагмента гена gyrB с праймерами XarF и XarR Стрелкой указан целевой фрагмент. М - маркер молекулярной массы ДНК (1Щ. Цифрами обозначены: 1-маркер молекулярной массы ДНК (1 kb); 2-ДНК X. arboricola Y3004; 3-ДНК X. arboricola F-4; 4-ДНК X. arboricola 1397; 5-ДНК X. campestris pv. campesris 528Т; 6-ДНК X. oryzae pv. oryzicola NCPPB1585T; 7-ДНК X. vesicatoria pv. vesicatoria NCPPB422 ; 8-ДНК Pseudomonas syringae pv. syringae PS32; 9-ДНК Erwinia carotovora ER1;
Генетическое разнообразие нуклеотидной последовательности региона Хсс0006-0007. Для дальнейшего исследования был выбран характерный для рода Xanthomonas регион Хсс000б-0007. В работе, проведенной в 2004 году Цыганковой С.В. с сотрудниками, было показано, что последовательности
генов ХссОООб и Хсс0007 обладают высокой видоспецифичностью. Эти два функционально важных гена имеют вариабельный межгенный регион, выполняющий, вероятно, функцию промотора или регулятора транскрипции для региона Хсс0007-ТопВ.
Для 113 штаммов были получены полные нуклеотидные последовательности региона Хсс000б-0007 длиной 1971 п.о.. Филогенетический анализ показал четкие межвидовые и внутривидовые различия среди штаммов X. campestris, X. vesicatoria, X. oryzae, X. malvacearum, X. fuscans (Рис. 10). Разделение по группам шло в зависимости от наличия/отсутствия вставки в межгенном регионе Хсс000б-0007, а также от специфических нуклеотидных замен в самом опероне. Регион с З'-конца от 25 до 49, от 500 до 570 и от 1255 до 1290 нуклеотида региона Хсс000б-0007 у большинства штаммов отличался высокой степенью полиморфизма. Полиморфные участки и нуклеотидные замены наблюдались как у разных видов Xanthomonas, так и внутри вида X. campestris. При этом значительная доля изменений была связана с транзициями (замены G или А на С или Т) и трансверсиями (замены С на Т).
| X ca**p*sirh pv campestris (41 и/люмм}
ЯрХcamp&Jrtspv. campestrts 1344
' ...................X campestrispv. campestris 1376
X campestrispv. campestrts 1711 X campestris pv. campestris PHWU7
-»X campestris pv. campestris CK -X campestris pv. campestris PHW231
EX campestris pv. raphaiti 194ót <X campestrispv. rqpfianti 5001 «Хеафвм* ~ tX campestrisps. гщка/й» SCC2 J
X campestris pv. campestris 1349 pí campestrispa. campestris CAL53-4 p^jjpX campestris pv. campestris HMZ79a 99¿¡4X campestris pv. ampestns 13 KJ-1391 X campestris pv. campestris 101 X campestris pv. campestris Sm56 •X práuri 441 gardneri Al COI X vesicatoria Se Xvestatirta324 X tardneri QA-2 X vascuíomm (.2 шяааш) rX ariorkvb» Y3Q04 1 3
<X arbcricola» F-4 — <X arbcrlcola» 26 eX arborícela» 3 iX arbcricola» С i <X arbcricola» 5~4 tX arbortcoia» 1392 eX arbcrlcola» 1394 LL cX arborícela» 1396 И1 tX arborícela» 1397 arbortcoia» 1395 tX arbcricola» 1393
X ory¿ae (S штаммов) -X ewestartorkj tS-10 X ctíri HK1924a X rnak/ocaanm (биовашем)
•■иг*
Рис* 10. Филогенетическое дерево, сравнительного анализа нуклеотидных Хсс0006'0007 для бактерий рода ХагйИотопаз с использованием алгоритма Ш. Масштаб соответствует 1 замене на 100 пар оснований.
построенное на основании последовательностей рёгиона
Гтетическое разнообразие нуклеотидной последовательности гена су(-Р450. Нами были исследованы геномы Xanthomonas spp. на наличие генов NADPH (альфа, бета форм) и цитохромов Р-450 - акцепторных частей, необходимых для успешной работы фермента монооксигеназы. Ген цитохрома Р-450 семейства CYP133B3/B4 (cytP-450, Biol, cytochrome Р450 hydroxylase) был консервативен и найден у всех видов Xanthomonas, кроме X. oryzae, что, вероятно, связано с субстратоспецифичностью фермента, кодируемого данным геном (Gross, 1989, Otomo et al, 2004, Reuben J.P., 2006). На консервативные регионы гена cyt-P450 сем. CYP133B3/B4 были созданы 2 праймерные системы: первая - специфическая для рода Xanthomonas (CYP133 F1+R1), вторая - специфическая для вида X. campestris (CYP133 F2+R2), которые прошли свою проверку на специфичность на 113 штаммах Xanthomonas и других близкородственных гаммапротеобактериях (данные не представлены). Для 43 штаммов X. campestris, 4 штаммов X. arboricola (С-3, 5-4, 3, 26) и штамма X. gardneri GA2 были определены нуклеотидные последовательности гена cyt-P450 сем. CYP133B3/B4 длиной 655 п.о. (50% всей нуклеотидной последовательности), полученные с помощью праймеров CYP133 F2+R2. С помощью алгоритма ближнего соседа (NJ) было построено филогенетическое дерево, показанное на Рис. И.
X campestris pv. campestris 1411 X campestrispv. campestris 141S X campestris pv. campestris £004 ret X campestrispv. campestris ATCC3391] ЛТ campestris pv. campestris 1126 X campestris pv. campesins 6004 X campestris/.v campestris S004 act X campestris pv. campestris FBI 003 X campestris pv. campestris S212(-) X campestris pv. campestris 1277 X campestrispv. campestris 5212(+} X campestrispv. campestris Kk
• X campestris pv. campestris BlOO
• X campestris pv. campestris JTRBP/LS ,-XarborKoi,~3 -x artonoh-J X arboricola" S-4 мтпхяш
■X arbonoola-26 V «июгжы
1'X arboricola" C-3 j гюдсамъию
- X campestris pv. campestris ¿004 p X campestrisprt. campestris 147 j X campestris pv. campestris 402 , X campestris pv. campestrtill329 j X campestris pv. campestris 11390
X campestris pv. campestris 101
- X campestris pv. campestris 33440 " X campestris pv. campestris HR1231 г X. campestris pv. campestris 30S [i X campestris pv. campestris 1349 4X campestris pv. campestris 1344
76 X campestris pv. campestrisNCPPBl7Ua T" X campestris pv. campestris CAL40-1 -i „ , . Tj-K campestris pv caiSpestris СШ0-2 ШыфсрЫсше
X campestris pv. campestris FB1002 J unuuu _r- X campestris pv. campestris VCPPBS2St r^i ampestrisjrv. camxstris ИЯ1223!
|-X campestris pv. raptani 19461
v- eX campestris pv. raphantj 5002 '— eX campesHspv. raphant* 5001 • X gardneri Gi2
У"Х campestris pv. I raptani"
a.ts 0.02 14i o.fli 6.Й1
ГПо
Рис. 11. Филогенетическое дерево, построенное на основании сравнительного анализа нуклеотидных последовательностей гена су>11'-450 сем. СУР133ВЗ/В4 для бактерий рода Xanthomonas с использованием алгоритма Ш. Масштаб соответствует 0.5 заменам на 100 пар оснований.
Филогенетический анализ показал четкие межвидовые различия штаммов X. campestris и X. gardneri GA2. Разделение по видам шло в зависимости от наличия специфических нуклеотидных замен в нуклеотидной последовательности. Внутри вида X. campestris с уровнем бутстрепа 62-83% выявлялись группы X. campestris pv. raphani, X. campestris, выделенные из дикорастущих крестоцветных растений в Калифорнии, и типовые штаммы X. campestris pv. campestris NCPPB528T=ICPPB1223T. Неожиданно с существенной степенью достоверности с последовательностями вида X. campestris были сгруппированы штаммы X. arborícela, патогенные для подсолнечника и капусты.
Изучение изменения бактериального Фенотипа. Деления гена авирулентности avrXccC. Вероятные механизмы инсерции и делении данного гена. А. Кастанеда с коллегами (Castañeda et al, 2006) обнаружили ген авирулентности avrXccC, отвечающий за авирулентную реакцию с геном устойчивости Rxccl, типичным для дикорастущих крестоцветных растений. Данный ген выявлен у X. capestris pv. campestris рас 1,3 и 4 (Игнатов, 2006), принадлежит к семейству avrB генов и имеет уровень сходства более 79% по всей аминокислотной последовательности с геном-эффектором avrBPph3221 из Р. syringae (avrPphC gbAAV68743.1; Linderberg et al, 2008; Yucel et al, 1994). Ген необходим для экспрессии 48кДа белка-эффектора специфического узнавания растения-хозяина фитопатогенной бактерией (Wang et al, 2007).
Игнатовым й др (2002) было обнаружено измененение расы X. campestris при заражении устойчивого генотипа растения Brassica composita {Rxccl+, геном ABC). В данной работе было доказано, что изменение расы происходит в результате индуцированной делеции гена avrXccC в геномах X. capestris pv. campestris рас 1, 3 и 4. Удаление гена было связано с нахождением во фланкирующих межгенных участках коротких инвертированных и палиндромных повторов (Рис. 12).
2Ю1И8 2491315 2«4702 24Ш9
А
З^ОШКЮ-З-
Рис. 12. Вероятная схема индуцированной делеции гена. Делетируемые участки обозначены серой пунктирной линией. Серыми цифрами рядам с пунктирной линией выделены координаты точек делеции.
Наличие СС - богатого палиндромного повтора (ССССССА) длиной 7 п.о. является необходимым и достаточным условием для образования шпилечной
структуры (стема) (Nag and Petes, 1991). Зеркальный повтор GCCGGC необходим для узнавания сайт-специфичной эндонуклеазой типа II патогена или растения, что необходимо для индуцированной делеции гена (Rocha et al, 2001; Fuglsang, 2003).
На Рис. 13 предложены вероятные точки встраивания гена avrXccC в геном X. capestris pv. campesíris с помощью коинтеграз и транпозаз. Сайт встраивания (инсерции) - позиции 2491916 п.о. и 2493750 п.о. Учитывая, что данный ген присутствует в геноме фитопатогенных бактерий рода Pseudomonas с высоким уровнем сходства, созданные для него праймерные системы могут быть использованы для диагностики только совместно с родо- или видоспецифичными молекулярными маркерами.
Рис. 13. Вероятные точки встраивания гена ачгХссС в геном ХаШатопак сареягга рю. campesíris рас 1, 3, 4. Встроенный регион обозначен серой пунктирной линией. Серыми цифрами рядом с пунктирной линией выделены координаты точек встраивания.
Создание молекулярных маркеров для диагностики бактерий рода Xanthomonas на различных таксономических уровнях. Проведенные исследования полиморфизма и сравнение филогенетических отношений по нуклеотидным последовательностям изученных молекулярно-генетических маркеров (gyrB, Хсс000б-0007, cyt-P450 сем. CYP133B3/B4) с существующей в настоящий момент филогенией, полученной по последовательностям 16S рРНК и 16S-23S рРНК ITS, выявили диапазон применимости их для диагностики Xanthomonas spp. на различных таксономических уровнях. По результатам проведенных исследований все созданные нами праймерные системы прошли проверку на специфичность. Данные представлены на Рис 14.
Род
Групла видов
Вид Патовар Раса Штамм
Созданы праймерные системы для:
Xanthomonas sp.
Xanthomonas sp. «X atboricola»
Xanthomonas sp.
tX. canpestnspt. raphesa»
Xanthomonas sp. :
X. campestnspv. campeZns \
X. cawpestrispv. campzAiis РвСЫ1,3,4 US.Omui
Анализ протеин-кодирующих генов и MLST dp
ХссОООб-0007
cyt-P4S0 сем. CYP133B3/B4
Рис. 14. Диапазон применимости последовательностей исследованных регионов для диагностики бактерий рода ХапЛотопся на различных таксономических уровнях. Слева даны те таксоны, для диагностики которых в данной работе созданы праймерные системы.
выводы
1. Впервые проведен анализ генетического разнообразия последовательностей генов gyrB, cyt-P450 сем. CYP133B3/B4 и региона Хсс0006-0007 для 113 штаммов X. campestrís pv. campestris и родственных видов Xanthomonas, представляющих популяции патогенных бактерий в РФ. Установлены нуклеотидные замены, характерные для видов X. arborícela, X. campestris, X. vesicatoria и внутривидовых групп X. campestris, пригодные для создания специфичных ПЦР-маркеров.
2. Впервые обнаружены штаммы вида X. arboricola, поражающие сельскохозяйственные злаки, крестоцветные растения и подсолнечник. Создана система ПЦР-праймеров для их диагностики.
3. Впервые в России обнаружены штаммы X. campestris pv. raphani, поражающие пасленовые растения, и проведен комплексный анализ их физиологических и генетических свойств.
4. Впервые установлен факт делеции гена авирулентности avrXccC у X. campestris pv. campestris, индуцированной заражением растений с комплементарным геном устойчивости Rxccl.
Список опубликованных работ:
1. Лунина Н.В.. Зотов B.C., Кузнецов Б.Б., Игнатов А.Н.. Оценка генетического разнообразия межгенного транскрибируемого региона 16S-23S рРНК, гена gyrB и разработка ПЦР диагностики фитопатогенных ксаитомонад. // Вестник МГОУ. Серия «Естественные науки», -2008. -№2. -С. 3-17.
2. Матвеева Е.В., Пунина Н. В.. Игнатов А.Н. Пехтсрева Э.Ш., Политыко В.А., Шаад Н.В.. Оценка генетического разнообразия генов 16s рРНК, gyrB и межгенных транскрибируемых регионов 16s-23s рРНК и Хсс0006-0007 бактерий рода Xanthomonas. // 50 лет на страже продовольственной безопасности страны. Юбилейный сборник трудов ВНИИ фитопатологии. Ред. С.С. Санин и др. ISBN 978-5-9901423-1-2. -2008, -С. 329-346..
3. Игнатов А.Н., Корпев К.П., Пунина Н.В., Мокрякова М.В., Мазурин Е.С., Карлов A.H.. Основные направления развития методов диагностики фитопатогенных микроорганизмов И Доклады ТСХА. -2009. В. 281. С.22- 24.
4. Punina N.V.. Ienatov A.N. Pekhtereva E.Sh.. Kornev K.P., Matveeva E.V.. Polityko V.A., Budenkov N.I., and Schaad N.W. Occurrence of Xanthomonas campestris pv. raphani on tomato plants in Russian Federation. // ISHS-808 Acta Horticulturae. Proceedings of the IInd International Symposium on tomato disease (8-12 October 2007). Ed.: H. Saygili, F. Sahin, Y. Aysan. ISBN 978-90-66057-11-1.-2009,-P. 287-290.
5. Kornev K.P., Matveeva E.V., Pekhtereva E.Sh., Polityko V.A., Ignatov A.N.. Punina N.V.. Schaad N.W.. Xanthomonas species causing bacterial spot on tomato in Russian Federation. // ISHS-808 Acta Horticulturae. Proceedings of the IInd International Symposium on tomato disease (8-12 October 2007). Ed.: H. Saygili, F. Sahin, Y. Aysan. -2009. ISBN 978-90-66057-11-1. -P. 243-245.
6. Ignatov A.N., Punina N.V., Tsygankova S.V., Nikolaeva E., matveeva E.V., Boulygina E.S., Kuznetsov B.B., Schaad N.W.. DNA polymorphism of 5'-end regulatory region of tonB gene in Xanthomonas is associated with host range of the plant pathogens. // Abstract and Proceedings of the 7th conference of the European foundation for plant pathology and British society for plant pathology presidential meeting (5-10 September 2004): Discovery, Development and delivery in plant pathology. Ed.: Wale S. -2004. Материалы конференции, -С. 49-50.
7. Zotov V.S., Punina N.V.. Dorokhov D.B., Schaad N.W., Ignatov A.N..Phylogenetic changes in chloroplast genomes. // 4°d conference on Bioinformatics of genome regulation and structure (BGRS-2006). Новосибирск, Россия. Материалы конференции, -С. 249-252.
8. Punina N.V.. Ignatov A.N., Matveeva E.V., Schaad N.W. Genetic variability among bacteria of genus Xanthomonas and development of multiplex molecular diagnostic methods. Международная конференция молодых ученых, аспирантов и студентов по молекулярной биологии и генетике, посвященная 120-летию со дня рождения М.И. Вавилова. Киев, Украина, 20-22 сентября 2007 г. Материалы конференции, -С. 37.
9. Зотов В.С, Лунина Н.В.. Игнатов А.Н., Матвеева Е.В., Шаад Н.В. Применение ассиметричных олигонуклеотидов для геномного сравнения у фитопатогенных бактерий рода Xanthomonas. Международная конференция к 50-летию становления отечественной филогенетики и систематики «Вычислительная филогенстика и геносистсматика» «ВФГС 2007». 16-19 ноября, 2007, МГУ, Москва, Россия. Материалы конференции, -С. 93-98.
10. Лунина Н.В.. Игнатов А.Н., Зотов В.С, Матвеева Е.В., Шаад Н.В. Генетическое разнообразие фитопатогенных бактерий Xanthomonas campestris. Международная конференция к 50-летию становления отечественной филогенетики и систематики «Вычислительная филогенетика и геносистематика» «ВФГС 2007». 16-19 ноября, 2007, МГУ, Москва, Россия. Материалы конференции, -С. 260-266.
11. Зотов B.C., Лунина Н.В.. Корнев К.П., Мазурин Е.С., Джалилов Ф.С., Матвеева Е.В., Игнатов А.Н.. Сравнение методов PFGE и sAFLP для видовой диагностики фитопатогенных и промышленных штаммов ксантомонад. VIII молодежная научная конференция «Биотехнология в растениеводстве, животноводстве и ветеринарии». 4 апреля, 2008, Москва, Россия. Материалы конференции, -С. 31-32.
12. Punina N.V.. Ignatov A.N., Matveeva E.V., and Schaad N.W.. The distribution of avrXccC (Xcc2109) gene among native strains of Xanthomonas sp. and the gene loss in spontaneous mutants of Xanthomonas campestris pv. campestris. NOVA PhD course "Understanding plant-pathogen interactions in the post genomics era". 4-11 May, 2008, Hyytiala, Finland. Материалы конференции, С. 49.
Подписано в печать: 21.10.2009
Заказ № 2787 Тираж - 100 экз. Печать трафаретная. Типография «11-й ФОРМАТ» ИНН 7726330900 115230, Москва, Варшавское ш., 36 (499) 788-78-56 www.autoreferat.ru
Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Пунина, Наталия Владимировна
ВВЕДЕНИЕ.
СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ, ИСПОЛЬЗОВАННЫХ В РАБОТЕ.
ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
Глава 1.1. Фитопатогенные бактерии рода Xanthomonas.
1.1.1. Бактерии рода Xanthomonas.
1.1.2. Систематика бактерий рода Xanthomonas.
1.1.3. Генетическая изменчивость бактерий рода Xanthomonas.
1.1.4. Патоварианты видов X. campestris,X. vesicatoria и X. arboricola как примеры разного состава таксонов и изменчивости бактерий.
Глава 1.2. Методы диагностики фитопатогенных бактерий.
1.2.1. Фенотипические методы.
1.2.1.1. Тесты на патогенность.
1.2.1.2. Биохимические методы исследования.38 >
1.2.1.3. Методы серотипирования и изоферментного анализа.
1.2.2. Генотипические (биомолекулярные) методы диагностики.
1.2.2.1. Определение содержания гуанина и цитозина в молекуле ДНК.
1.2.2.2. ДНК-ДНК и РНК-ДНК гибридизация нуклеиновых кислот.
1.2.2.3. Методы ДНК фингерпринтинга.
1.2.2.4. ПЦР со специфичными праймерами.
1.2.4.5. Методы, основанные на анализе первичных последовательностей нуклеиновых кислот.
1.2.3. Интегральная диагностика.
1.2.4. Ген субъединицы Б фермента ДНК гиразы.
1.2.5. Цитохром Р450 редуктазы бактерий.
1.2.6. Посттрансляционная модификация у патогенных бактерий.
Регион Хсс000б-0007.
1.2.6.1. Посттрансляционная модификация и модификаторы.
1.2.6.2. Регион Хсс000б-0007 бактерий рода Xanthomonas.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.
Глава 2. Материалы и методы исследования.
2.1. Объекты исследования.
2.2. Изучение физиологических признаков бактерий рода Xanthomonas.
2.2.1. Проверка вирулентности бактерий.
2.2.2. Изучение биохимических свойств бактерий.
2.2.3. Статистическая обработка данных.
2.3. Условия культивирования бактерий и выделения препаратов ДНК из биомассы
2.4. Генетический анализ.
2.4.1. ПЦР с использованием праймеров к гену 16S рРНК и межгенному региону 16S- 23S рРНК ITS.
2.4.2. ПЦР с использованием праймеров к гену gyrB.
2.4.3. ПЦР с использованием праймеров к гену cytP-450 семейства 133B3/B
2.4.4. ПЦР с использованием праймеров к региону Хсс0006-0007.
2.5. ПЦР с использованием праймеров к гену avrXccC.
2.6. Очистка ПЦР-продуктов в агарозе.
2.7. Клонирование ПЦР-фрагментов.
2.7.1. Приготовление компетентных клеток.
2.7.2. Лигирование.
2.7.3. Трансформация клеток плазмидной ДНК.
2.7.4. Выделение плазмидной ДНК.
2.7.5. Рестрикционный анализ плазмидной ДНК.
2.8. Секвенирование фрагментов генов.
2.9. Биоинформационный анализ данных.
РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЯ.
Глава 3. Оценка фенотипического (физиологического) разнообразия бактерий рода Xanthomonas.
3.1. Биохимические свойства изучаемых штаммов Xanthomonas spp.
3.2. Исследование штаммов на патогенность.
Глава 4. Оценка генетического разнообразия исследуемой коллекции Xanthomonas spp. и нуклеотидных последовательностей генов, выбранных в качестве молекулярных маркеров.
4.1. Генетическое разнообразие последовательностей гена рРНК.
4.2. Генетическое разнообразие последовательностей idS^iSpPHK ITS.
4.3. Модель вероятной вторичной структуры оперона 16S-23S-5S рРНК ITS.
4.4. Генетическое разнообразие последовательностей гена gyrB.
4.5. Генетическое разнообразие нуклеотидных последовательностей З'-конца гена gyrB бактерий рода Xanthomonas.
4.6. Генетическое разнообразие последовательностей гена gyrB для бактерий рода Xanthomonas spp. в Российской Федерации.
4.7. Генетическое разнообразие последовательностей регионаХсс000б-0007.
4.8. Генетическое разнообразие последовательностей гена cytP-450 сем.
CYP133B3/B4.
Глава 5. Изучение изменения бактериального фенотипа.
Делеция гена авирулентности avrXccC.
5.1. Появление расы 6 в результате индуцированной мутации изолята расы 1 X. campesrtis pv. campestris.
5.2. Генетическое изучение индуцированной мутации/делеции гена avrXccC.
5.3. Вероятные механизмы встраивания и делеции гена avrXccC
X. campestris pv. campestris.
Глава 6. Создание молекулярных маркеров для диагностики Xanthomonas spp.
6.1. Создание молекулярных маркеров для диагностики бактерий рода Xanthomonas на различных таксономических уровнях.
6.2. Проверка специфичности системы праймсров XarF-XarR для представителей вида X arboricola.
ВЫВОДЫ.
Введение Диссертация по биологии, на тему "Оценка генетического разнообразия фитопатогенных бактерий рода Xanthomonas и разработка молекулярных маркеров для их диагностики"
По данным FAO доля бактериальных болезней в среднегодовых потерях урожая сельскохозяйственных растений составляет около 30% (FAO, 2005). Бактерии рода Xanthomonas поражают более 400 видов растений (Leyns et al, 1984), что приводит к серьезным экономическим потерям. Род Xanthomonas включает более 27 видов (Vauterin et al, 1997), обладающих сходными физиологическими и генетическими признаками. Из-за отсутствия эффективных химических и агротехнических мер борьбы с бактериозами и недостатка устойчивых сортов и гибридов, ранняя диагностика бактериального заражения семян и посадочного материала является ключевым способом снижения вредоносности заболеваний. В большинстве случаев бактерии рода Xanthomonas специализируются на определенном виде/роде растений, но некоторые растения поражаются сразу несколькими видами патогена, а некоторые виды бактерии заражают растения различных семейств и классов. В последние годы наблюдается повсеместное усиление вредоносности бактериозов, что является результатом нескольких факторов: 1) появления новых агрессивных штаммов фитопатогенных бактерий, которые поражают более широкий круг сельскохозяйственных культур; 2) глобального потепления климата; 3) глобального распространения наиболее вирулентных штаммов из-за расширяющихся международной торговли и туризма; 4) внедрения индустриальной технологии растениеводства, включающей применение гибридных семян от международных производителей, распространения однородных генотипов сельскохозяйственных культур в различных странах, централизованного-выращивания рассады и механизированной обработки полей (Ежегодник ГЭП, 2006, www.unep.org/GC/GCSS-IX/Documents/K0584231 .r.doc). В связи с этим проблема идентификации фитопатогенов становится все более актуальной при диагностике зараженности материала.
Недостатком применяемой диагностики является тестирование штаммов на одном таксономическом уровне, часто только для узкой клональной группы штаммов фитопатогенных бактерий. К тому же, диагностика фитопатогенных бактерий затруднена присутствием на растении эпифитных бактерий родственных видов со сходными физиологическими и генетическими признаками (Vauterin et al, 1997). Применение интегрального анализа, куда входят фенотипические и молекулярные методы для разных таксономических уровней, позволит диагностировать штаммы не только ожидаемых групп бактерий, но и новых, потенциально вирулентных.
СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ, ИСПОЛЬЗОВАННЫХ В РАБОТЕ а/к - аминокислоты
АТФ, АДФ — аденозинтрифосфорная/аденозиндифосфорная кислота
ГЦ — молярное содержание суммы гуанина и цитозина в процентах от общего количества оснований ДНК
ГП - горизонтальный перенос
ДНК — дезоксирибонуклеиновая кислота
ЖК — жирные кислоты иРНК, рРНК, тРНК - информационная/рибосомальная/транспортная рибонуклеиновая кислота
ЛПС — липополисахариды
МДМ - молекулярно-генетический маркер
ПААГ — полиакриламидный гель
ПААГ-ДСН — полиакриламидный гель с додецилсульфатом натрия
ПААГ-PFGE - гель-электрофорез в пульсирующем поле п.о. - пара оснований
ПЦР - полимеразная цепная реакция
ЭПС — экзоплисахариды
СТАВ - цетилтриметиламмонийбромид, цетавлон ТАЕ-буфер - буфер, содержащий Трис, ацетат и ЭДТА Трис — триоксиметиламинометан ЭДТА — этилендиаминтетраацетат
AFLP - анализ полиморфизма длины амплификационных фрагментов ARDRA - анализ рестрикции амплифицированной рибосомальной ДНК ВОХ-ПЦР - амплификация поторяющихся BOX последовательностей DAF — фингерпринтинг на основе амплификации ДНК dNTP - дезоксинуклеозидтрифосфат
FAME - анализ профилей метиловых эфиров жирных кислот FAO — продовольственная и сельскохозяйственная организация ООН IPTG — изопропил-p-D-l -тиогалактопиранозид MLST - мультилокусное секвенирование
NBS-LRR — нуклеотид-связывающий сайти область лейцин-обогащенного повторяющегося мотива
PR(s) - белки, связанные с патогенезом
RAPD-ПЦР - случайная амплификация полиморфной ДНК
RFLP - анализ полиморфизма длины фрагментов рестрикции
SCAR-ПЦР — амплификация с применением геном-специфичных маркеров
SDS - додецилсульфат натрия
SNP — полиморфизм одного нуклеотида
T-RFLP - анализ полиморфизма длин терминальных фрагментов рестрикции X-Gal — 5-бром-4-хлор-3-индолил-бета-0-галактопиранозид
ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
Заключение Диссертация по теме "Микробиология", Пунина, Наталия Владимировна
выводы
1. Впервые проведен анализ генетического разнообразия последовательностей генов gyrB, cyt-P450 сем. CYP133B3/B4 и регионаХсс0006-0007 для 113 штаммов^ campestris pv. campestris и родственных видов Xanthomonas, представляющих популяции патогенных бактерий в РФ. Установлены нуклеотидные замены, характерные для видов X arboricola, X. campestris, X vesicatoria и внутривидовых групп X. campestris, пригодные для создания специфичных ПЦР-маркеров.
2. Впервые обнаружены штаммы вида X arboricola, поражающие сельскохозяйственные злаки, крестоцветные растения и подсолнечник. Создана система ПЦР-праймеров для их диагностики.
3. Впервые в России обнаружены штаммы X. campestris pv. raphani, поражающие пасленовые растения, и проведен комплексный анализ их физиологических и генетических свойств.
4. Впервые установлен факт делеции гена авирулентности avrXccC у X campestris pv. campestris, индуцированной заражением растений с комплементарным геном устойчивости Rxccl.
Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Пунина, Наталия Владимировна, Москва
1. Авезджанова Г.П. Внутривидовое разнообразие возбудителя черной бактериальной пятнистости томатов Xanthomonas vesicatoria (Doidge) Dowson и оценка коллекции томатов на устойчивость к заболеванию // Автореф. канд. биол. наук — Ленинград. -1967.
2. Бельтюкова К.И., Матышевская М.С., Куликовская М.Д., Сидоренко С.С. Методы исследования возбудителей бактериальных болезней растений. // Киев: Наукова думка. -1968.-С. 316.
3. Биргер М.О. (ред.). Справочник по микробиологическим и вирусологическим методам исследования. // Медицина. -1982. -С. 229.
4. Булыгина Е.С. Систематика Грамотрицательных метилотрофных бактерий на основе анализа нуклеотидных последовательностей 5S рибосомных РНК // Кандидатская дисс.-1991.
5. Головлев Е.Л. О старых проблемах новой,систематики бактерий // Микробиология. -1998. -Т. 67. № 2. -С. 281-286.
6. Горленко М.В., Воронкевич И.В. Возбудители бактериальных пятнистостей томата и мака: // Микробиология. -1949. -№18 -С. 258-262.
7. Гусева Л;И., Атлуханов A.M. Черная бактериальная пятнистость томатов в Молдавии // Сб. «Фитонциды. Фитопатогенные бактерии». Тезисы докладов. -Ч. 2. Киев. Наукова Думка. -1985. -С. 62-63.
8. Игнатов А.Н. Генетическое разнообразие фитопатогенных ксантомонад вида Xanthomonas campestris и устойчивость к ним растений семейства Brassicaceae. // Кандидатская дисс. на соискание уч. ст. д.б.н. -2006.
9. Игнатов А.Н., Кугинуки Я. Хида К. Возбудитель бактериозов капустных Xanthomonas campestri s. О создании устойчивых к ксантомонадам растений семейства Brassiceae. // Сельскохозяйственная биология. -2002. -№5. -С. 75-84.
10. Игнатов А.Н., Монахос Г.Ф., Джалилов Ф.С. Появление расы 0 в результате спонтанной мутации изолята расы 1 Xanthomonas campestris pv. campestris возбудителя сосудистого бактериоза крестоцветных. // Известия ТСХА. -2000. -№4. -С. 71-75.
11. Игнатов А.Н., Поляков К. Л., Самохвалов А.Н. Количественный анализ серологических признаков Xanthomonas campestris. // Сельскохозяйственная биология. -1998. -№1. -С. 106-115.
12. Инге-Вечтомов С.В. Генетика с основами селекции. // М., Высшая школа, -1989.
13. Князева З.В. Бактериальные болезни томатов и меры борьбы с ними (рекомендации). // Воронеж. -1981.
14. Матвеева Е.В., Быкова Г.А., Лазарев A.M. Бактериальные болезни томата и картофеля и меры борьбы с ними. // СПб. Методические рекомендации. Пушкин. -1999.
15. Меликова С.А. Этиология бурой и черной пятнистости плодов перца в Краснодарском крае // М.: Автореф. канд. биол. наук. -1961.
16. Мокрякова М.В., Абдеева И.А., Пирузян Э.С., Шаад Н.В., Игнатов А.Н. Разнообразие генов-эффекторов у бактерий рода Xanthomonas. II Микробиология. -2010. -№1. (в печати).
17. Петрикеева Е.В. Бактериальные болезни помидоров. Распространение болезней сельскохозяйственных культур в 1968 1972 гг. // Ленинград. ВИЗР. -1973.
18. Пономаренко Е.А., Лисица А.В., Карузина И.И., Гусев С.А. База знаний по цитохромам Р450. // М.: Сборник материалов Сессии ИВТН-2006. -2006. -С. 32.
19. Северцов А.Н. Морфологические закономерности эволюции. //М.: изд-во АН СССР. -1939. -С.610.
20. Сидоренко С.С., Айзенберг С.З. Бактериозы томатов в условиях Киевской области // Сб. «Фитопатогенные бактерии» Киев. Наукова Думка. -1975. -С. 219—220.
21. Цыганкова С.В. Использование нового метода ПЦР-фингерпринтинга для дифференциации микроорганизмов на низших таксономических уровнях. // Кандидатская дисс. -2004.
22. Шестаков С.В. Роль горизонтального переноса генов в эволюции. Доклад, прочитанный на теоретическом семинаре геологов и биологов "Происхождение живых систем". 15-20 августа 2003 г., Горный Алтай, стационар "Денисова Пещера". Электронная публикация.
23. Шмальгаузен И.И. Проблемы дарвинизма. // Л.: Наука, -1969. -С. 493.
24. Alay К., Altinyay N., Hancioglu О., Dundar F., Unal A. Studies on desiccation of hazelnut branches in the Black Sea region. // Bitiki Koruma Bulteni. -1973. -V.13. -P. 202-213.
25. Aim E.J., Huang K.H., Price M.N., Koche R.P:, Keller K., Dubchak I.L., Arkin A.P. The MicrobesOnline Website for Comparative Genomics. // Genome Research, -2005. —V. 15 (7). — P. 1015-1022.
26. Alvarez A.M., Benedict A.A., Mizumoto C.Y. Identification of xanthomonads and grouping of strains of Xanthomonas campestris pv. campestris with monoclonal antibodies. // Phytopathology. -1985. -V. 75 (6). -P. 722-728.
27. Alvarez A.M., Benedict A.A., Mizumoto C.Y., Hunter J.E., Gabriel D.W. Serological, pathological, and genetic diversity among strains of Xanthomonas campestris infecting crucifers. // Phytopathology. -1994. -V. 84. -P. 1449-1457.
28. Alvarez A.M. and Lou K. Rapid identification of Xanthomonas campestris pv. campestris by ELISA. // Plant Disease. -1985. -P. 69. -C. 1082-1086.
29. Aravind'L., Leipe D.D. and Koonin E.V. Toprim: a conserved catalytic domain in type IA and II topoisomerases, DnaG-type primases, OLD- family nucleases and RecR proteins. // Nucleic Acids Res. -1998. -V. 26. -P. 4205^1213.
30. Barss H.P.'. A new filbert disease in Oregon. // Oregon Agricultural Experiment Station Biennial Crop Pest and Horticulture Report. -1913. -V. 14. -P. 213-223.
31. Battilani P., Rossi V. and Saccardi A. Development of xanthomonas arboricola pv. pruni epidemics on peaches. // J. of Plant Pathology. -1999. -V. 81 (3). -P. 161-171.
32. Becker A. and Vorholter. Xanthan'Biosynthesis by Xanthomonas Bacteria: An Overview of the Current-Biochemical, and" Genomic Data. // Microbial Production of Biopolymers and Polymer Precursors. Caister Academic Press. -2009? ISBN 978-1-904455-36-3.
33. Becker A., Katzen F., Puhler A., and Ielpi L. Xanthamgum biosynthesis and application: a biochemical/genetic perspective. // Appl. Microbiol. Biotechnol. -1998. -V. 50. -P. 145-152.
34. Benedict A.A., Alvarez A.M. and Pollard L.W. Pathovar-specific antigens of Xanthomonas campestris pv. begoniae and X.campestris pv. pelargonii detected with monoclonal antibodies. //Appl. Env. Microbiol. -1990, -V. 56. -P. 572-574.
35. Bergey's manual of Systematic Bacteriology. -1984. Baltimore: The Williams & Wilkins Co. (Co-edetor: Peter H.A. SneathNoel R.Krieg), Ed. VHIth, 2, -P. 965-1599.
36. Bikandi J., San Millan R., Rementeria A. and Garaizar J. In silico analysis of complete bacterial genomes: PCR, AFLP-PCR, and endonuclease restriction. // Bioinformatics -2004. -V. 20 (5). -P. 798-799.
37. Birnboim H.C., Doly J. A rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA//Nucl. Acids Res. -1979. -V. 7. P. -1513-1523.
38. Bossio D.A., Scow K.M. Impacts of Carbon * and Flooding on Soil Microbial Communities: Phospholipid Fatty Acid Profiles and Substrate Utilization Patterns // Microb. Ecol. 1998. -V. 35. -P. 265-278.
39. Boudon S., Manceau C. and Notteghem J.-L„ Structure and origin of Xanthomonas arboricola pv. pruni populations causing bacterial spot of stone fruit trees in Western Europe. // Phytopathology. -2005. -V. 95. -P. 1081-1088.
40. Bradbury J.F. Guide to plant pathogenic bacteria. // Wallingford, UK. -C. CAB International. -1986.
41. Braun V. Energy-coupled transport and signal transduction through the gram-negative outer membrane via TonB-ExbB-ExbD-dependent receptor proteins. // FEMS Microbiol Rev -1995.-V. 16.-P. 295-307.
42. Brinkerhoff L.A. Variation in Xanthomonas malvacearum and its relation to control. //Annu. Rev. Phytopathol. -1970. -V. 8. -P. 85-110.
43. Brosius J., Dull T.J., Sleeter D.D. and Noller H.F. Gene organization and primary structure of a ribosomal RNA operonfrom Escherichia coli. // J Mol Biol. -1981. -V. 148. -P. 107-127.
44. Burgmann H., Widmer F., von Sigler W., Zeyer J. New Molecular Screening Tools for Analysis of Free-Living Diazotrophs in Soil // Appl. Environ. Microbiol. -2004. -V. 70. -№ 1. -P. 240-247.
45. Btittner D, Nennstiel D, Kliisener В, Bonas U. Functional analysis of HrpF, a putative type III translocon protein from Xanthomonas campestris pv. vesicatoria. // J Bacterid. -2002. -V. 184.-P. 2389-2398.
46. Canchaya С., Proux C., Fournous G., Bruttin A. and Briis H. Prophage Genomics. // Microbiol, and Molec. Biol. Rev. -2003. -V. 67 (2). -P. 238-276.
47. Caron P. R. Appendix: compendium of DNA topoisomerase sequences. In M.-A. Bjornsti, and N. Osheroff (ed.), DNA topoisomerase protocols. DNA topology and enzymes, // Humana Press, Totowa, N.J. -1999. -V. 94. -P. 279-316.
48. Champoux J.J. DNA topoisomerases: structure, function, and mechanism. // Annu. Rev. Biochem. -2001.V. 70. -P: 369-413.
49. Chase A.R., Stall R.E., Hodge N.C. and Jones J.B. Characterization of Xanthomonas campestris strains from aroids using physiological, pathological, and fatty acid analyses. // Phytopathology. -1992. -V. 82. -P. 754-759.
50. Chen J., Roberts P. and Gabriel D.W. Effects of a virulence locus from Xanthomonas campestris 528T on pathovar status and ability to elicit blight symptoms on crucifers. // Phytopatology, -1994.-V. 84. -P. 1458-1464.
51. Cho H.S., Lee S.S., Kim K.D, Hwang I., Lim J.-S., Park Y.-I., Pai H.-S. DNA Gyrase Is Involved in Chloroplast Nucleoid Partitioning. // Plant Cell. -2004. -V. 16 (10). -P. 2665-2682.
52. Church M.J., Short C.M., Jenkins B.D., Karl D.M., Zehr J.P. Temporal Patterns of Nitrogenase Gene (niffl) Expression in the Oligotrophic North Pacific Ocean. // Appl. Environ. Microbiol. -2005. -V. 71. -№ 9. p. 5362-5370.
53. Cobb B.D. and Clarkson J.M. A simple procedure for optimizing the polymerase chain reaction (PCR) using modified Taguchi methods. // Nucleic Acids Res. -1994. -V. 22. -P. 38013805.
54. Collins M.D. and Jones D. Distribution of isoprenoid quinone structural types in bacteria and their taxonomic implications // Microbiol. Rev. -1981. -V. 45. -P. 316-354.
55. Col well R.R. Polyphasic taxonomy of the genus Vibrio: numerical taxonomy of Vibrio cholerae, Vibrio parahaemolyticus, and related Vibrio species. // J.Bacteriol. -1970. -V. 104. -P. 410-433.
56. Condon С., Squires С., Squires С. L. Control of rRNA transcription in Escherichia coli. // Microbiol Rev. -1995. -V. 59. -P. 623-645.
57. Cooper J.E. and Feil E.J. Multilocus sequence typing what is resolved. // TRENDS in Microbiol. -2004. -V. 12. -P. 373-377.
58. Costenaro L., Grossmann J.G., Ebel C., Maxwell A. Modular structure of the full-length DNA gyrase В subunit revealed by small-angle X-ray scattering. // Structure. -2007. —V. 15 (3). -P. 329-339.
59. Creighton Т.Е. Disulphide bonds and protein stability. // Bioessays. -1988. -V. 8. -P. 57-63.
60. Cubero J. and Graham» J.H. The leucine-responsive regulatory protein (lrp) gene for characterization of the relationship among Xanthomonas species. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. -2004. -V. 54. -P. 429-437.
61. Cubero J. and Graham J.H. Genetic relationship among worldwide strains of Xanthomonas causing canker in citrus species and design of new primers for their identification by PCR. // Appl. and Environmental Micr. -2002. -V. 68. -P. 1257-1264.
62. Day W.A. and Maurelli A.T. Black holes and antivirulence genes: selection for gene loss as part of the evolution of bacterial pathogens. In Evolution of Microbial Pathogens. Edited by: Seifert H.S., Dirita V.J. // Washington, D.C.: ASM Press; -2006.
63. DeFranco A.L. and Koshland D.E.Jr. Multiple methylation in processing of sensory signals during bacterial chemotaxis. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1980. -V. 77. -P. 24292433.
64. Degtyarenko K.N. Structural domains of P450-containing monooxygenase systems. // Protein Engineering. -1995. -V. 8. -P. 737-747.
65. Dekio S., Yamasaki R., Jidoi J., Hori H. and Osawa S. Secondary structure and phylogeny of Staphylococcus and Micrococcus 5s rRNA. // J. Bacterial. -1984. -V. 159. -P. 233-237.
66. Delucca R. and McCracken M.D. Observations on interactions between naturally-collected bacteria and several species of algae. // Hydrobiologia. -1977.-V. 55. -P. 71-75.
67. Devereux J., Haeberli P. And Smithies O. A comprehensive set of sequence analysis programs for the vax. //Nucl. Acid. Res. -1984. -V. 12. -P. 387-395.
68. Dewick P.M. and Haslam E. Phenol Biosynthesis in Higher Plants. // Biochem. J. -1969. -V. 113.-P. 537-542.
69. Dobrindt U. and Hacker J„ Whole genome plasticity in pathogenic bacteria. // Curr. Opin. Microbiol. -2001. -V. 4. -P. 550-557.
70. Dobrindt U., Hochhut В., Hentschel U. and Hacker J. Genomic islands in pathogenic and environmental microorganisms. // Nat. Rev. Micro. -2004. -V. 2. -P. 414-424.
71. Doidge E.A. A tomato cancer. // J. Dep. Agr. Unions. Afr. -1920.N.1. -P. 718—721.
72. Dubiley S., Kirillov E., Mirzabekov A. Polymorphism analysis and gene detection by minisequencing on an array of gel-immobilized primers // Nucleic Acids Res. -1999. -V. 27. -P. 19.
73. Dye D.W., Bradbury J.F., Diskey R.S., Goto M., Hayward A.C. International standards for naming pathovars of phytopathogenic bacteria and a list of pathovar names and pathotype strains. // Rev. Plant Pathol. -1980. -V. 59. -P. 153-168.
74. Dye D.W. and Lettiot R.A. Genus Xanthomonas. Ed. Bushanan. 8th. ed. -1968. -P. 339345.
75. Edmilson R., Goncalves E.R., Rosato Y.B. Phylogenetic analysis of Xanthomonas species based upon 16S-23S rDNA intergenic spacer sequences. // IJSEM. -2002. -V. 52. -P. 355-361.
76. EPPO/CABI. Xanthomonas arboricola pv. pruni. In: Quarantine Pests for Europe, 2nd edn. // CAB International, Wallingford (GB). -1997. -P. 1096-1100.
77. Feil E.J. Small change: keeping pace with microevolution. // Nat. Rev. Microbiol. -2004. -V. 2. -P. 483-495.
78. Fleming S.B., Block J., Fraser K.M., Mercer A. A. and Robinson A. J. Conservation of gene structure and arrangement between vaccinia virus and orf virus. // Virology. -1993. —V. 195.-P. 175-184.
79. Flor H. Current status of the gene-for-gene concept. // Annu. Rev. Phytopathol.-1971. -V. 9. -P. 275-296.
80. Fox G.E., Wisotzkey J.D. and Jurtshuk P. Jr. How close is close: 16s rRNA sequence identity may not be sufficient to guarantee species identity. // Int J Syst Bacterid. -1992. -V. 42, -P. 166-170.
81. Franco A.A., Rodney K., Cheng R.K., Chung G.T., Wu C., Oh H.-B. and Sears C.L. Molecular Evolution of the Pathogenicity Island of Enterotoxigenic Bacteroides fragilis Strains. //J. of Bacteriology. -1999. -V. 181 (21). -P. 6623-6633.
82. Frapolli M., Defago G., Moenne-Loccoz Y. Multilocus sequence analysis of biocontrol fluorescent Pseudomonas spp. producing the antifungal compound 2,4-diacetylphloroglucinol. // Env. Microbiology. -2007. -V. 9 (8). -P. 1939-1955.
83. Frost G.E., Rosenberg H. Relationship between the tonB locus and iron transport in Escherichia coli. // J Bacteriol. -1975 -V. 124 (2). -P. 704-712.
84. Fuglsang A. Distribution of' potential type II restriction' sites (palindromes) in prokaryotes. // Biochem. Biophys. Res. Commun. -2003. -V. 310 (2). -P. 280-285.
85. Fujimura-Kamada K., Nouvet F.J. and Michaelis S. A Novel Membrane-associated Metalloprotease, Ste24p, Is Required for the First Step of NH2-terminal Processing of the Yeast a-Factor Precursor. // J. Cell Biol. -1997. -V. 136. -P. 271-285.
86. Funk D.J. and Omland K.E. Species-level paraphyly and polyphyly: Frequency, causes, and consequences, with insights from animal mitochondrial DNA. // Annual Review of Ecology Evolution and Systematics, -2004. -V. 34 (1). -P. 397-423.
87. Gabriel D.W. Why do pathogens carry avirulence genes? // Physiol. Mol. Plant Pathol. 1999. .-V. 55. -P. 205-214.
88. Gabriel D.W., Kingsley M.T., Yang Y., Chen J. and Roberts P. Host-specific virulence genes of Xanthomonas in: Molecular Mechanisms of Bacterial Virulence. Eds. Kado C.I. and Crosa J. // Kluwer Academic Publishers, Dordrecht. -1993. -PP. 141-158.
89. Gardan L. Bacterial blight of hazel-nut caused by Xanthomonas corylina. // Convegno Internazionale sul Nocciulo Avellino. -1983. -P. 443-450.
90. Gardner M.W. and Kendriek I.B. Bacterial spot of tomato and pepper. // Phytopathology. -1923.-V. 13.-P. 307-315.
91. Gardner M.W and Kendriek I.B. Bacterial spot of tomato. // J. Agr. Res. (Washington,
92. D.C.), -1921. -V. 21. -P. 123-156.
93. Garfinkel D. Studies on pig liver microsomes.Enzymes and pigment composition of different microsomal fractions. // Arch.Biochem.Biophys. -1958. —V. 77. —P. 493-509.
94. Gevers D., Dawyndt P., Vandamme P., Willems A., Vancanneyt M., Swings J., De Vos P. Stepping stones towards a new prokaryotic taxonomy. // Phil. Trans. R. Soc. B. -2006. -V. 361.-P. 1911-1916.
95. Gevers D., Cohan F.M., Lawrence J.G., Spratt B.G., Coenye Т., Feil E.J., Stackebrandt
96. E., Van de Peer Y., Vandamme P., Thompson F.L. and Swings J. Opinion paper: Reevaluating prokaryotic species. //Nature Rev. Microbiol. -2005. —V. 3. -P. 733-739.
97. Gilson E., Clement J.-M., Perrin S. and Hifnung M. Palindromic units a case of highly repetitive DNA sequences in bacteria. // Trends Genet. -1987. -V. 3. -P. 226-230.
98. Goode M.J., Sasser M. Prevention the key to controlling bacterial speck and bacterial speck of tomato. // Plant Disease. -1980. -V. 64. -P: 831-834.
99. Goebl M. and Yanagida M. The TPR snap helix: a novel protein repeat motif from mitosis to transcription. //Trends Biochem Sci. -1990. -V. 16. -P. 173-177.
100. Goncalves E.R. and Rosato Y.B. Phylogenetic analysis of Xanthomonas species based upon 16S-23S rDNA intergenic spacer sequences // Int. J. Syst. Bacteriology. -2002. -V.52. -P. 355-361.
101. Gonzalez R. and Hanna B.A. Evaluation of Gen-Probe DNA hybridization systems for the identification of Mycobacterium tuberculosis and Mycobacterium avium-intracellulare. // Diagn. Microbiol. Infect. Dis. -1987. -V. 8 (2). -P. 69-77.
102. Goto M. Fundamentals of bacterial plant pathology. // San Diego, USA. -C. Academic Press Inc. -1992.
103. Guengerich F.P., Gillam E.M.J. and Shimada T. New applications of bacterial systems to problems in toxicology. // Crit. Rev. Toxicol. -1996. -V. 26. -P. 551-583.
104. Guengerich F.P. Cytochrome P450 enzymes. // Am. Sci. -1993. -V. 81. -P. 440—448.
105. Guerrero C.J. and Lobos A.W. Xanthomonas campestris pv. corylina, causal agent of bacterial blight of hazel in region IX, Chile. //Agricultura Tecnica Santiago. -1987. -V. 47. -P. 422-426.
106. Gurtler Y., Mayall B.C. Genetic transfer and genome evolution in MRS A // Microbiology. -2001. -V. 147. -P. 3195-3197.
107. Gurtler V. and Stanisich V.M. New approaches to typing and identification of bacteria using the 16S-23S rDNA spacer region. // Microbiology. -1996. -V. 142. -P. 3-16.
108. Gurtler Y., Wilson V.A., Mayall B.C. Classification of medically important Clostridia using restiction endonuclease site differences of PCR-amplified 16S rRNA // J. Gen. Microbiol. -1991.-V. 137. -P. 2673-2679.
109. Hall Т. BioEdit: a user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT//Nucl. Acids Symp. -1999. -Ser. 41. -P. 95-98.
110. Hantke K. and Braun V. Membrane receptor dependent iron transport in Escherichia coli. // FEBS Lett. -1975. -V. 49 (3). -P. 301-305.
111. Hartung J.S., Daniel J.F. and Pruvost O.P. Detection of Xanthomonas campestris pv. citri by the polymerase chain reaction. // Appl. and Env. Microbiology. -1993. -V. 59. -P. 1143— 1148.
112. Hauben L., Vauterin L., Swing J, Moore ERB. Comparison of 16s ribosomal DNA sequences of all Xanthomonas species. // Int. J. Syst. Bacteriol. -1997.-V. 47. -P.328-335.
113. Heath M.C. The role of gene-for-gene interactions in the determination of host species specificity. // Phytopathology. -1991. -V. 81. -P. 127-130.
114. Hennig W. Phylogenetic systematics. // Urbana: Illinois Univ. Press, -1966. -P. 263.
115. Henriksen S.D. Serotyping of bacteria. // Methods Microbiol. -1978. -V. 12. -P. 1-13.
116. Higgins B.B. The bacterial spot of pepper. // Phytopathology. -1922. -V. 12. -P. 501516.
117. Hirokazu О. Phylogenetic Analysis of Genus Xanthomonas. // Plant Protection. -2006.-V. 60 (9). -P. 448-451.
118. Huang H.C., Hsieh T.F., Erickson R.S. Biology and epidemiology of Erwinia rhapontici, causal agent of pink seed and crown rot of plants. // Plant pathol. Bull. -2003. -V. 12. -P. 69-76.
119. Huang W.M. Bacterial diversity based on type II DNA topoisomerase genes. // Annu. Rev. Genet. -1996. -V. 30. -P. 79-107.
120. Hueck C.J. Type III Protein Secretion Systems in Bacterial Pathogens of Animals and Plants. // Microbiol. Mol. Biol. Rev. -1998. -V. 62. -P. 379-433.
121. Hugh R., Leifson E. The taxonomic significance of fermentative versus oxidative metabolism of carbohydrates by various gram-negative bacteria // J. Bact. -1953. -V. 66. -P. 2426.
122. Hung C.H., Yang C.F., Yang C.Y. Involvement of tonB-exbBDlD2 operon in infection of Xanthomonas campestris phage phi L7. // Biochem and Biophys Res Commun. -2003. -V. 302. -P.878-884.
123. Hunter J.E., Abawi G.S., Becker R.F. Observations on the source and spread of Xanthomonas campestris in an epidemic of black rot in New York. // Plant Disease Reporter. -1975.-V. 59 (5). -P. 384-387.
124. Hunter R.E., Brinkerhoff L.A. and Bird L.S. The development of a set of upland cotton lines for differentiating races of Xanthomonas malvacearum. // Phytopathology. -1968. -V. 58. — P. 830-832.
125. Hurt E.G. and Loon A.P.G.M. How proteins find mitochondria and intramitochon- drial compartments. // Trends in Biochem. Sci. -1986. -V. 11. -№ 5. p. 204-207.
126. Ignatov A., Kuginuki Y, Kobayashi I, Masuda H, Yamada K, Hida K. Variation of pathogenicity in Xanthomonas campestris pv. campestris in Japan. // J. J. Hort. Society. -1997a. -V.4 (Suppl.l). -P. 67-68.
127. Ignatov A., Monakhos G., Jalilov F. Shift of Xanthomonas campesrtis pv. campesrtis race 1 to race 0 in planta. // J. Rus. Soc. Plant Pathol. -2001. -V. 2. -P. 68-70.
128. Innes R.W. Plant-parasite interactions: has the gene-for-gene model become outdated? // Trends in Microbiology. -1995. -V. 3. -P. 483-485.
129. Ioannides C. Cytochrome P450: Role in the Metabolism and Toxicity of Drugs and Other Xenobiotics (Issues in Toxicology). // Royal Society of Chemistry Cambridge, UK. -2008. -Ps. 400.
130. Iteman I., Rippka R, Tandeau de Marsac, Herdman M. Comparison of conserved structural and regulatory domains within divergent 16S rRNA-23S rRNA spacer sequences of cyanobacteria. // Microbiology. -2000. -V. 146. -P. 1275-1286.
131. Jackson R.W. Plant pathogenic bacteria: genomics and molecular biology. //Horizon Scientific Press. -2009. -Ps. 330.
132. Janga S.C., Collado-Vides J., Moreno-Hagelsieb G. Nebulon: a system for the inference of functional relationships of gene products from the rearrangement of predicted operons. // Nucleic Acids Res. -2005. -V. 33 (8). -P. 2521-2530.
133. Janse J.D. Standartization, validation and approval of test methods for quarantine bacteria: examples of harmonizations in plant health laboratories in Europe. // Phytopathol. Polonica. -2005."-V. 35. -P. 19-27.
134. Jensen M.A., Webster J.A., Straus N. Rapid identification of bacteria on the basis of Polymerase Chain Reaction-Amplified ribosomal DNA spacer polymorphism. // Appl. Environ. Microbiol. -1993. -V. 59. -P. 945-952.
135. Johnson J.R. Development of polymerase chain reaction- based assays for bacterial gene detection. // J. Microbiol.Methods. -2000. -V. 41. -P. 201-209.
136. Jones J.D.G. and Dangi J.L. The plant immune system. // Nature. -2006. -V. 444, -P. 323-329.
137. Jones J.B., Bouzar H., Somodi G.C., Stall R.E., Pernezny K., Morsy G., Scott J.W. Evidence for the preemptive nature of tomato race 3 of Xanthomonas campestris pv. vesicatoria in Florida. // Phytopathology. -1998. -V. 88. -P. 33-38.
138. Kamoun S., Kado C.I. Phenotypic switching affecting chemotaxis, xanthan production, and virulence in Xanthomonas campestris. // Appl. Environm. Microbiol., -1990: -V. 56. —P. 3855-3860.
139. Kamoun S., Kadmar H.V., Tola E., Kado C.I. Incompatible interaction between crucifers and Xanthomonas campestris involve a vascular hypersensitive response. -C. role of the hrpX locus. // Molec. Plant Micr. Interact. -1992. -V.5. -P. 2233-2236.
140. Kampranis S.C., Maxwell A. Conformational Changes in DNA Gyrase Revealed by Limited Proteolysis. //J. Biol. Chem. -1998. -V. 273. -P. 22606-22614.
141. Kasai H., Ezaki T. and Harayama S. Differentiation of phylogenetically related slowly growing mycobacteria by their gyrB sequences. // J. Clin. Microbiol: -2000. -V. 38. -P. 301308.
142. Kay S., Hahn S., Marois E., Hause G., Bonas U. A Bacterial Effector Acts as a Plant Transcription Factor and Induces a Cell Size Regulator. // Science. -2007. -V. 318. -№ 5850. -P. 648-651.
143. Kjemtrup S., Nimchuk Z., Dangi J.L. Effector proteins of phytopathogenie bacteria: bifunctional signals in virulence and host recognition. // Curr. Opin. Microbiol. -2000. -V. 3. -P. 73-78.
144. Kim B.S. Testing for detection of Xanthomonas campestris pv. campestris in crucifer seeds and seed disinfection. // Korean Journal of Plant Pathology, -1986. -V.2 (2). -P. 96-101.
145. Kim J., Nietfeld J., Benson A.K. Octamer-based genome scanning distinguishes a unique subpopulation of E. coli 0157:H7 strains in cattle // PNAS. -1999. -V. 96. -P. 13288-13293.
146. Kimura M.A. simple method for estimating evolutionary rate at base substitudions through comparative studies of nucleotide sequences // J. Mol. Evol. -1980. -V. 16. -P. 111-120.
147. Kirk J.L., Beaudette L.A., Hart M., Moutoglis P., Klironomos J.N., Lee H., Trevors J.T. Methods of studying soil microbial diversity // J. Microbiol. Methods. -2004. -V. 58. -P. 169188.
148. Klingenberg M. Pigments of liver microsomes. // Arch.Biochem.Biophys. -1958. -V. 75. -P. 376-386.
149. Kocks C.G., Zadocks J.C. Cabbage refuse piles as sources of inoculum in black rot epidemics. // Plant Disease. -1996. -V. 80. -P. 789-792.
150. Kolb S., Knief C., Stubner S., Conrad R. Quantitative Detection of Methanotrophs in Soil by Novel pmoA-Targeted Real-Time PCR Assays // Appl: Environ. Microbiol. -2003. —V. 69. -№ 5. -P. 2423-2429.
151. Kolbert C.P. and Persing D.H. Ribosomal DNA sequencing as a tool for identification of bacterial pathogens. // Curr. Opin. Microbiol. -1999. -V. 2. -P. 299-305.
152. Konstantinidis K.T. and Tiedje J.M. Genomic insights that advance the species definition for prokaryotes. // PNAS. -2005. -V. 102 -P. 2567-2572.
153. Kornitzer D., Teff D., Altuvia S , Oppenheim A.B. Isolation, characterization, and sequence of an Escherichia coli heat shock gene, htpx. // J. Bacteriol. -1991. -V. 173. -P. 2944— 2953.
154. Kostman J.R., Edlind T.D., LiPuma J.J., Stull T.L. Molecular epidemiology of Pseudomonas cepacia determined by polymerase chain reaction ribotyping // J. Clin. Microbiol. -1992. -V. 30. -P. 2084-2087.
155. Kovacs N. Identification of Pseudomonas pyocyanea by the oxidase reaction. // Nature (London). -1956. -V. 178. -P. 703.
156. Koval G.K. Diseases of hazel. // Zashchita Rastenii. -1978. -V. 8. -P. 44-45.
157. Kuflu K.M. and Cuppels D.A. Development of a diagnostic DNA. probe for xanthomonads causing bacterial spot of peppers and tomatoes. // App: and env. Microbiology. -1997. -V. 63(11). -P. 4462-4470.
158. Lamb J.R., Tugendreich S. and Hieter P. Tetratrico peptide repeat interactions: to TPR or not to TPR? // Trends in Biochemical Sciences. -1995. -V. 20 (7). P. 257-259.
159. Lamb ^ C.J., Lawton M.A., Dron M. and Dixon R.A. Signals and transudation mechanisms for activation of plant defense against microbial attack. // Cell. -1989. -V. 56. -P. 215-224.
160. Lane D.J. 16S/23S rRNA sequencing. Nucleic acid techniques in bacterial systematics. // New York, NY, John Wiley and Sons. E. Stackebrandt and M. Goodfellow, eds. -1991. -P. 115175.
161. Lazo G.R., Roffey R. and Gabriel D. W. Path ovars of Xanthomonas campestris are distinguishable by restriction fragment length polymorphism. // Int. J. Syst. Bacterid. -1987. —V. 37.-P. 214-221.
162. Leach J. E. and White F. F. Bacterial avirulence genes. // Annu. Rev. Phytopathol. -1996. -V. 34. -P. 153-179.
163. Lee Y.-A. and Chou S.-L. Quinate metabolism and utilization as phenotypic propeties to identify Erwinia cypripedii and E. rhapontici. // Plant pathol. Bull. -2003. -V. 12. -P. 242-246.
164. Lee Y.-A., Hildebrand D.C., Schroth M.N. Use of quinate metabolism as a phenotypic property to identify members of Xanthomonas campestris DNA homology group 6. // Phytopathology. -1992. -V. 82. -P. 971-973.
165. Leite R.M.V.B.C., Ruano O. and Komori N. Characterization of Xanthomonas campestris pv. campestris isolated from canola. // Summa Phytopathologica, -1994, -V.20. -P. 35-38.
166. Lengeler J.W., Drews G., Schlegel H.G. Biology of the prokaryotes. // Georg Thieme Verlag. -1999. -PP. 955.
167. Lerat E., Daubin V., Ochman H., Moran N.A. Evolutionary origins of genomic repertoires in bacteria. // PLoS Biol. -2005. -V. 5. -E.130.
168. Leyns F., Cleene M.D., Swings J.-G. and Ley J.D. The host range of the genus Xanthomonas. // Botanical review. -1984, -V. 50. -P. 308-356.
169. Li H. and Poulos T.L. Modeling protein-substrate interactions in the heme domain of cytochrome P450(BM-3). //Acta Crystallogr. D. Biol. Crystallogr. -1995. -V. 51 (Pt 1). -P. 2132.
170. Liao C.-H. and Wells J.M. Association of pectolitic starins of Xanthomonas campestris with soft rot of fruits and vegetables at retail markets. // Phytopatology. -1987. -V. 77. -P. 418422.
171. Librado P. and Rozas J. DnaSP v5: A software for comprehensive analysis of DNA polymorphism data. // Bioinformatics. -2009. -V. 25. -P. 1451-1452.
172. Lindeberg M., Myers C., Collmer A., Schneider D. Roadmap to new virulence determinants in Pseudomonas syringae: insights from comparative genomics and genome organization. // Mol PlantMicrobe Interact. -2008. -V. 21. -P. 685-700.
173. Locke T. and Barnes D. New or unusual records of plant diseases and pests. Xanthomonas corylina on cob-nuts and filberts. // Plant Pathology. -1979. —V. 28. -P. 53.
174. Lopez M.M., Bertolini E., Olmos A., Caruso P., Gorris M.T., Llop P., Penyalver R., Cambra M. Innovative tools for detection of plant pathogenic viruses and bacteria. // Int. Microbiol. -2003. -V. 6. -P. 233-243.
175. Loreti S., Gallelli A., Belisario A., Wajnberg E., Corazza L. Investigation of genomic variability of Xanthomonas arboricola pv.Juglandis by AFLP analysis. // Eur. J. of plant pathology. -2000. -V. 107, -P. 583-591.
176. Louws F.J., Rademaker J.L.W. and de Bruijn F.J. The three Ds of PCR-based genomic analysis of phytobacteria: diversity, detection, and disease diagnosis. // Annu. Rev. Phytopathol. -1999. ~y'. 37. -P. 81-125.
177. Louws F.J., Fulbright D.W., Stephens C.T., de Bruijn F.J. Differentiation of genomic structure by rep-PCR fingerprinting to rapidly classify Xanthomonas campestris pv. vesicatoria. // Phytopathology, -1994, -V. 85. -P. 528-536.
178. Lupski J.R., and Weinstock G.M. Short, interspersed repetitive DNA sequences. // J. Bacteriol. -1992. -V. 174. -P. 4525-4529.
179. Maiden M.C. Multilocus sequence typing of bacteria. // Annu Rev Microbiol. -2006. -V. 60.-P. 561-588.
180. Maiden M.C., Bygraves J.A., Feil E. Multilocus sequence typing: a portable approach to the identification of clones within populations of pathogenic microorganisms. // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. -1998. -V. 95. -P. 3140-3145.
181. Matheson V.G., Munakata-Marr J., Hopkins G.D., McCarty P.L., Tiedje J.M. and Forney L.J. A Novel Means To Develop Strain-Specific DNA Probes for Detecting Bacteria in the Environment. // Appl. and env. Microbiol. -1997. -V. 63 (7). -P. 2863-2869.
182. Matzura O. and Wennborg A. "RNAdraw: an integrated program for RNA secondary structure calculation and analysis under 32-bit Microsoft Windows". // Computer App. in the Biosciences (CABIOS). -1996. -V. 12. -P. 247-249.
183. McCuloch L.A. A bacterial leaf spot of horse-radish caused by Bacterium campestris var. armoraciae. //N.Var. J.Agr. Res. -1929, .-V. 38. -P. 269-287.
184. McDonell M.T. and Colwell R.R. Phylogeny of Vibrionaceae, and recommendation for two new genera, Listonella and Shewanella. // Syst. Appl. Microbial. -1985. -V. 6. -P. 171-182.
185. McFadden L.A., Morey H.R. Bacterial leaf spot disease of poinsettia in Florida. // Plant Disease Reporter. -1962. -V. 46. -P. 551-554.
186. Mew T.W., Alvarez A.M., Leach J.E. and Swings J. Focus on bacterial blight of rice. // Plant Dis. -1993. -V. 77. -P. 5-12.
187. Mihail J.D., Taylor S.J., Verslues P.E., Hodge N.C. Bacterial blight of Crambe abyssinica in Missouri caused by Xanthomonas campestris. // Plant Disease. -1993. -77 (6). -P. 569-574.
188. Minsavage G.V., Schaad N.W. Characterization of membrane proteins of Xanthomonas campestris pv. campestris. // Phytopathology. -1983. -V. 73. -P.747-755.
189. Mizukami T. and Wakimoto S. Epidemiology and control of bacterial leaf blight of rice. // Annu. Rev. Phytopathol. -V. 7. -P. 51-72.
190. Mobarry B.K., Wagner M., Urbain V., Rittmann В and Stahl D.A. Phylogenetic probes for analyzing abundance and spatial organization of nitrifying bacteria. // Appl. Environ. Microbiol. -1996. -V. 62. -P. 2156-2162.
191. Morris C.E., Georgakopoulos D.G. and Sands D.C. Ice nucleation active bacteria andi their.potentialirole in precipitation. // J. Phys. IV France.-2004: -V. 121. -P: 87-103.
192. Mortazavi; R ■, Hayes C.T. and; Ariya P;A;. Ice nucleation activity of bacteria isolated from snow comparediwith'organic and inorganic substrates: // Biogeosciences Discussions. -2008.-V. 5.-P. 1469-1510. • .
193. Nag D: К. and Petes T. D;. S even-base-pair, inverted: repeats; imDN A' form stable hairpins in vivo in Saccharomyces cerevisiae: //Genetics^-1991'.-V! 129 (3):-P: 669-673: •
194. NeuMLand'Kumar S:.Molecular Evolutiomand Phylogenetics;// Oxford^University Press. New York. -2000.
195. Noviello C. Infectiousdiseasesof hazeLV/AnnalideHaFacoltadi Scienze Agrarie della
196. Universita degli Studi dilNapoli'Portici: -1969; -V. 3: -P; 11-39;228: Nyvall R.F. Field crop diseases. // Ames, Iowa: State University Press. -1999:
197. Ochman H., Lawrence J.G., Groisman E.A. Lateral gene transfer and the nature of bacterial innovation. //Nature. -2000. -V. 405. -P. 299-304.
198. OEPP/EPPO. Data sheets on quarantine organisms No. 134, Xanthomonas campestris pv. corylina. // Bulletin OEPP/EPPO Bulletin. -1986. -V. 16. -P. 13-16.
199. OEPP/EPPO. Specific quarantine requirements. // EPPO Technical Documents. -1990. -V. 1008.-P. 10-14.
200. OEPP/EPPO. EPPO Standards. // Bulletin OEPP/EPPO Bulletin. -2005. -V. 35. -P. 543597.
201. Omura T. and Sato R. A new cytochrome in liver microsomes. // J. Biol. Chem. -1962. -V. 237.-P. 375-1376.
202. Opio A.F., Allen D.J., Teri J.M. Pathogenic variation in Xanthomonas campestris pv. phaseoli, the causal agent of common bacterial blight in Phaseolus beans. // Plant pathology. -1996.-V. 45.-P. 1126-1133.
203. Parge H.E., Forest K.T., Hickey M.J., Christensen D.A., Getzoff E.D. and Tainer J.A. Structure of the fibre-forming protein pilin at 2-6 resolution. // Nature. -1995. -V. 378. -P. 3238.
204. Parkinson N., Aritua V., Heeney J., Cowie C., Bew J.D., Stead D. Phylogenetic analysis of Xanthomonas species by comparison of partial gyrase В gene sequences.// Int. J. of Syst. and Evol. Microbiology. -2007. -V. 57. -P. 2881-2887.
205. Patel M.K., Bhatt V.V., Kulkarni Y.S. Three new bacterial diseases of plants from Bombay. // Indian Phytopathology. -1951. -V. 4. -P. 142-151.
206. Pohronezny K. and Volin R.B. The effect of bacterial spot on yield and quality of fresh market tomatoes. //HortScience. -1983. -V. 18. -P. 69-70.
207. Pohronezny K., Stall R.E., Canteros B.I., Kegley M., Datnoff L.E. Sudden shift in the prevalent race of Xanthomonas campestris pv. vesicatoria in peper fields in Southern Florida. // Plant disease. -1992. -V. 76. -P. 118—120.
208. Poplawsky A.R., Chun W. Strains of Xanthomonas campestris pv. campestris with atypical pigmentation isolated from commercial crucifer seeds. // Plant Disease. -1995. -V. 79 (10). -P. 1021-1024.
209. Postle K. TonB and the gram-negative dilemma. // Mol Microbiol. -1990. -V. 4. -P. 2019-2025.
210. Poulsen G.B., Kahl G., Weising K. Differential abundance of simple repetitive sequences in species of Brassica and related Brassicaceae. // Plant Syst. Evol. -1994. -V. 190. -P. 21-30.
211. PQS (Plant Quarantine Service) of Indonesia. 2008. (http://karantina-lampung.deptan. go .id/)
212. Preston C.D., Pearman D.A., Dines T.D. New Atlas of British and Irish Flora. // Oxford University Press, Oxford, UK. -2002.
213. Prunier J.P., Luisetti J., Gardan L., Germain E., Sarraquigne J. La bacteriose du noisetier (Xanthomonas corylina). // Revue Horticole. -1976. -V. 170. -P. 31, 40.
214. Raetz C.R.H. and Whitfield C. Lipopolysaccharide endotoxins. // Annu. Rev. Biochem. -2002.-V. 71.-P. 635-700.
215. Ramirez M.E., Fucikousky L.; Garcia-Jimenez F., Quintero R., Galindo E. Xanthan gum production by altered pathogenicity variants of Xanthomonas campestris. // Appl. Microbiol. Biotechnol., -1988. -V. 29. -P. 5-10.
216. Randhawa P., Schaad N.W. Selective isolation of Xanthomonas campestris pv. campestris from crucifer seeds. // Phytopathology, -1984.-V. 68. -P. 249-252.
217. Ranjard L., Poly F., Nazaret S. Monitoring complex bacterial communities using culture-independent molecular techniques: application to soil environment // Res. Microbiol. -2000. —V. 151.-P. 167-177.
218. Rao J.R., Fleming C.C., Moore J.E. Molecular diagnostics: current technology and applications. // Horizon Scientific Press. -2006. -PP. 379.
219. Roberts S.J. and Koenraadt H. Proposal for a revised method for detection of Xanthomonas campestris pv. campestris in Brassica seed. // Seed Science and Technology -2002. -V. 30. Cited from http. -C.//www.worldseed.org/pdf7WS-xcc-brassica-cabbage.pdf
220. Rocha Eduardo P.C. DNA repeats lead to the accelerated loss of gene order in bacteria. // Trends in Genetics. -2003. -V. 19. -P. 600-603.
221. Rondon M.R., August P.R., Bettermann A.D. Cloning the soil metagenome: a strategy for accessing the genetic and functional diversity of uncultured microorganisms. // Appl. Environ. Microbiol. -2000. -V. 66. -P. 2541-2547.
222. Rutherford K. Artemis: sequence visualisation and annotation. Bioinformatics. -2000. -V. 16. -P. 944-945.
223. Ruissen M.A., Gielink A.J. The development of black rot in cabbage as a result of difference in guttation between cultivars. // Proceedings of the Eight International Conference on Plant Pathogenic Bacteria, 9-12 June, Versailles, France. -1993.
224. Russel H.L. A bacterial rot of cabbage and allied plants.// Wise. Agric. Sta. Bull. -1898. -Ps65.
225. Ryhlik W. OLIGO 7 primer analysis software. // Methods Mol. Biol. -2007. -V. 402. -P. 35-60.
226. Saitou N. and Nei M. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees // Mol. Biol. Evol. -1987. -V. 4. -P.406-425.
227. Salzberg S.L., Salzberg A.J., Kerlavage A.R. and Tomb J.-F. Skewed Oligomers and Origins of Replication. // Gene. -1998. -V. 217 (1-2). -P. 57-67.
228. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1977. -V. 84. -P. 5463-5467.
229. Sambrook J., Fritsch E.F. and Maniatis Т. Molecular cloning: -C. a laboratory manual, 2nd ed. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, N.Y. -1989.
230. Santiranjan Bandyopadhyay, Chattopadhyay S.B. Survival of Xanthomonas campestris pv. campestris in soil. // Indian J.f of Mycological Res. -1986. -V. 24 (2). -P. 97-101.
231. Sarkar S.F. and Guttman D.S. The evolution of the core genome of Pseudomonas syringae, a highly clonal, endemic plant pathogen. // Appl. Environ. Microbiol. -2004. -V. 70. -P. 1999-2012.
232. Schaad N.W. (Ed.) Laboratory guide for identification of plant pathogenic bacteria. // St. Paul, Minnesota, USA, APS Press. -1988. -Ed. 2. -P. 164.
233. Schaad N.W. Detection of seedborne bacterial plant pathogens. // Plant Disease. -1982.-V. 66 (10).-P. 885-890.
234. Schaad N.W. and Dianese J.C. Cruciferous weeds as sources of inoculum of Xanthomonas campestris in black rot of crucifers. // Phytopathology. -1981. -V. 71 (11). -P. 1215-1220.
235. Schaad N.W., Franken A.A.J.M. Xanthomonas campestris pv. campestris. Working Sheet 68.// ISTA Handbook On Seed Health Testing. Zurich, Switzerland. -C. International Seed Testing Association. -1997.
236. Schaad N.W., White W.C. Survival of Xanthomonas campestris in soil. // Phytopathology. -1974. -V. 64 (12). -P. 1518-1520.
237. Schaad N.W., Jones J.B. and Lacy G. Xanthomonas. In: Laboratory guide for identification of plant pathogenic bacteria, 3rd edition. Schaad N.W., Jones J.B. and Chun W. (eds.). //APS Press, St. Paul, MN. -2001.
238. Schleifer K.H. and Kandler O. Peptidoglycan types of bacterial cell walls and their taxonomic implications. // Bacteriol Rev. -1972. -V. 36. -P. 407-477.
239. Schuenzel E.L., Sechler A., Ignatov A., Schaad N.W. Multi-locus sequence typing as a tool for taxonomic identification and classification for Xanthomonas campestris pv campestris and related pathovars. // не опубликовано.
240. Schultz Т., Gabrielson R.L. Xanthomonas campestris pv. campestris in Western Washington crucifer seed fields. -C. occurrence and survival. // Phytopathology. -1986. -V. 76 (12). -P. 1306-1309.
241. Scortichini M., Rossi M.P., Marchesi U. Genetic, phenotypic and pathogenic diversity of Xanthomonas arboricola pv. corylina strains question the representative nature of the type strain. // Plant Pathology. -2002. -V. 51. -P. 374-381.
242. Scortichini M. and Rossi M.P. Genetic diversity of Xanthomonas arboricola pv. fragariae strains and comparison with some other X. arboricola pathovars using repetitive PCR genomic fingerprinting. // J. of Phytopathology. -2003. -V. 151. -P. 113-119.
243. Scortichini M. and Simeone A.M. Review of the bacterial diseases of apricot. // Rivista di Frutticoltura e di Ortofloricoltura. -1997. -V. 59. -P. 51-57.
244. Selander R.K., Caugant D.A., Ochman H., Musser J.M., Gilmour M.N. and Whittam T.S. Methods in multilocus enzyme electrophoresis for bacterial population genetics and systematics. //Appl. Environ. Microbiol. -1986. -V. 51. -P. 873-884.
245. Sharpies G.J., Lloyd R.G. A novel repeated DNA sequence located in the intergenic regions of bacterial chromosomes. //Nucleic acids research. -1990. -V. 18 (22). -P. 6503-6508.
246. Sikorski R.S., Boguski M.S., Goebl M. and Hieter P. A repeating amino acid motif in CDC23 defines a new family of proteins and a new relationship among genes required for mitosis and RNA synthesis. // Cell. -1990. -V. 26. -P. 307-317.
247. Smith C.W.J. RNA-protein interactions: a practical approach. // Oxford University Press. -1998.-T. 192. —PP.341.
248. Spratt B.G., Maiden M.C. Bacterial population'genetics, evolution and epidemiology // Phil. Trans. R. Soc. Lond. B. -1999. -V. 354. -P. 701-710.
249. Srivastava A.K. and Schlessinger D„ Mechanism and regulation of bacterial ribosomal RNA processing. // Annu. Rev. Microbiol. -1990.-V. 44. -P. 105-129.
250. Srivastava A.K. and Schiessinger D. Structure and organization of ribosomal DNA. // Biochimie. -1991. -V. 73. -P. 631-638.
251. Stahl D.A., Lane D.J., Olsen G.J. and Pace N.R. Characterization of Yellowstone hot spring microbial community by 5S rRNA sequences // Appl. Environ. Microbiol. -1985. -V. 49. -P. 1379-1384.
252. Stall R.E., Gottwald T.R., Koizum M., Schaad N.W. Ecology or plant pathogenic xanthomonads. // In. -C. Swings J.G., Civerolo E.L., eds. Xanthomonas, 1st ed. London, UK. -C. Chapman and Hall. -1993. -P. 265-299.
253. Starr M.P., Jenkins C.L., Bussey L.B., Andrewes A.G. Chemotaxonomic significance of the xanthomonadins, novel brominated aryl-polyene pigments produced by bacteria of the genus Xanthomonas. // Archives of Microbiology. -1977. -V. 113 (1/2). -P. 1-9.
254. Starr M.P., Jenkins C.L., Bussey L.B., Andrewes A.G. Chemotaxonomic significance of the xanthomonadins. novel brominated aryl-polyene pigments produced by bacteria of the genus Xanthomonas. // Archives of Microbiology. -1977. -V. 113. -P. 1-9.
255. Starr M.P. and Stephens W.L. Pigmentation and taxonomy of the genusXanthomonas. // J. of Bacteriology. -1964. -V. 87. -P. 293-302.
256. Staskawicz B.J., Ausubel F.M.', Bakeij B.J., Ellis G. and Jones J.D.G. Molecular genetics of plant disease resistance. // Science. -1995. -V. 268. -P. 661-667.
257. Stead D.E., Sellwood J.E., Wilson J., Viney J. Evaluation of a commercial microbial identification system based on fatty acid profiles for rapid, accurate identification of plant pathogenic bacteria. // J.Appl.Bacteriol. -1992. -V. 72. -P. 315-321.
258. Stefani E., Bazzi C., Mazzucchi U. and Colussi A. Xanthomonas campestris pv. pruni in Friuli peach orchards. // Informatore Fitopatologico. -1989. -V. 39. -P. 60-63.
259. Strandberg J„ Spatial distribution of cabbage black rot and the estimation of diseased plant populations. //Phytopathology. -1973. -V. 63 (8). -P. 998-1003.
260. Stravato V.M., Carannante G., Scortichini M. Occurrence of Xanthomonas arboricola pv. poinsetticola on Euphorbia pulcherrima in Italy. // J. of Plant Pathology. -2004. -V. 86. -P. 177.
261. Sutic D. Bacterioze Crvenog Patlidzana (Tomato bacteriosis). // Posebna Izd. Inst. Zasht. Bilja, Beograd (Spec. Edit. Inst. Plant Prot., Beograd). -1957. -V. 6. -P. 1-65.
262. Swings J.G. and Civerolo E.L. Xanthomonas. // Chapman and Hall, London. -1993.
263. Taguchi G. and Wu Y. Introduction to off-line quality control // Japan Quality Control Organisation. Nagoya. Japan. -1980.
264. Tang В., Boisvert P., Higgs P.G. Comparison of tRNA and rRNA phylogenies in proteobacteria: implications for the frequency of horizontal gene transfer. // arXiv:q-bio.PE/0404030. -2004.
265. Taylor J.D., Conway J., Roberts S.J., Astley D., Vicente J.G. Sources and origin of resistance to Xanthomonas campestris pv. campestris in Brassica genomes. // Phytopathology. 2002. -V.92. -P. 105-111.
266. Theodorou^ M.C., Panagiotidis C.A. Panagiotidis C.H. Involvement of the AtoS-AtoC signal transduction system in poly-(R)-3-hydroxybutyrate biosynthesis in Escherichia coli. // Biochimica et Biophysica Acta. -2006. -V. 1760. -P. 896-906.
267. Theron J. and Cloete Т.Е. Molecular techniques for determining microbial diversity and community structure in natural environments. // Critical Rev. in Microbiology. -2000. -V. 26. -P. 37-57.
268. Thomas C.M. and Nielsen K.M. Mechanisms of, and barriers to, horizontal gene transfer between bacteria. //Nature Reviews in Microbiology. -2005. -V. 3. -P. 711-721.
269. Tsygankova S.V., Ignatov A.N., Boulygina E.S., Kuznetsov B.B., Korotkov E.V. Genetic intraspecies relationships in Xanthomonas campestris pv. campestris revealed by novel rep-PCR primers. // European J. Plant Pathol. -2004. -V.l 10. -P. 845-853.
270. Urwin R. and Maiden M.C.J. Multi-locus sequence typing: a tool for global epidemiology. // TRENDS in Microbiol. -2003. -V. 11. -P. 479-487.
271. Van den Mooter M. and Swings J. Numerical analysis of 295 phenotypic features of 266 Xanthomonas strains and related strains and an improved taxonomy of the genus. // Int. J. of Syst. Bacteriology. -1990. -V. 40. -P. 348-369.
272. Vauterin1 L., Rademaker J. and Swings J. Synopsis on the Taxonomy of the Genus Xanthomonas. // The American Phytopathological Society. -2000. -V. 90. -P. 677-682.
273. Vauterin L. and Swings J. Are classification and phytopathological diversity compatible in Xanthomonas? //J. of Industrial Microbiol, and Biotech. -1997. -V. 19 (2). -P. 77-82.
274. Vauterin L., Swings J., Kersters K., Gillis M., Mew T.W., Schroth M.N., Palleroni N.J., Hildebrand D.C., Stead D.E., Civerolo E.L., Hayward A.C., Maraite H., Stall R.E., Vidaver
275. A.K., Bradbury J.F. Towards an improved taxonomy of Xanthomonas. // Int. J. of Syst. Bacteriology. -1990. -V. 40. -P. 312-316.
276. Vauterin L., Hoste В., Kersters K., Swings, J. Rectification of Xanthomonas. // Int. J. Syst. Bacteriology. -1995. -V. 45. -P. 472-489.
277. Vicente J.C., Roberts S.J. and Taylor J.D. Identification and Origin of Xanthomonas campestris pv. campestris Races and Related Pathovars.// Phytopathology. -2001. -V. 91. -P. 492-499.
278. Vicente J.G., Dias J.S., Taylor J.D. Occurrence and distribution of Xanthomonas campestris races in Portugal. // ISHS Symposium on brassicas. 10th Crucifer Genetics Workshop. -1997. 23-27 September. RennesFrance. -P. 214.
279. Vorholter F.J., Schneiker S., Goesmann A., Krause L., Bekel Т., Kaiser O., Linke В., Patschkowski Т., Ruckert C., Schmid J., Sidhu V.K., Sieber V., Tauch A., Watt S.A., Weisshaar
280. B., Becker A., Niehaus K., Ptihler A. The genome of Xanthomonas campestris pv. campestris
281. В100 and its use for the reconstruction of metabolic pathways involved in xanthan biosynthesis. // J Biotechnol. -2008. -V. 134. -P. 33-45.
282. Vos P., Hogers R., Bleeker M., Reijans M., van de Lee Т., Homes M., Frijters A., Pot J., Peleman J., Muiper M., Zabeau M. AFLP: a new concept for DNA fingerprinting // Nucleic Acids Res. -1995. -V. 21. -P. 4407-4414.
283. Wakabayashi S., Kimura Т., Fukuyama K., Matsubara H. and Rogers L.J. The amino acid sequence of a flavodoxin from the eukaryotic red alga Chondrus crispus. // Biochem. J. -1989. — V. 263.-P. 981-984.
284. Wall M.K., Mitchenall L.A., Maxwell A. Arabidopsis thaliana DNA gyrase is targeted to chloroplasts and mitochondria. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -2004. -V. 101. -P. 7821-7826.
285. Walker J.C. Diseas of vegetable crops. // McGraw-Hill, New York. -1952.
286. Wang J.C., Caron P.R. and Kim R A. The role of DNA topoisomerases in recombination and genome stability: a double-edged sword? // Cell. -1990. -V. 62. -P. 403-406.
287. Wang P.W., Morgan R.L., Scortichini M. and Guttman D.S. Convergent evolution of phytopathogenic pseudomonads onto hazelnut. // Microbiology. -2007. -V. 153, -P. 2067-2073.
288. Watanabe K., Nelson J., Harayama S. and Kasai H. ICB database: the gyrB database for identification and classification of bacteria. //Nucleic Acids Res. -2001. -V. 29. -P. 344- 345.
289. Wertz J.E., Goldstone C., Gordon D.M., Riley M.A. A molecular phylogeny of enteric bacteria and implications for a bacterial species concept. // J. of Evol. Biology. -2003. -V. 16 (6). -P. 1236-1248.
290. White H. Bacterial spot of radish and turnip. // Phytopathology. 1930. -V. 20. -P. 653662.
291. Wigley D.B., Davies G.J., Dodson E.J., Maxwell A. and Dodson G. Crystal structure of an N-terminal fragment of the DNA gyrase В protein. //Nature. -1991. -V. 351. -P. 624-629.
292. Williams P.H. Black rot. a continuing threat to world crucifers. // Plant Disease. -1980. -V. 64. -P. 736-742.
293. Wimalajeewa D.L.S., Washington W.S. Bacterial blight of hazel-nut. Australasian. // Plant Pathology. -1980. -V. 9. -P. 113-114.
294. Wookey P. The tonB gene product in Escherichia coli. Energy-coupling or molecular processing of permeases? // FEBS Lett. -1982. -V. 139 (2). -P. 145-154.
295. Yamamoto S., Bouvet P. J. and Harayama. S. Phylogenetic structures of the genus Acinetobacter based on gyrB sequences: comparison with- the grouping by DNA-DNA hybridization. // Int. J. Syst. Bacteriol. -1999. -V. 49. -P. 87-95.
296. Yamamoto S. and Harayama S. Phylogenetic analysis of Acinetobacter strains based on the nucleotide sequences of gyrB genes and on the amino acid sequences of their products // Int. J. Syst. Bacteriol. 1996. V.46. P: 506-511.
297. Yamamoto S. and Harayama- S. Phylogenetic relationships of Pseudomonas putida strains deduced from the nucleoude sequences of gyrB, rpoD and 16S rRNA genes // Int. J. Syst. Bacterial. -1998: -V. 48. -P. 813-819:
298. Yang P., Vauterin L., VanCanneyt M., Swings J. and Kersters K. Application of fatty acid- methyl esters for the taxonomic analysis of the genus Xanthomonas. // Syst. Appl. Microbiol. -1993. -V. 16. -P. 47-71.
299. Yang Y., Gabriel- D. W. Xanthomonas avirulence/pathogenicity gene family encodes functional plant nuclear targeting signals. // MPMI. 1995. -V.8. -P.627-631.
300. Young J.M., Park D.C., Shearman H.M., Fargier E. A multilocus sequence analysis of the genus Xanthomonas. // Syst. Appl. Microbioh -2008. -V. 31 (5). -P. 366-377.
301. Zaccardelli M., Del Galdo A., Caglioti C., Buonaurio R. Genetic variability of Xanthomonas campestris pv. campestris populations: first results. // J. of Plant Pathology. -2002. -V. 84.-P. 199.
302. Zaccardelli M. Molecular characterization of Xanthomonas campestris pv. campestris isolates. // J. of Plant Pathology. -2001. -V. 83. -P. 245.
303. Zaccardelli M., Ceroni P. and Mazzucchi U. Amplified fragment length polymorphism fingerprinting of Xanthomonas arboricola pv. pruni. // J. of Plant Pathology, -1999. —V. 81. —P. 173-179.
304. Zelles L. Fatty acid patterns of phospholipids and lipopolysaccharides in the characterisation of microbial communities in soil: a review // Biol. Fertil. Soils. -1999. —V. 29. -P. 111-129.
305. Zhao Y.-F., Damicone J.P., Demezas D.H., Bender C.L., Zhao Y.F. Bacterial leaf spot diseases of leafy crucifers in Oklahoma caused by pathovars of Xanthomonas campestris. // Plant Disease. -2000. -V. 84. -P. 1008-1014.
306. Zhang W., Jayarao B.M. and Knabel S.J. Multi-virulence-locus sequence typing of Listeria monocytogenes. // Appl. Environ. Microbiol. -2004. -V. 70. -P. 913-920.
307. Zhu W., MaGbanua M. M., and White F. F. Identification of two novel hrp-associated genes in the hrp gene cluster of Xanthomonas oryzae pv. oryzae. // J. Bacteriol. -2000. —V. 182. -P. 1844-1853.
308. Zipfel C. and Felix G. Plants and animals: a different taste for microbes? Curr. Opin. // Plant Biol. -2005. -V. 8. -P. 353-360.
-
Пунина, Наталия Владимировна
-
кандидата биологических наук
-
Москва, 2009
-
ВАК 03.00.07
- Биоразнообразие бактерий родов Rhizobium и Xanthomonas и создание молекулярной системы их идентификации и диагностики
- Видовое разнообразие и методы диагностики фитопатогенных бактерий рода Сельское и лесное хозяйство. Сельскохозяйственные и лесохозяйственные науки -- Защита растений -- Отдельные группы и виды болезней растений -- Бактериальные заболевания -- Xanthomonasпоражающих растения семейства Мятликовые (Poaceae)
- Разнообразие, распространение и методы диагностики бактерий родов Xanthomonas и Clavibacter, поражающих томат
- Генетическое разнообразие фитопатогенных бактерий Xanthomonas campestris и устойчивость к ним растений семейства Brassicaceae
- Методы диагностики возбудителя сосудистого бактериоза капусты и меры защиты
