Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Изучение конъюгативной способности крупных плазмид из почвенных штаммов Bacillus subtilis

ВАК РФ 03.00.15, Генетика

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Федорина, Екатерина Александровна

СОДЕРЖАНИЕ.

Список сокращений.

ВВЕДЕНИЕ.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Плазмиды Bacillus subtilis и других видов бацилл.

1.1.1. Общая характеристика бациллярных плазмид.

1.1.2. Свойства, определяемые генами мелких плазмид бацилл.

1.1.3. Свойства, определяемые генами крупных плазмид бацилл.

1.1.4. Репликация плазмид.

1.1.4.1 Репликация по механизму катящегося кольца.

1.1.4.2. Тета-тип репликации.

1.2. Бактериальная конъюгация.

1.2.1. Механизмы конъюгационных процессов у грамотрицательных микроорганизмов на примере F-фактора E.coli.

1.2.2. Конъюгация у грамположительных микроорганизмов.

1.2.2.1. Механизмы конъюгации у грамположительных бактерий.

1.2.2.1.1. Структуры, вовлекаемые в процесс конъюгации.

1.2.2.1.2. Сходство элементов конъюгативного аппарата с компонентами системы секреции IV типа.

1.2.2.2. Конъюгативная мобилизация RCR плазмид.

1.2.2.3. Коныогативные транспозоны.

1.2.2.4. Конъюгация у бацилл.

1.2.2.4.1. Группа В.сеreus.

1.2.2.4.2. Группа В. subtilis.

1.2.2.5. Конъюгация у других грамположительных микроорганизмов.

1.2.2.5.1. Конъюгативный перенос с участием плазмид широкого круга хозяев. Конъюгация у стафилококков, лактококков и других грамположительных микроорганизмов.

1.2.2.5.2. Феромонзависимая конъюгация у энтерококков.

1.2.2.5.3. Конъюгация у стрептомицетов.

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ.

3. РЕЗУЛЬТАТЫ.

3.1. Поиск и характеристика крупных природных плазмид в штаммах Bacillus subtilis, выделенных из почв Москвы и Московской области.

3.1.1. Поиск крупных плазмид в штаммах В.subtilis.

3.1.2. Сравнение обнаруженных крупных плазмид с минирепликоиом плазмиды р19 из белорусской коллекции B.subtilis.

3.1.3. Определение способности крупной плазмиды из штамма B.subtilis 1440 к мобилизационному переносу.

3.2. Изучение конъюгативных способностей крупной плазмиды из почвенного штамма B.subtilis 19.

3.2.1. Мобилизация мелких неконъюгативных плазмид.

3.2.1.1. Изучение особенностей мобилизации pUBllO.

3.2.1.1.1. Определяющая роль р19 в мобилизации pUBllO.6S

3.2.1.1.2. Изучение влияния протеиназы К на мобилизацию pUBllO.

3.2.1.1.3. Кинетика переноса pUBllO при разных температурах.

3.2.1.1.4. Мобилизационный перенос pUBllO при использовании различных штаммов B.subtilis.

3.2.1.1.5. Перенос pUBllO в штаммы разных видов Bacillus.

3.2.1.2. Мобилизация других неконъюгативных плазмид.

3.2.1.2.1. Изучение переноса плазмид с сигма-типом репликации (рВС16, рС194).

3.2.1.2.2. Изучение переноса плазмиды, имеющей тета-репликон.

3.2.2. Изучение конъюгативного переноса собственно крупной плазмиды р19.

3.2.2.1. Маркирование крупной криптической плазмиды р19.

3.2.2.2. Частота конъюгативного переноса плазмиды pl9cat.

3.2.2.3. Конъюгативный перенос pl9cat при разных соотношениях донора и реципиента.

3.2.2.4. Кинетика конъюгативного переноса pl9cat.

3.2.2.5. Особенности переноса р19 при использовании в качестве партнеров при конъюгации различных штаммов B.subtilis.

3.2.3. Анализ мутантов р19 с нарушенной способностью к конъюгации

3.2.3.1. Клонирование в клетках E.coli фрагментов р19, обуславливающих способность плазмиды к конъюгациоиному переносу.

3.2.3.2. Идентификация фрагмента ДНК, соответствующего рЗ-102, в клонотеке фрагментов ДНК р19.

3.2.3.3. Определение нуклеотидной последовательности фрагмента ДНК р19 и се анализ.

4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ.

ВЫВОДЫ

Введение Диссертация по биологии, на тему "Изучение конъюгативной способности крупных плазмид из почвенных штаммов Bacillus subtilis"

Изучение организации генома микроорганизмов предполагает комплексное исследование всех генетических детерминант, в том числе и внехромосомных генетических элементов.

Плазмиды часто несут гены, в определенных условиях дающие селективное преимущество содержащим их клеткам. Многие известные свойства бактерий могут определяться плазмидными генами: устойчивость к антибиотикам, солям тяжелых металлов, ультрафиолетовому облучению, синтез бактериоцинов и антибиотиков, способность к деградации органических и неорганических соединений или фиксации азота; плазмиды могут содержать острова патогенности с генами, определяющими вирулентность и синтез токсинов, или нести гены общего клеточного метаболизма. Плазмиды, несущие новую генетическую информацию, служат неиссякаемым источником изменчивости бактерий, активио участвуя в горизонтальном переносе генов. Роль горизонтального переноса генов в эволюции и экологии микроорганизмов трудно переоценить.

Конъюгация описана у многих видов бактерий и является, по-видимому, основным способом горизонтального переноса генов в природе. Возможен конъюгативный перенос плазмид между бактериями, принадлежащими к разным видам и родам. Конъ-югативная передача плазмид может происходить между представителями разных царств: классический пример - передача Т-ДНК Ti-плазмид Agrobacterium в клетки высших растений, возможен перенос между бактериями E.coli и дрожжами S.cerevisiae (Bates et al., 1998). Описана система, в которой плазмида передавалась в процессе конъюгации от E.coli к клеткам HeLa (Waters, 2001).

Широкое распространение определенных генов в результате горизонтального переноса, безусловно, оказывает заметное влияние и в области практической деятельности человека. Быстрое распространение устойчивости к антибиотикам за счет конъюгации создает серьезные проблемы для медицины, как и распространение генов, обуславливающих вирулентность и продукцию токсинов. С другой стороны, все большее внимание привлекает возможность использования обусловленной плазмидами способности бактерий к биодеградации веществ различного происхождения, а также способности продуцировать биологически активные вещества.

Bacillus subtilis является вторым по значимости (после E.coli) объектом бактериальной генетики и физиологии и классической моделью при изучении грамположи-тельных микроорганизмов. В настоящее время это наиболее изученный вид грамполо-жительных бактерий. Для В.subtilis 168 была определена полная нуклеотидная последовательность генома (Kunst et al., 1997). Особенности, выявленные в организации генома Bacillus subtilis, имеют существенное теоретическое и прикладное значение и позволяют рассматривать этот вид в качестве перспективного объекта генетической инженерии, способного конкурировать с классическим объектом E.coli. B.subtilis экологически безопасна: она исходно не патогенна, и организм человека не является для нее постоянным хозяином. Как и другие бациллы, B.subtilis секретирует белки в культуральную среду и служит важным промышленным объектом для получения различных ферментов. Одной из старейших областей применения B.subtilis является ферментация соевых бобов для получения "нагго" (соевый сыр или творог) в японской пищевой промышленности. Бациллы применяются и в качестве хозяев для экспрессии рекомбинантных ДНК и продукции в их клетках ряда белков. Что немаловажно, бактерии B.subtilis не требовательны к условиям роста.

Лабораторный штамм B.subtilis 168 плазмид не содержит, до недавнего времени считалось, что основным способом горизонтального переноса генов у B.subtilis является трансформация. Хотя известно, что в природных штаммах B.subtilis встречаются крупные плазмиды, среди которых есть конъюгативные, конъюгация у этого вида микроорганизмов почти не изучена.

Целью работы являлось изучение особенностей конъюгации, осуществляемой крупными плазмидами природных штаммов Bacillus subtilis. В задачи исследования входило:

1. Поиск крупных плазмид в природных штаммах B.subtilis.

2. Изучение особенностей конъюгативной мобилизации мелких неконъюгативных плазмид, определяемой крупной плазмидой из природного штамма B.subtilis

3. Маркирование крупной конъюгативной плазмиды и изучение особенностей ее конъюгативного переноса, т.е. собственно конъюгации

4. Клонирование и секвенирование фрагментов ДНК конъюгативной плазмиды, содержащих гены, влияющие на процесс конъюгации.

1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение Диссертация по теме "Генетика", Федорина, Екатерина Александровна

ВЫВОДЫ

Обнаружены крупные плазмиды в 9 из 42 штаммов коллекции Bacillus subtilis, выделенных из почв Москвы и Московской области.

Определены параметры конъюгативной мобилизации pUBllO, осуществляемой крупной плазмидой из почвенного штамма B.subtilis 19: перенос pUBllO происходил в широком диапазоне температур с частотой до 1% в клетки различных штаммов B.subtilis и других видов бацилл. Мобилизация мелких плазмид у B.subtilis в описанной системе, вероятно, осуществляется по механизму донации. С помощью инсерционного мутагенеза впервые получены производные крупной криптической конъюгативной плазмиды р19 из штамма B.subtilis 19, несущие маркер устойчивости к хлорамфениколу (ген cat). Наличие селективного маркера позволило исследовать особенности конъюгативного переноса данной плазмиды и определить параметры этого процесса: частота переноса крупной плазмиды достигала 100%, мало зависела от изменения соотношения клеток донора и реципиента и существенно зависела от того, какие штаммы использовались в качестве партнеров.

Получен ряд инсерциопных мутантов плазмиды р19, у которых встраивание гена cat полностью или частично нарушало способность к конъюгативному переносу. Клонированы фрагменты ДНК р19, прилежащие к инсерции, из двух разных инсерционных мутантов.

Определена нуклеотидная последовательность ДНК р19 размером 2 949пн., включающая один из клонированных фрагментов. Показано - как сравнением с базами данных, так и функциональным анализом - что данный фрагмент несет гер-район р19.

Идентифицирован ген плазмиды р19, лежащий на фланге гер-района. Предположительно, продукт этого гена является ДНК-связывающим белком и может принимать участие в конъюгации.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Федорина, Екатерина Александровна, Москва

1. Азизбекян P.P., Смирнова Т.А. Споро- и кристаллообразование у Bacillus thuringien-.уи/Успехи микробиологии. М., Наука, 1988. 82-105.

2. Гагарина Е.Ю. Изучение мелких криптических плазмид, обнаруженных в почвенных штаммах Bacillus subtilis: Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук. М., 2002.

3. Козловский Ю.Е., Прозоров А.А. Система рестрикции-модификации у штаммов бацилл, близких к Bacillus subtilis!I Докл. АН СССР, 1981.285, 1457-1459.

4. Корецкая Н.Г., Светоч О.Е., Добрица А.П. Конъюгативный перенос плазмид между Bacillus spp.// ДАН СССР.1998. 303,488-491.

5. Кузнецова Н.И., Смирнова Т.А., Шамшина Т.Н., Ганушкина JI.A., Азизбекян P.P. Штамм Bacillus thuringiensis, токсичный для комнатной мухи// Биотехнология. 1995. 3-4,11-14.

6. Погодин А.В., Штанюк Я.В., Прозоров А.А., Титок М.А. Характеристика систем репликации плазмид природных штаммов Bacillus subtilis// Молекулярная биология. 2004. 38,1-5.

7. ЛакинГ.Ф. Биометрия. М.: Высшая школа, 1990.

8. Лотарева О.В., Полуэктова Е.У., Титок М.А., Прозоров А.А. Крупная плазмида из почвенного штамма Bacillus subtilis, осуществляющая конъюгативную мобилизацию с высокой частотой// ДАН. 2001. 379,130-131.

9. Лотарева О.В., Прозоров А.А. Конъюгативный перенос плазмиды pUBl 10 у Bacillus subtilis в почве различных природных ландшафтов//Микробиология. 2005. 74, 132134.

10. Лотарева О.В., Прозоров А.А. Конъюгативный плазмидный перенос у Bacillus subtilis в почвенных микрокосмах/Микробиология. 2003. 72, 690-693.

11. МаниатисТ., Фрич Э., СэмбрукДж. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование. -М.: Мир, 1984.

12. Незаметдинова В.З., Канапина А.Ш., Козловский Ю.Е., Прозоров А.А. Криптические плазмиды почвенных штаммов бацилл// Генетика. 1992. 27,49-55.

13. Полуэктова Е.У., Карандашова КВ., Сапогова Е.Ю., Прозоров А.А. Изучение гомологии природных криптических плазмид Bacillus subtilis// Генетика. 1996. 32, 14981503.

14. Полуэктова Е.У., Незаметдинова В.З., Прозоров А.А. Крупная конъюгативная плазмида из почвенного штамма B.subtilis// Генетика. 2000. 36,1000-1002.

15. Прозоров А.А. Конъюгация у бацилл// Микробиология. 2003. 72, 517-527.

16. Прозоров А.А. Трансформация у бактерий. М.: Наука, 1988.

17. Ракитин A.JI. Конструирование модельных систем для селекции генноинженерных штаммов Bacillus subtilis продуцентов рибофлавина: Автотореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук. М., 2000.

18. Смирнова Т.А., Богданова Т.П., Гальперин М.Ю., Григорьева Т.М., Азизбекян P.P. Гомологичная и гетерологичная трансцепция Сгу+-плазмид Bacillus thuringiensis //Мол. генетика, микробиол. и вирусол.1987. 10,23-27.

19. Титок М.А. Плазмиды грамположительных бактерий. Минск: БГУ, 2004.

20. An, F. Y., Clewell D. В. The origin of transfer (oriT) of the enterococcal pheromone-responding, cytolysin plasmid pADl is located within the repA determinant// Plasmid. 1997. 37, 87-94.

21. Anagnostopoulos C., Spizizen J. Requirements for transformation in Bacillus ///«//J.Bacteriol. 1961. 81, 741-746.

22. Andrup L. Conjugation in Gram-positive bacteria and kinetics of plasmid transfer// AP-MIS suppl.84. 1998.106,47-55.

23. Andrup L., Bendixen П., Jensen G. Mobilization of Bacillus thuringiensis plasmid pTX14-3// Plasmid.1995. 33,159-167.

24. Andrup L., Damgaard J., Wasserman К., Вое L., Madsen F.G., Hansen F.G. Complete nucleotide sequence of the Bacillus thuringiensis subsp. israelensis plasmid pTX14-3 and its correlation with biological properties// Plasmid. 1994. 31,72-88.

25. Andrup L., Damgaard J., Wassermann K. Mobilization of small plasmids in Bacillus thuringiensis subsp. israelensis is accompanied by specific aggregation// J.Bacteriol. 1993. 175, 6530-6536.

26. Andrup L., Jensen G, Wilcks A., Smidt L., Но/lack L., Mahillon J. The patchwork nature of rolling-circle plasmids: comparison of six plasmids from two distinct Bacillus thuringiensis serotypes// Plasmid. 2003.49,205-232.

27. Andrup L., Jorgensen O., Wilcks A., Smidt L., Jensen G. Mobilization of "nonmobiliz-able" plasmids by the aggregation-mediated conjugational system of Bacillus thuringiensis// Plasmid. 1996. 36,75-85.

28. Andrup L., Smith L., Andersen К., Вое L. Kinetics of conjugative transfer: a study of the plasmid pX016 from Bacillus thuringiensis subsp. israelensis!/ Plasmid. 1998. 40, 30-43.

29. Aronson A.I., Beckman W., Dunn P. Bacillus thuringiensis and related insect pathogens// Microbiol. Rev. 1986. 50,1-24.

30. Aronson, A.I. Insecticidal toxins/ In A. L. Sonenshein (ed.), Bacillus subtilis and other gram-positive bacteria. American Society for Microbiology, Washington, D.C. 1993. 953-963.

31. Baron C„ O'Callaghan D„ Lanka E. Bacterial secrets of secretion: EuroConference on the Biology of Type IV Secretion Processes// Mol.Microbiol. 2002.43,1359-1365.

32. Bates S., Cashmore A., Wilkins B.M. IncP plasmids are unusually effective in mediating conjugation of Escherichia coli and Saccharomyces cerevisiae: involvement of Tra2 mating system//J.Bacteriol.l998. 180,6538-6543.

33. Battisti L., Green В., Thorne C.B. Mating system for transfer of plasmids among Bacillus anthracis, Bacillus cereus, and Bacillus thuringiensis!I J.Bacteriol. 1985. 162,543-550.

34. Baum J.A., Gonzalez J. MJr. Mode of replication, size and distribution of naturally occurring plasmids in Bacillus thuringiensis!/FEMS Microbiol.Let. 1992. 96,143-148.

35. Belhocine K., Plante I., Cousineau B. Conjugation mediates transfer of the Ll.LtrB group II intron between different bacterial species// Mol.Microbiol. 2004. 51, 1459-1469.

36. Ben-Dov E., Nissan G., Pelleg N. Manasherob R., Boussiba S., Zaritsky A. Refined, circular restriction map of the Bacillus thuringiensis subsp. israelensis plasmid carrying the mosquito larvicidal genes//Plasmid. 1999.42,186-191.

37. Berg Т., Firth N., Apisiridej S., Hettiaratchi A., Leelaporn A., Skurray R. Complete nucleotide sequence of pSK41: evolution of Staphylococcal conjugative multiresistant plasmid//J.Bacteriol. 1998. 180,4350-4359.

38. Bernhard K., Schrempf H., Goebel W. Bacteriocin and antibiotic resistance plasmids in Bacillus cereus and Bacillus subtilis!! J. Bacterid. 1978. 133, 897-903.

39. Bingham A.H.A., Bruton C.J., Atkinson T. Isolation and characterization of four plasmids from antibiotic-resistant thermofilic bacilli// J.Gen.Microbiol. 1979. 114,401-408.

40. Birnboim H.C., Doly, J. A rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA//Nucleic Acids Res. 1979. 7,1513-1523.

41. Bourgogne A., Drysdale M., Hilsenbeck S. G., Peterson S. N. Koehler Т. M. Global effects of virulence gene regulators in a Bacillus anthracis strain with both virulence plas-mids// Infect. Immun. 2003. 71,2736-2743.

42. Bron S., Bolhuis A., Tjalsma H., Holsappel S., Venema G., van Diji J.M. Protein secretion and possible roles for multiple signal peptidases for precursor processing in Bacillill J.Biotechnol. 1998. 64,3-13.

43. Brossier F., Weber-Levy M., Mock M., Sirard J. Role of Toxin Functional Domains in Anthrax Pathogenesis// Infect. Immun. 2000. 68, 1781-1786.

44. Bruand C., Ehrlich S.D. Transcription-driven DNA replication of plasmid pAM-beta 1 in Bacillus subtilis// Mol. Microbiol. 1998. 30,135-145.

45. Burns D. L. Biochemistry of type IV secretion// Curr.Opin.Microbiol. 1999. 2,25-29.

46. Burrus V., Pavlovic G., Decaris В., Guedon G. Conjugative transposons: the tip of the iceberg// Mol.Microbiol. 2002b. 46,601-610.

47. Cabezon E., Sastre J.I., de la Cruz F. Genetic evidence of a coupling role for the TraG protein family in bacterial conjugation// Mol.Gen.Genet. 1997.254,400-406.

48. Cao Т. В., Saier M. H., Jr. Conjugal type IV macromolecular transfer systems of Gram-negative bacteria: organismal distribution, structural constraints and evolutionary conclusions// Microbiology. 2001. 147, 3201-3214.

49. Carlton B.C., Helinski D.R. Heterogenous circular DNA elements in vegetative cultures of Bacillus megateriumll Proc.Nat.Acad.Sci. USA. 1969. 64, 592-599.

50. Carlton B.C., Smith M.P.W. Size distribution of the closed circular deoxyribonucleic acid molecules of Bacillus megaterium: sedimentian velocity and electron microscope measurements//J.Bacteriol. 1974. 117,1201-1209.

51. Chang S., Cohen S.N. High frequency transformation of Bacillus subtilis protoplasts by plasmid DNA//Mol.Gen.Genet. 1979. 168,111-115.

52. Clewell D. В., Dunny G. M. Conjugation and genetic exchange in enterococci/ In: Gilmore M.S. (ed.), The enterococci: pathogenesis, molecular biology, and antibiotic resistance. -ASM Press, Washington, D.C., 2002. 265-300.

53. Clewell D. В., Flannagan S. E., Jaworski D. D. Unconstrained bacterial promiscuity: the Tn916-Tnl545 family of conjugative transposons// Trends Microbiol. 1995.3,229-236.

54. Clewell D. В., Francia M. V, Flannagan S. E., An F. Y. Enterococcal plasmid transfer: sex pheromones, transfer origins, relaxases, and the Staphylococcus aureus issue// Plasmid. 2002. 48,193-201.

55. Clewell D.B. Sex pheromone systems in enterococci/ In: Dunny G. M., Winans S. C. (ed.), Cell-cell signaling in bacteria. ASM Press, Washington, D.C., 1999.47-65.

56. Clewell D.B. Sex pheromones and the plasmid-encoded mating response in Enterococcus faecalis! In: Clewell D.B. (ed.), Bacterial conjugation. Plenum Press, New York, 1993. 349-367.

57. Climo M. W., Sharma V K., Archer G. L. Identification and characterization of the origin of conjugative transfer (or/7) and a gene (nes) encoding a single-stranded endonuclease on the staphylococcal plasmid pGOl// J. Bacteriol. 1996. 178,4975-4983.

58. Dai Z., Sirard J.-C., Mock M., Koehler Т. M. The atxA gene product activates transcription of the anthrax toxin genes and is essential for virulence// Mol. Microbiol. 1995. 16, 1171-1181.

59. Dobritca A.P., Dobritca S. V, Tanyashin VI. Isolatoin and characterization of plasmid from the Bacillus brevis var. Q. -B. cells// Mol.Gen.Genet. 1978. 164,195-204.

60. Dougherty В., Hill С., Weidman J., Richardson D., Venter C., Ross P. Sequence and analysis of the 60 kb conjugative, bacteriocin-producing plasmid pMRCOl from Lacto-coccus lactis DPC 3147// Mol.Microbiol. 1998.29,1029-1038.

61. Dunny G.M., Yuhasz M., Ehrenfeld E. Genetic and physiological analysis of conjugation of Streptococcus faecalis!! J.Bacteriol. 1982. 151,855-859.

62. Ehrlich S.D. Replication and expression of plasmids from Staphylococcus aureus in Bacillus 5M6/i7w//Proc.Natl.Acad.Sci.USA. 1977. 74,1433-1436.

63. Farrow K.L., Lyras D., Rood J.I. Genomic analysis of the erythromycin resistance element Tn5398 from Clostridium difficileII Microbiology. 2001. 147,2717-2728.

64. Firth N., Ippen-Ihler K., Skurray R.A. Structure and function of the F factor and mechanism of conjugation// In: Escherichia coli and Salmonella cellular and molecular biology. ASM Press, Washington, D.C., 1996. 2377-2401.

65. Francia M. V., Clewell D. B. Transfer origins in the conjugative Enterococcus faecalis plasmids pADl and pAM373: identification of the pADl nic site, a specific relaxase and a possible TraG-like protein// Mol. Microbiol. 2002.45, 375-395.

66. Francia M.V., Varsaki A., Garcillan M.P., Lattore A., Drainas C., de la Cruz F. A classification scheme for mobilization regions of bacterial plasmids// FEMS Microbiol.Rev. 2004. 28,79-100.

67. Franke A. E., Clewell D. B. Evidence for a chromosome-borne resistance transposon (Tn916) in Streptococcus faecalis that is capable of "conjugal" transfer in the absence of a plasmid//J.Bacteriol. 1981.145,494-502.

68. Frost L., Ippen-Ihler K., Skurray R.A. Analysis of the sequence and gene products of the transfer region of the F sex factor// Microbiol.Rev. 1994. 58,162-210.

69. Gleave A.P, Mountain A., Thomas C.M. Use of a novel cassette to label phenotypically a cryptic plasmid of Bacillus subtilis and loci involved in stable maintenance// J.Gen.Microbiol. 1990. 136,905-912.

70. Gonzalez J., Brown В., Carlton B.C. Transfer of Bacillus thuringiensis plasmids coding for 5-endotoxin among strains of B.thuringiensis and B.cereus!I Proc.Nat.Acad.Sci. USA. 1982.79,6951-6955.

71. Gonzalez J., Carlton B.C. A large transmissible plasmid is required for crystal toxin production in Bacillus thuringiensis subsp.wrae/e«5w//Plasmid. 1984. 11, 38-38.

72. Green В. D., Battisti L., Thome B. Involvement of Tn4430 in transfer of Bacillus an-thracis plasmids mediated by Bacillus thuringiensis plasmid pX012// J.Bacteriol. 1989. 171,104-113.

73. Grohmann E., Muth G., Espinosa M. Conjugative Plasmid Transfer in Gram-Positive Bacteria// Microbiol.Mol.Biol.Rev. 2003. 67,277-301

74. Gruss A., Erlich S.D. The family of highly interrelated single-stranded deoxyribonucleic acid plasmids// Microbiol.Rev. 1989. 53,231-241.

75. Guidi-Rontani C., Pereira Y., Ruffle S., Sirard J., Weber-Levy M. and Mock M. Identifca-tion and characterization of a germination operon on the virulence plasmid pXOl of Bacillus anthracisll Mol.Microbiol. 1999. 33,407-414.

76. Guzman L. and Espinosa M. The mobilization protein, MobM, of the streptococcal plasmid pMV158 specifically cleaves supercoiled DNA at the plasmid oriT// J.Mol.Biol. 1997. 266, 688-702.

77. Henderson D., Meyer R. The MobA-linked primase is the only replication protein of R1162 require for conjugal mobilization// J.Bacteriol. 1999. 181,2973-2978.

78. Henderson D., Meyer R. The primase of broad-host-range plasnid R1162 is active in conjugal transfer// J.Bacteriol. 1996. 178,6888-6894.

79. Hickey R.M., Twomey D.P., Ross R.P., Hill C. Exploitaition of plasmid pMRCOl to direct transfer of mobilizable plasmids into commercial Lactococcal starter strains// Applied and Environmental Microbiol. 2001. 67,2853-2858.

80. Hofte. H., Whiteley. H.R. Insecticidal crystal proteins of Bacillus thuringiensisII Microbiol.Rev. 1989. 53,242-255.

81. Hoshino Т., Ikeda Т., Narushima H., Tomizuka N. Isolatoin and characterization of antibiotic-resistance plasmids in thermofilic bacilli// Can.J.Microbiol. 1985. 31,339-345.

82. Ike Y, Tanimoto K., Tomita H., Takeuchi K., Fujimoto S. Efficient transfer of the phero-mone-independent Enterococcus faecium plasmid pMGl (Gmr) (65.1 kilobases) to En-terococcus strains during broth matingII J.Bacteriol. 1998. 180,4886-4892.

83. Ilyina Т. V., Koonin E. V. Conserved sequence motifs in the initiator proteins for rolling circle DNA replication encoded by diverse replicons from eubacteria, eucaryotes and ar-chaebacteria// Nucleic Acids Res. 1992. 20,3279-3285.

84. Imanaka Т., Ano Т., Fujii M., Aiba S. Two replication determinants of an antibiotic resistance plasmid, pTB19, from a thermophilic bacillus// J.Gen.Microbiol. 1984. 130, 13991408.

85. Imanaka Т., Fujii M., Aiba S. Isolatoin and characterization of antibiotic-resistance plasmids from thermofilic bacilli and construction of deletion plasmids// J.Bacteriol., 1981. 146,1091-1097.

86. Imanaka Т., Ishikawa H., Aiba S. Complete nucleotide sequence of the low copy number plasmid pRATll and replication control by the Rep A protein in Bacillus subtilis// Mol.Gen.Genet. 1986. 205, 90-96.

87. Jacob A., Douglas G.I., Hobbs S.J. Self-transferable plasmids determining the hemolysin and bacteriocin of Streptococcus faecalis var, zymogenesll J.Bacteriol., 1975. 121, 863872.

88. Jacob A., Hobbs S.J. Conjugal transfer of plasmid-borne multiple antibiotic resistance in Streptococcus faecalis var. zymogenesll J.Bacteriol., 1974. 117,360-372.

89. Janniere L., Bruand C., Ehrlich S.D. Structurally stable Bacillus subtilis cloning vectors// Gene. 1990. 87, 53-61.

90. Jarrett P., Stephenson M. Plasmid transfer between strains of Bacillus thuringiensis infecting Galleria mellonella and Spodoptera littoralisll Appl.Environ.Microbiol. 1990. 56, 1608-1614.

91. Jaworski D. D., Clewell D. B. A functional origin of transfer (oriT) on the conjugative transposon Tn91611 J.Bacteriol. 1995.177, 6644-6651.

92. Jensen G., Andrup L., Smith L., Poulsen O. The agglutination-mediated conjugational system of Bacillus thuringiensis subsp. israelensis: host range and kinetics of transfer// Current Microbiol. 1996. 33, 99-125.

93. Jensen G., Wilcks A., Petersen S., Damgaard J., Baum J., Andrup L. The genetic basis of the aggregation system in Bacillus thuringiensis subsp. israelensis is located on the large conjugative plasmid pX016// J.Bacteriol. 1995.177,2914-2917.

94. Khan S.A. Plasmid rolling-circle replication: highlights of two decades of research// Plasmid. 2005. 53,126-136.

95. Khan S.A. Rolling-circle replication of bacterial plasmids// Microbiol.Mol.Biol.Rev. 1997.61,442-455.

96. Kieselburg M.K, Weickert M., Vary P.S. Analysis of resident and transformant plasmids in Bacillus megaterium// Biotechnology. 1984. 2,254-259.

97. Klein J.R., Chen Y., Manias D.A., Zhuo J., Zhuo L., Peebles C.L., Dunny G.M. A conjugation-based system for genetic analysis of group II intron splising in Lactococcus lac-tisll J. Bacteriol. 2004. 186,1991-1998.

98. Koehler T.M., Thome C.B. Bacillus subtilis (natto) plasmid pLS20 mediates interspecies plasmid transfer// J.Bacteriol.1987. 169, 5271-5278.

99. Kunnimalaiyaan M., Stevenson D.M., Zhou Y., Vary P.S. Analysis of the replicon region and identification of an rRNA operon on pBM400 of Bacillus megaterium QM В1551// Mol.Microbiol. 2001. 39, 1010-1021.

100. P., Wipat A., Yamamoto H., Yamane K., Yasumoto K., Yata K., Yoshida K., Yoshikawa H.-F., Zumstein E., Yoshikawa #., Danchin A. The complete genome sequence of the Gram-positive bacterium Bacillus subtilis!! Nature. 1997. 390,249-256.

101. Lacey R, Chopra I. Genetic studies of a multiresistant strain of Staphylococcus aweHs//J.Med.Microbiol. 1974. 7,285-297.

102. Lambert C.M., Hyde H., Strike P. Conjugal mobility of the multicopy plasmids NTP1 and NTP16// Plasmid. 1987. 18,99-110.

103. Lanka E., Wilkins B. DNA processing reactions in bacterial conjugation// Ann.Rev.Biochem. 1995. 64, 141-169.

104. Leppla, S. H. Anthrax toxin edema factor: a bacterial adenylate cyclase that increases cyclic AMP concentrations in eukaryotic cells// Proc.Natl.Acad.Sci. USA. 1982. 79, 3162-3166.

105. Lereclus D., Arantes O. spbA locus ensures the segregational stability of рТНЮЗО, a novel type gram-positive replicon// Mol. Microbiol. 1992. 6, 35-46.

106. Lereclus D., Lecadet M.M., Ribier J., Dedonder R. Molecular relationships among plasmids of Bacillus thuringiensis: conserved sequences through 11 crystalliferous strains//Mol.Gen.Genet. 1982.186, 391-398.

107. Lessl M., Lanka E. Common mechanisms in bacterial conjugation and Ti-mediated T-DNA transfer to plant cells// Cell 1994. 77,321-324.

108. Llosa M., O'Callaghan D. Euroconference on the biology of type IV secretion processes: bacterial gates into the outer world// Mol.Microbiol. 2004. 53,1-8.

109. Llosa M., Zunzunegui S., de la Cruz. Conjugative coupling proteins interact with cognate and heterologous VirB-like proteins while exhibiting specificity for cognate re-laxosomes// Proc.Natl.Acad.Sci. USA 2003. 100,10465- 10470.

110. Lovett P.S. Plasmid in Bacillus pumilis and enhanced sporulation of plasmid-negative variants//J. Bacteriol. 1973. 115,291-298.

111. Lovett P.S., Bramucci M.G. Plasmid deoxyribonucleic acid Bacillus subtilis and Bacillus pumilusll J. Bacteriol. 1975. 124,484-490.

112. Lovett P.S., Duvall E.J., Keggins K.M. Bacilluspumilus plasmid pPLlO: properties and insertion into Bacillus subtilis 168 by transformation// J.Bacteriol. 1976.127, 817-828.

113. Mahler I., Halvorson H.O. Two erytromycine-resistance plasmid of diverse origin and their effect on sporulation in Bacillus subtilis// Gea Microbiol. 1980. 120,259-263.

114. Makino S.-I., Uchida I., Terakado N., Sasakawa C., Yoshikawa M. Molecular characterization and protein analysis of the cap region, which is essential for encapsulation in Bacillus anthracisll J.Bacteriol. 1989. 171,722-730.

115. Marians K.J. Prokaryotic DNA replication// Annu.Rev.Biochem. 1992. 61,673-719.

116. Matsumura M., Katakura Y., Imanaka T. Aiba S. Enzymatic and nucleotide sequence studies of a kanamycin-inactivating enzyme encoded by plasmid pUBllO// J.Bacteriol. 1984. 160,413-420.

117. Meijer W.J.J., de Boer A., van Tongeren S., Venema G., Bron S. Characterization of the replication region of the Bacillus subtilis plasmid pLS20; a novel type of replicon// Nucleic Acids Research. 1995b. 23, 3214-3223.

118. Merlin C., Mahillon J., Nesvera J., Toussaint A. Gene recruiters and transporters: the modular structure of bacterial mobile elements/ In: The Horizontal Gene Pool. Thomas C.M. (Ed.). Amsterdam: Harwood Academic Publishers. 2000. 363-409

119. Mignot Т., Mock, M., Fouet, A. A plasmid-encoded regulator couples the synthesis of toxins and surface structures in Bacillus anthracisll Mol.Microbiol. 2003.47,917-927.

120. Monod M„ Denoya G., Dubnau D. Sequence and properties of pIM13, a macrolide-lincosamide-streptogramin В resistance plasmid//J.Bacteriol. 1986. 167,138-147.

121. Morita M., Tomita K, Ishizawa M., Takagi K., Kawamura J., Takahashi H., Morino T. Cloning of oxetanocin A biosynthetic and resistance genes that reside on a plasmid of Bacillus megaterium strain NK84-0128// Biosci.Biotech.Boichem. 1999. 63, 563-566.

122. Morton Т. M., Eaton D. M., Johnston J. L., Archer G. L. DNA sequence and units of transcription of the conjugative transfer gene complex (trs) of Staphylococcus aureus plasmid pGOl//J.Bacteriol. 1993. 175,4436-4447.

123. Niaudet, В., Goze, A., Ehrlich, S.D. Insertional mutagenesis in Bacillus subtilis: mechanism and use in gene cloning// Gene, 1982,19,277-284.

124. Nijkamp H.J., de Lang R., Stjutie A.R., van den Elzen P.J., Veltkamp E., van Putten A.J. The complete nucleotide sequence of the bacteriocinogenic plasmid CloDF13// Plasmid. 1986. 16,135-160.

125. Novick R.P. Contrasting lifestyles of rolling-circle phages and plasmids// Trends in Biochemical Sciences. 1998. 23,434-438.

126. Novick R.P. Staphylococcal plasmid and their replication//Ann.Rev.Microbiol. 1989.43, 536-566.

127. Okinaka, R., K. Cloud, O. Hampton, A. Hoffmaster, К Hill, P. Keim, T.Koehler, G. Lamke, S. Kumano, D. Manter, Y. Martinez, D. Ricke, R. Svensson, and P. Jackson. Sequence, assembly and analysis of pXOl and pX02// J.Appl.Microbiol. 1999a. 87, 261262.

128. Osborn A.M., BoltnerD. When phage, plasmids, and transposons collide: genomic islands, and conjugative- and mobilizable-transposons as a mosaic continuum// Plasmid. 2002. 48,202-212.

129. Oskam L., Hillenga D.J., Venema G., Bron S. The large Bacillus plasmid pTB19 contains two integrated rolling-circle plasmids cariying mobilization functions// Plasmid. 1991.26,30-39.

130. Pannucci J., Okinaka R. Т., Sabin R., Kuske C. R. Bacillus anthracis pXOl plasmid sequence conservation among closely related bacterial species// J.Bacteriol. 2002. 184, 134-141.

131. Pansegrau W., Lanka E. Common sequence motifs in DNA relaxases and nick regions from a variety of DNA transfer systems//Nucleic Acids Research. 1991. 19, 3455-3455.

132. Pansegrau W., Schroder IV., Lanka E. Concerted action of three distinct domains in the DNA cleaving-joining reaction catalyzed by relaxase (Tral) of conjugative plasmid RP4// J.Biol.Chem. 1994. 269, 2782-2789.

133. Parini C., Fortina M.G., Manachini P.L., de Rossi E., Riccardi G. Detection and characterization of naturally occurring plasmids in Bacillus licheniformis!I FEMS Micro-biol.Let. 1991. 81,329-334.

134. Per ego M, Hanstein C., Weish K.M., Djavakhisvili Т., Glase P., Hoch J. A. Multiple protein aspartat phosphatases provide a mechanism for the integration of diverse signals in the control of development in Bacillus subtilis!!Ce\\.\994. 79,1047-1055.

135. Pezard С., Berche P., MockM. Contribution of individual toxin components to the virulence of Bacillus anthracis!I Infect.Immun. 1991. 59, 3472-3477.

136. Polak J., Novick R. Closely related plasmids from Staphylococcus aureus and soil bacilli//Plasmid. 1982. 7, 152-162.

137. Possoz C„ Ribard C., Gagnat J., Pernodet J.-L., Guerineau M. The integrative element of pSAM2 from Streptomyces: kinetics and mode of conjugal transfer//Mol.Microbiol. 2001.42,159-166.

138. Projan S. J., Archer G. L. Mobilization of the Staphylococcus aureus plasmid pC221 by the conjugative plasmid pGOl involves three pC221 loci// J.Bacteriol. 1989.171,1841— 1845.

139. Projan S., Novick R.P. Comparative analysis of five related staphylococcal plas-mids//Plasmid. 1988. 19,203-221.

140. Pujol C., Chedin F„ Ehrlich S.D., Janniere L. Inhibition of naturally occurring rolling-circle replicon in derivatives of the theta-replicating plasmid pIP501// Mol.Microbiol. 1998.29,709-718.

141. Reddy A., Battisti L., Thorne C.B. Identification of self-transmissible plasmids in four Bacillus thuringiensis subspecies//J.Bacteriol. 1987. 169. 11,5263-5270.

142. Salyers A. A., Shoemaker N. В., Stevens A. M., Li L.-Y. Conjugative transposons: an un-usal and diverse set of integrated gene transfer elements// Microbiol.Rev. 1995. 59, 579-590.

143. Sangar F., Nicklen S, Coulson A.R DNA sequencing with chain-terminating inhibi-tors//Proc.Natl.Acad.Sci. USA. 1977. 74,5463-5467.

144. Schwarz F. V., Perreten V., Teuber M. Sequence of the 50-kb conjugative multiresis-tance plasmid pRE25 from Enterococcus faecalis RE25// Plasmid. 2001.46,170-187.

145. Selinger L., McGregor N., Khachatourians G., Hynes M. Mobilization of closely related plasmid pUBllO and pBC16 by Bacillus plasmid pX0503 requires trans-acting open reading frame p//J.Bacteriol. 1990. 172,3290-3297.

146. Sermonti G., and Spada-Sermonti I. Genetic recombination in Streptomycesll Nature. 1955. 176,121.

147. Sharma V. K., Johnston J. L., Morton Т. M., Archer G. L. Transcriptional regulation by TrsN of conjugative transfer genes on staphylococcal plasmid pGOl// J.Bacteriol. 1994. 176, 3445-3454.

148. Stahl S.R. Plasmids in Bacillus stearothermofllus coding for bacteriocinogene and temperature resistance//Plasmid. 1991. 26,94-107.

149. Stevenson D.M., Kunnimalaiyaan M., Muller K., Vary P.S. Characterization of a theta plasmid replicon with homology to all four large plasmids of Bacillus megaterium QM B1550//Plasmid. 1998.40,175-189.

150. Szpirer C„ Faelen M., Couturier M. Interaction between the RP4 coupling protein TraG and the pBHRl mobilization protein Mob// Mol.Microbiol. 2000. 37,1283-1292.

151. Tanaka Т., Koshikawa T. Isolatoin and characterization of plasmid from the B. sub-tilis(natto)// J.Bacteriol. 1977.131,699-701.

152. Tanaka Т., Ogura M. A novel Bacillus natto plasmid pLS32 capable of replication in Bacillus subtilis!! FEBS Lett. 1998.422,243-246.

153. Thomas C.M. Paradigms of plasmid organization// Mol.Microbiol. 2000. 37,485-491.

154. Thomas D.J., Morgan J., Whipps J., Saunders J. Plasmid transfer between Bacillus thuringiensis suhsp.israelensis strains in laboratory culture, river mater, and dipteran larvae// Appl.Environ.Microbiol. 2001.67,330-338.

155. Thorsted P.В., Thomas C.M., Poluektova E.U., Prozorov A.A. Complete sequence of Bacillus subtilis plasmid pl414 and comparison with seven other plasmid types found in Russian soil isolates of Bacillus subtilis!I Plasmid. 1999. 41,274-281.

156. Tinsley E., Naqvi A., Bourgogne A., Koehler Т., Khan S. Isolation of a minireplicon of the virulence plasmid pX02 of Bacillus anthracis and characterization of the plasmid-encoded RepS replication protein// J.Bacteriol. 2004. 186,2717-2723.

157. Titok M.A., Chapius J., Selezneva Y.V., Lagodich A.V., Prokulevich V.A., Ehrlich S.D., Janniere L. Bacillus subtilis soil isolates: plasmid replicon analysis and construction of a new theta-replicating vector//Plasmid. 2003.49,53-62.

158. Tjalsma H., van der Dolder J., Meijer W.J.J., Venema G., Bron S., van Diji J.M. The plasmid-encoded signal peptidase SipP can functionally replace the major signal peptidases sipS and sipT of Bacillus subtilis!! J.Bacteriol. 1999.142,2448-2454.

159. Uchida I., Hashimoto K., Terakado N. Virulence and immunogenicity in experimental animals of Bacillus anthracis strains harbouring or lacking 110 MDa and 60 MDa plas-mids//J.Gen.Microbiol. 1986. 132,557-559.

160. Uchida I., Makino S., Sasakawa C., Yoshikawa M., Sugimoto C., Terakado, N. Identification of a novel gene, dep, associated with depolymerization of the capsular polymer in Bacillus anthracis!! Mol.Microbiol. 1993. 9,487-496.

161. Uchida I., Sekizaki Т., Hashimoto K., Terakado N. Association of the encapsulation of Bacillus anthracis with a 60 megadalton plasmid// J.Gen.Microbiol. 1985. 131, 363367.

162. Uozumi Т., Ozaki A., Верри Т., Arima K. New cryptic plasmid of Bacillus subtilis and restriction analysis of other plasmids found by general screening// J.Bacteriol. 1980. 142,315-318.

163. Vary P.S. Prime time for Bacillus megaterium// Microbiology. 1994. 140, 1001-1013.

164. Vivas-Boas G., Vivas-Boas L., Lereclus D., Arantes O. Bacillus thuringiensis conjugation in environmental conditions// FEMS Microbiol.Ecol. 1998. 25, 369-374.

165. Vivas-Boas L„ Vivas-Boas G., Lemos M., Lereclus D., Arantes O. Survival and conjugation of Bacillus thuringiensis in a soil microcosm// FEMS Microbiol.Ecol. 2000. 31, 255-259.

166. Wang A., Macrina F. L. Characterization of six linked open reading frames necessary for plP501-mediated conjugation// Plasmid. 1995. 34,206-210.

167. Wang P.Z., Projan S.J., Henriquez V, Novick R.P. Specificity of origin recognition by replication initiator protein in plasmids on the pT181 family is determined by a six amino acid residue element// J.Mol.Biol. 1992.223,145-158.

168. Waters V. Conjugation between bacterial and mammalian cells//Nature genetics. 2001. 29, 375-376.

169. Wilcks A., Jayaswal N., Lereclus D., Andrup L. Characterization of plasmid pAW63, a second self-transmissible plasmid in Bacillus thuringiensis subsp. kurstaki HD73// Microbiology. 1998. 144,1263-1270.

170. Wilcks A., Smidt L., Okstad O., Koltso A.-B., Mahillon J. Replication mechanism and sequence analysis of the replicon of pAW63, a conjugative plasmid from Bacillus thuringiensis// J.Bacteriol. 1999. 181,3193-3200.

171. Wilkins В., Lanka E. DNA processing and replication during plasmid transfer between Gram-negative bacteria/ In: Clewell D.B. (ed.), Bacterial conjugation. Plenum Press, New York, 1993.105-136.

172. Willets N., Skurray R. The conjugation system of F-like plasmids// Annu.Rev.Genet. 1980. 14,41-76.

173. Yoshimura К., Yamamoto О., Seki Т., Oshima Y. Distribution of heterogeneous and homologous plasmids in Bacillus spp. (corrected version)// Appl.Environ.Microbiol. 1983. 46,1268-1275.

174. Zhou L., Manias D. A., Dunny G. M. Regulation of intron function: efficient splicing in vivo of a bacterial group II intron requires a functional promoter within the intron// Mol.Microbiol. 2000. 37,639-651.