Нервная система цестод и амфилинид

Бисерова, Наталья Михайловна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Нервная система цестод и амфилинид
ВАК РФ 03.00.08, Зоология

Автореферат диссертации по теме "Нервная система цестод и амфилинид"

направахрукописи

Бисерова Наталья Михайловна

Нервная система цестод и амфилинид

Специальность 03.00.08 - зоология

Автореферат диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук

Москва - 2004

Работа выполнена в Институте биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина РАН и на кафедре зоологии беспозвоночных Биологического факультета Московского государственного университета им. М.В. Ломоносова.

Научный консультант:

доктор биологическихнаук,

член - корреспондент РАН, профессор

В.В. Малахов

Официальные оппоненты:

доктор биологическихнаук, член -корреспондентРАН

А.А. Адрианов

доктор биологическихнаук, профессор

А.И. Голубев

доктор биологиче ских наук npoqbeccop

Ю.В. Мамкаев

Ведущая организация: С.-Петербургский государственный университет

Защита состоится " 17 " мая 2004 г. в 15 ч. 30 мин. на заседании диссертационного совета Д 501.001.20 в Московском государственном университете им. М.В. Ломоносова по адресу:

119992, ГСП, Москва, Ленинские горы, МГУ, Биологический факультет.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Биологического факультета МГУ.

Автореферат разослан" 16 " апреля 2004 г.

Ученый секретарь диссертационного совета кандидат биологических наук

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы

Актуальность исследования нервной системы паразитических плоских червей на современном этапе продиктована в первую очередь привнесением новых идей и методов в зоологические исследования, с помощью которых были получены кардинально новые данные, требующие сравнительного и эволюционного осмысления. Анатомо-гистологические исследования паразитических платод, проводимые в конце 19 и начале 20 веков дают подробную картину внутреннего строения многих групп червей, в том числе паразитических платод, на основании которой был сделан вывод о вторичной упрощенности нервной системы паразитов по сравнению со свободноживущими плоскими червями. Для объяснения разнообразия нервного аппарата плоских червей были предложены различные гипотезы его эволюционного развития (Reisinger, 1926; Беклемишев, 1937, 1944, 1964; Bullock, Horridge,1965; Иоффе, 1990, Котикова,1991 и др.). Большинство зоологов склонялось к мнению, что плоские черви явились исходными для высших типов животных, и дальнейшее становление нервного аппарата проходило на основе разнообразных планов строения нервной системы плоских червей. При этом предполагалось, что вся эволюция нервного аппарата паразитических платод связана только с его упрощением.

Современные нейробиологические исследования проводятся на модельных объектах и отличаются высочайшим методическим уровнем с привлечением разнообразных тонких морфологических и физиологических методик. Для паразитических платод большинство этих методов никогда не применялись. Поэтому, особую актуальность приобретает применение ультраструктурных, иммуноцитохимических и других методов, в особенности для понимания тонкой организации нервной системы наименее изученных групп паразитических плоских червей - цестод и амфилинид.

Систематическое положение и филогенетические связи амфилинид до сих пор остаются дискуссионными. Ряд авторов считает, что эта группа принадлежит к Cestodaria, подклассу внутри класса Cestoidea (Janicki, 1930; Fuhrman, 1930;). Общий план строения амфилинид сильно отличается от цестод, их систематический ранг неоднократно менялся (Wardle, McLeod, 1952; Joyeux, Baer, 1961) и позднее они были выделены в отдельный класс (Дубинина, 1982). На основании анатомического строения и жизненного цикла Дубинина считала амфилинид филогенетически близкими к моногенеям. По мнению других авторов амфилиниды - неотеническая группа (РосЬю, 1925а; Яницкий, 1928; Janicki, 1930, Davydov, Kuperman, 1993) и половозрелые амфилины соответствуют плероцеркоидам цестод. Более поздние исследования сравнительной морфологии (Hoberg et al., 1997) и молекулярной филогении (Litvaitis, Rohde, 1999) дают основание считать гирокотилид и амфилинид монофилитической группой, отдельной от таксона Е lni)ii If i minim1 '^'¿дц j'111 e ультраструктурной организации нервной ¿иб^мЙ^УЛ^^фф^ид Jo сих пор

I J

I 09 »•

отсутствовали, а сведения о нейрохимической организации касались только содержания и распределения серотонина.

Сведения о нервной системе цестод касаются анатомического плана строения, сенсорного аппарата и наличия нейроактивных субстанций у некоторых изученных в этом отношении представителей, в основном высших цестод. Ультраструктурная организация нервной системы цестод, как в целом, так и в отдельных деталях, касающихся организации ганглиев, строения нейронов и нейропилей, типов синапсов и иннервации эффекторов, оставалась не изученной ни на одном представителе. В то же время, в связи с огромным морфологическим разнообразием цестод, возникает необходимость сформулировать общие принципы морфологической и функциональной организации их нервной системы и сравнить ее с нервным аппаратом других плоских червей.

Одной из важнейших составляющих нервной системы является глия, выполняющая важнейшие функции поддержания целостности нервного аппарата как единой функционирующей системы. До сих пор отсутствовали какие-либо исследования по выявлению глиапьных элементов и характеру глионевральных отношений как у цестод и амфилинид, так и у остальных паразитических платод. Существующие отдельные сведения о наличие сопутствующих клеток в ЦНС платод не дали ответа на вопрос о наличие глии у плоских червей.

Сложный цикл развития со сменой нескольких хозяев ставит особые требования к функционированию нервной системы как управляющему механизму в выборе места локализации и успешному осуществлению жизненно важных функций. Известно, что большинство нейронов выделяют специальные субстанции для связи внутри нервной системы. Если ранее сигнальные молекулы рассматривались только в качестве средств связи между нейронами, то сегодня известно, что действие нейроактивных субстанций распространяется не только на короткое или долговременное изменение возбудимости клетки, но и на клеточный метаболизм, репродуктивное развитие, и генную экспрессию ^^п, Gustafsson.1996) Вероятно, именно эти функции имеют кардинальное значение при смене хозяев и переходе от одной стадии развития паразита к другой. Однако сведений об онтогенетическом развитии нервной системы цестод явно недостаточно, они ограничены в 'основном исследованием холинэстеразной активности у личинок псевдофиллидных цестод (Котикова, Куперман, 1978) и некоторыми данными по строению нервной системы личинок циклофиллид. Остается непонятным, как проходят начальные этапы морфологического становления нервной системы у ранних личинок цестод, особенно процеркоидов, в какой последовательности происходит становление нейрохимической организации. Эти проблемы актуальны для понимания процесса эволюции нервной системы как плоских червей, так и для сравнительно-анатомической картины эволюции нервной системы беспозвоночных животных в целом. Цели и задачи исследования

Цель настоящей работы - представить детализированную картину строения и выявить основные принципы морфофункциональной организации нервной системы цестод и амфилинид.

В задачи работы входило:

1. Изучить ультраструктурную организацию и нейронный состав ганглиев, стволов и комиссур представителей 5 отрядов низших цестод и представителя амфилинид.

2. Исследовать иннервацию органов прикрепления цестод, железистого и мышечного аппарата и установить, каким образом происходит взаимодействие нервной системы цестод и амфилинид с эффекторами.

3. Исследовать тонкую организацию и разнообразие сенсорных органов цестод и амфилинид.

4. Изучить распределение основных нейроактивных субстанций в центральной и периферической нервной системе; исследовать их внутриклеточную локализацию и участие в синаптической передаче.

5. Изучить характер нейро-глиальных отношений, представить доказательства существования глии у цестод и амфилинид.

6. Изучить развитие нервной системы цестод на всех стадиях жизненного цикла на примере представителя псевдофиллид; выявить пути интеграции нервных элементов в систему.

Научная новизна

Работа представляет собой первое монографическое исследование нервной системы амфилинид и цестод на всех уровнях организации, включая анатомию, нейронный состав, сенсорный аппарат, синаптический аппарат, иннервацию мышечного и железистого аппарата и нейрохимическую организацию. Для нервной системы цестод впервые обосновывается принцип прогрессивного развития отдельных компонентов нервной системы в связи с формированием активно функционирующих прикрепительных органов на сколексе. Впервые обосновано положение о том, что нервная система амфилинид представляет собой отдельное направление в эволюции нервного аппарата плоских червей

Впервые доказано, что нервная система амфилинид и некоторых цестод имеет глиальные оболочки, представленные специализированными глиальными клетками иммунореактивными к маркеру глии белку S100b

Впервые установлено, что иннервация фронтальных и тегументальных желез цестод осуществляется ганглионарными нейронами и сенсорными периферическими нейронами.

Впервые изучены тонкие детали иннервации мышечного аппарата, показано участие центральных и периферических нейронов в образовании нейромышечных контактов, иммуноцитохимически доказано участие у-аминомасляной кислоты (ГАМК), пептидов группы RF и серотонина (5-НТ) в иннервации мышц. Впервые исследованы процессы структурных и нейрохимических преобразований на начальных этапах формирования нервной системы цестод и показаны их отличия от амфилинид. Основные положения, выносимые на защиту

1). Для паразитических плоских червей характерен единый план строения ЦНС, включающий парные церебральные ганглии, соединенные центральной

комиссурой, и пару главных нервных стволов, выходящих из центральных нейропилей церебральных ганглиев и доходящих до заднего конца тела. Несмотря на наличие общего плана строения, нервные системы цестод и амфилинид представляют собой два отдельных направления эволюции нервного аппарата. В нервной системе цестод, параллельно с развитием активно функционирующих прикрепительных органов сколекса, происходит процесс прогрессивного развития церебральных ганглиев и дифференциации отделов ЦНС.

2). Тонкая организация нервной системы цестод и амфилинид имеет черты, характерные для высоко организованных систем:

- компоненты центральной нервной системы цестод и амфилинид имеют специализированные оболочки, в состав которых входят как глиальные, так и другие клеточные и неклеточные элементы;

- эффекторы (железы и мышцы) цестод и амфилинид имеют прямую иннервацию центральными и периферическими нейронами;

- имеют место специализированные синаптические контакты (асимметричный, специализированный пластинчатый, долевой, электрический и смешанный). Одновременно с этим, обосновывается положение о влиянии паразитизма на организацию сенсорного аппарата, которое проявляется в перераспределении сенсорных органов на поверхности тела и формировании чувствительных окончаний, сочетающих экзокринную функцию с сенсорной.

3). Нейрохимическая организация нервной системы цестод и амфилинид представлена широким спектром нейроактивных субстанций, в том числе у-аминомасляной кислотой (ГАМК); имеет место одновременная иннервация эффекторов системами различной эргичности, тогда как одновременная локализация нейроактивных веществ внутри нервных элементов не обнаружена.

4) Обосновывается положение о поэтапном развитии нервной системы цестод от стадии к стадии; отсутствии интегрированной системы на первой свободноживущей стадии корацидия, перенесении основных процессов дифференцировки и интеграции нервной системы на паразитическую стадию процеркоида, преимущественное формирование периферической нервной системы и наращивание объема ЦНС на стадии плероцеркоида, у взрослых цестод пополнение и рост главных стволов, формирование элементов, иннервирующих половые органы продолжается за счет недифференцированных клеток из состава популяции стволовых клеток шейки.

Теоретическая и практическая значимость

зоологии и частной паразитологии. Методическая часть содержит оригинальные методики и прописи, которые могут быть использованы при изучении ультраструктурной и нейрохимической организации нервной ткани многих паразитических и свободноживущих животных, а также включены в рецептурно-методические пособия и справочники по иммуноцитохимии, включая ультраструктурные методы иммуноцитохимических исследований. Выявление гамма-аминомасляной кислоты в нервной системе цестод и амфилинид, ее участие в иннервации крупных мышечных волокон тела и прикрепительного аппарата свидетельствует' о возможности создания новых и использования уже известных антигельминтных препаратов на ее основе. Апробация работы

Результаты исследований были доложены на Всесоюзных и международных конференциях "Простые нервные системы" в 1988, 1991,1997, 2000 гг.; 2-ом съезде паразитологов, С.-Петербург, 1997; на семинаре "Морфология и эволюция" кафедры зоологии беспозвоночных биологического факультета МГУ, Москва, 1999; 4 международной конференции по функциональной нейроморфологии, С.-Петербург, 2002; International conference "The ecophysiology of the life cycles of fish and their parasites", Konnevesi, Finland, 1992; 18m Congress of Polish Parasitological Society, Olsztyn, Poland, 1998; 9th Symposium on Invertebrate Neurobiology, Tihany, Hungary, 1999; European Forum of Neuroscience, Brighten, UK, 2000; Central European Conference of Neurobiology, Krakow, Poland, 2001. Публикации

По теме диссертации опубликовано 40 научных работ, из них 17 на английском языке.

Структура и объем работы Основной текст диссертации изложен на 2Л2-страницах, состоит из 6 глав, выводов, списка литературы и приложения с иллюстрациями. Список литературы содержит названия, из них й V/ на иностранных языках. Приложение содержит 1 ^»иллюстраций (электроннограмм рисунков и схем).

Глава 2. Материалы и методы

Материалом для исследования послужили представители 5 отрядов низших цестод и представитель амфилинид, обитающий на территории России (таб.1). Систематическое положение исследованных червей Тип Plathelminthes Класс Cestoda

Отряд Pseudophyllidea

Triaenophoms nodulosus (Pallas, 1781) Ligula intestinalis (L, 1758) Отряд Caryophyllidea

Caryophyllaeus laticeps (Pallas. 1781) Отряд Diphyllidea

Echinobothrium typus (Beneden1849)

ОтрядTrypanorhyncha

Grillotia erinaceus Poche, 1926 Nybelinia surmenicola Okada, 1929 Отряд Tetraphyllidea

Acanthobothrium dujardini Класс Amphilinida Dubinina,1974

Отряд Amphilinidea Poche, 1922 Amphilina foliacea Rud.,1819 Сбор материала. Половозрелых A. foliacea извлекали из полости тела каспийских осетров в районе г. Волгограда; из стерляди Верхне-Окской популяции; молодых червей размером от 4мм до 30мм из печени сеголеток стерляди вблизи г. Астрахани, на базе Каспийского научно-исследовательского института рыбного хозяйства. Половозрелые особи Т. nodulosus были извлечены из кишечника щук, плероцеркоиды - из печени окуня, пойманных в низовьях р.Сутки и Рыбинском водохранилище; процеркоидов и корацидиев получали в лабораторных условиях. Плероцеркоидов L intestinalis извлекали из полости тела леща и густеры, половозрелых С. laticeps - из кишечника лещей, пойманных в низовьях р.Сутки и Рыбинском водохранилище. Е. typus , G. erinaceus, A. dujardini выделяли из спирального клапана морской лисицы, Черное море, в районе г. Севастополя, на базе Института биологии южных морей. Плероцеркоиды G. erinaceus были выделены из желчных пузырей бычка-кругляка и морского ерша, выловленных в прибрежных водах Черного моря. Плероцеркоидов N. surmenicola извлекали из стенки желудка морского окуня, отловленных в прибрежных водах Японского моря, на базе рыбозавода п. Южно-Морской, севернее г. Находки. Методы культивирования стадий развития модельного вида Г. nodulosus. Половозрелых особей культивировали в питательном растворе Хенкса, при температуре 4°С, в темноте, при длительном (20-25 дней) содержании в раствор добавляли глюкозу. Для получения яиц червей переносили в природную воду. Плероцеркоидов, инкапсулированных в печени окуня, содержали в растворе Хенкса при температуре 4°С, в темноте до 14 дней, после извлечения из капсул -7-10 дней в тех же условиях. Ранние личинки, корацидии и процеркоиды, выращивали в лабораторных условиях по методу, описанному Б.И. Куперманом (1973). Для их изучения в аквариумах содержали культуру неинфицированных первых промежуточных хозяев - копепод Cyclops strenuu, которых использовали для выращивания личинок. Процеркоидов разного возраста извлекали из полости тела циклопов и фиксировали для электронной микроскопии и иммуноцитохимии. Методы гистохимических и иммуноцитохимических исследований нервной ткани.

Гистология и гистохимия: общую морфологию нервной системы изучали на тотальных препаратах; на серийных полутонких срезах (1-2 мкм), окрашенных 1% метиленовым синим; а также на замороженных срезах (15-20 мкм), окрашенных иммуноцитохимческими красителями и фаллоидином.

Гистохимическое выявление биогенных аминов проводили методом конденсации с глиоксиловой кислотой (De la Torre, Surgeon,1976) для выявления серотонина.

Иммуногистохимия. Для выявления и изучения распределения нейроактивных субстанций использовали методы иммуноцитохимического окрашивания тканей (Coons et al., 1955) с применением новейших методик (Gustafsson, 1991) и специально разработанных оригинальных прописей для паразитических плоских червей. Животных разрезали на части в физиологическом растворе, фиксировали в Stefanini или 2% - 4% параформе, на 0.1 М PBS, ph-7,4 и помещали в 10% раствор сахарозы на том же буфере. Реакции проводили на тотальных препаратах и на срезах. Срезы (12-15 мкм) получали на криостате, помещая кусочек в криопротекторную среду "tessiu-tek", размещали на стеклах и после высушивания проводили иммуноцитохимические реакции. Препараты просматривали на люминесцентных микроскопах Leitz Orthoplan и Axioscop с блоком фильтров, и фотографировали (Olympus PM 10ADS). Было исследовано наличие и распределение следующих нейроактивных субстанций: серотонина (5-НТ), нейропептидов группы RF (FMRFamide, RFamide, GYlRFamide), y-аминомасляной кислоты (ГАМК); проведено выявление белка S100b, специфического маркера глиальных клеток позвоночных.

Иммуноцитохимия. Для внутриклеточного выявления нейроактивных субстанций реакции проводили на ультратонких срезах с применением в качестве вторичных антител коллоидного золота 10-15нм. Ткань фиксировали в смеси 2% параформа и 2% глутарового альдегида на 0.1М какодилатном буфере (ph7,2-7,4) и 0,1 М сахарозе; затем в 1% растворе OsO4 на 0,1 М фосфатном буфере (рп7,4); дегидрататировали в спиртах, пропитывали смолой LRWhite и полимеризовали при 60°С без доступа воздуха. Ультратонкие срезы получали на ультрамикротоме LKB-NOVA, монтировали на золотые или никелевые бленды с пленочными подложками и высушивали. Инкубацию проводили на каплях во влажной камере, 4°С, в шейкере. Для разведения первичных антител использовали 0.1М TRIS-буфер (TBS), рН 7.0-7.2; для вторичных антител - 0.1М TRIS-буфер, рН 8.2-8.5. Подавление неспецифических реакций проводили с помощью 1-5% раствора нормализованной козьей сыворотки, контроль осуществляли по той же схеме без использования первичных антител. После инкубации срезы контрастировали и просматривали на электронных микроскопах JEOL JEM -100С; Philips 208. Методы ультраструктурных исследований нервной ткани. Для исследования ультраструктурной организации нервной системы червей применяли классические методы трансмиссионной электронной микроскопии (Уикли.1975). Для изучения ультраструктуры и расположения сенсорных органов на поверхности тела применяли методы сканирующей электронной микроскопии (Ровенский, 1979). Объекты просматривали на сканирующем электронном микроскопе JSM-25S, контрастированные срезы на трансмиссионных электронных микроскопах JEOL JEM -100С; HITACHI; Philips 208 (таб.1).

Таблица 1. Список изученных видов, стадий развития паразитов и методов исследования

Название вида Стадии развитие паразита Место обитания в хозяине Хозяин Методы исследования

A. foliáceo Молодые особи из печени Печень Acipenser ruthenus Acipenser gueldenstaedti Acipenser ruthenus Флуоресцентная и световая микроскопия, иммуноцитохимия, сканирующая и трансмиссионная электронная микроскопия

Половозрелый Полость тела

Т. nodulosus Корацидий Свободноплавающий - Сканирующая и трансмиссионная электронная микроскопия, флуоресцентная и световая микроскопия, конфокальная сканирующая микроскопия, иммуноцитохимия

Нроцеркоид Полость тела Cyclops strenuus, C. kolensis, C. cyclops

Плероцеркоид • Печень Perca fluviatilis

Половозрелый Кишечник Esox lucius

С. laeticeps Половозрелый Кишечник Abramis brama Флуоресцентная и световая микроскопия, конфокальная сканирующая микроскопия, иммуноцитохимия

L. intestinalis Плероцеркоид Полость тела Abramis brama Флуоресцентная и световая микроскопия, иммуноцитохимия

G. erinaceus Плероцеркоид Желчный пузырь Neogobius melanosto-mus; Scorpena scrofa Сканирующая и трансмиссионная электронная микроскопия

Половозрелый Спиральный клапан Raja clavata

N. surmenieoia Плероцеркоид Стенка желудка Pleurogrammus azonus н

E. typus Половозрелый Спиральный клапан кишечника Raja clavata и

A. dujardini Половозрелый Спиральный клапан Raja clavata «

Глава 3. Организация нервной системы амфилинид на примере Amphilina foliacea

История изучения нервной системы амфилинид. Класс Amphilinida состоит из ограниченного числа морфологически сходных видов (Дубинина, 1982), поэтому А. foliacea является типичным представителем группы. Червь имеет уплощенное листовидное тело с отчетливо выраженной брюшной и спинной поверхностью.

По данным Дубининой (1982) нервная система амфилинид представлена двумя продольными тяжами, по ходу которых равномерно располагаются ганглиозные утолщения. Считается, что на переднем конце тела ганглиозные утолщения соединяются кольцевой комиссурой, окружающей хоботок (Яницкий, 1928; Janicki, 1930; Conn, 1904; Poche, 1922; 1925b). На заднем конце тела амфилинид имеется задняя комиссура, которая окружает каудальную полость и мужской половой аппарат. По некоторым данным (Conn, 1904), у A. foliacea эта комиссура развита значительно сильнее, чем передняя, в ней богаче представлены ганглиозные клетки, на основании чего были даже первоначально перепутаны передний и задний концы червя. По ходу стволов от ганглиев дорсально и вентрально к середине и краям тела отходят тонкие нервы, связанные с грубым нервным плексусом (Яницкий,1908; Котикова, 1971).

Жизненный цикл амфилинид впервые был изучен Яницким (1928), развитие личинок описано на световом уровне (Rasin, 1931; Дубинина, 1974). У зрелой подвижной ликофоры внутри яйца отмечен поперечный нервный тяж, расположенный ближе к переднему концу среди железистых клеток (Дубинина, 1982). В первом промежуточном хозяине нервные стволы становятся различимы после формирования выделительной системы, на 20-й день, у 40-дневной личинки на переднем конце у основания хоботка имеется кольцевая комиссура с боковыми утолщениями, от которых вперед отходят нервные веточки, а назад 2 четко очерченных нервных ствола. В стволах насчитывается до 50 утолщений. Сзади стволы объединяются кольцевой комиссурой вокруг полости крючьев и семяизвергательного канала (Дубинина, 1982). Сенсорный аппарат изучен на стадии ликофоры у Austramphilina elongata (Rohde, Garlick, 1985a,b,c; Rohde, et al., 1986; Rohde, Watson, 1990), отмечены ресничные и безресничные рецепторы. Общая морфология нервной системы. В отличие от предыдущих исследователей, на переднем конце тела нами обнаружены 2 крупных церебральных ганглия (ЦГ), различных по форме и залегающих на разной глубине (рис. 1,2). У молодых неполовозрелых животных отверстие матки на поперечных срезах расположено вентрально, строго под хоботком, и ЦГ соединены церебральной комиссурой (ЦК), занимающей медианное горизонтальное положение. Асимметрия выражена очень слабо и состоит в разном количестве нейронов в каждом ганглии на уровне одного среза. Первоначально большее число нейронов обнаруживается в правом ганглии, затем в левом. От ЦГ дорсально вокруг хоботка и вентрально вокруг матки проходят тонкие нервы: дорсальные и вентральные корешки ЦГ. У половозрелых червей ЦГ расположены асимметрично - правый значительно выше левого, ЦК

Рис.1. Схема строения нервной системы А. КэЬасеа (по результатам иммуноцитохимических исследований), вид с вентральной стороны. Рис.2. Схема расположения церебральных ганглиев на поперечном срезе у ювенильных (а) и половозрелых особей (б, в); а) церебральные ганглии и церебральные комиссуры расположены симметрично между хоботком и маткой, лежащими друг под другом; 6-в) правый (б) и левый (в) ЦГ с выходящими дорзапьными и вентральными нервами, латеральными корешками субтегументального плексуса и участками церебральной комиссуры. Рис.3. Пептидергический нейрон на поверхности продольного мышечного волокна. Рис. 4. Серотонинергические нейроны поперечных комиссур формируют множественные окончания на крупных миофибриллах. Рис 5. Соотношение пептидергических (черный) и серотонинергических (пунктир) элементов в Г71С на заднем конце тела

занимает диагональное положение. Из ЦГ к хоботку выходят передние нервы, к заднему концу - главные стволы, которые довольно быстро занимают латеральное положение (ГЛС) и проходят вдоль всего тела. ГЛС на всем протяжении тела соединены тонкими поперечными комиссурами, в этих участках имеются ганглионарные утолщения. Из каждого утолщения дорсально и вентрально выходят корешки, дающие тонкие кольцевые комиссуры. Ближе к заднему концу тела ганглионарные утолщения (ГУ) встречаются намного чаще, увеличивается и число поперечных комиссур. Последняя комиссура, объединяющая ГЛС на заднем конце тела, каудальная, значительно более развита, чем таковые в центральной части тела. Справа и слева от каудальной полости ганглионарные утолщения сильно развиты и образуют каудальные ганглии, из которых выходят радиальные нервы к краю тела (рис.1). Ультраструктурная организация ЦНС Л. foliacea

Строение церебральных ганглиев (ЦГ). На поперечном срезе ганглии и комиссура выглядят компактно и четко отграничены от окружающих тканей (рис.7). В плоскости одного среза обычно располагается 3 нейрона в одном ганглии и 1 нейрон в другом, что указывает на их асимметричное положение. Большая часть объема ЦГ занята отростками. Нейроны в ЦГ расположены на периферии парами. Они дают аксоны в комиссуру и вдоль ствола. В ганглии такая пара лежит вентрально от центра, а с дорсальной стороны часто располагается одиночный три- или мультиполярный нейрон. В состав церебральных ганглиев входит несколько типов нервных клеток, различающихся по ультраструктурной организации. В церебральной комиссуре не обнаружено ядерных участков нейронов. Она состоит из светлых крупных аксонов, плотно прилегающих друг к другу, содержащих микротрубочки, цистерны гладкого эндоплазматического ретикулума, а также элементы поперечного ретикулума. На выходе комиссуры из ганглиев расположены нейропили, состоящие из многочисленных мелких отростков с плотными и светлыми везикулами. Ганглии и комиссура окружены многослойной глиальной оболочкой. Тела глиальных клеток расположены на поверхности ЦГ и ЦК. Внутри оболочки нейроны лежат на периферии, в центральной части аксоны образуют компактные группы - кластеры, включающие от 3 до 10 отростков.

Строение каудальных ганглиев (КГ). КГ, так же как и церебральные, окружены тонкой глиальной оболочкой. Пара нейронов (биполярный и мультиполярный) и пара глиальных клеток лежат на периферии, противоположно друг другу. Нейроны отделены тонкой оболочкой от наружной паренхимы и от групп аксонов в центре ганглия. Нейриты этих двух клеток отходят в перпендикулярных плоскостях и контактируют между собой. Каудальная комиссура, в отличие от церебральной, содержит мелкие светлые нейроны с маленькими ядрами и почти без органоидов в перикарионе, а также крупные отростки, содержащие огромное количество микротрубочек, нейросекреторных гранул с эксцентричной плотной сердцевиной, не обнаруженные в других участках ЦНС.

Типы нейронов. Ганглионарные нейроны отличаются правильной округлой или вытянутой формой и круглыми ядрами, светлой цитоплазмой, содержат мелкие митохондрии с плотным матриксом почти без крист и розетки гликогена. Все нервные клетки можно разделить по размеру на большие, средние и мелкие. Диаметр больших нейронов варьирует от 9 мкм до 16-24 мкм, средних 8-9 мкм и мелких 6,5-7 мкм. По составу органоидов и ультраструктурным особенностям выделены 4 типа нервных клеток: 1). Большие нейроны, или мультиполяры, имеют несколько отростков, обладают неправильной формой и образуют глубокие инвагинации наружной плазматической мембраны; цитоплазма светлая, содержит редкие плотные везикулы, структурирована в вокруг ядра; в лопастях и крупных отростках выглядит опустошенной. 2). Униполярные нейроны имеют правильную круглую форму перикариона без инвагинаций нейрилеммы, содержат многочисленные плотные везикулы и изредка прозрачные пузырьки. Расположены в дорзальной области в ЦГ, в субтегументе хоботка и каудальной полости, но не обнаружены в ГЛС. 3). "Серые" нейроны со светлыми везикулами; небольших размеров, с крупными овальными ядрами, окруженными очень тонким слоем структурированной цитоплазмы. Обнаружены на переднем конце тела в хоботковом нерве и на заднем конце тела вблизи каудальной полости. Возможно, эти нейроны связаны со свободными нервными окончаниями, содержащими такие же светлые везикулы, и обнаруженными в тегументе. 4). Нейросекреторные клетки, ядра которых не найдены, но крупные отростки всегда присутствуют на периферии ЦГ, содержат круглые плотные везикулы размером 85-140 нм.

Нейропиль и типы синаптическихконтактов. Центральная часть ганглиев занята отростками, которые образуют несколько дифференцированных нейропилей. Крупные аксоны в ЦГ сгруппированы в кластеры, расположены очень компактно и образуют светлую зону в центре ганглия. Между кластерами расположены мелкие отростки с синаптическими везикулами, формирующие многочисленные синаптические контакты - темные зоны. Это центральные нейропили, обычно их несколько, 2-3. На периферии ЦГ, в месте выхода церебральной комиссуры, имеются 2 краевых нейропиля, расположенных снаружи основных пучков нервных отростков, в поверхностном слое ганглия (рис.7). Нейриты в краевых нейропилях вплотную прилегают к отросткам глиальных клеток и образуют контакты с мышечными отростками. В каудальном ганглии также имеется два краевых, или двигательных нейропиля, и несколько (2-3) центральных. В ЦНС амфилинид выявлено 7 типов химических синапсов, из них б относятся к асимметричным, 7-ой тип - шипиковый - представлен как симметричным, так и асимметричным вариантами синапсов. Долевые синапсы/'вИагесТ, весьма распространены и представлены несколькими, в том числе поливалентными, модификациями. Кроме асимметричных химических, регулярно встречаются щелевые контакты (gab junction), плотные контакты (tight junction) и смежные мембраны (juxtaposition). Особую роль играют синаптические гломерулы, впервые обнаруженные нами у паразитических червей. Они расположены в светлых зонах ГЛС, окружены глиальной оболочкой и состоят из нескольких, от 2 до 10, светлых нейритов, плотно прилегающих друг к другу.

Нейриты обычно не содержат везикул, их мембраны параллельны и симметрично утолщены мелкодисперсным плотным материалом, что указывает на преимущественно электрическую передачу сигнала.

Организация главных латеральных стволов (ГЛС). ГЛС проходят вдоль всего тела и представлены плотными тяжами отростков. Клетки сконцентрированы в ганглионарных утолщениях на определенном расстоянии друг от друга. Снаружи ГЛС окружены многослойной глиальной оболочной, внутри которой нервные отростки организованы в синаптические гломерулы. В гломерулах каждый отросток образует синаптический контакт с соседним; они окружены общим слоем межклеточного вещества, содержащего тонкофибриллярный матрикс и несколькими слоями глиальной оболочки. Гломерула имеет форму правильного круга и содержит до 10 одинаковых по размеру отростков, расположенных по радиусам и связанных между собой контактами.

Глия. Клетки, образующие многослойные оболочки, окружающие ГЛС и пучки аксонов внутри него лежат парами снаружи, на границе ствола. Ядра круглые или овальные, с компактным ядрышком; цитоплазма бедна органоидами, содержит филаменты и фибриллы, розетки гликогена, липидные капли. В области перикариона клетка разделяется одновременно на множество отростков, проходящих вокруг ствола, заходящих внутрь, окружая группы аксонов и тела нейронов многослойной оболочкой. Отростки одинаковы в диаметре, не содержат везикул, не образуют синапсов, но иногда образуют щелевидные контакты между собой и с нейритами, плотно прилегая к их поверхности. Межклеточное пространство заполнено тонко-фибриллярными опорными элементами. Глиальные клетки имеются на всем протяжении ГЛС, в ЦГ, ЦК и каудальных ганглиях. Характерны отличия в ультраструктуре глиальных клеток в передней, задней и средней части ГЛС. Экспериментальное подтверждение принадлежности клеточных элементов к глии получено с помощью имуноцитохимического выявления специфического глиального белка S100b - типичного маркера глиальных клеток позвоночных животных. Иммунореактивность к S100b показана в наружном слое ГЛС и тонких отростках внутри ствола амфилины. Строение периферической нервной системы

Иннервация хоботка. В субтегументе хоботка имеются многочисленные нейроны и нервные отростки, образующие густое сплетение. В хоботковых нервах, проходящих снаружи стенок, встречены мелкие и средние униполяры, содержащие в нейроплазме два типа везикул, и небольшие нейроны, содержащие только светлые везикулы (35-40нм), а также крупные нейросекреторные отростки. Иннервация матки. В непосредственной близости от апикального участка просвета матки наблюдаются нейриты, содержащие электронноплотные везикулы и вступающие в контакт с мышечными элементами стенки матки. Иннервация каудальной полости. Субтегумент полости включает тела и отростки нервных клеток, которые лежат парами, имеют округлую форму, светлая цитоплазма содержит 2 типа везикул, отростки образуют синаптические контакты. Глиальная

Рис.6. Церебральный ганглий Т. по<1и1озиз

БН

Рис.7. Церебральный ганглий А. й>Насеа , поперечный срез

оболочка отсутствует. В основании (дно) каудальной полости имеется кольцевая комиссура. Она включает клетки, отростки с синаптическими везикулами и многочисленные мелкие терминали, содержащие везикулы с эксцентрично расположенным плотным центром. Среди нейритов часто встречаются группы мышечных отростков, образующих нейромышечные контакты. Выявление и распределение нейроактивных субстанций (рис. 1 -5) Выявление и распределение серотонина (5-НТ).В ЦНС элементы иммунореактивные (!Р) к серотонину имеются на всем протяжении ГЛС, в ЦГ, ЦК и поперечных комиссурах средней и задней части тела. В ЦГ серотониновые нейроны (3-5 мкм) и варикозы расположены плотно. Крупные биполярные нейроны (10-15мкм) лежат в поперечных комиссурах, в непосредственной близости с ганглионарными утолщениями;' отростки направлены в ГЛС и поперечную комиссуру. В состав каудальных ганглиев входят гигантские (10-18 мкм) серотониновые униполярные нейроны, посылающие свой отросток, длиной более 35мкм в радиальный нерв. В ПНС 5-НТ-!Р элементы образуют дополнительный латеральный ствол, дающий густую сеть в субтегументальную область боковой поверхности тела; кольцевые нервы, и сеть отростков, обращенных к тегументу; 2 хоботковых продольных нерва и субтегументальный плексус. Два крупных униполярных 5-НТ-!Р нейрона симметрично располагаются в основании хоботка, более мелкие нейроны в апикальной области и стенках, 5-НТ-!Р волокна присутствуют в ретракторе хоботка, иннервируют выводное отверстие матки и каудальную полость, в субтегументе которой расположены 4 крупных нейрона, а тегумент богато иннервирован 5-НТ-!Р отростками. Выявление и распределение GlYRF-amid. Иммунореактивные к ОГУРРатлСе элементы выявлены как в ЦНС, так' и в ПНС. Метод двойного иммуноцитохимического окрашивания доказал несовпадение клеточных тел и отростков иммунореактивных к ОГУРРатнСе с 5-НТ-!Р варикозами. Отростки и варикозы ОУ!РРат1Се-!Р тоньше и меньше по размеру, но расположены в ганглиях плотнее, чем 5-НТ-!Я. На заднем конце тела, особенно в каудальных ганглиях, пептидергические элементы развиты значительно сильнее, чем на переднем. Из каждого КГ выходит радиальный нерв, включающий многочисленные ОУ!РРат1С-!Р волокна и отдельные нейроны. В стенке хоботка имеется 7 пептидных нейронов и развитый плексус, несколько клеток лежат в стенке каудальной полости и в стенке семяизвергательного канала. По сравнению с 5-НТ-!Р, пептидные нейроны имеют более крупные ядра и обнаружены в большем количестве. Они чаще ассоциированы с мышцами стенок органов женской половой системы, особенно вагины. В субтегументальном плексусе отростки и клетки с ОУ1РРат1Се встречаются очень редко. Различие в иннервации мышц униполярными пептидными и 5-НТ-!Р нейронами состоит в том, что первые лежат на поверхности мышц, а вторые расположены в поперечных комиссурах и образуют множество 5-НТ -!Р окончаний на поверхности крупных фибрилл. Выявление и распределение у-аминомаспяной кислоты (ГАМК). В нервной системе A. foliacea впервые было показано наличие тормозного медиатора ГАМК в ЦНС и ПНС. Иммунореакция была обнаружена в ГЛС, ганглиях, поперечных

комиссурах на заднем конце тела. В ПНС элементы, иммунореактивные к ГАМК выявлены вблизи крупных мышечных волокон, в субтегументе, вблизи семяизвергательного канала и вагины.

Сенсорные органы А. 1оПасва. Сенсорный аппарат A. foliacea обладает значительным морфологическим разнообразием ресничных образований (рис.8). Ресничные рецепторы в сосредоточены на краевых поверхностях тела в виде латеральных полос, на переднем и заднем концах тела. Максимальная концентрация отмечена-на заднем конце тела, где их плотность достигает 20 шт. на 1 кв.мкм. В центре дорзальной и вентральной поверхности тела количество ресничек невелико. Выделены 4 группы сенсорных образований: уницилиарные, бицилпарные, мультицилпарные и ацилиарные. Всего выделено 13 типов рецепторов. Сенсиллы имеют зональное распределение на поверхности тела, определенные типы приурочены к определенным участкам. Мультиресничные органы приурочены к латеро-вентральной зоне задней половины тела. Рецепторы с четырьмя длинными ресничками преимущественно располагаются на брюшной поверхности. Чувствительные нейроны обнаружены в субтегументе хоботка и каудальной полости. Они обладают небольшими круглыми ядрами, содержат плотные гранулы в перикарионе и отростке, идущем к тегументу.

Заключение. Центральная нервная система амфилинид представлена парой церебральных ганглиев, имеющих асимметричное положение, церебральной комиссурой и парой главных стволов, выходящих из ЦП ГЛС замыкаются каудальной комиссурой, имеют ганглионарные утолщения и каудальные ганглии.

Нейроны сконцентрированы в ЦГ и в ганглионарных утолщениях ГЛС, а на заднем конце тела в каудальных ганглиях, в состав которых входят гигантские серотонинергические нейроны. Из каудальных ганглиев выходят радиальные нервы, в которых большая часть волокон иммунореактивна к нейропептидам (GlYRFamide). Церебральная комиссура не содержит нейронов, в отличие от каудальной, в которой обнаружено несколько нервных клеток. Недифференцированные элементы в ЦНС отсутствуют. Все элементы ЦНС окружены многослойными оболочками, из отростков специализированных глиальных клеток, иммунореактивных к S100b; их тела занимают наружное положение в ГЛС и ганглиях. Ганглии содержат несколько интегративных центров в виде центральных и краевых нейропилей, в составе которых обнаружены многочисленные синапсы различной структурной организации. Показаны классические химические и электрические синаптические контакты, а также смешанные синапсы, включающие участки химической и электрической передачи. Впервые для плоских червей описаны синаптические гломерулы. Краевые нейропили включают нейромышечные контакты и выполняют функцию двигательных центров. В ЦНС и ПНС выявлены серотонин, пептиды группы RF, у-аминомасляная кислота. Совместная локализация этих нейроактивных субстанций внутри нейронов или отростков не обнаружена. В то же время, показана совместная иннервация мышечных волокон системами различной нейрохимической специфичности. Сенсорные органы амфилинид представлены 13 типами рецепторов, среди них уницилиарные, бицилиарные, мультицилиарные и ацилиарные. Сенсиллы распределены на поверхности тела зонально, определенные типы приурочены к определенным участкам поверхности. Чувствительные нейроны обнаружены в субтегументе хоботка и каудальной полости. ЦНС амфилинид обладает признаками концентрации и метамерии, что находит свое отражение в расположении нейронов, ганглионарных утолщений и поперечных комиссур (рис. 12а).

Глава 4. Организация нервной системы взрослых цестод Организации нервной системы цестод отряда Pseudophyllidea История изучения. Анатомия нервной системы ленточных червей описана в ряде оригинальных и обзорных работ (Беклемишев, 1937; 1964; Bullock, Horridge.1965). Центральная нервная система (ЦНС) цестод, по данным старых авторов, состоит из парного мозгового узла, лежащего в сколексе и посылающего от себя назад несколько пар нервных стволов, соединенных перемычками в виде ортогона. Еще Фурман (Fuhrmann, 1931) отмечал, что у цестод два латеральных ствола развиты сильнее остальных, в отличие от представителей других классов Plathelminthes, у которых наиболее погруженными и развитыми являются вентральные стволы. По результатам гистохимических исследований (Котикова, 1979; 1991), у низших цестод отмечен продольный полимеризованный ортогон, включающий обычно 3 пары продольных стволов, соединенных кольцевыми комиссурами. С увеличением размеров стробилы число продольных стволов может достигать 60, например, у Pseudophyllidea (Котикова, Куперман, 1977, 1978). Авторы отмечают,

что одновременно с развитием половой системы в задней части стробилы все нервные стволы, кроме главных, утрачивают продольную ориентацию.

Общая морфология нервной системы ТпавпорЬогив подиОвив

В центральной части сколекса ГЛС расширены в виде ганглиев и соединены между собой центральной комиссурой. Общее число клеток в парном церебральном ганглии (ЦГ) и церебральной комиссуре (ЦК) сколекса около 80, причем в одном ганглии выявлено 30, а в другом 40 нейронов и 11 в комиссуре. Вперед от ганглиев отходят короткие нервы, распадающиеся на множество тонких волокон, иннервирующих мускулатуру крючьев и теменную пластинку. По 2 нерва отходят к ботриям (рис.6; 126), дорзальный и вентральный корешки, поэтому иннервация каждой ботрии осуществляется нервами, выходящими из обоих ганглиев - парные дорсальные и вентральных нервы. Отростки центральной области ганглиев продолжаются в парные главные стволы, которые проходят вдоль всего тела и связаны между собой нерегулярными поперечными комиссурами.

Ультраструктурная организация ЦНС

Церебральные ганглии (ЦГ) представлены плотными, без расширенных межклетников, скоплениями отростков и нейронов, ядерные участки которых расположены на периферии ганглия группами, по 3-4 клетки, в местах выхода дорсальных и вентральных корешков нервов и центральной комиссуры, посылая в них свои отростки. Отдельные нейроны расположены в центральной части ганглия. В каждом ганглии имеется по одному нейросекреторному нейрону. Церебральная комиссура (ЦК), в виде плотного извилистого тяжа проходит медианно. ЦК содержит нервные отростки и тела 11 нейронов. В составе ганглиев выявлены отростки мышечных клеток. Проникая в центральную область нейропиля, мышечный отросток формирует синаптические контакты только в апикальных участках, большая часть поверхности мышцы покрыта оболочкой из отростков "темных" клеток. 'Темные" клетки расположены вблизи ЦГ, их отростки окружают краевые нейроны, пучки нервных волокон, весь ганглий и комиссуру в целом, изолируя от других тканей и придавая ему вид компактного органа (рис.6). Типы нейронов. Входящие в состав ганглиев, комиссур и ГЛС клетки, неоднородны по ультратонкому строению; всего в ЦНС выделено 7 типов нейронов: 1) крупные мультиполярные, с изрезанной лопастной цитоплазмой, содержат плотные везикулы 30-40нм, встречаются преимущественно в ГЛС и ЦК; 2) мелкие униполярные, с малым объемом цитоплазмы и везикулами в зоне аксонного холмика, расположены в ГЛС; 3) "светлые", средние, с крупными ядрами и светлой цитоплазмой, содержат овальные плотные везикулы, 75x1 ООнм, расположены в ЦГ и ГЛС; 4) "интернейроны", мелкие, содержат светлые везикулы, несут многочисленные контакты на соме, расположены в нейропиле ЦГ; 5) нейросекреторные клетки, расположены в ЦГ, цитоплазма заполнена круглыми плотными везикулами 90-120нм; 6) биполярные нейроны в центральной проводящей части ГЛС; 7) нейросекреторные клетки в поперечных комиссурах, содержат плотные гранулы 100-160 нм с эксцентрично расположенным центром.

Нейропиль и типы контактов. Центральная часть ганглиев заполнена отростками, образующими синаптические контакты. В нейропилях Т. nodulosus обнаружено 9 типов контактов, среди них 6 типов асимметричных химических и смешанных синапсов, а также электрические, парафиновые и смежные. Ультраструктурная организация ГЛС. У половозрелых червей ГЛС проходят вдоль всего тела, располагаясь дистальнее главных выделительных сосудов. В переднем отделе стробилы ГЛС достигают значительного объема и составляют 10-20 мкм в диаметре. Центральная область ствола представлена крупными (1,5мкм) светлыми аксонами и мелкими темными нейритами с везикулами. Аксоны характеризуются большим количеством микротрубочек и поперечно расположенными цистернами гладкого ретикулюма. Наружная зона латерального ствола содержит тела нейронов: крупные мультиполярные нейроны (тип 1), светлые нейроны (тип 3); униполяры (тип 2) и биполярные нейроны (тип 6) не отмеченные в ЦГ сколекса. Биполяры располагаются в центральной проводящей части ствола, реже на периферии; отростки проходят вдоль ГЛС. Они отличаются тонким слоем светлой цитоплазмы и, в отличие от интернейронов в ЦГ, не образуют синапсов на соме. В состав ГЛС входят многочисленные нейросекреторные отростки. Тела нейросекреторных клеток (тип 7) расположены на значительном расстоянии от ГЛС, их отростки (обычно 2-3) входят в состав поперечных комиссур. Цитоплазма в области перикариона содержит плотные гранулы диаметром 100-160нм с эксцентрично расположенным центром, что отличает их от нейросекреторных нейронов 4-го типа в церебральных ганглиях сколекса. Они соответствуют RF-иммунореактивным нейронам, обнаруженным в поперечных комиссурах при иммуноцитохимическом исследовании ЦНС. Кроме того, в состав ГЛС входят недифференцированные и малодифференцированные клетки. Они имеют треугольную или овальную форму и очень плотную цитоплазму. В процессе развития молодые нейроны приобретают округлые формы, цитоплазма не имеет инвагинаций, круглое светлое ядро без ядрышка, с диффузно распределенным эухроматином. Отросток не выражен и временно нейроны являются анаксонными, располагаясь в периферическом слое ГЛС. Кроме нервных, ГЛС содержат отростки мышечных клеток, которые образуют сарконевральные контакты на апикальном участке (рис.Эж). Оболочки:ультраструктура клеточныхэлементов, сопутствующихЦНС. В состав ЦГ, ЦК и ГЛС входят отростки темных клеток, ядра которых часто встречаются на периферии ЦНС. Путем реконструкции доказано, что это клетки стенок выделительных сосудов, канальцы которых вплотную прилегают к ЦГ, ЦК и ГЛС. Их отростки образуют однослойную оболочку вокруг краевых нейронов и некоторых нейритов. Между собой отростки связаны щелевыми и плотными контактами. Межклеточное пространство содержит опорные фибриллы и образует рыхлую фибриллярную оболочку. Большое количество фибриллярного материала сопутствует мышечным отросткам, проникающим в ГЛС.

Периферические элементы нервной системы и взаимоотношения с другими органами и системами. Подробно изучена иннервация мускулатуры ботрий, крючьев , протоков половой системы и тела. Иннервация ботрий осуществляется

Рис. 9. Нейрохимическая организация ЦНС и иннервация мускулатуры Т. посМозив. А,Б - общий план расположения пептидергических элементов в сколексе (А) и в ГЛС (Б); В -схема распределения 5-ИТ-1Я (светлые) СУ1КЯ-1К (черные) нейронов в ГЛС; Г, Д - схема распределения вУШР-Ю (черные) и ГАМК-Н? (светлые) нейронов в центре сколекса (Г) и в шейке (Д); Е - схема ГАМКергического нейромышечного контакта; метка в овальных светлых везикулах и на складочках мембраны в активной зоне; Ж - расположение сарконевральных контактов в нейропиле ГЛС; 3 - типы нейромышечных контактов.

дорсальными и вентральными нервами, выходящими из ЦГ. В состав нервных стволиков ботрий входят отростки и нейроны 2-го и 3-го типа. На поверхности мышц обнаружены нейромышечные контакты, образованные 2-мя типами терминалей: 1) со светлыми везикулами и 2) плотными везикулами, 120-140 нм формирующими паракриновые контакты (рис.Эз). На поверхности крупных мышечных волокон лежат периферические нейросекреторные нейроны, цитоплазма содержит плотные везикулы диаметром 60-80нм. Иннервация мускулатуры крючьев и теменной области осуществляется передними нервами, выходящими из церебральных ганглиев, нейромышечные контакты образованы 2 типами терминалей с плотными везикулами 70-80нм и 120-160нм. Паренхимная и субтегументальная мускулатура стробилы иннервируется нейритами, выходящими из ГЛС. Они содержат плотные везикулы диаметром 90-145нм и образуют паракриновые контакты на сократимых и гликогенсодержащих участках мышечных клеток, известные в литературе как "поп synaptic contact". Мышечные слои протоков репродуктивной системы Г. nodulosus богато иннервированы пептидергическими и частично серотонинергическими компонентами. На поверхности мышечных слоев семяпровода и вагины, в сумке цирруса, вблизи желточных фолликулов, оотипа и около яичника встречаются терминали, содержащие плотные (90-120нм) и светлые (50-60нм) везикулы. Нейросекреторные клетки, синтезирующие такой тип секрета, наблюдаются в окружающей паренхиме и относятся к ПНС.

Типы нейромышечных соединений. По ультраструктурным характеристикам выделено 4 типа нейромышечных контактов, в том числе 2 типа, содержащих в пресинапсе только светлые круглые (16 на рис.9з) или овальные (1а на рис.Эз) везикулы. Нейромышечные контакты выявлены в нейропилях церебральных ганглиев и латеральных стволов, а также в теле на поверхности мышечных волокон. На каждом мышечном волокне имеется два типа нервных окончаний: 1) со светлыми мелкими везикулами и 2) плотными нейросекреторными везикулами. Эти нервные окончания принадлежат к системам различной эргичности и выделяют различные нейроактивные субстанции. В целом, иннервация мышечного аппарата осуществляется центральными нейронами из состава ЦГ и ГЛС и периферическими нейронами. Центральная иннервация представлена сарконевральными и прямыми нейромышечными соединениями. Выявление и распределение нейроактивных субстанций. Подробно изучено распределение серотонина и нейропептидов группы RF (FMRFamide, GYlRFamide, RFamide) в центральной и периферической нервной системы Т. nodulosus у половозрелых особей и в онтогенезе, на стадии процеркоида и плероцеркоида. Впервые выявлена ГАМК в элементах нервной системы сколекса и переднего отдела стробилы половозрелых особей. Серотонин обнаружен во всех отделах ЦНС; в ПНС - в малых стволах, кольцевых комиссурах, в субтегументальном плексусе; в некоторых отделах репродуктивной системы и прикрепительных органах (Biserova et al.,1996). Нейропептиды группы RF (RFamide, FMRFamide, GYlRFamide) выявлены в отделах ЦНС и ПНС. Тела RFamide-IR нейронов обнаружены в ЦГ и передних нервах, в ГЛС; крупные перикарионы лежат в центре

поперечных комиссур стробилы. В ПНС пептидергические волокна иннервируют стенки вагины, мешка цирруса и эякуляторного канала. Электронномикроскопические исследования T.nodulosus показали ЯРат^е-!Я в синапсах и терминалях, содержащих плотные везикулы 50-80нм или 100-180 нм, расположенных на поверхности миофибрилл в области мускулатуры крючьев. ГАМК-ИР клетки обнаружены в сколексе и шейке, тонкие отростки проходят между мышечными волокнами прикрепительных органов и крупными продольными мышцами. Ультраструктурные исследования выявили ГАМК-1Я синаптические окончания на поверхности крупных продольных мышц, содержавшие метку в светлых овальных везикулах 20-30 нм (рис.9а-е). Сенсорные органы ТпаепорЬогив подиОвив сконцентрированы преимущественно в теменной области и на ботриях и представлены как ресничными, так и безресничными окончаниями. В теменной области ресничные рецепторы расположены вблизи протоков фронтальных желез, одновременно с безресничными окончаниями под тегументом. На ботриях ресничные рецепторы приподняты над поверхностью микротрихий, располагаясь на специальных бугорках тегумента. У взрослых червей обнаружено 6 типов рецепторов. Ресничные рецепторы представлены погруженными хемосенсорными образованиями и механорецепторами. 2 типа безресничных рецепторов снабжены корешком, расположены под тегументом и выполняют, вероятно, механо-тактильную функцию, 3-й тип безресничных свободных нервных окончаний лишен корешка и связан с поверхностью узким каналом (рис.10,11). Заключение. ЦНС Т. nodulosus представлена парой церебральных ганглиев, соединенных поперечной центральной комиссурой, и парой главных латеральных стволов, берущих свое начало из центральных нейропилей церебральных ганглиев. Выявлено 7 типов нейронов, а также недифференцированные и малодифференцированные клетки. Показаны отличия в составе нейронов церебральных ганглиев и главных стволов: в ГЛС отсутствуют интернейроны, имеющие многочисленные синапсы на соме; в ЦГ не обнаружены недифференцированные клетки. Нейросекреторные клетки ЦГ и ГЛС различаются по ультраструктуре и размеру гранул. Рост ГЛС происходит за счет постоянного пополнения недифференцированными клетками. ЦГ и ГЛС окружены специализированной оболочкой, которая образована отростками клеток экскреторных каналов и экстрацеллюлярным матриксом и выполняет функции сходные с глиальной оболочкой: трофические, обменные, изолирующие от других клеточных слоев и в то же время объединяющие отдельные нервные элементы внутри системы. В нейропилях описаны 9 типов контактов: 6 типов химических синапсов, электрические, смежные и паракриновые контакты. Контакты на мышечных волокнах образованы 4 типами нервных терминалей. Нейромышечные контакты в нейропилях ЦГ и ГЛС соответствуют сарко-невральному типу. Иммуноцитохимические исследования нейроактивных субстанций выявили серотонинергические, ГАМКергические, ЯР-, РМЯР-, 01УЯРат^е-ергические компоненты в центральной и периферической нервной системе. При этом, ко-локализация исследованных субстанций в одном нейроне не обнаружена. На

ультраструктурном уровне доказано участие у-аминомасляной кислоты в иннервации крупных продольных мышц тела, нейропептидов группы RF в иннервации мышц крючьев. Сенсорный аппарат представлен б типами рецепторов: 3 ресничных и 3 безресничных, большинство из них сконцентрировано на сколексе.

Степень концентрации нейронов в ЦНС Г. nodulosus незначительна и проявляется в групповом расположении тел нейронов при формировании отходящих корешков в ботрии и к мускулатуре крючьев (рис.126). Формирование отчетливых долей ганглиев не происходит, вероятно, в силу слабого развития прикрепительных органов - ботрий. Церебральная комиссура весьма протяженная и содержит тела нейронов. В ГЛС нейроны расположены равномерно, не образуя скоплений. В поперечных комиссурах нейросекреторные пептидергические клетки далеко отстоят от ГЛС.

Организация нервной системы цестод отряда Trypanorhyncha

В разделе приводятся анализ литературных данных по гистологии и оригинальные результаты изучения ультраструктуры нервной системы 2 видов трипаноринх. Трипаноринхи выделяются среди цестод мощно развитым высоко специализированным прикрепительным аппаратом, включающим 4 хоботка и сдвоенные дорзо-вентральные ботрии. Хоботки имеют влагалища и мощные мышечные бульбусы. В центре сколекса локализованы фронтальные железы, их протоки открываются в теменной области, секрет способствует проникновению хоботков в стенку кишечника (Давыдов, Бисерова, 19856).

Общая морфология нервной системы Ghllotia erinaceus. Общий план строения ЦНС сходен с другими представителями трипаноринх (Rees, 1988). Церебральные ганглии (ЦГ) располагаются в центральной части сколекса, медианнее хоботковых влагалищ. Ганглии имеют вытянутую двулопастную форму и лежат ниже желез проникновения. ЦГ. связанны широкой центральной комиссурой, содержащей крупные биполярные нейроны (рис.12г). По мнению Хальтона, 2 полукольцевые комиссуры соединяют дорсальные и вентральные доли (Halton et al.,1994), которые нам не удалось обнаружить. В центре ганглиев располагаются нейропили, окруженные телами нейронов. От каждой доли ганглия вперед, медианно, вдоль хоботковых влагалищ отходят хоботковые нервы, разветвляющиеся в теменной области. От ЦГ к латеральному краю ботрий отходит несколько нервов, образующих густую сеть у заднего края ботрий; к заднему концу тела медианно отходят 4 бульбарных нерва. Ультраструктурная организация ЦНС Grillotia erinaceus. Церебральные ганглиии состоят из дорсальной и вентральной долей вытянутой формы. В каждой доле в плоскости одного среза имеется по 5-6 нейронов и нейропиль с многочисленными синаптическими контактами; преобладают уни- и биполярные нервные клетки. Лопастные нейроны редко встречаются в ЦГ, они более характерны для ГЛС. В лопастях нейронов имеются диктиосомы Гольджи и концентрически закрученные цистерны гранулярной ЭПС. Нейроплазма лопастных нейронов образует глубокие инвагинации наружной плазматической

мембраны. Ганглионарные нейроны G. erinaceus существенно отличаются от нейронов псевдофиллид и амфилинид: содержат многочисленные митохондрии с хорошо развитыми кристами, большое количество нейротрубочек и мелкие плотные везикулы 70нм, поэтому выделить типы нейронов по размеру везикул не удается. Грубые опорные фибриллы прилегают непосредственно к нейрилемме, заполняют инвагинации и межклеточное пространство, создавая дополнительную опору. Расположение тел и отростков нейронов в ЦГ рыхлое и зависит от состояния хоботков. -Нейроны окружены отростками клеток сходных с фибробластами. Они содержат опорные фибриллы и связаны между собой плотными контактами, защищая и изолируя нейроны.

Хоботковые нервы включают нейроны и синаптические контакты между отростками, но в меньшем количестве, чем в нейропилях церебральных ганглиев. Хоботковые нервы окружены плотными отростками оболочковых клеток, на поверхности которых имеются толстые опорные фибриллы. В теменной области, вокруг оснований хоботков расположены многочисленные сенсорные окончания и апикальные участки протоков фронтальных желез. Чувствительные нейроны лежат в субтегументе парами, не образуют компактных скоплений, не имеют специализированных оболочек. Они содержат мелкие плотные везикулы 50x100 нм такой же формы, как и в дендритах и в луковицах ресничных рецепторов. Кроме того, встречаются нейросекреторные одиночные нейроны, образующие варикозы, с плотными круглыми везикулами 150нм, на поверхности мышечных клеток субтегумента. Чувствительные и нейросекреторные нейроны теменной области сколекса рассеяны в субтегументе и не формируют образований с признаками ганглиев: они не имеют оболочек и нейропиля. В стенке хоботка ювенильных и сформированных плероцеркоидов, как и у половозрелых червей не обнаружено свободных нервных окончаний и ресничных рецепторов. Отсутствуют нервные терминали на поверхности мышечных отростков и ретракторах внутри хоботка. Не обнаружено тел нейронов внутри хоботка и хоботковой полости. Таким образом, хоботковые нервы иннервируют мускулатуру, протоки фронтальных желез и многочисленные чувствительные органы вокруг апикальных участков хоботковых влагалищ. Иннервация собственно хоботков не выявлена. Хоботковые ганглии в теменной о'бласти, отмеченные некоторыми авторами (НаКоп е1 а1., 1994), отсутствуют.

Бульварные нервы. Из церебральных ганглиев к заднему концу тела, вдоль медианной поверхности хоботковых влагалищ и мускульных бульбусов проходят крупные бульбарные нервы. Нервы состоят из крупных аксонов и не содержат тел нейронов. Каждый из 4 бульбраных нервов содержит по 2 гигантских аксона достигающих в диаметре 12,5 мкм, по одному средних размеров, а более мелкие нейриты организованы в компактные доли. Нервы покрыты общей глиа-подобной оболочкой, окружающей гигантские аксоны и группы мелких отростков. Их ядра лежат симметрично на периферии нервов. Организация нейропиля бульварных нервов отличается высокой дифференциацией. Мелкие нейриты образуют синаптические контакты между собой и с мышечными отростками; имеются

Рис.10. Разнообразие рецепторов ТпосМовдо в онтогенезе

взрослый

Рис. 11. Разнообразие рецепторов цестод

синаптические гломерулы, которые в отличие от таковых амфилинид, состоят из 2 нейритов, образуя реципрокные синапсы.

Ультраструктура ГЛС во многом сходна с таковой Т. nodulosus, и в то же время имеются серьезные отличия. Из ЦГ выходят бульбарные нервы, которые в задней части сколекса смещаются на латеральную позицию и попарно объединяются в латеральные стволы. В задней части сколекса и шейке ГЛС представлены главным и сопутствующим тяжами, состоящими из светлых и темных отростков. Ствол окружен многослойной плотной оболочкой из специализированных клеток. На периферии располагаются тела лопастных нейронов, содержащих 2 типа везикул. В состав ГЛС входят крупные (гигантские) аксоны. Их мембрана образует глубокие инвагинации, с которыми ассоциированы митохондрии, цитоплазма содержит множество нейротрубочек. В верхней части сколекса вдоль парных выделительных сосудов проходят латеральные стволы небольшого диаметра, состоящие из отростков разной величины, тела нейронов не обнаружены. Связь этих латеральных стволов с ЦГ неизвестна. Стволы окружены тонкой оболочкой, отростки организованы в доли, встречаются синаптические гломерулы. Проходя в заднюю часть сколекса, они дают сопутствующие тяжи ГЛС, которые представляют собой доли, ассоциированные с ГЛС. В нейропилях ГЛС обнаружено 3 типа синаптических контактов, отличающихся наличием или отсутствием парамембранных утолщений и везикулами.

Сенсорные органы Grillotia eriпaceuв распределены на поверхности тела по зонам, что связано с морфофункциональной дифференциацией покровов. Вокруг основания хоботков и на краевой поверхности ботрий наблюдается максимальная концентрация рецепторов, эти участки образуют специализированные сенсорные поля. Рецепторы по структурным и размерным характеристикам подразделяются на 6 типов: 4 ресничных и два безресничных. Среди них имеются механорецепторы с длинными ресничками цилиндрической или конусовидной формы; хеморецепторы с погруженной короткой ресничкой; 4 сенсорных органа с шаровидно расширенной апикальной частью реснички неизвестной функции; механо-тактильные безресничные рецепторы под тегументальной пластинкой и безресничные нервные окончания, которые пронизывают толщу тегумента стробилы и контактируют с окружающей средой на дне небольшой ямки. Они выделяют на поверхность тегумента везикулы, наряду с некоторыми ресничными рецепторами. Тела чувствительных нейронов обнаружены в субтегументе. Ультраструктурная организация ЦНС плероцеркоида Nybeliпia вurmeпicola. В разделе рассмотрены анатомия и ультраструктурная организация ЦНС сколекса N. surmenicola, строение церебральных ганглиев, центральных стволов, и их клеточный состав; показаны отличия от организации ЦНС G.erinaceus. Парные ганглии, соединенные центральной комиссурой, у N. surmenicola объединены в единый церебральный ганглий, где центральная комиссура представлена центральной долей (рис.12д). Из центральной доли выходят стволы к заднему концу тела, объединенные в единый центральный ствол, который разделяется на заднем конце плероцеркоида, на уровне мускульных бульбусов. В состав центрального ствола входят по 5 очень крупных аксонов, их аксолемма образует

глубокие инвагинации, достигающие половины диаметра аксонов. Вероятно, за счет этих инвагинаций диаметр аксонов значительно меняется во время работы хоботкового аппарата. Ультраструктура нейронов отличается более развитым митохондриальным аппаратом и более активным ядерным синтезом. Выделены уни-,биполярные нейроны и мультиполярные обкладочные клетки, которые отвечают морфологическим критериям глии, но содержат в отростках везикулы. Заключение. Организация нервной системы трипанорих значительно отличается от псевдофиллид по степени дифференциации отделов. У трипаноринх имеются отделы ЦНС, не содержащие тел нейронов (бульбарные нервы, участки ГЛС); ЦГ сближены, представлены парными дорсальными и вентральными долями; ЦК значительно короче, иногда формирует центральный ганглий; все отделы ЦНС сколекса расположены в центральной паренхиме. Оболочки ЦНС образованы специализированными клеточными элементами, нейроглиальные отношения сложные; обнаружено 3 типа глиальных клеток. Уникальными признаками ультраструктурной организации являются: 1) наличие крупных опорных фибрилл на поверхности нейрилеммы, 2) комплекс митохондрий с инвагинированными складками в крупных аксонах; 3) наличие гигантских аксонов в составе бульбарных нервов, участвующих в иннервации мускульных бульбусов. В то же время основные типы нейронов сходны с псевдофиллидами, ганглионарные имеют округлую или вытянутую форму, лопастные (амебовидные) нейроны приурочены к ГЛС. Имеется прямая иннервация желез проникновения нейронами ЦГ и хоботковых нервов; специализированная иннервация мускульных бульбусов хоботков бульбарными нервами; в хоботках и хоботковых влагалищах нервные элементы отсутствуют. Нейромышечные контакты имеются в центральном стволе, бульбарных нервах, ГЛС. Описано 6 типов сенсорных органов (4 ресничных и 2 безресничных), обладающих четким зональным распределением на поверхности сколекса и стробилы. Два типа рецепторов приурочены к выходам протоков фронтальных желез. В целом, центральная нервная система трипаноринх более концентрирована и централизована, чем у псевдофиллид. Главные стволы на значительном расстоянии проходят в центральной области сколекса, занимая латеральное положение только в стробиле. Церебральные ганглии формируют вентральные, дорсальные доли и иногда центральный ганглий.

Организация нервной системы цестод отряда Diphyllidea

В разделе приводится история изучения и результаты исследования нервной системы представителя дифилидных цестод Б. typus. Пара церебральных ганглиев расположена непосредственно под базальной опорной пластиной мускульного бульбуса хоботка (рис.12в) и соединена короткой церебральной комиссурой. Каждый ганглий состоит их 2 долей - вентральной и дорсальной, содержащих нейроны. Нервные клетки каждой доли посылают часть отростков вверх, вокруг бульбуса, и формируют хоботковые (передние) нервы. Другая часть отростков проходит в центральный нейропиль, а затем в церебральную комиссуру или в главные латеральные стволы. ГЛС выходят из

центральных нейропилей церебральных ганглиев, проходят через весь сколекс и стебель в стробилу, где они залегают неглубоко в субтегументальном слое.

Ультраструктурная организация нервной системы дифилид обнаруживает черты упрощения, связанные, скорее всего с миниатюризацией, наряду с которыми присутствуют структурно продвинутые элементы. 7 типов нервных клеток, обнаруженных у Е. typus в целом соответствуют другим цестодам: крупные лопастные мультиполярные, псевдомультиполярные, мелкие униполярные и биполярные нейроны, мотонейроны, нейросекреторные и сенсорные униполярные нейроны. В то же время, ультраструктурные характеристики нейронов специфичны. Они отличаются меньшими размерами, большим содержанием митохондрий и очень неправильной формой тел. Обнаружены уникальные органоиды, не отмеченные ранее у других животных, тельца кристаллоидного вида, функция которых не известна Нейросекреторные клетки, как и у трипаноринх, расположены в апикальной области сколекса. Два типа желез Е. typus имеют прямую иннервацию, которая осуществляется различным способом. Фронтальные железы иннервируются центральными нейронами из состава ЦГ; тегументальные железы - перферическими чувствительными нейронами в тегументе. Иннервация мускулатуры атипична. Не выявлено отчетливых сарконевральных контактов в церебральных ганглиях и ГЛС, отмеченных для представителей псевдофиллид и трипаноринх. Это может быть связано с отсутствием крупных волокон продольной мускулатуры в теле Е. typus. Моторные нейроны имеют короткие отростки и образуют контакты с паренхимной мускулатурой вблизи ствола. Специализированные мышцы хоботка иннервируются центральными нейронами из состава ЦГ, как и у других цестод. Мускулатура хоботка высоко организована и имеет двойную медиаторную иннервацию миофибрилл, сходную с таковой Г. nodulosus. Особенности иннервации мускулатуры Е. typus вероятно связаны с малыми размерами тела, следствием которого является вторичное уменьшение объема мускулатуры, повлекшее за собой упрощение схемы иннервации. Поверхностное расположение сенсорных нейронов и их участие в иннервации тегументальных желез и тегументальной мускулатуры может быть связано как с малыми размерами сколекса, так и с поверхностным неупорядоченным положением цитонов тегументального комплекса. Состояние глионевральных отношений у дифиллид весьма примитивное. Опорные клетки заполняют пространство между компактными образованиями нервного аппарата и другими органами, не вступая в более интимные связи. Сенсорный аппарат представлен тремя типами рецепторов 2 - одноресничных и 1 безресничный. Развитие сенсорного аппарата демонстрирует процесс полимеризации, т.е. умножения однотипных структурных единиц, сконцентрированных на ботриях. Полимеризация свойственна и другим тканям ботрий, таким как тегументальные железы и тегументальные полимикротрихии. Возможно, именно этот процесс повлек за собой участие первично-чувствующих клеток в иннервации тегументальных желез и мускулатуры, не отмеченный в других участках тела.

Организация нервной системы цестод отряда Caryophyllidea

В разделе приводятся результаты оригинальных иммуноцитохимических исследований нейрохимической организации и анатомии нервной системы представителя кариофиллид С. laticeps, а также анализ литературных данных, посвященных сенсорным органам и ультраструктуре нейронов. Известные из литературы сведения противоречивы: в сколексе С. laticeps описаны два нервных кольца и 10 продольных нервных стволов в стробиле, соединенных 20 поперечными комиссурами (Will, 1893). По данным Котиковой (1979) мозг С. laticeps имеет вид рыхлой массы. Среди продольных стволов, наиболее развиты боковые, залегающие в медулярной паренхиме; дорсальные и вентральные развиты слабее и лежат на границе паренхимных слоев.

Иммуноцитохимическое выявление серотонина (5-НТ) показало наличие многочисленных крупных нейронов в сколексе, ГЛС, кортикальной паренхиме и субтегументе. В сколексе они расположены диффузно или парами, большая часть лежит снаружи слоя продольных мышц. ГЛС стробилы и шейки включают большое количество волокон и крупные нейроны. В ГЛС тела нейронов лежат на поверхности или на некотором расстоянии, посылая отростки вдоль ствола. Нейроны расположены рыхло и не образуют ганглионарных утолщений. Многочисленные серотониновые би-, и триполярные нейроны кортикальной паренхимы связанны короткими отростками в дополнительный латеральный ствол, проходящий дистальнее ГЛС, за слоем продольной мускулатуры. Главные стволы, переходя из области шейки в розетку сколекса, дихотомически ветвятся в его верхней части. В субтегументе сколекса и тела имеются многочисленные сенсорные нейроны серотонинергической природы.

Выявление GlYRF-amid показало слабую концентрацию этого нейропептида и незначительное количество иммунореактивных элементов, по сравнению с серотонином. Тела нейронов расположены с внутренней, проксимальной.стороны продольных мышц и ГЛС, их отростки направлены вдоль ствола. Выявлениеу-аминомаспянойкислоты(ГАМК) показало наличие медиатора в ГЛС и их разветвлениях в розетке сколекса, в волокнах грубого плексуса, связанных с кольцевыми и продольными мышцами тела, в субтегументальной области сколекса. Тела нейронов малы, расположены как в ГЛС, так и вблизи продольного слоя мускулатуры. На мышечных волокнах выявлены интенсивно окрашенные ГАМК-IR терминали, образующие множественные варикозы вдоль длинных отростков серотонинергических нейронов, входящих в состав дополнительных латеральных стволов.

Дифференцированное распределение 3 сигнальных субстанций в нервной системе С. laticeps предполагает для них различные функциональные характеристики. Серотонинергические компоненты, вероятнее других, связаны с функцией сенсорных структур, поскольку в тегументе сколекса и тела регулярно наблюдали свободные 5-HT-IR окончания нейронов. Многочисленные сенсорные нейроны серотонинергической природы, скорее всего, связаны с ресничными рецепторами 1-го типа, содержащими плотные везикулы в дистальном расширении дендрита (Richards, Аппе.1982). ГАМКергичесие и 5-НТергические

нейроны совместно участвуют в иннервации мускулатуры тела и, возможно, желез, образуя синаптические варикозы на их поверхности.

В целом, ЦНС кариофиллид представлена ГЛС, проходящими вдоль всего тела и плавно замыкающимися на заднем конце. ГЛС образованы мощными компактными тяжами, включают серотонинергические, пептидергические и ГАМКергические нейроны. В сколексе ГЛС дихотомически ветвятся и не формируют ганглиев, нейропиля и церебральной комиссуры (рис.12е). Отсутствие отчетливых ганглионарных скоплений в сколексе и главных стволах, большое количество нейронов в кортикальном слое паренхимы, свидетельствует об очень слабой степени концентрации нервных элементов. Глава 5. Развитие нервной системы цестод на примере Triaenophorusnodulosus

В главе проведен обзор литературных данных, посвященных исследованию нервной системы личиночных стадий низших цестод; приводится оригинальное описание ультраструктурной организации нервной системы корацидия, процеркоида, плероцеркоида; результаты изучения нейрохимической организации процеркоида и плероцеркоида; формирование оболочек нервной системы псевдофиллид, ультраструктуры сенсорных органов на разных стадиях развития, а также приводится анализ формирования нервной системы цестод и амфилинид. Заключение. У цестод на стадии корацидия (или онкосферы) интегрированная нервная система отсутствует. Основные процессы дифференцировки нервной системы цестод происходят на стадии процеркоида. В корацидии имеется всего несколько нейронов, по следу которых идет дальнейшее формирование основных компонентов нервной системы процеркоида. Эта закономерность прослеживается и дальше: недифференцированные клетки располагаются по пути следования зрелых отростков нейронов предыдущей стадии развития (от корацидия к взрослому) и первых сформированных, пионерских, нейронов. Ресничная оболочка корацидия не содержит собственных специализированных нервных элементов. Нейроны корацидия иннервируют мышцы крючьев и стенки тела, но не образуют синаптических контактов между собой. Интеграция происходит на стадии процеркоида, причем у псевдофиллид не ранее 5-х суток развития. В противоположность корацидиям цестод, ликофоры амфилинид имеют разнообразные сенсорные органы (ЯоИСе, вагИск, 1985 и др.) и развитую ЦНС (Дубинина, 1982). У близкородственной группы гирокотилид, ликофора имеет многочисленные синапсы в хорошо развитом нейропиле (Ху1апСег, 1987). Это связано с различной стратегией поведения свободноплавающих личинок цестод и амфилинид. Корацидии пассивны и являются пищевым объектом для циклопов, в то время как ликофоры активно ищут своих хозяев, проникая под кутикулу, для чего необходима координация поведения со стороны ЦНС и более совершенный нервный аппарат.

Процесс цитодифференцировки нейронов Т. nodulosus различен: дифференцировка уни- и биполярных нейронов начинается с формирования зоны аксонного холмика и вытягивания первого очень тонкого отростка, тогда как

мультиполярные нейроны изначально не имеют зоны аксонного холмика и постепенно наращивают нейроплазму в перикарионе. Достигая крупных размеров, они начинают одновременно формировать несколько (3-4) крупных отростков. Клеточный состав ЦНС сколекса и основные морфологические образования (два церебральных ганглия, центральная комиссура и пара главных стволов) формируются на стадии процеркоида. На стадии плероцеркоида происходит формирование периферической нервной системы и наращивание объема ЦНС. У взрослых цестод рост ГЛС и формирование элементов, иннервирующих половые органы, продолжается за счет недифференцированных клеток из состава популяции стволовых клеток шейки. Ультраструктурный анализ развивающихся личинок показал, что на всех стадиях развития первыми появляются элементы нервной системы, связанные с мышцами и содержащие электронноплотные везикулы. Методом иммуноцитохимического анализа в нервной системе раннего процеркоида показано наличие серотонинергических и пептидергических компонентов, их распределение в ЦНС раннего процеркоида было различным. Часть серотонинергических клеток процеркоида сохраняют свое положение на стадии плероцеркоида и взрослого червя.

Оболочки ЦНС T.nodulosus образованы разрастаниями стенок выделительных сосудов и экстрацеллюлярным фибриллярным матриксом. Тесное взаимодействие нервной и выделительной систем отмечено на всех стадиях. У процеркоида отростки клеток, формирующих стенки экскреторных каналов, наблюдаются среди нервных пучков, однако, полноценная оболочка ЦНС отсутствует. Этот процесс заканчивается на стадии раннего плероцеркоида, ЦГ и ГЛС которого полностью окружены отростками «темных» клеток и слоем межклеточных фибрилл.

В ЦНС плероцеркоидов Ligula intestinalis эскпериментально доказано наличие маркера глиальных клеток позвоночных S100b.

Сенсорные образования процеркоида представлены 1 типом ресничных и 2 типами безресничных рецепторов. Дендрит рецептора 1 типа заполнен круглыми светлыми везикулами, часть из которых обнаруживается в ямке тегумента, в которой находится ресничка. Подобное явление широко распространено у плероцеркоидов. Сенсорные органы плероцеркоидов представлены 4 типами рецепторов, из них 2 типа (рис.10) соответствуют процеркоиду, в том числе ресничные рецепторы, выделяющие с поверхности реснички мелкие светлые пузырьки диаметром 40-50нм.

Глава 6. Анализ организации нервной системы цестод и амфилинид

Глава состоит из нескольких разделов, посвященных анализу ультраструктурной организации нервной системы, строения и распределения сенсорных органов, анатомическому строению нервной системы плоских червей и обоснованию новых принципов организации нервной системы цестод и амфилинид. Анализ ультраструктурной организации нервной системы цестод и амфилинид. В разделе дана сравнительная характеристика нейронов, ганглиев и

стволов; приведена структурно-функциональные характеристика синапсов цестод и амфилинид; проанализированы связи нервной системы с эффекторами: мышцами и железами, подробно рассмотрены нейроглиальные отношения и взаимосвязь с выделительной системой.

Ультраструктурные характеристики нейронов цестод и амфилинид различны, они имеют специфические черты у каждого вида изученных червей. У цестод обнаружено большее разнообразие типов нейронов (7), по сравнению с амфилинидами (4). Для цестод характерно наличие лопастных амебовидных нейронов без дифференцированного главного отростка, у амфилинид они не обнаружены. Лопастные нейроны встречаются в основном в ГЛС, а уни- и биполяры в ЦГ, что соответствует данным для многих платод (Halton, Gustafsson, 1996). У цестод выявлены нейроны, содержащие большое количество митохондрий с хорошо развитыми кристами; в нейронах амфилинид митохондрии редки, отличаются темным матриксом, почти без крист. ЦГ цестод и амфилинид имеют общий план строения: нейроны расположены группами на периферии, в местах выхода нервов, что отличает их от ЦГ свободноживущих турбеллярий. Примеры асимметрии ЦГ редки и отмечены, кроме амфилины, у Fasciola hepatica (Trematoda). ЦК амфилины не содержит тел нейронов, у цестод нейроны в ЦК многочисленны, иногда комиссура преобразуется в центральный ганглий. Организация нейропиля различна: у цестод он слабо дифференцирован, включает сарконевральные синапсы. У амфилинид центральная часть ганглия дифференцирована на центральные и краевые (двигательные) нейропили, в состав последних входят сарконевральные синапсы; аксоны собраны в кластеры, образующие синаптические гломерулы. Организация синаптического аппарата цестод и амфилинид сходна. Выявлены ассиметричные химические, специализированные пластинчатые, долевые, поливалентные, электрические, смешанные и другие типы синаптических контактов. Некоторые из них были отмечены у свободноживущих и паразитических платод (Rieger, 1991; Halton, Gustafsson, 1996). Впервые удалось показать наличие смешанных синапсов и синаптических гломерул. В целом организация синаптического аппарата цестод и амфилинид близка более высоким таксонам беспозвоночных. ГЛС цестод и амфилинид имеют существенные отличия в своей организации. Они касаются степени концентрации нервных клеток в ганглионарных утолщениях и каудальных ганглиях амфилинид, в противоположность равномерно распределенным нейронам цестод. В состав ГЛС цестод непрерывно поступают недифференцированные и малодифференецированные клетки, за счет чего происходит пополнение популяции нейронов и рост стволов. Иннервация желез цестод и амфилинид подвергалась сомнению (Краснощекое, 1991; Краснощекое, Плужников, 1981; Краснощекое и др., 1981; Поспехова, 2001; Davydov, Kuperman, 1993). В результате подробного анализа нами установлено, что фронтальные железы представителей 3 отрядов цестсд имеют на поверхности синаптические контакты, образованные отростками ганглионарных нейронов. Впервые установлена прямая иннервация фронтальных желез центральными нейронами, входящими в состав церебральных ганглиев,

крючковых и хоботковых нервов. Тегументальные железы Е. typus имеют прямые синаптические контакты с сенсорными нейронами, расположенными в тегументе. У D. dendriticum выявлены контакты по типу долевых и простых синапсов между тегументальными клетками и нервными терминалями с везикулами, иммунореактивными к нейропептиду RFamide (Reuter et al., 1990). В разделе посвященном иннервации мускулатуры цестод и амфилинид подробно рассматриваются типы нейромышечных соединений- и характер иннервации разных групп мышц. Обсуждаются данные о нейромышечных контактах других представителей плоских червей, в том числе некоторых турбеллярий, у которых отмечены сарконевральные синапсы в ЦНС (Reuter, Lindroos, 1979b; Reuter, Palmberg. 1983), анализируются данные иммуноцитохимических исследований по иннервации мускулатуры. В разделе, посвященном нейроглиальным - отношениям и взаимосвязи с выделительной системой анализируются сведения о наличии глиоподобных элементов и типично глиальных клеток в ЦНС разных групп плоских червей немертин, аннелид и нематод. Отсутствие миелинизации волокон, аксональных расширений и сомы ранее отмечалось как типичная черта ультраструктурной организации нейронов плоских червей (Голубев, 1982; Halton, 1997; Halton, Gustafsson, 1996; Rieger, 1991). В противоположность этим утверждениям, нами обнаружена миелинезация бульбарных нервов у трипаноринх и полностью миелинизированная ЦНС у амфилинид, наличие маркера глии S100b в нервной системе L Intestinalis и A. foliacea. Иммуноцитохимическое маркирование глиальных элементов, проведенное впервые для плоских червей, доказало наличие специализированных глиальных клеток у амфилинид и цестод. Связь нервной системы с выделительной характерна для многих групп цестод (Webb, Davey, 1975; Поспехова и др., 1993), для амфилинид она также установлена. Формирование специализированных оболочек из различных цитологических источников у паразитических и свободно живущих плоских червей проходит различные этапы становления. Принципиально новым является тот факт, что нервная система цестод и амфилинид обладает специализированными оболочками, формирующимися на ранних стадиях и имеющих разную степень структурно-функциональной дифференциации.

Анализ строения и распределения сенсорных органов. Распределение сенсорных образований. Подробный анализ распределения сенсорных образований на поверхности тела изученных цестод и амфилинид показал следующее: у цестод рецепторные образования распределены на поверхности тела не равномерно, а по зонам, достигая максимальной концентрации на краевых участках прикрепительных органов сколекса. У амфилинид распределение носит иной характер: сенсорные органы распределены в виде полос вдоль латеральной поверхности тела, причем наивысшая концентрация рецепторов отмечена на заднем конце тела. Структурное разнообразие сенсорных образований. В настоящее время для основных классов паразитических Plathelminthes п рр^^эдэд^^^фэдд^^ра е чувствительных окончаний в покровах тела; у цесто д и а^в^шэдскд тож< i довольно велико. В

1 СП«ч<г?г 1 09 S3 иг

обоих классах представлены ресничные и безресничные сенсорные образования. У А foliacea выявлено 13 типов и модификаций сенсорных структур; наряду с тривиальными безресничными и одноресничными рецепторами, впервые для взрослых амфилинид показаны би- и мультиресничные сенсорные образования. Наличие мультиресничных папилл известно для многих групп платод, исключая цестод, у которых подобные сенсорные образования до сих пор не отмечены. Структурное разнообразие сенсорных органов цестод не так велико по сравнению с амфилинидами, около 8 типов (рис.10,11). У цестод богаче представлены безресничные нервные окончания в тегументе, как связанные с внешней средой, так и полностью погруженные. Среди них обнаружены особые структуры, представляющие собой одиночные нервные окончания, выделяющие на поверхность тегумента содержимое везикул. Выделение нейроактивных субстанций в окружающую среду - кишечник или полость тела хозяина, специфическая адаптация цестод для воздействия на хозяина и на других особей популяции паразитов, в качестве средства коммуникации. В результате проведенного исследования не обнаружены факты, подтверждающие включение первично чувствующих нейронов в состав церебральных ганглиев. Сенсорные нейроны всех исследованных цестод расположены в субтегументе и относятся к периферической нервной системе. Сенсорный аппарат цестод и амфилинид имеют ряд принципиальных различий, касающихся как распределения рецепторов на поверхности тела, так и строения рецепторов. У цестод отсутствуют мультицилиарные рецепторы, обнаруженные у амфилинид наряду с другими паразитическими и свободноживущими платодами. Выявлены определенные тенденции в эволюции сенсорного аппарата при смене среды обитания и переходе к эндопаразитизму: 1) появление безресничных сенсорных образований в тегументе, увеличение их структурного и функционального разнообразия; 2) появление нового типа свободных нервных окончаний, выделяющих нейроактивные субстанции в окружающую среду, воздействуя на организм хозяина; 3) перераспределение чувствительных образований с латеральных участков тела, дорсальных и вентральных полос на поверхность прикрепительного аппарата, концентрация рецепторов на краевых участках прикрепительных органов.

Анализ анатомического строения нервной системы плоских червей. В

разделе приводится анализ строения нервной системы паразитических плоских червей с акцентом на современные данные тонкой анатомии и привлечением некоторых сведений по анатомии свободноживущих турбеллярий; детальный сравнительный анализ строения нервной системы цестод и амфилинид. Анализ анатомии нервной системы паразитических платод показал единый план строения их центральной нервной системы, которая состоит из парных церебральных ганглиев, соединенных церебральной комиссурой и парных главных стволов, которые гомологичны внутри группы. Кольцевые комиссуры в сколексах некоторых цестод появляются как дополнительные проводящие тракты, связывающие доли ганглиев или. объединяющие нервы. Дополнительные доли и ганглии развиваются одновременно сразвитием подвижных органов

PMC. 12. 0C06£HH0CTH aHaTOMMM 14HC aMcf>UJlKHMA H MeCTOA

A.follace

C.laticeps

V ni LTnil K

«n

T.nodulosus

E.typus

menicola

<5. erínaceus

прикрепления у цестод, в основании корешков выходящих нервов, иннервирующих подвижный орган. Аналогичный процесс наблюдается при формировании каудальных ганглиев, например, у моногеней. Для всех паразитических платод характерна одна пара более мощных главных стволов, берущих свое начало из центральных нейропилей церебральных ганглиев. Признаки концентрации элементов ЦНС у цестод проявляются в группировании нейронов, дающих единый корешок, в формировании дорсальных и вентральных долей ЦГ, в появлении отделов ЦНС не содержащих тел нейронов, таких как бульбарные нервы трипаноринх, более центральном положении главных стволов, которые иногда образуют единый парный центральный ствол. У амфилинид концентрация нервных элементов более отчетлива, отделы ЦНС не содержащие нейроны протяженнее - это церебральная комиссура и ГЛС, в которых нейроны имеются только в каудальных ганглиях и ганглионарных утолщениях. Особую роль в концентрации ЦНС играют глиальные оболочки. Их наличие, безусловно, свидетельствует об объединении отдельных элементов в компактный орган с единой внутренней средой. Анализ анатомии и тонкой ультраструктурной организации показал, что, несмотря на наличие общего плана строения, нервные системы цестод и амфилинид представляют собой два отдельных направления эволюции нервного аппарата. Это обусловлено ранним эволюционным расхождением цестод и амфилинид и согласуется с современными представлениями об их таксономической обособленности.

Принципы организации нервной системы цестод и амфилинид. На основании подробного изучения структурной и нейрохимической организации нервной системы представителей 2 классов и 5 отрядов паразитических плоских червей предлагаются новые принципы организации, во многом отличные от ныне принятых.

1. Принцип единого плана строения ЦНС паразитических платод. Главные элементы нервной системы цестод и амфилинид представлены двумя латеральными нервными стволами, выходящими из двух церебральных ганглиев, соединенных центральной комиссурой Перечисленные элементы нервной системы характеризуются наиболее мощным нейропилем, наибольшим числом нейронов, наличием многослойных оболочек. Главные (латеральные) нервные стволы, церебральные ганглии, и церебральная комиссура могут быть отнесены к центральной нервной системе. Другие элементы нервной системы, в том числе дополнительные (малые) продольные нервные стволы относятся к периферической ее части. Гомологи главных нервных стволов цестод и амфилинид могут быть выявлены в нервной системе всех представителей типа РЙИет^еэ, как паразитических, так и свободноживущих.

Выходя из ганглиев, как прямое продолжение центрального нейропиля, главные стволы могут занимать разное положение: у цестод и амфилинид более латеральное, в других группах платод более вентральное. Это обусловлено различными факторами, такими как форма тела, наличие органов прикрепления и пищеварения Даже внутри класса цестод имеются множественные вариации в положении главных стволов. Например, у трипаноринх, на протяжении всего

удлиненного сколекса, стволы, выходящие из ЦГ имеют центральное положение, расходясь на латеральную позицию только в переднем отделе стробилы. У лигулид, не имеющих отчетливой границы сколекса, главные стволы сближены на значительном расстоянии и расходятся на латеральную позицию в расширяющейся части тела. Главные стволы всегда расположены глубже, по сравнению с другими, и имеют больший объем составляющих их отростков, что подтверждено для всех изученных представителей плоских червей, включая бескишечных турбеллярий. Главным нервным стволом следует называть только такое образование, которое содержит многочисленные компактно расположенные волокна, прямо происходящие из церебральных ганглиев, содержит тела нейронов и имеет оболочки, отделяющие ствол от соседних тканей. Церебральные ганглии цестод и амфилинид соединены центральной церебральной комиссурой. Несмотря на частые упоминания о наличие кольцевой комиссуры, соединяющей сколексовые ганглии, подробные исследования показывают, что пара церебральных ганглиев всегда соединена центральной (фронтальной) комиссурой. Дополнительные полукольцевые комиссуры образуются выходящими дорсальными и вентральными корешками, как, например, у амфилинид, а также при формировании дополнительных долей церебральных ганглиев или дополнительных ганглиев. Примером могут служить трипаноринхи и тетрафиллиды, у представителей которых формируются дорсальные и вентральные комиссуры, расположенные выше и ниже центральной, и соединяющие доли церебральных ганглиев. В то же время у представителя кариофиллид С. ¡айаврв отсутствует центральная комиссура, как и церебральные ганглии. Главные стволы, дихотомически ветвясь в основании сколекса, образуют густую сеть нейронов; кольцевая комиссура у этого вида также не обнаружена.

2. Принцип прогрессивного развития церебральныхганглиев цестод, идущего параллельно с развитием активно функционирующихприкрепительныхорганов на сколексе. В противоположность мнению о глубоких дезинтеграционных процессах в нервной системе цестод, анализ тонкого строения убедительно показывает, что в сколексе происходит концентрация нейронов в церебральных ганглиях и дальнейшее их развитие путем формирования долей ганглиев в случаях развития сложного прикрепительного аппарата. Усиление церебральных ганглиев происходит по принципу расщепления на доли: (формирование долей в местах выхода комиссуры и корешков нервов, иннервирующих подвижный орган; выход дополнительных латеро-дорзальных и латеро-вентральных корешков из ЦГ дают начало формированию дорсальных и вентральных долей). У цестод, имеющих выраженные подвижные ботрии (некоторые псевдофиллиды, дифилиды), формируются дорсальная и вентральная доли каждого церебрального ганглия; у цестод имеющих дополнительные присоски или хоботки (трипаноринхи, некоторые тетрафиллиды), дополнительно формируются передние доли; у цестод с хорошо развитыми присосками происходит концентрация нейронов в отходящих передних корешках церебральных ганглиев, иннервирующих присоски (некоторые протоцефаллиды и циклофиллиды); у

циклофиллид дополнительно происходит проникновение нервных элементов и их концентрация в непарных терминальных хоботках. В случае формирования радиально симметричного сколекса, не имеющего выраженных органов прикрепления (некоторые кариофиллиды), происходит дихотомическое расщепление нервных стволов, что приводит к утрате церебральных ганглиев.

3. Принцип изоляции и объединения элементов нервной системы. Компоненты центральной нервной системы цестод и амфилинид имеют специализированные оболочки, в состав которых входят как глиальные, так и другие клеточные и неклеточные элементы. Глиальные оболочки играют важную роль в функционировании и концентрации ЦНС. Наличие оболочек свидетельствует об объединении отдельных элементов в компактный орган с единой внутренней средой. Вопреки ранее существовавшим представлениям доказано, что центральная нервная система амфилинид имеет глиальные оболочки, представленные специализированными глиальными клетками иммунореактивными к маркеру глии белку S100b. В разных отделах ЦНС глиальные клетки амфилинид имеют различное ультратонкое строение. Оболочки ЦНС цестод имеют разное происхождение и степень специализации: от разрастаний стенок выделительных сосудов, преобразованных в уникальные оболочки ганглиев и стволов, до типично глиальных клеток, которые в исследованных случаях имеют иммунореактивность к S100b. В ЦНС сколекса цестод глиальные элементы всегда более дифференцированы, чем в стробиле. Кроме клеточных элементов, в формировании оболочек цестод принимают участие фибриллы межклеточного матрикса.

4. Принцип различныхпутей эволюции нервного аппарата цестод и амфилинид: ЦНС амфилинид представляет отдельное от цестод направление в эволюции нервного аппарата. ЦНС амфилинид более концентрирована, характеризуется асимметричным положением церебральных ганглиев, наличием на заднем конце тела каудальных ганглиев и происходящих из них радиальных нервов, хорошо развитыми глиальными оболочками; сенсорный аппарат, кроме простых ресничных и безресничных рецепторов, включает сложные мультиресничные органы, богато представлен на заднем конце тела и имеет отличное от цестод распределение на поверхности тела в виде латеральных полос.

5. Принципы иннервации эффекторов. Железы и мышцы цестод и амфилинид имеют прямую иннервацию центральными и периферическими нейронами. Вопреки имеющимся литературным данным об отсутствии прямых синаптических контактов на поверхности мышечных и железистых клеток у высших цестод, и устоявшемуся мнению о широком распространении механизма диффузии медиатора по межклеточному пространству, так называемый "non synaptic site release", нами обнаружены прямые синаптические контакты нервных отростков с мышечными и железистыми клетками.

Иннервация мускулатуры цестод и амфилимнид происходит не только периферическими нейронами, формирующими плексусы, но и центральными нейронами, расположенными в церебральных ганглиях и главных латеральных стволах. Центральная иннервация мускулатуры происходит двумя способами:

прямая, когда аксоны выходят из ГЛС и образуют контакт на поверхности крупных миофибрилл, и сарко-невральная, при которой отростки мышечных клеток входят в нейропили ганглиев и главных стволов. Отдельное мышечное волокно иннервируется по меньшей мере двумя нейронами разных медиаторных типов; иммуноцитохимически доказано участие у-аминомаслян°й кислоты (ГАМК), пептидов группы ЯР и серотонина (5-НТ) в иннервации мышц. Иннервация фронтальных и тегументальных желез цестод осуществляется ганглионарными нейронами и сенсорными периферическими нейронами. Фронтальные железы представителей 3 отрядов цестод и тегументальные железы цестод отряда □¡рИуНйеа имеют на поверхности синаптические контакты. Иннервация фронтальных желез осуществляется нейронами церебральных ганглиев. Контроль над выделением секрета на поверхность тегумента осуществляется сенсорными нейронами, свободные окончания которых ко-лаколизованы с апикальными участками желез. Тегументальные железы дифилид имеют прямые синаптические контакты с сенсорными нейронами, расположенными в тегументе.

6. Принципы формирования ЦНС: этапы формирования нервной системы цестод и амфилинид имеют определенные отличия, наиболее ярко выраженные на первой и последней стадиях развития. Корацидии (или онкосферы) цестод не имеют интегрированной нервной системы, а представлены отдельными нервными элементами, синаптические контакты между которыми отсутствуют. На примере псевдофиллид прослежено, что нейроны онкосферы образуют только нейромышечные контакты, но не имеют аксо-соматических или аксо-аксональных синапсов, что согласуется с данными других авторов по циклофиллидам. В противоположность корацидиям цестод, ликофоры амфилинид имеют развитый сенсорный аппарат и основные элементы ЦНС. Суть этих различий кроется в различной стратегии поведения свободноплавающих личинок цестод и амфилинид.

Основные процессы дифференцировки и интеграция нервной системы цестод, закладка церебральных ганглиев и парных стволов происходит на паразитической стадии процеркоида. На стадии процеркоида формируются основные элементы ЦНС сколекса. Недифференцированные клетки располагаются по пути следования зрелых отростков нейронов предыдущей стадии развития (от корацидия к плероцеркоиду) и первых сформированных, пионерских, нейронов. На стадии плероцеркоида происходит преимущественно формирование периферической нервной системы и наращивание объема ЦНС. У взрослых цестод рост главных стволов и формирование элементов, иннервирующих половые органы, продолжается за счет недифференцированных клеток из состава популяции стволовых клеток шейки. В нервной системе ювенильных и половозрелых амфилинид недифференцировнных элементов не обнаружено, что является существенным отличием в развитии ЦНС и связано с отсутствием стробиляции и постоянного роста у амфилинид.

7. Принцип изменения сенсорного аппарата при переходе к паразитизму. Эволюция сенсорного аппарата при смене среды обитания и переходе к

эндопаразитизму имеет следующие тенденции: редукция (у цестод) мультицилиарных сенсорных структур; формирование разнообразных безресничных рецепторов; появление нового типа свободных нервных окончаний, выделяющих нейроактивные субстанции в окружающую среду - организм хозяина; концентрация сенсорных образований на поверхности прикрепительных органов.

ВЫВОДЫ

1. Главные элементы нервной системы цестод и амфилинид представлены двумя латеральными нервными стволами, выходящими из двух церебральных ганглиев, соединенных центральной комиссурой. Перечисленные элементы нервной системы характеризуются наиболее мощным нейропилем, наибольшим числом нейронов, наличием многослойных оболочек. Главные (латеральные) нервные стволы, церебральные ганглии, и церебральная комиссура могут быть отнесены к центральной нервной системе. Другие элементы нервной системы, в том числе дополнительные (малые) продольные нервные стволы относятся к периферической ее части. Гомологи главных нервных стволов цестод и амфилинид могут быть выявлены в нервной системе всех представителей типа Р1а№е!т1п№ев, как паразитических, так и свободноживущих.

2. Нервная система амфилинид характеризуется рядом морфологических отличий: асимметричным расположением церебральных ганглиев и диагональным положением церебральной комиссуры; она более концентрирована, нейроны содержатся только в церебральных ганглиях, ганглионарных утолщениях главных стволов и каудальных ганглиях, обладает элементами метамерии; для амфилинид характерно незначительное ультраструктурное разнообразие типов нейронов (4типа).

3. Все элементы ЦНС амфилинид окружены многослойными оболочками из отростков специализированных глиальных клеток, которые не только окружают тела нейронов, но и проникают глубоко в нейропиль. В составе ганглиев амфилинид обнаружены несколько интегративных центров в виде центральных и краевых нейропилей, с многочисленными синапсами различной структурной организации. В нейропилях имеются классические химические и электрические синаптические контакты, а также смешанные синапсы, включающие участки химической и электрической передачи. Впервые для плоских червей описаны структуры типа синаптических гломерул. Краевые нейропили выполняют функцию двигательных центров, в них сконцентрированы нейромышечные контакты. Недифференцированные клетки в ЦНС амфилинид не обнаружены.

4. Нервная система низших цестод характеризуется меньшей, чем у амфилинид концентрацией нервных клеток. Тела нейронов встречаются у цестод не только в ганглиях, но и на всем протяжении продольных нервных стволов, поперечных комиссур, периферических нервов. У кариофиллид отсутствуют ганглионарные скопления как в сколексе, так и на протяжении главных латеральных стволов.

5. У цестод имеет место непрерывное поступление недифференцированных и маподифференецированных клеток в состав главных нервных стволов, за счет

чего происходит пополнение популяции нейронов. Это обеспечивает постоянный рост нервных стволов в процессе нарастания стробилы.

6. Оболочки ЦНС цестод имеют разное происхождение и степень специализации: от разрастаний стенок выделительных сосудов, преобразованных в уникальные оболочки ганглиев и стволов, до типично глиальных клеток, которые в исследованных случаях имеют иммунореактивность к Б100Ь. В ЦНС сколекса цестод глиальные элементы всегда более дифференцированы, чем в стробиле. Кроме клеточных элементов, в формировании оболочек цестод принимают участие фибриллы межклеточного матрикса.

7. Несмотря на наличие общего плана строения, нервные системы цестод и амфилинид представляют собой два отдельных направления эволюции нервного аппарата. Это обусловлено ранним эволюционным расхождением цестод и амфилинид и согласуется с современными представлениями о таксономической обособленности амфилинид.

8. В нервной системе обеих исследованных групп (цестод и амфилинид) выявлены сходные типы специализированных синаптических контактов: асимметричный, специализированный пластинчатый, долевой, электрический и смешанный. По ультраструктурным характеристикам синапсы цестод и амфилинид во многом сходны с синапсами высших беспозвоночных"

9. Иннервация мускулатуры цестод и амфилинид происходит не только периферическими нейронами, формирующими плексусы, но и центральными нейронами, расположенными в церебральных ганглиях и главных латеральных стволах. Центральная иннервация мускулатуры происходит двумя способами: прямая, когда аксоны выходят из главных стволов и образуют контакт на поверхности крупных миофибрилл, и сарко-невральная, при которой отростки мышечных клеток входят в нейропили ганглиев и главных стволоз.

10. Отдельное мышечное волокно иннервируется, по меньшей мере, двумя нейронами разных медиаторных типов, образующих 2 типа контактов: а) нейромышечные синапсы с участием светлых везикул; б) паракриновые контакты с участием электронноплотных везикул. Иммуноцитохимически доказано участие гамма-аминомасляной кислоты (ГАМК), пептидов группы ЯР и серотонина (5-НТ) в иннервации мышц.

11. В нервной системе цестод и амфилинид присутствует одновременная иннервация эффекторов системами различной эргичности. В то же время, одновременная локализация нейроактивных субстанций внутри нейронов или их отростков не обнаружена. Впервые в ЦНС цестод и амфилинид выявлена гамма-аминомасляная кислота (ГАМК), в том числе в составе везикул нейромышечных синапсов.

12. Фронтальные и тегументальные железы цестод имеют на поверхности синаптические контакты. Иннервация фронтальных желез осуществляется нейронами церебральных ганглиев. Тегументальные железы некоторых цестод имеют прямые синаптические контакты с сенсорными нейронами, расположенными в тегументе.

13. Онтогенетическое развитие нервной системы цестод проходит ряд этапов; при этом на первой стадии корацидия (онкосферы) цестоды не имеют интегрированной нервной системы, она представлена отдельными нервными элементами. Основные процессы дифференцировки и интеграции нервной системы, формирование церебральных ганглиев и парных стволов происходит на первой паразитической стадии процеркоида. На стадии плероцеркоида преимущественно происходит формирование периферической нервной системы и наращивание объема. ЦНС. У взрослых цестод рост главных стволов и формирование элементов, иннервирующих половые органы, идет за счет недифференцированных клеток из состава популяции стволовых клеток шейки.

14. Цестоды и амфилиниды характеризуются большим разнообразием сенсорных образований, которые у цестод организованы в сенсорные поля на краевых участках прикрепительных органов сколекса. У амфилинид рецепторы расположены в виде полос, с наибольшей концентрацией на заднем конце тела. Цилиарные рецепторы различных типов (моноцилиарные присутствуют в обоих классах, би-, и мультицилиарные - у амфилинид) могут выполнять как механо-, так и хемосенсорную функции. Безресничные рецепторы, имеющиеся в обоих классах, выполняют, предположительно, механо-тактильную функцию.

15. У всех изученных групп цестод обнаружены особые структуры, представляющие собой одиночные нервные окончания, которые в то же время выделяют на поверхность тегумента содержимое везикул. Предполагается, что эти структуры, гомологи сенсорных нервных окончаний, сочетающие сенсорную функцию с экзокринной, активно воздействуют на ткани хозяина.

16. В противоположность мнению о глубоких дезинтеграционных процессах в нервной системе цестод, обосновывается принцип прогрессивного развития церебральных ганглиев, идущего параллельно с развитием активно функционирующих прикрепительных органов на сколексе.

Благодарности. Работа посвящается моему покойному мужу, Владимиру Бисерову, широкая зоологическая эрудиция которого часто была опорой в моих научных начинаниях. Идея выполнить монографическое исследование нервной системы цестод на модельном объбкте Т. nodulosus принадлежала профессору, д.б.н. Борису Иосифовичу Куперману, долгое время руководившему лабораторией, с памятью о котором выполнена эта работа.

Хотелось бы выразить искреннюю благодарность сотрудникам ИБВВ РАН, помогавшим собирать материал в экспедициях: В.Р. Микрякову, Ю.В. Герасимову, А В.Васильеву; всем бывшим и нынешним сотрудникам кабинета электронной микроскопии во главе с СИ. Метелевым; всем сотрудникам лаборатории экологической паразитологии; особая признательность коллегам Ж.В. Корневой и В.А. Дудичевой, техническим помощникам И А. Ломтевой и И В. Русановой. Большое спасибо за консультативную помощь и постоянный интерес к работе сотрудникам ИПАРАН в лице Б.А. Шишова и Н Б. Терениной, сотруднику лаборатории электронной микроскопии МГУ А.Г. Богданову. Особая признательность моим зарубежным коллегам, помогавшим поддерживать высокий

методический уровень исследований, профессору Марии Ройтер и доценту Маргарете Густафссон, АБО Академия, Финляндия; профессору Гансу Иоахиму Пфлюгеру, Свободный Берлинский Университет, Германия.

Автор выражает глубокую благодарность научному консультанту В.В. Малахову за критическое отношение и глубокий анализ выполненных исследований, постоянную помощь и поддержку в работе.

Список сокращений, используемых в рисунках. А - крупные аксоны; Б -ботрия; Бн - ботридиальный нерв; БН - бульбарные нервы; ВК - выделительный канал; ГК - глиальные клетки; ГЛС - главные латеральные стволы; ГО - отростки глиальных клеток; ГУ - ганглионарные утолщения; ДЛС - дополнительный латеральный ствол; КГ - каудальные ганглии; КК - комиссура кольцевая; Кп -комиссура поперечная; КР - крючок; КРН - крючковый нерв; ЛН - латеральные субтегументальные нервы; МБ - мышечный бульбус хоботка; МО - мышечные отростки; МФ - миофибриллы; Н - нейрон; НВ - нервы вагины; НкП - нервы каудальной полости; НМК - нейромышечный контакт; НО - нервные отростки; НП

- нейропиль; НС - нейросекреторные отростки; ОМ - отверстие матки; ОТК -отростки темных клеток; ПП - поверхностный плексус; РН- радиальный нерв; С -сколекс; со - синаптическое окончание; Т - тегумент; ТП - теменная пластинка; X

- хоботок; ХН - хоботковый нерв; ЦГ - церебральные ганглии; ЯТК - ядра темных клеток.

Список основных публикаций по теме диссертации

Бисерова, Н.М. Сметанин. М.М. 1982. О точности определения увеличения поверхности тела Acantobothrium dujardini (Cestoda: Те^арИуН^еа) // В кн: Оценка погрешностей методов гидробиологических • и ихтиологических исследований. Рыбинск. С. 156-161.

Бисерова Н.М., Куперман Б.И. 1983. Морфофункциональная дифференциация покровных тканей цестоды Acanthobothrium dujardini (Те^арИуНИеа) // Паразитология. Т. 17. вып. 5. С.382-390.

Бисерова Н.М. 1984. Морфологическая и функциональная дифференциация микротрихий цестоды Acantobothrium dujardini (Те^арИуНИеа) // Биология внутренних вод. Л. Наука, N62. С.52-55

Бисерова Н.М. 1985. Распределение и ультраструктура рецептсрных образований сколекса у представителей трех отрядов низших цестод // В кн: Простые нервные системы. Казань. 4.1. С. 18-21.

Давыдов В.Г., Бисерова Н.М. 1985. Морфология двух типов фронтальных желез Ghllotia erinaceus (Cestoda, ТгурапогИупсИа) // Паразитология. Т. 19. №1. С.32-37.

Куперман Б.И., Давыдов В.Г., Поддубная Л.Г., Бисерова Н.М. 1985. Морфофункциональные основы адаптации цестод к организму хозяина // В кн: VIII Всесоюзное совещание по паразитам и болезням рыб. Л. Наука. С.78-80.

Бисерова Н.М. 1987. Полиморфизм покровов плероцеркоидов и половозрелых Ghllotia erinaceus ( Trypanorhyncha ) // Паразитология. Т.21. N1. С.26-34.

Давыдов В.Г, Бисерова Н.М. 1988. Особенности ультраструктуры нервной системы Gastrotaenia dogieli (Cestoda, Hymenolipedidae) // В кн: Простые нервные системы. Казань. Л. Наука. С.23-26.

Бисерова Н М. 1991. Распределение рецепторных образований и особенности ультратонкого строения нервной системы у представителей трех отрядов низших цестод //Журнал общей биологии. Т.52. N4. С.551-563.

Бисерова Н.М. 1991. Ультраструктурная организация сколекса и покровов стробилы Echinobothrium typus (Cestoda: Diphyllidea) // В кн: Морфологические основы филогенетики плоских червей. Труды ЗИН АН СССР. Т.241. С.153-172.

Biserova N.M., Scichov B.A., Zhukova N. 1991. Ultrastructural and histochemical studies of the nervous system of the scolex of adult Triaenophorus nodulosus (Cestoda: Pseudophyllidea) // In: Simple nervous system, Minsk. P. 11.

Biserova N.M. 1992. The sensory organs of low cestodes. In: Abstracts of International conference 'The ecophysiology of the life cycles of fish and their parasites". Konnevesi. С 15.

Biserova N.M. 1994. The fine structure of lateral nerve cord in adult Triaenophorus nodulosus (Cestoda) // In: Simpler nervous systems. (ISIN). Pushchino. P.2-3.

Gustafsson M.K.S., Biserova N.M., Graba-Kazbska В., Mantyla K., Niewiadomska K., Reuter M., Sheiman I. M., Terenina N.B. 1995. Principal similarities in the flatworm nervous system // Abst. 8th symp. on Invertabrate Neurobiology. ISIN. Hungary. Tihany. P. 27.

Biserova N.M., Gustafsson M.K.S., Reuter M., Terenina N.B. 1996. The nervous system of the pike-tapeworm Thaenophorus nodulosus (Cestoda: Pseudophyllidea) -ultrastructure and immunocitochemical mapping aminergic and peptidergic elements // Invertebrate Biology. V. 115. N 4. P. 273-285.

Бисерова Н.М 1996. Строение и способы формирования крючьев у представителей трех отрядов цестод // В кн: Систематика, таксономия и фауна паразитов. Москва. С. 9-11

Бисерова Н.М., Теренина Н.Б., Малютина Т.А. 1996. О паразито-хозяинных отношениях в системе Triaenophorus nodulosus - Esox lucius // В кн: Систематика, таксономия и фауна паразитов. Москва. С. 12-15

Бисерова Н.М 1997. Строение нервной системы сколекса Triaenophorus nodulosus (Cestoda, Pseudophyllydeay/Паразитология. T.31. №3. C.249-260

Бисерова Н.М. 1997. Ультраструктурные аспекты взаимоотношений нервной, мышечной и выделительной систем у цестод и амфилинид // В кн: Экологический мониторинг паразитов. С.-Петербург. С.138-140.

Biserova N.M. 1997. Cestodes as an object of neurobiological research // In: Simpler nervous system. 5th east European conference of the international society for invertebrate neurobiology. Moscow. P. 5.

Бисерова Н.М. Фролова В.А. 1997. Ультраструктурная организация нервной системы взрослой Amfilina foliacea (Amphilinida) // В кн: Экологический мониторинг паразитов. С.-Петербург. С.141-143.

Biserova N.M., Frolova V.A. 1997. First study of infrastructure of central nervous system in adult Amphilina foliacea (Amphilinida) // 5th East European conference of the international society for invertebrate neurobiology. Moscow. P. 6.

Корнева Ж.В., Давыдов В.Г., Бисерова Н.М. 1998. Адаптационные преобразования мышечных клеток прикрепительных аппаратов цестод // Паразитология. Т.32. №3. С. 193-200.

Biserova N.M. 1998. The ultrastructural aspects of muscular systems innervation in Triaenophorus nodulosus (Cestoda) // In: ICOPA IX. Parasitology International. 47(Suppl.). P. 293.

Biserova N.M., Reuter M., Gustafsson M.K.S. 1998. GABA- and 5-HT-immunoreactivity in nervous system of Caryophyllaeus laticeps (Cestoda: Caryophyllaeidea) // In: 18th Congress of Polish Parasitological Society. Olsztyn. Poland. P. 12.

Бисерова Н., Теренина Н., Хальтон Д., Густафссон М. 1999. Нервная система монозоичных цестод: иммуноцитохимическое выявление медиаторов и N0 у кариофиллид и циатоцефаллид //В кн: История развития и современные проблемы гельминтологии в России. М. С.8-9.

Dudicheva V.A, Biserova N.M. 1999. Distribution of sensory organs on the body surface of adult Amphilina foliacea (Plathelminthes, Amphilinida). Abstract 9th Symposium on Invertebrate Neurobiology. Tihany. Hungary. P. 21.

Biserova N.. Reuter M., Halton D.W, Maule A.G.,. Johnston R, Gustafsson M.K.S. 1999. 5-HT-, GlYRF-immunoreactivity in nervous system of adult Amphilina foliacea (Amphilinida) // Abstract 9th Symposium on Invertebrate Neurobiology. Tihany. Hungary. P. 20.

Бисерова Н.М., Корнева Ж.В. 1999. Сенсорный аппарат и особенности формирования нервной системы Triaenophonisnodulosus (Cestoda) в онтогенезе // Паразитология. 33. №1. С.39-48.

Biserova N. М. 1999. The ultrastructure of glia-like cells in lateral nerve cords of adult Amphilina foliacea (Amphilinida) // In: Abstract 9th Symposium on Invertebrate Neurobiology. Tihany. Hungary. P. 19.

Дудичева В.А., Бисерова Н.М. 2000. Распределение сенсорных образований на поверхности тела взрослой Amphilina foliacea (Plathelminthes, Amphilinida) // Зоологический журнал. Т.79. №10. С.1139-1146.

Biserova N. М. 2000. The ultrastructure of glia-like cells in lateral nerve cords of adultAmphilina foliacea (Amphilinida) //Acta Biol. Hung. V.51. (2-4). P. 439-442.

Biserova N.M. 2000. Do glia cells exist in parasitic flatworms? // European Journal of Neuroscience. V.12. Supp.11. P. 354.

Biserova N.M., Dudicheva V.A., Reuter M., Gustafsson M., Pflueger H.-J. 2000. Immunoreactivity towards GABA in the nervous system of flatworms // In: Simpler nervous system. 6th east European conference of the international society for invertebrate neurobiology. ISIN. Puschino. P. 32. •

Biserova N.M., Dudicheva V.A., Terenina N.B., Reuter M., Halton D.W., Maule A.G., Johnston R., Gustafsson M.K.S. 2000. The nervous system of Amphilina foliacea (Platyhelminthes, Amphilinidea). An immunocytochemical, ultrastructural and spectrofluoromentricalstudy//Parasitology. 121. P. 441-453.

Dudicheva V A., Biserova N. M. 2000. Sensory organs of adult Amphilina foliacea (Amphilinida) //Acta Biol. Hung. V. 51. (2-4). P.433-437.

Biserova. N.M. 2001. Neuromuscular junctions in CNS of Triaenophorus nodulosus (Cestoda) // fn: Abst. Central European Conference of Neurobiology. Krakow. P. 90

Бисерова Н.М., Сальникова - M.M. 2002. Ультратонкое строение главных латеральных нервных стволов и сопутствующих элементов Triaenophorus nodulosus (Cestoda: Pseudophyliidea) //Цитология. Т.44. №7. C.611 -622.

Бисерова Н.М. 2002. Ультраструктура гигантских аксонов Grillotia erinaceus (Trypanorhyncha) впервые обнаруженных у цестод // "Колосовские чтения - 2002". 4 международная конференция по функциональной нейроморфологии, С.-Пб, С.57.

Бисерова Н.М. 2003. Принципы организации нервной системы цестод и амфилинид // В кн: «Паразиты рыб: современные аспекты изучения». Борок. С.13-15.

В печати:

Biserova N.M., Pfluger H J. The ultrastructure of locust pleuroaxillary "steering" muscles in comparison to other skeletal muscles. Zoology. 2004.1-28

Корнева Ж.В., Бисерова Н.М. Морфофункциональные преобразования гладкой мускулатуры цестод в прикрепительных и копулятивных аппаратах // Успехи современной биологии. 2004. С.1-26.

Подписано в печать 06.04.2004 Формат 60x88 1/16. Объем 3.0 п.л. Тираж 100 экз. Заказ № 66 Отпечатано в ООО «Соцветие красок» 119992 гМосква, Ленинские горы, д. 1 Главное здание МГУ, к. 102

Í-78 И

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Бисерова, Наталья Михайловна

Глава 1. Введение

Глава 2. Материалы и методы

2.1. Материал.

2.1.1. Систематическое положение исследованных червей.

2.1.2. Сбор паразитологического материала.

2.2. Методы исследований.

2.2.1. Методы культивирования стадий развития модельного 16 вида Triaenophorus nodulosus.

2.2.2.Методы гистохимических и иммуноцитохимических 19 исследований нервной ткани.

2.2.3. Методы ультраструктурных исследований нервной 22 ткани.

2.3. Методико-рецептурный справочник.

2.3.1. Общие справочные данные.

2.3.2. Протоколы иммуноцитохимических реакций

2.3.3. Протоколы фиксаций ультраструктурных исследований

Глава 3. Организация нервной системы амфилинид на 42 примере Amphilina foliacea

3.1. История изучения нервной системы амфилинид.

3.2. Общая морфология нервной системы.

3.3. Ультраструктурная организация ЦНС A. foliacea.

3.3.1. Строение церебральных ганглиев.

3.3.2. Строение каудальных ганглиев.

3.3.3. Типы нейронов.

3.3.4. Нейропиль и типы синаптических контактов.

3.3.5. Организация главных латеральных стволов (ГЛС).

3.3.6. Глия.

3.3.7. Строение периферической нервной системы переднего и 59 заднего конца тела.

3.3.8. Взаимоотношения с выделительной системой.

3.4. Выявление и распределение нейроактивных субстанций в 62 нервной системе A. foliacea.

3.4.1. Выявление и распределение серотонина (5-НТ)

3.4.2. Выявление и распределение GYlRF-amide

3.4.3. Выявление и распределение гамма-аминомасляной 64 кислоты (ГАМК).

3.5. Сенсорные органы A. foliacea. '

Введение Диссертация по биологии, на тему "Нервная система цестод и амфилинид"

Актуальность проблемы.

Актуальность исследования нервной системы паразитических плоских червей на современном этапе продиктована в первую очередь привнесением новых идей и методов в зоологические исследования, с помощью которых были получены кардинально новые данные, требующие сравнительного и эволюционного осмысления. Анатомо-гистологические исследования паразитических платод, проводимые в конце 19 и начале 20 веков дают подробную картину внутреннего строения многих групп червей, в том числе паразитических платод, на основании которой был сделан вывод о вторичной упрощенности нервной системы паразитов по сравнению со свободноживущими плоскими червями. Для объяснения разнообразия нервного аппарата плоских червей были предложены различные гипотезы его эволюционного развития (Reisinger, 1926; Беклемишев, 1937, 1944, 1964; Bullock, Horridge,1965; Иоффе,1990; Котикова,1991 и др.). Большинство зоологов склонялось к мнению, что плоские черви явились исходными для высших типов животных, и дальнейшее становление нервного аппарата проходило на основе разнообразных планов строения нервной системы плоских червей. При этом предполагалось, что вся эволюция нервного аппарата паразитических платод связана только с его упрощением.

Систематическое положение и филогенетические связи амфилинид до сих пор остаются дискуссионными (Rohde, 1990;1994a;b). Ряд авторов считает, что эта группа принадлежит к Cestodaria, подклассу внутри класса Cestoidea (Janicki, 1930; Fuhrman, 1930;). Общий план строения амфилинид сильно отличается от цестод, их систематический ранг неоднократно менялся (Wardle, McLeod, 1952; Joyeux, Ваег, 1961) и позднее они были выделены в отдельный класс (Дубинина, 1982). На основании анатомического строения и жизненного цикла Дубинина считала амфилинид филогенетически близкими к моногенеям. По мнению других авторов амфилиниды - неотеническая группа (Poche,1925а; Яницкий, 1928; Janicki, 1930; Davydov, Kuperman, 1993) и половозрелые амфилины соответствуют плероцеркоидам цестод. Более поздние исследования сравнительной морфологии (Hoberg et al., 1997) и молекулярной филогении (Litvaitis, Rohde,

1999) дают основание считать гирокотилид и амфилинид монофилитической группой, отдельной от таксона Eucestoda. К сожалению, данные об ультраструктурной организации нервной системы амфилинид до сих пор отсутствовали, а сведения о нейрохимической организации касались только содержания и распределения серотонина.

Одной из важнейших составляющих нервной системы является глия, выполняющая важнейшие функции поддержания целостности нервного аппарата как единой функционирующей системы. До сих пор отсутствовали какие-либо исследования по выявлению глиальных элементов и характеру нейроглиальных отношений как у цестод и амфилинид, так и у остальных паразитических платод. Существующие отдельные сведения о наличие сопутствующих клеток в ЦНС платод не дали ответа на вопрос о наличие глии у плоских червей.

Сложный цикл развития со сменой нескольких хозяев ставит особые требования к функционированию нервной" системы как управляющему механизму в выборе места локализации и успешному осуществлению жизненно важных функций. Известно, что большинство нейронов выделяют специальные субстанции для связи внутри нервной системы. Если ранее сигнальные молекулы рассматривались только в качестве средств связи между нейронами, то сегодня известно, что действие нейроактивных субстанций распространяется не только на короткое или долговременное изменение возбудимости клетки, но и на клеточный метаболизм, репродуктивное развитие, и генную экспрессию (Halton, Gustafsson,1996). Вероятно, именно эти функции имеют кардинальное значение при смене хозяев и переходе от одной стадии развития паразита к другой. Однако сведений об онтогенетическом развитии нервной системы цестод явно недостаточно, они ограничены в основном исследованием холинэстеразной активности у личинок псевдофиллидных цестод (Котикова, Куперман, 1978а) и некоторыми данными по строению нервной системы личинок циклофиллид. Остается непонятным, как проходят начальные этапы морфологического становления нервной системы у ранних личинок цестод, особенно процеркоидов, в какой последовательности происходит становление нейрохимической организации. Эти проблемы актуальны для понимания процесса эволюции нервной системы, как плоских червей, так и для сравнительно-анатомической картины эволюции нервной системы беспозвоночных животных в целом.

Цели и задачи исследования.

Цель настоящей работы - представить детализированную картину строения и выявить основные принципы морфофункциональной организации нервной системы цестод и амфилинид. В задачи работы входило:

3. Исследовать тонкую организацию и разнообразие сенсорных органов цестод и амфилинид.

5. Изучить характер нейроглиальных отношений, представить доказательства существования глии у цестод и амфилинид.

Научная новизна.

Для нервной системы цестод впервые обосновывается принцип прогрессивного развития отдельных компонентов нервной системы в связи с формированием активно функционирующих прикрепительных органов на сколексе.

Впервые обосновано положение о том, что нервная система амфилинид представляет собой отдельное направление в эволюции нервного аппарата плоских червей

Впервые изучены особенности иннервации мышечного аппарата, показано участие центральных и периферических нейронов в образовании нейромышечных контактов, иммуноцитохимически доказано участие гамма-аминомасляной кислоты (ГАМК), пептидов группы RF и серотонина (5-НТ) в иннервации мышц.

Впервые изучены начальные этапы формирования нервной системы цестод и рассмотрены процессы структурных и нейрохимических преобразований при переходе от одной стадии жизненного цикла к другой; показаны отличия в формировании нервной системы амфилинид и цестод.

Основные положения, выносимые на защиту.

1). Для паразитических плоских червей характерен единый план строения ЦНС, включающей парные церебральные ганглии, соединенные центральной комиссурой, и пару главных нервных стволов, выходящих из центральных нейропилей церебральных ганглиев и продолжающихся до заднего конца тела. Несмотря на наличие общего плана строения, нервные системы цестод и амфилинид представляют собой два отдельных направления эволюции нервного аппарата. В нервной системе цестод, параллельно с развитием активно функционирующих прикрепительных органов сколекса, происходит процесс прогрессивного развития церебральных ганглиев и дифференциации отделов ЦНС.

- эффекторы (железы и мышцы) цестод и амфилинид имеют прямую иннервацию центральными и периферическими нейронами; имеют место специализированные синаптические контакты (асимметричный, специализированный пластинчатый, долевой, электрический и смешанный).

Одновременно с этим обосновывается положение о влиянии паразитизма на организацию сенсорного аппарата, которое проявляется в перераспределении сенсорных органов на поверхности тела и формировании чувствительных окончаний, сочетающих экзокринную функцию с сенсорной.

4). Обосновывается положение о поэтапном развитии нервной системы цестод от стадии к стадии; отсутствии интегрированной системы на первой свободноживущей стадии корацидия, перенесении основных процессов дифференцировки и интеграции нервной системы на паразитическую стадию процеркоида, преимущественное формирование периферической нервной системы и наращивание объема ЦНС на стадии плероцеркоида, у взрослых цестод пополнение и рост главных стволов, формирование элементов, иннервирующих половые органы продолжается за счет недифференцированных клеток из состава популяции стволовых клеток шейки.

Теоретическая и практическая значимость.

Работа представляет собой обобщение экспериментальных данных по строению нервной системы двух наименее изученных групп паразитических плоских червей и может быть использована для уточнения систематического положения и филогенетических связей амфилинид и цестод. В работе сформулированы новые принципы организации нервной системы внутри двух классов, которые могут быть экстраполированы на другие группы платод. Фактический материал по тонкому строению нервной системы может быть включен в университетский курс зоологии беспозвоночных, в учебники по зоологии и частной паразитологии. Методическая часть содержит оригинальные методики и прописи, которые могут быть использованы при изучении ультраструктурной и нейрохимической организации нервной ткани многих паразитических и свободноживущих животных, а также включены в рецептурно-методические пособия и справочники по иммуноцитохимии, включая ультраструктурные методы иммуноцитохимических исследований.

Выявление гамма-аминомасляной кислоты в нервной системе цестод и амфилинид, ее участие в иннервации крупных мышечных волокон тела и прикрепительного аппарата свидетельствует о возможности создания новых и использования уже известных антигельминтных препаратов на ее основе.

Апробация работы.

Результаты исследований были доложены на Всесоюзных и международных конференциях "Простые нервные системы" в 1988, 1991,1997, 2000 гг.; 2-ом съезде паразитологов, С.-Петербург, 1997; на семинаре "Морфология и эволюция" кафедры зоологии беспозвоночных, биологического факультета МГУ, Москва, 1999; 4 международной конференции по функциональной нейроморфологии, С.-Петербург, 2002; International conference "The ecophysiology of the life cycles of fish and their parasites", Konnevesi, Finland, 1992; 18th Congress of Polish Parasitological Society, Olsztyn, Poland, 1998; 9th Symposium on Invertebrate Neurobiology, Tihany, Hungary, 1999; European Forum of Neuroscience, Brighten, UK, 2000; Central European Conference of Neurobiology, Krakow, Poland, 2001.

Публикации.

По теме диссертации опубликовано 40 научных работ, из них 17 на английском языке.

Структура работы.

Работа состоит из 6 глав и выводов, списка литературы и приложения, содержащего 227 страниц иллюстраций (электроннограм и микрофотографий) и подписей к иллюстрациям. Первая глава представляет собой введение, во второй главе рассматриваются материалы и методы, в том числе оригинальные методы и модификации методик, справочные материалы. Третья глава представляет собой изложение оригинальных данных по общей морфологии, ультраструктуре, нейрохимической организации нервной системы и сенсорных органов амфилинид. В четвертой главе рассматриваются результаты оригинальных исследований общей морфологии, ультраструктуры, нейрохимической организации нервной системы и сенсорных органов цестод, представителей 5 отрядов. В пятой главе излагаются оригинальные данные по онтогенетическому развитию нервной системы цестод на примере Triaenophorus nodulosus , становлению ее структурной и нейрохимической организации, а также проводится анализ развития нервной системы цестод и амфилинид с учетом имеющихся литературных данных. Шестая глава представляет собой обсуждение результатов собственных исследований автора с привлечением литературных данных по анатомии, ультраструктуре, иммуноцитохимическим исследованиям нервной системы и сенсорного аппарата других групп паразитических и свободноживущих плоских червей. Общий объем работы -262 стр. машинописного текста в основной части и 228 стр. в приложении. Список литературы включает 365 названий.

Благодарности.

Работа посвящается моему покойному мужу, Владимиру Бисерову, широкая зоологическая эрудиция которого часто была опорой в моих научных начинаниях. Идея выполнить монографическое исследование нервной системы цестод на модельном объекте Т. nodulosus принадлежала профессору, д.б.н. Борису Иосифовичу Куперману, долгое время руководившему лабораторией, с памятью о котором выполнена эта работа.

Хотелось бы выразить искреннюю благодарность сотрудникам ИБВВ РАН, помогавшим собирать материал в экспедициях: В.Р. Микрякову, Ю.В. Герасимову, А.В.Васильеву; всем бывшим и нынешним сотрудникам кабинета электронной микроскопии во главе с С.И. Метелевым; всем сотрудникам лаборатории экологической паразитологии; особая признательность коллегам Ж.В. Корневой и В.А. Дудичевой, техническим помощникам И.А. Ломтевой и И.В. Русановой. Большое спасибо за консультативную помощь и постоянный интерес к работе сотрудникам ИПАРАН в лице Б.А. Шишова и Н.Б. Терениной, сотруднику лаборатории электронной микроскопии МГУА.Г. Богданову.

Особая признательность моим зарубежным коллегам, помогавшим поддерживать высокий методический уровень исследований, профессору Марии Ройтер и доценту Маргарете Густафссон, АБО Академия, Финляндия; профессору Гансу Иоахиму Пфлюгеру, Свободный Берлинский Университет, Германия.

Глава 2. Материалы и методы

2.1. Материал

Заключение Диссертация по теме "Зоология", Бисерова, Наталья Михайловна

выводы

1. Главные элементы нервной системы цестод и амфилинид представлены двумя латеральными нервными стволами, выходящими из двух церебральных ганглиев, соединенных центральной комиссурой. Перечисленные элементы нервной системы характеризуются наиболее мощным нейропилем, наибольшим числом нейронов, наличием многослойных оболочек. Главные (латеральные) нервные стволы, церебральные ганглии, и церебральная комиссура могут быть отнесены к центральной нервной системе. Другие элементы нервной системы, в том числе дополнительные (малые) продольные нервные стволы относятся к периферической ее части. Гомологи главных нервных стволов цестод и амфилинид могут быть выявлены в нервной системе всех представителей типа Plathelmintes, как паразитических, так и свободноживущих.

• концентрирована, нейроны содержатся только в церебральных ганглиях, ганглионарных утолщениях главных стволов и каудальных ганглиях, обладает элементами метамерии; для амфилинид характерно незначительное ультраструктурное разнообразие типов нейронов (4типа).

3. Все элементы ЦНС амфилинид окружены многослойными оболочками, состоящими из отростков специализированных глиальных клеток, которые не только окружают тела нейронов, но и проникают глубоко в нейропиль. В составе ганглиев амфилинид обнаружены несколько интегративных центров в виде центральных и краевых нейропилей, с многочисленными синапсами различной структурной организации. В нейропилях имеются классические химические и электрические синаптические контакты, а также смешанные синапсы, включающие участки химической и электрической передачи. Впервые для плоских червей описаны структуры типа синаптических гломерул. Краевые нейропили выполняют функцию двигательных центров, в них сконцентрированы нейромышечные контакты. Недифференцированные клетки в ЦНС амфилинид не обнаружены.

5. У цестод имеет место непрерывное поступление недифференцированных и малодифференецированных клеток в состав главных нервных стволов, за счет чего происходит пополнение популяции нейронов. Это обеспечивает постоянный рост нервных стволов в процессе нарастания стробилы.

6. Оболочки ЦНС цестод имеют разное происхождение и степень специализации: от разрастаний стенок выделительных сосудов, преобразованных в уникальные оболочки ганглиев и стволов, до типично глиальных клеток, которые в исследованных случаях имеют иммунореактивность к S100b. В ЦНС сколекса цестод глиальные элементы всегда более дифференцированы, чем в стробиле. Кроме клеточных элементов, в формировании оболочек цестод принимают участие фибриллы межклеточного матрикса.

7. Не смотря на наличие общего плана строения нервные системы цестод и амфилинид представляют собой два отдельных направления эволюции нервного аппарата. Это обусловлено ранним эволюционным расхождением цестод и амфилинид и согласуется с современными представлениями о таксономической обособленности амфилинид.

10. Отдельное мышечное волокно иннервируется по меньшей мере двумя нейронами разных медиаторных типов, образующих 2 типа контактов: а) нейромышечные синапсы с участием светлых везикул; б) парафиновые контакты с участием электронноплотных везикул. Иммуноцитохимически доказано участие гамма-аминомасляной кислоты (ГАМК), пептидов группы RF и серотонина (5-НТ) в иннервации мышц.

11. В нервной системе цестод и амфилинид присутствует одновременная иннервация эффекторов системами различной эргичности. В тоже время, одновременная локализация нейроактивных субстанций внутри нейронов или их отростков не обнаружена. Впервые в ЦНС цестод и амфилинид выявлена гамма-амино-масляная кислота (ГАМК), в том числе в составе везикул нейромышечных синапсов.

13. Онтогенетическое развитие нервной системы цестод проходит ряд этапов; при этом на первой стадии корацидия (онкосферы) цестоды не имеют интегрированной нервной системы, она представлена отдельными нервными элементами. Основные процессы дифференцировки и интеграции нервной системы, формирование церебральных ганглиев и парных стволов происходит на первой паразитической стадии процеркоида. На стадии плероцеркоида преимущественно происходит формирование периферической нервной системы и наращивание объема ЦНС. У взрослых цестод рост главных стволов и формирование элементов, иннервирующих половые органы, продолжается за счет недифференцированных клеток из состава популяции стволовых клеток шейки.

Заключение.

Анализ анатомии нервной системы паразитических платод показал единый план строения их центральной нервной системы, которая состоит из парных церебральных ганглиев, соединенных церебральной комиссурой и парных главных стволов, которые гомологичны внутри группы. Кольцевые комиссуры в сколексах некоторых цестод появляются как дополнительные проводящие тракты, связывающие доли ганглиев или объединяющие нервы. Дополнительные доли и ганглии развиваются одновременно с развитием подвижных органов прикрепления у цестод, в основании корешков выходящих нервов. Аналогичный процесс наблюдается при формировании каудальных ганглиев амфилинид, или, например, у моногеней. Для всех паразитических платод характерна одна пара более мощных главных стволов, берущих свое начало из центральных нейропилей церебральных ганглиев.

Признаки концентрации элементов ЦНС у цестод проявляются в группировании нейронов, дающих единый корешок, в формировании дорсальных и вентральных долей ЦГ, в появлении отделов ЦНС не содержащих тел нейронов, таких как бульбарные нервы трипаноринх, более центральном положении главных стволов, которые иногда образуют единый парный центральный ствол. У амфилинид концентрация нервных элементов более отчетлива, отделов ЦНС не содержащих нейроны значительно больше - это ЦК и ГЛС, в которых нейроны имеются только в каудальных ганглиях и ганглионарных утолщениях.

Особую роль в концентрации ЦНС играют глиальные оболочки. Их наличие, безусловно, свидетельствует об объединении отдельных элементов в компактный орган с единой внутренней средой.

Анализ анатомии и тонкой ультраструктурной организации показал, что, не смотря на наличие общего плана строения, нервные системы цестод и амфилинид представляют собой два отдельных направления эволюции нервного аппарата. Это обусловлено ранним эволюционным расхождением цестод и амфилинид и согласуется с современными представлениями об их таксономической обособленности.

6.4. Принципы организации нервной системы цестод и амфилинид.

На основании глубокого изучения структурной и нейрохимической организации нервной системы представителей 2 классов и 5 отрядов паразитических плоских червей предлагаются новые принципы организации, во многом отличные от ныне принятых. Среди них принцип единого плана строения ЦНС паразитических платод; принцип различных путей эволюции нервного аппарата цестод и амфилинид; принцип прогрессивного развития церебральных ганглиев цестод; принцип изоляции и объединения элементов нервной системы; принципы иннервации эффекторов; принципы формирования ЦНС; принцип изменения сенсорного аппарата при переходе к эндопаразитизму.

1. Принцип единого плана строения ЦНС паразитических платод.

Главные элементы нервной системы цестод и амфилинид представлены двумя латеральными нервными стволами, выходящими из двух

• церебральных ганглиев, соединенных центральной комиссурой. Перечисленные элементы нервной системы характеризуются наиболее мощным нейропилем, наибольшим числом нейронов, наличием многослойных оболочек. Главные (латеральные) нервные стволы, церебральные ганглии, и церебральная комиссура могут быть отнесены к центральной нервной системе. Другие элементы нервной системы, в том числе дополнительные (малые) продольные нервные стволы относятся к периферической ее части. Гомологи главных нервных стволов цестод и амфилинид могут быть выявлены в нервной системе всех представителей типа Plathelmintes, как паразитических, так и свободноживущих.

Выходя из ганглиев, как прямое продолжение центрального нейропиля, главные стволы могут занимать разное положение: у цестод и амфилинид более латеральное, в других группах платод более вентральное. Это обусловлено различными факторами, такими как форма тела, наличие органов прикрепления и пищеварения. Даже внутри класса цестод имеются множественные вариации в положении главных стволов. Например, у трипаноринх, на протяжении всего удлиненного сколекса, стволы,

• выходящие их ЦГ имеют центральное положение, расходясь на латеральную позицию только в переднем отделе стробилы. У лигулид, не имеющих отчетливой границы сколекса, главные стволы сближены на значительном расстоянии и расходятся на латеральную позицию в расширяющейся части тела. Главные стволы всегда расположены глубже, по сравнению с другими, и имеют больший объем составляющих их отростков, что подтверждено для всех изученных представителей плоских червей, включая бескишечных турбеллярий.

Главным нервным стволом следует называть только такое образование, которое содержит многочисленные компактно расположенные волокна, прямо происходящие из церебральных ганглиев, содержит тела нейронов и имеет оболочки, отделяющие ствол от соседних тканей.

Церебральные ганглии цестод и амфилинид соединены центральной церебральной комиссурой. Несмотря на частые упоминания о наличие кольцевой комиссуры, соединяющей сколексовые ганглии, подробные исследования показывают, что пара церебральных ганглиев всегда соединена центральной (фронтальной) комиссурой. Дополнительные полукольцевые комиссуры образуются выходящими дорсальными и вентральными корешками, как, например, у амфилинид, а также при формировании дополнительных долей церебральных ганглиев или дополнительных ганглиев. Примером могут служить трипаноринхи и тетрафиллиды, у представителей которых формируются дорсальные и вентральные комиссуры, расположенные выше и ниже центральной, и соединяющие доли церебральных ганглиев. В тоже время, у представителя кариофиллид С. laticeps отсутствует центральная комиссура, также как и церебральные ганглии. Главные стволы, дихотомически ветвясь в основании сколекса, образуют густую сеть нейронов; кольцевая комиссура у этого вида также не обнаружена.

2. Принцип прогрессивного развития церебральных ганглиев цестод, идущего параллельно с развитием активно функционирующих прикрепительных органов на сколексе.

В противоположность мнению о глубоких дезинтеграционных процессах в нервной системе цестод, анализ тонкого строения убедительно показывает, что в сколексе происходит концентрация нейронов в церебральных ганглиях и дальнейшее их развитие путем формирования долей ганглиев в случаях развития сложного прикрепительного аппарата.

Усиление церебральных ганглиев происходит по принципу расщепления на доли: (формирование долей в местах выхода комиссуры и корешков нервов, иннервирующих подвижный орган; выход дополнительных латеро-дорзальных и латеро-вентральных корешков из ЦГ дают начало формированию дорсальных и вентральных долей).

У цестод, имеющих выраженные подвижные ботрии (некоторые псевдофиллиды, дифилиды), формируются дорсальная и вентральная доли каждого церебрального ганглия; у цестод имеющих дополнительные присоски или хоботки (трипаноринхи, некоторые тетрафиллиды), дополнительно формируются передние доли; у цестод с хорошо развитыми присосками происходит концентрация нейронов в отходящих передних корешках церебральных ганглиев, иннервирующих присоски (некоторые протоцефаллиды и циклофиллиды); у циклофиллид дополнительно происходит проникновение нервных элементов и их концентрация в непарных терминальных хоботках.

В случае формирования радиально симметричного сколекса, не имеющего выраженных органов прикрепления (некоторые кариофиллиды), происходит дихотомическое расщепление главных нервных стволов, что приводит к утрате церебральных ганглиев.

Глиальные оболочки играют особую роль в функционировании и концентрации ЦНС. Их наличие, безусловно, свидетельствует об объединении отдельных элементов в компактный орган с единой внутренней средой. Вопреки ранее существовавшим представлениям доказано, что центральная нервная система амфилинид имеет глиальные оболочки, представленные специализированными глиальными клетками иммунореактивными к маркеру глии белку S100b. В разных отделах ЦНС глиальные клетки амфилинид имеют различное ультратонкое строение.

Оболочки ЦНС цестод имеют разное происхождение и степень специализации: от разрастаний стенок выделительных сосудов, преобразованных в уникальные оболочки ганглиев и стволов, до типично глиальных клеток, которые в исследованных случаях имеют иммунореактивность к S100b. В ЦНС сколекса цестод глиальные элементы всегда более дифференцированы, чем в стробиле. Кроме клеточных элементов, в формировании оболочек цестод принимают участие фибриллы межклеточного матрикса.

4. Принцип различных путей эволюции нервного аппарата цестод и амфилинид: ЦНС амфилинид представляет отдельное от цестод направление в эволюции нервного аппарата.

ЦНС амфилинид более концентрирована, характеризуется асимметричным положением церебральных ганглиев, наличием на заднем конце тела каудальных ганглиев и происходящих из них радиальных нервов, хорошо развитыми глиальными оболочками; сенсорный аппарат, кроме простых ресничных и безресничных рецепторов, включает сложные мультиресничные органы, богато представлен на заднем конце тела и имеет отличное от цестод распределение на поверхности тела в виде латеральных полос.

5. Принципы иннервации эффекторов: эффекторы (железы и мышцы) цестод и амфилинид имеют прямую иннервацию центральными и периферическими нейронами.

Вопреки имеющимся литературным данным об отсутствии прямых синаптических контактов на поверхности мышечных и железистых клеток у высших цестод, и устоявшемуся мнению о широком распространении механизма диффузии медиатора по межклеточному пространству, так называемый "поп synaptic site release", нами обнаружены прямые синаптические контакты нервных отростков с мышечными и железистыми клетками.

Центральная иннервация мускулатуры происходит двумя способами: прямая, когда аксоны выходят из ГЛС и образуют контакт на поверхности крупных миофибрилл, и сарко-невральная, при которой отростки мышечных клеток входят в нейропили ганглиев и главных стволов. Отдельное мышечное волокно иннервируется по меньшей мере двумя нейронами разных медиаторных типов; иммуноцитохимически доказано участие гамма-амино-масляной кислоты (ГАМК), пептидов группы RF и серотонина (5-НТ) в иннервации мышц.

Иннервация фронтальных и тегументальных желез цестод осуществляется ганглионарными нейронами и сенсорными периферическими нейронами. Фронтальные железы представителей 3 отрядов цестод и тегументальные железы цестод отряда Diphyllidea имеют на поверхности синаптические контакты. Иннервация фронтальных желез осуществляется нейронами церебральных ганглиев. Регуляция проведения секрета через толщу слоев субтегументальной мускулатуры происходит опосредованно: синаптические контакты первого и второго прядка имеются на мышечных волокнах, сопровождающих протоки фронтальных желез. Контроль над выделением секрета на поверхность тегумента осуществляется сенсорными нейронами, свободные окончания которых ко-лаколизованы с апикальными участками желез.

Тегументальные железы дифилид имеют прямые синаптические контакты с сенсорными нейронами, расположенными в тегументе.

6. Принципы формирования ЦНС: этапы формирования нервной системы цестод и амфилинид имеют определенные отличия, наиболее ярко выраженные на первой и последней стадии развития.

Корацидии (или онкосферы) цестод не имеют интегрированной нервной системы, а представлены отдельными нервными элементами, синаптические контакты между которыми отсутствуют. На примере псевдофиллид прослежено, что нейроны онкосферы образуют только нейромышечные контакты, но не имеют аксо-соматических или аксо-аксональных синапсов, что согласуется с данными других авторов по циклофиллидам. В противоположность корацидиям цестод, ликофоры амфилинид имеют развитый сенсорный аппарат и основные элементы ЦНС. Суть этих различий кроется в различной стратегии поведения свободноплавающих личинок цестод и амфилинид. Корацидии пассивны и являются пищевым объектом для циклопов, в то время как ликофоры активно ищут своих хозяев, проникая под кутикулу.

Основные процессы дифференцировки и интеграция нервной системы цестод, закладка церебральных ганглиев и парных стволов происходит на первой паразитической стадии процеркоида. На стадии процеркоида формируются основные элементы ЦНС сколекса. Недифференцированные клетки располагаются по пути следования зрелых отростков нейронов предыдущей стадии развития (от корацидия к плероцеркоиду) и первых сформированных, пионерских, нейронов. На стадии плероцеркоида происходит преимущественно формирование периферической нервной системы и наращивание объема ЦНС.

У взрослых цестод рост главных стволов и формирование элементов, иннервирующих половые органы, продолжается за счет недифференцированных клеток из состава популяции стволовых клеток шейки. В нервной системе ювенильных и половозрелых амфилинид недифференцировнных элементов не обнаружено, что является существенным отличием в развитии ЦНС и связано с отсутствием стробиляции и постоянного роста у амфилинид.

7. Принцип изменения сенсорного аппарата при переходе к паразитизму. Эволюция сенсорного аппарата при смене среды обитания и переходе к эндопаразитизму имеет следующие тенденции: редукция (у цестод) мультицилиарных сенсорных структур; формирование разнообразных безресничных рецепторов; появление нового типа свободных нервных окончаний, выделяющих нейроактивные субстанции в окружающую среду - организм хозяина; концентрация сенсорных образований на поверхности прикрепительных органов.

Сенсорные нейроны всех исследованных цестод и амфилинид расположены в субтегументе и относятся к периферической нервной системе. В результате проведенного исследования не обнаружены факты, подтверждающие включение первично чувствующих нейронов, имеющих свободное нервное окончание на поверхности тела, в состав церебральных ганглиев.

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Бисерова, Наталья Михайловна, Москва

1. B.К., Леднева В.Н. Реакция эндоплазматического ретикулума на частичную денервацию маутнеровских нейронов головастиков шпорцевой лягушки // Цитология. 2000. Т.42. №5. С. 508-515.

2. Беклемишев В.Н. Руководство по зоологии. Т.1. М.-Л. 1937. 795 с. Беклемишев В.Н. Основы сравнительной анатомии беспозвоночных. М. "Советская наука". 1944. 493 с.

3. Беклемишев В.Н. Основы сравнительной анатомии беспозвоночных. Органология. М. Наука. 1964. Т. 2. 446 с.

4. Бисерова Н.М. Морфологическая и функциональная дифференциация микротрихий цестоды Acanthobothrium dujardini (Tetraphyllidea) // Биология внутренних вод. 1984. N62. С. 52-55

5. Бисерова Н.М. Распределение и ультраструктура рецепторных образований сколекса у представителей трех отрядов низших цестод // В кн: Простые нервные системы. Казань. 1985а. 4.1. С. 18-21.

6. Бисерова Н.М. Случай внутриклеточного паразитизма у цестоды Grillotia erinaceus (Trypanorhyncha) // Тезисы конф. по морфологии и биологии паразитов. Одесса. 19856. С. 37-38.

7. Бисерова Н.М. Сравнительное морфофункциональное исследование покровов некоторых низших цестод. 1986. Автореферат канд. диссерт. 24с.

8. Бисерова Н.М. Полиморфизм покровов плероцеркоидов и половозрелых Grillotia erinaceus (Trypanorhyncha) // Паразитология. 1987. Т.21. N1.26-34.

9. Бисерова Н.М. Распределение рецепторных образований и особенности ультратонкого строения нервной системы у представителей трех отрядов низших цестод // Журнал общей биологии. 1991а. Т.52. N4.1. C.551-563.

10. Бисерова Н.М. Ультраструктурная организация сколекса и покровов стробилы Echinobothrium typus (Cestoda: Diphyllidea) // В кн:

11. Морфологические основы филогенетики плоских червей. Труды ЗИН АН СССР. 19916. Т.241. С.153-172.

12. Бисерова Н.М Строение и способы формирования крючьев у представителей трех отрядов цестод. В кн: Систематика, таксономия и фауна паразитов. Москва. 1996. С.9-11.

13. Бисерова Н.М Строение нервной системы сколекса Triaenophorus nodulosus (Cestoda, Pseudophyllydea) // Паразитология. 1997a.T.31. № 3. С. 249-260.

14. Бисерова Н.М. Ультраструктурные аспекты взаимоотношений нервной, мышечной и выделительной систем у цестод и амфилинид // В кн: Экологический мониторинг паразитов. С.-Петербург. 19976. С.138-140.

15. Бисерова Н.М. Ультраструктура гигантских аксонов Grillotia erinaceus (Trypanorhyncha) впервые обнаруженных у цестод. "Колосовские чтения 2002". Тез. док. 4 международной конференции по функциональной нейроморфологии. Санкт-Петербург. 2002. С.57.

16. Бисерова Н.М. Принципы организации нервной системы цестод и амфилинид. В кн: "Паразиты рыб: современные аспекты изучения". 2003. Борок. С. 13-15.

17. Бисерова Н.М., Корнева Ж.В. Сенсорный аппарат и особенности формирования нервной системы Triaenophorus nodulosus (Cestoda) в онтогенезе// Паразитология. 1999. Т.ЗЗ. №1. С. 39-48.

18. Бисерова Н.М., Куперман Б.И. Морфофункциональная дифференциация покровных тканей цестоды Acanthobothrium dujardini (Tetraphyllidea) // Паразитология. 1983. Т. 17. №. 5. С. 382390.

19. Бисерова Н.М., Сальникова М.М. Ультратонкое строение главных латеральных нервных стволов и сопутствующих элементов Triaenophorus nodulosus (Cestoda: Pseudophyllidea) // Цитология. 2002. T.44. №7. C.611-622.

20. Бисерова, Н.М. Сметанин. М.М. О точности определения увеличения поверхности тела Acanthobothrium dujardini (Cestoda: Tetraphyllidea). В кн: Оценка погрешностей методов гидробиологических и ихтиологических исследований. Рыбинск. 1982. С.156-161.

21. Бисерова Н.М, Теренина Н., Малютина Т. О паразито-хозяинныхотношениях в системе Triaenophorus nodulosus Esox lucius. В кн: Систематика, таксономия и фауна паразитов. Москва, 1996. С. 12-15

22. Бисерова Н.М. Фролова В.А. Ультраструктурная организациянервной системы взрослой Amphilina foliacea (Amphilinida). В кн.:

23. Экологический мониторинг паразитов. С.-Петербург. 1997. С.141-143.

24. Бочарова J1.С., Свешников В.А. Морфология головного мозга

25. Policelis nigra (Turbellaria) // Зоологический журнал. 1975. Т.54. С.340-354

26. Виноградов Г.А., Давыдов В.Г., Куперман Б.И. Морфофизиологические особенности водно-солевого обмена у некоторыхпсевдофиллидных цестод // Паразитология. 1982а. Т.16. Вып. 3. С.188193.

27. Виноградов Г.А., Давыдов В.Г., Куперман Б.И. Морфофизиологическое исследование механизмов адаптации к различным соленостям у псевдофиллидных цестод // Паразитология.19826.Т.16. Вып.5.С.377-383.

28. Голубев А.И. Электронная микроскопия нервной системы червей. Казань. Изд-во Казан, ун-та. 1982. 107 с.

29. Голубев А.И., Кашапова Л.А. Морфологические изменения эндоплазматического ретикулума в нейронах цестоды Dipylidium caninum II Цитология. 1974. 16. 8. С. 1028-1029.

30. Голубев А.И., Кашапова Л.А. Некоторые особенности ультратонкого строения нейронов цестоды Pelichnibothrium speciosum (Monticelli, 1889) (Cestoda: Tetraphyllidea) // Паразитология. 1975. Т. 9. вып. 5. С. 439-442.

31. Голубев А.И., Кашапова Л.А. Видовая и функциональная специфика тонкого строения нейронов цестод. Эколого-морфологическое исследование беспозвоночных. Казань. Изд-во Казан, ун-та. 1976. С. 3-14.

32. Голубев А.И., Сальников В.В. Ультратонкое строение специфических соединений нейрон межклеточное вещество в церебральном ганглии скребня // Цитология. 1979. Т. 21. № 9. С.1100

33. Голубев А.И. Черныш О.О. Ультраструктура нервной системы Ascaris suum II Паразитология. 1974. Т.8. №6. С.484-488.

34. Гончарова Г.В. Нервная система гельминтов (морфофункциональный и эволюционный аспекты). Тр. гельминтол. лаб. РАН. 1993. Т.39. С.11-12.

35. Давид О.Ф. Морфо-физиологические основы локомоции аннелид. Л. Наука. 1990. 117с.

36. Давыдов В.Г., Бисерова Н.М. Морфология двух типов фронтальных желез Grillotia erinaceus (Cestoda, Trypanorhyncha) // Паразитология. 1985. Т. 19. №1. С. 32-37.

37. Давыдов В.Г, Бисерова Н.М. Особенности ультраструктуры нервной системы Gastrotaenia dogieli (Cestoda, Hymenolipedidae) // В кн: Простые нервные системы. Л. Наука. 1988. С.23-26.

38. Давыдов В.Г., Куперман Б.И. Структура фронтальных желез у представителей трех отрядов цестод // Тр. Ин-та биологии внутр. Вод АН СССР. 1979. № 38/41. С. 177-188.

39. Догель В. А. Зоология беспозвоночных. М. «Высшая школа» 1975. Изд.6-е. Под ред. Полянского Ю.И. 560 с.

40. Дубинина М.Н. Ремнецы (Cestoda, Ligullidae) фауны СССР. М. Л. Наука. 1966. 261с.

41. Дубинина М.Н. Развитие Amphilina foliacea (Rud.) на всех фазах жизненного цикла и положение Amphilinida в системе плоских червей // Паразитол.сб. ЗИН АН СССР. 1974. Т.24. С.9-38.

42. Дубинина М.Н. Значение органов прикрепления в филогении ленточных червей // Паразитол. сб. ЗИН АН СССР. 1980. Т. 29. С. 65-83.

43. Дубинина М.Н. Паразитические черви класса Amphilinida (Plathelminthes). Л. Наука 1982.144с.

44. Дудичева В.А., Бисерова Н.М. Распределение сенсорных образований на поверхности тела взрослой Amphilina foliacea (Plathelminthes, Amphilinida) // Зоологический журнал. 2000. Т. 79 №10. С.1139-1146.

45. Жукова Н.Ю., Шишов Б.А. Флуоресценция биогенных аминов в нервной системе цестоды Khawia sp. II Простые нервные системы.

46. Всесоюзн. конф. Казань. Наука. 1988. С.99-101.

47. Журавлева З.Н. Ультраструктура моноаминергических синапсов периферических волокон в интраокулярных трансплантатах нервной ткани крысы // В кн.: "Ультраструктура и пластичность нейронов". Пущино. 1990. С. 110-118.

48. Забусов П.П. Исследования по морфологии и систематике озера Байкал // Тр. О-ва естествоиспытателей при Казан.ун-те. Казань. 1911. Т.43. №4. С. 1-422.

49. Иоффе Б.И., 1990. Морфологические закономерности эволюции нервной системы плоских червей: варианты ортогона и их связь с формой тела. Тр. Зоол. ин-та АН СССР. Л. Наука. Т. 221. С. 87-126.

50. Кашапова Л.А., Сахаров Д.А. Двойная иннервация быстрых волокон туловищной мускулатуры у личинки миноги. Доклады АН СССР. 1976. Т. 231.№6. С. 1495-1496.

51. Корнева Ж.В. Клеточный состав и ультраструктурная организация корацидия Triaenophorus nodulosus (Cestoda: Pseudophyllidea) // Паразитология. 1994. Т. 28. №4. С. 276-285.

52. Корнева Ж.В., Давыдов В.Г. Поддубная Л.Г. Аутофагия в процессе цитодифференцировки у цестод// Цитология. 1999. 41 (12). С. 1048- 1052.

53. Корнева Ж.В., Давыдов В.Г. Уникальная модификация гладкой мускулатуры у цестоды Sobolevicanthus sp. II Цитология. 1998. Т.40. №1. С. 10-13.

54. Корнева Ж.В., Давыдов В.Г., Бисерова Н.М. Адаптационные преобразования мышечных клеток прикрепительных аппаратов цестод// Паразитология. 1998. Т.32. №3. С. 193-200

55. Котикова Е.А. Гистохимический метод выявления нервной системы у плоских червей // Паразитология. 1967. Т. 1. Вып. 1. С. 7981.

56. Котикова Е.А. Сравнительно-анатомическое исследованиенервного аппарата плоских червей (Plathelmintes). Автореф. канд. дис. Л. 1971. 22с.

57. Котикова Е.А. О закономерностях эволюции нервного аппарата цестод. Эволюционная морфология беспозвоночных животных. Л. Наука. 1976. С. 33-34.

58. Котикова Е.А. Эволюция нервного аппарата цестод и закономерности в изменении числа стволов. Значение процессов полимеризации и олигомеризации в эволюции. Л. Наука. 1977. С. 3941.

59. Котикова Е.А. Особенности эволюции нервного аппарата цестод. Тр. Зоол. ин-та АН СССР. Л. Наука. 1979. Т. 84. С. 34-38.

60. Котикова Е.А. Особенности строения нервной системы диплозоид (Monogenea, Diplozoonidae) // Тр. Зоол. ин-та АН СССР. Л. Наука. 1983. Т. 121. С. 12-17.

61. Котикова Е.А. Ортогон плоских червей и основные пути его эволюции // Тр. Зоол. ин-та АН СССР. Л. Наука. 1991. Т. 241. С. 88111.

62. Котикова Е.А., Иоффе Б.И., Резник Г.К. О нервной системе марит Fasciola hepatica и Dicrocoelium lanceatum // Тр. Зоол. ин-та АН СССР. 1990. 221. С. 39-50.

63. Котикова Е.А., Куперман Б.И. Изучение анатомии нервного аппарата цестод отряда Pseudophyllidea // Проблемы паразитологии. Материалы 8-ой науч. конф. паразитологов УССР. Киев; Наукова думка. 1975. Ч. 1. С. 260.

64. Котикова Е.А., Куперман Б.И. Развитие нервного аппарата Triaenophorus nodulosus (Cestoidea, Pseudophyllidea) в онтогенезе II Паразитология. 1977. Т. 11. 3. С. 252-259.

65. Котикова Е.А., Куперман Б.И. Анатомия нервного аппарата цестод семейства Amphicotylidae и Diphyllobothriidae (Pseudophyllidea) II Паразитология. 1978а. Т. 12. 3. С. 210-217.

66. Котикова Е.А., Куперман Б.И. Новые данные о строении нервного аппарата цестод отряда Pseudophyllidea // Биология моря. 19786. 6. С. 41-46.

67. Краснощекое Г.П. Рецепторный аппарат паразитическихплоских червей. Прост, нерв, системы. Регион, конф. Междунар. о-ва нейробиол. беспозвоночных. М. 1991. С. 47.

68. Краснощекое Г.П., Плужников Л.Т. Железа хоботка личинок Taenia crassiceps (Cestoda: Taeniidae) // Паразитология. 1981. Т. 15. 6. С. 519-523.

69. Краснощекое Г.П.Плужников Л.Т.,Контримавичус В.Л. Два типа секреторных нейронов личинок Taenia crassiceps (Cestoda: Taeniidae). ДАН СССР. 1981. Т. 10. Вып. 6. С. 441-446.

70. Краснощекое Г.П., Плужников Л.Т., Поспехов В.В. Морфофункциональные особенности нервной системы циклофиллидий // Изв. Тихоокеан. НИИ рыб. хоз-ва и океаногр. 1994. Т. 117. С. 7-25.

71. Кузьмина В.В., Куперман Б.И. Сравнительная характеристика мембранного пищеварения у цестод и их хозяев рыб // Паразитология. 1983. Т. 17. №6. С. 436-442.

72. Куперман Б.И. Ленточные черви рода Triaenophorus- паразиты рыб. Экспериментальная систематика, экология. Л.; Наука. 1973. 208 с.

73. Куперман Б.И., Давыдов В.Г., Поддубная Л.Г., Бисерова Н.М. Морфофункциональные основы адаптации цестод к организму хозяина // VIII Всесоюзное совещание по паразитам и болезням рыб. Л. Наука. 1985.

74. Куперман Б.И. Функциональная морфология низших цестод. Л. Наука. 1988. 168 с.

75. Лагутенко Ю.П. Структурная организация туловищного мозга аннелид. Л. Наука. 1981.127 с.

76. Луппа X. Основы гистохимии. М.; "Мир". 1980. 343 с. Мамкаев Ю.В. Ресничные черви и методологические принципы эволюционной морфологии // Тр. Зоол. ин-та АН СССР. Л. Наука. 1987. Т. 167. С. 4-33.

77. Мамкаев Ю.В., Котикова Е.А. О морфологических особенностях нервного аппарата бескишечных турбеллярий // Зоологический журнал. 1972. Т. 51. Вып. 4. С. 477-489.

78. Мандельштам Ю.Е. Наследов Г.А. Функциональные особенности • локомоторных мышц саранчи // Нейрофизиология. 1977. Т. 9. № 5. С. 532

79. Миничев Ю.С. Нервная система: первые этапы морфологической эволюции. В кн: Простые нервные системы. Казань. 1985. 4.2. С. 28-30.

80. Мошков Д.А. Адаптация и ультраструкгура нейрона. М.; Наука. 1985. 200с.

81. Мошков Д.А., Тирас Н.Р. Различия цитоскелета в тормозных и возбуждающих синапсах// Цитология. 1987. Т.29. №2. С. 156-160.

82. Незлин Л.П., Рыбаков А.В. Гистохимическое изучение нервной системы церкарий трематод // Жур. общ. биол. 1988а. Т.49. № 5. С.695-703.

83. Незлин Л.П., Рыбаков А.В. Особенности эволюции нервной системы на разных стадиях жизненного цикла трематод // В кн: Проблемы макроэволюции. М. 19886. С. 88-89.

84. Незлин Л.П., Рыбаков А.В., Контримавичюте Д.В. Гистохимическое изучение нервной системы церкарии Podocotyle atomon II Паразитология. 1993. Т.26. №2. С. 115-121.

85. Павлик Л.Л, Тирас Н.Р., Пахотина И.Д., Мошков Д.А. Влияние цитохалазина D на структуру смешанных синапсов и их электротоническую проводимость // Цитология. 1999. Т.41. №7. С. 590597.

86. Плужников Л.Т. Функциональная цитоморфология рецепторных окончаний Dilepis undula (Cestoda: Hymenolepididae). "4 Нац. конф. по паразитол. Варна, 3-5 окг." София. 1983. С. 144-145.

87. Плужников Л.Т. Цитоморфологические проявления химической коммуникации у цестод. Прост, нерв, системы. Регион, конф. Междунар. о-ва нейробиол. беспозвоночных. М. 1991. С. 75.

88. Плужников Л.Т., Краснощекое Г.П., Поспехов В.В., 1986. Ультраструктура рецепторных окончаний циклофиллидей (Cestoda,

89. Cyclophyllidea) // Паразитология. T.20. №6. C.441-447.

90. Плужников Л.Т., Поспехов В.В. Некоторые особенности ультраструктуры нейронов циклофиллидных цестод // Паразитология. 1990. 24. 1. С. 18-22.

91. Поддубная Л. Г. Особенности ультратонкого строения нейронов и рецепторных образований некоторых кариофиллидных цестод// В кн.: Простые нервные системы. 1985. Ч. 2. С. 62-64.

92. Поддубная Л.Г. Ультраструктура сенсорных окончаний у прогенетической цестоды Diplocotyle olrikii (Cestoda: Cyathocephalata) // Паразитология. 1998. T.32. №1. С. 79-83.

93. Попова Н.В. Ресничные рецепторы бескишечной турбеллярии Convoluta convoluta (Turbellaria, Acoela) // В кн.: Простые нервные системы. 1985. 4.2. С. 64-66.

94. Попова Н.В., Мамкаев Ю.В. О типах сенсилл у бескишечных турбеллярий //Тр. Зоол. ин-та АН СССР. 1987. Т.167. С. 85-89.

95. Поспехов В.В. Развитие чувствительных окончаний у цестод. Прост, нерв, системы: Регион, конф. Междунар. о-во нейробиол.беспозвоночных. М. 1991. 76.

96. Поспехов В.В., Краснощекое О.А. Новый тип чувствительного окончания в присосках цестод // Паразитология. 1992а. 26. 2. С. 168170.

97. Поспехов В.В., Краснощекое Г.П. Формирование чувствительных окончаний у цестод // Паразитология. 19926. Т.26. №1. С. 82-84.

98. Поспехова Н.А. Морфофункциональные особенности сколекса циклофилидей. Автореферат канд. дисс. М. 2001. 23с.

99. Поспехова Н.А., Краснощекое Г.П., Поспехов В.В. Протонефридиальная система сколекса циклофиллидей // Паразитология. 1993. Т. 27.1. С.48-53.

100. Поспехова Н.А., Шишов Б.А., Плужников Л.Т. Гистохимическая реакция на биогенные амины в нервной системе личинки и зрелой цестоды // Паразитология. 1989. 23. 1. С. 71-74.

101. Протасова Е.Н., Куперман Б.И., Ройтман В.А., Поддубная Л.Г.• Кариофиллиды фауны СССР. М.; Наука. 1990. 238 с.

102. Ровенский Ю.А. Растровая электронная микроскопия нормальных и опухолевых клеток. Медицина. 1979.151 с.

103. Рыбаков А.В., Незлин Л.П. Гистохимическое изучение нервной системы партенит трематод // Ж. общ. биол. 1990. Т.51. №3. С. 419424.

104. Салимова Н.Б., Сахаров Д.А. Обилие серотонинсодержащих нейронов в периферической нервной системе круглоротых // Ж. общ. биол. 1981.42(1). С. 106-112.

105. Санталова И.М., Мошков Д.А. Исследование вклада двух разных афферентных входов в утомление маутнеровских нейронов золотой рыбки // В кн.: Ультраструктура и пластичность нейронов. Пущино. 1990. С. 91-100.

106. Слюсарев Г.С. Строение нервной системы Diclybothrium armatum Leuckart (Monogenea, Diclybothriidae). Тр. Зоол. ин-та АН СССР 1983. Т.121.С. 18-21.

107. Сотников О.С., Богута К.К., Голубев А.И., Миничев Ю.С. Механизмы структурной пластичности нейронов и филогенез нервной системы. Санкт- Петербург: Наука. 1994. С. 240.

108. Теренина Н.Б. Влияние резерпина на уровень серотонина у цестоды Hymenolepis diminuta и в кишечнике хозяина-крысы. Тр. Гельминтол. лаб. АН СССР. 1988. 36. С. 44-46.

109. Теренина Н.Б. Содержание серотонина и дофамина у гельминтов различных классов // Ж. эволюц. биохимии и физиол. 1989. 25(5). С. 566-571.

110. Теренина Н.Б. Исследование метаболизма серотонина у цестод рыб и их хозяев. 9 Всес. совещ. по паразитам и болезням рыб. Петрозаводск: Тез. докл.-Л. 1991а. С. 129-130.

111. Теренина Н.Б. Сравнительное исследование метаболизма серотонина у гельминтов и их хозяев // Ж. эволюц. биохимии и физиологии. 19916. Т. 27. 6. С. 737-742.

112. Тимофеев В.А., Куперман Б.А. Ультратонкое строение наружных покровов корацидия Triaenophorus nodulosus (Pall)// Паразитология.1967. Т.1. Вып. 2. С.124-130.

113. Тимофеев В.А., Куперман Б.А. Ультратонкое строениекутикулы и субкутикулярногослоя процеркоида, плероцеркоида и взрослых особей Triaenophorus nodulosus (Pall) // Паразитология.1968. Т.2. Вып. 1. С.42-49.

114. Тимофеев В.А., Куперман Б.А. Возникновение и формирование микротрихий у цестод на примере Т. nodulosus по электронно-микроскопическим данным// Докл. АН СССР. 1972. Т.207 №.3 С.757-759.

115. Тимофеев В.А., Куперман Б.А. Электронно-микроскопическое исследование процессов возникновения и формирования покровов у цестод на примере Triaenophorus nodulosus II Паразитология. 1973. Т.7. Вып. 4. С. 339-348.

116. Тимофеева Т.А. Нервная система Nitzschia sturionis (Abildgard) (Monogenea, Copsalidae). Тр. зоол. ин-та АН СССР 1983. 121. С. 5-11.

117. Тимофеева Т.А., Котикова Е.А. Нервная система низших моногеней, представителей отрядов Tetraonchoidea и Dactylogyroidea // Паразитология. 1993. 27(2). С. 118-126.

118. Тирас Н.Р., Павлик Л.Л., Мошков Д.А. Выявление актина и особенности организации цитоскелета Маутнеровских нейронов золотой рыбки // Цитология. 1990. 32(4). С. 352-358.

119. Уикли Б. Электронная микроскопия для начинающих. Изд. "Мир". 1975 324 с.

120. Шеперд Г. Нейробиология. Т.1. 1987. 454 с.

121. Шипкова Л.Н. Топографическая анатомия нервной системы и иннервация ротовой присоски трематоды Dicrocoelium lanceatum (Stiles et Hassal, 1896). Тр. лаб. Гельминтол. АН СССР. 1981. 33. С. 76-81.

122. Шишов Б.А. Катехоламины в нервной системе Notocotylus attenuatus (Trematoda, Notocotylidae) // Паразитология. 1984. 18(3). С. 215-219.

123. Шишов Б.А. Аминергические и холинергические элементы в нервной системе гельминтов. Тр. Зоол. ин-та АН СССР. 1991. 241. С. 112-137.

124. Шишов Б.А., Теренина Н.Б., Люкшина Л.М. Биогенные амины и нервная система Opistorchis felineus II Мед. паразитол. и паразит.болезни. 1989. 2. С. 68-72.

125. Яницкий К.С. Цикл развития паразита стерляди Amphilina foliacea G.Wagen, по наблюдениям и экспериментам. Работы Волжской биологической станции. 1928. Т. 10. С. 97-134.

126. Allison F.R. Sensory receptors of the rosette organ of Gyrocotyle rugosa // Int. J. Parasitol. 1980. 10. P. 5-6.

127. Anctil M., De Wale J. -P., Miron M. -J., Pani A.K. Monoamines in the nervous system of the tube-worm Chaetopterus variopedatus(Polychaeta): Biochemical detection and serotonin immunoreactivity//Cell and Tissue Res. 1990. 259.1. P. 105-118.

128. Bedini C., Lanfranchi A. Ultrastructural study of the brain of a Typhloplanid flatworm // Acta Zoologica (Stockholm). 1998. 79. 3. P. 243-249.

129. Biserova N.M. The sensory organs of low cestodes. In: Abstracts of International conference "The ecophysiology of the life cycles of fish and their parasites". Konnevesi. 1992.

130. Biserova N.M. Cestodes as an object of neurobiological research // In: Simler nervous system. 5th east European conference of the international society for invertebrate neurobiology, Moscow. 1997. P. 5.

131. Biserova N.M. The ultrastructural aspects of muscular systems innervation in Triaenophorus nodulosus (Cestoda) // In: ICOPA IX, Parasitology International. 1998. V. 47. P. 293.

132. Biserova N. M. The ultrastructure of glia-like cells in lateral nerve cords of adult Amphilina foliacea (Amphilinida) // Abstract 9th Symposium on Invertebrate Neurobiology, Juli 1-5. Tihany. Hungary. 1999. P. 19.

133. Biserova N. M. The ultrastructure of glia-like cells in lateral nerve cords of adult Amphilina foliacea (Amphilinida) // Acta Biol. Hung. 2000a. V.51. (2-4). P. 439-442.

134. Biserova N.M. Do glia cells exist in parasitic flatworms? // European Journal of Neuroscience. 2000b. V.12. Supp.11. P. 354.

135. Biserova N.M. Neuromuscular junctions in CNS of Triaenophorus nodulosus (Cestoda) // In: Abst. Central European Conference of Neurobiology. Krakow. 2001. S.90

136. Biserova N.M., Dudicheva V.A., Reuter M., Gustafsson M., PfluegerH.-J Immunoreactivity towards GABA in the nervous system of flatworms // In: Simler nervous system. Puschino. 2000a. P. 32.

137. Biserova N.M., Frolova V.A. First study of ultrastructure of central nervous system in adult Amphilina foliacea (Amphilinida) // 5th East European conference of the international society for invertebrate neurobiology. Moscow. 1997. P. 6.

138. Biserova N.M., Pfluger H.J. The ultrastructure of locust pleuroaxillary "steering" muscles in comparison to other skeletal muscles. Zoology. 2004. 128 (in press)

139. Biserova N.M., Reuter M., Gustafsson M.K.S. GABA- and 5-HT-immunoreactivity in nervous system of Caryophyllaeus laticeps (Cestoda: Caryophyllaeidea) // In: 18tb Congress of Polish Parasitological Society. September 9-12. Olsztyn. Poland. 1998. P. 12.

140. Biserova N., Reuter M.,. Halton D.W, Maule A.G. Johnston R, Gustafsson M.K.S. 5-HT-, GlYRF-immunoreactivity in nervous system of adult

141. Amphilina foliacea (Amphilinida) // Abstract 9th Symposium on Invertebrate Neurobiology. Juli 1-5. Tihany. Hungary. 1999. P. 20.

142. Biserova N.M., Scichov B.A., Zhukova N. Ultrastructural and histochemical studies of the nervous system of the scolex of adult Triaenophorus nodulosus (Cestoda: Pseudophyllidea) // Simple nervous system, Minsk. 1991. P.11

143. Brian G., Rodney W. Release of exogenously-supplied and endogenous serotonin from tissue slices of Hymenolepis diminuta II Brain Res. 1989. 486. 2. P. 376-380.

144. Blair D.C., Burt M.D.B., 1976. Observations on the scolex of Monocoestus americanus (Stiles, 1895) (Cestoda, Anoplocephalidea) // Can. J. Zool. V. 54. № 5. P. 802-806.

145. Blitz N.M., Smyth J.D., 1973. Tegumental ultrastructure of Rallietina cesticiclus during the larval- adult transformation with emphasis on the rostellum // Int. J. Parasitol. V. 3. P. 561-570.

146. Bockerman I., Reuter M., Timoshkin O. Ultrastructural study of the central nervous system of endemic Geocentrophora (Prorhynchida, Platyhelmintes) from Lake Baikal И Acta Zoologica (Stockholm).1994. 75. 1. P. 47-55.

147. Bondsdorff G.H. Forssten Т., Gustafsson M.K.S., Wikgren B.J. Cellular composition of plericercoids of Diphyllobothrium dendriticum (Cestoda)//Acta Zool. Fennica. 1971.132. P. 1-25.

148. Brooker B.E., 1972. The sense organs of trematode miracidia // Eds. Canning E.U., Wright C.A. London: Acad. Press. P. 171.

149. Bullock T.N., Horridge G.A. Structure and function in the nervous system of invertebrates // W.H. Freeman and C°. 1965. Vol.1. P. 535.

150. Campbell R., Carvajal J. Echinobothrium euzete, a New Cestoda from the Spiral Valve of a Chilean Elasmobranch. // Pros. Helminthol. Soc. Wash. 1980. V. 47. 2. P. 165-167.

151. Choubisa S.L. Neuroanatomy of furcocercous, Cercaria milleri II Curr. Sci. 1988. 57. 7. P. 402-404.

152. Cohn L. Zur Anatomie der Amphilina foliaceae (Rud.) // Zeitschr. f. wiss. Zool. 1904. 76. P. 367-387.

153. CoonsA.H., Leduc E.H., Connoly J.M. Studies on antibodyproduction. I. A method for the histichemical demonstration of the specificantibody and its application to a study of the hyperimmune rabbit // J. of Experimental Medicine. 1955.102. P. 49-60.

154. Cooper N.B., Allison V.F., Ubelaker J.E., 1975. The fine structure of the cysticercoid of Hymenolepis diminuta // Z. Parasitenk., V. 46. № 3. P. 229-239.

155. Davydov V.G., Kuperman B.I. The ultrastructure of the tegument and the peculiarities of the biology of Amphilina foliacea adult (Plathelminthes, Amphilinidea) // Folia Parasitol. 1993. V. 40. P. 13 22.

156. Davey, K.G., Breckenridge W.R. Neurosecretory cells in a cestode, Hymenolepis diminuta //Science. 1967. 158. P. 931-932.

157. Dudicheva V.A, Biserova N.M. Distribution of sensory organs on the body surface of adult Amphilina foliacea (Plathelminthes, Amphilinida) // Abstract 9th Symposium on Invertebrate Neurobiology. July 1-5. Tihany. Hungary. 1999. P. 21.

158. Dudicheva V.A., Biserova N. M. Sensory organs of adult Amphilina foliacea (Amphilinida) //Acta Biol. Hung. 2000. V. 51(2-4). P. 433-437.

159. Eklove H., Webb R.A. Glutamate-like immunoreactivity in the cestoda Himenolepis diminuta II Can. J. Zool. 1990. 68. 11. P. 2417-2423.

160. Elo I., Maule A.G., Grahn M., Shaw C., Gustafsson M.K.S., Halton D.W. The pattern of neuropeptide F and RF-amide in two tapeworms // Hydrobiologia. 1995. 305. 1-3. P. 305-306.

161. Eriksson K.S., Maule A.G., Halton D.W., Panula P.A.J., Shaw C. GABA in the nervous system of parasitic flatworms // Parasitology. 1995. 110. P. 339-346.

162. Fairweather I. Neurosecretion in hymenolepidid tapeworms // Proc.Br.Soc.ParasitolApril 7-9.1976. Parasitology. 1976. 73. XXXIV.

163. Fairweather I. Hymenolepis nana: the fine structure of the oncosphere // Proc.Br.Soc.Parasitol. April 9-11. 1979 Parasitology 79: XVI

164. Fairweather I., Halton D.W. Neuropeptides in platyhelminths // Parasitology. 1991. 102. P.77-92.

165. Fairweather I., Threadgold L.T. Hymenolepis nana: the fine structure of the penetration gland and nerve cells within the oncosphere // Parasitology. 1981. V. 82. 3. P. 445-458.

166. Fairweather I., Threadgold L.T. Hymenolepis nana: the fine structure of the adult nervous system // Parasitology. 1983. 86. 1. P. 89103.

167. Featherston D.W., 1972. Tenia hydatigena 1V. Ultrastructure study of the tegument // Z. Parasitenk. V. 38. P. 214-232.

168. Fuhrmann O. Cestoda. Zweite Unterklasse der Cestoidea // In: Kukenthal s und Krumbach s Handb. Zool. 1930. 1931. V. 2(3-4). P. 181-416.

169. Gabrion G., Euzet-Sicard S., 1979. Etude du tegument et des receptours sensoriels du scolex d'un plerocercoide de Cestode Tetraphyllidea aTaide de la microsropie electronique //Ann. Parasital. hum. et сотр. В.54. № 6. P. 573-583.

170. Gerebtzoff M.A. Cholinesterases. London. 1959. P.1-95.

171. Gustafsson M.K.S. The histology of the neck region of plerocercoids of Triaenophorus nodulosus (Cestoda, Pseudophyllidea) // Acta ZoologicaFennica. 1973. 138. P. 3-15.

172. Gustafsson M.K.S. Cestode neurotransmitters // Parasitology Today. 1985. 1. P. 72-5.

173. Gustafsson M.K.S. Immunocitochemical demonstation of neuropeptides and serotonin in the nervous system of adult Schistosoma mansonill Parasitology Research. 1987. 74. P. 168-174.

174. Gustafsson M.K.S. The secretory neurous of a tapeworm // Neuroendocrinology. 1990a. 52.1. P. 53.

175. Gustafsson M.K.S. The cells of a cestode: Diphyllobothrium dendriticum as a model in cell biology. 1990b.

176. Gustafsson M.K S. Skin the tapeworms before you stain the their nervous system. A new method for whole-mount immunocitochemistry // Parasitol. Res. 1991. 77. P. 509-516.

177. Gustafsson M.K.S. Skinning tapeworms to reveal their nervous system // Прост, нерв, системы; Регион, конф. Междунар. о-ва нейробиол. Беспозвоночных. М. 1991. С. 33.

178. Gustafsson M.K.S., Eriksson К. Localization and identification of catecholamines in the nervous system of Diphyllobothrium dendriticum (Cestoda) // Parasitol. Res. 1991. 77. P. 498-502.

179. Gustafsson M.K.S., Eriksson K. Never ending growth and a growth factor. 1. Immunocytochemical evidence for the presence of basic fibroblast growth factor in a tapeworm // Growth factors. 1992. 7. P. 327334.

180. Gustafsson M.K.S., Halton D.W., Maule A.G., Reuter M., Shaw C. The gull-tapeworm, Diphyllobothrium dendriticum and neuropeptide F: an immunocytochemical study// Parasitology. 1994.109. P. 599-609.

181. Gustafsson M.K.S., Jukanen A.E., Wikgren M.C. Activation of the peptidergic neurosecretory system in Diphyllobothrium dendriticum (Cestoda) at suboptimal temperatures // Z. Parasitenk. 1983. 69. 2. P. 279-282.

182. Gustafsson M.K.S., Lehtonen M.A.I., Sundler F. Immunocytochemical evidence for the presence of mammalian neurohormonal peptides in neurones of the tapeworm Diphyllobothrium dendriticum // Cell and Tissue Res. 1986. 243. P. 41-49.

183. Gustafsson M.K.S., Lindholm A.M., Terenina N.B., Reuter M. NO nerves in a tapeworm. NADPH-diaphorase histochemistry in adult Hymenolepis diminuta // Parasitology. 1996.113. P. 559-565.

184. Gustafsson M.K.S., Nassel D., Kuusisto A. Immunocytochemical evidence for the presence of P-like peptide in Diphyllobothrium dendriticum// Parasitology. 1993. 106. 1. P. 83-89.

185. Gustafsson M.K.S., Wikgren M.C. Peptidergic and aminergic neurons in adult Diphyllobothrium dendriticum Nitzsch,1824 (Cestoda, Pseudophyllidea)//Z. Parasitenk. 1981a. 64. 2. P. 121-134.

186. Gustafsson M.K.S., Wikgren M.C. Release of neurosecretorymateriae by protrusions of bounding membranes extending through the axolemma in Diphyllobothrium dendriticum (Cestoda) // Cell and Tissue Research. 1981b. 220. P. 473-479.

187. Gustafsson M.K.S., Wikgren M.C. Development of immunoreactivity to the invertebrate neuropeptide small cardiac peptide В in the tapeworm Diphyllobothrium dendriticum II Parasitology Res. 1989. 75. P. 396-400.

188. Gustafsson M.K.S., Wikgren M.C., Karhi T.J., Schot L.P.C. Immunocytochemical demonstration of neuropeptides and serotonin in the tapeworm Diphyllobothrium dendriticum II Cell and Tissue Res. 1985. 240. 2. P. 255-260.

189. Gwendolen R.F. The muscle, nervous and excretory systems of the plerocercoid of Callitetrarhynchus gracilis (Cestoda: Trypanorhyncha) from Bermuda fishes // Parasitology. 1988. 96. 2. P. 337-351.

190. Halton D. W., 1979. The surface topography of a monogenean, Diclidophora merlangi revealed by scanning electron microscory // Z. Parasitenk. V. 61. P 1.

191. Halton D.W., Shaw C., Maule A.G., Smart D. Regulatory peptides in helminth parasites// Parasitology. 1994. 34. P. 163-227.

192. Halton D.W., Gustafsson M.K.S. Functional morphology of the platyhelminth nervous system // Parasitology. 1996.113. P. 47-72.

193. Halton, D.W., Maule A.G., Shaw C. Trematode Neurobiology // Advances in Trematode Biology. 1997. CRC Press. New York. P.345-381.

194. Hariri M.J. Occurrence and concentration of biogenic amines in Mesocestoides corti (Cestoda) // Journal of Parasitology. 1974. 60. P.737.743.

195. Hess E., Guggenheim R., 1977. A study of the microtriches and sensory processes of the tetrathyridium of Mesocestoides corti Hoeopli, 1925, by transmission and scanning electron microscopy // Z. Parasitenk. V. 53. P. 189199.

196. Hrckova G., Halton D. W., Maule A.G., Brennan G.P., Shaw C., Johnston C.F. Neuropeptide F-immunoreactivity in the tetrathyridium of Mesocestoides corti (Cestoda: Cyclophyllidea) // Parasitol. Res. 1993. 79. P. 690-695.

197. Hunerland N.H., Andolfatto P., Chisholm J.M., Wang Z., Chen X. Fatty-acid-binding protein in locust flight muscle // J.Biochem. 1992. 210. P. 10451051.

198. Janicki C. Uber den Bau von Amphilina liguloidea Diesing // Zeitschr. f. wiss. Zool. 1908. 89. P. 568-597.

199. Janicki C. Grundlinien einer "Cercomer" Theorie zur Morphologie der Trematoden und Cestoden // Festschr. f. Zschokke. Basel, 1921. 30, 1-22.

200. Janicki C. Uber die jungsten Zustande von Amphilina foliacea in der Fischleibeshohle, sowie Generelles zur Auffassung des Genus Amphilina G. Wagen //Zool.Anz. Bd 90. 1930. S. 190-205.

201. Jones M.K. Ciliated sensory receptors of the terminal genetalia of Cylindrotaenia hickmani (Cestoda, Nematotaeniidae) // Bull. Soc. fr. parasitol. 1990. 8.1. P. 192.

202. Joyeux Ch., Baer J.G. Classe des Cestodes // Traite de Zoologie. 1961. V. IV. P.347-569.

203. Kanev I., Busta J., Bayssade-Dubour Ch., Albaret J.Z., Vassilev I., Eisenhut U., Shichov В., Dimitrov V. On the nervous system of Cercaria echinata v. Siebold, 1837 (Trematoda: Echinostomatidae) // Bull. Soc. fr. parasitol. 1990. 8. P. 220.

204. Koopowitz H. Free-living Platyhelmintehes // In: Electrical Conduction and Behaviour in 'Simple' Invertebrates (ed. Shelton.G.A.B.).1982. Р.359-392.

205. Korneva J.V., Kuperman В.I., Davydov V.G. Ultrastructural investigation of the secondary excretory system in different stages of the procercoid of Triaenophorus nodulosus (Cestoda, Pseudophyllidea, Triaenophoridae)//Parasitology. 1998. 116. 373-381.

206. Kralj N. Morphologic and histochemical studies on the nervous system of tapeworms revealed by the cholinesterase metod (Taenia hydatigena, Dipylidium caninum and Moniezia expansa) II Veterinarski Arhiv. 1967. 37. P. 277-286.

207. Kuperman B.I. Davydov V.G. The fine structure of frontal glands in oncospheres,procercoids and pleroceroids of Pseudophyllidea // Intern.J. Parasitol. 1982 a. Vol.12. N 2-3. P.135-144.

208. Mansour Т.Е. Serotonin receptors in parasitic worms // Advances in Parasitology. 1984. 23. P. 1-36.

209. Magee.R.M., Fairweather I., Johnston C.F., Halton D.W., Shaw C. Immunocytochemical demonstration of neuropeptides in the nervous system of the liver fluke, Fasciola hepatica (Trematoda, Digenea) // Parastology. 1989. 98. P. 227-238.

210. Mantyla K., Reuter M., Halton D., Maule A., Brennan G., Shaw c., Gustafsson M. The nervous system of Procerodes littoralis (Maricola.Tricladida). An ultrastructural and immunoelectron microscopical study//Acta Zoologica. 1998. V.79. N1. P.1-8

211. Mariaux J. A molecular phylogeny of the Eucestoda // J. Parasitol. 1998. 84(1). P. 114-124.

212. McKey D.M., Halton D.W., Johnston C.F., Fairweather I., Shaw C. Occurrence and distribution of putative neurotransmitters in the frog-lung parasite Haplometra cylindracea (Trematoda: Digenea) // Parasitol. Res. 1990. 76, 6, 509-517.

213. Maule A.G., Halton D.W., Allen J.M., Fairweather I. Studies on motility in vitro of an ectoparasitic monogenean, Diclidophora merlangi II Parasitology 1989a. 98,1, 85-93.

214. Maule A.G., Halton D.W., Johnston C.F., Fairweather I., Shaw C. Immunocytochemical demonstration of neuropeptides in the fish-gill parasite, Diclidophora merlangi (Monogenoidea) // International J. for Parasitology. 1989b. 19. P. 307-316.

215. Maule A.G., Halton D.W., Shaw C., Johnston C.F. The cholinergic, serotoninergic and peptidergic components of the nervous system of Moniezia expansa (Cestoda, Cyclophyllidea) // Parasitology. 1993. 106. 4. P. 429-440.

216. Maule A.G., Shaw C., Halton D.W., Brennan G.P., Johnston C.F., Moore S. Neuropeptide F (Moniezia expansa): localisation and characterization using specific antisera // Parasitology. 1992. 105. 3. P. 505-512.

217. Maule A.G., Shaw C., Halton D.W., Thim L., Johnston C.F., Fairweather I., Buchanan K.D. Neuropeptide F: a novel parasitic flat worm regulatory peptide from Moniezia expansa (Cestoda: Cyclophyllidea) // Parasitology. 1991. 102. 2. P. 309-316.

218. Mikoletzky H. Zur Kenntnis des Nerven und Excreditionsystems einiger Susswassertricladen nebst andernBeitragen zur Anatomie von Planaria alpine IIZ. Wiss. Zool. 1907. V.87. P. 382-432.

219. Morita M., Best J.B. Electron microscopic studies of planaria. III. Some observations on the fine structure of planarian nervous tissue // J. Exp. Zool. 1966. V.161. P.391-412

220. Morseth D.J., 1967. Observations on the fine structure of the nervous of Echinococcus granulosus II J. Parasitol. V. 53. P. 492-500.

221. Morris G.P., 1971. The fine structure of the tegument and associated • structures of the cercaria of Schistosoma mansoni II Z. Parasitenk. V. 36. P.

222. Mrazek A. Archigetes appendiculatus Ratz // Vstn. Krai. Ceske Spol. Nauk, Trida math.-prirodoved. Prague. 1898. Sv. 3, N.32. S.1-47.

223. Niewiadomska K., Moczon T. The nervous system of Diplostomum pseudospathaceum Niewiadomska, (Digenea, Diplostomatidae) // Z. Parasitenk. 1982. 68. 3. P. 295-304.

224. Ohman-Lames G. Histochemical studies of the cestode Diphyllobothrium dendriticum Nitzsch.,1824, Zeit // Paras. 1968. 30. P. 4056.

225. Oosaki Т., Ishii S. Observations on the ultrastructure of nerve cells in the brain of the planarian Dugesia gonocephala // Z. Zellforsch. 1965. V.66. P.782-793.

226. O.Shea M., Schaffer M. Neuropeptide function: the invertebrate contribution // Ann. Rev. in Neuroscience. 1985. 8. P. 171-198.

227. Pax R.A., Bennett J.L. Neurobiology of parasitic platyhelmints: possible solutions to the problems of correlating structure with function // Parasitology. 1991.102. P. 31-39.

228. Poche F. Zur Kenntnis der Amphilinidea // Zool. Anz. 1922. 54. P. 276-287.

229. Poche F. Das System der platodaria // Arch. f. Naturgesch. Jahrg. 83. Abt. A. H. 1925a. 3. P. 244-338.

230. Poche F. Zur Kenntnis von Amphilina foliacea II Zeitschr. f. wiss. Zool. 1925b. 125. P. 585-619.

231. Poche F. On the morphology and systematic position of the cestode Gigantolina magna II Rec. Ind. Mus. 1926. 28. P. 1-27.

232. Popova L.B., Davydov V.G. Studies of localization of Amphilina foliacea (Amphilinidae Dubinina, 1974) in definitive hosts // Helmintologia. 1988.25.P.129-138.

233. Ramadevi P., Hanumantha K. The larva of Echinobothrium reesae Ramadevi 1969 (Cestoda: Diphyllidea) from the body cavity of a pasiphaeidcrustacean Leptochela aculeocaudata Paulson, 1875. // J. Helminthol. 1974. V. 48. 12. P. 129-131.

234. Rahemo L.I.F. Demonstration of the nervous system in the Protocephalid, Ophiotaenia sp // Bull. Soc. fr. parasitol. 1990. 8. 1. P. 201.

235. Rasin K. Beitrage zur postembrionalen Entwicklung der Amphilina foliacea (Rud.).nebst einer Bemerkung uber die Laboratoriumskultur von Gammarus pulex (L.). // Zeitschr.f.wiss. Zool. 1931. Bd. 138. S. 555-579.

236. Rees G. Studies on the functional morphology of the scolex and of the genitalia in Echinobothrium brachysoma Pinther and E. affine Diesing from Raja clavata. // Parasitol. 1961. V. 56. P. 45-54.

237. Rees G. Nerve cells in Acanthobothrium coronatum (Rud.) (Cestoda: Tetraphyllidea) // Parasitology. 1966. 56. P. 45-54.

238. Rees F. G. The muscle, nervous and excretory systems of the plerocercoid of Callitetrarhynchus gracilis (Rud 1819) (Pinter 1931) (Cestoda: Trypanorhyncha) from Bermuda fishes // Parasitology. 1988. 96. P. 337-351.

239. Reisenger E.Untersuchungen am Nervensystem von Bothrioplana semperi Braun // Z.Morph.Okol.Tiere. 1925. 5. 119-149.

240. Reuter M. Ultrastructure of the Epithelium and the Sensory Receptors in the Body Well, the Proboscis and the Pharynx of Gyratrix hermaphroditus (Turbellaria, Rhabdocoela)//Zoologica Scripta. 1975. V.4. P. 191-204.

241. Reuter M. Scanning and Transmission Electron Microscopic Observations on Surface Structures of Three Turbellarian Species // Zoologica Scripta. 1978.V.7. P. 5-11.

242. Reuter M. Immunocytochemical demonstration of serotonin and neuropeptides in the nervous system of Gyrodactylus salaris (Monogenea) // Acta Zoologica. 1987. 68. P. 187-193.

243. Reuter M. Development and organisation of nervous system visualized by immunocytochemistry in three flatworm species. Prog. Zool // 1988. 36. P. 181-184.

244. Reuter M. From innovation to integration. Trends of the integrative system in microturbellarias // Acta Academiae Aboensis Ser. 1990. B. 50. P. 161-178.

245. Reuter M., Gustafsson M. "Neuroendocrine cells"in flatworms-Progenitors to metazoan neurons? //Arch. Histol. and Cytol. 1989. 52. P. 253

246. Reuter M., Gustafsson M.K.S.,Sahlgren S.,Halton D., Maule A.,Shaw C. The nervous system of Tricladida. I. Neuroanatomy of Procerodes littoralis (Maricola, Procerodidae): an immunocytochemical study // Invertebrate Neuroscience. 1995a. 1. P. 113-122.

247. Reuter M., Joffe В., Palmberg I. 1993. Sensory receptors in the head of Stenostomum leucops. II. Localization of catecholaminergic histofluorescence ultrastructure of surface receptors //Acta biol. Hung. 44.1. P.125-131.

248. Reuter M., Karlin Т., Schot L.P.C. Immunocytochemical demonstration of peptidergic neurons in the central and peripheral nervous system of the flatworm Microstomum lineare with antiserum to FMRF-amide // Cell Tissue Res. 1984. 238. P. 431-436.

249. Reuter M., Lehtonen M., Wikgren M. Immunocytochemical evidence of neuroactive substances in flatworms of different taxa-a comparison //Acta Zool. 1988. 69. P. 29-37.

250. Reuter M., Lindroos P. The ultrastructure of the nervous system of Gyratrix hermaphroditus (Turbellaria, Rhabdocoella) // Aacta Zoologica.1979. 60. P.153-163.

251. Reuter M., Mantyla K., Gustafsson M.K.S. Organiztion of the orthogon main and minor nerve cords // Hydrobiologia.1998. 383. P.175-182.

252. Reuter M., Palmberg I. An ultrastructural and immunocytochemical study of gastrodermal cell types in Microstomum lineare (Turbellaria, Macrostomida)//Acta Zool. 1987. 68. P. 153-163.

253. Reuter M., Palmberg I. Development and differentiation of neuronal subsets in asexually reproducing Microstomum lineare immunocytochemistry of 5-HT, RF-amide and SCPb // Histochemistry. 1989.91. P. 123-131.

254. Reuter M., Palmberg I. Synaptic and nonsynaptic release in Stenostomum leucops // In: The Early Brain. ABO. Ed. Gustafsson&Reuter. ABO Acad. Press. 1992. V. 50.N 7. P.121-136.

255. Reuter M., Wikgren M., Lehtonen M. Immunocytochemical demonstration of 5-HT-like and FMRF-amide-like substances in whole mounts of Microstomum lineare (Turbellaria) // Cell Tissue Res. 1986. 246. P. 7-12.

256. Ribeiro P., Webb R.A. The occourrence and synthesis of octopamine and catecholamines in the cestode Hymenolepis diminuta. Mol. and Biochem// Parasitol. 1983. 7. 1. P. 53-62.

257. Richard J., Klein M.J., Stoeckel M.E. Neural and glandular localisation of substance P in Echinostoma caproni (Trematoda-Digenea) // Parasitol. Res. 1989. 75. 8. P. 641-648.

258. Richards K.S., Arme C. Sensory receptors in the scolex-neck region of Caryophyllaeus laticeps (Caryophyllidea: Cestoda) // J. Parasitol. 1982. 68(3). P. 416-423.

259. Rieger R.M. Turbellaria. In: Microscopic anatomy of Invertebrates.

260. Eds. Harrison F.W., Boditsh В J. 1991.V. 3. P. 47-51.

261. Rieger R.M., Salvenmoser W., Legniti A., Tyler S. Phalloidin-rhodamine preparations of Macrostomum hystricinum marinum (Plathelminthes): morphology and postembryonic development of the musculature//Zoomorphology. 1994.114. P. 133-147.

262. Rheuben MB. Quantitative comparison of the structural features of slow and fast neuromuscular junctions in Manduca // J. Neurosci. Jul. 1985. 5(7). P. 1704-16.

263. Rohde K. Ultrastructure of the nerves and sense receptors of Polystomoides renschi Rohde and P. malayi Rohde (Monogenea: Polystomatidae) // Z.Parasit. 1972. 40. P. 307-320.

264. Rohde K. Phylogeny of Platyhelminthes, with special reference to parasitic groups. Int // J. For Parasitology. 1990. 20. 8. P. 979-1007.

265. Rohde K. The Minor Groups of Parasitic Platyhelminthes // Parasitology. 1994a. 33. P. 146-234.

266. Rohde K. The Origins of Parasitism in the Platyhelminthes // Int. J.• For Parasitology. 1994b. 24. 8. P. 1099-1115.

267. Rohde К., Garlick P.R. Two ciliate sense in the larva of Austramphilina elongata Johnston, 1931 (Amphilinidea) //Zoomorphology. 1985a. 105. P. 30-33.

268. Rohde K., Garlick P.R. Subsurface sense receptors in the larva of Austramphilina elongata Johnston, 1931 (Amphilinidea) // Zoomorphology. 1985b. 105. P. 34-38.

269. Rohde K., Garlick P.R. Ultrastructure of the Posterior sense receptor of larval Austramphilina elongata (Amphilinidea) // International J. for Parasitology. 1985c. 15. 4. P. 399-402.

270. Rohde K., Watson N., Garlick P.R. Ultrastructure of three of sense receptors of larval Austramphilina elongata (Amphilinidea) // International J. for Parasitology. 1986. 16. 3. P. 245-251.

271. Rohde K., Watson N. Ultrastructural studies of juvenile Austramphilina elongata: transmission electron microscopy of sensory receptors // Parasitol. Res. 1990. 76. 4. P. 336-342.

272. Rosenbluth J. Myoneural junction of two ultrastructurally sistinct typer in earthworm body wall muscle // J. Cell Biol. 1972. 54. P. 566-579.

273. Samii S.I., Webb R.A. Acetylcholine-like immunoreactivity in the cestode Hymenolepis diminuta 11 Brain Res. 1990. 513. P. 161-165.

274. Scharrer B. Peptidergic neurons // Acta Morphologica Neerlande Scandinavica. 1982. 20. P. 219-223.

275. Skuce P.J. Johnston C.F., Fairweather I, Halton D.W., Shaw C. 1990. A confocal scanning laser microscope study of the peptidergic and serotoninergic components of the nervous system in larval Schistosoma mansoni И Parasitology. 101:227-234.

276. Shaw C., Johnston C.F. Role of regulatory peptides in parasitic platyhelminths and their vertebrate hosts: Possible novel factors in host-parasite interactions // Parasitology. 1991.102, 93-105.

277. Smales L.R., Blankespoor H.D. Echinostoma revolutum (Froelich, 1802) Looss, 1899 and Isthmiophora melis (Schrank, 1788) Luhe, 1909

278. Echinostometinae, Digenea): Scanning electron microscopy of the tegumental surfaces//J.Helminthol. 1984. 58. 3. P. 187-195.

279. Smyth J.D. Halton D.W. The Physiology of Trematodes // Cambridge. Cambridge University Press. 1983. 280p.

280. Sukhdeo M.V.K., Sukhdeo S.C. Ontogenetic development of the brain of the platyhelminth Fasciola hepatica II Tissue and Cell. 1990. 22. P. 39-50.

281. Sukhdeo M.V.K., Sukhdeo S.C. Optimal habitat selection by helminths within the host environment // Parasitology. 1994. 109. P. 4155.

282. Sutcliffe J.F., Shipp J.L., Kokko E.G. Ultrastructure of the palpal bulb sensilla of the black fly Simulium arcticum (Diptera: Simuliidae) // J. Med. Entomol. 1987. 24. 3. P. 324-331.

283. Swiderski Z., Tkach V. Ultrastructural studies on the cellular organization of the oncospheres of the nematoteniid cestode, Nematotenia dispar (Goeze,1782) // Acta Parasitologica. 1997. 42(3). P. 158-167.

284. Swiderski Z., Tkach V. Ultrastructure of embryonic development of Inermicapsifer madagascariensis (Cestoda, Anoplocephalidae) with emphasis о the cellular organization of infective eggs // Acta Parasitologica. 2002. 47(2). P. 105-120.

285. Swiderski Z., Xylander W.E.R. Types of vitellocytes and vitellogenesis in the Cestoda in relation to different types of embryonic development, ovoviviparity and life cycles // Wiadomosci Parazitologiczne (Suppl.). 1998.44(3). P. 604.

286. Terenina N.B. Effect of the ecologo-physiological factors on the serotonin content in fish helmintus // Abstr. Rep. Petrozavodsk. 1991. C. 84.

287. Terenina N.B. Serotonin in Helminths: content, synthesis, metabolism //Acta Biologica Hungarica. 1993. 44(1). P. 121-124.

288. Vasantha S., Ravi Kumar B.V., Roopashree S.D., Sarala Das, Shankar S.K. Neuroanatomy of Cysticercus cellulosae (Cestoda) as revealed by acetylcholinesterase and nonspecific esterase histohemistry // Parasitol. Res. 1992. 78. P. 581-586.

289. Walker R.J., Holden-Dyc L. Evolutionary aspects of transmitter molecules, their receptors and channels // Parasitology. 1991. 102. P. 729.

290. Wann K.T. The elecrtrophysiology of the somatic muscle cells of Ascaris suum and Ascaridia gallilf Parasitology. 1987. 94. 3. P. 555-566.

291. Ward S.N., Allen J.M., McKerr G. Neuromuscular physiology of Grillotia erinaceus metacestodes (Cestoda: Trypanorhyncha) in vitro // Parasitology 1986. 93. P. 121-132.

292. Wardle R., McLeod I.A. The zoology of tapeworms. Minneapolis, Univ. Minnesota Press, 1952, p.395.

293. Webb R.A. Davey K.G., 1974. Ciliated sensory receptors of the unactivated metacestode of Hymenolepis microstoma II Tissue and Cell. V.6.P.587-598.

294. Webb R.A. Davey K.G. The gross anatomy and histology of the nervous system of the metacestode of Hymenolepis microstomal/Can.J.Zool. 1975. V.53 (5). P.661-677.

295. Webb R.A., Eklove H. Demonstration of intense glutamate-like immunoreactivity in the longitudinal nerve cords of the cestode Hymenolepis diminuta //Parasitol.Res. 1989. 75. P. 545-548.

296. Webb R.A., Mizukawa K. Serotonin-like immunoreactivity in the cestode Hymenolepis diminuta II J. Сотр. Neuroi. 1985. 234. 4. P. 431-440.

297. Whittington I.D., 1987. A comparative study of the anatomy of the oncomiracidia of the hexabotriid monogeneans Rajonchocotyle emarginata and Hexabotrium appendiculatum II J. mar. biol. Ass. U. К. V. 67. P. 757-772.

298. Wikgren M.C. The nervous system of early larval stages of the cestode Diphyllobothrium dendriticum // Acta Zoologica.1986.V. 67. 3. P. 155-163.

299. Wikgren M., Reuter M. Neuropeptides in a microturbellarian whole-mount immunocytochemistry // Peptides. 1985. 6. P. 471-475.

300. Wikgren M., Reuter M., Gustafsson M. Neuropeptides in free-living and parasitic flatworms (Platyheiminthes). An immunocytochemical study // Hydrobiologia. 1986. 132. P. 93-99.

301. Wikgren M., Reuter M., Gustafsson M.K.S., Lindroos P. Immunocytochemical localization of histamine in flatworms // Cell Tissue Res. 1990. 260. P. 479-484.

302. Will H. Anatomie von Caryophyllaeus mutabilis Rud. // Ztschr. Wiss. Zool. 1893. Bd. 56. S. 1-39.

303. Wisniewski L.W. Das Genus Archigetes R. Leucart. Eine Studie zur Anatomie, Histogenese, Systematic und Biologie // Mem. Acad. Polon.sci.(Sci. Math.biol.). Ser. B. 1930.N.2. S.1-160.

304. Wissoca J.G., Boilly B. Muscles a simple striation oblique et a striation trausversale chez une Annelide polichete Magellona papillicornis II Biol. cell. 1978. 29. P. 183-192.

305. Xylander W.E.R. A presumptive ciliary photoreceptor in larval Gyrocotyle urna Grube and Wagener (Cestoda) // Zoomorphology. 1984. 104. 1. P. 21-25.

306. Xylander W.E.R. Zur Ultrastructur und Biologie der Gyrocotylida und Amphilinida und ihre Stellung im System der Plathelminthen // Dissertation, Universitat Gottingen. 1986a. S. 1-307.

307. Xylander W.E.R. Ultrastrukturelle Befunde zur Stellung von Gyrocotyle im System der parasitischen Plathelminthen // Verh. Dtsch. Zool. Ges. 1986b. 79. P. 193.

308. Xylander W.E.R. Ultrastructure of the lycophora larva of Gyrocotyle urna (Cestoda, Gyrocotylidea). I. Epidermis,neodermis anlage and body musculature //Zoomorphology. 1987a. 106. P. 352-360.

309. Xylander W.E.R. Ultrastructure of the lycophora larva of Gyrocotyle urna (Cestoda, Gyrocotylidea). II. Receptors and nervous system // Zool. Anz. 1987. 219. 3-4. P. 239-255.

310. Xylander W.E.R. Ultrastructure of the lycophora larva of Gyrocotyle urna (Cestoda, Gyrocotylidea). III. The protonephridial system // Zoomorphology 1987b. 107. P. 88-95.

311. Xylander W.E.R. Das Protonephridialsystem der Cestoda: Evolutive Veranderungen und ihre mogliche funktionelle Bedeutung // Verh. Dtsch. Zool. Ges. 1987c. 80. P. 257-258.

312. Xylander W.E.R. Ultrastructural studies on the reproductive system of Gyrocotylidea and Amphilinidea (Cestoda). II. Vitellarium, vitellocyte development and vitelloduct of Girocotile urna // Zoomorphology. 1987d. 107. P. 293-297.

313. Xylander W.E.R. Ultrastructural studies on the reproductive system of Gyrocotilidea and Amphilinidea (Cestoda). I. Vitellarium, vitellocyte development and vitelloduct in Amphilina foliacia (Rudolphi, 1819). //Parasitol. Res. 1988a. 74. P. 363-370.

314. Xylander W.E.R. Ultrastructural studies on Udonellidae: evidence for a position within the Neodermata. In: Ax, P., Ehlers, U., Sopott-Ehlers, B. (Hrsg.): Freeliving and Symbiotic Plathelminthes // Progr. Zool. 1988b. 36. P. 51-57.

315. Xylander W.E.R. Untersuchungen zur Biologie von Gyrocotyle urna (Cestoda) und Uberlegungen zu ihrem Lebenszyklus // Verh. Dtsch. Zool. Ges. 1989a. 82. P. 251.

316. Xylander W.E.R. Ultrastructural studies on the reproductive system of Gyrocotylidea and Amphilinidea (Cestoda). Spermatogenesis, spermatozoa and testes of Gyrocotyle // Int. J. Parasitol. 1989b. 19. P. 897-905.

317. Xylander W.E.R. Ultrastructure of the lycophora larva of Gyrocotyle urna (Cestoda, Gyrocotylidea). IV. The glandular system // Zoomorphology. 1990. 109. P. 319-328.

318. Xylander W.E.R. Ultrastructure of the lycophora larva of Gyrocotyle urna (Cestoda, Gyrocotylidea). V. Larval hooks and associated tissues // Zoomorphology. 1991. 111. P. 59-66.

319. Xylander W.E.R. Sinneszellen von Gyrocotyle urna: Rezeptorenvielfalt bei einem ursprunglichen Cestoden // Verh. Dtsch. Zool. Ges. 1992a. 85. 1. P. 230.

320. Xylander W.E.R. Investigations on the protonephridial system of postlarval Gyrocotyle urna and Amphilina foliacea (Cestoda) // Int. J. Parasitol. 1992b. 22. P. 287-300.

321. Xylander W.E.R. Ultrastructural investigations of spermatogenesis and morphology of spermatozoa, vas efferens and receptaculum seminis of Amphilina foliacea II Verh. Dtsch. Zool. Ges. 1993. 86. 1. P. 184.

322. Xylander W.E.R. Epidermis and sensory receptors of Temnocephala minor (Plathelminthes, Rhabdocoela, Temnocephalida): an electron microscopic study//Zoomorphology. 1997.117. P. 147-154.

323. Xylander W.E.R. Systematic position of Gyrocotylidea and Amphilinidea within the Neodermata // Wiadomosci Parazytologiczne (Suppl.). 1998a. 44 (3). P. 493.

324. Xylander W.E.R. Larval biology of Gyrocotylidea and Amphilinidea and the evolution of Cestoda // Wiadomosci Parazytologiczne (Suppl.). 1998b. 44 (3). P. 607.

325. Xylander W.E.R. Gyrocotylidea, Amphilinidea and the early evolution of tapeworms // In: The interrelationships of the Platyhelminthes, T. Littlewood and R. Brey (eds.). Taylor and Francis. 2000. P.

326. Xylander W.E.R., Rohde K, Watson N. Ultrastructural Investigations of the Sensory Receptors of Macrostomum cf. bulbostylum (Plathelminthes, Macrostomida) // Zool.Anz. 1997. 236. P.1-12.

327. Zdarska Z., 1992. Transmission electron microscopy of sensory receptors of Echinostoma revolutum (Froelich 1802) cercaria (Digenea: Echinostomatidae) // Parasitol. Res. V. 78. P. 598-606.11:05-3/20,2 2т

328. РОССИЙСКАЯ АКАДЕМИЯ НАУК ИНСТИТУТ БИОЛОГИИ ВНУТРЕННИХ ВОД ИМ. И.Д. ПАПАНИНАна правах рукописи

329. Бисерова Наталья Михайловна

330. Нервная система цестод и амфилинид

331. Специальность 03.00.08 зоологияк

332. Ця на соискание ученой степени Доктора биологических наук

Информация о работе

Бисерова, Наталья Михайловна
доктора биологических наук
Москва, 2004
ВАК 03.00.08

Диссертация

Нервная система цестод и амфилинид - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему Нервная система цестод и амфилинид ВАК РФ 03.00.08, Зоология

Автореферат диссертации по теме "Нервная система цестод и амфилинид"

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Бисерова, Наталья Михайловна

Введение Диссертация по биологии, на тему "Нервная система цестод и амфилинид"

Заключение Диссертация по теме "Зоология", Бисерова, Наталья Михайловна

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Бисерова, Наталья Михайловна, Москва

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Нервная система цестод и амфилинид
ВАК РФ 03.00.08, Зоология