Медиальная септальная область в мозге зимоспящих

Попова, Ирина Юрьевна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Медиальная септальная область в мозге зимоспящих
ВАК РФ 03.00.13, Физиология

Автореферат диссертации по теме "Медиальная септальная область в мозге зимоспящих"

На правах рукописи

ПОПОВА Ирина Юрьевна

МЕДИАЛЬНАЯ СЕПТАЛЬНАЯ ОБЛАСТЬ В МОЗГЕ ЗИМОСПЯЩИХ: ИССЛЕДОВАНИЕ НЕЙРОННОЙ АКТИВНОСТИ/IN VITRO ПРИ ДЕЙСТВИИ НЕЙРОПЕПТИДОВ И МОНОАМИНОВ

03.00.13 Физиология

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Пущино2004

Работа выполнена в Институте Теоретической и Экспериментальной Биофизики РАН, г. Пущино.

Научные руководители: доктор биологических наук, профессор ¡Виноградова Ольга Сергеевна

кандидат физико-математических наук Кокоз Юрий Моисеевич

Официальные оппоненты: доктор биологических наук

Годухин Олег Викторович

доктор биологических наук Попов Виктор Иванович

Ведущая организация: Кафедра физиологии человека и животных, МГУ

Защита диссертации состоится « 28 » апреля 2004г. в 15 ч. 30 мин на заседании Диссертационного совета Д 002.093.01 в Институте Теоретической и Экспериментальной биофизики РАН по адресу: 142290, Московская область, г.Пущино, ул. Институтская 3, ИТЭБ РАН.

С диссертацией можно ознакомиться в Центральной библиотеке НЦБИ РАН по адресу: 142290, Московская область, г.Пущино, ул. Институтская 3, ИТЭБ РАН

Автореферат разослан « 25» марта 2004г.

Ученый секретарь Диссертационного совета, Кандидат физико-математических наук

Н.Ф. Ланина.

Общая характеристика работы

Актуальность темы Гибернация, или зимняя спячка, млекопитающих давно привлекает внимание исследователей как эволюционно выработанное максимально сниженное состояние физиологических функций, из которого возможен возврат к нормальной жизнедеятельности. Нервная активность является одним из наиболее важных аспектов феномена гибернации. Какие структуры мозга осуществляют контроль за состоянием организма в условиях околонулевой температуры и резко сниженного уровня метаболизма, и каким образом этот контроль реализуется, — ответы на эти вопросы, которые имеют важное значение для современной биологии.

Среди структур мозга, участвующих в контроле гибернации, значительную роль играет септо-гиппокампальная система (Штарк, 1970; Heller, 1979; Beckman and Stanton, 1982; Ruby et al., 1998). Важное место в этой системе принадлежит медиальной септальной области (МС), генератору гиппокампального тета-ритма (Vinogradova, 1995; Vertes and Kocsis, 1997). На срезах мозга сусликов было показано, что в период гибернации МС обладает парадоксально высокой- спонтанной активностью и реактивностью к электрической стимуляции по сравнению с другими исследованными структурами мозга (Белоусов, 1993; Pakhotin et al., 1993). За поддержание высокой активности МС в период гибернации могут быть ответственны вещества эндогенной природы. Действительно, было показано, что нейроны МС из мозга гибернирующих животных обладают повышенной реактивностью к эндогенным нейропептидам TRH, TSKYR, TSKY, DY, выделенным из мозга зимоспящих (Белоусов, 1993; Pakhotin et al., 1993; Zenchenko et al., 2000).

Чем объясняется сезонное изменение характеристик активности МС -эндогенными перестройками самих этих нейронов или экстрасептальными влияниями, до настоящего времени не выяснено. Для того, чтобы ответить на этот вопрос необходимо проанализировать роль восходящих к МС связей от других структур мозга. Если особые свойства МС в период гибернации формируются под влиянием экстрасептальных структур, важно выяснить, какова биохимическая природа этих влияний и механизмы, через которые они опосредуются. Исследования в этом направлении необходимы для понимания сезонных особенностей функционирования МС в мозге зимоспящих.

Цель работы состояла в исследовании принципов сезонного функционирования медиальной септальной области в мозге зимоспящих.

Основные задачи исследования:

1. Выяснить вклад экстрасептальных структур в формирование повышенной активности и возбудимости нейронов МС в период гибернации;

2. Исследовать действие нейропептидов (TSKYR, TSKY, DY) и моноаминов (серотонина и норадреналина) на нейронную активность МС.в срезах мозга трех групп сусликов (гибернирующих, гибернирующих, которые предварительно были подвергнуты операции базальной подрезки септум, и активных летних);

3. Исследовать основные механизмы, через которые опосредуется действие нейропептидов на активность нейронов МС.

Научно-практической значение В работе показано, что адаптация к экстремальным условиям может быть

РОС. НАЦИОНАЛЬНАЯ [

БИБЛИОТЕКА J j

ОЭ WO

чувствительности нейронов определенных областей мозга к эндогенным соединениям. Эти данные имеют важное теоретическое значение для объяснения возможности работы мозга в условиях околонулевой температуры и резко сниженного уровня метаболизма. Сравнительное исследование нейронной активности МС у животных, находящихся в разных функциональных состояниях, позволит понять конкретную функциональную роль этой структуры в нервном контроле гибернации. Работа имеет также и прикладное значение, поскольку эндогенные биологически активные вещества, выделенные из мозга гибернантов, могут быть использованы в качестве протекторов при различных патологических состояниях у человека (связанных с ишемией, гипоксией, гипотермией, окислительным стрессом и др.). Кроме того, эти исследования могут быть использованы при разработке подходов к созданию искусственного гипобиоза у теплокровных.

Новизна Показано, что механизм формирования адаптации к экстремальным условиям у зимоспящих, реализуемый через нейроны МС, может быть основан на повышении чувствительности этих нейронов к эндогенным пептидам в период гибернации. Выявлено также, что формирование сезонной повышенной чувствительности МС контролируется экстрасептальными структурами. В период, когда экстремальные условия существования животных исчезают, чувствительность к пептидам резко падает. Продемонстрировано, что хроническое отделение септо-гиппокампальной системы от гипоталамических и стволовых структур не препятствует возвращению сусликов в состояние гибернации под влиянием сезонных факторов и тоническому поддержанию этого состояния.

Апробация работы По материалам диссертации опубликовано 5 статей, одна принята в печать. Материалы работы доложены на VII Всероссийской школе молодых ученых «Актуальные проблемы

нейробиологии» (Россия, Казань, 2000); Школе-конференции «Горизонты физико-химической биологии» (Россия, Пущино, 2000); XVIII съезде физиологов России (Россия, Казань, 2001); Ш Российской конференции «Актуальные проблемы сомнологии» (Россия, Санкт-Петербург, 2002); 7 Финско-Русской школе «Нейронаука» (Финляндия, Хельсинки, 2003); I Международной школе «Методы и модели в Нейрофизике» (Франция, Ле-Зуш, 2003).

Структура и объём диссертации. Диссертация изложена на 131 стр. и состоит из введения, обзора литературы, описания методики, полученных результатов, обсуждения и выводов. Список цитированной литературы состоит из 280 источников. Диссертация содержит 25 рисунков и 7 таблиц.

Обзор литературы состоит из двух разделов. Первый раздел посвящен феномену гибернации, как уникальному способу адаптации млекопитающих к экстремально неблагоприятным условиям. Представлена общая характеристика состояния гибернации, рассмотрена роль биологически активных веществ в регуляции зимней спячки, особое внимание уделено нервному контролю сезонных ритмов. Во втором разделе представлена детальная характеристика медиальной септальной области у нормотермных животных и дан обзор работ по изучению активности этой структуры в мозге зимоспящих, проведенных сотрудниками лаборатории Системной организации нейронов ИТЭБ РАН.

Материалы и методы

Экспериментальные животные. Исследование проводилось на срезах мозга якутских длиннохвостых сусликов undulatus). Суслики были

отловлены в естественной среде их обитания в летний период 1998-2002 г. (по специальному разрешению и с соблюдением всех санитарных норм). Вес животных варьировал в пределах 500-700 гр. В эксперимент брались животные, находящиеся в состоянии гибернации (декабрь-февраль), и летние бодрствующие суслики (июнь-август).

Животные были разделены на три группы. Первая группа состояла из гибернирующих сусликов (ГС). Вторая группа - из гибернирующих сусликов, которые предварительно были подвергнуты операции базальной деафферентации септум (ДГС). Животные этих двух групп содержались в холодной темной комнате при температуре 2 - 4°С. Контроль фазы баута у животных проводился визуально. Низкая ректальная температура (4-6° С) и отсутствие соматических и роговичного рефлексов свидетельствовали о том, что суслики находились в состоянии глубокой гибернации. Температура мозга у этих животных, определяемая сразу после эвтаназии, составляла 3-5°С.

Третья группа состояла из бодрствующих сусликов (БС), которые содержались в виварии при нормальной комнатной температуре и естественном освещении и имели ректальную температуру 37°С.

Базалъная деафферентация МС. Животные группы ДГС были предварительно (за 10-15 дней до эксперимента) подвергнуты операции базальной деафферентации МС, которая полностью устраняла афферентные связи от стволово-гипоталамических структур. За сутки до операции сусликов, находящихся в состоянии гибернации, переносили из вивария в теплое помещение, что вызывало их пробуждение, необходимое для стабильного состояния под наркозом. Операция проводилась под общим наркозом (пептобарбитал, 40 мг/кг внутрибрюшинно) и локальной анестезией (новокаин, 2%, подкожно). Для проведения операций был использован, атлас мозга суслика Citellus undulatus, созданный в лаборатории. Полное устранение восходящих афферентных путей к МС достигалось путем билатеральной подрезки с помощью горизонтального энцефалотома по стереотаксическим координатам : АР=15,5; 1 =2,5; h=5,8. После операции животные содержались 2 дня в теплой комнате для наблюдения за их общим состоянием. В послеоперационный период у животных (по случайной выборке) регистрировали ЭЭГ гиппокампа для проверки отсутствия тета-ритма, что являлось доказательством успешной деафферентации. Затем сусликов переносили в холодную комнату (2-4° С), где они быстро возвращались в состояние гибернации. Животных брали в эксперимент через 10-15 дней после операции, что соответствовало 5-8 дню баута. Кроме этого, по морфологическим данным за этот срок в обычных условиях заканчиваются процессы антероградной дегенерации перерезанных аксонов.

Приготовление и инкубация срезов. Изготовление и инкубация срезов проводились по стандартным методикам. Животных обезглавливали при помощи специальной гильотины. Головной мозг полностью выделяли, помещали на агар-агаровый блок и с помощью вибротома готовили фронтальные срезы толщиной 300 мкм, содержащие МС. Для оценки полноты хронической подрезки МС в группе ДГС, срезы фотографировали под

микроскопом в проходящем свете (рис.1). После приготовления, срезы помешали в термостатируемую камеру (30-31° С). Через час после начала инкубации начинали регистрировать электрическую активность нейронов МС. Скорость подачи раствора составляла 4мл/мин, объем ячеек -1 см\ В экспериментах использовался инкубационный раствор, предложенный

Yamamoto (1972). Для блокады синаптической передачи в срезах мозга использовали инкубационный раствор с повышенным (до 8 мМ) содержанием MgjSO.| и пониженным (до 0,2 мМ) содержанием СаС^.

Регистрация электрической активности нейронов. Внеклеточно проводилась параллельная запись активности двух нейронов МС двумя независимыми электродами (вольфрам, диаметр 2-3 мкм, сопротивление в физиологическом растворе 1-3 мОм). Регистрирующие электроды с помощью микроманипулятора под визуальным контролем погружали в МС. Разряды нейронов усиливали с помошью усилителя биопотенциалов (входное сопротивление 150 МОм, частотная полоса 30-100 Гц).

Для электрической стимуляции афферентных волокон использовали биполярный электрод (нихром, диаметр 30 мкм, сопротивление в физиологическом растворе 10-30 кОм), который устанавливали в нижней части септум, то есть в месте входа афферентных волокон. В группе ДГС электрод устанавливали над рубцом, образующемся в результате подрезки МС. Стимуляцию предъявляли в виде серий по 8-12 импульсов длительностью 0.15мс с частотой от 0.1 до 7 Гц и интенсивностью 100-400 мкА (1.25 порога).

Визуальное наблюдение спайковой активности нейронов, ее регистрация и последующая обработка осуществлялась с помощью специальной программы «Rabbit», разработанной сотрудником ИТЭБ РАН, С.Н. Ечиковым. Ответы нейронов регистрировали в контроле, при добавлении фармакологических веществ в инкубационную среду, и после их отмывания.

Приготовление и подача фармакологических веществ. Исследовалось действие трех нейропептидов (TSKYR, TSKY, DY), выделенных из мозга гибернантов и идентифицированных в совместной работе лаборатории химии пептидов ИБХ РАН и группы ионных каналов ИТЭБ РАН (Mikhaleva et al., 1993). Эти пептиды обнаруживают высокую и дифференцированную биологическую активность при тестировании на периферических тканях (Bronnikov et al., 1993; Mikhaleva et al., 1993; Игнатьев и др., 1995) и специфически модулируют Са+2 ток L-типа, который, в отличие от других компонент ионного транспорта претерпевает драматические

изменения в цикле-спячка-бодрствование (Alekseev et al., 1994; Kokoz et al., 1997). Пептиды растворяли в инкубационной среде до концентрации Подача растворов с пептидами осуществлялась в течение 5-8 мин.

Рис. 1. Фотография фронтального среза мозга, содержащего МС (1:6)

Стрелками обозначены р>бцы, которые образуются после базальной подрезки септум, устраняющей афферентные связи от стволово-гипоталамических структур

Для выяснения специфичности действия нейропептидов на нейронах МС было протестировано влияние моноаминов (серотонина, и норадрсналина), играющих важную роль в регуляции процесса гибернации. Концентрация растворов норадреналина (Fluka) и серотонина (Reanal) составляла 6 цМ. Раствор норадреналина стабилизировали добавлением аскорбиновой кислоты (0.1 рМ). Подача растворов с моноаминами осуществлялась в течение 2-4 мин. Растворы веществ готовили непосредственно перед экспериментом на основе инкубационной среды.

Обработка данных. Общая оценка реактивности нейронов к примененным веществам производилась па основе непрерывных записей на интеграторе текущей частоты нейронной активности (время интеграции 10 с). При обработке спонтанной активности нейронов строили гистограммы межимпульсных интервалов (ГМИ), гистограммы автокорреляционной функции (АК) и гистограммы спектральной плотности (ГСП). Вычисляли среднюю частоту разрядов и коэффициент вариации межепайковых интервалов (Cv). Дополнительно, для клеток с ритмическими залповыми разрядами, определяли устойчивость залпов (постоянную времени затухания, их частоту,

длительность и число спайков в залповом разряде. Эффекты электрической стимуляции в контроле и под действием веществ оценивали с помощью усредненных перистимульных гистограмм и растровых разверток реакций. Оценка достоверности различий характеристик нейронной активности в разных условиях эксперимента проводилась с использованием критерия Стъюдента. Для сравнительного анализа нейронной активности МС у трех групп животных применяли тест

Результаты исследований и их обсуждение

Характер спонтанной активности нейронов МС в срезах мозга трех групп сусликов.

Группа ГС. В группе ГС на 10 животных было зарегистрировано 67 нейронов МС. Септальные срезы содержали 3,25 +0,14 спонтанно активных нейронов в одном микроэлектродном треке (300ц). Средняя частота разрядов всех нейронов составляла 18,4 ±2,7 имп/с. Около четверти всех нейронов (16 из 67 клеток, 24%) имели очень высокую активность (до 35-50 имп/с, в отдельных случаях частота достигала 90-100 имп/с). Распределение нейронов в зависимости от паттерна активности было следующим: 57% нейронов обладали регулярной пейсмекерной активностью (с узким гауссовским распределением межепайковых интервалов, С„<0,4). Нейроны с периодической залповой активностью составили 27 %; для них было характерно бимодальное распределение на гистограмме межепайковых интервалов (Судля этих клеток не вычисляется). Частота залпов лежала в диапазоне 0,2 - 5,2 Гц. Наименьшая группа нейронов (16 %) обладала нерегулярной активностью и пуассоновским распределением межепайковых интервалов (С„>0,5).

ГруппаЦТС. В группе ДГС на 8 животных было зарегистрировано 43 нейрона. Хроническая базальная деафферентация приводила к существенному снижению числа спонтанно активных нейронов в септальных срезах, которое составило 1,72 ±0,16 нейронов в треке. Средняя частота разрядов была 16.2 ±4.1 имп/с.

Таблица 1. Распределение нейронов МС в соответствии с их типом спонтанной активности у ГС и ДГС.

Зшчимость различий оценивалась с помощью теста х2; критическое значение - 5,99 при Р = 0,05, V = 2.

■^Характер активности Группы"\^ животных ^ч Регулярная псйсмекерная активность Нерегулярная Активность Периодическая залповая активность

ГС 38 11 18

ДГС 24 9 10

= 0.43

Небольшая группа нейронов (3%) характеризовалась высокой частотой разрядов (30-50 Гц).

При сравнении групп ГС и ДГС было выявлено, что хроническая деафферентация септум не оказывает существенного влияния на распределение паттернов активности нейронов (таб. 1): значение х* существенно меньше критического значения, что согласуется с гипотезой одинакового распределения типов спонтанной активности у этих групп животных.

ГруппаБС. В группе БС на. 6 животных было зарегистрировано 23 нейрона. Число спонтанно активных нейронов в срезах МС у животных этой группы составило 1,62 ±0,12 в треке. Средняя частота разрядов всех нейронов составляла 12,6 ±1,3 имп/с. Максимальная частота разрядов лежала в диапазоне 20-30 имп/с и была зарегистрирована только у 17% клеток. У этой группы в МС преобладали нейроны с пейсмекерной активностью (74%) с узким гауссовским распределением межспайковых интервалов. Вторая группа нейронов (17%) характеризовалась наличием в активности периодических залпов или групп разрядов, которые следовали с частотой от 0.2 до 4.3 Гц. Меньше всего (9 %) было нейронов с нерегулярной активностью и пуассоновским распределением межспайковых интервалов.

Влияние нейропептццов на спонтанную активность нейронов МС в срезах мозга трех групп сусликов

Группа ГС. Все нейропептиды эффективно влияли на уровень и характер фоновой активности нейронов МС. Эффекты действия пептидов проявлялись, через 2-5 мин после начала аппликации и сохранялись в течение длительного времени после отмыва (до 10 мин), после чего активность градуально возвращалась к исходному фоновому уровню. При сходном уровне реактивности все три нейропептида вызывали качественно различные реакции. Реактивность нейронов к пептиду ТЖУЯ составила 56 %. Основным эффектом было снижение или полное подавление активности нейронов (таб. 2). Этот эффект был наиболее выраженным у нейронов с пейсмекерной активностью (рис. 2). Ритмическая залповая активность на фоне ТЖУЯ либо подавлялась, либо становилась менее регулярной; однако частота залпов при этом иногда возрастала. Реактивность нейронов к ТККУ составила 63,4 %. Распределение эффектов было иным - одинаковые группы нейронов отвечали повышением и снижением уровня активности (таб. 2).

Рис.2. Полное подавление активности пейсмекерного , , й)< нейрона под действием

•ПЖУК Т8КУКуТС

Представлена запись текущей частоты на интеграторе (время интеграции 10 с) Линия под графиком - период введения вещества

Реактивность к БУ составила 66%. Этот дипептид также вызывал снижение и повышение уровня активности примерно у одинаковых групп нейронов (таб 2) Практически все нейроны, у которых БУ вызывал активацию, принадлежали к пейсмекерному типу; у залповых нейронов БУ почти всегда (5 из 6 залповых клеток) вызывал снижение регулярности, частоты и плотности залпов на фоне общего снижения уровня активности. БУ никогда не вызывал полного подавления фоновых разрядов.

Группа ДГС. Нейроны МС в этой группе экспериментальных животных обнаружили низкий уровень реактивности к нейропептидам. Реакции нейронов на аппликацию всех пептидов развивались очень медленно и проявлялись только спустя 5-7 мин после их введения в инкубационную среду. Возвращение активности нейронов к исходному уровню происходило постепенно в течение 510 мин после начала отмывания. Реактивность нейронов к ТБКУЯ составила 32 %; к Т8КУ - 34 % клеток и к БУ 37%. Наиболее устойчивыми к действию пептидов оказались нейроны пейсмекерного типа, которые и составили большинство клеток, не изменяющих уровень активности. В тех случаях, когда пептиды влияли на активность пейсмекерных клеток, наблюдалось только повышение общего уровня, без изменения паттерна разрядов. Понижение активности было характерно для нерегулярных и пачечных нейронов; при этом

Рис. 3. Изменение паттерна активности нейрона под действием Т8КУ у ДГС Представлена запись спонтанной активности нейрона (2Гц) в контроле, под действием ТЖУ и после его отмывания Калибровка 1с

Таблица 2. Влияние нейропептидов и моноаминов на спонтанную активность нейронов МС в трех группах животных

ТБКУЯ

А Т Б/изм Общее число

БС 2 5 14 21

ГС 4 19 18 41

ДГС 5 7 25 37

ТБКУ

А Т Б/изм Общее число

БС 2 6 15 23

ГС 13 13 15 41

ДГС 5 7 23 35

ОУ 5-ОТ

А Т Б/ юм Общее число А Т Б/ изм Общее число

БС 5 2 12 19 БС 8 5 6 19

ГС 15 12 14 41 ГС 16 15 7 38

ДГС 8 5 22 35 ДГС 9 7 5 21

Представлено распределение нейронов в каждой группе. А - активалионный эффект; Т - тсрмозный эффект; Б/изм - без изменений в активности; Общее число - число нейронов в каждой группе животных;

НА - нордреналин; 5-ОТ - серотонин

наблюдалось либо уменьшение числа спайков в пачке, либо нарушение регулярности, вплоть до полного исчезновения (рис. 3). Надо отметить, что из всех пептидов только БУ вызывал эффект учащения пачек.

Группа БС. Реактивность нейронов МС к нейропептидам у БС была низкой. Эффекты пептидов проявлялись медленно, через 2-4 мин. от подачи вещества до появления эффекта. Уровень реактивности ТБКУЯ составил 30 %. Активалионные эффекты наблюдались вдвое реже тормозных (таб.2). Нейропептид ТВКУ вызывал изменения активности у 35 % нейронов. Основным эффектом этого пептида было торможение спонтанной активности (таб.2). Число реактивных нейронов к БУ составило 37 %. В отличие от других пептидов, БУ вызывал, преимущественно, повышение активности нейронов (таб.2).

Сравнительный анализ групп ГС. ДГС и БС. При сравнении групп ГС и ДГС обнаружено, что деафференталия септальной области приводит к статистически достоверному изменению ряда параметров в активности нейронов - вдвое уменьшается число спонтанно активных нейронов в срезе, реаклии нейронов на аппликалию пептидов начинают развиваться гораздо медленнее, резко падает уровень реактивности нейронов к нейропептидам (рис. 4). Интересно, что после деафферентации МС исчезла специфичность действия пептидов Т8КУЯ и Т8КУ: распределение активалионных и тормозных эффектов пептидов стало идентичным в двух группах (таб. 2; рис. 4). Этот факт важен,

НА

А Т Б/ юм Общее число

БС 18 2 2 22

ГС 31 4 3 38

ДГС 23 0 2 25

Рис. 4. Распределение эффектов действия нейропептидов у трех групп животных.

ГС - гибернирующие суслики, ДГС -гибернирующие суслики с деафферентированной МС, БС - бодрствующие интактныс суслики. Заштрихованные столбики - активационный эффект, темные - тормозный, светлые - отсутствие влияния вещества. По оси ординат - число реактивных нейронов в процентах. За 100% взято общее число нейронов в каждой группе.

поскольку TSKYR и его фрагмент TSKY предположительно являются представителями особого типа структурно и функционально связанных между собой пептидов, обеспечивающих циклический характер протекания спячки (Игнатьев и др., 1995).

Изменения нейронных характеристик после подрезки МС у гибернирующих сусликов можно было бы объяснить гибелью нейронов в результате проведенной операции, однако при сравнении этих данных с данными, полученными на бодрствующих летних сусликах (БС), оказалось, что по своим показателям группа ДГС очень близка к группе БС. На Рис. 4 видно, что в группе ДГС все три нейропептида вызывают изменения активности нейронов, которые поразительно схожи с нейронами бодрствующих сусликов и 022 для TSKYR, TSKY и DY, соответственно; при критическом значении fj = 5.99). Эти данные позволяют сделать заключение, что высокая сезонная реактивность МС к нейропептидам формируется под влиянием экстрасепталъных структур. Литературные данные указывают на то, что наиболее, вероятным источником такого влияния является преоптико-гипоталамическая область (Kobayashi, 1989; Yu and Cai, 1993; Cui et al., 1996; Nürnberger et al., 1997).

Действие нейропептидов на регулярные пейсмекерные нейроны отличается от их влияния на другие типы клеток (рис. 5). Для упрощения анализа этой зависимости эффекты всех трех пептидов рассматривались

Рис. 5. Распределение эффектов нейропептидов в зависимости от характера спонтанной активности нейронов МС у трех групп животных.

Обозначения как на рис.4.

суммарно для нейронов с пейсмекерной активностью, с одной стороны, и для клеток с залповой и нерегулярной активностью - с другой. Оказалось, что на нейроны с залповой и нерегулярной активностью пептиды оказывают как активирующее, так и тормозное действие. Активность пейсмекерных нейронов у обеих интактных групп (ГС и БС), за исключением единичных случаев, подавлялась при аппликации пептидов. Интересно, что базальная подрезка МС приводила к полному исчезновению тормозных реакций у нейронов с пейсмекерной активностью. Следовательно, эти эндогенно-активные клетки находятся под особенно сильным контролем со стороны экстрасептальных центров управления гибернацией. Общее снижение реактивности МС после деафферентации является следствием исчезновения реактивности пейсмекерных нейронов.

Влияние биогенных аминов на спонтанную активность нейронов МС в срезах мозга трех групп сусликов

Труппа ГС. В этой серии экспериментов была зарегистрирована активность 38 нейронов. Реактивность к норадреналину была очень высокой и составила 92% (таб. 2). На подавляющее большинство нейронов норадреналин оказывал активирующее действие. Эффект норадреналина проявлялся через 40-70 с после начала перфузии, и спустя 1-2 мин достигал максимума. Средняя частота разрядов нейронов при аппликации норадреналина составила 32.5+9.4 имп/с, что почти вдвое выше контрольного уровня. Необходимо отметить, что при повышении уровня активности залповых нейронов регулярность залпов ухудшалась или полностью исчезала.

Нейроны МС этой группы были высоко реактивны к действию серотонина (82%). Эффект развивался через 30—90 с после его введения в среду. Практически равное число нейронов отвечало на аппликацию серотонина повышением и подавлением спонтанной активности (таб. 2). Большинство нейронов, повышавших активность, характеризовались нерегулярной или залповой активностью, в то время как подавление разрядов наблюдалось, главным образом, у пейсмекерных нейронов. Средняя частота разрядов нейронов, активирующихся при ссротонине, составила 25.4 ±4.6 имп/с. Подавление активности серотонином было либо очень сильным, либо полным. Особенностью действия серотонина, описанной ранее на срезах мозга нормотермных животных (Жадина, Виноградова, 1982), было постепенное появление высокочастотных серий спайков длительностью 1-2,5 с, которые следовали с интервалом 8 -12 с и могли сохраняться в течение нескольких минут после отмывания вещества. Этот эффект наблюдался у 25 % нейронов, отвечавших активацией на действие серотонина.

Группа ДГС. Реактивность нейронов к норадреналину после хронической подрезки МС не изменилась (92%), однако полностью исчезли тормозные эффекты, наблюдаемые в группе ГС (таб. 2). Таким образом, норадреналин в группе ДГС оказывал универсальное активирующее действие. Эффекты норадреналина проявлялись гораздо быстрее по сравнению с группой ГС - через 5-15 с после его добавления в среду. Средняя частота разрядов составляла 28.8 ±4.7 имп/с.

Реактивность к серотонину была высокой (76%). Он вызывал как активационные, так и тормозные эффекты, причем активационные реакции, как и в группе ГС, наблюдались несколько чаще (таб. 2). Максимальная частота разрядов активирующихся нейронов составляла 24.3 ±3.9 имп/с. Активационные эффекты преобладали у нейронов с пейсмекерной активностью, а торможение чаще наблюдалось у клеток с нерегулярными разрядами. Иногда серотонин имел сложное действие с чередованием активационных и тормозных фаз. Описанный ранее специфический эффект серотонина (появление

Рис.6. Специфическое действие серотонина на активность нейрона У ДГС

Представлена запись активности нейрона. Калибровка 1с.

длинных плотных квазипериодических групп разрядов) в этой серии опытов был выражен очень сильно и наблюдался у 30% всех нейронов (рис. 6). Такая специфическая активность обычно появлялась у нейронов с ритмической модуляцией фоновой активности.

Группа БС Нейроны имели высокий уровень реактивности к норадреналину (91%). Основным эффектом норадреналина была активация спонтанной активности (таб. 2). Средняя частота разрядов активирующихся нейронов составила 21.5 ±3.6 имп/с.

Реактивность нейронов к серотонину в этой группе животных составила 68%. Активационные реакции преобладали (таб. 2). Значение средней частоты на максимуме возбуждающего действия серотонина

составило 23.4 ±6.1 имп/с. Тормозный эффект был менее выражен, чем в группе ГС: только у одного нейрона было зарегистрировано полное подавление активности.

Сравнительный анализ групп ГС ДГС и БС. Реактивность к действию моноаминов была высокой и существенно не отличалась у всех трех групп животных (рис. 7). Норадреналин имел универсальное активирующее действие на Рис.7. Распределение эффектов клетки МС, независимо от типа и уровня их

действия моноаминов на нейроны МС у трех групп животных Обозначения как на рис. 4.

спонтанной активности. Серотонин оказывал дифференцированное влияние, которое сохранялось при септалыюй подрезке. Необходимо отметить, что после

деафферентации септальной области значительно возрастала эффективность действия нейромсдиаторов, которая оценивается по скорости развития реакции и уровню сдвигов. Это, по-видимому, связано с компенсаторным увеличением числа рецепторов после деафферентации.

Несмотря на важное значение серотонина и норадреналина в регуляции цикла спячка-бодрствование, мало вероятно, что эти моноаминергические системы принимают непосредственное участие в управлении сезонной возбудимостью септальных клеток, поскольку они имеют одинаково высокую эффективность действия на спонтанную активность нейронов МС у всех трех групп экспериментальных животных.

Активность нейронов МС, вызванная электрической стимуляцией, в срезах мозга трех групп сусликов

Группа ГС. Большинство нейронов МС отвечали на стимуляцию нижней части сеитум (82%, 54/67 клеток). Порог появления нейронных ответов был равен 148.5±25.3 цА. Выявлено три типа реакций: в виде торможения, залпа или серии спайков, и одиночного спайка с последующим торможением. Доминировали тормозные эффекты, наблюдавшиеся у 65% реактивных клеток, преимущественно обладавших регулярным пейсмекерным типом фоновых разрядов. Эффекты стимуляции возникали с короткими латентными периодами (1-5 мс) и были двух типов: короткое стабильное торможение (20-40 мс), не менявшееся по длительности при разных частотах стимуляции, и длительное торможение (60-280 мс), длительность которого сокращалась по мере возрастания частоты стимуляции. Вторую группу нейронов (20% реактивных клеток) составляли клетки с активациопными ответами, которые могли иметь форму либо относительно короткого (60-100 мс) залпа, либо учащения активности с медленным экспоненциальным спадом до фонового уровня. Ответы первого активационного типа обычно наблюдались у нейронов с ритмической модуляцией активности; им предшествовала короткая тормозная фаза сброса (reset) длительностью 8-23 мс, приводившая к фазовой привязке фоновых залпов к стимулу. Ответы второго активационного типа были характерны для клеток с регулярными пейсмекерными разрядами. Наименьшую группу (15%) составляли нейроны, отвечавшие одиночным спайком с последующим торможением. Латентные периоды варьировали от 4,0 до 12,5 мс. Ответы такого рода наблюдались у нейронов с нерегулярной активностью.

Группа ДГС. Почти все нейроны отвечали на электрическую стимуляцию (95%, 41 из 43). Порог появления ответов на стимуляцию был выше, чем в группе ГС, и составлял 205.8±34.3 цА. Ни типы ответов, ни их распределение в деафферентированной МС, существенно не отличались от наблюдаемых в группе ГС. Основную группу составляли нейроны с тормозными реакциями на стимуляцию (66%). Как и у ГС, торможение было двух типов: короткое и длительное. Латентный период появления эффекта стимуляции составлял 1-5 мс. Вторую по объему группу (24%) составляли нейроны с активационными ответами в форме относительно короткого (60-100 мс) залпа или учащения активности с постепенным возвращением к исходному уровню. Активационные ответы были характерны для нейронов с ритмической модуляцией активности и нейронов с регулярными пейсмекерными разрядами. Наименьшую группу (10%) составляли нейроны, отвечавшие одиночным спайком.

Группа БС. На электрическую стимуляцию отвечало 73% нейронов МС (17 из 23). Порог появления ответов на стимуляцию составил 225.01+25.3 цА, Ответы были двух типов: тормозные (88%) и активационные (12%). Ответы одним спайком не наблюдались.

Влияние нейропептвдов на электрически вызванную активность нейронов МС в срезах мозга трех групп сусликов

Группа ГС. Нейропептиды модулировали вызванные ответы подавляющего большинства нейронов (70-80%). Исключение составлял лишь ТБКУ, реактивность к которому равнялась 44%. Нейропептиды оказывали различные эффекты на ответы нейронов. ТЖУЯ существенно увеличивал длительность всех видов торможения (таб. 3; рис. 8-А). Ответы активациошюго типа существенно подавлялись или полностью исчезали. Ответы одиночным спайком не менялись. ТККУ не вызвал четких однонаправленных изменений тормозных ответов: он либо слегка укорачивал торможение, либо умеренно усиливал. В результате средняя длительность торможения не отличалась значимо от контрольной (таб.3). Активационные компопенты ответов под действием ТЖУ умеренно снижались. Дипептид БУ достоверно снижал длительность тормозных реакций (таб. 3) и усиливал активационные компоненты после эффекта "сброса".

Важно отметить, что все пептиды могли эффективно влиять на ответы нейронов даже в тех случаях, когда они абсолютно не влияли на спонтанную активность.

ГруппаДГС. Влияния пептидов на вызванную активность наблюдались у 50-60% клеток МС. Анализ не выявил каких-либо определенных тенденций в изменениях ответов при действии пептидов: все нейропептиды в равной мере могли оказывать как тормозное, так и активирующее влияние на все типы ответов. В этой серии опытов обнаружилось неожиданное облегчающее влияние нейропептидов на коротколатентные ответы, состоявшие из одиночного спайка.

Группа БС. Модуляция нейропептидами вызванных ответов нейронов в этой группе была высокоэффективной (70-80%), за исключением БУ, реактивность к которому составила 38%. Эффекты пептидов на ответы нейронов были различными (таб. 3). ТЖУЯ всегда укорачивал тормозные ответы (рис. 8-Б), так что средняя длительность торможения уменьшалась почти вдвое. В отличие от этого, ТЖУ обнаружил выраженную тенденцию к усилению тормозных эффектов. Активационные и односпайковые ответы существенно не менялись.

Таблица 3. Средняя длительность тормозных ответов (мс) нейронов МС при электрической стимуляции у ГС и БС

Контроль твкта ТБКУ БУ серотонин норадреналин

ГС 58.3 ± 4.2 82.7 ±3.4* 62.8 ±2.8 45.2 ±2.3« 57.6 ±2.4 40.2 ±1.3*

БС 88.0 ±4.2 49.9 ±4.3* 94.3 ± 3.4 85.8 ± 3.6 86.4 ±4.8 71.2 ±3.2*

* - достоверность отличий от контроля при р<0.01

Рис. 8. Действие ТЖЖ на ответы нейронов МС у двух сезонных групп сусликов.

А - удлинение начального торможения у ГС; Б - блокада начального торможения у БС.

Представлены КТ-гисгограммы и растровые развертки реакций. Стимуляция - 3 Гц, шаг обработки - 5 мс, период обработки - 300 мс, 0 - момент нанесения стимула

ПУ практически не влиял на тормозные ответы, их средняя д лительность не отличалась от контрольной (таб. 2), хотя некоторые изменения тормозных и активаиионных компонентов реакций у отдельных нейронов наблюдались. В этой группе, как и в двух предыдущих, пептиды могли эффективно модулировать вызванные ответы даже тех нейронов, на спонтанную активность которых они не влияли.

Сравнительный анализ групп ГС. ДГС и БС. Несмотря на то, что хроническая деафферентация устраняла все афферентные волокна, восходящие к МС в составе медиального переднемозгового пучка, ни типы ответов нейронов на электрическую стимуляцию, ни их распределение в группе ДГС статистически значимо не отличаются от наблюдаемых в интактных группах ГС иБС.

Все примененные нейропептиды эффективно модулировали ответы нейронов на электрическую стимуляцию у всех трех групп животных. Однако сравнение групп ГС и БС показало, что пептиды обладают «сезонностью» действия на вызванные ответы нейронов: их эффекты существенно различаются у гибернирующих и бодрствующих животных. Например, Т.ЧКУК увеличивал длительность всех видов торможения в группе ГС и всегда укорачивал тормозные ответы у БС (рис. 8); Т8КУ практически не влиял на тормозные ответы у ГС, но усиливал их у БС; ПУ снижал длительность тормозных реакций у ГС и переставал действовать на них в группе БС. Однако такая сезонная специфичность действия пептидов на электрически вызываемые ответы нейронов полностью исчезала после деафферентации МС. Таким образом, можно утверждать, что тонические афферентные влияния обеспечивают специфичность нейропептидной модуляции синаптически вызываемых ответов нейронов МС у животных, находящихся в разных функциональных состояниях.

Влияние биогенных аминов на вызванную электрической стимуляцией активность нейронов МС в срезах мозга трех групп сусликов

Группа ГС. Норадреналин в подавляющем большинстве случаев сокращал длительность тормозных реакций на фоне общего повышения частоты разрядов (таб. 3). При залповых ответах уменьшалось начальное торможение, в то время как сами залпы могли возрастать по плотности и длительности. Вместе с тем, норадреналин полностью подавлял или сильно снижал вероятность всех коротколатентных ответов одиночных спайком (8 из 8). Серотонин практически не влиял на чисто тормозные эффекты. В то же время активационные ответы он резко или полностью подавлял.

Группа ДГС. Норадреналин у всех нейронов (п=14) укорачивал тормозные ответы на

электрическую стимуляцию (рис.9), что особенно сильно проявлялось при длительных формах тормозных ответов. Напротив, короткий тормозный сброс (reset), предшествующий активационным ответам, сохранялся, а иногда даже возрастал. Активационные реакции не усиливались на фоне норадреналина. Основной эффект серотонина на МС нейроны у ДГС (п = 21) состоял в уменьшении длительности тормозных ответов. В то же время он мог повышать активационные ответы экспоненциального типа.

Группа БС. Норадреналин подавлял односпайковые ответы и слегка укорачивал тормозные реакции. Серотонин не вызывал достоверных изменений тормозных реакций, их длительность не отличалась от контрольной (таб. 3); влияние на активациопные компоненты были менее выражены, чем у ГС.

Сравнительный анализ групп ГС. ДГС и БС показал, что действие норадреналина на вызванные ответы нейронов МС не зависит ни от сезонного состояния животного, ни от сохранности афферентных связей, поскольку он имел практически одинаковую направленность и выраженность действия во всех экспериментальных группах.

Действие серотонина также не зависело от сезона, хотя в группе БС эффекты были менее выраженными. Неожиданной оказалась строгая зависимость эффекта серотонина от сохранности афферентных связей. У гибернирующих сусликов действие серотонина после подрезки септум менялось практически на противоположное. Так, если в группе ГС серотонин практически не влиял на тормозные ответы и подавлял активационные компоненты, то в группе ДГС он уменьшал длительность торможения и повышал активационные ответы. Мы пока не можем объяснить этот факт, однако очевидно, что сохранность афферентных связей является необходимым условием для реализации действия серотонина на вызванные ответы нейронов МС в мозге гибернирующих животных.

Рис. 9. Уменьшение начального торможения на фоне общего повышения частоты разрядов нейрона МС у ДГС под влиянием норадреналина (НА)

Представлены РЭТ-гистофаммы и растровые развертки реакций. Стимуляция -1 Гц, шаг обработки - 20 мс, период обработки - 900 мс, 0 - момент нанесения стимула.

Влияние пептида TSKYR на спонтанную активность нейронов МС в срезах мозга гнбернирующих сусликов в условиях блокады синаптической передачи

Сравнительный анализ спонтанной и вызванной электрической стимуляцией активности нейронов МС в срезах мозга гибернирующих сусликов при действии нейропептидов. Влияния нейропептидов на синаптически вызываемые ответы в МС были значительно эффективнее их действия на уровень спонтанной активности у всех трех групп животных. Анализ показал, что число нейронов с разнонаправленными изменениями фоновой и вызванной активности составляют около 60% в группах ГС и БС, причем после деафферентации МС этот показатель достигает 73%. На этом основании было сделано предположение, что нейропептиды действуют на нейроны МС двумя разными путями: они меняют уровень спонтанной активности путем прямой модуляции пейсмекерного потенциала клеток, и регулируют ответы на электрическую стимуляцию путем пре- или постсинаптического действия. Это предположение подтверждается и специфическим облегчающим действием нейропептидов на олигосинаптические ответы одним спайком, генерация которого происходит без изменения уровня спонтанной активности (преимущественно у нейронов с нерегулярными разрядами).

Для проверки этой гипотезы была проведена серия экспериментов, в которой исследовалось действие Т8КУЯ в условиях блокады синаптической передачи. Т8КУЯ был выбран как наиболее исследованное соединение среди трех использованных в работе пептидов. Синаптическая передача блокировалась путем замены стандартной инкубационной среды на среду, в которой ионы Са2+ замещались ионами Mg2+ (бескальциевая среда). В этой экспериментальной серии мы также могли провести детальное исследование действия пептида на клетки с разным типом спонтанной активности. Известно, что инкубация срезов в бескальциевой среде является классическим тестом на выявление эндогенной составляющей в активности нейронов. Показано, что в МС есть клетки, активность которых определяется синаптическими влияниями, и эндогенно активные клетки, играющие ключевую роль в генерации гиппокампального тета-ритма. Предполагается (Ут^гаЛэуа, 1995), что эндогенно-активными являются клетки с ритмическими залповыми и регулярными разрядами.

На срезах мозга 10 гибернирующих сусликов было зарегистрировано 54 нейрона МС. Эти нейроны по характеру фоновой активности были разделены на три группы: (1) нейроны с залповой активностью, (2) нейроны с регулярной пейсмекерной и (3) с нерегулярной активностью (рис. 10). Описание характера активности этих групп нейронов приведено на стр. 5.

Влияние TSKYR на нейроны с залповой активностью. Эта группа нейронов характеризовалась наличием в активности ритмических залпов или групп разрядов. Частота залпов имела широкий разброс от 0.2 до 6 Гц. Средняя частота разрядов в этой группе составляла 10.7 ±1.9 Гц. Блокада синаптической передачи бескальциевой средой приводила к снижению частоты спонтанной активности у 90% нейронов (таб. 4), средняя частота разрядов падала до 6,8 ±2.8 Гц. Полного подавления активности не наблюдалось ни в одном случае, что подтверждает наличие эндогенного механизма генерации разрядов у залповых нейронов.

Нейропептид TSKYR вызывал изменения у 81% нейронов (таб. 4). Латентные периоды действия пептида составляли 1-3 мин. Возвращение активности к исходному уровню происходило за 10-15 мин:

При блокаде синаптической передачи TSKYR у части клеток вызывал изменения активности, идентичные наблюдаемым в бескальциевом растворе без пептида (таб. 4). Это указывает на то, что влияние пептида на эту группу нейронов опосредуется через синаптические влияния. Изменения активности других залповых клеток зависели от того, как на эти нейроны влияли TSKYR и бескальциевая среда, применяемые изолировано.

При однонаправленных влияниях пептида и бескальциевой среды, их совместное действие могло приводить к усилению реакции. Например, нейрон, слабо повышавший частоту спонтанной активности как при действии пептида в

Таблица 4. Влияние TSKYR на нейроны МС с разным типом спонтанной активности в условиях блокады синаптической передачи

Общее число нейронов Количество меток реактивных к пептиду (%) такта БКС Т5КУЯ БКС

Залповые нейроны 21 а А-10 клеток Т-6 клеток А - 2 клеток Т-19 клеток 9 клеток: эффект БКС;* 6 клеток: усиление реакции;* 6 клеток: 2х фазный эффект;

Пейсмекеры 16 44 Т-7 клеток А-3 клеток Т-10 клеток 11 клеток: эффект БКС;* 2 клетки: усиление реакции;*

Нерегулярные нейроны 17 71 А-2 клеток Т-10 клеток Т-17 клеток (полное подавление) Т-17 клеток (полное подавление)

* - достоверность изменений при р<0.05.

БКС - бескальциевая среда; А - активапцонная реакция; Т - тормозная реакция.

Рис. 11. Действие Т8КУЯ на активность залпового нейрона МС в стандартной и бескальциевой среде

Представлена запись текущей частоты спонтанной активности нейрона на интеграторе (время нтеграции 10 с). По оси ординат - частота спонтанной активности (Гц). Линия под графиком -период введения вещества. БКС - бескальциевая среда.

БКС

60 с

стандартной среде, так и при инкубации в бескальцяевом растворе, сильно активировался под действием пептида в условиях блокады синаптической передачи.

При разнонаправленных влияниях пептида и бескальциевой среды, их совместное действие приводило к двухфазной реакции (таб. 4; рис. 11). Первая фаза соответствовала усиленному эффекту пептида в стандартной среде, вторая была идентична эффекту, вызываемому бескальциевой средой.

Тот факт, что у 57 % залповых нейронов (12 из 21) действие пептида на фоне бескальциевой среды отличалось от его контрольного влияния и не соответствовало эффекту самой бескальциевой среды, свидетельствует, что нейропептид влияет на активность залповых клеток как путем синаптического действия, так и путем прямой модуляции пейсмекерного потенциала клеток.

Влияние Т8КУЯ на нейроны с регулярной пейсмекерной активностью. Средняя частота разрядов нейронов этой группы составила 15 ±3,9 имп/с. При инкубации нейронов (п=13) в бескальциевой среде не было ни одного случая полного подавления спонтанной активности (таб. 4), что подтверждает наличие эндогенного механизма генерации разрядов у регулярных пейсмекеров.

Реактивность к Т8КУЯ в этой группе нейронов была ниже, чем в группе залповых нейронов, и составляла 44%. Во всех случаях пептид вызывал слабое снижение частоты спонтанной активности (на 2,5 ±1,3 имп/с). Влияние Т8КУЯ в бескальциевой среде протестировано у 13 нейронов. У большинства клеток наблюдалось подавление частоты разрядов (таб. 4), идентичное наблюдаемому в бескальциевом растворе без пептида. Нейроны, повышавшие частоту разрядов в бескальциевой среде, при добавлении пептида сохраняли направленность изменений, при этом выраженность реакции возрастала. Таким образом, установлено, что пептидная модуляция спонтанной активности пейсмекерных нейронов МС осуществляется, преимущественно, посредством синаптической передачи.

Влияние Т8КУЯ на нейроны с нерегулярной активностью. Средняя частота разрядов нерегулярных нейронов составляла 5.06 ±1.3 имп/с. Бескальциевая среда вызывала полное подавление активности у всех нейронов с нерегулярной активностью, показывая отсутствие эндогенного механизма генерации разрядов

Рис. 12. Действие TSKYR на активность нерегулярного нейрона МС в стандартной и бескальциевой среде

Обозначения как на рис. 11.

у этих клеток. TSKYR оказывал слабое влияние на частоту спонтанной активности клеток (71 %). Средняя частота разрядов составляла 3.7 ±0.83 имп/с и значимо не отличалась от контрольной.

Влияние TSKYR на активность нейронов в бескальциевой среде было идентично влиянию бескальциевого раствора без пептида: наблюдалось полное подавление активности (таб. 4; рис. 12). На этом основании можно сделать заключение, что пептидная модуляция активности нерегулярных нейронов осуществляется исключительно через синаптическую передачу. Возможны два варианта этой модуляции. Во-первых, пептид может менять эффективность синаптической передачи через прямые влияния на пре- или постсинапс. Во-вторых, пептид может оказывать непрямое действие на нейроны с нерегулярными разрядами через изменение активности других типов клеток.

Данные, полученные в этой серии экспериментов, подтвердили предположение о том, что нейропептиды действуют на нейроны МС двумя разными путями: прямо модулируя пейсмекерный потенциал, и регулируя синаптическую передачу. В регуляции активности залповых клеток задействованы оба механизма, в то время как влияния на пейсмекерные и нерегулярные нейроны опосредуются через синаптическую передачу. Прямое действие пептида на эндогенный механизм генерации залповых разрядов в МС показывает возможность специфической пептидной модуляции тета-ритма у зимоспящих.

Заключение

Анализ зависимости нейронной активности МС от сохранности афферентных связей и сезонного состояния животных показал, что высокая сезонная активность нейронов МС в срезах мозга зимоспящих сусликов формируется под влиянием экстрасептальных центров управления гибернацией. Сравнительное исследование действия биологически активных веществ, участвующих в регуляции зимней спячки, позволило сделать предположение о пептидной природе экстрасептальных влияний на МС в период гибернации. Показано, что в период, когда экстремальные условия существования животных

исчезают, чувствительность к пептидам резко падает. Установлено, что сезонная повышенная чувствительность нейронов МС к нейропептидам является сетевым свойством этой структуры, основанное на том, что пептиды обладают специфическим модулирующим действием на эндогенно-активные нейроны, которые, в свою очередь, могут вовлекать в активность другие типы клеток посредством синаптических контактов. Прямое действие пептида на эндогенный механизм генерации залповых разрядов в МС указывает на возможность специфической пептидной модуляции тета-ритма у зимоспящих.

Необходимо отметить, что базальная подрезка септум, устраняющая как восходящие влияния от структур гипоталамической области и ствола мозга, так и нисходящие влияния септо-гиппокампальной системы, не нарушала способности животных входить в состояние спячки и поддерживать его под влиянием сезонных факторов. Этот факт указывает на то, что нисходящие влияния септо-гиппокампальной системы не являются необходимыми для погружения в состояние гибернации и тонического поддержания этого состояния, подтверждая представление о первичной роли преоптико-гипоталамической области в контроле зимней спячки.

На основании собственных результатов и литературных данных, мы предполагаем следующую схему участия МС в контроле зимней спячки (рис. 13):

В период гибернации на МС оказывается тоническое специфическое влияние со стороны экстрасептальных структур. Наиболее вероятным источником этого влияния является гипоталамус, где расположены центры, контролирующие терморегуляцию, циркадные ритмы и метаболизм (Numberger et al., 1997; Cui et al., 1996; Yu and Cai, 1993). Экстрасептальные влияния, которые, по-видимому, имеют пептидную природу, обеспечивают парадоксальную возбудимость нейронов МС в зимний период. Благодаря своей высокой возбудимости, нейроны МС становятся реактивными даже к слабым афферентным сигналам, приводя к генерации гиппокампального тета-ритма. В период тета-активности гиппокампальные влияния, с одной стороны, вызывают активацию переднего мозга. С другой стороны, нисходящие гиппокампальные афференты влияют на гипоталамические механизмы, регулирующие уровень метаболизма и температуру тела, способствуя пробуждению животного.

Рис. 13. Активность МС в мозге зимоспящих.

Выводы:

1. Повышенная активность и возбудимость нейронов МС в период зимней спячки формируется под влиянием экстрасептальных центров управления гибернацией.

2. Сезонные различия в активности нейронов МС могут формироваться под влиянием экстрасептальных эндогенных нейропептидов.

3. Нейропептиды могут оказывать прямое действие на эндогенный механизм генерации залповых разрядов в МС, что указывает на возможность специфической пептидной модуляции тета-ритма у зимоспяших.

4. Несмотря на важное значение серотонина и норадреналина в регуляции цикла спячка-бодрствование, непосредственное участие этих моноаминергических систем в управлении сезонной возбудимостью септальных клеток мало вероятно.

5. Нисходящие септо-гиппокампальные влияния не являются необходимыми для входа в гибернацию и тонического поддержания этого состояния, подтверждая представление о первичной роли преоптико-гипоталамической области в контроле гибернации.

Работа выполнена при поддержке Российского фонда фундаментальных

исследований (грант № 02-04-48420 и грант № 04-04-48658), и фонда Президента

РФ (грант «научные школы», № НШ -1872.2003.4).

Список опубликованных работ по теме диссертации:

1. Попова И.Ю., Виноградова О.С., Кокоз Ю.М., Зиганпшн Р.Х., Иванов В.Т. (2002) Влияние хронического разъединения септальной области и гипоталамуса на модуляцию фоновой активности септальных нейронов биологически активными веществами у гибернантов. Журнал высшей нервной деятельности, Т.52, №2, стр. 218-227.

2. Попова И.Ю., Виноградова О.С., Кокоз Ю.М., Зиганпшн Р.Х., Иванов В.Т. (2002) Модуляция нейропептидами вызванных ответов нейронов медиальной септальной области гибернирующих сусликов в условиях хронической изоляции от преоптико-гипоталамических структур. Журнал высшей нервной деятельности, Т.52, №3, стр.259-267.

3. I.Yu.Popova, Yu.M.Kokoz and O.S.Vinogradova (2003) The paradoxically high reactivity of septal neurons in hibernating ground squirrels to endogenous neuropeptides after chronical deafferentation of septum from preoptico-hypotalamic areas. Comparative Biochem.Physiol., Part 2,135, pp.3 83-402.

4. I.Yu.Popova, O.S.Vinogradova, YUM.KOKOZ, R.H.Ziganshin, V.T.Ivanov. (2003). Neuropeptide modulation of evoked responses of neurons in the medial septal region of hibernating ground squirrels in conditions of chronic isolation of the medial septal region from preoptic-hypothalamic structures. Neurosci Behav Physiol., 33(5), pp. 521-528.

5. Попова И.Ю. (2004) Роль медиальной септальной области в нервном контроле гибернации. Журнал высшей нервной деятельности. Журнал высшей нервной деятельности, Т. 53, № 2, стр. 163-174.

6. Popova I.Yu. and Kokoz Yu.M. (2004) The role of the medial septum in the control ofhibernation. In: Life in the cold (в печати).

Принято к исполнению 25/03/2004 Исполнено 25/03/2004

Заказ № ЮЗ Тираж 80 экз.

ООО «11-й ФОРМАТ» ИНН7726330900 Москва, Балаклавский пр-т, 20-2-93 (095)318-40-68 www autoreferat га

. í -6 4 3 Ö

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Попова, Ирина Юрьевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

I. Гибернация как уникальный способ адаптации теплокровных.

1.1. Общая характеристика состояния гибернации.

1.2. Роль биологически активных веществ в регуляции гибернации.

- пептиды.

- нейротрансмиттеры (серотонин и норадреналин).

1.3. Роль ЦНС в организации зимней спячки.

- первые модели нервного контроля цикла гибернация-эутермия.

- структуры мозга, участвующие в регуляции сезонных ритмов.

II. Медиальная септальная область в мозге эутермных и гибернирующих животных.

2.1. Медиальная септальная область в мозге эутермных животных.

- морфология.

- биохимическая природа.

- спонтанная и вызванная электрической стимуляцией активность нейронов.

- афферентные и эфферентные связи.

- функциональная роль.

2.2. Медиальная септальная область в мозге гибернирующих животных.

- активность нейронов in vitro.

- влияние биологически активных веществ на активность нейронов in vitro.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ.

1. Структура спонтанной активности нейронов МС в срезах мозга трех групп сусликов.

2. Влияние нейропептидов на спонтанную активность нейронов МС в срезах мозга трех групп сусликов.

3. Влияние биогенных аминов на спонтанную активность нейронов МС в срезах мозга трех групп сусликов.

4. Активность нейронов МС, вызванная электрической стимуляцией, в срезах мозга трех групп сусликов.

5. Влияние нейропептидов на вызванную электрической стимуляцией активность нейронов МС в срезах мозга трех групп сусликов.

6. Влияние биогенных аминов на вызванную электрической стимуляцией активность нейронов МС в срезах мозга трех групп сусликов.

7. Влияние нейропептида TSKYR на спонтанную активность нейронов МС в срезах мозга гибернирующих сусликов в условиях блокады синаптической передачи.

ОБСУЖДЕНИЕ.

1. Сравнительный анализ спонтанной активности нейронов у трех групп животных.

- действие нейропептидов.

- действие моноаминов.

2. Сравнительный анализ вызванной электрической стимуляцией активности нейронов МС у трех групп животных.

- действие нейропептидов.

- действие моноаминов.

3. Сравнительный анализ спонтанной и вызванной электрической стимуляцией активности нейронов МС при действии нейропептидов у трех групп животных.

4. Влияние TSKYR на спонтанную активность нейронов МС в срезах мозга гибернирующих сусликов в условиях блокады синаптической передачи.

5. Роль МС в нервном контроле зимней спячки.

ВЫВОДЫ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Медиальная септальная область в мозге зимоспящих"

Феномен зимней спячки, или гибернации, мелких млекопитающих больше столетия привлекает внимание исследователей (Скориченко, 1891), как эволюционно выработанная стратегия адаптации к экстремально-неблагоприятным условиям среды. Благодаря уникальной способности к минимизации уровня всех физиологических процессов, зимоспящие способны длительное время пребывать в условиях глубокой гипотермии (0-4°С) с последующим восстановлением функций до нормального физиологического уровня (Штарк, 1970). Это адаптивное поведение имеет тонкую и сложную регуляцию со стороны центральной нервной системы, которая сохраняется даже в условиях глубокой гибернации. Расшифровка механизмов выполнения мозгом регуляторных функций в условиях резкого снижения (практически до нуля) температуры тела и уровня обменных процессов является одним из наиболее важных направлений исследований по этой теме.

Исследования мозга гибернирующих животных указывают на особую роль в контроле зимней спячки септо-гиппокампальной системы (Штарк, 1970; Strumwasser, 1959; South et al., 1969; Walker et al., 1977; Heller, 1979; Heller et al., 1989), имеющей критическое значение в организации внимания, обработке информации и регуляции уровня активности переднего мозга в условиях эутермии (Pribram, 1986; Squire, 1992; Vinogradova, 1995, 2001; Wood et al., 1999). Важным функциональным звеном этой системы является медиальная септальная область, МС (Petsche et al., 1962; Bland, Bland, 1986; Brazhnik, Vinogradova, 1986; Stewart, Fox, 1990; Vinogradova, 1995). Предполагается, что в период гибернации МС может выполнять функцию «сторожевого пункта», способного запустить процесс экстренного пробуждения животного от спячки (Белоусов, 1993). Это предположение было сделано на основании сравнительных исследований нейронной активности МС в срезах мозга гибернирующих и летних бодрствующих сусликов, которые показали, что в период гибернации нейроны имеют парадоксально высокий уровень фоновой частоты и реактивности к электрической стимуляции афферентных входов по сравнению с другими исследованными структурами мозга (Белоусов, 1993; Pakhotin et al., 1993). Проверка гипотезы о том, что за поддержание высокой активности МС в период гибернации могут быть ответственны вещества эндогенной природы, выявила повышенную реактивность нейронов МС из мозга гибернирующих животных к эндогенным нейропептидам TRH, TSKYR, TSKY, DY, предположительно участвующим в регуляции зимней спячки (Белоусов, 1993; Pakhotin et al., 1993; Zenchenko et al., 2000).

Однако до настоящего времени не выяснено, чем объясняется сезонное изменение характеристик активности МС - эндогенными перестройками самих этих нейронов или экстрасептальными влияниями. Для того, чтобы ответить на этот вопрос необходимо проанализировать роль восходящих к МС связей от других структур мозга. Если особые свойства МС в период гибернации формируются под влиянием экстрасептальных структур, важно выяснить, какова биохимическая природа этих влияний и механизмы, через которые они опосредуются. Исследования в этом направлении необходимы для понимания сезонных особенностей функционирования МС в мозге зимоспящих.

Цель и задачи исследования. Цель работы состояла в исследовании принципов сезонного функционирования медиальной септальной области в мозге зимоспящих. Основные задачи исследования были следующими:

2. Исследовать действие нейропептидов (TSKYR, TSKY, DY) и моноаминов (серотонина и норадреналина) на нейронную активность МС в срезах мозга трех групп сусликов (гибернирующих, гибернирующих, которые предварительно были подвергнуты операции базальной подрезки септум, и активных летних);

Научная новизна исследования. Показано, что механизм формирования адаптации к экстремальным условиям у зимоспящих, реализуемый через нейроны МС, может быть основан на повышении чувствительности этих нейронов к эндогенным пептидам в период гибернации. Выявлено также, что формирование сезонной повышенной чувствительности МС контролируется экстрасептальными структурами. В период, когда экстремальные условия существования животных исчезают, чувствительность к пептидам резко падает. Продемонстрировано, что хроническое отделение септо-гиппокампальной системы от гипоталамических и стволовых структур не препятствует возвращению сусликов в состояние гибернации под влиянием сезонных факторов и тоническому поддержанию этого состояния.

Научно-практической значение. В работе показано, что адаптация к экстремальным условиям может быть основана на сезонном изменении чувствительности нейронов определенных областей мозга к эндогенным соединениям. Эти данные имеют важное теоретическое значение для объяснения возможности работы мозга в условиях околонулевой температуры и резко сниженного уровня метаболизма. Сравнительное исследование нейронной активности МС у животных, находящихся в разных функциональных состояниях, позволяет предположить конкретную функциональную роль этой структуры в нервном контроле гибернации. Работа имеет также и прикладное значение, поскольку эндогенные биологически активные вещества, выделенные из мозга гибернантов, могут быть использованы в качестве протекторов при различных патологических состояниях у человека (связанных с ишемией, гипоксией, гипотермией, окислительным стрессом и др.). Эти исследования могут быть использованы при разработке подходов к созданию искусственного гипобиоза у теплокровных.

ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

I. ГИБЕРНАЦИЯ КАК УНИКАЛЬНЫЙ СПОСОБ

Заключение Диссертация по теме "Физиология", Попова, Ирина Юрьевна

выводы

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Попова, Ирина Юрьевна, Пущино

1. Ануфриев А.И, Васильев И.С. Особенности терморегуляции у длиннохвостого суслика в разные периоды жизни // Адаптация животных к холоду. Новосибирск: Наука. 1990. с. 15-21.

2. Арутюнов В.С, Нарикашвили С.П, Тетевосян Т.Г. Нейронная активность ядер шва и ретикулярной формации ствола мозга у ненаркотизированной кошки // Физиол. журн. СССР. 1972. Т. 58. № 3. с. 337-345.

3. Арушанян Э.Б, Бейер Э.В. Супрахиазматические ядра гипоталамуса и организация суточного периодизма // Хронобиология и хрономедицина. Под ред. Комарова Ф.И. М.: Триада-Х. 2000. с. 50-64.

4. Арушанян Э.Б, Бейер Э.В. Место гиппокампа в биоритмологической организации поведения // Успехи физиол. наук. 2001. Т. 32. № I.e. 7995.

5. Белоусов А.Б, Бражник Е.С. Роль ГАМК-ергической регуляции в организации спонтанной и вызванной активности септальных нейронов // Журн. высш. нерв. деят. 1988. Т. 38. № 6. с. 1076-1084.

6. Белоусов А.Б, Виноградова О.С, Пахотин П.И. Возбудимость нейронов медиальной септальной области в срезах мозга гибернирующих и активных сусликов Citellus undulatus // Журн. эволюц. биохимии и физиологии. 1991. Т. 27. № 5. с. 653-659.

7. Белоусов А.Б. Сравнительный анализ активности септальных нейронов в срезах мозга гибернирующих и негибернирующих животных // Диссертация на соискание ученой степени кандидата биол. наук. Пущино. 1992.

8. Белоусов А.Б. Роль центральной нервной системы в контроле зимней спячки // Успехи физиол. наук. 1993. Т.24. № 2. с. 109-127.

9. Белявский Е.М, Федорова Н.В. Терморегуляция и цикл бодрствование сон у сусликов в условиях изменения температурного режиматермосенсорной области переднего гипоталамуса // Журн. эволюц. биохимии и физиологии. 1999. Т.35. № 6. с. 490-494.

10. Ю.Бондаренко JI.A. Современные представления о физиологии эпифиза // Нейрофизиология. 1997. Т. 29. № 3. с. 212-237.

11. П.Брагин А.Г., Отмахов Н.А. Исследование гетеросинаптических взаимодействий в полях СА1 и САЗ гиппокампа in vitro // Нейрофизиология. 1979. Т. 11. № 6. с. 524-532.

12. Бражник Е.С., Виноградова О.С. Влияние полной подрезки септум на активность ее нейронов // Журн. высш. нервн. деят. 1980. Т. 30. № 1. с.141.

13. Бражник Е.С., Виноградова О.С., Каранов A.M. Частотная модуляция тета-залпов септальных нейронов при ритмической олигосинаптической стимуляции у кроликов // Журн. высш. нервн. деят. 1985. Т. 35. № 4. с.724-732.

14. Бражник Е.С. Сравнительные характеристики залповых нейронов септум при устранении восходящих ретикулярных влияний у кроликов //Журн. высш. нервн. деят. 1986. Т. 36. №4. с. 721-729.

15. Виноградова О.С. Гиппокамп и память. М: Наука. 1975. 333 с.

16. Виноградова О.С., Жадина С.Д., Бражник Е.С. Анализ организации фоновой активности септальных нейронов морской свинки in vitro // Нейрофизиология. 1987. Т. 19. № 5. с.586-595.

17. Воронова И.П., Попова Н.К. Изменение активности триптофангидроксилазы в головном мозге при впадении в зимнюю спячку и при пробуждении // Нейрохимия. 1989. Т. 8. № 1. с. 28-33.

18. Виноградова О. С., Кичигина В.Ф., Зенченко К.И. Пейсмекерные нейроны медиальной септальной области переднего мозга и тета-ритм гиппокампа // Биол. Мембр. 1997. Т. 14. № 6. с. 584-592.

19. Виноградова О. С., Кичигина В.Ф., Кудина Т.А., Кутырева Е.В. Осцилляторные тета-процессы в нейронах септо-гиппокампальнойсистемы при обработке информации и их модуляция стволовымим структурами // Успехи соврем.биологии. 2000. Т. 120. № I.e. 103-112.

20. Гигинеишвили Ц.В., Брегвадзе И.А., Сванидзе И.К. Импульсная активность нейронов прозрачной перегородки в процессе дифференцировки в условиях тканевой структуры // Сообщ. АН ГССР. 1985. Т.18. № 3. с.601-603.

21. Громова Е.А., Ткаченко К.Н., Проводина В.Н. Характеристика функциональных связей различных областей гипоталамуса кролика // Физиол. Журнал СССР. 1965. Т.51. №6. с. 768-775.

22. Дедов И.И., Дедов В.И. Биоритмы гормонов // М.: Медицина. 1992. 255с.

23. Демин Н., Шортанова Т., Эмирбеков Э. Нейрохимия зимней спячки млекопитающих// JL: Наука. 1988. 137с.

24. Жадина С.Д., Виноградова О.С., Брагин А.Г. Влияние ацетилхоина и глутамата на нейроны септум in vitro // Журн. высш. нервн. деят. 1980. Т. 30. № 2. с. 392-397.

25. Жадина С.Д., Виноградова О.С. Действие ацетилхолина, норадреналина и серотонина на нейроны септум in vitro // Журн. высш. нервн. деят. 1982. Т. 32. № 2. с. 319-326.

26. Заморский И.И., Мыслицкий В.Ф., Пишак В.П. Латеральное ядро перегородки мозга: морфологическая и функциональная организация, роль в формировании хроноритмов // Успехи физиол. наук. 1998. Т. 29. №2. с. 68-87.

27. Заморский И.И., Пишак В.П. Функциональная организация фотопериодической системы головного мозга // Успехи физиол. наук. 2003. Т. 34. №4. с. 37-53.

28. Игнатьев Д., Загнойко В., Сухова Г., Баканева В., Сухов В. К вопросу о биологически активных веществах в тканях зимоспящих // Журн. Общ. Биол. 1995. Т. 56. № 4. с. 450-469.

29. Игнатьев Д.А., Михалева И.И., Сосулина Л.Ю., Закарян А.А., Сухова Г.С., Зиганшин Р.Х. Пептид TSKY замедляет выход суслика из состояния спячки // Журн. эволюц. биохимии и физиологии. 2001. Т. 37. №3. с. 201-205.

30. Исабекова С.Б., Курбатова Г.В. Структурная организация гипоталамуса и участие его отдельных образований в терморегуляции у рептилий и млекопитающих//Изв. АНКазССР. Серия биол. 1988. №3. с. 9-15.

31. Калабухов Н.И. Спячка млекопитающих // М.: Наука. 1985. 259с.

32. Кичигина В.Ф., Виноградова О.С. Влияние стимуляции гиппокампа на активность нейронов ретикулярной формации // Физиол. Журн. СССР. 1974. Т. 60. №9. с. 1648-1655.

33. Кичигина В., Гордеева Т. Регуляция септального пейсмекера тета-ритма ядрами шва среднего мозга // Журн. высш. нервн. деят. 1995. Т. 45. № 5. с. 848-859.

34. Кичигина В.Ф., Кудина Т.А., Зенченко К.И., Виноградова О.С. Фоновая активность нейронов гиппокампа кролика при функциональном выключении структур, регулирующих тета-ритм // Журн. высш. нервн. деят. 1998. Т. 48. № 3. с. 505-515.

35. Коваль И.Н., Саркисов Г.Т., Гамбарян J1.C. Септо-гиппокампалная система и организация поведения // Ереван: Изд-во АН АрмССР. 1986. 127с.

36. Корели А.Г. Феномен привыкания в зрительной коре кролика в онтогенезе и после разрушения прозрачной перегородки // Нейрофизиология. 1972. Т. 4. с. 123

37. Крамарова JI., Колаева С., Сапожкова Г., Карманова И. Нейропептиды и зимняя спячка // В кн.: Эволюционные аспекты гипобиоза и зимней спячки. Л.: Наука. 1986. с. 89-92.

38. Кудрявцева Н., Попова Н. Содержание серотонина в различных отделах головного мозга во время зимней спячки и пробуждения // Бюлл. Эксп. Биол. Медиц. 1973. Т. 78. № 4. с. 44-47.

39. Лапинский А.Г, Невретдинова З.Г. Некоторые показатели липидного обмена и тиреоидный статус у суслика Citellus parryii в период зимней спячки // Журн. эволюц. биохимии и физиологии. 1990. Т. 26. №1. с.41-46.

40. Леонтович Т.А. Нейронное строение и некоторые связи перегородки и примыкающих к ней структур у собаки // В сб.: Структура и функция архипалеокортекса. М.: Наука. 1968. с. 56.

41. Маулонис Ф.Э., Павлов И.Ю, Пашаева Д.Э. Рекомбинация ультраструктуры неокортекса зимоспящих в процессе адаптации к гипотермии // Бюл. эксперим. биологии и медицины. 1996. Т. 122. № 11. с.585-589.

42. Могилевский А.Я., Романов Д.А. Структурно-функциональная организация медиального пучка переднего мозга // Усп. физиол. наук. 1984. Т. 15. №2. с. 41-62.

43. Могилевский А.Я, Романов Д.А. Гипоталамус: активация мозга и сенсорные процессы // Киев: Наукова думка. 1989. 214 с.

44. Начкебия Н.Г., Начкебия А.О, ониани Л.Т. Роль септального и энторинального входов в генерации электрической активности гиппокампа в цикле бодрствование-сон у кошки // Нейрофизиология. 1987. Т. 19. №5. с. 622-630.

45. Никитина Г.М., Боравова А.И, Попов В.В. Нейрональный анализ функционального различия афферентных входов в гиппокамп в раннем онтогенезе // Журн. высш. нервн. деят. 1974. Т. 24. с. 1021.

46. Пак Д.Ф, Маслова Г.В, Куликов А.В, Бормотов В.В. Модифицированный метод определения серотониновых рецепторов 1 и 2 типа в мозге // Вопр. мед. химии. 1988. Т. 34. № 4. с. 17-21.

47. Пастухов Ю.Ф, Невретдинова З.Г, Словиков Б.И. Годовой бюджет активности и энергозатрат у зимоспящих млекопитающих // Докл. АН СССР. 1989. Т. 305. № 5. с. 1270-1273.

48. Питтендрих К. Циркадианные системы: общая перспектива // Биологические ритмы: Пер. с англ. Под. ред. Ашоффа Ю.А. М.: Мир. 1984. Т. I.e. 22-53.

49. Попова Н. О роли серотонина в механизмах зимней спячки // В кн.: Механизмы зимней спячки млекопитающих. Владивосток: ДНЦ АН СССР. 1977. с. 91-97.

50. Попова Н.К., Науменко Е.В., Колпаков В.Г. Серотонин и поведение // Новосибирск: Наука. 1978. 304 с.

51. Попова Н.К. Серотонин и зимняя спячка // В сб.: Эволюционные аспекты гипобиоза и зимней спячки. Л.: Наука. 1986. с. 25-31.

52. Семенова Т.П., Медвинская Н.И., Колаева С.Г. Соломонов Н.Г. Сезонные изменения интегративной деятельности мозга зимоспящих животных // Докл. РАН. 1998. Т. 363. № 4. с. 567-569.

53. Ситников В.Д., Кудрявцева В.В., Якименко М.А., Попова Н.К. Влияние серотонина на терморегуляцию зимоспящих в состоянии нормотермии и при выходе из глубокого гипобиоза // Бюлл. эксперим. биологии и медицины. 1986. Т. 101. № 1. с. 5-7.

54. Скориченко Г.Г. Угнетение жизни: старое и новое о зимней спячке // СПб. 1891.89 с.

55. Соколов Е.Н., Аракелов Г.Г., Литвинов Е.Г., Мартинес-Солер Р., Парцвания В.Б., Тавхелидзе Н.Н., Шехтер Е.Д., Ярмизина A.JI. Пейсмекерный потенциал нейрона // Тбилиси: Мецниереба. 1973. 215 с.

56. Тимофеев Н., Константинов Г. Нейрохимические механизмы искусственного гипобиоза и химической терморегуляции // Физиол. Журн. СССР. 1985. Т. 71. №9. с. 1145-1150.

57. Тимофеева Н.Н., Прокопьева Л.П. Нейрохимия гипобиоза и пределы криорезистентности организма // М.: Медицина. 1997. 202 с.

58. Шабан В.М. Влияние перерезок афферентных путей на вызванный потенциал, тета-ритм и активность нейронов гиппокампа // Нейрофизиология. 1970. Т. 2. с. 439.

59. Шортанова Т.Х., Шугалей B.C., Головина Т.Н. Особенности регуляции метаболизма у зимнеспящих // В кн.: Эволюционные аспекты гипобиоза и зимней спячки. Л.: Наука. 1986. с.40-43.

60. Штарк М.Б. Мозг зимнеспящих // Новосибирск: Наука. 1970. с. 130161.

61. Ярыгин К.Н., Крамарова Л.И., Иваницкий Г.Р., Колаева С.Г. Изучение рецепции тиролиберина в головном мозге суслика (Citellus undulates) в период зимней спячки // Докл. АН СССР. 1986. Т. 286. №.5. с. 12681271.

62. Adey W. R., Elul R., Walter R.D., Crandall P.H. The cooperative behavior of neuronal populations during sleep and mental tasks // Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 1967. Jul; 23 (1). p. 88.

63. Alekseev A.E., Korystova A.F., Mavlyutova D.A., Kokoz Y.M. Potential-dependent Ca2+ currents in isolated heart cells of hibernators // Biochem Mol Biol Int. 1994. V. 33. № 2. p. 365-375.

64. Alonso A., Kohler C. A study of the reciprocal connections between the septum and the entorhinal area using anterograde and retrograde axonal transport methods in the rat brain // J Comp Neurol. 1984. May 20; 225(3). p. 327-343.

65. Alonso J.R., Frotscher M. Hippocampo-septal fibers terminate on identified spiny neurons in the lateral septum: a combined Golgi/electron-microscopicand degeneration study in the rat I I Cell Tissue Res. 1989. Nov; 258 (2). p. 243-246.

66. Andersen P., Bland B.H., Dudar J.D. Organization of the hippocampal output // Exptl. Brain Res. 1973. Vol. 17. p. 152.

67. Andy O., Stephan H. Septum development in primates // In: The septal nuclei. Ed. by De France J. F. Plenum Press. 1976. p. 3.

68. Arlazoroff A., Bantal E., Fedman S. Prolonged recordings of spontaneous activity of single unit in the hypothalamus // EEG a. Clin. Neurophysiol. 1967. Suppl. 22. p. 587-588.

69. Aston-Jones G., Bloom F.E. Nonrepinephrine-containing locus coeruleus neurons in behaving rats exhibit pronounced responses to non-noxious environmental stimuli //J Neurosci. 1981. Aug; 1 (8). p. 887-900.

70. Azzam N.A., Hallenbeck J.M., Kachart B. Membrane changes during hibernation: organelle lipids undergo rapidly reversible rearrangement as body temperature drops // Nature. 2000. V. 407. № 6802. p. 317-318.

71. Baisden R.H., Woodruff M.L., Hoover D.B. Cholinergic and non-cholinergic septo-hippocampal projections: a double-label horseradish peroxidase-acetylcholinesterase study in the rabbit // Brain Res. 1984. Jan 2; 290(1). p. 146-151.

72. Barnes B.M. Freeze avoidance in a mammal: body temperatures below 0°C in an arctic hibernator// Science. 1989. V. 344. № 4912. p. 1593-1595.

73. Beckman A.L., Satinoff E. Arousal from hibernation by intrahypothalamic injections of biogenic amines in ground squirrels // Amer. J. Physiol. 1972. V. 222. p. 875-879.

74. Beckman A., Stanton T. Changes in CNS responsiveness during hibernation // Am. J. Physiol. 1976. V. 231. № 3. p. 810-816.

75. Beckman A.L., Satinoff E., Stanton T.L. Characterization of midbrain component of the trigger for arousal from hibernation // Am J Physiol. 1976. Feb; 230 (2). p. 368-375.

76. Beckman AL, Stanton TL, Satinoff E. Thermal responses during hibernation following brainstem microinjections of acetylcholine in Citellus lateralis // IsrJMedSci. 1976. Sep; 12(9). p. 1118-1121.

77. Beckman A.L. Preliminary observations of hypothalamic single unit activity in arousal and unanasthetized euthermic ground squirrels // J Therm. Biol. 1978. V.3.№2. p.92.

78. Beckman A., Stanton T. Properties of the CNS during the state of " hibernation // In: The Neural Basis of Behaviour. Ed. A. Beckman. 1982. p.19.45.

79. Beckman A.L., Llados-Eckman C. Antagonism of brain opioid peptide action reduces hibernation bout duration // Brain Res. 1985. V. 328. №2. p. 201-205.

80. Belousov A., Vinogradova O., Pakhotin P. Paradoxical state-dependent » excitability of the medial septal neurons in brain slices of ground squirrel,

81. Citellus undulatus // Neuroscience. 1990. V. 38. № 3. p. 599-608.

82. Berridge C.W., Foote S.L. Enhancement of behavioral and electroencephalographic indices of waking following stimulation of noradrenergic -receptors within the medial septal region of the basal forebrain //Neuroscience. 1996. V. 16. № 21. p. 6999-7009.

83. Bialowas J., Frotscher M. Choline acetyltransferase-immunoreactive neurons and terminals in the rat septal complex: a combined light and electron microscopic study // J Comp Neurol. 1987. May 8; 259 (2). p. 298307.

84. Bland B.H. The physiology and pharmacology of hippocampal formation theta rhythms // Prog Neurobiol. 1986. 26 (1). p. 1-54.

85. Bland S.K., Bland B.H. Medial septal modulation of hippocampal theta cell discharges // Brain Res. 1986. Jun 4; 375 (1). p. 102-116.

86. Border B, Kosinski R, Azizi S, Mihailoff G. Certain basilar pontine afferent system are GABAergic: combined HRP and immunocytochemical studies in the rat // Brain Res. Bull. 1986. V. 17. №. 2. p. 169-179.

87. Brashear H.R, Zaborszky L, Heimer L. Distribution of GABAergic and cholinergic neurons in the rat diagonal band // Neuroscience. 1986. Feb; 17 (2). p. 439-451.

88. Brauer K., Schober W., Werner L, Winkelmann E., Lungwitz W., Hajdu F. Neurons in basal forebrain complex of the rat: a golgi study // J Hirnforsch. 1988. V. 29. №1. p. 43-71.

89. Brauer K, Hajdu F, Tombol T, Winkelmann E. Ultrastructure of neurons and their synaptic contacts in medial septal nucleus of the rat // J Hirnforsch. 1990. V. 31. № l.p. 123-132.

90. Brazhnik E.S, Vinogradova O.S, Karanov A.M. Frequency modulation of neuronal theta-bursts in rabbit's septum by low frequency repetitive stimulation of the afferent pathways // Neuroscience. 1985. V. 14. p. 501508.

91. Brazhnik E.S, Vinogradova O.S. Control of the neuronal rhythmic bursts in the septal pacemaker of theta-rhythm: effects of anaesthetic and anticholinergic drugs // Brain Res. 1986. Aug 13; 380(1). p. 94-106.

92. Bronnikov G, Golozubova V, Nedergaard J, Cannon B. Regulation of proliferation of cultured brown fat cells by neuropeptides kyotorphin andneokyotorphin // Living in the Cold III / Abstract of Inter national Hibernation Symposium. 1993. p. 5.

93. Brunei S., de Montigny C. Diurnal rhythms in the responsiveness of hippocampal pyramidal neurons to serotonin, norepinephrine, gamma-aminobutyric acid and acetylcholine // Brain Res Bull. 1987. Feb; 18 (2). p. 205-212.

94. Buzsaki G. Theta oscillations in the hippocampus // Neuron 2002. Jan 31; 33 (3). p. 325-340.

95. Chatfield P.O., Lyman C.P. Subcortical electrical activity in the golden hamster during arousal from hibernation // Electroencephalogr Clin Neurophysiol Suppl. 1954. Aug; 6 (3). p. 403-408.

96. Chrobak J.J., Lorincz A., Buzsaki G. Physiological patterns in the hippocampo-entorhinal cortex system // Hippocampus. 2000.10 (4). p. 457465.

97. Cohen N.J., Eichenbaum H. Memory, amnesia, and the hippocampal System//MIT Press. 1993.

98. Conrad L.C., Pfaff D.W. Efferents from medial basal forebrain and hypothalamus in the rat. I. An autoradiographic study of the medial preoptic area//J Comp Neurol. 1976. Sep 15; 169 (2). p. 185-219.

99. Conrad L.C., Pfaff D.W. Efferents from medial basal forebrain and hypothalamus in the rat. II. An autoradiographic study of the anterior hypothalamus // J Comp Neurol. 1976. Sep 15; 169 (2). p. 221-261.

100. Сох C.M., Mason R. The effects of photoperiod on the sensitivity of rat hippocampal neurons to iontophoresed 5-HT // J Physiol. (Dr. Brit.). 1987. V. 384. p. 72.

101. Cui J., Lee T.F., Wang L.C.H. In vivo microdialysis study of changes in septal dynorphin and P~endorphin activities in active and hibernating Columbian ground squirrels // Brain Res. 1996. V. 710. p. 271-274.

102. Dark J., Kilduff T.S., Heller H.C., Licht P., Zucker I. Suprachiasmatic nuclei influence hibernation rhythms of golden-mantled ground squirrels // Brain Res. 1990. V. 509. № l.p. 111-118.

103. Dawe A.R., Spurrier W.A. Hibernation induced in ground squirrels by blood transfusion // Science. 1969. Jan 17; 163 (864). p. 298-299.

104. Dawe A., Spurrier W. The blood-born "trigger" for natural mammalian hibernation in the 13-lined ground squirrel and woodchuck // Cryobiology 1972. V. 9. p. 163-172.

105. De Sarro G.B., Ascroti C., Fraio F., Libri V., Nistico G. Evidence that locus coeruleus in the site whete clonidine and drugs acting at ot. and a2 adrenoceptors affect sleep and arousal mechanisms // Br. J Pharmac. 1987. V.90. № 4. p. 675-685.

106. Drew K.L., Osborne P.G., Frerichs K.U., Hu Y., Koren R.E., Hallenbeck J.M., Rice M.E. Ascorbate and glutathione regulation in hibernating ground squirrels // Brain Res. 1999. V. 851. p. 1-8.

107. Eastman C.I., Mistlberger R.E., Rechtschaffen A. Suprachiasmatic nuclei lesions eliminate circadian temperature and sleep rhythms in the rat // Physiol Behav. 1984. Mar; 32 (3). p. 357-368.

108. Edwards F.A., Gage P.W. Seasonal changes in inhibitory currents in rat hippocampus //Neurosci Lett. 1988. Feb 3; 84 (3). p. 266-270.

109. Feist D., Galster W. Changing in hypothalamic catecholamines and serotonin during hibernation and arousal in the Arctic ground squirrel // Сотр. Biochem. 1974. V. 46a. p. 653-662.

110. Floresco S.B., Todd C.L., Grace A.A. Glutamatergic afferents from the hippocampus to the nucleus accumbens regulate activity of ventral tegmental area dopamine neurons // J Neurosci. 2001. Jul 1; 21 (13). p. 4915-4922.

111. Freund T.F., Antal M. GABA-containing neurons in the septum control inhibitory interneurons in the hippocampus // Nature. 1988. Nov 10; 336 (6195). p. 170-173.

112. Gaykema R., Luiten P., Nyacas C., Trober J. Cortical projections patterns of the medial septum-diagonal band complex // J Сотр. Neurol. 1990. V. 293. №. l.p. 103-124.

113. Gentole N.T., Spatz M., Brenner M., McCarron R.M., Hallenbeck J.M. Decreased calcium accumulation in isolated nerve endings during hibernation in ground squirrels // Neur. Chem. Res. 1996. V. 21. № 8. p. 947-954.

114. Glantz S.A. Primer of Biostatistics. Mc Graw-Hill, N-Y. 1994. p. 455.

115. Glass J.D., Wang L.C. Effects of central injection of biogenic amines during arousal from hibernation // Am J Physiol. 1979. Mar; 236 (3). p.R162-167.

116. Gogolak G., Stumpf C., Petsche H., Sterc J. The firing pattern of septal neurons and the form of the hippocampal theta wave // Brain Res. 1968. Feb; 7 (2). p. 201-207.

117. Green J.D., Arduini A.A. Hippocampal electrical activity in arousal // J Neurophysiol. 1954. Nov; 17 (6). p. 533-557.

118. Gritti I., Manns I.D., Mainville L., Jones B.E. Parvalbumin, calbindin, or calretinin in cortically projecting and GABAergic, cholinergic, or glutamatergic basal forebrain neurons of the rat // J Comp Neurol. 2003. Mar 24; 458(1). p. 11-31.

119. Guillery R.W. Degeneration in the hypothalamic connexions of the albino rat// J Anat. 1957. Jan; 91 (1). p. 91-115.

120. Haak L.L., Mignot E, Kilduff T.S., Dement W.C., Heller H.C. Regional changes in central monoamine and metabolite levels during the hibernation cycle in the golden-mantled ground squirrel // Brain Res. 1991. Nov 1; 563 (1-2). p. 215-220.

121. Hammel H.T., Heller H.C., Sharp F.R. Probing the rostral brainstem of anesthetized, unanesthetized, and exercising dogs and of hibernating and euthermic ground squirrels // Fed Proc. 1973. May; 32 (5). p. 1588-1597.

122. Harkany Т., De Jong G.I., Soos К., Репке В., Luiten P.G., Gulya K. Beta-amyloid (1-42) affects cholinergic but not parvalbumin-containing neurons in the septal complex of the rat // Brain Res. 1995. Nov 6; 698 (1-2). p. 270-274.

123. Hegstrom C.D., Breedlove S.M. Seasonal plasticity of neuromuscular junctions in adult male Siberian hamsters (Phodopus sungorus) // Brain Res. 1999. Feb 20; 819 (1-2). p. 83-88.

124. Heller H., Poulson Т., Circannual rhythms II. Endogenous and exogenous factors controlling reproduction and hibernation in chipmunks (Eutamius) and ground squirrels (Spermophilus) // Сотр. Biochem. Physiol. 1970. V. 33. p. 357-383.

125. Heller H.C., Hammel H.T. CNS control of body temperature during hibernation// Comp Biochem Physiol A. 1972. Feb 1; 41 (2). p. 349-359.

126. Heller H., Colliver G. CNS regulation of body temperature in euthermic hibernators // Am. J. Physiol. 1974. V. 227. p. 567-582.

127. Heller H.C. Hibernation: neural aspects // Ann. Rev. Physiol. 1979. V.41. p.305-321.

128. Heller H.C., Krilowitcz B.L., Kilduff T.S. Neural mechanisms controlling hibernation // Living in the Cold. II / Eds Malan A., Canguilhem B. Colloque INSERM/ John Libbey Eurotext Ltd., 1989. p. 447-459.

129. Hennevin E., Hars В., Bloch V. Improvement of learning by mesencephalic reticular stimulation during postlearning paradoxical sleep // Behav Neural Biol. 1989. May; 51 (3). p. 291-306.

130. Herbert J. Neural systems underlying photoperiodic time * measurement: a blueprint // Experientia. 1989. Oct 15; 45 (10). p. 965-972.

131. Hilakivi J. The role of a and р-adrenoreceptors in the regylation of the stages of the sleep-waking cycle in the cat // Brain Res. 1983. V.277. № 1. p. 109-118.

132. Hori A., Minato K., Kobayashi S. Warming-activated channels of warm-sensitive neurons in hypothalamic slices // Neurosci. Lett. 1999. V. 275. p. 93-96.

133. Horowitz J.M., Thomas M.P. Lowered temperature differentially alters cellular mechanisms in hamster hippocampal neurons // J Libbey Eurotext Ltd. 1989. p. 245-253.

134. Imai-Matsumura K., Matsumura K., Tsai C.L., Nakayama T. Thermal responses of ventromedial hypothalamic neurons in vivo and in vitro // Brain Res. 1988.445. p. 193-197.

135. Jakab R.L., Leranth C. Somatospiny neurons in the rat lateral septal area are synaptic targets of hippocamposeptal fibers: a combined EM/Golgi and degeneration study // Synapse. 1990. 6(1). p. 10-22.

136. Jansky L. Neuropeptides and the central regulation of body temperature during fever and hibernation // J Therm. Biol. 1990. V.15. p. 329-347.

137. Jay T.M., Thierry A.M., Wiklund L., Glowinski J. Excitatory Amino Acid Pathway from the Hippocampus to the Prefrontal Cortex. Contribution of AMPA Receptors in Hippocampo-prefrontal Cortex Transmission // Eur J Neurosci. 1992. 4 (12). p. 1285-1295.

138. Jones B.E. Reticular formation. Cytoarhitecture, transmitters and projections // The Nervous System of the Rat. Ed. By Paxinos G. Sydney, Australia: Academic Press. 1994. p. 155-171.

139. Kalter V.G, Folk E.GJ. Hormonal induction of mammalian hibernation // Сотр. Biochim. And Physiol. 1979. V. 63A. N. 1. p. 7-13.

140. Kilduff T.S, Sharp F.R, Heller H.C. 14C.2-deoxyglucose uptake in ground squirrel brain during hibernation // J Neurosci. 1982. Feb; 2 (2). p. 143-57.

141. Kilduff T.S, Bowersox S.S, Kaitin K.I, Baker T.L, Ciaranello R.D, Dement W.C. Muscarinic cholinergic receptors and the canine model of narcolepsy// Sleep. 1986. V. 9 (1 Pt 2). p. 102-6.

142. Kilduff T.S, Miller J.D, Radeke C.M, Sharp F.R, Heller H.C. 14C-2-deoxyglucose uptake in the ground squirrel brain during entrance to and arousal from hibernation // J Neurosci. 1990. V. 10. p. 2463-2475.

143. Kiss J, Patel A.J, Freund T.F. Distribution of septohippocampal neurons containing parvalbumin or choline acetyltransferase in the rat brain //J Comp Neurol. 1990. Aug 15; 298 (3). p.362-372.

144. Kiss J.P, Windisch K, De Oliveira K, Hennings E.C, Mike A, Szasz B.K. Differential effect of nicotinic agonists on the 3H. norepinephrine release from rat hippocampal slices // Neurochem Res. 2001. Sep; 26 (8-9). p. 943-950.

145. Kobayashi S. Temperature-sensitive neurons in the hypothalamus: a new hypothesis that they act as thermostats, not as transducers // Progr. Neurobiol. 1989. V. 32. p. 103-135.

146. Kobayashi A, Osaka T, Namba Y. et al. CGRP microinjection into the ventromedial or dorsomedial hypothalamic nucleus activates heat production//Brain Res. 1999. V. 827. p. 176-184.

147. Kohler C, Chan-Pallay V, Steinbusch H. The distribution and origin of serotonine-containing fibers in the septal area: A combinedimmunohistochemical and fluorescent retrograde tracing study in the rat // J Сотр. Neurol. 1982. V. 209. N. 1. p. 91-111.

148. Kohler C., Chan-Pallay V. Distribution of GABA-containing neurons and terminals in the septal area to glutamic acid decarboxilase // Anat. Embriol. 1983. V. 167. N. 1. p. 53-66.

149. Kolaeva S.H., Lee T.F., Wang L.C., Paproski S.M. Effect of intracerebroventricular injection of neokyotorphin on the thermoregulatory responses in rats // Brain Res Bull. 1990. Sep; 25 (3). p. 407-410.

150. Kondo N., Shibata S. Calcium source for excitation-contraction coupling in myocardium of nonhibernating and hibernating chipmunks // Science. 1984. Aug 10; 225 (4662). p.641-643.

151. Kondo N., Shibata S. Difference of the inhibitory action of verapamil on the positive inotropic effect of Ca2+ between spontaneously hypertensive and normotensive rat myocardium // Experientia. 1984. Dec 15; 40 (12). p.1392-1393.

152. Kondo N. Excitation-contraction coupling in the myocardium of hibernating chipmunks // Experientia. 1986. Dec 1; 42 (11-12). p. 12201222.

153. Kondo N., Kondc J. Identification of novel blood proteins specific for mammalian hibernation // J. Biol. Chem. 1992. V. 267. p. 437-478.

154. Kortner G., Geiser F. The temporal organization of daily torpor and hibernation: circadian and circannual rhythms // Chronobiol Int. 2000. Mar; 17(2). p. 103-128.

155. Kramarova L.I., Kolaeva S.G., Yukhananov R.I., Rozhanets V.V. Content of DSIP, enkephalins and ACTH in some tissues of active andhibernating ground squirrels (Citellus suclicus) // J. Compar. Biochem. and Physiol. 1983. V. 74. p. 31-33.

156. Kroll F. Gibt es einen Humorallen Schlafstoff im Schlahirn? // Deutschen.med. Wochenschr. 1952. V. 77. p. 879-880.

157. Kvirkvelia L., Buzsaki G., Grastyan E. Septal deafferentation produces continuous rhythmic slow activity (theta) on the rat hippocampus // Acta Physiol. Hung. 1987. Vol. 70 (1). p. 127.

158. Lauterborn J.C., Tran T.M., Isackson P.J., Gall C.M. Nerve growth factor mRNA is expressed by GABAergic neurons in rat hippocampus // Neuroreport. 1993. Dec 13; 5 (3). p.273-276.

159. Lavenex P., Amaral D.G. Hippocampal-neocortical interaction: a hierarchy of associativity // Hippocampus. 2000. 10 (4). p. 420-430.

160. Leranth C., Nitsch R., Deller Т., Frotscher M. Synaptic connections of seizure-sensitive neurons in the dentate gyrus // Epilepsy Res Suppl. 1992. V.7. p.49-64.

161. Lewis P.R., Shute C.C.D. The cholinergic limbic system. Projections to hippocampal formation, medial cortex, nuclei of the ascending cholinergic reticular system, and the subfornical organ and supraoptic crest //Brain 1967. V. 90. p. 521.

162. Lewis P.R., Shute C.C.D., Silver A. Confirmation from choline acetylase analysis of a massive cholinergic innervation to the rat hippocampus//J Physiol. (Lond.). 1967. V. 191. p. 215.

163. Lindvall O., Stenevi U. Dopamine and noradrenaline neurons projecting to the septal area in the rat // Cell. Tiss. Res. 1978. V. 190. p. 383.

164. Liu В., Arlock P., Wohlfart В., Johanson B.W. Temperature effects of the Na and Ca currents in rat and hedgehog ventricular muscle // Criobiology. 1991. V.28. № 1. p. 96-104.

165. Lopez da Silva F., Witter M., Boeijinga P., Lohman A. Anatomic organization and physiology of the limbic cortex // Phisiol. Rev. 1990. V. 70. N. 2. p. 453-511.

166. Lyman C.P. Oxygen consumption body temperature and heart rate of woodchucks entering nibernation // Amer. J. Physiol. 1958. V. 194. N. 1. p. 83-91.

167. Lyman C.P., O'Brien R.C. Sensitivity to low temperature in hibernating rodents // Am J Physiol. 1972. Apr; 222 (4). p. 864-869.

168. Mancia M., Mariotti M., Roman E.R., Schieppati M. Basal forebrain and hypothalamic influences upon brain stem neurons // Ibid. 1976. V. 103. N. 3. p. 487-497.

169. Manns I.D., Mainville L., Jones B.E. Evidence for glutamate, in addition to acetylcholine and GABA, neurotransmitter synthesis in basal forebrain neurons projecting to the entorhinal cortex // Neuroscience. 2001; 107 (2). p. 249-263.

170. Margules D., Goldman В., Finck A. Hibernation: an opioid-depended state? // Brain Res. Bull. 1979. V. 4. p. 721-724.

171. Meek W.H. Neuropharmacology of timing and time perception // Brain Res Cogn Brain Res. 1996. Jun; 3 (3-4). p.227-242.

172. Mesulam M., Mufson E. J., Wainer В. H., Levey A. I. Central cholinergic pathways in the rat: an overview based on an alternative nomenclature (Chi-Ch6)//Neurosci. 1983. V. 10. p. 1185.

173. Mihailovic L. Cortical and subcortical electrical activity in hibernation and hypothermia // In: Hibernation and hypothermia, perspectives and challenges. Ed. by South F. et al. 1972. p. 434-487.

174. Miller J.D., Cao V.H., Heller H.C. Thermal effects on neuronal activity in suprachiasmatic nuclei of hibernators and nonhibernators // Am. J Physiol. 1994. V. 266. p. R1259-R1266.

175. Mitchell S.J., Rawlins J.N., Steward 0., Olton D.S. Medial septal area lesions disrupt theta rhythm and cholinergic staining in medial entorhinal cortex and produce impaired radial arm maze behavior in rats // J Neurosci. 1982. Mar; 2 (3). p. 292-302.

176. Moller M., Ravault J.P., Cozzi B. The chemical neuroanatomy of the mammalian pineal-gland-neuropeptides//Neurochem. Int. 1996. V.28. N. 1. p.23-33.

177. Mrosovsky N., Circannual cycles in hibernators // In: Strategies in cold: natural torpidity and thermogenesis. Ed. by Wang L. and Hudson J. New York: Acad. Press. 1978. p. 21-65.

178. Myers R., Yaksh T. The role of hypothalamic monoamines in hibernation and hypothermia // Hibernation and hypothermia, perspectives and challenges. Amsterdam: Elsevier. 1972. p. 551-575.

179. Nagai K., Nagai N., Sugahara K., Niijima A., Nakagawa H. Circadian rhythms and energy metabolism with special reference to the suprachiasmatic nucleus // Neurosci Biobehav Rev. 1994. Winter; 18 (4). p. 579-584.

180. Nauta WJ. An experimental study of the fornix system in the rat // J Comp Neurol. 1956. Apr; 104 (2). p. 247-271.

181. Nikmanesh F.G., Sprangenberger H., Igelmund P. Histamine enhances synaptic transmission in hippocampal slices from hibernating and warm-acclimated Turkish hamsters // Neurosci. Lett. 1996. V. 210. p. 119120.

182. Nobler M.S., Mann J.J., Sackcim H.A. Serotonin, cerebral blood flow, an cerebral metabolic rate in geriatric major depression and normal aging // Brain Res. Rev. 1999. V. 30. N. 3. p. 250-263.

183. Nurnberger F., Schindler C.U., Kriete A. The serotonin-immunoreactive system of the suprachiasmatic nucleus in the hibernating ground squirrel, Spermophilus richardsonii // Cell Tissue Res. 1989. Jun; 256 (3). p. 593-599.

184. Oeltgen P.R., Walsh J.W., Hamann S.R., Randall D.C., Spurrier W.A., Myers R.D. Hibernation "trigger": opioid-like inhibitory action on brain function of the monkey // Pharmacol Biochem Behav. 1982. Dec; 17 (6). p. 1271-1274.

185. Ogilvie K.M., Stetson M.H. The neuroendocrine control of clock-timed gonadotropin release in the female Syrian hamster: role of serotonin // J Endocrinol. 1997. Oct; 155 (1). p. 107-119.

186. Onteniente В., Tago H., Kimura H., Maeda T. Distribution of gamma-aminobutyric acid-immunoreactive neurons in the septal region of the rat brain // J Comp Neurol. 1986. Jun 15; 248 (3). p. 422-430.

187. Pakhotin P.I., Pakhotina I.D., Belousov A.B. The study of brain slices from hibernating mammals in vitro and some approaches to the analysis of hibernation problems in vivo // Progr. Neurobiol. 1993. V. 40. p. 123-161.

188. Panula P., Revuelta A.V., Cheney D.L., Wu J.Y., Costa E. An immunohistochemical study on the location of GABAergic neurons in rat septum // J Comp Neurol. 1984. Jan 1; 222 (1). p. 69-80.

189. Petsche H., Stumpf C., Gogolak G. The significance of the rabbit's septum as a relay station between the midbrain and the hippocampus // EEG & Clin. Neurophysiol. 1962. V. 14. p. 202.

190. Petsche H, Gogolak G., Vanzwieten P.A. Rhythmicity of septal cell discharges at various levels of reticular excitation // Electroencephalogr. Clin. Neurophysiol. 1965. V. 19. p.25-33.

191. Popov V.I, Bocharova L.S, Bragin A.G. Repeated changes of dendritic morphology in the hippocampus of ground squirrels in the course of hibernation// Neuroscience. 1992. V.48. N. 1. p. 45-51.

192. Popova N.K, Voitenko N.N. Brain serotonin in hibernation // Pharmacol. Biochem. and Behav. 1981. V. 14. N. 6. p. 773-777.

193. Popova N.K, Konusova A.V. // Biogen. Amines. 1985. V. 3. p. 125134.

194. Pribram K.H. The hippocampal system and recombinant processing // The hippocampusio Ed. by Isaacson R.L. and Pribram K.H. New York: Plenum Press. 1986. V. 4. p. 329-370.

195. Raisman G. Neural connections of the hypothalamus // Br Med Bull. 1966. Sep; 22 (3). p. 197-201.

196. Raisman G. The connections of the septum // Brain 1966. V. 89. p. 317-348.

197. Raitier M.N. Proposed role of septohippocampal and pallidohabenulo-raphe systems in photoperiodic time measurement // Med. Hypotheses. 1992. V. 38. p. 229-235.

198. Reid M.S., Kilduff T.S, Romero L.M, Florant G.L, Dement W.C, Heller H.C. Monoamine and metabolite levels in the cerebrospinal fluid of hibernating and euthermic marmots // J Sleep Res. 1992. Mar; 1 (1). p. 4550.

199. Rietveld W.J. Chronobiology: neural pacemakers of biological rhythms//Ann. 1st. Super. Sanita. 1993. V. 29. N. 4. p. 501-510.

200. Rosser S.P, Bruce D.S. Induction of summer hibernation in the 13-lined ground squirrel, Citellus tridecemlineatus // Cryobiology. 1978. Feb; 15(1). p. 113-116.

201. Ruby N.F., Dark J., Heller H.C., Zucker I. Suprachiasmatic nucleus: role in circannual body mass and hibernation rhythms of ground squirrels // Brain Res. 1998. 782. p. 63-72.

202. Rusak B. The role of the suprachiasmatic nuclei in the generation of circadian rhythms in the golden hamster, Mesocricetus auratus // J Сотр. Physiol. 1977. V. A118. N. 2. p. 145-164.

203. Sakurada Т., Sakurada S., Watanabe S. Action of intracerebro ventricular administration of kyotorphin and an analog on thermoregu lation in mouse // Peptides. 1983. V. 4. N. 6. p. 859-863.

204. Saleh M.A., Winget C.M. Effect of suprachiasmatic lesions on diurnal heart rate rhythm in the rat // Physiol, and Behav. 1977. V. 19. N. 4. p.561-564.

205. Sallmen Т., Beckman A.L., Stanton T.L., Eriksson K.S., Tarhanen J., Tkomosto Z., Panula P. Major changes in the brain histamine system of the ground squirrel Citellus lateralis during hibernation // J Neurosci. 1999. V. 19. p. 1824-1835.

206. Sanchez-Toscano F., Caminero A.A., Machin C., Abella G. Neuronal plasticity in the hedgehog supraoptic nucleus during hibernation // Neuroscience. 1989. 31 (2). p. 543-550.

207. Schober W., Luth H.J., Seidel J. Zur projection der rostralen paphenkerne auf die magnozellularen kerngebiete des basalen vorderhirns ratte: eine studie mit meerrettich-peroxidase // J Hirnforsch. 1989. V. 30. N. 6. p. 685-697.

208. Schwartz W.J., de la Iglesia H.O., Zlomanczuk P., Illnerova H. Encoding le Quattro stagioni within the mammalian brain: photoperiodic orchestration through the suprachiasmatic nucleus // J Biol. Rhythms. 2001. V. 16. N. 4. p. 302-311.

209. Segal M., Landis S. Afferents to the septal area of the rat studied with the method of retrograde transport of horseradish peroxidase // Brain Res. 1974. V. 84. N. 2. p. 263.

210. Smale L., Morin L.P. Photoperiodic response of hamsters with lesions of the lateral geniculate nucleus is related to hippocampal damage // Brain Res. Bull. 1990. V. 24.p.l85.

211. South F.E. Phrenic nerve-diaphragm preparations in relation to temperature and hibernation // Am. J. Physiol. 1961. V. 200. p. 565-571.

212. South F., Breazile J., Dellmann H., Epperly A. Sleep, hibernation, and hypothermia in the yellow-bellied marmots (M. flaviventris) // Depressed Metabolism / Ed. by Musacchia X., Saunders J. New York: Elsevier. 1969. p.277-312.

213. South F.E., Hannon J.P., Willis J.S., Pengelley E.T., Alpert N.R. Hibernation and hypothermia, perspectives and challenges // Amsterdam: Elsevier. 1972. p. 743.

214. Spafford D., Pengelley E. The influence of neurohumor serotonin on the hibernation in the golden mantled ground squirrel, Citellus lateralis // Сотр. Biochem. Physiol. 1971. V. 38a. N. 2. p. 239-250.

215. Speulda E., Wunnenberg W. Thermosensitivity of preoptic neurones in a hibernator at high and low ambient temperatures // Pflugers Arch. 1977. Jul 29; 370(1). p. 107-109.

216. Squire L.R. Memory and the hippocampus: a synthesis from finding with rats, monkeys and humans // Psychol. Rev. 1992. V. 99. p. 195-231.

217. Stanton T.L., Beckman A.L. Thermal changes produced by intragypothalamic injections of acetylcholine during hibernation and euthermia in Citellus lateralis // Сотр. Biochem. Physiol. 1977. V. 58A. N. 2. p. 143-150.

218. Steriade M. Arousal: revisiting the reticular activating system // Science 1996. V. 272. N. 5259. p. 225-226.

219. Stevens D., Cotman C. Excitatory amino acid antagonists depress transmission in hippocampal projections to the lateral septum // Brain Res. 1986. V. 382. p. 437-440.

220. Stewart M., Fox S. Do septal neurons pace the hippocampal theta rhythm? //Trends Neurosci. 1990. V. 13. N. 5. p. 163-168.

221. Strijkstra A.M., Hut R.A., de Wilde M.C., Stieler J., Van der Zee E.A. Hippocampal synaptophysin immunoreactivity is reduced during natural hypothermia in ground squirrels // Neurosci Lett. 2003. Jun 19; 344 (1). p.29-32.

222. Strumwasser F. Regulatory mechanisms, brain activity, and behavior during deep hibernation in the squirrel Citellus beecheyi // Am. J. Physiol. 1959. V.196.N. LP. 23-30.

223. Swan H., Schatte C. Anti-metabolic extract from the brain of the hibernating ground squirrel C. tridecemlineatus // Science. 1977. V. 195. N. 4273. p. 84-85.

224. Swan H., Reinhard F.G., Caprio D.L., Shatte C.L. Hypometabolic brain peptide from vertebrates capable of torpor // Cryobiology. 1981. V. 18. N. 6. p. 598-602.

225. Swanson L., Cowan W. The connections of the septal region in the rat //J Сотр. Neurol. 1979. V. 186. p. 621-656.

226. Takahashi N. // Naunyn Schmiledberg. 1990. p. 629-633.

227. Tkatch Т., Baranauskas G., Surmeier D.J. Basal forebrain neurons adjacent to the globus pallidus co-express GABAergic and cholinergic marker mRNAs // Neuroreport. 1998. Jun 22; 9 (9). p. 1935-1939.

228. Tombol Т., Petsche H. The histological organization of the pacemaker for the hippocampal theta rhythm in the rabbit // Brain Res. 1969. V. 17(1). p. 617.

229. Toth K., Borhegyi Z., Freund T.F. Postsynaptic targets of GABAergic hippocampal neurons in the medial septum-diagonal band of broca complex //J Neurosci. 1993. V.13. p. 3712-3724.

230. Twente J.W., Twente J.A. Progressive irritability of hibernating Citellus lateralis // Сотр. Biochem. Physiol. 1968. V. 25. p. 467-474.

231. Uuspaa V.J. The 5-hydroxytryptamine content of the brain and some other organs of the hedgehog (Erinaceus europaeus) during activity and hibernation//Experientia. 1963. V. 19. p. 156-158.

232. Varoqueaux F., Poulain P. Lateral septal projections onto tubero-infundibular neurons in the hypothalamus of the guinea pig // Cell Tissue Res. 1994. Nov; 278 (2). p. 217-225.

233. Vertes R. P., Kocsis B. Brainstem-diencephalo-septohippocampal systems controlling the theta rhythm of the hippocampus // Neurosci. 1997. V. 81. N. 4. p. 893-926.

234. Vinogradova O.S., Brazhnik E.S., Karanov A.M., Zhadina S.D. Analysis of neuronal activity in the septum with various conditions of deafferentation // Brain Res. 1980. V. 187. p. 354-358.

235. Vinogradova О. Expression, control and probable functional significance of the neuronal theta rhythm // Prog. Neurobiol. 1995. V. 45. p. 523-583.

236. Vinogradova O.S. Hippocampus as Comparator: Role of the two input and two output systems of the hippocampus in selection and registration of information // Hippocampus. 2001. V. 11. p. 578-598.

237. Walker J.M., Glofzbanek S.F., Berger K.J., Heller H.C. Sleep and hibernation in ground squirrels (Citellus spp.): electrophysiological observations // Am. J. Physiol. 1977. V. 233. N. 5. p. 213-221.

238. Wang L. Mammalian hibernation // The effects of low temperatures on biological systems. Ed. by Grout В., Morris G. Edvard Arnold. 1987. p. 348.

239. Wang L.C.H., Lee T.F. Temperature regulation // Psychoendocrinology. Behavior and Regulation of Species Adaptation. Ed. by Levine S., Brush R. New York: Acad. Press. 1989. V.2. p. 437-539.

240. Wenzel W., Ott Т., Matthies H. Post-training hippocampal rhythmic slow activity ("theta") elicited by septal stimulation improves memory consolidation in rats // Behav. Biol. 1977. Vol. 21. p. 32-40.

241. Werner L., Brauer K., Schober W., Winkelmann E. Characterisierung von neuronen im basalen vorderhirnkomplex der raffi: eine hisse und golgi-deimpragnation suitersachung//J Hirnforsch. 1990. V. 31. N. 2. p. 159-174.

242. Wictorin K., Ficher W., Gage F., Williams L., Varon S., Bjorklund A. The medial septal and diagonal band projections to the hippocampus used as a model system for the study of retrograde cholinergic cell death // Neurosci. 1986. V. 26. p. 518.

243. Winson J. Interspecies differences in the occurrence of theta // Behav Biol. 1972. Aug; 7 (4). p. 479-487.

244. Wood E.R., Dudchenko P.A., Eichenbaum H. The global record of memory in hippocampal neuronal activity // Nature. 1999. V. 397. p. 613616.

245. Woolf N.J, Eckenstein F, Butcher L.L. Cholinergic systems in the rat brain: I. projections to the limbic telencephalon // Brain Res. Bull. 1984. Dec; 13(6). p. 751-784.

246. Woolf N, Butcher L. Cholinergic system in the rat brain. III. Projections from the pontomesencephalic tegmentum to the thalamus, tectum, basal ganglia, and basal forebrain // Brain Res. Bull. 1986. V. 16. N. 5. p. 603-637.

247. Woolf N, Harrison J, Buchwald J. Cholinergic neurons of the feline pontomesencephalon. II. Ascending anatomical projections // Brain Res. 1990. V. 520. N. 1/2. p. 55-72.

248. Wunnenberg W. Thermointegrative activity of hypothalamic structures//Isr J Med Sci. 1976. Sep; 12(9). p. 1050-1051.

249. Wunnenberg W, Merker G, Speulda E. Thermosensitivity of preoptic neurons and hypothalamic function in hibernators and nonhibernators // Strategies in Cold. Ed. by Hudson L.C.H. New York: Acad. Press. 1978. p.267-297.

250. Yamamoto C. Activation of hippocampal neurons by mossy fiber stimulation in thin brain section in vitro // Exptl. Brain Res. 1972. V. 14. N.4. p. 423-435.

251. Yoshida К, Oka H. Topographical distribution of septohippocampal projections demonstrated by the PHA-L immunohistochemical method in rat // Neurosci. Lett. 1990. V. 113. N. 3. p. 247-252.

252. Yu L.C, Cai Y.P. Arousal following intra-preoptic area administration of naltrexone, ICI 174864 or nor-BNI in hibernating ground squirrels // Behav Brain Res. 1993. Oct 21; 57 (1). p. 31-35.

253. Zin R., Conforti N., Feldman S. Sensory responsiveness of single cells in the medial septal nucleus in intact and hypothalamic-deafferented rats // Exp Neurol. 1977. Jan; 54 (1). p. 7-23.

Информация о работе

Попова, Ирина Юрьевна
кандидата биологических наук
Пущино, 2004
ВАК 03.00.13

Диссертация

Медиальная септальная область в мозге зимоспящих - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы