Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Механизмы фототрансдукции в зрительной клетке

ВАК РФ 03.00.02, Биофизика

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Каламкаров, Григорий Рафаэлевич

ВВЕДЕНИЕ.

Актуальность проблемы.

Цель и задачи работы.

Научная новизна работы.

Научно-практическая значимость работы.

Положения, выносимые на защиту.

ГЛАВА I. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

Введение.

1.1. Структура фоторецепторов и свойства зрительного пигмента родопсина.

1.2. Преобразование света в зрительной клетке и генерация фотоответа.

1.3. цГМФ-регулируемые ионные каналы.

1.4. Роль кальция в механизме фототрансдукции.

1.5. Изменения концентрации внутриклеточного кальция.

1.6. На+/Са++/К+-обменник.

1.7. Влияние кальция на механизм фототрансдукции.

1.8. Роль кальция в восстановлении фотоответа.

1.9. Гуанилатциклаза.

1.10. Цитоскелетная организация фоторецепторной клетки.

ГЛАВА 2. ГЕНЕРАЦИЯ ФОТОПОТЕНЦИАЛА НА

ФОТОРЕЦЕПТОРНОМ ДИСКЕ.

2.1. Генерация фотопотенциала родопсином и бактериородопсином.

2.2. Фотоиндуцированный электрический ответ метародопсина.

2.3. Отсутствие трансмембранного переноса протона в фоторецепторном диске при освещении.

2.4. Поглощение протона фоторецепторными дисками при освещении и восстановление эффекта после регенерации обесцвеченного родопсина в присутствии

11-цис ретиналя.

2.5. Разделение инвертированных и нормально ориентированных дисков на конканавалин А-сефарозе.

2.6. Фотоиндуцированные изменения рН в отдельных фракциях фоторецепторных дисков после хроматографии на конканавалин А-сефарозе.

2.7. Высвобождение протона фоторецепторными дисками при фотоиндуцированном переходе метародопсина П в метародопсин Ш.

2.8. Связь поглощения протона с образованием изохромной формы метародопсина П.

2.9. Фотоиндуцированное ускорение спада фотопотенциала; увеличение проводимости мембраны.

2.10. Природа фотоиндуцированных изменений проводимости.

2.11. Существенны ли протонирование родопсина и генерация фотопотенциала для его взаимодействия с трансдуцином?.

2.12. Обсуждение результатов.

ГЛАВА 3. СРАВНЕНИЕ ПРОВОДИМОСТИ

ФОТОРЕПЦЕТОРНОЙ МЕМБРАНЫ ДИСКА И ПЛАЗМАТИЧЕСКОЙ МЕМБРАНЫ ФОТОРЕЦЕПТОРА.

3.1. Сравнение фотоответов от фоторецепторной и плазматической мембран, сорбированных на плоской липидной мембране.

3.2. Обсуждение результатов.

ГЛАВА 4. ВЗАИМОДЕЙСТВИЕ РОДОПСИНА С

ЦИТОПЛАЗМАТИЧЕСКИМИ БЕЛКАМИ В ФОТОРЕЦЕПТОРНОЙ КЛЕТКЕ (ТРАНСДУЦИНОМ И АРЕСТИНОМ).

4.1. Модификация родопсина спиновыми метками. Малеимидные спиновые метки. Определение мест связывания меток при помощи протеолиза родопсина папаином.

4.2. Ртутьорганическая спиновая метка (HgSL).

Локализация места связывания метки.

4.3. Модификация фосфорилированного родопсина спиновыми метками.

4.4. Фотоиндуцированные изменения в спектрах ЭПР спинмеченного родопсина. Темноадаптированный родопсин.

4.5. Влияние протеолиза на спектры ЭПР спинмеченного родопсина.

4.6. Влияние фосфорилирования родопсина на спектры ЭПР меток. t <<><<<< t <<<<<<.<< ><<<<< t << t <<<<> t <<<<><<<<<< 128 4Л, Модификация сульфгидрильных групп арестина DTNB и HgSL.!.

4.8. Влияние модификации сульфгидрильных групп на взаимодействие арестина с родопсином.

4.9. Определение Кд комплексов арестина и трансдуцина с фосфорилированными и нефосфорилированными формами родопсина.

4.10. Изучение электростатических взаимодействий при связывании арестина с родопсином.

4.11. Изучение методом спиновых меток характера взаимодействия арестина с фосфорилированным и нефосфорилированным опсином.

4.12. Влияние протеолиза фосфорилированного родопсина на связывание с ним арестина.

4.13. Влияние трасндуцина на спектры ЭПР меток, связанных с родопсином.

4.14. Роль фосфорилирования родопсина в ингибирующем действии арестина на фосфодиэстеразу цГМФ.

4.15. Обсуждение результатов.

4.15.1. Фотоиндуцированные изменения в родопсине.

4.15.2. Характер взаимодействия родопсина с арестином.

4.15.3. Взаимодействие с трасдуцином и арестином.

ГЛАВА 5. ВЛИЯНИЕ РЕАГЕНТОВ,

МОДИФИЦИРУЮЩИХ SH-ГРУППЫ, НА ФОТОТОК В ЗРИТЕЛЬНОЙ КЛЕТКЕ

5.1. Влияние реагентов, модифицирующих SH-гругаш, на ток изолированной палочки саламандры, „.,.,„.,.,.„

5.2. Влияние SH-реагентов на активность фосфодиэстеразы в суспензии НСП.

5.3. Проницаемость плазматической мембраны НСП для НЭМиИАА.

5.4. Влияние модификации SH-rpyim ионных каналов плазматической мембраны фоторецепторной клетки на ее проводимость.

5.4. Обсуждение результатов.

ГЛАВА 6. РЕГУЛЯЦИЯ рН В ЗРИТЕЛЬНОЙ КЛЕШЕ И ЕЕ

ЮЛЬ В МЕХАНИЗМАХ ФОТОТРАНС ДУКЦИЙ.

6.1. Процессы, вызывающие закисление в зрительной клетке.

6.2. Регистрация внутриклеточного рН в слое фоторецепторов.

6.2.1. Na+/H+ и НСОзТСГ обмен в зрительных клетках.

6.2.2. Транспорт бшсарбоната в фоторецепторах.

6.2.3 . В фоторецепторной клетке существует

Ма+-зависимый НСОз'/СГ обменник.

6.3. Измене1шя фоточувствительного тока в палочке при изменении внутриклеточного рН.

6.3.1. Эффект амилорида.

6.3.2. Сохранение темнового тока после потери фоточувствителыюстн.

6.3.3. Эффект ДИДС.,. V,.,,,.,,,

6.3.4. Переходные процессы при изменении рН.

6.3.5. Влияние амилорида на наружный сегмент фоторецептора.

6.3.6. Транспорт бикарбоната в наружном сегменте.

6.4. Фототрансдукция в палочках сетчатки лягушки модулируется бикарбонатом. Влияние ацетазоламида и ДИДС.

6.4.1. Бикарбонат и ААА увеличивают фотоответы.

6.4.2. Увеличение ответов не обусловлено глиальными токами.

6.4.3. Кинетика фотоответов ускоряется в присутствии AAA.

6.4.4. Зависимость действия AAA от бикарбонатного режима.

6.4.5. Бикарбонат и AAA увеличивают концентрацию цГМФ в наружных сегментах палочек.

6.4.6. Бикарбонат и AAA прямо не влияют на фототрансдукцию.

6.4.7. ДИЦС полностью подавляет световую чувствительность.

6.4.8. Эффект ДИДС зависит от рН.

6.5. Обсуждение результатов.

6.5.1. Стационарное значение внутриклеточного рН.

6.5.2. Роль регуляции рН в работе фоторецептора.

6.5.3. Внутриклеточное закисление во внутреннем сегменте.

6.5.4. Механизмы транспорта.

6.5.5. Регуляция рН в наружном сегменте.

6.5.6. Обмен бикарбоната.

6.5.7. Na+/H* обмен.

6.5.8. Механизм воздействия рН на фотоответ.

6.5.9. Функциональная роль НС037СГ и Ка+/Н+-обменников в наружном сегменте.

6.5.10. Транспорт С02 в Мюллеровских клетках и влияние AAA.

6.5.11 .Корреляция между амплитудой ответа и концентрацией цГМФ.

ГЛАВА 7. ИССЛЕДОВАНИЕ РОЖ ЦИТОСКЕЛЕТА В

ФУНКЦИОНИРОВАНИИ ФОТОРЕЦЕПТОРНЫХ КЛЕТОК СЕТЧАТКИ.

7.1. Влияние колхицина на регистрируемый внутриклеточно фотоответ палочек сетчатки лягушки.

7.2. Влияние ванадата на фотоответ палочки.

7.3. Влияние колхицина на суммарный ПРП сетчатки.

7.4. Обсуждение результатов.

ГЛАВА 8. ИССЛЕДОВАНИЕ цАМФ-РЕГУЛИРУЕМОЙ

ПРОВОДИМОСТИ В МЕМБРАНЕ ВОЛОСКОВЫХ КЛЕТОК ВНУТРЕННЕГО УХА.

8.1. цАМФ-активируемая проводимость волосковых клеток.

8.2. Обсуждение результатов.

ГЛАВА 9. ИСПОЛЬЗОВАНИЕ S-АНТИГЕНА

АРЕСТИНА) ДЛЯ ДИАГНОСТИКИ

ГЛАЗНЫХ ПАТОЛОГИЙ.

9.1. Выявление S-антител в крови и слезной. жидкости больных различными формами увеита

9.2. Применение метода выявления S-антител при диагностике и прогнозе развития диабетической ретинопатии.

9.3. Иммуноферментнымй метод и набор реагентов для определения антител к S-антигену сетчатки глаза в сыворотке крови человека.

ВЫВОДЫ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Механизмы фототрансдукции в зрительной клетке"

АКТУАЛЬНОСТЬ ПРОБЛЕМЫ. Под термином фототрансдукция понимается вся совокупность ионных и биохимических реакций преобразования энергии кванта света в информационный нервный сигнал. У позвоночных этот процесс совершается в специализированных клетках - фоторецепторах. Он начинается поглощением кванта света молекулой зрительного пигмента и посредством серии биохимических и электрофизиологических реакций завершается уменьшением скорости освобождения синаптического медиатора в синапсе, связывающем фоторецепторы с последующими клетками.

Научно эта задача была сформулирована 25 лет назад, после того, как Томита впервые зарегистрировал внутриклеточно рецепторный потенциал и Фортес предложил гипотезу о внутриклеточном медиаторе - веществе, которое сопрягает биохимические реакции, индуцируемые светом в зрительной клетке, с изменением проводимости ее плазматической мембраны.

Практически одновременно на роль внутриклеточного медиатора было выдвинуто два соединения - кальций и циклический гуанозин монофосфат (цГМФ). Однако с середины 80-х годов стало ясно, что ключевую роль в преобразовании света играет цГМФ. Именно при посредстве этого соединения осуществляется многоступенчатое усиление светового сигнала в зрительной клетке. Условно процесс фототрансдукции можно подразделить на три этапа:

1) Поглощение родопсином светового кванта и фотоэлектрические процессы, происходящие в молекуле родопсина в фоторепепторной мембране. Этот этап пространственно ограничен фоторецепторной мембраной диска и включает в себя фотоэлектрические и конформационные процессы, в основном происходящие в молекуле родопсина.

2) Активация возбужденной молекулой родопсина цитоплазматичесьсих бежов в наружном сегменте - трансдуцина и фосфодиэстеразы. Эти процессы составляют основу уникального механизма усиления, который в зрительной клетке достигает 100000, что на несколько порядков больше аналогичных процессов, происходящих при усилении гормонального сигнала. Конечным звеном этого этапа является быстрое уменьшение концентрации цГМФ в цитоплазме фоторецепторной клетки. Сюда же следует отнести и механизмы инактивации всех звеньев цепи фотовозбужденного родопсина, активного трансдуцина и фосфодиэстеразы. Механизм инактивации до конца не выяснен, но предполагается, что в нем участвуют два цитоплазматических бежа зрительной клетки - арестин и опсинкиназа. И тот, и другой влияют на активную форму родопсина. Опсинкиназа фосфорилирует родопсин и таким образом препятствует его взаимодействию с трансдуцином. Арестин является белком-конкурентом, который занимает место связывания трансдуцина. Оба процеса приводят к снижению активности фосфодиэстеразы и, следовательно, - к увеличению концентрации цГМФ в клетке. Пространственно описанные процессы протекают в цитоплазме клетки при непосредственном взаимодействии с фоторецепторной мембраной диска.

3) Взаимодействие цГМФ с ионными каналами в плазматической мембране. Здесь происходят два физиологически важных процесса. Прямое регулирование проводимости ионных каналов цГМФ и регуляция концентрации внутриклеточного кальция, который входит в клетку через нуклеотид-регулируемые каналы, и цитоплазматическая концентрация которого уменьшается при освещении. Концентрация кальция регулируется Иа^Са44" обменником, локализованным в цитоплазматической мембране. Высокая активность ферментативных процессов, протекающих в фоторецепторной клетке, приводила бы к быстрому внутриклеточному закислению, если бы в клетке не было специальных механизмов, препятствующих ее ацидозу. Таким механизмом является Ыа+/Н+ и НСОз~/СЬ~-обменники, локализованные в плазматической мембране. Пространственно все процессы последнего этапа усиления локализованы в плазматической мембране зрительной клетки.

ЦЕЛЬ И ЗАДАЧИ РАБОТЫ. Целью настоящей работы явилось исследование происходящих в фоторецепторной клетке процессов генерации информационного сигнала - рецепторного потенциала. Эти процессы включают как собственно поглощение света, так и последующее усиление сенсорного сигнала. Нами в разное время исследовались элементы всех трех этапов усиления зрительного сигнала.

В работе были поставлены следующие задачи:

1. Исследовать фотоэлектрические свойства родопсина в фоторецепторной мембране. Выяснить, происходит ли при фотолизе родопсина трансмембранный перенос протона. Выяснить роль протонирования функциональных групп родопсина в его взаимодействии с трансдуцином.

2. Определить проводимость фоторецепторной дисковой мембраны. Выяснить, содержит ли эта мембрана ионные каналы.

3. Исследовать механизм взаимодействия родопсина с трансдуцином и арестином, уточнить роль фосфорилирования родопсина в этом механизме. Определить места связывания арестина и трансдуцина с родопсином.

4. Исследовать механизмы регуляции рН в палочках. Выявить возможную роль этих механизмов в регуляции световой чувствительности клетки.

5. Исследовать свойства цГМФ-чувствительных каналов в зрительной клетке. Выявить возможную функциональную роль БН-групп в работе этих каналов.

6. Исследовать возможную роль цитоскелета палочек и колбочек сетчатки в регуляции параметров фотоответа.

7. Исследовать свойства цАМФ-регулируемых каналов в волосковых клетках органа Корти.

8. Разработать новый иммунологический метод диагностики глазных патологий на основе Б-антигена из сетчатки крупного рогатого скота.

НАУЧНАЯ НОВИЗНА РАБОТЫ. Первая часть работы посвящена исследованию фотоэлектрических процессов в фоторецепторной мембране диска. Нами было установлено, что родопсин, как и бактериородопсин, при освещении генерирует фотопотенциал на фоторецепторной мембране диска, однако, в отличие от бактериородопсина, этот процесс ограничен только поглощением протона, и не происходит его трансмембранного переноса Исследуя электрические свойства фоторецепторной мембраны, мы установили, что хотя филогенетически она образуется из плазматической мембраны, ее отличает очень высокое сопротивление и она не содержит ионных каналов.

Следующий раздел работы посвящен исследованию взаимодействия родопсина с трансдуцином и арестином. Основным подходом здесь была комбинация метода спиновых меток и ограниченного протеолиза зрительного пигмента. Нами определены места связывания обоих периферических белков на молекуле родопсина и исследован характер изменений, происходящих в родопсине при освещении, которые и приводят к активации молекулы трансдуцина. Установлено, что основным процессом, вызывающим активацию и инактивацию молекулы зрительного пигмента, является движение С-концевого участка полипептидной цепи, который закрывает место связывания молекулы трансдуцина на цитоплазматической мембране.

Большой раздел диссертации посвящен исследованию механизмов регуляции рН в фоторецепторной клетке. Нами впервые установлен механизм поддержания внутриклеточного рН в наружном и внутреннем сегментах клетки. В обоих сегментах обнаружены и исследованы свойства Ыа+/Н+- и НС03~/СЬ~-обменников. Показано, что механизм фототрансдукции в узком диапазоне значений чувствителен к изменениям внутриклеточного рН. Обнаружен механизм регуляции световой чувствительности с участием карбоангидразы.

Наружный и внутренний сегменты зрительной клетки представляют собой высокоспецифичные образования. В наружном сегменте локализованы исключительно процессы, связанные с преобразованием света. Во внутреннем же сегменте находятся все клеточные органеллы. Диффузия между двумя частями клетки чрезвычайно затруднена. Нами было установлено, что изменения рН во внутреннем сегменте практически не влияют на процессы в наружном. Связующим звеном между двумя частями клетки являются элементы цитоскелета. Специальный раздел работы посвящен исследованию функциональной роли цитоскелета в работе зрительной клетки.

Исследуя свойства ионных каналов плазматической мембраны, мы обнаружили, что аналогичные по свойствам каналы содержатся в волосковой клетке улитки. Ранее нуклеотид-регулируемые каналы были обнаружены в обонятельной клетке. Полученные данные позволяют предположить, что в механизме усиления механического стимула в волосковых клетках присутствуют механизмы, аналогичные фоторецепторным, что позволяет распространить некоторые наши представления и на этот тип сенсорных клеток.

НАУЧНО-ПРАКТИЧЕСКАЯ ЗНАЧИМОСТЬ РАБОТЫ. Результаты настоящей работы позволяют более полно представить механизм появления сенсорного сигнала в фоторецепторной клетке. Некоторые разделы работы могут служить теоретическим обоснованием создания фармакологических препаратов. Так, результаты исследования роли ЭН-групп в механизме работы нуклеотид-регулируемых каналов могут быть полезны при синтезе биологически активных соединений. Как теперь ясно, этот тип каналов широко распространен и играет существенную роль не только в механизмах сенсорной рецепции.

Наиболее важным практическим результатом работы является разработка и апробация метода ранней иммунологической диагностики заболеваний сетчатки глаза. За время выполнения работы описанным методом было обследовано более 800 больных в МНИИГБ им. Гельмгольца и других офтальмологических центрах России и стран СНГ.

ПОЛОЖЕНИЯ. ВЫНОСИМЫЕ НА ЗАЩИТУ.

1. Возникновение и природа фотопотенциала на фоторецепгорном диске; электрические свойства фоторецепторной мембраны.

15

2. Механизм взаимодействия родопсина с арестином и трансдуцином.

3. Механизм регуляции рН в палочке сетчатки и его роль в регуляции работы зрительной клетки.

4. Некоторые свойства цГМФ-регулируемых каналов фоторецепторной клетки.

5. Регулируемые цАМФ ионные каналы в волосковых клетках органа Корти.

6. Новый иммунологический метод диагностики заболеваний сетчатки глаза на основе Э-антигена сетчатки.

Заключение Диссертация по теме "Биофизика", Каламкаров, Григорий Рафаэлевич

ВЫВОДЫ

1. Установлено, что при освещении зрительного пигмента родопсина на фоторецепторной мембране возникает трансмембранная разность потенциалов ( "+" - внутри диска). Возникающий фотопотенциал по своим параметрам аналогичен фотопотенциалу, генерируемому бактериородопсином, однако, в отличие от последнего, при его генерации на фоторецепторной мембране не происходит трансмембранного переноса протона. При освещении промежуточного продукта фотолиза родопсина метародопсина - генерируется фотопотенциал противоположной полярности.

2. Показано, что фоторецепторная дисковая мембрана отличается очень низкой проводимостью и не содержит ионных каналов. Ее проводимость на три порядка меньше, чем проводимость плазматической мембраны зрительной клетки.

3. С использованием метода химической модификации и ограниченного протеолиза исследованы механизмы взаимодействия родопсина с цитоплазматическими белками. Показано, что освещение родопсина приводит к "отодвиганию" С-концевого пептида 317 - 339 от поверхности фоторецепторной мембраны. Этот процесс приводит к разблокированию участка в районе СуБ-МО, 1лз-248, с которым связывается трансдуцин. Фосфорилирование родопсина, напротив, приводит к закрытию этого участка. Показано, что взаимодействие трансдуцина и арестина с родопсином носит электростатический характер. Определены места связывания трансдуцина и арестина на молекуле родопсина Установлено, что, хотя оба белка связываются в районе С-концевого пептида, места связывания для них сдвинуты, по крайне мере, на 15 аминокислотных остатков. Для связывания трансдуцина существенны только остатки 322-323, в то время как для действия арестина существенно взаимодействие со всей С-концевой областью.

4. Установлено, что в зрительной клетке присутствуют ионные механизмы, препятствующие внутриклеточному закислению. В плазматической мембране обаружены Ыа+/НГ и НС03 /С1 -обменники, причем, обмен бикарбоната осуществляется как натрий-зависимым, так и натрий-независимым НСОз /С 1 -обменниками, что позволяет поддерживать гомеостаз рН в узком диапазоне значений. Установлено, что механизм регуляции рН различен в наружном и внутреннем сегментах фоторецептора. Иигибирование Ка+/Н+ обмена в наружном сегменте приводит к потере как светочувствительности, так и темпового тока. Во внутреннем сегменте при потере светочувствительности сохраняется темновой ток.

5. Обнаружен механизм регулирования световой чувствительности палочек путем изменения внутриклеточного рН. Увеличение внутриклеточного рН вызывает как увеличение максимального фотоответа, так и увеличение внутриклеточной концентрации цГМФ. Установлено, что ключевую роль в этом механизме играет карбоангидраза - фермент, который не обнаружен в фоторецепторных клетках, но содержится в глиальных клетках, непосредственно взаимодействующих с фоторецепторами.

6. Показано, что модификация БН-групп влияет на фототок в зрительной клетке. При исследовании цГМФ-регулирумых ионных каналов плазматической мембраны зрительной клетки установлено, что они содержат функционально важные БН-группы. Их модификация приводит к активации каналов в отсутствие цГМФ и значительно увеличивает фототок зрительной клетки.

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Каламкаров, Григорий Рафаэлевич, Москва

1. Волотовскин ИД., Баранова Л А., Шейко Л.М, Левко Л.М., Конев C.B. цГМФ-связывающие центры в фоторецепторных мембранах. //Мол. биол. 1984. т.4, с. 1053-1059.

2. Говардовский В.И. Затрудненная диффузия внутриклеточного медиатора в наружных сегментах палочек сетчатки. //Сенсорные системы. 1989. т.З, с.314-322.

3. Говардовский В.И., Лычаков Д.В. Некоторые количественные характеристики наружных сегментов палочек лягушки. // Цитология. 1975. т. 17, с.524-529.

4. Колосов М.И., Воейков В.Д. Химическая модификация нативного комплекса родопсин-трансдуцин N-этилмалеимидом. //Биол. мембраны. 1986. т.З, с.661-667.

5. Погожева И.Д., Федорович И.Б., Островский М.А., Эмануэль Н.М. Фотоповреждение молекулы родопсина. Окисление SH-групп. //Биофизика. 1981. t.XXYI, с.398-403.

6. Погожева И.Д., Кузнецов В.А., Лившиц В.А., Федорович И.Б., Островский М.А. Фотоиндуцированные изменения в гидрофильной области молекулы родопсина. Исследование методом ЭПР-спектроскопии с переносом насыщения. //Биол. мембраны. 1985. т. 2, с.880-896.

7. Ховратович В.И., Емельянов Ю.Л., Волотовский И.Д. цГМФ-зависимое высвобождение Са из фоторецепторных дисков. //Биофизика. 1988. т.ЗЗ, с.613-616.

8. Шевченко Т.Ф., Каламкаров Г.Р., Островский М.А.

9. Фотоиндуцированный перенос ионов кальция через фоторецепторнуюмембрану. //Биофизика. 1980. т.25, с.426-428.

10. Шевченко Т.Ф., Каламкаров Г.Р., Косолапов С.С., Островский М.А.

11. Выход ионов кальция из нативных наружных сегментов палочек причастичном обесцвечивании родопсина. //Биофизика. 1981. т.26, с.284287.

12. Adams A.J., Tanaka М.& Shichi Н. Concanavalin A binding to rod outer segment membranes: usefulness for preparation of intact disks. //Exp. Eye Res. 1978. v.27, p.595-605.

13. Akhtar G.N.,Blosse P.T. & Dewhurst P.B. Studies of vision. The nature of the retina-opsin linkage. Biochem. J. 1968. v.l 10, p.693-698. Al-Awqati Q. Proton-translocating ATPases. //Ann.Rev.Cell. Biol. 1986. v.2, p. 179-199.

14. Andersson R.E., Maude M.B. & Zimmerman W. Lipids of ocular tissues-X. Lipid composition of subcellular fractions of bovine retina. //Vision Res. 1975. v. 15, p. 1087-1090.

15. Andersson R.E. & Sperling L. Positional distribution of the fatty acids in the phospholipids of bovine retina rod outer segments. //Arch. Biochem. Biophys. 1971. v.144, p.673-677.

16. Bader C.R., Bertrand D. & Schwartz E.E. Voltage-activated and calcium activated currents studied in solitary rod inner segments from the salamander retina. //J. Physiol. 1982. v.331, p.253-284.

17. Bacigalupo J., Johnson E. C., Vergara C. & Lisman J. E. Cyclic GMP opens light-dependent channels in excised patches of Limulus ventral photoreceptors.//Biophys. J. 1991. v.59, p.530a.

18. Baehr W., Devlin M.J. & Applebury M.L. Isolation and characterization of cGMP phosphodiesterase from bovine rod outer segment. //J. Biol. Chem. 1979. v.254, p. 11094-11099.

19. Baehr W., Morita E.A., Swanson R.J. & Applebury M.L. Characterization of bovine rod outer segment G-protein. // J. Biol. Chem. 1982. v.257, p.6452-6460.

20. Baylor D. A., Lamb T. D. & Yau K.-W. The membrane current of singlerod outer segments. //J. Physiol. 1979. v.288, p.589-611.

21. Belfort R. Jr., Moura N.C. & Mendes N.F. T and B lymphocytes in theaqueous humor of patients with uveitis. //Arch. Ophthalmol. 1982. v. 100,p.465-467

22. Bennett N. Optical study of the light-induced protonation changes assotiated with the metarhodopsin II intermediate in rod outer segment membrane. Eur. J. Biochem. 1980. v.Ill, p.99-103.

23. Bennett N., Michel-Villaz M. & Dupont J. Cyanine dye measurement of a light-induced transient membrane potential assotiated with metarhodopsin II intermediate in rod outer segment membranes. Eur. J. Biochem., 1980. v. 111, p.105-110.

24. Bennett N. Light-induced interactions between rhodopsin and GTP-binding protein: Relation with phosphodiesterase activation. // Eur. J. Biochem. 1982. v.123, p.133-139.

25. Bennett N., Michel-Villaz M. & Kuhn H. Light-induced interaction between rhodopsin and the GTP-binding protein. //Eur. J. Biochem. 1982. v. 127,p.97-103.

26. Bennett N., Ildefouse M., Cronry S.,.Chapron Y. &Clerc A. Direct activation of cGMP-dependent channels of retinal rod by the cGMP phosphodiesterase. //Proc. Natl. Acad. Sci., U.S.A. 1989. v.86, p.3634-3639.

27. Benos D.J. Amiloride: chemistry, kinetics and structure-activity relationships. //In: "Na+/H+ Exchange", ed. Grinstein S., Boca Raton CRC Press. 1988. p.121-136.

28. Blaurock A.E. & Stoeckenius W. Structure of the purple membrane. //Nat. New. Biol. 1971 p. 152-155.

29. Borggreven J.M.P.M., Daemen F.J.M. & Bonting S.L. Biochemical aspects of visual process. VI. The lipid composition of native and hexane-extracted cattle rod outer segments. //Biochem. Biophys. Acta. 1970. v.202, p.374-376.

30. Borgula G.A., Karwoski, C. & Steinberg R. H. Light-evoked changes in extracellular pH in frog retina //Vision Res. 1989. v.29, p. 1069-1077.

31. Boron W.F. & Boulpaep E.L. Intracellular pH regulation in the renal tubule of the salamander. Basolateral HCO3* transport. //J.Gen. Physiol. 1983 v. 81, p.53-94.

32. Boron W.F. & Knakal R.C. Na+-dependent C1-HC03 exchange in the squid axon. Dependence on extracellular pH. //J.Gen. Physiol. 1992. v.99, p.817-837.

33. Broekhuyse R.M., Tolhuizen E.F.J. ,Janssen A.P.M & Winkens H.J. Light-induced shift and binding of S-antigen in retinal rods. //Curr. Eye Res. 1985. v. 4, p.613-618.

34. Cala P.M. & Grinstein S. Coupling between Na+/H+ and СГ/НСО3exchange in pH and volume regulation. //In: "Na+/H+ Exchange", ed.

35. Grinstein S., Boca Raton: CRC Press, 1988. p.201-208.

36. Capovilla MM Cervetto L. & Torre V. The effect of phosphodiesteraseinhibitors on the electrical activity of toad rods. //J. Physiol. 1983 .v.343,p.277-294.

37. Caretta A. & Saibil H. Visualization of cyclic nucleotide binding sites in the vertebrate retina by fluorescence microscopy. //J. Cell Biol. 1989.V.108, p. 1517-1522.

38. Cervetto L., Menini A., Rispoli G. & Torre V. The modulation of the ionic selectivity of the light-sensitive current in isolated rods of the tiger salamander. //J. Physiol. 1988. v.406, p. 181-198.

39. Daemen F.J.M. Vertebrate rod outer segment membranes. //Biochim. Biophys. Acta. 1973. v.300, p.255-288.

40. Dizhoor A, M., Ray S., Kumar S., Niemi G., Spencer M., et al. Recoverin: A calcium sensitive activator of retinal rod guanylate cyclase. //Science. 1991. v.251, p.915-918.

41. Donner K. & Hemila S. Rhodopsin phosphorylation inhibited by adenosine in frog rods: lack of effects on excitation. //Comp. Biochem. Physiol. 1985. v. A81,p.431-439.

42. Donner IC, Hemila S. & Koskelainen A. Effects of sulfhydryl binding reagents on the photoresponses of vertebrate retinal rods. //Comp. Biochem. Physiol. 1989. v.A 94, p. 125-132.

43. Dowling J.E. The retina an approachable part of the brain. //Belknap, Harvard. 1987.

44. Drachev L.A., Kaulen A.D. & Skulachev V.P. Time resolution of the intermediate steps in the bacteriorhodopsin-linked electrogenesis. //FEBS Lett., 1978. v.87, p. 161-167.

45. Drachev L.A., Kaulen A.D., Khitrina L.V., & Skulachev V.P. Fast stages of photoelectric processes in biological membranes. I. Bacteriorhodopsin. //Eur. J. Biochem. 1981a. v.117, p.461-470.

46. Dratz E. A., Lewis J. W., Schaechter L. E., Parker K. R. & Kliger D. S. 0 Retinal rod GTP-ase turnover rate increases with concentration: A key to the control of visual excitation? //Biochem. Biophys. Res. Commun. 1987. v. 146, p.379-386.

47. Emeis D., Kuhn H., Reichart J. & Hofmann K.P. Complex formation between metarhodopsin II and GTP-binding protein in bovine photoreceptor membranes leads to a shift of the photoproduct equilibrium. //FEBS Lett. 1982. v. 143, p.29-34.

48. Ertel E. A. Excised patches of plasma membrane from vertebrate rod outer segments retain a functional phototransduction enzymatic cascade. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1990. v.87, p.4226-4230.

49. Fain G. L. & Matthews H. R. Calcium and the mechanism of light adaptation in vertebrate photoreceptors. //Trends Neurosci. 1990. v. 13, p.378-384.

50. Fain G. L. & Schroder W. H. Calcium in dark-adapted toad rods: Evidence for pooling and cyclic-guanosine-3' -5' -monophosphate dependent release. //J. Physiol. 1987. v.389, p.361-384.

51. Fesenko E.E. & Lyubarsky A.L. Effect of light on artificial lipid membranes modified by photoreceptor membrane fragments. //Nature. 1977. v.268, p.562-563.

52. Fesenko E.E., Kolesnikov S.S. & Lyubarsky A.L. Induction by cyclic GMP of cationic conductance in plasma membrane of retinal rod outer segment. //Nature. 1985. v.313, 310-313.

53. Fettiplace R., Crawford A.C. & Evans M.G. The hair cell's mechanoelectrical transducer channel. //Ann. N.-Y. Acad. Sci. 1992. v.656, p.1-11.

54. Filatov G.M., Jainazarov A.B., Kolesnikov S.S., Lyubarsky A.L. & Fesenko E.E. The effect of ATP, GTP, cAMP on the cGMP- dependent conductance of the fragments from frog rod plasma membrane. //FEBS Lett. 1989. v.245, p. 185-189.

55. Fleischman D. Rod guanylate cyclase located in axonemes. //Curr. Top. Membr. Transp. 1981. v. 15, p. 109-119.

56. Fleishman D. & Denisevich M. Guanilate cyclase of isolated bovine retinalrod axonemes. //Biochemistry. 1979. v. 18, p.5060-5066.

57. Forti S., Menini A., Rispoli G., Torre V. Kinetics of phototransduction inretinal rods of the newt Triturus cristatus. //J. Physiol. 1989. v.419, p.265295.

58. Franke R.R., Konig B., Sakmar T.P., Khorana H.G. & Hofinann K.P. Rhodopsin mutants that bind but fail to activate transducin. //Science 1990. v.250, p.123-125.

59. Fung B.B.K., Hurley J.B. & Stryer L. Flow of information in the light triggered cyclic nucleotide cascade of vision. //Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1981. v.78, p.152-156.

60. Govardovsky V.I. On the sites of generation of the early and late receptor potentials. //Vision Res. 1975. v. 15, p.973-981.

61. Gregerson D.S., Merryman C.F., Obritsch W.F., Donoso L.A. Identification of a potent new pathogenic site in human retinal S-antigen which induces experimental autoimmune uveoretinitis in LEW rats. //Cell. Immunol. 1990. v.128, p.209-19

62. Haynes L. W., Kay A. R. & Yau K.-W. Single cyclic GMP-activated channel activity in excised patches of rod outer segment membrane. //Nature. 1986. v.321, p.66-70.

63. Henderson R. & Unwin P.N. Three-dimentional model of purple membraneobtained by electron microscopy. //Nature. 1975. v.257, p.28-32.

64. Ho Y.K. & Fung B.K.K. Characterization of transducin from bovine rodouter segments. //J. Biol. Chem. 1984. v.259, p.6694-6699.

65. Ho M.K. & Wong Y.H. Alanine-23 of transducin alpha subunit is involvedin defining the affinity for betagamma complex. //Neuroreport. 1999. v. 10,p. 1993-1996.

66. Hodgkin A. L., McNaughton P. A., Nunn B. J. The ionic selectivity and calcium dependence of the light-sensitive pathway in toad rods. //J. Physiol. 1985. v.358, p.447-468.

67. Hofmann K.P., Emeis D. & Schnetkamp P.M. Interplay between hydroxylamine, metarhodopsin 11 and GTP. //Biochem. Biophys. Acta. 1983. v.725, p.60-70.

68. Hofmann K.P.& Reihert J. Chemical probing of the light-induced interaction between rhodopsin and G-protein. //J. Biol. Chem., 1985. v.260, p.7990-7995.

69. Holton T. & Hudspeth A.J. The transduction channel of hair cells from the bull-frog characterized by noise analyses. //J. Physiol. 1986. v.375, lp.95-227.

70. Howard J. & Hudspeth A.J. Compliance of the hair bundle associated with gating of mechanoelectrical transduction channels in the bullfrog's saccular hair cell. //Neuron. 1988. v. 1, p. 189-199.

71. Hurley J. B. Molecular properties of the cGMP cascade of vertebratephotoreceptors. //Ann. Rev. Physiol. 1987.v.49, p.793-812.

72. Hurley J.B. & Stryer L. Purification and characterization of the gammaregulatory subunit of the cyclic GMP phosphodiesterase from retinal rodouter segment. //J. Biol. Chem. 1982. v.257, p. 11094-11099.

73. Hurley J.B. Isolation and recombination of bovine rod outer segmentcGMP phosphodiesterase and its regulators. //Biochem. Biophys. Res.

74. Commun. 1980. v.2, p.505-510.

75. Kimelberg H. K. & Norenberg M. D. Astrocytes. //Scientific American.1989. v.260, p.4452.

76. Koch K.-W., Eckstein F. & Stryer L. Stereochemical course of the reaction catalyzed by guanylate cyclase from bovine retinal rod outer segments. //J. Biol. Chem. 1990. v.265, p.9659-9663.

77. Krapivinsky G.B., Filatov G.N., Filatova E.A., Lyubarsky A.L. & Fesenko E.E. Regulation of cGMP dependent conductance in cytoplasmicmembrane of rod outer segments by transducin. //FEBS Lett. 1989. v.247, p.435-438.

78. Kuhn H. & Hargrave P.A. Light-induced binding of GTP-ase to bovine photoreceptor membranes: Effect of limited proteolysis of the membranes. //Biochemistry. 1981. v.20, p.2410-2417.

79. Kuhn H., Hall S. W. & Wilden U. Light-induced binding of 48-kDa protein to photoreceptor membranes is highly enhanced by phosphorylation of rhodopsin. //FEBS Lett. 1984. v. 176, p.473-478.

80. Mahnesmith R.I. & Aronson P.S. The plasma membrane sodium-hydrogen exchanger and its role in physiological and pathological processes. //Circul. Res. 1985. v.56, p.775-788.

81. Masumoto G. & Sakai H. Microtubules inside the plasma membrane of squid giant axons and their possible physiological function. //J. Membran. Biol. 1979. v.50, p. 1-14.

82. Matthews G. Comparison of the light-sensitive and cyclic GMP-sensitive conductances of the rod photoreceptor: Noise characteristics. //J. Neurosci. 1986. v.6, p.2521-2526.

83. Matthews G. & Watanabe S.I. Properties of ion channels closed by light and opened by guanosine 3 ',5'-cyclic monophosphate in toad retinal rods. //J. Physiol. 1987. v.389, p.691-715.

84. Matthews H. R., Murphy R. L. W., Fain G. L. & Lamb T. D. Photoreceptor light adaptation is mediated by cytoplasmic calcium concentration. //Nature. 1988. v.334, p.67-69.

85. Matthews H. R., Fain G. L., Murphy R. L. W. & Lamb T. D. Light adaptation in cone photoreceptors of the salamander: A role for cytoplasmic calcium. //J. Physiol. 1990. v.420, p.447-469.

86. McLaughlin S. & Brown J. E. Diffusion of calcium ions in retinal rods. //J. Gen. Physiol. 1981. v.77, p.475-487.

87. McLeish P.R., Schwartz E.A. & Tachibana M. Control of the generator current in solitary rods of the Ambystoma tigrinum retina. //J. Physiol. 1984. v.348, p.645-664.

88. McNaughton P. A. Light response of vertebrate photoreceptors. //Physiol. Rev. 1990. v.70, p.847-883.

89. McNaughton P. A., Cervetto L. & Nunn B. J. Measurement of the intracellular free calcium concentration in salamander rods. //Nature. 1986. v.322, p.261-263.

90. McNaughton P. A. & Perry R. J. The ionic selectivity of the light-sensitive channel is different in rods and cones isolated from the tiger salamander. //J. Physiol. 1990. v.410, 24P.

91. Menini A. The effect of hydrogen ions on the cyclic GMP-activated currents carried by Na+, K+ or Li+ in excised patches from retinal rods of the salamander. //J. Physiol. 1989. v.418,123P.

92. Menini A. Currents carried by monovalent cations through cyclic cGMP-activated channels in excised patches from salamander rods. //J. Physiol. 1990. v.424, p.67-185.

93. Meyertholen E. P., Wilson M. J. & Ostroy S. E. Removing bicarbonate/CC>2 reduces the cGMP concentration of the vertebrate photoreceptors to the levels normally observed on illumination. //Biochem. Biophys. Res. Comm. 1980. v.96, p.785-792.

94. Meyertholen E. P., Wilson M. J. & Ostroy S. E. The effects of HEPES, bicarbonate and calcium on the cGMP content of vertebrate rod photoreceptors and the isolated electrophysiological effects of cGMP and calcium. //Vision Res. 1986. v.26, p.521-533.

95. Michel-Willas M., Brisson A. & Chapron J. Physical analysis of light-scattering changes in bovine photoreceptor membrane suspensions. //Biophys. J. 1984. v.46, p.655-662.

96. Miki N. Baraban J.M., Keirns J.J., Boyce J.J. & Bitensky M.W. Purification and properties of the light-activated cyclic nucleotide phosphodiesterase of rod outer segment. //J. Biol. Chem., 1975. v.250, p.6320-6327.

97. Miller J.A., Paulsen R. & Bounds M.D. 0 Control of light-activated phosphorylation in frog photoreceptor membranes. //Biochemistry. 1977. v. 16, 2633-2639.

98. Miller J.L. & Dratz E.A. Phosphorylation at sites near rhodopsin's carboxyl-terminus regulates light initiated cGMP hydrolysis. //Vision Res. 1984. v.24, p. 1509-1521.

99. Miller J.L. & Litman B.J. Phosphatidylserine and divalent cations facilitate PDE activation ih rhodopsin containing reconstituted vesicles. //Invest. Ophthalmol. Visual Sci. 1986. v.27, p.216-220.

100. Miller D. L. & Korenbrot J. I. Kinetics of light-dependent Ca fluxes across the plasma membrane of rod outer segments. J. Gen. Physiol. 1987 v.90, p.397-425.

101. Molday L.L., Cook N.J., Kaupp U.B. & Molday R.S. The cGMP-gated cation channel of bovine rod photoreceptor cells is associated with a 240-kDaprotein exhibiting immunochemical cross-reactivity with spectrin. //J. Biol. Chem. 1990. v.265, p. 18690-18695.

102. Molday R.S., Molday L.L., Dose A., Clark-Lewis I., Illing M., Cook N.J., Eismann E. & Kaupp U.B. The cGMP-gated channel of the rod photoreceptor cell characterization and orientation of the amino terminus. //J. Biol. Chem. 1991. v.266, p.21917-21922.

103. Molday R.S. & Molday L.L. Molecular properties of the cGMP-gated channel of rod photoreceptors. //Vision Res. 1998. v.38, p.1315-1323. Montai M. Rhodopsin in model membranes. //Biochim. Biophys. Acta, 1979. v.559,p.231 -257.

104. Musser G. L. & Rosen S. Localization of carbonic anhydrase activity in thevertebrate retina. //Exp. Eye Res. 1973. v. 15, p. 105-119.

105. Nagle B.W., Okamoto C., Taggert B. & Burnside B. The teleost conecytoskeleton. Localization of actin, microtubules and intermediatefilaments. //Invest. Ophthalmol. 1986. v.27, p.689-701.

106. Nakamtira T. & Gold G. H. A cyclic nucleolide-gated conductance inolfactory receptor cilia. //Nature. 1987. v.325, p.442-444.

107. Nakatani K. & Yau K.-W. Calcium and magnesium fluxes across theplasma membrane of the toad rod outer segment. //J. Physiol. 1988a. v.395,p.695-729.

108. Nakatani K. & Yau K.-W. Calcium and light adaptation in retinal rods and cones. //Nature. 1988b. v.334, p.69-71.

109. Nakatani K., Tamura T. & Yau K.-W. Light adaptation in retinal rods of the rabbit and two other nonprimate mammals. //J. Gen. Physiol. 1991. v.97, p.413-436.

110. Nussenblatt R.B., Kuwabara T., de Monasterio F.M., Wacker W.B. S-antigen uveitis in primates. A new model for human disease.

111. Arch. Ophthalmol. 1981. v.99, p. 1090-2

112. Nussenblatt R.B., Mittal K.K., Fuhrman S., Sharma S.D. & Palestine A.G. Lymphocyte proliferative responses of patients with ocular toxoplasmosis to parasite and retinal antigens. //Am. J. Ophthalmol. 1989. v. 107, p.6326-41

113. Ostroy S.E. Rhodopsin and the visual process. //Biochim. Biophys. Acta. 1977. v.463, p.91-125.

114. Ottolenghi M. Molecular aspects og the photocycles of rhodopsin and bacteriorhodopsin: a comparative overvew. //Meth. Enzimol. 1982. v. 88, p.470-491.

115. Ovchinnikov Yu.A., Abdulaev N.G. & Bogachuk A.S. Two adjacent cystein residues in the C-terminal cytoplasmatic fragment of bovine rhodopsin are palmitilated. //FEBS Lett. 1988. v.230, p. 1 -5.

116. Palczewski K., McDowell J. H. & Hargrave P. A. Purification and characterization of rhodopsin kinase. //J. Biol. Chem. 1988. v.263, p. 1406714073.

117. Palczewski K., McDowell J.H., Jakes S., Ingebritsen T.S., Hargrave PA. Regulation of rhodopsin dephosphorylation by arrestin. //J. Biol. Chem. 1989. v.264, p. 15770-15773.

118. Paradiso A.M., Tsien R.Y., Demarest J.R. & Machen T.E. Na+-H+ and Cl -HC(>3-exchange in rabbit cells using fluorescence microscopy. //Amer. J.Physiol. 1987. v.253, C30-C36.

119. Parker K.R. Schaechter L.E., Lewis J.W., Zeman K.L., Kliger D.S., Dratz E.A. Magnesium-ATP induced filament growth from retinal rod outer segment with disrupted plasma membranes. //FEBS Lett. 1987. v.211, p.35-40.

120. Pedemonte C.H. & Kaplan J.H. Interaction of the Na+-K+-ATPase with H2DIDS. //In: Progress in Clinical and Biological Research, eds. J.C. Skou, et al., N-Y. 1988. V.268A, p.327-334.

121. PJwnica-Worms D., Jacob R. & Lieberman M. Properties of Na+/H+ exchange in excitable cells. //In: Na+/H+ exchange, ed. Grinstein S. Boca Raton: CRC Press. 1988. p.91-101.

122. Poincelot R.P. & Abrahamson E.W. Phospholipid composition and extractability of bovine rod outersegments and micells. //Biochemistry. 1970. v.9, p. 1820-1825.

123. Pontus M. & Delmell M. Effect of detergents on the conformation of spil-labeled rhodopsin. //Exp. Eye Res. 1975. v.20, p.599-603. Poo M.M. & Cone R.A. Lateral diffusion of rhodopsin in photoreceptor membranes. //Nature. 1974. v.247, p.438-441.

124. Pugh E.N., Jr. & Cobbs W.H. Visual transduction in vertebrate rods and cones: A tale of two transmitters, calcium and cyclic GMP. //Vision Res. 1986. v.26, p. 1613-1643.

125. Pugh E. N. Jr. & Lamb T. D. Cyclic GMP and calcium: The internal messengers of excitation and adaptation in vertebrate photoreceptors. //Vision Res. 1990. v.30, p.1923-1948.

126. Pugh E.N., Jr. & Lamb T.D. Cyclic GMP and calcium: the internal messengers of excitation and adaptation in vertebrate photoreceptors. //Vision Res. 1990. v.30, p. 1923-1948.

127. Ralev-Susman K.M., Sapolsky R.M. & Kopito R.R. C17HCCV exchange function differs in adult and fetal rat hippocampal neurons. //Brain Res. 1993. v.614, p.308-314.

128. Ratio G. M., Payne R., Owen W. G. & Tsien R. Y. The concentration of cytosolic free calcium in vertebrate rod outer segments measured with Fura-2. //J. Neurosci. 1988. v.8, p.3240-3246.

129. Reid D. M., Friedel U., Molday R. S. & Cook N. J. Identification of the sodium-calcium exchanger as the major ricin-binding glycoprotein of bovine rod outer segments and its localization to the plasma membrane. //Biochemistry. 1990. v.29, p. 1601-1607.

130. Reichert J. & Hofmann K.-P. Sulfhydryl group modification of photoreceptor G-protein prevents its light-induced binding to rhodopsin. //FEBS Lett. 1984. v.168, p.121-124.

131. Ricci A. J., Fettiplace R. The effects of calcium buffering and cyclic AMP on mechano-electrical transduction in turtle auditory hair cells. //J.Physiol. 1997. v. 15, p. 111-124.

132. Ricci A.J., Wu Y.C. & Fettiplace R, The endogenous calcium buffer and the time course of transducer adaptation in auditory hair cells. //J. Neurosci. 1998. v. 18, p.8261-8277 .

133. Rispoli G., Sather W. A. & Detwiler P. B. Effect of nucleoside triphosphate on the response of detached rod outer segments to low external Ca. //Biophys. J. 1988. v.53, p.388a.

134. Rispoli G., Sather W.A.& Detwiler P.B Visual transduction in dialysed detached rod outer segments from lizard retina. //J. Physiol. 1993. v.465, p.513-37.

135. Roof D.J. & Applebury M. Localization of calmodulin and characterization of calmodulin binding proteins in the vertebrate rod outer segment. //Biophys. J. 1984a. v.45, p.la.

136. Root M.J.& MacKinnon R. Identification of an external divalent cation-binding site in the pore of a cGMP-activated channel. //Neuron. 1993 v.3, p.459-466.

137. Ruppel H. & Hagins W.A. Spatial origin of the fast photovoltage in retinal rods. //In: Biochemistry and physiology of visual pigments. Springer-Berlin 1973. p.257-261.

138. Russell J. M. & Boron W. F. Role of chloride transport in regulation of intracellular pH. //Nature. 1976. v.264, p.73-74.

139. Schleicher A. & Hofmann K.-P. (1987) Kinetic study on the equlibrium between membrane-bound and free photoreceptoe G-protein. J. Membrane Biol. 95, 271-281.

140. Shlue W.-R. & Deitmer J. W. Ionic mechanisms of intracellular pH regulation in the nervous system. //In: "Proton Passage Across Cell Membranes". Ciba Foundation Symposium, ed. Bock G. & Marsh J. Wiley, Chichester, 1988. p.39.

141. Schnetkamp P. P. M. Sodium-calcium exchange in the outer segments of bovine rod photoreceptors. //J. Physiol. 1986. v.373, p.25-45. Schnetkamp P. P. M. Na-Ca or Na-Ca-K exchange in rod photoreceptors. //Progr. Biophys. Mol. Biol. 1989. v.54, p. 1-29.

142. Schulz S., Chinkers M. & Garbers D. L. The guanylate cyclase/receptorfamily of protein. //FASEB J. 1989.V.3, p.2026-2035.------

143. Schwienlng C.J. & Boron W.F. Regulation of intracellular pH in pyramidal neurones from the rat hippocampus by Na+-dependent CI -HCO3' exchange. //J.Physiol. 1994. v.475, p.59-67.

144. Shichida Y. Primary intermediates of photobleaching of rhodopsin. //Photochem. Photobiol. 1986. v. 13, p.287-307.

145. Shinochara T., Dietzschold B., Craft C.M., Wistow G., Early J.J., Donoso L.A., Horwitz J. & Tao R. Primary and secondary structure of bovine retinal S antigen (48 kDa protein). //Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1987. v.84, 6975-6979.

146. Schnetkamp P.P.M. & Szerencsei R.T. Silver ions induce a rapid Ca^ release from isolated intact bovine rod outer segments by a cooperative mechanism. //Membr. Biol. 1989. v. 108, p.91-102.

147. Sillman A. J., Ito H. & Tomita T. Studies on the mass receptor potential of the isolated frog retina. 1. General properties of the response. //Vision Res., 1969. v.9, p. 1435-1442.

148. Takahashi K.-I., Dixon D.B. & Copenhagen D.R. Modulation of a sustained calcium current by intracellular pH in horizontal cells of fish retina. //J. Gen. Physiol. 1993. v. 101, p.695-714.

149. Takemoto D.L., Takemoto L.J., Hansen J. & Morrison D. Regulation of retinal transducin by C-terminal peptides of rhodopsin. //Biochem. J. 1985. v.232, p.669-672.

150. Toibana M., Tsukahara I. & Ogawa K. Cytochemical demonstration of guanylate cyclase activity in retinal photoreceptors with special reference to changes under light and dark adaptation. //Acta Histochem. Cytochem. 1982. v. 15, p.5-20.

151. Thomas R. C. The role of bicarbonate, chloride and sodium ions in the regulation of intracellular pH in snail neurones. //J. Physiol. 1977. v.273, p.317- 338.

152. Toyoda J., Nosaki H. & Tomita T. Light-induced resistance changes in single photoreceptors of Necturus and Gecco. //Vision Res. 1969. v.9, p.453-463.

153. Tsien R. WM Hess P., McCleskey E. W. & Rosenberg R. L. Calcium channels: Mechanisms of selectivity, permeation, and block. //Ann. Rev. Biophys. Biophys. Chem. 1987. v. 16, p.265-290.

154. Uhl R. & Abrahamson E. W. Dinamic process in visual transduction. //Chem. Rev. 1981. v.81,p.291-312.

155. Usukura J. & Yamada E. Molecular organization of the rod outer segment. A deep-etching study with rapid freezing using unfixed frog retina. //Biomed. Res. 1981. v.2, p.177-193.

156. Weiss E.R., Kelleher D.J. & Johnson G.L. Mapping sites of interaction between rhodopsin and transducin using rhodopsin antipeptide antibodies. //J. Biol. Chem. 1988. v.263, p.6150-6154.

157. Winkler B.S. Buffer dependence of retinal glycolysis and ERG potentials. //Exp. Eye Res. 1986. v.42, p.585-593.

158. Yamazaki A., Stein P.J., Chernoff N. & Bitensky M.W. Activation mechanism of rod outer segment cyclic GMP phosphodiesterase. //J. Biol. Chem. 1983. v.258, p.8188-8194.

159. Yoshikami S. & Hagins W.A. Light enhanced light sensitivity in calcium depleted rods. //Biophys. J. 1975. v. 15, p. 169a.