Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Новый подход к клонированию коротких ретропозонов

ВАК РФ 03.00.26, Молекулярная генетика

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Бородулина, Ольга Ростиславовна

1.Введение.

2. Обзор литературы.

2.1. Ретропозоны невирусной природы.

2.1.1. Общие положения.

2.1.2. Невирусные ретропозоны.

2.1.3. SINEs (Short Interspersed Elements)

2.1.4. SINEs родственные 7SL РНК.

2.2. SINEs, родственные тРНК.

2.2.1. Общая стратегия конструирования тРНК-подобной структуры 15 для SINE на примере Can SINEs.

2.2.2. Возможная модель возникновения тРНК-родственных SINEs.

2.3. Транскрипция SINEs.

2.4. Короткие диспергированные элементы как филогенетические 31 маркеры.

2.5. Гены-основатели SINEs.

2.5.1. Согласованная эволюция коротких ретропозонов.

2.5.2. Гены-основатели.

2.5.3. Образование подсемейств.

2.5.4. Природа геов-основателей.

2.5.5. Ген ВС! РНК как элемент-основатель для ID.

2.5.6. Частота повторения генов-основателей.

2.6. Роль SINEs в геноме.

2.6.1. SINEs и рекомбинация.

2.6.2. SINEs в составе транслируемых частей генома.

2.6.3. SINEs как транскрипционные промоторы.

2.6.4. SINEs как источник сигналов полиаденилирования.

2.6.5. SINEs как источник регуляторных элементов.

2.6.6. SINEs и структура хроматина.

2.6.7. SINEs и новые функции генов.

3. Материалы и методы.

3.1. Материалы.

3.2. Методы.

3.2.1. Выделение геномной ДНК.

3.2.2. Полимеразная цепная реакция.

3.2.2.1. (А-В)ПЦР.

3.2.2.2. ПЦР со специфическими праймерами.

3.2.3. Выделение фрагментов малой длины (до 100 нуклеотидов) из 54 агарозы.

3.2.4. Получение геномных библиотек в плазмиде.

3.2.5. Получение реплик с плазмидной библиотеки.

3.2.6. Приготовление радиоактивного зонда.

3.2.7. Мечение суммарной геномной ДНК.

3.2.8. Гибридизация

3.2.9. Условия отмывки.

3.2.10. Молекулярное клонирование.

3.2.11. Разделение фрагментов до 60 ин. с помощью электрофореза

3.2.12. Дот-блот.

3.2.13. Выделение РНК из замороженных тканей.

3.2.14. Выделение поли(А)+ РНК на олиго(сГГ) целлюлозе.

3.2.15. Электрофорез РНК.

3.2.16. Определение нуклеотидной последовательности ДНК.

3.2.17. Анализ нуклеотидных последовательностей. 61 4. Результаты.

4.1. (А-В)ПЦР.

4.2. Выделение тРНК-родственного ретропозона VES из генома летучей 66 мыши.

4.3. Выделение короткого ретропозона SOR из генома обыкновенной 71 землеройки.

4.4. Выделение короткого ретропозона TAL из генома большого 75 японского крота.

4.5. Выделение короткого ретропозона ERI-1 из генома даурского ежа.

4.6. Выделение короткого ретропозона ERI-2 из генома даурского ежа.

4.7. Анализ консенсусных последовательностей.

4.8. Транскрипты VES представляют собой поли(А) - содержащую РНК.

4.9. Оценка числа копий клонированных ретропозонов.

4.10. Распространение клонированных коротких ретропозонов среди различных видов

4.10.1. Дот-гибридизация.

4.10.2. ПЦР.

5. Обсуждение.

5.1. Достоинства и ограничения метода (А-В)ПЦР.

5.2. Гомология клонированных ретропозонов с тРНК.

5.3. Сравнение клонированных ретропозонов с другими тРНК- 112 родственными семействами SINEs.

5.4. Короткие ретропозоны и филогения насекомоядных и рукокрылых.

6. Выводы.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Новый подход к клонированию коротких ретропозонов"

Одним из основных направлений современной молекулярной биологии является исследование вопросов структурной организации геномов эукариот. Существенным компонентом генетического материала высших организмов являются повторяющиеся элементы, которые могут составлять до половины генома (например, 45% у тутового шелкопряда). Повторяющиеся последовательности в эукариотических геномах разделяют на две большие группы: тандемно повторяющиеся и диспергированные последовательности. Собственно диспергированные последовательности могут быть далее разделены на две категории в зависимости от размера: длинные диспергированные элементы (LINEs, Long Interspersed Elements), например LI последовательности млекопитающих или МДГ дрозофилы, и короткие диспергированные элементы (SINEs, Short Interspersed Elements), такие как Alu-повторы у приматов или В1-и В2-элементы грызунов.

Короткие диспергированные элементы (SINEs), или, как их иначе называют короткие ретропозоны представляют собой рассеянью по геному повторяющиеся последовательности длиной 80-400 пн, амплификация которых происходит с участием обратной транскрипции (1). Число копий обычно варьирует от 103до105 штук на геном, причем один вид может иметь более одного семейства SINE в своем геноме. Копии SINEs, принадлежащих к одному семейству, отличаются друг от друга на 5-15% нуклеотидных пар. Большинство коротких ретропозонов транскрибируется РНК-полимеразой III и их 5'- концевая часть обладает гомологией с некоторыми видами тРНК (2, 3). Такие ретропозоны называют тРНК-родствеными; предполагают, что в процессе эволюции они произошли из молекул тРНК или их генов. Недавно было установлено, что SINEs могут служить генетическими маркерами, позволяющими получать надежную информацию о филогенезе таксономических групп среднего уровня - семейств и отрядов (4, 5, 6, 7). Использования этого подхода, как и изучение природы самих ретропозонов, требует выделения новых семейств SINEs. На сегодняшний день существуют три метода клонирования новых семейств SINEs, основанные на их функциональных свойствах.

Комплиментарные копии SINE присутствуют во многих ядерных молекулах пре-мРНК представленных в виде длинных структур типа шпилек. Такие двухцепочечные структуры могут быть выделены из полной пре-мРНК и использованы для скрининга геномных библиотек (8, 9). Однако, этот метод имеет низкую эффективность, а выделение пре-мРНК требует значительных количеств свежего материала - тканей животных, что не всегда бывает доступно. Второй метод основан на значительном преобладании повторяющихся последовательностей в геноме по сравнению с единичными последовательностями генов (10). В этом методе клоны, несущие повторяющиеся последовательности ДНК, отбираются путем скрининга геномных библиотек с помощью суммарной меченой ДНК. Однако, за этой простой работой следует трудоемкий этап, включающий перекрестную гибридизацию клонов, их картирование и секвенирование. Это позволяет отселектировать клоны, содержащие SINEs от несущих другие повторяющиеся последовательности: длинные диспергированные элементы (LINEs) и их укороченные варианты, ретротранспозоны, сателлиты и т.д. Третий метод использует два свойства SINEs, их представленность в геноме и транскрипцию с помощью РНК-полимеразы III. В этом методе транскрипт суммарной геномной ДНК, полученный in vitro с помощью РНК полимеразы III, используется для скрининга геномных библиотек (11). Хотя этот метод был плодотворно использован группой его разработавшей (12, 13), он не получил распространения из-за сложности: нам, например, не удавалось добиться успеха в транскрипции суммарной ДНК in vitro.

К настоящему времени описано немногим больше десяти SINEs из геномов млекопитающих и столько же из других эукариот. Поэтому, во-первых, до сих пор остается неясным насколько широко распространены SINEs, во-вторых, описанных SINEs пока недостаточно для того, чтобы можно было провести их систематизацию и сделать обобщения относительно их структурной организации. Поэтому выявление, клонирование и секвенирование новых семейств SINEs представляется весьма актуальной задачей. В настоящей работе предлагается новый метод клонирования и секвенирования SINEs, лишенный перечисленных выше недостатков.

Известно, что SINEs, как и гены тРНК, в своем составе содержат промотор РНК-полимеразы III, состоящий из двух частей, боксов А и В, расположенных друг от друга на расстоянии 35-40 пн. (8, 14). Предлагаемый метод основывается на полимеразной цепной реакции (ПЦР) в которой матрицей служит геномная ДНК, а праймерами - олигонуклеотиды соответствующие консенсусам боксов А и В. В результате такой реакции, названной нами (А-В) ПЦР, происходит амплификация участка SINEs, расположенного между боксами А и В. Амплифицированный фрагмент ДНК может быть клонирован и секвенирован, а главное, использован в качестве гибридизационнго зонда при скрининге геномной библиотеки с целью выделения полноразмерных копий SINE.

Основное внимание в работе будет уделено изучению SINEs насекомоядных (Insectívora). Интерес к этому отряду обусловлен тем, что к нему относятся одни из наиболее примитивных плацентарных млекопитающих. Изучение их SINEs может пролить свет филогенез как самих насекомоядных, так и плацентарных млекопитающих в целом.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Заключение Диссертация по теме "Молекулярная генетика", Бородулина, Ольга Ростиславовна

6. выводы.

1. Разработан простой и эффективный метод детектирования и клонирования тРНК-родственных ретропозонов, основанный на ПЦР, в которой в качестве затравок используются олигонуклеотиды, синтезированные на основании нуклеотидных последовательностей двух боксов промотора РНК-полимеразы III. Метод может быть применен для широкого круга эукариот.

2. Выделены и описаны четыре семейства коротких ретропозонов из геномов насекомоядных: SOR (обыкновенной землеройки), TAL (большого японского крота) и ERI-1 и ERI-2 (даурского ежа) и одно семейство - VES из генома летучей мыши, водяной ночницы. Для элементов VES, TAL, SOR и ERI-1 продемонстрирована гомология с тРНК некоторых видов (лизиновой, тирозиновой, аргининовой и глициновой) на уровне 50-58%.

3. Изучено видовое распространение клонированных элементов. Показано, что элемент SOR характерен только для семейства землероек; элемент TAL - для семейства кротов; ERI-1 и ERI-2 - для семейства ежей. Элемент VES обнаружен в двух семействах летучих мышей - Vespertilionidae и Molossidae, что свидетельствует об их филогенетическом родстве.

4. Выявлены некоторые новые консервативные структурные элементы коротких ретропозонов млекопитающих: динуклеотид СТ в лидирующей последовательности и TG, расположенный непосредственно перед A-богатым хвостом. Длинный полипиримидиновый мотив присутствует в четырех из пяти клонированных в этой работе коротких ретропозонов (VES, TAL, ERI-1 и ERI-2), что позволило отнести его к распространенным структурным элементам в составе ретропозонов млекопитающих.

5. Анализ всех известных тРНК-родственных ретропозонов позволил разделить их на два типа: тип I, встречающийся только у млекопитающих, характеризуется наличием в своей хвостовой части сигнала полиаденилирования ААТААА, терминатора транскрипции РНК-полимеразы III ТС(Т)зб или Т>4 и олиго(А)-сегмента; остальные тРНК-родственные ретропозоны, этими структурными особенностями не обладающие, объединены в тип II. Элементы VES, TAL, ERI-1 и ERI-2 относятся к типу I, тогда как элемент SOR - к типу II. На примере семейства VES показана способность транскриптов ретропозонов типа I к полиаденилированию.

БЛАГОДАРНОСТИ.

Автор благодарит научного руководителя Дмитрия Александровича Крамерова за огромную помощь и внимание на протяжение всего времени выполнения работы. Большое спасибо моим коллегам Гоголевской Ирине и Духаниной Елене за ценную моральную поддержку.

Также я выражаю признательность всем тем, кто предоставил образцы тканей и ДНК животных и растений, использованных в настоящей работе: В. Матвеева и А. Борисенко (Зоологический музей МГУ); А. Банникову (Биологический факультет МГУ), Е. Ляпунову (ИБР РАН), О.Лихнову (ИПЭЭ РАН) и С. Попова (Московский зоопарк), В.Гречко, М. Евгеньева (ИМБ РАН), А. Ломова и Т. Самигуллина (Институт Белозерского).

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Бородулина, Ольга Ростиславовна, Москва

1. Rogers J. The origin and evolution of retroposons. Int Rev Cytol. 1985. 93: p. 187-279.

2. Sakamoto K., Okada N. Rodent type 2 Alu family, rat identifier sequence, rabbit C family, and bovine or goat 73-bp repeat may have evolved from tRNA genes. J Mol Evol,1985. 22: p. 134-140.

3. Daniels G.R., Deininger P.L. Repeat sequence families derived from mammalian tRNA genes. Nature. 1985. 317: p.819-822.

4. M.Shimamura, et al., Molecular evidence from retroposons that whales form a clade within even-toed ungulates. Nature, 1997 (Aug), 388(6643): p. 666-670.

5. Okada N. SINEs: Short Interspersed Repeated Elements of the Eukariotic Genome. Tree. 1991. 6(11): p. 358-361.

6. Serdobova I.,N., Kramerov D.A. Short retroposons of the B2 superfamily: evolution and application for the study of rodent phylogeny. J Mol Evol. 1998 .46(2): p. 202-214.

7. Kramerov D., Vassetsky N., Serdobova I. The evolutionary position of dormice (Gliridae) in Rodentia determined by a novel short retroposon. Mol Biol Evol. 1999 .16(5):p. 715717.

8. Kraev A.S., Markusheva T.V., Kramerov D.A., Ryskov A.P., Skryabin K.G., Bayev A.A., Geogiev G.P. Ubiquitous transposon-like repeats B1 and B2 of the mouse genome: B2 sequencing. Nucleic Acids Res. 1982. 10: p.7461-7475.

9. Bennett K.L., Hill R.E., Pietras D.F., Woodworth-Gutai M., Kane-Haas C., Houston J.M., Heath J.K., Hastie N.D. Most highly repeated dispersed DNA families in the mouse genome. Mol Cell Biol. 1984 .4(8): p. 1561-71.

10. Okada N., Endoh H., Sakamoto K., Matsumoto K. Proc Japan Acad . 1985. 61: p. 363367.

11. Endoh H., Nagahashi S., Okada N. A highly repetitive and transcribable sequence in the tortoise genome is probably a retroposon. Eur J Biochem .1990.189: p. 25-31.

12. Kido Y., Aono M., Yamaki T., Matsumoto K., Murata S., Saneyoshi M., Okada N. Shaping ahd reshaping of salmonid genomes by amplification of tRNA-derived retroposons durung evolution. Proc Natl Acad Sci USA. 1991. 88: p.2326-2330.

13. Galli G., HofstetterH., Birnstiel M.L. Two conserved sequence blocks within eukariotic tRNA genes are major promoter elements. Nature. 1981. 294: p. 626-631.

14. Mount S.M., Rubin G.M.Complete nucleotide sequence of the Drosophila transposable element copia: homology between copia and retroviral proteins.Mol Cell Biol. 1985; Jul. 5(7): p.1630-1638.

15. Weiner A.M., Deininger P.L., Efstratiadis A. Nonviral retroposons: genes, seudogenes, and transposable elements generated by the reverse flow of genetic information. Ann Rev Biochem. 1986. 55: p. 631-661

16. Ullu E., Tschudi C. Alu sequences are processed 7SL RNA genes. Nature. 1984. 312: p.171-172.

17. Denison R.A., Weiner A.M. Human U1 RNA pseudogenes may be generated by both DNA- and RNA-mediated mechanisms. Mol Cell Biol. 1982 Jul.2(7): p. 815-828.

18. Soares M.B., Schon E., Henderson A., Karathanasis S.K. Gate R., et al. RNA-mediated gene duplication: the rat preproinsulin I gene is a functional retroposon. Mol Cell Biol. 1985 Aug. 5(8): p. 2090-2103.

19. Spence S.E., Young R.M., Garner K.J., Lingrel J.B. Localization and characterization of members of a family of repetitive sequences in the goat beta globin locus. Nucleic Acids Res. 1985 .13(6):p. 2171-2186.

20. Walter P., Blobel G. Signal recognition particle contains a 7S RNA essential for protein translocation across the endoplasmic reticulum.Nature. 1982 .299(5885):p. 691-698.

21. Milner R.J., Bloom F.E., Lai C., Lerner R.A., Sulcliffe J.G. Brain-specific genes have identifier sequences in their introns. Proc Natl Acad Sci USA. 1984. 81: p. 713-717.

22. Cheng J-F., Printz R., Callaghan T., Shuey D., Hardison R.C. The rabbit C family of short interspersed repeats: nucleotide sequence determination and transcriputional analysis. J MolBiol. 1984. 176: p. 1-20.r>

23. Shon E.A., Cleary M.L., Haynes J.R., Lingrel J.B. Structure and evolution of goat y-, p -and pA- globin genes: three developmentally regulated genes contain inserted elements. Cell. 1981. 27: p.359-369.

24. Yoshioka Y., Matsumoto S., Kojima S., Ohshima K., Okada N., Machida Y. Molecular characterization of a short interspersed repetitive element from tobacco that exhibits sequence homology to specific tRNAs. Proc Natl Acad Sci USA. 1993. 90: p. 6562-6566.

25. Adams D.S., Eickbush T.H., Herrera R.J., Lizardi P.M. A highly reiterated family of transcribed oligo (A)-terminated, interspersed DNA element in the genome of Bombyx mori. J Mol Biol. 1986.187: p. 465-478.

26. He H., Rovira C., Recco-Pimentel S., Lia C., Edstrom J.E. Polymorphic SINEs in chironomids with DNA derived from the R2 insertion site. J Mol Biol .1995. 245(1): p. 34-42.

27. Deragon J.-M., Landry B.S., Pelissier T., Tutois S., Tourmente S., Picard G. An analysis of retroposition in plants based on a family of SINEs from Brassica napus . J Mol Evol 1994. 39: p. 378-386.

28. Bennetzen J.L. The contributions of retroelements to plant genome organization, function and evolution. Trends in Microbiology. 1996 .4(9): p.347-353.

29. Daniels G.R., Deininger P.L. A second major class of Alu family repeated DNA sequences in primate genome. Nucleic Acids Res. 1983. 11: p. 7595-7610.

30. Coltman D.W., Wright J.M. Can SINEs: a family of tRNA- derived retroposons specific to the family Canoidea. Nucleic Acids Res. 1994. 22: p. 2726-2730.

31. Matsumoto K., Murakami K., Okada N. Gene for lisyne tRNA may be a progenitor of the highly repetitive and transcribable sequences present in the salmon genome. Proc Natl Acad Sci USA. 1986. 83: p. 3156-3160.

32. Kido Y., Himberg M., Takasaki N., Okada N. Amplification of distinct subfamilies of short interspersed elements during evolution of the Salmonidae. J Mol Biol. 1994. 241: p. 633-644.

33. Ohshima K., Okada N. Generality of the tRNA origin of short interspersed repetitive elements (SINEs): characterization of three different tRNA-derived retroposons in the octopus. J Mol Biol. 1994. 243: p. 25-37.

34. Singer D.S., Parent L.J., Ehrlich R., Identification and DNA sequence of an interspersed repetitive DNA element in the genome of the miniature swine. Nucleic Acids Res. 1987. 15: p. 2780.

35. Spotila L.D., Hirai H., Rekosh D.M., LoVerde P.T. A retroposon-like short repetitive DNA element in the genome of the human blood fluke, Schistosoma mansoni . Chromosoma. 1989. 97: p.421-428.

36. Mochizuki K., Umeda M., Ohtsubo H., Ohtsubo E. Characterization of a plant SINE, p-SINE1, in rice genomes. Jpn J Genet. 1992. 67: p. 155-166.

37. Nisson P.E., Hickey R.J., Boshar M.F., Crain W.R. Identification of a repeated sequence in the genome of the sea urchin which is transcribed by RNA polymerase III and contains the features of a retroposon. Nucleic Acids Res . 1988. 16: p. 1431-1452.

38. Sakagami M., Ohshima K., Mukoyama H., Yasue H., Okada N. A novel tRNA species as an origin of short interspersed repetitive elements (SINEs): equine SINEs may have originated from tRNASer. J Mol Biol. 1994.239: p. 731-735.

39. Kachroo P., Leong S.A., Chattoo B.B. Mg-SINE: a short interspersed nuclear element from the rice blast fungus, Magnaporthe grisea. Proc Natl Acad Sci USA. 1995 92(24): p. 11125-11129.

40. Gilbert N, Labuda D. CORE-SINEs: eukariotic short interspersed retroposing elements with common sequence motifs. Proc Natl Acad Sci USA. 1999. 96(6): p. 2869-2874.

41. Smit A.F., Riggs A.D. MIRs are classic, tRNA-derived SINEs that amplified before the mammalian radiation. Nucleic Acids Res, 1995. 23(1): 98-102.

42. Okada N., Ohshima K. Evolution of tRNA-derived SINEs. The book: The Impact Of Short Interspersed Elements (SINEs) on the Host Genome edited by Richard J. Maraia. 1995. R.G. Landes Compeny, Austin. Chapter 4.

43. Xiong Y., Eikbush T.H. Origin and evolution of retroelements based upon their reverse transcriptase sequences. EMBO J. 1990. 9: p.3353-3362.

44. Sprinzl M., Hartmann T., Meissner F., Moll J., Vorderwulbecke T. Compilation of tRNA sequences and sequences of tRNA genes. Nucl Acids Res. 1987. 15:r53-rl88.

45. Gojobori T., Yokoyama S., Rates of evolution of the retroviral oncogene of Moloney murine sarcoma virus and its cellular homologues. Proc Natl Acad Sci USA. 1985. 82: p. 4198-4201.

46. Ohshima K., Hamada M., Terai Y., Okada N. 1996. The 3' ends of tRNA-derived short interspersed repetitive elements are derived from the 3' ends of long interspersed repetitive elements. Mol Cell Biol. 16: p. 3756-3764.

47. Jurka J. 1997. Sequence patterns indicate an enzymatic involvement in integration of mammalian retroposons. Proc Natl Acad Sci USA. 94: p. 1872-1877.

48. Ryskov A.P., Ivanov P.L., Tokarskaya O.N., Kramerov D.A., Grygoryan M.S., Georgiev G.P. Major transcripts containing B1 and B2 repetitive sequences in cytoplasmic poly(A)+ RNA from mouse tissues. 1985. FEBS Lett. 182 : p. 73-76

49. Kramerov D.A., Tillib S.V., Ryskov A.P., and Georgiev G.P. Nucleotide sequence of small polyadenylated B2 RNA. Nucleic Acids Res. 1985.13(18): p. 6423-6437.

50. Kramerov D.A., Lekakh I.V., Samarina O.P., Ryskov A.P. The sequences homologous to major interspersed repeats B1 and B2 of mouse genome are present in mRNA and small cytoplasmic poly(A)+ RNA. 1982. Nucleic Acids Res 10: p. 7477-7491

51. R. Bacharova. Small B2 RNAs in mouse oocytes, embryos, and somatic tissues. Devel Biology. 1988. 130: p. 513-523

52. MyrphyD., Brickell P.M., Latchman D.S., Willison K., Rigby P.W.J. Transcripts regulated during normal embryonic development and oncogenic transformation share arepetitive element. 1983. Cell. 35: p. 43-53.

53. Grygoryan M.S., Kramerov D.A., Tulchinsky E.M., Revasova E.S., Lukanidin E.M. Activation of putative transposition intermediate formation in tumor cells. 1985. EMBO J. 4: p. 2209-2215

54. Kramerov D.A., Tillib S.V., Shumyatsky G.P. and Georgiev G.P. The most abundant nascent poly(A) + RNAs are transcribed by RNA polymerase III in murine tumor cells. Nucleic Acids Res. 1990. 18(15): p.4499-4506.

55. Carey M.F., Singh K. 1988 Proc Natl Acad Sci USA. 85: p. 7059-7063.

56. Fornace A.J., Mitchell J.B. Induction of B2 RNA polymerase III transcription by heat shock: Enrichment for heat shock induced sequences in rodent cells by hybridisation subtraction. 1986. Nucleic Acids Res 14: p. 5793-5811.

57. Sun K. L-H., Frankel F.R. 1986. The induction of Alu-sequence transcripts by glucocorticoid in rat liver cell. J Steriod Biochem. 25(2): p. 201-207

58. Singh K., Carey M., Saragosti S., Botchan M. 1985. Expression of enhanced levels of small RNA polymerase III transcripts encoded by the B2 repeats in simian virus 40-transformed mouse cells. Nature. 341: p. 553-556.

59. Shumyatsky G.P., Tillib S.V., Kramerov D.A. 1990. B2 RNA and 7SK RNA, RNA polymerase III transcripts, have a cap-like structure at their 5' end. Nucleic Acids Res. 18(21): p.6347-6351.

60. Kraev A.S., Kramerov D.A., Skryabin K.G., Ryskov A.P., Bayev A.A., Georgiev G.P. 1980. Nucleic Acids Res. 8: p. 1202-1215.

61. Adeniyi-Jones S., Zasloff M. 1985. Transcription, processing and nuclear transport of B1 Alu RNA species complementary to an intron of the murine a-fetoprotein gene. Nature. 317: p. 81-84.

62. Maraia R.J., Driscoll C.T., Bilyeu Т., Hsu K., Darlington G.J. 1993. Multiple dispersed loci produce small cytoplasmic Alu RNA. Molecular and Cell Biology. 13(7): p. 42334241.

63. Lui W-M., Schmid C.W. 1993. Nucleic Acids Res. 21: p. 1351-1359.

64. Kim J., Kass D.H., Deininger P.L. 1995. Transcription and processing of the rodent ID repeat family in germline and somatic cells. Nucleic Acids Res. 23(12): p.2245-2251

65. Shen R.M., Brosius J., Deininger P.L. BC1 RNA, the transcript from a master gene for ID element amplification, is able to prime its own reverse transcription. Nucleic Acids Res. 1997. 25(8): p. 1642-1648.

66. И.М. Сердобова, Д.А. Крамеров. Использование коротких ретропозонов в качестве филогенетических маркеров. Доклады Академии Наук, 1994. 335(5), стр. 664-667.

67. Васецкий Н.С., Гоголевская И.К., Бородулина О.Р., Крамеров Д.А. 1999. Bl-dID новый короткий ретропозон грызунов. Молекулярная биология. 33(3): стр. 520-527.

68. O. Nomura, Lin Z.H., Muladno, Wada Y., Yasue H. A SINE species from hyppopotamus and its distribution among animal species. Mamm Genome, 1998 (Jul), 9(7): p. 550-555.

69. Nikado M., Rooney A.P., Okada N. 1999. Phylogenetic relationships among cetartiodactyls based on insertions of short and long interspersed elements: Hippopotamuses are the closest extant relatines of whales. Proc Natl Acad Sei USA.96: p. 10261-10266.

70. Buntjer J.B., Hoff I.A. and Lenstra J.A. Artiodactil interspersed DNA repeats in cetacean genome. J Mol Evol, 1997 .45 : p. 66-69.

71. Hess, J.F., et al., Molecular evolution of the human adult alpha-globin-like gene region:insertion and deletion of Alu family repeats and non Alu-DNA sequences. Proc Natl Acad Sei USA, 1983. 80(19): p. 5970-5974.

72. Bailey A.D., Shen C-KJ. Sequential insertion of Alu family repeats into specific genomic sites of higher primates. Proc Natl Acad Sei USA. 1993. 90: p. 7205-7209.

73. Deininger P.L., Batzer M.A. SINE master genes and population biology.The book: The Impact Of Short Interspersed Elements (SINEs) on the Host Genome edited by Richard J. Maraia. 1995. R.G. Landes Compeny, Austin. Chapter3.

74. Edwards M.C., Gibbs R.A. A human dimorphism resulting from loss of an Alu. Genomics. 1992. 14: p. 590-597.

75. Lehrman M.A., Goldstein J.L., Russell D.W., Brown M.S. Duplication of seven exons in the LDL receptor gene caused by Alu-Alu recombination in a subject with familial hypercholesterolemia. Cell. 1987 48: p. 827-835.

76. Kass D.H., Batzer M.A., Deininger P.L. Gene conversion as a secondary mechanism of SINE evolution. Mol Cell Biol. 1995. 15: p. 19-25.

77. Deininger P.L., Daniels G.R. The recent evolution of mammalian repetitive DNA elements. Trends Genet. 1986. 2: p. 76-80.

78. Deininger P.L., Batzer M.A, Hutchison C.A., Edgell M.H. Master genes in mammalian repetitive DNA amplification. Trends in Genetics. 1992. 8: p. 307-311.

79. Shen C-KJ, Batzer M.A., Deininger P.L. Evolution of master Alu gene(s). J Mol Evol. 1991. 33: p.311-320.

80. Krane, D.E. and R.C. Hardison, Short interspersed repeats in rabbit DNA can provide functional polyadenylation signals. Mol Biol Evol, 1990. 7(1): p. 1-8.

81. Martignetti J., Brosius J. Neutral BC1 RNA as an evolutionary marker; guinea pig remains a rodent. Proc Natl Acad Sci USA. 1993. 90: p. 9698-9702.

82. DeChiara T.M., Brosius J. Neutral BC1 RNA : c DNA clones reveal nonrepetitive sequence content. Proc Natl Acad Sci USA. 1987. 84: p. 2624-2629.

83. Kim J., Martignetti J.A., Shen M.R. et al. Rodent BC1 RNA gene as master gene for ID element amplification. Proc Natl Acad Sci USA. 1994. 91: p.3607-3611.

84. Tiedge H., Fremeau R.J., Weinstock P.H., Arancio O., Brosius J. Dendric location, of neural BC1 RNA. Proc Natl Acad Sci USA. 1991. 88: p. 2093-2097.

85. Batzer M.A., Kilroy G.E., Richard P.E., et al. Structure and variability of recently inserted Alu family members. Nucleic Acids Res. 1990. 18: p. 6793-6798.

86. Matera A.G., Hellmann U., Schmid C.W. A transpositionally and transcriptionally competent Alu subfamily. Mol Cell Biol. 1990.10: p. 5424-5432.

87. Maraia R.J., Kenan D.J., Keene J.D. Eukaryotic transcroption termination factor La mediates transcript release and facili tates reinitiation by RNA polymerase III. Mol Cell Biol. 1994. 14 : p. 2147-2158.

88. Rogers, J.H., The role of introns in evolution. Febs Lett, 1990. 268(2): p.339-43

89. Levinson, G., Crossovers Generate Non-random Recombinants Under Darwinian Selection, in Artificial Life IV, R.A.B.a.P. Maes, Editor. 1994, The MIT Press: Cambridge, MA,London, England. P. 90-101.

90. Onno, M., et al., Rearrangement of the human tre oncogene by homologous recombination between Alu repeats of nucleotide sequences from two different chromosomes. Oncogene, 1992. 79120: p.2519-2523.

91. Kudo, S. and M. Fukuda, Structural organization of glycophorin A and B genes: glycophorin B gene evolved by homologous recombination at Alu repeat sequences. Proc. Natl Acad Sci USA, 1989. 86(12): p.4619-4623.

92. Rearden, A., el al., Evolution of the glucophorin gene family in the hominoid primates. Biochem Genet, 1990. 28(3-4): p.l 102-1110.

93. Barsh, G.S., P.H. Seeburg, nad R.E. Gelinas, The human growth hormone gene family: structure and evolution of the chromosomal locus. Nucleic Acids Res, 1983. 11(12): p.3939-3958.

94. Merritt, C.M., S. Easteal, and P.G. Board , Evolution of human alpha 1-acid glycoprotein genes and surrounding Alu repeats. Genomics, 1990. 6(4) : p. 79-88.

95. Ericson, L.M., H.S. Kim, and N. Maeda, Junctions between genes in the haptoglobin gene cluster of primates. Genomics, 1992.14(4): p.948-958.

96. Shenkar, R., M.H. Shen, and N. Arnheim, DNase I-hypersensitive sites and transcription factor-binding motifs within the mouse E beta meiotic recombination hot spot. Mol Cell Biol, 1991. 11(4): p. 1813-1819.

97. W. Makalowski, The book:The Impact of Short Interspersed Elements (SINEs) on the Host Genome edited by Richard J. Maraia. 1995 R.G. Landes Company, Austin. Chapter5.

98. Makalowski W., G.A. Mitchell, and D. Labuda, Alu sequences in the coding regions of m RNA: a source of protein variability. Trends Genet, 1994. 10(6): p.188-193.

99. Caras, I.W., et al., Cloning of decay-accelerating factor suggests novel use of splising to generate two proteins. Nature, 1987. 325(6104): p. 545-549.

100. Cairns, J.S., et al., Identification of a novel DR beta cDNA clone. Nucleic Acids Res, 1988.16(19): p.9353.

101. Banville, D. and Y. Boie, Retroviral Long terminal repeat is the promoter of the gene encoding the tumor-associated calcium-binding protein oncomodulin in the rat. J Mol Biol, 1989.207(3): p. 481-490.

102. Boggaram, V., K. Qing, and C.R. Mendelson, The major apoprotein of rabbit pulmonary surfactant. Elucidation of primary sequence and cyclic AMP and developmental regulation. J Biol Chem, 1988. 263(6): p. 2939-2947.

103. Kress M., Barra Y., Seidman J.G., Khoury G., Jay G. 1984. Functional insertion of an Alu type 2 (B2 SINE) repetitive sequence in murine class I genes. Science. 226(4677): p. 974-977.

104. Maichele, A.J., N.J. Farwell, and J.S. Chamberlain, A B2 repeat insertion generates alternate strictures of the mouse muscle gamma-phosphorylase kinase gene. Genomics, 1993. 16(1): p. 139-149.

105. Requena, J.M., et al., Characterization of a short interspersed reiterated DNA sequence of Trypanosoma cruzi located at the 3'-end of a poly(A)+ transcript. Gene, 1994 Sep 2; 146(2): p. 245-250.

106. Szmulewicz, M.N., Novic, G.E., Herrera, R.J. Effects of Alu insertions on gene function. Electrophoresis, 1998 Jun; 19(8-9): p. 1260-1264.

107. Glaichenhaus, N. And F. Cuzin, A role for ID repetitive sequences in growth- and transformation- dependent regulation of gene expression in rat fibroblasts. Cell, 1987. 50(7): p. 1081-1089.

108. Vidal,F., et al., Coordinated posttranscriptional control of gene expression by modular elements including Alu-like repetitive sequences. Proc Natl Acad Sci USA, 1993. 90(1): p.208-212.

109. Saffer, J.D. and S.J. Thurston, A negative element with properties similar to those of enhancers is contained within an Alu sequence. Mol Cell Biol, 1989. 9(2): p. 355-364.

110. Wu,J., et al., Negative regulation of the human epsilon-globin gene by transcriptional interference: role of an Alu element. Mol Cell Biol, 1990. 10(3): p. 1209-1216.

111. Hambor, J.E., et al., Identification and characterization of an Alu-containing, T-cell-specific enhancer located in the last intron of the human CD8 alpha gene. Mol Cell Biol, 1993. 13(11): p. 7056-7070.

112. Brini, A.T., G.M. Lee, and J.P. Kinet, Involvement of Alu sequences in the cell-specific regulation of transcription of the gamma chain of Fc and t cell receptors. J Biol Chem, 1993. 268(2): p. 1355-1361.

113. Aronow, B.J., et al., Functional analysis of the human adenosine deaminase gene thymic regulatory region and its ability to generate position-independent transgene expression. Mol Cell Biol, 1992. 12(9): p. 4170-4185.

114. Tomilin, N.V., et al., Differential binding of human nuclear proteins to Alu subfamilies. Nucleic Acids Res, 1992. 20(12): p. 2941-2945.

115. Sunako T., et al., An allele of the ripening-specific 1-aminocyclopropane-l-carboxylic acid synthase gene (ACS1) in apple fruit with a long storage life. Plant Physiol, 1999 Apr; 119(4): p. 1297-1304.

116. Englander, E.W., A.P. Wolffe, and B.H. Howard, Nucleosome interactions with a human Alu element. Transcriptional repression and effects of template methylation. J Biol Chem, 1993. 268(26): p. 19565-19573.

117. Hyrien, O., et al., A hotspot for novel amplification joints in a mosaic of Alu-like repeats and palindromic A+T-rich DNA. Embo J, 1987. 6(8): p.2401-2408.

118. Tiege, H., W. Chen, and J.Brosius, Primary structure, neutral-specific expression, and dendritic location of human BC200 RNA. J Neurosci, 1993. 13(6): p. 2382-2390.

119. Cheng, J.G., et al.,Expression of dendritic BC200 RNA, component of a 11.4S ribonucleoprotein particle, is conserved in humans and simians. Neurosci Lett. 1997 Mar 21;224(3):206-210.

120. Кэрролл P. Палеонтология и эволюция позвоночных под ред. акад. Л.П. Татаринова, в 3х томах. Т.З, Москва. Мир. 1993.

121. Маниатис Т., Фрич Е., Сембрук Дж. Молекулярное клонирование. Москва, Мир, 1984, Т. 1-3.

122. Д. Гловер. Клонирование ДНК. Методы. Москва, Мир, 1988.

123. Chomczynski, P. and Sacchi, N. Rapid isolation of total RNA, Anal Biochem. 1987. 162, p. 160-164.

124. Promega Protocols and Applications Guide, 1991, USA

125. Redstone, M.S. and S.E. Kern, Klenov Co-Sequencing: A method for eliminating "stops". BioTechniques, 1994. 17(2): p.286-288.

126. Dreyfuss G, Matunis MJ, Pinol-Roma S, Burd CG.hnRNP proteins and the biogenesis of mRNA. Annu Rev Biochem. 1993. 62: p. 289-321

127. Singh R, Valcarcel J, Green MR. Distinct binding specificities and functions of higher eukaryotic polypyrimidine tract-binding proteins. Science. 1995. 268(5214): p. 11731176.

128. Michelotti EF, Tomonaga T, Krutzsch H, Levens D. Cellular nucleic acid binding protein regulates the CT element of the human c-myc protooncogene. J Biol Chem. 1995.270(16): p. 9494-9499.

129. Tomonaga T, Levens D. Heterogeneous nuclear ribonucleoprotein К is a DNA-binding transactivator. J Biol Chem. 1995. 270(9): p. 4875-4881.

130. Michelotti EF, Michelotti GA, Aronsohn AI, Levens D. Heterogeneous nuclear ribonucleoprotein К is a transcription factor. Mol Cell Biol. 1996.16(5): p. 2350-2360.

131. Lee MH, Mori S, Raychaudhuri P. trans-Activation by the hnRNP К protein involves an increase in RNA synthesis from the reporter genes. J Biol Chem. 1996. 271(7): p. 3420-3427.

132. Кузякин А.П., Второв П.П. Насекомоядные, в "Жизнь животных" т.7 Млекопитающие, под ред. В.Е. Соколова. Москва. Просвящение 1989.

133. Динец В., Ротшильд Е. Звери. ABF, Москва 1996.