Нейронная активность медиальной септальной области в переживающих срезах мозга животных в экспериментальной модели височной эпилепсии

Мальков, Антон Евгеньевич

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Нейронная активность медиальной септальной области в переживающих срезах мозга животных в экспериментальной модели височной эпилепсии
ВАК РФ 03.03.01, Физиология

Автореферат диссертации по теме "Нейронная активность медиальной септальной области в переживающих срезах мозга животных в экспериментальной модели височной эпилепсии"

< )

На правах рукописи

Мальков Антон Евгеньевич

НЕЙРОННАЯ АКТИВНОСТЬ МЕДИАЛЬНОЙ СЕПТАЛЬНОЙ ОБЛАСТИ В ПЕРЕЖИВАЮЩИХ СРЕЗАХ МОЗГА ЖИВОТНЫХ В ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЙ МОДЕЛИ ВИСОЧНОЙ ЭПИЛЕПСИИ

03.03.01 - физиология

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

О 3 ОЕЗ 2011

Пущино-2011

4843623

Работа выполнена в лаборатории системной организации нейронов им. О.С.Виноградовой Учреждения Российской академии наук Института теоретической и экспериментальной биофизики РАН.

Научный руководитель: кандидат биологических наук

Попова Ирина Юрьевна

Официальные оппоненты: доктор биологических наук, профессор

Годухин Олег Викторович

доктор биологических наук, профессор Базян Ара Саакович

Ведущая организация: Учреждение Российской академии наук

Институт биофизики клетки РАН, Пущино.

Защита состоится "26" января 2011 г. в 13 час. 30 мин. на заседании Совета Д 002.093.01 по защите докторских и кандидатских диссертаций при Учреждении Российской академии наук Институте теоретической и экспериментальной биофизики РАН по адресу: 142290, Московская область, г. Пущино, ул. Институтская 3, ИТЭБ РАН.

С диссертацией можно ознакомиться в Центральной библиотеке НЦБИ РАН по адресу: 142290, Московская область, г. Пущино, ул. Институтская 3, ИТЭБ РАН.

Автореферат диссертации разослан У2010 г.

Ученый секретарь совета, кандидат физико-математических наук

н ф Ланина

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Одним из наиболее распространенных неврологических заболеваний, резистентных к медикаментозному лечению, является височная эпилепсия (ВЭ). В 80% случаев современная медицина не в состоянии остановить прогрессирование болезни, что указывает на низкий уровень понимания механизмов этого заболевания. Большинство существующих исследований ВЭ сосредоточены на изучении свойств гинпокампа (локуса ВЭ) и энториналыюй коры. Однако данные последних лет указывают на то, что в развитии ВЭ может играть важную роль медиальная септальная область (МСО), являющаяся основным субкортикальным входом в гиппокамп и главным источником его холинергических, ГАМКергичсских и глутаматергических афферентов (Frotscher, Leranth, 1985; Freund, 1992; Sotty et al., 2003; Colom et al., 2005). В здоровом мозге основная функция МСО состоит в регуляции возбудимости гилпокампальных нейронов и организации тета-осцилляций, являющихся электрофизиологичсским коррелятом процессов внимания и памяти (Виноградова и др., 1987). При развитии ВЭ мозг претерпевает мощные морфологические и функциональные изменения, включающие гиппокампальный склероз, клеточную гибель, а также существенную синаптическую реорганизацию во всей гиппокампально-энторинальной сети (обзоры: Babb, 1991; Engel et al., 1998; Mathern et al., 1997; Mody, 1993, 1999). Морфологические изменения в гиппокампе и энториналыюй коре во время эпилептогенеза, безусловно, влияют на их взаимоотношения с МСО. Мшистые клетки хилуса, главные мишени септальных аксонов, гибнут после эпилептического статуса. Погибают и многие гиппокампальные ГАМКергические интернейроны, которые в норме проецируются на септум. Отсутствие главной мишени септальных аксонов может приводить к нарушению эффективности модуляции тета-ритма, и создавать условия для аномальной гиперсинхронизации, приводя к появлению судорожной активности.

Дашше относительно участия МСО в развитии эпилепсии пока немногочисленны и противоречивы. Некоторые работы свидетельствуют о протекторной роли МСО (Colom, 2006), другие указывают на ее способность инициировать судороги (Синельникова и др., 2008). Если свойства МСО изменяются в процессе формирования судорожного очага, важно выяснить, какова природа этих изменений, их возможные механизмы и последствия. Исследования в этом направлении необходимы для понимания механизмов формирования судорожной активности в гиппокампе и, в перспективе, для разработки эффективных методов лечения ВЭ.

Цель работы состояла в анализе нейронной активности МСО в переживающих срезах мозга животных с каиновой моделью хронической ВЭ.

Основные задачи исследования были следующими:

1. Изучить характер спонтанной и вызванной афферентной стимуляцией активности нейронов МСО в переживающих срезах мозга здоровых морских свинок и животных в модели хронической височной эпилепсии (МВЭ).

2. Исследовать роль ГАМКергической модуляции спонтанной и вызванной активности нейронов МСО в срезах мозга животных в МВЭ.

3. Выяснить характер и возможные изменения осцилляторной активности нейронов МСО у животных в МВЭ по сравнению с таковой у здоровых животных.

4. Методом электрофизиологического картирования исследовать изменения в параметрах потенциалов действия и топографии нейронов МСО при развитии эпилепсии.

Научная новизна.

1 .Представленная работа является первым электрофизиологическим исследованием активности отдельных нейронов МСО морских свинок с каиновой моделью височной эпилепсии. Выявлено повышение средней частоты спонтанных разрядов септальных нейронов и значительное усиление осцилляторной клеточной активности. Впервые продемонстрировано нарушение функционирования септальной ГАМКергической системы при ВЭ, что является возможной причиной резкого изменения осцилляторных свойств нейронов МСО. Анализ вызванной афферентной стимуляцией активности нейронов МСО эпилептического мозга выявил изменение в распределении нейронов по длительности постстимульного торможения, имеющего ГАМКергическую природу.

2. Нами был разработан и впервые применен метод электрофизиологического картирования структуры в переживающих срезах мозга. Показано драматическое снижение плотности активных нейронов в срезах мозга животных в МВЭ. Выявлена корреляция электрофизиологических параметров нейронов МСО со стороной мозга, которая являлась начальным источником эпилептиформной активности. Такое нарушение симметрии септо-гиппокампальных связей при эпилепсии показано впервые.

3.Впервые продемонстрированы различия параметров электрической активности и распределения нейронов по разным областям МСО, а также их неравнозначное поражение при эпилептогенезе. При анализе временных параметров активности септальных нейронов нами обнаружено существенное увеличение длительности экстраклеточно регистрируемых потенциалов действия в МВЭ, которое может быть фактором, определяющим увеличение возбудимости септальной нейрональной сети при эпилепсии.

Обнаруженные изменения свидетельствуют о глубоком нарушении внутрисептальных межнейронных взаимодействий при эпилептогенезе, которые, очевидно, вносят значительный вклад в формирование патологической активности в септо-гиппокампальной сети и в развитие ВЭ.

Практическое значение. В настоящее время мало известно о том, как МСО контролирует возбудимость гиппокампа в эпилептическом мозге. Сравнительное исследование нейронной активности МСО у здоровых и эпилептических животных имеет важное теоретическое значение не только для понимания функционирования этой структуры, но и всей лимбической системы при развитии ВЭ. Работа имеет также и прикладное значение, поскольку имеются предпосылки рассматривать септум как потенциальную мишень для электрической стимуляции, предотвращающей появление судорог у пациентов с ВЭ, не поддающихся медикаментозному лечению. Этот подход еще не развит в России, однако в западных странах уже имеется клинический опыт по применению стимуляции блуждающего нерва для предотвращения судорожных приступов, а также исследуются возможности использования с этой же целью высокотехнологичных систем стимуляции таламуса. Согласно предварительным данным, существующие методы стимуляции мозга эффективны только для очень небольшого числа пациентов, что свидетельствует о необходимости поиска других мишеней для воздействий. Таким образом, исследования в этом направлении могут позволить разработать новые подходы для предотвращения возникновения судорожного приступа.

Апробация работы. Результаты работы были доложены на конференциях: «10-я Пущинская школа-конференция молодых ученых» 2006 (Пущино); 10th Multidisciplinary International Conference of Biological Psychiatry «Stress and Behavior»,

2007 (Санкт-Петербург); Международный Междисциплинарный Конгресс «Нейронаука для медицины и психологии», 2007, 2008 (Судак); «8йЕигореап Congress on Epileptology», 2008 (Берлин); «Гиппокамп и память: норма и патология», 2009 (Пущино), Конференция молодых ученых ИТЭБ РАН «Экспериментальная и теоретическая биофизика» 2009, 2010 (Пущино). По материалам диссертации опубликованы 2 статьи, 8 тезисов, также 2 статьи приняты в печать.

Структура и объем диссертации. Диссертационная работа состоит из разделов «Введение», «Обзор литературы», «Материалы и методы», «Результаты»,

«Обсуждение», «Выводы», «Список литературы». Работа изложена на_страницах,

содержит_рисунков,_таблицы, список литературы из_источников.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Исследования проводились на переживающих срезах мозга двух групп морских свинок (весом 600-700 г): контрольных и с МВЭ, которая создавалась инъекцией в правый гиппокамп каиновой кислоты (Bragin et al., 2002). Для контроля развития ВЭ, в поле CAI пшпокампа имплантировали электроэнцефалографический электрод.

Имплантация электродов н регистрации ЭЭГ. Операции проводили под общей (нембутал, 30 мг/кг, в/б) и местной анестезией (новокаин, 0,5 мл, п/к). Согласно стереотаксическим координатам в гиппокамп имплантировались: направляющая канюля для введения каиновой кислоты (А=5,8; L=7,0; Н=5,5), и контралатерально электрод для регистрации ЭЭГ в поле CAI (АР=6,6; L=3,0; Н=5,0). Для изготовления регистрирующих электродов использовалась изолированная нихромовая проволока (диаметр 150 tun). Индифферентный электрод закреплялся в затылочной кости. Спустя 4 дня после операции, в гиппокамп вводили каиновую кислоту (0,6мкг/0,3мкл) через направляющую канюлю с помощью микрошприца (Hamilton, USA), игла которого выдвигалась из канюли на 4 мм. Через 2-3 часа конвульсий, вызванные инъекцией каиновой кислоты, либо спонтанно прекращались, либо останавливались системным введением диазепама (5мг, в/б). Животные из контрольной группы подвергались аналогичной операции, с последующим введением физиологического раствора. Через три месяца после эпилептического статуса животных с признаками сформировавшегося эпилептического очага брали в эксперимент.

Эксперименты на переживающих срезах мозга. В срезах мозга экспериментальных животных проводилась внеклеточная регистрация спонтанной и вызванной электрической стимуляцией активности нейронов МСО.

Изготовление и инкубация срезов проводились по стандартным методикам. Животных обезглавливали при помощи специальной гильотины. Головной мозг полностью выделяли и с помощью вибротома готовили фронтальные срезы толщиной 300 мкм, содержащие МСО. После приготовления, срезы помещали в термостатируемую камеру (30-31°С). Через час после начала инкубации начинали регистрировать электрическую активность нейронов. Скорость подачи раствора составляла 4мл/мин. Инкубационный раствор содержал (мМ): 124 NaCl, 5 KCl, 1,25 KH2P04, 26 NaHC03, 1,3 MgS04, 2,4 СаС12, 10 глюкозы (pH 7,4). Инкубационный раствор с повышенным (до 8 мМ) содержанием Mg2S04 и пониженным (до 0,2 мМ) содержанием СаС12 использовали для блокады синаптической передачи в срезах с целью выявления у нейронов пейсмекерного потенциала.

Регистрация нейронной активности проводилась параллельно двумя независимыми микрозлектродами (вольфрам, диаметр кончика 1-3 мкм, сопротивление в растворе от 0,7 до 2 МОм), которые с помощью микроманипулятора под визуальным контролем погружали в МСО. Разряды нейронов усиливали с помощью усилителя

биопотенциалов (коэффициент усиления к=200-800, входное сопротивление 150 Мом, полоса пропускания частот 4 кГц). Записи сохраняли и обрабатывали с помощью специальной программы (разработчик С. Ечиков, ИТЭБ РАН, 2003).

Для регистрации вызванной активности нейронов и тестирования синаптической блокады в срезах проводили электрическую стимуляцию области медиального переднемозгового пучка (МПП) при помощи двух биполярных электродов (вольфрам, сопротивление в растворе 10-30 кОм). Стабилизируемые по току импульсы с частотой 1-3 Гц (амплитуда 100-400 цА) подавали на электроды от электростимулятора "Alvar" (Франция) сериями прямоугольных импульсов тока (частота 1-3 Гц, длительность 0,1 мс).

На нейронах МСО тестировали действие ГАМК (1шМ, Sigma Aldrich) и блокаторов ГАМКа и ГАМКБ рецепторов - пикротоксина (1 гаМ, Sigma Aldrich) и факлофена (0,4 шМ, Sigma Aldrich). На каждый срез воздействовали фармакологическими веществами не более 2-3 раз. Подачу растворов осуществляли с помощью перистальтического насоса Zalimp-304 с постоянной скоростью (1 мл/мин), что обеспечивало устойчивое поддержание концентрации веществ в инкубационном растворе на нужном уровне. Фармакологические вещества подавали в следующей последовательности: 1) ГАМК; 2) смесь пикротоксина и факлофена; 3) ГАМК на фоне пикротоксина и факлофена. Длительность подачи веществ не превышала 3 мин, после прекращения подачи срез отмывали инкубационным раствором до восстановления исходной активности, но не менее 10 мин.

В отдельной серии экспериментов было проведено электрофизиологическое картирование МСО с определением плотности спонтанно-активных нейронов, их топографического распределения и также параметров экстраклеточных потенциалов. Принцип этого оригинального метода заключается в регистрации спонтанно активных нейронов в микроэлектродных треках по всей площади исследуемой структуры. Во время регистрации электрод (сопротивление 1,7 - 1,9 МОм) погружали на всю глубину среза с равномерной скоростью (5 мкм/с) и оценивали характер активности и число нейронов, регистрируемых в треке. Расстояние между треками составляло - 50мкм по вертикальной и поперечной оси среза, равномерно по всей площади МСО, при этом вентральный полюс медиального септального ядра принимали за точку отсчета. Те нейроны, у которых регистрировались только разряды повреждения при давлении на мембрану исключались из анализа. Для возможности оценки временных параметров потенциалов действия запись проводили с частотой дискретизации 11 кГц.

Анализ данных. При обработке ЭЭГ гиппокампа анализировали высокочастотные осцилляции (в диапазоне 100-500 Гц) и число высокоамплитудных пиков (бифазных острых событий, превышающих 2 мВ), которые рассматриваются как патологические интериктальные спайки (Bragin et al.,1999). Для каждого животного спектр частот рассчитывался индивидуально.

Уровень и паттерн активности нейронов оценивали при построении гистограмм межимпульсных интервалов с определением средней частоты и коэффициента вариации (Кв). Для анализа активности нейронов с ритмическими залповыми разрядами строили автокорреляционные гистограммы и гистограммы спектральных плотностей, оценивали частоту залпов, их длительность и число импульсов в залпе. При анализе реакций клеток на электрическую стимуляцию МПП строили перистимульные гистограммы и растровые развертки ответов. Вычисляли следующие показатели ответов: коэффициент реакции - отношение числа разрядов после стимула к среднему числу спонтанных разрядов в фоне (в сек); вероятность ответа -

отношение числа ответов к общему числу стимулов в тесте; латентный период реакции или длительность торможения. На основании перечисленных параметров определяли тип реакции и устойчивость ответов клетки на стимуляцию.

При анализе данных по электрофизиологическому картированию оценивали число и параметры спонтанной активности нейронов (см. выше) в треках. Данные сопоставляли с координатами трека в срезе и строили диаграммы плотности нейронов в МСО. Отдельно анализировали параметры нейронной активности в различных областях МСО: в медиальной части медиального ядра (мМЯ), перимедиалыюй (периферической) части медиального ядра (тМЯ), и в области вертикального компонента ядра диагонального пучка Брока (ДБ). При помощи программы Clampfit (Axon Instr.) измеряли временные параметры потенциалов действия зарегистрированных нейронов - длительность деполяризационной фазы экстраклеточного потенциала (нижняя часть кривой на Рис.1), равную сумме времени изменения потенциала от 10 до 90% от пикового значения низходягцей и восходящей части.

Различия параметров активности нейронов у контрольных и эпилептизированных животных определяли при помощи критерия Стьюдента. Различия считали достоверными при значении р<0,05. При сравнительном распределении паттерна активности у двух групп животных применяли непараметрический критерий Пирсона

(х2)-

Рис. I. Схема измерения временных параметров

экстраклеточного потенциала (ЭП). ab- длительность деполяризационной фазы ЭП.

0.5мс

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

1. Анализ спонтанной активности нейронов МСО.

Контрольная группа. В этой группе животных (п=7) было зарегистрировано 43 спонтанно активных нейрона МСО. Средняя частота нейронных разрядов составляла 9,0 ± 0,96 имп/с. По паттерну активности нейроны были разделены на три группы: с одиночными регулярными, нерегулярными, и ритмическими залповыми разрядами (Рис.2А). Средняя частота активности в этих группах составляла 9,6 ± 1,2, 6,2 ± 1,3 и 15,7 ± 4,3 имп/с, соответственно. Нейроны, обладающие одиночной регулярной активностью (п=24, 55,8%), имели узкое гауссовское распределение межимпульсных интервалов с Кв<0.4. Дня нейронов с нерегулярным паттерном разрядов (п=15, 34,9%) было характерно пуассоновское распределение межепайковых интервалов с Кв>0,5. Третья группа нейронов (п=4, 9,3%) характеризовалась наличием ритмических залпов или групп разрядов, которые следовали с частотой от 0,58 до 1,71 Гц (в среднем 1,1 ± 0,26 Гц). Активность залповых нейронов описывалась бимодальной гистограммой межимпульсных интервалов. При блокаде синаптической передачи у половины залповых клеток (п=2) активность сохранялась, что указывает на эндогенную природу

их разрядов. Кроме того, в этих условиях на залповый режим переходили несколько нейронов с одиночными регулярными (п=4) и нерегулярными (п=3) разрядами, т.е. после блокады синоптической передачи выявлялась эндогенная природа их активности. Таким образом, общее число эндогенных залповых пейсмекеров в МСО составляло 9 из 43 нейронов (20,9%).

Группа с МВЭ. В группе животных с МВЭ (п=9) было зарегистрировано 48 спонтанно активных нейронов МСО со средней частотой разрядов 17,1 + 1,63 имп/с, что вдвое выше значения в контрольном мозге (£><0,01). Распределение нейронов по паттерну активности было следующим: 45% (п=21) клеток имели одиночную регулярную активность, 30% (п=15) нейронов - нерегулярную, и 25% (п=12) клеток -ритмическую залповую активность. Уровень спонтанной активности в этих группах составлял 16,5 ± 1,8, 16,9 ± 3,9 и 18,3 ± 3,5 имп/с, соответственно. Анализ средней частоты в группах нейронов с разным паттерном разрядов показал, что повышение общего уровня активности септапьной области в мозге с МВЭ происходит в основном за счет повышения частоты у клеток с нерегулярной и одиночной регулярной активностью (Рис.2В). Кроме того, в мозге с МВЭ существенно возрастало число нейронов со спонтанными залповыми разрядами (25%) по сравнению с контролем (9,3%). Хотя частота залпов не изменялась (1,52 ± 0,34 Гц, диапазон от 0,11 до 3,53 Гц, что достоверно не отличалось от контрольной группы). При блокаде синаптической передачи часть залповых нейронов (9/13) сохраняли ритмические разряды, что указывает на эндогенную (пейсмекерную) природу их активности. У одного нейрона с исходно нерегулярной активностью в этих условиях выявлялся залповый паттерн разрядов. Таким образом, общее число эндогенных залповых пейсмекеров составляло 10 из 47 нейронов (21%), что соответствует числу залповых пейсмекеров в контрольном мозге.

Рис.2. Изменение спонтанной активности в мозге с МВЭ. А - типы паттернов спонтанной активности; Б -повышение средней частоты разрядов септальных нейронов (* различия

достоверны при

р<0,05); В - изменение распределения нейронов по паттерну

активности.

Сравнительный анализ спонтанной активности нейронов МСО у контрольных и эпилептических животных, впервые проведенный в настоящей работе, выявил почти двукратное повышение частоты разрядов нейронов МСО в эпилептизированном мозге (17,1 имп/с по сравнению с 9,0 имп/с в контроле; Рис.2Б). Этот факт указывает на ослабление тормозных процессов в МСО у животных со сформированным эпилептическим очагом и согласуется с морфологическими данными, показавшими в эпилептическом мозге частичную гибель тормозных (ГАМКергических) септальных нейронов (Оагп{1о-8апаЬпа е1 а1., 2006), которые в

нормальном мозге контролируют возбудимость всех нейронных популяций МСО. Уменьшение числа тормозных клеток в МСО может приводить к внутриструктурным изменениям, в частности, к спрутингу холинергических и глутаматергических аксонных коллатералей на освободившиеся синалтичсские локусы, и усилению активационных влияний на сохранившиеся нейроны. Эти события могут обеспечивать ослабление торможения в МСО при эпилептогенезе и объяснять почти двукратное повышение общего уровня активности ссптальных нейронов, обнаруженное в наших экспериментах у животных с экспериментальной моделью эпилепсии.

Осцилляторная активность в МСО при эпилепсии. При исследовании МСО особое внимание уделяется анализу осцилляторной активности, поскольку эта структура является пейсмекером гиппокампального тета-ритма. В МСО эпилептического мозга нами обнаружено усиление осцилляторной активности: число залповых нейронов возрастало в три раза по сравнению с контрольными животными (с 9,3 до 25,5%). Эти изменения могут происходить по двум причинам. Во-первых, в залповый режим могут вовлекаться нейроны, не обладающие пейсмекерными свойствами. Действительно, четверть залповых нейронов (предполагаемые холинергические и/или глутаматергические нейроны) прекращали разряжаться при блокаде синаптической передачи. Во-вторых, залповая активность у части нейронов может выявляться в результате ее "демаскировки" при снятии тонических влияний со стороны гибнущих клеток. Возможность такой демаскировки выявлялась в контрольных экспериментах при блокаде синаптической передачи, когда часть нейронов (18%, 7/39) с исходно нерегулярными и одиночными регулярными разрядами переходила на залповый режим активности (Рис.3).

Интересно, что число эндогенных пейсмекеров в срезах МСО у двух групп животных не различалось (26% у контрольных и 28% у эпилептических животных). Показано, что септальные пейсмекеры это ГАМКергические клетки, проецирующиеся к гиппокампу и экспрессирующис неселекгивные катионные каналы (Varga et al., 2008; Hangya et al., 2009). Обнаруженное нами отсутствие изменений в количестве эндогенных пейсмекеров не согласуется с морфологическими данными других авторов, показавшими гибель 40% ГАМКергических септальных нейронов при эпилептогенезе (Garrido-Sanabria et al., 2006). По-видимому, при развитии ВЭ преимущественно погибают клетки с не-пейсмекерными свойствами. Можно также предположить, что поддержание уровня эндогенной осциляторной активности в МСО при ВЭ происходит за счет изменения свойств пейсмексрных клеток, приводя к возрастанию количества залповых нейронов. В частности, часть регулярных пейсмекеров могла переходить на залповый режим, после перестроек мембранной системы кальциевых каналов, аналогично тому, как это происходит в гиппокампе (Sanabria et al., 2001). Было обнаружено, что субпопуляция залповых пирамидных клеток действует как пейсмекеры спонтанных эпилептиформных залпов, вовлекающие другие (незалповые и эпизодически залповые) нейроны в синхронные разряды (Sanabria et al., 2001).

Повышение ритмических осцилляции в нейронной сети, продемонстрированное в этой экспериментальной серии, указывает на преобразование ритмогенеза в МСО при эпилепсии. Это, в свою очередь, может влиять на процесс формирования синхронизации в гиппокампе, имеющей решающее значение в возникновении эпилептического очага при ВЭ.

Рис.3. Демаскировка активности залповых

пейсмекеров при блокаде синоптической передачи. А -пример спонтанной

активности нейрона с одиночными разрядам (слеза) в мозге здорового .животного и переход к залповой активности (справа) при блокаде синоптической передачи.

Б - количество нейронов со спонтанной залповой активностью. В

количество пейсмекеров, проявляющих залповую

активность при блокаде синоптической передачи. ¿. I лмкергическая модуляция спонтанной и вызванной активности нейронов МСО в срезах мозга животных с моделью ВЭ.

Контрольная группа.

Влияние ГАМК. На подавляющее большинство нейронов (90,7%, 39/43), независимо от паттерна их активности, ГАМК оказывала тормозное действие (рис.4): частота разрядов понижалась в среднем на 49% (с 5,7 ± 0,82 до 3,14 + 0,7 имп/с, р<0,01). При этом у 37,2% клеток (16/43) наблюдалась полная блокада активности. У небольшой группы клеток (9,3%, 4/43) этот тормозный медиатор вызывал активационные реакции с повышением частоты разрядов в среднем на 36% (с 8,7 ± 2,8 до 11,8 ± 4,16 имп/с). Аппликация ГАМК вызывала подавление осцилляторной активности в МСО. Общее число клеток с залповым паттерном разрядов сокращалось вдвое, а средняя частота залпов достоверно снижалась до 0,19 ± 0,01 Гц (Табл.1). Все нейроны, проявлявшие залповый паттерн при аппликации ГАМК, являлись эндогенными пейсмекерами. Следует отметить, что большая часть исходно залповых нейронов (3/4) переходили на не-залповый режим при аппликации ГАМК.

Влияние блокаторов ГАМКа и ГАМКБрецепторов. Одновременная блокада ГАМКд и ГАМКб рецепторов вызывала изменение активности у 95% клеток МСО. Большинство нейронов (86%, 37/44) повышало частоту разрядов в среднем на 34% (с 8,3 ± 1,2 до 11,1 ± 1,4 имп/с, р<0,0\). Незначительная группа клеток (7%, 3/44) отвечала снижением частоты разрядов на 42% (с 3,17 + 0,93 до 2,38 ± 0,66 имп/с, р<0,05). Кроме того, наблюдалось резкое увеличение числа нейронов с залповой активностью (до п=9), при этом частота залпов не изменялась и составляла 1,11 ± 0,26 Гц (Табл.1). Увеличение числа залповых клеток происходило за счет вовлечения в осцилляторную активность нейронов с нерегулярным паттерном активности.

Действие ГАМК на фоне блокады ГАМКа и ГАМКБ рецепторов. Тормозные эффекты ГАМК на фоне блокаторов существенно редуцировались (Рис.4, Рис.5). Торможение наблюдалось у меньшего числа клеток (84%), чем при изолированной аппликации ГАМК, и всего на 26% (с 9,68 ± 1,41 до 7,13 ± 1,1 имп/с, р<0,1). Вдвое возрастало число клеток с активационными реакциями (16%, 7/43, р<0,05), частота разрядов при этом повышалась в среднем на 22,2% (с 9,73 ± 1,98 до 11,81 ± 2,44 имп/с, р<0,05). Блокаторы полностью снимали действие ГАМК на осцилляторную

Сгштэнэя акп/внэстъ БлокЕиасугеготнесксй передни

кснтраъ змтепсяя кентрэгъ згитегсия

активность нейронов. Эффекты ГАМК при ее одновременном введении с блокаторами полностью соответствовали изолированному действию блокаторов: число залповых нейронов повышалось вдвое по сравнению с контрольным значением за счет вовлечения в осцилляторную активность нейронов с нерегулярным паттерном активности, средняя частота разрядов при этом не изменялась (Табл.1).

Группа с МВЭ.

Влияние ГАМК. Реактивными к действию ГАМК было 96% (45/47) нейронов; 98% из них (44/45) отвечали на аппликацию ГАМК торможением независимо от паттерна активности. Частота разрядов понижалась в среднем на 76 % (с 16,0 ± 1,57 до 3,9 ± 0,75 имп/с, р<0,05) и было значительно сильнее, чем в контроле (Рис.4). При этом у 38% клеток (18/47) наблюдалась полная блокада активности. Если тормозные реакции на ГАМК в мозге животных с МВЭ усиливались, то немногочисленные активациопные реакции практически исчезали: только один нейрон (2%, 1/47) повышал частоту спонтанных разрядов на 34,6%.

При аппликации ГАМК наблюдались существенные изменения осцилляторной активности в МСО. Наблюдалось четырехкратное снижение числа залповых клеток (Табл.1). У нейронов, сохранивших в этих условиях залповую активность, частота ритмических залпов возрастала до 3,77 ± 1,73 Hz (р<0,01), при этом залповый паттерн наблюдался только у пейсмекерных нейронов.

Действие блокаторов ГАМКергических рецепторов. В эпилептизированном мозге реактивными к действию блокаторов были 69% (25/36) нейронов, что значительно меньше, чем в контрольном мозге. Изменялось число как активационных, так и тормозных реакций. Количество нейронов с активационными реакциями уменьшалось (39%, 14/36), хотя при этом уровень активации возрастал по сравнению с контрольной группой (частота разрядов повышалась на 42%, с 10,55 ± 2,24 до 15,1 ± 2,59 имп/с, р<0,05). В то же время повышалось число клеток, активность которых подавлялась при блокаде ГАМК-рецепторов (30%, 11/36), при этом частота разрядов снижалась на 45% (с 19,23 ± 5,14 до 9,79 ± 3,16 имп/с, р<0,01). Блокаторы не влияли на осцилляторную активность нейронов МСО. Число клеток с залповым паттерном разрядов и средняя частота этих залпов достоверно не отличались от значений фоновой активности (Табл.1).

Действие ГАМК на фоне блокады ГАМКЛ и ГАМКБ рецепторов. В группе с МВЭ блокаторы в целом незначительно снимали эффекты ГАМК (Рис.4, Рис.5). Снижение частоты разрядов происходило у 97% клеток (35/36), в среднем на 67% (с 16,9 ± 1,74 до 5,57 ± 1,2 имп/с, р<0,0\), при этом 44,4% нейронов полностью теряли активность. Только один нейрон повышал частоту разрядов на 51%.

При аппликации ГАМК в условиях блокады ГАМК-рецепторов общее число нейронов с залповым паттерном снижалось более чем в 2 раза по сравнению с фоновыми значениями, при этом резко возрастала средняя частота залпов (Табл.1). Часть исходно залповых нейронов (9/13) теряли залповый паттерн при аппликации ГАМК на фоне блокаторов; лишь у одного нейрона с нерегулярными разрядами появлялась ритмическая залповая активность. Таким образом, в эпилептическом мозге блокаторы, в используемой концентрации, ослабляли тормозное действие ГАМК на осцилляторную активность нейронов МС, но полностью его не снимали.

ГАМК+антагонисты

антагонисты

А Т А Т

I-1 контроль(п=43) ЩШ эпилепсия(п=48)

Рис. 4. Изменение спонтанной активности нейронов МСО при действии ГАМКергических модуляторов. Верхний ряд - распределение нейронов по типу реакции: А- активация; 7-торможение; 0 - отсутствие реакции. Нижний ряд - изменение частоты разрядов нейронов МСО при действии веществ по сравнению с фоновой активностью. Пунктирной чертой отмечен уровень реакции на ГАМК в здоровом мозге, (отличия достоверны при *р<0,05; **р<0,01).

ГАМ К

20-

эпилепсия

-Л-1

ГАМК+антагонисты

ГАМ К

ГАМК+антагонисты з двойной концентрации

Рис.5. Изменениие текущей частоты разрядов нейронов МСО при изолированном действии ГАМК (слева) и при аппликации на фоне блокаторов

(справа). Записи

интегрированы по периодам в 10с. Время аппликации веществ показано горизонтальной чертой.

Действие ГАМК на фоне удвоенной концентрации блокаторов ГАМКа и ГАМКе рецепторов. В связи с тем, что концентрация блокаторов, используемая на срезах мозга контрольных животных, не эффективно работала на срезах мозга эпилептических животных, на нескольких нейронах (п=8) была протестирована удвоенная концентрация блокаторов. На все эти нейроны ГАМК оказывала тормозное действие: 2 клетки полностью теряли активность, а 6 клеток снижали частоту на 58% (с 19,84 + 5,0 до 9,17 ± 3,29 имп/с, р<0,05). Аппликация блокаторов у половины клеток (4/8) вызывала повышение частоты разрядов на 21% (с 17,8 ± 5,7 до 21,4± 7,84 имп/с, р<0,1), активность остальных клеток не менялась.

Удвоенная концентрация блокаторов была эффективнее исходной концентрации, однако полностью эффект ГАМК не снимала. Ни в одном случае не наблюдалось полного подавления активности, снижение частоты разрядов наблюдалось у 7 из 8 клеток (на 48%, с 26,6 ± 13,74 до 13,74 + 3,29 имп/с, /?<0,05) и один нейрон активировался на 36%.

ГАМКергическая модуляция спонтанной активности нейронов МСО у эпилептических животных. Проведенные исследования впервые показали резкие изменения реакций септальных нейронов на вещества ГАМКергической природы у животных с хронической МВЭ по сравнению со здоровыми морскими свинками. Реактивными к действию ГАМК были 96% нейронов МСО в эпилептизировашгом мозге, что практически совпадало с контрольной группой, однако при этом тормозные реакции на ГАМК заметно усиливались: частота разрядов снижалась на 71% и на 49%, соответственно. Тахое усиление тормозных реакций септальных нейронов на ГАМК может объясняться компенсаторными изменениями (увеличением плотности ГАМК-рецепторов и/или их аффинности) в ответ на гибель части сегггальных ГАМКергических нейронов. В пользу такого предположения свидетельствуют данные об изменении соотношения между рецепторными субъединицами ГАМК-рецепторов в МСО у животных с моделью пентилентетразолового киндлинга (Р'оНеэа е! а1., 1999), что может изменять чувствительность этих рецепторов.

Если тормозные реакции на ГАМК в мозге животных с МВЭ усиливались, то немногочисленные активационные реакции практически исчезали. Наличие акгивационных реакций на аппликацию ГАМК в МСО нормального мозга, по-видимому, объясняются растормаживанием регистрируемых нейронов в результате подавления активности проецирующихся на них тормозных клеток. Исчезновение этих реакций в эпилептическом мозге может быть связано с разрушением ГАМКергических связей.

Об изменении ГАМК-рецепторов в МСО при эпилептогенезс свидетельствует не только усиление тормозных реакций, но и снижение эффективности действия блокаторов ГАМК-рецепторов на септальные нейроны. Практически у всех клеток сохранялись тормозные реакции на ГАМК при ее аппликации на фоне блокады ГАМКд и ГАМКБ рецепторов в концентрации, действующей на срезах мозга здоровых животных. Двукратное повышение концентрации блокаторов хотя и эффективнее снижала влияние ГАМК, однако полностью его не снимала. Эти факты указывают на изменение структуры и/или модулирующей роли специфических сайтов связывания блокаторов. Подобное нарушение функционирования ГАМКергических рецепторов при эпилепсии было продемонстрировано ранее на нейронах других структур головного мозга. Так в мозге человека с височной эпилепсией были обнаружены изменения в экспрессии а1 и у2 субъединиц в гиппокампе и базальных ганглиях, что приводило к нарушению динамики взаимодействия рецепторов с ГАМК

(Капаигш е1 а1., 2006). Изменения в ГАМКергической системе МСО в эпилептическом мозге могут вносить существенный вклад в развитие этой патологии.

ГАМКергическая модуляция осцилляторной активности в МСО при эпилепсии представляет большой интерес в связи с тем, что синхронизация активности большей части септальных нейронов и формирование тета-осцилляций при поступлении в эту структуру значимых афферентных стимулов обеспечивается ГАМКергической системой (Уто§га(1оуа е1 а!., 1998; \Уи ^ а1., 2000).

Таблица 1. ГАМКергическая модуляция активности залповых нейронов.

