Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Особенности развития мужских половых клеток у ускоренно стареющих мышей линий SAM

ВАК РФ 03.00.11, Эмбриология, гистология и цитология

Автореферат диссертации по теме "Особенности развития мужских половых клеток у ускоренно стареющих мышей линий SAM"

РОССИЙСКАЯ АКАДЕМИЯ НАУК ИНСТИТУТ БИОЛОГИИ РАЗВИТИЯ им. Н.К.Кольцова

На правах рукописи УДК 576.591

Гордеева Ольга Федоровна

РГБ ОД 2 2 Ш 2JQQ

ОСОБЕННОСТИ РАЗВИТИЯ МУЖСКИХ ПОЛОВЫХ КЛЕТОК У УСКОРЕННО СТАРЕЮЩИХ МЫШЕЙ ЛИНИЙ SAM (senescence-accelerated mice)

(03.00.11 - эмбриология, гистология, цитология)

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Москва - 2000

Работа выполнена в лаборатории биофизики развития и лаборатории цитологии Института биологии развития им. Н.А.Кольцова (Директор Института - академик Н.Г.Хрущов)

Научный руководитель:

Ведущее учреждение - Российский государственный медицинский

университет.

Защита диссертации состоится "•?/ \uaSl 2000 года в на заседании диссертационного совета Д002.85.01 при Институте биологии развития им. Н.К.Кольцова РАН по адресу: г.Москва, ул.Вавилова, 26.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института биологии развития им. Н.К.Кольцова РАН (г.Москва, ул. Вавилова, 26).

Автореферат разослан г? апреля 2000г.

доктор биологических наук Захидов Сабир Тишаевич.

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук Васецкий Сергей Григорьевич

кандидат биологических наук Ланге Мария Александровна

Ученый секретарь диссертационного совета кандидат биологических наук

Е.В.Волина

Е№- Ч> о

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы.

Сперматогенез представляет собой сложную цепь последовательных клеточных превращений, контролируемых многими генами. Сперматогенный процесс, условно делится на три основных этапа - размножение, рост и созревание мужских половых клеток, каждый из которых характеризуется строго упорядоченными во времени и пространстве уникальными генетическими, морфологическими и биохимическими преобразованиями ( Рузен-Ранге, 1980; Данилова, 1983; Райци-на, 1982; Willison, Ashworth, 1987; Nishimune, Okabe, 1993; Hecht, 1998; McCarrey, 1998; Захидов, 1998; Wylie, 1999).

Исследования закономерностей сперматогенеза у разных видов животных имеют важнейшее значение для решения фундаментальных проблем биологии развития, экспериментальной эмбриологии, цитогенетики.

В последние годы значительный прогресс в изучении процессов мужского га-метогенеза достигнут благодаря использованию методологии экспериментального мутагенеза, в том числе благодаря созданию генетически модифицированных животных. Результаты этих мутационных исследований расширили наши знания о процессах нормального и атипичного развития половых клеток, показали временные пределы сохранения индуцированных генетических повреждений в стволовых клетках, позволили установить источники регенерации сперматогенного и фолликулярного эпителиев, приблизили к пониманию причин некоторых форм мужской стерильности (Adler, 1982; Erickson, 1985; Hess et al, 1988; van Beek, 1990; McGregor et al, 1990; Захидов и др., 1995; Furuchi et al, 1996; см. Mutation Research 1997).

В то же время очень мало изучены процессы сперматогенеза при нормальном физиологическом старении. Изучение влияния старения как медлено действующего повреждающего фактора на развивающиеся половые клетки и их генетические структуры имеет не только познавательный и теоретический интерес, в том смысле, что позволяет описать и сравнить между собой особенности развития мужских половых клеток в разные периоды онтогенеза, и тем самым охватить всю систему сперматогенеза в целом, но и может пролить дополнительный свет на те общие закономерности и явления, которые были установлены при изучении старения клеток соматических тканей.

Старение - биологическое явление, в основе которого лежат процессы постепенного накопления генетических аномалий, нарушений структурно-функциональной целостности соматических клеток. Проблема старения сложна и много-

гранна, поэтому в ее исследованиях важную роль играет правильный выбор модельных систем. В последние годы при изучении механизмов старения, возрастных патологий, а также при разработке фармакологической стратегии, направленной на улучшение качества жизни и увеличения ее продолжительности, в разных лабораториях мира широко используются новые уникальные линии мышей, склонных к ускоренному старению в наследуемой форме.

Ускоренно стареющие мыши SAM (senescence accelerated mice), проявляющие все признаки раннего физиологического угасания, были получены японскими учеными путем длительного селективного инбридинга мышей линии AKR/J. В настоящее время существуют две серии мышей, различающиеся по средней продолжительности жизни: склонные к ускоренному старению мыши SAMP (accelerated senescence-prone) и устойчивые к ускоренному старению мыши SAMR (accelerated senescence-resistant) (Takeda et al., 1981, 1994, 1997). У первых средняя продолжительность жизни составляет 9.7 мес, тогда как у вторых -18.3 мес.

Большинство исследователей полагают, что в основе ускоренного старения мышей SAM лежат генетические механизмы (Johnson, 1997; Hosokawa et al., 1997; Xia et al, 1999). Японскими учеными, внесшими огромный вклад в изучение биологии мышей SAM, (см. Takeda et al., 1994, 1997, 1999.) исследования велись во многих направлениях: генетическом, нейробиологическом, иммунологическом и биохимическом. Вместе с тем, слабо изученными оказались проблемы репродуктивной биологии. Известна лишь одна морфометрическая работа, просвященная сперматогенезу у мышей этих линий (Miyamoto et al, 1994).

Цели и задачи работы.

Цель настоящей работы заключалась в изучении закономерностей развития мужских половых клеток у мышей линии SAMP1, склонных к ускоренному старению, и .нормально стареющих мышей линии SAMR1. Для достижения поставленной цели решались следующие конкретные задачи:

1) сравнительная количественная оценка развивающихся сперматогенных клеток у мышей линий SAM разных возрастных групп;

2) цитогенетическая оценка возрастных изменений развивающихся половых клеток;

3) гистологическое изучение динамики возрастных морфологических изменений семенников мышей обеих линий;

4) количественное, цитологическое изучение популяции клеток Сертоли у мышей линий SAM.

Научная новизна работы.

Впервые проведено комплексное сравнительное изучение цитологических, гистологических и цитогенетических особенностей сперматогенеза у мышей, склонных к ускоренному старению (SAMP1), и у мышей, устойчивых к ускоренному старению (SAMR1) в разные периоды их жизни.

Показано, что у неполовозрелых мышей линии SAMP1 первая волна сперматогенеза протекает более интенсивно, чем у мышей линии SAMR1.

Установлены различия в характере развития мейотических и постмейотичес-ких клеток в онтогенезе половозрелых мышей линий SAMP1 и SAMR1.

Впервые обнаружено, что в сперматогенезе мышей обеих линий процесс накопления спонтанных мутаций идет резко, скачкообразно. По цитогенетичес-ким проявлениям ускоренное старение не уступает эффектам радиации и химических мутагенов.

Впервые показано, что в семенниках половозрелых мышей линии SAMP1 и линии SAMR1 клетки Сертоли свободны от запрета на клеточное размножение.

Практическая значимость работы.

Полученные в работе данные могут быть включены в курсы лекций по эмбриологии млекопитающих, генетике онтогенеза и биологии старения для студентов университетов и медицинских институтов.

Результаты настоящей работы представляют интерес для специалистов в области репродуктивной биологии и медицины.

Апробаиия работы.

Материалы диссертации докладывались на межлабораторных семинарах по изучению биологии мышей SAM на кафедре биохимии МГУ (1997, 1998), на Международном симпозиуме «Биологические механизмы старения» (Харьков, 2000), на межлабораторном семинаре отдела эмбриологии и лаборатории цитологиии ИБР РАН.

По материалам диссертации опубликовано 3 работы и 2 находятся в печати.

Структура и объем работы.

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, изложения результатов, обсуждения и выводов. Работа представлена на 130 стр. и содержит 4 таблицы и 20 рисунков. Список литературы включает 212 работ отечественных и зарубежных авторов.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

Объект исследований.

В работе были использованы самцы мышей линии SAMP1, склонных к ускоренному старению в наследуемой форме. В качестве контроля были взяты устойчивые к ускоренному старению мыши линии SAMR1. Средняя продолжительность жизни мышей линии SAMP1 составляет 9.9 мес, тогда как у мышей линии SAMR1 -18.9 мес.

Животные были разделены на шесть возрастных групп: 10- дневные мышата, 3-4 нед, а также 2-3 мес, 6-7 мес, 9-10 мес и 12-15 мес мыши. Каждая изученная возрастная группа состояла из 5-7 самцов каждой линии.

Приготовление и Фиксация препаратов.

Извлеченные семенники от каждого животного взвешивали. Один из них целиком фиксировали в уксусно-глицериновой смеси в течении 2-3 нед, затем механически разрушали и содержимое суспендировали. Полученную таким образом суспензию клеток анализировали в камере Горяева с помощью фазово-контраст-ного устройства при общем увеличении 400х («Оптон», Германия). Другой семенник разрезали пополам и готовили отпечатки клеток сперматогенного эпителия. Параллельно готовили мазки эпидидимальных спермиев.

Для цитогенетического анализа препараты фиксировали в 10%-ном забуфе-ренном формалине (рН 7.2) в течение 15 мин.

Для гистологического изучения семенники фиксировали в растворе Буэна. После обезвоживания в спиртах восходящей концентрации образцы гонад заливали в парафиновые блоки. С помощью микротома («Рейхарт-2030», Германия) готовили срезы толщиной 5 мкм.

Окрашивание препаратов.

Препараты для цитогенетического анализа, окрашивали по Фельгену в стандартных условиях: кислотный гидролиз ДНК в 5 N HCI при температуре 37 С в течение 12 мин с последующим окрашиванием в реактиве Шиффа в течение 1 часа при комнатной температуре.

Гистологические срезы семенников окрашивали гематоксилин-эозином.

Методы учета сперматогониальных и мейотических микроядер.

В настоящей работе для определения частоты встречаемости сперматогони-ев и округлых сперматид с микроядрами в семенниках мышей SAM различных возрастных групп просматривали на окрашенных по Фельгену препаратах от 500 до 10ОО клеток от каждого животного. Число аномальных клеток выражали в промилле.

Метод учета аномалий форм головок спермиев.

Для определения частоты встречаемости спермиев с морфологически аномальными головками в эпидидимисах половозрелых мышей SAM подсчитывали не менее 500 клеток от каждого животного и выражали эту частоту в процентах.

Статистическая обработка данных.

Вариационно-статистический анализ цифрового материала проводили с помощью компьютерной программы «Stadia». При оценке достоверности различий использовали использовали непараметрический критерий Колмогорова-Смирнова.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

I. Возрастные изменения числа сперматогенных клеток у

мышей линий SAMP1 и SAMR1

Результаты возрастных изменений абсолютного числа развивающихся мужских половых клеток у мышей SAM представлены в таблице 1 и на рисунке 1 а-г. Как показали подсчеты, общее число сперматогониев (стволовые, пролиферирующие и дифференцирующиеся клетки) в гонадах у 10-дневных самцов SAMP1 и SAMR1 статистически достоверно не отличаются (при р<0.05). У 3-4 нед мышей SAMP1 общее число сперматогониальных клеток оказалось в 2 раза больше, чем в семенниках мышей SAMR1 того же возраста. У мышей SAMP1 и SAMR1 в возрасте 2-3 мес, значимых различий по общему числу сперматогониальных клеток не было обнаружено (при р<0.05). Следует отметить, что по сравнению с предыдущей возрастной группой, у мышей SAMP1 и SAMR1 общее число ранних половых клеток уменьшалось, соответственно в 2.4 и 1.4 раза. В трех последующих возрастных группах (6-7 мес, 9-10 мес и 12-15 мес) мыши линий SAMP 1 и SAMR1 существенно не отличались друг от друга по числу сперматогониальных клеток.

Таблица 1. Количественный состав клеток сперматогенного эпителия у мышей БАМР! и БАМЯ"!.

о>

Линии мышей Возрастные группы Число животных Типы клеток, х106

Сг ПС ОС Сп КС

БАМР1 10 дней 4 1.2 ±0.2 - - - -

3-4 нед 5 4.0 ± 0.6* 2.4 ± 0.3* 2.6 ±0.8 0 0.3 ± 0.08

2-3 мес 5 1.7 ± 0.12 4.1 ±0.2* 10.1 ±0.2* 8.0 ±0.6 0.6 ± 0.07

6-7 мес 5 2.1 ±0.4 3.5±0.2* 10.6 ±0.8 8.4 ±0.6 0.6 ±0.2

9-10 мес 5 1.5 ±0.3 2.4 ±0.5 8.2 ±1 7.4 ±1.4 0.9 ±0.1

12-15 мес 5 1.5 ± 0.1 1.8 ± 0.4* 5.1 ± 1.1 6.8 ±2.0 0.7 ± 0.08

БАМИ! 10 дней 4 1.5 ± 0.1 - - - -

3-4 нед 7 2.0 ±0.3 0.9 ±0.3 1.2 ±0.4 0 0.2 ± 0.07

2-3 мес 6 1.4 ± 0.14 1.9 ±0.4 7.8 ±0.8 4.7 ± 1 0.5 ±0.1

6-7 мес 5 2.3 ±0.3 2.2 ±0.2 8.7 ±1.1 7.8 ±0.8 0.6 ± 0.2

9-10 мес 5 1.8 ±0.3 2.8 ±0.2 9.4 ± 0.9 9.1 ± 1.1 0.8 ±0.06

12-15 мес 6 1.8 ±0.2 2.8 ±0.4 7.4 ± 0.7 10.0 ±0.8 0.6 ±0.1

Примечание: Сг - сперматогонии, ПС - пахитенные сперматоциты, ОС - округлые сперматиды, Сп - тестикулярные спермин, КС - клетки Сертоли. * - различия статистически достоверны при р < 0.05 по сравнению с БАМЯ!.

Рис. 1а. Динамика возрастных изменений абсолютного числа сперматогониев у мышей линий БАМР1 и ЭАМЯ!

возраст

» - различия статистически достоверны при р < 0 05

Далее, как показали подсчеты, у мышей линии 8АМР1 в возрасте 3-4 нед, 23 мес и 6-7 мес, число пахитенных сперматоцитов статистически достоверно превышало таковое в семенниках мышей линии 8АМ(Ч1 (при р<0.05). В гонадах 9-10 мес мышей БАМР1 и ЗАМЯ1 число пахитенных сперматоцитов было практически одинаковым. Однако у 12-15 мес мышей БАМР1 число пахитенных сперматоцитов уже оказалось существенно ниже, чем у мышей БАМЯ1; различия статистически достоверны при р<0.05.

Рис. 16. Динамика возрастных изменений абсолютного числа пахитенных сперматоцитов у мышей линий ЭАМР1 и БАМт

I нед

2-3 мес

9-10 мес

6-7 мес возраст

• различия статистически достоверны при р < 0 05

12-15 мес

Рис. 1 в. Динамика возрастных изменений абсолютного числа округлых сперматид у мышей линий БАМР! и ЭАМЯ!

возраст

* • различия статистически достоверны при р < 0 05

У 2-3 мес мышей SAMP1 абсолютное число округлых сперматид в 1.6 раза превышало число спермиогенных клеток этого типа в семенниках мышей SAMR1: различия достоверны при р<0.05. В других возрастных группах статистически значимых различий по числу округлых сперматид не обнаружено.

Во всех изученных возрастных группах у мышей SAMP1 абсолютное число тестикулярных спермиев достоверно не отличалось от числа гамет в семенниках мышей SAMR1.

Рис. 1г. Динамика возрастных изменений абсолютного числа сперматозоидов у мышей линий БАМР1 и БАМЯ!

возраст 8

Тот факт, что у неполовозрелых мышей линии SAMP1 общее число сперма-тогониальных клеток вдвое больше, чем у мышей SAMR1, может быть связан с более высокой пролиферативной активностью сперматогониев в гонадах мышей, склонных к ускоренному старению, или с нарушением апоптоза, в норме элиминирующего генетически аномальные клетки в период первой волны сперматогенеза.

Далее, результаты показали, что у 2-3 и 6-7 мес мышей линии SAMP1 число пахитенных сперматоцитов было статистически достоверно больше, чем у мышей SAMR1 того же возраста. И в этом случае увеличение пула мейоцитов у ускоренно стареющих мышей можно объяснить неэффективностью действия системы премейотического отбора, устраняющего генетически аномальные формы до достижения ими стадии пахитены. Важно отметить, что тенденция возрастных количественных изменений популяции пахитенных сперматоцитов у мышей SAMP1 и SAMR1 различна. В отличие от мышей, склонных к ускоренному старению, у которых число пахитенных сперматоцитов с возрастом постепенно уменьшается, у мышей, устойчивых к ускоренному старению, число этих клеток на протяжении изученного периода жизни остается относительно постоянным. Ранее было показано, что у млекопитающих при нормальном физиологическом старении происходит уменьшение числа пахитенных сперматоцитов и, как следствие, снижение ежедневной продукции гамет, обусловленное гибелью значительного числа сперматоцитов на ранних стадиях профазы I мейоза.

Не вдаваясь в детали, можно заключить, что практически во всех изученных возрастных группах, как у мышей линии SAMP1, так и у мышей SAMR1 процесс созревания постмейотических (спермиогенных) клеток протекал без существенных потерь. В этом отношении полученные данные хорошо согласуются с результатами количественного анализа развития слерматид и спермиев у млекопитающих и человека в условиях нормального физиологического старения (Johnson, Thompson, 1983; Johnson et al, 1987; Panlagua et al, 1987; Horn et al, 1996; Bustos Obregon, Ramirez, 1997). Эти данные убедительно свидетельствуют,что геронто-тический процесс, как медленно действующий повреждающий фактор, не влияет на способность вышедших из мейоза клеток нормально развиваться и достигать терминальных стадий созревания.

II. Возрастные изменения числа клеток Сеотоли в гонадах мышей

линий SAMP1 и SAMR1.

Результаты проведенного исследования свидетельствуют, что в гонадах мышей как линии SAMP 1, так и линии SAMR1 популяция клеток Сертоли нестабильна на протяжении всего изученого периода их онтогенеза. Как видно из табл.1 и

Рис.1 д. Динамика возрастных изменений абсолютного числа клеток Сертоли у мышей линий ЭАМР1 и БАМЯ!

1.0 п

-■-линия SAMP1 —»г- линия SAMR1

(О

0.9 -0.8 -

О

° 0.7 •

х

0.1 ■

0.0--

3-4 нед

2-3 мес

6-7 мес

9-10 мес

12-15 мес

возраст

рис.1д , в процессе развития мышей SAM число клеток Сертоли постепенно увеличивается, достигая максимальных значений к 9-10 мес возрасту. Число этих клеток увеличивалось в 2-4 раза в период от 3^4 нед до 9-10 мес. В пределах каждой возрастной группы статистически достоверных различий по абсолютному числу клеток Сертоли между мышами SAMP1 и SAMR1 не было установлено.

Обнаруженное явление не следует общей закономерности, согласно которой, в норме у мышей клетки Сертоли необратимо утрачивают способность к пролиферации к 15 дню постнатального развития. В основе увеличения числа клеток Сертоли лежит, скорее всего, длительное сохранение в онтогенезе мышей SAM способности этих клеток к пролиферации. О такой возможности свидетельствует обнаружение у мышей всех возрастных групп клеток Сертоли с микроядрами, с ядерными перетяжками, двуядерных клеток, а также в некоторых случаях мито-тических картин (см. ниже). Сохранение клетками Сертоли способности к делению, вероятно, представляет собой компенсаторный механизм, благодаря которому поддерживается нормальное функционирование фолликулярного эпителия.

III. Цитогенетический анализ сперматогенеза у мышей линий SAMP1 и SAMR

III. 1.Возрастные изменения частоты встречаемости спеоматогониапьных клеток с микроядрами у мышей линий SAMP1 и SAMR1

Результаты определения частоты микроядерных аберраций в сперматогони-ях мышей SAMP1 и SAMR1 представлены в табл.2 и на рисунке 2а.

Сопоставление частот встречаемости сперматогониев с микроядрами у самцов мышей SAMP1 и SAMR1 не обнаружило статистически значимых различий внутри первых двух возрастных групп (10 дн и 3-4 нед.). У 2-3 мес мышей SAMP1 число генетически аберрантных клеток оказалось примерно в 2 раза больше, чем у мышей SAMR1 того же возраста. Однако статистически значимых различий не было установлено ( при р<0.05).

В двух последующих возрастных группах (6-7 мес и 9-10 мес) у мышей SAMP1 и SAMR1 частоты встречаемости сперматогониальных клеток с хромосомными нарушениями были одинаковыми: различия при р<0.05 оказались статистически незначимыми.

Таблица 2. Частота аберрантных половых клеток в репродуктивных органах мышей линий SAMP1 и SAMR1.

Линии мышей Возрастные Сперматогонии группы с микроядрами, Округлые сперматиды с микроядрами, %о Спермин с аномальными головками, %

SAMP1 10 дней 4.2 ±1.2 - -

3-4 нед 7.0 ± 0.9 8.2 ±0.1* -

2-3 мес 4.7 ±1.0 6.9 ±1.3» 1.8 ±0.2

6-7 мес 3.8 ± 0.9 8.2 ±2.0* 2.5 ±0.6

9-10 мес 4.3 ±0.9 I 7.0 ±1.6 I 3.5 ±0.4

12-15 мес 18.8 ±10.5 ¡17.0 ±5.0 12.2 ±3.7*

SAMR1 10 дней 6.6 ±0.9 -

3-4 нед 5.5 ±0.8 2.3 ±0.8 -

2-3 мес 2.2 ± 0.9 ! 2.4 ± 0.4 I 2.7 ±1.1

6-7 мес 4.3 ±0.8 3.2 ± 0.2 3.2 ± 0.7

9-10 мес 5.5 ±1.0 9.2 ±1.6 2.2 ± 0.4

12-15 мес 16.0 ±5.8 9.6 ± 3.0 4.7 ±0.8

*- различия статистически достоверны при р < 0.05 по сравнению с SAMR1

Рис. 2а. Динамика возрастных изменений частоты встречаемости сперматогониев с микроядрами в гонадах мышей линий БАМР1 и ЗАМШ

20.0 18.0 16.0 14.0 12.0 10.0 8.0 6.0 4.0 2.0 0.0

■ линия SAMP □ линия SAMR

10 дней 3-4 нед 2-3 мес 6-7 мес

возраст

9-10 мес

12-15 мес

Рис. 26. Динамика возрастных изменений частоты встречаемости округлых сперматидс микроядрами в гонадах мышей линий БАМР1 и вАМК1

9-10 мес 12-15 мес * - различия статистически достоверны при р < 0.05

3-4 нед 2-3 мес 6-7 мес возраст

Рис. 2в. Динамика возрастных изменений частоты АГС у мышей линий SAMP1 и SAMR1

14.0 12.0 10.0

2-3 мес 6-7 мес 9-10 мес 12-15 мес возраст

* - различия статистически достоверны при р < 0.05 12

У 12-15 мес мышей SAMP1 и SAMR1 происходило резкое увеличение числа сперматогониев с микроядрами по сравнению с предыдущими возрастными группами, но статистически достоверных различий между этими двумя линиями не обнаружено (р<0.05).

111.2. Возрастные изменения частоты встречаемости округлых

сперматид с микроядрами у мышей линий SAMP1 и SAMR1.

В первых трех возрастных группах (3-4 нед, 2-3 мес, 6-7 мес) у мышей SAMP1 частота встречаемости округлых сперматид с хромосомными нарушениями превышала уровень мутаций в популяции ранних постмейотических клеток у мышей SAMR1, соответственно, в 3.6, 2.9 и 2.6 раза; различия статистически достоверны, при р<0.05 (табл.2, рис.2б).

У 9-10 мес мышей SAMP1 и SAMR1 статистически достоверные различия по частоте округлых сперматид с микроядрами не обнаружены (при р<0.05).

У12-15 мес мышей SAMP1 частота встречаемости округлых сперматид с микроядрами возрастала примерно в 2.5 раза по сравнению с предыдущей возрастной группой, тогда как у мышей SAMR1 она практически не изменялась. Однако различия между линиями статистически недостоверны.

Во всех изученных возрастных группах как среди мышей SAMP1, так и SAMR1 встречались единичные, так называемые "выскакивающие самцы", у которых частота появления генетически аберрантных клеток резко отличалась от среднего уровня либо более высокого, либо более низкого. Так, например, среди мышей SAMP1 из четырех возрастных групп (3-4 нед, 2-3 мес и 6-7 мес, 12-15 мес) были выявлены по одному самцу, в семенниках которых число округлых сперматид с микроядрами составляло, соответственно, 1.7%о 3.0%о и 2.0%о, 6.0%о. Напротив, среди мышей SAMR1 в возрасте 2-3, 6-7, 9-10 и 12-15 мес, присутствовали отдельные особи, в семенниках которых число округлых сперматид с микроядрами, составляло, соответственно, 7.0%о, 8.0%о, 2.7%о и 3.5%о.

111.3. Возрастные изменения частоты встречаемости спермиев с

аномальной формой головок (АГС) в эпидидимисах мышей линий

SAMP1 и SAMR1.

Результаты подсчета частот АГС в эпидидимисах мышей линий SAM приведены в табл.2 и на рис.2в. У мышей SAMP1 и SAMR1 в возрасте от 2 до 9 мес частоты эпидидимальных спермиев с аномальной формой головок достоверно не различались и находились в пределах, которые обычно регистрируют при спонтанном мутационном процессе.

У 12-15 мес мышей как 8АМР1, так и 5АМИ1 число аномальных гамет в эпи-дидимисе значительно возрастало по сравнению с предыдущими возрастными группами. При этом, частота АГС у мышей 5АМР1 оказалась в 2.5 раза больше, чем у мышей БАМРЯ; различия статистически достоверны (при р<0.05).

Цитогенетический анализ популяции слерматогониальных клеток показал сходный характер изменений частот спонтанных хромосомных мутаций в онтогенезе мышей линий SAMP1 и SAMR1. При этом важно отметить, что у мышей этих линий резкое, скачкообразное увеличение частоты аберрантных сперматогониев наблюдалось только в последней возрастной группе. К сожалению, в литературе отсутствуют специальные данные, указывающие на то, как изменяются с возрастом частоты генетических аномалий в сперматогониальных клетках. Только в одной работе (Захидов, 1993), в которой был использован метод учета сперматогониальных микроядер в норме и при индуцированном химическом мутагенезе, было показано, что у мышей-гибридов CBA/C57BI6F1 в возрасте от 3-4 до 9-10 мес частота появления сперматогониев со следами хромосомных нарушений в среднем составляла 2.9%о (2.3-3.9%о), что примерно в 2 раза ниже, чем у мышей SAM.

Подсчеты числа мутаций с помощью метода учета мейотических микроядер показали, что у мышей SAMP1 на протяжении всей их индивидуальной жизни частота появления мутантных клеток в популяции округлых сперматид очень высока и практически сопоставима с уровнями, которые были установлены при индуцированном мутагенезе. Полученные данные резко контрастируют с результатами цитогенетической оценки популяции ранних постмейотических клеток у мышей линии SAMR1. У мышей SAMR1 в первых трех возрастных группах (от 3-4 нед до 6-7 мес включительно) частоты встречаемости округлых сперматид с хромосомными аномалиями не выходили за пределы уровня спонтанного мутагенеза (0.4-2.4%» Захидов, 1993; Allen et al, 1994; Lowe et al.1995; Allen et al,1996). И только в старших возрастных группах (9-10 мес и 12-15 мес) эти частоты существенно возрастали.

Мы пока не располагаем прямыми данными о биохимических процессах в половых клетках мышей, склонных к ускоренному старению, но по аналогии с результатами и выводами, полученными на клетках соматических тканей, можем предположить, что и в системе гаметогенеза резкое увеличение частот хромосомных мутаций обусловлено нарушением ферментов репарации и антиокислительной системы.

Морфогенез мужских гамет находится под контролем диплоидного генома спеток. Появление большого числа аномальных форм в популяции зрелых спер-миев служит индикатором увеличения частоты генных мутаций и/или микроделе-ций в сперматогониях и сперматоцитах I порядка и сигнализирует об усилении мутационного процесса в этих клетках.

Как показывают результаты наших исследований, в первых трех возрастных группах мышей SAMP1 и SAMR1 частоты АГС практически не различались и находились в пределах, которые обычно регистрируют при спонтанном мутационном процессе. Однако у 12-15 мес мышей SAMP1 частота АГС резко возрастала по сравнению с другими возрастными группами, тогда как выход АГС у 12-15 мес самцов SAMR1 увеличивался не столь значительно. Можно думать, что низкая частота АГС у мышей SAMP1 совпадающая или граничащая с уровнем спонтанного мутагенеза, является следствием элиминации аберрантных клеток до начала спермиогенеза.

Полученные нами цитогенетические данные, свидетельствуют об отсутствии линейной зависимости между возрастом мышей SAM и количеством наследственных изменений, возникающих в развивающихся половых клетках. Подъем уровня мутаций у этих животных происходит резко, скачкообразно.

К выше сказанному следует добавить, что на всех стадиях сперматогенеза у разновозрастных мышей 5АМР1 и SAMR1 помимо клеток с микроядрами были выявлены клетки и с другими типами хромосомных и ядерных аномалий: выпячиваниями ядер, мостами, дву- и многоядерностью, гигантскими и упродливыми ядрами, отставаниями хромосом и гигантскими метафазными пластинками. Особенно часто эти клетки встречались у мышей линии 5АМР1. В популяции клеток Сертоли наблюдались митотические картины, клетки с микроядрами и двуядер-ные клетки.

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Гордеева, Ольга Фёдоровна

ВВЕДЕНИЕ.

I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Краткая характеристика развития мужских половых клеток у млекопитающих.

1.2. Некоторые особенности атипичного развития мужских половых клеток.

1.3. Цитогенетические аспекты старения.

1.4. Модель ускоренного старения - мыши линий SAM.

II. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

11.1. Объект исследований.

11.2. Приготовление и фиксация препаратов.

11.3. Окрашивание препаратов.

11.4. Метод учета сперматогониальных и мейотических микроядер.

11.5. Метод учета аномалий форм головок спермиев (АГС).

11.6. Статистическая обработка данных.

III. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

111.1. Динамика возрастных изменений веса самцов мышей линий SAMP1 и SAMR1.

111.2. Динамика возрастных изменений массы гонад самцов мышей линий SAMP1 и SAMR1.

111.3. Возрастные изменения абсолютного числа клеток сперматогенного эпителия у мышей линий SAMP1 и SAMR1.

III.3.1 .Количественная характеристика сперматогенных клеток у мышей SAMP1 и SAMR

III.3.2. Количественная характеристика клеток Сертоли в гонадах мышей линий SAMP1 и SAMR

111.4. Цитогенетический анализ сперматогенеза у мышей линий SAMP1 и SAMR1.

111.4.1. Возрастные изменения частоты встречаемости сперматогониальных клеток с микроядрами у мышей линий SAMP1 и SAMR

111.4.2. Возрастные изменения частоты встречаемости округлых сперматид с микроядрами у мышей линий SAMP1 и SAMR1.

111.4.3. Возрастные изменения частоты встречаемости спермиев с аномальной формой головок (АГС) в эпидидимисах мышей линий

SAMP1 и SAMR1.

III.5. Возрастные изменения морфологии семенников мышей линий SAMP1 и SAMR1.

IV. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

IV.1. Возрастные изменения числа половых клеток и клеток

Сертоли в гонадах мышей линий SAMP1 и SAMR1.

IV.2. Возрастные изменения уровней спонтанных мутаций в сперматогенных клетках мышей SAMP1 и SAMR1.

IV.3, Возрастные морфологические изменения семенников мышей линий SAMP1 и SAMR1.

V. ВЫВОДЫ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Особенности развития мужских половых клеток у ускоренно стареющих мышей линий SAM"

Сперматогенез представляет собой сложную цепь последовательных клеточных превращений, контролируемых многими генами. Сперматогенный процесс, условно делится на три основных этапа - размножение, рост и созревание мужских половых клеток, каждый из которых характеризуется строго упорядоченными во времени и пространстве уникальными генетическими, морфологическими и биохимическими преобразованиями (Рузен-Ранге, 1980; Данилова, 1983; Райцина, 1982; Willison, Ashworth, 1987; Nishimune, Okabe, 1993; Hecht, 1998; McCarrey, 1998; Захи-дов, 1998; Wylie, 1999).

Исследования закономерностей сперматогенеза у разных видов животных имеют важное значение для решения фундаментальных проблем биологии развития, экспериментальной эмбриологии, цитогенетики.

В последние годы значительный прогресс в изучении процессов мужского гаметогенеза достигнут благодаря использованию методологии экспериментального мутагенеза, в том числе благодаря созданию генетически модифицированных животных. Результаты этих мутационных исследований расширили наши знания о процессах нормального и атипичного развития половых клеток, показали временные пределы сохранения индуцированных генетических повреждений в стволовых клетках, позволили установить источники регенерации сперматогенного и фолликулярного эпителиев, приблизили к пониманию причин некоторых форм мужской стерильности (Adler, 1982; Erickson, 1985; Hess et al, 1988; van Beek, 1990; McGregor et al, 1990; Захидов и др., 1995; Furuchi etal, 1996; см. Mutation Research 1997).

В то же время, очень мало изучены процессы сперматогенеза при нормальном физиологическом старении. Изучение влияния старения как медленно действующего повреждающего фактора на развивающиеся половые клетки и их генетические структуры имеет не только познавательный и теоретический интерес, в том смысле, что позволяет описать и сравнить между собой особенности развития мужских половых клеток в разные периоды онтогенеза, и тем самым охватить всю систему сперматогенеза в целом, но и может пролить дополнительный свет на те общие закономерности и явления, которые были установлены при старении клеток соматических тканей.

Старение - биологическое явление, в основе которого лежат процессы постепенного накопления генетических аномалий, нарушений структурно-функциональной целостности соматических клеток. Проблема старения сложна и многогранна, поэтому в ее исследованиях важную роль играет правильный выбор модельных систем. В последние годы при изучении механизмов старения, возрастных патологий, а также при разработке фармакологической стратегии, направленной на улучшение качества жизни и увеличения ее продолжительности, в разных лабораториях мира широко используются новые уникальные линии мышей, склонных к ускоренному старению в наследуемой форме.

Ускоренно стареющие мыши SAM (senescence accelerated mice), проявляющие все признаки раннего физиологического угасания, были получены японскими учеными путем длительного селективного инбридинга мышей линии AKR/J. В настоящее время существуют две серии мышей, различающиеся по средней продолжительности жизни: склонные к ускоренному старению мыши SAMP (accelerated senescence-prone) и устойчивые к ускоренному старению мыши SAMR (accelerated senescence-resistant) (Takeda etal., 1981,1994,1997). У первых средняя продолжительность жизни составляет 9.7 мес, тогда как у вторых -18.3 мес.

Большинство исследователей полагают, что в основе ускоренного старения мышей SAM лежат генетические механизмы (Johnson, 1997; Hosokawa et al., 1997; Xia etal, 1999). Японскими учеными, внесшими огромный вклад в изучение биологии мышей SAM, (см. Takeda et al., 1994, 1997, Takeda, 1999.) исследования велись во многих направлениях: генетическом, нейробиологичес-ком, иммунологическом и биохимическом. Вместе с тем, слабо изученными оказались проблемы репродуктивной биологии. Известна лишь одна морфометрическая работа, посвященная сперматогенезу у мышей этих линий.

Цель настоящей работы заключалась в изучении закономерностей развития мужских половых клеток у мышей линии SAMP1, склонных к ускоренному старению, и нормально стареющих мышей линии SAMR1. Для достижения поставленной цели решались следующие конкретные задачи:

1) сравнительная количественная оценка развивающихся сперматогенных клеток у мышей линий SAM разных возрастных групп;

2) цитогенетическая оценка возрастных изменений развивающихся половых клеток;

3) гистологическое изучение динамики возрастных морфологических изменений семенников мышей обеих линий;

4) количественное, цитологическое изучение популяции клеток Сертоли у мышей линий SAM.

I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Заключение Диссертация по теме "Эмбриология, гистология и цитология", Гордеева, Ольга Фёдоровна

выводы.

1. Процесс развития мужских половых клеток у неполовозрелых мышей, склонных к ускоренному старению (линия SAMP1), протекает более интенсивно, чем у мышей, устойчивых к ускоренному старению (линии SAMR1). Число сперматогенных клеток (сперматогониев, пахитенныхсперматоцитов и округлых спер-матид) у 3-4 нед мышей линии SAMP1 в 2 раза превышало число этих половых клеток у мышей линии SAMR1.

2. У половозрелых мышей линий SAMP1 и SAMR1 возраст-зависимые изменения числа сперматогониальных клеток не обнаружены. У мышей SAMP1 число пахитенных сперматоцитов и постмейотических клеток с возрастом постепенно снижалось, а у мышей линии SAMR1 пул этих клеток оставался практически неизменным в ходе их индивидуального развития.

3. В гонадах мышей линий SAMP1 и SAMR1 число клеток Сертоли нестабильно. В ходе их постнатального развития число клеток Сертоли постепенно увеличивается, достигая максимальных значений к 9-10-месячному возрасту.

Во всех возрастных группах этих животных были обнаружены клетки Сертоли с митотическими фигурами и клетки с различными ядерными и хромосомными аномалиями.

4. Динамика возрастных изменений частот спонтанных хромосомных аномалий (микроядерный тест) и генных мутаций (тест на АГС) в развивающихся сперматогенных клетках у мышей линий SAM имеет нелинейный характер. У мышей линии SAMP1 высокий уровень микроядерных аберраций в округлых сперма-тидах сохранялся на протяжении всего индивидуального развития этих животных, тогда как у мышей линии БАМЯН такой уровень хромосомных мутаций наблюдался только с 9-10 мес возраста.

5. Сильные деструктивные изменения в структуре семенных канальцев и морфологии развивающихся половых клеток выявлены только у мышей линии БАМР1, достигших 6-7 мес возраста.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Гордеева, Ольга Фёдоровна, Москва

1. Алтухов Ю.П. 1998. Аплозимная гетерозиготность, скорость полового созревания и продолжительность жизни. Генетика, т.34, с.908-919.

2. Астауров, 1979. Проблемы общей биологии и генетики. М., "Наука", с.293.

3. Биохимия, 1997, т.62, вып. 12, МАИК "Наука".

4. Бурнашева С.А. 1982. Биохимия движения сперматозоидов. В кн. "Современные проблемы сперматогенеза", М., "Наука", с.225-249.

5. Габаева Н.С. 1982. О строении и функциях фолликулярного эпителия семенников позвоночных. В кн. "Современные проблемы сперматогенеза", М., "Наука", с. 108-159.

6. Данилова Л.В. 1982. Сперматогонии, сперматоциты, сперматиды. В кн. "Современные проблемы сперматогенеза", М., "Наука", с.25-72.

7. Данилова Л.В. 1983. Полиморфизм сперматозоидов и атипичный сперматогенез. В кн. "Сперматогенез и его регуляция", М., "Наука", с. 98140.

8. Захидов С.Т. 1993. Процессы нормального и атипичного сперматогенеза у животных. Автореф. докт. диссерт., изд МГУ.

9. Захидов С.Т. 1998. Современные достижения в исследованиях проблемы сперматогенеза. В кн. "Проблемы репродуктивной биологии в трудах проф. С.И.Кулаева и его последователей", М, изд. Московского ун-та, с.233-259.

10. Захидов С.Т., Гордеева О.Ф. 1998. Особенности развития мужских половых клеток у мышей, подвергшихся действию химических мутгенов дипина и нитрозометилмочевины (НММ) в пренатальном периоде. ДАН, т.362, с. 127-129.

11. Захидов С.Т., Гордеева О.Ф., Дворянчиков Г.А., Андреева Л.Е. 1999. Чувствительность развивающихся сперматогенных клеток трансгенных мышей к действию супермутагена нитрозометилмочевины (НММ). ДАН, т.365, с.273-275.

12. Захидов С.Т., Маршак Т.Л., Голиченков В.А. 1995. Возможностьперехода высокодифференцированных клеток Сертоли к пролиферации после действия химических мутагенов. ДАН, т.344, с.692-694.

13. Костомарова А.А., Князева Е.Ф. 1982. Транскрипция и трансляция в сперматогенезе. В кн. "Современные проблемы сперматогенеза", М., "Наука", с. 160-190.

14. Лобашев М.Е. 1967. Генетика. Изд Ленингр. ун-та, с.751.

15. Осивац Х.Д., Хаманн А. 1997. Реорганизация ДНК и биологическое старение. Биохимия, т.62, с. 1491-1502.

16. Курносова Е.Р., Райцина С.С. 1987. Деструкция и регенерация семенных канальцев после локального рентгеновского облучения семенников половозрелых крыс. Онтогенез, т. 18, с. 183-191.

17. Рапопорт И.А. 1965. Микрогенетика. М., "Наука", с.426.

18. Рапопорт И.А. 1971 .Ферментативный контроль мутагенеза в клетке. В кн. "Химический мутагенез и селекция", М., "Наука", с. 113-129.

19. Рапопорт И.А. 1972. Модель формирования генетического вещества. В кн. "Химический мутагенез и создание селекционного материала", М., "Наука", с. 13-42.

20. Рапопорт И.А. 1987. Значение генетически активных соединений в фенотипической реализации признаков и свойств. В кн. "Химический мутагенез в селекционном процессе", М., "Наука", р.3-53.

21. Рапопорт И.А., Парнес В.А. 1971. Модификационный механизм и его возможная роль в онтогенезе. В кн. "Теория химического мутагенеза", с. 18-29.

22. Рузен-Ранге Э. 1980. Сперматогенез у животных. М., "Мир", с.252.

23. Урываева И.В., МаршакТ.Л., Захидов С.Т., Семенова М.Л., Делоне Г.В. 1999. Накопление с возрастом микроядерных аберраций в клетках печени ускоренно стареющих мышей линий SAM. ДАН, т.368, с.703-705.

24. Хромов-Борисов Н.Н. 1972. Опосредованный мутагенез. В кн. "Химический мутагенез и создание селекционного материала", М., "Наука", с.86-92.

25. Adler J.D. 1982. Mouse spermatogonia and spermatocyte sensivity tochemical mutagens. Cytogenet. Cell Genet., v.33, p. 74-80.

26. Allan D., Harmon B., Kerr J. 1987. Cell death in spermatogenesis. In Perspectives on Mammalian Cell Death (ed. C.S. Potten), London, Oxford University Press, p.229-258.

27. Allen J.W, Collins B.W, Evansky P.A. 1994. Spermatid micronucleus analyses of trichloroethylene and chloral hydrate effects in mice. Mut. Res., v.323, p.81-88.

28. Allen J.W, Collins B.W, Setzer R.W. 1996. Spermatid micronucleus analyses of aging effects in hamsters. Mut. Res. v.316, p.261-266.

29. Allen J.W., Gwaltney C.W. 1985. Investigation of possible age effects on meiotic chromosomal recombination and segregation in Armenian hamster spermatocytes. Cytobios, v.43, p.225-232.

30. Beamer W., Cunliffe-Beamer T.,Shultz K. 1988. Juvenile spermatogonia! depletian (isd): Ageneticdefect of germ cell proliferationof male mice. Biol. Reprod., v.38, p.899-908.

31. Boekelheide K., Lee J., Shipp E.B., Richburg J.H, Li G. 1998. Expression of Fas system-related genes in the testis during development and after toxicant exposure. Toxicol. Lett., v.102-103, p.503-508.

32. Bohr V., Anson R.M. 1995. DNA damage, mutation and fine structure DNA repaire in aging. Mutat. Res., v.338, p.25-34.

33. Braun R., Behringer R., Peschon J., Brinster R., Palmiter R. 1989. Geneticaly haploid spermatids are phenotypically diploid. Nature, v.337, p.373-376.

34. Brinkworth MH, Weinbauer GF, Schlatt S, Nieschlag E. 1995. Identification of male germ cells undergoing apoptosis in adult rats. J. Reprod. Fertil., v.105, p.25-33.

35. Brinster R.L.,AvarbockV.R., 1994. Germline transmission of donor haplotype following spermatogonia! transplantation. PNASA, v.91, p. 11303-11307.

36. Brinster R.L., Zimmermann J.W., 1994. Spermatogenesis following malegerm-cell transplantation. PNASA, v.91, p. 11298-11302.

37. Brinster R.L., Nagano M. 1998.Spermatogonial stem cell transplantation, cryopreservation and culture. Semin. in Cell & Dev. Biol, v.9, p.401-409.

38. Bustos-Obregon E., Leiva S. 1983. Cromatin packing in normal and teratospermic human ejaculated spermatozoa. Andrologia, v. 15, p.468-479.

39. Bustos-Obregon E., Ramirez 0. 1997. Ageing and testicular function in Octodon degus. Andrologia, v.29, p.319-326.

40. Butterfield A, Howard B, Yatin S, Allen K, Carney J. Free radical oxidation of brain protein in accelerated senescence and modulation by N-tert-butyl-alpha-phenylnitrone. PNAS, v.94, p.674-678.

41. Calvo A., Martinez E., Pastor L.M., Vazquez J.M., Roca J. 1997. Classification and quantification of abnormal sperm along the epididymal tract. Comparison between adult and aged hamsters. Reprod. Nutr. Dev., v.37, p.661-673.

42. Clausen O., Kirkhus B., Abyholm T. 1982. DNAflow cytometry of human ejaculates in the investigation of male infertility. Infertylity, v.5, p.71-85.

43. Clermont Y., Perey B. 1957. Quantitative study of the cell population of the seminiferous tubules in immature rats. Am. J. Anatomy, v. 100, p.241-267.

44. Clermont Y. 1962. Quantitative analysis of spermatogenesis in the rat: arevised model for the renewal of spermatogonia. Am. J.Anat., v. 111, p.111-129.

45. Clermont Y. 1972. Kinetics of spermatogenesis in mammals: seminiferous epitelium cycle and spermatogonia! renewal. Physiol. Rev., v.52, p.198-235.

46. Cobb J., Handel M. 1998. Dynamics of meiotic prophase I during spermatogenesis: from pairing to division. Semin. Cell & Dev. Biol., v.9, p.445-450.

47. Crowly C., Curtis H.J. 1963. The development of somatic mutations in mice with age. PNAS, v.49, p.626-628.

48. Curtis H.J. 1963. Biological mechanism underlying the aging process. Science, v. 141, p.686-694.

49. Curtis H. J., Leith J., Tilley J. 1966. Chromosome aberration in liver cells of dogs different ages. J. Geront., v.21, p. 268-270.

50. Curtis H.J., Miller K.1.1971. Chromosome aberration in liver cells of guinea pigs. J. Geront., v.26, p.292-293.

51. Curtsinger J.W., Fukui H.H., Khazaeli A.A., KirscherA., Pletcher S.D., Promislow D.E., Tatar M. 1995. Genetic variation and aging. Annu Rev Genet, v.29, p. 553-575.

52. Dadoune J., Auger J., Negulesco I., Schvoevaert D. 1991. Etude par cytomerie d'image de la forme et de la texture des noyaux des spermatides et des spermatozoides humans. Bull. Assoc. Anat., v.75, p. 1287-1300.

53. DeBoer P., Redi C., Garagna S., Winking H. 1990. Protamine amount and cross linking in mouse teratospermatozoa and aneuploid spermatozoa. Mol. Reprod. Develop., v.25, p.297-301.

54. Ekwall H., Jansson A., Sjoberg P., Ploen L. 1984. Differentiation of the rat testis between 20 and 120 days of age. Arch. Androl. v. 13, p.27-36.

55. Erickson B.H., Hall G.G. 1983. Comparison of stem- spermatogonia! renewal and mitotic activity in the irradiated mouse and rat. Mut. Res. v. 108, p. 317-335.

56. Erickson B.H. 1985. Effects of ionizing radiation of mammalian spermatogenesis a model for chemical eeffects. Reproductive toxicology (ed. by R.L.Dixon). Raven Press, New York, p.35-46.

57. Eroschenko V.P., Wilson W.O., Siopes T.D. 1977. Function and histology of testes from aged Coturnix maintained on different photoperiods . J. Gerontology, v.32, p.279-285.

58. Fabricant J.D., Parkening T.A. 1982. Sperm morphology and cytogenetic studies in ageing C57BI/6 mice. J. Reprod. Fert., v.66, p.485-489.

59. Fahny M.A. 1999. Lead acetate genotoxicity in mice. Cytologia, v.64, p.357-365.

60. Fargnoli J., Kunisada T., Fonace A., Schneider E., Holbrook N. 1990. Decreased expression of heat shock protein 70 mRNA and protein after heat treatment in cell of aged rats. PNAS, v.87, p.846-850.

61. Finch C.E., Tanzi R.E. 1997. Genetics of aging. Science, v. 278, p. 407411.

62. Foresta C., Carlo E., Mioni R., Zozzi M. 1989. Sperm nuclear chromatin heterogenisity in infertile subjects. Andrologia, v.21, p.384-390.

63. Friedman D., Johnson T. 1987. A mutation in the age-1 gene inCaenorhabditis elegans lengthens life and reduces hermaphrodite fertility. Genetics, v. 118, p.75-86.

64. FuruchiT., MasukoK., NishimuneY., ObinataM., MatsuiY. 1996. Inhibition of testicular germ cell apoptosis and differentiation in mice mis expressing Bcl-2 in spermatogonia. Development, v. 122, p. 1703-1709.67. Genetica, 1993, v.91,

65. Gledhill B. 1972. Further studies on the chromatin of morfologically abnornal bull spermatozoa. Cromosoma, v.98, p.330-334.

66. Gorczyca W., Traganos F., Jesinovska H. et al. 1993. Presenseof DNA strand breaks and increased sensitivity of DNA in situ to denaturation in abnormal human sperm eels: analogy to apoptosis of somatic cells. Exp. Cell Res., v.207, p.202-205.

67. Gosden R.G., Richardson D.W., Brown N., Davidson D.W. 1982. Structure and gametogenic potential of seminiferous tubules in ageing mice. J. Reprod. Fert., v.64, p. 127-133.

68. Griswold M.D. 1998. The central role of Sertoli cells in spermatogenesis. Semin. Cell & Dev. Biol., v.9, p.411-416.

69. Grootegoet J.A. 1987. Editorial towards a better understanding of Sertoli cell function. Int. J.Androl., v.10, p.727-729.

70. Guma F., Martini L., Bernard E. 1993. Retinol effects in Sertoli cells: methil-H3.thymidine incorporation into DNA. Med. Sci. Res., v.21, p.9-10.

71. Hagenas L., Ploen L., Ekwall H., Osman D., Ritzen E.M. 1981. Differentiation of the rat seminiferous tubules between 13 and 19 days of age. Int. J.Androl., v.4, p.257-264.

72. Hacker-Klom U.B. 1995. Age dependence of murine spermatogenesis. Z. Naturforsch., v.50, p.303-310.

73. Handel M.A. 1987. Genetic control of spermatogenesis in mice. Results and problems in cell differentiation. Vol.15. Genetics of spermatogenesis.

74. Berlin; Heidelberg, pp. 1-61.

75. He P., Yasumoto K. 1994. Dietary butylated hydroxytoluene counteracts with paraquat to reduce the rate of hepatic DNA single strand breaks in senescence-accelerated mice. Mech. Ageing Dev., v.76, p.43-48.

76. Hecht N., Bower P., Kleene K., Distel R. 1985. Size changes of protamine 1 mRNA provide a molecular marker to monitor spermatogenesis in wild-type nad mutant mice. Differentiation, v.29, p. 189-193.

77. Hecht N.1998. Molecular mechanisms of male germ cell differentiation. BioEssays, v.20, p.555-561.

78. Hecht N., Bower P., Kleene K., Distel R. 1985. Size changes of protamine 1 mRNA provide a molecular marker to monitor spermatogenesis in wild-type nad mutant mice. Differentiation, v.29, p. 189-193.

79. Hecht N.1998. Molecular mechanisms of male germ cell differentiation. BioEssays, v.20, p.555-561.

80. Heddle J.A. 1991. Implications for genetic toxicology of the chromosomal breakage syndromes. Mutat. Res., v.247, p.221-229.

81. Hess R.A., Linder R. E., Strader L.F., Perreault S.D. 1988. Acute effects and long- term seguelae of 1,3-dinitrobenzene on male reproduction in the rat. 11. Quantitative and qualitative histopathology of the testis. J. Andrology, v. 9, p.327-342.

82. Higuchi K. 1997. Genetic characterization of sensscence-accelerated mouse (SAM). Exp. Gerontol., v.32, p. 129-138.

83. Hilscher W., Hilscher B. 1990. Details of the female and male pathway of the Keimbahn determined by enzyme histochemical and autoradiographic studies. Bas. Appl. Histochem., v.34, p.21-34.

84. Hikim A.P, Amador A.G, Klemcke H.G, Bartke A, Russell L.D. 1998. Correlative morphology and endocrinology of Sertoli cells in hamster testes in active and inactive states of spermatogenesis. Endocrinology, v. 125, p. 1829-1843.

85. Hikim S., Swerdloff RS. 1999. Hormonal and genetic control of germ cell apoptosis in the testis. Rev. Reprod., v. 4, p.38-47.

86. Holstein A.F., Eckmann C. 1986. Multinucleated spermatocytes and spermatids in human seminiferous tubules. Andrologia, v. 18, p.5-16.

87. Hondo J.C., Nath J., Tucker J.D. 1994. Sex chromosomes, micronuclei and aging in women. Chromosoma, v. 103, p. 186-192.

88. Horn R., Rastor L.M., Moreno E., Calvo A., Canteras M., Pallares J. 1996. Morphological and morphometric study of early changes in the ageing golden hamster testis. J. Anat., v. 188, p. 109-117.

89. Hosokawa M., Fujisava H., Bing-HuaZ., Jujo H., Higuchi K. 1997b. In vitro study of the mechanisms of senescence acceleration. Exp. Gerontology, v 32, p. 197-203.

90. Hotta Y., ChandleyA. 1982. Activities ofX-liked enzymes in spermatogenesis of mice rendered sterile by chromosomal alteration. Gamete Res., v.6, p.65-72.

91. Huckins C. 1978. The morphology and kinetics of spermatogonia! degeneration in normal adult rats: An analysis using a simplified classification of the germonal epithelium. Anat. Rec., v.190, p.605-626.

92. Huckins C., Oakberg E.F. 1978a. Morphological and quantative analysis of spermatogonia in mouse testes using whole mounted seminiferous tubules. Irradiated testes. Anat. Record, v. 192, p.529-541.

93. Huckins C., Oakberg E.F. 1978b. Morphological and quantative analysis of spermatogonia in mouse testes using whole mounted seminiferous tubules. The normal testes. Anat. Record, v.192, p.519-527.

94. Jaafar H., Gabriel-Robez 0., Rumpler Y. 1989.Pattern of ribonucleic asid synthesis in vitro in primary spermatocytes from testis earring an X-autosome translokation. Chromosoma, v.98, p.330-334.

95. Johnson F.B., Sinclair D.A. 1999. Molecular biology of aging. Cell, v.96, p.291-302.

96. Johnson L., Hung Banguyen, Petty C.S., Neaves W.B. 1987. Quantification of human spermatogenesis: germ cell degeneration during spermatocytogenesis and meiosis in testes from younger and older adult men. Biol. Reprod., v.37, p.739-747.

97. Johnson L., Zane R.S., Petty C.S., Neaves W.B. 1984. Quantification of the human Sertoli cell population: its distribution, relation to germ cell numbers, and age-related decline. Biol. Repr.,v.31, p.785-795.

98. Johnson T.E. 1987. Aging can be genetically dissected into component processes using long-lived lines of Caenorhbditis elegans. PNAS, v.84, p.3777-3781.

99. Johnson T.E. 1997. Genetic influences on aging. Exp. Gerontol., v.32, p.11-22.

100. Jones L.S., Berndtson W.E. 1986. A quantitative study of Sertoli cell and germ cell populations as related to sexual development and aging in the stallion. Biol. Reprod., v.35, p. 138-148.

101. Kenyon C., Chang J., Gensch E., Rudner a., Tabtiang R. 1993. AC. elegans mutant that lives twice as long as wild type. Nature, v.366, p.461-464.

102. Kerr G.B. 1996. Macro, micro and molecular research of spermatogenesis: the quest to understand its controls. Micr. Res. Techn., v.32, p.364-384.

103. KirkwoodT.B.L., CremerT. 1982. Cytogerontology since 1881: A reappraisal of August Weismann and review of modern progress Hum.Genet., v.60, p.101-121.

104. Kluin P.M., de Rooij D.J. 1981. A comparison between cell kinetics of gonocytes and adult type undifferentiated spermatogonia in the mouse. Int.

105. J.Androl., v.4, p.475-493.

106. KnudsonA. 1971. Mutation and cancer: statistical study of retinoblastoma PNAS, v.68, p.820-823.

107. Knudson M., Tung K., Tourtellotte W., Brown G., Korsmeyer S. 1995. Bax-deficient mice with lymphoid hyperplasia and male germ cell death. Science, v.270, p.96-99.

108. Kon Y., Horikoshi H., Endoh D. 1999. Metaphase-specificcell death in meiotic spermatocytes in mice. Cell, Tiss. Res., v.296, p.359-369.

109. Kohler S.W., Provost S.G., FieckA., KretzP., Bullock W., Sorge J., Putman D.L., Short J.M. 1991. Spectr of spontaneous and mutagen-iduced mutation in the lacl gene in transgenic mice. PNAS, v.88, p.7958-7962.

110. Kvist U. 1980. Sper nuclear chromatin decondensation ability. Acta Physiol. Scand., suppl., v.486, p.3-24.

111. Lacroix B., Walter S. 1982. Cytoplasmic study of spermatozoa in normal subjects. Andrologia, v. 14, p. 110-112.

112. Lannou D., Colleu D., Boujard D. etal. 1986. Effect of duration of abstinence on maturity of human spermatozoa nucleus. Arch. Androl., v. 17, p.35-38.

113. Larsen PL. 1993. Aging and resistance to oxidative damage in Caenorhbditis elegans. PNAS, v. 90, p.8905-8909.

114. Lee J., Richburg J., Shipp E., Meistrich M., Boekelheide K. 1999. The Fas system, a regulator of germ cell apoptosis, is differentially up-regulated in Sertoli cell versus germ cell injury of the testis. Endocrinology, v. 140, p. 852-858.

115. Leonard A, Leonard E.D. 1975. Ageing and chromosome aberrations in male mammalian germ cells. Exp. Gerontol., v.10 p.309-311.

116. Leonard A., Jacquet P. 1978. Effect of age on the sensitivity of mouse spermatogonia to mutagenic action. C. R. Seances Soc. Biol. Fil., abstr, v. 172, p. 1029-1032.

117. Levy E., Burgoune P. 1986. Diploid spermatids: a manifestation of spermatogenic impairment in XOSxr and T31 H/+male mice. Cytogenet. Cell Genet., v.42, p. 159-163.

118. Levy S, Serre V, Hermo L, Robaire B.1999. The effects of aging on the seminiferous epithelium and the blood-testis barrier of the Brown Norvey rat. JAndrol., v.20,p. 356-365.

119. LifschytzE., LindsleyD. 1972. The role of X-chromosome inactivation during spermatogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci., v.69, p.182-186.

120. Lithgow G., White T., Melov S., Johnson T. 1995. Termotolerance and extended life-span conferred by single-gene mutation and induced by thermal stress. PNAS, v.92, p.7540-7544.

121. Lowe X., Collins B., Allen J., Titenko- Holland N., Breneman J., van Beek M., Bishop J., Wyrobek A.J. 1995. Aneuploidies and micronuclei in germ cells of male mice of advanced ade. Mut. Res. v.338, p. 59-76.

122. Mann T., Lutwak-Mann C. 1981. Male reproductive function and semen. Berlin, Heidelberg, New York.

123. Manna G.H. 1996. Cytogenetical evaluation of genotoxic agents. In: Eukariotic chromosomes. Structural and functional aspects. Springer Verlags, p.212-222.

124. Martus H.J., Tolle M.E. 1995. Use transgenic mouse models for studing somatic mutation in aging. Mut. Res., v.338, p.203-213.

125. McCarrey. 1998. Spermatogenesis as a model sistem for developmental analysis of regulatory mechanisms associated with tissue-spesific gene expression. Cell Devel. Biol., v.9, p.459-466.

126. McClearn G.E. 1997. Prospects for quantitative trait locus metodology in gerontology. Exp. Gerontol., v.32, p.49-54.

127. McGregor G., Russel L.D., van BeekM., 1990. Symplasticspermatids (sys), a recessive insertional mutation in mice causing a defect in spermatogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, v.87, p.5016-5020.

128. McGuinness M. P., Orth J. M. 1992. Reinitiation of gonocyte mitosis and movement of gonocytes to the basement membrane in testes of newborn rats in vivo and in vitro. Anat. Record, v.233, p.527-537.

129. Medvedev Z.A. 1990. An attempt at a rational classification of theories of ageing. Biol. Rev., v.65, p.375-398.

130. Miething A. 1993. Multinucleated spermatocytes in the aging human testis: formation, morphology, and degenerative fate. Andrologia, v.25, p.317-323.

131. Miething A. 1997. Degeneration of spermatocytes during meiotic divisions in the golden hamster testis. J Submicrosc. Cytol. Pathol, (abstract), v.29, p.29-35.

132. Miller B., Adler I. 1992. Aneuploidy induction in mouse spermatosytes. Mutagenesis, v.7, p.69-76.

133. Miyamoto H., Manabe N., Akiyama Y., Watanabe M., Sugimoto M., Sato E. 1994. A morphomeyric study of spermatogenesis in the testes of mice of a senescence accelerated strain. Experientia, v.50, p.808-811.

134. Mizunuma M., Dohamai K., TajimaY. et al. 1992. Loss of sperm in juvenile spermatogonia! depletion (jsd) mutant mice is ascribed to a defect of intratubular environment to support germ cell defferentiation. J. Cell Physiol., v. 150, p. 188-193.

135. Monesi v. 1964a. Ribonucleic acid synthesis during mitosis and meiosis in the mouse testis. J. Cell Biol., v.22, p.521-532.

136. Monesi v. 1964b. Autoradiografic evidence of a nuclear histone synthesis during mouse spermiogenesis in the absence of detectable quantities of nuclear ribonucleic acid. Exp. Cell Res., v.36, p.683-688.

137. Monesi v. 1965a. Synthetic activities during spermatogenesis in mouse. Exp. Cell Res., v.39, p.197-224.

138. Monesi v. 1965b. Differential rate of ribonuceic acid synthesis in the autosomes and sex chromosomes during male meiosis in mouse. Chromosoma, v. 17, p. 11-17.

139. Mortimer D. 1979. Differential motility of diploid rabbit spermatozoa. Arch. Androl., v.2, p.41-47.

140. Muller W.U., Streffer C. 1994. Micronucleus Assays. In: Advances in Mutagenesis Research, ed.byG.Obe, Springer Verlag, Berlin-Heidelberg1. New York, p.4-134.

141. Mutation Research, 1997, Genetic toxicology and environmental mutagenesis. Special Issue. Collaborative evaluation of transgenic mouse germ cell mutation assays, v.388, p.97-294.

142. Nath J., Tucker J.D., Hando J.C. 1995. Y chromosome aneuploidy, micronuclei, kinetochores and aging in men. Chromosoma, v. 103, p.725-731.

143. Nipken C., Wrobel K.N. 1997. A quantitative morphological study of age-related changes in the donkey testis in the period between puberty and senium. Andrologia, v.29, p. 149-161.

144. Nishimune Y., Okade M. 1993.Mammalian male gametogenesis: growth, differentiation and maturation of germ cells. Develop. Growth & Differ., v.35, p.479-486.

145. Nisitani S., Hosokawa M., Sasaki M.S., Yasuoka K., Naiki H., NatsushitaT., Takeda T. 1990. Acceleration of chromosome aberrations in senescence-accelerated strains of mice. Mut. Res., v.237, p.221-228.

146. Odagiri Y, Uchida H, Hosokawa M, Takemoto K, MorleyAA, Takeda T. 1998. Accelerated accumulation of somatic mutations in the senescence-accelerated mouse. Nature genetics,v.19, p. 116-117.

147. OdorisioT., Rodriguez T. A., Evans E.R, Clarke A. R., Burgoyne P. S. 1998. The meiotic checkpoint monitoring synapsis eliminates spermatocytes via p53-independent apoptosis. Nature genetics, v. p.257-261.

148. Olson C. B. 1987. A review of why and how we age: deffence of multifactorial aging. Mech. Aging & Dev., v.48, p. 1-28.

149. OrrW., SohalS. 1994. Extension of life-span by overexpression of superoxide dismutase in Drosophila melanogaster. Science, v.263, p. 1128-1130.

150. Orth J.M., Qiu J., Jester W.F. Jr, Pilder S. 1997. Expression of the c-kit gene is critical for migration of neonatal rat gonocytes in vitro. Biol. Reprod., v.57, p.676-683.

151. Paniagua R., Amat P., Nistal M., Martin A. 1985. Ultrastructural changes in Sertoli cells in ageing humans. Int. J. Androl., v.8, p.295-312.

152. Paniagua R., Nistal M., Amat P., Rodriguez M.C., Martin A. 1987. Seminiferous tubule involution in elderly men. Biol. Reprod., v.36, p.939

153. Phillips J., Campbell S., Michaud D., Charboneau M. 1989. Null mutation of copper/ zinc superoxide dismutase in Drosofila confers hypersensitivity to paraquat and reduced longevity. PNAS, v.86, p.2761-2765.

154. Porcelli F., Redi C., Succi G. 1984. Chromatin condensation patterns of spermatozoa during epididymal passage in a normal and chimeric bulls. Bas. Appl. Histochem., v.28, p.159-168.

155. Redy C., Garagna S. 1992. Chromosome variability and germ cell development in the house mouse. Andrologia, v.24, p. 11-16.

156. Redy C., Garagna S., Zccotti M. 1991. Chromosomal aspects of spermatogenesis. Comparative 20 years after N.Y.P., p.83-87.

157. Richard F., Muleris M., Dutrillaux B. 1994. The frequency of micronuclei with X chromosome increases with age in human females. Mut. Res., v.316, p. 1-7.

158. Roosen-Range E.C. 1973. Germinal-cell loss in normal metazoan spermatogenesis. J Reprod. Fertil., v.35, p.339-235.

159. Rosenbusch B, Strehler E, Sterzik K. 1992. Cytogenetics of human spermatozoa: correlations with sperm morphology and age of fertile men. Fertil Steril, v.58, p. 1071-1072.

160. RosenmannA., Wahrman J., Richler C. 1985. Meiotic association between XY chromosomes and unpaired autosomal elements as a cause of human male sterility. Cytogenet. Cell Genet., v.39, p. 19-29.

161. RossA., WaymireK., Moss J., ParlowA., Skinner M., Russel L., MacGregor

162. G. 1998. Testicular degeneration in Bclw-deficient mice. Nature genetic, v. 18, p.251-256.

163. Rotter V., Schwartz D., Almon E., Goldfinger N., Kapon A., Meshorer A., Donehower L., Levine A. 1993. Mice with erduced level of protein exhibit the testicular giant-cell degenerative syndrome. PNAS, v.90, p.9075-9079.

164. Russell., Hikim P., Overbeek P., Mcgregor G. 1991 .Testis structure in the sys (symplastic spermatids) mouse. Amer. J. Anat., v. 192, p. 169-182.

165. Salisbury G.W. 1977. The spermatozoon. Persp. Biol. Med., p.372-393.

166. Schmid W. 1975. The micronucleus test. Mut. Res., v. 31, p.9-15.

167. Schmasman A., MikiG., BarthG., GysinC., RohrH. 1981. Deoxyribonucleic acid (DNA) content of morphologically differeny sperm types from normal and subfertile human males. Andrologia, v. 13, p.33-41.

168. Schulze W., Schulze C. 1981. Multinucleate Sertoli cells in aged human testis. Cell &Tissue Res., v.217, p.259-266.

169. Schwartz D., Goldfinger N., Kam Z., Rotter V. 1999. P53 controls low DNA damage-dependent premeiotic checkpoint and facilitates DNA repair during spermatogenesis. Cell Growth Differ., v. 10, p.665-675.

170. Shin JH, Mori C, Shiota K. 1999. Involvement of germ cell apoptosis in the induction of testicular toxicity following hydroxyurea treatment. Toxicol. Appl. Pharmacol., v. 155, p139-149.

171. Shinoda K., Mitsumori K., Yasuhara K., Uneyama C., Onodera H., Takegawa K., Takahashi M., Umemura T. 1998. Involvement of apoptosis in the rat germ cell degeneration induced by nitrobenzene. Arch. Toxicol., v.72, p. 296-302.

172. ShmooklerR.J., EbertR.H. 1996. Genetics of aging: current animal models. Exp. Gerontology. V.31, p. 69-81.

173. Silvestroni L., FrageseG., FabrisioM. 1976. Histones instead of protamines in terminal germ cells of infertile oligospermic men. Fertility Sterility, v.27, p. 1428-1438.

174. Slagboom P.E. 1990. The aging genome: determinant or target? Mutat. Res., v.237, p. 183-187.

175. Spott R.T. 1987. Genetic aspects of aging in Mus musculus. Rev. Biol. Res. Aging, v.3, p.71-76.

176. Stone J.F., Sandberg A.A. 1995. Sex chromosome aneuploidy and aging// Mutat. Res., v.338, p. 107-113.

177. StrefferC., MullerW.U., KryscioA., BockerW. 1998. Micronuclei-biological indicator for retrospective dosimetry after exposure to ionizing radiation. Mutat. Res., v.404, p. 101-105.

178. Streinberger E., StreinbergerA. 1975. Spermatogenic function of the testis. Handbook of Physiology and Endocrinology, v.5, Acad. Press .

179. Suzuki N., Whiters H.R. 1978. Exponential decrease during aging and random lifetime of mouse spermatogonia! stem cells. Science, v.202, p. 12141215.

180. Swain A., Lovell-Badge R. 1999. Mammalian sex determination: a molecular drama. Gen. & Dev., v. 13, p.755-767.

181. Szilard L. 1959. On the nature of the aging process. PNASA, v.45, p. 3045.

182. Takano H., Abe K. 1987. Age-related histologic changes in the adult mouse testis. Arch. Histol. Jpn., v.50, p.533-544.

183. TakedaT. 1999. Senescence-accelerated mouse (SAM): a biogerontological resource in aging research. Neurobiol. Aging, v.20, p. 105-110

184. TakedaT., Hosokawa M., Takeshita S., Irino M., Huguchi K., MatsuhitaT., Tomita Y., Yasuhira K., Hamamoto H., Shimizu K., Ishii M., Yamamuro T. 1981. Anew murine model of accelerated senescence. Mech. Aging Dev., v.17, p.183-194.

185. TakedaT., Hosokawa M., Huguchi K. 1994. Senescence-accelerated mouse (SAM). A novel murine model of aging. In: The SAM model of senescence, ed. TakedaT., p. 15-22, Excerpta Medica, Elsevier Science B.V., Amsterdam.

186. TakedaT., Hosokawa M., Huguchi K. 1997. Senescence-accelerated mouse: a novel murine model of senescence. Exp. Gerontology, v.32, p. 105-109.

187. TakedaT., MatsuhitaT., Kurozumi M., Takemura K., Huguchi K., Hosokawa M. 1997. Pathobiology of senescence-accelerated mouse (SAM). Exp. Gerontology, v.32, p. 117-127.

188. Tates A.D., Dietrich A.J., deVogel N., Neuteboom I., Bos A. 1983. A micro-nucleus method for detection of meiotic micronuclei in male germ cells of mammals. Mutat. Res., v. 121, p. 131-138.

189. Tates A.D., van Dam F.J., van Teylingen C.M., de Zwart F.A., Zwinderman

190. A.H. 1998. Comparison of induction of hprt mutations by 1,3-butadiene and/ or its metabolites 1,2-epoxybutene and 1,2,3,4-diepoxybutane in lymphocytes from spleen of adult male mice and rats in vivo. Mutat. Res., v.397, p.21-36.

191. Uryvaeva I., Delone G. 1995. An improved method of mouse liver micro-nucleus analysis: an application to age-related genetic alteration and polyploidy study. Mut. Research, v.334, p.71-80.

192. Vanfleteron J.R. 1993. Oxidative stress and aging in Caenorhabditis elegans. Biochem. J. V.292, p.605-608.

193. Van Voorhies W. 1992. Production of sperm reduces nematode lifespan. Nature, v.360, p.456-458.

194. Vogt P. 1992. Y Chromosome function in spermatogenesis. In: Spermatogenesis, Fertilization, Contraception; Nieschlag H., Hebenicht U.F. (eds), Springer Verlag, Berlin-heidelberg, p.201-223.

195. Walter C.A., IntanoGW., McCarrey J.R., McMahanC.A., Walter R.B. 1998. Mutation frequency declines during spermatogenesis in young mice but increases in old mice. PNASA, v.95, p. 10015-100

196. Ward W.S., Coffey D.S. 1991. DNA packaging and organization in mammalian spermatozoa: comparison with somatic cells. Biol. Reprod., v. 44, p.569-572.

197. Willison K., Ashworth A., 1987. Mammalian spermatogenic gene expression. Trends in Genetics, v.3, p.350-355.

198. Woolveridge I., de Boer-Brouwer M., Taylor M.F., Teerds K.J., Wu F.C., Morris I.D. 1999. Apoptosis in the rat spermatogenic epithelium following androgen withdrawal: changes in apoptosis-related genes. Biol. Reprod., v.60, p.461-470.

199. Wright W.W, Fiore C., Zirkin B.R. 1993. The effect of aging on the seminiferous epithelium of the brown Norway rat. J. Androl., v. 14, p. 110-117.

200. WylieC., 1999. Germ cells. Cell, v.96, p.165-174.

201. WyrobekA., Bruce W. 1978. The induction of sperm-shape abnormalities in mice and humans. Chemical Mutagens, v. 5, p.257-286, (eds. A. Hollaender, F.J. de Serres), Plenum Press, New York London.

202. WyrobekA., Gordon L., Burkhart J. 1983. An evalution of human sperm asindicators of chemical induced alteration of spermatogenic function. Mut. Res., v. 115, p.73-148.

203. Xia C., Higuchi K., Shimizu M., Matsushita T., Kogishi K., Wang J., Chiba T., Festing M.F., Hosokawa M. 1999. Genetic typing of the senescence-accelerated mouse (SAM) strains with microsatellite markers. Mamm. Genome, v.10, p.235-238.

204. Yin Y., Stahl B.C., DeWolfW.C., Morgentaler A. 1998. P53-mediated germ cell quality control in spermatogenesis. Dev Biol., v.204, p. 165-171.