Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Особенности фенольного метаболизма растений рода Rhododendron L. in vivo и in vitro

ВАК РФ 03.00.12, Физиология и биохимия растений

Автореферат диссертации по теме "Особенности фенольного метаболизма растений рода Rhododendron L. in vivo и in vitro"

На правах рукописи

□0346345Ü

КОСТИНА Вера Михайловна

ОСОБЕННОСТИ ФЕНОЛЬНОГО МЕТАБОЛИЗМА РАСТЕНИЙ РОДА RHODODENDRON L. IN VIVO И IN VITRO

03.00.12 - Физиология и биохимия растений

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

23

121.; АР

Москва - 2009

003463458

Работа выполнена в лаборатории лнпндного и фенольного метаболизма Института физиологии растений им. К. А. Тимирязева РАН, г. Москва.

Научный руководитель:

доктор биологических наук

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук, профессор доктор биологических наук, профессор

Загоскина Наталья Викторовна

Озерецковская Ольга Леонидовна Носов Александр Михайлович

Ведущая организация:

Институт биологии Коми НЦ Уральского отделения РАН

Защита диссертации состоится «' 't> марта 2009 г. в Id часов на заседании совета по защите докторских и кандидатских диссертаций Д 002.210.01 при Институте физиологии растений им. К. А. Тимирязева РАН по адресу: 127276, Москва, ул. Ботаническая, д. 35. Факс: (495)977-80-18, e-mail: m-azarkovich@ippras.ru; ifr@ippras.ru

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института физиологии растений им. К. А. Тимирязва РАН.

Автореферат разослан . февраля 2009 г,

Ученый секретарь Диссертационного совета, кандидат биологических наук

AS,

М. И. Азаркович

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ Актуальность исследования. Одними из наиболее распространенных в тканях высших растений вторичных метаболитов являются фенольные соединения. Они участвуют в основных процессах жизнедеятельности растительных клеток: фотосинтезе, дыхании, а также защите от действия стрессовых факторов биотического и абиотического происхождения (Запрометов, 1993, 1996). Благодаря высокой биологической активности полифенолы находят широкое практическое применение в медицине и фармакологии в качестве веществ, обладающих капилляроукрепляющим, нейрорегуляторным, биостатическим,

иммуномоделирующим действием (Барабой, 1984; Куркин, 2003; Ramassamy, 2006; Weinreb et al., 2008; Antonio, Druse, 2008).

В последнее время большое внимание исследователей обращено на растения рода Rhododendron L., характеризующиеся высокой способностью к синтезу вторичных соединений, в том числе фенольной природы (Комисаренко и др., 1973; Дурмишидзе и др., 1981; Кемертелидзе и др., 2007). Сообщалось об образовании в них кверцетина, мирицетина, оксибензойной, оксикоричной и хлорогеновой кислот. Кроме того, в тканях рододендронов обнаружены редкие, специфичные продукты вторичного метаболизма, такие как дафнетоксин, таксифолин, родояпонин, маттеуцинол, азалеин, успешно используемые в терапии нейродегеративных, сердечно-сосудистых и онкологических заболеваний (Белоусов, 1995; Кемертелидзе, 2007; Chosson et. al., 1998; Willcox et al., 2004; Prakash et al., 2007).

Синтез вторичных веществ, в том числе фенольной природы, сохраняется и при культивировании клеток и тканей растений в условиях in vitro (Zaprometov, 1989; Носов, 1991). В литературе сообщалось о способности клеточных и тканевых культур рододендронов к образованию терпеноидов и алкалоидов (Asti, 2000; Noo et al., 2002), тогда как сведения об их фенольном метаболизме практически отсутствуют.

Цели и задачи исследования. Целью настоящего исследования являлось изучение особенностей фенольного метаболизма растений рода Rhododendron L., а также инициированных из них каллусных культур и растений-регенерантов.

В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Изучить особенности образования фенольных соединений в листьях и стеблях однолетних побегов рододендронов.

2. Выяснить локализацию фенольных соединений в различных органах рододендронов и ее изменение в процессе вегетации.

3. Получить каллусные культуры рододендронов и изучить особенности образования и локализации в них фенольных соединений.

4. Исследовать образование и локализацию фенольных соединений в растениях-регенерантах рододендронов, культивируемых в условиях in vitro.

5. Изучить состав фенольных соединений рододендронов и инициированных из них растений-регенерантов.

Научная новизна. Впервые проведено исследование фенольного метаболизма вечнозеленого, полувечнозеленого и листопадного рододендронов, устойчивых к климату большинства районов умеренной зоны России, а также инициированных из них каллусных тканей и растений-регенерантов.

Показано, что вечнозеленый рододендрон Смирнова (Rh. smirnowii) обладает более высокой способностью к синтезу полифенолов, чем полувечнозеленый рододендрон Ледебура (Rh. ledebourii) и листопадный рододендрон японский (Rh. japonicum). Выявлены особенности образования фенольных соединений в листьях и стеблях однолетних побегов рододендронов на различных этапах их вегетации.

Выяснено, что введение тканей рододендронов в культуру in vitro сопровождается значительным снижением их способности к синтезу фенольных соединений. В тоже время уровень накопления этих вторичных метаболитов может влиять на жизнеспособность каллусных культур.

Установлено, что повышение уровня дифференциации клеток сопровождается увеличением их способности к образованию полифенолов. Так, в микропобегах растений-регенерантов, находящихся в стадии устойчивой пролиферации, содержание фенольных соединений было значительно выше, чем в каллусных тканях. В процессе культивирования уровень их накопления увеличивался, достигая такового интактного растения.

Установлено, что активность L-фенилаланинаммиак-лиазы (ФАЛ) - ключевого фермента биосинтеза полифенолов, не определяет уровень накопления фенольных соединений в тканях интактных растений, тогда как в условиях in vitro она может служить критерием оценки биосинтетической способности каллусных культур и растений-регенерантов.

Выяснено, что внутриклеточная локализация растворимых фенольных соединений отмечается в эпибластах, либо приурочена к изолированным компартментам клеток (клеточная стенка, центральная вакуоль или микровакуоли). В тканях интактных растений и инициированных из них растений-регенерантов фенольные соединения были обнаружены, преимущественно, в эпидерме, зоне проводящих пучков, а также в специализированных секреторных структурах протодермального происхождения, таких как железистые и бахромчатые волоски, трихомы, железки.

Установлено, что основными компонентами фенольного комплекса листьев однолетних побегов рододендронов являются флавоноиды (главным образом, флавонол-гликозиды), а также moho-, ди- и тримеры проантоцианидинов. В условиях in vitro доля флавоноидов в фенольном комплексе растений-регенерантов снижается на фоне увеличения уровня фенилпропаноидов. Кроме того, в них образуются редкие, специфичные компоненты фенольной природы, имеющие ограниченное распространение в тканях высших растений.

Научно-практическое значение. Полученные данные вносят значительный вклад в выяснение особенностей фенольного метаболизма растений рода Rhododendron L. Сведения о содержании различных соединений фенольной природы могут быть использованы для оценки фармакологической ценности растительного сырья. Изучение биосинтетической способности каллусных культур и растений-регенерантов позволяет судить о широком спектре участия фенольных соединений в жизнедеятельности растительных клеток.

Апробация работы. Материалы диссертации были представлены на VI симпозиуме по фенольным соединениям (Москва, 2004), VI и VII Международных симпозиумах «Новые и нетрадиционные растения и перспективы их использования» (Пущино, 2005; Мичуринск, 2008), VI съезде Общества физиологов растений России и Международной конференции «Современная физиология растений: от молекул до экосистем» (Сыктывкар, 2007), годичном собрании Общества физиологов растений России и Международной научной конференции «Физико-химические основы структурно-функциональной организации растений» (Екатеринбург, 2008), а также на расширенном семинаре лаборатории липидного и фенольного метаболизма ИФР РАН (Москва, 2008).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 11 печатных работ, в том числе 2 статьи.

Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания объектов и методов исследования, результатов и их обсуждения, заключения, выводов и списка литературы. Работа изложена на m страницах машинописного текста и содержит ß таблиц и ^/2/ рисунка. Список литературы включает m источников, ОС' m которых на иностранных языках.

ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ Объектом исследования служили однолетние побеги вечнозеленого рододендрона Смирнова (Rh. smirnowii Trautv.), полувечнозеленого рододендрона Ледебура (Rh. ledebourii Pojark.) и листопадного рододендрона японского (Rh. japorticum (Grey) Suring.), а также инициированные из них каллусные культуры и растения-регенеранты.

Каллусные культуры были инициированы из листьев однолетних побегов рододендронов и 50-дневных стерильных проростков. Культивирование тканей проводили в темноте при 26°С на модифицированной питательной среде Андерсона, содержащей 2,4-Д (5мг/л), изопентиладенин (5мг/л), сахарозу (30 г/л) и агар (8 г/л) (Anderson, 1984,1985). Продолжительность пассажа составляла 30-35 суток.

Растения-регенеранты были получены из листовых почек интактных растений путем прямого морфогенеза (Anderson, 1985; Васильева, Александрова, 2005). Культивирование проводили на модифицированной питательной среде Андерсона при 21-23°С и относительной влажности воздуха 70%.

Определение содержания фенольных соединений проводили в 96%-ных этанольных экстрактах спектрофотометрическим методом. Суммарное содержание фенольных соединений, флавонолов, флаванов и проантоцианидинов определяли с реактивом Фолина-Дениса (поглощение при 725 нм), 0,5%-ным водным раствором А1С1з (при 415 нм), 1%-ным раствором ванилина в 70%-ной H2SO4 (при 500 нм) и бутанольным реактивом (при 550 нм) соответственно (Запрометов, 1971, 1974; Gage, Wendei, 1950). Калибровочные кривые строили по (-)-эпикатехину (для суммы растворимых фенольных соединений и флаванов) и по рутину (для фловонолов).

Определение активности ¿-фенилаланинаммиак-лиазы (ФАЛ). Для

выделения фермента использовали Na-боратный буфер (pH 8,8), содержащей ЭДТА (0,5 мМ), дитиотреитол (3 мМ) и поливинилпирролидон (Шипилова, Запрометов, 1977). Активность ФАЛ определяли в надосадочной жидкости после центрифугирования гомогената при 14000 об./мин (Zucker, 1965). Спектрофотометрическое определение образования транс-коричной кислоты из L-фенилаланина проводили при 290 нм после предварительного инкубирования реакционной смеси в течение 60 мин при 37°С.

Содержание белка определяли по методу Бредфорд (Bradford, 1976).

Определение тканевой и внутриклеточной локализации фенольных соединений проводили на свежих срезах тканей интактных растений, растений-регенерантов (25 мкм), а также на давленых препаратах каллусных культур. Для выяснения локализации фенольных соединений использовали реактив «Fast Blue» (Soukupova, 2000), а для флаванов - ванилиновый реактив (Приступа, 1970). Препараты просматривали с помощью светового микроскопа Ergavall («Karl Ziess», Германия).

Определение состава фенольных соединений методом ВЭЖХ. Фенольные соединения извлекали из измельченного растительного материала охлажденной смесью хлороформ/метанол/вода (3/5/2). Экстракты анализировали с помощью хроматографической системы HPLC-DAD (Merck-Hitachi, Япония), включающей насос L-7100, диодный детектор L-7455, колонку Chromolith Performance RP-18 (100 х 4,6 мм; Merck, Германия). В качестве растворителей использовали 0,2%-ный водный раствор муравьиной кислоты (А) и 2%-ный раствор муравьиной кислоты в ацетонитриле (Б). Профиль элюции: 0-2 мин, 2 % Б в А; 2-16 мин, 2-20 % Б в А (линейный градиент); 16-20 мин, 20-30 % Б в А (линейный градиент); 20-22 мин, 3070 % Б в А (линейный градиент); 22-26 мин, 70 % Б.

ВЭЖХ-масс-спектрофотометрический анализ образцов был проведен с помощью системы HPLC-ESI-MS, используя аналогичный профиль элюции (Salminen et al., 1999).

Идентификация индивидуальных фенольных соединений проводилась на основе их УФ- и масс- спектров.

Статистическая обработка результатов. Исследования проводили в трех биологических и 2-3 аналитических повторностях. Все результаты обработаны статистически. На графиках и в таблицах представлены средние арифметические значения определений и их стандартные отклонения.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ Образование и локализация фенольных соединений в растениях рода Rhododendron L.

Первостепенной задачей являлось изучение особенностей образования фенольных соединений в вегетативных органах рододендронов на различных этапах вегетации.

Содержание фенольных соединений. Определение суммарного содержания фенольных соединений показало, что в листьях однолетних побегов оно было выше, чем в стеблях (рис. 1а). Исключением являлся полувечнозеленый Rh. ledebourii, у которого уровень этих веществ был практически одинаков.

В процессе вегетации отмечались значительные изменения в накоплении полифенолов. В листьях наибольшее их содержание отмечалось летом, к осени оно незначительно снижалось, а зимой вновь возрастало. В стеблях, как правило, уровень этих веществ почти не менялся, за исключением вечнозеленого Rh. smirnowii, у которого он постепенно увеличивался, достигая максимальных значений зимой (в период покоя).

Известно, что одними из наиболее распространенных компонентов фенольного комплекса надземных органов высших растений являются флавонолы. В листьях однолетних побегов рододендронов уровень их накопления был значительно выше, чем в стеблях (рис. 16). По мере вегетации содержание флавонолов в листьях значительно увеличивалось, особенно у листопадного Rh. japonicum и полувечнозеленого Rh. ledebourii.

Рядом авторов сообщалось о высокой способности рододендронов к синтезу флаванов - веществ, обладающих Р-витаминной капилляроукрепляющей активностью (Запрометов, 1964; Harborn 1989, Дурмишидзе и др., 1981). В листьях однолетних побегов их содержание было выше по сравнению со стеблями (рис. le).

лист

стебель

май июль октябрь декабрь

май июль октябрь декабрь

* 50 и

и 40-

я 30-

о. 3 20-

и 10-

2 0-

■п.

май июль октябрь декабрь

май июль октябрь декабрь

май июль октябрь декабрь

май июль октябрь декабрь

май июль октябрь декабрь

май июль октябрь декабрь

- Як ши'поки

| | - Як ЫеЬоигИ

■ Як]аротсит

Рис. 1. Содержание суммы растворимых фенольных соединений (а), флавонолов (б), флаванов (в) и проантоцианидинов (г) в листьях и стеблях однолетних побегов рододендронов.

* - в эквивалентах эпикатехина; ** - в эквивалентах рутина

При этом наибольшее накопление флаванов в листьях отмечалось летом, осенью оно незначительно снижалось, а зимой - вновь возрастало. В стеблях в большинстве случаев максимальный их уровень наблюдался на завершающих этапах периода вегетации, особенно у вечнозеленого Як 5гп1гпош1

Накопление полимерных форм флаванов - проантоцианидинов, было значительно выше в листьях по сравнению со стеблями за исключением периода покоя (рис. 1г). Зимой (декабрь) наибольшее их содержание отмечалось в стеблях, что согласуется с динамикой суммарного накопления флаванов.

Следует также отметить, что в листьях Як зтточгп и Як ]аротсит практически на всех этапах роста на долю флаванов приходилось около 25% от суммарного содержания полифенолов, тогда как у Як ЫеЬоиги, она была существенно выше. В стеблях, в большинстве случаев, доля флаванов составляла около 30%, за исключением листопадного Як ]аротсит, у которого зимой она достигала 45%.

А ктивность Ь-фенилаланинаммиак-лиазы. Одним из ключевых ферментов биосинтеза фенольных соединений является - /,-фенилаланинаммиак-лиаза (ФАЛ), катализирующая дезаминирование ¿-фенилаланина с образованием транс-коричной кислоты.

■ ЛЙ. ЗГттОУПП □ Лй. 1ес1еЬоигп В ЯИ. ]аромсит

Рис. 2. Активность ФАЛ в листьях однолетних побегов рододендронов на различных этапах вегетации.

Как следует из приведенных на рис. 2 данных, изменения активности ФАЛ в тканях Кк. ]аротсит и Юг. ¡сёсЬоиги на протяжении всего периода вегетации носили схожий характер: ее максимальный уровень наблюдался весной, летом он резко снижался, а осенью вновь возрастал. У вечнозеленого Як ьпигпопИ наибольшая активность ФАЛ отмечалась летом, в период активного роста и развития растений. Все это свидетельствуют об отсутствии четкой взаимосвязи между активностью фермента и уровнем накопления полифенолов.

Локализация фенольных соединений. Важным аспектом исследования являлось не только изучение уровня накопления полифенолов в растительных тканях, но и особенностей их компартментации. Гистохимические исследования листьев однолетних побегов рододендронов, взятых на различных этапах вегетации (лето, зима) показали, что фенольные соединения накапливались в клетках эпидермы, столбчатого мезофилла и губчатой паренхимы воздухоносных тканей (рис. За, б). Кроме того, полифенолы, преимущественно флавановой природы, были обнаружены в области проводящих пучков, а также в клетках, формирующих смоляные ходы и масляные протоки (рис. 3 г, <)). Значительное накопление фенольных соединений отмечалось также в специализированных секреторных структурах протодермального происхождения, таких как железистые и бахромчатые волоски, трихомы и железки, но только в молодых, активно растущих тканях (рис. 3 а, в).

В однолетних неодревесневших стеблях фенольные соединения локализовались в одноклеточных сосковидных волосках, эпидерме, механических тканях (склеренхиме), а также в элементах флоэмы и ксилемы (рис. 3 ж). К периоду покоя (зимой) их значительное накопление отмечалось во всех тканях стебля, включая сердцевину (рис. 3 ж-и). При этом фенольные соединения не были обнаружены в одноклеточных сосковидных волосках (рис. 3 е). В целом, полученные данные свидетельствуют об увеличении накопления фенольных соединений в стеблях зимой, особенно у вечнозеленого ЯН. хтггпоыИ, что согласуется с данными биохимических исследований.

Рис. 3. Локализация фенольных соединений в листьях (а-д) и стеблях (е-и) однолетних побегов рододендронов (а-в, е-и - окрашивание реактивом «Fast blue»; г, д - ванилиновый реактив). Увеличение: 3,2x16 (а, д, е- з), 7x20 (б-г, и).

ЭП - эпидерма, СМ - столбчатый мезофилл, ГП - губчатая паренхима, ПП - проводящий пучок, МП - масляный проток, СВ - сосковидные волоски, ФЛ - флоэма, КС - ксилема, CP -сердцевина, СК - склеренхима, Ж - железка.

Каллусные культуры рододендронов и образование в них фенольных

соединений

В литературе не раз сообщалось о сложностях введения рододендронов в культуру in vitro, связанных с низкой скоростью роста и жизнеспособностью полученных тканей.

Инициированные из Rh. japonicum и Rh. ledebourii каллусы значительно отличались по морфологическим характеристикам. Культуры Rh. ledebourii представляли собой медленно растущие рыхлые, оводненные ткани кремово-желтого цвета. Каллусы Rh. japonicum были более плотными, компактными, светло-кремового цвета с густым белым опушением.

Содержание фенольных соединений. Каллусные культуры рододендронов обладали значительно более низкой способностью к синтезу полифенолов по сравнению с исходными эксплантами (рис. 1,4). При этом содержание фенольных

Rh. ledebourii

Rh. japonicum

| - сумма фенольных соединений □ - флаваны

•проантоцианидины

Рис. 4. Динамика накопления суммы растворимых фенольных соединений и флаванов (а), а также проантоцианидинов (б) в каллусных культурах рододендронов в течение пассажа.

* - в эквивалентах эпикатехина

соединений, в том числе флаванов, увеличивалось в течение пассажа (рис. 4 а). Существенные различия в фснольном метаболизме исследуемых культур были обнаружены лишь на уровне накопления полимерных форм флаванов -проантоцианидинов. В обоих случаях их уровень возрастал до середины пассажа, а затем либо продолжал увеличиваться (в каллусе Як уаротсит), либо незначительно снижался (в каллусе Як 1ес1еЬоигИ) (рис. 4 б). Таким образом, наибольшая биосинтетическая способность отмечалась в стационарную фазу роста каллусных тканей рододендронов.

% о.

3,5 -3 -2,5 -2 -" 1,5" й 1-ш 0,50 -

Як кйеЬоиги

Як. ]аротсит

10 13 24 27 пассаж

I

13 24 27 пассаж

8 10 13 24 27

10 13 24 27

- сумма фенольных соединений □ - флаваны

■ проантоцианидины

Рис. 5. Содержание суммы растворимых фенольных соединений и флаванов (а), а также проантоцианидинов (б) в каллусных культурах рододендронов при длительном культивировании. * - в эквивалентах эпикатехина

При длительном культивировании суммарное содержание полифенолов, в том числе флаванов, в каллусных тканях постепенно увеличивалось вплоть до 13 пассажа (рис. 5 а). Последующее культивирование тканей Як 1ес1еЬоиги сопровождалось повышением уровня накопления этих веществ, угнетением роста и гибелью

каллусов, тогда как биосинтетическая способность культуры Як ¡аротсит постепенно снижалась, что позволяло ей длительное время сохранять жизнеспособность. Аналогичная тенденция отмечалась и в динамике накопления проантоцианидинов (рис. 5 б).

А ктиеность Ь-фенилаланинаммиак-лиазы. В каллусных культурах рододендронов активность ФАЛ была ниже, чем в тканях интактных растений (рис. 6). При этом на начальных этапах культивирования (13 пассаж) в каллусах Як ¡аротсит она была значительно выше, чем в каллусах Як ЫеЬоиги. При дальнейшем культивировании у Як кёеЬоигн активность ФАЛ существенно увеличивалась и была в 3 раза выше, чем у культуры Як ¡аротсит. Полученные данные свидетельствуют о наличии взаимосвязи между активностью ФАЛ и уровнем накопления фенольных соединений. 20

I Як. кйеЪоигп Я Ю\. уаротсит

13

27

Рис. 6. Активность ФАЛ в каллусных культурах рододендронов.

Локализация фенольных соединений. Исследование внутриклеточной локализации полифенолов в каллусных культурах рододендронов показало, что у Як ЫеЬоиги они накапливались преимущественно в вакуолях и микровакуолях, а также в виде аморфных или гранулированных включений в цитозоле, тогда как у Як ¡аротсит - в клеточных стенках и межклетниках (рис. 7). Кроме того, в обоих случаях наблюдалось формирование специализированных клеток-вместилищ, расположенных одиночно или небольшими группами среди основной массы паренхимных клеток, а также в области меристематических очагов. В процессе культивирования у Як ШеЬоит число клеток-вместилищ постепенно увеличивалось, тогда как у Як ¡аротсит к 20 пассажу их образование было единичным, а фенольные соединения накапливались, преимущественно в утолщенных клеточных стенках.

Рис. 7. Локализация фенольных соединений в каллусных культурах Rh. ledebourii (а, б) и Rh.japonicum (в, г). Увеличение: 3,2x16 (а), 7x20 (б-г). а, в — 10 пассаж; б, г-20 пассаж

Образование и локализация фенольных соединений в растениях-регенерантах

рододендронов

Известно, что способность к синтезу полифенолов во многом зависит от уровня дифференциации культивируемых клеток и тканей. В связи с этим на следующем этапе работы в качестве объектов исследования были использованы растения-регенеранты, полученные методом клонального микроразмножения рододендронов и культивируемые в условиях in vitro.

Содержание фенольных соединений. Как следует из представленных на рис. 8 данных, уровень накопления фенольных соединений в микропобегах был значительно выше по сравнению с каллусами и на 25-30% ниже, чем в исходных эксплантах (см. рис. 1). При этом растения-регенеранты сохраняли способность к образованию всех основных компонентов фенольной природы, характерных для интактных растений.

В микропобегах рододендронов первого года культивирования существенных различий в накоплении фенольных соединений не отмечалось. По мере их дальнейшего роста (к 24 мес.) содержание полифенолов увеличивалось, что может быть следствием изменения уровня дифференциации и более эффективным развитием

растительных клеток и тканей. Следует также отметить, что микропобеги ЯИ. /ароп1сит обладали наибольшей способностью к синтезу проантоцианидинов, что было характерно и для тканей интактного растения.

12 месяцев 24 месяца - Як. ятггпоыи - Л/г. 1ейеЪоигИ

12 месяцев 24 месяца

ЦЗ - Як. ]аротсит

Рис. 8. Содержание суммы растворимых фенольных соединений (а), флаванов (б), флавонолов (в) и проантоцианидинов (г) в микропобегах рододендронов. * - в эквивалентах эпикатехина; ** - в эквивалентах рутина

Активность Ь-фенилаланинаммиак-лиазы. Изучение активности фермента показало, что в микропобегах первого года культивирования она была практически одинаковой (рис. 9).

мёсяцы

12 24

Рис. 9. Активность ФАЛ в микропобегах рододендронов.

Я Юг. зт1ГП0м>и

ПЮ,. ЫеЬоигИ

]аротсит

По мере роста (к 24 мес.) активность ФАЛ увеличивалась, особенно в микропобегах Як. ШеЬоигН. Таким образом, в тканях растений-регенерантов, как и в каллусных культурах, активность фермента обуславливает уровень накопления полифенолов и может служить критерием оценки их биосинтетической способности.

Локализация фенольных соединений. В листьях микропобегов полифенолы накапливались, преимущественно, в клеточных стенках и содержимом клеток эпидермы, а также в области проводящих пучков (рис. 10 в, е). Кроме того, они были обнаружены в пельтатных железках (у Як ЫеЬоигп), железистых и бахромчатых волосках (у Л/г. _/'аротсит) (рис. 10 а, б, г, д). Следовательно, характер их распределения в большинстве случаев соответствовал таковому в тканях интактных растений.

Рис. 10. Локализация фенольных соединений в микропобегах рододенронов. Увеличение: 3,2x16 (а-в, д, е), 7x20 (г).

ПЖ - пельтатная железка, БВ - бахромчатый волосок, ЖВ - железистый волосок, ЭП -эпидерма, ПП - проводящий пучок.

Состав фенольного комплекса рододендронов in vivo и in vitro

Поскольку состав фенольного комплекса рододендронов исследован крайне мало, следующей нашей задачей являлось изучение его индивидуальных компонентов.

Состав фенольного комплекса листьев рододендронов. Данные, полученные методом высокоэффективной жидкостной хроматографии и масс-спектрометрии свидетельствуют о значительном разнообразии фенольного комплекса рододендронов.

В водорастворимой полярной фракции листьев однолетних побегов рододендронов, собранных в летний период вегетации, было обнаружено более 60 индивидуальных веществ фенольной природы, подавляющее большинство из которых являлись флавоноидами. При этом, у Rh. smirnowii их доля в суммарном содержании полифенолов составляла около 50%, тогда как у Rh. japonicum и Rh. ledebourii 70 и 80% соответственно. Межвидовые различия проявлялись, главным образом, на уровне основных компонентов фенольной природы. Так, в листьях вечнозеленого Rh. smirnowii они были представлены, преимущественно, производными кверцетина (авикулярин, кверцетин-3-рамнопиранозид, кверцетин-3-О-галактопиранозид), а также оксикоричной и неохлорогеновой кислотами. У Rh. japonicum были обнаружены апигенин-7-О-неогесперидозид и хлорогеновая кислота, а у Rh. ledebourii - гликозиды кверцетина и мирицетина, а также неохлорогеновая и кумарилхинная кислоты. Кроме того, множество компонентов фенольного комплекса рододендронов были представлены moho-, ди- и тримерами проантоцианидинов.

Наряду с типичными соединениями фенольной природы, были обнаружены редкие, видоспецифичные вещества, имеющие ограниченное распространение в тканях высших растений и обладающие высокой биологической активностью. Например, в листьях Rh. smirnowii были обнаружены дафнетоксин (орто-бензойная кислота), таксифолин, а также ряд специфических флавонов (2-метил-7-аллилокси-2',4'-диметокси-изофлавон и 3,5,7-триметокси-флавон).

Состав фенольного комплекса растений-регенерантов рододендронов. Состав фенольного комплекса растений-регенерантов значительно отличался от такового интактных растений. В большинстве случаев он был менее разнообразным, за счет снижения доли флавоноидов и увеличения - фенилпропаноидов. Наименьшей

способностью к синтезу флавоноидов обладали микропобеги Rh. japonicum и Rh. ledebourii второго года культивирования (25-30% от суммарного содержания полифенолов), а наибольшей - Rh. smirnowii (43%), что было на уровне интактного растения.

Следует также отметить, что в микропобегах рододендронов был обнаружен ряд нехарактерных для интактных растений соединений. Например, в тканях Rh. smirnowii был обнаружен акацетин-7-О-рутинозид, а у Rh. ledebourii - специфический 1,4-быс-(4-бромофенокси)-антрахинон. Кроме того, в обоих случаях отмечалось образование трилейкофисетинидина - проантоцианидина, не обнаруженного в тканях интактных растений.

ВЫВОДЫ

1. Рододендроны относятся к фенолнакапливающим растениям, у которых в большинстве случаев содержание полифенолов выше в листьях однолетних побегов по сравнению со стеблями.

2. Характер накопления фенольных соединений в тканях однолетних побегов рододендронов меняется по мере вегетации. Период активного роста и развития растений характеризуется высоким уровнем фенилпропаноидов и мономерных форм флаванов, тогда как завершающие этапы - накоплением флавонолов и проантоцианидинов.

3. Введение тканей рододендронов в культуру in vitro сопровождается значительным снижением способности каллусных культур к синтезу полифенолов, а уровень их накопления может определять жизнеспособность клеток.

4. Растения-регенеранты, полученные методом клонального микроразмножения и культивируемые в условиях in vitro, сохраняют достаточно высокую способность к синтезу полифенолов, постепенно увеличивающуюся в процессе культивирования.

5. В тканях интактных растений не отмечается взаимосвязь между активностью L-фенилаланинаммиак-лиазы и уровнем накопления фенольных соединений, тогда как в каллусных культурах и растениях-регенерантах она может служить критерием оценки их биосинтетической способности.

20

6. В тканях рододендронов и инициированных из них растений-регенерантов локализация фенольных соединений отмечается, преимущественно, в эпидерме, зоне проводящих пучков, а также в специализированных секреторных структурах протодермального происхождения, таких как железистые и бахромчатые волоски, трихомы, железки.

7. Доминирующими компонентами фенольного комплекса листьев однолетних побегов рододендронов являются флавоноиды, представленные, главным образом, флавонол-гликозидами, а также моно-, ди- и тримерами проантоцианидинов. Введение в культуру in vitro сопровождается снижением доли флавоноидов в фенолыюм комплексе растений-регенерантов на фоне увеличения уровня фенилпропаноидов.

СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ ПО МАТЕРИАЛАМ ДИССЕРТАЦИИ

1. Костина В. М., Загоскина Н. В. Способность растений рода Rhododendron к образованию фенольных соединений // Тезисы докладов VI симпозиума по фенольным соединениям. Москва. 2004. С. 45-46

2. Костина В. М., Васильева О. Г., Молканова О. И., Загоскина Н. В. Об образовании фенольных соединений в растениях рода Rhododendron // Тезисы докладов VI Международного симпозиума «Новые нетрадиционные растения и перспективы их использования». Москва - Пущино. 2005. Т. 3. С. 30-32

3. Костина В. М., Васильева О. Г., Александрова М. С., Загоскина Н. В. Накопление фенольных соединений в растениях рода Rhododendron // Бюллетень ГБС РАН. 2005. Вып. 191. С. 168-179

4. Васильева О. Г, Костина В. М., Александрова М. С., Загоскина Н. В. Микроклональное размножение рододендронов и исследование их метаболизма на уровне накопления фенольных соединений // Тезисы докладов Международного научно-практического семинара «Биотехнология как инструмент сохранения биоразнообразия растительного мира». Волгоград. 2006. С. 63-65.

5. Костина В. М., Загоскина Н. В. Каллусные культуры рододендрона Ледебура и образование в них фенольных соединений // Тезисы докладов Международного

научно-практического семинара «Биотехнология как инструмент сохранения биоразнообразия растительного мира». Волгоград. 2006. С. 152-154.

6. Костина В. М., Загоскина Н. В. Растения рода Rhododendron и накопление в них флаванов // Тезисы докладов региональной конференции физиологов растений. Орел. 2006. С.117-118

7. Костина В. М., Васильева О. Г., Загоскина Н. В. Образование фенольных соединений в растениях рода Rhododendron L., полученных методом клонального микроразмножения // Тезисы докладов Международной конференции «Современная физиология растений: от молекул до экосистем». Сыктывкар. 2007. С. 179-180

8. Костина В. М., Загоскина Н. В. Образование полифенолов в каллусных культурах рододендронов // Тезисы докладов Международного научно-практического семинара «Биотехнология как инструмент сохранения биоразнообразия растительного мира». Волгоград. 2008. С. 9-12

9. Костина В. М., Алявина А. К., Загоскина Н. В. Образование и локализация фенольных соединений в каллусных культурах рододендрона // Тезисы докладов IX научной конференции «Биология клеток растений in vitro и биотехнология». Звенигород. 2008. С. 198-199

Ю.Костина В. М., Загоскина Н. В. Образование флавонолов и хлорофилла у различных представителей рода Rhododendron L. // Тезисы докладов Международной научной конференции «Физико-химические основы структурно-функциональной организации растений». Екатеринбург. 2008. С. 221-222

П.Костина В. М., Алявина А. К., Загоскина Н. В. Вечнозеленый рододендрон Смирнова и его способность к образованию фенольных соединений // Вестник Тверского Государственного университета. Серия: биология и экология. 2009. Вып. U.C. 30-35

Выражаю искреннюю признательность профессору Осипову В. И., к.б.н. Александровой М. С., к.б.н. Молкановой О. И., н.с. Васильевой О. Г. а также н.с. Аллейной А. К. за помощь в проведении исследований и научные консультации.

Подписано в печать:

12.02.2009

Заказ № 1563 Тираж -100 экз. Печать трафаретная. Типография «11-й ФОРМАТ» ИНН 7726330900 115230, Москва, Варшавское ш., 36 (499) 788-78-56 vvww.autoreferat.ru

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Костина, Вера Михайловна

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Фенольные соединения высших растений

1.1.1. Структура фенольных соединений.

1.1.2. Биосинтез фенольных соединений.

1.1.3. Функции фенольных соединений.

1.2. Образование и локализация фенольных соединений в тканях высших растений in vivo и in vitro

1.2.1. Образование фенольных соединений в растениях.

1.2.2. Культуры ш vitro и их способность к синтезу фенольных соединений.

1.2.3. Локализация фенольных соединений в клетках и тканях высших растений.

1.3. Рододендроны и их способность к синтезу фенольных соединений

1.3.1. Ботаническое описание растений рода Rhododendron L.

1.3.2. Образование фенольных соединений в растениях рода Rhododrendrou L.

1.3.3. Образование фенольных соединений в каллусных тканях и растениях-регенерантах рододендронов, культивируемых в условиях in vitro.

ГЛАВА 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ 2.1. Объекты исследования

2.1.1. Растения рощу Rhododendron L.>.

2.1.2. Каллусные культуры рододендронов и условия их культивирования.

2.1.3. Растения-регенеранты рододендронов и условия их культивирования.

2.2. Методы исследования

2.2.1. Определение оводненности растительных тканей.

2.2.2. Определение содержания хлорофилла.

2.2.3. Определение содержания фенольных соединений.

2.2.4. Определение активности £-фепилаланинаммиак-лиазы.

2.2.5. Определение локализации фенольных соединений.

2.2.6. Определение состава фенольных соединений методом высокоэффективной жидкостной хроматографии и масс-спектрометрии.

2.2.7. Статистическая обработка результатов.

ГЛАВА 3: РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ 3.1. Образование и локализация фенольных соединений в растениях рода Rhododendron L.

3.1.1. Морфология, рост и содержание хлорофилла в листьях и стеблях однолетних побегов рододендронов.

3.1.2. Образование фенольных соединений в листьях и стеблях однолетних побегов рододендронов.

3.1.3. Активность L-фенилаланинаммиак-лиазы и ее изменение в процессе вегетации рододендронов.

3.1.4. Локализация фенольных соединений в листьях и стеблях однолетних побегов рододендронов.

3.2. Каллусные культуры рододендронов и образование в них фенольных соединений

3.2.1. Морфофизиологические характеристики каллусных культур рододендронов.

3.2.2. Динамнка роста и образование фенольных соединений в каллусных культурах рододендронов.

3.2.3. Изменения в образовании фенольных соединений при культивировании каллусных культур рододендронов.

3.2.4. Активность L-фенилаланинаммиак-лиазы в каллусных культурах рододендронов и ее изменения в процессе культивирования.

3.2.5. Локализация фенольных соединений в каллусных культурах рододендронов.

3.3. Образование и локализация фенольных соединений в растениях-регенерантах рододендронов в условиях in vitro

3.3.1. Особенности роста микропобегов рододендронов и содержание в них хлорофилла.

3.3.2. Образование фенольных соединений в растениях-регенерантах рододендронов.

3.3.3. Активность £-фенилаланинаммиак-лиазы в микропобегах рододендронов.

3.3.4. Локализация фенольных соединений в микропобегах рододендронов.

3.4. Состав фенольного комплекса рододендронов in vivo и in vitro

3.4.1. Состав фенольного комплекса листьев рододендронов.

3.4.2. Состав фенольного комплекса растений-регенерантов рододендронов.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Особенности фенольного метаболизма растений рода Rhododendron L. in vivo и in vitro"

Фепольные соединения являются одними из ггаиболее распространенных в тканях высших растений представителями вторичного метаболизма. Они участвуют в основных процессах жизнедеятельности растительных клеток: фотосинтезе, дыхании, формировании клеточных стенок, а также защите от действия стрессовых факторов биотического и абиотического происхождения (Запрометов, 1993. 1996).

Наряду с этим, растительные полифенолы находят широкое практическое применение. Благодаря высокой биологической активности они успешно используются в пищевой и легкой промышленности, а также в медицине и фармакологии в качестве веществ, обладающих капилляроукрепляющей, нейрорегуляторной, биостатической, иммуномодулирующен и противоопухолевой активностью (Барабой,^ 1984; Куркин и др., 2003, 2004; Weinreb et al., 2008; Antonio, Druse, 2008).

В последнее время внимание исследователей обращено на растения рода Rhododendron L., характеризующиеся высокой способность к образованию вторичных веществ, главным образом, фенольной природы (Комисаренко и др., 1973; Дурмишидзе и др., 1981; Кемертелидзе и др., 2007). Наряду с их типичными представителями (кверцетином, мирицетином, оксибензойпой, оксикоричной и хлорогеновой кислотами), в тканях рододендронов были обнаружены редкие, специфичные продукты вторичного метаболизма, такие как дафнетоксип, таксифолин, родояпонин, маттеуцинол, азалеин, успешно используемые в терапии нейродегеративных и онкологических заболеваний (Белоусов, 1995; Кемертелидзе, 2007; Chosson et. al., 1998; Willcox et al., 2004; Prakash et al., 2007).

В литературе не раз сообщалось, что многие лекарственные растения в условиях in vitro сохраняют способность к синтезу вторичных веществ. В связи с этим большое практическое значение приобретает инициация из них каллусных культур, а также культур тканей и органов, как возможных источников биологически активных соединений (Zaprometov, 1989; Носов, 1991). Рядом авторов сообщалось о способности клеточных культур рододендронов к образованию терпеноидов и алкалоидов, однако сведения об их фенольном метаболизме практически отсутствуют.

В связи с этим целью настоящей работы являлось изучение особенностей фенольного метаболизма растений рода Rhododendron L., а также инициированных из них каллусных культур и растений-регенерантов. Были поставлены следующие задачи:

1. Изучить особенности образования фенольных соединений в листьях и стеблях однолетних побегов рододендронов.

2. Выяснить локализацию фенольных соединений в различных органах рододендронов и ее изменение в процессе вегетации.

3. Получить каллуспые культуры рододендронов и изучить особенности образования и локализации в них фенольных соединений.

4. Исследовать образование и локализацию фенольных соединений в растениях-регенерантах рододендронов, культивируемых in vitro.

5. Изучить состав фенольных соединений рододендронов и инициированных из них растений-регенерантов.

Заключение Диссертация по теме "Физиология и биохимия растений", Костина, Вера Михайловна

выводы

1. Рододендроны относятся к фенолнакапливающим растениям, у которых в большинстве случаев содержание полифенолов выше в листьях однолетних побегов по сравнению со стеблями.

2. Характер накопления фенольных соединений в тканях однолетних побегов рододендронов меняется в процессе вегетации. Период активного роста и развития растений характеризуется высоким уровнем фенилпропаноидов и мономерных форм флаванов, тогда как завершающие этапы - накоплением флавонолов и проантоцианидинов.

3. Введение тканей рододендронов в культуру in vitro сопровождается значительным снижением способности каллусных культур к синтезу полифенолов, а уровень их накопления может определять жизнеспособность клеток.

4. Растепия-регенеранты, полученные методом клонального микроразмножения и культивируемые в условиях in vitro, сохраняют способность к синтезу полифенолов, постепенно увеличивающуюся в процессе культивирования.

5. В тканях интактных растений не отмечается взаимосвязь между активностью £-фенилаланинаммиак-лиазы и уровнем накопления фенольных соединений, тогда как в каллусных культурах и растениях-регенерантах она может служить критерием оценки их биосин ге гической способности.

6. В тканях рододендронов и инициированных из них растений-регенерантов локализация фенольных соединений отмечается, преимущественно в эпидерме, зоне проводящих пучков, а также в специализированных секреторных структурах протодермального происхождения, таких как железистые и бахромчатые волоски, трихомы, железки.

7. Доминирующими компонентами фенольного комплекса листьев однолетних побегов рододендронов являются флавоноиды, представленные, главным образом, флавонол-гликозидами, а также моно-, ди- и тримерами проантоцианидинов. Введение в культуру in vitro сопровождается снижением доли флавоноидов в фенольном комплексе растений-регенерантов на фоне увеличения уровня фенилпропаноидов.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Несмотря на значительное число публикаций, посвященных изучению метаболизма фенольных соединений и их роли в жизнедеятельности растительных клеток, до сих пор остается ряд вопросов, связанных с особенностями их образования и локализации in vivo и in vitro. В связи с этим удобным объектом исследования являются растения рода Rhododendron L., относящиеся к фенол накапливающим культурам, широко используемым в качестве фармакологически ценного сырья.

Первостепенной задачей являлось изучение динамики накопления полифенолов в листьях и стеблях однолетних побегов рододендронов в процессе вегетации. Было выяснено, что наибольшей биосиитетической способностью в отношении образования основных компонентов фенольного комплекса (флавонолы, флаваны, проантоцианидины) обладают листья. При этом период активного роста и развития растений (май-июль) характеризуется высоким уровнем фенилпропаноидов и мономерных форм флаванов, тогда как завершающие этапы (октябрь) — накоплением флавонолов и проантоцианидинов. Изменение баланса полифенолов может быть связано с их функциональной ролью в онтогенезе растений (Запрометов, 1996). Так, на ранних стадиях вегетационного периода они, как правило, выступают в качестве агентов защиты от неблагоприятного воздействия УФ-излучения, тогда как на завершающих этапах — могут выполнять структурную и энергетическую и криопротекторную функции (Запрометов, 1993, 1996; Chalker-Scott, 1990; Swiderski et al., 2004).

Следует отметить, что в тканях рододендронов высокий уровень накопления фенольных соединений не связан с активностью ключевого фермента их биосинтеза - /,-фенилаланинаммиак-лиазы. Определяющим фактором в данном случае может выступать как каталитический потенциал самого фермента, так и количество доступного £-фенилаланина - основного субстрата в биоситезе полифенолов (Сергейчик, 1987; Запрометов, 1993). Введение рододендронов в культуру in vitro сопровождается значительным снижением биоснтетической способности каллусных тканей к образованию фенольных соединений. Кроме того, уровень их накопления оказывает большое влияние на жизнеспособность клеток (Ванюшин и др., 2004; Загоскина и др., 20076). Так, длительное культивирование каллусов Rh. ledebourii приводило к значительному угнетению их роста и последующей гибели (к 27 пассажу), тогда как культура Rh. japonicum сохраняла свою жизнеспособность. Полученные данные позволяют предположить, что во втором случае, по-видимому, произошел отбор клеток с низкой способностью к синтезу полифенолов, что подтверждается и результатами биохимических исследований.

Растения-регенеранты, полученные методом клонального микроразмножепия и культивируемые в условиях in vitro, сохраняют способность к синтезу различных соединений фенольной природы, однако их содержание в большинстве случаев ниже, чем в тканях интактных растений. По мере роста накопление полифеполов увеличивается, что может быть следствием активации метаболических процессов, связанных с изменением уровня дифференциации, и более эффективным развитием растительных клеток и тканей (Бутенко, 1986, Запрометов, 1993, 1996).

Изучение активности L-фенилаланпнаммиак-лиазы в каллусных культурах и растениях-регеперантах показало, что в данном случае она может служить критерием оценки их способности к синтезу полифенолов, о чем сообщалось и другими авторами (Загоскина и др., 1990; Boudet 2000; Pina, Errea, 2008).

В тканях рододендронов и инициированных из них растений-регенерантов локализация фенольных соединений отмечается, преимущественно в эпидерме, зоне проводящих пучков, а также в специализированных секреторных структурах протодермального происхождения, таких как железистые и бахромчатые волоски, трихомы, железки. Подобный характер распределения полифенолов обусловлен их участием в защите растений от неблагоприятных воздействий биотического и абиотического происхождения, о чем неоднократно сообщалось в литературе (Васильев, 1977; Белоусов и др., 2000; Casati, Walbon, 2003; Bidel et al., 2007).

Исследование состава фенольного комплекса листьев однолетних побегов рододендронов показало, что основными его компонентами являлись флавоноиды, представленные, главным образом, флавонол-гликозидами, а также моно-, ди- и тримерами проантоцианидинов. Наряду с широко распространенными полифенолами были обнаружены редкие видоспецифичные соединения, такие как таксифолин, дафнетоксин и др.

Введение в культуру in vitro сопровождалось снижением доли флавоноидов в фенольном комплексе растений-регенерантов на фоне увеличения уровня фенилпропаноидов. Кроме того, в ряде случаев отмечалось образование новых соединений, не характерных для итактных растений.

Таким образом, полученные данные свидетельствуют о существенных различиях в фенольном метаболизме растений рода Rhododendron L. in vivo и in vitro.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Костина, Вера Михайловна, Москва

1. Адрианоеа Ю. Е. Хлорофилл и продуктивность. М.: Наука. 2000.

2. Александрова М. С. Рододендроны природной флоры СССР. М. 1975. 112 с.

3. Александрова М. С. Рододендроны. М.: Фитоп. 2001. 191 с.

4. Барабой В. А. Растительные фенолы и здоровье человека. М.: Наука. 1984. 160 с.

5. Белоусов М. В. Фармакогностическое исследование растений семейства Вересковые флоры Сибири и Дальнего Востока // Автореф. дис. на соиск. уч. ст. к. фарм. п. Уфа. 1995. 26 с.

6. Белоусов И. В., Басова Е. В., Юсу бое М. С., Березовская Т. П., Покровский Л. М., Ткачев А. В. Эфирные масла некоторых видов рода Rhododendron L. // Химия растительного сырья. 2000. №3. С. 45-64

7. Блажей А., Шушый Л. Фенольные соединения растительного происхождения. М.: Мир. 1977. 150 с.

8. Бутенко Р. Г. Клеточные технологии для получения экономочески важных веществ растительного происхождения / Культура клеток растений и биотехнология. М.: Наука. 1986. С. 3

9. Ванюшин Б. Ф., Александрушкина Н. И., Замятина В. А. Фенольные соединения в системе регуляции апоптоза, клеточной дифференцировки, роста и развития растений // Сб. тез. VI Симпозиума по фенольным соединениям. М. 2004. С. 17-18

10. Волыиец А. П., Прохорчик Р. А. Ароматические соединения -продукты и регуляторы фотосинтеза. Минск: Наука и техника. 1983. 157 с.

11. Врищ Д. Л., Родионова Т. В. Особенности развития Rhododendron brachicarpum D. Don (Rh. fauriei Franch.) в природе и в условиях культуры // Вестник ДВО РАН. 2004. №4. С. 78-83

12. Гертнере Д. X. Физиолог! 1ческие особенности разного возраста вечнозеленых рододендронов // Автореф. дис. па соиск. уч. ст. к. б. н. Рига. 1974. 29 с.

13. Гончарик Н. И. Состав и содержание фенольных соединений в вегетативных и генеративных органах яровой пшеницы // Тез. док. VI симпозиума по фепольным соединениям. 2004. С. 24

14. Дубравина Г. А., Зайцева С. М., Загоскина Н. В. Изменения в образовании и локализации фенольных соединений при дифференциации тканей тисса ягодного и тисса канадского в условиях in vitro Н Физиология растений. 2005. Т. 52. №5. С. 755-762

15. Загоскина Н. В. Особенности метаболизма фенольных соединений гетеротрофных и фотомиксотрофных каллусных культур чайного растения (Camellia sinensis L.) // Автореф. дис. на сопск. уч. ст. д.б.н. Москва. 1997. 50 с.

16. Загоскина Н. В., Усик Т. В., Запрометов М. Н. Культура ткани чайного растения: активность L-фенилаланинаммиак-лиазы (ФАЛ), образование фенольных соединений и сезонная вариабильность // Физиология растений. 1990. Т. 37. №3. С. 511-517

17. Загоскина Н. В., Елкин В. В., Любавина О. В., Запрометов М. Н. Лигнин чайного растения и инициированных из него каллусных культур // Физиология растений. 1993. Т. 40. №3. С. 465-469

18. Загоскина Н. В., Фернандо С., Федосеева В. Г., Запрометов М. Н. К вопросу о способности диплоидных и полиплоидных сортов чайных растений к образованию фенольных соединений // Сельскохозяйственная биотехнология. 1994. №5. С. 117-119

19. Загоскина Н. В., Дубравииа Г. А., Запрметов М. Н. Особенности формирования хлоропластов и накопление фенольных слединений в фотомиксотрофных каллусных культурах чайного растения // Физиология растений. 2000. Т. 47. №4. С. 537-543

20. Загоскина Н. В., Дубравина Г. А., Алявина А. К., Гончарук Е. А. Влияние ультрафиолетовой радиации (УФ-Б) на образование и локализацию фенольных соединений в каллусных культурах чайного растения // Физиология растений. 2003. Т. 50. №2. С. 302-308

21. Загоскина Н. В., Олениченко Н. А., Чо/соу Ю., Живухина Е. А. Способность различных сортов пшеницы (Triticum aestivum L.) к образованию фенольных соединении // Прикладная биохимия и микробиология. 2005. Т. 41. №1. С. 113-116

22. Загоскина Н. В., Гончарук Е. А., Алявина А. К. Изменение в образовании фенольных соединений при действии кадмия накаллусные культуры, инициированные из различных органов чайного растения // Физиология растений. 2007а. Т. 54. №2. С. 267-274

23. Загоскина Н. В., Зайцева С. М., Александрова М. С. Изменение в образовании фенольных соединений при введении клеток тисса ягодного и тисса канадского в культуру in vitro II Биотехнология. 20076. №1. С. 29-34

24. Зайцева С. М. Образование и локализация фенольных соединений в растениях тисса (Taxus baccata L., Taxus cuspidate Marsh) и в инициированных из них каллусных культурах // Автореф. дис. на соиск. уч. ст. к.б.н. Москва. 2007. 22 с.

25. Запрометов М. И. Основы биохимии фенольных соединений. М.: Высшая школа. 1974. 214 с.

26. Запрометов М. Н. Фенольные соединения растений: биосинтез, превращения и функции // Новые направления в физиологии растений. М.: Наука. 1985. С. 143-162

27. Запрометов М. Н. Фенольные соединения растений и их биогенез. М.: ВИНИТИ. 1988. 188 с.

28. Запрометов М. Н. Фенольные соединения. М.: Наука. 1993. 271 с.

29. Запрометов М. Н. Фенольные соединения и их роль в жизни растений // LVI Тимирязевские чтения. М.: Наука. 1996. 45 с.

30. Запрометов М. II. Загоскина Н. В., Стрекова В. Ю., Субботина Г. А. Локализация пероксидазы и лигнина в тканях чайного растения и в полученных из них каллусных культурах // Физиология растений. 1982. Т. 29. №2. С. 302-310

31. Запрометов М Н., Загоскина Н. В. Еще об одном доказательстве участия хлоропластов в биосинтезе фенольных соединений // Физиология растений. 1987. Т. 34. В. 1. С. 165-172

32. Запрометов М. Н., Николаева Т. Н. Способность изолированных хлоропластов из листьев фасоли осуществлять биосинтез фенольных соединении // Физиология растений. 2003. Т. 50. №5. С. 699-702

33. Кемертелидзе Э. П., Шалашвили К. Г., Корсантия Б. М., Нижарадзе Н. О., Чипашвили Н. Ш. Фенольные соединения листьев Rhododendron ungernii и их терапевтическое действие // Химико-фармацевтический журнал. 2007. Т. 41. №1. С. 10-13

34. Комиссаренко Н. Ф., Левашов И. Г., Шнякина Т. П. Фенольные соединения Rhododendron dahuricum II Химия природ, соедин. 1973. №5. С. 665

35. Кондратович Р. Я. Рододендроны в Латвийской ССР. Рига: Зииатне. 1981.331 с.

36. Кондратович Р. Я. Биологические особенности рододендронов в Латвийской ССР // Автореф. дне. на соиск. уч. ст. д.б.н. Москва. 1982. 60 с.

37. Кумандина М. Н. Рододендрон даурский (Rh. dauricum L.) в Горном Алтае: анатомо-морфологические и эколого-физиологические аспекты // Автореф. дис. на соиск. уч. ст. к.б.н. Томск. 2002.

38. Кунах В. А. Изменчивость растительного генома в процессе дифференцировки и каллусообразования in vitro II Физиология растений. 1999. Т. 46. С. 919-929

39. Куперман Ф. М. Морфология растений. М.:Наука. 1977. 180 с.

40. Куркин В. А. Фенилпропаноиды как биологически активные соединения и стандартные вещества растений // VI симпозиум по фенольным соединениям. Москва. 2004. С. 100

41. Куркин В. А., Акимова Н. Л., Авдеева Е. В., Еэ/сков В. Н. Иммунная система и иммунокорректоры. Самара: СамГМУ. 2003. 176 с.

42. Лобакова Е. С., Дубравина Г. А., Загоскина Н. В. Особенности образования фенольных соединений в апогеотропных корняхсаговниковых растений // Физиология растений. 2004. Т. 51. №4. С. 541-548

43. ЛотоваЛ. И. Морфология и анатомия всших растений. М.: Эдиториал УРСС. 2000. 526 с.

44. Лукнер М. Вторичный метаболизм у микроорганизмов, растений и животных. М.: Мир. 1979. 548 с.

45. Маракаев О. А., Смирнова Н. А., Загоскина Н. В. Техногенный стресс и его влияние на древесные растения // Экология. 2006. Т. 37. С. 373-377

46. Маргиа У. В. Взаимосвязь биосинтеза флавоноидов с первичным метаболизмом растений. М.: ВИНИТИ. 1990. 175 с.

47. Мокроносов А. Т. Онтогенетический аспект фотсинтеза. М.: Наука. 1981. 250 с.

48. Мокроносов А. Т., Гаврилеико В, Ф., Жигалова Т. В. Фотосинтез. Физиолого-экологические и биохимические аспекты. М.: Академия. 2006. 446 с.

49. Носов А. М. Регуляция синтеза вторичных соединений в культуре клеток растений // Биология культивируемых клеток и биотехнология растений // Под ред. Р. Г. Бутенко. М.: Наука. 1991. С. 5-12

50. Оленине!iko Н. А., Загоскина Н. В. Ответная реакция озимой пшеницы на действие низких температур: образование фенольных соединений и активность L-фенилаланинаммиак-лпазы // Прикладная биохимия и микробиология. 2005. Т. 41. №6. С. 681-685

51. Оразова М. X., Соловченко А. Е., Лобакова Е. С. Влияние фенольных соединений саговников на развитие микромицетов // Тез. док. VI симпозиума по фенольным соединениям. 2004. С. 64

52. Пачулия К. Г. Биологические и анатомо-морфологические особенности некоторых интрдуцированных и дикорастущих рододендронов Абхазии // Авгореф. дис. на сонск. уч. ст. к.б.н. Сухуми. 1960. 23 с.

53. Плотников М. Б., Тюкавкина Н. А., Плотникова Т. М. Лекарственные препараты па основе диквертина. Томск: изд-во Томск. Ун-та. 2005. 228 с.

54. Полякова Л. В., Ершова Э. А. Изменчивость фенольных соединений у некоторых травянистых и древесных растений от межпопуляционного до внутрииндивидуалыюго (эндогенного) уровня // Химия растительного сырья. 2000. №1. С. 121-129

55. Приступа Н. А., Петрова Р. К., Шаламберидзе Т. X. Гистохимическое выявление полифенолов в растительном материале // Цитология. 1970. Т. 42. С. 403-408

56. Семенюк Н. Б. Эколого-биологические особенности рододендрона Ледебура и перспективы введения его в культуру Западной Сибири // Автореф. дис. на соиск. уч.ст. к.б.н. Томск. 1982.

57. Сергейчик А. А. Фенилаланпнаммиак-лиаза и фенилпропаноидный метаболизм // Физиология и биохимия культ. Раст. 1987. Т. 19. №3. С. 211-220

58. Серегин И. ВИванов В. Б. Физиологические аспекты токсического действия кадмия и свинца на высшие растения // Физиология растений. 2001. Т. 48. С. 606-630

59. Собчак Р. О., Григорьев Ю.С. Биоиндикационное значение флуоресценции хлорофилла некоторых древесно-кустарниковых растений в зимний период // Сибирский экологический журнал. 2007. Т. 14. № 1.С. 53-60

60. Соловченко А. Е., Мерзляк М. Н. Экранирование видимого и УФ излучения как механизм фотозащиты у растений // Физиология растений. 2008. Т.55. №6. С. 803-822

61. Стасова В. В., Полякова Г. Г., Шеин ИВ., Пашенова И. В. Лигнификация флоэмы ствола сосны обыкновенной при формированиизащитной реакции на поранен не и грибную инфекцию // Тез. док. VI симпозиума по фенольным соединениям. 2004. С. 86

62. Стрекова В. Ю., Субботина Г. А. О возможных причинах нарушения процесса лигнификации в культуре тканей чайного растения // Физиология растений. 1980. Т. 25. Вып. 6. С. 1192

63. Субботина Г. А. Способ фиксации растительных тканей с высоким содержанием фенольных соединений // Сельскохозяйственная биология. 1997. №5. С. 117-119

64. Тахтаджан А. П. Основы эволюционной морфологии покрытосеменных. М.: JI. 1964. 263 с.

65. Фуксман И. Л., Новицкая Л. Л., Рощин В. И. Фенольные соединения хвойных в условиях стресса // Тез. док. VI симпозиума по фенольным соединениям. 2004. С. 91

66. Чиков В. PI. Эволюция представлений о связи фотосинтеза с продуктивностью растений // Физиология растений. 2008. Т. 55. №1. С. 140-154

67. Чередниченко М. Ю. Трансформация картофеля и табака генами дефензинов и ингибитора протеиназ BW-la. // Автореф. дис. на соиск. уч. ст. к.б.н. Москва. 2006.

68. Шлык А. А. Определение хлорофиллов и каротиноидов в экстрактах в экстрактах зеленых листьев // Биохимические методы в физиологии растений. М.: Наука. 1971. С. 154

69. Шипилова С. В., Запрометов М. Н. Фенилаланинаммиак-лиаза и образование катехинов в чайном растении // Физиология растений. 1977. Т. 24. №4. С. 803-809

70. Эсау К. Анатомия растений. М. 1970. 564 с.

71. Abdul Jaleel С., Lakshmanan G., Gomathinayagam M., Panneerselvam R. Triadimefon induced salt stress tolerance in Withania somnifera and itsrelationship to antioxidant defense system // South African J. Bot. 2008. V. 74.1. 1. P. 126-132

72. Almeida R., Goncalves S., Romano A. In vitro micropropagation of endangered Rhododendron ponticum L. subsp baeticum (Boissier and Reuter) Handel-Mazzetti // Biodiver. Conserv. 2005. V. 14. I. 5. P. 10591069

73. Anderson W. C. A revised tissue culture medium for shoot multiplication of rhododendron // J. Amer. Soc. Hort. Sci. 1984. V. 109. P. 343-347

74. Antonio A. M., Druse M. J. Antioxidants prevent ethanol-associated apoptosis in fetal rhombencephalic neurons // Brain Research. 2008. V. 1204. P. 16-23

75. Bieza K., Lois R. An Arabidopsis mutant tolerant to lethal ultraviolet-B levels shows constitutively elevated accumulation of flavonoids and other phenolics // Plant Physiol. 2001. V. 126. P. 1105-1115

76. Blokhina O., Virolainen E., Fagerstedt K. Antioxidants, oxydative damage and oxygen deprivation stress: a review // An. Bot. 2003. V. 91. P. 179-194

77. Boerjan IV., Ralph J., Baucher M. Lignin biosynthesis // Annu. Rev. Plant Biol. 2003. V. 54. P. 519-546

78. Boudet A. Lignins and lignification: Selected issues // Plant Physiol. Biochem. 2000. V. 38. P. 81-96

79. Brisson L., Vacha W., Ibrahim R. Localization of partially methylated flavonol glucosides in Chrysosplenium americanum. II. Immunofluorescence // Plant Science. 1986. V. 44.1. 3. P. 175-181

80. Camm E., Towers G. Phenylalanine Ammonia lyase // Phytochem. 1973. V. 12. P. 961-973

81. Casati P., Walbon V. Gene expression profiling in response to ultraviolet radiation in maiz genotypes with varying flavonoid content // Plant Physiol. 2003. V. 132. 1. 4. P. 1739-1754

82. Cao YH, Chu ОС, Ye JN. Chromatographic and electrophoretic methods for pharmaceutically active compounds in Rhododendron dauricum II J. Chromat. B-anal. Tech. Biomed. Life Sci. 2004. V. 812. P. 231-240*

83. Chalker-Scott L. Relationship between endogenous phenolic compounds of Rhododendron tissue and cold hardiness development // Diss. Abs. Int. 1990. V. 50.1. 5. P. 17-23

84. Chalker-Scott L. Enviromental significance of anocyanins in plant stress responses//Phytochcm. Phytobiol. 1999. V. 70.1. 1. P. 1-9

85. Chitra D., Padamaja G. Shoot regeneration via direct organogenesis from in vitro derived leaves of mulberry using thidiazuron and 6-benzylaminopurine // Scien. Hort. 2005. V. 106.1. 4. P. 593-602

86. Chosson E., Chaboud A., Cliulia A., Raynaud J. A phloracetophenone glucoside from Rhododendron ferrugineum II Phytochem. 1998. V. 47. I. 1. P. 87-88

87. Das В., Padma S., Srinivas K., Yadav J. Lignans, biflavones and taxoids from Himalayan Taxus baccata II Phytochem. 1995. V. 38.1. 3. P. 715-717

88. Deluc L., Barrieu F. Characterization of a grapevine R2R3-MYB transcription factor that regulates the phenylpropanoid pathway // Plant Physiol. Prev. 2006. V. 140. P. 499-511

89. Dixit V., Pandey V., Shyam R. Differential antioxidative responses to cadmium in roots and leaves of pea (Pisum sativum L. cv. Azad.) // J. Exp. Bot. 2001. V. 52. P. 1101-1109

90. Dixon R., Xie D., Sharma S. Proanthocyanidins a final frontier in flavonoid research? //New Phytologist. 2005. V. 165. P. 9-28

91. Droebner K., Ehrhardt C, Poetter A. , Ludwig S. and Planz O. CYSTUS052, a polyphenol-rich plant extract, exerts anti-influenza virus activity in mice // Antiviral Research. 2007. V. 76, I. LP. 1-10

92. Edwards R., Dixon D., Walbot V. Plant glutathione S-transferases ezymes with multiple function in sickness and in health // Trends in Plant Science. 2000. V. 5. P. 193-198

93. Evans D., Knigths В., Math V., Ritchie A. /?-diketones in Rhododendron waxes // Phytochem. 1975. V. 14. Г. 11. P. 2447-2451

94. Fan C., Zhao IV, Ding В., Oin G. Constituents from the leaves of Rhododendron latoiicheae II Fitoterapia. 2001. V. 72. Г. 4. P. 449-452

95. Ferguson L. Role of plant polyphenols in genomic stability // Mut. Research. 2001. V. 475. I. 1-2. P. 89-111

96. Ferreira R., Fornazier R., Vitoria A. Changes in antioxidant enzyme activities in soybean under cadmium stress // J. Plant Nutr. 2002. V. 25. P. 327-342

97. Gaetke L., Chow C. Copper toxicity, oxidative stress, and antioxidant nutrients//Toxicology. 2003. V. 189. I. 1-2. P. 147-163

98. Gage Т., Wendei S. Quantitative determination of certain flavonol-3-glycosides//Analit. Chem. 1950. V. 22. P. 708-711

99. Galis /., Kakiuchi Y., Simek P., Wabiko H. Agrobacterium tumefaciens AK-6b gene modulates phenolic compound metabolism in tobacco // Phytochem. 2004. V. 65,1. 2. P. 169-179

100. Gross G. Hydrolysable tannins // Method in plant biochemistry / Eds. Dey P., Harborne J. 1993. V. 9. P. 25-43

101. Grzegorczyk /., Matkowski A., Wysokinska II. Antioxidant activiti of extract from in vitro cultures of Salvia officinalis L. // Food Chem. 2007. V. 104.1. 2. P. 536-541

102. Hano C., Addi M. Differential accumulation of monolignol-derived compounds in elicited flax (Linum usitatissimum) cell suspension cultures // Planta. 2006. V. 223. I. 5. P. 975-989

103. Harborne J., Williams C. Leaf survey of flavonoids and simple phenols in the genus Rhododendron II Phytochem. 1971. V. 10. I. 11. P. 2727-2744

104. Harborne J. Plant phenolics // Secondary plant prodacts / Eds. Bell E. A., Charlwood В. V. Berline, Heidelberg, New York. Springer-Verlag. 1980. P. 329-402

105. Harborne J. Arsenal for survival — secondary plant products // Taxon. 2000. V. 49. I. 3. P. 435-449

106. Harris G., Antoine V., Chan M., Nevidomskyte D., Koniger M. Sesonal changes in photosynthesis, protein composition and mineral content in Rhododendron leaves // Plant Science. 2006. V. 170. I. 2. P. 314-325

107. Herrman K. The sikimate pathway: early steps in biosynthesis of aromatic compounds 11 The Plant Cell. 1995. V. 7. P. 907-919

108. Ho LK., Li WN. Quercetin 5,4'-dimetil ether from Rhododendron ellipticum II Phytochem. 1995. V. 39.1. 2. P. 463-464

109. Hoff A. Zur Behaarung und Systematik der Gattung Rhododendron. Bremen: DRG Jahrbuch. 1953. S. 42-55

110. Janas К., Cvikrova M., Palagiewicz A., Eder J. Alteration in phenylpropanoid content in soybean roots at low temperature // Plant Science. 2002. V. 163. I. 2. P. 369-373

111. Kandasamy D., Prasad N. Colonization by Rhizobia of the seed and roots of legumes in relation to exudation of phenolics // Soil Biol. Biochem. 1979. V. И. 1. 1. P. 73-75

112. Katoh Т., Tasuya M., Kagamimiri S., Kozuka H., Kawano S. Effects of air pollution on tannin biosynthesis and predation damage in Cryptomeria japonicum II Phytochem. 1989. V. 28. P. 439-445

113. Keinanen M., Julkunen-Tiitto R. High-performance liquid chromatographic determination of flavonoids in Betula pendida and Betula pubescens leaves // J. Chromatography A. 1998. V. 793.1. 2. P. 370-377

114. Kitamura S., Shikazono N., Tanaka A. TRANSPARENT TESTA 19 in involved in the accumulation of both anthocyanidins and proanthocyanidins in Arabidopsis // Plant Journal. 2004. V. 37. P. 104-114

115. Klocke J., Ни MY., Chiu SF., Kubo I. Grayanoid diteipene from Rhododendron moUell Phytochem. 1991. V. 30.1. 6. P. 1797-1800

116. Knaggs A. The biosynthesis of sikimate metabolism // Nat. Prod. Rep. 2003.V. 20. P. 119-136

117. Kawamura F., Ohira Т., Kikuchi Y. Constituents from the roots of Taxus cuspidate II J. Wood Science. 2004. V. 50.1. 6. P. 548-551

118. Khan R., Shawl A., Tantray M., A/am M. New coumarin glycosides from Rhododendron iepidotum II Fitoterapia. 2008. V. 79.1. 3. P. 232-233

119. Ksouri R., Megdiche W., Debez A., Falleh H., Grignon C., Abdelly C. Salinity effects on polyphenol content and antioxidant activities in leaves ofthe halophyte Cakile maritime // Plant Phys. Biochem. 2007. V. 45,1. 3-4. P. 244-249

120. Li Z., Asfenito M., Rea P., Walbot V., Dixon R. Vacuolar uptake of the phytoalexin medicarpin by the glutathione conjugate pump 11 Phytocem. 1997. V. 45. P. 689-693

121. Lin L., Kuo Y., Chou C. Immunomodulatory proanthocyanidins from Ecdysanthera utilis II J. Natur. Prod. 2002. V. 65. P. 505-508

122. Longo L., Scardino A., Vasapollo G., Blanco F. Anthocyanins from Eugenia myrtifolia Sims. II Innov. Food Science and Emerg. Technol. 2007. V. 8.1. 3. P. 329-332

123. Mansfield J., Curus P., Zak D., Pregitzer K. Genotypic variation for condensed tannin production in trembling aspen (Populus tremuloides, Salicaceae) under elevated C02 and in high- and low-fertility soil // Amer. J. Bot. 1999. V. 86. P. 1154-1159

124. Maries M., Ray //., Gruber M. New perspectives on proanthocyanidin biochemistry and molecular regulation // Phytochem. 2003. V. 64. P. 367383

125. Molgaard P., Ravn H Evolutionary aspects of caffeoyl ester distribution in dicotyledons // Phytochem. 1988. V. 27.1. 8. P. 2411-2421

126. Moreno P., Heijden R. Elicitor-metiated induction of isochrismate synthase and accumulation of 2,3-dihydroxy benzoic acid in Catharanthus roseum cell suspension and shoot cultures // Plant Cell Resp. 1994. V. 14. I. 1-2. P. 188-191

127. Muller L., Goodman C., Silady R., Walbot V. AN-9, a petunia glutation S-transferase required for anthocyanin sequestration, is a flavonoid-bindhig protein // Plant Physiol. 2000. V. 123. P. 1561-1570

128. Oh son L., Veit M., Weissenbock G., Bornman J. Differential flavonoid response to enhanced UV-B radiation in Brassica napus II Phytochem. 1998. V. 49.1. 4. P. 1021-1028

129. Ossipov V., Salminen ./., Ossipova S., Haukioja E., Pihlaja K. Gallic acid and hydrolysable tannins are formed in birch leaves from an intermediate compound of the shikimate pathway // Biochem. Syst. Ecol. 2003. V. 31. I. 1. P. 3-16

130. Pellati F., Benvenuti S., Margo L., Melegari M., Soragni F. Analysis of phenolic compounds and radical scavenging activity of Echinacea spp. // J. Pharmac. Biomed. An. 2004. V. 35,1. 2. P. 289-301

131. Philips D. Flavonoids: plant signals to soil microbes // Phenolic metabolism in plant. N.Y.: Plenum press. 1992. P. 201-231

132. Pina AErrea P. Differential induction of phenylalanine ammonia-lyase gene expression in response to in vitro callus unions Primus spp. // J. Plant Physiol. 2008. V. 165. I. 5. P. 705-714

133. Рора V., Dumitru M., Volf L, Anghel N. Lignin and polyphenol as allelochemicals // Ind. Crop Prod. 2008. V. 27. I. 2. P. 144-149

134. Pourcel L. Routaboul J-M., Cheynier V., Lepiniec L., Debeaujon I. Flavonoid oxidation in plants: from biochemical properties to physiological functions 11 Trends Plant Sci. 2007. V. 12.1. I. P. 29-36

135. Prakash D., Upadhyay G., Singh В., Dhakarey R., Kumar S., Singh K. Free-radical scavenging activities of Himalayan rhododendrons // Cur. Science. 2007. V. 92. P. 526-531.

136. Ramassamy C. Emerging role of polyphenolic compounds in the treatment of neurodegenerative diseases: A review of their intracellular targets // Eur. J. Pharmacol. 2006. V. 545.1. 1. P. 51-64

137. Ravanel P., Tissut M., Douce R. Uncoupling activities of chalcones and dihydrochalcones on isolation mitochondria from potato tubers and bean hypocotyls // Phytochem. 1982. V. 21. P. 28-45

138. Riihinen K., Jaakola Kdrenlampi S., Hohtola A. Organ-specific distribution of phenolic compounds in bilberry (Vaccinium myrtUlus) and 'north blue' blueberry (Vaccinium corymbosum x V. angustifolium) // Food Chem. 2008. V. 1 10. I. 1. P. 156-160

139. Riseman A., Clieniiareddy S. Genotypic variation in the micropropagation of Sri Lankan Exacum hybrids // J. Amer. Soc. Horticul. Science. 2004. V. 129. I. 5. P. 698-703

140. Robberecht R., Caldwell M. Protective mechanism and acclimation to solar ultiaviolet-B radiation in Oenotheria stricta // Plant Cell Environ. 1983. V. 6. P. 477

141. Rodrigues L., Oliveira J. Hystology of embryogenic responses in soybean anther culture // Plant cell, tissue and organ culture. 2005. V. 80. I. 5. P. 129-137

142. Salminen J., Ossipov V., Loponen J., Haukioja E., Pihlaja K. Characterization of hydrolysable tannins from leaves Betula pubescens by means of high-performance liquid chromatography — mass spectrometry // J. Chrom. 1999. V. 564. P. 283-291

143. Samecka-Cymerman A., Kempers A. Bioindication of heavy metals in town Wrolcaw (Poland) with evergreen plants // Atmos. Enviromental. 1999. V. 33.1. 3. P. 419-430

144. Sandalio L., Dalurzo N., Gomez M. Cadmium-induced changes in growth and oxidative metabolism of Pea plants // J. Exp. Bot. 2001. V. 52. P. 2115-2126

145. Santos-Gomes P., Seabra R., Andrade P., Fernandes-Ferreira M. Determination of phenolic antioxidant compounds produced by calli and cellsuspension of sage {Salvia officinalis L.) // J. Plant Physiol. 2003. V. 160. I. 9. P. 1025-1032

146. Sasaki Y., Imanishi H„ Ohta Т. // Agr. and Biol. Chem. 1988. V. 52. P. 2423-2428

147. Saslowsky D., Warek U., Winkel B. Nucelar localization of flavonoid enzymes in Arabidopsis /I J. Biol. Chem. 2005. V. 280. I. 25. P. 2373523740

148. Scalbevt A., Monties В., Favre JM. Polifenols of Quercus robus: Adult tree and in vitro grown calli and shoots // Phytochem. 1988. V. 27. I.11. P. 3483-3488

149. Scalbert A. Antimicrobial properties of tannins // Phytochemistry. 1991. V. 30. P. 3875-3883

150. Sclmiid P. Bartschcrer H., Feucht W. Ultrastructural localization of polyphenols in the sieve tubes of Prunus avium L. by ferric chloride // Scien. Horticul. 1984. V. 22. 1. 1-2. P. 105-111

151. Schofield P., Mabugua D,, Pell A. Analysis of condensed tannins: a review // An. Feed Science and Technol. 2001. V. 91. P. 21-40

152. Sengupta G., Palit P. Characterization of lignified secondary phloem fiber-deficient mutant of jute {Corchorus capsularis) // Ann. Bot. 2004. V. 93.1. 2. P. 211-220

153. Shirley B. Flavonoid biosynthesis: "new" function for an "old" pathway // Tr. Plant Science. 1996. V. 1. P. 377-382

154. Soukupova J., Cvikrova M, Albrechtova J., Rock В., Eder J. Histochemical and biochemical approaches to the study of phenoliccompounds and peroxidases in needles of Norway spruce (Picea abies) // New Phytol. 2000. V. 146. P. 403-414

155. Spencer P., Towers G. Specificity of signal compounds detected by Agrobacterium tumefaciens II Phytochem. 1988. V. 27.1. 9. P. 2781-2785

156. Stafford H. Proanthocyanidins and the lignin connection // Phytochem. 1988. V. 27. P. 1-6

157. Stafford H. Pathway to proanthocyanidins (condensed tannins), flavan-3-ols and unsubstituted flavans // Flavonoid metabolism / Eds. Boca Raton. USA: CRC Press. 1990. P. 63-99

158. Stafford A. Natural products and metabolites from plants and tissue cultures // Plant cell and tissue culture / Eds. Stafford A., Warren G., Milton K. Open Univ. Press. 1991. P. 124-162

159. Strack D., Mock H. Hydroxycinnamic acids and lignins // Methods in plant biochemistry / Eds. Dey P., Harborne J. 1993. V. 9. P. 45-97

160. Swaroop A., Gupta A., Sinha A. Simulation determination of quercetin, rutin and coumaric acid in flowers of Rhododendron arboretum by HPTLC // Chromatographia. 2005. V. 62. I. 11-12. P. 649-652

161. Swiderski A., Muras P., Koloczek H. Flavonoid composition in frost-resistant Rhododendron cultivar grown in Poland // Sci. Hort. 2004. V. 100. I. 1-4. P. 139-151

162. Tadhani M, Pate/ V., Subhash R. In vitro antioxidant activities of Stevia rebaudiana leaves and callus // J. Food Compos. Analysis. 2007. V. 20.1. 3-4. P. 323-329

163. Takahashi H., Hirata S., Minami H., Fukuyama Y. Triterpene and flavanon glycoside from Rhododendron simsii II Phytochem. 2001. V. 56. I. 8. P. 875-879

164. Tanner G., Francki K., Abrahams S., Watson J., Larkin P., Ashton A. Proanthocyanidins biosynthesis in plant // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. P. 31647-31656

165. Tomsone S., Gertnere D. In vitro shoot regeneration from flower and leaf explants in Rhododendron 11 Biol. Plantarum. 2003. V. 46. I. 3. P. 463465

166. Valero-Aracama C., Zobayed S., Roy S., Kubota C., Kozai T. Photoautotrophic micropropagation of Rhododendron 11 Press in Biotechnol. 2001. V. 18. P. 385-390

167. Van Веек T. Chemical analysis of Ginkgo biloba leaves and extracts //J. Chromatography A. 2002. V. 967,1. 1. P. 21-55

168. Weinreb O., Amit Т., Youdim M. The application of proteomics for studying the neurorescue activity of the polyphenol (-)-epigallocatechin-3-gallate //Arch. Biochem. Biophys. 2008. V. 476.1. 2. P. 152-160

169. Willcox J., Ash S., Catignani G. Antioxidants and prevention of chronic disease // Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 2004. V. 44. P. 275-298

170. Wright C., Coleman D. Responses of soil microbial biomass, nematode tropic group, N-mineralization and litter decomposition to disturbance event in the southern Appalachians // Soil Biol. Biochem. 2002. V. 27. LLP. 79-84

171. Winkel-Shirley B. Evidence for enzyme complex in the phenylpropanoid and flavonoid pathways // Phys. Plantarum. 1999. V. 107. P. 142-149

172. Winkel-Shirley В. Flavonoid biosynthesis. A colorful model for genetics, biochemistry, cell biology and biotechnology // Plant Physiology. 2001. V. 126. P. 485-493

173. Yang S., Fang Y., Chend Y. Lignans, flavonoids and phenolic derivaties from Taxus mairei // J. Chen. Chem. Soc. 1999. V. 46. P. 811-818

174. Yanqun Z., Yuan L., Schvartz C, Langlade L., Fan L. Accumulation of Pb, Cd, Cu and Zn in plants and hyperaccumulator chois in lanping lead-zing mine area, China // Enviromental. Int. 2004. V. 30.1. 4. P. 567-576

175. Zaprometov M, The formation of phenolic compounds in plant cell and tissue cultures and the possibility of its regulation // Adv. Cell Cult. 1989. V. 7. P. 201-260

176. Zhang Y., Xiao H. Antagonistic effect of cadmium-induced chromosomal aberration and micronuclei in root cell of Hordeum vulgare // Mutant. Res. 1998. V. 420. P. 1-6

177. Zhao H., Zou O. Protective effects of exogenous antioxidants and phenolic compounds on photosynthesis of' wheat leaves under high irradiance and oxidative stress // Photosynthetica. 2002. V. 40. I. 4. P. 523527

178. Zhao P., Тапака Т., Hirabayashi К., Zhang YJ., Yang CR., Kouno I. Caffeoyl arbutin and related compounds from the buds of Vaccinium dunalianum II Phytochem. 2008. V. 69.1. 18. P. 3087-3094

179. Zobel A., Kuras M. Cytoplasmic and apoplastic location of phenolic compounds in the covering tissue of the Brassica napus radicle between embryogenesis and germination // Ann. Bot. 1989. V. 64.1. 2. P. 149-157