Неостриатные механизмы реализации эффектов кортиколиберина на поведение и гормональные функции крыс

Рыбникова, Елена Александровна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Неостриатные механизмы реализации эффектов кортиколиберина на поведение и гормональные функции крыс
ВАК РФ 03.00.13, Физиология

Автореферат диссертации по теме "Неостриатные механизмы реализации эффектов кортиколиберина на поведение и гормональные функции крыс"

РОССИЙСКАЯ АКАДЕМИЯ НАУК ИНСТИТУТ ФИЗИОЛОГИИ им.И.П.ПАВЛОВА

на правах рукописи

РЫБНИКОВА Елена Александровна

НЕОСТРИАТНЫЕ МЕХАНИЗМЫ РЕАЛИЗАЦИИ ЭФФЕКТОВ КОРТИКОЛИБЕРИНА НА ПОВЕДЕНИЕ И ГОРМОНАЛЬНЫЕ ФУНКЦИИ КРЫС

Специальность 03.00.13 - (физиология человека и животных

Р Г Б Од

- 7 ФЕЗ '¿210

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

САНКТ-ПЕТЕРБУРГ

2000

Работа выполнена в лаборатории нейроэндокрииологии (зав.- док.мед.наук, проф.В.Г.Шаляпина) Института физиологии им.И.П.Павлова РАН.

Научный руководитель:

засл.деят. науки РФ, доктор медицинских наук, профессор В.Г.Шаляпина

Официальные оппоненты: доктор биологических наук К.Б.Шаповалова

доктор медицинских наук, профессор Б.Ф.Толкунов

Ведущая организация: Санкт-Петербургский: государственный университет

» (рМ^'.иуи*2000 г. в '

Защита состоится

на заседании

диссертационного совета но присуждению ученой степени кандидата наук (К 002.36.01) при Институте физиологии им.И.П.Павлова РАН (199034, Санкт-Петербург, наб.Макарова 6)

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института физиологии им.И.П.Павлова РАН

Ученый секретарь диссертационного совета канд.биол.наук

О.Г.Чивилева

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Ключевым моментом стрессорной реакции организма является выбор адекватной стратегам поведения, который определяет адаптацию к стрессорныи условиям. Одновременный запуск соответствующих вегетативных реакций и гормональных систем осуществляет перестройку метаболизма, перераспределяя энергетические ресурсы организма таким образом, чтобы обеспечить поддержание необходимой поведенческой активности. Современные представления о стрессорной реакции подразумевают существование двух систем - лимбико-стриатной и гиппокампалыю-гипоталамо-гнпофизарной - осуществляющих запуск отдельных компонентов стрессорной реакции (Cools et al., 1994). В стриатуме производится селекция информации, поступающей из лимбических структур, сенсорных ядер и коры, что создает условия для выбора и запуска соответствующей поведенческой программы (Суворов,1980,1995; Cools et al., 1994). С другой стороны, гиппокампально-гипоталамо-гипофизарная система функционирует достаточно независимо, обеспечивая активацию гормональных систем и висцеральных реакций. Тем не менее, стрессорный ответ организма представляет собой целостную реакцию, отдельные звенья которой в высшей степени скоординированы.

Большой прогресс в понимании проблемы был достигнут с открытием кортнколиберина (CRH) как основного нейрогормона стресса (Vale et al., 1981). Возникло представление о существовании CRH-ергической системы мозга, включающей в себя как гипоталамус, так и экстрагипоталамические структуры. Функциональная роль этой системы, по всей вероятности, состоит в запуске и интеграции эндокринных, висцеральных, иммунных реакций и поведения в условиях стресса. Исходя из этих представлений, CRH, являющийся принципиальным нейрохимическим посредником в этой системе, назван "первичным медиатором стресса" (Koob and Bloom, 1985). Вклад отдельных структур в деятельность CRH-ергической системы мозга в настоящее время составляет предмет активных исследований.

Данная работа представляет собой попытку изучения роли неостриатума в той целостной стрессорной реакции, которая запускается и интегрируется CRH. Неостриатум традиционно считается центром сенсомоторной интеграции и участвует в формировании целостного поведенческого акта (Hassler, 1978; Шаповалова, 1978,1989). Кроме того, как клинические наблюдения, так и экспериментальные сведения позволяют предполагать вовлечение структур стриатной системы в регуляцию

нейроэндокринпых процессов. Это послужило основой развития нового направления по изучению роли неостриатума в нейроэндокринной регуляции стресса, которое активно развивается в последние годы в лаборатории нейроэндокринолопш (Шаляпина и др., 1997; и др.), и в рамках которого выполнена настоящая работа. Высокая плотность мест связывания CRH в стриатуме (De Souza, 1987,1995), данные in vitro экспериментов о наличии стимулирующего эффекта CRH на нейроны неостриатума (Sirinathsinghji et al., 1989), а также результаты проводящихся в лаборатории исследований (Ракицкая и др., 1993; Туркина и др, 1997) позволяют предполагать, что неостриатум вовлекается в реализацию интегративного действия CRH при стрессе.

Цели и задачи исследовании. Цель настоящего исследования состояла в изучении роли неостриатума в осуществлении адаптивных эффектов CRH на поведение и гормональные функции крыс. В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Исследовать локализацию двух подтипов рецепторов CRH в неостриатуме крыс.

2. Изучить локализацию в неостриатуме родственного CRH пептида урокортипа, как возможного альтернативного лиганда CRH рецепторов.

3. Продемонстрировать возможность прямого нейротропного эффекта CRH на клетки неостриатума, используя в качестве маркера нейроналыюй активации экспрессию ранних генов.

4. Исследовать влияние CRH при его введении в неостриатум на ориентировочно-исследовательское и избегательное поведение, а также на основные гормональные системы.

5. Установить значение дофаминергической системы неостриатума для реализации эффектов CRH.

6. Сопоставить действие CRH на поведение и гормональный статус животных с различной стратегией поведения.

Научна» новизна работы. В работе впервые удалось выявить рецепторы нейрогормона стресса CRH в неостриатуме, а также продемонстрировать активирующий эффект локального интрастриатного введения CRH на экспрессию ранних генов. Установлено, что при микроинъекции в неостриатум крыс CRH стимулирует ориентировочно-исследовательское поведение, улучшает выработку условного рефлекса активного избегания, активирует гипофизарно-адренокортикальную, симпато-адреномедуллярную системы и тормозит половую гормональную систему. Впервые показано, что для реализации некоторых из этих эффектов CRH, в том числе его действия на избегательное поведение, симпато-

одреномедуллярную и половую гормональную системы, ключевое значение имеет дофампнергическая система неостриатума. Выяснено, что направленность действия CRH при введении в неостриатум различается у крыс с полярными стратегиями поведения, будучи тормозной у активных животных и активирующей - у пассивных.

Теоретическая и практическая значимость На основе выполненных исследований впервые сформулировано новое представление о том, что неостриатум является звеном кортиколиберинергической системы мозга и вовлекается в запуск и интеграцию стрессорных реакций. Сделанные в результате исследований теоретические обобщения вносят существенный вклад в изучение центральных механизмов, осуществляющих организацию адаптивного ответа организма при стрессе, что способствует разработке новых подходов профилактики и лечения "болезней адаптации". Постулированная в работе важная роль механизмов неостриатума в стрессорной интеграции создает основу для понимания роли стресса в патогенезе стриатных патологий.

Апробации работы. Результаты исследований были представлены и обсуждены на VIII International Congress of Czech and Slovak Neurochemical Society (Martin, Slovak, 1996), ХХХ1И International Congress of Physiological Sciences (St.Petersburg, 1997), 111 International Congress of Pathophysiology (Lahti, Finland, 1998), International Symposium "Mechanisms of Adaptive Behavior" (St.Petersburg, 1999), па семинарах Department of Anatomy and Department of Developmental Biology, University of Tampere, Finland (19981999), а также заседаниях лаборатории нейроэндокринологии и лаборатории физиологии высшей нервной деятельности Института физиологии им.И.П.Павлова РАН (1994-1999).

Публикации. Основное содержание диссертации отражено в 7 печатных работах.

Структура и объем. Диссертация состоит из ведения, обзора литературы, изложения методик, результатов собственных исследований, обсуждения результатов, выводов и списка литературы, который содержит/Л?] работ. Объем диссертации ■^.страниц машинописного текста, включая./^! ..рисунков и .^..таблицы.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

Животные. Исследования были выполнены на 224 самцах крыс линий Вистар, Спрег-Доули, КНА (Koltushi High Avoidance) и K.LA (Koltushi Low Avoidance). Животные содержались в лабораторных условиях при свободном доступе к воде и пище.

Метод локальных мик|ш>пп>скций. Основным мегодичсским приемом, использованным в работе, являлся способ микроинъекций в условиях хронического эксперимента (Якимовский, 1988). Крысы линий Вистар, КНА и K.LA в течение 4-х дней приучались к рукам экспериментатора, после чего им под кетаминовым наркозом (25 мг/100г) вживляли хемотроды билатерально в неостриатум (АР 0.5 мм, Lat 2.5 мм, DV 4.5 мм согласно атласу Paxinos and Watson, 1986). Эксперименты начинали проводить через неделю после операции. По окончании опытов проводился гистологический контроль локализации хемотродов в мозге.

Микроинъекции CRH и агониста дофамина 7-OH-DPAT в неостриатум через вживленные хемотроды производили с помощью - гибкого микромгьектора (Якимовский, рацпредложение № 53/81). CRH (Serva, Heidelberg, Germany), растворенный в физиологическом растворе, вводили в дозе 0,25 мкг/0,5 мкл билатерально; агонист дофамина 7-OH-DPAT (Sigma Chemical, St.Louis, МО), растворенный в физиологическом растворе, вводили в дозе 0,1 мкг/0,5 мкл билатерально. В контрольных сериях вводился только растворитель в том же объеме. Для разрушения нигростриатных дофаминергических терминалей части животных во время операции билатерально через хемотроды вводили 6-гидроксидофамин (6-ОНДА Sigma Chemical, St.Louis, МО) в дозе 5 мкг/2 мкл. Одну группу крыс, которым вводился 6-ОНДА, декапитировали на 7-й день после операции и определяли содержание дофамина (ДА) и его основных метаболитов в неостриатуме, используя метод высокоэффективной жидкостной хроматографии.

In situ гибридизация. Экспрессия мРНК CRH рецепторов 1 типа (CRH-R1) и 11 типа (CRH-R2), а также урокортина и ранних генов c-fos, JunB, NGFI-A, c-jun в мозге крыс изучалась с помощью метода in situ гибридизации с использованием меченых олигонукпеотидных проб (Kononen and Pelto-Huikko, 1997).

Методы изучения гормональных функций. Гормональные эффекты интрастриатно введенного CRH исследовались на трех основных эндокринных системах организма - гипофизарно-адренокортикальной (ГАС), симпато-адреномедуллярной (САС) и гипофизарно-гонадной (ГГС). Функциональное состояние ГАС и ГГС оценивали по уровню стероидных гормонов в плазме крови, который определяли радиоиммунологически (Морозов и др., 1988). О состоянии САС судили по содержанию катехоламинов в надпочечниках, которое анализировали флуориметрическим методом (Шаляпина, 1969).

Методы изучения поведения. Ориентировочно-исследовательское поведение крыс анализировали в тесте «открытое поле» (ОП) в течение 5 мин (Holl, 1936; Buresh,

Bureshova, 1984). Избсгательное поведение изучали в челночной камере, испытание состояло из 30 предъявлений условного сигнала (света), сочетанных с подачей тока в тех случаях, если животное не перешло в безопасную половину камеры.. Регистрировали латентный период реакций избавления, число реакций активного избегания и реакций неизбавления от действия тока.

Статистическая обработка данных проводилась по критериям Стыодента и Манна-Уитни. Для анализа результатов in xilu гибридизации использовалась программа Image-Pro Plus 4.0 (Media Cybernetics, Silver Spring, MD, USA).

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ. 1. Распределение CRH рецепторе« и урокортима в мозге крыс. В данной работе мы впервые использовали для in situ гибридизации специфические олигонуклеотидные пробы к двум типам CRH рецепторов - CRH-R1 и CRH-R2. Поэтому прежде чем приступить к анализу экспрессии мРНК рецепторов CRH в неостриатуме, было проведено исследование экспрессии мРНК CRH-R1 и CRH-R2 в {ящичных структурах мозга для того, чтобы сравнить результаты нашей гибридизации с данными по распределению CRH рецепторов в мозге, полученными другими методами. В результате, было показано, что мРНК CRH-R1 интенсивно экспрессируется в неокортексе (175-200% от фонового сигнала), миндалине (200%), гиппокампе (125175%), гипоталамусе (125-175%) и некоторых ядрах ствола мозга (175-200%). К структурам, активно экспрессирующим мРНК CRH-R2, относятся миндалина (125175%), гиппокамп (150-175%), вентромедиалъный гипоталамус (200%), а также ряд областей среднего и продолговатого мозга. В целом паттерн экспрессии CRH-R1 и CRH-R2 мРНК согласуется с уже имеющимися в литературе сведениями по распределению CRH рецепторов в мозге, что дает основания считать проведенную нами гибридизацию достоверной.

При исследовании экспрессии мРНК CRH-R1 и CRH-R2 в неостриатуме было установлено, что в данной структуре экспрессируется мРНК CRH-R2 (150%-175% от фонового сигнала). Достоверной экспрессии CRH-R1 мРНК в неостриатуме обнаружено не было.

Поскольку полученные нами данные однозначно свидетельствуют о том, что CRH-R2 экспрессируются в неостриатуме, возник вопрос, является ли эндогенным лигандом этих рецепторов сам CRH, или же возможно, что через них реализуются эффекты другого нейропептида - урокортина, известного своим высоким сродством к CRH-R2. С целью разъяснения этого вопроса мы исследовали экспрессию мРНК

урокортина в неостриатуме. В результате достоверного сигнала для мРНК урокортина в неостриатуме крысы выявлено не было (108%±П%). На этом основании существование какого-либо функционально значимого действия урокортина на CRH рецепторы неостриатума представляется маловероятным.

2. Экспрессии ранних генов в структурах переднего мозга после интрастриатной микроинъекции CRH. Экспрессию ранних генов Juriü, c-fos. NGFIA и c-jun исследовали спустя 30 мин после микроинъекции CRH в неостриатум. Микроинъекция CRH вызывала резкое повышение экспрессии мРНК Junli (на 210%) , c-fos (на 140%) и NGF1A (на 120%) как в самом неостриатуме, так и ряде структур переднего мозга, функционально тесно связанных с неостриатумом, в частности, в прилежащем ядре, ограде, септальных ядрах и различных областях неокортекса. Интрастриатная микроинъекция CRH не оказала влияния на экспрессию c-jun мРНК.

Таким образом, в опытах по изучению экспрессии ранних генов после введения экзогенного CRH в неостриатум было получено прямое подтверждение сделанного ранее предположения' о 'том. 'чтб именно сам CRH является Наиболее вероятным эндогенным лигандом CRH-R2 в неостриатуме. Описанное в этих экспериментах быстрое повышение экспрессии ряда онкогенов в неостриатуме и других структурах переднего мозга, вызванное микроинъекцией CRH в неостриатум, однозначно свидетельствует о том, что CRH способен действовать на клетки неостриатума, вызывая их активацию, а также активацию эфферентных путей неостриатума в другие структуры мозга, в частности, неокортекс и ряд лимбических областей.

3. Поведенческие и гормональные эффекты интрастриатной микроинъекции СКН:исследоваиие на крысах Вистар. В данной части работы, включающей в себя поведенческие и гормональные исследования, мы предполаг-али изучить вопрос о функциональной роли CRH в неостриатуме и значении ДА-ергического механизма неостриатума в этих процессах. Эксперименты выполнены на крысах Вистар с предварительно вживленными хемотродами. Микроинъекция CRH (0,25 мкг) уже через 1 мин вызывала резкое повышение общей двигательной активности крыс, как горизонтальной, так и вертикальной (рис. 1,А,Б). Не наблюдалось изменений смещенной стереотипной активности, о которой судили по продолжительности груминга.

' Снижение уровня неосгриатного ДА па 50%, индуцированное предварительным введением 6-ОНДА, не влияло на проявление стимулирующего действия CRH на двигательную активность в ОП (рис. 1,А,Б). Микроинъекция агониста ДА 7-OH-DPAT (0,1 мкг) в неостриатум крыс сама по себе приводила к значительному повышению

двигательной активности, и на этом фоне эффект CRH оказался противоположным -неостриатная микроинъекция CRH, произведенная через 10 мин после введения агониста ДА, вызывала снижение двиг ательной активности (рис.1).

□ контроль (п=7) о CRH (п-в) П60НСЛ (п=8)

□ СЯНБОНСА (0=8)

■ 7-OH-DRAT (п=7)

■ CfW-OH-DFAT

____________

Рис. 1. Поведение крыс Вистар в "открытом поле после внутристриатной микроиньекции CRH в норме, на фоне дефицита ДА и после введения агониста ДА. А, горизонтальная двигательная активность; Б, вертикальная двигательная активность. изменения достоверны но отношению к котролю (Р<0,05); **, изменения достоверны но отаошению к соответствующей группе без введения 6-ОНДА или 7-OH-DPAT (Р<0,05).

Влияние CRH на избегательное поведение крыс изучалось в челночной камере, куда животные помещались сразу же после микроинъекции нейрогормона. Крысы, которым внутристриатно вводился CRH, проявляли более высокую способность к выработке активного избегания, чем контрольные животные. Это выражалось, с одной стороны, в снижении латентного периода реакции избавления от действия тока и в уменьшении числа неизбавлений (рис.2,А,Б).

А Б

3 14 7

* **

п HfcJÈ

□ контроль (п=7) Q60HDA(n=8) ■ 7-ОН-ОРАТ(п=7>

□ CRH (п=8) E]CRH/60HDA(n=8) ■ CRW7-OH-DPAT(n=8)

25 20 15 10 5 О

Рис.2. Характеристика избегательного поведения крыс Вистар в челночной камере после внутристриатной микроиньекции- CRH в норме, на фоне дефицита ДА и после введения агониста ДА. А, латентный период избавления; В, реакции неизбавления; В, реакции активного избегания. *, изменения достоверны по отношению к контролю (Р<0,05); изменения достоверны по

отношению к соответствующей группе без введения б-ОНДА или 7-OH-DPAT.

С другой стороны, животные, которым инъецировался CRH, избегали ток значительно более успешно, чем крысы, получавшие физиологический-раствор, о чем свидетельствует 2-х кратное увеличение числа реакций активного избегания после введения CRH (рис.2,В). Избегательное поведение крьге с дефицитом ДА в неостриатуме свидетельствовало о том, что у этих животных, вероятно, нарушены ключевые механизмы, чрезвычайно важные для выработки активного избегания, поскольку эти животные проявляли практически полную неспособность к выработке рефлекса в выбранной парадигме (рис.2). Микроинъекция CRH в данном случае оказалась неэффективной (рис.2).

Введение агониста ДА 7-OH-DPAT также приводило к резкому ухудшению выработки активного избегания, однако, это не повлияло на реализацию стимулирующего действия CRH на избегательное поведение, проявившееся в данном случае нормализацией показателей практически до исходного уровня (рис.2).

Через 2-3 дня после поведенческих экспериментов крысам через хемотроды вновь вводили CRH, после чего спустя 30 мин декапитировали и отбирали кровь и надпочечники для гормональных определений. Было показано, что введение CRH в неостриатум крыс приводит к быстрой активации ГАС с 1,5-кратным повышением содержания кортикостерона в плазме крови к 30-й минуте (рис.3,А). Показано повышение к указанному сроку содержания адреналина и норадреналина в надпочечниках на 38 % и 44% соответственно (рис.3,Б,В), что, очевидно, отражает увеличение синтеза катехоламинов в надпочечниках, свидетельствующее об активации САС. Одновременно введение CRH » неостриатум приводило к резкому подавлению уровня тестостерона в крови (рис.3,Г). Это согласуется с хорошо известным биологическим фактом о подавлении половых функций при стрессе, которое происходит в результате вызванного CR11 торможения секреции половых гормонов (Rabin et al., 1988). Традиционно полагают, что этот эффект CRH реализуется прежде всего на уровне рилизинг-факторов и статанов гипоталамуса (Calogero et al., 1996,1998), и тот факт, что неостриатум может быть также вовлечен в реализацию этого действия CRH, представляется особенно интересным. С другой стороны, не обнаружено достоверных изменений уровня другого полового стероида - прогестерона (рис.3,Д). Это может быть связано с тем, что прогестерон одновременно представляет собой ключевое звено синтеза стероидов, являясь предшественником как глкжокортикоидов, так и половых стероидов. Возможно, активация синтеза глюкокортикоидов, вызванная CRH, маскирует собственно тормозное действие на прогестерон, как на половой гормон, которое можно было бы ожидать.

500 400

5 300

Й 200 100 О

0,4 0.3

0,1 0

1 4

2 0

О контроль (п=7)

Q CRH (п=6)

□ вОНСЛ (п=8)

BCRHflSOH» (п*8)

Рис.3. Содержание стероидных гормонов кортикостерона (А), тестостерона (Г) и прогестерона (Д) в крови, а также адреналина (Б) и норадреналина (В) после интрастриатной микроинъекции CRH. *, изменения достоверны по отношению к контролю (Р<0,05); **, изменения достоверны по отношению к соответствующей группе без введения 6-ОНДА.

Индуцированное предварительным введением 6-ОНДА снижение содержания ДА в неостриатуме не повлияло как на контрольный уровень кортикостерона (концентрация гормона в плазме крыс через 30 мин после микроинъекции физиологического раствора), так и на CRH-индуцированный подъем гормона (рис.3,А). Более того, дефицит неостриатпого ДА не оказывал эффекта на контрольный уровень обоих катехоламинов - адреналина и норадреналина - в ткани надпочечников, однако CRH-индуцировашюе повышение содержания катехоламинов, наблюдавшееся в экспериментах на интактных животных, оказалось в этом случае заблокированным (рис.3,Б,В).

Аналогично катехоламинам, контрольные уровни половых стероидов -тестостерона и прогестерона - у животных с дефицитом неостриатпого ДА не отличались от таковых у интактных крыс. Однако, на этом фоне тормозный эффект CRH на секрецию половых гормонов не проявлялся (рис.3,ГД).

Неостриатум, входящий в состав нигростриатной ДА-ергической системы, занимает одно из первых мест в мозге по содержанию ДА. ДА-ергической системе неостриатума придается ключевое значение в обеспечении функциональной целостности структуры. В результате проведенных экспериментов были получены

сведения, позволяющие не только сделать заключение о том, что ДА-ергические механизмы иеостриатума вовлекаются в осуществление влияний CRH, 110 также что недостаток или избыток ДА в неостриатуме является ключевым фактором для направленности эффектов CRH. Очевидно, что поведенческим кореллятом дефицита ДА в этих опытах являлась тенденция к пассивному, а ДА-ергической стимуляции - к активному поведению. На этом основании было выдвинуто предположение, что действие CRH может различаться у активных и пассивных животных, и, следовательно, что направленность эффектов CRH зависит от исходной стратегии поведения. Проверке данного предположения и посвящается следующий раздел работы, в котором эксперименты проводились на линейных крысах КНА и KLA. Эти линии крыс были селектированы по скорости выработки условного рефлекса активного избегания, однако по шкале (Cools and EUenbroek, 1996) на основании комплекса фенотипических проявлений эти животные могут быть соотнесены с HR (high responders to novelty) и LR(low responders to novelty), проявляющими соответственно активную и пассивную стратегии поведения.

4. Поведение и гормональный статус животных с различной стратегией избегательного поведения после микроинъекции CRH в неостриатум: исследование на крысах КНА и KLA. При тестировании контрольных групп КНА и KLA в наших экспериментах еще раз подтвердилась гипотеза о том, что животные этих линий проявляют противоположные стратегии поведения. Так, крысы KLA вели себя в ОП пассивно (рис.4,А,Б). Большую часть времени в ОП эти крысы демонстрировали реакцию замирания.

100 с 50 О

Рис.4. Поведение крыс КНА и KLA в "открытом поле" после внутристриатной

микроиньекции CRH. А, горизонтальная двигательная активность; Б, вертикальная

двигательная активность. Пустые столбики, введение физиологического раствора; заштрихованные, введете CRH. *, изменения достоверны по отношению к контролю (Р<0,05).

Крысы КИЛ, напротив, проявляли в этих условиях достаточно высокую двигательную активность (рис.4,Л,Б), сочетавшуюся с более продолжительным грумингом.

Интрастриатная микроинъекция CRH существенно изменяла поведение как активных так и пассивных крыс, однако, проявлялись эти изменения по-разному. У крыс KLA после инъекции нейрогормона наблюдалось резкое повышение двигательной аюивности (рис.4,А,Б,). Крысы КИЛ в ответ на введение CRH демонстрировали значительное снижение активности по всем изучаемым показателям.

Суммарные данные, представленные в Табл.1, свидетельствуют о том, что контрольные крысы КНА, как и следует ожидать, проявляли более высокую способность к выработке рефлекса активного избегания. Однако, после введения CRH в неостриатум у них значительно увеличивался латентный период реакций избавления, и резко снижалось число избеганий, что позволяет говорить об ухудшении выработки рефлекса. У крыс KLA, исходно проявляющих низкую способность к активному избеганию, введение CRH приводило к отчетливому улучшению выработки рефлекса, о чем свидетельствует не только возросшее число избеганий, но и укорочение латентного периода реакций избавления, а также снижение числа реакций неизбавления (Табл.1).

Таблица 1. Поведение крыс КНА и KLA в челночной камере после микроинъекции CRH в неостриатум.

КНА Физ.р-р . CRH KLA Физ.р-р CRH

Латентный период (сек.). 6.53 ±0.3 9.46 ±0.2« 20.3 ±0.6 11.6 ±0.6*

Число реакций избегания (п) 15.2 + 1.3 11.4 ±0.9 0.1 ±0.1 3 ±0.3*

Число реакций неизбавления (п) 0.6 + 0.2 1.6 ±0.3+ 12.4 ±2.3 1.4 ±0.4*

*, изменения достоверны (Р<0,05).

Линейные различия отмечались нами и в гормональных реакциях крыс КНА и KLA. В частности, описанное ранее на крысах Вистар стимулирующее действие интрастриатно введенного CRH на уровень кортикостерона в крови и тормозное влияние на уровень тестостерона, проявлялось только у крыс КНА, в то время как у крыс KLA микроинъекция CRH не изменяла содержание этих гормонов в крови (Габл.2).

Таблица 2. Содержание стероидных гормонов тестостерона и прогестерона в плазме крови у крыс КНА и KLA после микроинъекции CRH в неостриатум.

КНА Физ.р-р CRH KLA Физ.р-р CRH

Кортикостерон (нмол/л) 1.96 ±0.1 3.13 ±0.3* 3 + 0.4 4 ±0.3

Тестостерон (нмол/л) 0.89 ±0.08 0.43 ±0.05* 1.01 ±0.23 0.94 ± 0.06

*, изменения достоверны (Р<0,05).

Эксперименты с крысами КНА и KLA подтвердили сделанное нами ранее предположение о том, что эффект CRH зависит от изначальной поведенческой стратегии. Так, стимулирующее действие CRH как на ориентировочно-исследовательское поведение, так и на избегательное поведение проявляется только на исходно пассивных крысах (KJLA). На исходно активных животных (КНА) эффект нейрогормона в этих парадигмах оказался противоположным. Вероятно, в данном случае CRH задействует определенные специфические механизмы, ответственные за преобладание той или иной стратегии. Аналогичность действия CRH на животных с дефицитом ДА и пассивных животных, а также на крысах с введением агониста ДА и активных животных позволяет предполагать, что одним из таких механизмов является ДА-ергическая трансмиссия неостриатума. Об этом свидетельствует и тот факт, что реактивность ДА-ергических систем мозга представляет собой один из ключевых признаков, по которым различаются HR и LR (Cools and Ellenbroek, 1996).

Неостриатум - структура, традиционно связываемая с сенсомоторной интеграцией - по всей видимости, играет также важную роль в организации стрессорной реакции организма, поскольку, как показали наши исследования, в этой структуре имеются специфические рецепторы CRH - нейрогормона стресса, осуществляющего запуск и интеграцию отдельных компонентов стрессорной реакции. Более того, экзогенный CRH, введенный в неостриатум, способен действовать непосредственно на клетки этой структуры, активируя целый эфферентный контур. Результатом является общая поведенческая активация, проявляющаяся как локомоторной активацией, так и улучшением избегательного поведения. Одновременно происходит запуск ведущих стрессорных гормональных систем (ГАС и САС) и торможение половой системы. Иными словами, при введении CRH в неостриатум мы наблюдали реализацию характерных для этого нейрогормона стрессорных эффектов на

поведение и функции ГАС, САС и гонадной гормональной системы. Хорошо известно, что эти реакции составляют основу адаптивного ответа организма при стрессе, и CRH может выступать тем нейрохимическим посредником, который осуществляет запуск и интеграцию отдельных компонентов стрессорного ответа (Koob and Bloom, 1985; Owens and NemerofF, 1991). Проведенные нами эксперименты свидетельствуют о том, что неостриатум, по всей видимости, не просто вовлекается в осуществление ряда адаптивных эффектов CRH, по и играет в этом процессе ключевую роль, поскольку направленность действия CRH зависит от ДА-ергической системы нсостриатума.

ВЫВОДЫ

1. В неостриатуме крысы экспрессируются кортиколибериновые рецепторы II типа.

2. Экспрессия родственного кортиколиберину пептида урокортина в неостриатуме крысы не обнаруживается.

3. Введение кортиколиберина в неостриатум крыс активирует экспрессию ранних генов как в самом неостриатуме, так и структурах, функционально с ним связанных, в частности, прилежащем ядре и различных областях коры.

4. Микроинъекция кортиколиберина в неостриатум крыс приводит к активации ориентировочно-исследовательского поведения, улучшению выработки рефлекса активного избегания, активации гипофизарно-адренокортикальной и симпато-адреномедуллярной систем и торможению гипофизарно-гонадной системы.

5. При дефиците неостриатного дофамина, индуцированном предварительным введением 6-ОНДА, эффекты внутристриатно вводимого кортиколиберина на избегателыюе поведение, симпато-адреномедуллярнуш и гипофизарио-гонадную системы не проявляются. При дофаминергической стимуляции введением агониста дофамина кортиколиберин оказывает тормозное, а не активирующее действие на ориентировочно-исследовательское поведение.

6. У крыс линии К11А, проявляющих активную стратегию поведения, кортиколиберин оказывает тормозное действие на поведение и половую гормональную систему и активирующее - на гипофизарно-адренокортикальную систему. У крыс KLA, проявляющих пассивную стратегию поведения, кортиколиберин оказывает стимулирующее влияние на поведение, однако не влияет на гормональный статус.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ.

1. Rybnikova Е.А., Turkina E.V., Shalyapina V.G. Striatal effects of CRH on behavior and endocrine functions in rats with dopamine deficiency// Abstr.book of VIII International Congress of Czech and Slovak Neurochemical Society. Martin, Slovak. 1996. P.26

2. Rybnikova E.A. Differential action of striatal CRH on glucocorticoids and sex steroids in rats//Abstr.book of XXX1I1 International Congress of Physiological Sciences. St.Petersburg, 1997. P.088.18.

3. Rybnikova E.A., Shalyapina V.G. Striatal CRH contributes to selecting the behavioral strategy in stress//Pathophysiology. 1998. V.5. N.l. P.225.

4. Шаляпина В.Г., Рыбникова E.A., Ракицкая B.B., Туркина Е.В. Дофаминергическис механизмы неостриатума в регуляции кортиколиберином приспособительного поведения//Росс. физиол. журн. им.И.М.Сеченова. 1998. Т.84. № 10. С. 1146-1151.

5. Рыбникова Е.А., Шаляпина В.Г., Замуруев О.Н. Поведение крыс линий КНА и KLA в открытом поле и челночной каиере//Журн. высш. нервн. деят. 1999. Т. 49. № 1. С. 77-82.

6. Рыбникова Е.А., Ракицкая В В., Шаляпина В.Г. Участие стриатума в центральной регуляции гормональной функции гонад// Росс, физиол. журн. им.И.М.Сеченова. 1999. Т. 85. №4. С. 594-597.

7. Rybnikova Е.А., Pelto-Huikko М., Shalyapina V.G. Corticoliberin in neuroendocrine regulation of adaptive behavior//Abstr.book of International Symposium "Mechanisms of adaptive behavior". StPetersburg, 1999. P.61.

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Рыбникова, Елена Александровна

Список сокращений.

1. ВВЕДЕНИЕ.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.И

2.1. Кортиколибериновая система мозга.

2.1.1. Кортиколиберин и родственные пептиды.

2.1.2. Ген кортиколиберина и процесс синтеза.

2.1.3. Распределение кортиколиберинергических нейронов и терминалей в ЦНС.

2.1.3.1 .Иммуногистохимические исследования.

2.1.3.2.In situ гибридизация мРНК кортиколиберина.

2.2. Регуляция кортиколиберинергических нейронов.

2.2.1. Внутриклеточные механизмы.

2.2.2. Нейромедиаторы/нейромод уляторы.

2.2.3. Глюкокортикоиды.

2.3. Рецепторы кортиколиберина.

2.3.1. Структура, биохимия и фармакология кортиколибериновых рецепторов.

2.3.2. Рецепторы кортиколиберина и системы вторичных посредников.

2.3.2.1. Аденил атциклаза.

2.3.2.2.Протеинкиназа С.

2.3.2.3.Кальци й.

2.3.3. Распределение кортиколибериновых рецепторов в мозге.

2.3.4. Регуляция рецепторов кортиколиберина.

2.3.4.1 .Кортиколиберин-АКТГ-глюкокортикоиды.

2.3.4.2.Стресс.

2.4. Физиологические эффекты эндогенного и экзогенного кортиколиберина.

2.4.1. Влияние на нейроэндокринные системы.

2.4.2. Регуляция автономных процессов.

2.4.3. Кортиколиберин и поведение.

2.5. Кортиколиберин как медиатор стресса.

2.6. Неостриатум как интегративный центр мозга.

2.6.1. Морфофункциональная характеристика неостриатума.

2.6.2. Участие неостриатума в регуляции поведения и нейроэндокринных процессов.

3. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

3.1. Характеристика экспериментальных животных.

3.1.1. Крысы линии Вистар.

3.1.2. Крысы линии Спрег-Доули.

3.1.3. Крысы линиий КНА и KLА.

3.2. Методы исследований.

3.2.1. In situ гибридизация.

3.2.3.1 .Разработка специфических олигонуклеотидных проб для CRH-R1, CRH-R2 и урокортина.

3.2.1.2.Специфические олигонуклеотидные пробы для ранних генов c-fos, jun В hNGFIA.

3.2.1.3.Метод in situ гибридизации с использованием олигонуклеотидов.

3.2.1.4.Анализ результатов in situ гибридизации.

3.2.2. Метод локальных микроинъекций через вживленные в мозг хемотроды.

3.2.3. Методы изучения гормональных функций.

3.2.3.1. Радиоиммунологический метод определения содержания кортикостерона в плазме крови.

3.2.3.2. Радйоиммунологический метод определения уровня половых стероидов в плазме крови.

3.2.3.3. Флуориметрический метод определения катехоламинов в ткани надпочечников.

3.2.4. Методы изучения поведения.

3.2.4.1. Характеристика ориентировочно-исследовательского поведения в тесте "открытое поле".

3.2.4.2. Использование челночной камеры для анализа избегательного поведения.

3.2.5. Статистическая обработка данных.

4. РЕЗУЛЬТАТЫ ВЫПОЛНЕНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ.

4.1. Распределение кортиколибериновых рецепторов и урокортина в различных структурах мозга крыс.

4.1.1. Экспрессия СБШ-Ш мРНК в мозге.

4.1.2. Экспрессия СБШ-К2 мРНК в мозге.

4.1.3. Экспрессия мРНК урокортина в неостриатуме.

4.2. Влияние микроинъекции кортиколиберина в неостриатум на экспрессию ранних генов в мозге.

4.2.1. Экспрессия ЛпВ мРНК.

4.2.2. Экспрессия с-/о$ мРНК.

4.2.3. Экспрессия ШНАмРНК.

4.2.4. Экспрессия с-]ип мРНК.

4.3. Поведенческие и гормональные эффекты внутристриатной микроинъекции кортиколиберина: исследование на крысах Вистар.

4.3.1. Ориентировочно-исследовательское поведение.

4.3.2. Избегательное поведение.

4.3.3. Эндокринные функции.

4.3.3.1.Гормоны ГАС.

4.3.3.2.Гормоны САС.

4.3.3.3.Половые стероиды.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Неостриатные механизмы реализации эффектов кортиколиберина на поведение и гормональные функции крыс"

Ключевым моментом стрессорной реакции организма является выбор адекватной стратегии поведения, который определяет адаптацию к стрессорным условиям. Одновременный запуск соответствующих вегетативных реакций и гормональных систем осуществляет перестройку метаболизма, перераспределяя энергетические ресурсы организма таким образом, чтобы обеспечить поддержание необходимой поведенческой активности. Современные представления о стрессорной реакции подразумевают существование двух систем - лимбико-стриатной и гиппокампально-гипоталамо-гипофизарной - осуществляющих запуск отдельных компонентов стрессорной реакции (Cools et al., 1994). В стриатуме производится селекция информации, поступающей из лимбических структур, сенсорных ядер и коры, что создает условия для выбора и запуска соответствующей поведенческой программы (Суворов, 1980,1995; Cools et al., 1994). С другой стороны, гиппокампально-гипоталамо-гипофизарная система функционирует достаточно независимо, обеспечивая активацию гормональных систем и висцеральных реакций. Тем не менее, стрессорный ответ организма представляет собой целостную реакцию, отдельные звенья которой в высшей степени скоординированы.

Большой прогресс в понимании проблемы был достигнут с открытием кортиколиберина (CRH) как основного нейрогормона стресса (Vale et al., 1981). Возникло представление о существовании CRH-ергической системы мозга, включающей в себя как гипоталамус, так и экстрагипоталамические структуры (De Souza et al., 1986; Owens and Nemeroff, 1991). Функциональная роль этой системы, по всей вероятности, состоит в запуске и интеграции эндокринных, висцеральных, иммунных реакций и поведения в условиях стресса. Исходя из этих представлений, CRH, являющийся принципиальным нейрохимическим посредником в этой системе, назван "первичным медиатором стресса" (Koob and Bloom, 1985). Вклад отдельных структур в деятельность CRH-ергической системы мозга в настоящее время составляет предмет активных исследований.

Данная работа представляет собой попытку изучения роли неостриатума в той целостной стрессорной реакции, которая запускается и интегрируется CRH. 8

Неостриатум традиционно считается центром сенсомоторной интеграции и участвует в формировании целостного поведенческого акта (Hassler, 1978; Шаповалова, 1978,1989). Кроме того, как клинические наблюдения, так и экспериментальные сведения позволяют предполагать вовлечение структур стриатной системы в регуляцию нейроэндокринных процессов (Jones et al., 1989; Якимовский, Арутюнян, 1995). Это послужило основой развития нового направления по изучению роли неостриатума в нейроэндокринной регуляции стресса, которое активно развивается в последние годы в лаборатории нейроэндокринологии (Шаляпина и др., 1997; и др.), и в рамках которого выполнена настоящая работа.

Имеющиеся в литературе сведения относительно CRH и его рецепторов в неостриатуме отрывочны и противоречивы. Так, в неостриатуме была обнаружена высокая плотность мест связывания CRH (De Souza, 1987; 1995), однако, позднее воспроизвести эти находки методом т situ гибридизации не удалось (Chalmers et al., 1995). Анализируя работу Chalmers et al. и возможные методические сложности, мы пришли-к заключению о необходимости повторной гибридизации, с определенными модификациями метода. Для этой цели были разработаны специфические олигонуклеотидные пробы для различных подтипов CRH рецепторов, что должно было увеличить специфичность и достоверность in situ гибридизации.

С другой стороны, несмотря на противоречивость морфологических сведений, в литературе накапливаются данные, полученные как in vitro, так и in vivo, о наличии стимулирующего эффекта CRH на нейроны неостриатума (Sirinathsinghji et al., 1989а,б). Кроме того, результаты наших предварительных исследований свидетельствуют об участии неостриатума в реализации ряда поведенческих и гормональных эффектов CRH (Ракицкая и др., 1993; Туркина и др, 1997). Все это позволяет предполагать, что неостриатум, по всей видимости, вносит свой вклад в деятельность CRH-ергической системы мозга, вовлекаясь в реализацию адаптивного действия CRH при стрессе. Анализу эффектов интрастриатного CRH на поведение, а также гормональные системы и посвящена данная работа. При этом особое внимание уделялось изучению роли некоторых функциональных механизмов неостриатума, как молекулярно-клеточных 9 экспрессия CRH рецепторов и ранних генов), так и нейрохимических (дофаминергическая система) в этих процессах.

ЦЕЛИ И ЗАДАЧИ ИССЛЕДОВАНИЯ. Цель настоящего исследования состояла в изучении роли неостриатума в осуществлении адаптивных эффектов CRH на поведение и гормональные функции крыс. В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Исследовать локализацию двух подтипов рецепторов CRH в неостриатуме крыс.

2. Изучить локализацию в неостриатуме родственного CRH пептида урокортина, как возможного альтернативного лиганда CRH рецепторов.

3. Продемонстрировать возможность прямого нейротропного эффекта CRH на клетки неостриатума, используя в качестве маркера нейрональной активации экспрессию ранних генов.

5. Установить значение дофаминергической системы неостриатума для реализации эффектов CRH.

6. Сопоставить действие CRH на поведение и гормональный статус животных с различной стратегией поведения.

НАУЧНАЯ НОВИЗНА РАБОТЫ. В работе впервые удалось выявить рецепторы нейрогормона стресса CRH в неостриатуме, а также продемонстрировать активирующий эффект локального интрастриатного введения CRH на экспрессию ранних генов. Установлено, что при микроинъекции в неостриатум крыс CRH стимулирует ориентировочно-исследовательское поведение, улучшает выработку условного рефлекса активного избегания, активирует гипофизарно-адренокортикальную, симпато-адреномедуллярную системы и тормозит половую гормональную систему. Впервые показано, что для реализации некоторых из этих эффектов CRH, в том числе его действия на избегательное поведение, симпаго-адреномедуллярную и половую гормональную системы, ключевое значение имеет дофаминергическая система неостриатума. Выяснено, что направленность действия

CRH при введении в неостриатум различается у крыс с полярными стратегиями поведения, будучи тормозной у активных животных и активирующей - у пассивных.

ТЕОРЕТИЧЕСКАЯ И ПРАКТИЧЕСКАЯ ЗНАЧИМОСТЬ На основе выполненных исследований впервые сформулировано новое представление о том, что неостриатум является звеном кортиколиберинергической системы мозга и вовлекается в запуск и интеграцию стрессорных реакций. Сделанные в результате исследований теоретические обобщения вносят существенный вклад в изучение центральных механизмов, осуществляющих организацию адаптивного ответа организма при стрессе, что способствует разработке новых подходов профилактики и лечения "болезней адаптации". Постулированная в работе важная роль механизмов неостриатума в стрессорной интеграции создает основу для понимания роли стресса в патогенезе стриатных патологий.

АПРОБАЦИЯ РАБОТЫ. Результаты исследований были представлены и обсуждены на VIII International Congress of Czech and Slovak Neurochemical Society (Martin, Slovak, 1996), XXXIII International Congress of Physiological Sciences (StPetersburg, 1997), III International Congress of Pathophysiology (Lahti, Finland, 1998), International Symposium "Mechanisms of Adaptive Behavior" (StPetersburg, 1999), на семинарах Department of Anatomy and Department of Developmental Biology, University of Tampere, Finland (1998-1999), а также заседаниях лаборатории нейрозядокригологии и лаборатории физиологии высшей нервной деятельности Института физиологии им.И.П.Павлова РАН (1994-1999).

ПУБЛИКАЦИИ. Основное содержание диссертации отражено в 7 печатных работах.

СТРУКТУРА И ОБЪЕМ. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, изложения методик, результатов собственных исследований, обсуждения результатов, выводов и списка литературы, который содержит 346 работ. Объем диссертации 169 страниц машинописного текста, включая 35 рисунков и 3 таблицы.

Заключение Диссертация по теме "Физиология", Рыбникова, Елена Александровна

ВЫВОДЫ

1. В неостриатуме крысы экспрессируются кортиколибериновые рецепторы II типа.

2. Экспрессия родственного кортиколиберину пептида урокортина в неостриатуме крысы не обнаруживается.

5. При дефиците неостриатного дофамина, индуцированном предварительным введением 6-ОНДА, эффекты внутристриатно вводимого кортиколиберина на избегательное поведение, симпато-адреномедуллярную и гипофизарно-гонадную системы не проявляются. При дофаминергической стимуляции введением агониста дофамина кортиколиберин оказывает тормозное, а не активирующее действие на ориентировочно-исследовательское поведение.

6. У крыс линии КНА, проявляющих активную стратегию поведения, кортиколиберин оказывает тормозное действие на поведение и половую гормональную систему и активирующее - на гипофизарно-адренокортикальную систему. У крыс КЬА, проявляющих пассивную стратегию поведения, кортиколиберин оказывает стимулирующее влияние на поведение, однако не влияет на гормональный статус.

135

LOCOS

DEFINITION

ACCESSION

HID

VERSION KEYWORDS SOURCE ORGANISM

REFERENCE AUTHORS TITLE

JOURNAL MEDLINE FEATURES source

BASE COUNT ORIGIN 1

RATCOREFAR 1400 bp mRNA ROD 26-JAN-1994

Rat corticoptropin releasing factor receptor mRNA.

L24096 g431447

L24096.1 GI:431447 corticotropin releasing factor receptor.

Rattus norvegicus (strain Sprague-Dawley) cDNA to mRNA.

Rattus norvegicus

Eukaryota; Metazoa; Chordata; Craniata; Vertebrata; Mammalia; Eutheria; Rodentia; Sciurognathi; Muridae; Murinae; Rattus. 1 (bases 1 to 1400)

Perrin,M.H., Donaldson,C. J., Chen,R., Lewis, K. A. and Vale,W.W. Cloning and functional expression of a rat brain corticotropin releasing factor (CRF) receptor Endocrinology 133 (6), 3058-3061 (1993) 94062694

Location/Qualifiers 1.1400 organism="Rattus norvegicus" /'strain="Sprague-Dawley" /dbxref="taxon:10116" 272 a 435 c 368 g 325 t gaccgcagcc gcccgccctc cgctctggga tgtcggagcg atccaggcat ccaggacgct 61 gacggagcga gcccgaggat gggacggcgc ccgCAGCTCC GGCTCUTGAA GGCCCTTCTC 121 CTTctggggc tgaaccctgt gtccacctcc cttcaggatc agcgctgtga gaacctgtcc 181 ctgaccagca atgtttctgg cctgcagtgc aatgcatccg tggacctcat tggcacctgc 241 tggccccgga gccctgcggg ccagttggtg gtccgaccct gccctgcctt tttctacggt 301 gtccgctaca acacgacaaa caatggctac cgggagtgcc tggccaacgg cagctgggca 361 gcccgtgtga attattctga gtgccaggag attctcaacg aagagaagaa gagcaaagta 421 cactaccatg ttgcagtcat catcaactac ctgggtcact gcatctccct ggtagccctc 481 ctggtggcct ttgtcctctfc cttgcggctc aggagcatcc ggtgcctgag aaacatcatc 541 cactggaacc tcatctcggc tttcatccta cgcaacgcca cgtggtttgt ggtccagctc 601 accgtgagcc ccgaggtgca ccagagcaat gtggcctggt gtäjggttggt gacagccgcc 661 tacaattact tccatgtaac caacttcttc tggatgttcg gtgagggctg ctacctgcac 721 acagccattg tgctcacgta ctccaccgac cgtctgcgca agtggatgtt cgtctgcatt 781 ggctggggtg tacctttccc catcattgtg gcttgggcca ttgggaagct gcactacgac 841 aatgaaaagt gctggtttgg caaacgtcct ggggtataca ctgactacat ctaccagggc 901 cccatgatcc tggtcctgct gatcaacttt atctttctct tcaacattgt ccgcatcctc 961 atgaccaaac tccgggcatc cactacatct gagaccattc agtacaggaa ggctgtgaag 1021 gccactctgg tgctcctgcc ccttctgggc atcacctaca tgttgttctt cgtcaaccct 1081 ggagaggacg aggtctccag ggtcgtcttc atctacttca actcttttct ggagtccttt 1141 cagggcttct ttgtgtctgt gttctactgt tttctgaaca gtgaggtccg ctccgctatc 1201 cggaagaggt ggcgtcggtg gcaggacaag cactccatca gagcccgagt ggcccgagct 1261 atgtccàtcc ccacctcccc gaccagagtc agctttcaca gcatcaagca gtccacagca 1321 gtgtgagctc caggccacag agcagccccc aagacctgag gccggggaga tgatgcaagc 1381 tcactgacga gccagtctgc

4.7.4. Заключение.

Установлено, что предварительное введение 6-ОНДА оказывало не тормозное, а активирующее действие на поведение крыс обеих линий в ОП. Это привело к полной блокаде или изменению направленности некоторых эффектов CRH, прежде всего гормональных. Интересно отметить, что разнонаправленное действие CRH на поведение крыс КНА и KLA в ОП, описанное нами выше, в данном случае сохранялось. Кроме того, предварительное введение 6-ОНДА способствовало проявлению тормозного эффекта CRH на избегательное поведение крыс КНА и блокировало стимулирующий эффект на поведение крыс KLA. Таким образом, вероятно, можно сказать, что как на крысах КНА, так и на крысах KLA разрушение ДА-ергических терминалей затрудняет выработку рефлекса активного избегания.

Анализ влияния частичного разрушения ДА-ергических терминалей на поведение и гормональный статус крыс КНА и KLA позволяет говорить о том, что животные этих линий демонстрируют не только межлинейные различия, но и принципиально отличаются от крыс линии Вистар по особенностям ДА-ергической системы неостриатума, что затрудняет понимание функционального взаимодействия CRH и ДА-ергических механизмов неостриатума у этих животных. Поэтому этот вопрос требует своего дальнейшего изучения.

119

5.0БСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

Изучение распределения CRH рецепторов в мозге в последнее время привлекает все больше исследователей в силу того, что, несмотря на многочисленные работы в этой области, вопрос все еще далек от своего окончательного разрешения. Основные проблемы связаны с противоречивостью данных, полученных разными методами. В частности, большая часть исследований, в том числе и широко цитируемые работы группы DeSouza (De Souza et al., 1986; De Souza, 1995), выполнена методами рецепторной авторадиографии. Согласно этим исследованиям, наибольшая плотность 125 мест связывания I-CRH обнаруживается в гипофизе, обонятельных луковицах, коре, стриатуме, миндалевидном комплексе и мозжечке (De Souza, 1995). Однако, метод авторадиографии мест связывания имеет ряд серьезных недостатков, среди которых наиболее значимым является невозможность различения подтипов рецепторов. В этом отношении наиболее перспективным признан получающий все большее распространение метод in situ гибридизационной гистохимии. И первая же работа по изучению сравнительной экспрессии CRH рецепторов методом in situ гибридизации показала, что CRH рецепторы двух подтипов распределены в мозге неравномерно: оказалось, что количественно преобладают CRH рецепторы I типа (так называемые гипофизарные CRH рецепторы, так как их содержание высоко в передней и промежуточной долях гипофиза), которые преимущественно экспрессируются в коре мозга, мозжечке и сенсорных релейных ядрах, тогда как CRH рецепторы II типа (так называемые периферические CRH рецепторы, широко экспрессирующиеся в периферических тканях) локализованы исключительно в подкорковых образованиях -септуме, гиппокампе, гипоталамусе и некоторых среднемозговых образованиях (Chalmers et al., 1995). В этой работе для in situ гибридизации использовались рибопробы к мРНК двух подтипов CRH рецепторов, однако поскольку мРНК этих рецепторов имеют высокий процент гомологии, то синтезированные рибопробы в силу своей достаточной длины (460 нуклеотидов) неизбежно имели гомологичные участки (65% гомологии между использованными рибопробами, Chalmers et al., 1995), то есть не являлись абсолютно специфичными.

120

Анализируя результаты, полученные Chalmers и сотр., и противоречия с имеющимися авторадиографическими данными (в частности, касающиеся стриатума,

125 где описана высокая плотность мест связывания I-CRH, в то время как Chalmers с сотр. CRH рецепторов в этой структуре не обнаружили) мы пришли к пониманию необходимости дальнейших более специфичных исследований. Для этой цели совместно с проф. M.Pelto-Huikko (Finland) были выполнены исследования с использованием модифицированного метода in situ гибридизации (Kononen and Pelto-Huikko, 1997). Преимущество данной методики заключается в использовании олигонуклеотидных проб, которые в силу своей небольшой длины (28-45 нуклеотидов) могут быть наиболее специфичными. В данной работе синтезированные нами олигопробы заключали в себе полностью негомологичные участки мРНК CRH рецепторов I и II типов, кроме того, гомологичность последовательностей олигопроб каким-либо известным последовательностям была минимальной.

Проведенная нами гибридизация в целом подтвердила данные Chalmers с сотр. (1995). В наших экспериментах экспрессия CRH-R1 мРНК в мозге также оказалась выше, чем экспрессия CRH-R2 мРНК (Табл.2, Рис.9,10), причем особенно отчетливо эти различия проявились в миндалине и дорзомедиальном гипоталамусе. В вентромедиальном гипоталамусе, напротив, содержание CRH-R1 было значительно ниже, чем CRH-R2. В гиппокампе были отмечены приблизительно одинаковые уровни рецепторов обоих, типов. Как и в работе Chalmers с сотр., мы не обнаружили гибридизационного сигнала в синем пятне, несмотря на тот факт, что ранее там был описан иммунореактивный CRH. Однако, в отличие от предыдущих работ, нам удалось показать, что в различных областях коры, красном ядре, и мозжечке экспрессируются не только CRH-R1, но и CRH-R2, хотя их уровень в этих структурах значительно ниже. Кроме того, в своей работе мы обратили особое внимание на те области мозга, где ранее была описана высокая CRH иммунореактивность и высокая плотность мест 125 связывания I-CRH, прежде всего стриатум и функционально тесно связанную с ним черную субстанцию (Charlton et al., 1987; Grigoriadis et al., 1995). В результате, была обнаружена достоверная экспрессия CRH-R2 в неоириатуме, особенно в его

121 дорзолатеральной части. В черной субстанции экспрессировались как CRH-R1 (в компактной и ретикулярной части структуры), так и CRH-R2 (только в ретикулярной части). Таким образом, можно полагать, что описанные ранее в неостриатуме места 125 связывания I-CRH (De Souza, 1995) соответствуют обнаруженным нами CRH-R2.

Как уже говорилось, CRH-R2 иногда называют урокортиновыми рецепторами, поскольку они имеют более высокую аффинность к нейропептиду урокортину, чем собственно к CRH (Vaughan et al., 1995). Поэтому полагают, что не CRH, а урокортин может являться эндогенным лигандом CRH-R2 по крайней мере в некоторых областях мозга и, соответственно, реализовывать ряд эффектов, традиционно приписываемых CRH, в частности, анксиогенный эффект (Moreau et al.,1997, Kozicz et al., 1998). Исходя из этого, нельзя не принять во внимание возможность того, что именно урокортин, а не CRH реализует свои эффекты через CRH-R2, описанные нами в неостриатуме. К настоящему времени в литературе имеются всего лишь две работы по картированию урокортина в мозге, и описанные в них результаты носят противоречивый характер. Так, Takahashi с сотр. (1998), изучая локализацию протеина и мРНК урокортина в мозге человека, показали, что урокортин распределен в мозге равномерно, поскольку достоверных региональных различий зарегистрировано не было. В другой работе, сфокусированной на изучении урокортиновой иммунореактивности в ЦНС крысы, сообщается наличие иммунопозитивных клеток в ряде гипоталамических ядер, дорзальном ядре покрышке, ядрах шва, черной субстанции, латеральном септуме и др. Таким образом, на основании имеющихся работ оказалось невозможным судить о наличии или отсутствии урокортина в интересующей нас структуре, поэтому чтобы прояснить этот вопрос мы провели серию экспериментов по in situ гибридизации мРНК урокортина в мозге крыс. В результате нам не удалось обнаружить достоверной экспрессии мРНК урокортина в пределах неостриатума. Следовательно, можно предположить, что не урокортин, а, вероятнее всего, сам CRH является эндогенным лигандом CRH-R2 в неостриатуме.

Внешние сигналы модулируют функционирование клетки различными путями, один из которых - регуляция экспрессии генов. Гены, которые быстро активируются

122 при стимуляции клетки, и экспрессия которых не блокируется ингибиторами синтеза белка, называют ранними генами или генами быстрого ответа (immediate early genes, IEGs) (Sheng and Greenberg, 1990). Полагают, что в большинстве случаев IEGs кодируют транскрипционные факторы, которые в свою очередь регулируют экспрессию других генов, модифицируя фенотип клетки (Herrera and Robertson, 1996).

Среди обширного семейства IEGs наиболее изучены прото-онкогены c-fos и с-jun, а также гены, индуцируемые фактором роста нервов - NGFI-A (Milbrandt, 1986) и NGFI-B (Milbrandt, 1987). Экспрессия этих генов в настоящее время используется как универсальный маркер нейрональной активации при различных воздействиях (Herrera and Robertson, 1996), поскольку, как правило, базальные клеточные уровни IEGs продуктов достаточно низкие (Curran, 1988), а любые сигналы, вызывающие нейрональную активацию, стимулируют также и экспрессию IEGs (Greenberg et al., 1986). Исследования на кортикостриатных нейрональных культурах показали, что активация экспресии c-fos, индуцированная глутаматом, опосредуется через активацию NMDA, АМРА и метаботропных глутаматных рецепторов (Vaccarino et al., 1992). Обработка нейрональной культуры высокими концентрациями К+ (неспецифическим деполяризующим стимулом) также индуцировала экспрессию c-fos (Ghosh et al., 1994). Причем активация гена c-fos зависит от внеклеточного Ca и может быть заблокирована хелаторами кальция, блокаторами L-Ca2+ каналов и ингибиторами кальмодуллина и Са2+-кальмодуллин киназы (Bading et al., 1993).

Таким образом, стимуляция поверхности клетки приводит к увеличению продуктов IEGs, которые затем связываются с элементами транскрипционного контроля, содержащими АР-1 сайты и вероятно опосредующими долговременные ответы на сигналы, регулирующие рост и развитие (Franza et al., 1988). Как правило, продукты генов c-fos и c-jun действуют синергично, формируя комплекс. Более того, с-fos продукт увеличивает связывание белка c-Jun с ДНК (Kouzarides and Ziff, 1988; Nakabeppu et al., 1988).

Индукция экспрессии IEGs в мозге и, в частности, стриатуме и механизмы, вовлекающиеся в этот процесс, интенсивно изучается в последние годы. Полагают, что стриатные уровни NGFI-A мРНК регулируются дофамином, и увеличение экспрессии

123 гена возникает при действии D1 агонистов или D2 антагонистов (Cole et al., 1992). Кроме того, множество исследований было посвящено изучению влияния непрямого агониста дофамина кофеина на экспрессию IEGs, поскольку было обнаружено, что кофеин вызывает индукцию прото-онкогенов в стриатуме (Johansson et al., 1994). При этом показано, что стимулирующий эффект кофеина имеет место как в стриопаллидарных нейронах, имеющих аденозиновые hi рецепторы (антагонистом которых считается кофеин), но и стрионигральных нейронах, где такие рецепторы не были найдены (Johansson et al., 1994). Используемые в этих экспериментах дозы кофеина достаточно высоки (свыше 50 мг/кг), они как правило вызывают поведенческую депрессию у экспериментальных животных, поэтому Svenningsson et al. (1995) предприняли попытку изучить влияние более низких доз кофеина на экспрессию IEGs - NGFI-A, NGFI-B и Jun В - в стриатуме крыс и сопоставить этот эффект с поведенческими проявлениями. В этой работе было показано, что подкожная инъекция кофеина в дозе, вызывающей локомоторную активацию, вызывала значительное снижение, а не повышение экспрессии изучаемых IEGs в стриатуме, в особенности, в стриопаллидарных нейронах. Более того, это снижение блокировалось агонистом D2. В другой работе (Kiba and Jayaraman,1994) изучалось влияние никотина, кокаина и амфетамина на экспрессию гена c-fos, и было показано, что индукция экспрессии прото-онкогена, вызванная этими воздействиями, блокировалась антагонистами D1 рецепторов, а также зависела от NMDA рецепторов. Процитированные выше работы, также как и ряд других исследований (Robertson et al., 1992; Cole and DiFiglia, 1994; Gerfen et al., 1995; Moratalla et al., 1996; Nishi, 1996) свидетельствуют о том, что регуляция экспрессии IEGs в стриатуме находится под контролем дофаминергических и глутаматергических влияний.

Поскольку, как уже упоминалось, IEGs могут служить маркерами нейрональной активации, мы использовали эту модель, чтобы исследовать действие CRH на клеточные элементы неостриатума. Базальная экспрессия IEGs и прежде всего c-fos в неостриатуме очень незначительна (Herrera and Robertson, 1996), что согласуется с результатами проведенной нами контрольной гибридизации. Однако, нами была зарегистрирована базальная экспрессия NGFI-A в коре и стриатуме, а также экспрессия

124 гена c-jun в зубчатой извилине гиппокампа и пириформной коре, что уже отмечалось ранее другими исследователями (Huges and Dragunow, 1995). Использованная в нашем случае микроинъекция CRH в дорзальный неостриатум оказалась достаточно сильным стимулом, индуцирующим экспрессию большинства изучаемых IEGs в неостриатуме, за исключением c-jun. В самом деле, в литературе накапливаются данные о вероятности дифференциальной регуляции IEGs в мозге и , в частности, в неостриатуме. Так, Sirinathsinghji et al. (1994) показали, что блокада D2 ДА рецепторов внутрибрюшинным введением этиклоприда приводит к быстрому увеличению содержания мРНК c-fos и jun В в неостриатуме крыс, тогда как уровень c-jun мРНК остается неизменным.

Возвращаясь к обсуждению наших данных, примечательно, что в тот же промежуток времени наблюдалось увеличение экспрессии IEGs и в ряде других структур переднего мозга, в частности, различных областях коры. Полученные результаты дают основание полагать, что CRH способен действовать на нейроны неостриатума, активируя их. Использованная нами методика, к сожалению, не позволяет с определенностью судить о том, какие функциональные группы нейронов активировались в данном случае, однако сопутствующая активация корковых областей очевидно свидетельствует о вовлеченности проекционных нейронов неостриатума, активация которых, в свою очередь, вызывает активацию (или торможение) своих проекционных мишеней.

Анализ наших данных по экспрессии IEGs с позиций функциональной морфологии эфферентных систем неостриатума, позволяет предполагать, что при микроинъекции CRH в неостриатум вероятно активируется прямой путь, оказывающий активирующее влияние на структуры-мишени, в частности, неокортекс. Эта гипотеза объясняет также тот факт, что в большинстве случаев не удалось обнаружить сигнал в бледном шаре, поскольку активация эфферентных нейронов неостриатума, дающих начало прямому пути, естественным путем приводит к торможению нейронов бледного шара. Более того, обнаруженная нами индукция онкогенов в септуме и вентральном стриатуме свидетельствует о том, что при действии CRH в неостриатуме задействуются еще и другие эфферентные связи неостриатума.

125

Таким образом, индукция IEGs в неостриатуме и некоторых других структурах переднего мозга в ответ на локальную микроинъекцию CRH является в нашем случае удобной моделью, которая позволяет полагать, что введенный нами экзогенный CRH способен непосредственно действовать на нейроны неостриатума, вызывая их активацию. Прямое нейротропной действие CRH на нейроны неостриатума было ранее также показано Sirinathsinghji с соавторами (Sirinathsinghji et al. ,1989; Sirinathsinghji and Heavens, 1989), которые в опытах in vitro и in vivo обнаружили выделение ГАМК, энкефалина и динорфина в неостриатуме при аппликации CRH. Более того, авторы описали зависимость CRH-стимулируемого выделения медиаторов от уровня неостриашого ДА (Sirinathsinghji et al., 1990).

Вопрос о наличии и происхождении эндогенного CRH в неостриатуме в настоящее время еще не может быть решен однозначно. С одной стороны, CRH-ергических нейронов обнаружить в неостриатуме до сих пор не удавалось (Swanson et al.,1983; Merchenthaler,1984; Sakanaka et al.,1987). Тем не менее, в неостриатуме описаны CRH-ергические волокна (Merchenthaler,1984) и показано, что при действии 56 мМ К+ или яда скорпиона ткани стриатума Са++-зависимо высвобождают иммунореактивный CRH (Smith et al., 1986). Более того, Orth (1992) описал наличие иммунореактивного CRH в неостриатуме человека, а Bissette et al. (1985) обнаружили значительное снижение содержания CRH в хвостатом ядре (70%) в постмортальных препаратах больных болезнью Альцгеймера. Аналогично, неостриатные концентрации CRH снижаются при хорее Хантингтона (De Souza et al., 1987). Таким образом, полагают, что иммунореактивный CRH в неостриатуме локализуется не в нейронах, а в афферентных терминалах, поступающих из различных областей мозга.

Анализ этого вопроса затрудняется наличием у неостриатума обширных афферентных связей, которые можно условно разделить на три группы: кортикальные проекции (Groenewegen et al.,1987; Berendse et al., 1992; Чивилева, 1992; Чивилева и Горбачевская, 1996), таламические проекции (Royce and Bromley, 1984; Sadikot et al., 1992) и мезенцефальные проекции (Björklund and Lingvall, 1984; Graybiel, 1986; Горбачевская, 1993).

126

Основным медиатором кортикостриатных проекций (включая амигдалярные) являются возбуждающие аминокислоты глутамат и/или аспартат (Fonnum et al., 1981;Robinson and Beart, 1988; East and Brotchie, 1996). В коре обнаружены также значительные концентрации иммунореактивного CRH, однако полагают, что CRH-содержащие перикарионы локализуются во II-III слоях коры, то есть являются интернейронами (Merchenthaler, 1984). Тем не менее, более поздние работы показали, что неокортикальный CRH локализуется в разных нейрональных группах (Lewis and Lund, 1990), поэтому, на наш взгляд, нельзя исключать возможности того, что CRH может выступать медиатором и/или ко-медиатором в кортикостриатных волокнах.

Миндалина является местом наибольшего экстрагипоталамического скопления CRH-ергических нейронов (Owens and Nemeroff, 1991). При этом, максимальная плотность CRH-содержащих клеток в миндалине обнаруживается в центральном ядре миндалины (Swanson et al., 1983; Cassell and Gray, 1989; Gray, 1999). Известно, что эти клетки посылают свои волокна в мелкоклеточное ПВЯ, парабрахиальные ядра (Moga and Gray, 1985; Gray et al., 1989) и синее пятно (Van Bockstaele et al., 1998). На этом основании была выдвинута теория о ключевой роли миндалины и, в частности, ее центрального ядра, в CRH-ергической системе мозга (Gray, 1999). Содержание CRH в других ядрах миндалевидного комплекса, в том числе и базолатеральном ядре, значительно ниже, однако показано увеличение числа CRH-позитивных клеток при различных воздействиях (Piekut and Phipps, 1998). Таким образом, миндалина представляется нам вероятным источником CRH-позитивных терминален в стриатуме.

Мезенцефалические афференты неостриатума содержат в основном ДА и холецистокинин (Fuxe et al., 1985), однако, в компактной части черной субстанции была также описана CRH иммунореактивность, а в составе нигростриатного пути обнаружены CRH-позитивные волокна, которые могут составлять по крайней мере часть всех CRH-ергических афферентных терминалей неостриатума (Vale et al., 1983; Swanson et al., 1983).

Кроме уже рассмотренных, неостриатум получает также серотонинергические афференты от ядер шва (Parent, 1986; 1990) и волокна, предположительно холинергические, от ретикулярной формации моста (Sugimoto and Hattori, 1984). И в

127 той, и в другой области были обнаружены СКН-содержащие нейроны (Crawley et al., 1985; Owens and Nemeroff, 1991). Существование прямых гипоталамостриатных проекций оспаривается многими морфологами, однако тем не менее, такие связи были описаны в нескольких работах (Barone et al., 1981; Байковская, 1982).

Таким образом, анализ афферентных проекций неостриатума с позиций современных представлений о CRH-ергической системе мозга дает основания думать о возможности нескольких источников неостриатного CRH, включая и поступление CRH-содержащих проекций непосредственно из гипоталамуса. Тем не менее, поскольку амигдалярный комплекс является местом наибольшей плотности CRH-нейронов за пределами гипоталамуса и занимает ключевое положение в CRH системе мозга, и одновременно с этим морфологически и функционально тесно связан со стриатумом, мы рассматриваем миндалину в качестве наиболее вероятного и наиболее значимого источника стриатного CRH.

Какова же возможная функциональная роль CRH в неостриатуме? Приступая к исследованию этого вопроса, мы избрали в качестве моделей ряд поведенческих тестов и анализ основных гормональных функций. В этих экспериментах CRH (0,25 мкг) инъецировался непосредственно в неостриатум, аналогично тому, как это делалось в экспериментах по изучению экспрессии ранних генов. После билатеральной инъекции нейрогормона изучалось ориентировочно-исследовательское поведение в "открытом поле" и избегательное поведение животных в двусторонней челночной камере. Через несколько дней после окончания поведенческих экспериментов крысам вновь вводился CRH, спустя 30 мин животные декапитировались и проводился забор крови и надпочечников для гормональных анализов.

В результате было установлено, что микроинъекция CRH в неостриатум приводит к общей поведенческой активации, выражающейся как в повышении двигательной активности, так и в улучшении избегательного поведения. Наряду с этим наблюдалось резкое увеличение уровня глюкокортикоидов в крови и содержания катехоламинов в ткани адреналовых желез, а также снижение уровня тестостерона в крови. Иными словами, при введении CRH в неостриатум мы наблюдали реализацию характерных для этого нейрогормона стрессорных эффектов на поведение и функции

128

ГАС, САС и гонадной гормональной системы. Хорошо известно, что эти реакции составляют основу адаптивного ответа организма при стрессе, и CRH в настоящее время считается тем нейрохимическим посредником, который, действуя как на гипоталамическом, так и на экстрагипоталамическом уровне, осуществляет запуск и интеграцию отдельных компонентов стрессорного ответа. В этой связи наиболее актуальным вопросом в настоящее время может считаться изучение вклада отдельных структур мозга в реализацию такого интегрального эффекта CRH. Проведенные нами эксперименты свидетельствуют о том, что неостриатум, по всей видимости, не просто вовлекается в осуществление ряда адаптивных эффектов CRH, но и играет в этом процессе ключевую роль, поскольку в кратчайшие сроки после введения нейрогормона в неостриатум мы наблюдали реализацию наиболее характерных эффектов CRH на поведение и активность гормональных систем.

Интересным нам представляется снижение уровня основного полового стероида тестостерона в крови после неостриатной микроинъекции CRH, поскольку это первый экспериментальный факт, свидетельствующий о вовлеченности стриатума в регуляцию половой гормональной системы, хотя в клинике снижение половой гормональной функции у больных стриатными патологиями уже известно (Якимовский, Арутюнян, 1995).

Безусловно, нельзя полностью исключать возможность протекания нейрогормона в желудочки мозга или к другим структурам, однако, на наш взгляд, это крайне маловероятно. Поскольку, во-первых, объем микроинъекции (0,5 мкл) достаточно мал и, следовательно, может диффундировать на очень ограниченное растояние; во-вторых, для объемной диффузии нейропептида требуется значительное время, а использованные нами сроки представляют собой минимальные промежутки времени, необходимые для запуска той или иной системы. Так, поведение тестировалось практически сразу же после микроинъекции, а гормональные функции -через 30 минут. Таким образом, очевидно, что наблюдаемые нами эффекты вызваны прямым нейротроптным эффектом CRH в неостриатуме.

Как уже отмечалось, неостриатум получает массивные ДА-ергические проекции из среднего мозга, и ДА считается ключевым неостриатным медиатором, поскольку,

129 регулируя активность всех нейрональных систем, ДА осуществляет функциональную настройку структуры и, следовательно, определяет процессинг корковых сигналов. Поэтому при постановке вопроса о возможных неостриатных механизмах, вовлекающихся в реализацию описанного нами действия CRH, мы остановили свой выбор на ДА-ергической системе неостриатума. Дополнительным основанием для этого послужило и то, что экспрессия ранних генов, в частности, тех, экспрессию которых мы наблюдали после микроинъекции CRH, в неостриатуме также находится под контролем ДА (Robertson et al., 1992; Cole and DiFiglia, 1994; Gerfen et al., 1995; Moratalla et al., 1996; Nishi, 1996). Поэтому следующую серию поведенческих и эндокринных экспериментов мы провели на животных с дефицитом стриатного ДА, вызванного нейротоксическим действием 6-ОНДА. Полное или частичное разрушение ДА-ергических терминалей, вызываемое 6-ОНДА, широко используется в качестве удобной модели изучения влияний ДА-ергической системы мозга, а также как экспериментальная модель болезни Паркинсона (Hughes et al., 1996; Schwarting and Huston, 1996; Kirik et al., 1998). При этом в зависимости от задачи эксперимента варьируется выбор локуса инъекции, сроки, а также использование унилатеральной или билатеральной инъекции. В наших экспериментах инъекция нейротоксина производилась непосредственно в неостриатум, билатерально (поскольку внимание было сфокусировано не на ротационном поведении), а тесты начинались через неделю после операции, когда имелось значительное (около 50%) снижение содержания ДА в стриатуме.

Было установлено, что на фоне дефицита стриатного ДА активирующее влияние CRH на ориентировочно-исследовательское поведение и ГАС остается неизменным, однако эффекты на выработку активного избегания, стрессорный подъем катехоламинов и торможение секреции тестостерона в данном случае оказались заблокированными. Причем, недостаточность стриатного ДА не оказывала эффекта на базальные показатели гормонов, однако существенно влияла на поведение. В частности, крысы с 6-ОНДА были более пассивны в "открытом поле" и проявляли резкое ухудшение избегательного поведения.

130

Таким образом, можно говорить, что большинство изучаемых нами эффектов CRH осуществляется с участием ДА-ергического механизма неостриатума. Для дальнейшего анализа этого вопроса мы использовали противоположную парадигму, пытаясь смоделировать повышение ДА-ергической стимуляции введением агониста ДА 7-ОН-ДРАТ. В этих экспериментах вероятно можно было ожидать изменений, противоположных описанным при дефиците ДА, однако реально полученные результаты не укладываются полностью в предложенную схему. С одной стороны, микроинъекция агониста ДА вызывала повышение двигательной активности в "открытом поле" и эффект CRH на этом фоне действительно был противоположным, т.е. тормозным. С другой стороны, при выработке активного избегания ситуация принципиально не изменилась - животные, получавшие 7-ОН-ДРАТ, аналогично животным с дефицитом ДА демонстрировали практически полную неспособность к выработке рефлекса, однако интересно, что микроинъекция CRH на этом фоне оказывала свое стимулирующее влияние.

Как уже упоминалось, основными проекционными нейронами стриатума являются так называемые средние шипиковые нейроны, от которых начинаются прямой и непрямой эфферентные пути к черной субстанции и таламусу. Основным медиатором в этих нейронах является ГАМК, колокализованный либо с субстанцией Р и динорфином (нейроны прямого пути), либо с энкефалином (нейроны непрямого пути). На дендритных шипиках этих нейронов конвергируют корковые глутаматные и мезенцефалические ДА-ергические проекции (Kita and Kitai, 1990). Кроме того, значительную часть популяции стриатных нейронов составляют крупные бесшипиковые нейроны, являющиеся в основном холинергическими интернейронами (Bolam et al., 1984; Smith and Bolam, 1990), играющими важную роль в интеграции стриатных афферентов и модуляции эфферентных систем (Dimova et al., 1993). Эти нейроны также являются мишенями ДА-ергических афферентов (Chang, 1988). Дофаминергические терминали характеризуются гетерогенным распределением в неостриатуме. Места наибольшей плотности ДА-ергических терминалей в дорзальном стриатуме называются ДА островками или "стриосомами" (Graybiel et al., 1981; Fuxe et al., 1987). Согласно возникшим на этой основе представлениям о мозаичной

131 организации неостриатума (Gerfen, 1992 и др.), стриосомы составляют до 10-20% объема стриатума и представляют собой островки с низкой активностью АХЭ и высокой плотностью ц-опиатных рецепторов, вкрапленные в "матрикс", характеризующийся высокой активностью АХЭ (Graybiel, 1990). ГАМК/субстанция Р, динорфин-ергические средние шипиковые нейроны прямого пути обнаруживаются преимущественно в матриксе, тогда как нейроны непрямого пути, содержащие ГАМК/ экефалин, локализуются в стриосомах (Graybiel, 1990). Рецепторы ДА в пределах неостриатума также распределены мозаично, более того, считается, что они сегрегированы на различных эфферентных путях таким образом, что эфферентные стриатные нейроны прямого пути экспресеируют в основном ДА рецепторы I типа (D1), а нейроны непрямого пути - рецепторы II типа (D2). Поскольку D1 рецепторы по сути являются возбуждающими, a D2 - тормозными, то нигростриатный ДА модулирует активность двух основных эфферентных путей неостриатума противоположным образом, активируя прямой (возбуждающий) путь и тормозя непрямой (тормозный) (Gerfen, 1992; Gerfen and Keefe, 1994; Gerfen et al., 1998). При этом, ДА-ергические синапсы располагаются на ножках дендритных шипиков, и возбуждение каждого синапса оказывает деполяризующее влияние на мембрану, но не достаточно для генерации ПД. Таким образом, ДА фактически модулирует чувствительность основных эфферентных нейронов к афферентным влияниям из коры и других структур, облегчая активацию прямого пути и тормозя активность непрямого.

Исходя из этих представлений, Gerfen (1992) в своем обзоре проанализировал влияние недостатка и избытка ДА стимуляции на функционирование неостриатума. Дефицит ДА, индуцированный в данном случае нейротоксическим действием 6-ОНДА, сдвигает баланс эфферентных систем в пользу непрямого пути (так как снимается возбуждающее действие ДА на нейроны прямого пути и тормозное - на нейроны непрямого, в результате чего непрямой путь активируется), что приводит к соответствующим поведенческим проявлениям, в частности, к преобладанию пассивных форм поведения. С другой стороны, при действии агонистов ДА баланс активностей двух систем сдвигается в пользу прямого пути, что приводит к активации моторного поведения, etc.

132

Возвращаясь теперь к анализу наших данных, можно предположить, что полученные в экспериментах с дефицитом ДА эффекты могут быть связаны с недостатком активности прямого пути и преобладанием активности непрямого. Это, вероятно, означает, что эффекты CRH на САС, гонадную гормональную систему и избегательное поведение (которые блокируются в данном случае) зависят от функционального состояния прямого пути. Описанная нами экспрессия ранних генов в неостриатуме после микроинъекции CRH свидетельствует в пользу этой точки зрения, так как неоднократно показано, что экспрессия ранних генов в стриатуме стимулируется ДА через D1 рецепторы (Cole et al., 1992; Moratalla et al., 1993). Опыты с агонистом ДА в целом также подтвердили это предположение, поскольку в этом случае проявлялся присущий CRH стимулирующий эффект на выработку активного избегания. В реализацию эффекта CRH на двигательную активность и ГАС, по всей видимости, вовлекаются другие механизмы, поскольку эти эффекты не изменяются при недостатке ДА. Интересно, что действие CRH на двигательную активность в "открытом поле" оказалось двухфазным, то есть активирующий эффект сохранялся при недостатке ДА, однако при ДА стимуляции эффект оказывался тормозным. То есть очевидно, что направленность действия CRH на двигательную активность в большой степени зависит от уровня неостриатного ДА.

В последние годы все большее распространение приобретает точка зрения, что при нейробиологических исследованиях необходимо подразделять экспериментальных животных на группы в зависимости от индивидуальной поведенческой стратегии и соответствующей доминантной гормональной оси (Henry, 1993; Cools and Ellenbroek, 1996). В первую группу обычно выделяют животных, проявляющих активную стратегию поведения в новой обстановке (high responders to novelty, HR). У этих животных как правило доминирует активация САС. К другой группе относятся животные с пассивной реакцией на стресс новизны (low responders to novelty, LR), у которых ведущей гормональной осью является ГАС. При этом установлено, что одним из ключевых признаков, по которым различаются HR и LR, является реактивность ДА-ергических систем мозга (Cools and Ellenbroek, 1996).

133

Исходя из этого, а также принимая во внимание заключение о важности исходного состояния ДА-ергической системы для направленности поведенческих эффектов CRH, мы предприняли дальнейшее изучение этого вопроса на животных с разной стратегией избегательного поведения. Крысы линий КНА и KLA были исходно селектированы по способности к выработке рефлекса двустороннего активного избегания, однако по шкале Cools and Ellenbroek (1996) на основании своих фенотипических проявлений эти животные могут быть соответственно соотносены с HR и LR. Более того, имеются основания полагать, что ряд линейных различий этих животных связан с особенностями ДА-ергической системы, поскольку этот факт был постулирован для RHA и RLA, являющихся римскими аналогами колтушских линий (Driscoll et al., 1986, 1998; Steimer et al., 1998).

Эффект CRH на крысах КНА и KLA оказался различным. В частности, у животных КНА, исходно демонстрировавших активную стратегию поведения в "открытом поле" и хорошо вырабатывающих рефлекс активного избегания, в ответ на микроинъекцию нейрогормона отмечалось общее снижение активности и ухудшение избегательного поведения. При этом на фоне дефицита ДА тормозное действие CRH на избегательное поведение оказалось более мощным. С другой стороны, животные KLA, исходно более пассивные и плохо вырабатывающие рефлекс активного избегания, становились после микроинъекции нейрогормона более активными, при этом значительно улучшалась выработка активного избегания. Иными словами, эффект CRH на поведение крыс линии KLA по направленности оказался аналогичным действию нейрогормона на крысах Вистар. Это касается и влияния инъекции 6-ОНДА, которая в данном случае также приводила к ухудшению выработки рефлекса, и на этом фоне стимулирующее действие CRH не проявлялось. Таким образом, действие CRH на поведение оказалось стимулирующим только у пассивных животных, в то время как у активных животных эффект CRH был тормозным. Тот факт, что изменения затрагивали не какие-либо отдельные показатели, а изменялся вектор поведения в целом, одновременно сопровождаясь гормональными перестройками, вероятно, позволяет предположить, что в данном случае под воздействием CRH происходила перестройка

134 адаптивной стратегии, включающей в себя не только поведение, но и соответствующий эндокринный паттерн.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Рыбникова, Елена Александровна, Санкт-Петербург

1. Банковская МЫ (1982) Моносинаптические связи хвостатого ядра с гипоталамусом у кошки. Архив АГЭ. 11: 36-42.

2. Войлокова HJI (1994) Роль дофаминореактивных систем коры и неостриатума в организации ситуационных условных рефлексов. Физиол.журн. им. И.М.Сеченова. 80(1):65-71.

3. Горбачевская АИ (1993) Пространственная организация афферентных проекций стриапаллидума и ее функциональное значение. Авт. дис. .док. биол. наук. СПб.

4. Морозов ВИ, Чайковский ВС, Прияткин СА и др. Радиоиммунологический анализ стероидов. Научно-практические аспекты. Физиол,эюурн. им.И.М.Сеченова. 74(8): 1049-1072.

5. Отеллин ВА, Арушанян ЭБ (1989) Нигро-стрионигральная система. М.: Медицина. 271с.

6. Ракицкая ВВ, Шаляпина ВГ, Гарина ИА, Войлокова HJT (1993) Локализация кортикостероидных рецепторов в дофаминергических структурах мозга собак. Физиол. журн. им.Сеченова. 79(1):33-38.

7. Суворов НФ (1980) Стриарная система и поведение. Л.: Наука. 1980. 280 с.

8. Суворов НФ, Шуваев ВТ, Войлокова НЛ, Чивилева ОГ, Шефер ВИ (1995) Кортикостриатные механизмы поведения. Физиол. журн. им. И.М.Сеченова. 81(12):1-12.

9. Суворов НФ, Войлокова НЛ, Горбачевская АИ, Дрягин ЮМ, Чивилева ОГ (1990) Участие глутаматергических и дофаминергических систем неостриатума в организации пищевых условных рефлексов. Физиол. журн. СССР им. ИМСеченова. 76(11):1509-1520.

10. Суворов НФ, Саульская НБ, Чивилева ОГ (1982) Стрионигральный уровень нейрохимической организации условных рефлексов избегания разной сложности. Журн. ВИД. 32(2):275-283.

11. П.Толкунов БФ (1978) Стриатум и сенсорная специализация нейронной сети. Л.: Наука.

12. Толкунов БФ, Шаповалова КБ, Афанасьев СВ (1990) Структурно-функциональная организация неостриатума и его роль в формировании поведения. Журн. ВНД. 40(6): 1027-1038.

13. Толкунов БФ, Орлов АА, Афанасьев СВ, Селезнева ЕВ (1997) Вовлечение нейронов стриатума (скорлупы) в моторные и немоторные фрагменты поведения у обезьян. Росс, физиол. журн. им. И. М. Се ненова. 83(1-2): И-18.

14. Чивилева ОГ и Горбачевская АИ (1996) Афферентные проекции головки хвостатого ядра у кошек. Морфология. 10(5):26-29.

15. Шаляпина ВГ (1969а) Содержание норадреналина в мозгу крыс в связи с гипофиз-адреналовой активностью. Пробл.эндокринол. 15(6):53-56.

16. Шаляпина ВГ (19696) Определение адреналина и норадреналина в ткани надпочечников. Лаб.дело. 4:87.

17. Шаляпина ВГ (1970) О роли адренергической медиации в механизме действия резерпина на гипофиз-адреналовую систему. Пробл.эндокринол. 16(2):60-64.

18. Шаляпина ВГ (1976) Участие катехоламинов мозга в регуляции гипофизарно-адреналовой системы. В кн.: Ггтофизарно-адреналовая система и мозг. Л., Наука. С.49-66.

19. Шаляпина В.Г. (1996) Функциональные качели в нейроэндокринной регуляции стресса. Физиол. журн. им.И.М.Сеченова. 82(4):9-14.

20. Шаляпина ВГ, Ордян НЭ, Пивина СГ, Ракицкая ВВ (1995) Нейроэндокринные механизмы формирования адаптивного поведения. Физиол. журн. им.ИЖСеченова. 81:94-100.

21. Шаляпина ВГ, Ракицкая ВВ, Гарина ИА, Войлокова НЛ, Суворов НФ (1993) Введение кортиколиберина в хвостатое ядро активирует симпатоадреномедуллярную и гипофиз-адренокортикальную системы разными механизмами. Физиол. журя. гш.И.М.Сеченова. 79(1):92-97.

22. Шаповалова КБ (1978) Роль корковых и подкорковых структур в сенсомоторной интеграции. Л., Наука. 182 с.139

23. Шаповалова КБ (1985) Возможные нейрофизиологические и нейрохимические механизмы участия стриатума в инициации и регуляции произвольного движения. Физиол. журн. СССР гш.И.М.Сеченова. 71:537-553.

24. Шаповалова КБ (1989) Неостриатум и регуляция произвольного движения в норме и патологии: Обзор. Физиология человека. 15(3):78-92.

25. Шуваев ВТ (1994) Нейрофизиологические механизмы участия передних отделов коры базальных ганглиев в организации поведения. Автореф.дис. .док. биол. наук. 36с.

26. Якимовский АФ (1988) Роль ГАМК- и глутаматергической систем хвостатого ядра собак в регуляции дифференцировочного торможения. В сб.: Стриатная система и поведение в норме и патологии. Л.: Наука. С. 144-147.

27. Якимовский АФ (1993) Сравнение эффектов галоперидола при системном введении и инъекции в стриатум крыс. Эксперим. и клин, фармакология. 1:11-13.

28. Якимовский АФ и Боброва ИВ (1992) Влияние хронического введения в хвостатое ядро собак лей-энкефалина и его аналога тетрапептида на реализацию пищевых условных рефлексов. Журн. ВНД. 42(2):378-380.

29. Якимовский АФ и Арутюнян НА (1995) Нейрогормональные нарушения при дисфункции базальных ганглиев. Материалы IV Всероссийской конф. Нейроэндокринология-95. С. 141.

30. Adler GK, Rosen LB, Fiandaca MJ, Majzoub JA (1992) Protein kinase-C activation increases the quantity and poly(A) tail length of corticotropin-releasing hormone messenger RNA in NPLC cells. Mol Endocrinol.6(3):476-84.

31. Adler GK, Smas CM, Majzoub JA (1988) Expression and dexamethasone regulation of the human corticotropin-releasing hormone gene in a mouse anterior pituitary cell line. J BiolChem. 263(12):5846-52.

32. Akema T, Chiba A, Oshida M, Kimura F, Toyoda J (1995) Permissive role of corticotropin-releasing factor in the acute stress-induced prolactin release in female rats. Neurosci Lett. 198(2): 146-8.

33. Aldenhoff JB (1986) Does corticotropin releasing factor act via a calcium-dependent mechanism? Psychoneuroendocrinology. 11(2):231-6.140

34. Alexander GE, Crutcher MD, DeLong MR (1990) Basal ganglia-thalamocortical circuits: parallel substrates for motor, oculomotor, "prefrontal" and "limbic" functions. Prog Brain fles. 85:119-46.

35. Alexander GE, DeLong MR, Strick PL (1986) Parallel organization of functionally segregated circuits linking basal ganglia and cortex. Annu Rev Neurosci.9:357-Sl.

36. Anderson SM, Kant GJ, De Souza EB (1993) Effects of chronic stress on anterior pituitary and brain corticotropin-releasing factor receptors. Pharmacol Biochem Behav. 44(4):755-61.

37. Angulo JA and McEwen BS (1994) Molecular aspects of neuropeptide regulation and function in the corpus striatum and nucleus accumbens. Brain Res Rev. 19:1-28.

38. Antoni FA, Palkovits M, Makara GB, Linton EA, Lowry PJ, Kiss JZ (1983) Immunoreactive corticotropin-releasing hormone in the hypothalamoinfundibular tract. Neuroendocrinology. 36(6):415-23.

39. Appel NM, Owens MJ, Culp S, Zaczek R, Contrera JF, Bissette G, Nemeroff CB, De Souza EB (1991) Role for brain corticotropin-releasing factor in the weight-reducing effects of chronic fenfluramine treatment in rats. Endocrinology. 128(6):3237-46.

40. Arbiser JL, Morton CC, Brans GA, Majzoub JA (1988) Human corticotropin releasing hormone gene is located on the long arm of chromosome 8. Cytogenet Cell Genet. 47(3): 113-6.

41. Asaba K, Makino S, Hashimoto K (1998) Effect of urocortin on ACTH secretion from rat anterior pituitary in vitro and in vivo: comparison with corticotropin-releasing hormone. Brain Res. 806(1):95-103.

42. Austin MC, Rhodes JL, Lewis DA (1997) Differential distribution of corticotropin-releasing hormone immunoreactive axons in monoaminergic nuclei of the human brainstem. NeuropsychopharmacoIogy.l7(5):326-4\.141

43. Bading H, Ginty DD, Greenberg ME (1993) Regulation of gene expression in hippocampal neurons by distinct calcium signalling path ways. Sb/e/tce. 260:181-186.

44. Barone FC, Wayner MJ, Scharoun SL, Guevara-Aguilar R, Aguilar-Baturoni HU (1981) Afferent connections to the lateral hypothalamus: a horseradish peroxidase study in the rat. Brain Res Bull7(l):75-88.

45. Battaglia G, Webster EL, De Souza EB (1987) Characterization of corticotropin-releasing factor receptor-mediated adenylate cyclase activity in the rat central nervous system. Synapse. 1(6):572-81.

46. Beckstead RM and Cruz CJ (1986) Striatal axons to the globus pallidus, entopeduncular nucleus and substantia nigra come mainly from separate cell populations in cat. Neuroscience. 19(1): 147-58.

47. Berendse HW, Galis-de Graaf Y, Groenewegen HJ (1992) Topographical organization and relationship with ventral striatal compartments of prefrontal corticostriatal projections in the rat. J Comp Neurol. 316(3):314-47.

48. Beuter A (1994) Exploring the role of the basal ganglia in motor control using experimental results and mathematical modelling. In: The Basal Ganglia IV. Eds.: Percheron et al. Plenum Press, New York, pp.533-538.

49. Beyer HS, Matta SG, Sharp BM (1988) Regulation of the messenger ribonucleic acid for corticotropin-releasing factor in the paraventricular nucleus and other brain sites of the rat. Endocrinology. 123(4):2117-23.

50. Bissette G, Reynolds GP, Kilts CD, Widerlov E, Nemeroff CB (1985) Corticotropin-releasing factor-like immunoreactivity in senile dementia of the Alzheimer type. Reduced cortical and striatal concentrations. ,Z4M4.254(21):3067-9.

51. Bjorklund A and Lindvall O (1984) Dopamine-containing systems in the CNS. In: Handbook of Chemical Neuroanatomy. Eds.: Bjorklund A and Hokfelt T. Elsevier. Amsterdam. V.2(l). pp.55-122.142

52. Bloom FE, Battenberg EL, Rivier J, Yale W (1982) Corticotropin releasing factor (CRF): immunoreactive neurones and fibers in rat hypothalamus. Regul Pept.4(\):43-%.

53. Bolam JP, Wainer BH, Smith AD (1984) Characterization of cholinergic neurons in the rat neostriatum. A combination of choline acetyltransferase immunocytochemistry, Golgi-impregnation and electron microscopy. Neuroscience. 12(3):711-8.

54. Brann DW, Bhat GK, Lamar CA, Mahesh VB (1997) Gaseous transmitters and neuroendocrine regulation. Neuroendocrinology.65(6):385-95.

55. Britton DR, Hof&nan DK, Lederis K, Rivier J (1984) A comparison of the behavioral effects of CRF, sauvagine and urotensin I. Brain /?ev. 304(2):201-5.

56. Britton DR and Indyk E (1989) Effects of ganglionic blocking agents on behavioral responses to centrally administered CRF. Brain /fev.478(2):205-10.

57. Britton DR and Indyk E (1990) Central effects of corticotropin releasing factor (CRF): evidence for similar interactions with environmental novelty and with caffeine. Psychopharmacology (Berl). 101(3):366-70.

58. Britton DR, Koob GF, Rivier J, Vale W (1982) Intraventricular corticotropin-releasing factor enhances behavioral effects of novelty. Life Sci. 31(4):363-7.

59. Britton KT, Lee G, Dana R, Risch SC, Koob GF (1986b) Activating and 'anxiogenic' effects of corticotropin releasing factor are not inhibited by blockade of the pituitary-adrenal system with dexamethasone. Life Sc/.39(14):1281-6.

60. Britton KT, Lee G, Vale W, Rivier J, Koob GF (1986a) Corticotropin releasing factor (CRF) receptor antagonist blocks activating and 'anxiogenic' actions of CRF in the rat. Brain Res.369(l-2):303-6.

61. Brown M (1986) Corticotropin releasing factor: central nervous system sites of action. Brain Res.399(1): 10-4.

62. Brown MR and Fisher LA (1983) Central nervous system effects of corticotropin releasing factor in the dog. Brain Res.280(l):75-9.

63. Brown MR, Fisher LA, Rivier J, Spiess J, Rivier C, Vale W (1982a) Corticotropin-releasing factor: effects on the sympathetic nervous system and oxygen consumption. Life--iSc7.30(2):207-10.-143

64. Brown MR, Fisher LA, Spiess J, Rivier C, Rivier J, Vale W (1982b) Corticotropin-releasing factor: actions on the sympathetic nervous system and metabolism. Endocrinology. 111 (3):928-31.

65. Buckingham JC (1986) Stimulation and inhibition of corticotrophin releasing factor secretion by beta endorphin. NeuroendocrinologyAlil): 148-52.

66. Bugajski J (1996) Role of prostaglandins in the stimulation of the hypothalamic-pituitary-adrenal axis by adrenergic and neurohormone systems. J Physiol Pharmacol. 47(4):559-75.

67. Bures J and Buresova O (1983) Techniques and basic experiments for the study of brain and behavior. Elsevier. Amsterdam-New York.

68. Calogero AE, Bagdy G, D'Agata R (1998) Mechanisms of stress on reproduction. Ann NY Acad Set. 851:364-370.

69. Calogero AE, Burrello N, Negri-Cesi P, Papale L, Palumbo MA, Cianci A, Sanfilippo S, D'Agata R (1996) Effects of corticotropin-releasing hormone on ovarian estrogen production in vitro. Endocrinology. 137(10):4161-6.

70. Calogero AE, Gallucci WT, Bernardini R, Saoutis C, Gold PW, Chrousos GP (1988) Effect of cholinergic agonists and antagonists on rat hypothalamic corticotropin-releasing hormone secretion in vitro. Neuroendocrinology.47(4):303-8.

71. Cannon WB (1914) The emergency function of the adrenal medulla in pain and the major emotion. AmJ.Psychiat. 33:356-372.76rCarlsen J and Heimer L (1988) The basolateral amygdaloid complex as a cortical-like structure. Brain /tes.441(l-2):377-80.144

72. Carlsson M and Carlsson A (1990) Schizophrenia: a subcortical neurotransmitter imbalance syndrome? Schizophr Bull. 16(3):425-32.

73. Cassell MD, Gray TS (1989) Morphology of peptide-immunoreactive neurons in the rat central nucleus of the amygdala. J Comp Neurol. 281(2):320-33.

74. Ceda GP and Hoffman AR (1986) Glucocorticoid modulation of corticotropin-releasing factor desensitization in cultured rat anterior pituitary cells. Endocrinology. 118(l):58-62.

75. Chalmers DT, Lovenberg TW, De Souza EB (1995) Localization of novel corticotropin-releasing factor receptor (CRF2) mRNA expression to specific subcortical nuclei in rat brain: comparison with CRF1 receptor mRNA expression. JNeurosci. 15(10):6340-50.

76. Chang HT (1988) Dopamine-acetylcholine interaction in the rat striatum: a dual-labeling immunocytochemical study. Brain Res Bull.21(2):295-304.

77. Chang HT, Wilson CJ, Kitai ST (1981) Single neostriatal efferent axons in the globus pallidus: a light and electron microscopic study. Science.213(4510):915-8.

78. Charlton B.G., Ferrier IN., Perry R.H. (1987) Distribution of corticotropin-releasing factor-like immunoreactivity in human brain. Neuropeptides. 10(4):329-334.

79. Chen FM, Bilezikjian LM, Perrin MH, Rivier J, Vale W (1986) Corticotropin releasing factor receptor-mediated stimulation of adenylate cyclase activity in the rat brain. Brain /tes.381(l):49-57.

80. Chen R, Lewis KA, Perrin MH, Vale WW (1993) Expression cloning of a human corticotropin-releasing-factor receptor. Proc Natl Acad Sci USA.90(19):8967-71.

81. Chrousos GP (1998) Stressors, stress, and neuroendocrine integration of the adaptive response. Ann NY Acad Sci. 851:311-333.145

82. Chuluyan HE, Saphier D, Röhn WM, Dunn AJ (1992) Noradrenergic innervation of the hypothalamus participates in adrenocortical responses to interleukin-1. Neuroendocrinology. 56(1): 106-11.

83. Cole AJ, Bhat RV, Patt C, Worley PF, Baraban JM (1992) D1 dopamine receptor activation of multiple transcription factor genes in rat striatum. JNeurochem. 58(4): 14201426.

84. Cole DG and Di Figlia M (1994) Reserpine increases Fos activity in the rat basal ganglia via a quinpirole-sensitive mechanism. Neuroscience.60(1): 115-23.

85. Cools AR and Ellenbroek B (1996) Wistar rats: splitting high and low responders to novelty is necessary in basal ganglia research. In: The Basal Ganglia V. Eds.: Ohye et al. Plenum Press, New York, pp.493-498.

86. Cronin MJ, Zysk JR, Baertschi AJ (1986) Protein kinase C potentiates corticotropin releasing factor stimulated cyclic AMP in pituitary. Peptides. 7(5):935-8.

87. Cuello AC and Paxinos G (1978) Evidence for a long Leu-enkephalin striopallidal pathway in rat brain. i\fewre.271(5641):178-80.

88. Cummings S, Sharp B, Eide R (1988) Corticotropin-releasing factor in cerebellar afferent systems: a combined immunohistochemistry and retrograde transport study. J Neurosci. 8(2):543-54.146

89. Cunningham ET Jr, Bohn MC, Sawchenko PE (1990) Organization of adrenergic inputs to the paraventricular and supraoptic nuclei of the hypothalamus in the rat. J Comp Neurol.292(4):651 -67.

90. Cunningham ET Jr and Sawchenko PE (1988) Anatomical specificity of noradrenergic inputs to the paraventricular and supraoptic nuclei of the rat hypothalamus. J Comp Neurol.211):60-76.

91. Curran T (1988) The fos oncogene. In: The Oncogene Handbook. Eds.: Reddy EP and Skalka AM. Elsevier. Amsterdam, pp. 307-325.

92. De Kloet ER, Vreugdenhil E, Joels M (1998) Brain corticosteroid receptor balance in health and disease. Endocr Rev. 19(3):269-301.

93. De Souza EB (1995) Corticotropin-releasing factor receptors: physiology, pharmacology, biochemistry and role in central nervous system and immune disorders. Psychoneuroendocrinology.2Q(%yn%9-%\9.

94. De Souza EB, Kuhar MJ (1986) Corticotropin-releasing factor receptors: autoradiographic identification. Res Publ Assoc Res Nerv Ment Dis. 64:179-98.

95. De Souza EB, Whitehouse PJ, Folstein SE, Price DL, Vale WW (1987) Corticotropin-releasing hormone (CRH) is decreased in the basal ganglia in Huntington's disease. Brain to29;437(2):355-9.

96. Decavel C and Van den Pol AN (1990) GAB A: a dominant neurotransmitter in the hypothalamus. J Comp Neurol. 302(4): 1019-37.

97. Deniau JM and Chevalier G (1994) Functional architecture of the rodent substantia nigra pars reticulata: evidence for segregated channels. In: The Basal Ganglia IV. Eds.: Percheron et al. Plenum Press, New York, pp.63-70.147

98. Dieterich KD and De Souza EB (1996) Functional corticotropin-releasing factor receptors in human neuroblastoma cells. Brain i?es\733(1): 113-8.

99. Dieterich KD, Grigoriadis DE, De Souza EB (1994) Corticotropin-releasing factor receptors in human small cell lung carcinoma cells: radioligand binding, second messenger, and northern blot analysis data. Endocrinology. 135(4): 1551-8.

100. Dieterich KD, Grigoriadis DE, De Souza EB (1996) Homologous desensitization of human corticotropin-releasing factorl receptor in stable transfected mouse fibroblast cells. Brain Res.710(1-2) :287-92.

101. Dieterich KD, Lehnert H, De Souza EB (1997) Corticotropin-releasing factor receptors: an overview. Exp Clin Endocrinol Diabetes. 105(2):65-82.

102. Donaldson CJ, Sutton SW, Perrin MH, Corrigan AZ, Lewis KA, Rivier JE, Vaughan JM, Vale WW (1996) Cloning and characterization of human urocortin. Endocrinology. 137(5):2167-70.

103. Driscoll P, Lieblich I, Cohen E (1986) Amphetamine-induced stereotypic responses in Roman high- and Roman low-avoidance rats. Pharmacol Biochem Behav. 24(5): 1329-32.

104. Dunn A and Berridge C (1990) Physiological and behavioral responses to corticotropin-releasing factor administration:is CRF a mediator of anxiety or stress responses.Brain Res Rev. 15:71-100.

105. Dunn AJ, Berridge CW, Lai YI, Yachabach TL (1987) CRF-induced excessive grooming behavior in rats and mice. Peptides. 8(5):841-4.

106. Dunn AJ and File SE (1987) Corticotropin-releasing factor has an anxiogenic action in the social interaction test. Horm Behav.21(2): 193-202.148

107. East SJ and Brotchie JM (1996) Modulation of glutamatergic transmission in the striatum by metabotropic glutamate receptors. In: The Basal Ganglia V. Eds.: Ohye et al. Plenum Press, New York. pp. 173-181.

108. Emanuel RL, Girard DM, Thull DL, Majzoub JA (1990) Second messengers involved in the regulation of corticotropin-releasing hormone mRNA and peptide in cultured rat fetal hypothalamic primary cultures. Endocrinology. 126(6):3016-21.

109. Ericsson A, Kovacs KJ, Sawchenko PE (1994) A functional anatomical analysis of central pathways subserving the effects of interleukin-1 on stress-related neuroendocrine neurons. JNeurosci. 14(2):897-913.

110. Ericsson A, Liu C, Hart RP, Sawchenko PE (1995) Type 1 interleukin-1 receptor in the rat brain: distribution, regulation, and relationship to sites of IL-1-induced cellular activation. JComp 7Vewro/.361(4):681-98.

111. Erkut ZA, Pool C, Swaab DF (1998) Glucocorticoids suppress corticotropin-releasing hormone and vasopressin expression in human hypothalamic neurons. J Clin Endocrinol Metab. 83(6):2066-73.

112. Fallon JH and Loughlin SE (1987) Monoamine innervation of cerebral cortex and a theory of the role of monoamines in cerebral cortex and basal ganglia. In: Cerebral Cortex. Eds.: Jones EG and Peters A. Plenum Press. New York. V.6. pp.41-127.

113. Fass B, Talbot K, Butcher LL (1984) Evidence that efferents from the basolateral amygdala innervate the dorsolateral neostriatum in rats. Neurosci Lett. 44(l):71-5.

114. Fisher LA (1989) Corticotropin-releasing factor: endocrine and autonomic integration of responses to stress. Trends Pharmacol Sci. 10(5):189-93.

115. Fisher LA (1993) Central actions of corticotropin-releasing factor on autonomic nervous activity and cardiovascular functioning. Ciba Found Symp. 172:243-53; discussion 253-7.

116. Fisher LA, Rivier J, Rivier C, Spiess J, Vale W, Brown MR (1982) Corticotropin-releasing factor (CRF): central effects on mean arterial pressure and heart rate in rats. Endocrinology. 110(6):2222-4.149

117. Fonnum F, Storm-Mathisen J, Divac I (1981) Biochemical evidence for glutamate as neurotransmitter in corticostriatal and corticothalamic fibres in rat brain. Neuroscience. 6(5): 863-73.

118. Franza BR, Rauscher FJ, Josephs SF, Curran T (1988) The Fos complex and Fos-related antigens recognize sequence elements that contain AP-1 sties.Science. 239:1150

119. Furutani Y, Morimoto Y, Shibahara S, Noda M, Takahashi H, Hirose T, Asai M, Inayama S, Hayashida H, Miyata T, Numa S (1983) Cloning and sequence analysis of cDNA for ovine corticotropin-releasing factor precursor. A/a/wre.301(5900):537-40.

120. Fuxe K, Anderson K, Schwarcz R (1979) Studies of different types of dopamine nerve terminals in the forebrain and their possible interaction with hormones and with neurones containing GABA, glutamate and opioid peptides. Adv Neurol.24:199-215.

121. Gerfen CR (1985) The neostriatal mosaic. I. Compartmental organization of projections from the striatum to the substantia nigra in the rat. J Comp Neurol. 236(4):454-76.

122. Gerfen CR (1989) The neostriatal mosaic: striatal patch-matrix organization is related to cortical lamination. Science.246(4928):385-8.

123. Gerfen CR (1992) The neostriatal mosaic: multiple levels of compartmental organization in the basal ganglia. Annu Rev Neurosci. 15:285-320.1153.

124. CR and Keefe KA (1994) Neostriatal dopamine receptors. Trends Neurosci.17(l):2-3.150

125. Gerfen CR, Keefe KA, Steiner H (1998) Dopamine-mediated gene regulation in the striatum. Adv Pharmacol .42:670-3.

126. Ghosh A, Ginty DD, Bading H, Greenberg ME (1994) Calcium regulation of gene expression in neuronal cells.J.Neurobiol. 25:294-303.

127. Giardino L, Puglisi-Allegra S, Ceccatelli S (1996) CRH-R1 mRNA expression in two strains of inbred mice and its regulation after repeated restraint stress. Brain Res Mol Brain ResAQ(2)310-4.

128. Gray TS (1999) Functional and anatomical relationships among the amygdala, basal forebrain, ventral striatum, and cortex.An integrative discussion. Ann N Y Acad Sci. 877:439-44.

129. Gray TS, Carney ME, Magnuson DJ (1989) Direct projections from the central amygdaloid nucleus to the hypothalamic paraventricular nucleus: possible role in stress-induced adrenocorticotropin release. Neuroendocrinology.50(4)A33-46.

130. Graybiel AM (1986) Neuropeptides in the basal ganglia. Res Publ Assoc Res Nerv MentDis. 64:135-61.

131. Graybiel AM (1990) Neurotransmitters and neuromodulators in the basal ganglia. Trends Neurosci. 13(7):244-54.

132. Guardiola-Diaz HM, Boswell C, Seasholtz AF (1994) The cAMP-responsive element in the corticotropin-releasing hormone gene mediates transcriptional regulation by depolarization. J Biol CAe/w. 269(20): 14784-91.

133. Hassler R (1978) Striatal control of locomotion, intentional actions and perceptive activity. J Neurol Sci. 36:187-224.

134. Hattori T, McGeer PL, Fibiger HC, McGeer EG (1973) On the source of GABA-containing terminals in the substantia nigra. Electron microscopic autoradiographic and biochemical studies. Brain ites.54:103-14.

135. Hauger RL, Irwin MR, Lorang M, Aguilera G, Brown MR (1993) High intracerebral levels of CRH result in CRH receptor downregulation in the amygdala and neuroimmune desensitization. Brain Res.6) 6(. -2):283-92.

136. Hauger RL, Millan MA, Catt KJ, Aguilera G (1987) Differential regulation of brain and pituitary corticotropin-releasing factor receptors by corticosterone. Endocrinology. 120(4): 1527-33.

137. Hauger RL, Millan MA, Lorang M, Harwood JP, Aguilera G (1988) Corticotropin-releasing factor receptors and pituitary adrenal responses during immobilization stress. Endocrinology. 123(l):396-405.

138. Heimer L, Alheid GF, Zaborszky L (1985) Basal ganglia In: The Rat Nervous System. Ed. Paxinos G. Academic Press. Sydney. Y.l. pp.37-86.

139. Henry JP (1993) Biological basis of the stress response. News in Physiol. &7.8(4): 125136.

140. Herbert H and Saper CB (1990) Cholecystokinin-, galanin-, and corticotropin-releasing factor-like immunoreactive projections from the nucleus of the solitary tract to the parabrachial nucleus in the rat. JComp Neurol.293(4):581-98.

141. Herman JP, Schafer MK, Thompson RC, Watson SJ (1992) Rapid regulation of corticotropin-releasing hormone gene transcription in vivo. Mol Endocrinol.6(7): 1061 -9.

142. Herrera DG and Robertson HA (1996) Activation of c-fos in the brain.Prog Neurobiol. 50(2-3):83-107.

143. Hikosaka O (1994) Role of basal ganglia in control of innate movements, learned behavior and cognition a hypothesis. In: The Basal Ganglia IV. Eds.: Percheron et al. Plenum Press, New York. pp. 589-596.153

144. Hillhouse E and Reichlin S (1990) Acetylcholine stimulates the secretion of corticotropin-releasing factor from primary dissociated cell cultures of the rat telencephalon and diencephalon. Brain ¿?ev.506(l):9-13.

145. Holl CS (1936) Emotional behavior in the rat.III. The relationship between emotionality and ambulatory activity. J Comp Physiol. 22:345-352.

146. Hudge et al. (1968) -iiht. no: Dunn A and Berridge C (1990) Physiological and behavioral responses to corticotropin-releasing factor administrations CRF a mediator of anxiety or stress responses.5ra/« Res Rev. 15:71-100.

147. Hughes P and Dragunow M (1995) Induction of immediate early genes and the control of neurotransmitter-regulated gene expression within the nervous system. Pharm Rev. 47(1): 133-178.

148. Hughes NR., Mitchell IJ, Brotchie JM (1996) The bilateral 6-hydroxydopamine-lesioned marmoset model of Parkinson's disease. In: The Basal Ganglia V. Eds.: Ohye et al. Plenum Press, New York. pp. 505-510.

149. Imaki T, Nahan JL, Rivier C, Sawchenko PE, Vale W (1991) Differential regulation of corticotropin-releasing factor mRNA in rat brain regions by glucocorticoids and stress. J Neurosci. 11(3):585-99.

150. Imaki T, Nahan JL, Sawchenko PE, Vale W (1989) Widespread expression of corticotropin-releasing factor messenger RNA and immunoreactivity in the rat olfactory bulb. Brain ites.496(l-2):35-44.

151. Imaki T, Shibasaki T, Masuda A, Demura H, Shizume K, Ling N (1987) Effects of adrenergic blockers on corticotropin-releasing factor-induced behavioral changes in rats. Regul Pept. 19(3-4):243-51.

152. Itoi K, Seasholtz AF, Watson SJ (1998) Cellular and extracellular regulatory mechanisms of hypothalamic corticotropin-releasing hormone neurons. Endocrine Journal. 45(1): 13-33.154

153. Johansson B, Lindstrom K, fredholm BB (1994) Differences in the regional and cellular localization of c-fos messenger RNA induced by amphetamine, cocaine and caffeine in the rat. Neuroscience. 59(4):837-849.

154. Jones GH, Mittleman G, Robbins TW (1989) Attenuation of amphetamine-stereotypy by mesostriatal dopamine depletion enhances plasma corticosterone: implications for stereotypy as a coping response. Behav and Neural Biol. 51(1):80-91.

155. Kalivas PW, Duffy P, Latimer LG (1987) Neurochemical and behavioral effects of corticotropin-releasing factor in the ventral tegmental area of the rat. J Pharmacol Exp Ther.242(3):757-63.

156. Karlsson S and Ahren B (1988) Effects of corticotropin-releasing hormone on insulin and glucagon secretion in mice. Acta Endocrinol (CopenhjA 17(l):87-92.

157. Kasckow JW, Regmi A, Gill PS, Parkes DG, Geracioti TG (1997) Regulation of corticotropin-releasing factor (CRF) messenger ribonucleic acid and CRF peptide in the amygdala: studies in primary amygdalar cultures. Endocrinology. 138(11): 4774-4782.

158. Kawaguchi Y, Wilson CJ, Emson PC (1990) Projection subtypes of rat neostriatal matrix cells revealed by intracellular injection of biocytin. JNeurosci. 10(10):3421-38.

159. Kelley AE, Domesick VB, Nauta WJ (1982) The amygdalostriatal projection in the rat—an anatomical study by anterograde and retrograde tracing methods. Neuroscience. 7(3):615-30.

160. Kellner M, Yassouridis A, Manz B, Steiger A, Holsboer F, Wiedemann K (1997) Corticotropin-releasing hormone inhibits melatonin secretion in healthy volunteers—a potential link to low-melatonin syndrome in depression? Neuroendocrinology.65(4):284-90.

161. Kelly AB and Watts AG (1998) The region of the pontine parabrachial nucleus is a major target of dehydration-sensitive CRH neurons in the rat lateral hypothalamic area. J Comp Neurol. 394(l):48-63.155

162. Kiang JG and Wei ET (1985) CRF-evoked bradycardia in urethane-anesthetized rats is blocked by naloxone. Peptides. 6(3):409-13.

163. Kirik D, Rosenblad C, Bjorklund A (1998) Characterization of behavioral and neurodegenerative changes following partial lesions of the nigrostriatal dopamine system induced by intrastriatal 6-hydroxydopamine in the rat. Exp Neurol. 152:259-277.

164. Kita H and Kitai ST (1990) Amygdaloid projections to the frontal cortex and the striatum in the rat. J Comp Neurol.298(l):40-9.

165. Kjaer A, Knigge U, Bach FW, Warberg J (1993) Impaired histamine- and stress-induced secretion of ACTH and beta-endorphin in vasopressin-deficient Brattleboro rats. Neuroendocrinology.57(6):1035-41.

166. Kononen J and Pelto-Huikko M (1997) Recycling of tissue sections with a sample and sensitive mRNA in situ hybridization technique. TIGS Technical Tips Online, http//tto. trends, com/

167. Koob GF and Bloom FE (1985) Corticotropin-releasing factor and behavior. Fed Proc. 44(1 Pt 2):259-63.

168. Koob GF, Heinrichs SC, Pich EM, Menzaghi F, Baldwin H, Miczek K, Britton KT (1993) The role of corticotropin-releasing factor in behavioural responses to stress. Ciba FoundSymp. 172:277-89; discussion 290-5.

169. Koob GF, Swerdlow N, Seeligson M, Eaves M, Sutton R, Rivier J, Vale W (1984) Effects of alpha-flupenthixol and naloxone on CRF-induced locomotor activation. Neuroendocrinology. 39(5):459-64.156

170. Kopin IJ (1993) Pharmacology of Parkinson's disease therapy: an update. Annu Rev Pharmacol Toxicol. 33:467-495.

171. Kouzarides T and Ziff E (1988) The role of the leucine zipper in the Fos-Jun interaction. Nature. 336:646-651.

172. Kovacs KJ and Mezey E (1987) Dexamethasone inhibits corticotropin- releasing factor gene expression in the rat paraventricular nucleus. Neuroendocrinology.46(4):365-8.

173. Kovacs KJ and Sawchenko PE (1996) Sequence of stress-induced alterations in indices of synaptic and transcriptional activation in parvocellular neurosecretory neurons. J Neurosci. 16(l):262-73.

174. Kozicz T, Yanaihara H, Arimura A (1998) Distribution of urocortin-like immunoreactivity in the central nervous system of the rat. J Comp Neurol.39l(l):\-lQ.

175. Labrie F, Veilleux R, Lefevre G, Coy DH, Sueiras-Diaz J, Schally AV (1982) Corticotropin-releasing factor stimulates accumulation of adenosine 3', 5'-monophosphate in rat pituitary corticotrophs. Science.216(4549): 1007-8.

176. Laplane D (1994) Function of the basal ganglia in mental activity. In: The Basal Ganglia IV. Eds.: Percheron et al. Plenum Press, New York, pp.569-576.

177. Le Moal M and Simon H (1991) Mesocorticolimbic dopaminergic network: functional and regulatory roles. Physiol Rev. 71(l):155-234.

178. Lee AK and Tse A (1997) Mechanism underlying corticotropin-releasing hormone (CRH) triggered cytosolic Ca2 rise in identified rat corticotrophs. J Physiol (Lond). 504 ( Pt 2):367-78.

179. Lehnert H, Nink M, Mann K, Roschke J, Hellhammer DH (1993) Extrapituitary effects of corticotropin-releasing hormone and thyrotropin-releasing hormone. Neuropsychobiology. 28(l-2):54-61.

180. Lewis DA and Lund JS (1990) Heterogeneity of chandelier neurons in monkey neocortex: corticotropin-releasing factor- and parvalbumin-immunoreactive populations. J Comp Neurol. 293(4):599-615.157

181. Liaw CW, Grigoriadis DE, Lorang MT, De Souza EB, Maki RA (1997) Localization of agonist- and antagonist-binding domains of human corticotropin-releasing factor receptors. MolEndocrinol. 11(13):2048-53.

182. Lightman SL and Young WS (1987) Vasopressin, oxytocin, dynorphin, enkephalin and corticotrophin-releasing factor mRNA stimulation in the rat. J Physiol (Lond). 394:23-39.

183. Lovenberg TW, Chalmers DT, Liu C, De Souza EB (1995) CRF2 alpha and CRF2 beta receptor mRNAs are differentially distributed between the rat central nervous system and peripheral tissues. Endocrinology. 136(9):4139-42.

184. Luo X, Kiss A, Rabadan-Diehl C, Aguilera G (1995) Regulation of hypothalamic and pituitary corticotropin-releasing hormone receptor messenger ribonucleic acid by adrenalectomy and glucocorticoids. EndocrinologyA36(9):3%77-83.

185. Laatikainen TJ (1991) Corticotropin-releasing factor and opioid peptides in reproduction and stress.Ann. Med. 23(5):489-496.

186. Magiakou MA, Mastorakos G, Webster E, Chrousos GP (1997) The hypothalamic-pituitary-adrenal axis and the female reproductive system. Ann N1 Acad Sci. 816:42-56.158

187. Majzoub JA, Emanuel R, Adler G, Martinez C, Robinson B, Wittert G (1993) Second messenger regulation of mRNA for corticotropin-releasing factor. Ciba Found Symp. 172:30-43; discussion 43-58.

188. Makino S, Gold PW, Schulkin J (1984b) Corticosterone effects on corticotropin-releasing hormone mRNA in the central nucleus of the amygdala and the parvocellular region of the paraventricular nucleus of the hypothalamus. Brain Res. 640(1-2): 105-12.

189. Malkoski SP, Handanos CM, Dorin RI (1997) Localization of a negative glucocorticoid response element of the human corticotropin releasing hormone gene. Mol Cell Endocrinol. 127(2): 189-99.

190. McCann SM, Kimura M, Karanth S, Yu WH, Rettori V (1998) ole of nitric oxide in the neuroendocrine responses to cytokines. Ann N Y Acad Sci. 840:174-84.

191. McEwen BS (1998) Protective and damaging effects of stress mediators. The New England Journal of Medicine. 338(3): 171-179.

192. McGeorge AJ and Faull RL (1989) The organization of the projection from the cerebral cortex to the striatum in the rat. Neuroscience.29(3):503-37.

193. McMaster D and Lederis K (1988) Urotensin I- and CRF-like peptides in Catostomus commersoni brain and pituitary-HPLC and RIA characterization. Peptides.9(5): 1043-8.

194. Merchenthaler I (1984) Corticotropin releasing factor (CRF)-like immunoreactivity in the rat central nervous system. Extrahypothalamic distribution.Pe/tfzdev.5( 1 ):53-69.

195. Milbrandt J (1986) Nerve growth factor rapidly induces c-fos mRNA in PC12 rat pheocromocytoma cells.Proc Natl Acad Sci USA. 83:4789-4793.159

196. Milbrandt J (1987) A nerve growth factor-induced gene encodes a possible transcriptional regulatory factor. Science. 238:797-799.

197. Moga MM and Gray TS (1985) Evidence for corticotropin-releasing factor, neurotensin, and somatostatin in the neural pathway from the central nucleus of the amygdala to the parabrachial nucleus. J Comp Afe«ro/.241(3):275-84.

198. Moga MM, Herbert H, Hurley KM, Yasui Y, Gray TS, Saper CB (1990) Organization of cortical, basal forebrain, and hypothalamic afferents to the parabrachial nucleus in the rat. J Comp Neurol.295(4):624-61.

199. Moga MM, Saper CB, Gray TS (1989) Bed nucleus of the stria terminalis: cytoarchitecture, immunohistochemistry, and projection to the parabrachial nucleus in the rat. J Comp Neurol.2S3(3):315-32.

200. Moratalla R, Vallejo M, Elibol B, Graybiel AM (1996) D1-class dopamine receptors influence cocaine-induced persistent expression of Fos-related proteins in striatum. Neuroreport. 8(1): 1-5.

201. Moratalla R, Vickers EA, Robertson HA, Cochran BH, Graybiel AM (1993) Coordinate expression of c-fos and jun B is induced in the rat striatum by cocaine. J Neurosci. 13(2):423-33.

202. Moreau JL, Kilpatrick G, Jenck F (1997) Urocortin, a novel neuropeptide with anxiogenic-like properties. Neuroreport. 8(7): 1697-701.

203. Morley JE and Levine AS (1982) Corticotropin releasing factor, grooming and ingestive behavior. Life fe/. 31(14): 1459-64.

204. Morley JE, Levine AS, Gosnell BA, Mitchell JE, Krahn DD, Nizielski SE (1985) Peptides and feeding. Peptides. 6 Suppl 2:181-92.

205. Murakami K, Hashimoto K, Ota Z (1985) Calmodulin inhibitors decrease the CRF-and AVP-indueed ACTH release in vitro: interaction of calcium-calmodulin and the cyclic AMP system. NeuroendocrinologyA\{\):l-\2.160

206. Nakabeppu Y, Ryder K, Nathans D (1988) DNA binding activities of three murine Jun proteins: stimulation by Fos. CW/.55:907-915.

207. Nakagami Y, Suda T, Yajima F, Ushiyama T, Tomori N, Sumitomo T, Demura H, Shizume K (1986) Effects of serotonin, cyproheptadine and reserpine on corticotropin-releasing factor release from the rat hypothalamus in vitro. Brain Res 386(l-2):232-6.

208. Nauta WJH and Domesick VB (1984) Afferent and efferent relationships of the basal ganglia. Ciba FoundSymp. 107:3-29.

209. Nishi K (1996) Expression of Fos in MPTP-treated mouse brain. In: The Basal Ganglia V. Eds.: Ohye et al. Plenum Press, New York. pp. 409-414.

210. Ohmori N, Itoi K, Tozawa F, Sakai Y, Sakai K, Horiba N, Demura H, Suda T (1995) Effect of acetylcholine on corticotropin-releasing factor gene expression in the hypothalamic paraventricular nucleus of conscious rats. Endocrinology. 136(11):4858-63.

211. Ono N, Bedran de Castro JC, McCann SM (1985a) Ultrashort-loop positive feedback of corticotropin (ACTH)-releasing factor to enhance ACTH release in stress. Proc Natl AcadSci US,A82(10):3528-31.

212. Ono N, Lumpkin MD, Samson WK, McDonald JK, McCann SM (1984) Intrahypothalamic action of corticotrophin-releasing factor (CRF) to inhibit growth hormone and LH release in the rat. Life &/.35(10): 1117-23.

213. Orth DN (1992) Corticotropin-releasing hormone in humans. Endocr Rev. 13(2): 16491.

214. Owens MJ, Edwards E, Nemeroff CB (1990) Effects of 5-HT1A receptor agonists on hypothalamo-pituitaiy-adrenal axis activity and corticotropin-releasing factor containing neurons in the rat brain. Eur J Pharmacol. 190(1-2): 113-22.

215. Owens MJ and Nemeroff CB (1991) Physiology and pharmacology of corticotropin-releasing factor. Pharmacol Rev. 43(4):425-473.

216. Parent A (1986) Comparative neurobiology of the basal ganglia. Wiley. New York.161

217. Parent A (1990) Extrinsic connections of the basal ganglia. Trends Neurosci. 13(7):254-8.

218. Parent A, Bouchard C, Smith Y (1984) The striatopallidal and striatonigral projections: two distinct fiber systems in primate. Brain /?e,s\303(2):3 85-90.

219. Paxinos G and Watson C (1986) The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. Academic Press. Sydney.

220. Pelto-Huikko M, Dagerlind A, Kononen J, Lundberg JM, Villar M, Koistinaho J, Bravo R, Hokfelt T (1995) Neuronal regulation of c-fos, c-jun, and junB immediate-early genes in rat adrenal medulla. J Neurosci. 15(3 Pt 1): 1854-68.

221. Perrin MH, Donaldson CJ, Chen R, Lewis KA, Vale WW (1993) Cloning and functional expression of a rat brain corticotropin-releasing factor (CRF) receptor. Endocrinology. 133(6):3058-3061.

222. Piekut DT and Joseph SA (1985) Relationship of CRF-immunostained cells and magnocellular neurons in the paraventricular nucleus of rat hypothalamus. Peptides. 6(5):873-82.

223. Piekut DT and Phipps B (1998) Increased corticotropin-releasing factor immunoreactivity in selected brain sites following kainate elicited seizures. Brain Res. 781(l-2):99-lll.

224. Plotsky PM (1987) Facilitation of immunoreactive corticotropin-releasing factor secretion into the hypophysial-portal circulation after activation of catecholaminergic pathways or central norepinephrine injection. Endocrinology. 121(3):924-30.

225. Powers RE, DeSouza EB, Walker LC, Price DL, Vale WW, Young WS (1987) Corticotropin-releasing factor as a transmitter in the human olivocerebellar pathway. Brain Res.415(2):347-52.

226. Prasad C (1987) Modulation of striatal dopamine system by thyrotropin-releasing hormone and cyclo-His-Pro. In: The Basal Ganglia II. Plenum Press, New York. pp. 155168.

227. Rabadan-Diehl C, Kiss A, Camacho C, Aguilera G (1996) Regulation of messenger ribonucleic acid for corticotropin releasing hormone receptor in the pituitary during stress. Endocrinology. 137(9):3808-14.

228. Radke JM, Martin-Iverson MT, Vincent SR (1987) Somatostatin-dopamine interactions in the rat striatum. In: The Basal Ganglia II. Plenum Press, New York. pp. 99-115.

229. Rho JH and Swanson LW (1987) Neuroendocrine CRF motoneurons: intrahypothalamic axon terminals shown with a new retrograde-Lucifer-immuno method. Brain Res.436(1): 143-7.

230. Ribak CE, Vaughn JE, Barber RP (1981) Immunocytochemical localization of GABAergic neurones at the electron microscopical level. Histochem J. 13(4):555-82.

231. Rivier C and Vale W (1984) Influence of corticotropin-releasing factor on reproductive functions in the rat. Endocrinology. 114(3 ):914-21.

232. Rivier C and Vale W (1985) Involvement of corticotropin-releasing factor and somatostatin in stress-induced inhibition of growth hormone secretion in the rat. Endocrinology. 117(6):2478-82.

233. Rivier C, Rivier J, Vale W (1982) Inhibition of adrenocorticotropic hormone secretion in the rat by immunoneutralization of corticotropin-releasing factor. Science. 218(4570):377-9.

234. Rivier CL and Plotsky PM (1986) Mediation by corticotropin releasing factor (CRF) of adenohypophysial hormone secretion. Annu Rev Physiol. 48:475-94.

235. Robinson TG and Beart PM (1988) Excitant amino acid projections from rat amygdala and thalamus to nucleus accumbens. Brain Res Bull. 20(4):467-71.163

236. Robertson GS, Vincent SR, Fibiger HC (1992) D1 and D2 dopamine receptors differentially regulate c-fos expression in striatonigral and striatopallidal neurons. Neuroscience.49:285-296.

237. Rosen LB, Majzoub JA, Adler GK (1992) Effects of glucocorticoid on corticotropin-releasing hormone gene regulation by second messenger pathways in NPLC and AtT-20 cells. Endocrinology. 130(4):2237-44.

238. Royce GJ and Bromley S (1984) Fluorescent double labeling studies of thalamocortical and corticostriatal neurons. Adv Behav Biol. 27:131-146.

239. Ruggero et al. (1990) uht. no: Owens MJ and Nemeroff CB (1991) Physiology and pharmacology of corticotropin-releasing factor. Pharmacol Rev. 43(4):425-473.

240. Russchen FT and Price JL (1984) Amygdalostriatal projections in the rat. Topographical organization and fiber morphology shown using the lectin PHA-L as an anterograde tracer. Neurosci Lett.47(1): 15-22.

241. Sadikot AF, Parent A, Francois C (1992) Efferent connections of the centromedian and parafascicular thalamic nuclei in the squirrel monkey: a PHA-L study of subcortical projections. J Comp Neurol. 315(2): 137-59.

242. Sadikot AF, Rudkin TM, Smith Y (1996) The amygdalostriatal projection: an analysis of synaptic inputs to GABAergic interneuron subtypes. In: The Basal Ganglia V. Eds.: Ohye et al. Plenum Press, New York. pp. 33-42.

243. Sakanaka M, Shibasaki T, Lederis K (1986) Distribution and efferent projections of corticotropin-releasing factor-like immunoreactivity in the rat amygdaloid complex. Brain Res. 382(2):213-38.

244. Sakanaka M, Shibasaki T, Lederis K (1987) Corticotropin releasing factor-like immunoreactivity in the rat brain as revealed by a modified cobalt-glucose oxidase-diaminobenzidine method. J Comp Neurol.260(2):256-98.

245. Sapolsky R, Rivier C, Yamamoto G, Plotsky P, Vale W (1987) Interleukin-1 stimulates the secretion of hypothalamic corticotropin-releasing factor. Science. 238(4826):522-4.

246. Sawchenko PE and Swanson LW (1989) Localization, colocalization, and plasticity of corticotropin-releasing factor immunoreactivity in rat brain FedProc. 44(1 Pt 2):221-7.

247. Sawchenko PE, Swanson LW, Steinbusch HW, Verhofstad AA (1983) The distribution and cells of origin of serotonergic inputs to the paraventricular and supraoptic nuclei of the rat. Brain /tev.277(2):355-60.

248. Scapagnini U, Van Loon GR, Moberg GP, Preziosi P, Ganong WF (1972) Evidence for central norepinephrine-mediated inhibition of ACTH secretion in the rat. Neuroendocrinology. 10(3): 155-60.

249. Schulte HM, Chrousos GP, Oldfield EH, Gold PW, Cutler GB, Loriaux DL (1985) Ovine corticotropin-releasing factor administration in normal men. Pituitary and adrenal responses in the morning and evening. Horm Res.2\(2)\69-1A.

250. Schwarting RK and Huston JP (1996) The unilateral 6-hydroxydopamine lesion model in behavioral brain research. Analysis of functional deficits, recovery and treatments. Prog Neurobiol. 50(2-3):275-331.

251. Seasholtz AF, Thompson RC, Douglass JO (1988) Identification of a cyclic adenosine monophosphate-responsive element in the rat corticotropin-releasing hormone gene. Mol Endocrinol. 2(12): 1311-9.

252. Selye H (1936) Syndrome produced by diverse noxious agents. Nature. 138:32-33.

253. Shapovalova KB (1991) The role of central neurochemical mechanisms in regulation of posture adjustment and voluntary movement components in the dogs. Physiologist. 34 (1 Suppl):S110-113.

254. Sheng M and Greenberg ME (1990) The regulation and function of c-fos and other immediate early genes in the nervous system. Neuron. 4:477-485.

255. Sherman JE and Kalin NH (1986) ICV-CRH potently affects behavior without altering antinociceptive responding. Life &7.39(5):433-41.

256. Sherman JE and Kalin NH (1987) The effects of ICV-CRH on novelty-induced behavior. Pharmacol Biochem Behav. 26(4):699-703.165

257. Sherman JE and Kalin NH (1988) ICV-CRH alters stress-induced freezing behavior without affecting pain sensitivity. Pharmacol Biochem Behav. 30(4):801-7.

258. Shibahara S, Morimoto Y, Furutani Y, Notake M, Takahashi H, Shimizu S, Horikawa S, Numa S (1983) Isolation and sequence analysis of the human corticotropin-releasing factor precursor gene. EMBO ,/.2(5):775-9.

259. Shulte H.M., Chrousos G., Gold P.W. et al. (1985) Continuous infusion of CRF in normal volunteers. Physiological and pathological implications. J.ClinJnvest. 75:17811785.

260. Sirinathsinghji DJ (1985) Modulation of lordosis behaviour in the female rat by corticotropin releasing factor, beta-endorphin and gonadotropin releasing hormone in the mesencephalic central gray. Brain /tes.336(l):45-55.

261. Sirinathsinghji DJ (1986) Regulation of lordosis behaviour in the female rat by corticotropin-releasing factor, beta-endorphin/corticotropin and luteinizing hormone-releasing hormone neuronal systems in the medial preoptic area Brain Re.s315(YyA9-56.

262. Sirinathsinghji DJ (1987) Inhibitory influence of corticotropin releasing factor on components of sexual behaviour in the male rat. Brain /fev. 407(1): 185-90.

263. Sirinathsinghji DJ and Heavens RP (1989) Stimulation of GAB A release from the rat neostriatum and globus pallidus in vivo by corticotropin-releasing factor. Neuroscience Letters. 100(l-3):203-9.

264. Sirinathsinghji DJ, Nikolarakis KE, Reimer S, Herz A (1990) Nigrostriatal dopamine mediates the stimulatory effects of corticotropin releasing factor on methionine-enkephalin and dynorphin release from the rat neostriatum. Brain Res. 27;526(1): 173-6.

265. Smith MA, Bissette G, Slotkin TA, Knight DL, Nemeroff CB (1986) Release of corticotropin-releasing factor from rat brain regions in vitro. Endocrinology. 118(5): 19972001.

266. Smith AD and Bolam JP (1990) The neural network of the basal ganglia as revealed by the study of synaptic connections of identified neurones. Trends Neurosci.\3(l):259-65.

267. Steimer T, Escorihuela RM, Fernandez-Teruel A, Driscoll P (1998) Long-term behavioural and neuroendocrine changes in Roman high-(RHA/Verh) and low-(RLA-Verh) avoidance rats following neonatal handling. IntJDev Neurosci. 16(3-4): 165-74.

268. Stenzel P, Kesterson R, Yeung W, Cone RD, Rittenberg MB, Stenzel-Poore MP (1995) Identification of a novel murine receptor for corticotropin-releasing hormone expressed in the heart. Mol Endocrinol.9(5):637-45.

269. Stotz-Potter EH, Morin SM, DiMicco JA (1996) Effect of microinjection of muscimol into the dorsomedial or paraventricular hypothalamic nucleus on air stress-induced neuroendocrine and cardiovascular changes in rats. Brain Res.l42(\-2):2\9-24.

270. Suda T, Tozawa F, Ushiyama T, Sumitomo T, Yamada M, Demura H (1990) Interleukin-1 stimulates corticotropin-releasing factor gene expression in rat hypothalamus. Endocrinology. 126(2): 1223-8.

271. Suda T, Yajima F, Tomori N, Demura H, Shizume K (1985) In vitro study of immunoreactive corticotropin-releasing factor release from the rat hypothalamus. Life Sci. 37(16):1499-505.

272. Sugimoto T and Hattori T (1984) Organization and efferent projections of nucleus tegmenti pedunculopontinus pars compacta with special reference to its cholinergic aspects. Neuroscience. 11(4):931-46.

273. Sutton RE, Koob GF, Le Moal M, Rivier J, Vale W (1982) Corticotropin releasing factor produces behavioural activation in rats. Atowr<?.297(5864):331-3.167

274. Suvorov NF, Voilokova NL, Gorbachevskaya AI, Mikhailov AV (1997) Striato-nigro-thalamic mechanisms in the organization of behavior. Neurosci Behav Physiol. 27(l):59-67.

275. Swanson L.W. (1998) Brain maps: structure of the rat brain. Elsevier. Amsterdam. 267p.

276. Swanson LW, Sawchenko PE, Rivier J, Yale WW (1983) Organization of ovine corticotropin-releasing factor immunoreactive cells and fibers in the rat brain: an immunohistochemical study. Neuroendocrinology.36(3):165-86.

277. Swanson LW and Simmons DM (1989) Differential steroid hormone and neural influences on peptide mRNA levels in CRH cells of the paraventricular nucleus: a hybridization histochemical study in the rat. J Comp 7Vewro/.285(4):413-35.

278. Svenningsson P, Nomikos GG, Fredholm BB (1995) Biphasic changes in locomotor behavior and in expression of mRNA for NGFI-A and NGFI-B in rat striatum following acute caffeine administration. J Neurosci. 15(11):7612-24.

279. Swerdlow NR, Britton KT, Koob GF (1989) Potentiation of acoustic startle by corticotropin-releasing factor (CRF) and by fear are both reversed by alpha-helical CRF (9-41). Neuropsychopharmacology. 2(4):285-92.

280. Swerdlow NR and Koob GF (1985) Separate neural substrates of the locomotor-activating properties of amphetamine, heroin, caffeine and corticotropin releasing factor (CRF) in the rat. Pharmacol Biochem Behav.23(2)303-1.

281. Takahashi K, Totsune K, Sone M, Murakami O, Satoh F, Arihara Z, Sasano H, lino K, Mouri (1998) Regional distribution of urocortin-like immunoreactivity and expression of urocortin mRNA in the human brain. Peptides. 19(4):643-7.

282. Tanimura SM, Sanchez-Watts G, Watts AG (1998) Peptide gene activation, secretion, and steroid feedback during stimulation of rat neuroendocrine corticotropin-releasing hormone neurons. Endocrinology. 139(9):3822-9.

283. Tanimura SM, Watts AG (1998) Corticosterone can facilitate as well as inhibit corticotropin-releasing hormone gene expression in the rat hypothalamic paraventricular nucleus. Endocrinology. 139(9):3830-6.

284. Tazi A, Dantzer R, Le Moal M, Rivier J, Yale W, Koob GF (1987) Corticotropin-releasing factor antagonist blocks stress-induced fighting in rats. Regul Pept. 18(l):37-42.

285. Thompson RC, Seasholtz AF, Herbert E (1987) Rat corticotropin-releasing hormone gene: sequence and tissue-specific expression. Mol Endocrinol. l(5):363-70.

286. Tran TN, Fryer JN, Lederis K, Vaudry H (1990) CRF, urotensin I, and sauvagine stimulate the release of POMC-derived peptides from goldfish neurointermediate lobe cells. Gen Comp Endocrinol.78(3):351-60.

287. Tsagarakis S, Holly JM, Rees LH, Besser GM, Grossman A (1988) Acetylcholine and norepinephrine stimulate the release of corticotropin-releasing factor-41 from the rat hypothalamus in vitro. Endocrinology. 123(4): 1962-9.

288. Tsagarakis S, Navarra P, Rees LH, Besser M, Grossman A (1989) Morphine directly modulates the release of stimulated corticotrophin-releasing factor-41 from rat hypothalamus in vitro. Endocrinology. 124(5):2330-5.

289. IJrsin H and Olff M (1993) The stress response. In: Stress: From Synapse to Syndrome. Eds.: C. Stanford and P.Salmon. Academic Press. New York, London, pp.322.

290. Vaccarino FM, Hayward MD, Nestler EJ, Duman RS, Tallman JF (1992) Differential induction of immediate early genes by excitatory amino acid receptor types in primary cultures of cortical and striatal neurons. Brain Res Mol Brain Res. 12:233-241.

291. Vale W, Spiess J, Rivier C, Rivier J (1981) Characterization of a 41-residue ovine hypothalamic peptide that stimulates secretion of corticotropin and beta-endorphin. Science.213(4514): 1394-7.

292. Vale W, Vaughan J, Yamamoto G, Bruhn T, Douglas C, Dalton D, Rivier C, Rivier J (1983) Assay of corticotropin releasing factor. Methods Enzymol. 103:565-77.

293. Van Bockstaele EJ, Colago EE, Valentino RJ (1998) Amygdaloid corticotropin-releasing factor targets locus coeruleus dendrites: substrate for the co-ordination of emotional and cognitive limbs of the stress response. J Neuroendocrinal. 10(10):743-57.

294. Veldhuis HD and De Wied D (1984) Differential behavioral actions of corticotropin-releasing factor (CRF). PharmacolBiochem Behav.2\(5) J01-\3.

295. Vincent S, Hokfelt T, Christensson I, Terenius L.(1982) Immunohistochemical evidence for a dynorphin immunoreactive striato-nigral pathway. Eur J Pharmacol. 85(2):251 -2.

296. Vita N, Laurent P, Lefort S, Chalon P, Lelias JM, Kaghad M, Le Fur G, Caput D, Ferrara P (1993) Primary structure and functional expression of mouse pituitary and human brain corticotrophin releasing factor receptors. FEBS Lett. 335(1): 1-5.

297. Wynn PC, Aguilera G, Morell J, Catt KJ (1983) Properties and regulation of high-affinity pituitary receptors for corticotropin-releasing factor. Biochem Biophys Res Commun. 110(2):602-8.

298. Yajima F, Suda T, Tomori N, Sumitomo T, Nakagami Y, Ushiyama T, Demura H, Shizume K (1986) Effects of opioid peptides on immunoreactive corticotropin-releasing factor release from the rat hypothalamus in vitro. Life Sci. 39(2): 181-6.

299. Young WS, Mezey E, Siegel RE et al (1986a) Quantitative in situ hybridization histochemistry reveals increased levels of corticotropin-releasing factor mRNA after adrenalectomy in rats. Neurosci Lett.70(2): 198-203.

300. Young WS, Walker LC, Powers RE, De Souza EB, Price DL (1986b) Corticotropin-releasing factor mRNA is expressed in the inferior olives of rodents and primates. Brain Res. 387(2): 189-92.

301. Zoli M, Cintra A, Lini I et al. Nerve cell clusters in dorsal striatum and nucleus accumbens of the male rat demonstrated by glucocortical receptor immunoreactivity. J. Neuroanat. 3(3):355-366.

Информация о работе

Рыбникова, Елена Александровна
кандидата биологических наук
Санкт-Петербург, 2000
ВАК 03.00.13

Диссертация

Неостриатные механизмы реализации эффектов кортиколиберина на поведение и гормональные функции крыс - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы