Молекулярно-генетическая характеристика индивидуального района интеркалярного гетерохроматина 75C1-2 политенных хромосом дрозофилы

Андреенкова, Наталья Григорьевна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Молекулярно-генетическая характеристика индивидуального района интеркалярного гетерохроматина 75C1-2 политенных хромосом дрозофилы
ВАК РФ 03.02.07, Генетика

Автореферат диссертации по теме "Молекулярно-генетическая характеристика индивидуального района интеркалярного гетерохроматина 75C1-2 политенных хромосом дрозофилы"

На правах рукописи

МОЛЕКУЛЯРНО-ГЕНЕТИЧЕСКАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА ИНДИВИДУАЛЬНОГО РАЙОНА ИНТЕРКАЛЯРНОГО ГЕТЕРОХРОМАТИНА 75С1-2 ПОЛИТЕННЫХ ХРОМОСОМ ДРОЗОФИЛЫ

03.02.07 генетика

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

1 8 НОЯ 2010

Новосибирск 2010

004613031

Работа выполнена в лаборатории молекулярной цитогенетики Учреждения Российской академии наук Институте цитологии и генетики СО РАН и в лаборатории молекулярной цитогенетики Отдела молекулярной и клеточной биологии Учреждения Российской академии наук Институте фундаментальной медицины и химической биологии СО РАН, г. Новосибирск.

Научный руководитель: академик РАН, доктор биологических наук, профессор

Жимулев И. Ф.,

Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН, г. Новосибирск

Официальные оппоненты: доктор биологических наук, профессор

Высоцкая Л. В.

Новосибирский Государственный

Университет,

г. Новосибирск

кандидат биологических наук, Елисафенко Е. А. Института цитологии и генетики СО РАН, г. Новосибирск

Ведущее учреждение: Институт молекулярной биологии РАН,

г. Москва

Защита диссертации состоится «23»УO^SpJj 2010 г. на утреннем заседании диссертационного совета по защите диссертаций на соискание ученой степени доктора наук Д 003.011.01 в Институте цитологии и генетики СО РАН в конференц-зале института по адресу: 630090, г. Новосибирск, проспект Лаврентьева, 10, тел. (383)-333-12-78, e-mail: dissov@bionet.nsc.ru

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института цитологии и генетики СО РАН.

Автореферат разослан «43> О/cTiS'Sj)<S, 2010 г.

Ученый секретарь диссертационного совета, доктор биологических наук

Т.М. Хлебодарова

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Одним из важнейших направлений современной клеточной биологии является изучение регуляции активности генов в контексте структуры хроматина. К этому направлению относится исследование молчащих хромосомных доменов. Кроме ирицентромерных районов хромосом, которые состоят, в основном, из повторенной ДНК и почти не содержат генов (прицентромерный гетерохроматин, ПГХ), к молчащим районам относят также районы интеркалярного гетерохроматина (ИГХ). В политенных хромосомах слюнных желез D. melanogaster эти сравнительно небольшие районы разбросаны по плечам хромосом (обзор: Zhimulev I.F. et al., 2003а) и часто содержат кластеры уникальных тканеспецифичных генов со сходными профилями транскрипции (Belyakin S.N. et al., 2005; 2010).

Общими свойствами молчащих районов являются репрессия транскрипции, плотная упаковка хроматина и поздняя репликация ДНК в S-фазе клеточного цикла. В политенных хромосомах эти районы также демонстрируют недорепликацию ДНК, которая приводит к разломам и эктопическим контактам между разными районами гетерохроматина (Zhimulev I.F. et al., 2003a). Маркером районов прицентромерного и интеркалярного гетерохроматина в политенных хромосомах слюнных желез дрозофилы является белок SUUR, продукт гена SuUR (Suppressor of Underreplicatiori). Фенотип мутации SuUR -подавление недорепликации в гетерохроматиновых районах политепных хромосом - обусловлен тем, что все районы интеркалярного гетерохроматина и некоторые прицентромерные районы заканчивают репликацию существенно раньше, чем в норме. Механизмы влияния гена SuUR на репликацию ДНК пока неизвестны (Belyaeva E.S. et al., 1998; обзоры: Zhimulev I.F. et al., 2003a; Колесникова Т.Д. и др., 2006).

Несмотря на интенсивное изучение белкового состава и механизмов репликации районов ИГХ дрозофилы, в настоящее время организация этих районов и даже их функции остаются в большинстве случаев неизвестными. Одна из проблем, стоящих перед исследователями, это отсутствие данных о локализации цитологически определяемых районов ИГХ на физической карте генома дрозофилы. В результате до сих пор можно говорить лишь об очень приблизительном соответствии плотных дисков политенных хромосом, которые демонстрируют разломы, и районов поздней репликации и недорепликации, обнаруженных молекулярными методами в различных геномных исследованиях. Изучение дисков политенных хромосом методами молекулярной биологии во многих случаях сильно затруднено. К тому же невозможно точно определить, какие гены находятся в дисках ИГХ политенных хромосом. Сравнение свойств этих районов в диплоидных тканях и в тканях с политенными хромосомами также оказывается невозможным.

структурами или состоят из отдельных частей, независимо демонстрирующих свойства гетерохроматина.

Цели и задачи работы. Цель работы - провести детальный цитогенетический анализ индивидуального района интеркалярного гетерохроматина политенных хромосом слюнных желез дрозофилы. В данной работе был исследован район 75С1-2. Для достижения цели нами были поставлены следующие задачи:

1. Получить ряд хромосомных перестроек, затрагивающих район 75С1-2.

2. Получить систему зондов для молекулярно-биологических работ с разными участками района 75С1-2.

3. Определить с максимальной точностью расположение дисков района 75С1-2 на физической карте генома дрозофилы.

4. Изучить локализацию белка SUUR и его влияние в разных частях района 75С1-2.

5. Получить профиль политенизации района 75С1-2 методом Саузерн-блот гибридизации.

6. Изучить влияние хромосомных перестроек на степень политенизации отдельных частей района 75С1-2.

Научная новизна работы. Впервые с высокой точностью определены границы дисков и исследовано распределение различных характеристик хроматина по длине индивидуального района интеркалярного гетерохроматина политенных хромосом дрозофилы.

Впервые показана независимость связывания белка SUUR с разными фрагментами района интеркалярного гетерохроматина.

Впервые показано влияние окружающих последовательностей на степень политенизации района интеркалярного гетерохроматина.

Положения, выносимые на защиту.

1. Район интеркалярного гетерохроматина 75С1-2 политенных хромосом D. melanogaster с точностью до 10 т. п. о. соответствует участку физической карты хромосомного плеча 3L с координатами 18173300-18618800 (release 5.22).

2. Район интеркалярного гетерохроматина 75С1-2 обладает асимметричным профилем политенизации, который расширяется при введении в геном двух дополнительных копий гена SuUR.

3. Степень политенизации отдельных частей района интеркалярного гетерохроматина 75С1-2 зависит от окружающих последовательностей.

Практическая значимость работы. Точное картирование и подробная характеристика внутренней структуры района 75С1-2 позволяет планировать и проводить исследования тонких процессов, связанных с интеркалярным гетерохроматином. Кроме того, полученные в данной работе линии дрозофилы с перестройками в районе 75С1-2, а также клонированные зонды из этого района могут быть использованы в работе по цитогенетике дрозофилы.

Апробания работы. Результаты работы представлены на международных конференциях в докладах и стендовых сообщениях: на 7-ой, 8-ой и 9-ой международных конференциях по гетерохроматину дрозофилы (Губбио, Италия, 2005, 2007, 2009); на международной конференции «Генетика в России и мире» (Москва, 2006); на международной конференции, посвященной 90-летию

академика Д. К. Беляева (Новосибирск, 2007); на международной молодежной научно-методической конференции «Проблемы молекулярной и клеточной биологии» (Томск, 2007); на юбилейной конференции, посвященной 50-летию Института цитологии РАН (Санкт-Петербург, 2007); на международной конференции «Хромосома 2009» (Новосибирск, 2009).

По теме диссертации опубликованы четыре статьи.

Вклад автора. Основные результаты получены автором самостоятельно. Часть работ по анализу цитологических препаратов и выявление белка SUUR в разных фрагментах района 75С1-2 выполнялось совместно с Е. Б. Кокоза. Частоты разломов района 75С1-2 определялись совместно с Е. Б. Кокоза и Е. С. Беляевой. Выявление двуцепочечных разрывов ДНК иммуноокрашиванием выполнялось совместно с Е. Н. Андреевой. Картирование на политенных хромосомах проводилось совместно с И. Ф. Жимулевым и Е. С. Беляевой.

Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, результатов, обсуждения, а также выводов и списка цитируемой литературы (286 ссылок). Работа изложена на 144 страницах машинописного текста, содержит 3 таблицы и 22 рисунка.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Линии дрозофилы. Используемые генетические маркеры и линии описаны в базе данных FlyBase (Drysdale R.A. and Crosby M.A., 2005). Культуры мух вели по стандартной методике при температуре 25 °С на корме состава: агар - 13 г, дрожжи - 80 г, ржаная мука - 62 г, изюм - 76 г, патока - 65 г на 1 литр воды.

Для введения двух дополнительных копий гена SuUR во вторую хромосому линий дрозофилы, несущих хромосомные перестройки в районе 75С1-2, использовали линию 4xSuUR+, гомозиготную по встройке Р-элемента P{SuUR, w*} во второй хромосоме (Zbimulev I.F. et al., 2003а).

Хромосомные перестройки в районе 75С1-2 были получены методом FLP-FRT-рекомбинации (Ryder Е. et al., 2004) с модификациями, с использованием линий, предоставленных Szeged Drosophila Stock Centre. Для получения делеции Df(3L)ED4719 использовали линии P{RS5}S-HA-1089 и P{RS3}CB-0339-3; для получения делеции Df(3L)NA34 и дупликации Dp(3L)NA18 использовали линии P{RS3}CB-0578-3 и P{RS5}5-HA-1223. Присутствие всех перестроек подтверждали визуальным анализом хромосом и гибридизацией in situ.

Цитологические методы. Препараты политенных хромосом, окрашенные ацетоорсеином, готовили по стандартной методике. Анализ и фотографирование проводили с помощью люминесцентного микроскопа Olympus ВХ50 и камеры Olympus DP50 (Япония).

Наличие разлома в районе 75С1-2 определяли по цитологическим признакам (Zhimulev I.F. et al., 1982). Достоверность изменения частот разломов при различных перестройках в районе 75С1-2 определяли по критерию Фишера в однофакторном дисперсионном комплексе и методом Б. Л. Ван-дер-Вардена (Васильева Л.А., 2004).

Избыточную экспрессию белка SUUR индуцировали в системе UAS>GAL4 по методике, приведенной в статье (Zhimulev I.F. et al., 2003с).

Флюоресцентную гибридизацию in situ на политенных хромосомах проводили по стандартной методике (Ashburner М. et al., 2005), используя зонды, меченые дезоксигенином.

Иммуноокрашивание проводили по стандартной методике (Andreyeva E.N. et al., 2005), используя следующие первые антитела: кроличьи поликлональные anti-SUUR (Е-45), 1:50 (Makunin I.V. et al., 2002) и phosphoH2AvS137), 1:200 (Madigan J.P. et al., 2002.

Идентификацию хромосомных районов проводили по рисованной карте П. Н. Бриджеса (Bridges P.N., 1941).

Количественная Саузерн-блот гибридизация. Клеточные ядра выделяли из 45 слюнных желез или 25 комплексов личиночных ганглиев и имагинальных дисков и заливали в блочки агарозы по методике (Karpen G.H. and Spradling A.C., 1990). Эти блочки обрабатывали определенными ферментами рестрикции и подвергали электрофорезу по стандартной методике. Затем ДНК переносили на фильтр Hybond-N+ (Amersham Biosciences), следуя рекомендациям производителя.

Зонды для гибридизации in situ и Саузерн-блот гибридизации получали с помощью ПЦР и клонировали по стандартной методике в плазмиды pBluescript или pGEM-T Easy. Наработку и выделение плазмиды из клеток Е. coli проводили стандартным методом (Маниатис Т. и др., 1984 с. 100).

Саузерн-блот гибридизацию проводили по методике, приведенной (Маниатис Т. и др., 1984 с 344). Интенсивность гибридизации измеряли с помощью программы GelPro3. Степень политенизации рассчитывали, как отношение интенсивностей гибридизации зонда из района 75С1-2 в политенных хромосомах и в диплоидной ткани (после нормировки на интенсивность гибридизации контрольного зонда из эухроматина на той же дорожке).

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

1. Картирование района 7SC на физической карте хромосомного плеча 3L

Картирование с помощью электронной микроскопии, проведенное В. Ф. Семешиным, показало, что район 75С1-2 включает три отдельных диска: 75С1, 75С2 и тонкий диск 75С1' между ними.

Для работы методами молекулярной биологии возникла необходимость максимально точно соотнести положение дисков 75 С1-2 на цитологической и физической картах политенных хромосом, поскольку существующие данные об этом очень неточны. Для картирования был выбран ряд хромосомных перестроек с известным (для всех, кроме Df(3L)H99) положением точек разрыва на молекулярной карте. Часть этих перестроек была получена ранее: Df(3L)H99 (Mackay W.J. and Bewley G.C., 1989; White K. et al., 1994), Df(3L)ED224 и Df(3L)ED225 (Ryder E. et al., 2007; http://www.drosdel.org.uk). Остальные перестройки (Df(3L)ED4719, Df(3L)NA34 и Dp(3L)NA18) мы получили методом FLP-FRT рекомбинации.

« теломвра центромера »

17.9 18.0 18.1 18.2 18.3 18.4 18.5 18.6 18.7 18.8 -J-1-1_I_L_I_I_I_I_I—

FlyBase (Drysdale R.A. and Crosby M.A., 2005; http://flvbase.oro) release 5.22). (д) Профили политенизации района 75С1-2: для линии дикого типа Oregon R, построенный по данным Саузерн-блот гибридизации (черная линия), и для линии 4xSuUR*, построенный по данным гибридизации на микрочипах С. Н. Белякиным (Belyakin S.N. et в/., 2005, пунктирная линия), а также профиль связывания белка SUUR в клетках Кс по данным А. В. Пиндюрина (Pindyurin A.V. et ai, 2007, серая линия). Вертикальные пунктирные линии обозначают границы района 75С1-2; (в) расположение используемых нами ДНК-зондов.

Анализируя давленые препараты политенных хромосом линий дрозофилы с этими перестройками, мы с высокой точностью установили положение дисков района 75С1-2 на физической карте генома дрозофилы. Оказалось, что весь этот район занимает 440-450 т. п. о. (Рис. 1а-в).

2. Генетическое содержание района 75С1-2

По данным С. Н. Белякина с коллегами, 30 из 52 обнаруженных районов недорепликации в политенных хромосомах дрозофилы содержат гены со сходными паттернами экспрессии, то есть являются транскрипционными территориями. Кроме того, недопредставленные районы оказались обогащенными генами, активными в клетках полового пути самца (Spellman Р.Т. and Rubin G.M., 2002; Belyakin S.N. et al., 2005). В районе 75C1-2 не было обнаружено транскрипционной территории, однако нужно учитывать, что, в связи с особенностями метода, в этом исследовании рассматривались только кластеры, содержащие не менее 10 генов. Таким образом, в выборку не попали небольшие группы генов со сходными паттернами экспрессии.

Установив положение дисков района 75С1-2 на физической карте хромосомы 3L дрозофилы (Рис. 1а), мы получили возможность более точно узнать, какие гены располагаются внутри этих дисков (рисунке 1г). Всего район содержит около 25 генов, но интересно, что в дисках 75С1 и СГ находится две особые группы генов: четыре гена, участвующих в индукции эмбрионального апоптоза у дрозофилы (Wrinkled {W), grim, reaper (rpr) и sickle (ski)) (Srinivasula S.M. et al., 2002), а также два гена (CG5103 и CG13700), которые специфично экспрессируются в клетках полового пути самца (Boutanaev A.M. et al, 2002). Возможно, расположение этих генов в гетерохроматиновом районе 75С1-2 обеспечивает скоординированную регуляцию их экспрессии.

Мы провели анализ последовательности ДНК района 75С1-2 на наличие внутренних гомологичных участков с помощью программ серии BLAST, представленных на сервере http://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi. В результате мы обнаружили внутри диска 75 С2 несколько последовательностей с высокой степенью гомологии. Интересно, что попарно гомологичными оказались, в основном, кодирующие части генов. Гены term и CG7271 отличаются, фактически, только вставкой около 60 п. о. Ген Met75Cb полностью гомологичен гену Met75Ca, но включает вдобавок фрагмент около 65 п. о. Нужно отметить, что гены Met75Ca и Met75Cb входят в состав в несколько раз более длинных последовательностей, гомология которых составляет около 98%. Эти последовательности имеют длину примерно по 1100 п. о., но обе разделены пополам разными по длине негомологичными друг другу фрагментами. Для средней части кодирующих последовательностей генов AICR2 (Drostar2) и star! (Drostarl) гомология превышала 70%, хотя в длинных интронах этой пары генов значимой гомологии обнаружено не было. По-видимому, в данном гетерохроматиновом районе произошли внутренние дупликации. Однако непонятно, почему именно полностью политенизированный диск 75С2 оказался насыщен такими дупликациями.

■17» I

I75C

Df225

|75А

Рис. 2. Образование «пузырей» в районе 75С1-2 при избыточной экспрессии SuUR. Показаны хромосомы линий дикого типа («+») и несущих перестройки (a) Df(3L)ED225, (б) Df(3L)ED224, (в) Df(3L)H99, (г) Df(3L)NA34 и (д) Dp(3L)NA18. «Пузыри» обозначены скобками.

3. Функциональная диссекция района 75С 1-2

Располагая набором делений, которые удаляют различные части района 75С1-2 и прилегающих областей, и зная цитологические районы, удаляемые каждой из делений, мы получили возможность изучать влияние каждого из этих фрагментов на проявление в районе таких свойств ИГХ, как недорепликация ДНК, связывание белка 81ЛЖ и образование «пузыря» при избыточной экспрессии белка 81ЛЖ.

3.1. Локализация белка 81ЛЖ и формирование «пузырей»

Ранее было показано, что белок БтЖ связывается с районом 75С1-2 политенных хромосом (Макишп 1.У. е1 а1., 2002). Кроме того, оказалось, что в эмбриональной культуре клеток Кс 81ЛЖ связывается по всей длине района и с наибольшей интенсивностью - в его дистальной части (Ртёуигш А.У. е/ а1., 2007; Рис. 1д). Чтобы проверить, с какой частью района БШЖ связывается на политенных хромосомах, мы провели иммуноокрашивание антителами к этому белку хромосом с перестройками ЩЗЦЕИ224, 0/(ЗЦЫА34 и Ор(ЗЬ)ЫА18. Во всех случаях мы наблюдали явный сигнал в районе 75С1-2, независимо оттого, какая часть района была удалена. В хромосоме с дупликацией Ор(ЗЬ)ЫА18

присутствовал дополнительный сигнал.

Известно, что при избыточной экспрессии гена БиЬ'Я в системе трансгенов SgsЗ-Gal4; иАБ-БииЯ в дисках ИГХ на политенных хромосомах личинок дрозофилы конца третьего возраста образуются специфические вздутия, так называемые «пузыри» (/Ыти1е\' и. е( а1, 2003с). В норме район 75С1-2 при

введении такой системы образует очень крупный «пузырь». Чтобы выяснить, из какой части района он образуется, мы проанализировали перестройки Df(3L)ED224, Df(3L)ED225, Df(3L)NA34 и Dp(3L)NA18 в условиях избыточной экспрессии SuUR (Рис. 2).

Мы обнаружили, что практически полное удаление района 75С1-2 делецией Df(3L)ED225 приводит к исчезновению «пузыря» (Рис. 2а). При удалении дистальной части района делениями Df(3L)ED224 и Df(3L)H99 образуется «пузырь» примерно того же размера, что и в норме (Рис. 26, в), а в хромосоме с делецией Df(3L)NA34 оставшийся диск 75С1 формирует «пузырь» явно меньшего размера (Рис. 2г). В хромосоме Dp(3L)NA18 дуплицированный материал и целый район 75С1-2 образуют примерно одинаковые по размеру «пузыри», которые затем сливаются (Рис. 2д). По-видимому, в формировании этой структуры участвует весь материал района 75С1-2.

Таким образом, мы выяснили, что в норме белок SUUR независимо связывается с проксимальной и дистальной половинами района 75С1-2 и также независимо образует в них «пузыри» при избыточной экспрессии.

Наши данные подтверждают, что размер «пузыря» напрямую зависит от количества хроматина, присутствующего в районе (Zhimulev I.F. et al., 2003с). Делеции дистальной части района (Df(3L)ED224 и Df(3L)H99), которая сильно недореплицирована и поэтому содержит сравнительно мало ДНК, не влияла заметно не размер «пузыря» (Рис. 26, в), а делеция сравнительно полно политенизированной проксимальной части района (Df(3L) NA34) сильно уменьшала размер «пузыря» (Рис. 2г). На хромосоме с дупликацией Dp(3L)NAI8 «пузыри» из целого района 75С1-2 и его дуплицированной проксимальной части выглядели одинаково (Рис. 2д). Это может свидетельствовать о примерно одинаковом количестве хроматина в сильно недореплицированном целом районе и более полно политенизированной половине 75С1-2 на хромосоме Dp(3L)NAI8.

3.2. Недорепликация ДНК

3.2.1. Анализ частоты разломов в разных частях района 75С1-2

Разломы политенных хромосом на давленых препаратах образуются в результате локальной недорепликации ДНК в районах ИГХ. Для каждого района характерна определенная частота разломов, которая отражает степень недорепликации. Мы оценивали частоты разломов в районе 75С1-2 в линиях, гетерозиготных по делениям разных фрагментов- района (Табл. 1), чтобы определить, какая часть района необходима для образования разлома. Мы сравнивали на одних и тех же препаратах политенных хромосом слюнных желез частоту разломов района 75С1-2 в гомологе с перестройкой и в балансерном гомологе (ТМЗ или ТМ6С).

Из данных, приведенных в таблице, следует, в общем, что удаление дистальной половины района приводит к исчезновению разломов, а удаление проксимальной половины снижает частоту разломов до 9%. Таким образом, дистальный фрагмент района 75С1-2 (удаляемый делениями Df(3L)ED225, Df(3L)ED224 и Df(3L)H99) более всего необходим для образования разлома.

Известно, что при увеличении дозы гена SuUR такие свойства районов ИГХ, как недорепликация и образование эктопических контактов становятся

более выраженными (7Ыти1еу №. е/ а!., 2003а). Чтобы проверить, как повлияют на частоту разломов в районе 75С1-2 дополнительные дозы гена БаШ при наличии перестроек, мы провели такой же анализ частот разломов для линий, несущих, помимо перестройки в районе 75С1-2, две дополнительные трансгенные копии гена 5и1Л1. Однако в этом случае мы обнаружили достоверное появление разломов только в линии 48и1!К П/(31)Е0224/ТМ6В. Это означает, что при удалении дистальной половины района увеличении дозы гена 5и1Ж очень слабо влияет на недорепликацию района.

Табл. 1. Частоты возникновения разломов в районе 75С1-2 в линиях с перестройками в норме (2 копии гена ЭииЯ) и при введении двух дополнительных копий гена виия. В качестве контроля используется балансерный гомолог. Чтобы проверить, можно ли считать частоту разломов в бапансерном гомологе нормой, были подсчитаны частоты разломов для района 75С1-2 на хромосомах мух +/ТМЗ.

линии Частоты разломов (%) (количество проанализированных хромосом)

гомолог с перестройкой балансер

0ЦЗЦЕ0224Л№С 0%(75) 53%(66)

ОГ(ЗЦН99/ГМЗС 0%(93) 58%(94)

ОЦЗЦЫА34ГТМ6С 9%(322) 50%(326)

0ЦЗЦЕ04719/Т№С 42%(142) 49%(121)

0((ЗЦЕ0225/ТМ6С 0%(93) 54%(70) '

Ор(ЗЦЫА18/ТМ6С 75%(75) целый район 64%(44)

0%(75) дупликация

4хЗииИ

4х8и1ЛЗ ОЦЗЦ225/ТМ6 0%(38) 71 %(17)

4хЗиий Щ31)224ГХЖ 5%(141) 73%(78)

4х8ииП ОШ)Н99/ТМ6 0%(121) 65%(85)

4хЭиий Ор(ЗЦЫА18(/ТМ6) 91%(170) целый район 90%(148)

1%(116) дупликация

нормальный гомолог балансер

Огедоп/ГМЗ 56%(43) 60%(40)

3.2.2. Выявление свободных концов нитей ДНК

Известно, что при недорепликации районов ИГХ в политенных хромосомах £>. melanogaster возникают свободные концы ДНК, появление которых сопровождается фосфорилированием С-конца гистона Н2Ау (Ма(%ап 1Р. е/ я/., 2002). Фосфорилированная форма Н2Ау выявляется в том числе и в районе 75С1-2 (Апёгеуеуа е/ в/., 2008). Мы провели иммуноокрашивание политенных хромосом линий П/(ЗЬ)ЕЭ224/1М6С и Бр(ЗЬ)ЫА18 антителами против фосфорилированной формы гистона Н2Ау, чтобы выяснить,

присутствуют ли двуцепочечные разрывы ДНК в районе 75С1-2. Оказалось, что в обоих случаях присутствует четкий сигнал. То есть свободные концы молекул ДНК есть и в целом районе 75С1-2 и в проксимальной его половине на хромосомах Df(3L)ED224 и Dp(3L)NA18, несмотря на то, что недорепликация в проксимальной части 75С1-2 сильно подавлена, и разломов в ней не происходит (Табл. 1).

3.2.3. Определение профиля политенизации ДНК

Мы получили профиль недорепликации для линии дикого типа (Oregon R) методом количественной Саузерн-блот гибридизации. Для этого мы, зная положение района 75С1-2 на физической карте хромосомы 3L, разработали 11 ДНК-зондов, расположенных в этом районе (Рис. 1е). В каждой точке мы измеряли степень политенизации, используя для нормировки зонды, соответствующие полностью полигенизированным фрагментам хромосом. Согласно полученному профилю (Рис. 1д), на хромосомах линии Oregon R заметно недореплицированными оказываются диски 75С1 and 75СГ, тогда как диск 75С2 выглядит практически полностью политенизированным. Минимум политенизации располагается в самой дистальной части диска 75С1, что вполне соответствует цитологическим данным о расположении слабой точки на дистальной границе этого диска.

Ранее С. Н. Белякиным был получен профиль политенизации района 75С1-2 для линии с двумя дополнительными копиями гена SuUR (4xSuUR+) с помощью гибридизации на микрочипах, содержащих фрагменты генов (Belyakin S.N. et al., 2005). Сравнение его результатов с нашими показывает, что при четырех копиях гена SuUR зона недорепликации становится заметно шире, чем в линии дикого типа. Особенно сильно она расширяется в проксимальную сторону (Рис. 1д).

Интересно, что заметную недорепликацию (более 5%) в политенных демонстрируют только дистальные 300 т. п. о. (Рис. 1д), тогда как в культуре клеток Кс белок SUUR связывает весь район 75С1-2 с достаточно высокой интенсивностью (Pindyurin A.V. et al., 2007, Рис. 1д). Можно предположить, что за недорепликацию отвечает не только SUUR, или для возникновения заметного уровня недорепликации нужна определенная концентрация белка. С другой стороны, несмотря на общую корреляцию интенсивности связывания SUUR в клетках Кс и уровня политенизации в хромосомах слюнных желез (Pindyurin A.V. et al., 2007), профиль связывания SUUR в этих типах клеток может все же несколько отличаться.

3.2.4. Зависимость степени политенизации от окружающих последовательностей

На хромосомах с делениями Df(3L)ED224 и Df(3L)H99 мы обнаружили неожиданный эффект: оказалось, что при удалении дистальной части района оставшаяся проксимальная половина выглядит, как правило, заметно массивней, чем целый район на балансерном гомологе. То же самое наблюдается и в районе с дупликацией Dp(3L)NA18: новый диск, представляющий собой дупликацию проксимальной половины 75С1-2, часто выглядит на давленых препаратах заметно толще, чем целый район на той же хромосоме. Эти факты заставили нас

предположить, что проксимальная часть района 75С1-2 после отделения от дистальной стала реплицироваться полнее, чем в составе целого района.

DfNA34/ Df224/ ТМ6С ТМ6С сж ид сж ид т-п-

DINA34

ттс

от

z67-

Oregon R DpNA18

СЖ ИД СЖ ИД Т.П. 0.

I^.-i "'isflili!

_ V. .

: -10

z67

■jr. ft&ftrf!

Рис. 3. Измерение уровня политенизации последовательности nuf-nuf в политенных хромосомах с перестройками Df(3L)NA34 и Dp(3L)NA18. (а, в) Схемы дисков района 75С1-2 на хромосомах Df(3L)ED224, Df(3L)NA34 (а) и Dp(3L)NA18, Oregon R (дикий тип) (в). Положение последовательности зонда nuf-nuf обозначено заштрихованным прямоугольником, стрелками показаны рестрикционные фрагменты ("¡"-"¡¡Г), включающие зонд, (б, г) Саузерн-блот гибридизация зондов nuf-nuf (район 75С1-2) и z67 (эухроматин) с геномной ДНК слюнных желез («сж») и комплекса головных ганглиев с имагинальными дисками («ид»). Линия Df(3L)NA34/TM6C, несущая последовательность nuf-nuf только в балансерной хромосоме, была использована в качестве контроля для линии Df(3L)ED224/TM6C, а линия дикого типа Oregon R - в качестве контроля для линии Dp(3L)NA18. Рестрикционный фрагмент Pvt/ll, содержащий контрольную последовательность 267 демонстрирует полиморфизм в хромосомах дикого типа и Dp(3L)NA18.

Чтобы проверить, насколько изменилась степень политенизации проксимальной части района 75С1-2 при делеции Df(3L)ED224 и дупликации Dp(3L)NA18, мы воспользовались методом количественной Саузерн-блот гибридизации. Для этого был сделан специальный зонд nuf-nuf, соответствующий дистальному краю дуплицированного района в Dp(3L)NA18 и оставшейся части района в Df(3L)ED224 (Рис. 1е; Рис. За, в). Последовательность зонда была выбрана так, чтобы после гидролиза рестриктазами PvuW или Mfel рестрикционные фрагменты, включающие зонд, оказались разной длины для целого 75С1-2 и его дуплицированной части, а также для целого 75С1-2 и его части в Df(3L)ED224 (Рис. За, в). Эксперименты

по измерению уровня политенизации проводились независимо по 2-3 раза с разными комбинациями используемых рестриктаз и контрольных эухроматиновых зондов. Эти измерения показали, что степень политенизации последовательности nuf-nuf в хромосоме с делецией Df(3L)ED224 примерно в 1,5 раза выше, чем в контрольном гомологе, а в дуплицированном участке на хромосоме Dp(3L)NA18 - примерно в 2,5 раза выше, чем в целом районе 75С1-2 на той же хромосоме (Рис. 36, г). Таким образом, степень недорепликации фрагментов района 75С1-2 зависит от овфужающих последовательностей.

Результаты наших экспериментов по анализу недорепликации позволяют заключить, что дистальная часть района является наименее политенизированной и необходима для образования разлома. Это подтверждается цитологическими данными о том, что разлом всегда образуется в самой дистальной части района (Zhimulev I.F. etal., 1982; Andreyenkova N.G. etal., 2009).

В работе Т. Лича с соавторами было показано, что существуют предпочтительные длины недореплицированных молекул ДНК. По мнению авторов, существуют определенные последовательности ДНК, в которых вилка репликации с наибольшей вероятностью оказывается в конце S-фазы (Leach TJ. et ah, 2000а). Такими «барьерами» могут служить сателлиты, обладающие сложной конформацией, однако в настоящее время неизвестно, каким образом осуществляется остановка репликативных вилок. Наличие таких «барьеров» репликации в районе 75С1-2 подтверждается экспериментами С. А. Демакова (Andreyenkova N.G. et al, 2009). Наши данные предполагают, что эти «барьеры» должны быть сосредоточены, в основном, в дистальной части района.

На рисунке 4 приведена гипотетическая схема организации района 75С1-2 относительно «барьеров» и ориджинов репликации. Схема нарисована, исходя из предположения, что внутри района нет ориджинов, и весь район реплицируется вилками, приходящими из окружающего эухроматина. Слабые ориджины внутри района, вероятно, не будут качественно менять картину. Согласно приведенной схеме, в дистальной части района 75С1-2 дикого типа находится несколько «барьеров», часть из которых достаточно сильные. В проксимальной части района локализуются только слабые барьеры (Рис. 4а). Если убрать дистальную часть района, то полигенизация будет проходить практически полностью (Рис. 46), что и наблюдается в хромосомах с делецией Df(3L)ED224, где уровень политенизации зонда nuf-nuf равен почти 100%, и никогда не возникают разломы. Если убрать проксимальную часть района, то недорепликация останется и будет достаточно сильной, чтобы с небольшой частотой возникали разломы (Рис. 4в). Это и происходит при делеции Df(3L)NA34, где разломы возникают в 9% случаев. В дупликации Dp(3L)NA18 картина становится сложнее, поскольку здесь изменяется и проксимальная граница целого района 75С1-2 (Рис. 4г). Вероятно, ориджин репликации, или часть ориджинов, которые находились возле этой границы в норме, отодвигаются дуплицированной частью и до проксимальной половины целого 75С1-2 вилка репликации доходит теперь еще реже. По нашим данным это приводит к снижению уровня политенизации зонда nuf-nuf до 29% и к увеличению частоты разломов до 75%. Зато дуплицированная проксимальная часть района находится теперь практически в тех же условиях, что и в норме: с

проксимальной стороны есть эффективный ориджин репликации, а с дистальной ориджин находится за сильными «барьерами». В результате, степень недорепликации зонда пи/-пи/оказывается такой же, как и в норме - 64%.

63%

3 Дикий тип

б ЩЗЦЕ0224

В ОЦЗЦНАМ

Г Ор(ЗЦНА1В

Рис. 4. Гипотетическая схема «барьеров» и ориджинов репликации в районе 75С1-2. Показаны хромосомы (а) дикого типа, (б) 0Ц31)Е0224, (в) 0((ЗЦЫА34, (г) йр(ЗЦЫА18. Черным прямоугольником обозначен район 75С1-2, широкими стрелками - ориджины репликации; большими крестиками - сильные «барьеры», а маленькими - слабые. Тонкими стрелками показано направление репликации отдельных нитей ДНК. Треугольником и числом показаны местоположение последовательности и степень ее политенизации; число в рамке обозначает

частоту разломов в районе. Подробные объяснения в тексте.

Однако мы знаем, что разломов в дуплицированной части района 75С1-2 не возникает (Табл. 3.1). Возможно, образованию разлома в этом случае мешают эктопические контакты между двумя близко расположенными районами ИГХ -целым районом 75С1-2 и его дуплицированной частью (такая возможность описана в статьях 2Ыти1е\' и. е1 а1., 1982; МоэШп У.М. е/ а!., 2001; БетевЫп Б. et в/., 2001). Если это так, то становится понятно, почему даже увеличение количества белка 81ЛЖ не вызвало достоверного появления разломов в дуплицированной проксимальной части района (изначально политенизированной только на 64%), но привело к появлению разломов в той же части района на хромосоме 0/(ЗЬ)Е0224, хотя она изначально была политенизирована практически полностью.

Еще интересно, что при повышении дозы гена SuÜR разломы появились только в хромосоме с делецией Df(3L)ED224, а в хромосоме с делецией Df(3L)H99, которая убирает лишь немногим больше материала, разломов обнаружить не удалось (Табл. 1). Возможно, в районе с делецией Df(3L)H99 недорепликация усиливается при повышении дозы гена SUUR, но не настолько, чтобы появились заметные разломы. Можно даже предположить, что дополнительный SUUR усиливает эффективность «барьеров» для репликационной вилки и, таким образом, увеличивает степень недорепликации районов ИГХ. В этом случае Df(3L)H99 может просто удалять дополнительный «барьер», помимо тех, что удаляются делецией Df(3L)ED224.

Понятно, что приведенная схема - это очень упрощенная модель, которая не учитывает возможности включения или замолкания дополнительных ориджинов в пределах самого района, а также разнообразия внешнего окружения дисков, с изменением которого могут меняться параметры процесса репликации (например, скорость). К сожалению, изучение механизма репликации ДНК в районах ИГХ находится пока на начальных этапах.

3.3. Типы районов ИГХ

Итак, наши данные и ранее опубликованные результаты свидетельствуют о том, что район ИГХ 75С1-2 организован асимметрично: зона максимальной недорепликации смещена к самому краю района и совпадает с максимальной интенсивностью связывания белка SUUR в клетках Кс (Pindyurin A.V. et al., 2007, Рис. 1д). С другой стороны, материал всего района способен отвечать на избыточное количество SUUR образованием «пузырей». Интересно, что, согласно последним данным о расписании репликации в культурах клеток Кс и С18 (из раннего эмбриона и крылового имагинального диска личинки третьего возраста соответственно) (Schwaiger М. et al., 2009), диски района 75С1-2 очень хорошо совпадают с зоной поздней репликации в клетках Кс. В клетках С18 -совсем другая картина: зона максимальной недорепликации реплицируется раньше, чем проксимальная часть района.

Исходя из всего сказанного выше, можно разделить район 75С1-2 на три зоны (Рис. 5). Зона «1», ограниченная дистальным краем диска 75С1 и зондом nuf-nuf (Рис. 56, в), демонстрирует наиболее выраженную недорепликацию (более 30%), которая может вызывать появление разлома. Зона «2», расположенная между последовательностями зондов nuf-nuf и cg43 (Рис. 56, в), имеет средний уровень недорепликации (между 5 и 30%) и может образовывать разлом при избыточной экспрессии SUUR, хотя и с очень малой частотой. Зона «3», расположенная между зондом cg43 и проксимальным краем диска 75С2, не обнаруживает заметной недорепликации и никогда не образует разлома, хотя, как и зоны «1» и «2», реплицируется в клетках Кс в поздней S-фазе (Schwaiger М. et al., 2009), что отличает ее от эухроматиновых районов. Зоны «1», «2» и «3» имеют размеры 219 т. п. о., 63 т. п. о. и 163 т. п. о., то есть примерно соответствуют дискам 75С1,75СГ и 75С2 (Рис. 5г).

Анализ наших результатов и ранее опубликованных данных позволил нам думать, что районы ИГХ в политенных хромосомах слюнных желез дрозофилы можно разделить на три разных типа. Первый тип, к которому принадлежит и район 75С1-2, характеризуется асимметричной зоной недорепликации

относительно цитологически наблюдаемых плотных дисков. В районах ИГХ второго типа зона недорепликации локализована в середине. Такие районы выглядят, как два близко расположенных плотных диска, которые могут разделяться разломом. К этому типу принадлежит район ИГХ 11А6-9, в котором, согласно карте К. Б. Бриджеса (Bridges C.B., 1938) расположены два поздно реплицируемых дублета 11А6-7 и 11А8-9. Однако если недорепликация подавлена, как это происходит в Х-хромосоме самца (Zhimulev I.F. et al., 1982) или при мутации SuUR, в этом районе наблюдается только один большой, плотный диск. Такая организация характерна для многих районов ИГХ, в том числе для 19Е1-4, ЗЗА1-2, 64С1-2, 65В1-2, 70С1-2, 84D, 89Е1-4 и других (Semeshin F. et al., 2001; Zhimulev I.F. et al., 2003a). К третьему типу районов ИГХ относятся районы, подобные 7В1-2 и 71С1-2, в которых разлом может локализоваться в любой части плотных дисков (Semeshin F. et al., 2001). По-видимому, в этом случае все диски района политенизированы примерно в одинаковой степени.

к 125

я 100

1 75

s ___

§ 50

Рис. 5. Разделение района 75С1-2 на качественные зоны, (а) Геномные координаты хромосомного плеча 3L дрозофилы; (б) Профиль политенизации района 75С1-2: для линии дикого типа Oregon R (указаны зонды nuf-nuf и сд43), (в) Качественные зоны, на которые можно разделить район (пояснения в тексте); (г) расположение дисков района 75С1-2.

Несмотря на различия в профилях политенизации и белковом составе, существуют общие черты в организации районов ИГХ, хотя и выражаются они в разных районах с неодинаковой интенсивностью. Проведенная нами функциональная диссекция района ИГХ 75С1-2 позволяет уже более направленно искать молекулярные механизмы, которые обеспечивают архитектуру этого района, а также других районов ИГХ со сходной структурой. Дальнейшее изучение организации районов ИГХ позволит лучше понять, как обеспечивается скоординированная регуляция экспрессии генов на уровне гетерохроматиновых доменов хромосом.

выводы

В данной работе на примере района 75С1-2 политенных хромосом D. melanogaster впервые с высокой точностью были определены границы индивидуального района ИГХ и проведен детальный анализ его внутренней организации. Обобщая полученные результаты, можно сделать следующие выводы:

2. Белок SUUR. независимо связывается с дисталыгой и проксимальной половинами района 75С1-2 и при избыточной экспрессии независимо образует из них «пузыри».

3. Район интеркалярного гетерохроматина 75С1-2 обладает асимметричным профилем политенизации, причем максимум недорепликации находится на дистальном краю района.

4. Зона недорепликации в районе 75С1-2 расширяется при введении в геном двух дополнительных копий гена SuUR. Проксимальная граница зоны становится при этом более пологой.

5. Выявлена сложная зависимость степени политенизации отдельных частей района 75С1-2 от окружающих последовательностей, что позволяет предполагать существование локальных барьеров, препятствующих прохождению вилки репликации. Согласно этой гипотезе самые «сильные» барьеры должны располагаться в дистальной части района.

Список работ, опубликованных по теме диссертации:

1. Колесникова Т.Д., Андреева E.H., Пиндюрин A.B., Ананько (Андреенкова) Н.Г., Белякин С.Н., Шлома В.В., Юрлова A.A., Макунин И.В., Похолкова Г.В., Волкова Е.И. Заруцкая Е.А., Кокоза Е.Б., Семешин В.Ф., Беляева Е.С., Жимулев И.Ф. Ген SuUR и его участие в организации эпигенетически репрессированных районов хромосом Drosophila melanogaster II Генетика. 2006. Т. 42. №8. С. 1013-1028.

2. Жимулев И.Ф., Беляева Е.С., Андреенкова Н.Г., Андреева E.H., Белякин С.Н., Болдырева Л.В., Брусенцова И. В., Волкова Е.И., Демаков С.А., Демакова О.В., Заруцкая Е.А., Зыков И. А., Кокоза Е.Б., Колесникова Т.Д., Комор У.А., Коряков Д.Е., Макунин И.В., Пивдюрин A.B., Похолкова Г.В., Семешин В.Ф., Шлома В.В., Юрлова A.A. Ген SuUR - уникальный инструмент для изучения структуры и организации хромосом и генома дрозофилы // Инф. Вестник ВОГиС. 2008. Т. 12. №1/2. С. 127-149.

3. Бабенко В.Н., Похолкова Г.В., Кокоза Е.Б., Андреенкова Н.Г., Белякин С.Н., Беляева Е.С., Жимулёв И.Ф. Особенности молекулярно-генетической организации диска интеркалярного гетерохроматина 10А1-2 X хромосомы Drosophila melanogaster II Доклады Академии наук. 2009. Т. 424. №3. С. 407-410.

4. Andreyenkova N.G., Kokoza E.B., Semeshin V.F., Belyaeva E.S., Demakov S.A., Pindyurin A.V., Andreyeva E.N., Volkova E.I., Zhimulev I.F.

Localization and characteristics of DNA underreplication zone in the 75C region of intercalary heterochromatin in Drosophila melanogaster polytene chromosomes // Chromosoma. 2009. Vol. 118. №6. P. 747-761.

Подписано к печати 24.06.2010 г. Формат бумаги 60 х 90 1/16, печ. л. 1, уч. изд. л. 0,7 Тираж 110 Заказ №60

Ротапринт Института цитологии и генетики СО РАН 630090, Новосибирск, пр. акад. Лаврентьева, 10

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Андреенкова, Наталья Григорьевна

Введение.

Список основных используемых сокращений.:.

1. Особенности организации и функционирования генома в районах интеркалярного и прицентромерного гетерохроматина (обзор литературы).

1.1. Введение.

1.2. Молекулярная организация молчащих районов.

1.2.1. Нуклеосомная организация и модификации гистонов в молчащих районах хромосом.

1.2.2. Белковые комплексы, обеспечивающие структуру молчащих районов.

1.2.2.1. Белки группы Ро1усошЬ.

1.2.2.2. Не1егосЬгошайп Рго1еш1 (НР1).

1.2.2.3. РНК-интерференция как механизм регуляции активности генов.

1.2.2.4. Метилирование цитозина.

1.2.2.5. Другие системы образования репрессированной структуры хроматина

1.3. Характеристики молчащих районов хроматина.

1.3.1. Плотная упаковка хроматина.

1.3.2. Поздняя репликация.

1.3.2.1. Педорепликация ГХ в политенных хромосомах.

1.3.2.2. Двуцепочечные разрывы ДНК.

1.3.2.3. Эктопические контакты в политенных хромосомах.

1.3.3. Генетическое содержание и транскрипционная активность районов ГХ.

1.3.4. Распространение репрессированного состояния хроматина вдоль по хромосомам.

1.3.4.1. Ограничения для распространения репрессированного состояния хроматина.

1.3.4.2. Эффект положения.

1.3.5 Наследование статуса хроматина в ряду клеточных поколений.

1.3.5.1. Появление молчащих районов в эмбриогенезе.

1.3.5.2. Наследование статуса хроматина в процессе репликации ДНК.

1.3.5.3. Обратимость сайленсинга.

1.4. Доменная организация хроматина.

1.4.1. Кластеризация генов.

1.4.2. Транскрипционная активность и время репликации.

1.4.3. Расположение хроматина в ядре.

1.4.4. Другие механизмы образования доменов.

1.4.5. Различия доменной организации в разных тканях организма.

1.4.6. Самоорганизация ядерного пространства в эволюции.

1.5. Влияние белка SUUR на проявление свойств гетерохроматина.

1.5.1. Белок Suppressor of- Underreplication.

1.5.2. Локализация SUUR на хромосомах.

1.5.3. Эктопическая экспрессия SUUR.

1.5.4. Взаимодействия,SUUR с белками ГХ.

1.5.5. Возможные механизмы действия белка SUUR.

1.6. Разнообразие ГХ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Молекулярно-генетическая характеристика индивидуального района интеркалярного гетерохроматина 75C1-2 политенных хромосом дрозофилы"

Актуальность проблемы

Одним из важнейших направлений современной клеточной биологии является изучение регуляции активности генов в контексте структуры хроматина. К этому направлению относится исследование молчащих хромосомных доменов. Кроме прицентромерных районов хромосом, которые состоят, в основном, из повторенной ДНК и почти не содержат генов (прицентромерный гетерохроматин, ПГХ), к молчащим районам относят также интеркалярный гетерохроматин (ИГХ). В политенных хромосомах слюнных желез D. melanogaster эти сравнительно небольшие районы разбросаны по плечам хромосом (обзор: Zhimulev I.F. et aL, 2003а)-и часто содержат кластеры уникальных тканеспецифичпых генов со сходными профилями транскрипции-(Belyakin S.N. et al., 2005; 2009).

Общими свойствами молчащих районов являются репрессия транскрипции, плотная упаковка хроматина и поздняя репликация ДНК в S-фазе клеточного цикла. В политенных хромосомах эти районы также демонстрируют недорепликацию ДНК, которая приводит к разломам и эктопическим контактам между разными районами гетерохроматина (Zhimulev I.F. et al., 2003a). Маркером районов прицентромерного и интеркалярного гетерохроматина в политенных хромосомах слюнных желез дрозофилы является белок SUUR, продукт гена SnUR (Suppressor of Unclerreplicatiori). Фенотип мутации SnUR - подавление недорепликации в гетерохроматиновых районах политенных хромосом - обусловлен тем, что все районы интеркалярного гетерохроматина и некоторые прицентромерные районы заканчивают репликацию существенно раньше, чем в норме. Механизмы влияния гена SnUR на репликацию ДНК пока неизвестны (Belyaeva E.S. et al., 1998; обзоры: Zhimulev I.F. et al., 2003a; Колесникова Т.Д. и др., 2006).

Несмотря на интенсивное изучение белкового состава и механизмов репликации районов интеркалярного гетерохроматина дрозофилы, в настоящее время организация этих районов и даже их функции остаются в большинстве случаев неизвестными. Одна из проблем, стоящих перед исследователями, это отсутствие данных о локализации цитологически определяемых районов интеркалярного гетерохроматина на физической карте генома дрозофилы. В результате до сих пор можно говорить лишь об очень приблизительном соответствии плотных дисков политенных хромосом, которые демонстрируют разломы, и' районов поздней репликации и недорепликации, обнаруженных молекулярными методами в различных геномных исследованиях. Изучение дисков политенных хромосом методами молекулярной биологии во многих случаях сильно затруднено. К тому же невозможно точно определить, какие гены находятся в дисках интеркалярного гетерохроматина политенных хромосом. Сравнение свойств этих районов в диплоидных тканях и в тканях с политенными хромосомами также оказывается' невозможным.

Сейчас очень быстро развивается техника исследования распределения белков, времени репликации и профилей экспрессии генов на уровне целых геномов. Однако из-за неудобства работы с ДНК неделящихся полиплоидных клеток, внутренняя организация районов интеркалярного гетерохроматина в политенных хромосомах остается почти неизученной. Непонятно, являются ли эти районы цельными1 структурами или состоят из отдельных частей, независимо демонстрирующих свойства интеркалярного гетерохроматина. Из этих положений вытекают цели настоящей работы.

Цель и задачи исследования

Цель работы - провести детальный цитогенетический анализ индивидуального района интеркалярного гетерохроматина политенных хромосом слюнных желез дрозофилы. В данной работе был исследован район 75С1-2. Для достижения цели нами были поставлены следующие задачи:

1. Получить ряд хромосомных перестроек, затрагивающих район 75С1-2.

2. Получить систему зондов для молекулярно-биологических работ с разными участками района 75С1-2.

3. Определить с максимальной точностью расположение дисков района 75С1-2 на физической карте генома дрозофилы.

4. Изучить локализацию белка ЗЩЖ и его влияние в разных частях района 75С1-2.

5. Получить профиль политенизации района 75С1-2 методом Саузерн-блот гибридизации.

6. Изучить влияние хромосомных перестроек на степень политенизации отдельных частей района 75С1-2.

Научная новизна

Впервые с высокой точностью определены границы дисков и исследовано распределение различных характеристик хроматина по длине индивидуального района интеркалярного гетерохроматина политенных хромосом дрозофилы.

Впервые показана независимость связывания белка 81ЛШ с разными фрагментами района интеркалярного гетерохроматина.

Впервые показано влияние на степень политенизации района интеркалярного гетерохроматина окружающих последовательностей и отдельных фрагментов самого района.

Практическая ценность

Точное картирование и подробная характеристика внутренней структуры района 75С1-2 позволяет планировать и проводить исследования тонких процессов, связанных с интеркалярным гетерохроматином. Кроме того, полученные в данной работе линии дрозофилы с перестройками в районе 75С1-2, а также клонированные зонды из этого района могут быть использованы в работе по цитогенетике дрозофилы.

Апробация работы

Результаты работы представлены на международных конференциях в докладах и стендовых сообщениях: на 7-ой, 8-ой и 9-ой международных конференциях по гетерохроматину дрозофилы (Губбио, Италия, 2005, 2007, 2009); на международной конференции «Генетика в России и мире» (Москва, 2006); на международной конференции, посвященной 90-летию академика Д. К. Беляева (Новосибирск, 2007); на международной молодежной научно-методической конференции «Проблемы молекулярной и клеточной биологии» (Томск, 2007); на юбилейной конференции, посвященной 50-летию Института цитологии РАН (Санкг-Петербург, 2007); на международной конференции «Хромосома 2009» (Новосибирск, 2009).

Объем работы

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, результатов, обсуждения, а также выводов и списка цитируемой литературы (290 ссылок). Работа изложена на 147 страницах машинописного текста, содержит 3 таблицы и 22 рисунка. Нумерация рисунков и таблиц производится отдельно для каждой главы.

Заключение Диссертация по теме "Генетика", Андреенкова, Наталья Григорьевна

Выводы

2. Белок SUUR независимо связывается с дистальной и проксимальной половинами района 75С1-2 и при избыточной экспрессии независимо образует из них «пузыри».

3. Район интеркалярного гетерохроматина 75С1-2, обладает асимметричным профилем политенизации, причем максимум недорепликации находится на дистальном краю района.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Андреенкова, Наталья Григорьевна, Новосибирск

1. Васильева JI.A. Статистические методы в биологии. Новосибирск: Институт цитологии и генетики СО РАН, 2004. 128 с.

2. Волкова Е.И., Белякин С.Н., Беляева Е.С., Жимулев И.Ф. Распределение разрывов индуцированных хромосомных перестроек по длине хромосом и проблема интеркалярного гетерохроматина Drosophila melanogaster // Генетика. 2008. Т. 44. № 6. С. 746-751.

3. Жимулев И.Ф., Макунин И.В., Волкова Е.И. Пирротта В., Беляева Е.С. Эффект четырех доз гена Su(UR)ES на интеркалярный гетерохроматин у Drosophila melanogaster II Генетика. 2000. Т. 36. № 8. С. 1-9.

4. Жимулев И.Ф. Гетерохроматин и эффект положения гена. Новосибирск: Наука, 1993.491 с.

5. Кокоза Е.Б., Колесникова Т.Д., Зыков И.А., Беляева Е.С., Жимулев И.Ф. Обратимая деконденсация гетерохроматиновых районов политенных хромосом D. melanogaster при эктопической экспрессии гена SnUR И Доклады Академии наук. 2009. Т. 426. № 3. С. 421-423.

6. Коряков Д.Е. Модификации гистонов и регуляция работы хроматина // Генетика. 2006. Т. 42. № 9. С. 1170-1185.

7. Куличков В.А., Жимулев И.Ф. Анализ пространственной организации генома Drosophila melanogaster на основе данных по эктопической конъюгации политенньтх хромосом // Генетика. 1976. Т. 12. № 5. С. 81-89.

8. Маниатис Т, Фрич Э., Сэмбрук Дж. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование. Москва: Мир, 1984. 479 с.

9. Прокофьева-Бельговская А.А., Хвостова В.В. Распределение разрывов в X-хромосоме Drosophila melanogaster II Докл. Акад. наук СССР. 1939. Т. 23'. С. 269-271.

10. Шевченко А.И., Павлова С.В., Дементьева Е.В., Голубева Д.В., Закиян С.М. Модификации хроматина в процессе инактивации Х-хромосомы у самок млекопитающих // Генетика. 2006. Т. 42. № 9: С. 1225-1234.

11. Aggarwal B.D., Calvi B.R. Chromatin regulates origin activity in Drosophila follicle cells //Nature. 2004. V. 430. № 6997. P. 372-376.

12. Ahmad K., Henikoff S. Histone H3 variants specify modes of chromatin assembly // Proc Natl Acad Sci USA. 2002. V. 99. № 4. P: 16477-16484.

13. Akhtar A., Gasser S.Mi The nuclear envelope and transcriptional control // Nat Rev Genet. 2007. V. 8. №,7. P. 507-517.

14. Alekseyenko A.A., Demakova O.V., Belyaeva E.S., Makarevich G.F., Kotlikova I.V., Nothiger R., Zhimulev I.F. Dosage compensation and intercalary heterochromatin in X chromosomes of Drosophila melanogaster II Chromosoma. 2002. V. 111. № 2. P. 106-113.

15. Allshire R., Bickmore W. Pausing for thought on the boundaries of imprinting // Cell. 2000. V. 102. № 6. P. 705-708.

16. Andrews J., Bouffard G.G., Cheadle C., Lu J., Becker K.G., Oliver B. Gene discovery using computational and microarray analysis of transcription in the Drosophila melanogaster testis // Genome Res. 2000. V. 10. № 12. P. 2030-2043.

17. Andreyeva E.N., Belyaeva E.S., Semeshin V.F., Pokholkova G.V., Zhimulev I.F. Three distinct chromatin domains in telomere ends of polytene chromosomes in Drosophila melanogaster Tel mutants //J Cell Sci. 2005. V. 118. P. 5465-5477.

18. Andreyeva E.N., Kolesnikova T.D., Belyaeva E.S., Glaser R.L., Zhimulev I.F. Local DNA underreplication correlates with accumulation of phosphorylated H2Av in the

19. Drosophila melanogaster polytene chromosomes // Chromosome Res. 2008. V. 16. № 6. P. 851-862.

20. Ashburner M; Golic K.G., Hawley R.S. Drosophila. A laboratory handbook. New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2005. 1409 p.

21. Avner P., Heard E. X-chromosome inactivation: counting, choice and initiation // Nat Rev Genet. 2001. V. 2. № 1. P. 59-67.

22. Azzalin C.M., Lingner J. Telomeres: the silence is broken // Cell Cycle. 2008. V. 7. №9. P. 1161-1165.

23. Badugu R., Yoo Y., Singh P.B., Kellum R. Mutations in the heterochromatin protein'1 (HP1) hinge domain; affect HP1 protein interactions and chromosomal distribution // Chromosoma. 2005. V. 113. № 7. P. 370-384.

24. Bannister A.J., Zegerman P., Partridge J.F., Miska E.A.,, Thomas J.O., Allshire R.C., Kouzarides T. Selective recognition of methylated lysine 9 on histone H3 by the HP1 chromo domain // Nature. 2001. V. 410. № 6824. P. 120-124.

25. Bantignies F., Grimaud C., Lavrov S., Gabut M., Cavalli G. Inheritance of Polycomb-dependent chromosomal interactions in Drosophila // Genes Dev. 2003. V*. 17. № 19. P. 2406-2420.

26. Belyaeva E.S., Andreyeva E.N., Belyakin S.N., Volkova E.I., Zhimulev I.F. Intercalary heterochromatin in polytene chromosomes of Drosophila melanogaster // Chromosoma. 2008. V. 117. № 5. P. 411-418.

27. Belyakin S.N., Christophides G.K., Alekseyenko A.A., Kriventseva E.V., Belyaeva E.S., Nanayev R.A., Makunin I.V., Kafatos F.C., Zhimulev I.F. Genomic analysis of

28. Drosophila chromosome underreplication reveals a link between replication control and* transcriptional territories // Proc NatlAcad Sci U S A. 2005. V. 102. № 23. P. 8269-8274.

29. Belyakin S.N., Babenko V.N., Maksimov D.A., Kvom E.Z., Belyaeva E.S: Zhimulev I.F. Gene density profile reveals the markup of late replicated domains in Drosophila melanogaster genome // Nucleic Acids Res. 2010 (В1 печати).

30. Berezney R., Dubey D.D., Huberman J.A. Heterogeneity of eukaryotic replicons, replicon clusters, and replication foci // Chromosoma. 2000.- V. 108. № 8. P. 471-484.

31. Bi X., Broach J.R. Chromosomal boundaries in S. cerevisiae // Curr Opin Genet Dev. 2001. V. 11. №2. P. 199-204.

32. Bielinsky A.K., Gerbi S.A. Where it all starts: eukaryotic origins of DNA replication // J Cell Sci. 2001. V. 114. № Pt 4. P. 643-651.

33. Biessmann H., Prasad S., Walter M.F., Mason J.M. Euchromatic and heterochromatic domains at Drosophila telomeres // Biochem Cell.Biol". 2005. V. 83. № 4. P. 477-485.

34. Boutanaev A.M., Kalmykova A.I., Shevelyov Y.Y., Nurminsky D.I. Large clusters of co-expressed genes in the Drosophila genome // Nature.1 2002. V. 420. № 6916. P. 666669.

35. Bridges C.B. A revised map of the salivary gland X-chromosome of Drosophila melanogaster // J Hered. 1938. V. 29. P. 11-13.

36. Bridges P.N. A revised map of the left limb of the third chromosome of Drosophila melanogaster // J Hered. 1941. V. 32. P. 64-65.

37. Brinton B.T., Caddie M.S., Heintz N.H. Position and orientation-dependent effects of a eukaryotic Z-triplex DNA motif on episomal DNA replication in COS-7 cells // J Biol Chem. 1991. V. 266. № 8. P. 5153-5161.

38. Biihler M., Verdel A., Moazed D. Tethering RITS to a nascent transcript initiates RNAi- and heterochromatin-dependent gene silencing // Cell. 2006. V. 125. № 5. P. 873886.

39. Byrd K.N., Shearn A. ASH1, a drosophila trithorax group protein, is required for methylation of lysine 4 residues omhistone H3 // Proc Natl Acad. Sci USA. 2003. V. 100. №20. P. 11535-11540.

40. Cao R., Tsukada Y., Zhang Y. Role of Bmi-1 and RinglA in H2A ubiquitylation and Hox gene silencing // Mol Cell. 2005. V. 20. № 6. P. 845-854.

41. Carrington E.A., Jones R.S. The drosophila Enhancer of zeste gene encodes a chromosomal protein: examination of wild-type and mutant protein distribution // Development. 1996. V: 122. № 12! P. 4073-4083.

42. Cavalli G. Chromatin as a eukaryotic template of genetic information // Curr Opin Cell Biol. 2002. V. 14. № 3. P. 269-278.

43. Corpet A., Almouzni G. Making copies of chromatin: the challenge of nucleosomal organization and epigenetic information // Trends Cell Biol. 2009. V. 19. № 1. P" 29-41.

44. Craig J.M. Heterochromatin—many flavours, common themes // Bioessays. 2005. V. 27. № l.P. 17-28.

45. Dej K.J., Spradling A.C. The endocycle controls nurse cell polytene chromosome structure during Drosophila oogenesis // Development. 1999. V. 126. № 2. P. 293-303.

46. Delattre M., Spierer A., Jaquet Y., Spierer P. Increased expression of drosophila Su(var)3-7 triggers Su(var)3-9-dependent heterochromatin formation // J Cell Sci. 2004. V. 117. № Pt 25. P. 6239-6247.

47. Dellino G.I., Schwartz Y.B., Farkas G., McCabe D., Elgin S.C., Pirrotta V. Poly comb silencing blocks transcription initiation // Mol Cell. 2004. V. 13. № 6. P. 887893.

48. Dimitri P., Junakovic N., Area B. Colonization of heterochromatic genes- by transposable elements in Drosophila II Mol Biol Evol. 2003. V. 20. № 4. p. 503-512.

49. Dimitri P., Corradini N., Rossi F., Verni F. The paradox of functional' hcterochromatin // Bioessays. 2005. V. 27. № 1. P. 29-41.

50. Djupedal Ii, Ekwall K. Epigenetics: heterochromatin meets RNAi // Cell1 Res. 2009:, V. 19. № 3. P.' 282-295.

51. Dorman E.R., Bushey A.M., Corces V.G. The role of insulator elements-in large-scale chromatin structure in interphase // Semin Cell Dev Biol. 2007. V. 18. № 5. P. 682690.

52. Drouin R., Holmquist G.P., Richer C.L. High-resolution, replication bands compared with morphologic G- and R-bands // Adv Hum Genet. 1994. V. 22. № 47-115.

53. Drysdale R.A., Crosby M.A. FlyBase: genes and gene models // Nucleic Acids Res.2005. V. 33. № Database issue. P. D390-395.

54. Ebert A., Schotta G., Lein S., Kubicek S., Krauss V., Jenuwein T., Reuter G. Su(var) genes regulate the balance between euchromatin and heterochromatin in Drosophila II Genes Dev. 2004. V. 18. № 23. P. 2973-2983.

55. Eissenberg J.C., Ge Y.W., Hartnett T. Increased phosphorylation of HP1, a heterochromatin-associated protein of Drosophila, is correlated with heterochromatin assembly // J Biol Chem. 1994. V. 269. № 33. P. 21315-21321.

56. Enomoto S., Berman J. Chromatin assembly factor I contributes to the maintenance, but not the re-establishment, of silencing at the yeast silent mating loci // Genes Dev. 1998. V. 12. № 2. P. 219-232.

57. Falbo K.B., Shen X. Chromatin remodeling in DNA replication // J Cell Biochem.2006. V. 97. № 4. P. 684-689.

58. Fanti L., Berloco M., Piacentini L., Pimpinelli S. Chromosomal distribution of heterochromatin protein 1 (HP1) in Drosophila: a cytological map of euchromatic HP1 binding sites // Genetica. 2003. V. 117. № 2-3. P. 135-147.

59. Farazi T.A., Juranek S.A., Tuschl T. The growing catalog of small RNAs and their association with distinct Argonaute/Piwi family members // Development. 2008. V. 135. № 7. P. 1201-1214.

60. Fedorova E., Zink D. Nuclear architecture and gene regulation // Biochim Biophys Acta. 2008. V. 1783. № 11. P. 2174-2184.

61. Fedorova E., Sadoni N., Dahlsveen I.K., Koch J., Kremmer E., Eick D., Paro R., Zink D. The nuclear organization of Polycomb/Trithorax group response elements in larval tissues of Drosophila melanogaster II Chromosome Res. 2008. V. 16. № 4. P. 649-673.

62. Fischle- W., Wang Y., Jacobs S.A., Kim Y., Allis C.D., Khorasanizadeh S. Molecular basis for the discrimination of repressive methyl-lysine marks in histone H3 by Polycomb and HP1 chromodomains // Genes Dev. 2003. V. 17. № 15. P. 1870-1881.

63. Folco H.D., Pidoux A.L., Urano T., Allshire R.C. Heterochromatiirand RNAi are required to establish CENP-A chromatin at centromeres // Science. 2008. V. 319i № 5859. P. 94-97.

64. Font-Burgada J., Rossell D., Auer H., Azorin F. Drosophila HPlc isoform interacts with the zinc-finger proteins WOC and Relative-of-WOC to regulate gene expression // Genes Dev. 2008. V. 22: № 21. P. 3007-3023.

65. Friedman K.L., Diller J.D., Ferguson B.M., Nyland S.V., Brewer B.J., Fangman W.L. Multiple determinants controlling activation of yeast replication origins late in S phase // Genes Dev 1996. V. 10. № 13. P. 1595-1607.

66. Fyodorov D.V., Blower M.D., Karpen G.H., Kadonaga J.T. Acfl confers unique activities to ACF/CHRAC and promotes the formation rather than disruption of chromatin in vivo // Genes Dev. 2004. V. 18. № 2. P. 170-183.

67. Gierman H.J., Indemans M.H., Koster J'., Goetze S., Seppen J., Geerts D., van Driel R., Versteeg R. Domain-wide regulation of gene expression in the human genome // Genome Res. 2007. V. 17. № 9. P. 1286-1295.

68. Gilbert D.M. Nuclear position leaves its mark on replication timing // J Cell Biol. 2001. V. 152. №2. P. Fll-15.

69. Gilbert N., Boyle S., Sutherland H., de Las Heras J., Allan J., Jenuwein T., Bickmore W.A. Formation of facultative heterochromatin in the absence of HP1 // Embo J. 2003. V. 22. № 20. P. 5540-5550.

70. Gilbert N., Boyle S., Fiegler H., Woodfine K., Carter N.P., Bickmore W.A. Chromatin architecture of the human genome: gene-rich domains are enriched in open chromatin fibers // Cell. 2004. V. 118. № 5. P. 555-566.

71. Glaser R.L., Leach T.J., Ostrowski S.E. The structure of heterochromatic DNA is altered in polyploid cells of Drosophila melanogaster II Mol Cell Biol. 1997. V. 17. № 3. P. 1254-1263.

72. Gowher H., Leismann 0.s, Jeltsch A. DNA of Drosophila melanogaster contains 5-methylcytosine 11 Embo J. 2000. V. 19. № 24. P. 6918-6923.

73. Grewal S.I., Moazed D. Heterochromatin and epigenetic control of gene expression-// Science. 2003. V. 301. № 5634. P. 798-802.

74. Grewal S.I., Jia S. Heterochromatin revisited //Nat Rev Genet. 2007. V. 8. № 1. P. 35-46.

75. Grimaud C., Negre N., Cavalli G. From genetics to epigenetics: the tale of Polycomb groupand trithorax group genes // Chromosome Res. 2006a. V. 14. № 4. P. 363375.

76. Grimaud C., Bantignies F., Pal-Bhadra M:, Ghana P:, Bhadra-U., Cavalli G. RNAi components are required for nuclear clustering of Polycomb group response elements // Cell. 2006b. V. 124. № 5. P. 957-971.

77. Hammond M.P., Laird C.D. Chromosome structure and DNA replication in. nurse and follicle cells of Drosophila melanogaster // Chromosoma. 1985. V. 91. № 3-4. P. 267278.

78. Hansen K.H., Bracken A.P., Pasini D., Dietrich N., Gehani S.S., Monrad A., Rappsilber J., Lerdrup M., Helin K. A model for transmission of the H3K27me3 epigenetic mark //Nat Cell Biol. 2008. V. 10. № 11. P. 1291-1300.

79. Havas K., Whitehouse I., Owen-Hughes T. ATP-dependent chromatin remodeling activities // Cell Mol Life Sci. 2001. V. 58. № 5-6. P. 673-682.

80. Hayden C.A., Bosco G. Comparative genomic analysis of novel conserved peptide upstream open reading frames in Drosophila melanogaster and other dipteran species // BMC Genomics. 2008. V. 9. № 61.

81. Hediger F., Gasser S.M. Heterochromatin protein 1: don't judge the book by its cover! // Gurr Opin Genet Dev. 2006. V. 16. № 2. P. 143-150.

82. Heitz E. Das Heterochromatin der Moose //Jb Wiss Bot. 1928. V. 69. P. 762-818.

83. Heun P., Laroche T., Raghuraman M.K., Gasser S.M. The positioning and dynamics of origins of replication in the budding yeast nuclcus // J Cell Biol. 2001. V. 152. №2. P. 385-400.

84. Hines K.A., Cryderman D.E., Flannery K.M., Yang H., Vitalini M.W., Hazelrigg T., Mizzen C.A., Wallrath L.L. Domains of heterochromatin protein 1 required for Drosophila melanogaster heterochromatin spreading // Genetics. 2009. V. 182. № 4. P. 967977.

85. Hiragami K., Festenstein R. Heterochromatin protein 1: a pervasive controlling influence II Cell Mol Life Sci. 2005. V. 62. № 23. P. 2711-2726.

86. Hiratani I., Ryba T., Itoh M., Yokochi T., Schwaiger M., Chang C.W., Lyou Y., Townes T.M., Schiibeler D., Gilbert DM. Global reorganization of replication domains during embryonic stem cell differentiation // PLoS Biol. 2008. V. 6. № 10. P. e245.

87. Hiratani I., Gilbert D.IvL Replication timing'as an epigenetic. mark // Epigenetics. 2009. V. 4. № 2. P. 93-97.

88. Hochstrasser M., Sedat J.W. Three-dimensional organization of Drosophila melcmogaster interphase nuclei. I. Tissue-specific aspects of polytene nuclear architecture // J Cell'Biol. 1987. V. 104. № 6. P. 1455-1470.

89. HO.Huisinga K.L., Elgin S.C. Small RNA-directed heterochromatin formation in the context of development: what flies might learn from fission -yeast // Biochim Biophys Acta. 2009. V. 1789. № 1. P. 3-16.

90. Hurst L.D., Pal C., Lercher M.J. The evolutionary dynamics of eukaryotic gene order // Nat Rev Genet. 2004. V. 5. № 4. P. 299-310.

91. Huvet M., Nicolay S., Touchon M., Audit B., d'Aubenton-Carafa Y., Arneodo A., Thermes C. Human gene organization driven by the coordination of replication and transcription // Genome Res. 2007. V. 17. № 9. P. 1278-1285.

92. James T.C., Elgin S.C. Identification of a nonhistone chromosomal protein associated with heterochromatin in Drosophila melanogaster and its gene // Mol Cell Biol. 1986. V. 6. № 11. P. 3862-3872.

93. James T.C., Eissenberg J.C., Craig C., Dietrich V., Hobson A., Elgin S.C. Distribution patterns of HP1, a heterochromatin-associated nonhistone chromosomal protein of Drosophila II Eur J Cell Biol. 1989. V. 50. № 1. P. 170-180.

94. Johansson A.M., Stenberg P., Pettersson F., Larsson J. POF and HP1 bind expressed exons, suggesting a balancing mechanism for gene regulation // PLoS Genet. 2007. V. 3.№ 11. P. e209.

95. Jones D.O., Cowell I.G., Singh P.B!. Mammalian chromodomain proteins: their role in genome organisation and expression // Bioessays. 2000. V. 22. № 2. P. 124-137.

96. Kadauke S., Blobel G.A. Chromatin loops in gene regulation // Biochim Biophys Acta. 2009. V. 1789. № 1. P. 17-25.

97. Kalmykova A.I., Nurminsky D.I., Ryzhov D.V., Shevelyov Y.Y. Regulated chromatin domain comprising cluster of co-expressed genes in Drosophila melanogaster // Nucleic Acids Res. 2005. V. 33. № 5. P. 1435-1444.

98. Kanduri C., Whitehead J., Mohammad F. The long and the short of it: RNA-directed chromatin asymmetry in mammalian'X-chromosome inactivation // FEBS Iiett. 2009. V. 583. № 5. P: 857-864.

99. Karpen G.H., Spradling A.C. Reduced DNA polytenization of a minichromosome region undergoing position-effect variegation in Drosophila II Cell. 1990. V. 63. № 1. P. 97107.

100. Kaufmann B.P. Distribution of induced breaks along the X-chromosome of Drosophila melanogaster I/ Proc Natl AcadSci USA. 1939. V. 25. № 11. P: 571-577.

101. Kavi H.H., Fernandez Hi, Xie W., Birchler J.A. Genetics and biochemistry of RNAi m Drosophila II Curr Top Microbiol Immunol. 2008. V. 320. № 37-75.

102. Kimura' A., Horikoshi Mi Partition*of distinct chromosomal regions: negotiable border and fixed border // Genes Cells. 2004. V. 9. № 6. P. 499-508.

103. Kloc A., Martienssen R. RNAi, heterochromatin and the cell cycle // Trends Genet. 2008. V. 24. № 10. P. 511-517.

104. Kloc A., Zaratiegui M., Nora E., Martienssen R. RNA interference guides histone modification during the S phase of chromosomal replication // Curr Biol. 2008. V. 18. № 7. P. 490-495.

105. Klose R.J., Yamane K., Bae Y., Zhang D., Erdjument-Bromage H., Tempst P., Wong J., Zhang Y. The transcriptional repressor JHDM3A demethylates trimethyl histone H3 lysine 9 and lysine 36 // Nature. 2006. V. 442. № 7100. P. 312-316.

106. Koryakov D.E., Reuter G., Dimitri P., Zhimulev I.F. The SuUR gene influences the distribution of heterochromatic proteins HP1 and SU(VAR)3-9 on nurse cell polytene chromosomes of Drosophila melanogaster II Chroinosoma. 2006. V. 115. № 4. P. 296-310.

107. Koryakov D.E., Ebert A., Walther M., Lein S., Reuter G., Zhimulev I.F. The SUUR protein is involved in binding of SU(VAR)3-9 and methylation of H3K9 and H3K27 in chromosomes of Drosophila melanogaster I 12010 (В печати).

108. Kramer J.A., McCarrey J.R., Djakiew D., Krawetz S.A. Differentiation: the selective potentiation of chromatin domains // Development. 1998. V. 125. № 23. P. 47494755.

109. Kumaran R.I., Thakar R., Spector D.L. Chromatin dynamics and gene positioning // Cell. 2008. V. 132. № 6. P. 929-934.

110. Kunert N., Marhold J., Stanke J., Stach D., Lyko F. A Dnmt2-like protein mediates DNA methylation ^Drosophila II Development. 2003. V. 130. № 21. P. 5083-5090.

111. Kwong C., Adryan B., Bell I., Meadows L., Russell S., Manak J.R., White R. Stability and dynamics of polycomb target sites in Drosophila development // PLoS Genet. 2008. V. 4. № 9. P. el000178.

112. Labrador M., Corces V.G. Setting the boundaries of chromatin domains and nuclear organization // Cell. 2002. V. 111. № 2. P. 151-154.

113. Lakhotia S.C., Tiwari P.K. Replication in Drosophila chromosomes. XI. Differences in temporal order of replication in two polytene cell types in Drosophila nasnta I I Chromosoma. 1984. V. 89. P. 212-217.

114. Leach T.J., Chotkowski H.L., Wotring M.G., Dilwith R.L., Glaser R.L. Replication of heterochromatin and structure of polytene chromosomes // Mol Cell Biol. 2000a. V. 20. № 17. P. 6308-6316.

115. Leach T.J., Mazzeo M., Chotkowski H.L., Madigan J.P., Wotring M.G., Glaser R.L. Histone H2A.Z is widely but nonrandomly distributed in chromosomes of Drosophila melanogaster IIJ Biol Chem. 2000b. V. 275. № 30. P. 23267-23272.

116. Lee C.S. A possible role of repetitious DNA in recombinatory joining during chromosome rearrangement in Drosophila melanogaster II Genetics. 1975. V. 79. № 3. P. 467-470.

117. Lee E.H., Kornberg A., Hidaka M., Kobayashi T., Horiuchi T. Escherichia coli replication termination protein impedes the action of helicases // Proc Natl Acad Sci USA. 1989. V. 86. № 23. P. 9104-9108.

118. Lee J.M., Sonnhammer E.L. Genomic gene clustering analysis of pathways in eukaryotes // Genome Res. 2003. V. 13. № 5. P. 875-882.

119. Li Y., Kirschmann D.A., Wallrath' L.L. Does heterochromatin protein-1 always follow code? // Proc Natl Acad Sci USA. 2002. V. 99 Suppl 4. № 16462-16469.

120. Lilly M.A., Spradling A.C. The Drosophila endocycle is controlled by Cyclin E and lacks a checkpoint ensuring S-phase completion // Genes Dev. 1996. V. 10. № 19. P! 2514-2526.

121. Lindsley, D.L., Zimm, G.G. The Genome of Drosophila melanogaster. Academic Press, 1992. P. 1-1133.

122. Liu L.P., Ni J.Q., Shi Y.D., Oakeley E.J., Sun F.L. Sex-specific role of Drosophila melanogaster HP1 in regulating chromatin structure and gene transcription // Nat Genet. 2005. V. 37. № 12. Pi 1361-1366.

123. Loupart M.L., Krause S.A., Heck M.S. Aberrant replication timing induces defective chromosome condensation in Drosophila ORC2 mutants // Curr Biol. 2000. V. 10. №24. P. 1547-1556.

124. Lusser A., Kadonaga J.T. Chromatin remodeling by ATP-dependent molecular machines // Bioessays. 2003. V. 25. № 12. P. 1192-1200.

125. MacAlpine D.M., Rodriguez H.K., Bell S.P. Coordination of replication and, transcription along a Drosophila chromosome // Genes Dev. 2004. V. 18. № 24. P. 30943105.

126. Mackay W.J., Bewley G.C. The genetics of catalase in Drosophila melanogaster: isolation and characterization of acatalasemic mutants // Genetics. 1989. V. 122. № 3. P. 643-652.

127. Madigan J.P., Chotkowski H.L., Glaser R.L. DNA double-strand break-induced phosphorylation of Drosophila histone variant H2Av helps prevent radiation-induced apoptosis //Nucleic Acids Res. 2002. V. 30. № 17. P. 3698-3705.

128. Maison C., Almouzni G. HP1 and the dynamics of heterochromatin maintenance // Nat Rev Mol Cell Biol. 2004. V. 5. № 4. P. 296-304.

129. Makunin I.V., Volkova E.I., Belyaeva E.S., Nabirochkina E.N., Pirrotta V., Zhimulev I.F. The Drosophila Suppressor of Underreplication protein binds to late-replicating regions of polytene chromosomes // Genetics. 2002. V. 160. № 3. P. 1023-1034.

130. Marhold J., Kramer K., Kremmer E., Lyko F. The Drosophila MBD2/3 protein mediates interactions between the MI-2 chromatin complex and CpT/A-methylated DNA // Development. 2004. V. 131. № 24. P. 6033-6039.

131. Maside X., Assimacopoulos S., Charlesworth B. Fixation of transposable elements in the Drosophila melanogaster genome // Genet Res. 2005. V. 85. № 3. P. 195-203.

132. Matranga C., Zamore P.D. Small silencing RNAs // Curr Biol. 2007. V. 17. № 18. P. R789-793.

133. Michalak P. Coexpression, coregulation, and cofunctionality of neighboring genes in eukaryotic genomes // Genomics. 2008. V. 91. № 3. P. 243-248.H

134. Misteli T. Spatial positioning; a new dimension in genome function // Cell. 2004. V. 119. №2. P. 153-156.

135. Muchardt C., Guilleme M., Seeler J.S., Trouche D., Dejean A., Yaniv M. Coordinated methyl and RNA binding is required for heterochromatin localization of mammalian HP 1 alpha // EMBO Rep. 2002. V. 3. № 10. P. 975-981.

136. Miiller J., Kassis J.A. Polycomb response elements and targeting of Polycomb group proteins in Drosophila // Curr Opin Genet Dev. 2006. V. 16. № 5. P. 476-484.

137. Murzina N., Verreault A., Laue E., Stillman B. Heterochromatin dynamics in mouse cells: interaction between chromatin assembly factor 1 and HP1 proteins // Mol Cell. 1999. V. 4. №4. P. 529-540.

138. Nakatani Y., Tagami H., Shestakova E. How is epigenetic information on chromatin inherited after DNA replication? // Ernst Schering Res Found Workshop. 2006. V. № 57. P. 89-96.

139. Narlikar G.J., Fan H.Y., Kingston R.E. Cooperation between complexes that regulate chromatin structure and transcription // Cell. 2002. V. 108. № 4. P. 475-487.

140. Negre N., Hennetin J., Sun L.V., Lavrov S., Bellis M., White K.P., Cavalli G. Chromosomal distribution of PcG proteins during Drosophila development // PLoS Biol. 2006. V. 4. № 6. P. el70.

141. Nielsen A.L., Sanchez G., Ichinose H., Cervino M., Lerouge T., Chambon^ P., Losson R5. Selective interaction between the chromatin-remodeling factor BRG1 and the heterochromatin-associated protein.HP 1 alpha // EmboJ. 2002. V. 21. № 21. P. 5797-5806:»

142. Noma K., Sugiyama T., Cam H., Verdel A., Zofall M., JiaS., Moazed D., Grewal S.Ii RITS acts in cis to promote RNA interference-mediated transcriptional and' post-transcriptional silencing // Nat Genet. 2004. V. 36. № 11. P. 1174-1180.

143. Orlando V., Jane E.P., Chinwalla V., Harte P.J., Paro R. Binding of trithorax and . Polycomb* proteins to the bithorax complex: dynamic changes during early Drosophila embryogenesis.// Embo J. 1998: V. 17. № 17. P: 5141-5150:

144. Pal-Bhadra? M., Bhadra U., Birchler J.A. Cosuppression in Drosophila: gene silencing of Alcohol dehydrogenase by white-Adh transgenes is Polycomb dependent // Cell. 1997. V. 90. №3. P. 479-490.

145. Pal-Bhadra M., Bhadra U., Birchler J.A. RNAi related mechanisms affect both transcriptional and posttranscriptional transgene silencing in Drosophila // Mol Cell. 2002. V. 9. №2. P. 315-327.

146. Pal-Bhadra M., Leibovitch B.A., Gandhi S.G., Rao M., Bhadra U., Birchler J.A., Elgin S.C. Heterochromatic silencing and HP1 localization in Drosophila are dependent on the RNAi machinery // Science. 2004. V. 303. № 5658. P. 669-672.

147. Palstra R.J., Simonis M., Klous P., Brasset E., Eijkelkamp B., de Laat W. Maintenance of long-range DNA interactions after inhibition of ongoing RNA polymerase II transcription // PLoS One. 2008. V. 3. № 2. P. el661.

148. Peng J.C., Karpen G.H. H3K9 methylation and RNA interference regulate nucleolar organization and repeated DNA stability // Nat Cell Biol. 2007. V. 9. № 1. P. 2535.

149. Pepper J.W. The evolution of evolvability in genetic linkage patterns // Biosystems. 2003. V. 69. № 2-3. P. 115-126.

150. Pirrotta V., Rastelli L. White gene expression, repressive chromatin domains and homeotic gene regulation in Drosophila II Bioessays. 1994. V. 16. № 8. P. 549-556.

151. Pirrotta V. PcG complexes and chromatin silencing I I Curr Opin Genet Dev. 1997. V. 7. № 2. P. 249-258.

152. Pirrotta V., Poux S., Melfi R*., Pilyugin M. Assembly of Polycomb complexes and silencing mechanisms // Genetica. 2003. V. 117. № 2-3. P. 191-197.

153. Pirrotta V., Gross D.S. Epigenetic silencing mechanisms in budding yeast and,fruit fly: different paths, same destinations // Mol Cell. 2005. V. 18. № 4. Pi 395-398.

154. Pokholkova G.V., Makunin I.V., Belyaeva E.S., Zhimulev I.F. Observations on the induction of position effect variegation of euchromatic genes in Drosophila melanogaster //• Genetics. 1993. V. 134. № 1. P. 231-242.

155. Poux S., Melfi R., Pirrotta V. Establishment of Polycomb silencing requires a transient interaction between PC and ESC // Genes Dev. 2001. V. 15. № 19. P. 2509-2514.

156. Probst A.V., Dunleavy E., Almouzni G. Epigenetic inheritance during the cell cycle // Nat Rev Mol Cell Biol. 2009. V. 10. № 3. P. 192-206.

157. Purmann A., Toedling J., Schueler M., Carninci P., Lehrach H., Hayashizaki Y., Huber W., Sperling S. Genomic organization of transcriptomes in mammals: Coregulation and cofunctionality // Genomics. 2007. V. 89. № 5. P. 580-587.

158. Quivy J.P., Roche D., Kirschner D., Tagami H., Nakatani Y., Almouzni G. A CAF-1 dependent pool of HP1 during heterochromatin duplication // Embo J. 2004. V. 23. № 17. P. 3516-3526.

159. Raghuraman M.K., Brewer B.J., Fangman W.L. Cell cycle-dependent establishment of a late replication program // Science. 1997. V. 276. № 5313. P. 806-809.

160. Rastelli L., Chan C.S., Pirrotta V. Related chromosome binding sites for zeste, suppressors of zeste and Polycomb group proteins in Drosophila and their dependence on Enhancer of zeste function II Embo J. 1993. V. 12. № 4. P. 1513-1522.

161. Reddy K.L., Zullo J.M., Bertolino E., Singh H. Transcriptional repression mediated by repositioning of genes to the nuclear lamina // Nature. 2008. V. 452. № 7184. P. 243247.

162. Redfern C.P. DNA replication in polytene chromosomes: similarity of termination patterns in somatic and germ-line derived polytene chromosomes of Anopheles stephensi Listón {Díptera: Culicidae) // Chromosoma. 1981. V. 84. № 1. P. 33-47.

163. Remus D., Beall E.L., Botchan MIR. DNA topology, not DNA sequence, is a critical determinant for Drosophila ORC-DNA binding // Embo J. 2004. V. 23. № 4. P. 897907.

164. Richards E.J., Elgin S.C. Epigenetic codes for heterochromatin formation and silencing: rounding up the usual suspects // Cell. 2002. V. 108. № 4. P: 489-500.

165. Riddle N.C., Shaffer C.D., Elgin S.C. A lot about a little dot lessons learned from Drosophila melanogaster chromosome 4 // Biochem Cell Biol. 2009. V. 87. № l.P. 229241.

166. Ringrose L., Ehret H., Paro R. Distinct contributions of histone H3 lysine 9 and'27 methylation to locus-specific stability of polycomb complexes // Mol Cell. 2004. V. 16. № 4. P. 641-653.

167. Ringrose L., Paro R. Polycomb/Trithorax response elements and epigenetic memory of cell identity // Development. 2007. V. 134. №-2. P. 223-232.

168. Royzman I., Orr-Weaver T.L. S phase and differential DNA replication during Drosophila oogenesis // Genes Cells. 1998. V. 3. № 12. P. 767-776.

169. Royzman I., Hayashi-Hagihara A., Dej K.J., Bosco G., Lee J.Y., Orr-Weaver T.L. The E2F cell cycle regulator is required for Drosophila nurse cell DNA replication and apoptosis // Mech Dev. 2002. V. 119. № 2. P. 225-237.

170. Rusche L.N., Lynch P.J. Assembling heterochromatin in the appropriate places: A boost is needed // J Cell Physiol. 2009. V. 219. № 3. P. 525-528.

171. Savitsky M., Kravchuk O., Melnikova L., Georgiev P. Heterochroinatin protein 1 is involved in control of telomere elongation in Drosophila melanogaster // Mol Cell Biol. 2002. V. 22. № 9. P. 3204-3218.

172. Schmitt S., Prestel M., Paro R. Intergenic transcription through a polycomb group response element counteracts silencing // Genes Dev. 2005. V. 19. № 6. P. 697-708.

173. Schneider R., Grosschedl R. Dynamics and interplay of nuclear architecture, genome organization, and gene expression'// Genes Dev. 2007. V. 21. № 23. P. 3027-3043.

174. Schotta G., Ebert A., Krauss V., Fischer A., Hoffmann J., Rea S., Jenuwein T., Dorn R., Reuter G. Central role of Drosophila SU(VAR)3-9 in histone H3-K9 methylation and heterochromatic gene silencing // Embo J. 2002. V. 21. № 5. P: 1121-1131.

175. Schotta G., Ebert A., Reuter G. SU(VAR)3-9 is a conserved key function in heterochromatic gene silencing // Genetica. 2003. V. 117. № 2-3. P. 149-158.

176. Schotta G., Lachner M., Sarma K., Ebert A., Sengupta R., Reuter G., Reinberg D., Jenuwein T. A silencing pathway to induce H3-K9 and H4-K20 trimethylation at constitutive heterochromatin // Genes Dev. 2004. V. 18. № 11. P. 1251-1262.

177. Schiibeler D., Scalzo D., Kooperberg C., van Steensel B., Delrow J., Groudine M. Genome-wide DNA replication profile for Drosophila melanogaster: a link between transcription and replication timing //Nat Genet. 2002. V. 32. № 3. P. 438-442.

178. Schuettengruber B., Ganapathi M., Leblanc B., Portoso M., Jaschek R., Tolhuis B., van Lohuizen M., Tanay A., Cavalli G. Functional anatomy of polycomb and trithorax chromatin landscapes in Drosophila embryos // PLoS Biol. 2009. V. 7. № 1. P. el3.

179. Schulze S.R., McAllister B.F., Sinclair D.A., Fitzpatrick K.A., Marchetti M., Pimpinelli S., Honda B.M. Heterochromatic genes in Drosophila: a comparative analysis of two genes // Genetics. 2006. V. 173. № 3. P. 1433-1445.

180. Schwaiger M., Stadler M.B., Bell O., Kohler H., Oakeley E.J., Schiibeler D. Chromatin state marks cell-type- and gender-specific replication of the Drosophila genome // Genes Dev. 2009. V. 23. № 5. P. 589-601.

181. Schwartz Y.B., Kahn T.G., Nix D.A., Li X.Y., Bourgon R., Biggin M., Pirrotta V. Genome-wide analysis of Polycomb targets in Drosophila melanogaster // Nat Genet. 2006. V. 38. № 6. P. 700-705.

182. Schwartz Y.B., Pirrotta V. Polycomb silencing mechanisms and the management of genomic programmes //Nat Rev Genet. 2007. V. 8. № 1. P. 9-22.

183. Scully R., Xie A. In my end is my beginning: control of end resection and DSBR pathway 'choice' by cyclin-dependent kinases // Oncogene. 2005. V. 24. № 17. P. 28712876.

184. Semeshin V.F., Baricheva E.M., Belyaeva E.S., Zhimulev I.F. Electron microscopical analysis of Drosophila polytene chromosomes. II. Development of complex puffs // Chromosoma. 1985. V. 91. № 3-4. P: 210-233.

185. Seum C., Delattre M., Spierer A., Spierer P. Ectopic HP1 promotes chromosome loops and variegated silencing in Drosophila II Embo J. 2001. V. 20. № 4. P. 812-818.

186. Shanower G.A./ Muller M., Blanton J.L., Honti V., Gyurkovics H., Schedl P. Characterization of the grappa gene, the Drosophila histone H3 lysine 79 methyltransferase // Genetics. 2005. V. 169. № 1. P. 173-184.

187. Shao Z., Raible F., Mollaaghababa R., Guyon J.R., Wu C.T., Bender W., Kingston R.E. Stabilization of chromatin structure by PRC1, a Polycomb complex // Cell. 1999. V. 98. № l.P. 37-46.

188. Shibahara K., Stillman B. Replication-dependent marking of DNA by PCNA facilitates CAF-l-coupled inheritance of chromatin // Cell. 1999. V. 96. № 4. P. 575-585.

189. Shinomiya T., Ina S. DNA replication of histone gene repeats in Drosophila melanogaster tissue culture cells: multiple initiation sites and replication pause sites // Mol Cell Biol. 1993. V. 13. № 7. P. 4098-4106.

190. Shirahige K., Hori Y., Shiraishi K., Yamashita M., Takahashi K., Obuse C., Tsurimoto T., Yoshikawa H. Regulation of DNA-replication origins during cell-cycle progression //Nature. 1998. V. 395. № 6702. P. 618-621.

191. Shukla A., Chaurasia P., Bhaumik S.R. Histone methylation and ubiquitination with their cross-talk and roles in gene expression and stability // Cell Mol Life Sci. 2009. V. 66. № 8. P. 1419-1433.

192. Sinha P., Mishra A., Lakhotia S.C. Chromosomal organization* of Drosophila tumors. I. Polytene chromosome organization and' DNA* synthesis in- ovarian pseudonurse cells in otu mutants of Drosophila melanogaster // Chromosoma. 1987. V. 95. P: 108-1-16.

193. Smith A.V., Orr-Weaver T.L. The regulation of the cell' cycle during Drosophila embryogenesis: the transition to polyteny // Development. 1991. V. 112'. № 4. P. 997-1008.

194. Snyder A.R. Silent no more: expression of RNA from- telomeres may regulate telomere length // Cancer Biol Ther. 2008. V. 7. № 5-, P: 619-621.

195. Spellman P.T., Rubin G.M. Evidence for large domains of similarly expressed genes in the Drosophila genome // J Biol. 2002. V. 1. № 1. P. 5.

196. Stabell M., Eskeland R.,. Bjorkmo M., Larsson. Jl, Aalen R.B., Imhof A., Lambertsson A. The Drosophila G9a gene, encodes a multi-catalytic histone methyltransferase required for normal development // Nucleic Acids Res. 2006. V. 34. № 16. P; 4609-4621.

197. Stankunas K., Berger J., Ruse C., Sinclair D.A., Randazzo F., Brock H.W. The enhancer of polycomb gene of Drosophila encodes a chromatin protein conserved in yeast and mammals // Development. 1998. V. 125: № 20. P. 4055-4066.

198. Stark A., Brennecke J., Russell R.B., Cohen S.M. Identification of Drosophila MicroRNA targets // PLoS Biol. 2003^ V. I. № 3. p. E60.

199. Stewart M.D., Li J., Wong J. Relationship between histone H3 lysine 9 methylation, transcription repression, and heterochromatin protein 1 recruitment // Mol Cell Biol. 2005. V. 25. № 7. P. 2525-2538.

200. Strutt H., Cavalli G., Paro R. Co-localization of Polycomb protein and GAGA factor on regulatory elements responsible for the maintenance of homeotic gene expression //Embo J. 1997. V. 16. № 12. P. 3621-3632.

201. Swaminathan J., Baxter E.M., Corces V.G. The role of histone H2Av variant replacement and histone H4 acetylation in the establishment of Drosophila heterochromatin // Genes Dev. 2005. V. 19. № 1. P. 65-76.

202. Szutorisz H., Canzonetta C., Georgiou A., Chow C.M., Tora L., Dillon N. Formation of an active tissue-specific chromatin domain initiated by epigenetic marking at the embryonic stem cell stage // Mol Cell Biol. 2005. V. 25. № 5. P. 1804-1820.

203. Tabancay A.P., Forsburg S.L. Eukaryotic DNA replication in a chromatin context // Curr Top Dev Biol. 2006. V. 76. № 129-184.

204. Taddei A., Roche D., Sibarita J.B., Turner B.M., Almouzni G. Duplication» and. maintenance of heterochromatin domains // J Cell Biol. 1999. V. 147. № 6. P. 1153-1166.

205. Thompson M., Haeusler R.A., Good P.D., Engelke D.R. Nucleolar clustering of dispersed tRNA genes // Science. 2003. V. 302. № 5649. P. 1399-1401.

206. Thon G. Histone modifications: cycling with chromosomal replication // Curr Biol. 2008. V. 18» № 9. P. R380-382.

207. Tiwari P.K., Lakhotia S.C. Replication in Drosophila chromosomes. XIII. Comparison of late replicating sites in two polytene cell types in D. Hydei // Genetica. 1984. V. GSi P. 227-234.

208. Tolhuis B., de Wit E.? Muijrers I., Teunissen FT., Talhout W., van Steensel B., vani1.huizen M. Genome-wide profiling of PRC1 and PRC2 Polycomb chromatin binding in 1 Drosophila melanogaster // Nat Genet. 2006. V. 38. № 6. P. 694-699.

209. Turner B.M. Cellular memory and the histone code // Cell. 2002: V. 111. № 3. p. 285-291.

210. Verdel A., Jia S., Gerber S., Sugiyama T., Gygi S., Grewal S.I., Moazed D. RNAi-mediated targeting of heterochromatin by the RITS complex // Science. 2004. V. 303. № 5658. P. 672-676.

211. Vermaak D., Ahmad K., Henikoff S. Maintenance of chromatin states: an open-and-shut case // Curr Opin Cell Biol. 2003. V. 15. № 3. P. 266-274.

212. Vestner B., Waldmann T., Grass C. Histone octamer dissociation is not required for in vitro replication of simian virus 40 minichromosomes // J Biol Chem. 2000. V. 275. № 11. P. 8190-8195.

213. Volkova E.I., Zhimulev I.F. Development time of stocks, containing different dosesof Suppressor of underreplication (Su(UR)ES) gene in Drosophila melanogaster // < i Drosophila Inform. Serv. 2001. V. 84. P. 48-^9.

214. Wallace J.A., Orr-Weaver T.L. Replication of heterochromatin: insights into mechanisms of epigenetic inheritance // Chromosoma. 2005. V. 114. № 6. P. 389-402.

215. Wang G., Ma A., Chow C.M., Horsley D., Brown N.R., Co well I.G., Singh P.B. Conservation of heterochromatin protein 1 function // Mol Cell Biol. 2000. V. 20. № 18. P. 6970-6983.

216. Wang L., Brown J.L., Cao R., Zhang Y., Kassis J .A., Jones R.S. Hierarchical recruitment of polycomb group silencing complexes // Mol Cell. 2004a. V. 14. № 5. P. 637646.

217. Wang H., Wang L., Erdjument-Bromage H., Vidal M., Tempst P., Jones R.S., Zhang Y. Role of histone H2A ubiquitination in Polycomb silencing // Nature. 2004b. V. 431. №7010. P. 873-878.

218. Whetstine J.R., Nottke A., Lan F., Huarte M., Smolikov S., Chen Z., Spooner E., Li E., Zhang G., Colaiacovo M., Shi Y. Reversal of histone lysine trimethylation by the JMJD2 family of histone demethylases // Cell. 2006. V. 125. № 3. P. 467-481.

219. White K., Grether M.E., Abrams J.M., Young L., Farrell K., Steller H. Genetic control of programmed cell death in Drosophila // Science. 1994. V. 264. № 5159. P. 677683.

220. Wing J.P., Karres J.S., Ogdahl J.L., Zhou L., Schwartz L.M., Nambu J.R. Drosophila sickle is a novel grim-reaper cell death activator // Curr Biol. 2002. V. 12. № 2. P. 131-135.

221. Wintersberger E. Why is there late replication? // Chromosoma. 2000. V. 109. № 5. P. 300-307.

222. Yasuhara J.C., Wakimoto B.T. Oxymoron no more: the expanding world of heterochromatic genes // Trends Genet. 2006. V. 22. № 6. P. 330-338.

223. Yasuhara J.C., Wakimoto B.T. Molecular landscape of modified histones in Drosophila heterochromatic genes and euchromatin-heterochromatin transition zones // PLoS Genet. 2008. V. 4. № 1. P. el6.

224. Yompakdee C., Huberman J.A. Enforcement of late replication origin firing by clusters of short G-rich DNA sequences // J Biol Chem. 2004. V. 279. № 40. P. 4233742344.

225. Yurlova A.A., Makunin I.V., Kolesnikova T.D., Posukh O.V., Belyaeva E.S., Zhimulev I.F. Conservation of domain structure in-a fast-evolving heterochromatic SUUR protein in drosophilids // Genetics. 2009. V. 183. № 1. P. 119-129.

226. Zhang J., Xu F., Hashimshony T., Keshet I., Cedar H. Establishment of transcriptional competence in early and late S phase // Nature. 2002. V. 420. № 6912. P. 198-202.

227. Zhimulev I.F., Semeshin V.F., Kulichkov V.A., Belyaeva E.S. Intercalary heterochromatin in Drosophila. I. Localization and general characteristics // Chromosoma. 1982. V. 87. P. 197-228.

228. Zhimulev I.F. Polytene chromosomes, heterochromatin, and position effect variegation-// Adv Genet. 1998. V. 37. P. 1-566.

229. Zhimulev I.F., Belyaeva E.S. Intercalary heterochromatin and genetic silencing // Bioessays. 2003. V. 25. № 11. P. 1040-1051.

230. Zhimulev I.F., Koryakov D.E. Polytene chromosomes. Chichester: John Wiley & Sons, In: Encyclopedia of life sciences, 2009. 10 c. (http://www.els.net).

231. Zhou G.L., Xin L., Song W., Di L.J., Liu G., Wu X.S., Liu D.P., Liang C.C. Active chromatin hub of the mouse alpha-globin locus forms in a transcription factory of clustered housekeeping genes // Mol Cell Biol. 2006. V. 26. № 13. P. 5096-5105.

232. Zink B., Paro R. In vivo binding pattern of a trans-regulator of homoeotic genes in Drosophila melanogaster II Nature. 1989. V. 337. № 6206. P. 468-471.

233. Zink D., Paro R. Drosophila Polycomb-group regulated chromatin inhibits the accessibility of a trans-activator to its target DNA // Embo J. 1995. V. 14. № 22. P. 56605671.

Информация о работе

Андреенкова, Наталья Григорьевна
кандидата биологических наук
Новосибирск, 2010
ВАК 03.02.07

Диссертация

Молекулярно-генетическая характеристика индивидуального района интеркалярного гетерохроматина 75C1-2 политенных хромосом дрозофилы - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы