Изучение роли альвеолярных макрофагов и нейтрофилов в развитии гриппозной инфекции на фоне действия глюкокортикоида кеналога

Сметанникова, Мария Анатольевна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Изучение роли альвеолярных макрофагов и нейтрофилов в развитии гриппозной инфекции на фоне действия глюкокортикоида кеналога
ВАК РФ 03.00.06, Вирусология

Автореферат диссертации по теме "Изучение роли альвеолярных макрофагов и нейтрофилов в развитии гриппозной инфекции на фоне действия глюкокортикоида кеналога"

На правах рукописи

Сметанникова Мария Анатольевна

ИЗУЧЕНИЕ РОЛИ АЛЬВЕОЛЯРНЫХ МАКРОФАГОВ И НЕЙТРОФИЛОВ В РАЗВИТИИ ГРИППОЗНОЙ ИНФЕКЦИИ НА ФОНЕ ДЕЙСТВИЯ ГЛЮКОКОРТИКОИДА КЕНАЛОГА

03.00.06 - вирусология

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата медицинских наук

Кольцове - 2009

003466038

Работа выполнена в Федеральном государственном учреждении науки «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека Минздравсоцразвития России.

Научный руководитель

кандидат биологических наук Шишкина Лариса Николаевна

Официальные оппоненты

доктор медицинских наук Орловская Ирина Анатольевна доктор биологических наук Бажан Сергей Иванович

Ведущая организация

Научный Центр Клинической и Экспериментальной Медицины СО РАМН, г. Новосибирск

Защита состоится «29» апреля 2009 года в 11-00 часов на заседании диссертационного совета Д 208.020.01 при ФГУН «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор» Роспотребнадзора по адресу: ФГУН ГНЦ ВБ «Вектор» Роспотребнадзора, Кольцове Новосибирской области, 630559; тел. (383) 336-74-28.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке ФГУН «Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор» Роспотребнадзора.

Автореферат разослан с/2с е^/^т^. 2009 г.

Учёный секретарь диссертационного совета,

доктор биологических наук

Карпенко Л.И.

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность исследования. Огромную роль в формировании резистентности организма к вирусу гриппа А играют факторы неспецифического или врожденного иммунитета: внеклеточные (термолабильные ß-липопротеины, компоненты слизи и сурфактанта) и клеточные, к которым относятся макрофаги, нейтрофилы и естественные киллеры в органах дыхания [Медуницын Н.В., 2004; Mayer G., 2006; Пак С.Г. и др. 2008]. При этом фагоциты (макрофаги и нейтрофилы) представляют собой первую линию противовирусной защиты, препятствуя продуктивной адсорбции вируса гриппа на клетках-мишенях, тогда как естественные киллеры распознают и уничтожают уже инфицированные, вирус-продуцирующие клетки [Hawgood S. et al., 2004; Медуницын H.B., 2004; Санин A.B., 2005; Mayer G., 2006; Мейл Д. и др., 2007; Маянский Д.Н., 2008].

Немаловажную роль играет локалыш воспалительная реакция, опосредованная неспецифическими клеткамн-эффекторани (прежде всего макрофагами и нейтрофилами) и гуморальными медиаторами (цитокинами, протеазами, активными формами кислорода, фрагментами комплемента и пр.), которая направлена на ограничение распространения вируса в организме и его фиксации в воротах инфекции. Позже, по мере развития инфекционного процесса, подключаются антиген-специфические факторы иммунитета [Мейл Д. и др., 2007; Пак С.Г. и др. 2008].

Резистентность организма к вирусам зависит от функционального состояния его основных физиологических систем, в регуляции которого принимают участие глюкокортикоидные гормоны. Известно, что глюкокортикоидные гормоны являются необходимым действующим началом при возникновении стрессовых ситуаций, требующих мобилизации адаптационных возможностей организма [Федоров Б.М., 1991; Похилько A.B. и др., 1995]. Однако в многочисленных экспериментальных и клинических исследованиях было показано, что стресс вызывает в организме человека и животных снижение количества Т- и В-лимфощггов в периферической крови, подавление первичного и вторичного иммунного ответа на различные антигены, снижение активности ЕК и Мф, подавление способности клеток продуцировать интерферон и т.д. Полагают, что все эти эффекты могут быть обусловлены повышением уровня циркулирующих глюкокортикоидных гормонов [Sheridan J.F. et al., 2000; Frustaci A. et al., 2003]. Кроме того, на фоне стресса у экспериментальных животных наблюдается активация латентных вирусных инфекций и более тяжелое течение инфекционных заболеваний, в том числе гриппа, а также подавление специфического иммунного ответа при вакцинации [Фролов Б.А. и др., 1991; Похилько A.B. и др., 1995; Ожерелков C.B. и Кожевникова Т.Н., 2005; Villard !., 2006].

Глюкокортикоиды широко используются в клинической практике в качестве средств неотложной терапии и для коррекции ряда гипериммунных состояний, а также в комплексном лечении заболеваний, сопровождающихся агранулоцитозом [McGivney S.A. and Ogirala R.G., 1994; Сигидин Я.А. и др., 1994; Машковский М.Д., 1998; Barnes P.J., 1998; van der Velden V.H., 1998;Ozkiris A. and Erkilic K., 2005]. В отличие от цкгостатиков иммуносупрессивные свойства ГК не связаны с митостатическим действием. Их эффект является результатом подавления разных этапов иммуногенеза: миграции стволовых и В-клеток, взаимодействия Т- и В-лимфоцитов, торможения высвобождения цитокинов из лимфоцитов и макрофагов и других реакций иммунной системы [Машковский М.Д., 1998].

Несмотря на то, что глюкокортикоиды являются ценными терапевтическими средствами, они могут вызывать ряд побочных эффектов, в том числе понижение сопротивляемости к различным инфекциям [Машковский М.Д., 1998]. При этом даже с учетом того, что глюкокортикоиды обладают иммунодепрессивным и противовоспалительным влиянием, нельзя дать однозначного и полного ответа, почему глюкокортикоиды повышают подверженность организма инфекционным заболеваниям, в том числ; гриппу, и усиливают тяжесть их течения.

Вместе с тем хорошо известно, хотя и остается без должного внимания иммунологов и инфекционистов, что глюкокортикоиды вызывают ускорение созревания и выход нейтрофилов из синусов костного мозга, способствуя возникновению нейтрофилеза в крови [Горизонтов П.Д., 1981; Шишкина ЛН. и др., 1987, 1988; Машковский М.Д., 1998; FukakusaM. et al., 2005]. При этом есть доказательства того, что избыточное количество циркулирующих нейтрофилов удаляется из организма главным образом через легкие, которые являются одним из мест секвестрации и метаболизации нейтрофилов [Cohen А.В. and Rossi М., 1983; Шишкина JI.H. и др., 1987, 1988; Игнатьева М.И. и др., 1993;SuwaT. et al., 2001; Bums A.R. et al., 2003].

Что касается роли нейтрофилов в защите организма от вируса гриппа и в развитии инфекционного процесса, то до сих пор она остается спорной и неоднозначной [Jakab G.J. et al., 1983; FujisawaH., 2001; Пак С.Г. и др., 2008]. Известно, что количество нейтрофилов и макрофагов в легких увеличивается в ответ на размножение вируса гриппа в клетках-мишенях [Jakab GJ. et al., 1983; Шишкина JI.H. и др., 2001; Fujisawa Н., 2001; Wareing M.D. et al., 2007; Пак С.Г. и др., 2008; Teske S. et al., 2008]. Однако остаются практически не изученными роль макрофагов и нейтрофилов в развитии осложнений и возможность коррекции патологических процессов при гриппе, часто возникающих на фоне повышенного уровня глюкоюртикоидов в организме.

Считают также, что восприимчивость клеток-мишеней респираторных органов к вирусу гриппа определяет дальнейшее развитие инфекционного процесса [Маянский А.Н., 1999; Wijburg O.L. et al., 1997]. Однако неизвестно, каким образом повышенный уровень глюкокортиюидов влияет в целом на течение гриппозной инфекции, и в частности, на восприимчивость клеток-мишеней респираторных органов к вирусу гриппа. В связи с этим, в данной работе были поставлены следующие цель и задачи исследования.

Цель исследования. Разработать экспериментальную модель пониженной резистентности организма к вирусу гриппа и оценить восприимчивость к нему респираторных органов, а также роль альвеолярных макрофагов и нейтрофилов в развитии гриппозной инфекции после предварительного введения синтетического глюкокортикоида пролонгированного действия кеналога

Задачи исследования:

1. Изучить влияние глюкокортиюида пролонгированною действия кеналога на органы-мишени для глюкокортикоидов (тимус, печень, селезенка, надпочечники) и клетки крови у мышей. Выбрать дозы и схемы введения кеналога для последующего моделирования и исследования пониженной резистентности мышей к вирусу гриппа.

2. Определить показатели резистентности мышей к адаптированному штамму вируса гриппа A/Aiehi/2/68 после предварительного введения кеналога.

3. Провести сравнительный анализ показателей восприимчивости легких и трахеи (in vivo) и клеток легких и трахеи (in vitro) к штамму вируса гриппа A/Aichi/2/68 у мышей после предварительшго введения кеналога

4. Исследовать влияние кеналога на особенности функционирования альвеолярных макрофагов и нейтрофилов в легких у мышей, инфицированных вирусом гриппа.

5. Оценить возможности коррекции пожженной резистентности организма к вирусу гриппа, возникающей после введения кеналога, с помощью иммуностимулятора хитокарбоксиметилглюкана

Научная новизна работы.

Впервые разработана лаборатория модель пониженной резистентности организма к вирусу гриппа (штамм A/Aichi/2/68 H3N2), воспроизводимая с помощью однократшго подкожного введения глюкокортикоида пролонгированного действия кеналога в дозе 5 мкг/г массы мыши за 4 сут до заражения вирусом гриппа.

Впервые обнаружено, что после предварительного введения мышам кеналога восприимчивость легких и трахеи (in vivo) и первичной суспензионной культуры клеток легких и трахеи (in vitro) к вирусу гриппа не повышается.

Впервые установлено, что продукция вируса гриппа в легких у животных, предварительно получавших кеналог, в начале инфекционного процесса повышается, а потом понижается относительно контроля из-за ускоренного истощения пула вирус-продуцирующих клеток на ранних сроках развития гриппозной инфекции.

Впервые показано, что у мышей, предварительно получавших кеналог, при инфицировании вирусом гриппа наблюдается снижение доли и функциональной активности альвеолярных макрофагов в легких.

Впервые продемонстрировано, что пониженная резистентность организма к вирусу гриппа у животных, предварительно получавших кеналог, обусловлена более сильными, чем в контроле, повреждениями легких, связанными с увеличением количества и биоцидной активности нейтрофилов.

Впервые показано, что развитие гриппозной инфекции на фоне действия кеналога характеризуется значительным численным и функциональным преимуществом нейтрофилов над альвеолярными макрофагами. Доказано, что резкий дисбаланс между популяциями альвеолярных макрофагов и нейтрофилов, наблюдаемый после введения кеналога и последующего заражения вирусом гриппа, является одной из основных причин более тяжелых патоморфологических изменений в легких, что лежит в основе пониженной резистентности и, как следствие, повышенной гибели животных.

Впервые обнаружено, что предварительное введете стимулятора макрофагалыюй активности хитокарбоксиметилглюкана на фоне индуцированной кекалогом пониженной резистентности мышей к вирусу гриппа обеспечивает ее коррекцию благодаря восстановлению баланса между показателями количества и функциональной активности альвеолярных макрофагов и нейтрофилов.

Практическая значимость работы. В данной работе доказано, что соотношение количества и функциональной активности альвеолярных макрофагов и нейтрофилов в бронхоальвеолярной лаважной жидкости при введении мышам глюкокортикоида кеналога в дозе 5 мкг/г с последующим заражением вирусом гриппа или без него соответствует определенным патоморфологическим изменениям легочной ткани. Эти показатели объективно отражают тяжесть воспалительного процесса и обретают диагностическую и прогностическую ценность в пульмонологии для принятия правильных тактических решений в процессе лечения заболеваний легких, в том числе для предотвращения развития острого респираторного дистресс-синдрома взрослых или других нейтрофил-зависимых повреждений легочной ткани.

Как показано в данной работе, своевременное применение стимуляторов функциональной активности альвеолярных макрофагов, например,

хитокарбоксиметилглюкана или его аналогов, может способствовать уменьшению риска развития чрезмерных повреждений легочной ткани и возникновения пониженной резистентности организма к вирусу гриппа на фоне применения высоких доз глкжокортикоидов, хронического стресса или гиперкортицизма

Разработанная нами лабораторная модель пониженной резистентности организма к вирусу гриппа (штамм A/Aichi/2/68 H3N2), воспроизводимая с помощью однократного подкожного введения глюкокортикоида пролонгированного действия кеналога и последующего заражения вирусом гриппа, может быть рекомендована для тестирования противовирусной, иммуностимулирующей или антипротеазной активности препаратов, которые могут представлять интерес для применения в качестве средств этиотропной или патогенетической терапии гриппа.

Положения, выноснмые на защиту:

1. Пониженная резистентность к вирусу гриппа (штамм A/Aichi/2/68) у мышей, предварительно получавших глюкокортиюид пролонгированного действия кеналог, характеризуется уменьшением ДД50 ви руса гриппа, повышением степени повреждения легких и летальности животных, увеличением продукции вируса гриппа и снижением концентрации интерферона в легких в ранние сроки после инфицирования вирусом гриппа.

2. При пониженой на фоне действия кеналога резистентности мышей к вирусу гриппа восприимчивость к нему легких и трахеи (in vivo) и первичных суспензионных культур клеток этих органов (in vitro) не повышается.

3. Основной причиной пониженной резистентности организма к вирусу гриппа на фоне действия кеналога является более сильное повреждение легких, которое развивается вследствие дисбаланса между альвеолярными макрофагами и нейтрофилами, возникающего из-за усиленного притока нейтрофилов, индуцированного введением кеналога и заражением вирусом гриппа, и недостаточной функциональной активности альвеолярных макрофагов.

4. Коррекция пониженной резистентности организма к вирусу гриппа, возникающей на фоне действия кеналога, воз можна с помощью иммуностимуляторов, обладающих способностью повышать функциональную активность альвеолярных макрофагов, например, хитокарбоксиметилглюкана

Апробация материалов диссертации. Результаты основных разделов диссертации были представлены на отечественных и зарубежных конференциях: V Сибирский физиологический съезд, 29 июня - 1 июля 2005 г., Томск, Россия; 2-я Международная конференция «Наука-Бизнес-Образование Биотехнология-

Биомедицина-Окружаюшэя среда», 10-13 мая 2005,Пушино, Россия; 2-я Международная конференция «Молекулярная медицина и биобезопасность», 20-21 октября 2005 г., Москва, Россия; Biological Medical Defense Conference, October 26-27 2005, Munich, Germany; Международная конференция «Профилактика, диагностика и лечение инфекционных болезней, общих для людей и животных», 21-23 июня 2006 г., Ульяновск, Россия; III Российская научная конференция с международным участием «Проблемы инфекционной патологии в регионах Сибири, Дальнего Востока и Крайнего Севера», 27-29 сентября 2006 г., Новосибирск, Россия; 3-я Всероссийская научно-практическая конференция с международным участием «Фундаментальные аспекты компенсаторно-приспособительных процессов», 7-9 ноября 2007 г., Новосибирск, Россия; Международная научно-практическая конференции «Биотехнология в Казахстане: проблемы и перспективы инновационного развития», 20-22 мая 2008 г., Алматы, Казахстан.

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 4 научные статьи, из них 3 - в журнале Вестник РАМН (2006,2007) и 1 - на сайте электронного журнала в Интернете (http://www.medline.ru/publicAast/).

Объем и структура диссертации. Диссертация изложена на 182 страницах, содержит 13 рисунков и 35 таблиц. Состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов, результатов собственных результатов, обсуждения результатов собственных исследований, выводов и списка литературы, содержащего 57 отечественных и 329 зарубежных источников.

Вклад автора в диссертационную работу. Материал диссертации получен и проанализирован лично автором под руководством и при участии к.б.н. Шишкиной JI.H. Статистическая обработка данных произведена при участии к.т.н. Жукова В. А. Световая и электронная микроскопия препарате® проведена при помощи и участии профессора Рябчиковой Е.И., д.м.н. Малковой Е.М., к.б.н. Омигова В.В., н.с. Тараюва О.С. и ст. лаборанта Филипповой Ю.С. Титры ИФН определены при участии к.б.н. Булычева JI.E. Аэрозольные исследования сделаны с участием к.б.н. Пьянкова О.В. Вирусологические исследования проведены с помощыо н.с. Петршценко В.А., а также инженеров Окуловой Л.М., Копыловой Е.О. и ст. лаборантов Кириченко Т.Б., Генераловой Т.И, Прудниковой Н.В. и Соловей И.М. Работы с использованием хитокарбоксиметилглюкана выполнены благодаря пошщи профессора Короленко Т.А.

Всем перечисленным сотрудникам автор выражает огромную и искреннюю благодарность

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Эксперименты проводили на конвенциональных белых мышах ICR обоего пола,

полученных из питомника ФГУН ГНЦ ВБ «Вектор». Все манипуляции с животными проводили в соответствии с действующими «Правилами проведения работ с использованием экспериментальных животных» (приложение к приказу Министерства здравоохранения СССР от 1208.1977 г. №755).

В работе использовали адаптированный к мышам штамм вируса гриппа (ВГ) A/Aichi/2/68 (H3N2). Титр ВГ в вирусаллантоисной жидкости (ВАЖ) и в образцах клеток и органов лабораторных животных определяли стандартным методом титрования при инфицировании 9-11-суточных куриных эмбрионов [Larski Z., 1992). Титр ВГ в ВАЖ и в гомогенатах легких (титры вируса в легких - ТВЛ) выражали в ^ЭИДо/мл (логарифмах 50% эмбриональных инфицирующих доз в мл). 50% летальную дозу (ЛДзо) вируса гриппа определяли при инфицировании мышей ВГ в разных дозах. Титр ВГ в использованной для экспериментов серии ВАЖ составлял 8,5±0,2 ^ЭИ/Ьо/мл.

В качестве глкжокортикоида использовали синтетический глюкокортикоидный препарат пролонгированного действия Кеналог (Кн) (фирма VEB, Berlin-Chemie, Германия), фармакологическое название - триамцинолона ацетонид.

Для стимуляции активности макрофагов применяли Хнтокарбокснметнлг.нокаи (ХКМГ) - водорастворимое производное клеточной стенки грибов Aspergillus niger, относится к (1—i>3)-ß-D-nnoKanaM (Институт химии Словацкой АН, Братислава, любезно предоставлен профессором Коганом Г.).

Почечные индексы (ПИ) тимуса, селезенки, надпочечников и печени рассчитывали как отношение массы органа к массе правой почки животного [Sullivan J B., 1989].

Получение бронхоальвеолярной лаважной жидкости (БАЛЖ), монослоя клеток БАЛЖ, определение количества альвеолярных макрофагов и нейтрофилов и их фагоцитарной и супероксиданион-продуцирующей активности проводили, как описано в [Шишкина Л.Н и др., 2001].

При оценке восприимчивости к ВГ клеток трахеи и легких in vitro использовали первичную суспензионную культуру клеток легких и трахеи мышей, полученную посредством дезагрегации тканей этих органов с помощью трипсина. Инфицирование суспензий клеток легких и трахеи проводили по раннее описанным методам [Сергеев A.A. и др., 2004]. Величины КИДю рассчитывали, используя данные о наличии вируса в пробирке и нормировали на 1 млн. клеток, то есть определяли дозы, вызывающие инфицирование 50% образцов суспензий, каждая из которых содержит I млн. клеток, по формуле: КИД^н = Kli;iw*C/106, где С есть средняя концентрация клеток в суспензии, инкубируемой для вирусной репродукции.

Для определения 50% аэрогенной инфицирующей дозы ВГ (аид50) для легких и трахеи по 6 мышей ICR были экспонированы в аэрозоле с разными концентрациями ВГ: -0,25, 0,75, 1,75, 2,75 и 3,75 IgSHJko в литре аэрозоля, генерированном из ВАЖ с 10% глицерина в установке, описанной в статье [Жуков В.А. и др., 2004]. Вдыхаемую дозу ВГ на 1 мышь в lg3H/b(CTW) рассчитывали как CxTxW, где С - концентрация ВГ в аэрозоле в ^ЭИДад/л аэрозоля, Т - время экспозиции (15 мин), W - объемная скорость дыхания мыши массой 15-17 г (16,8*10'3 л/мин, вычислена по формуле Гайтона [Guyton A.C., 1947]). Апплицированную дозу ВГ во всем дыхательном тракте в ^ЭИДзо/мышь (CTWpi) рассчитывали как CTWxpi, где pi - коэффициент осаждения для частиц аэрозоля с аэродинамическим диаметром (АД) 3,5 мкм, составляющий по оценкам 54% во всем дыхательном тракте [Сергеев А.Н. и др., 1999]. Апплицированную дозу ВГ в трахее в ^ЭИДзо/орган (СТ\Ург) рассчитывали как CTWxp2 где рг - коэффициент осаждения частиц с АД 3,5 мкм в трахее, составляющий 1,2%. Апплицированную дозу ВГ в легких в ^ЭИДо/орган (CTWp3) рассчитывали как CTWxp3 где рз - коэффициент осаждения частиц с АД 3,5 мкм в легких, составляющий 2,6% [Жуков В.А. и др., 2004].

Титр ИФН (суммарно а и ß) в супернатанте гомогенатов легочной ткани определяли титрованием исследуемых проб на культуре перевиваемых клеток мышей L-929 с использованием микрометода на 96-луночных панелях [Булычев Л.Е. и др., 1998].

Срезы органов, окрашенные гематоксилин-эозином и полутонкие срезы легких исследовали под световым микроскопом (Axiovert-40, Цейс, Германия) при увеличении 1000. Кроме того, в срезах легких, окрашенных гематоксилин-эозином, толщиной 5 мкм оценивали процент площади среза респираторной области, занятой клеточными элементами, с помощью окулярной сетки со 100 точками в перекрестах линий по числу точек пересечения, случайно совпадающих с клеточными структурами (за исключением клеток, находящихся в просвете альвеол) под световым микроскопом (Биолам-П-1, Россия) при увеличении 90 [Автандотов Г.Г., 1990].

Статистическая обработка результатов проводилось методами, описанными в [Закс Л., 1976].

Таблица 1

Схема проведения экспериментов и введения препаратов в группах животных

Группы животных Сокращенные обозначения групп и последовательность введения препаратов

Опыт Контроль

1 2 3

1 группа Опыт-1:Кн(5)-однократда п/к Кн в дозе 5 мкг/г;4, 6 сут после введения. Контроль-1 :РХ - однократно п/к РХ в объеме 100 мкл; 4, 6 сут после введения.

Для демонстрации эффектов дозы Кн и времени исследования после введения Кн по показателям крови и ПС-чувствительных органов мышей.

Продолжение таблицы 1

1 2 3

2 группа Оныт-2:Кн(1,25, 2,5, 5, 10)+ВГ(1-5)н/н - однократно п/к Кн в дозах 1,25, 2,5, 5, 10 мкг/г за 4 сут до и/н инфицирования с 1 по 5 разведениями ВАЖ в объеме 40 мкл. Контроль-2:РХ+ВГ(1-5)и/н - однократт п/к РХ в объеме 100 мкл за 4 сут до и/н инфицирования с 1 по 5 разведениями ВАЖ в объеме 40 мкл.

Для выбора оптимальной для исследования дозы Кн на основами лд50 ВГ, определения ТВЛ у павших и эвтаназировашшх мышей, концентрации ИФН в легких, степени повреждения в легких мышей.

3 группа Опыт-3:Кн(5)+ВГ(1-5)а/г однократно п/к Кн в дозе 5 мкг/г за 4 сут до аэрогенного инфицирования с 1-й по 5-ю концентрациями ВГ в литре аэрозоля. Опыт-3:Кн(5)+ВГ(1-5) in vitro - однократно п/к Кн в дозе 5 мкг/г за 4 сут до инфицирования клеток трахеи и легких с 1 по 5 разведениями ВАЖ in vitro. Контроль-3:РХ+ВГ(1-5)а/г - однократно п/к РХ в объеме 100 мкл за 4 сут до аэрогенного инфицирования с 1-й по 5-ю концентрациями ВГ в литре аэрозоля. Контроль-3:РХ+ВГ(1-5) in vitro -однократно п/к РХ в объеме 100 мкл за 4 сут до инфицирования клеток трахеи и легких с 1 по 5 разведениями ВАЖ in vitro.

Для определения восприимчивости легких и трахеи к ВГ у мышей по аид50 in vivo и по кид50 in vitro, изучения функциональной активности АМф и Нф в легких у мышей.

4 группа Опыт-4:Кн(5)+ХКМГ+ВГ(1-5)и/и - однократно п/к Кн в дозе 5 мкг/г в за 4 сут и однократно в/б ХКМГ в дозе 25 мкг/г за 2 сут до и/н инфицирования с 1-го по 5-е разведениями ВАЖ в объеме 40 мкл. Контроль-4:РХ+ХКМГ+ВГ( 1 -5)и/н однократно п/к РХ в объеме 100 мкл за 4 сут и однократно в/б ХКМГ в дозе 25 мкг/г за 2 сут до и/н инфицирования с 1-го по 5-е разведениями ВАЖ в объеме 40 мкл.

Для изучения возможности коррекции пониженной Кн резистентности мышей к ВГ с помощью ХКМГ на основании определения ЛД50 ВГ, динамики ТВЛ, степени повреждения легких, а также для изучения функциональной активности АМф и Нф(а).

ОСНОВНОЕ СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ 1. Изучение влияния кеналога на показатели глюкокюртиконд-чувствительньи органов н клеток кровн мышей

На первом этапе работы были изучены эффекты разных доз Кн (1,25,2,5, 5 и 10 мкг/г массы) по показателям глюкокортиюид-чувствитеяьных органов и клеток крови мышей. С этой целью оценивали ГШ надпочечника, тимуса, селезенки, которые атрофируются, и печени, которая гипертрофируется при введении глюкокортикоидов [Машковский М.Д., 1998]. Было показано, что наиболее демонстративные глюкокортикоидные эффекты наблюдались через 4 сут после введения Кн в дозе 5 мкг/г мышам массой 15-17 г. При этом ПИ надпочечника, тимуса и селезенки снижались, а общее количество (И) лейкоцитов (Лкц) в периферической крови увеличивалось преимущественно из-за увеличения процентного (%) и абсолютного (К) содержания нейтрофилов (Нф) (табл. 2).

Таблица 2. Глюкокортикоид-зависимые показатели у мышей массой 15-17 г через 4 сут после п/к введения кеналога (Кн) в дозе 5 мкг/г или раствора Хенкса (РХ), М+т

Показатели: Контроль- 1:РХ, п=6 Опыт-1:Кн(5), п=6

ПИ надпочечника 0,052±0,002 0,007±0,001***

ПИ тимуса 0,44±0,02 0,21±0,01***

ПИ селезенки 0,46±0,02 0,37±0,01**

ПИ печени 6,19±0,30 7,16±0,22

N Лкц крови (х103/мм5) 7,71±0,36 9,54±0,48*

% Нф крови 23,1±0,89 29,9±0,86*

N Нф крови (х103/мм3) 1,86*0,07 2,87±0,08*

Примечание: * - отличия от Контроля-1:РХ при р=0,05; ** - р<0,01; *** - р<0,001; п - количество животных; М - среднее значение, т - ошибка среднего значения.

2. Изучение показателей резистентности мышей к вирусу гриппа АШсЬЮ/бв после предварительного введения кеналога

Для проверки предположения, действительно ли введение Кн в дозе 5 мкг/г массы будет способствовать понижению резистентности мышей к ВГ, оценку показателей ЛД50 ВГ проводили в группах мышей, предварительно получавших п/к инъекции различных доз Кн: 1,25,2,5, 5 и 10мкг/г массы (табл. 3).

Таблица 3. лд50 ВГ для мышей массой 15-17 г, и/н инфицированных ВГ через 4 сут после п/к введения кеналога (Кн) в дозах 1,25,2,5, 5 и 10 мкг/г, ив контроле, (М±[<ь-)

Группы мышей ЛД5оВГ(1ВЭИД,о)

Опыт-2: Кн(1,25)+ВГ(1-5), п=40 4,7±0,6

Опыт-2: Ки(2,5)+ВГ(1-5), п=40 4,2±0,4

Опыт-2: Кн(5)+ВГ(1-5), п=40 3,6+0,4*

Опыт-2: Кн(10)+ВГ(1-5), п=40 3,1±0,4*

Контроль-2: РХ+ВГ(1-5), п=40 4,8±0,6

Примечание: * - отличия от Контроля-2:РХ+ВГ(1-5)и/н при р=0,05; п - количество животных; ЛД»- 50% летальная доза ВГ, 195- 95% доверительный интервал для показателя ЛД50, вычисленный по методу Спирмана- Кербера.

Было установлено, что введение Кн в дозах 5 и 10 мкг/г массы мыши способствуют снижению резистентности мышей к ВГ, судя по достоверному понижению его лд50. Мы предположили, что пониженная резистентность к ВГ и повышенная летальность в этих группах мышей могла быть следствием увеличенного повреждения легочной ткани, обусловленного более высокой продукцией вируса в легких павших мышей, получавших до заражения ВГ кеналог в дозах 5 мкг/г и 10 мкг/г массы мыши.

Для выяснения этого предположения были определены титры ВГ в легких (ТВЛ) у мышей, павших с 5 по 10 сут данного эксперимента при использовании для заражения 5 ЛДзо ВГ (5,5 ^ЭИДю ВГ на мышь, взятых из 2 разведения ВАЖ) после предварительного введения Кн в дозах 1,25, 2,5, 5 и 10 мкг/г и в соответствующем контроле. Было

обнаружено, что ТВЛ у мышей контрольной группы, павших через 5-10 сут после

инфицировании 5 лд50 ВГ, были достоверно выше, чем у мышей, инфицированных после

предварительного введения любой из использованных доз Кн (табл. 4).

Таблица 4. Титры ВГ в легких (ТВЛ) у павших мышей, инфицированных вирусом гриппа в дозе 5,5 ^ЭЩЬо после предварительного введения кеналога (Кн) в дозах 1,25, 2,5,5 и 10 мкг/г, на 5-10 сут эксгсримеггга, и в контроле, (М±1м)

Группы мышей ТВЛ (^ЭИД5о/мл) мышей, павших на 5-10 сут эксперимента

О пыт-2: Кн( 1,25)+ВГ(2)и/н, п=3 4,7±1,0*

Опыт-2:Кн(2,5)+ВГ(2)и/н, п=4 6,0±0,1*

Опыт-2:Кн(5)+ВГ(2)и/н, п=5 6,0±0,1*

Опыт-2:Кн(10)+ВГ(2)и/н, п=4 6,1±0,4*

Контроль-2:РХ+ВГ(2)и/н, п=3 7,3+0,5

Примечание: * - отличия от Контроля-2:РХ+ВГ(2)и/н при р=0,05; п - количество животных; М - среднее значение; 1М - 95% доверительный интервал для ТВЛ, вычисленный по методу Стьюдекга. ТВЛ оценивали только у животных, от момента гибели которых прошло не более 1 часа

Анализ полученных данных показал, что Кн в дозе 10 мкг/г массы мыши вызывал достоверное и более значительное уменьшение лд50 ВГ, чем в дозе 5 мкг/г, но с учетом сильной степени выраженности нежелательных побочных ГК-эффектов (кахексии и гипертрофии печени), эта доза не может быть использована для последующих экспериментов при инфицировании ВГ мышей после предварителыюго введения Кн.

Таким образом, полученные результаты подтверждают предположение, что доза Кн 5 мкг/г массы мыши может быть использована при моделировании состояния пониженной резистентности к ВГ, поскольку она является достаточной для индукции характерных ГК-эффекгов в организме.

Поэтому во всех дальнейших экспериментах для моделирования и исследования механизмов пониженной резистентности к ВГ мышам массой 15-17 г подкожно однократно вводили Кн в дозе 5 мкг/г шссы мыши за 4 сут до заражения ВГ.

В следующей серии экспериментов была прослежена динамика наработки ВГ в легких у мышей, инфицированных ВГ в дозе 5,5 1§ЭИД5о через 4 сут после введения Кн в дозе 5 мкг/г массы. Было обнаружено, что через 1 и 2 сут п/з ВГ и у инфицированных контрольных мышей, и у мышей, инфицированных после предварителыюго введения кеналога, ТВЛ были одинаковыми (табл. 5). Однако через 3 сут п/з ВГ у мышей опытной группы наблюдалось достоверное повышение ТВЛ относительно контроля, а начиная с 4-х сут и до 6-х сут ТВЛ у инфицировашшх мышей, предварительно получавших Кн, были существенно ниже, чем у контрольных (табл. 5).

Таблица 5. Динамика накопления ВГ в легких у эвтаназ ированных мышей, инфицированных ВГ через 4 сут после п/к введения кеналога (Кн) в дозе 5 мкг/г, и в контроле, (М+195)

Группы мышей Титры вируса григпа в легких (^ЭИДо/мл) через 1-6 сут после заражения

1 2 3 4 5 6

Опыт-2:Ки(5) +ВГ(2)и/н 7,5±0,6 8,0±0,6 8,5±0,6* 4,5±0,4* 1,0±0,2* 1,0±0,2*

Контроль-2:РХ +ВГ(2)и/н 7,5±0,6 8,3+0,6 7,5±0,6 8,1+0,6 3,0±0,4 3,5±0,4

Примечание: * - отличия от Контроля-2:РХ+ВГ(2)и/н при р=0,05; М - среднее значение, 1и - 95 %-й доверительный интервал, рассчитанный по методу Спирмана-Кербера. На каждую временную точку была взята объединенная проба от 6 животных из группы, при титровании использовали по 12 РКЭ на каждое разведение гомогената легких. ТВЛ сравнивали по X-критерию.

Возможно, что снижение ТВЛ в поздние сроки у зараженных ВГ мышей, предварительно получавших Кн, обусловлено ускоренным разрушением клеток-мишеней для ВГ при его повышенной репродукции на начальных этапах развития инфекционного процесса. Основанием для такого предположения может служить то, что сначала, то есть через 3 сут после инфицирования ВГ, его титры в легких у мышей, получавших Кн, были на порядок выше, чем в это же время у контрольной группы (табл. 5).

С целью установления одной из возможных причин повышения продукции ВГ на ранних этапах иее снижения начиная с 4-х сут инфекционного процесса в легких у мышей, получавших Кн, по сравнению с легкими мышей в контроле были оценены титры суммарного (а и Р) ИФН, как фактора геспецифической противовирусной защиты (рис. 1).

Рисунок 1.

Рисунок 1. Динамика накопления ИФН (а+|3) в легких мышей, зараженных ВГ через 4 сут после введения кеналога (Кн) в дозе 5 мкг/г или раствора Хенкса (РХ). Доверительный интервал указан только для значений, имеющих статистически значимые отличия (р=0,05).

—О— Контроль-2:РХ+ВГ(2)и/н ■ Опыт-2:Кн(5)+ВГ(2)и/и

Анализ полученных данных выявил не совсем обычную взаимосвязь между ТВЛ и титрами ИФН у инфицированных мышей, предварительно получавших Кн. Так, в этой группе через 3 сут п/з ВГ титры ИФН в легких начинали снижаться относительно контроля, и в это же время ТВЛ были достоверно выше по сравнению с контролем (табл. 5

640

з 320 $

а •»

I-

ЯП

= 40 3

I го н

1«

12 3 4 5

Вр*мя пос.1« пифициромшш лмрусам гриппа, сут

и рис. 1). Достоверное снижение титров ИФН в легких у мышей, получавших Кн до инфицирования ВГ, наблюдалось через 4 сут п/з ВГ, но ТВЛ у них в это время были также достоверно ниже, чем в контрольной группе (табл. 5 и рис. 1), хотя на фоне ослабленного действия ИФН можно было ожидать повышение ТВЛ. Через 5 и б сут п/з ВГ, несмотря на одинаковые титры ИФН в обеих группах, ТВЛ у мышей, получавших Кн до заражения ВГ, были достоверно ниже, чем у контрольных (табл. 5 и рис. 1). Возможно, эти факты свидетельствуют об уменьшении количества клеток, продуцирующих ИФН, в том числе легочных макрофагов, и/или об их функциональной супрессии у мышей, предварительно получавших Кн, через 3 и 4 сут п/з ВГ. Но это могло способствовать только повышению ТВЛ у мышей через 3 сут п/з ВГ на фоне действия Кн. Тогда как значительное снижение ТВЛ в последующие 4-6 сут п/з ВГ мышей этой группы не могло быть обусловлено пониженным уровнем ИФН в легких. Более того, ТВЛ у павших мышей на 5-10 сут п/з ВГ, в группе, получавшей Кн, также были ниже, чем в контроле (табл. 4).

Полученные данные свидетельствовали о том, что увеличение гибели инфицированных ВГ мышей, предварительно получавших Кн, не имело прямой связи с предполагаемым повышением продукции и накоплением ВГ в легких на более поздних сроках заболевания, что могло бы, в свою очередь, вызвать значительные вирус-индуцнрованные повреждения легких к моменту наступления летального исхода.

Возможно, что в легких у инфицированных ВГ мышей, предварительно получавших Кн, развиваются более ранние и более серьезные повреждения, приводящие к повышению летальности в этой группе по сравнению с контрольной группой инфицированных мышей. Для выяснения этого исследовали полутонкие срезы легких, что позволило выявить ряд патоморфологических отличий в реакции легочной ткани в ответ на заражение ВГ между мышами, предварительно получавшими К н, и контрольными. Через 4 сут п/з ВГ у мышей, предварительно получавших Кн (рис. 2а), воспалительная экссудация в легких была значительно более выражена, чем у контрольных мышей через 5 сут п/з ВГ (рис. 26). Существенным отличием было то, что более обильный воспалительно-клеточный экссудат в полости альвеол у мышей опытной группы состоял преимуществешю из Нф(а) в отличие от мышей из группы контроля (рис 2 а и б).

Введение Кн перед инфицированием ВГ вызывало также увеличение абсолютного и относительного количества Нф в бронхоальвеолярной лаважной жидкости (БАЛЖ) мышей. Можно предполагать, что развитие более сильного повреждения легких у мышей, инфицированных ВГ после предварительного введения Кн, было обусловлено, во-первых, увеличением количества Нф, обладающих высоким биоиидным потенциалом, а во-вторых, повышением восприимчивости органов дыхания к ВГ.

Рисунок 2.

* »♦. * * ь'Ь^з лчг -.К*,.'' л** * «

■-«г, »-. -—и?-* » < •* «г* * Ч "

^ г Й-У ^

-л.\ ».-с®г-..•».•'/."V; ?»«;'•. ,,? V

я. б.

2а: Легкое мыши из группы Опыт-2:Кн(5)+ВГ(2)и/н, предварительно инъецированной кеналогом (Кн), через 4 сут после заражения ВГ. Обильный воспалительно-клеточный экссудат в альвеолах, содержащий множество Нф(а) (указаны стрелками). Практически отсутствуют крупные АМф. 26: Легкое мыши из группы Контроль-2:РХ+ВГ(2)и/н через 5 сут после инфицирования ВГ. Крупные АМф в альвеолах (указаны стрелками). Полугонкие срезы. Увеличениех250. Окраска азуром 2.

В связи с этим на следующем этапе предстояло выяснить, повышается ли на фоне действия Кн восприимчивость органов дыхания и их клеток-мишеней к ВГ, что могло бы обеспечивать повышение его продукции и, следовательно, его титра в легких на ранних этапах развития инфекции.

3. Изучение восприимчивости клеток-мишеней и активности фагоцитов легких при снижении резистентности мышей к вирусу гриппа после введения глюкокортикоида пролонгированного действия кеиалога Была исследована восприимчивость легких и трахеи при аэрогенном заражении ВГ мышей, получавших Кн в группе Опыт-3:Кн(5)+ВГ(1-5)а/г, и в Контроле-3:РХ+ВГ(1-5)а/г. Для заражения мышей в малой аэродинамической камере использовали аэрозоль ВГ в пяти концентрациях: (1) 3,75; (2) 2,75; (3) 1,75; (4) 0,75 и (5) -0,25 ^ЭВДо/л.

АИД50 ВГ рассчитывали четырьмя способами (НУ), характеризующими восприимчивость трахеи и легких к ВГ в зависимости от значений С (I), СТ\У (II), СШР1 (III), СТХУрз и СШрз (IV). Обнаружено, что в Контроле-3:РХ+ВГ(1-5)а/г при трех способах расчета АИДо ВГ (1-Ш) без учета дозы ВГ, осажденной в трахее или в легких, легкие, на первый взгляд, были более восприимчивы к ВГ, чем трахея, так как АИД50 ВГ для легких почти на 1 ^ была меньше, чем А ИД о ВГ для трахеи (табл. 6). Однако при использовании для расчета АИД5о(1У) ВГ специфических коэффициентов осаждения аэрозоля ВГ в трахее (рг) и в легких (рз) восприимчивость этих органов дыхания кВГ в Контролз-3:РХ+ВГ(1-5)а/г получалась одинаковой (табл. 6).

Таблица 6. Восприимчивость к ВГ по его аид50 для легких и трахеи при аэрогенном заражении мышей, предварительно п/к инъецированных кеналогом (Кн) в дозе 5 мкг/г, и в контроле, (М±1?5)

Группы мышей АИД5о(1) ВГ (в ^ЭИДзо/л аэрозоля) в зависимости от С аэрозоля АИ&оСП) ВГ (в ^ЭИДю/мышь) в зависимости от CTW АИД5о(1П) ВГ (в 1ёЭИД5о/мышь) в зависимости от CTWp, AHfljo(IV) ВГ (в lg3mbo/opran) в зависимости от CTWp2 и CTWp3

Трахея Легкие Трахея Легкие Трахея Легкие Трахея Легкие

Опыт-3: Кн(5)+ВГ (1-5),а/г, п=30 1,41 ±0,34 1,92 ±0,42* 0,81 ±0,34 1,32 ±0,42* 0,54 ±0,34 1,05 ±0,42* -1,11 ±0,34* -0,26 ±0,42*

Контроль-3: РХ+ВГ (1-5)а/г, п=30 1,41 ±0,58 0,58 ±0,48 0,81 +0,58 -0,02 +0,48 0,54 ±0,57 -0,28 ±0,48 -1,11 +0,58 -1,59 ±0,48

Примечание: * - отличия от Контроля-3:РХ+ВГ(1-5)а/г при р=0,05; ' - отличия от АИД5о(1\0 ВГ для легких в этой же группе при р=0,05; п - количество животных; М - среднее значение; 195 - 95% доверительный интервал, АИДм - 50% аэрогенная инфицирующая доза

При этом в Опыте-3:Кн(5)+ВГ(1-5)а/г восприимчивость трахеи и легких к ВГ при трех способах расчета АИД50 ВГ (МП) без учета дозы ВГ, осажденной в этих органах, также была одинаковой (табл. 6). Тогда как при использовании для расчета АИД5о(1\0 ВГ его коэффициентов аппликации в трахее (рг) и в легких (рз) восприимчивость легких к ВГ была достоверно ниже, чем восприимчивость трахеи, судя по более высокой аид50 ВГ для легкиху мышей в Опыте-3:Кн(5)+ВГ(1-5)а/г (табл. 6).

Было показано также, что введение мышам Кн не изменяло восприимчивость их трахеи к ВГ, так как и в Опыте-3:Кн(5)+ВГ(1-5)а/г, и в Контроле-3:РХ+ВГ(1-5)а/г аид50 ВГ для трахеи были абсолютно одинаковыми при всех четырех способах расчета (табл. 6). Примечательно, при этом, что восприимчивость легких к ВГ после введения мышам Кн становилась пониженной относительно контрольных легких, о чем свидетельствовало увеличение АИДзо ВГ для легких у мышей в Опыте-3:Кн(5)+ВГ(1-5)а/г относительно соответствуют:го Контроля-3:РХ+ВГ(1-5)а/г при всех четырех способах расчета АИДю ВГ (табл. 6).

Для того чтобы определить, связано ли понижение восприимчивости легких к ВГ у мышей на фоне введения Кн с изменением чувствительности клеток-мишеней или с воздействием других факторов, были получены первичные суспензионные культуры клеток легких и трахеи мышей в опыте и в контроле и определены 50% клеточные инфицирующие дозы (КИДзон) ВГ. Никаких различий in vitro по восприимчивости к ВГ клеток легких и трахеи между группами мышей Опыт-3:Кн(5)+ВГ(1-5) in vitro и Контроль-3:РХ+ВГ(1-5) in vitro обнаружено не было. кид50н ВГ для клеток трахеи были 2,75+0,29 в Опыте-3 :Кн(5)+ВГ( 1-5) in vitro и 2,80±0,21 в Контроле-3:РХ+ВГ(1-5) in vitro, а

для легочных клеток у мышей из выше указанных групп КИД50Н ВГ были равными 3,10±0Д0 и 3,10+0,47 lg3HA50> соответственно. Следовательно, предварительное подкожное введение мышам Кн не влияло на восприимчивость клеток-мишеней легких и трахеи к ВГ in vitro и не повышало восприимчивости легких и трахеи к ВГ in vivo.

Поэтому мы предположили, что понижение резистентности мышей к ВГ на фоне действия высоких доз Кн может быть связано с изменением количества и функциональной активности АМф и Нф(а), как клеток противовирусной защиты и эффекторов воспаления. Для а/г заражения мышей в этом эксперименте была использована концентрация ВГ 2,75 1§ЭИД5о/л аэрозоля, при которой вдыхаемая доза ВГ по показателю CTW составляла 2,15 ^ЭИДзо/мышь, вызывала 100% инфицирование легких и до 10% легальности у мышей.

Полученные результаты свидетельствуют о том, что при инфицировании ВГ на фоне действия Кн происходит повышение количества (табл. 7), фагоцитарной (табл. 8) и супероксиданиои-продуцирующей (табл. 9) активности Нф в бронхоальвеолярном пространстве со значительным их преобладанием над количеством и функциональной активностью АМф.

Таблица 7. Абсолютные числа (N) АМф и Нф(а) и их соотношения в БАЛЖ через 2 сут после а/г заражения ВГ у мышей, предварительно инъецированных кеналогом (Кн) в дозе в дозе 5 мкг/г, и в группах сравнения, (М±ш)

Группы мышей Абсолютные числа клеток и их соотношения

N АМф (х105/легкие) N Нф(а) (х105/легкие) N Нф(а) на 100 АМф

Опыт-1 :Кн(5), 4 сут, п=4 1,21+0,04 0,53+0,04* " 49±1**"

Опыт-1:Кн(5), 6 сут, п=4 0,86±0,03** 0,57±0,07* " 66±12** "

Опыт-3:Кн(5)+ВГ(2)а/г, 6 сут, 11=5 3,1110,97 6,48+0,91" ** 209±24****

Контроль-3 :РХ+ВГ(2)а/г, 6 сут, п=5 1,68±0,2 0,89±0,24* 53±6**

Контроль-1:РХ, 4 и 6 сут, п=5 1,34+0,05 0,24+0,08 15+1

Примечание: * - отличия от Контроля-1 :РХ при р=0,05, ** - при р<0,01; ** - отличия от Контроля-3:РХ+ВГ(2)а/гпри р<0,01; "-отличия от Контроля-1:РХ и Опыта-3:Кн(5)+ВГ(2)а/г при р<0,01; п - количество животных; М-среднее значение; т - ошибка среднего значения.

Это служит доказательством того, что именно резкий дисбаланс между популяциями АМф и Нф в легких и недостаточное осуществление АМф своей клиринговой функции, наблюдаемые после введения Кн и последующего заражения ВГ, являются основными причинами более сильных повреждений легких, а, следовательно, пониженной резистентности и повышенной гибели животных.

Таблица 8. Показатели фагоцитарных потенциалов АМф и Нф(а) и их соотношения в БАЛЖ через 2 сут после а/г заражения ВГ у мышей, предварительно инъецированных кеналогом (Кн) в дозе 5 мкг/г, и в группах сравнения, (М±ш)

Группы мышей Удельные фагоцитарные активности (УФА) АМф и Нф(а) и их соотношения

УФА АМф (хЮ3ЗГ) УФА Нф(а) (х103ЗГ) N ЗГ на Нф(а) к 100 ЗГ на АМф

Опыт-1:Кн(5), 4 сут, п=4 58,6±8,2 203,9±18,3** 350±47**

Опыт-1:Кн(5), 6 сут, п=4 49,3±6,1 199,1±21,9** 404±4S**

Опыт-3:Кн(5)+ВГ(2)а/г, 6 сут, п=5 148,3±12,1* 820,9±69,8**** 555±44** **

Контроль-3 :РХ+ВГ(2)а/г, 6 сут, п=5 89,7+11,6 45,2+5,8** 51+6**

Контроль-Г.РХ, 4 и 6 сут, п=4 69,4+9,1 5,0±0,5 7±1

Примечание: * - отличия от Контроля- 1.РХ при р=0,05, **- при р<0,01;**-отличия отКонтроля-3:РХ+ВГ(2)а/гпри р<0,01; п - количество животных; М - среднее значение; т - ошибка среднего знамения.

Таблица 9. Показатели удельной продукции супероксид-анионрадикалов АМф и Нф(а) и их соотношения в БАЛЖ через 2 сут после а/г заражения ВГ у мышей, предварительно инъецированных кеналогом (Кн) в дозе 5 мкг/г, и в группах сравнения, (Mim)

Группы мышей Удельные продукции анионрадикалов (УПАР) АМф и Нф(а) и их соотношения

УПАРАМф (хЮ5 усл. ед.) УПАР Нф(а) (х103усл. ед.) N усл. ед. в Нф(а) к 100 усл. ед. в АМф

Опыт-1:Кн(5), 4 сут, п=4 18,76±3,56* 31,73±6,02** 170±32**

Опыт-1:Ки(5), 6 сут, п=4 15,37+2,45* 20,48±3,27** 135±21**

Опыт-3:Кн(5)+ВГ(2)а/г, 6 сут, п=5 181,3±30,7* 370,43+62,05* ** 206±46*4

Контроль-3 :РХ+ВГ(2)а/г, 6 сут, п=5 39,44+9,07 14,63+3,50 35±8*

Контроль-1:РХ, 4 и 6 сут, п=4 51,67±9,8 5,14+0,87 8±2

Примечание: * - отличия: от Контроля-1:РХ при р=0,05, ** - при р<0,01; * - отличия от Контроля-3:РХ+ВГ(2)а/г при р=0,05, ** - при р<0,01; п - количество животных; М - среднее значение; т -ошибка среднего значения.

В связи с этим на следующем этапе был произведен поиск способа коррекции пониженной резистентности организма к ВГ, развившейся после предварительного введения Кн, посредством введения иммуностимулятора, способного увеличить количество и функциональную активность Мф, с целью нивелирования чрезмерных деструктиЕных процессов в легких.

4. Изучение возможности коррекции пониженной резистентности к вирусу гриппа, возникающей посте введения глюкокортикоида пролонгированного действия кеналога, с помощью иммуностимулятора хиток;рбокспмегилгл1ок;ша

Мы полагали, что повышение количества и функциональной активности АМф на фоне введения Кн может быть достигнуто благодаря действию иммуномодулятора, например, хитокарбоксиметилглюкана. Хитокарбоксиметилглюкан (ХКМГ) -производное клеточной стенки грибов Aspergillus niger - является представителем широко изучаемого нового поколения иммуномодуляторов - (1—>3)-p-D глюканов [Schwartz Y.S. et al., 2006; Suram S. et al., 2006; Дергунова MA. и др., 2007]. По данным литературы, ХКМГ стимулирует функциональную активность Мф [Young S-H. et al., 2001; KataokaK. et al., 2002; Дергунова M.A. и др., 2000,2005].

Мы изучили возможность применения ХКМГ, как препарата стимулирующего АМф, с целью коррекции пониженной резистентности и патологических процессов, наблюдаемых при инфицировании ВГ на фоне действия Кн. ХКМГ вводили внутрибрюшинно однократно в дозе 25 мкг/г массы мыши через 2 сут после инъекции Кн, а шпраназальное инфицирование мышей ВГ производили через 4 сут после инъекции Кн.

При сравнении с Контролем-2:РХ+ВГ(1-5)и/н оказалось, что предварительное введение только одного ХКМГ мышам в группе Контроль-4:РХ+ХКМГ+ВГ(1-5)и/н не приводало к изменению ЛД50 ВГ (табл. 10). Тогда как применение его на фоне введения Кн способствовало восстановлению резистентности мышей к ВГ до контрольного уровня, судя по увеличению лд50 ВГ в группе Опыт-4:Кн(5)+ХКМГ+ВГ(1-5)и/н относительно группы Опыт-2:Кн(5)+ВГ( 1 -5)и/н (табл. 10).

Таблица 10. ЛД50 ВГ для мышей, инфицированных ВГ после предварительного введения кеналога (Кн) и/или хитокарбоксимгтилглюкана (ХКМГ), и в юнтроле, (M±l9s)

Группы мышей ЛД5оВГ(1ВЭИДо)

Опыт-2:Кн(5)+ВГ(1-5)и/н, п=30 3,6±0,5*

Опыт-4:Кн(5)+ХКМГ+ВГ(Х-5)и/|1, п=30 4,3±0,6

Контроль-4:РХ+ХКМГ+ВГ( 1 -5)и/н, п=30 4,9±0,3

Контроль-2:РХ+ВГ( 1 -5)и/н, п=30 4,8±0,4

Примечание'. * - отличия от Контроля-2:РХ+ВГ(1-5)и/н при р=0,05; п - количество животных; ЛД50 - 50% летальная доза ВГ в ^ЭИД50; 195 - 95% доверительный интервал для показателя ЛДя, вычисленный по методу Спирмана- Кербера.

Аналогичным образом, введение только одного ХКМГ до заражения ВГ не приводило к изменению ТВЛ у инфицированных ВГ животных в группе Контроль-4:РХ+ХКМГ+ВГ(2)и/н по сравнению с Контролем-2:РХ+ВГ(2)и/н ни через 2 сут, ни через 4 сут п/з ВГ (табл. 11). Однако, введение ХКМГ на фоне действия Кн способствовало достоверному, снижению ТВЛ через 2 и 4 сут п/з ВГ у мышей этой группы относительно Опыта-2:Кн(5)+ВГ(2)и/н до уровней инфицированных контрольных групп (табл. 11).

Таблица 11. Титры ВГ в легких (ТВЛ) у эвтаназироваиных мышей, инфицированных на фоне введения кеналога (Кн) и/или хитокарбоксиметилглюкана (ХКМГ), и в контроле, (М±195)

Группы мышей ТВЛ (^ЭИДо/мл) через 2 и 4 сут после заражения ВГ

2 сут 4 с^т

Опыт-2:Кн(5)+ВГ(2)и/н 8^4±0,6*#* 5,67±0,7*

Опыт-4:Кн(5)+ХКМГ+ВГ(2)н/н 7,17±0,4 6,50±0,5

Контроль-4:РХ+ХКМГ+ВГ(2)и/н 7,00±0,5 6,50±0,5

Ко1проль-2:РХ+ВГ(2)и/н 6,85±0,4 6,68±0,3

Примечание: * - отличия от Контраля-2:РХ+ВГ(2)и/н при р=0,05, * - отличия от Опыта-4:Кн(5)+ХКМГ+ВГ(2)н/н при р=0,05,* - отличия от Контроля-4:РХ+ХКМГ+ВГ(2)и/н при р=0,05; М - среднее значение, 1% - 95%-й доверительный интервал, рассчитанный по методу Спирмана-Кербера. На каждую временную точку была взята объединенная проба от 3 животных из группы, при титровании использовали по 6 РКЭ на каждое разведение гомогената легких. ТВЛ сравнивали по г-критерию.

На основании данных о достоверном повышении ТВЛ через 2 и 3 сут п/з ВГ и достоверном их понижении через 4 сут п/з ВГ у эвтаназированых мышей Опыта-2:Кн(5)+ВГ(2)и/н в двух экспериментах (табл. 5 и 11) можно полагать, что в более ранние сроки, а именно через 2 и 3 сут п/з ВГ на фоне действия Кн происходило более сильное, связанное с повышенным размножением ВГ разрушение клеток-мишеней, а затем через 4 сут от начала инфекционного процесса из-за уменьшения количества вирус-продуцируюших клеток ТВЛ становились существенно ниже, чем в группах без предварительного введения Кн. По-видимому, на фоне пониженной резистентности к ВГ, обусловленной действием Кн, ХКМГ индуцировал процессы, ограничивающие усиленное размножение ВГ на начальных стадиях инфекции у мышей, получавших Кн, что могло способствовать сохранению эпителиальных клеток-мишеней для ВГ и обусловливать меньшее повреждение легочной ткани при дальнейшем развитии гриппозного воспаления.

Далее было проведено морфометрическое исследование гистологических срезов легких в исследуемых группах, количествешю отражающее выраженность воспалительной реакции в легких при гриппозной инфекции на фоне действия Кн и ХКМГ (табл. 12).

Проведенный анализ данных показал, что и через 2, и 4 сут п/з ВГ отмечались достоверные отличия по проценту площади среза респираторной области легких, занятой клеточными элементами, во всех инфицированных ВГ исследуемых группах от неинфицированного контроля (табл. 12). Увеличение в респираторной области легких доли, занятой клеточными элементами, во всех группах п/з ВГ свидетельствовало о выраженности воспалительной реакции в легких за счет утолщения межальвеолярных перегородок вследствие отека и инфильтрации клеточными элементами.

Таблица 12. Процент (%) площади среза респираторной области легких, занятой клеточными элементами, у мышей, инфицированных 5 лд50 ВГ на фоне введения кеналога (Кн) и/или хитокарбоксиметилглюкана (ХКМГ), и в соответствующих контрольных группах, (М±т)

Группы мышей % площади среза респираторной области легких в разные сроки п/з ВГ

2 сут | 4 сут

Опыт-1:Кн(5), 6 сут 22,51±1,57 Гп=4)

Опыт-2:Кн(5)+ВГ(2)и/н 66,46±4,30* (п=3) 80,25±4,11**** (п=5)

Опыт-4:Кн(5)+ХКМГ+ВГ(2)и/н 48,9б±2,32*(п=3) 54,38±2,19* (п=5)

Контроль-4 :РХ+ХКМГ+ВГ(2)и/н 46,25±1,57* (п=3) 50,13±2,97* (п=5)

Контроль-2 :РХ+ВГ(2 )и/н 49,38±1,08* (п=3) 45,25±1,20* (11=5)

Контроль-1:РХ, 4 и 6 сут 21,10±1,43 (п=5)

Примечание: * - отличия от Контроля-1:РХ и Опыта-1:Кн(5) при р=0,05; ** - отличия от Контроля-2:РХ+ВГ(2)и/н при р<0,01; отличия от Опыта-4:Кн(5)+ХКМГ+ВГ(2)и/н при р=0,05; п - количество мышей; М - среднее значение; ш - ошибка среднего значения.

Через 4 сут п/з ВГ, то есть в разгар заболевания, процент площади среза респираторной области, занятой клеточными элементами в группе Опыт-2:Кн(5)+ВГ(2)и/н был достоверно выше по сравнению с этим показателем в группе Контроль-2:РХ+ВГ(2)и/н, что свидетельствовало о том, что предварительное введение Кн за 4 сут до инфицирования ВГ приводило к развитию более выраженной воспалительной реакции в легких (табл 12).

Через 4 сут п/з ВГ процент площади среза респираторной области, занятой клеточными элементами в группе Опыт-4:Кн(5)+ХКМГ+ВГ(2)и/н достоверно снижался относительно соответствующего показателя в группе Опыт-2:Кн(5)+ВГ(2)и/н. Следовательно, введение ХКМГ на фоне действия Кн и последующего инфицирования ВГ приводило к достоверному снижению выражашости воспалительной реакции в легких.

Для получения более полной картины гриппозного воспаления при и/н заражении 5 ДД50 ВГ после введения Кн и ХКМГ на следующем этапе были оценены изменения количества, фагоцитарной и супероксиданион-продуцирующей активностей АМф и Нф(а) на фоне действия Кн и ХКМГ.

По количеству Нф(а) и соотношению Нф(а) и АМф инфицированные ВГ группы достоверно отличались от Контроля-1:РХ, в которой число АМф в наибольшей степени, чем в других группах, преобладало над количеством Нф(а) (табл. 13). Примечательно, что во всех группах кроме Опыт-2:Кн(5)+ВГ(2)и/н численное преимущество в БАЛЖ в той или иной мере сохранялось за АМф (табл. 13). В данном эксперименте было отчетливо показано, что введение только одного Кн само по себе не приводило к резкому изменению соотношения АМф и Нф(а), но инфицирование ВГ на фоне действия Кн сопровождалось

очень существенным увеличением количества Нф(а) и их преобладанием над количеством АМф, тогда как при введении ХКМГ на фоне действующего Кн с последующим заражением ВГ происходило приближение этих показателей к уровням других групп сравнения (табл. 13).

Таблица 13. Абсолютные числа (N) АМф и Нф(а) и их соотношения в БАЛЖ у мышей через 2 сут после инфицирования 5 ЛДзо ВГ на фоне действия кеналога (Кн) и/или хитокарбокшметилглюкана (ХКМГ) и в группах сравнения, (М±ш)

Группы мышей N АМф и Нф(а) и их соотношения в БАЛЖ

N АМф (хЮ'/лсгкне) N Нф(а) (х 105/легкие) N Нф(а) на 100 АМф

Опыт-1:Кн(5), 6 сут, п=4 1,21+0,04 0,53±0,04* " 49±1** "

Опыт-2:Кн(5)+ВГ(2)и/н, п=4 2,33±0,73 4,87±0,97* 240±46* *

Опыт-4:Кл(5)+ХКМГ+ВГ(2)н/н, п=4 1,64±0,09 1,14±0,13* 71±12*

Контроль-4:РХ+ХКМГ+ВГ(2)и/н, п=4 2,30±0,33 1,92±0,19* 89±17*

Контроль-2:РХ+ВГ(2)и/, п=4 2,92±0,63 1,91±0,44* 66±6*

Контроль-1:РХ, 4 и 6 сут, п=5 1,34+0,05 0,24+0,08 15+1

Примечание: * - отличия от Контроля-Г.РХ при р=0,05, **- при р<0,01; * - отличия от Контрсшя-2:РХ+ВГ(2)и/н при р=0,05; " - отличия от Оныта-2:Кн(5)+ВГ(2)и/н при р<0,01; п -количество животных; М - среднее значение; т - ошибка среднего значения.

Из таблицы 14 видно, что введение ХКМГ на фоне действия Кн приводило к

уменьшению дисбаланса между фагоцитарными потенциалами Нф(а) и АМф в группе

Опыт-4:Кн(5)+ХКМГ+ВГ(2)и/н до уровня инфицированного контроля (табл. 14).

Таблица 14. Показатели фагоцитарных потенциалов АМф и Нф(а) и их соотношения в БАЛЖ у мышей через 2 сут после инфицирования 5 лд50 ВГ на фойе действия кеналога (Кн) и/или хитокарбоксиметилглюкана (ХКМГ) и в группах сравнения, (М±т)

Группы мышей Удельные фагоцитарные активности (УФА) АМф и Нф(а) и их соотношения

УФА АМф (хК^ЗГ) УФА Нф(а) (х103ЗГ) N3r наНф(а) к 100 ЗГт АМф

Опыт-1:Кн(5), 6 сут, п=4 49,3+6,1 199,1±21,9** 404±45**

Опыт-2:Кн(5)+ВГ(2)и/н, п=4 111,8±33,2 455,7±73,4** 456±69**

Опыт-4:Кн(5)+ХКМГ+ВГ(2)и/н, п=4 84,2±9,4 75,3±5,6** 94±16*

Контро ль-4: РХ+ХКМГ+ВГ(2) и/н, п=4 124,9±26,8 78,5±16,3* 75±26

Контроль-2:РХ+ВГ(2)и/н, п=4 144,5±39,0 69,7±8,1** 57±П*

Контроль-1 :РХ, 4 и 6 сут, п=4 69,4+9,1 5,0±0,5 7+1

Примечание: * - отличия от Контрситя-i :РХ при р=0,05, ** - при р<0,01; * - отличия от Контроля-2:РХ+ВГ(2)и/н при р=0,05; * - отличия от Опыта-4:Кн(5)+ХКМГ+ВГ(2)и/н при р=0,05; л -количество животных; М - среднее значение; m - ошибка среднего значения.

Результаты определения супероксиданион-продуцирующей активности АМф и Нф(а) и их соотношения представлены в таблице 15.

Таблица 15. Показатели супероксид-продуцирующих потенциалов АМф и Нф(а) и их соотношения в БАЛЖ у мышей через 2 сут после инфицирования 5 ЛДзо ВГ на фоне действия кеналога (Кн) и/или хитокарбокжметилглюкана (ХКМГ) и в группах сравнения, (М±ш)

Группы мышей Удельные продукции анионрадикалов (УПАР) АМф и Нф(а) и их соотношения

УПАР АМф (х103усл. ед.) УПАР Нф(а) (*103усл. ед) N усл. ед. в Нф(а) к 100 усл. ед. в АМф

Опыт-1:Кн(5), 6 сут, п=4 15,37±2,45* 20,48±3,27** 135±21**

Оп ыт-2: Кн (5)+ВГ(2) и/н, п=4 106,85±21,60 238,70±47,59* ** 228±22****#

Опыт- 4:Ки(5)+ХКМГ+ВГ(2)и/н, п=4 81,50±9,84 52,30*7,33* 66±12*

Контроль-4:РХ+ХКМГ+ВГ(2)и/н, п=4 163,75±53,31 63,60±8,82** 52±16

Контроль-2:РХ+ВГ(2)и/н, п=4 88,50±20,65 29,43±7,08 34±4*

Контроль-1:РХ, 4 и 6 сут, п=4 51,67+9,8 5,14+0,87 8±2

Примечание: *-отличия от Контроля-1:РХприр=0,05, ** - при р<0,01;*-отличия отКонтроля-2:РХ+ВГ(2)и/н при р=0,05, ** - при р<0,01; * - отличия от Опыга-4:Кн(5^ХКМГ+ВГ(2)и/н при р=0,05; п - количество жиютных; М - среднее значение; т - ошибка среднего значения.

Показатели супероксиданион-продуцирующих потенциалов АМф и Нф(а) и их соотношения свидетельствовали о том, что гриппозное воспаление на фоне действия Кн сопровождалось выраженным дисбалансом между биоцидными потенциалами АМф и Нф(а) с явным преимуществом Нф(а) над АМф (табл. 15). Введение ХКМГ способствовало сглаживанию этого дисбаланса и восстановлению преобладания супероксиданион-продуцирующей активности АМф над таковой у Нф(а), что могло быть следствием стимулирующего действия ХКМГ на способность АМф вырабатывать такой мощный биоцидный фактор, как с>пероксид-анионрадикалы (табл. 15).

Таким образом, было установлено, что предварительное введение стимулятора макрофагалыюй активности ХКМГ на фоне действия Кн способствовало восстановлению резистентности мышей к ВГ до уровня инфицированного контроля (судя по ЛД50 ВГ и степени повреждения легочной ткани). Мы полагаем, что это было следствием восстановления количества и функциональной активности АМф, в результате чего в легких устранялось численное и биоцидное преимущество Нф над АМф, и устанавливалось соотношение между популяциями этих фагоцитов, характерное для контрольной инфицированной группы.

выводы

1. Разработана модель пониженной резистентности организма к вирусу гриппа (штамм А/А1сЫ/2/68 НЗЫ2), в которой после однократного подкожного введения кеналога в дозе 5 мкг/г мышам массой 15-17 г за 4 сут до инфицирования вирусом гриппа его ЛД50 понижается, а повреждение легких и летальность животных увеличиваются по сравнению с контролем.

2. Восприимчивость трахеи к вирусу гриппа у мышей, предварительно получавших кеналог, не изменяется, а восприимчивость легких пощшается относительно контроля. При этом восприимчивость к вирусу гриппа первичных культур клеток легких и трахеи не отличается от контроля.

3. В ранние сроки инфекции титры вируса гриппа в легких у мышей, предварительш получавших кеналог, повышаются, а потом становятся ниже контроля. При летальном исходе титры вируса гриппа в легких у мышей этой группы также остаются ниже, чем у контрольных мышей.

4. Продукция интерферона в легких у мышей, получавших кеналог до заражения вирусом гриппа, ниже, чем в инфицированном контроле.

5. После введения кеналога и заражения вирусом гриппа у мышей в легких доля альвеолярных макрофагов меньше, а доля и количество нейтрофилов больше, что создает численное преимущество нейтрофилов над альвеолярными макрофагами, тогда как в инфицированном контроле альвеолярных макрофагов больше, чем нейтрофилэв.

6. После введения кеналога и заражения вирусом гриппа у мышей в легких фагоцитарная и биоцидная активность у нейтрофилов выше, чем у альвеолярных макрофагов, в отличие от инфицированного контроля, где альвеолярные макрофаги более активны, чем нейтрофилы.

7. Введение хитокарбоксимгтилглюкана мышам, получавшим кеналог, до заражения вирусом гриппа повышает его ЛДю до контрольшго значения. При этом степень повреждения легких, а также соотношения количества, фагоцитарной и биоцидной активности альвеолярных макрофагов и нейтрофилов тоже приближаются к соответствующим величинам в инфицированном контроле.

Список работ, опублиюванных по теме диссертации

1. Сергеев A.A., Сметанникова М.А., Шишкина JI.H,, Жуков В.А., Сергеев А.Н., Петрищенко В.А., Фанкин И.В., Пьянков О.В., Рябчикова Е.И., Малкова Е.М. Изучение репродукции вируса гриппа в первичных культурах клеток респираторных органов для прогноза его инфекционности. 2-я Международная конференция «НАУКА - БИЗНЕС - ОБРАЗОВАНИЕ Биотехнология -биомедицина - Окружающая среда», тезисы докладов; 10 - 13 мая 2005; Пущино, Россия, Элементы; 2005; 99-100.

2. Сметанникова М.А., Шишкина Л.Н., Жуков В.А., Фанкин И.В., Сергеев A.A., Пьянков О.В., Бондаренко В.Н., Петрищенко В.А., Сергеев АН. Изучение клеточных и молекулярных механизмов понижения резистентности легких к вирусу гриппа при ведении фармакологических доз глютсокортикоидов. Тезисы II международной конференции «Молекулярная медицина и биобезопасность»; 20-21 октября 2005; Москва,Россия, Московская мгдицинская академия; 2005: 250-251.

3. Smetanmkova М.А., Shishkina L.N., Sergeev A.A., Fankin I.V., Bulychyov L.G., Kolesnikova L.V., Omigov V.V., Petrishchenko V.A., Sergeev A.N., Zhukov V.A. Features of pathogenesis of experimental infection at reduction of a resistance to Influenza virus A/Aichi/2/68 after injection of glucocorticoid immunosuppressor Kenalog //Biological Medical Defense Conference 2005; 2005 Oct 26-27; Munich, Germany, Bundedeswehr Institute of Microbiology; 2005:122.

4. Shishkina L.N., Smetannikova M.A., Zhukov V.A., Fankin I.V., Sergeev A.A., Pyankov O.V., Petrishchenko V.A., Plyasunov I.V., Sergeev A.N. Pathogenetic significance of alterations of target cells susceptibility and functional activity of lung phagocytes at glucocorticoid-induced decreased resistance to Influenza virus. Biological Medical Defense Conference 2005; 2005 Oct 26-27; Munich, Germany, Bundedeswehr Institute of Microbiology; 2005:48.

5. Сметанникова M.A., Шишкина Л.Н., Сергеев A.A., Фанкин И.В., Булычев Л.Г., Колесникова Л.В., Омигов В.В., Малкова Е.М., Петрищенко В.А., Сергеев А Н., Жуков В.А. Некоторые аспекты патогенеза экспериментального гриппа на фоне глюкокортикоидной иммуносупрессии. Вестник РАМН 2006; (6): 22-27.

6. Сметанникова М.А., Шишкина Л.Н., Сергеев A.A., Фанкин И.В., Булычев Л.Е., Малкова Е.М., Петрищенко В.А., Скарнович М.О., Сергеев А.Н., Жуков В.А. особенности патогенеза экспериментальной зооантропонозной инфекции на фоне глюкокортикоидной иммуносупрессии. Материалы международной конференции «Профилактика, диагностика и лечение инфекционных болезней, общих для людей и животных»; 21-23 июня 2006; Ульяновск, Россия, Ульяновская государственная сельскохозяйственная академия; 2006:479-482.

7. Сметанникова М.А., Шишкина Л.Н., Короленко Т.А., Сергеев A.A., Малкова Е.М., Скарнович М О., Петрищенко В.А., Жуков В.А., Сергеев АН. Поиск и изучение способов коррекции пониженной резистентности организма к вирусу гриппа на фоне введения глюкокортикоидов. III Российская научная конференция с междущродным участием «Проблемы инфекционной патологии в регионах Сибири, Дальнего Востока и Крайнего Севера)); 27-29 сентября 2006; Новосибирск, Россия, ЦЭРИС; 2006: 242.

8. Жуков В.А., Шишкина Л.Н., Сергеев A.A., Фанкин И.В., Сметанникова М.А., Пьянков О.В., Петрищенко В.А., Сергеев АН., Воробьев A.A. Проверка возможности прогнозирования восприимчивости хозяина к инфекции гриппа используя данные экспериментов с первичными клетками. Medline.ru. [серия онлайн] 2006 [цитировано 25 октября 2008]; 7: 195-204. Доступно с сайта: http://www.medline.ru/public/last/.

9. Сметанникова М.А., Шишкина Л.Н., Жуков В.А., Фанкин И.В., Сергеев A.A., Скарнович М О., Пьянков О.В., Петрищенко В.А., Бондаренко В.Н., Сергеев А.Н.

Изучение восприимчивости клеток-мишеней и активности фагоцитов легких при снижении резистентности мышей к вирусу гриппа на фоне гпюкокортикоидной иммуносупрессии. Вестник РАМН 2007; (1): 3-8.

Ш.Жуков В.А., Шишкина J1.H., Сергеев А.А., Фанкин И.В., Сметанникова М.А., Пьянков О.В., Петрищенко В.А., Сергеев А.Н., Воробьев А.А. Исследование возможности прогнозирования восприимчивости различных отделов респираторного тракта к вирусу гриппа. Вестник РАМН 2007; (5): 32-37.

11. Шишкина Л.Н., Сметанникова М.А., Кабанов А.С., Скарнович М.О., Демина O.K., Вдовиченко Г.В., Фанкин И.В., Петрищенко В.А., Булычев Л.Е., Сергеев А.Н. Особенности патогенеза экспериментальной инфекции при понижении резистентности к вирусу гриппа после введения глюкокортикоидного иммунодепрессанта кеиалога. Материалы 3-й Всероссийской научно-практической конференции с международным участием «Фундаментальные аспекты компенсаторно-приспособительных процессов». Новосибирск, 7-9 ноября 2007 г. «Сибирский Консилиум» 2007; (7): 88-89.

12. Шишкина Л.Н., Кабанов А.С., Скарнович М.О., Демина O.K., Сметанникова М.А., Сергеев А.А., Вдовиченко Г.В., Петрищенко В.А., Пьянков О.В., Сергеев А.Н Восприимчивость клеток-мишеней к вирусу гриппа и функциональная активность фагоцитов в легких у мышей при инфицировании вирусом гриппа на фоне глюкокортикоидной иммуносупрессии //Материалы 3-й Всероссийской научно-практической конференции с международным участием «Фундаментальные аспекты компенсаторно-приспособительных процессов».- Новосибирск, 7-9 ноября 2007 г. «Сибирский Консилиум» 2007; (7): 89-90.

13. Шишкина Л.Н. Кабанов А.С., Скарнович М.О., Сметанникова М.А., Петрищенко В.А., Мазуркова Н.А., Вдовиченко Г.В., Сергеев А.Н., Короленко Т.А. Изучение возможности применения производных клеточной стенки грибов Aspergillus nigcr для коррекции пониженной резистентности организма к вирусу гриппа на фоне глюкокортикоидной иммуносупрессии. Сборник докладов международной научно-практической конференции «Биотехнология в Казахстане: проблемы и перспективы инновационного развития», посвященной 50-летию Научно-исследовательского института проблем биологической безопасности НЦБ МОН РК, Алматы, 20-22 мая 2008; 476-477.

Сметанникова Мария Анатольевна

Автореф. дисс. на соискание ученой степени кандидата медицинских наук. Подписано в печать 05.03.2009. Формат 60x90/16. Усл. печ. л. 1,5. Тираж 100 экз. Типография Института катализа им. Г.К. Борескова СО РАН

А Ч

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

аид50 - 50% аэрогенная инфицирующая доза вируса

АМф - альвеолярные макрофаги

БАЛЖ - бронхоальвеолярная лаважная жидкость

ВАЖ - вирусаллантоисная жидкость

ВГ - вирус гриппа

ГК - глюкокортикоиды

ид50 - 50% инфицирующая доза вируса

ИПАР - индекс продукции анионрадикалов

ИФН - интерферон

КИД50н - 50% клеточная инфицирующая доза вируса, нормированная на 1 млн. клеток

Кн - кеналог

ЛД5о - 50% летальная доза вируса

Нф - нейтрофилы

Нф(а) - нейтрофилы в бронхоальвеолярной лаважной жидкости

ПИ - почечные индексы (органов: тимуса, селезенки, надпочечника, печени)

РХ - раствор Хенкса

ТВЛ - титры вируса в легких

УПАР - удельная продукция анионрадикалов

УФА - удельная фагоцитарная активность

ЭИД50 - 50% эмбриональная инфицирующая доза вируса

С - концентрация вируса гриппа в аэрозоле

195 - 95%-й доверительный интервал

м - среднее значение

т - ошибка среднего

N - число клеток в крови, БАЛЖ или препаратах

п - количество наблюдений/образцов, количество животных

р - коэффициент осаждения аэрозоля

Т - время экспозиции в аэрозоле

XV - объемная скорость дыхания

Содержание диссертации, кандидата медицинских наук, Сметанникова, Мария Анатольевна

Глава Стр.

Обозначения и сокращения

Введение

1 Обзор литературы «Роль клеточных и гуморальных факторов в формировании резистентности организма к вирусу гриппа»

1.1. Вирус гриппа и его репродукция в клетках-мишенях. 15 Механизмы повреждения респираторных органов при вирусной гриппозной инфекции

1.2. Влияние экзогенных и эндогенных факторов на 20 инфекционность вируса гриппа, восприимчивость клеток-мишеней и резистентность организма к вирусу гриппа

1.2.1. Система интерферона

1.2.2. Генетически опосредованная врожденная резистентность к 26 ортомиксовирусам - ген Мх

1.2.3. Клетки неспецифического противовирусного иммунитета — 27 нейтрофилы и макрофаги

1.2.4. Особенности гемагглютинина ВГ, обусловливающие 32 тропизм вируса к различным тканям и его инфекционность

1.2.5. Воздействие экзогенных факторов на ВГ и резистентность к 33 ВГ организма хозяина

1.2.6. Значение белков сурфактанта для защиты легких от 35 вирусной гриппозной инфекции

1.3 Влияние глюкокортикоидов на общую резистентность 37 организма и восприимчивость клеток-мишеней к вирусу гриппа

1.4 Влияние глюкокортикоидов на функциональную активность 43 нейтрофилов и макрофагов бронхоальвеолярного тракта как факторов резистентности при вирусной гриппозной инфекции

1.5 Легкие как орган секвестрации и метаболизации 45 нейтрофилов в норме и при инфекционном воспалении. Механизмы реализации и значение этой функции легких в развитии воспалительного процесса

2 Материалы и методы

2.1. Лабораторные животные

2.2. Вирус гриппа и определение его концентрации

2.3. Используемые препараты

2.4. Определение почечных индексов (ПИ) органов мышей

2.5. Получение первичных культур клеток легких и трахеи

2.6. Цитологические исследования

2.7. Получение бронхоальвеолярной лаважной жидкости 68 (БАЛЖ)

2.8. Получение монослоя клеток БАЛЖ мышей

2.9. Определение фагоцитарной активности АМф и Нф(а) БАЛЖ

2.10. Определение потенциальной биоцидной активности АМф и 69 Нф(а) БАЛЖ по продукции ими супероксид-анионрадикалов в НСТ-тесте

2.11. Интраназальное заражение животных ВГ и определение 50% 70 летальной дозы (ЛД50) ВГ

2.12. Аэрозольное заражение животных и определение 50% 71 аэрогенной инфицирующей дозы (АИД50) для легких и трахеи мышей

2.13. Оценка восприимчивости к ВГ клеток легких и трахеи in 72 vitro

2.14. Определение наличия ВГ в ткани легких и трахеи или в 72 суспензии клеток легких и трахеи

2.15. Определение титра интерферона в легких

2.16. Микроскопические исследования тканей органов мышей

2.17. Статистические методы

2.18. Экспериментальные группы мышей и схемы введения 74 препаратов

3 Результаты собственных исследований

3.1. Изучение влияния глюкокортикоида пролонгированного 78 действия кеналога на органы-мишени для ГКГ и клетки крови у мышей. Выбор доз и схем введения кеналога для последующего моделирования и исследования пониженной резистентности мышей к вирусу гриппа

3.2. Изучение показателей резистентности мышей к вирусу 85 гриппа A/Aichi/2/68 после предварительного введения глюкокортикоида пролонгированного действия кеналога

3.3. Изучение восприимчивости клеток-мишеней и активности 99 фагоцитов легких при снижении резистентности мышей к вирусу гриппа после введения глюкокортикоида пролонгированного действия кеналога

3.4. Изучение возможности коррекции пониженной 113 резистентности к вирусу гриппа, возникающей после введения глюкокортикоида пролонгированного действия кеналога, с помощью иммуностимулятора хитокарбоксиметилглюкана

4 Обсуждение результатов собственных исследований

Выводы

Введение Диссертация по биологии, на тему "Изучение роли альвеолярных макрофагов и нейтрофилов в развитии гриппозной инфекции на фоне действия глюкокортикоида кеналога"

Актуальность исследования. Огромную роль в формировании резистентности организма к вирусу гриппа А играют факторы неспецифического или врожденного иммунитета: внеклеточные (термолабильные Р-липопротеины, компоненты слизи и сурфактанта) и клеточные, к которым относятся макрофаги, нейтрофилы и естественные киллеры в органах дыхания [http://www.immun.ru/immun/mme/mme2; Медуницын Н.В., 2004; Kamps B.S. and Reyes-Teran G. 2006; Mayer G., 2006; Пак С.Г. и др. 2008]. При этом фагоциты (макрофаги и нейтрофилы) представляют собой первую линию противовирусной защиты, препятствуя продуктивной адсорбции вируса гриппа на клетках-мишенях, тогда как естественные киллеры распознают и уничтожают уже инфицированные, вирус-продуцирующие клетки [Шишкина JI.H. и др., 2001; Le Vine A.M. et al., 2002; Hawgood S. et al., 2004; Медуницын H.B., 2004; Санин A.B., 2005; Mayer G., 2006; Мейл Д. и др., 2007; Маянский Д.Н., 2008].

Немаловажную роль играет локальная воспалительная реакция, опосредованная неспецифическими клетками-эффекторами (прежде всего макрофагами и нейтрофилами) и гуморальными медиаторами (цитокинами, протеазами, активными формами кислорода, фрагментами комплемента и пр.), которая направлена на ограничение распространения вируса в организме и его фиксации в воротах инфекции. Позже, по мере развития инфекционного процесса, подключаются антиген-специфические факторы иммунитета [Мейл Д. и др., 2007; Пак С.Г. и др. 2008; http://www.immun.ru/immun/mme/mme2].

Резистентность организма к вирусам зависит от функционального состояния его основных физиологических систем, в регуляции которого принимают участие глюкокортикоидные гормоны. Известно, что глюкокортикоидные гормоны являются необходимым действующим началом при возникновении стрессовых ситуаций, требующих мобилизации адаптационных возможностей организма [Федоров Б.М., 1991; Похилько А.В. и др., 1995; http://www.clinpharma.com]. Однако в многочисленных экспериментальных и клинических исследованиях было показано, что стресс вызывает в организме человека и животных снижение количества Т- и В-лимфоцитов в периферической крови, подавление первичного и вторичного иммунного ответа на различные антигены, снижение активности ЕК и Мф, подавление способности клеток продуцировать интерферон и т.д. Полагают, что все эти эффекты могут быть обусловлены повышением уровня циркулирующих глюкокортикоидных гормонов [http://www.clinpharma.com; http://medic.claw.ru/mz2ClS.htm; Sheridan J.F. et al., 2000; Frustaci A. et al., 2003]. Кроме того, на фоне стресса у экспериментальных животных наблюдается активация латентных вирусных инфекций и более тяжелое течение инфекционных заболеваний, в том числе гриппа, а также подавление специфического иммунного ответа при вакцинации [Парусов В.Н., 1981; Фролов Б.А. и др., 1991; Похилько А.В. и др., 1995; Ожерелков С.В. и Кожевникова Т.Н., 2005; Villard J., 2006].

Глюкокортикоиды широко используются в клинической практике в качестве средств неотложной терапии и для коррекции ряда гипериммунных состояний, а также в комплексном лечении заболеваний, сопровождающихся агранулоцитозом [McGivney S.A. and Ogirala R.G., 1994; Сигидин Я.А. и др., 1994; Машковский М.Д., 1998; Barnes P.J., 1998; van der Velden V.H., 1998; Ozkiris A. and Erkilic K., 2005; http://www.clinpharma.com]. В отличие от цитостатиков иммуносупрессивные свойства глюкокортикоидов не связаны с митостатическим действием. Их эффект является результатом подавления разных этапов иммуногенеза: миграции стволовых и В-клеток, взаимодействия Т- и В-лимфоцитов, торможения высвобождения цитокинов из лимфоцитов и макрофагов и других реакций иммунной системы [Машковский М.Д., 1998].

Несмотря на то, что глюкокортикоиды являются ценными терапевтическими средствами, они могут вызывать ряд побочных эффектов, в том числе понижение сопротивляемости к различным инфекциям [Машковский М.Д., 1998]. При этом даже с учетом того, что глюкокортикоиды обладают иммунодепрессивным и противовоспалительным влиянием, нельзя дать однозначного и полного ответа, почему глюкокортикоиды повышают подверженность организма инфекционным заболеваниям, в том числе гриппу, и усиливают тяжесть их течения.

Вместе с тем хорошо известно, хотя и остается без должного внимания иммунологов и инфекционистов, что глюкокортикоиды вызывают ускорение созревания и выход нейтрофилов из синусов костного мозга, способствуя возникновению нейтрофилеза в крови [Горизонтов П.Д., 1981; Шишкина JT.H. и др., 1987; Шишкина JI.H. и др., 1988; Машковский М.Д., 1998; Fukakusa М. et al., 2005]. При этом есть доказательства того, что избыточное количество циркулирующих нейтрофилов удаляется из организма главным образом через легкие, которые являются одним из мест секвестрации и метаболизации нейтрофилов [Cohen А.В. and Rossi М., 1983; Шишкина JI.H. и др., 1987; Шишкина Л.Н. и др., 1988; Игнатьева М.И. и др., 1993; Suwa Т. et al., 2001; Burns A.R. et al., 2003].

Известно, что количество нейтрофилов и макрофагов в легких увеличивается в ответ на размножение вируса гриппа в клетках-мишенях [Jakab G.J. et al., 1983;

Шишкина Л.Н. и др., 2001; Fujisawa Н., 2001; Wareing M.D. et al., 2007; Пак С.Г. и др., 2008; Teske S. et al., 2008]. Однако остаются практически не изученными роль макрофагов и нейтрофилов в развитии осложнений и возможность коррекции патологических процессов при гриппе, часто возникающих на фоне повышенного уровня глюкокортикоидов в организме.

Считают также, что восприимчивость клеток-мишеней респираторных органов к вирусу гриппа определяет дальнейшее развитие инфекционного процесса [Wijburg O.L. et al., 1997; Маянский А.Н., 1999]. Однако неизвестно, каким образом повышенный уровень глюкокортикоидов влияет в целом на течение гриппозной инфекции, и в частности, на восприимчивость клетокмишеней респираторных органов к вирусу гриппа. В связи с этим, в данной работе были поставлены следующие цель и задачи исследования.

Задачи исследования:

1. Изучить влияние глюкокортикоида пролонгированного действия кеналога на органы-мишени для глюкокортикоидов (тимус, печень, селезенка, надпочечники) и клетки крови у мышей. Выбрать дозы и схемы введения кеналога для последующего моделирования и исследования пониженной резистентности мышей к вирусу гриппа.

2. Определить показатели резистентности мышей к адаптированному штамму вируса гриппа A/Aichi/2/68 после предварительного введения кеналога.

5. Оценить возможности коррекции пониженной резистентности организма к вирусу гриппа, возникающей после введения кеналога, с помощью иммуностимулятора хитокарбоксиметилглюкана.

Научная новизна работы.

Впервые разработана лабораторная модель пониженной резистентности организма к вирусу гриппа (штамм A/Aichi/2/68 H3N2), воспроизводимая с помощью однократного подкожного введения глюкокортикоида пролонгированного действия кеналога в дозе 5 мкг/г массы мыши за 4 сут до заражения вирусом гриппа.

Впервые показано, что развитие гриппозной инфекции на фоне действия кеналога характеризуется значительным численным и функциональным преимуществом нейтрофилов над альвеолярными макрофагами. Доказано, что резкий дисбаланс между популяциями альвеолярных макрофагов и нейтрофилов, наблюдаемый после введения кеналога и последующего заражения вирусом грипа, является одной из основных причин более тяжелых патоморфологических изменений в легких, что лежит в основе пониженной резистентности и, как следствие, повышенной гибели животных.

Впервые обнаружено, что предварительное введение стимулятора макрофагальной активности хитокарбоксиметилглюкана на фоне индуцированной кеналогом пониженной резистентности мышей к вирусу гриппа обеспечивает ее коррекцию благодаря восстановлению баланса между показателями количества и функциональной активности альвеолярных макрофагов и нейтрофилов.

Как показано в данной работе, своевременное применение стимуляторов функциональной активности альвеолярных макрофагов, например, хитокарбоксиметилглюкана или его аналогов, может способствовать уменьшению риска развития чрезмерных повреждений легочной ткани и возникновения пониженной резистентности организма к вирусу гриппа на фоне применения высоких доз глюкокортикоидов, хронического стресса или гиперкортицизма.

Положения, выносимые на защиту:

1. Пониженная резистентность к вирусу гриппа (штамм A/Aichi/2/68 H3N2) у мышей, предварительно получавших глюкокортикоид пролонгированного действия кеналог, характеризуется уменьшением ЛД50 вируса гриппа, повышением степени повреждения легких и летальности животных, увеличением продукции вируса гриппа и снижением концентрации интерферона в легких в ранние сроки после инфицирования вирусом гриппа.

2. При пониженной на фоне действия кеналога резистентности мышей к вирусу гриппа восприимчивость к нему легких и трахеи (in vivo) и первичных суспензионных культур клеток этих органов (in vitro) не повышается.

4. Коррекция пониженной резистентности организма к вирусу гриппа, возникающей на фоне действия кеналога, возможна с помощью иммуностимуляторов, обладающих способностью повышать функциональную активность альвеолярных макрофагов, например, хитокарбоксиметилглюкана.

Апробация материалов диссертации. Результаты основных разделов диссертации были представлены на отечественных и зарубежных конференциях:

V Сибирский физиологический съезд, 29.06 — 01.07 2005 г., Томск, Россия;

2-я Международная конференция «Наука-Бизнес-Образование Биотехнология-Биомедицина-Окружающая среда», 10-13 мая 2005, Пущино, Россия;

2-я Международная конференция «Молекулярная медицина и биобезопасность», 20-21 октября 2005 г., Москва, Россия;

Biological Medical Defense Conference, October 26-27 2005, Munich, Germany;

Международная конференция «Профилактика, диагностика и лечение инфекционных болезней, общих для людей и животных», 21-23 июня 2006 г., Ульяновск, Россия;

III Российская научная конференция с международным участием «Проблемы инфекционной патологии в регионах Сибири, Дальнего Востока и Крайнего Севера», 27-29 сентября 2006 г., Новосибирск, Россия;

3-я Всероссийская научно-практическая конференция с международным участием «Фундаментальные аспекты компенсаторно-приспособительных процессов», 7-9 ноября 2007 г., Новосибирск, Россия;

Международная научно-практическая конференции «Биотехнология в Казахстане: проблемы и перспективы инновационного развития», 20-22 мая 2008 г., Алматы, Казахстан.

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 4 научные статьи, из них 3 - в журнале Вестник РАМН (2006, 2007) и 1 - на сайте электронного журнала в Интернете (http://www.medline.ru/public/last/).

Объем и структура диссертации. Диссертация изложена на 182 страницах, содержит 13 рисунков и 35 таблиц. Состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов, результатов собственных исследований, обсуждения результатов собственных исследований, выводов и списка литературы, содержащего 57 отечественных и 329 зарубежных источников.

Заключение Диссертация по теме "Вирусология", Сметанникова, Мария Анатольевна

ВЫВОДЫ

1. Разработана модель пониженной резистентности организма к вирусу гриппа (штамм A/Aichi/2/68 H3N2), в которой после однократного подкожного введения кеналога в дозе 5 мкг/г мышам массой 15-17 г за 4 сут до инфицирования вирусом гриппа его ЛД50 понижается, а повреждение легких и летальность животных увеличиваются по сравнению с контролем.

2. Восприимчивость трахеи к вирусу гриппа у мышей, предварительно получавших кеналог, не изменяется, а восприимчивость легких понижается относительно контроля. При этом восприимчивость к вирусу гриппа первичных культур клеток легких и трахеи не отличается от контроля.

3. В ранние сроки инфекции титры вируса гриппа в легких у мышей, предварительно получавших кеналог, повышаются, а потом становятся ниже контроля. При летальном исходе титры вируса гриппа в легких у мышей этой группы также остаются ниже, чем у контрольных мышей.

7. Введение хитокарбоксиметилглюкана мышам, получавшим кеналог, до заражения вирусом гриппа повышает его ЛД50 до контрольного значения. При этом степень повреждения легких, а также соотношения количества, фагоцитарной и биоцидной активности альвеолярных макрофагов и нейтрофилов тоже приближаются к соответствующим величинам в инфицированном контроле.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата медицинских наук, Сметанникова, Мария Анатольевна, Кольцово

1. Абрамов М.Г. Гематологический атлас. М.: Медицина, 1979.

2. Автандилов Г.Г. Медицинская морфометрия. Руководство. М.: Медицина, 1990.

3. Афанасьев Ю.И., Юрина Н.А. (редакторы) Гистология. М.: Медицина, 2002.

4. Афиногенова С.А., Булатов А.А. Биохимия гормонов и гормональной регуляции. М.: Наука, 1976.

5. Булычев Л.Е., Гончарова Е.П., Рыжиков А.Б. и др. Изучение динамики интерферонообразования в организме белых мышей при разных путях введения индуктора интерферона ридостина. Антибиотики и химиотерапия 1998; 43 (4): 20-23.

6. Верещагин Е.И., Короленко Т.А., Шандула Й. Защитный эффект фракции 3-1,3-карбоксиметилглюкана при острой массивной кровопотере. Патол. физиол. и экспер. терапия 1994; 3: 33-35.

7. Ветдоктор. Ветеринарная клиника. Ветеринарным врачам. Справочник. Мышь, электронная версия. 2000-2007 [цитировано 22 июля 2008]; Доступно с caflTa:http://vetdoctor.ru/spravka/lab. php?animal=6&pokazatel.

8. Грипп. Все о гриппе, электронная версия. 2006 [цитировано 19 февраля 2006]; Доступно с сайта: http: //www.gripp.ru/help.asp?id=140.

9. Глюкокортикоиды. Общая характеристика и механизм действия, электронная версия. 2007 [цитировано 18 июня 2007]; Доступно с сайта: http://www.ogmastudents.narod.rn/Prodvinut/Inform5ll.htm.

10. Горизонтов П.Д. Гомеостаз. М.: Медицина, 1981.

11. Гормоны: секреция, система обратной связи и ее регуляция. Биология и медицина, электронная версия . 2007 [цитировано 15 декабря 2007]; Доступно с сайта: http://medbiol.ru/medbiol/endocrinology/0003e9cf.htm.

12. Данилов Р.К. (ред.) Руководство по гистологии. В 2 т. Т.2.- СПб.: Спец. Лит, 2001.

13. Дергунова М.А., Филгошина Е.Е., Бузуева И.И. и др. Исследование химически модифицированного полисахаридахитокарбоксиметилглюкана как нового стимулятора макрофагов. Бюллетень сибирского отделения РАМН 2000; 3-4: 58-61.

14. Дергунова М.А., Жанаева С.Я., Филюшина Е.Е. и др. Характеристика новых химически модифицированных (3-1,3-0-гликанов как стимуляторов макрофагов. Бюллетень СО РАМН 2006; 1: 77-81.

15. Дергунова М.А., Филатова Т.Г., Жанаева С.Я. и др. Влияние химически модифицированных полисахаридов на развитие селективной депрессии макрофагов печени. Бюллетень СО РАМН 2007; 1: 71-75.

16. Жуков В.А., Сафатов А.С., Пьянков О.В. и др. Новый комплекс для получения и изучения монодисперсных микробиологических аэрозолей в медико-биологических исследованиях. Вестник РАМН 2004; 8: 11-15.

17. Закс Л. Статистическое оценивание. М.: Статистика; 1976.

18. Игнатьева М.И., Макарова О.П., Шишкина Л.Н. и др. Перестройка фагоцитарного пула легких под влиянием глюкокортикоидов. Патологическая физиология и экспериментальная терапия 1993; 3: 33-36.

19. Кеналог. Инструкция по применению, электронная версия. 2007 [цитировано 14 апреля 2007]; Доступно с сайта: http://www.apteka-ifk.ru/art/6828/.

20. Когновицкая А.И., Бохонко А.И., Мамонтова Т.В., Орлова Т.Г. Влияние экстремально высокой температуры на культуру клеток человека, их чувствительность к вирусам и интерферонпродуцирующую активность. Acta Virologica 1987; 31: 7-12.

21. Комарова О.В., Сергеева Т.В. Изменение уровня лейкоцитов крови у детей с хроническим гломерулонефритом на фоне терапии преднизолоном и при присоединении интеркуррентных инфекций. Медицинский научный и учебно-методический журнал 2004; 4: 217-224.

22. Корнева Е.А., Шхинек Э.К. Гормоны и иммунная система. Л.: Наука, 1988.

23. Короленко Т.А. Катаболизм белка в лизосомах. Новосибирск: Наука, 1999.

24. Леонтьева Г.Ф., Гончарова Л.Л., Дубровина Т.Я. Тиодилдисульфиднаясистема как один из элементов компенсаторных механизмов при гриппе. Вестн. Акад. Мед. Наук. 1997; 4: 40-44.

25. Машковский М.Д. Лекарственные средства. В двух томах. Т.2 Харьков: Торсинг. Изд. 13, 1998.

26. Маянский А.Н., Маянский Д.Н. Очерки о нейтрофиле и макрофаге. Новосибирск, 1983.

27. Маянский Д.Н. Лекции по клинической патологии. Руководство для врачей. М.: Издательская группа «ГЭОТАР-Медиа», 2008.

28. Медуницын Н.В. Вакцинология. 2-е изд. М.: Триада-Х, 2004.

29. Мейл Д., Бростофф Дж., Рот Д.Б., Ройт А. Иммунология: Пер. с анг. М.: Изд. «Логосфера», 2007.

30. Мейхи Б. (ред.) Вирусология. Методы: Пер. с англ. М.: Мир; 1988.

31. Нейроэндокринная регуляция иммунного ответа. Рефераты на медицинские темы, электронная версия. 2008 [цитировано 22 октября 2008]; Доступно с сайта: http://medic.claw.ru/mz2ClS.htm.

32. Ожерелков С.В., Кожевникова Т.Н. Механизмы противовирусного действия фоспренила: принципы профилактики и лечения вирусных инфекций, электронная версия. 2005 [цитировано 06 июня 2008]; Доступно с сайта: http://www.micro-plus.ru/publ3.htm.

33. Пак С.Г., Данилкин Б.К., Волчкова Е.В., Аленов М.Н. Инфекционные болезни: Справочник. Москва: ООО «Медицинское информационное агенство», 2008.

34. Парусов В.Н. Патологическая анатомия, патогенез и экспериментальная терапия тяжелых форм гриппа. Л., 1981.

35. Подчерняева Р.Я., Блинова В.К., Ронина М.В. и др. Чувствительность вирусов гриппа к интерферону и его индуктору. Вопр. Вирусол. 1981; 3: 285-288.

36. Похилько А.В., Крамская Т.А., Поляк Р.Я. Стресс и вирусная инфекция: динамика экспрессии антигенов вируса гриппа А под действием иммобилизационного стресса. Вопр. Вирусол. 1995; 2: 76-79.

37. Противовирусный иммунитет. Медицинский центр иммунокоррекции им.

38. Р.Н. Ходановой. электронная версия. 2008 [цитировано 24 марта 2008]; Доступно с сайта: http://www.immun.ru/immun/mme/mme2.

39. Пьянкова О.Г, Булычев JI.E., Сергеев А.Н. и др. Некоторые патогенетические характеристики гриппозной инфекции у белых мышей. Вопр. Вирусол. 1997; 42 (5): 216-218.

40. Розен В.Б. Основы эндокринологии. М., 1984.

41. Санин А.В. Применение иммуномодуляторов при вирусных заболеваниях мелких домашних животных. Российский журнал ветеринарной медицины 2005; 1: 38-42.

42. Сергеев А. А., Сергеев А.Н., Петрищенко В. А. и др. Изучение реактогенности, безопасности и иммуногенности рекомбинантной бивакцины против оспы и гепатита В на людях. Вопр. Вирусол. 2004; (5): 22-26.

43. Сергеев А.Н., Жуков В.А., Порываев В.Д. и др. Разработка простого метода прямой оценки наличия инфекционного процесса у мышей и крыс, аэрогенно инфицированных вирусом гриппа. Вопр. Вирусол. 2002; (4): 44-46.

44. Сергеев А.Н., Пьянкова О.Г., Булычев JI.E. и др. Чувствительность белых мышей к вирусу гриппа (А/Аичи/2/68) при аэрогенном заражении. Вопр. Вирусол. 1999; 2: 69-72.

45. Сигидин Я.А., Гусева Н.Г., Иванова М.М. Диффузные болезни соединительной ткани: Руководство для врачей. М., Медицина, 1994.

46. Сметанникова М.А., Шишкина J1.H., Сергеев А.А. и др. Некоторые аспекты патогенеза экспериментального гриппа на фоне глюкокортикоидной иммуносупрессии. Вестник РАМН 2006; (6): 22-27.

47. Соловьев В.Д., Гутман Н.Р., Манахова JI.C. Интерфероногенная способность штаммов вируса В и их чувствительность к экзогенному интерферону. Вопр. Вирусол. 1976; 3: 312-317.

48. Сыромятникова Н.В., Гончарова В.А., Котенко Т.В. Метаболическая активность легких. JI.: Медицина, 1987.

49. Трахтенберг И.М., Сова Р.Е., Шефтель В.О., Оникиенко Ф.А. Проблеманормы в токсикологии. 2 изд. М.: Медицина; 1991.

50. Триамцинолон. Описание действующего вещества Справочник лекарств, электронная версия. 2008 [цитировано 25 мая 2008]; Доступно с сайта: ht1p.V/www.rlsnet.ru/opisdmg/MNNDescr.php?mnnid=231.

51. Фролов Б.А., Поляк Р.Я., Смагин Г.Н. и др. Патогенетические механизмы стрессорного усугубления экспериментальной гриппозной инфекции и его предупреждение. Вестник АМН СССР 1991; 4: 50-54.

52. Шандула И. Структура и некоторые характеристики дрожжевых (3-гликанов. Бюл. Эксперим. Биологии и Медицины 1990; 7: 39-42.

53. Шишкина JI.H., Маянский Д.Н., Шутко Г.В., Сергеев П.В. Рецепция кортикостерона альвеолярными макрофагами при изменении их функциональной активности. Бюл. Эксперим. Биологии и Медицины 1985; 1: 76-78.

54. Шишкина JI.H., Игнатьева М.И., Маянский Д.Н. Легкие как орган секвестрации нейтрофилов при введении фармакологических доз глюкокортикоидов. В кн.: «Нереспираторные функции легких». Ленинград, 1988.

55. Шишкина Л.Н., Маянский Д.Н., Богомолова М.В. Изучение легочных макрофагов крыс при введении гидрокортизона и адреналэктомии. Бюл. Эксперим. Биологии и Медицины 1987; 12: 709-711.

56. Шишкина Л.Н., Сафатов А.С., Сергеев А.Н. и др. Механизмы действия аэрозолей препаратов на основе полипренолов пихты сибирской при экспериментальной гриппозной инфекции. Вопр. Вирусол. 2001; 6: 28-33.

57. Шишкина Л.Н., Сергеев А.Н., Пьянкова О.Г. и др. Изменение устойчивости мышей к вирусу гриппа А/Аичи/2/68 под влиянием глюкокортикоидного иммунодепрессанта кеналога. Вопр. Вирусол. 1999; 6: 272-275.

58. Эрман Б.А., Тулакина Л.Г., Шабунина Н.Р. и др. Ультраструктурная патология врожденной инфекции, вызванной респираторными вирусами. Архив патологии 1991; 53 (2): 27-32.

59. Abraham Е. Neutrophils and acute lung injury. Crit. Care Med. 2003; 31: 195

60. Akaike Т., Maeda H. Nitric oxide and virus infection. Immunology 2000; 101: 300-308.

61. Akaike T. Role of free radicals in viral pathogenesis and mutation. Rev. Med. Virol. 2001; 11: 87-101.

62. Akaike Т., Noguchi Y., Ijiri S. et al. Pathogenesis of influenza virus-induced pneumonia: Involvement of both nitric oxide and oxygen radicals. PNAS 1996;93:2448-2453.

63. Alcorn J.L., Islam K.N., Young P.P., Mendelson C.R. Gluco corticoid inhibition of SP-A gene expression in lung type II cells is mediated via the TTF-1-binding element. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 2004; 286 (4): 767-776.

64. Aldridge A.J. Role of the neutrophil in septic shock and the adult respiratory distress syndrome. Eur. J. Surg. 2002; 168: 204-214.

65. Alexander D.J., Brown I.H. Resent zoonoses caused by influenza A viruses. Rev. Sci. Tech. 2000; 19 (1): 197-225.

66. Alexopoulou L., Holt A.C., Medzhitov R., Flavell R.A. Recognition of double-stranded RNA and activation of NF-kappaB by Toll-like receptor 3. Nature 2001; 413: 732-738.

67. Ambroze C.T. The essential role of corticosteroids in the induction of immune response in vitro. Hormones and immune Response. London, 1970, P.l-l 16.

68. Ambrus C.M., Ambrus J.L., Johnson G.C. et al. Role of lungs in the regulation of the white blood cell level. Am. J. Physiol. 1954; 178: 33-44.

69. Arndt U., Wennemuth G., Barth P. et al. Release of macrophage migration inhibitory factor and CXCL8/Interleukin-8 from lung epithelial cells rendered necrotic by influenza A virus infection. Journal of Virology 2002; 76 (18): 9298-9306.

70. Auphan N., DiDonato J.A., Rosette C. et al. Immunosuppression by glucocorticoids: inhibition of NF-kappa В activity through induction of I kappa В synthesis. Science 1995; 270 (5234): 286-290.

71. Baeuerle P.A., Henkel T. Function and activation of NF-kappa В in theimmune system. Annu. Rev. Immunol. 1994; 12: 141-179.

72. Ballard P.L., Ning Y., Polk D. et al. Glucocorticoid regulation of surfactant components in immature lambs. Am. J. Physiol. 1997; 273: 1048-1057.

73. Balow J.E., Rosenthal A.S. Glucocorticoid suppression of macrophage migration inhibitory factor. J. Exp. Med. 1973; 137: 1031-1041.

74. Barnes PJ. Anti-inflammatory actions of glucocorticoids: molecular mechanisms. Clin. Sci (bond). 1998; 94 (6): 557-572.

75. Baron D.A., Esterly J.R. Mitoses in peripheral pulmonary epithelium: the effect of colchicines. Anat. Rec. 1979; 194 (4): 477-490.

76. Barry P.A., Petroll W.M., Andrews P.M. et al. The spatial organization of corneal endothelial cytoskeletal proteins and their relationship to the apical junctional complex. Invest. Opthalmol. Vis. Sci. 1995; 36: 1115-1124.

77. Baskaran H., Yarmush M.L., Berthiaume F. Dynamics of tissue neutrophil sequestration after cutaneous burns in rats. J. Surg. Res. 2000; 93 (1): 88-96.

78. Beg A.A., Baldwin A.S. The I kappa В proteins: multifunctional regulators of Rel/NF-kappa В transcription factors. Genes Dev. 1993; 7 (11): 2064-2070.

79. Behzad A.R., Chu F., Walker D.C. Fibroblasts are in a position to provide directional information to migrating neutrophils during pneumonia in rabbit lungs. Microvasc. Res. 1996; 51: 303-316.

80. Benne C.A., Benaissa-Trouw В., van Strijp J.A. et al. Surfactant protein A, but not surfactant protein D, is an opsonin for influenza A virus phagocytosis by rat alveolar macrophages. Eur. J. Immunol. 1997; 27 (4): 886-890.

81. Benne C.A., Kraaijeveld C.A., van Strijp J.A. et al. Interactions of surfactant protein A with influenza A viruses: binding and neutralization. J. Infect. Dis. 1995; 171 (2): 335-341.

82. Bergmann M., Garcia-Sastre A., Carnero E. et al. Influenza virus NS1 protein counteracts PKRmediated inhibition of replication. J. Virol. 2000; 74: 62036206.

83. Bieback K., Lien E., Klagge I.M. et al. Hemagglutinin protein of wild-type measles virus activates Toll-like receptor 2 signaling. J. Virol. 2002; 76: 87298736.

84. Biron С.A., Sen G.C. Interferons and other cytokines /In Knipe D.M., Howley P.M., Griffin D.E., Martin M., Roizman B. and Straus S.E. (ed.), Fields virology, 4th ed. Lippincott-Raven, Philadelphia, Pa. 2001.

85. Bjomson B.N., Harvey J.M., Rose L. Different Effect of hydrocortisone on eosinophil and neutrophil proliferation. J. Clin. Invest. 1985; 76 (3): 924-929.

86. Bogdan C. The function of type I interferons in antimicrobial immunity. Curr. Opin. Immunol. 2000; 12: 419-424.

87. Breuninger L.M., Dempsey W.L., Uhl J., Murasko D.M. Hydrocortisone regulation of interleukin-6 protein production by a purified population of human peripheral blood monocytes. Clin. Immunol. Immunopathol. 1993; 69: 205-214.

88. Brostjan C., Anrather J., Csizmadia V. et al. Glucocorticoid-mediated repression of NFkB activity in endothelial cells does not involve induction of IkBa synthesis. The journal of biological chemistry 1996; 271 (32): 1961219616.

89. Brown G.D., Taylor P.R., Reid D.M. et al. Dectin-1 is a major beta-glucan receptor on macrophages. J. Exp. Med. 2002; 196(3): 407-412.

90. Brown G.M., Brown D.M., Donaldson K. et al. Neutrophil sequestration in rat lungs. Thorax 1995; 50: 661-667.

91. Buchwald U.K., Geerdes-Fenge H.F., Vockler J. et al. Interleukin-10: effects on phagocytosis and adhesion molecule expression of granulocytes and monocytes in a comparison with prednisolone. Eur. J. Med. Res. 1999; 4 (3): 85-94.

92. Bullard D.C., Kunkel E.J., Kubo H. et al. Infectious susceptibility and severe deficiency of leukocyte rolling and recruitment in E-selectin and P-selectin double mutant mice. J. Exp. Med. 1996; 183: 2329-2336.

93. Burleson G.R., Burleson F.G. Influenza virus host resistance model. Methods 2007; 41: 31-37.

94. Burleson G.R., Lebrec H., Yang Y.G. et al. Effect of 2,3,7,8,-tetrachlorodibenzo-/?-dioxin (TCDD) on influenza virus host resistance in mice. Fundam. Appl. Toxicol. 1996; 29: 40-47.

95. Burns A., Walker D., Brown E. et al. Neutrophil transendothelial migration is independent of tight junctions and occurs preferentially at tricellular corners. J. Immunol. 1997; 159: 2893-2903.

96. Burns A.R., Smith C.W., Walker D.C. Unique structural features that influence neutrophil emigration into the lung. Physiol. Rev. 2003; 83: 309-336.

97. Burns A.R., Walker D.C., Smith C.W. Relationship between tight junctions and leukocyte transmigration /In: Tight Junctions, edited by Cereijido M and Anderson J. Boca Raton, FL: CRC, 2001, P.629-652.

98. Buttrum S.M., Drost E.M., Macnee W. et al. Rheological response of neutrophils to different types of stimulation. J. Appl. Physiol. 1994; 77: 18011810.

99. Caldenhoven E., Liden J., Wissink S. et al. Negative cross-talk between RelA and the glucocorticoid receptor: a possible mechanism for the antiinflammatory action of glucocorticoids. Mol. Endocrinol. 1995; 9 (4): 401412.

100. Cancro M., Potter M. The requirement of an adherent cell substratum for the growth of developing plasmacytoma cells in vivo. J. Exp. Med. 1976; 144: 1554-1567.

101. Capua I., Alexander D.J. Avian influenza and human health. Acta Trop. 2002; 83 (1): 1-6.

102. Caramori G., Adcock I. Anti-inflammatory mechanisms of glucocorticoids targeting granulocytes. Curr. Drug Targets Inflamm. Allergy 2005; 4: 455-463.

103. Carlos T.M., Harlan J.M. Leukocyte-endothelial adhesion molecules. Blood 1994; 84: 2068-2101.

104. Carlson G.P., Kaneko J.J. Influence of prednisolone on intravascular granulocyte kinetics of calves under nonsteady state conditions. Am. J. Vet. Res. 1976; 37(2): 149-151.

105. Cella M., Facchetti F., Lanzavecchia A., Colonna M. Plasmacytoid dendritic cells activated by influenza virus and CD40L drive a potent TH1 polarization. Nat. Immunol. 2000; 1: 305-310.

106. Chan M.C.W., Cheung C.Y., Chui W.H. et al. Proinflammatory cytokine responses induced by influenza A (H5N1) viruses in primary human alveolar and bronchial epithelial cells. Respiratory Research. 2005; 6: 135-148.

107. Chen W., Calvo P.A., Malide D. A novel influenza A virus mitochondrial protein that induces cell death. Nat. Med. 2001; 7: 1306-1312.

108. Chieux V., Chehadeh W., Harvey J. et al. Inhibition of coxsackievirus B4 replication in stably transfected cells expressing human MxA protein. Virology 2001; 283: 84-92.

109. Chimini G. Engulfing by lipids: a matter of taste? Cell Death Differ. 2001; 8 (6): 545-548.

110. Chrousos G.P., Kino T. Intracellular glucocorticoid signaling: a formerly simple system turns stochastic. Sci. STKE 2005; 304: pe48.

111. Cidlowski J.A., King K.L., Evans S.R. et al. The biochemistry and molecular biology of glucocorticoid-induced apoptosis in the immune system. Recent Prog. Horm. Res. 1996; 51: 457-490.

112. Cohen A.B., Rossi M. Neutrophils in normal lungs. Amer. Res. Respir. Diseases. 1983; 127: 83-89.

113. Colamussi M.L., White M.R., Crouch E., Hartshorn K.L. Influenza A virus accelerates neutrophil apoptosis and markedly potentiates apoptotic effects of bacteria. Blood 1999; 93 (7): 2395-2403.

114. Cole T.J., Solomon N.M., Van Driel R. et al. Altered epithelial cell proportions in the fetal lung of glucocorticoid receptor null mice. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 2004; 30(5): 613-619.

115. Coleman J.R. The PB1-F2 protein of Influenza A virus: increasing pathogenicity by disrupting alveolar macrophages. Virology Journal 2007; 4: 9-14.

116. Corrin B. Pathology of the Lungs. Churchill Livingstone, London, United1. Kingdom, 2000.

117. Cox G. Glucocorticoid treatment inhibits apoptosis in human neutrophils. Separation of survival and activation outcomes. J. Immunol. 1995; 154 (9): 4719-4725.

118. Cramer E.B. The ability of leukocytes to cross tight junctions. Tight Junctions, edited by Cereijido M. Boca Raton, FL: CRC 1992: 321-336.

119. Daffern P.J., Jagels M.A., Hugli Т.Е. Multiple epithelial cell-derived factors enhance neutrophil survival. Regulation by glucocorticoids and tumor necrosis factor-alpha. Am. J. Respir. Cell. Mol. Biol. 1999; 21 (2): 259-267.

120. Damiano V.V., Cohen A., Tsang A.L. et al. Morphologic study of the influx of neutrophils into dog lung alveoli after lavage with sterile saline. Am. J. Pathol. 1980; 100:349-364.

121. Davidson B.A., Stewart C.C., Russo T.A. et al. Discrimination of resident and infiltrated alveolar macrophages by flow cytometry in influenza A virus-infected mice. Exp. Lung Res. 2005; 31 (3): 323-339.

122. Demling R.H. The modern version of adult respiratory distress syndrome. Annu. Rev. Med. 1995; 46: 139-202.

123. Devillier P. Pharmacology of glucocorticoids and ENT pathology. Presse Med. 2001; 30: 59-69.

124. Diebold S.S., Kaisho Т., Hemmi H. et al. Innate antiviral responses by means of TLR7-mediated recognition of singlestranded RNA. Science 2004; 303: 1529-1531.

125. Dillard G.M., Bodel P. Studies on steroid fever. II. Pyrogenic and antipyrogenic activity in vitro of some endogenous steroids of man. J. Clin. Invest. 1970; 49: 2418-2426.

126. Dinarello C.A. Interleukin 1. Rew. of Inf. Dis. 1984; 6 (1): 51-95.

127. Doerschuk C., Allard M., Hogg J. Neutrophil kinetics in rabbits during infusion of zymosan-activated plasma. J. Appl. Physiol. 1989; 67: 88-95.

128. Doerschuk C., Allard M.F., Martin B.A. Marginated pool of neutrophils in rabbit lungs. J. Appl. Physiol. 1987; 63: 1806-1815.

129. Doerschuk C.M., Beyers N., Coxson H.O. et al. Comparison of neutrophil and capillary diameters and their relation to neutrophil sequestration in the lung. J. Appl. Physiol. 1993; 74: 3040-3045.

130. Doerschuk C.M., Quinlan W.M., Doyle N.A. et al. The roles of P-selectin and ICAM-1 in acute lung injury as determined using anti-adhesion molecule antibodies and mutant mice. J. Immunol. 1996; 157: 4609-4614.

131. Doershcuk C.M., Mizgerd J.P., Kubo H. et al. Adhesion molecules and cellular biomechanical changes in acute lung injury: Giles F. Filley Lecture. Chest 1999; 116: 37-43.

132. Doershcuk C.M., Quinlan W.M., Doyle N.A. et al. The role of P-selectin and ICAM-1 in acute lung injury as determined using blocking antibodies and mutant mice. J. Immunol. 1996; 157: 4609-4614.

133. Doershcuk C.M., Winn R.K., Coxson H.O., Harlan J.M. CD18-dependent and -independent mechanisms of neutrophil emigration in the pulmonary and systemic microcirculation of rabbits. J. Immunol. 1990; 144: 2327-2333.

134. Donelan N.R., Basler C.F., Garcfa-Sastre A. A recombinant influenza A virus expressing an RNA-binding-defective NS1 protein induces high levels of beta interferon and is attenuated in mice. J. Virol. 2003; 77 (24): 13257-13266.

135. Dong Q., Wright J.R. Degradation of surfactant protein D by alveolarmacrophages. Am. J. Physiol. 1998; 274: 97-105.

136. Downey G.P., Doherty D.E., Schwab В III. Et al. Retention of leukocytes in capillaries: role of cell size and deformability. J. Appl. Physiol. 1990; 69: 1767-1778.

137. Doyle N.A., Bhagwan S.D., Meek B.B. et al. Neutrophil margination, sequestration, and emigration in the lungs of L-selectin-deficient mice. J. Clin. Invest. 1997; 99: 526-533.

138. Durham P.L., Wohlford-Lenane C.L., Snyder JM. Glucocorticoid regulation of surfactant-associated proteins in rabbit fetal lung in vivo. Anat. Rec. 1993; 237 (3): 365-377.

139. Dybing J.K., Schultz-Cherry S., Swayne D.E. et al. Distinct pathogenesis of hong kong-origin H5N1 viruses in mice compared to that of other highly pathogenic H5 avian influenza viruses. J. Virol. 2000; 74 (3): 1443-1450.

140. Ellinwood N.M., McCue J.M., Gordy P.W., Bowen R.A. Cloning and characterization of cDNAs for a bovine (Bos taurus) Mx protein. J. Interferon Cytokine Res. 1998; 18: 745-755.

141. Ellis T.N., Beaman B.L. Interferon-c activation of polymorphonuclear neutrophil function. Immunology 2004; 112: 2-12.

142. Engelhardt O.G., Sirma H., Pandolfi P.P., Haller O. Mxl GTPase accumulates in distinct nuclear domains and inhibits influenza A virus in cells that lack promyelocytic leukaemia protein nuclear bodies. J. Gen. Virol. 2004; 85: 2315-2326.

143. Englich G., White M., Hartshorn K.L. Role of the respiratory burst in cooperative reduction in neutrophil survival by influenza A virus and Escherichia coli. J. Med. Microbiol. 2002; 51: 484-490.

144. Erzurum S.C., Downey G.P., Doherty D.E. et al. Mechanisms of lipopolysaccharide-induced neutrophil retention. Relative contributions of adhesive and cellular mechanical properties. J. Immunol. 1992; 149: 154-162.

145. Fadok V.A, Xue D., Henson P. If phosphatidylserine is the death knell, a new phosphatidylserine-specific receptor is the bellringer. Cell Death Differ. 2001; 8 (6): 582-587.

146. Fauci A.S., Dale D.C. The effect of in vivo hydrocortisone on subpopulations of human lymphocytes. J. Clin. Invest. 1974; 53: 240-246.

147. Fauci A.S. Mechanisms of corticosteroid action on lymphocyte subpopulations. I. Redistribution of circulating T and b lymphocytes to the bone marrow. Immunology 1975; 28 (4): 669-680.

148. Fauci A.S. Mechanisms of corticosteroid action on lymphocyte subpopulations. II. Differential effects of in vivo hydrocortisone, prednisone and dexamethasone on in vitro expression of lymphocyte function. Clin. Exp. Immunol. 1976; 24 (1): 54-62.

149. Fauci A.S., Dale D.C., Balow J.E. Glucocorticosteroid therapy: mechanisms of action and clinical considerations. Ann. Intern. Med. 1976; 3: 304-315.

150. Fernandez-Sesma A., Marukian S., Ebersole B.J. et al. Influenza virus evades innate and adaptive immunity via the NS1 protein. J. Virol. 2006; 80 (13): 6295-6304.

151. Finco T.S., Baldwin A.S. Mechanistic aspects of NF-kappa В regulation: the emerging role of phosphorylation and proteolysis. Immunity 1995; 3 (3): 263272.

152. Fisher R.F. The water permeability of basement membrane under increasing pressure: evidence for a new theory of permeability. Proc. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 1982;216:475-496.

153. Frank R.S. Time-dependent alterations in the deformability of human neutrophils in response to chemotactic activation. Blood 1990; 76: 2606-2612.

154. Frankova V. The effect of cyclophosphamide and X-irradiation on experimental influenza in mice. Acta Univ. Carol. Med. 1989; 35: 167-174.

155. Frese M., Kochs G., Feldmann H. et al. Inhibition of bunyaviruses, phleboviruses and hantaviruses by human MxA protein. J. Virol. 1996; 70: 915-923.

156. Fritz R.S., Hayden F.G., Calfee D.P. et al. Nasal cytokine and chemokine responses in experimental influenza A virus infection: results of a placebocontrolled trial of intravenous zanamivir treatment. J. Infect. Dis. 1999; 180: 586-593.

157. Frustaci A., Chimenti C., Calabrese F. et al. Immunosuppressive therapy for active lymphocytic myocarditis: virological and immunologic profile of responders versus nonresponders. Circulation 2003; 107 (6):73-78.

158. Fujisawa H. Inhibitory role of neutrophils on influenza virus multiplication in the lung of mice. Microbiol. Immunol. 2001; 45 (10): 679-688.

159. Fujishima S., Aikawa N. Neutrophil-mediated tissue injury and its modulation. Intensive Care Med. 1995; 21: 277-285.

160. Fukumoto Т., Torigoe N., Kawabata S. et al. Peptide mimics of the CTLA4-binding domain stimulate T-cell proliferation. Nat. Biotechnol. 1998; 16 (3): 267-270.

161. Fulkerson W.J., Maclntyre N., Stamler J., Crapo J.D. Pathogenesis and treatment of the adult respiratory distress syndrome. Arch. Int. Med. 1996; 156 (1): 29-38.

162. Garcia-Sastre A. Identification and characterization of viral antagonists of type I interferon in negative-strand RNA viruses. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2004; 283:249-280.

163. Garcia-Sastre A., Durbin R.K., Hongyong K. et al. The role of interferon in influenza virus tissue tropism. Journal of Virology 1998; 72 (11): 8550-8558.

164. Garten W., binder D., Rott R., Klenk H.-D. The cleavage site of the hemagglutinin of fowl plague virus. Virology 1982; 122: 186-190.

165. Gebb S.A., Graham J.A., Hanger C.C. et al. Sites of leukocyte sequestration in the pulmonary microcirculation. J. Appl. Physiol. 1995; 79: 493-497.

166. Geiger Т., Andus Т., Klapproth J. et al. Induction of rat acute-phase proteins by interleukin 6 in vivo. Eur. J. Immunology. 1988; 18: 717-721.

167. Gie R.P., Doerschuk C.M., English D. et al. Neutrophil-associated lung injury following the infusion of activated plasma. J. Appl. Physiol. 1991; 70: 24712478.

168. Gluck Т., Kiefmann В., Grohmann M. et al. Immune status and risk for infection in patients receiving chronic immunosuppressive therapy. J. Rheumatol. 2005; 32 (8): 1473-1480.

169. Goetz O. Virus infections during immunosuppression. Munch. Med. Wochenschr. 1976; 118 (17); 541-544.

170. Gordien E., Rosmorduc O., Peltekian C. et al. Inhibition of hepatitis В virus replication by the interferon-inducible MxA protein. J. Virol. 2001; 75: 26842691.

171. Guizani L., Perrin W.M., Breard J. et al. Mechanisms in interleukin-2 protection against glucocorticoid-induced apoptosis: regulation of AP-1 and glucocorticoid receptor transcriptional activities. J. Interferon Cytokine Res. 1996; 16: 601-609.

172. Guo R.F., Riedemann N.C., Laudes I J. et al. Altered neutrophil trafficking during sepsis. J. Immunol. 2002; 169: 307-314.

173. Gupta P., Blazar B.R., Gupta K. et al. Human CD34+ bone marrow cells regulate stromal production of interleukin-6 and granulocyte colony-stimulating factor and increase the colony-stimulating activity of stroma. Blood 1998; 91: 2606-2612.

174. Guyton A.C. Measurement the respiratory volumes of laboratory animals. Am. J. Physiol. 1947; 150 (1): 70-77.

175. Han J., Thompson P., Beutler B. Dexamethasone and pentoxifylline inhibit endotoxin-induced cachectin/tumor necrosis factor synthesis at separate points in the signaling pathway. J. Exp. Med. 1990; 172: 391-394.

176. Hansbrough J.F., Wikstrom Т., Braide M. et al. Effects of E-selectin and P-selectin blockade on neutrophil sequestration in tissues and neutrophil oxidative burst in burned rats. Crit Care Med. 1996; 24 (8): 1366-1372.

177. Hartshorn K.L., Crouch E.C., White M.R. et al. Evidence for a protective role of pulmonary surfactant protein D (SP-D) against influenza A viruses. J. Clin. Invest. 1994; 94 (1): 311-319.

178. Hartshorn K.L., White M.R., Shepherd V. et al. Mechanisms of anti-influenza activity of surfactant proteins A and D: comparison with serum collectins. Am.

179. J. Physiol. 1997; 273: 1156-1166.

180. Hartshorn K.L., White M.R., Tecle T. et al. Innate defense against influenza A virus: activity of human neutrophil defensins and interactions of defensins with surfactant protein D. J. Immunol. 2006; 176 (11): 6962-6972.

181. Hartshorn K.L., White M.R., Yoelker D.R. et al. Mechanism of binding of surfactant protein D to influenza A viruses: importance of binding to haemagglutinin to antiviral activity. J. Biochem. 2000; 351: 449-458.

182. Hashimoto Т., Ohno N., Adachi Y., Yadomae T. Nitric oxide synthesis in murine peritoneal macrophages by fungal P-glucans. Biol. Pharm. Bull. 1997; 20 (9): 1006-1009.

183. Hashimoto Y., Moki Т., Takizawa T. et al. Evidence for phagocytosis of influenza virus-infected, apoptotic cells by neutrophils and macrophages in mice. J. Immunol. 2007; 178 (4): 2448-2457.

184. Haslett C. Granulocyte apoptosis and its role in the resolution and control of lung inflammation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine 1999; 160: 5-11.

185. Hawgood S., Brown C., Edmondson J. et al. Pulmonary collectins modulate strain-specific influenza a virus infection and host responses. J. Virol.- 2004; 16: 8565-8572.

186. Hayman A., Comely S., Lackenby A. et al. Variation in the ability of human influenza A viruses to induce and inhibit the IFN-beta pathway. Virology 2006; 347 (1): 52-64.

187. Heasman S.J., Giles K.M., Ward C. et al. I. Glucocorticoid-mediated regulation of granulocyte apoptosis and macrophage phagocytosis of apoptotic cells: implications for the resolution of inflammation. J. Endocrinol. 2003; 178: 29-36.

188. Heil F., Hemmi H., Hochrein H. et al. Species-specific recognition of singlestranded RNA via Toll-like receptor 7 and 8. Science 2004; 303: 1526-1529.

189. Hernanz-Falcon P.I.A., Rora-Novarro P., Fernandez-Ruiz E. Clooning of human dectin-1, a novel C-type lection like receptor gene expressed on dentritic cells. Immunogenetics 2001; 53: 288-295.

190. Herzer P., Lemmel E.M. Inhibition of granulocyte function by prednisolone and non-steroid anti-inflammatory drugs. Quantitative evaluation with NBT test and its correlation with phagocytosis. Immunobiology 1980; 157 (1): 7888.

191. Hiscott J. Another detour on the Toll road to the interferon antiviral response. Nat. Struct. Mol. Biol. 2004; 11: 1028-1030.

192. Hofmann P., Sprenger H., Kaufmann A. et al. Susceptibility of mononuclear phagocytes to influenza A virus infection and possible role in the antiviral response. J. Leukoc. Biol. 1997; 61 (4): 408-414.

193. Hogg J.C., Doerschuk C.M. Leukocyte traffic through the lung. Annu. Rev. Physiol. 1995; 57: 97-114.

194. Hogg J.C., Coxson H.O., Brubwell M.L. et al. Erythrocyte and polymorphonuclear cell transit time and concentration in human pulmonary capillaries, J. Appl. Physiol. 1994; 77: 1795-1800.

195. Horimoto Т., Kawaoka Y. Influenza: Lessons from past pandemics, warnings from current incidents. Nature Reviews. Microbiology 2005; 3 (8): 591-600.

196. Horimoto Т., Kawaoka Y. Reverse genetics provides direct evidence for a correlation of hemagglutinin cleavability and virulence of an avian influenza A virus. J. Virol. 1994; 68: 3120-3128.

197. Huang Т., Pavlovic J., Staeheli P., Krystal M. Overexpression of the influenza virus polymerase can titrate out inhibition by the murine Mxl protein. J. Virol. 1992; 66: 4154-4160.

198. Huber A., Weiss S. Disruption of the subendothelial basement membrane during neutrophil diapedesis in an in vitro construct of a blood vessel wall. J. Clin. Invest. 1989; 83: 1122-1136.

199. Hurd J., Heath R.B. Effect of cyclophosphamide on infection in mice caused by virulent and avirulent strains of influenza virus. Infect. Immun. 1975; 11:886.889.

200. Hurley J.V., Xeros N. Electron microscopic observations on the emigration of leucocytes. Aust. J. Exp. Biol. 1967; 39: 609-624.

201. Ibricevic A., Pekosz A., Walter M.J. et al. Influenza virus receptor specificity and cell tropism in mouse and human airway epithelial cells. J. Virol. 2006; 80 (15): 7469-7480.

202. Inano H., English D., Doerschuk C.M. Effect of zymosan-activated plasma on the deformability of rabbit polymorphonuclear leukocytes. J. Appl. Physiol. 1992; 73: 1370-1376.

203. Innate Immunity, serial online. 2008 [cited 12 November 2008]; Available from UI^:http://users.rcn.com/ikimball.ma.ultranet/BiologyPages/I/Innate.html.

204. Isaacs A., Lindenmann J. Virus interference. I. The interferon. Proc. R. Soc. London Ser. 1957; 147: 258-267.

205. Jagels M.A., Hugli Т.Е. Neutrophil chemotactic factors promote leukocytosis. A common mechanism for cellular recruitment from bone marrow. J. Immunol. 1992; 148: 1119-1128.

206. Jakab G.J., Astry C.L., Warr G.A. Alveolitis induced by influenza virus. Am. Rev. Respir. Dis. 1983; 128 (4): 730-739.

207. Jaspers I., Ciencewicki J.M, Zhang W. et al. Diesel exhaust enhances influenza virus infections in respiratory epithelial cells. Toxicological Sciences 2005; 85 (2): 990-1002.

208. Jin H.K., Yoshimatsu K., Takada A. et al. Mouse Mx2 protein inhibits hantavirus but not influenza virus replication. Arch. Virol. 200; 146: 41-49.

209. Jones C.J.P., Morris K.J., Jason M.I.V. Prednisolone inhibits phagocytosis by polymorphonuclear leukocytes via steroid receptor mediated events. Ann. Rheum. Dis. 1983; 42 (1): 56-62.

210. Joyce D.A., Steer J.H., Abraham L.J. Glucocorticoid modulation of humanmonocyte/macrophage function: control of TNF-alpha secretion. Inflamm. Res. 1997; 46 (11): 447-451.

211. Julkunen I., Melen K., Nyqvist M. et al. Inflammatory responses in influenza A virus infection. Vaccine 2000; 19: 32-37.

212. Kaelin R., Center D., Bernando F. et al. The role of macrophagederived chemoattractant activities in the early inflammatory events of bleomycin-induced pulmonary injury. Am. Rev. Resp. Dis. 1983; 128 (1): 132-137.

213. Kaiser L., Fritz R.S., Straus S.E. et al. Symptom pathogenesis during acute influenza: interleukin-6 and other cytokine responses. J. Med. Virol. 2001; 64: 262-268.

214. Kalina M., Riklis S., Blau H. Pulmonary epithelial cell proliferation in primary culture of alveolar type II cells. Exp. Lung Res. 1993; 19 (20): 153-175.

215. Kamps B.S., Reyes-Teran G. Influenza 2006. In: Kamps B.S., Hoffman C., Preiser W., editors. Influenza report 2006. Paris, Cagliari, Wuppertal, Sevilla: Flying publisher; 2006. p. 17-47.

216. Kaslovsky R.A., Parker K., Siflinger-Birnboim A., Malik A.B. Increased endothelial permeability after neutrophil activation occurs by a diffusion-dependent mechanism. Microvasc. Res. 1995; 49: 227-232.

217. Kataoka K., Muta Т., Yamazaki S., Takeshige K. Activation of macrophages by linear (1—»3)-p-D-gIucans. The Journal of Biological Chemistry 2002; 277 (39): 36825-36831.

218. King K.L., Cidlowski J.A. Cell cycle regulation and apoptosis. Annu. Rev. Physiol. 1998; 60: 601-617.

219. Klenk H.-D., Garten W. Host cell proteases controlling virus pathogenicity. Trends Microbiol. 1994; 2: 39-43.

220. Knobil K., Choi A.M., Weigand G.W., Jacoby D.B. Role of oxidants in influenza virus-induced gene expression. Am. J. Physiol. 1998; 274: 134-142.

221. Kochs G., Haller O. GTP-bound human MxA protein interacts with the nucleocapsids of Thogoto virus (Orthomyxoviridae). J. Biol. Chem. 1999; 274: 4370-4376.

222. Koerner I., Kochs G., Kalinke U. et al. Protective role of beta interferon in host defense against influenza A virus. J. Virol. 2007; 81 (4): 2025-2030.

223. Kogan G., Sandula J., Korolenko Т., et. al. Increased efficiency of Lewis lung carcinoma chemotheraty with a macrophage stimulator yeast carboxymethyl glucan. International Immunopharmacology 2002; 2: 775-781.

224. Kontula K., Myllyla G., Andersson L.C. Glucocorticoid receptors in human polymorphonuclear and mononuclear leucocytes. Concentrations and binding characteristics. Scand. J. Haematol. 1981; 27 (3): 145-151.

225. Kotenko S.V., Gallagher G., Baurin V.V. et al. IFN-lambdas mediate antiviral protection through a distinct class II cytokine receptor complex. Nat. Immunol. 2003; 4: 69-77.

226. Krug R.M., Yuan W., Noah D.L., Latham A.G. Intracellular warfare between human influenza viruses and human cells: the roles of the viral NS1 protein. Virology 2003; 309: 181-189.

227. Kubo B.H., Graham L., Doyle N.A. et al. Complement fragment-induced release of neutrophils from bone marrow and sequestration within pulmonary capillaries in rabbits. Blood 1998; 92 (1): 283-290.

228. Kubo H., Doyle N.A., Graham L. et al. L- and P-selectin and CD11/CD18 in intracapillary neutrophil sequestration in rabbit lungs. Am. J. Respir. Crit. Care. Med. 1999; 159: 267-274.

229. Kumar P., Sharma S., Khanna M., Raj H.G. Effect of Quercetin on lipid peroxidation and changes in lung morphology in experimental influenza virus infection. Int. J. Exp. Pathol. 2003; 84 (3): 127-133.

230. Landis H., Simon-Jodicke A., Kloti A. et al. Human MxA protein confers resistance to Semliki Forest virus and inhibits the amplication of Semliki Forest virus-based replicon in the absence of viral structural proteins. J. Virol. 1998; 72: 1516-1522.

231. Lanza L., Scudeletti M., Puppo F. et al. Prednisone increases apoptosis in invitro activated human peripheral blood T lymphocytes. Clin. Exp. Immunol. 1996; 103: 482-490.

232. Larski Z. Diagnostyka wirusologiczna chorob zwierzat. Warszawa: Pacst.Wydaw.Rol.i Ьен>пе; 1992.

233. Lawrence E., Van Eden S., English D., Hogg J.C. Polimorphnonuclear leukocyte (PMN) migration in streptococcal pneumonia: comparison of older PMN with those recently released from the marrow. Am. J. Respir. Cell. Mol. Biol. 1996; 14: 217-224.

234. Lee W.L., Downey G.P. Neutrophil activation and acute lung injury. Curr. Opin. Crit. Care. 2001; 7: 1-7.

235. Leibovich S.J., Ross R. The role of the macrophage in wound repair. A study " with hydrocortisone and antimacrophage serum. Am. J. Pathol. 1975; 78: 71100.

236. Lenschow D.J., Lai C., Frias-Staheli N. et al. From the cover: IFN-stimulated gene 15 functions as a critical antiviral molecule against influenza, herpes, and Sindbis viruses. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2007; 104 (4): 1371-1376.

237. Leong J.C., Trobridge G.D., Kim C.H. et al. Interferon-inducible Mx proteins in fish. Immunol. Rev. 1998; 166: 349-363.

238. Leslie K.O., Mitchell J., Low R. Lung myofibroblasts. Cell Motil. Cytoskeleton 1992; 22: 92-98.

239. Lew W., Oppenheim J. J., Matsusshima K. Analysis of the suppression of IL-la and IL-lb production in human peripheral blood mononuclear adherent cells by a glucocorticoid hormone. J. Immunol. 1988; 140: 1895-1902.

240. Lien D., Wagner W.J., Capen R. et al. Physiological neutrophil sequestration in the lung: visual evidence for localization in capillaries. J. Appl. Physiol. 1987; 62: 1236-1243.

241. Lohninger A.K., Bock P., Salzer H. et al. Antenatal betamethasone-dose-effects on fetal rat lung morphology and surfactant. J. Perinat. Med. 1994; 22 (4): 319-328.

242. Londhe V.A., Belperio J.A., Keane M.P. et al. CXCR2 is critical for dsRNA-induced lung injury: relevance to viral lung infection. Journal of Inflammation2005; 2: 4-18.

243. Lu Y., Wambach M., Katze M.G., Krug R.M. Binding of the influenza virus NS1 protein to double-stranded RNA inhibits the activation of the protein kinase that phosphorylates the eIF-2 translation initiation factor. Virology 1995; 214: 222-228.

244. Lund J.M., Alexopoulou L., Sato A. et al. Recognition of single-stranded RNA viruses by Toll-like receptor 7. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2004; 101: 55985603.

245. Marschall M., Zach A., Hechtfischer A. et al. Inhibition of in uenza С viruses by human MxA protein. Virus Res. 2000; 67: 179-188.

246. Martin T.R. Recognition of bacterial endotoxin in the lungs. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 2000; 23: 128-132.

247. Martins L.C., Latorre M.R., Cardoso M.R. et al. Air pollution and emergency room visits due to pneumonia and influenza in Sun Paulo, Brazil. Rev. Saude Publica. 2002; 36 (1): 88-94.

248. Matikainen S., Siren J., Tissari J. et al. Tumor necrosis factor alpha enhances influenza A virus-induced expression of antiviral cytokines by activating RIG-I gene expression. J. Virol. 2006; 80 (7): 3515-3522.

249. McGivney S.A., Ogirala R.G. Effect of high-dose intramuscular triamcinolone in older adults with severe, chronic asthma. Lung 1994; 172 (2): 73-78.

250. Meagher L.C., Cousin J.M., Seckl J.R., Haslett C. Opposing effects of glucocorticoids on the rate of apoptosis in neutrophilic and eosinophilic granulocytes. J. Immunol. 1996; 156: 4422-4428.

251. Medzhitov R., Janeway C.A. Decoding the Patterns of Self and Nonself by the Innate Immune System. Science 2002; 296 (5566): 298-300.

252. Medzhitov R., Janeway C.A. Innate immunity: impact on the adaptive immuneresponse. Curr. Opin. Immunol. 1997; 9 (1): 4-9.

253. Miura Т., Ohno N., Miura N. et. al. Antigen-specific response of murine immune system toward a yeast 0-glucan preparation, zymosan. FEMS Immunol. Med. Microbiol. 1999; 24: 131-139.

254. Miyata M., Ajima H., Kondo Y. et al. Concomitant use of prostaglandin El and prednisolone; inhibition of superoxide anion production by polymorphonuclear leucocytes. Fukushima J. Med. Sci. 1995; 41 (1): 15-28.

255. Morikawa K., Taceda R., Yamazaki M. et. al. Induction of tumoricidal activity of polymorphonuclear leukocytes by liner (3-1,3-D-glucan and other immunomodulators in murine cells. Cancer Res. 1985; 45: 1496-1501.

256. Morken J.J., Warren K.U., Xie Y. et al. Epinephrine as a mediator of pulmonary neutrophils sequestration. Shock 2002; 18 (1): 46-50.

257. Motosugi H., Graam L., Noblitt T.W. et al. Changes in neutrophil actin and shape during sequestration induced by complement fragments in rabbits. Am. J. Pathol. 1996; 149: 963-973.

258. Murphy B.R., Webster R.G. Orthomyxoviruses //In Fields B.N., Knipe D.M., Howley P.M. et al. Fields virology.-Lippincott-Raven Publishers, Philadelphia, Pa. 1996; 1397-1445.

259. Nagano Y., Kojima Y. Inhibition de I'infection vaccinale par le virus homologue. C. R. Seances Soc. Biol. Fil. 1958; 152: 1627-1630.

260. Nakanishi K., Yoshimoto Т., Tsutsui H., Okamura H. Interleukin-18 regulates both Thl and Th2 responses. Annu. Rev. Immunol. 2001; 19: 423-474.

261. Newton R. Molecular mechanisms of glucocorticoid action: what is important? Thorax 2000; 55: 603-613.

262. Nieweglowska N., Niewiadomska-Kowalczyk M., Roszkowski P., Czajkowski K. Effect of bethametasone on blood cell count and C-reactive protein in patients with threatened preterm delivery. Med. Wieku. Rozwoj. 2003; 7: 261

263. Northrop J.P., Crabtree G.R., Mattila P.S. Negative regulation of interleukin 2 transcription by the glucocorticoid receptor. J. Exp. Med. 1992; 175: 12351245.

264. Nugent K.M., Pesanti E.L. Effect of influenza infection on the phagocytic and bactericidal activities of pulmonary macrophages. Infect. Immun. 1979; 26: 651-657.

265. Oehling A.G., Akdis C.A., Schapowal A. et al. Suppression of the immune system by oral glucocorticoid therapy in bronchial asthma. Allergy 1997; 52 (2): 144-154.

266. Olson E.J., Standing J.E., Griego-Harper N. et al. Fungal p-glucan interacts with vitronectin and stimulates tumor necrosis factor alpha release from macrophages. Infection and Immunity 1996; 64 (9): 3548-3554.

267. Ong E., Gao X.P., Predescu D. et al. Role of phosphatidylinositol 3-kinase-y in mediating lung neutrophils sequestration and vascular injury induced by E. coli sepsis. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 2005; 289: 1094-1103.

268. Ottonello L., Bertolotto M., Montecucco F. et al. Dexamethasone -induced apoptosis of human monocytes exposed to immune complexes. Intervention of CD95- and XIAP-dependent pathways. Int. J. Immunopathol. Pharmacol. 2005; 18 (3): 403-415.

269. Ozkiris A., Erkilic K. Complications of intravitreal injection of triamcinolone acetonide. Can. J. Ophthalmol. 2005; 40 (1): 63-68.

270. Pirhonen J., Matikainen S., Julkunen I. Regulation of Virus-Induced IL-12 and IL-23 Expression in Human Macrophages. The Journal of Immunology 2002; 169: 5673-5678.

271. Pletneva L.M., Haller O., Porter D.D. et al. Interferon-inducible Mx gene expression in cotton rats: cloning, characterization, and expression duringinfluenza viral infection. J. Interferon Cytokine Res. 2006; 26 (12): 914-921.

272. Provost P.R., Tremblay Y. Genes involved in the adrenal pathway of glucocorticoid synthesis are transiently expressed in the developing lung. Endocrinology 2005; 146 (5): 2239-2245.

273. Qin L., Quinlan W.M., Doyle N.A. et al. The roles of CD11/CD18 and ICAM-1 in acute Pseudomonas aeruginosa-induced pneumonia in mice. J. Immunol. 1996; 157: 5016-5021.

274. Ramamoorthy C., Kovaric W.D., Winn R.K. et al. Neutrophil adhesion molecule expression is comparable in perinatal rabbits and humans. Anesthesiology 1997; 86 (2): 420-427.

275. Ramsay P.L., Smith C.V., Geske R.S. et al. Dexamethasone enhancement of hyperoxic lung inflammation in rats independent of adhesion molecule expression. Biochem. Pharmacol. 1998; 56 (2): 259-268.

276. Reid P.T., Donnelly S.C., Haslett C. Inflammatory predictors for thedevelopment of the adult respiratory distress syndrome. Thorax 1995; 50: 1023-1026.

277. Reisman D., Thompson E.A. Glucocorticoid regulation of cyclin D3 gene transcription and mRNA stability in lymphoid cells. Mol. Endocrinol. 1995; 9: 1500-1509.

278. Ringrose P.S., Parr M.A., McLaren M. Effects of anti-inflammatory and other compounds on the release of lysosomal enzymes from macrophages. Biochem. Pharmacol. 1975; 24: 607-614.

279. Ronni Т., Matikainen S., Sareneva T. et al. Regulation of IFN-alpha/beta, MxA, 2',5'-oligoadenylate synthetase, and HLA gene expression in influenza A-infected human lung epithelial cells. J-Immunol. 1997 Mar 1; 158 (5): 23632374.

280. Ross G.D., Vetvicka V., Yan J. et al. Therapeutic intervention with complement and beta-glucan in cancer. Immunopharmacology 1999; 42: 6174.

281. Rott R., Klenk H.-D., Nagai Y., Tashiro M. Influenza viruses, cell enzymes and pathogenicity. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 1995; 152: 16-19.

282. Ryan L.K, Neldon D.L., Bishop L.R. et al. Exposure to ultraviolet radiation enhances mortality and pathology associated with influenza virus infection in mice. Photochem. Photobiol. 2000; 72: 766-771.

283. Ryan L.K., Copeland L.R., Daniels M.J. et al. Proinflammatory and Thl cytokine alterations following ultraviolet radiation enhancement of disease due to influenza infection in mice. Toxicol Sci. 2002; 67 (1): 88-97.

284. Sakai S., Kawamata H., Mantani N. et al. Therapeutic effect of antimacrophage inflammatory protein 2 antibody in influenza virus-induced pneumonia in mice. J. Virol. 2000; 74: 2472-2476.

285. Salvatore M.S., Basler C.F., Parisien J-P. Effects of influenza A virus NS1 protein on protein expression: the NS1 protein enhances translation and is not required for shutoff of host protein synthesis. J. Virol. 2002; 76 (3): 12061212.

286. Samuel C.E. Antiviral actions of interferons. Clin. Microbiol. Rev. 2001; 14 (4): 778-809.

287. Sandula J., Kogan G., Kacurakova M., Machova E. Microbial (l-*3)-D-glucans, their preparation, physico-chemical characterization and immunomodulatory activity. Carbohydr. Polym. 1999; 38: 247-253.

288. Sato Y., Van Eeden S.F., English D., Hogg T.C. Pulmonary sequestration of polymorphonuclear leukocytes released from bone marrow in bacteremic infection. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 1998; 275: 255-261.

289. Sato Y., Walley K.R., Klut M.E. et al. Nitric oxide reduces the sequestration of polimorphonuclear leukocytes in lung be changing deformability and CD18 expression. Am. J. Respir. Crit. Care. Med. 1999; 159: 501-509.

290. Schacke H., Docke W.D., Asadullah K. Mechanisms involved in the side effects of glucocorticoids. Pharmacol. Ther. 2002; 96 (1): 23-43.

291. Scheinman R.I., Cogswell P.C., Lofquist A.K., Baldwin A.S. Role of transcriptional activation of I kappa В alpha in mediation of immunosuppression by glucocorticoids. Science 1995; 270 (5234): 283-286.

292. Scheinman R.I., Gualberto A., Jewell C.M. et al. Characterization of mechanisms involved in transrepression of NF-kappa В by activatedglucocorticoid receptors. Mol. Cell. Biol. 1995; 15 (2): 943-953.

293. Schlegel R.A., Williamson P. Phosphatidylserine, a death knell. Cell Death Differ. 2001; 8 (6): 551-563.

294. Schleimer R.P. Glucocorticoids suppress inflammation but spare innate immune responses in airway epithelium. Proc. Am. Thorac Soc. 2004; 1 (3): 222-230.

295. Schmidt M., Pauels H.G., Lugering N. et al. Glucocorticoids induce apoptosis in human monocytes: potential role of IL-1 beta. J. Immunol. 1999; 163: 34843490.

296. Scholtissek C., Muller K. Interference between influenza A viruses with a cleavable and a noncleavable hemagglutinin; pH-stability after mixed infection. Arch. Virol. 1988; 101: 119-123.

297. Scholtissek C. Stability of infectious influenza A viruses at low pH and at elevated temperature. Vaccine 1985; 3: 215-218.

298. Schwartz Y.S., Dushkin M.I., Vavilin V.A. et al. Novel conjugate of Moxifloxacin and Carboxymethylated Glucan with enhanced activity against Mycobacterium tuberculosis.Pintim\cvdbia\. Agents and Chemotherapy 2006; 60 (6): 1982-1988.

299. Selby C., Drost E., Wraith P.K., MacNee W. In vivo neutrophil sequestration within lungs of humans is determined by in vitro "filterability". J. Appl. Physiol. 1991; 71: 1996-2003.

300. Selgrade M.K., Illing J.W., Starnes D.M. et al. Evaluation of the effects of ozone exposure on influenza infection in mice, using several indicators of susceptibility. Fundam. Appl. Toxicol. 1988; 11: 169-180.

301. Seo S.H., Hoffmann E., Webster R.G. Lethal H5N1 influenza viruses escape host anti-viral cytokine responses. Nat. Med. 2002; 8: 950-954.

302. Shaw J.O. Leukocytes in chemotactic-fragment-induced lung inflammation. Vascular emigration and alveolar surface migration. Am. J. Pathol. 1980; 101: 283-302.

303. Shayegani M., Lief F.S., Mudd S. Specific and non-specific cell-mediated resistance to influenza vims in mice. Infect. Immun. 1974; 9: 991-998.

304. Sheppard P., Kindsvogel W., Xu W. et al. IL-28, IL-29 and their class II cytokine receptor IL-28R. Nat. Immunol. 2003; 4: 63-68.

305. Sheridan J.F., Stark J.L., Avitsur R. et al. Social disruption, immunity, and susceptibility to viral infection. Role of glucocorticoid insensitivity and NGF. Ann. N. Y. Acad. Sci. 2000; 917: 894-905.

306. Shiratsuchi A., Kaido M., Takizawa T. et al. Phosphatidylserine-mediated phagocytosis of influenza A virus-infected cells by mouse peritoneal macrophages. J. Virol. 2000; 74 (19): 9240-9244.

307. Slobodeniuk A.V., Grigor'eva I.V., Pashnina N.I. Mechanisms of the protective action of plant preparation erakond in influenza. Zh. Mikrobiol. Epidemiol. Immunobiol. 2003; 1: 78-80.

308. Smyth G.P., Stapleton P.P., Freeman T.A. et al. Glucocorticoid pretreatment induces cytokine overexpression and nuclear factor-kappaB activation inmacrophages. J. Surg. Res. 2004; 116 (2): 253-261.

309. Snyder J.M., Rodgers H.F., O'Brien J.A. et al. Glucocorticoid effects on rabbit fetal lung maturation in vivo: an ultrastructural morphometric study. Anat. Rec. 1992; 232: 133-140.

310. Sonnenfeld G., Aviles H., Belay T. et al. Stress, suspension and resistance to infection. J. Gravit. Physiol. 2002; 9 (1): 199-200.

311. Sorenson W.G., Shahan T.A., Simpson J. Cell wall preparations from environmental yeasts: effect on alveolar macrophage function in vitro. Ann. Agric Environ. Med. 1998; 5 (1): 65-71.

312. Stallknecht D.E., Kearney M.T., Shane S.M., Zwank P.J. Effects of pH,temperature, and salinity on persistence of avian influenza viruses in water. Avian Dis. 1990; 34 (2): 412-418.

313. Stark G.R., Kerr I.M., Williams B.R. et al. How cells respond to interferons. Annu. Rev. Biochem. 1998; 67: 227-264.

314. Staub N.C., Schultz E.L. Pulmonary capillary length in dogs, cat and rabbit. Respir. Physiol. 1968; 5: 371-378.

315. Steinhauer D.A. Role of hemagglutinin cleavage for the pathogenicity of influenza virus. Virology 1999; 258 (1): 1-20.

316. Stieneke-Grober A., Vey M., Angliker H. et al. Influenza virus hemagglutinin with multibasic cleavage site is activated by furin, a subtilisin-like endoprotease. Embo J. 1992; 11: 2407-2414.

317. Stranden A.M., Staeheli P., Pavlovic J. Function of the mouse Mxl protein is inhibited by overexpression of the PB2 protein of influenza virus. Virology 1993; 197: 642-651.

318. Suliman H.B., Ryan L.K., Bishop L., Folz R.J. Prevention of influenza-induced lung injury in mice overexpressing extracellular super oxide dismutase. Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 2001; 280 (1): 69-78.

319. Sullivan J.B. Immunological alterations and chemical exposure. J. Toxicol. Clin. Toxicol. 1989; 27 (6): 311-343.

320. Suram S., Brown G.D., Ghosh M. et al. Regulation of cytosolic phospholipase A2 activation and cyclooxygenase 2 expression in macrophages by p-glucan receptor. Journal of Biological Chemistry 2006; 281 (9): 5506-5514.

321. Suwa Т., Hogg J.C., Klut M.C. et al. Interleukin-6 changes deformability of neutrophils and induces their sequestration in the lung. Am. J. Respir. Crit. Care. Med. 2001; 163: 970-976.

322. Tacken P.J., Hartshorn K.L., White M.R. et al. Effective targeting of pathogens to neutrophils via chimeric surfactant protein D/anti-CD89 protein 1. The Journal of Immunology 2004; 172: 4934-4940.

323. Takao Y. Attenuation of acute lung injury with propofol in endotoxemia. Anesth. Analg. 2005; 100: 810-816.

324. Takeda K., Kaisho Т., Akira S. Toll-like receptors. Annu. Rev. Immunol.2003; 21: 335-376.

325. Tan R.C., Ikegami M., Jobe A.H. et al. Developmental and glucocorticoid regulation of surfactant protein mRNAs in preterm lambs. Am. J. Physiol. 1999; 277: 1142-1148.

326. Tapper H., Sundler R. Glucan receptor and zymosan-induced lysosomal enzyme secretion in macrophages. Biochem. J. 1995; 306: 829-835.

327. Tavassoli M., Shaklai M. Absence of tight junctions in endothelium of marrow sinuses: Possible significance for marrow cell egress. Br. J. Haematol. 1979; 41: 303-307.

328. Taylor P.R., Brown D., Reid M. et. al. The 0-glucan receptor, dectin-1, is predominantly expressed on the surface of cells of the monocyte/macrophage and neutrophil lineages. J. Immunol. 2002; 169: 3876-3882.

329. Tecle Т., White M.R., Gantz D. et al. Human neutrophil defensins increase neutrophil uptake of Influenza A virus and bacteria and modify virus-induced respiratory burst responses. The Journal of Immunology 2007; 178: 80468052.

330. Tedder T.F., Steeber D.A., Pizcueta P. L-selectin-deficient mice have impaired leukocyte recruitment into inflammatory sites. J. Exp. Med. 1995; 184: 22592264.

331. Terashima Т., Klut M.E., English D. et al. Cigarette smoking causes sequestration of polymorphonuclear leukocytes released from the bone marrow in lungmicrovessels. Am. J. Respir. Cell. Mol. Biol. 1999; 20: 171-177.

332. Teske S., Bohn A.A., Hogoboam J.P., Lawrence B.P. Aryl hydrocarbon receptor targets pathways extrinsic to bone marrow cells to enhance neutrophils recruitment during influenza virus infection. Toxicological Sciences 2008; 102 (1): 89-99.

333. Teske S., Bohn A.A., Regal J.F. et al. Activation of the aryl hydrocarbon receptor increases pulmonary neutrophilia and diminishes host resistance to influenza A virus. Am. J. Physiol. Lung Cell. Mol. Physiol. 2005; 289: 111124.

334. Thanasak J., Jorritsma R., Hoek A. et al. The effects of a single injection ofdexamethasone-21-isonicotinate on the lymphocyte functions of dairy cows at two weeks post partum. Vet. Res. 2004; 35 (1): 103-112.

335. Thompson J., van Furth R. The effect of glucocorticosteroids on the proliferation and kinetics of promonocytes and monocytes of the bone marrow. J.Exp. Med. 1973; 137: 10-21.

336. Trowald-Wigh G., Hakansson L., Johannisson A., Edqvist L.E. The effect of prednisolone on canine neutrophil function: in vivo and in vitro studies. Acta Vet Scand. 1998; 39 (2): 201-213.

337. Vassalli J-D., Hamilton J., Reich E. Macrophage plasminogen activator: modulation of enzyme production by anti-inflammatory steroids, mitotic inhibitors, and cyclic nucleotides. Cell 1976; 8: 271-281.

338. Vassallo R. Viral-induced inflammation in interstitial lung diseases. Semin. Respir. Infect. 2003; 18: 55-60.

339. Villard J. Immunity after organ transplantation. Swiss Med. Wkly. 2006; 136: 71-73.

340. Volckaert-Vervliet G., Billiau A. Induction of interferon in human lymphoblastoid cells by Sendai and measles viruses. J. Gen. Virob. 1977; 37: 199-203.

341. Vorderstrasse B.A., Bohn A.A., Lawrence B.P. Examining the relationship between impaired host resistance and altered immune function in mice treated with TCDD. Toxicology 2003; 188 (1): 15-28.

342. Wagner J.G., Roth R.A. Neutrophil migration mechanisms, with an emphasis on the pulmonary vasculature. Pharmacol. Rev. 2000; 52: 349-374.

343. Wagner J.G., Roth R.A. Neutrophil migration during endotoxemia. J. Leukoc. Biol. 1999; 66: 10-24.

344. Walker D.C., Behhzad A.R., Chu F. Neutrophil migration through preexisting holes in the basal laminae of alveolar capillaries and epithelium during streptococcal pneumonia. Microvasc. Res. 1995; 50: 397-416.

345. Wang J.P., Bowen G.N., Padden C. et al. Toll-like receptor-mediated activation of neutrophils by influenza A virus. Blood 2008; 112 (5): 20282034.

346. Wang X., Li M., Zheng H. et al. Influenza A virus NS1 protein prevents activation of NF-kB and induction of alpha/beta interferon. J. Virol. 2000; 74 (2): 11566-11573.

347. Wang X., Li M., Zheng H. et al. Influenza A virus NS1 protein prevents activation of NF-kB and induction of alpha/beta interferon. J. Virol. 2000; 74 (2): 11566-11573.

348. Wareing M.D., Shea A.L., Inglis C.A. et al. CXCR2 is required for neutrophil recruitment to the lung during influenza virus infection, but is not essential forviral clearance. Viral Immunol. 2007; 20 (3): 369-378.

349. Watanabe Y., Shiratsuchi A., Shimizu K. et al. Stimulation of phagocytosis of influenza virus-infected cells through surface desialylation of macrophages by viral neuraminidase. Microbiol. Immunol. 2004; 48 (11): 875-881.

350. Weibel E.R. The Pathway for Oxygen: Structure and Function in the Mammalian Respiratory System. Harvard. Univ. Press. 1984.

351. Weisberger A.S., Heinle R.W., Storaasli J.P., Hannah R. Transfusion of leukocytes labeled with radioactive phosphorus. J. Clin. Invest. 1950; 29: 336341.

352. Weiss L. Transmural cellular passage in vascular sinuses of rat bone marrow. Blood 1970; 36: 189-208.

353. Wells M.A., Albrecht P., Daniel S., Ennis F.A. Host defense mechanisms against influenza virus: interaction of influenza virus with murine macrophages in vitro. Infect. Immun. 1978; 21: 140-146.

354. Werb Z. Biochemical actions of glucocorticoids on macrophages in culture. Specific inhibition of elastase, collagenase, and plasminogen activator secretion and effects on other metabolic functions. J. Exp. Med. 1978; 147 (6): 1695-1712.

355. White M.R., Crouch E., Vesona J. et al. Respiratory innate immune proteins differentially modulate the neutrophil respiratory burst response to influenza A virus. Am. J. Physiol. Lung Cell. Mol. Physiol. 2005; 289: 606-616.

356. Whyte M.K.B., Meagher L.C., MacDermot J., Haslett C. Impairment of function in aging neurophils is associated with apoptosis. Journal of Immunology 1993: 150: 5124-5134.

357. Wijburg O.L., DiNatale S., Vadolas J. et al. Alveolar macrophages regulate the induction of primary cytotoxic T-lymphocyte responses during influenza virus infection. J. Virol. 1997; 71 (12): 9450-9457.

358. Witko-Sarsat V., Rieu P., Descamps-Latscha B. et al. Neutrophils: molecules, functions and pathophysiological aspects. Lab. Invest. 2000; 80: 617-653.

359. Xu H., Gonzalo J.A., St Pierre Y. et al. Leukocytosis and resistance to septic shock in intercellular adhesion molecule 1-deficient mice. J. Exp. Med. 1994; 180:95-109.

360. Yadomae T. Immunopharmacological activity of P-glucan: structure-activity relationship in relation to various conformations. Jpn. J. Med. Mycol. 1992; 33: 267-277.

361. Young S-H., Ye J., Frazer D.G., Shi X. et al. Molecular mechanism of tumor necrosis factor-a production in (1—>3)-P-D-Glucan (zymosan)-activated macrophages. The Journal of Biological Chemistry 2001; 276 (23): 2078120787.

362. Zaia J.A. Viral infections associated with bone marrow transplantation. Hematol. Oncol. Clin. North. Am. 1990; 4 (3): 603-623.

363. Zhang P., Summer W.R., Bagby G.J., Nelson S. Innate immunity and pulmonary host defense. Immunol. Rev. 2000; 173: 39-51.

364. Zhao H., De B.P., Das Т., Banerjee A.K. Inhibition of human parainfluenza virus-3 replication by interferon and human MxA. Virology 1996; 220: 330338.

365. Ziege S.U., Geerdes-Fenge H.F., Rau M. et al. In vitro effects of interleukin-10, prednisolone, and GM-CSF on the non-specific immune function of human polymorphonuclear leucocytes and monocytes. Eur. J. Med. Res. 2000; 18: 369-374.

366. Zurcher Т., Pavlovic J., Staeheli P. Mechanism of human MxA protein action: variants with changed antiviral properties. EMBO J. 1992; 11: 1657-1661.

Информация о работе

Сметанникова, Мария Анатольевна
кандидата медицинских наук
Кольцово, 2009
ВАК 03.00.06

Диссертация

Изучение роли альвеолярных макрофагов и нейтрофилов в развитии гриппозной инфекции на фоне действия глюкокортикоида кеналога - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Изучение роли альвеолярных макрофагов и нейтрофилов в развитии гриппозной инфекции на фоне действия глюкокортикоида кеналога - тема автореферата по биологии, скачайте бесплатно автореферат диссертации

Похожие работы