Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Нитроксидергическая иннервация пищеварительного тракта некоторых видов костных рыб

ВАК РФ 03.00.25, Гистология, цитология, клеточная биология

Автореферат диссертации по теме "Нитроксидергическая иннервация пищеварительного тракта некоторых видов костных рыб"

На правахрукописи

ЧУСОВИТИНА Светлана Васильевна

НИТРОКСИДЕРГИЧЕСКАЯ ИННЕРВАЦИЯ ПИЩЕВАРИТЕЛЬНОГО ТРАКТА НЕКОТОРЫХ ВИДОВ КОСТНЫХ РЫБ

03.00.25-гистология, цитология, клеточная биология

Автореферат

диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Владивосток 2005

Работа выполнена в Институте биологии моря ДВО РАН

Научный руководитель:

доктор биологических наук, старший научный сотрудник ИБМ ДВО РАН

A.А. Вараксин

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук

B.В. Евдокимов

доктор биологических наук АА Реунов

Ведущее учреждение:

Дальневосточный государственный университет

Защита состоится " / " ¿МОсЛ 2005 года в часов на

заседании диссертационного совета Д 208.007.01 при Владивостокском

государственном медицинском университете по адресу: 690600, Владивосток, проспект Острякова, 2.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Владивостокского государственного медицинского университета.

Автореферат разослан "

¿Г" 2005 г.

Ученый секретарь диссертационного совета доктор медицинских наук, профессор

Рева Г.В.

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. К настоящему времени достоверно установлено, что большинство клеток животных и человека экспрессируют оксид азота (N0). Исследования различных аспектов его биологического действия показали универсальное значение этого агента для биологических систем (Реутов и др., 1997; Проскуряков и др., 1999; Gregg, 2003; Mungrue et al., 2003; Pellegrino et al., 2003; Tipsmark, Madsen, 2003). Оксид азота, являясь уникальным по своей природе и механизмам действия модулятором и вторичным мессенджером, участвует в нейротрансмиссии, регуляции тонуса гладких мышц, бронхо- и вазодилатации, агрегации тромбоцитов, реакциях иммунной системы. NO может оказывать и отрицательное, приводящее к разнообразным патологиям, воздействие. Причиной таких болезней как гипертония, ишемия миокарда, инсульт, почечная недостаточность, тромбозы является нарушение физиологических процессов, в регуляции которых участвует это вещество.

Имеются сведения о роли оксида азота в регулировании пищеварения у позвоночных (Schleifer, Raul, 1997; Hansen, 2003a, b, с; Takahashi, 2003; Shah et al., 2004) и беспозвоночных (Hurst et al., 1999; Kobayashi et al., 2000; Moroz et al., 2000; Пименова, Вараксин, 2003) животных. Доказано участие NO в обеспечении моторной функции желудочно-кишечного тракта, контроле кровяного тока, экзокринной и эндокринной секреции. В частности, он вызывает адаптивную релаксацию желудка, гладких мышц нижней части пищевода и кишечника. Оксид азота считают одним из важнейших факторов защиты слизистой желудка.

Класс костных рыб является наиболее представительным среди позвоночных животных. За годы эволюции возникли виды рыб, адаптированные к локальным условиям существования и имеющие специфические особенности поиска, добычи, потребления и переваривания пищи. Естественно предполагать, что у представителей столь разнообразной группы животных наряду с общими закономерностями иннервации органов пищеварения можно обнаружить некоторые отличия. Данные о распределении и физиологической значимости NO-ергических элементов в пищеварительной системе низших позвоночных животных малочисленны. Нейроны, содержащие нитрооксидсинтазу (NOS) - фермент

синтеза оксида азота, обнаружены в пищеварительном тракте стальноголового лосося Salmo gairdneri (Li, Furness, 1993,), акулы Squalus acanthias, трески Gadus morhua (Olsson, Karila, 1995J, серебрянного карася Carassius auratus (Brüning et al., 1996,), тиляпии Tilapia mariae (Villani, 1999a) и угря Anguilla anguilla (Domeneghini et al., 2000), но не выявлены у миксины Myxineglutinosa (Olsson, Karilla, 1995).

Цель и задачи исследования. Целью настоящей работы являлось изучение распределения и описание морфологических особенностей нитроксидергических клеток и сплетений в пищеварительном тракте некоторых видов костных рыб.

В связи с этим необходимо было решить следующие задачи:

1. Показать наличие нитроксидергических клеток и сплетений в пищеварительном тракте костных рыб.

2. Изучить локализацию и распределение нитроксидергических нейронов в различных отделах пищеварительного тракта (пищеводе, желудке, верхнем, среднем и нижнем отделах кишечника).

3. Описать морфологические особенности нитроксидергических нейронов в пищеварительном тракте рыб.

4. Изучить особенности распределения нитроксидергических элементов в пищеварительном тракте разных видов костных рыб.

Научная новизна. Впервые получены данные о наличии нитроксидергических клеток и сплетений в пищеварительном тракте семи видов костных рыб. Подробно описаны локализация, распределение и морфологические особенности нитроксидергических нейронов. Установлено, что они локализованы в межмышечном и подслизистом нервных сплетениях. Среди клеток преобладают нейроны первого типа Догеля. Терминали нитроксидергических нервных волокон обнаружены на мышечных и эпителиальных клетках, а также на стенках кровеносных сосудов. Выявлены видовые особенности в плотности распределения нитроксидергических клеток в пищеварительном тракте зоопланктофагов (малоротая корюшка Hypomesusjaponicus, японский анчоус Engraulisjaponicus) и бентофагов (керчаки Myoxocephalus brandti и М. stelleri и камбалы Pleuronectes obscurus и P. pinnifasciatus).

Теоретическое и практическое значение работы. Полученные данные о наличии, морфологических особенностях, локализации и плотности распределения

нитроксидергических клеток в пищеварительном тракте костных рыб являются морфологической базой для дальнейших исследований физиологической роли оксида азота в пищеварительном процессе наиболее древних групп позвоночных животных. Эти данные вносят вклад в изучение фундаментальных механизмов регуляции пищеварительной системы в целом. Они дополняют представления о возникновении и распространении NO-ергической нервной системы в филогенезе и свидетельствуют в пользу эволюционного единства нейротрансмиттерных систем.

Результаты работы могут быть использованы в лекционных курсах по гистологии и зоологии позвоночных животных для студентов биологических вузов.

Апробация работы. Материалы диссертационной работы были представлены на XII Международном совещании и V школе по эволюционной физиологии (Санкт-Петербург, 2001), Международном научном форуме "Техника и технологии в рыбной отрасли XXI века. Рыбохозяйственные исследования Мирового океана" (Владивосток, 2002), VII Пущинской школе-конференции молодых ученых "Биология - наука XXI века" (Пущино, 2003), Международной конференции "Трофические связи в водных сообществах и экосистемах" (Борок, 2003), III Всероссийской конференции "Механизмы функционирования висцеральных систем" (Санкт-Петербург, 2003).

Публикации: По теме диссертации опубликовано 9 работ.

Структура и объем диссертации. Диссертация изложена на 157 страницах машинописного текста и состоит из введения, 4 глав, выводов и списка литературы, который включает 234 наименования, в том числе 155 иностранных авторов. Диссертация иллюстрирована 45 рисунками и 29 таблицами.

Благодарности. Выражаю глубокую благодарность и уважение моему научному руководителю, д.б.н., ведущему научному сотруднику А.А. Вараксину за огромную и неоценимую помощь на всех этапах планирования и выполнения работы, а также анализа полученных результатов. Особую признательность выражаю к.б.н. ЕА Пименовой за практическую помощь в освоении методик и участие в обсуждении результатов исследования, д.м.н., профессору ПА Мотавкину, к.б.н. Г.Г. Калининой, к.б.н. Е.В. Пущиной за консультации особенно важные на первых этапах работы, д.б.н. А.Ю. Звягинцеву за помощь в сборе материала. Благодарю за моральную поддержку и чуткость сотрудников Кафедры

водных биоресурсов Дальрыбвтуза и Лаборатории цитофизиологии ИБМ ДВО РАН.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Объекты исследования. В работе изучали нитроксидергический нервный аппарат пищеварительного тракта семи видов костных рыб - типичных представителей прибрежного ихтиоцена Амурского залива Японского моря (Новиков и др., 2002; Гавренков и др., 2004). Класс Osteichthyes - Костные рыбы

Отряд Salmoniformes - Лососеобразные

Семейство Osmeridae - Корюшковые

Hypomesusjaponicus (Brevoort, 1856) - морская малоротая корюшка Отряд Clupeiformes - Сельдеобразные Семейство Engraulidae - Анчоусовые Engraulisjaponicus Temminck et Schlegel, 1846 - японский анчоус Отряд Cypriniformes - Карпообразные Семейство Cyprinidae - Карповые Tribolodon brandti Dybowskii, 1872 - дальневосточная красноперка Отряд Scorpaeniformes - Скорпенообразные Семейство Cottidae - Керчаковые, или Рогатковые Myoxocephalus brandti (Steindachner, 1867) - снежный керчак Myoxocephalus stellen Tilesius, 1811 - дальневосточный керчак, или керчак Стеллера

Отряд Pleuronectiformes - Камбалообразные Семейство Pleuronectidae - Камбаловые Pleuronectes (Leopsetta) obscurus Herzenstein, 1891 - темная полярная камбала

Pleuronectes (Leopsetta) pinnifasciatus Kner, 1870 - полосатая полярная камбала.

Рыб ловили неводом и удочками летом и осенью 1998 - 2003 гг., брали половозрелых самок и самцов (табл. 1).

Таблица 1

Исследованные рыбы

№ Род, вид Общая длина (ZL), CM Количество, экз.

1 Hypomesus japonicus 11.0-14.6 36

2 Engraulis japonicus 14.8-16.1 15

3 Tribolodon brandti 21.4-29.7 11

4 Myoxocephalus brandti 25.8-34.7 22

5 Myoxocephalus stellen 24.8-32.6 24

6 Pleuronectes obscurus 23.5-28.7 5

7 Pleuronectes pinnifasciatus 23.5-30.5 7

После отлова рыб помещали в аквариумы с аэрируемой морской водой, где их содержали для адаптации в течение нескольких суток без кормления.

Морфологические методы. Строение пищеварительного тракта изучали методом препарирования нефиксированных животных. Отмечали наличие или отсутствие желудка и его форму, количество пилорических придатков и петель кишки. Измеряли длину пищеварительного тракта. Определяли соотношение длины кишечника к длине рыбы. Для уточнения гистологического строения отделы пищеварительного тракта фиксировали в жидкости Буэна. Парафиновые и криостатные срезы толщиной 5 и 20 мкм соответственно окрашивали гематоксилином Эрлиха и эозином.

Гистохимические методы. Выявление нитроксидергических нервных структур в пищеварительном тракте рыб проводили по методике Хоупа и Винсента (Hope, Vincent, 1989). Метод основан на образовании осадка диформазана в присутствии кофактора - NADPH и экзогенного субстрата - нитросинего тетразолиевого. NADPH-диафоразная активность рассматривается как топохимический маркер NO-ергических структур в центральной и периферической нервной системе позвоночных животных, в том числе и рыб (Olsson, Karila, 1995; Funakoshi et al., 1995; Turner, Moroz, 1995; Villani, 1999; Domeneghini et al., 2000; Singru et al., 2003).

Фрагменты пищевода, желудка, пилорических придатков, верхнего, среднего и нижнего отделов кишечника длиной 0.5 см фиксировали в 4% растворе

параформальдегида, приготовленном на 0.1 М фосфатном буфере (рН 7.2), в течение 2 ч при температуре 4° С. После фиксации кусочки промывали в 3 - 4 сменах 15% раствора сахарозы в течение 20 ч при той же температуре, замораживали в криостате и готовили продольные и поперечные срезы толщиной 15, 25 и 40 мкм. Препараты инкубировали в течение 1 ч в среде, содержащей 0.5 мМ p%NADPH (Sigma), 0.5 мМ нитросинего тетразолиевого (Sigma) и 0.3% тритона Х-100 в 0.15 М трис-HCI буфере, рН 8.0, в термостате при температуре 37°С. Для приготовления тотальных препаратов вырезали пищеварительный тракт у 10 животных от пищевода до анального отверстия, отделяли пищевод, желудок и кишечник и растягивали их на стеклянных палочках. После фиксации и инкубации по описанной выше методике эти отделы разрезали вдоль и расправляли на предметных стеклах. Препараты быстро промывали в дистиллированной воде, обезвоживали в спиртах возрастающей концентрации и заключали в даммаровую смолу.

Контрольные образцы инкубировали в среде с добавлением ингибитора NO-синтазы - 10 мМ N-нитро-Ь-аргинина, а также в среде без добавления P-NADPH и в среде без добавления нитросинего тетразолиевого. Ни один из контрольных образцов не дал положительной реакции на NADPH-диафоразу (NADPH-д).

При проведении исследований особое внимание обращали на соблюдение стандартизации условий забора, подготовки и обработки материала.

Морфометрические методы. NADPH-д-положительные клетки каждого исследованного отдела подсчитывали на десяти поперечных срезах толщиной 25 мкм и определяли их среднее количество на один срез. Для установления плотности распределения нейронов определяли число клеток на 1 мм2 тотального препарата при увеличении 7x16 в 10 полях зрения. Большой и малый диаметры клеток, толщину оболочек кишки, высоту складок слизистой оболочки определяли с помощью окуляр-микрометра.

Математическую обработку данных проводили на персональном компьютере с использованием статистической программы Statistica 5.0, пакета MS OFFICE для WINDOWS 2000.

Материал просматривали и фотографировали на микроскопе Olimpus ВН2-RFCA модели BHS. Для фотографирования использовали пленку "Микрат-500."

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Интрамуральные ганглии энтеральной нервной системы позвоночных животных включают сенсорные клетки, интернейроны, моторные нейроны, клетки-водители ритма, то есть обладают полным набором функциональных элементов, необходимых для самостоятельной интегративной деятельности (Качалов, 1988; Ноздрачёв, 1988). Основными эффекторными аппаратами являются гладкая мышца, секреторный, всасывающий и экскреторный эпителии, капиллярная сеть, местные эндокринные образования и иммунные процессы. Периферические рефлексы осуществляются с участием практически всех известных в настоящее время медиаторов и модуляторов, в том числе ацетилхолина (АХ), норадреналина (НА), серотонина (5-НТ), АТФ и регуляторных пептидов (Ноздрачёв, 1988, 2001; Hansen, 2003a, b, с). В последние годы этот список дополнился оксидом азота.

Морфологические особенностинитроксидергическихнейронов в пищеварительном трактерыб

В. интрамуральных сплетениях пищеварительного тракта у костистых рыб нет отчетливой дифференцировки клеточных типов, наблюдаемых у наземных позвоночных. Несмотря на сложности определения, у них описаны униполярные, биполярные и три типа мультиполярных нейронов Догеля.

В составе энтеральной нервной системы семи исследованных видов рыб обнаружены NADPH-д-позитивные нейроны. Клетки и волокна расположены в составе блуждающего нерва, в межмышечном и подслизистом сплетениях (рис. 1).

В межмышечном нервном сплетении по всей длине пищеварительного тракта преобладают мультиполярные нейроны, на долю которых приходится от 54.5% у краснопёрки Т. brandti до 83.1% у темной камбалы P. obscurus (табл. 2). Подавляющее большинство нитроксидергических нервных клеток межмышечного нервного сплетения пищевода и желудка обладают одним длинным и несколькими короткими отростками (рис. 1Б).

Рис. 1. КАОРН-д-положительные нейроны в стенке пищеварительного тракта рыб. А - локализация КАОРН-д-положительных нейронов в кишечнике снежного керчака Муохосврка1ш ЬгапёИ, Б - мультиполярные (I, II типа) и В - униполярные нейроны в пищеводе керчака М. ЬтаМй (Б, В), Г - биполярные нейроны в пищеводе красноперки ТпЬо1о6оп ЬгапЛ1.

Ксмо - кольцевой слой мышечной оболочки; Мс - межмышечное нервное сплетение; Пс - подслизистое нервное сплетение; Псмо - продольный слой мышечной оболочки; Со - слизистая оболочка. Тонкие стрелки - слабо окрашенные клетки, толстая стрелка- кровеносный сосуд. Ув.: Б, В х400, Г х640.

Терминальные отделы аксонов имеют четковидную форму за счет многочисленных варикозных утолщений. Они оплетают гладкие миоциты, распространяются в пределах межмышечного сплетения, проникают в подслизистое сплетение. Дендриты - короткие, толстые. Топография и морфологические особенности позволяют утверждать, что у исследованных видов рыб, как и у млекопитающих, среди нитроксидергических клеток межмышечного нервного сплетения доминируют нейроны I типа Догеля, выполняющие функции мотонейронов.

Таблица 2

Соотношение уни-, би- и мультиполярных нитроксидергических нейронов в пищеварительном тракте рыб, %

Отдел пищеварительного тракта Форма нейронов

униполярные биполярные мультиполярные

Hypomesus japonicus 11.3 13.4 74.3

Engraulis japonicus 16.3 4.6 79.1

Tribolodon brandti 36.6 8.9 54.5

Myoxocephalus brandti 11.5 7.8 80.7

Myoxocephalus stell 10.9 9.1 80.0

Pleuronectes obscurus 9.9 6.9 83.1

Pleuronectes pinnifasciatus 15.0 6.4 78.5

Заметно меньше выявлено нитроксидергических клеток, имеющих 3-5 интенсивно окрашенных отростка одинакового диаметра Отростки прослеживаются примерно на равном расстоянии от тела нейрона. Данные клетки отнесены ко второму типу, они считаются чувствительными.

Нитроксидергических нейронов III типа Догеля мы не обнаружили.

Количество нитроксидергических биполярных клеток в пищеварительном тракте рыб увеличивается от пищевода к ректальному отделу кишечника. В распределении монополярных клеток мы отметили обратную закономерность. В верхних отделах пищеварительного тракта униполярные нитроксидергические нейроны составляют значительную часть нейрональной популяции. Многие из них обладают округлой шаровидной формой и имеют недифференцированный

отросток. У некоторых клеток он делится V-образно на расстоянии в полтора - два раза превышающем клеточный диаметр. Мы полагаем, что аналогами подобных нейронов являются гетеротипические псевдоуниполяры, описанные ранее у млекопитающих. В пищеварительном тракте подобные нейроны рассматриваются как источник афферентной иннервации.

В межмышечном нервном сплетении у всех рыб преобладают нитроксидергические нейроны среднего размера. В пищеводе и желудке имеются клетки с диаметром более 25 мкм. В кишечнике крупные нейроны выявлены только у дальневосточного керчака.

В подслизистом нервном сплетении доминируют униполярные нейроны. Биполярные и мультиполярные клетки II типа отмечаются крайне редко.

Таким образом, в пищеварительном тракте исследованных рыб обнаружены мультиполяры I, II типов Догеля, биполяры и псевдоуниполяры, способные синтезировать оксид азота.

Выявленные нейроны обладают разной NADPH-диафоразной активностью. Слабо окрашенные перикарионы ранее обнаружены в пищеводе карася Carassius auratus (Briining et al., 1996). Данные гистохимического и иммуногистохимического анализа доказали их нитроксидергическую природу.

В настоящее время показано, что нервные клетки могут синтезировать и экспрессировать не один, а комбинацию нейротрансмиттеров (Hansen, 2003a). У млекопитающих нейроциты Ауэрбахова сплетения, способные синтезировать оксид азота, считаются холинергическими. Установлено присутствие в межмышечном сплетении клеток, синтезирующих N0 и вазоактивный интестинальный полипептид (VIP), N0 и нейропептид Y, N0 и соматостатин.

Исследования, проведённые на рыбах (Olsson, Holmgren, 1994, 1997; Olsson, Karila, 1995), показали, что у них, как и у высших позвоночных животных, в нейронах интрамуральных сплетений могут совместно присутствовать ферменты, обеспечивающие синтез оксида азота и нейропептидов. Обнаружены клетки, способные одновременно с N0 и VIP, экспрессировать гипофизарный аденилатциклаза-активирующий полипептид (РАСАР).

Наряду с нейронами положительную реакцию на нитрооксидсинтазу дают мышечные, эпителиальные клетки и эндотелиоциты сосудов.

В пищеварительном тракте всех исследованных рыб специфическая нитроксидергическая активность отмечена как в поперечнополосатых мышечных волокнах, так и в гладких мышечных клетках. В кишечнике дальневосточной красноперки особенно интенсивно окрашивается внутренняя часть кольцевого мышечного слоя. В верхних отделах пищеварительного тракта в этой области отчетливо выражены нервные волокна, а в среднем и нижнем отделах кишечника они не дифференцируются.

Характер осаждения диформазана в эпителиоцитах рыб имеет общие черты. Многослойный плоский эпителий пищевода характеризуется слабой активностью реакции. В желудке и кишечнике обычно окрашивается интенсивнее апикальная зона эпителиальных клеток.

В составе эпителиального пласта пищевода у дальневосточного керчака М. stelleri обнаружены интенсивно маркированные клетки, имеющие расширенную базальную часть и узкую апикальную, обращенную в просвет пищеварительного тракта. Ранее подобные клетки выявили в эпителии желудочно-кишечного тракта кеты Oncorhynchus keta и карпа Cyprinus carpió. Они окрашивались метиленовым синим и содержали холинэстеразу. Балашов с соавторами (1992) предложили рассматривать их как паранейроны.

Локализация ираспределениенитроксидергическихнейронов в пищеварительном трактерыб NADPH-д-позитивные нейроны расположены в межмышечном нервном сплетении, в кольцевом мышечном слое, редко в продольном слое мускулатуры и подслизистом сплетении (рис. 1А).

Такая топография нитроксидергических элементов обнаружена у форели Salmo gairdneri (Li, Furness, 1993), трески G. morhua и акулы S. acanthias (Olsson, Karila, 1995), карася Carassius auratus (Briining et al., 1996), угря Anguilla anguilla (Domeneghini et al., 2000), жабы Bufo marinus (Li et al., 1993), а также у представителей классов Рептилии, Птицы и Млекопитающие (Li et al., 1994; Lamanna et al., 1999; Olsson, Gibbins, 1999; Olsson, Holmgren, 2001). Отсутствие нитроксидергических нервных клеток в кишке Myxine glutinosa (Olsson, Kaiilla, 1995) может быть связано с удалённостью ветви круглоротых. Однако данные о наличии таких структур в пищеварительном тракте моллюсков (Hurst et al., 1999;

Пименова и др., 2002), морских звёзд (Martinez et al., 1994; Elphick, Melarange, 1998) заставляют думать об эволюционном единстве химических субстанций в нервной системе не только позвоночных, но также первичноротых и вторичноротых беспозвоночных животных.

Общая схема распределения нитроксидергических нервных структур в межмышечном нервном сплетении исследованных рыб может быть представлена следующим образом (рис. 2, табл. 3).

Таблица 3

Распределение NADPH-д-положительных клеток и волокон в интрамуральных нервных сплетениях пищеварительного тракта костных рыб

Отдел пищеварительного тракта

№ Вид пищевод желудок кишечник

ммс псс ммс псс ммс псс

1 Hypomesus japonicus +/(+) (+)/+ +++/+++ (+)/+ +++/+++ (+)/+

2 Engraulis japonicus (+У+ +++/+++ (+)/+ +++/+++ (+)/+

3 Tribolodon brandti (+У+ - (+)/+

4 Myoxocephalus brandti (+)/+ (+У(+) (+У+ +/+ (+)/+

5 Myoxocephalus stelleri (+)/+ (+)/(+) (+У+ +/+ (+)/+

6 Pleuronectes obscurus (+)/+ +/+ (+У+ (+)/+

7 Pleuronectes pinnifasciatus (+)/+ +/+ (+)/+ (+)/+

Примечание, ммс - межмышечное нервное сплетение; пес - подслизистое нервное сплетение; +/+ - КАОРН-д-положительные клетки/волокна; (+) -выявлены единичные КАОРН-д-положительные клетки или волокна.

КАОРН-д-позитивные волокна выявлены в ветвях вагуса, проникающих в оболочку пищевода и желудка корюшки Н. japonicus, анчоуса Е. japonicus, керчаков М. Ьгапйй, М. stelleri и камбал Р. obscurus, Р. pinnifasciatus.

Дальневосточная краснопёрка Т. brandti лишена желудка, но нитроксидергические элементы блуждающего нерва отмечены в пищеводе и верхнем отделе кишечника.

Пищевод. В пищеводе нитроксидергические нервные клетки и волокна концентрируются на периферии органа, где в составе ганглиев расположены КАОРН-д-позитивные элементы. В верхней части пищевода микроганглии включают 3 - 4, а в нижней части - 8 - 12 КАОРН-д-позитивных нейронов. Среди

них отмечены клетки, больший диаметр которых превосходит 25 мкм. Доля крупных нейронов в пищеводе варьирует от 16% у японского анчоуса до 58% у дальневосточного керчака. В состав микроганглия входят униполярные и мультиполярные клетки, причём последние доминируют у всех рыб, за исключением краснопёрки Т. brandti. Отростки нейронов имеют гладкие контуры и, слабо ветвясь, вступают в нервные пучки, проходящие в каудальном направлении. У всех изученных видов рыб более 50% нейронов обладают высокой активностью КАОРН-диафоразы.

Рис. 2. Схема распределения нитроксидергических нейронов в

пищеварительном тракте малоротой

корюшки Hypomesus japonicus.

А - блуждающий нерв, Б - пищевод, В -желудок, Г - кишечник; 1 - серозная оболочка, 2

- продольный слой мышечной оболочки, 3

- кольцевой слой мышечной оболочки, 4

- слизистая оболочка.

В кольцевом мышечном слое расположены редкие одиночные или небольшие кластеры (М. brandti, M. stelleri) нервных клеток. В пищеводе дальневосточной краснопёрки, малоротой корюшки и японского анчоуса зарегистрировано наибольшее количество нитроксидергических нейронов. У керчаков М. brandti, M.

stelleri и камбал Р. obscurus, P. pinnifasciatus - плотность распределения подобных клеток в десять раз ниже. Нейроны обычно характеризуются средней или низкой интенсивностью осаждения диформазана. Исключение составляет дальневосточная краснопёрка, в толще мышечного слоя которой обнаружены многочисленные нейроны с высокой активностью фермента.

Тотальные препараты пищеварительного тракта корюшки Н. japonicus и серийные срезы пищевода анчоуса Е. japonicus позволили уточнить топографию нитроксидергической иннервации пищевода открытопузырных рыб. В каудальной части пищевода в составе нервных трактов увеличивается количество нервных клеток. Крупные, но не плотные ганглии образуют сплетение вокруг протока плавательного пузыря, волокна проникают в его стенки. Наряду с интенсивно синими, почти черными, гомогенно окрашенными нейронами выявляются клетки с гранулярным характером осадка и голубые, не четко оконтуренные клетки. Топография позитивных структур предполагает участие оксида азота в расслаблении мышечного сфинктера и увеличении объема, удаляемого из плавательного пузыря, газа. Следовательно, одним из факторов, влияющим на плотность распределения и активность нитроксидергических элементов в верхних отделах пищеварительного тракта рыб, может быть наличие плавательного пузыря и протока соединяющего его с пищеводом.

Желудок. Появление двухслойной мышечной оболочки в желудке привело к компактной организации межмышечного нервного сплетения. В нем по-прежнему присутствуют нейроны двух размерных групп, среди клеток увеличивается доля мультиполяров. В слоях мышечной оболочки нервные элементы представлены волокнами и редкими, обычно изолированными клетками. Отростки нейронов оканчиваются на миоцитах либо проникают в подслизистое сплетение. В нитроксидергической иннервации этого отдела пищеварительного тракта у исследованных рыб выявлены отличия плотности распределения нейронов и активности в них NOS. В желудке малоротой корюшки и японского анчоуса имеются сложные многослойные сети NADPH-д-положительных клеток и волокон. Нейроны взаимодействуют внутри межмышечного сплетения, контактируют с клетками мышечной и слизистой оболочек. Интенсивное осаждение преципитата

наблюдается не только в соме, но и в отростках клеток вплоть до терминальных окончаний.

Нитроксидергическая иннервация в желудке керчаков М. brandti, M. stelleri и камбал P. obscuras, P. pinnifasciatus выражена слабее. Плотность распределения реагирующих клеток в мышечной оболочке у этих рыб на два порядка ниже. Если в межмышечном нервном сплетении кардиального отдела регистрируются перикарионы с умеренной и даже сильной активностью гистохимической реакции, то по мере приближения к пилорическому отделу количество подобных клеток резко сокращается. В крупных ганглиях, состоящих из гетерогенных, как по морфологии, так и по размеру, клеток, преобладают бледные нечётко контурированные нейроны. Обращает на себя внимание отсутствие преципитата в отростках нейронов. В редких случаях в мышечной оболочке можно наблюдать небольшие пучки слабо ветвящихся волокон.

Кишечник. В межмышечном нервном сплетении кишечника рыб преобладают продольно ориентированные пучки волокон, одиночные нейроны и небольшие группы нервных клеток. Размер тяжей увеличивается в дистальном направлении. Среди нейронов доминируют мультиполяры среднего размера. По длине кишки прослеживается увеличение плотности распределения нитроксидергических элементов в межмышечном нервном сплетении в каудальном направлении. В кольцевом слое мускулатуры NO-ергические нейроны расположены по всей толще слоя, преобладая в участках, граничащих со слизистой оболочкой.

Слабое развитие подслизистого нервного сплетения отмечают у всех позвоночных животных, но у рыб плотность распределения клеток в нём особенно мала. Ранее сообщалось о присутствии нитроксидергических нейронов в подслизистом сплетении лишь некоторых первичноводных животных. Одиночные NADPH-д-позитивные перикарионы имеются в подслизистом сплетении кишечника серебряного карася С. auratus (Briining et al., 1996), в пищеводе и желудке гибрида спаровых рыб Pagrus major x Dentex dentex (Radaelli et al., 2001), в кишке жабы Bufo marinus (Li et al., 1993).

В подслизистом нервном сплетении пищеварительного тракта исследованных рыб выявлены нитроксидергические волокна, униполярные, биполярные и мультиполярные клетки. Большинство собранных в рыхлые пучки маркированных

волокон ориентированы по длине кишки. В формировании этого сплетения участвуют отростки нейронов, проникающие из межмышечного нервного сплетения. Локализация нитроксидергических элементов в слизистой оболочке анчоуса и корюшки не ограничивается собственно подслизистым нервным сплетением. Многочисленные четковидные волокна разного диаметра проникают в складки внутренней поверхности желудка, образуют периваскулярную сеть и оплетают желудочные железы. Поднимаясь к базальной мембране, волокна распадаются на тончайшие терминали у основания эпителиоцитов, формируют вуалевидные у анчоуса, либо зонтикоподобные у корюшки структуры. В слизистой оболочке желудка камбал P. obscurus, P. pinnifasciatus и керчаков М. brandti, M. stelleri волокон заметно меньше.

В желудочно-кишечном тракте высших позвоночных животных N0, как неадренергический и нехолинергический нейротрансмиттер (NANC), участвует в регуляции сокращения мускулатуры в пищеводе и желудке (Meulemans et al., 1995; Kuramoto, 1999; Beyak et al., 2003), тонком и толстом кишечнике (Huber et al., 1998; Grider, 2003). Оксид азота является модулятором релаксации сфинктера пищевода (Rodrigo, 1998; Lamanna et al., 1999; Tomita et al., 2003), привратника желудка, илиоцекального соединения кишки и анального сфинктера (Ramkumar, Schulze, 2003).

Присутствие NOS-содержащих нейронов в кишке керчаков М. brandti, M. stellen и камбал P. obscurus, P. pinnifasciatus, корюшки Н. japonicus, анчоуса Е. japonicus и красноперки Т. brandti и ранее проведенные экспериментальные исследования (Olsson, Holmgren, 2000) предполагают возможность участия NO в контроле основного тона и спонтанной моторики кишечника рыб. Это может быть непосредственное воздействие на мышечные клетки, либо угнетение возбуждающих нейронов.

Большая плотность распределения нитроксидергических волокон и их многочисленные контакты с интенсивно и слабо окрашенными перикарионами в межмышечном нервном сплетении пищеварительного тракта исследованных рыб предполагают участие оксида азота в модулировании нервных импульсов и выполнение частью нейронов функции интернейронов. При этом мишенями NO могут быть не только нитроксидергические клетки, но и нейроны с другой

химической специализацией. Предыдущие исследования функций оксида азота в энтеральной нервной системе рыб показали, что в пищеварительном тракте трески оксид азота угнетает холинергическую тоническую активность (Olsson, Holmgren, 2000). Анатомические связи нитроксидергических нейронов с холинергическими и адренергическими нервными терминалями обнаружены у угря A anguilla (Domeneghini et al, 2000).

Нитроксидергическая иннервация микроциркуляторного русла, близость позитивных терминалей к базальной мембране, единичные случаи проникновения последних в эпителиальный пласт, а также окрашивание эпителиоцитов указывают на участие оксида азота в контроле за процессами расщепления и всасывания пищи. Морфологическое и гистохимическое разнообразие нитроксидергической нейрональной популяции обеспечивает сложные механизмы функционирования кишки.

Особенностираспределениянитроксидергическихэлементов в пищеварительномтракте исследованныхвидов костныхрыб

В настоящей работе исследованы рыбы, питающиеся животной пищей. Условно их можно отнести к 2 экологическим группам: зоопланктофаги - анчоус Е. japonicus, корюшка Н. japonicus; бентофаги - керчаки М. brandti, M. stelleri, краснопёрка Т. brandti, камбалы P. obscurus, P.pinnifasciatus.

Наибольшая плотность распределения NO-синтезирующих структур обнаружена в межмышечном нервном сплетении планктофагов. Мощные сети, включающие позитивные клетки и волокна, выявлены во всех отделах, включая желудок. В пищеварительном тракте керчаков М. brandti, M. stelleri и камбал Р. obscurus, P. pinnifasciatus плотность распределения NADPH-д-позитивных нейронов на порядок ниже, в желудке они практически отсутствуют. У безжелудочного нектобентофага - дальневосточной красноперки многочисленные позитивные клетки отмечены в мышечной оболочке пищевода и верхнего отдела кишечника.

В желудке и кишечнике малоротой корюшки и японского анчоуса около 90% общего числа нейронов, замеченных в процессе гистохимической реакции, были гомогенно маркированы темно-фиолетовым осадком, что свидетельствует о высокой активности фермента. Гранулы диформазана равномерно плотно

заполняют тело и отростки нервных клеток, оптически пустой остается лишь область ядра. В желудке этих рыб интенсивно окрашенные нейроны составляют 80%. У керчаков на долю КАОРН-д-положительных нейронов приходится от 23.8 до 33%, у камбал несколько выше - от 56.6 до 57.3%. Обычно осадок диформазана имеет гранулярную структуру и бледно-синий цвет. В кишечнике бентофагов доля нитроксидергических элементов превышает 70%. Преципитат маркирует преимущественно сому нейрона, в то время как отростки остаются незаметными, либо бледными, в некоторых случаях их можно проследить лишь по варикозным утолщениям.

В пищеварительной системе млекопитающих основными мишенями оксида азота являются мышечные клетки, расслабление которых вызывает КЮ/цГМФ-зависимая активация протеинкиназы, а также снижение цГМФ уровня внутриклеточного Са2+(Каророй е! а1., 1983). Предполагая, что толщина мышечной оболочки является одним из факторов, влияющим на плотность распределения нитроксидергических элементов, максимальное количество нейронов следовало ожидать у бентофагов и полифагов, обладающих мощным механическим каркасом по всей длине пищеварительного тракта. Однако, по сравнению с планктофагами, мышечная оболочка кишки которых менее развита, количество нейронов такой химической специализации у этих рыб значительно меньше.

Таким образом, выявленные особенности в распределении и активности нитроксидергических нервных элементов по длине пищеварительного тракта позволяют рассматривать тип питания рыб в качестве фактора, определяющего не только строение пищеварительного тракта, но и степень развития в нем нитроксидергического аппарата.

ВЫВОДЫ

1. Установлено наличие нитроксидергических нейронов в интрамуральных нервных сплетениях пищеварительного тракта костных рыб, относящихся к семи видам пяти отрядов: японского анчоуса Engraulis ]аротсш (ОиреИогтев), малоротой корюшки Hypomesusjaponicus (8а1тотТогте8), снежного МуохосеркаЫ Ьrandti и дальневосточного М. stelleri керчаков (8сограепИ0гте8), темной

Ркигопв^вз оЫсигиз и полосатой Р. ртт/азЫаШ камбал (РЬигопесИЕъгтев), дальневосточной краснопёрки ТпЬо1о(оп ЬтапйП (СургтЦЪгтев).

2. Подавляющее большинство нитроксидергических нейронов расположено в межмышечном нервном сплетении и кольцевом слое мускулатуры. Единичные клетки имеются в подслизистом сплетении и продольном слое мышечной оболочки. Локализация КАОРН-д-позитивных клеток и волокон не имеет видовой специфичности. Плотность распределения нитроксидергических клеток в межмышечном сплетении у всех исследованных рыб возрастает в каудальном направлении.

3. В межмышечном сплетении пищевода, желудка и кишечника выявлены униполярные (от 9.9% у темной камбалы Р. оЬясигия до 36.6% у дальневосточной красноперки Т. Ьгап(М), биполярные (от 4.6% у японского анчоуса Е. ]аротсш до 13.4% у малоротой корюшки Я.}аротсш) и мультиполярные I и II типа Догеля (от 54.5% у краснопёрки Т. Ьгап(М, до 83.1% у темной камбалы Р. оЬхсигш) нитроксидергические нейроны. Во всех отделах преобладали мультиполярные клетки.

В подслизистом нервном сплетении выявлены одиночные мультиполярные, биполярные и униполярные нейроны.

4. Плотность распределения нитроксидергических клеток максимальна в межмышечном нервном сплетении пищеварительного тракта открытопузырных зоопланктофагов - малоротой корюшки Я. ]аротсш и японского анчоуса Е.

}аротсш, и минимальна у беспузырных бентофагов - керчаков М. Ьгап(И, М. stelleriи камбал Р. оЫсигт, Р. ртт/азЫаШ. В пищеводе наибольшее количество нитроксидергических нейронов выявлено у краснопёрки 71 Ьгап(Н, малоротой корюшки Я.]аротст и японского анчоуса Е.]аротсш.

5. Максимальная активность КАОРН-диафоразы зарегистрирована в нейронах и нервных сплетениях всех отделов пищеварительного тракта малоротой корюшки Я. ]аротсш и японского анчоуса Е. ]аротсш (70 - 90% интенсивно окрашенных клеток), минимальная характерна для нейронов желудка керчаков М. Ьгап(Н, М. stelleri и камбал Р. оЫсиги8, Р. pinnifasciatus (27.8 и 57.3%, соответственно). Эпителиоциты и мышечные клетки интенсивно маркированы у красноперки, керчаков и камбал, а у корюшки и анчоуса - слабо.

6. Мишенью КЮ-ергических нервных нейронов являются поперечнополосатые мышечные волокна, гладкие мышечные и железистые клетки, эпителиоциты. Наличие нитрооксидсинтазы в нейронах, миоцитах и эпителиоцитах свидетельствует об участии оксида азота в регуляции основных функций пищеварительного тракта рыб.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ:

1. Чусовитина СВ. Строение пищеварительного тракта и локализация нитроксидергических элементов в кишечнике снежного керчака МуохосерИаШ ЬгапЛ1 // Научные труды Дальрыбвтуза. Владивосток, 2001. Вып. 14. Ч. 2. С. 145147.

2. Чусовитина СВ., Вараксин А.А. КО-ергические нервные клетки кишечника снежного керчака МуохосерИаШ Ьrandti IIXII Международное совещание и V школа по эволюционной физиологии: Тез. докл. СПб, 2001. С. 24.

3. Чусовитина СВ. Нитроксидергическая иннервация пищеварительного тракта японского анчоуса ЕщтиШ japonicus // Рыбохозяйственные исследования Мирового океана: Труды II Международной научной конференции. Владивосток: Дальрыбвтуз, 2002. Т. I. С 118-120.

4. Чусовитина СВ. КЮ-ергическая иннервация пищевода и желудка морской малоротой корюшки Hypomesusjaponicus //Биология - наука XXI века: Тез. докл. VII Пущинской школы-конф. молодых ученых. Пущино. 2003. С 47.

5. Чусовитина СВ., Вараксина П С, Вараксин А.А. КО-ергическая иннервация кишечника снежного керчака Myoxocephalus Ьrandti II Ж. эвол. биохим. и физиол. 2003. Т. 39, №3. С. 287-291.

6. Чусовитина СВ., Вараксин А.А. Нитроксидергическая иннервация пищеварительного тракта японского анчоуса (Engraulis japonicus) II Морфология. 2003. Т. 123, №3. С 50-53.

7. Чусовитина СВ. Нитроксидергическая иннервация пищеварительного тракта дальневосточной краснопёрки TriЬolodon Ьrandti II Трофические связи в водных сообществах и экосистемах: Тез. докл. Международной конф. Борок. 2003. С 133.

8. Чусовитина СВ. КО-ергическая иннервация пищеварительного тракта тёмной камбалы Pleuronectes obsurus II Механизмы функционирования висцеральных систем: Тез. докл. III Всероссийской конф. с международным участием. СПб, 2003. С. 350-351.

9. Чусовитина СВ. Нитроксидергическая иннервация пищеварительного тракта морской малоротой корюшки Hypomesusjaponicus (Telostei: Salmoniformes) II Биол. моря. 2004. Т. 30, № 3. С. 240-244.

Зак. 22п. Формат 60x84 '/16. Усл. п. л. 1,0 Тираж 100 экз. Подписано в печать 7.04.2005г. Печать офсетная с оригинала заказчика. Отпечатано в типографии ОАО «Дальприбор». 690105, г. Владивосток, ул. Бородинская, 46/50, тел. 32-70-49 (32-44)

Т Л1 .. Xi ч.

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Чусовитина, Светлана Васильевна

ВВЕДЕНИЕ

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1. Функции и строение пищеварительного тракта рыб

1.1.1. Трофическая функция пищеварительного тракта

1.1.2. Особенности морфологического строения пищеварительного тракта

1.1.3. Гистологическое строение пищеварительного тракта

1.1.4. Защитная функция пищеварительного тракта

1.1.5. Осморегуляторная функция пищеварительного тракта

1.2. Иннервация пищеварительного тракта

1.3. Химическая специализация нейронов энтеральной части нервной системы

1.4. Эндокринные клетки желудочно-кишечного тракта

1.5. Оксид азота

1.6. Ферменты синтеза оксида азота

1.7. Биологическая роль оксида азота

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

2.1. Объекты исследования

2.2. Морфологические методы

2.3. Гистохимические методы

2.4. Морфометрические методы

3. РЕЗУЛЬТАТЫ

3.1. NADPH-диафораза-положительные нервные элементы в пищеварительном тракте малоротой корюшки Hypomesus japonicus

3.2. NADPH-диафораза-положительные нервные элементы в пищеварительном тракте японского анчоуса Engraulis japonicus

3.3. NADPH-диафораза-положительные нервные элементы в пищеварительном тракте дальневосточной красноперки Tribolodon brandti

3.4. NADPH-диафораза-положительные нервные элементы в пищеварительном тракте снежного Myoxocephalus brandti и дальневосточного Myoxocephalus stelleri керчаков

3.5. NADPH-диафораза-положительные нервные элементы в пищеварительном тракте темной Pleuronectes obscurus и полосатой Pleuronectes pinnifasciatus камбал 106 3.6. Сравнительная характеристика нитроксидергического аппарата пищеварительного тракта семи видов костных рыб

4. ОБСУЖДЕНИЕ

ВЫВОДЫ

Введение Диссертация по биологии, на тему "Нитроксидергическая иннервация пищеварительного тракта некоторых видов костных рыб"

Актуальность проблемы. К настоящему времени достоверно установлено, что большинство клеток животных и человека экспрессируют оксид азота (NO). Исследования различных аспектов его биологического действия показали универсальное значение этого агента для биологических систем (Реутов и др., 1997; Проскуряков и др., 1999; Gregg, 2003; Mungrue et al., 2003; Pellegrino et al., 2003; Tipsmark, Madsen, 2003). Оксид азота, являясь уникальным по своей природе и механизмам действия модулятором и вторичным мессенджером, участвует в нейротрансмиссии, регуляции тонуса гладких мышц, бронхо- и вазодилатации, агрегации тромбоцитов, реакциях иммунной системы. NO может оказывать и отрицательное, приводящее к разнообразным патологиям, воздействие. Причиной таких болезней как гипертония, ишемия миокарда, инсульт, почечная недостаточность, тромбозы является нарушение физиологических процессов, в регуляции которых участвует это вещество.

Имеются сведения о роли оксида азота в регулировании пищеварения у позвоночных (Schleiffer, Raul, 1997; Hansen, 2003а, b, с; Takahashi, 2003; Shah et al., 2004) и беспозвоночных (Hurst et al., 1999; Kobayashi et al., 2000; Moroz et al., 2000; Пименова, Вараксин, 2003) животных. Доказано участие NO в обеспечении моторной функции желудочно-кишечного тракта, контроле кровяного тока, экзокринной и эндокринной секреции. В частности, он вызывает адаптивную релаксацию желудка, гладких мышц нижней части пищевода и кишечника. Оксид азота считают одним из важнейших факторов защиты слизистой желудка.

Класс костных рыб является наиболее представительным среди позвоночных животных. За годы эволюции возникли виды рыб, адаптированные к локальным условиям существования и имеющие специфические особенности поиска, добычи, потребления и переваривания пищи. Естественно предполагать, что у представителей столь разнообразной группы животных, наряду с общими закономерностями иннервации органов пищеварения, можно обнаружить некоторые отличия. Данные о распределении и физиологической значимости NO-ергических элементов в пищеварительной системе низших позвоночных животных малочисленны. Нейроны, содержащие нитрооксидсинтазу (NOS) - фермент синтеза оксида азота, обнаружены в пищеварительном тракте стальноголового лосося Salmo gairdneri (Li, Furness, 1993), акулы Squalus acanthias, трески Gadus morhua (Olsson, Karila, 1995), серебрянного карася Carassius auratus (Bruning et al., 1996), тиляпии Tilapia mariae (Villani, 1999a) и угря Anguilla anguilla (Domeneghini et al., 2000), но не выявлены у миксины Myxine glutinosa (Olsson, Karilla, 1995).

Цель и задачи исследования. Целью настоящей работы являлось изучение распределения и описание морфологических особенностей нитроксидергических клеток и сплетений в пищеварительном тракте некоторых видов костных рыб.

В связи с этим необходимо было решить следующие задачи:

1. Показать наличие нитроксидергических клеток и сплетений в пищеварительном тракте костных рыб.

2. Изучить локализацию и распределение нитроксидергических нейронов в различных отделах пищеварительного тракта (пищеводе, желудке, верхнем, среднем и нижнем отделах кишечника).

3. Описать морфологические особенности нитроксидергических нейронов в пищеварительном тракте рыб.

4. Изучить особенности распределения нитроксидергических элементов в пищеварительном тракте разных видов костных рыб.

Научная новизна. Впервые получены данные о наличии нитроксидергических клеток и сплетений в пищеварительном тракте семи видов костных рыб. Подробно описаны локализация, распределение и морфологические особенности нитроксидергических нейронов. Установлено, что они локализованы в межмышечном и подслизистом нервных сплетениях. Среди клеток преобладают нейроны первого типа Догеля. Терминали нитроксидергических нервных волокон обнаружены на мышечных и эпителиальных клетках, а также на стенках кровеносных сосудов. Выявлены видовые особенности в плотности распределения нитроксидергических клеток в пищеварительном тракте зоопланктофагов (малоротая корюшка Hypomesus japonicus, японский анчоус Engraulis japonicus) и бентофагов (керчаки Myoxocephalus brandti и М. stelleri и камбалы Pleuronectes obscurus и P. pinnifasciatus).

Теоретическое и практическое значение работы. Полученные данные о наличии, морфологических особенностях, локализации и плотности распределения нитроксидергических клеток в пищеварительном тракте костных рыб являются морфологической базой для дальнейших исследований физиологической роли оксида азота в пищеварительном процессе наиболее древних групп позвоночных животных. Эти данные вносят вклад в изучение фундаментальных механизмов регуляции пищеварительной системы в целом. Они дополняют представления о возникновении и распространении NO-ергической нервной системы в филогенезе и свидетельствуют в пользу эволюционного единства нейротрансмиттерных систем.

Результаты работы могут быть использованы в лекционных курсах по гистологии и зоологии позвоночных животных для студентов биологических вузов.

Апробация работы. Материалы диссертационной работы были представлены на XII Международном совещании и V школе по эволюционной физиологии (Санкт-Петербург, 2001), Международном научном форуме "Техника и технологии в рыбной отрасли XXI века. Рыбохозяйственные исследования Мирового океана" (Владивосток, 2002), VII Пущинской школе-конференции молодых ученых "Биология - наука XXI века" (Пущино, 2003), Международной конференции "Трофические связи в водных сообществах и экосистемах" (Борок, 2003), III Всероссийской конференции "Механизмы функционирования висцеральных систем" (Санкт-Петербург, 2003).

Публикации: По теме диссертации опубликовано 9 работ.

Структура и объем диссертации. Диссертация изложена на 157 страницах машинописного текста и состоит из введения, 4 глав, выводов и списка литературы, который включает 234 наименования, в том числе 155 иностранных авторов. Диссертация иллюстрирована 45 рисунками и 29 таблицами.

Заключение Диссертация по теме "Гистология, цитология, клеточная биология", Чусовитина, Светлана Васильевна

ВЫВОДЫ

1. Установлено наличие нитроксидергических нейронов в интрамуральных нервных сплетениях пищеварительного тракта костных рыб, относящихся к семи видам пяти отрядов: японского анчоуса Engraulis japonicus (Clupeiformes), малоротой корюшки Hypomesus japonicus (Salmoniformes), снежного Myoxocephalus brandti и дальневосточного M. stelleri керчаков (Scorpaeniformes), темной Pleuronectes obscurus и полосатой P. pinnifasciatus камбал (Pleuronectiformes), дальневосточной краснопёрки Tribolodon brandti (Cypriniformes).

2. Подавляющее большинство нитроксидергических нейронов расположено в межмышечном нервном сплетении и кольцевом слое мускулатуры. Единичные клетки имеются в подслизистом сплетении и продольном слое мышечной оболочки. Локализация NADPH-д-позитивных клеток и волокон не имеет видовой специфичности. Плотность распределения нитроксидергических клеток в межмышечном сплетении у всех исследованных рыб возрастает в каудальном направлении.

3. В межмышечном сплетении пищевода, желудка и кишечника выявлены униполярные (от 9.9% у темной камбалы P. obscurus до 36.6% у дальневосточной красноперки Т. brandti), биполярные (от 4.6% у японского анчоуса Е. japonicus до 13.4% у малоротой корюшки Н. japonicus) и мультиполярные I и II типа Догеля (от 54.5% у краснопёрки Т. brandti, до 83.1% у темной камбалы Р. obscurus) нитроксидергические нейроны. Во всех отделах преобладали мультиполярные клетки.

В подслизистом нервном сплетении выявлены одиночные мультиполярные, биполярные и униполярные нейроны.

4. Плотность распределения нитроксидергических клеток максимальна в межмышечном нервном сплетении пищеварительного тракта открытопузырных зоопланктофагов - малоротой корюшки Н. japonicus и японского анчоуса Е. japonicus, и минимальна у беспузырных бентофагов - керчаков М. brandti, М. stelleri и камбал P. obscurus, P. pinnifasciatus. В пищеводе наибольшее количество нитроксидергических нейронов выявлено у краснопёрки Т. brandti, малоротой корюшки Н. japonicus и японского анчоуса Е. japonicus.

5. Максимальная активность NADPH-диафоразы зарегистрирована в нейронах и нервных сплетениях всех отделов пищеварительного тракта малоротой корюшки Н. japonicus и японского анчоуса Е. japonicus (70 - 90% интенсивно окрашенных клеток), минимальная характерна для нейронов желудка керчаков М. brandti, М. stelleri и камбал P. obscurus, P. pinnifasciatus (27.8 и 57.3%, соответственно). Эпителиоциты и мышечные клетки интенсивно маркированы у красноперки, керчаков и камбал, а у корюшки и анчоуса - слабо.

6. Мишенью NO-ергических нервных нейронов являются поперечнополосатые мышечные волокна, гладкие мышечные и железистые клетки, эпителиоциты. Наличие нитрооксидсинтазы в нейронах, миоцитах и эпителиоцитах свидетельствует об участии оксида азота в регуляции основных функций пищеварительного тракта рыб.

137

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Чусовитина, Светлана Васильевна, Владивосток

1. Андреева Н.А. Интрамуральные нитроксидергические нейроны органов дыхания //Автореф. дис. . канд. биод. наук. Владивосток.: Владивостокский государственный медицинский университет. 2000. 26 с.

2. Ашмарин И.П. Регуляторные пептиды, происхождение и иерархия // Журн. эволюц. биохим. и физиол. 1982. Т. 18, № 1. С. 3-10.

3. Бабкин Б.П. Секреторный механизм пищеварительных желез. Д.: Медицина. I960. 777 с.

4. Багаев В.А., Ноздрачев А.Д., Олейник И.Ф., Чубарова Н.И. Афферентная активность нервов желудка и его секреторная деятельность после введения гистамина// Физиол. журн. СССР. 1978. Т. 64, № 9. С. 1261-1266.

5. Балашов И.В., Ноздрачёв А.Д., Скопичев В.Г. Нейроноподобные клетки в составе эпителиального пласта желудочно-кишечного тракта низших позвоночных//Докл. АН. 1992. Т. 325, № 3. С. 623-625.

6. Богач П.Г. Двигательная деятельность желудка и механизмы ее регуляции // Физиология пищеварения. Д.: Наука, 1974. С. 277-310.

7. Васильева Н.Е., Коровина В.М. Филогенетическая и экологическая обусловленность гистологического строения средней кишки некоторых костистых рыб // Морфология низших позвоночных. Тр. ЗИН АН СССР, Т. 46. Л: Наука, 1968. С. 190-205.

8. Веригина И.А. Строение пищеварительного тракта растительноядных рыб семейства Cichlidae // Вопросы ихтиол. 1967. Т. 7, № 2. С. 367-371.

9. Веригина И.А. Особенности строения пищеварительного тракта растительноядных рыб в связи с питанием // Автореф. дис. . канд. б иол. наук. М.: МГУ им. М.В. Ломоносова. 1970. 20 с.

10. Веригина И.А. Строение пищеварительного тракта некоторых северных Blennioidei. I. Пищеварительный тракт обыкновенной зубатки Anarrhichas lupus L. // Вопросы ихтиол. 1974. Т. 14, № 6. С. 1098-1103.

11. Веригина И.А., Жолдасова И.М. Эколого-морфологические особенности пищеварительной системы костистых рыб. Ташкент: ФАН УзССР. 1982. 154с.

12. Веригина И.А., Медани Ю.И. Строение пищеварительного тракта Distichodus niloticus L. и Distichodus rostratus (Gunther) в зависимости от характера питания // Вопросы ихтиол. 1968. Т. 8, № 5. С. 710-721.

13. Веригина И.А., Савваитова К.А. Строение пищеварительного тракта представителей двух симпатрических популяций гольцов рода Salvelinus из оз. Азабачего (Камчатка) // Вопросы ихтиол. 1974. Т. 14, № 3. С. 467-475.

14. Воронина Е.П., Балушкин А.В. Особенности строения пищеварительного тракта у четырех родов нототениевых рыб (Nototheniidae) // Вопросы ихтиол. 1998. Т. 38, №6. С. 810-817.

15. Воронина Е.П., Неелов А.В. Особенности строения пищеварительного тракта рыб семейства Channichthyidae (Notothenioidei) // Вопросы ихтиол. 2001. Т. 41, №6. С. 816-827.

16. Гавренков Ю.В., Колпаков Н.В., Колпаков Е.В. Особенности биологии дальневосточных красноперок рода Tribolodon (Ciprinidae) в водах северного Приморья//Вопросы ихтиол. 2004. Т. 44, №2. С. 186-193.

17. Долго-Сабуров Б.А. К учению о строении системы блуждающего нерва // Сборник трудов, посвященный 40-летию деятельности проф. В.Н. Тонкова. М.: Медгиз. 1937. С.255-292.

18. Заварзин А.А. Очерки по эволюционной гистологии нервной системы. М.-Л.: Изд-во АН СССР. 1950. Т. 3. 419 с.

19. Итина Н.А. Функциональные свойства нервно-мышечных приборов низших позвоночных. М.; Л.: Изд-во АН СССР. 1959. 196 с.

20. Итина Л.В. Рецепторная функция тонкой кишки. Минск: Наука и техника. 1972. 206 с.

21. Казанский В.И. Видовые различия в строении тычиночного аппарата Cyprinidae // Вопросы ихтиол. 1964. Т. 4, № 1. С. 36-41.

22. Качалов Ю.П. Морфофункциональные аспекты интегративной деятельности метасимпатических ганглиев // Механизмы деятельности центральной и периферической нервной системы. Л., 1988. С. 49-56.

23. Кауфман З.С. Эмбриология рыб. М.: Агропромиздат. 1990. 272 с.

24. Климов П.К. Физиологическое значение пептидов мозга для деятельности пищеварительной системы. Л.: Наука. 1986. 256 с.

25. Колосов Н.Г. Иннервация внутренних органов и сердечно-сосудистой системы. Л.: Изд-во АН СССР, 1954. 258 с.

26. Коровина В.М. Анатомо-гистологические особенности кишечника Patagonotothen ramsayi (Regan) (Nototheniidae) // Вопросы ихтиол. 1986. Т. 26, № 5. С. 734-739.

27. Коровина В.М., Васильева Н.Е. Сравнительно-гистологическое исследование средней кишки лососевых (Salmonidae). Сообщение II // Вопросы ихтиол. 1971. Т. 11, №3. С. 502-508.

28. Коровина В.М., Васильева Н.Е. Сравнительно-гистологическое исследование кишечника некоторых костистых рыб и использование этих материалов для уточнения их филогенетических связей // Зоогеография и систематика рыб. Л.: ЗИН АН СССР. 1976. С. 157-183.

29. Коштоянц Х.С. Основы сравнительной физиологии. М.; Л.: Изд-во АН СССР. 1950. Т. 1. 523 с.

30. Коштоянц Х.С. Сравнительная физиология нервной системы. М.: Изд-во АН СССР. 1957. Т. 2. 636 с.

31. Краюхин Б.В. Физиология пищеварения пресноводных костистых рыб. М.; Л.: Изд-во АН СССР. 1963. 130 с.

32. Кузьмина В.В. Итоги и перспективы изучения особенностей мембранного пищеварения у рыб разных экологических групп // Биология внутренних вод. Л.: 1981. № 51. С. 57-62.

33. Кузьмина В.В. Защитная функция пищеварительного тракта рыб // Вопросы ихтиол. 1995. Т. 35, № 1. С. 86-93.

34. Кузьмина В.В. Трофическая, защитная и трансформационная функции пищеварительной системы рыб // Вопросы ихтиол. 1999. Т. 39, № 1. С. 69-77.

35. Кузьмина В.В. Вклад индуцированного аутолиза в процессы пищеварения вторичных консументов (на примере гидробионтов) // Докл. РАН. 2000. Т. 339, № 1. С. 172-174.

36. Кузьмина В.В., Скворцова Е.Г. Вклад протеолитических ферментов объектов питания в процессы пищеварения хищных рыб // Вопросы ихтиол. 2003. Т. 43, №2. С. 209-214.

37. Лаврентьев Б.И. Иннервационные механизмы, их морфология и патология // Труды 1-ой гистологической конференции. М.: Биомедгиз. 1934.

38. Лукьяненко В.И. Иммунология рыб. М.: Пищепромиздат. 1971. 364с.

39. Мельман Е.П. Функциональная морфология иннервации органов пищеварения.- М.: Медицина. 1970. 327 с.

40. Микряков В.Р. Закономерности формирования приобретенного иммунитета у рыб. Рыбинск. 1991. 155 с.

41. Мотавкин П.А. Псевдоуниполярные нейроны спинного мозга передних и задних корешков // Бюлл. эксперим. биол. мед. 1962а. Т. 3, №2. С. 105-109.

42. Мотавкин П.А. Об иннервации блуждающим нервом кровеносных сосудов спинного мозга //Докл. АН СССР. 19626. Т. 142, №11. С. 1168-1171.

43. Мотавкин П.А., Гельцер Б.И. Клиническая и экспериментальная патофизиология легких. М.: Наука. 1998. 366 с.

44. Мотавкин П.А. Введение в нейробиологию. Владивосток: Медицина ДВ. 2003.252 с.

45. Наточин Ю.В. Эволюция водного и солевого обмена в животном мире // Вестник АН СССР. 1970, № 1. С. 52-61.

46. Никольский Г.В. Экология рыб. М.: Высшая школа. 1961. 336 с.

47. Новиков Н.П., Соколоваский А.С., Соколовская Т.Г., Яковлев Ю.М. Рыбы Приморья. Владивосток: Дальрыбвтуз, 2002. 550 с.

48. Ноздрачев А.Д. Метасимпатическая нервная система. Элементы организации // Механизмы деятельности центральной и периферической нервной системы / Нервная система. Вып. 27. Л.: Изд-во Ленингр. ун-та. 1988. С. 92-99.

49. Ноздрачев А.Д. Функциональная структура автономной (вегетативной) нервной системы // XII Международное совещание по эволюционной физиологии: Тез. докл. СПб. 2001. С. 102-103.

50. Ноздрачев А.Д., Скопичев В.Г., Балашов И.В. Структурно-функциональная архитектоника энтеральной части метасимпатической нервной системы у представителей низших позвоночных костистых рыб // Физиол. журн. СССР. 1992. Т. 78, № 7. С. 43-50.

51. Одыванова JI.P., Сосунов А.А., Гатчев Я., Цервос-Наварро Дж. Окись азота (N0) в нервной системе // Успехи совр. биол. 1997. Т. 17, № 3. С. 161-173.

52. Пащенко В.М. К вопросу о наличии спирального клапана в кишечнике кеты: Тез. докл. XII научной конференции, посвящ. 50-летию совет, гос-ва. Часть II естеств. науки. Владивосток. 1967. С. 142-143.

53. Пегель В.А. Физиология пищеварения рыб. Томск: Изд-во Том. ун-та. 1950. 200 с.

54. Пегель В.А. Эколого-физиологические особенности пищеварения у рыб // Современные вопросы экологической физиологии рыб. М.: Наука. 1979. С. 42-49

55. Петрова М.Б. Сравнительная оценка структуры мышечной оболочки пищевода рыб и млекопитающих // Морфология. 2001. Т. 119, № 2. С. 56-59.

56. Пименова Е.А., Вараксин А.А. Локализация NO-ергических элементов в ротовых лопастях, губах и пищеводе двустворчатого моллюска Crenomytilus grayanus И Ж. эвол. биохим. и физиол. 2003. Т. 39, № 5. С. 476-481.

57. Пименова Е.А., Хлопова А.В., Вараксин А.А. Нитроксидергические клетки в кишечнике двустворчатого моллюска Modiolus kurilensis (Mollusca: Bivalvia) // Биол. моря. 2002. Т. 28, № 2. С. 119-124.

58. Победоносцев А.П. К сравнительной морфологии нервных сплетений пищеварительного тракта позвоночных // Ученые записки Сарат. гос. пед. ин-та. Саратов: Коммунист. 1955а. Т. 19. С. 39-61.

59. Победоносцев А.П. О нервных сплетениях кишечника миноги // Ученые записки Сарат. гос. пед. ин-та. Саратов: Коммунист. 19556. Т. 19. С. 62-80.

60. Проскуряков С.Я., Коноплянников А.Г., Иванников А.И., Скворцов В.Г. Биология окиси азота //Успехи совр. биол. 1999. Т. 119, № 4. С. 380-395.

61. Пучков Н.В. Физиология рыб. М.: Пищепромиздат. 1954. 371 с.

62. Реморов В.А. Моторная функция желудка щук и влияние на нее перерезки блуждающих нервов // Физиол. журн. СССР. 1965. Т. 51, № 5. С. 611-620.

63. Реутов В.П., Сорокина Е.Г., Охотин В.Е., Коеицин Н.С. Циклические превращения оксида азота в организме млекопитающих. М.: Наука, 1997. 156 с.

64. Романова Н.Е. Гистохимические основы нитроксидергической регуляции пищевода и кишечника // Автореф. дис. . канд. биол. наук. Владивосток: Владивостокский государственный медицинский университет. 2004. 21 с.

65. Салимова Н.Б., Ковачевич Н., Ракич JI., Сахаров Д.А., Турпаев Т.М. Биогенные амины периферической нервной системы скатов Raja miraletus и Torpedo marmorata II Докл. АН СССР. 1983. Т. 270, № 4. С. 10101012.

66. Световидов А.Н., Скворцова Т.А. Строение и функциональное значение наджаберных органов сельдевых // Морфология низших позвоночных. Тр. ЗИН АН СССР. Т. 46. Л.: Наука. 1968. С. 162-189.

67. Соловьева И.А. Структурные основы периферических регуляторных механизмов желудка и желчевыводящих путей. Автореф. дис. . док. биол. наук. Л. 1982. 19 с.

68. Уразаев А.Х., Зефиров А.Л. Физиологическое действие оксида азота // Успехи физиол. наук. 1999. Т. 30, № 1. С. 54-72.

69. Уголев A.M., Кузьмина В.В. Пищеварительные процессы и адаптации у рыб. СПб.: Гидрометеоиздат, 1993.238 с.

70. Фандж Р., Гроув Д. Пищеварение // Биоэнергетика и рост рыб. М.: Легкая и пищ. пром-сть. 1983. С. 112-202.

71. Хлопин Н.Г., Михайлов В.П. Работы А.С. Догеля и его учеников по вегетативным ганглиям //Успехи совр. биол. 1955. Т. 40, №1. С. 108-120.

72. Французова Г.П. Афферентная иннервация пищеварительного тракта белорыбицы // Архив анатомии, гистол. и эмбриол. 1971. Т. 61, № 9. С. 3941.

73. Ширкина Н.И. Строение и гистотопография гастроэнтеропанкреатической эндокринной системы костистых рыб // Морфология. 1995. Т. 108, № 3. С. 7883.

74. Шуба М.Ф. Механизмы действия медиаторов на гладкомышечные клетки // Физиология вегетативной нервной системы. JI.: Наука. 1981. С. 105-128.

75. Шпарковский И.А. Физиология пищеварения рыб: Двигательная функция. JI.: Наука, 1986. 176с.

76. Шпарковский И.А. Пептиды в регуляции пищеварительных функций у рыб // Физиол. журн. им. И.М. Сеченова. 1992. Т. 78, № 9. С. 113-121.

77. Abdollahi М., Safarhamidi Н. Protection by nitric oxide of morphine-induced inhibition of rat submandibular gland function // Pharmacol. Res. 2002. V. 45. P. 87-92.

78. Abad M.E., Binkhorst F.M., Elbal M.T., Rombout J.H. A comparative immunocytochemical study of the gastro-entero-pancreatic (GEP) endocrine system in a stomachless and stomachcontaining Teleost // Gen. Compar. Endocrinol. 1987. V. 66, № 1. P. 123-136.

79. Ashutosh K. Nitric oxide and asthma: a review // Curr. Opin. Pulm. Med. 2000. V. 6. P. 21-25.

80. Adeghate E., Nadas G., Donath Т., Parvez H. Identification of NADPH-(nitric oxide sinthase-) positive neurons in the gastrointestinal tract of the rat // Biogenic Amines. 1995. V. 11. P. 389-398.

81. Anderson C. Evidence for 5-HT-containing intrinsic neirons in teleost intestine // Cell Tissue Res. 1983. V. 230. P. 377-386.

82. Anderson C.R., Campbell G.D. Immunohistochemical study of 5-HT-contaning neurons in the teleost intestine: relationship to presence of enterochromaffin cells // Cell Tissue Res. 1988. V. 254. P. 553-559.

83. Babkin B.P., Friedman M. The relation of tre autonomic nervous system to the motility and secretion of the stomach in Elastobranches // Amer. J. Physiol. 1934. V. 109 P. 321-240.

84. Barrington E.J.W. The alimentary canal and digestion // The Physiology of Fishes. Ed. M.E. Brown. V. I. Ch. 3. 1957. P. 109-161.

85. Berthoud H.R., Blackshaw L.A., Brookes S.J., Grundy D. Neuroanatomy of extrinsic afferents supplying the gastrointestinal tract // Neurogastroenterol. Motil. 2004. V. 16. P. 28-33.

86. Belai A., Burnstock G. Evidence for coexistence of ATP and nitric oxide in non-adrenergic, non-cholinergic (NANC) inhibitory neurons in the rat ileum, colon and anococcygeus muscle // Cell Tissue Res. 1994. V. 278. P. 197-200.

87. Beyak M.J., Xue S., Collman P.I., Valdez D.T., Diamant N.E. Central nervous system nitric oxide induces oropharyngeal swallowing and esophageal peristalsis inthe cat // Gastroenterology. 2000. V. 119. P. 377-385.

88. Beyak M.J., Collman P.I., Xue S., Valdez D.T., Diamant N.E. Release of nitric oxide in the central nervous system mediates tonic and phasic contraction of the cat lower oesophageal sphincter//Neurogastroenterol. Motil. 2003. V. 15. P. 401-407.

89. Bordieri L.; Persichini Т.; Venturini G.; Cioni C. Expression of nitric oxide synthase in the preoptic-hypothalamo-hypophyseal system of the teleost Oreochromis niloticus II Brain Behav. Evol. 2003. V. 62. P. 43-55.

90. Bredt D.S., Hwang P.M., Glatt C.E., Lowenstein C., Reed R.R., Snyder S.H. Cloned and expressed nitric oxide synthase structurally resembles cytochrome P-450 reductase//Nature. 1991. V. 35. P. 74-78.

91. Brehmer A., Stach W. Regional structural differences in the neuronal composition of myenteric ganglia along the pig small intestine // Anatomical Record. 1998a. V. 250. P. 109-116.

92. Brehmer A., Stach W., Krammer H., Neuhuber W. Distribution, morphology and projections of nitrergic and non-nitrergic submucosal neurons in the pig small intestine // Histochem. Cell Biol. 1998b. V. 109. P. 87-94.

93. Brehmer A., Schrodl F., Neuhuber W. Morphological classifications of enteric neurons 100 years after Dogiel // Anat. Embryol. 1999. V. 200. P. 125-135.

94. Briejer M.R., Akkermans L.M.A., Schourkes J.A.J. Interactions of serotonin with multiple receptors and neurotransmitters in the guinea-pig isolated colon // Arch. Int. Pharmacodyn. Ther. 1995. V. 329. P. 121-133.

95. Bruning G., Hattwig K., Mayer B. Nitric oxide synthase in the peripheral nervous * system of the goldfish Carassius auratus// Cell Tissue Res. 1996. V. 284. P. 87-98.

96. Briining G., Katzbach R., Mayer B. Histochemical and immunocytochemical localization of nitric oxide synthase in the central nervous system of the goldfish Carassius auratus 111. Сотр. Neurol. 1995. V. 358. P. 353-382.

97. Brookes S.J.H., Costa M. Identification of enteric motor neurones which innervate the circular muscle of the guinea pig small intestine // Neurosci. Lett. 1990. V. 118. P. 227-230.

98. Burnstock G. The morphology of the gut of the brown trout (Salmo trutta) II Quart. J. Microsc. Sci. 1959a. V. 100. P. 183-198.

99. Burnstock G. The innervation of the gut of the brown trout (Salmo trutta) // Quart. J. Microsc. Sci. 1959b. V.100. P. 199-219.

100. Burnstock G. The effect of drugs on spontaneous motility and on the response to stimulation of the extrinsic nerves of the gut teleostean fish // Brit. J. Pharmac. Chemother. 1968. V. 13. P. 216-226.

101. Burnstock G. Evolution of the autonomic innervation of visceral and cardiovascular system in vertebrates // Pharmacol. Rev. 1969. V. 21. P. 247324.

102. Butler A.R., Flitney F.W., Williams D.L. NO, nitrosonium ions, nitroxide ions, nitrosothiols and iron-nitrosyls in biology: a chemist's perspective // Trends Pharmacol. Sci. 1995. V. 16. P. 18-22.

103. Campbell G. Autonomic nervous supply to effector tissues // Smooth Muscle / Eds E. Bulbring et al. London: Arnold publ., 1970. P. 451-495.

104. Campbell G., Gannon В,J. The splanchnic nerve supply to the stomach of the trout Salmo trutta and Salmo gairdneri II Сотр. Biochem. Physiol. 1976. V. 55C. P. 51-53.

105. Chey W.Y., Chang T. Neural hormonal regulation of exocrine pancreatic secretion // Pancreatology. 2001. V. 1. P. 320-335.

106. Clerc N., Furness J.B., Bornstein J.C., Kunze W.A.A. Correlation of electrophysiological and morphological characteristics of myenteric neurons of the duodenum in the guinea-pig//Neuroscience. 1998. V. 82. P. 899-914.

107. Costa A., Trainer P., Besser M., Grossman A. Nitric oxide modulates the release of corticotropin-releasing hormone from rat hypothalamus in vitro // Brain Res. 1993. V. 605. P. 187-192.

108. Dezfuli B.S., Arrighi S., Domenghini C., Bosi G. Immunohistochemical detection of neiromodulators in the intestine of Salmo trutta L. naturally infected with Cyanthocephalus truncates Pallas (Cestoda) // J. Fish Deseases. 2000. V. 23. P. 265-273.

109. Ding L.A., Li J.S. Gut in diseases: Physiological elements and their clinical significance // World J. Gastroenterol. 2003. V. 9. P. 2385-2389.

110. Domeneghini C., Arrighi S., Radaelli G., Bosi G., Berardinelli P., Vaini F., Mascarello F. A morphological and histochemical analysis of the neuroendocrine system of the gut in Acipenser transmontanus II J. Appl. Ichthyol. 1999. V. 15. P. 81-86.

111. Elphick M.R., Melarange R. Nitric oxide function in an echinoderm // Biol. Bull. 1998. V. 194. P. 260-266.

112. El-Salhy M. Immunocytochemical investigation of the gasroentero-pancreatic (GEP) neurohormonal peptide in the pancreas and gastrointesrinal tract of the dogfish Aqualus acantias II Histochemistry. 1984. V. 80. P. 193-205.

113. Elbal M., Agulleiro B. A histochemical and ultrastructural study of the gut of Sparus auratus (Teleostei) //J. Submicrosc. Cytol. 1986. V. 18. P. 335-347.

114. Ember Z., Yago M., Singh J. Distribution of nitric oxide synthase and secretory role of exogenous nitric oxide in the isolated rat pancreas // Gastrointest. Cancer. 2001. V. 29. P. 77-84.

115. Ezeasor D.N. Ultrastructural observation on the submucous plexus of the large intestine of the rainbow trout {Salmo gairdneri Rich) // Z. Zellforsch. Mikrosk.-Anat. 1979. V. 93. P. 803-812.

116. Fange R, Johnels A.G., Enger P.S. The autonomic nervous system // The Biology of Myxine. Eds Brodal A., Fange R. Oslo: Universitats Forlaget, 1963. P. 124-136.

117. Funakoshi К., Abe Т., Kishida R. NADPH-diaphorase activity in the sympathetic preganglionic neurons of the filefish Stephanolepis cirrhifer И Neurosci. Lett. 1995. V. 191. P. 181-184.

118. Funakoshi K., Kadota Т., Nakano Y.A.M., Goris R. C., Kishida R. Nitric oxide synthase in the glossopharyngeal and vagal afferent pathway of a teleost Takifugu niphobles. The branchial vascular innervation // Cell Tissue Res. 1999. V. 298. P. 45-54.

119. Fuxe K., Ganten D., Hokfelt Т., Bolme P. Immunohistochemical evidence for the existence of angiotensin II-containing nerve terminals in the brain and spinal cord in the rat // Neurosci. Lett. 1976. V. 2. P. 229-234.

120. Gabella G. Structure of smooth muscle // Smooth Muscle: an Assessment of Current Knowledge. Eds E. Bulbring et al. London: Arnold publ. 1981. P. 1-46.

121. Gibbins I.L., Olsson C., Holmgren S. Distribution of neurons reactive for NADPH-diaphorase in the branchial nerves of a teleost fish Gadus morhua II Neurosci. Lett. 1995. V. 193. P. 113-116.

122. Glasgow I., Mattar K., Krantis A. Rat gastro-duodenal motility in vivo: involvement of NO and ATP in spontaneous motor activity // Am. J. Physiol. 1998. V. 275. P. G889-G896.r.

123. Green K., Campbell G. Nitric oxide formation is involved in vagal inhibition of the stomach of the trout {Salmo gairdneri) II J. Auton. Nerv. System. 1994. V. 50. P. 221-229.

124. Gregg A.R. Mouse models and role of nitric oxide in reproduction // Curr. Pharm. Des. 2003. V. 9. P. 391-398.

125. Grider J.R. Reciprocal activity of longitudinal and circular muscle during intestinal peristaltic reflex // Am. J. Gastrointest. Liver Physiol. 2003. V. 284. P. G768-775.

126. Grider J.R., Katsoulis S., Schmidt W.E., Jin J.G. Regulation of the descending relaxation phase of intestinal peristalsis by PACAP // J. Auton. Nerv. Syst. 1994. V. 50. P. 151-159.

127. Grove D.J., Campbell G. The role of extrinsic and intrinsic nerves in the co-ordination of gut motility in the stomachless flatfish Rhombosolea tapirina and Ammotretis rostrata Guenther // Сотр. Biochem. Physiol. 1979. V. 63C. P. 143-159.

128. Huber A., Saur D., Kurjak M., Schusdziarra V., Allescher H.D. Characterization and splice variants of neuronal nitric oxide synthase in rat small intestine // Am. J. Physiol. 1998. V. 275. P. G1146-G1156.

129. Hansen M.B. The enteric nervous system. I. Organisation and classification // Pharmacol. Toxicol. 2003a. V. 92. P. 105-113.

130. Hansen M.B. The enteric nervous system. II: Gastrointestinal functions // Pharmacol. Toxicol. 2003b. V. 92. P. 249-257.

131. Hansen M. B. The enteric nervous system. Ill: A target for pharmacological treatment//Pharmacol. Toxicol. 2003c. V. 93. P. 1-13.

132. Haley I.E., Wilcox G.L., Chapman P.P. The role of nitric oxide in longe-term potentiation//Neuron. 1992. V. 8. P. 211-216.

133. Hibbs J.B., Vavrin Z., Taintor R.R. L-arginine is required for expression of the activated macrophage effector mechanism causing selective metabolic inhibition in target cells // J. Immunol. 1987. V. 138. P. 550-556.

134. Holmgren S., Nilsson S. On the non-adrenergic, non-cholinergic innervation of the rainbow trout stomach // Сотр. Biochem. Physiol. 1981. V. 70C. P. 65-69.

135. Holmgren S., Nilsson S. Neuropharmacology of adrenergic neurons in teleost fish // Сотр. Biochem. Physiol. 1982. V. C72. P. 289-302.

136. Holmberg A., Kaim J., Persson A., Jensen J., Wang Т., Holmgren S. Effects of digestive status on the reptilian gut // Сотр. Biochem. Physiol. 2003. V. 133 A. P. 499-518.

137. Holmqvist B.I., Ostholm Т., Aim P., Ekstrom P. Nitric oxide synthase in the brain of a teleost//Neurosci. Lett. 1994. V. 171. P. 205-208.

138. Holstein B. Inhibition of gastric acid secretion in the Atlantic cod, Gadus morhua, by sulphated and desulphated gastrin, caerulein, and CCK-octapeptid // Acta Physiol. Scand. 1982. V. 114. P. 453-459.

139. Holzer P., Schich R., Holzer-Petsche U., Lippe I.T. The gut as a neurologicalorgan // Wiener Klinische Wochenschrift. 2001. V. 113. P. 647-660.

140. Hope B.T., Vincent S.R. Histochemical localization of neuronal NADPH-diaphorase // J. Histochem. Cytochem. 1989. V. 37. P. 653-661.

141. Hurst W.J., Moroz L.L., Gillette M.U., Gillette R Nitric oxide synthase immunolabeling in the molluscan CNS and peripheral tissues // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1999. V. 262. P. 545-548.

142. Jensen J., Holmgren S., Jonsson A.C. Substance P-like immunoreactivity and the effects of tachykinins in the intestine of the Atlantic cod Gadus morhua // J. Autonom. Nervous System. 1987. V. 21. P. 25-33.

143. Jensen J., Olson K.R., Conlon J.M. Primary structures and effects on gastrointestinal motility of tachykinins from the rainbow trout //Am. J. Physiol. 1993. V. 265. P. R804-R810.

144. Jonsson A.C. Regulatory peptides in the pancreas of two species of elasmobranchs and in the Brochmann bodies of four teleost species // Cell Tissue Res. 1991. V. 266. P. 163-172.

145. Kapoor B.G., Smit H., Verighina I.A. The alimentary canal and digestion in teleosts // Advences in Marine Biology. Eds F.S. Russell and M. Yonge. London-New York-San Francisco: Acad. Press. 1975. C. 109-211.

146. Karila P., Shahbazi F., Jensen J., Holmgren S. Projections and actions of tachykininergic, cholinergic, and serotonergic neurones in the intestine of the Atlantic cod// Cell Tissue Res. 1998. V. 291. P. 403-413.

147. Kelm M., Feelisch M., Spahr R. Quantitative and kinetic characterization of nitric oxide and EDRF released from cultured endothelial cells // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1988. V. 154. P. 136-244.

148. V) 154. Kobayashi S., Ogawa H., Fujito Y., Ito E. Nitric oxide suppresses fictive feedingresponse in Lymnaea stagnalis //Neurosci. Lett. 2000. V. 285. P. 209-212.

149. Kobzik L., Reid M.B., Bredt D.S., Stamler J.S. Nitric oxide in skeletal muscle // Nature. 1994. V. 372. P. 545-548.

150. Kobzik L., Stringer В., Balligand J.L., Reid M.B., Stamler J.S. Endothelial type nitric oxide synthase (e-NOS) in skeletal muscle fibers: mitochondrial relationship//Biochem. Biophys. Res. Commun. 1995. V. 381. P. 375-381.

151. Krantis A., Mattar K., Glasgow I. Rat gastro-duodenal motility in vivo: interactions of GABA and VIP control of spontaneous relaxations // Am. J. Physiol. 1998. V. 275. P. G897-G903.

152. Kunze W.A.A., Furness J.B. The enteric nervous system and regulation of intestinal motility//Annu. Rev. Physiol. 1999. V. 61. P. 117-142.

153. Kuiken S.D., Tytgat G.N.J., Boeckxstaens G.E.E. Role of endogenous nitric oxide in regulating antropyloroduodenal motility in humans // Am. J. Gastroenterol. 2002. V. 97. P. 2002.

154. NADPH-diaphorase and NOS enzymatic activities in some neurons of reptilian gut and their relationships with two neuropeptides // Anat. Embryol. 1999. V. 199. P. 397-405.

155. Lema S.C., Nevitt G.A. Re-evaluating NADPH-diaphorase histochemistry as an indicator of nitric oxide synthase: an examination of the olfactory system of coho salmon (Oncorhynchus kisutch) //Neurosci. Lett. 2001. V. 313. P. 1-4.

156. Li Z.S., Furness J.B. Nitric oxide synthase in the enteric nervous system of the rainbow trout Salmo gairdneri II Arch. Histol. Cytol. 1993. V. 56. P. 185-193.

157. Li Z.S., Furness J.B., Young H.M., Cambell G. Nitric oxide synthase immunoactivity and NADPH diaphorase enzyme activity in neurons of thegastrointestinal tract of the toad Bufo marinus II Arch. Histol. Cytol. 1992. V. 55.1. P. 333-350.

158. Li Z.S., Young H.M., Furness J.B. Nitric oxide synthase in neurons of the gastrointestinal tract of an avian species Coturnix coturnix // J. Anat. 1994. V. 184. P. 261-272.

159. Looms D., Tritsaris K., Pedersen A.M., Nauntoflte В., Dissing S. Nitric oxide ^ signaling in salivary glands // J. Oral. Pathol. Med. 2002. V. 31. P. 569-584.

160. Lonart G., Wang J., Johnson K.M. Nitric oxide induces neurotransmitter release from hippocampal slices // Eur. J. Pharmacol. 1992. V. 220. P. 271-280.

161. Martinez-Ciriano C., Junquera C., Castiella Т., Gomez-Barrena E., Aisa J., Blasco J. Intrinsic innervation in the intestine of the lizard Podarcis hispanica I I Histol. Histopathol. 2000. V. 15. P. 1093-1105.

162. Martin R.J., Mhanna M.J., Haxhiu M.A. The role of endogenous and exogenous nitric oxide on airway function // Semin. Perinatol. 2002. V. 26. P. 432-438.

163. Martinez A., Riveros-Moreno V., Polak J.M., Moncada S., Sesma P. Nitric oxide (NO) synthase in the starfish Marthasterias glacialis II Cell Tissue Res. 1994. V. 275. P. 599-603.

164. Matheson P.J., Wilson M.A., Garrison R.N. Regulation of intestinal blood flow // J. Surg. Res. 2000. V. 93. 182-196.

165. Matsumoto Т., Nakane M., Pollock J.S., Kuk J.E., Forstermann U. A correlation between soluble brain nitric oxide synthase and NADPH-diaphorase activity is only seen after exposure of the tissue to fixative // Neurosci. Let. 1993a. V. 155. P. 61-64.

166. Matsumoto Т., Pollock J.S., Nakane M. Developmental changes of cytosolic and particular nitric oxide synthase in rat brain // Dev. Brain, Res. 1993b. V. 73. P. 199-203.

167. Medeiros L.D., Ferri S., Longhi L., Worsmann T.U. Histochemical study of protein in epithelial tissue of the degestive tract of Pimelodus maculatus1.cepede, 1803 //Acta Histochemica. 1970. Bd 37. P. 113-117.

168. Meister M.F. Structure and ultrastructure of the oesophagus in sea-water and fresh-water teleost//Zoomorphology. 1983. V. 102. P. 33-51.

169. Meulemans A.L., Eelen J.G.M.G., Schuurkes J.A.J. NO mediates gastric relaxation after brief vagal stimulation in anesthetized dogs // Am. J. Physiol. 1995. V. 269. P. G255-261.

170. Mohsin S.M. The morphology and histology of the alimentary canal of Glossogobiusgiuris (Ham.) // Can. J. Zool. 1961. V. 39. P. 605-613.

171. Mohsin S.M. Comparative morphology and histology of the alimentary canals in certain groups of Indian teleosts // Acta Zool., Stockholm. 1962. V. 43. P. 79133.

172. Moroz L.L. Giant identified NO-releasing neurons and comparative histochemistry of putative nitrergic systems in gastropod mollusks // Microscopy Res. and Technique. 2000. V. 49. P. 557-569.

173. Moroz L.L., Gillette R. NADFH-diaphorase localization in the CNS and peripheral tissues of the predatory sea-slug Pleurobranchaea californica II J. Сотр. Neurol. 1996. V. 367. P. 607-622.

174. Mungrue I.N., Bredt D.S., Stewart D.J., Husain M. From molecules to mammals: what's NOS got to do with it? // Acta Physiol. Scand. 2003. V. 179. P. 123-135.

175. Noaillac-Depeyre J., Gas N. Structure and function of the intestinal epithelial cells in the perch (Perca fluviatilis L.) // Anat. Rec. 1979. V. 195, № 4. P. 621639.

176. Nilsson S., Fange R. Adrenergic and cholinergic vagal effect on the stomach of teleost (Gadus morhua). II Сотр. Biochem. Physiol. 1969. V. 30. P. 691-694.

177. Opdyke D. F., Carrol R.G., Keller N.E., Taylor A.A. Angiotensin II releases catecholamines in dogfish // Compar. Biochem. Physiol. 1981. V. C70. P. 131134.

178. Olsson C., Gibbins I. Nitric oxide synthase in the gastrointestinal tract of the estuarine crocodile Crocodylus porosus И Cell Tissue Res. 1999. V. 296. P. 433437.

179. Olsson C., Holmgren S. Distribution of PACAP (pituitary adenylate cyclase-activating polypeptide)-like and helospectin-like peptides in the teleost gut // Cell Tissue Res. 1994. V. 277. P. 539-547.

180. Olsson С., Holmgren S. Involvement of nitric oxide inhibitory innervation of urinary bladder of atlantic cod Gadus morhua II Am. J. Physiol. 1996. V. 270. P. R1380-R1385.

181. Olsson C., Holmgren S. Nitric oxide in the fish gut // Сотр. Biochem. Physiol. 1997. V. 118A.P. 954-964.

182. Olsson C., Holmgren S. PACAP and nitric oxide inhibit contractions in proximal intestine of the atlantic cod Gadus morhua И J. Exp. Biol. 2000. V. 203. P. 575583.

183. Olsson C., Holmgren S. The control of gut motility // Сотр. Biochem. Physiol. 2001. V. 128A. P. 481-503.

184. Olsson C., Karila P. Coexistence of NADPH-diaphorase and vasoactive intestinal polypeptide in the enteric nervous system of the atlanic cod (Gadus morhua) and the spiny dogfish (Squalus acanthias) II Cell Tissue Res. 1995. V. 280. P. 297305.

185. Panico W.H., Cavuto Opdyce D.F., Carrol R.G., Keller N.E., Taylor A.A. Angiotensin II releases catecholamines in dogfish // Compar. Biochem. Physiol. 1981. V. C70, P. 131-134.

186. Panico N.J., Kallimanis G., Nguyen C., Armstrong D.M., Benjamin S.B., Gillis R.A., Travagli R.A. Functional evidence for the presence of nitric oxide synthase in the dorsal motor nucleus of the vagus // Gastroenterology. 1995. V. 109. P.1484-1491.

187. Peinado M.A., Moral M.L., Jimenez A., Rodrigo J., Esteban F.J. The nitrergic autonomic innervation of the liver // Autonomic Neuroscience: Basic and Clinical. 2002. V. 99. P. 67-69.

188. Pellegrino D., Acierno R., Tota B. Control of cardiovascular function in the icefish Chionodraco hamatus: involvement of serotonin and nitric oxide // Сотр. Biochem. Physiol. 2003. V. 134A. P. 471-480.

189. Prast H., Phillipu A. Nitric oxide releases acetylcholine in the basal forebrain // Eur. J. Pharmacol. 1992. V. 216. P. 139-140.

190. Pompolo S., Furness J.B. Ultrastructure and synaptology of neurons immunoreactive for gamma-aminobutyric acid in the myenteric plexus of the guinea pig small intestine//J.Neurocytol. 1990. V. 19. P. 539-549.

191. Ramkumar D., Schulze K.S. Gastroduodenal motility // Curr. Opin. Gastroenterol. 2003. V. 19. P. 540-545.

192. Rapoport R.M., Draznin M.B., Murad F. Endothelium-dependent relaxation in rat aorta may be mediated through cGMP-dependent phosphorylation // Nature. 1983. V. 306. P. 174-176.

193. Read J.B., Burrstock G. Comparative histochemical studies of adrenergic nerves in the enteric plexuses of vertebrate large intestine // Сотр. Biochem. Physiol.1968. V. 27. P. 505-517.

194. Reifel C.W. Structure and carbohydrate histochemistry in esophagus in ten species of teleost // J. Morphol. 1978. V. 152. P. 303-314.

195. Schober A., Malz C.R., Meyer D.L. Enzymehistochemical demonstration of nitric oxide synthase in the diencephalon of the rainbow trout (Oncorhyncus mikiss ) II Neurosci. Lett. 1993. V. 757. P. 67-70.

196. Schleiffer R., Raul F. Nitric oxide and the digestive system in mammals and non-mammalian vertebrates // Сотр. Biochem. Physiol. 1997. V. 118A. P. 965-974.

197. Schmitz E.H., Baker C.D. Digestive anatomy of gizzard shad Dorosoma cepedianum and the threadfin shad D. petense // Trans. Amer. Microsc. Soc.1969. V. 88. P. 525-546.

198. Schuman E.M., Madison D.V. A requirement for the intercellular messenger nitric oxide synthase prevents long-term potentiation // Science. 1991. V. 254. P. 1503-1506.

199. Shah V., Lyford G., Gores G., Farrugia G. Nitric oxide in gastrointestinal health and disease // Gastroenterology. 2004. V. 126. P. 903-913.

200. Sinha G.M., Moitra S.K. Morpho-histology of the intestine in a freshwater maior carp Cirrhinus mrigala (Hamilton) during the different life-history stages in relation to food and feeding habits // Anatomischer Anzeiger. 1975. Bd 137. P. 395-407.

201. Singru P.S, Sakharkar A.J., Subhedar N. Neuronal nitric oxide synthase in the olfactory system of an adult teleost fish Oreochromis mossambicus II Brain Res. 2003. P.157-168.

202. Solodkin A., Traub R.J., Gebhart G.F. Unilateral hind paw inflammation produces a bilateral increase in NADPH-diaphorase histochemical staining in the rat lumbar spinal cord // Neuroscience. 1992. V. 51. P. 495- 499.

203. Stevenson S.V., Grove D.J. The extrinsic innervation of the stomach of the plaice Pleuronectes platessa L. I. The vagal nerve supply // Сотр. Biochem. Physiol. 1977. V. 58C. P. 143-151.

204. Stevenson S.V., Grove D.J. The extrinsic innervation of the stomach of the plaice Pleuronectes platessa L. // Сотр. Biochem. Physiol. 1978. V. 60C. P. 45-50.

205. Takahashi T. Pathophysiological significance of neuronal nitric oxide synthase in the gastrointestinal tract // J. Gastroenterol. 2003. V. 38. P. 421-430.

206. Tomita R., Tanjoh K., Fujisaki S, Fukuzawa M. Physiological studies on nitric oxide in the lower esophageal sphincter of patients with reflux esophagitis // Hepatogastroenterology. 2003. V. 50. P. 110-114.

207. Travagli R.A., Gillis R.A. Nitric oxide-mediated excitatory effect on neurons of dorsal motor nucleus of vagus// Am. J. Physiol. 1994. V. 266. P. G154-G160.

208. Timmemans J.-P., Scheuermann D.W., Stach W., Adriaensen D., De Groodt-Lasseel M.H.A. Functional morphology of the enteric nervous system with special reference to large mammals // Eur. J. Morphol. 1992. V. 30. P. 113-122.

209. Tipsmark C.K., Madsen S.S. Regulation of Na+/K+-ATPase activity by nitric oxide in the kidney and gill of the brown trout {Salmo trutta) И J. Exp. Biol. 2003. V. 206. P. 1503-1510.-V.

210. Turner R.W., Moroz L.L. Localization of NADPH-diaphorase activity in electrosensory and electromotor systems of a gymnotiform teleost Apteronotus leptorhyncus II J. Сотр. Neurol. 1995. V. 556. P. 261-274.

211. Villani L. Developmental pattern of NADPH-diaphorase activity in the peripheral nervous system of the cichlid fish Tilapia mariae И Eur. J. Histochem. 1999a. V. 43. P. 301-310.

212. Villani L. Ontogenesis of NADPH-diaphorase in the central nervous system of the cichlid fish Tilapia mariae II Brain Behav. Evol. 1999b. V. 54. P. 147-158.

213. Villani L., Guarnieri T. Localization of NADPH-diaphorase in the goldfish brain // Brain Res. 1995. V. 679. P. 261-266.

214. Vincent S.T. Nitric oxide: a radical neurotransmitter in the central nervous systemь

215. Prog. Neurobiol. 1994. V. 42. P. 129-160.

216. Virgili M., Poli A., Beraudi A., Giuliani A., Villani L. Regional distribution of nitric oxide synthase and NADPH-diaphorase activities in the central nervous system of teleosts // Brain Res. 2001. V. 901. P. 202-207.

217. Watson A.H.D. Fluorescent histochemistry of the teleost gut: evidence for the presence of serotonergic neurons // Cell Tissue Res. 1979. V. 179. P. 155-164

218. Wiedner E.B., Bao X., Altschuler S.M. Localization of nitric oxide synthase in the brain stem neural circuit controlling esophageal peristalsis in rats // Gastroenterology. 1995. V. 108. P. 367-375.

219. Wood J.D. Physiology of the enteric nervous system // Physiology of the ^ Gastrointestinal Tract. Ed. Johnson L.R. New York: Raven Press. 1994. P. 424482.

220. Yoshida К., Iwanada Т., Fudj'ita Т. Gastro-entero-pancreatic (GEP) endocrine system of a flat fish Paralichtys olicaceus: an immunocytochemical study // Arch. Histol. Jpn. 1983. V. 46. P. 259-266.

221. Young H.M., Furness J.B. Ultrastructural examination of the targets of serotonin-immunoreactive descending interneurons in the guinea pig small intestine // J. Сотр. Neurol. 1995. V. 356. P. 101-114.

222. Zhu X.Z., Luo L.G. Effect of nitroprusside (nitric oxide) on endogenous dopamine release from rat striatal slices // J. Neurochem. 1992. V. 59. P. 932-935.