Количество залповых нейронов (П) Частота залпов (Гц)

Ко1проль Эпилепсия Контро ль Эпилепси я

Фоновая активность п=4, 100% п=13,100% 1,1 ±0,2 6 1,52±0,34

ГАМК п=2,50% п=3,23% 0,19±0, 01* 3,77±1,73 **

Антагонисты п=9,225% п=12,92% 1,11*0, 26 1,91±0,5

ГАМК + антагонисты п=8,200% п=5,39% 1,23±0, 26 2,26±0,67

Отличия в частоте залпов в фоне и при аппликации веществ достоверны при *р <0,05, **р <0,01.

Проведенные эксперименты показали резкое усиление эффективности воздействий ГАМК на ритмические нейроны МСО при ВЭ. Так, тормозные реакции на ГАМК стали более выраженными: в эпилептическом мозге число нейронов, сохраняющих залповую активность, снижалось до 23%, тогда как в контрольном мозге только до 50%. Усиление тормозных реакций на ГАМК может объясняться компенсаторными изменениями ГАМК-рецепторов (увеличением плотности и/или их афинности). Интересно, что в контрольной группе у нейронов, сохраняющих залповую активность при аппликации ГАМК, наблюдалось снижение средней частоты залпов, тогда как в группе с ВЭ - резкое повышение. Это возрастание происходило за счет повышения ритмики у четверти клеток с изначально высокой частотой залпов, хотя у остальных залповых нейронов происходило подавление ритмической активности, аналогичное контрольной группе. Этот факт указывает на принципиальное изменение реакций на ГАМК у части пейсмекерных нейронов МСО при эпилепсии, что может объясняться как изменением мембранных свойств этих клеток, так и изменением нейронных взаимодействий в МСО.

Блокада ГАМКергических рецепторов в контрольной группе приводила к резкому увеличению числа септальных нейронов с ритмической залповой активностью, указывая на тонический ГАМКергический контроль осцилляторной активности в МСО. В эпилептической группе, в отличие от контрольной, блокатсры не меняли число залповых нейронов, что свидетельствует о нарушении у этих животных тонических ГАМКергических влияний. Эти факты подтверждают предположение, выдвинутое выше, о снижении тормозного контроля осцилляторной активности в мозге животных с моделью височной эпилепсии. Аппликация ГАМК в условиях блокады ГАМКд и ГАМКБ рецепторов показала, что блокаторы полностью отменяют действие ГАМК на ритмическую активность септальных нейронов в нормальном мозге, тогда как в эпилептическом они становятся практически не эффективными. Эти данные подтверждают изложенную выше гипотезу о резком снижении эффективности действия ГАМК-блокаторов, за счет мощного возрастания числа

и/или афинности ГАМК-рецепторов. Возможно, повышение числа нейронов, работающих в ритмическом режиме в МСО эпилептического мозга имеют адаптационное значение, поскольку есть данные о протекторной функции тета-осцилляции в гиппокампе при эпилепсии (Miller et al., 1994; Ferencz et al., 2001; Colom et al., 2006; Kitchigina, Butuzova, 2009).

3. Анализ активности нейронов МСО, вызванной афферентной стимуляцией.

В экспериментах на срезах мозга здоровых морских свинок (п=5) и животных с МВЭ (п=6) исследовались реакции нейронов МСО на электрическую стимуляцию МПП. Ответы на электрическую стимуляцию наблюдались у 91% нейронов (39 клеток из 43 в здоровом мозге и 41 клетка из 45 в мозге с МВЭ). Блокада синаптической передачи во всех тестах снимала ответы данных нейронов. Все протестированные нейроны без исключения отвечали начальным торможением.

Контрольная группа. Порог реакции нейронов на стимуляцию в контроле составил 210 ± 30 цА. Все зарегистрированные нейроны отвечали на стимул начальным торможением длительностью 20-180 мс. По длительности начального торможения клетки разделились на две неравнозначные группы (Рис.6):

А) Нейроны (п=25, 64%) с коротким начальным торможением (от 20 до 60 мс). Средняя длительность торможения в группе составила 41,7 ± 2,29 мс. В этой группе преобладали клетки с регулярным паттерном разрядов (20/25, 80%). У части регулярных нейронов (п=8) после начального торможения следовала вторичная активационная фаза ответа, при этом уровень активации (отношение частоты разрядов после стимула к фоновому значению) составлял 230 ± 50% (р<0,01). Один залповый нейрон, вошедший в эту группу, отвечал привязкой спонтанных разрядов к стимулу.

Б) Нейроны (п=14, 36%) с длительным начальным торможением (от 70 до 180 мс). Средняя длительность торможения в группе составила 141,2 ± 15,4 мс. Половину этой группы составляли нейроны с нерегулярным типом активности (7/14), 36% - клетки с регулярными одиночными спайками, и 14% - залповые нейроны. У трех нейронов после начального торможения возникали активационные реакции, при этом уровень активации составлял 180 ± 60%. Залповые нейроны (п=2) отвечали посттормозной привязкой разрядов к стимулу.

Группа с МВЭ. Порог реакции нейронов на стимуляцию при эпилепсии составил 140± 50 рА. Также как и в контроле все зарегистрированные нейроны отвечали на стимул начальным торможением длительностью 20-680мс. Среди протестированных нейронов наблюдалось разделение по длительности начального торможения, хотя параметры ipynn отличались от значений в контрольной группе (Рис.6).

А) Группа нейронов (п=31, 76%) с коротким начальным торможением от 20 до 110 мс. Средняя длительность торможения в группе составила 64,4 ±7,17 мс. Также как и в контрольной группе, преобладали нейроны с регулярным паттерном разрядов (71%, п=19). Меньшая часть была представлена нерегулярными - 16% (п=5) и залповыми клетками - 23% (п=7). Сложные ответы с вторичной активационной фазой после начального торможения наблюдались лишь у 10% клеток (п=3), частота после стимула повышалась на 175 ± 35 %. Все залповые нейроны отвечали привязкой спонтанных разрядов к стимулу.

Б) Группа (п=7, 17%) с более длительным начальным торможением от 110 до 230 мс. Средняя длительность торможения в группе составила 147,0 ± 14,3 мс. Преобладали нейроны с нерегулярной активностью 57% (п=4). Также в эту группу вошли 2 залповых нейрона (29%) и всего один регулярный (14%). Залповые нейроны также отвечали посттормозной привязкой разрядов к стимулу.

В) Дополнительно, оказалось целесообразным выделить группу из 3-х залповых пейсмекеров отвечающих на стимул привязкой после сверхдлительного начального торможения - от 265,1 до 674,3 мс (Рис.6).

контроль 54% средняя ДТ 41.7±2,22 и:;

36% (средняя ДТ 141,2115,4 мс)

•эпилепсия ¡б'^средняаДТ 64.417.17 ис;

17% (средняя ДТ 147,0± 14,4 ис.

100мс

■ г V. /. <

8% (средняя ДТ 401 Л± 80.3 ис)

Рис. б. Разделение

нейронов по длительности начального торможения в контроле и в МВЭ.

Представлены перистимульные гистограммы (ПСГ) и растры вызванных ответов нейронов: Верхний ряд -нейроны с коротким начальным торможением. Средний ряд - нейрононы с длительным начальным торможением. Нижний ряд -ответы залпового

пейсмекера со

сверхдлительным начальным торможением в эпилептизированном мозге. Шаг обработки Юме.

Сравнительный анализ вызванной афферентной стимуляцией активности нейронов МСО у контрольных и эпилептических животных показал значительное снижение порога реакций нейронов на электрическую стимуляцию. Ответы на стимул у нейронов эпилептического мозга появлялись при существенно более низких значениях силы тока по сравнению с нейронами здорового мозга (140 и 210 мкА, соответственно, р<0,05). Такое снижение порога указывает на облегчение генерации ПД нейронами МСО при эпилепсии. При гибели тормозных нейронов происходит снижение числа тормозных пре- и постсинаптических терминален, которые в нормальном мозге замедляют генерацию постсинаптического потенциала и повышают порог нейрональных ответов. С другой стороны относительно высокий уровень активационных влияний в эпилептическом мозге снижает разницу между порогом активации и мембранным потенциалом покоя нейронов, увеличивая вероятность генерации потенциала действия при стимуляции.

Наличие начального торможения в ответах на стимул у всех зарегистрированных нейронов свидетельствует об исключительной роли тормозной (ГАМК-обусловленной) нейротрансмиссии в формировании реакции септальных нейронов на афферентные стимулы. Такое начальное торможение необходимо для переустановки («сброса») активности нейрона и синхронизации ритмических разрядов подмножеств септальных нейронов относительно момента поступления стимула от субкортикальных структур (Белоусов, Виноградова, 1989). Интересно, что в эпилептическом мозге наблюдается увеличение диапазона начального торможения (20-680мс, по сравнению с 20-180мс в контроле). Эти факты также указывают на нарушение процессов синхронизации в МСО при эпилепсии и согласуется с выявленными нарушениями в осцилляторных процессах.

В эпилептическом мозге увеличивалась средняя длительность тормозных ответов в группе с относительно коротким торможением (57,0 ± 3,7 мс по сравнению с 41,7 ± 2,29 мс в контрольной группе, р<0,05). Такое удлинение тормозных ответов в эпилептическом мозге с недостатком ГАМКергической иннервации, по-видимому, связано с компенсаторным повышением эффективности действия ГАМКергических рецепторов, которое было показано при анализе спонтанной активности. Предполагаемым механизмом является увеличение времени открытия хлорных каналов (Рг^сЬу, 2009; А\'оН е! а!., 2005). Интересно, что в группе с МВЭ часть залповых пейсмекеров начинала отвечать на электрическую стимуляцию сверхдлительным начальным торможением. За счет этой группы нейронов значительно расширялся средний диапазон тормозных ответов. Эти факты указывают на нарушение механизмов внутрисептальной синхронизации при ВЭ.

Координация активности септальных нейронов зависит не только от длительности начального торможения, но и от характера их «привязки» к стимулу. По-видимому, нейроны, повышающие частоту разрядов после начального торможения, способны вовлекать в ответ другие клетки, для которых данный стимул оказался недостаточно эффективным. Кроме того, активационный ответ может снижать порог активации других септальных нейронов, подготавливая их к восприятию последующих стимулов. Можно предположить, что активация нейрона после фазы «сброса», которая наблюдается у 28% нейронов в контроле и всего у 7% при эпилепсии, необходима для согласования септальной активности. Снижение числа подобных сложных ответов в мозге с МВЭ, подтверждает гипотезу о нарушении механизмов синхронизации септальных нейронов и изменении модулирующей роли МСО при эпилепсии.

4. ГАМКергическая модуляция активности нейронов МСО, вызванной электрической стимуляцией, в срезах мозга животных с моделью ВЭ.

Контрольная группа.

Действие ГАМК.

А) В группе с коротким начальным торможением добавление в среду ГАМК приводило к исчезновению ответов на стимуляцию у 10 нейронов (40%). У 48% нейронов (п=12) наблюдзлось увеличение длительности начального торможения с 55,8 ± 8,3 до 137,6 ± 22,9 мс (р<0,05; Рис.7). У 8 регулярных нейронов наблюдалась вторичная активационная фаза после начального торможения с повышением частоты на 230 ± 50% (р<0,01). Залповый нейрон отвечал привязкой разрядов к стимулу.

Б) В группе с длительным начальным торможением у 43% нейронов (п=6) наряду с полным подавлением спонтанной активности наблюдалось исчезновение ответов на стимуляцию, оставшиеся 57% клеток (п=8) увеличивали длительность начального торможения с 132,0 ± 9,8 до 206,0 ± 19,2 мс (р<0,01). У трех нейронов после начального торможения возникали активационные реакции с увеличением частоты на 190 ± 50% (р<0,05). Залповые нейроны отвечали привязкой разрядов к стимулу.

Действие блокаторов ГАМКергическш рецепторов. Блокада ГАМКергической синаптической передачи приводила к сокращению длительности начального торможения у всех зарегистрированных нейронов:

А) В группе с коротким начальным торможением длительность постстимульной паузы сокращалась с 63,1 ± 9,5 до 38,7 ± 4,7 мс (р<0,05, Рис.7); вторичные активационные реакции не изменилась (230 ± 50%). Залповый нейрон отвечал привязкой разрядов к стимулу.

Б) В группе клеток с длительным начальным торможением, тормозная пауза сокращалась с 136,5 ± 15,7 до 107,8 ± 19,0 мс (р<0,05). У трех нейронов наблюдались вторичные активационные реакции с увеличением частоты на 180 ± 50%.

Действие ГАМК на фоне блокады ГАМКЛ и ГАМКБ рецепторов приводило к увеличению тормозной паузы лишь у 8% нейронов (п=3). В 92% тестов нейроны сокращали начальное торможение до уровня, наблюдаемого при изолированном действии блокаторов (Рис.7):

А) В группе с коротким начальным торможением длительность постстимулыюй паузы сокращалась у большинства клеток (92%) с 55,8 ± 9,57 до 36,6 ± 1,73 мс (р<0,05). У 2х нейронов тормозная пауза увеличивалась с 77,4 ± 9,6 мс до 99,8 ± 11,5 мс (р<0,05). Вторичная активация после тормозной паузы на 220 ± 80% сохранялась у 8 регулярных нейронов. Залповый нейрон отвечал привязкой разрядов к стимулу.

Б) В группе клеток с длительным начальным торможением 9 из 14 клеток сокращали тормозную паузу с 124,5 ± 9,7 до 86,17 ± 14,2 мс (р<0,05). Следует отметить, что 29% нейрона (п=4) прекращали отвечать на стимуляцию, сохраняя при этом спонтанную активность, и один нерегулярный нейрон реагировал увеличением начального торможения с 119,2 до 155,3 мс. Вторичная активация после тормозной паузы сохранялась у Зх нейронов на уровне 180 ± 40%. Один залповый нейрон отвечал посттормозной привязкой разрядов к стимулу.

Группа с МВЭ.

Действие ГАМК.

A) В группе с коротким начальным торможением добавление в среду ГАМК приводило к подавлению ответов на стимуляцию у 33% нейронов (п=10). Увеличение длительности начального торможения до 123,5 ± 12,8 мс (с 62,9 ± 5,19мс) наблюдалось у 61% нейронов (п=19), из них у 3 регулярных пейсмекеров после паузы сохранялась вторичная активация на 180 ± 40 %. У 2х клеток тормозная пауза сокращалась ка 40% (с 82,2 ± 12,4 до 49,1 ± 14,9 мс, р<0,05). Залповые нейроны отвечали привязкой спонтанных разрядов.

Б) В группе клеток с длительным начальным торможением все клетки изменяли вызванную активность при аппликации ГАМК. У 3 нейронов (43%) вместе с подавлением спонтанной активности исчезали ответы на стимуляцию МПП, 4 клетки (57%) увеличивали длительность начального торможения с 144,6 ± 6,6 мс до 217,2 ± 17,9 мс (р<0,05). Залповые нейроны (п=2) отвечали привязкой разрядов к стимулу.

B) В группе со сверхдлительным начальным торможением, два нейрона сокращали начальное торможение при аппликации ГАМК с 674,36 до 98,2 мс и с 265,13 до 229,7 мс. Один залповый нейрон терял активность.

Действие блокаторов Г4МКергических рецепторов.

А) В группе с коротким начальным торможением доминирующим типом реакции (87%) на блокаду ГАМКергической передачи было сокращение длительности постстимульной паузы до 51,8 ± 4,5 мс (р<0,05). Однако три нейрона увеличивали начальное торможение с 92,1± 12,1 до 113,7 ± 7,8 мс (р<0,05). У двух нейронов со сложными ответами на стимуляцию не изменялась ни длительность торможения, ни уровень активации. Залповые нейроны отвечали привязкой спонтанных разрядов.

Б) В группе клеток с длительным начальным торможением у 57% нейронов (п=4) тормозная пауза сокращалась с 150,2 ± 6,4 мс до 109,6 ± 13,8 мс (р<0,05) и у 43% (п=3) увеличивалась с 121,6 ± 6,0 до 158,2 ±6,7 мс (р<0,05). Залповые нейроны отвечали привязкой разрядов к стимулу.

В) В группе со сверхдлительной тормозной паузой блокаторы вызывали подавление активности у 2-х нейронов. Третий залповый нейрон не изменял длительности начального торможения.

Действие ГЛМКна фоне блокады ГАМКЛ и ГАМКЕ рецепторов.

A) В группе с короткой тормозной паузой ГАМК, апплицируемая на фоне блокаторов, вызвала увеличение начального торможения у 14 нейронов (45%) с 66,2 ± 5,36 до 91,3 ± 8,0 мс. В этих условиях 12 нейронов (39%) теряли активность. Некоторые нейроны (п=5, 16%) сокращали начальное торможение с 88,3 ± 19,2 до 54,5 ± 13,6 мс, как это происходило при действии блокаторов. Вторичные активационные ответы у Зх регулярных клеток сохранялись на уровне 170 ± 35 %. Залповые нейроны отвечали привязкой спонтанных разрядов.

Б) В группе клеток с длительным начальным торможением ГАМК на фоне блокаторов отменяла реакции на стимуляцию, вместе с подавлением спонтанной активности, у 4 нейронов (57%). Один залповый пейсмекер не изменял вызванной активности. Оставшиеся 2 клетки (27%) увеличивали тормозную паузу с 130,5 ± 6,7 до 166,9 ± 8,4 мс. Залповые нейроны отвечали привязкой спонтанных разрядов.

B) В группе со сверхдлительной тормозной паузой ГАМК на фоне блокаторов вызывала подавление активности у 2-х нейронов. Третий залповый нейрон увеличивал длительность начального торможения на 35% до 380 мс.

ГАМКергическая модуляция вызванной активности нейронов МСО у эпилептических животных. Как в контрольном, так и в эпилептическом мозге подавляющее большинство протестированных нейронов изменяли свою активность при аппликации ГАМК. Изменения в здоровом мозге, в целом, носили однонаправленный характер - нейроны либо увеличивали длительность начального торможения (51%, Рис.7), либо прекращали отвечать на стимуляцию (41%). Блокада ответов, очевидно, связана с гиперполяризующим действием ГАМК и увеличением порогов активации при аппликации нейромедиатора. Парадоксальное сокращение начального торможения при действии ГАМК у части пейсмекерных нейронов в эпилептическом мозге указывает на патологические изменения в координации нейрональной активности и может быть связано с нарушением трансмембранного хлорного потенциала, показанного при определенных условиях в эпилептическом мозге (Веп-Ап, 2006). Однако, наиболее вероятно, что поражение ГАМКергической сети дает возможность проявиться сетевым эффектам, по типу «торможение торможения», которое вызывает сокращение длительности постстимульной паузы.

Сокращение начального торможения у нейронов МСО, показанное при аппликации блокаторов в здоровом мозге (Рис.7), подтверждает показанную ранее ГАМКергическую природу такого «сброса» (Белоусов, Бражник, 1988). Однако при эпилепсии у части нейронов наблюдалось нехарактерное увеличение постстимульной паузы при аппликации блокаторов. Такие изменения, очевидно, связанны либо с гибелью септальных нейронов, либо со снижением аффинности применяемых лигандов к рецепторам ГАМК. В пользу последнего предположения свидетельствует низкая эффективность пикротоксина и факлофена, показанная при одновременной аппликации с ГАМК (сокращение постстимульной паузы происходило у 16% нейронов, по сравнению с 100% в контроле. Таким образом, применяемые антагонисты ГАМКрецепторов з указанной концентрации не способны блокировать действие ГАМК как в отношении спонтанной, так и в отношении вызванной активности.

Проведенный анализ изменений вызванной активности МСО у животных с моделью височной эпилепсии выявил существенные нарушения во внутрисептальной

координации нейронной активности. Причина подобных нарушений, очевидно, заключается в поражении ГАМКергической системы, а также в изменении возбудимости и образовании абберантных связей между нейронами МСО. Можно предположить, что одним из факторов, определяющих формирование эпилептиформной активности в гиппокампе, является ослабление субкортикальных ритмических влияний, вследствие нарушения внутрисептальной синхронизации.

фоноьая аитиеность

антагонисты

ГАМ К

• ••. •■ -к :>

ГАМК+антагаиисты

Рис.7. Изменение длительности начального торможения нейрона МСО в здоровом мозге при аппликации ГАМКергических модуляторов. Представлены ПСГ и »оме растры вызванных ответов, шаг обработки мс.

5. Электрофизиологическое картирование МСО.

Контрольная группа. Для оценки плотности спонтанно активных нейронов МСО проводили регистрацию разрядов в микроэлектродных треках (с шагом 50 мкм) на переживающих срезах мозга (п=5) здоровых морских свинок (п=3). Общее количество треков составило 232 (в среднем 46 треков на срезе), из них нейронная активность регистрировалась в 203 треках, т.е. в 86% треков. Для каждого из пяти срезов число треков составило 46, 43, 66, 36 и 41, соответственно. Общее число зарегистрированных нейронов составило 429. Таким образом, средняя плотность спонтанно-активных нейронов составила 1,85 ± 0,32 кл/трек. Средняя частота нейрональных разрядов в МСО составляла 14,04 ± 0,5 имп/с. Распределение нейронов по паттерну спонтанной активности было следующим: у 197 клеток (46%) наблюдались регулярные одиночные разряды, у 188 клеток (44%) нерегулярные разряды и у 44 клеток (10%) залповая активность. Частота разрядов в этих группах была 13,68 ± 0,8, 14,05 ± 0,7, 15,58 ± 1,5 имп/с, соответственно. Средняя частота залпов составила 2,39 ± 0,32 Гц (от 0,28 до 11,9 Гц). Негативная фаза экстраклеточного потенциала в среднем по всем зарегистрированным нейронам длилась 0,382 ± 0,003 мс. Параметры длительности ПД не зависели от паттерна и частоты активности нейрона.

Сравнительный анализ параметров нейронной активности в левой и правой частях МСО не выявил различий: плотность нейронов составляла 1,79 ± 0,22 и 1,9 ± 0,31 нейрона на трек, а средняя длительность деполяризационной фазы 0,371 ± 0,003 и 0,392 ± 0,005 мс, соответственно.

Анализ топографического распределения нейронов в разных частях МСО здоровых животных показал, что в перимедиалышй части медиального ядра (пМЯ) находятся 60% спонтанно активных клеток (данные представлены суммарно для левой и правой сторон), на долю вертикального компонента ядра диагонального пучка Брока (вДБ) приходится 23% и 17% были зарегистрированы в медиальной части медиального ядра (мМЯ). Плотность нейронов в мМЯ равнялась 1,44 ± 0,21 клеток на трек, а средняя частота разрядов нейронов составляла 12,62 ± 0,83 имп/с при средней длительности

дсполяризационной фазы ЭП 0,390 ± 0,004 мс. В процентном соотношении регулярные нейроны составляли 51%, нерегулярные 35%, а залповые 14%. В этой зоне частота разрядов у залповых нейронов была 1,63 ± 0,47 Гц. Число нейронов на трек с левой стороны пМЯ было 2,19 ± 0,42, в правой - 2,24 ± 0,68. Нейроны пМЯ разряжались с частотой 13,87 ± 0,77 и 13,23 ± 0,61 с левой и с правой стороны, соответственно. Частота залпов была 2,53 ± 0,51 Гц в левой пМЯ и 2,33 ± 0,55 Гц в правой части. Средняя длительность спайка в левой пМЯ была 0,386 ± 0,004, в правой - 0,396 ± 0,004 мс. Процентное соотношение нейронов по паттерну активности было следующим: в левой части - 43% регулярных, 48% нерегулярных и 9% залповых нейронов; в правой - 45% регулярных, 44% нерегулярных и 11% залповых нейронов. Плотность нейронов в вДБ с левой стороны составила 1,25 ± 0,75 клеток в треке, с правой стороны - 1,72 ± 0,32 нейрона на трек. Частота разрядов в зоне вДБ с левой стороны составила 13,.35 ± 0,93 имп/с и ¡5,74 ± 0,70 имп/с с правой стороны. Частота залпов была 3.64 ± 1.1 Гц в левой части вДБ, и 3,38 ± 0,68 Гц в правой части. Длительность деполяризационнгог пика в вДБ левой стороны равнялась 0,394 ± 0,005 мс, а с правой стороны 0,376 ± 0,003. По паттерну активности нейроны распределились следующим образом: с левой стороны - 57% имели регулярную активность, 35% были нерегулярными и 8% залповыми; с правой стороны 42% были регулярными, 51 % нерегулярными, 7% разряжались зашами.

Группа с МВЭ. Регистрация спонтанно активных нейронов в мозге морских свинок с МВЭ (п=3) была проведена на 7 срезах. Общее число треков составило 302 (в среднем 43 трека/срез), из них нейронная активность наблюдалась в 58 % треков (п=175). Для каждого из семи срезов число треков составило 36, 50, 45, 53, 46, 24, 48, соответственно (распределение не отличается от контрольного, р>0,6). Всего было зарегистрировано 285 нейронов, плотность нейронов, таким образом, составила 0,94 ± 0,09 (отличие от контрольной группы при р<0,05; Рис.8А). Средняя частота разрядов нейронов в МСО составляла 19,58 ± 0,94 имп/с и превышала контрольные значения на 40% (р<0,01). При этом регулярные одиночные разряды наблюдались у 109 клеток (38%), нерегулярные разряды имели 145 клеток (51%), а 31 нейрон (11%) проявляли залповую активность. Таким образом, происходило перераспределение нейронов по паттерну активности с повышением числа нерегулярных нейронов по сравнению с контрольной группой (р<0,05). Частота разрядов в этих группах была 17,35 ± 1,2, 21,11 ± 1,45, 20,3 ± 3,1 имп/с, соответственно (отличие от контрольной группы при р<0,01). Средняя частота залпов также повышалась до 3,25 ± 0,2 Гц с расширением диапазона частот (от 0,19 до 14,7). При анализе параметров ЭП было выявлено существенное увеличение длительности деполяризационной фазы до 0,425 ± 0,004 мс (отличие от контрольной группы при р<0,01; Рис.8Б).

Сравнительный анализ количества нейронов в левой и правой частях МСО выявил наличие ассиметрии. Плотность нейронов МСО была почти вдвое выше с ипсилатеральной стороны (по отношению к гиппокампу, в который вводили каиновую кислоту), чем с контралатеральной (1,16 ± 0,18 и 0,78 ± 0,14 кл/трек, соответственно; р<0.05). Таким образом, плотность нейронов снижалась на 35 % с ипсилатеральной и на 59 % с контралатеральной стороны по сравнению с контрольными значениями. Средняя длительность деполяризации ЭП в ипсилатеральной половине МСО была 0,427 ± 0,004, в контралатеральной 0,424 ± 0,005 мс (отличие от контрольной группы при р<0,05).

Анализ топографического распределения нейронов в разных отделах МСО показал, что 60% спонтанно активных клеток находятся в пМЯ (суммарно для левой и правой сторон), 26% в вДБ и ¡4% в мМЯ. Плотность нейронов в мМЯ эпилептического мозга

равнялась 0,69 ± 0,19 кл/трек. Частота разрядов нейронов была 19,0 ± 2,344 имп/с, при средней длительности ЭП 0,411 ± 0,003 мс. В процентном соотношении регулярные нейроны составляли 31%, нерегулярные 51%, а залповые 18% (отличие от контроля при р<0,05). Частота залпов составляла 2,36 ± 0,54 Гц. Плотность нейронов с ипсилатеральной стороны пМЯ была 1,16 ± 0,67, с контрлатеральной стороны 1,08 ± 0,48 кл/трек (отличие от контроля при р<0,05). Средняя частота разрядов нейронов пМЯ составляла 16,18 ± 1,07 и 19,05 ± 1,24 имп/с с ипси- и контралатеральной сторон, соответственно. Средняя длительность ЭП в ипсилатеральной пМЯ была 0,418 ± 0,006 мс, в контрлатеральной 0,420 ± 0,007 мс. Процентное соотношение нейронов с разным паттерном активности было следующим (регулярные/нерегулярные/залповые разряды): с ипсилатеральной стороны 36/55/9 %, с контрлатеральной - 52/40/8 % (р<0,05). Частота залпов с ипсилатеральной стороны была 3,11 ± 0,82 Гц, с контрлатеральной - 4,55 ± 0,96 Гц. Плотность нейронов в вДБ эпилептического мозга была значительно выше с ипсилатеральной стороны по сравнению с контрлатеральной (1,11 ± 0,29 и 0,478 ± 0,23 кл/трек, соответственно; р<0,01). Частота разрядов в зоне вДБ с ипсилатеральной стороны составила 25,2 ± 2,06 имп/с, а с контрлатеральной стороны - 23,6 ± 0,94 имп/с. Средняя длительность деполяризации ЭП с ипси- и контралатеральной сторон равнялась 0,453 ± 0,008 мс и 0,447 ± 0,009 мс, соответсвтенно (отличие от контрольной группы при р<0,01). По паттерну активности нейроны распределялись следующим образом

(регулярные/нерегулярные/залповые): с ипсилатеральной стороны - 27/59/14 % (отличие от контрольной группы при р<0,01), с контралатеральной стороны - 36/55/9 % (отличие от контроля недостоверно). Частота залпов равнялась 3,52 ± 0,81 Гц с ипсилатеральной стороны и 1,05 ± 0,37 Гц с контрлатеральной стороны вДБ (р<0,01).

Сравнительный анализ плотности спонтанно-активных нейронов, их топографического распределения и также параметров экстраклеточных потенциалов в МСО у контрольных и эпилептических животных.

В настоящей работе впервые проведено электрофизиологическое картирование МСО в мозге здоровых животных и животных с моделью височной эпилепсии. Обнаружено, что в мозге животных с МВЭ происходит существенное изменение нейроналыюй активности МСО. Число треков, в которых регистрировалась нейронная активность, снижалось на треть (58% по сравнению с 86% в контрольной группе). Вдвое уменьшалась плотность спонтанно активных нейронов (0,94 ± 0,09 кл/трек по сравнению с 1,79 ± 0,22 в контрольной группе; Рис.8А). Эти данные указывают на гибель значительной группы нейронов в МСО при эпилепсии). Интересно, что снижение плотности нейронов в МСО происходило не равномерно. Наиболее существенные изменения наблюдались в мМЯ и вДБ, контралатералыюм по отношению к месту введения каиновой кислоты (Рис.9). Согласно гистологическим данным (Kiss et al.,1997) мМЯ и вДБ это зоны наибольшей концентрации ГАМКергических нейронов, которые играют ключевую роль во внутрисептальной синхронизации и формировании тета-ритма (King et al., 1998; Borhegyi et al., 2004). Таким образом, наши данные позволяют предположить, что в МСО эпилептического мозга наиболее сильно страдает ГАМКергическая нейрональная сеть, а число нейронов другой нейромедиаторной природы, хоть и снижаются, но в меньшей степени. Подтверждение этого предположения было получено в гистологической работе по исследованию ГАМКергических и холинергических нейронов МСО эпилептического мозга, показавшей большую уязвимость ГАМКергической популяции (Garrido-Sanabria, 2006).

Интересно, что снижение плотности нейронов в контралатеральном вДБ (на 70%) было сильнее, чем в ипсилатеральном (на 12%). Такая корреляция со стороной введения каиновой кислоты указывает на функциональное деление септум на левую и правую половины, основанное на различии в афферентации (Freund, 1993). Практически во всех электрофизиологических и гистологических работах МСО рассматривается как единое ядерное образование, в которой связи организованы по принципу «все на всех», без деления на левую и правую половины. Хотя существует несколько работ, показавших преимущественную ипси-латеральную иннервацию для гиппокампально-септальных (Freund, 2007) и септо-гиппокампальных проекций (Мопшаиг & Thomson, 2004). Причем мМЯ и вДБ наиболее плотно связаны ипсилатерально с полем CAI и зубчатой фасцией септального полюса гиппокампа (Monmaur & Thomson, 2004). По-видимому, в здоровом мозге плотные связи между половинами МСО маскируют асимметрию связей разных отделов этой структуры с гиппокампом и не дают возможности выявить ее электрофизиологическими методами. Можно предположить, что в патологических условиях, в частности, в моделях эпилепсии, когда очаг искусственно создается только в одном гиппокампе (унилатерально), внутрисептальные связи нарушаются (ослабляются) и проявляется функциональная асимметрия гиппокампальных афферентов. Следует отметить, что именно такой подход с использованием унилатерального повреждения гиппокампа позволил выявить функциональное рассогласование между инси- и контралатеральной сторонами септо-гиппокампальной системы. Такое нарушение контралатеральных связей между септум и гиппокампом может вносить существенный вклад в развитие эпилепсии. Это предположение подтверждается недавними клиническими исследованиями на людях, показавшими, что врожденное недоразвитие контралатеральных связей между септум и гиппокампом может быть

Рис.8. А снижение плотности активных нейронов в треке при эпилепсии; Б - увеличение длительности экстраклеточного потенциала при эпилепсии (*отличия достоверны при р<0.05).

По паттерну активности нейроны здорового мозга в выделенных зонах МСО также распределялись неравномерно. В мМЯ и вДБ преобладали нейроны с регулярными одиночными разрядами (51% и 50%, соответственно), в мМЯ наблюдалась высокая численность залповых нейронов (15% по сравнению с 10 и 8% в пМЯ и вДБ), а в пМЯ была наибольшая доля нерегулярных нейронов. Согласно литературным данным высокорегулярная одиночная и залповая активность свойственны ГАМКергическим нейронам МСО, в то время как холинергические нейроны проявляют низкочастотную нерегулярную активность (Sotty ct al., 2003). Таким образом, наши данные согласуются с иммуногистохимическими данными (Kiss et al.,1997).

единственной причиной появления судорог (Iannctti et al., 2010).

эпилепсия

Одним из наиболее важных и интересных результатов, полученных при картировании МСО, стало обнаруженное нами увеличение длительности ЭГ1 в группе с МВЭ (в среднем более чем на 0,040 мс). Причем наиболее экстремальное расширение делоляризационной фазы (на 0,070 мс) происходило в зоне контралатерального вДБ. Расширение пика ЭП означает увеличение общего времени пребывания клетки в деполяризованном состоянии, что ведет к повышению возбудимости внутрисептальной сети. Этот факт согласуется с описанным выше снижением порога нейрональных ответов при электрической стимуляции. Такое значительное различие в длительности ЭП в ипси- и контралатеральном вДБ подтверждает наличие функционального рассогласования левой и правой частей МСО при развитии эпилепсии.

Рис.9. Снижение плотности « спонтанно активных нейронов в

различных зонах МСО при эпилепсии. мМЯ- медиальная часть медиального ядра; пМЯ-перимедиальная часть

медиалього ядра; вДБ ~ вертикальный компонент

диагона1ьного пучка Брока; Л/И - левая (в контроле) или ипсилатеральная (в МВЭ) сторона; П/К - правая (в контроле) или

контралатеральная (в МВЭ) сторона (* отличия достоверны при р<0,05).

, 3,0

.2,5

<2.0

10.5

контроль эпилепсия

JJ:i:l

пМЯ

гик

вДБ

ли

вДЕ

гик

Согласно литературным данным, изменения параметров потенциалов действия могут быть связаны с патологией ионных каналов. Патологические изменения в функционировании ионных каналов ("канапопатия") рассматриваются как одна из основных причин наследственной эпилепсии (Kole et al., 2004). Как показали биофизические исследования (Sugawara et.al, 2003; Rhodes et.al., 2005) увеличение активности потенциал-зависимых натриевых каналов, вследствие мутации гена субъединицы SCN1A, приводит к повышению нейрональной возбудимости. При этом происходит сокращение рефрактерного периода после ПД, и увеличение длительности входящего натриевого тока. Компьютерное моделирование также показывает увеличение частоты разрядов нейронов с подобной мутацией (Spampanato et al, 2004). Мутации генов KCNQ2 и KCNQ3, кодирующих потенциал зависимые калиевые (реполяризирующие) каналы, ответственны за развитие наследственных неонатальных конвульсий- Эти мутации нарушают М-ток, который контролирует подпороговую нейрональную возбудимость. Таким образом, теория о патологии ионных канатов прекрасно дополняет фундаментальную теорию дисбаланса, объясняющую этиологию эпилептических расстройств (McNamara, 1999).

Очевидно, что изменения базовых мембранных свойств должны приводить к изменениям большинства электрофизиологических параметров в активности нейронов. Возможно, что именно они являются причиной наблюдаемых нами изменений в частоте разрядов, паттерне активности, длительности ЭП и в генерации пейсмекерного потенциала, продемонстрированные в нашей работе.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Представленная работа является первым электрофизиологическим исследованием активности отдельных нейронов медиальной септальной области (МСО) морских свинок с каиновой моделью височной эпилепсии. Проведенные исследования выявили значительные изменения в нейронной активности МСО при развитии эпилепсии. Обнаружено снижение плотности спонтанно активных нейронов (вдвое), что указывает на гибель значительной клеточной группы в МСО при эпилепсии эпилептических животных. Вместе с тем, у нейронов, сохраняющих спонтанные разряды, наблюдается резкое повышение уровня активности. Этот факт указывает на ослабление тормозных процессов в МСО у животных со сформированным эпилептическим очагом и согласуется с морфологическими данными, показавшими в эпилептическом мозге частичную гибель ГАМКергических септальных нейронов (Garrido-Sanabria et al., 2006), которые в норме контролируют возбудимость всех нейронных популяций МСО. Это предположение получило подтверждение в серии опытов с использованием агониста и антагонистов ГАМК, свидетельствующих об изменении ГАМК-рецепторов на септальных нейронах при эпилепсии и разрушении тонических ГАМКергических коммуникаций.

Полученные факты четко указывают на возрастание возбудимости нейронов в МСО при эпилепсии. В экспериментах с электрической стимуляцией наблюдалось значительное снижение порога реакций нейронов. Кроме того, при анализе временных параметров экстраклеточного потенциала септальных нейронов обнаружено увеличение длительности деполяризационной фазы, свидетельствующее об увеличении общего времени пребывания нейронов в деполяризованном состоянии. Повышение возбудимости нейронов, наряду с ослаблением внутриструктурного торможения, может вносить вклад в возрастание общего уровня спонтанной активности в МСО.

На основании полученных данных можно сделать заключение о нарушении процессов внутрисептальной синхронизации в МВЭ. Так, при эпилепсии в МСО наблюдается усиление осцилляторной активности нейронов, которое может влиять на процесс формирования синхронизации в гиппокампе, что, в свою очередь, играет решающую роль в возникновении судорожной активности. Эпилептогенез приводит к нарушению ГАМКергических взаимодействий в МСО, играющих основную роль в организации осцилляторной активности МСО и внутриструктурной синхронизации. Кроме того, в экспериментах с электрической стимуляцией септальных нейронов показано увеличение диапазона начального торможения. Как было показано ранее, ответы на стимуляцию в виде тормозной паузы необходимы для переустановки («reset») активности нейронов и синхронизации ритмических разрядов большинства септальных нейронов относительно момента поступления стимула от субкортикальных структур (Белоусов, Виноградова, 1989). Изменения параметров тормозных ответов указывают на нарушение процессов синхронизации в МСО при эпилепсии и согласуется с выявленными нарушениями в осцилляторных процессах.

Еще один важный результат был получен при анализе топографического распределения спонтанно активных нейронов. Впервые была показана разная уязвимость областей МСО по отношению к унилатерально поврежденному гиппокампу. Наличие подобной асимметрии свидетельствует о функциональном рассогласовании между ипси- и контралатеральной сторонами септо-гиппокампальной системы и о более сложном, чем ранее предполагалось, строении МСО, которое требует более тщательного изучения в аспекте септогиппокампальных взаимоотношений в норме и при патологии.

Обнаруженные в работе изменения свидетельствуют о глубоком нарушении внутрисептальных межнейронных взаимодействий при эпилептогенезе, которые, очевидно, вносят значительный вклад в формирование патологической активности в септо-гиппокампальной сети и в развитие ВЭ.

ВЫВОДЫ

1. Показано повышение средней частоты разрядов и усиление осцилляторной активности VICO эпилептического мозга, что указывает на ослабление тормозных процессов в этой структуре и общую реорганизацию септальной нейронной сети.

2. В эпилептическом мозге наблюдается изменение ответов на электрическую стимуляцию (снижение порогов реакции; резкое возрастание диапазона длительности начального торможения), что свидетельствует о повышении возбудимости септальных нейронов и нарушении способности координирование реагировать на афферентный приток, что необходимо для формирования выходного синхронного сигнала.

3. В МСО эпилептизированного мозга наблюдается усиление нейрональных реакций на ГАМК, а также снижение эффективности аллостерических модуляторов, что подтверждает предположение о нарушении функционирования внутрисептальной тормозной системы.

4. Показано значительное снижение количества спонтанно активных нейронов в МСО, что указывает на клеточную гибель при эпилепсии. Наблюдаемое снижение нлотности происходило неравномерно по отношению к стороне введения каиновой кислоты, что указывает на функциональное рассогласование между ипси- и контралатеральной сторонами септо-гиппокампальной системы в МВЭ.

5. В МСО эпилептизированного мозга обнаружено изменение временных (базовых) параметров экстраклеточного потенциала, свидетельствующее о повышении возбудимости нейронной сети за счет увеличения времени пребывания нейронов в деполяризованном состоянии.

Работа выполнена при частичной поддержке Министерства образования и науки Российской федерации (проекты 2.1.1/2280 и 2.1.1/3876), РФФИ (грант № 09-0400261) и ФЦП «Научные и научно-педагогические кадры инновационной России (Госконтракт № П601).

Список основных опубликованных работ по теме диссертации.

Статьи:

1. Мальков А.Е., Караваев E.H., Попова И.Ю., Кичигина В.Ф. Изменения осцилляторной активности нейронов медиальной септальной области у животных с моделью хронической височной эпилепсии. ЖВНД. 2007. №5. С.615-621.

Статья переведена: Mal'kov АЕ, Karavaev EN, Popova IY, Kichigina VF. Changes in oscillatory activity of neurons in the medial septal area in animals with a model of chronic temporal epilepsy. Neurosci Bchav Physiol. 2008. V.38(9). P.995-999.

2. Malkov A, Popova I, Kitchigina V. GÁBA modulation of evoked neuronal responses in the medial septum in the epileptic brain. Epilepsia. 2009. V.50 (Suppl.4). P.223-224.

3. Мальков A.E., Попова И.Ю. ГАМКергическая модуляция осцилляторной активности в медиальной септальной области у морских свинок с моделью височной эпилепсии. ЖВНД. 2011. №4. (принято в печать).

4. Мальков А.Е., Попова И.Ю. Изменения базовых параметров нейрональной активности в медиальной септальной области при височной эпилепсии. Биол. Мембраны. 2011 (принято в печать).

Тезисы:

1. Мальков А.Е., Караваев Е.Н., Попова И.Ю. Роль ГАМКергической регуляции в организации активности септальных нейронов при эпилепсии. Материалы конференции «Биология - наука XXI века». 2006. С.261.

2. Malkov АЕ, Popova IYu. Changes in the basic parameters of the neuronal activity of the medial septal complex in the bran of animals with the model of temporal lobe epilepsy. Материалы конференции 10th Multidisciplinary International Conference of Biological Psychiatry «Stress and Behavior». 2007. C. 51-52.

3. Popova I.Yu. Malkov A.E., Kitchigina V.F. Activity of the medial septal neurons changes in the bail of epileptic animals. Материалы конференции «Neuroscience for medicine and psychology». 2007. C. 188-189.

4. Malkov A.E., Popova I.Yu. Kitchigina V.F. Activity GABAergic modulation of evoked responses of the medial septum neurons in the bran of animals with the model of temporal lobe epilepsy. Материалы конференции « Neuroscience for medicine and psychology». 2008. C.194-195.

5. Malkov A, Popova I, Kitchigina V. GABA modulation of evoked neuronal responses in the medial septum in the epileptic brain. Материалы конференции «8ЛЕигореап Congress on Epileptology». 2008. C.242-243.

6. Мальков A.E., Попова И.Ю. ГАМКергическая модуляция нейронной активности медиальной септальной области в модели височной эпилепсии. Материалы конференции «Гиппокамп и память: норма и патология». 2009. С.84-85.

7. Мальков А.Е. Изменение роли ГАМКергической модуляции активности нейронов медиальной септальной области в модели височной эпилепсии. Материалы конференции «Экспериментальная и теоретическая биофизика». 2009.

8. Мальков А.Е. Электрофизиологическое картирование медиальной септальной области мозга у здоровых морских свинок и у животных с моделью височной эпилепсии. Материалы конференции «Экспериментальная и теоретическая биофизика». 2010. С.22-24.

Подписано в печать:

22.12.2010

Заказ К» 4757 Тираж - 100 экз. Печать трафаретная. Типография «11-й ФОРМАТ» ИНН 7726330900 115230, Москва, Варшавское ш., 36 (499) 788-78-56 www.autoreferat.ru

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Мальков, Антон Евгеньевич

ВВЕДЕНИЕ

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1.1 Височная эпилепсия

1.2 Гиппокамп как основной локус височной эпилепсии ю

1.2.1 Основные характеристики гиппокампа в нормальном мозге

1.2.2 Типы нейрологических нарушений

1.2.3 Механизмы повреждения

1.2.4 Глутаматергическая трансмиссия при эпилепсии

1.2.5 ГАМКергическая трансмиссия при эпилепсии

1.3 Структуры мозга, участвующие в эпилептогенезе

1.4 Структура и функции медиальной септальной области

1.4.1 Морфология

1.4.2 Биохимические характеристики МСО

1.4.3 Электрофизиологические свойства септальных нейронов

1.4.4 Афферентные связи МСО

1.4.5 Функциональная роль медиальной септальной области

1.5 Исследования роли медиальной септальной области в развитии височной эпилепсии

ПОСТАНОВКА ЦЕЛИ И ЗАДАЧ ИССЛЕДОВАНИЯ

Глава 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ

2.1 Животные

2.2 Стереотаксические операции

2.3 Эксперименты на переживающих срезах мозга

2.4 Анализ данных

Глава 3. РЕЗУЛЬТАТЫ РАБОТЫ

3.1 Спонтанная активность нейронов МСО

3.2 ГАМКергическая модуляция спонтанной активности нейронов МСО

3.3 Активность нейронов МСО, вызванная афферентной стимуляцией

3.4 ГАМКергическая модуляция активности нейронов МСО, вызванной электрической стимуляциеи

3.5 Электрофизиологическое картирование МСО

Глава 4. ОБСУЖДЕНИЕ

4.1 Сравнительный анализ спонтанной активности нейронов МСО у контрольных и эпилептических животных

4.2 Сравнительный анализ ГАМКергической модуляция спонтанной активности нейронов МСО у контрольных и эпилептических

§ \ животных

4.3 ГАМКергическая модуляция осцилляторной активности в МСО при эпилепсии

4.4 Сравнительный анализ вызванной афферентной стимуляцией активности нейронов МСО у контрольных и эпилептических 35 животных

4.5 Сравнительный анализ ГАМКергической модуляция вызванной активности нейронов МСО у контрольных и эпилептических 39 животных

4.6 Сравнительный анализ плотности спонтанно-активных нейронов, их топографического распределения и также параметров экстраклеточных потенциалов в МСО у контрольных и эпилептических животных ЗАКЛЮЧЕНИЕ

ВЫВОДЫ

Введение Диссертация по биологии, на тему "Нейронная активность медиальной септальной области в переживающих срезах мозга животных в экспериментальной модели височной эпилепсии"

Одним из наиболее распространенных неврологических заболеваний, резистентных к медикаментозному лечению, является височная эпилепсия (ВЭ). В 80% случаев современная медицина не в состоянии остановить прогрессирование болезни, что указывает на низкий уровень понимания механизмов этого заболевания. Большинство существующих исследований ВЭ сосредоточено на изучении свойств гиппокампа (локуса ВЭ) и энторинальной коры. Однако данные последних лет указывают на то, что в развитии ВЭ может играть важную роль медиальная септальная область, являющаяся основным субкортикальным входом в гиппокамп и главным источником его холинергических и ГАМКергических, а также, наряду с кортикальным входом, глутаматергических проекций (Frotscher, Leranth, 1985; Freund, 1992; Sotty et al., 2003; Colom et al., 2005).

В здоровом мозге основная функция медиальной септальной области

МСО), состоящей из медиального септального ядра и ядра диагонального пучка Брока, состоит в организации гиппокампальных тета-осцилляций, являющихся электрофизиологическим коррелятом процессов внимания и памяти (Виноградова и др., 1987; King et al., 1998). Во время эпилептогенеза мозг претерпевает мощные морфологические и функциональные изменения и в случае ВЭ эти изменения включают гиппокампальный склероз, клеточную гибель во II и III слоях энторинальной коры, а также существенную синаптическую реорганизацию во всей гиппокампально-энторинальной сети

Babb, 1991; Engel et al., 1998; Mathern et al., 1997; Mody, 1993, 1999).

Морфологические изменения в гиппокампе и энторинальной коре во время эпилептогенеза, безусловно, влияют на их взаимоотношения с септальной областью, которая является основным источником холинергических и

ГАМКергических афферентов к этим областям мозга (Freund, 1992).

Мшистые клетки хилуса, которые являются главной мишенью септальных аксонов, гибнут после эпилептического статуса. Погибают и многие гиппокампальные ГАМКергические интернейроны, которые в норме 5 проецируются на септум. Отсутствие главной мишени септальных аксонов может приводить к нарушению эффективности модуляции тета-ритма, зависящего от возбудимости гиппокампальной сети, и может создавать условия для аномальной гиперсинхронизации, приводя к появлению судорожной активности.

Данные относительно участия МСО в развитии эпилепсии пока немногочисленны и противоречивы. Некоторые работы свидетельствуют о протекторной роли септум (Со1от, 2006), другие указывают на способность МСО инициировать судороги (Синельникова и др., 2007). Если свойства МСО, как пейсмекера гиппокампального тета-ритма, изменяются в процессе формирования судорожного очага, важно выяснить, какова природа этих изменений, их возможные механизмы и последствия для мозга и организма в целом.

Исследования в этом направлении необходимы для понимания механизмов развития височной эпилепсии и, в перспективе, для разработки новых более эффективных методов лечения.

Заключение Диссертация по теме "Физиология", Мальков, Антон Евгеньевич

выводы

1. Показано повышение средней частоты разрядов и усиление осцилляторной активности МСО эпилептического мозга, что указывает на ослабление тормозных процессов в этой структуре и общую реорганизацию септальной нейронной сети.

2. В эпилептическом мозге наблюдается изменение ответов на электрическую стимуляцию (снижение порогов реакции; резкое возрастание диапазона длительности начального торможения), что свидетельствует о повышении возбудимости септальных нейронов и нарушении способности координированно реагировать на афферентный приток, что необходимо для формирования выходного синхронного сигнала.

4. Показано значительное снижение количества спонтанно активных нейронов в МСО, что указывает на клеточную гибель при эпилепсии. Наблюдаемое снижение плотности происходило неравномерно по отношению к стороне введения каиновой кислоты, что указывает на функциональное рассогласование между ипси- и контралатеральной сторонами септо-гиппокампальной системы в МВЭ.

Работа выполнена при частичной поддержке Министерства образования и науки Российской федерации (проекты 2.1.1/2280 и 2.1.1/3876), РФФИ (грант № 09-04-00261) и ФЦП «Научные и научно-педагогические кадры инновационной России».

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Представленная работа является первым электрофизиологическим исследованием активности отдельных нейронов медиальной септальной области (МСО) морских свинок с каиновой моделью височной эпилепсии. Проведенные исследования выявили значительные изменения в нейронной активности МСО при развитии эпилепсии. Обнаружено снижение плотности спонтанно активных нейронов (вдвое), что указывает на гибель значительной клеточной группы в МСО при эпилепсии эпилептических животных. Вместе с тем, у нейронов, сохраняющих спонтанные разряды, наблюдается резкое повышение уровня активности. Этот факт указывает на ослабление тормозных процессов в МСО у животных со сформированным эпилептическим очагом и согласуется с морфологическими данными, показавшими в эпилептическом мозге частичную гибель ГАМКергических септальных нейронов (Оагпс1о-8апаЬпа а1., 2006), которые в норме контролируют возбудимость всех нейронных популяций МСО. Это предположение получило подтверждение в серии опытов с использованием агониста и антагонистов ГАМК, свидетельствующих об изменении ГАМК-рецепторов на септальных нейронах при эпилепсии и разрушении тонических ГАМКергических коммуникаций.

Полученные факты четко указывают на возрастание возбудимости нейронов в МСО при эпилепсии. В экспериментах с электрической стимуляцией наблюдалось значительное снижение порога реакций нейронов. Кроме того, при анализе временных параметров экстраклеточного потенциала септальных нейронов обнаружено увеличение длительности деполяризационной фазы, свидетельствующее об увеличении общего времени пребывания нейронов в деполяризованном состоянии. Повышение возбудимости нейронов, наряду с ослаблением внутр истру ктурного торможения, может вносить вклад в возрастание общего уровня спонтанной активности в МСО.

На основании полученных данных можно сделать заключение о нарушении процессов внутрисептальной синхронизации в МВЭ. Так, при эпилепсии в МСО наблюдается усиление осцилляторной активности нейронов, которое может влиять на процесс формирования синхронизации в гиппокампе, играющую решающую роль в возникновении судорожной активности. Эпилептогенез приводит к нарушению ГАМКергических взаимодействий в МСО, играющих основную роль в организации осцилляторной активности МСО и внутриструктурной синхронизации. Кроме того, в экспериментах с электрической стимуляцией септальных нейронов показано увеличение диапазона начального торможения. Как было показано ранее, ответы на стимуляцию в виде тормозной паузы необходимы для переустановки («reset») активности нейронов и синхронизации ритмических разрядов большинства септальных нейронов относительно момента поступления стимула от субкортикальных структур (Белоусов, Виноградова, 1989). Изменения параметров тормозных ответов указывают на нарушение процессов синхронизации в МСО при эпилепсии и согласуется с выявленными нарушениями в осцилляторных процессах.

Еще один важный результат был получен при анализе топографического распределения спонтанно активных нейронов. Впервые была показана разная уязвимость областей МСО по отношению к унилатерально поврежденному гиппокампу. Наличие асимметрии свидетельствует о функциональном рассогласовании между ипси- и контралатеральной сторонами септо-гиппокампальной системы и о более сложном, чем ранее предполагалось, строении МСО, которое требует более тщательного изучения в аспекте септогиппокампальных взаимоотношений в норме и при патологии.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Мальков, Антон Евгеньевич, Пущино

1. Арутюнов B.C., Нарикашвили С.П., Тетевосян Т.Г. Нейронная активность ядер шва и ретикулярной формации ствола мозга у ненаркотизированной кошки. Физиол. журн. СССР, 1972, 58(3), 337-345.

2. Белоусов А.Б., Бражник Е.С. Роль ГАМКергической регуляциив организации спонтанной и вызванной активности септальных нейронов. -ЖВНД, 1988, 38, 1076-84.

3. Бражник Е.С. Сравнительные характеристики залповых нейронов септум при устранении восходящих ретикулярных влияний у кроликов. -ЖВНД. 1986,36(4), 721-729.

4. Бражник Е.С., Виноградова О.С. Влияние полной подрезки септум на активность ее нейронов. ЖВНД, 1980, 30(1), 141.

5. Бражник Е.С., Виноградова О.С., Каранов A.M. Частотная модуляция тета-залпов септальных нейронов при ритмической олигосинаптической стимуляции у кроликов. ЖВНД, 1985, 35(4), 724-732.

6. Виноградова О.С., Жадина С.Д., Бражник Е.С. Анализ организации фоновой активности септальных нейронов морской свинки in vitro. -Нейрофизиология, 1987, 19(5), 586-595.

7. Дудина Ю.В. Клеточные и нейрохимические механизмы коркового эпилептогенеза. Pacific Medical Journal, 2005, 4, 11-17.

8. Жадина С. Д., Виноградова О.С. Действие ацетилхолина, норадреналина и серотонина на нейроны септум in vitro. ЖВНД 1982, 32(2), 319-326.

9. Жадина С.Д., Виноградова О.С., Брагин А.Г. Влияние ацетилхоина и глутамата на нейроны септум in vitro. ЖВНД, 1980, 30(2), 392-397.

10. Кичигина В.Ф., Виноградова О.С. Влияние стимуляции гиппокампа на активность нейронов ретикулярной формации . Физиол. Журн. СССР, 1974, 60 (9), 1648-1655.

11. Леонтович Т. А. Нейронное строение и некоторые связи100перегородки и примыкающих к ней структур у собаки. В сб.: Структура и функция архипалеокортекса. М.: Наука, 1968, 56-67.

12. Мальков А.Е., Караваев Е.Н., Попова И.Ю., Кичигина В.Ф. Изменения осцилляторной активности нейронов медиальной септальной области у животных с моделью хронической височной эпилепсии. ЖВНД, 2007, 5,615-621.

13. Мухин К.Ю. Височная эпилепсия. Журнал неврологии и психиатрии, 2000, 9, 48-57.

14. Синельникова В.В., Попова И.Ю., Кичигина.В. Корреляционные отношения гиппокампа и медиальной септальной области и их изменения в процессе эпилептогенеза. ЖВНД, 2008, 58(3), 391-396.

15. Сотниченко Т. С., Истомина JI.A. Восходящие и низходящие эфферентные пути ретикулярной формации среднего мозга кошки (радиоавтографическое исследование). Архив анатомии, гистологии и эмбриологии, 1985, 89, 22-31.

16. Adey W. R., Elul R., Walter R.D., Crandall Р.Н. The cooperative behavior of neuronal populations during sleep and mental tasks. -Electroencephalogr Clin Neurophysiol., 1967, 23(1), 88.

17. Allen C.N., Crawford I.L. GABAergic agents in the medial septal nucleus affect hippocampal theta rhythm and acetylcholine utilization. Brain Res., 1984, 322, 261-267.

18. Alonso A., Kohler C. A study of the reciprocal connections between the septum and the entorhinal area using anterograde and retrograde axonal transport methods in the rat brain. J Comp Neurol., 1984, 225(3), 327-343.

19. Alonso J.R., Frotscher M. Hippocampo-septal fibers terminate on identified spiny neurons in the lateral septum: a combined Golgi/electron-microscopic and degeneration study in the rat. Cell Tissue Res., 1989, 258 (2), 243-246.

20. Alreja M., Wu M., Liu W., Atkins J. B., Leranth C., Shanabrough M. Muscarinic Tone Sustains Impulse Flow in the Septohippocampal GABA But Not Cholinergic Pathway: Implications for Learning and Memory. The Journal of Neuroscience, 2000, 1, 8103-8110.

21. Andersen P., Bland B.H., Dudar J.D. Organization of the hippocampal output. Exptl. Brain Res., 1973, 17, 152.

22. Andersen P., Bland H. B., Myhrer T., Schwartzkroin P. A. Septohippocampal pathway necessary for dentate theta production. Brain Res., 1979, 165, 13-22.

23. Andre V., Marescaux C., Nehlig A., Fritschy J.M. Alterations of hippocampal GABAergic system contribute to development of spontaneous recurrent seizures in the rat lithium-pilocarpine model of temporal lobe epilepsy. -Hippocampus, 2001, 11, 452-468.

24. Andy O., Stephan H. Septum development in primates. The septal nuclei. Ed. by De France J. F. Plenum Press., 1976, 3.

25. Arlazoroff A., Bantal E., Fedman S. Prolonged recordings of spontaneous activity of single unit in the hypothalamus. EEG a. Clin. Neurophysiol., 1967, Suppl. 22, 587-588.

26. Armstrong J., Mac Vicar B. Theta-Frequency Facilitation of AMP A Receptor-Mediated Synaptic Currents in the Principal Cells of the Medial Septum. J.Neurosci., 2000, 17, 1709-1718.

27. Aston-Jones G., Rajkovski J., Kubiak P., Alexinsky T. Locus coeruleus neurons are selectively activated by attended stimuli in a vigilance task. -J. Neurosci., 1994, 14, 4467-4480.

28. Babb T.L. Bilateral pathological damage in temporal lobe epilepsy. -Can J Neurol Sci., 1991,18(Suppl. 4), 645-648.

29. Baisden R.H., Woodruff M.L., Hoover D.B. Cholinergic and non-cholinergic septo-hippocampal projections: a double-label horseradish peroxidase-acetylcholinesterase study in the rabbit // Brain Res. 1984. 290(1). p.146-151.

30. Beach R.L., Bathgate S.L., Cotman C.W. Identification of cell types in rat hippocampal slices maintained in organotypic cultures. Brain Res., 1982, 255(1), 3-20.

31. Ben-Ari Y., Krnjevic K., Reinhardt W., Ropert N. Intracellular observations on the disinhibitory action of acetylcholine in the hippocampus. -Neuroscience, 1981, 6(12), 2475-2484.

32. Berg A.T., Shinnar S., Levy S.R., Testa F.M., Childhood-onset epilepsy with and without preceding febrile seizures. Neurology, 1999, 53(8), 1742-1748.

33. Bertram E.H., Scott C. The pathological substrate of limbic epilepsy: neuronal loss in the medial dorsal thalamic nucleus as the consistent change. -Epilepsia, 2000, 41(Suppl 6), 3-8.

34. Bharucha N.E., Bharucha E.P., Bharucha A.E., Bhise A.V., Schoenberg B.S. Prevalence of epilepsy in the Parsi community of Bombay. -Epilepsia, 1988, 29(2), 111-115.

35. Bialowas J., Frotscher M. Choline acetyltransferase-immunoreactive neurons and terminals in the rat septal complex: a combined light and electron microscopic study. J Comp Neurol., 1987, 259(2), 298-307.

36. Billinton A., Baird V.H., Thorn M., Duncan J.S., Upton N., Bowery N.G. GABA(B(1)) mRNA expression in hippocampal sclerosis associated with human temporal lobe epilepsy. Mol. Brain. Res., 2001, 86(1-2), 84-89.

37. Bland B. H., Oddie S. D., Colom L.V. and Vertes R. P. Extrinsic modulation of medial septal cell discharges by the ascending brainstem hippocampal synchronizing pathway. Hippocampus, 1994, 4, 649-660.

38. Bland B. H., Colom L. V. Extrinsic and intrinsic properties underlying oscillation and synchrony in limbic cortex. Prog. Neurobiol., 1993, 41, 157-208.

39. Bland B. H., Oddie S. D. Theta band oscillation and synchrony in the hippocampal formation and associated structures: the case for its role in sensorimotor integration. Behav. Brain Res., 2001, 127, 119-136.

40. Bland B.H. The physiology and pharmacology of hippocampal formation theta rhythms. Prog Neurobiol., 1986, 26(1), 1-54.

41. Bland S.K., Bland B.H. Medial septal modulation of hippocampal theta cell discharges. Brain Res., 1986, 375(1), 102-116.

42. Borhegyi Z., Varga V., Szilagyi N., Fabo D., Freund T. Phase segregation of medial septal GABAergic neurons during hippocampal theta activity. J.Neurosci., 2004, 29, 8470-8479.

43. Bouron A. Modulation of spontaneous quantal release of neurotransmitters in the hippocampus. Prog Neurobiol., 2001, 63(6), 613-35.

44. Bowery N.G., Hudson A.L., Price G.W. GABAA and GABAB receptor site distribution in the rat central nervous system. Neuroscience, 1987, 20(2), 365-383.

45. Bragin A.G., Mody I., Wilson Ch.L., Engel J. Local generation of fast ripples in epileptic brain. J. Neurosci., 2002, 22, 2012-2021.

46. Brashear H.R., Zaborszky L., Heimer L. Distribution of GABAergic and cholinergic neurons in the rat diagonal band. Neuroscience, 1986, 17, 439451.

47. Brauer K., Hajdu F., Tombol T., Winkelmann E. Ultrastructure of neurons and their synaptic contacts in medial septal nucleus of the rat. J Hirnforsch., 1990,31(1), 123-132.

48. Brauer K., Schober W., Werner L., Winkelmann E., Lungwitz W., Hajdu F. Neurons in basal forebrain complex of the rat: a golgi study. J Hirnforsch., 1988, 29(1), 43-71.

49. Brazhnik E.S., Fox S.E. Action potentials and relations to the theta rhythm of medial septal neurons in vivo. Exp. Brain Res., 1999, 127(3), 244-58.

50. Brazhnik E.S., Vinogradova O.S. Control of the neuronal rhythmic bursts in the septal pacemaker of theta-rhythm: effects of anaesthetic and anticholinergic drugs. Brain Res., 1986, 380(1), 94-106.

51. Brazhnik E.S., Vinogradova O.S., Karanov A.M. Frequency modulation of neuronal theta-bursts in rabbit's septum by low frequency repetitive stimulation of the afferent pathways. Neuroscience, 1985, 14, 501-508.

52. Buchet C., Cazauvieilh B. De l'epilepsie consideree dansses rapports avec la l'aliénation mentale. Arch. Gen. Med., 1825, 9, 510-542.

53. Burt D.R., Kamatchi G.L. GABAA receptor subtypes: from pharmacology to molecular biology. FASEB J., 1991, 5(14), 2916-23.

54. Buzsaki G. Theta oscillations in the hippocampus. Neuron, 2002, 33(3), 325-340.

55. Buzsaki G. Theta rhythm of navigation: link between path integration and landmark navigation, episodic and semantic memory. Hippocampus, 2005, 15, 827 -840.

56. Buzsaki G. Two-stage model of memory trace formation: A role for "noisy" brain states. Neuroscience, 1989, 31, 551-570.

57. Buzsaki G., Bragin A., Chrobak J.J., Nadasdy Z., Sik A., Hsu M., Minen A. Oscillatory and intermittent synchrony in the hippocampus: relevance to memory trace formation. Temporal coding in the brain, 1994, 145-172.

58. Buzsaki G., Chrobak J.J. Temporal structure in spatially organized neuronal ensembles: a role for interneuronal networks. Curr. Opin. Neurobiol., 1995, 5, 504-510.

59. Buzsaki G., Eidelberg E. Commissural projection to the dentate gyrus of the rat: evidence for feed-forward inhibition. Brain Res., 1981, 230, 346-350.

60. Buzsaki G., Eidelberg E. Direct afferent excitation and long-term potentiation of hippocampal interaeurons. .Neurophysiology, 1982, 48, 597-607.

61. Buzsaki G., Eidelberg E. Phase relations of hippocampal projection cells and interneurons to theta activity in the urethane anesthetized rat. Brain Res., 1983, 266, 334-338.

62. Buzsaki G., Gage F.H., Czopf J., Bjorklund A. Restoration of rhythmic slow activity in the subcortically denervated hippocampus by fetal CNS transplants. Brain Res., 1987, 400, 334-337.

63. Buzsaki G., Grastyan E., Tveritskaya I.N., and Czopf J. Hippocampal evoked potentials and EEG changes during classical conditioning in the rat. -Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol., 1979, 47, 64-74.

64. Buzsaki G., Haubenreiser J., Grastyan E., Czopf J., Kellenyi L. Hippocampal slow wave activity during appetitive and aversive conditioning in the cat. -Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol., 1981, 51, 276-290.

65. Buzsaki G., Horvath Z., Urioste R., Hetke J., Wise K. High-frequency network oscillation in the hippocampus. Science, 1992, 256, 1025-1027.

66. Buzsaki G., Leung L., Vanderwolf C.H. Cellular bases of hippocampal EEG in the behaving rat. Brain Res., 1983, 6, 139-171.

67. Buzsaki G., Penttonen M., Nadasdy Z., Bragin A. Pattern and inhibition-dependent invasion of pyramidal cell dendrites by fast spikes in the rat hippocampus in vivo. PNAS, 1996, 93, 9921-9925.

68. Buzsaki G., Ponomareff G., Bayardo F., Ruiz R., Gage F.H. Neuronal activity in the subcortically denervated hippocampus: a chronik model for epilepsy. -Neuroscience, 1989, 28, 527-538.

69. C. Nyakasa, 1, Luiten P.G.M., Spencer D.G., Traber J. Detailed projection patterns of septal and diagonal band efferents to the hippocampus in therat with emphasis on innervation of CA1 and dentate gyrus. Brain Research Bulletin, 1987, 18(4), 533-545.

70. Cao B., Hornang J.P., Fritschy J.M. Identification of distinct GABAA-receptor subtypes in cholinergic and parvalbumin-positive neurons of the rat and marmoset medial septum-diagonal band complex. Neuroscience, 1995, 65, 101117.

71. Cavazos J.E., Sutula T.P. Progressive neuronal loss induced by kindling: a possible mechanism for mossy fiber synaptic reorganization and hippocampal sclerosis. Brain Res, 1990, 527, 1-6.

72. Cavazos JE, Das I, Sutula TP. Neuronal loss induced in limbic pathways by kindling: evidence for induction of hippocampal sclerosis by repeated brief seizures. J Neurosci., 1994, 14, 3106-3121.

73. Chu D.C.M., Albin R.L., Young A.B., Penney J.B. Distribution and kinetics of GABAb binding sites in rat central nervous system: a quantitative autoradiographic study. J. Neurosci., 1990, 34, 341-357.

74. Cohen N.J., Eichenbaum H. Memory, amnesia, and the hippocampal system. -MIT Press. 1993.

75. Colom L.V., Castan'eda M.T., Reyna T., Hernandez S., Garrido-Sanabria E.R. Characterization of medial septal glutamatergic neurons and their projection to the hippocampus. Synapse, 2005, 58, 151-164.

76. Colom L.V., Septal networks: relevance to theta rhythm, epilepsy and Alzheimer's disease. J. Neurochem., 2006, 96, 609-623.

77. Conrad L.C., Pfaff D.W. Efferents from medial basal forebrain and hypothalamus in the rat. I. An autoradiographic study of the medial preoptic area. -J Comp Neurol, 1976, 169(2), 185-219.

78. Conrad L.C., Pfaff D.W. Efferents from medial basal forebrain and hypothalamus in the rat. II. An autoradiographic study of the anterior hypothalamus. J Comp Neurol., 1976, 169(2), 221-261.

79. Consalo S., Bertorelli R., Forloni G. L., Butcher L. L. Cholinergic neurons of the pontomesencephalic tegmentum release acetylcholine in the basal nuclear complex of freely moving rats. Neuroscience, 1990, 37, 717-723.

80. Corcoran M.E., Mason S.T. Role of forebrain catecholamines in amygdaloid kindling. Brain Res., 1980, 190(2), 473-84.

81. Cossart, R., Epsztein, J., Tyzio, R., Becq, H., Hirsch, J., Ben-Ari, Y., Crepel, V. Quantal Release of Glutamate Generates Pure Kainate and Mixed AMPA/Kainate EPSCs in Hippocampal Neurons. Neuron, 2002, 35(1), 147-59.

82. Cossart, R., Esclapez, M., Hirsch, J. C., Bernard, C., Ben-Ari, Y. GluR5 kainate receptor activation in interneurons increases tonic inhibition of pyramidal cells. Nat Neurosci., 1998, 1(6), 470-8.

83. Coull J.T., Nobre A.G., Frith C.D. The noradrenergic alpha-2 agonist clonidine modulates behavioral and neuroanatomical correlates of human attentional orienting and alerting. Cereb. Cortex, 2001, 11, 73-80.

84. Covolan L., Mello L.E. Assessment of the progressive nature of cell damage in the pilocarpine model of epilepsy. Braz J Med Biol Res., 2006, 39(7), 915-924.

85. Covolan L., Mello L.E., Temporal profile of neuronal injury following pilocarpine or kainic acid-induced status epilepticus. Epilepsy Research., 2000, 39, 133-152.

86. De Sarro G., Siniscalchi A., Ferreri G., Gallelli L., De Sarro A. NMDA and AMPA/kainate receptors are involved in the anticonvulsant activity of riluzole in DBA/2 mice. Eur J Pharmacol., 2000, 408(1), 25-34.

87. De Sarro G.B., Ascioti C., Froio F. Evidence that locus coeruleus is the site where clonidine and drugs acting at alpha-1 and alpha-2 adrenoceptors affect sleep and arousal mechanisms. Brit. J. Pharmacol., 1987, 90, 675-685.

88. Deransart C., Lê B.T., Marescaux C., Role of the subthalamo-nigral input in the control of amygdala-kindled seizures in the rat. Brain Res., 1998, 807(1-2), 78-83.

89. Dietrich D., Krai T., Clusmann H., Friedl M., Schramm J. Presynaptic group II metabotropic glutamate receptors reduce stimulated and spontaneous transmitter release in human dentate gyrus. Neuropharmacology, 2002, 42(3), 297-305.

90. Dietrich D., Beck H., Krai T., Clusmann H., Elger C. E., Schramm J. Metabotropic glutamate receptors modulate synaptic transmission in the perforant path: pharmacology and localization of two distinct receptors. Brain Res., 1997, 767(2), 220-227.

91. DiFrancesco D, Tortora P. Direct activation of cardiac pacemaker channels by intracellular cyclic AMP. Nature. 1991, 351, 145-147.

92. During M.J., Spencer D.D. Extracellular hippocampal glutamate and spontaneous seizure in the conscious human brain. Lancet, 1993, 341, 16071610.

93. Dutar P., Bassant M.H., Senut M.C., Lamour Y. The septohippocampal pathway: structure and function of a central cholinergic system. Physiol Rev., 1995, 75(2), 393-427

94. Dutar P., Lamour Y., Rascol O., Jobert A. Septohippocampal neurons in the rat: further study of their physiological and pharmacological properties. -Brain Res., 1986, 365, 325-334.

95. Dutar P., Rascal O., Lamour, Y. Rhythmical bursting activity and GABAergic mechanisms in the medial septum of normal and pertussis toxin-pretreated rats. Exp. Brain Res., 1989, 77, 374-380.

96. Engel J. Jr. Etiology as a risk factor for medically refractory epilepsy: a case for early surgical intervention. Neurology, 1998, 51(5), 1243-1244.

97. Feng H.J., Naritoku D.K., Randall M.E., Faingold C.L. Modulation of audiogenically kindled seizures by gamma-aminobutyric acid-related mechanisms in the amygdale. Exp. Neurol., 2001, 172, 477-481.

98. Ferencz I., Leanza G., Nanobashvili A., Kokaia M., Lindvall O. Basal forebrain neurons suppress amygdala kindling via cortical but not hippocampal cholinergic projections in rats. Eur. J.Neurosci., 2000, 12, 2107-2116.

99. Ferencz I., Leanza G., Nanobashvili A., Kokaia Z., Kokaia M., Lindvall O. Septal cholinergic neurons suppress seizure development in hippocampal kindling in rats: comparison with noradrenergic neurons. -Neuroscience, 2001, 102, 819-832.

100. Fifkova E. Two types of terminal degeneration in the molecular layer of the dentate fascia following lesions of the entorhinal cortex. Brain Res., 1975, 96(1), 169-175.

101. Foote S.L., Berridge C.W., Adams L.M., Pineda J. A. Electrophysiological evidence for the involvement of the locus coeruleus in alerting, orienting, and attending. Progr. Brain Res., 1991, 88, 521-532.

102. Foote S.L., Freedman R., Oliver A.P. Effects of putative neurotransmitters on neuronal activity in monkey auditory cortex. Brain Res., 1975, 86, 229-42.

103. Ford B., Holmes C. J., Mainville L., Jones B. E. GABAergic neurons in the rat pontomesencephalic tegmentum: tegmental neurons projecting to the posterior hypothalamus. J. Comp. Neur., 1995, 363, 177-196.

104. Freund T.F. GABAergic septal and serotonergic median raphe afferents preferentially innervate inhibitory interneurons in the hippocampus and dentate gyrus. Epilepsy Res., 1992, 7, 79-91

105. Freund T.F., Antal M. GABA-containing neurons in the septum control inhibitory interneurons in the hippocampus. Nature, 1988, 336, 170-173.

106. Freund T.F., Buzsaki G. Interneurons of the hippocampus. -Hippocampus, 1996, 6(4), 347-470.

107. Fritschy J.M., Kiener T., Bouilleret V., Loup F. GABAergic neurons and GABA(A)-receptors in temporal lobe epilepsy. Neurochem Int., 1999, 34(5), 435-45.

108. Frotscher M., Leranth C. Cholinergic innervation of the rat hippocampus as revealed by choline acetyltransferase immunocytochemistry: a combined light and electron microscopic study. J. Comp. Neurol., 1985, 239, 237-246.

109. Gage P.W. Activation and modulation of neuronal K+ channels by GABA. -Trends Neurosci., 1992, 15(2), 46-51.

110. Galey D., Jeantet Y., Destrade C., Jaffard R. Facilitation of memory consolidation by post-training electrical stimulation of the medial septal nucleus: is it mediated by changes in rhythmic slow activity? Behav Neural Biol., 1983, 38(2), 240-250.

111. Gasbarri A., Campana E., Pacitti C., Hajdu F., Tombol T. Organization of the projection from the ventral tegmrntal area of Tsai to the hippocampal formation in the rat. J. Hirnforch., 1991, 32, 429-437.

112. Gauss R., Seifert R., Kaupp U.B. Molecular identification of a hyperpolarization-activated channel in sea urchin sperm. Nature, 1998, 11, 393, 583-587.

113. Giovannini M.G., Mutolo D., Bianchi L, Michelassi A., Pepeu G. NMDA receptor antagonists decrease GABA outflow from the septum and increase acetylcholine outflow from the hippocampus: a microdialysis study. J Neurosci., 1994, 14, 1358-1365.

114. Green J.D., Arduini A.A. Hippocampal electrical activity in arousal. -J Neurophysiol., 1954, 17(6), 533-557.

115. Griffith W.H., Matthews R.T. Electrophysiology of AChE-positive neurons in basal forebrain slices. Neurosci Lett., 1986, 11, 71(2), 169-74.

116. Gritti I., Mainville L., Jones B.E. Codistribution of GABA- with acetylcholine-synthetizing neurons in the basal forebrain of the rat. J. Comp. Neurol., 1993, 329, 438-457.

117. Guillery R.W. Degeneration in the hypothalamic connections of the albino rat. -J. Anat., 1957, 91, 91-102.

118. Gulyas A.I., Gores T.J., Freund T.F. Innervation of different peptide-containing neurons in the hippocampus by GABAergic septal afferents. -Neuroscience, 1990, 37, 31^4.

119. Gulyas A.I., Hajos N., Katona I., Freund T.F. Interaeurons are the local targets of hippocampal inhibitory cells which project to the medial septum. -Eur. J. Neurosci., 2003, 17, 1861-1872.

120. Gulyas A.I., Hajos N., Katona I., Freund T.F. Interneurons are the local targets of hippocampal inhibitory cells which project to the medial septum. -European J. Neurosci., 2003, 17, 1861-1872.

121. Gulyas A.I., Seress L., Toth K., Acsady L., Antal M., Freund T. F. Septal GABAergic neurons innervate inhibitory interneurons in the hippocampus of the macaque monkey. Neuroscience, 1991, 41, 381-390.

122. Gulyis A.I., Miettinen R., Jacobowitz D.M., Freund T.F. Calretinin is present in non-pyramidal cells of the rat hippocampus-I. A new type of neuron specifically associated with the mossy fibre system. Neuroscience, 1992, 48, 1 -27.

123. Gulyis A.I., Miles R., Hijos N., Freund T.F. Precision and variability in postsynaptic target selection of inhibitory cells in the hippocampal CA3 region. -Eur. J. Neurosci., 1993, 5, 1729-1751.

124. Gulyis A.I., Miles R., Sik A., Toth K., Tamamaki N., Freund T.F. Hippocampal pyramidal cells excite inhibitory neurons through a single release site. Nature, 1993, 366, 683-687.

125. Haerer A.F., Anderson D.W., Schoenberg B.S., Prevalence and clinical features of epilepsy in a biracial United States population. Epilepsia, 1986, 27(1), 66-75.

126. Hajzsan Т., Alreja M., Leranth C. Intrinsic vesicular glutamate transporter 2-immunoreactive input to septohippocampal parvalbumin-containing neurons: novel glutamatergic local circuit cells. Hippocampus, 2004, 14, 499-509

127. Hardingham G.E., Bading H. Synaptic versus extrasynaptic NMDA receptor signalling: implications for neurodegenerative disorders. Nat. Rev. Neurosci., 2010, 11(10), 682-696.

128. Harkany Т., De Jong G.I., Soos К., Репке В., Luiten P.G., Gulya K. Beta-amyloid (1-42) affects cholinergic but not parvalbumin-containing neurons in the septal complex of the rat. Brain Res., 1995, 698 (1-2), 270-274.

129. Henderson Z., Boros A., Janzso G., Westwood A J., Monyer H., Halasy K. Somato-dendritic nicotinic receptor responses recorded in vitro from the medial septal diagonal band complex of the rodent. J. Physiol., 2005, 562(1), 165-182.

130. Henderson Z., Fiddler G., Saha S., Boros A., Halasy К. A parvalbumin-contaning, axosomatic synaptic network in the rat medial septum: relevance to rythmogenesis. Europ.J. Neurosci., 2004, 19, 2753-2768.

131. Henderson Z., Morris N.P., Grimwood P., Fiddler G., Yang H.W., Appenteng K. Morfology of local axon collaterals of electrophysiologically characterised neurons in the rat medial septum/diagonal band complex. J. Сотр. Neurol., 2001, 430, 410-432.

132. Hennevin E., Hars B., Bloch V. Improvement of learning by mesencephalic reticular stimulation during postlearning paradoxical sleep. Behav Neural Biol. 1989, 51(3), 291-306.

133. Henshall D.C., Sinclair J., Simon R.P. Spatio-temporal profile of DNA fragmentation and its relationship to patterns of epileptiform activity following focally evoked limbic seizures. Brain Res., 2000, 858(2), 290-302.

134. Hjorth-Simonsen A., Juene B. Origin and termination of the hippocampal perforant path in the rat studies by silver impregnation. J. Compar. Neurol. 1972, 144,215.

135. Holmes G. L. Seizure-induced neuronal injury: animal data. Neurol., 2002, 59, 3-6.

136. Houser C.R. Granule cell dispersion in the dentate gyrus of humans with temporal lobe epilepsy. Brain Res., 1990, 535(2), 195-204.

137. Ianneti P., Papetti L., Nicita F., Castronovo A., Ursitti F., Parisi P., Spalice A., Verrotti A. Developmental anomalies of the medial septal area: possible implication for limbic epileptogenesis. Childs Nerv.Syst., 2010, DOI 10.1007/s00381-010-1322-8

138. Imamura S., Tanaka S., Akaike K., Tojo H., Takigawa M., Kuratsu J. Hippocampal transection attenuates kainic acid-induced amygdalar seizures in rats.- 2001, Brain Res., 897, 93-103.

139. Isokawa M., Levesque M., Fried I., Engel J.Jr. Glutamate currents in morphologically identified human dentate granule cells in temporal lobe epilepsy.- JNeurophysiol, 1997,77(6), 3355-3369.

140. Isokawa M., Mello L.E. NMDA receptor-mediated excitability in dendritically deformed dentate granule cells in pilocarpine-treated rats. Neurosci Lett., 1991, 129(1), 69-73.

141. Isokawa, M. Remodeling dendritic spines of dentate granule cells in temporal lobe epilepsy patients and the rat pilocarpine model. Epilepsia, 2000, 41, 14-17.

142. Jakab R. L., Leranth C. Septum. Academic Press, 1995, 405-442.

143. Jones B. E., Moore R. I. Catecholamine-containing neurons of the nucleus locus coereleus in the cat. J. Comp. Neurol., 1974, 157, 43-152.

144. Khurgel M., Ivy G.O. Astrocytes in kindling: relevance to epileptogenesis. Epilepsy Res., 1996, 1, 163-75.

145. King C., Recce M., O'Keffe J., The rythmiciti of cells of the medial septum/diagonal band of Broca in the awake freely moving rat: relationships with behavior and hippocampal theta. Europ.J. Neurosci., 1998, 10, 463-477.

146. Kiss J., Magloczky Z., Somogyi J., Freund T.F. Distribution of calretinin-containing neurons relative to other neurochemically identified cell types in the medial septum of the rat. Neuroscience, 1999, 78, 399-410.

147. Kiss J., Patel A.J., Freund T.F. Distribution of septohippocampal neurons containing parvalbumin or cholinacetytransferase in the rat brain. J. Comp. Neurol., 1990, 298, 362-372.

148. Kiss J.P., Windisch K., De Oliveira K., Hennings E.C., Mike A., Szasz B.K. Differential effect of nicotinic agonists on the 3H. norepinephrine release from rat hippocampal slices. Neurochem Res., 2001, 26(8-9), 943-950.

149. Kitchigina V.F., Butuzova M.V. Theta activity of septal neurons during different epileptic phases: The same frequency but different significance? Exp. Neurol. 2009, 216, 449-458.

150. Kohler C., Chan-Pallay V. Distribution of GABA-containing neurons and terminals in the septal area to glutamic acid decarboxilase. Anat. Embriol., 1983, 167(1), 53-66.

151. Kohler C., Chan-Pallay V., Steinbusch H. The distribution and origin of serotonine-containing fibers in the septal area: A combined immunohistochemical and fluorescent retrograde tracing study in the rat. J Comp. Neurol., 1982,209(1), 91-111.

152. Kumamoto E. The pharmacology of amino-acid responses in septal neurons. -Progress in Neurobiology, 1997, 52, 197-225.

153. Kuzniecky R., Bilir E., Gilliam F., Faught E., Martin R., Hugg J. Quantitative MRI in temporal lobe epilepsy: evidence for fornix atrophy. -Neurology, 1999, 11, 53(3), 496-501.

154. Kvirkvelia L., Buzsaki G., Grastyan E. Septal deafferentation produces continuous rhythmic slow activity (theta) on the rat hippocampus. Acta Physiol. Hung., 1987, 70(1), 127.

155. Lauterborn J.C., Tran T.M., Isackson P.J., Gall C.M. Nerve growth factor mRNA is expressed by GABAergic neurons in rat hippocampus. -Neuroreport., 1993, 5(3), 273-276.

156. Lehmann T.N., Gabriel S., Eilers A., Njunting M., Kovacs R., Schulze K., Lanksch W.R., Heinemann U. Fluorescent tracer in pilocarpine-treated rats shows widespread aberrant hippocampal neuronal connectivity. Eur. J. Neurosci., 2001, 14, 83-95.

157. Leranth C., Deller T., Buzsaki G. Intraseptal connections redefined -lack of a lateral septum to medial septum path. Brain Res., 1992, 583, 1-11.

158. Lewis P.R., Shute C.C.D. The cholinergic limbic system. Projections to hippocampal formation, medial cortex, nuclei of the ascending cholinergic reticular system, and the subfornical organ and supraoptic crest. Brain, 1967, 90, 521.

159. Lewis P.R., Shute C.C.D., Silver A. Confirmation from choline acetylase analysis of a massive cholinergic innervation to the rat hippocampus. J Physiol., 1967, 191,215.

160. Lindvall O. Mesencephalic dopaminegic afferents to the lateral septal of the rat. Brain Res., 1975, 79, 89-101.

161. Lindvall O., Stenevi U. Dopamine and noradrenaline neurons projecting to the septal area in the rat. Cell Tissue Res., 1978, 190, 383-407.

162. Loup F., Wieser H.G., Yonekawa Y., Aguzzi A., Fritschy J.M. Selective alterations in GABAA receptor subtypes in human temporal lobe epilepsy.- J Neurosci., 2000, 20(14), 5401-5419

163. Loy R., Koziell D.A., Lindsey J.D., Moore R.Y. Norad.eriergic innervation of the adult rat hippocampal formation. J. Comp. Neurol., 1980, 189, 699-710.

164. Ma J., Leung L. S. Medial septum mediates the increase in post-ictal behaviors and hippocampal gamma waves after an electrically induced seizure. -Brain Res., 1999, 833, 51-57.

165. Maccaferri G, McBain C.J. The hyperpolarization-activated current (IH) and its contribution to pacemaker activity in rat CA1 hippocampal stratum oriens-alveus interneurons. J. Physiol., 1996, 15, 119-130.

166. Maccaferri, G., Roberts G. D., Szucs P., Cottingham C.A., Somogyi P. Cell surface domain specific postsynapticcurrents evoked by identified GABAergic neurones in rat hippocampus in vitro. J. Physiol., 2000, 524, 91-116

167. Macdonald R.L., Twyman R.E., Ryan-Jastrow T., Angelotti T.P. Regulation of GABAA receptor channels by anticonvulsant and convulsant drugs and by phosphorylation. Epilepsy Res., 1992, 9, 265-277

168. Macdonald R.L., Olsen R.W. GABAA receptor channels. Annu Rev Neurosci., 1994, 17, 569-602.

169. Manns I. D., Mainville L. and Jones B. E. Evidence for glutamate, in addition to acetylcholine and GABA, neurotransmitter synthesis in basal forebrain neurons projecting to the entorhinal cortex. Neuroscience, 2001, 107, 249-263.

170. Manseau F., Danik M., Williams S. A functional glutamatergic neurone network in the medial septum and diagonal band area. J Physiol., 2005, 566, 865-884.

171. Markram H., Segal M. Electrophysiological characteristics of cholinergic and non-cholinergic neurons in the rat medial septum-diagonal band complex. Brain Res., 1990,513(1), 171-174.

172. McCormick D.A., Contreras D. On the cellular and network bases of epileptic seizures. Annu. Rev. Physiol., 2001, 63, 815-846.

173. McCormick D.A., Pape H.C. Properties of a hyperpolarization-activated cation current and its role in rhythmic oscillation in thalamic relay neurones. J Physiol., 1990, 431, 291-318.

174. McNamara J.O. Cellular and molecular basis of epilepsy. -J.Neurosci., 1994, 14, 3413-3425

175. McNamara J.O., Byrne M.C., Dasheiff R.M., Fitz J.G. The kindling model of epilepsy: a review. Prog Neurobiol., 1980, 15(2), 139-159.

176. McNamara J.O., Galloway M.T., Rigsbee L.C., Shin C. Evidence implicating substantia nigra in regulation of kindled seizure threshold. J Neurosci., 1984, 4(9), 2410-2417.

177. McNamara R.K., Lenox R.H. Differential regulation of primary protein kinase C substrate (MARCKS, MLP, GAP-43, RC3) mRNAs in the hippocampus during kainic acid-induced seizures and synaptic reorganization. J Neurosci. Res., 2000, 62, 416-426.

178. McNaughton N., Kelly P.H., Gray J. A. Unilateral blockade of the dorsal ascending noradrenergic bundle and septal elicitation of hippocampal theta-rhythm. Neurosci. Lett., 1980, 18, 67-72.

179. McNaughton N., Richardson J., Gore C. Reticular elicitation of hippocampal slow waves: Common effects of some anxyolytic drugs. -Neuroscience, 1986, 19, 899-903.

180. Mesulam M., Mufson E. J., Wainer B. H., Levey A. I. Central cholinergic pathways in the rat: an overview based on an alternative nomenclature (Chi- Ch6). Neurosci., 1983, 10, 1185.

181. Miller J.W., Turner G.M., Gray B.C. Anticonvulsant effects of the experimental induction of hippocampal theta activity. Epilepsy Research., 1994, 18, 195-204.

182. Milner B. Memory and medial temporal regions of the brain. -Biology of the memory. Acad, press., 1970, 29-40.

183. Milner T.A. Cholinergic neurons in the rat septal complex: ultrastructural characterization and synaptic relations with catecholaminergic terminals. J. Comp. Neurol., 1991, 314, 37-54.

184. Milner T.A., Lee A., Aicher S.A., Rosin D.L. Hippocampal a2A-adrenergic receptors are located predominantly presynaptically but are also found postsynaptically and in selective astrocytes. J. Compar. Neurol. 1998, 395, 310327.

185. Milner T.A., Shah P., Pierce J.P. beta-adrenergic receptors primarily are located on the dendrites of granule cells and interneurons but also are found on astrocytes and a few presynaptic profiles in the rat dentate gyrus. Synapse, 2000, 36, 178-93.

186. Milner T.A., Veznedaroglu E. Serotonin-containing terminals synapse on septohippocampal neurons in the rat. J. Neurosci. Res., 1993, 36, 260-271.

187. Mitchell S.J., Rawlins J.N., Steward O., Olton D.S. Medial septal area lesions disrupt theta rhythm and cholinergic staining in medial entorhinal cortex and produce impaired radial arm maze behavior in rats. J Neurosci., 1982, 2(3), 292-302

188. Mody I. The molecular basis of kindling. Brain Pathol., 1993,3(4), 395-403.

189. Monmaur P., Thomson M.A. Topographic organization of septal cells innervating the dorsal hippocampal formation of the rat: Special reference to both the CA1 and dentate 0 generators. Experimental Neurology, 1983, 82, 366-378.

190. Moor E., DeBoer P., Westerink B.H. GABA receptors and benzodiazepine binding sites modulate hippocampal acetylcholine release in vivo. Eur J Pharmacol., 1998, 23, 119-126.

191. Moor K.E. The anatomy of central serotonine neuron systems in the rat brain. Serotonine Neurotransmission and Behavior. Cambridge., 1981.

192. Mori N., Wada J. A. Kindling of the massa intermedia of the thalamus in rats. Brain Res., 1992, 13, 148-50.

193. Morimoto K., Fahnestock M., Racine R.J. Kindling and status epilepticus models of epilepsy: rewiring the brain. Progress in Neurobiology, 2004, 73, 1-60.

194. Morris N.P, Fyffe R., Robertson B., Characterisation of hyperpolarization-activated currents (Ih) in the medial septum/diagonal band complex in the mouse. -Brain Research., 2004, 1006, 74-86.

195. Morris N.P., Henderson Z. Perineuronal nets ensheath fast spiking, parvalbumin-immunoreactive neurons in the medial septum/ diagonal band complex. Europ.J. Neurosci., 2000, 12, 828-838.

196. Nauta W.J. An experimental study of the fornix system in the rat. J Comp Neurol., 1956,104(2), 247-271.

197. Nauta W.J.H., Kuypers H.G.J. Some ascending pathways in the brain system reticular formation. Reticular Formation of the Brain, Boston, 1958, 319.

198. Nyiri G., Szabadits E., Cserep C., Mackie K., Shigemoto R., Freund T.F. GABAb and CBj cannabinoid receptor expression identifies two types of septal cholinergic neurons. Eur. J. Neurosci., 2005, 21, 3034 -3042.

199. Olney J.W., Gubareff T. Glutamate neurotoxicity and Huntington's chorea. Nature, 1978, 271, 557-559.

200. Onteniente B., Tago H., Kimura H., Maeda T. Distribution of gamma-aminobutyric acid-immunoreactive neurons in the septal region of the rat brain. J Comp Neurol., 1986, 248(3), 422-430.

201. Panula P., Revuelta A.V., Cheney D.L., Wu J.Y., Costa E. An immunohistochemical study on the location of GABAergic neurons in rat septum. -J Comp Neurol., 1984, 222(1), 69-80.

202. Pape H.C. Queer current and pacemaker: the hyperpolarization-activated cation current in neurons. Annu Rev Physiol., 1996, 58, 299-327.

203. Pasqualotto B.A., Vincem S.R. NADPH-diaphorase coexistence in cholinergic neurons of the rat basal forebrain. Brain Res., 1991, 551, 78-86.

204. Petsche H., Gogolak G., Vanzwieten P.A. Rhythmicity of septal cell discharges at various levels of reticular excitation. Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol., 1965, 19, 25-33.

205. Petsche H., Stumpf C., Gogolak G. The significance of the rabbit's septum as a relay station between the midbrain and the hippocampus. EEG & Clin. Neurophysiol., 1962, 14, 202.

206. Petshe H., Stumpf C., Gogolak G. The significance of the rabbits as a relay station between the midbrain and the hippocampus. I. The control of hippocampus arousal activity by the septum cells. EEG and Clin. Neurophysiol., 1962, 14, 202.

207. Pitkanen A., Sutula T. Is epilepsy a progressive disorder? Prospects for new therapeutic approaches in temporal-lobe epilepsy. Lancet Neurology, 2002, 1, 173-181.

208. Popova I.Yu., Sinelnikova V.V., Kitchigina V.F. Disturbance of the correlation between hippocampal and septal EEGs during epileptogenesis. -Neuroscience Letters., 2008, 442, 228-233

209. Pribram K.H. The hippocampal system and recombinant processing. -The hippocampus. Plenum Press., 1986, 4, 329-370.

210. Racine R.J. Modification of seizure activity by electrical stimulation. I. After-discharge threshold. Clin. Neurophysiol., 1972, 32, 269-279.

211. Raisman G. Neural connections of the hypothalamus. Br Med Bull., 1966, 22(3), 197-201.

212. Raisman G. The connections of the septum. Brain, 1966, 89, 317348.

213. Rapisarda C., Bacchelli B. The brain of the guinea pig in stereotaxic coordinates. Arch Sci.Biol, 1977, 61(1-4), 1-37.

214. Rhodes T.H., Vanoye C.G., Ohmori I., Ogiwara I., Yamakawa K., George Jr. A.L. Sodium channel dysfunction in intractable childhood epilepsy with generalized tonic-clonic seizures. J. Physiol., 2005., 569., 433-445.

215. Risold P.Y., Swanson L.W. Connections of the rat lateral septal complex. Brain Res. Rev., 1997,24(2-3), 115-195.

216. Robinson R.B., Siegelbaum S.A. Hyperpolarization-activated cation currents: from molecules to physiological function. An Rev Physiol., 2003, 65, 453-80.

217. Sanabria E.R., Su H., Yaari Y. Initiation of network bursts by Ca2+-dependent intrinsic bursting in the rat pilocarpine model of temporal lobe epilepsy. J Physiol., 2001, 532(1), 205-216.

218. Scatton B., Simon H., Le Moal M., Bischoff S. Origin of dopaminergic innervation of the rat hippocampal formation. Neurosci. Lett., 1980, 18, 125-131.

219. Schober W., Luth H.J., Seidel J. Zur projection der rostralen paphenkerne auf die magnozellularen kerngebiete des basalen vorderhirns ratte: eine studie mit meerrettich-peroxidase. J Hirnforsch, 1989, 30(6), 685-697.

220. Simon H., Le moal M., Calas A. Efferents and afferents of the ventral tegmental A10 region studied after local injection of 3H-leucine and horseradish peroxidase. - Brain Res., 1979, 178, 17-40.

221. Sloviter R.S., Dempster D.W. Epileptic brain damage is replicated qualitatively in the rat hippocampus by central injection of glutamate or aspartate but not by GABA or acetylcholine. Brain Res Bull., 1985,15(1), 39-60.

222. Smilly J.F., Subramanian M., Mesulam M.M. Monoaminergic-cholinergic interactions in the primate basal forebrain. Neuroscience, 1999, 93, 817-829.

223. Squire L.R. Memory and the hippocampus: a synthesis from finding with rats, monkeys and humans. Psychol. Rev., 1992, 99, 195-231.

224. Steriade M. Arousal: revisiting the reticular activation system. -Science, 1996, 225-226.

225. Stewart M., Fox S. Do septal neurons pace the hippocampal theta rhythm? Trends Neurosci., 1990, 13(5), 163-168.

226. Su H., Sochivko D., Becker A., Chen J., Jiang Y., Yaari Y., Beck Y. Upregulation of a T-type Ca2+ channel causes a long-lasting modification of Neuronal Firing Mode after Status Epilepticus. J. Neurosci., 2002, 22(9), 36453655.

227. Sugawara T., Tsurubuchi Y., Fujiwara T., Mazaki-Miyazaki E., Nagata K., Montal M., Inoue Y., Yamakawa K. Na vl.l channels with mutations of severe myoclonic epilepsy in infancy display attenuated currents. Epilepsy Research. 2003, 54, 201-207.

228. Swanson L.W. The anatomical organization of septo-hippocampal projection. The functions of the Septo-Hippocampal System. Ciba Foundations Symposium, 1978.

229. Swanson L.W., Cowan W.M. An autoradiographic study of the organization of the efferent connections of the hippocampal formation in the rat. -J. Compar. Neurol., 1977, 172, 49.

230. Swanson L.W., Cowan W.M. Autoradiographic studies of the development and connections of the septal area in the rat. Septal Nuclei. Plenum Press, 1976, 37.

231. Swanson L.W., Cowan W.M. The connections of the septal region in the rat. J. Compar. Neurol., 1979, 186, 621.

232. Swanson L.W., Hartman B.K. The central adrenergic system. An immunofluorescence study of the location of cell bodies and their efferent connections in the rat utilizing dopamine-beta-hydroxylase as a marker. J Comp Neurol., 1975, 163,467-505.

233. Takakusaki K., Shiroyama T., Yamamoto T., Kitai S. T. Cholinergic and noncholinergic tegmental pedunculopontine projection neurons in rats revealed by intracellular labelling. J. Comp. Neurol., 1996, 371, 345-361.

234. Teskey G.C., Racine R.J. Increased spontaneous unit discharge rates following electrical kindling in the rat. Brain Res., 1993, 624, 11-18.

235. Timofeeva O.A., Peterson G.M. Delayed development of spontaneous seizures and prolonged convulsive state in rats after massed stimulation of the anterior piriform cortex. Brain Res., 1997, 754, 227-238.

236. Timofeeva O.A., Peterson G.M. Dissociation of mossy fiber sprouting and electrically-induced seizure sensitivity: rapid kindling versus adaptation. -Epilepsy Res., 1999, 33(2-3), 99-155.

237. Tkatch T., Baranauskas G., Surmeier D.J. Basal forebrain neurons adjacent to the globus pallidus co-express GABAergic and cholinergic marker mRNAs. -Neuroreport., 1998, 9(9), 1935-1939.

238. Tombol T., Petsche H. The histological organization of the pacemaker for the hippocampal theta rhythm in the rabbit. Brain Res., 1969, 17(1), 617.

239. Toth K., Borhegyi Z., Freund T.F. Postsynaptic targets of GABAergic hippocampal neurons in the medial septum-diagonal band of broca complex. J Neurosci., 1993, 13, 3712-3724.

240. Toth K., Freund T.F. Calbindin D28k-containing nonpyramidal cells in the rat hippocampus: their immunoreactivity for GAB A and projection to the medial septum. Neuroscience, 1992, 49, 793-805.

241. Toth K., Freund T.F., Miles R. Disinhibition of rat hippocampalpyramidal cells by GABAergic afferents from the septum. J. Physiol. (Lond.), 1997, 500, 463-474.

242. Treiman D.M. GABAergic mechanisms in epilepsy. Epilepsia, 2001, 42(Suppl.3), 8-12.

243. Turski L., Cavalheiro E. A., Sieklucka-Dziuba M., Ikonomidou-Turski C., Czuczwar S., Turski W.A. Seizures produced by pilocarpine: neuropatological sequelae and activity of glutamate decarboxylase in the rat forebrain. Brain Res., 1986, 398, 37-48.

244. Tuunanen J., Pitkanen A. Do seizures cause neuronal damage in rat amygdala kindling? -Epilepsy Res., 2000, 39, 171-176.

245. Vinogradova O.S. Expression, control, and probable functional significance of the neuronal thete-rhythm. Progr. In Neurobiol., 1995, 45, 523583.

246. Vinogradova O.S. Hippocampus as comparator, role of the two input and two output systems of the hippocampus in selection and registration of information. Hippocampus, 2001, 11(5), 578-98.

247. Wainger B.J., DeGennaro M., Santoro B., Siegelbaum S.A., Tibbs G.R. Molecular mechanism of cAMP modulation of HCN pacemaker channels. -Nature, 2001,411, 805-810.

248. Walsh T.J, Stackman R.W., Emerich D.F., Taylor L.A. Intraseptalinjection of GAB A and benzodiazepine receptor ligands alters high-affinity cholinetransport in the hippocampus. Brain Res Bull., 1993, 31, 267-71126

249. Wang R.Y., Aghajanian G.K. Enhanced sensitivity of amygdaloid neurons to serotonin and norepinephrine after chronic antidepressant treatment. -Comm. Psychopharm., 1980, 4, 83-90.

250. Wang, H.S., Pan, Z., Shi, W., Brown, B.S., Wymore, R.S., Cohen, I.S., Dixon, J.E., McKinnon, D.,. KCNQ2 and KCNQ3 potassium channel subunits: molecular correlates of the M-channel. Science, 1998, 282, 1890-1893.

251. Wenzel W., Ott T., Matthies H. Post-training hippocampal rhythmic slow activity ("theta") elicited by septal stimulation improves memory consolidation in rats. Behav. Biol., 1977, 21, 32-40.

252. Werner L., Brauer K., Schober W., Winkelmann E. Characterisierung von neuronen im basalen vorderhirnkomplex der raffi: eine hisse und golgi-deimpragnation suitersachung. J Hirnforsch., 1990, 31(2), 159-174.

253. Wictorin K., Ficher W., Gage F., Williams L., Varon S., Bjorklund A. The medial septal and diagonal band projections to the hippocampus used as a model system for the study of retrograde cholinergic cell death. Neurosci., 1986, 26,518.

254. Wierenga C.J., Wadman W.J. Miniature inhibitory postsynaptic currents in CA1 pyramidal neurons after kindling epileptogenesis. J. Neurophysiol., 1999, 82(3), 1352-1362.

255. Winson J. Interspecies differences in the occurrence of theta. Behav Biol. 1972, 7(4), 479-487.

256. Wittner L., Eross L., Czirjak S., Halasz P., Freund T.F., Magloczky Z. Surviving CA1 pyramidal cells receive intact perisomatic inhibitory input in the human epileptic hippocampus. Brain, 2005, 128, 138-152.

257. Wood E.R., Dudchenko P.A., Eichenbaum H. The global record of memory in hippocampal neuronal activity. Nature, 1999, 397, 613-616.

258. Woolf N., Butcher L. Cholinergic system in the rat brain. III. Projections from the pontomesencephalic tegmentum to the thalamus, tectum, basal ganglia, and basal forebrain. Brain Res. Bull., 1986, 16(5), 603-637.

259. Woolf N., Harrison J., Buchwald J. Cholinergic neurons of the feline pontomesencephalon. II. Ascending anatomical projections. Brain Res., 1990, 520, 55-72.

260. Woolf N.J., Eckenstein F., Butcher L.L. Cholinergic systems in the rat brain: I. projections to the limbic telencephalon. Brain Res. Bull., 1984, 13(6), 751-784.

261. Wu M., Hajszan T., Leranth C., Alreja M. Nicotine recruits a local glutamateergic circuit to excite septohippocampal GABAergic neurons. Europ.J. Neurosci., 2003, 18, 1155-1168.

262. Wu M., Hajszan T., Xu C., Leranth C., Alreja M. Group I metabotropic glutamate receptor activation produces a direct excitation of identified septohippocampal cholinergic neurons. J. Neurophysiol., 2004, 10, 1152-1187.

263. Wu M., Shanabrough M., Leranth C., Alreja M. Cholinergic Excitation of Septohippocampal GAB A But Not Cholinergic Neurons: Implications for Learning and Memory. J Neurosci., 2000, 20, 3900-3908.

264. Wu M., Shanabrough M., Leranth C., Alreja M. Cholinergic excitation of septohippocampal GABA but not cholinergic neurons. J. Neurosci., 2000, 20, 3900-3908.

265. Zemankovics R., K'ali S., Paulsen O., Freund T.F., Hajos N. Differences in subthreshold resonance of hippocampal pyramidal cells and interneurons: the role of h-current and passive membrane characteristics. J. Physiol., 2010, 588, 2109-2132.

266. Глубоко признателен заведующей нашей лабораторией д.б.н. Кичигиной Валентине Федоровне за ценные рекомендации к работе, доброжелательное отношение и отзывчивость.

267. Также хочу поблагодарить сотрудников лаборатории Ивашкину Любовь Ивановну, Лебедеву Елену Владимировну, Аксенову Лидию Петровну и Каранова Александра Михайловича за теплое отношение и создание необходимых условий для научной работы.

Информация о работе

Мальков, Антон Евгеньевич
кандидата биологических наук
Пущино, 2011
ВАК 03.03.01

Диссертация

Нейронная активность медиальной септальной области в переживающих срезах мозга животных в экспериментальной модели височной эпилепсии - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы