Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Исследование генерализованного метаболического ответа нервных клеток на смену функционального состояния и на действие повреждающих факторов

ВАК РФ 03.00.02, Биофизика

Автореферат диссертации по теме "Исследование генерализованного метаболического ответа нервных клеток на смену функционального состояния и на действие повреждающих факторов"

На правах рукописи

Гордон Рита Яковлевна

ИССЛЕДОВАНИЕ ГЕНЕРАЛИЗОВАННОГО МЕТАБОЛИЧЕСКОГО ОТВЕТА НЕРВНЫХ КЛЕТОК НА СМЕНУ ФУНКЦИОНАЛЬНОГО СОСТОЯНИЯ И НА ДЕЙСТВИЕ ПОВРЕЖДАЮЩИХ ФАКТОРОВ

(03.00.02 - Биофизика)

Автореферат диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук

Пугцино 2000

Работа выполнена в Институте биофизики клетки РАН Официальные оппоненты:

Доктор биологических наук, профессор Зеленин A.B. Доктор биологических наук, профессор Лебедев O.E. Доктор физико-математических наук, профессор Печатников В.А. Ведущая организация: Институт экспериментальной и теоретической биофизики РАН

Защита СОСТОИТСЯ « /С . 2000 г. в « /3 »час. '

на заседании Диссертационного Совета Д200.23.01 по защите диссертаций на соискание ученой степени доктора биологических . наук при Институте биофизики клетки РАН по адресу: 142290 Московская обл., Пущино.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института биофизики клетки РАН.

Автореферат разослан << ,v » ес/с/// С

2000 г.

Ученый секретарь Диссертационного Совета кандидат биологических наук

ЕМ. 5, ij о

1. ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Реакция дифференцированной клетки на внешние воздействия может развиваться по нескольким различающимся программам: это может быть нормальный функциональный ответ или обратимая стрессорная реакция при усилении воздействия, которая при превращении воздействия в повреждающее может перерасти в медленную, «программируемую» гибель или даже в быструю гибель в форме некроза. Эти основные реализуемые клетками программы многокомпонентны и многостадийны. Выяснение их отличительных признаков и механизмов запуска стало крупнейшим достижением клеточной биологии. В последнее время появляется все больше свидетельств того, что ответ клетки может трансформироваться из одного типа реакции в другой, например, функциональный ответ может перерасти в стрессорный, а тот в свою очередь - в апоптоз (Браун, Моженок, 1987; Кегшег е1 а1., 1999; Уеш^ й а1., 1999). Изучение механизмов переключения этих основных программ существования клетки имеет большой научный и практический интерес, поскольку именно возможность таких переключений определяет адаптационные возможности клеток того или иного типа. Основой для такого переключения может быть наличие совпадающих процессов при функциональном ответе и стрессорной реакции, стрессорной реакции и апоптозе, апоптозе и некрозе.

Адаптационные возможности нервных клеток, срок жизни которых совпадает с жизнью организма, по определеншо, должны быть выше, чем у короткоживущих клеток, например у клеток крови. По всей видимости, в нервных клетках функционирует какой-то механизм, который обеспечивает их восстановление после повреждающих воздействий. Известно, что нервные клетки реагируют на изменения функциональной активности быстрыми и выраженными изменениями синтетической активности, общего содержания белка и рибосом в цитоплазме (Дьяконова и др., 1965; Бродский, 1966; ВосЬаюта е1 а1.; 1972; Певзнер, 1972; Гейнисман, 1974; Копеек, 1977; Глебов, 1977; Ханбабян, Караманукян, 1980; Меркулова и Даринский, 1982 и др.), которые отражают сдвиги в состоянии белоксинтезирующей системы клетки в целом, а не активацию обмена каких-то конкретных белков. Такая метаболическая реакция - характерный компонент ответа нервной клетки

при изменениях активности. Смысл этих изменений остается невыясненным, но очевидно, что реакция, которая требует расходования большого количества пластических и энергетических ресурсов (Глебов, 1977), имеет существенное значение для нормального функционирования нервной клетки.

В литературе представлены только отрывочные данные об изменениях обмена РНК и белка, состоянии обеспечивающих синтетические процессы структур в нервных клетках при повреждающих воздействиях (Гастева и др., 1977; Wynter, 1979; Абдурахманов, Оттелин, 1987; Давыдов и др, 1991; Протас, 1995; Raley-Susman, Murata, 1995; Lipton, Raley-Susman, 1999). Тем не менее, вероятность того, что именно изменения общей интенсивности синтетических процессов, обмена рибосом, изменения состояния других участвующих в обмене РНК и белка структур, могут быть общим элементом реакций на физиологические и повреждающие воздействия, представляется достаточно большой. Возможно, что именно генерализованная реакция белоксинтезирующей системы является основой способности нервных клеток восстанавливаться после стрессорных воздействий в течение всей жизни.

Цель данной работы - исследовать диапазон возможных изменений в состоянии систем синтеза рРНК и белка при смене функциональной активности нервной клетки и возможность подобных изменений при действии на нейроны различных повреждающих факторов. Наличие сходных реакций при смене уровня функциональной активности и стрессорных воздействиях указывало бы на наличие общего компонента этих двух реакций. Основные задачи исследования:

1. Определить объект, у которого в рамках нормального функционирования наблюдаются состояния генерализованного усиления и торможения активности нервных клеток центральной нервной системы.

2. Подобрать метод окрашивания цитоплазмы клеток, позволяющий быстро оценивать состояние рибосом.

3. Выявить диапазон изменений количества и состояния рибосом, характер изменений состояния эндоплазматического ретикулума (ЭПР), аппарата Гольджи (АГ), цитоскелетных структур в цитоплазме, определить характер трансформации ультраструктуры ядрышка,

отражающей изменения интенсивности биогенеза рибосом при усилении и торможении функциональной активности нервных клеток.

4. Сопоставить тип изменений состояния систем синтеза рРНК и белка при функциональных воздействиях и при воздействии на организм таких общих повреждающих факторов как радиация, гипоксия и сопровождающее ее снижение температуры тела.

5. Сопоставить тип изменений состояния систем синтеза рРНК и белка при функциональных и локальных повреждающих (электрошок, локальное разрушение структур) воздействиях на мозг.

6. Сравнить эффект температурных сдвигов на белоксинтезирующую систему нейронов в мозге и в культуре нейробластных клеток. Научная новизна.

1. Впервые показано, что кроме активации или остановки белкового синтеза компонентом метаболической реакции нервных клеток на изменение уровня функциональной активности может быть экстренное обновление рибосом в цитоплазме.

2. Показано, что при изменениях активности нейронов в пределах физиологической нормы состояние ядрышка, структуры, ответственной за биогенез рибосом, может изменяться от максимальной активации до остановки синтеза рРНК и образования рибосом.

3. При действии различных повреждающих факторов, в разной степени влияющих на уровень функциональной активности нейронов, также выявлены изменения состояния рибосом, ЭПР и ядрышек, отражающие изменения интенсивности белкового синтеза, спектра синтезируемых белков и биогенеза рибосом., причем наблюдаемые в случае стрессорной реакции нейронов изменения не выходят за пределы сдвигов при смене функциональных состояний.

4. Показано, что при окрашивании цитоплазмы клеток красителем акридиновым оранжевым (АО), соотношение его красной и зеленой флуоресценции, отражает состояние рРНК в рибосомах и коррелирует с тем, какая доля от общего количества рибосом представлена участвующими в синтезе белка полирибосомами. Научно-практическая ценность.

1. Окрашивание цитоплазмы клеток АО, позволяющее оценить состояние рибосом, предлагается использовать в научной и медицинской практике в

з

качестве экспресс-метода для оценки состояния белоксинтезирующей системы клеток.

2. Развиваемые в диссертации новые представления о значимости генерализованного ответа белоксинтезирующей системы нервных клеток в адаптационных реакциях на функциональные и повреждающие воздействия могут быть полезны при разработке различных вопросов функциональной нейробиологии и патологии нервной системы.

Положения, выносимые на защиту:

Способность к быстрой деградации и накоплению рибосом является характерной особенностью метаболической реакции нейронов на смену функционального состояния.

Изменение биогенеза рибосом, проявляющееся в конформации ультраструктуры ядрышка, является компонентом общего клеточного ответа и при функционально обусловленных и при стрессорных воздействиях на клетку.

Окрашивание цитоплазмы клеток АО выявляет состояние рРНК в рибосомах. Коэффициент К^ представляющий собой отношение интенсивностей красной и зеленой флуоресценции, коррелирует с долей транслирующих рибосом.

Смена функционального состояния и действие повреждающих факторов вызывает в нейронах однотипные изменения в состоянии таких компонентов белоксинтезирующей системы как рибосомы, эндоплазматический ретикулум, аппарат Гольджи, митохондрии и др. Генерализованные изменения активности белоксинтезирующей системы являются обязательным компонентом и функционального, и обратимого стрессорного ответа нервных клеток, связывающим их звеном, определяющим адаптационные способности нейронов. Апробация работы. Основные материалы диссертации доложены на 9-ой Всесоюзной конференции по биохимии (Ереван, 1983), на 9-ом Всесоюзном симпозиуме «Структура и функция клеточного ядра», (Черноголовка, 1987), на 1, 2, 3 Всесоюзных школах-семинарах «Механизмы зимней спячки» (Пущино, 1983, 1986, 1988), на: «25-th Annual Meeting of the Europian Society for Radiation Biology», (Stockholm University, Sweden, 1993), на Third symposium «Neural cell spécification: Molecular mechanisms and neurotherapeutic implications», (Saskatoon,

Canada, 1994), на: Conf. on Radiat. and Health, Beer-Sheva, (Israel, 1996), на Втором съезде биохим. общества РАН, (Москва, 1997). на Втором съезде биофизиков России, (Москва, 1999).

Публикации. По результатам диссертации опубликована 31 работа в виде статей и тезисов докладов.

Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания методов исследования, экспериментальной части, обсуждения результатов и выводов. Список цитируемой литературы состоит из 4/^ссылок на отечественные и зарубежные источники. Работа изложена на l-ЬУ страницах, включая рисунки и , таблицы.

Работа выполнена при поддержке РФФИ №99-04-48296.

2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Исследования проводили на нейронах теплокровных (суслики, крысы) и холоднокровных (лягушки) животных и на клетках культуры нейробластомы.

Сусликов Citellus undulatu брали в опыт в январе-феврале, в разные фазы цикла оцепенение - активность: в середине б аута оцепенения при температуре тела 4-6°С, в первые сутки после естественного пробуждения с температурой тела 36°С, в состоянии устойчивой нормотермии на 3-4 день после естественного пробуждения при содержании животных в тепле; а также через 2 часа после принудительного пробуждения с температурой тела 36°С. Для каждого состояния анализировали мозг 3-4 животных.

Крыс линии Вистар подвергали действию различных стрессорных факторов.

1. Гипоксия. Сравнение реакции нейронов неадаптированных к гипоксии и гипотермии животных и адаптированных к ним сусликов. Крыс содержали 2-3 часа в камере без доступа воздуха, при этом температура их тела падала до 20°С.

2. Электрошок. Специфическое для мозга повреждающее воздействие. Исследование проводили непосредсгвенно после короткой высокочастотной стимуляции током кожи крыс

3. у-Облучение - неспецифическое воздействие на мозг. Хроническое облучение осуществляли с мощностью дозы 0,43 сГр/день (общая доза

0,23 Гр). Длительность облучения- 45 дней. Острое облучение проводили с мощностью дозы 2,9 Гр/мин до накопления 8 Гр. Животных забивали через 2 часа после снятия воздействия. Помимо крыс действие острого облучения исследовали на сусликах, находящихся в активном состоянии и состоянии оцепенения.

4. Локальная травма - модель для исследования регенерационных способностей нервных клеток. Исследование проводилось через 10 дней после локальной травмы коры и гиппокампа в стадии компенсации нарушенных связей, когда возобновляется рост отростков нейронов. Одностороннюю частичную гигаюкампэктомию крыс проводили по методу Меринг. Анализировали состояние пирамидных нейронов вблизи области разрушения, в контрлатеральном, нетравмированном гиппокампе, и в сенсомоторной области коры.

У сусликов и крыс исследовали состояние нейронов в двух структурах мозга: гиппокамп (пирамидные клетки поля CAI-2 и САЗ-4), сенсомоторная зона коры (пирамидные клетки 5-го слоя).

Исследовали нейросекреторные клетки переднего гипоталамуса в трех группах травяных лягушек Rana temporaria, (по 4 животных в каждой группе) - активных, при температуре 20° С; лягушках в состоянии холодового оцепенения (гипобиоз), при температуре 4° С; животных во время естественного сна при температуре 18°С.

После декапитации выделенные мозги фиксировались в фиксаторе Карнуа и в 2,5% глутаральдегида в 0,1М какодилатном буферном растворе (для ультраструктурного анализа).

Клеточные системы. Известно, что клетки нейробластомы в дифференцированном состоянии не отличаются от нейронов по структуре, физиологическому статусу и химическому составу (Prasad, 1975). Клетки монослойной культуры мышиной нейробластомы N1E115 выращивали в модифицированной среде Игла с 10% бычьей сывороткой. Клетки фиксировались аналогично образцам тканей мозга. Для определения скорости белкового синтеза клетки нейробластомы инкубировали в течение 1 часа с 0,1 мКю/мл (14С)-лейцине в среде Игла без L-лейцина, L-метионина, L-глютамата, L-лизина. Включение радиоактивной метки в белок определяли в растущей и дифференцированной культуре, и в культуре клеток, подвергнутых действию блокатора пептидной элонгации циклогексимида (ЦГИ) (2мг/мл) в течение 1 и 1,5 часов.

Для выявления непосредственного воздействия теплового шока клетки дифференцированной культуры нейробластомы выдерживали при температуре 42°С в течение 30 минут. Затем 2 часа культивировали при 37°С.

Флуоресцентный анализ. Для исследования состояния рРНК в цитоплазме нейронов был модифицирован метод окрашивания АО в условиях оптимального взаимодействия красителя с РНК (Зеленин, 1967; Карнаухов, 1978). После фиксации в фиксаторе Карнуа срезы окрашивали АО в концентрации ЗхЮ'4 М в цитратно-фосфатном буфере, рН 4,2 в течение 10 мин. Мономеры АО в комплексе с двунитевымн участками РНК флуоресцируют в области 530 нм (/530), а находящиеся в растворе димеры АО связываются с однотяжевыми участками РНК и флуоресцируют в области 640 нм (/64о). Препараты были обработаны панкреатической РНКазой (1600 единиц/мл, растворенных воде) при температуре 37°С в течение 30 минут для контроля специфичности связывания АО.

Измерения проводили на микрофлуориметре ДМФ-2, (Карнаухов и др.. 1987; Gordon et al., 1997). Для оценю! флуоресценции АО в цитоплазме использовался коэфициент Ка = /«(//«о, представляющий собой отношение интенсиЕностеи красной и зеленой флуоресценции. Ка отражает состояние рРНК в цитоплазме, поскольку рРНК составляет больше 85% всей клеточной РНК. Для каждого случая исследовалось от 300 до 700 клеток

Особенности применения описанного метода для исследования различных растительных и животных объектах опубликованы в ряде статей (Карнаухов, Гордон, 1979; Гордон, Карнаухов, 1981; Круман, ... Гордон, 1981; Карнуп, Гордон и др., 1991; Рощина,... Гордон, 1998).

Цитофотометрия. Для определения содержания РНК в нейронах применяли метод количественной щггофотометрии в видимой области спектра срезов мозга, окрашенных галлоцианином по Эйнарсону. Концентрацию РНК в клетках определяли при помощи сканирующего комплекса РИФ. При определении РНК в ядрах применяли дифференцированную экстракцию хлорной кислотой на холоду (Брумберг, Певзнер, 1966). Количество РНК (в относительных единицах) рассчитывали как произведение средней оптической плотности структуры на ее объем. Объем ядра рассчитывали по формуле эллипсоида вращения,

клетки - трехосного эллипсоида (Гейнисман, 1974). Объем цитоплазмы определяли как разность объемов клетки и ядра. Для каждого из состояний сусликов содержание РНК определяли в 100 нейронах соответствующей структуры.

Электронная микроскопия. Кусочки гиппокампа и коры из мозга крыс и сусликов были фиксированы в 2,5% глугаровом альдегиде на какодилатном буфере (рН7,6) и постфиксированы четырехокисью осмия с последующей заливкой в эпон-арадщгг. Ультратонкие срезы окрашивали уранилацетатом и цитратом свинца по стандартной методике. Прямое приборное увеличение определялось по реплике решетки (2100 линий на 1 мм).

Статистическая обработка. Достоверность различий средних значений оценивалась по ^критерию Стьюденга..

3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

3.1. Распад и накопление рибосом в цитоплазме при изменениях функционального состояния нейронов.

Имеется большое количество работ, в которых выявлены изменения количества РНК в цитоплазме нейронов разных животных, в разных структурах мозга, при самых разнообразных воздействиях (Дьяконова и др., 1965; Бродский, 1966; Певзнер, 1972; Гейнисман, 1974; Кленикова, Малинаускайте, 1980; Максимовский, 1970; ВосЬагоуа й а1., 1972; Ханбабян, Караманукян, 1980; Копеек^ 1977.И др.). Авторы отмечают как увеличение, так и снижение содержания РНК в цитоплазме нервных клеток, что соответствует накоплению или распаду рибосом, так как на гистологических препаратах в цитоплазме выявляется только рибосомальная РНК (Бродский, 1966). Оценить диапазон возможных изменений количества рибосом в связи с переменами функционального состояния нервных клеток удобнее всего на одном объекте. Мозг зимнеспяших животных - удобная модель для таких исследования. При переходе от активного состояши к оцепенению нейроны разных структур , мозга последовательно и генерализованно переходят в состояние торможения. Так, в нейронах коры больших полушарий, в частности в сенсомоторной области, электрическая активность прекращается в первую очередь, в нейронах гиппокампа она отключается в последнюю очередь. При выходе сусликов из состояния оцепенения активность

нейронов в этих структурах восстанавливается в обратном порядке.

Содержание рибосом в нервных клетках мозга сусликов в течение зимних циклов оцепенение-активность существенно меняется (Рис.1).

Рис. 1. Количество РНК в цитоплазме (А) и ядре (В) пирамидных клеток гиппокампа и коры мозга суликов

в различных состояниях: 1,5- середина баута оцепенения; 2 - конец баута оцепенения; 3 - нормотермия между баутами оцепениния; 4 -состояние длительной нормотермии; 6 - принудительное пробуждение, через 2 часа.

3 4

Состояние животного Г Нейроны тппокампа Ех^З Нейроны коры

В состоянии оцепенения количество рибосом в пирамидных клетках поля САЗ гиппокампа уменьшается почти в два раза по сравнению с теплыми активными сусликами, в пирамидный нейронах моторной коры -уменьшается на 15 %. Снижение количества рибосом наблюдали также во время оцепенения в нейронах гипоталамуса, ядрах шва и других структур мозга (Демин и др., 1988). В гипоталамусе лягушки обеднение цитоплазмы нейронов рРНК происходит не только при холодовом оцепенении, но и без снижения температуры во время обычного сна (Карманова и др. 1984). У крыс падение содержания рибосом в нейронах мозжечка, гипоталамуса и спинного мозга крыс - на 50% происходит в норме каждый день в соответствии с циркадным ритмом двигательной активности (Певзнер и др., 1973; Литинская и др., 1976). Быстрое обеднение цитоплазмы нейронов отмечено при разнообразных формах физиологической стимуляции (Максимовский, 1970; Гейнисман, 1974 и

др.). Очевидно, что в этой фазе реакции распад рибосом в цитоплазме преобладает над их формированием в ядре и выходом в цитоплазму. Утрата до 40% рибосом в течение 3-4 - х дней в нейронах гиппокампа при входе в оцепенение, или 20% в нейронах коры за 2 часа при выходе из него возможно только в том случае, когда скорость обмена рибосом многократно возрастает за счет сокращения времени их существования Для мозга грызунов в целом скорость обмена составляет всего 5% в сутки (von Hunden et al., 1968).

Наиболее быстрое накопление рибосом в нейронах сусликов происходило в случае их принудительного пробуждения, когда за 2 часа от начала разогрева количество рибосом в цитоплазме нейронов гиппокампа почти удваивалось. Быстрое появление в цитоплазме крупных нейронов большого количества рибосом наблюдали у других грызунов после специфической, двигательной, акустической, зрительной, стимуляции мозга (Бродский, 1966; Певзнер, 1972; Гейнисман, 1974 и др.) и после прямой стимуляции электрической активности гигантских нейронов моллюсков (Bocharova et al., 1972).

Источником быстрого появления рибосом в цитоплазме нейронов между баутами оцепенения и при искусственном пробуждении может быть только многократно усиленный синтез рРНК при разогреве суслика, поскольку содержание РНК в ядре в период оцепенения снижается еще больше, чем в цитоплазме (Рис.1). В других сшуациях запас рибосом, быстро выбрасываемых из ядра, может увеличивать их количество в цитоплазме (Bocharova et al., 1972). Но в нейронах млекопитающих ядерный запас рибосом составляет всего 20% от общего содержания в клетке (Stoykova et al., 1983), тогда как прирост в цитоплазме бывает гораздо больше. Увеличение содержания рибосом в цитоплазме до двух раз за время от десятка минут до 2-3 часов возможно только при многократном увеличении скоростей синтеза рРНК и образования рибосом и их выхода из ядра.

Анализ собственных и литературных данных дает основание для вывода, что способность к быстрой деградации и накоплению рибосом в цитоплазме является характерной особенностью метаболической реакции нейронов на смену функционального состояния. Распад рибосом происходит преимущественно в начале реакции на стимуляцию или при перерастании стимуляции в утомление и истощение нейронов (Hyden,

1960; Гейнисман, 1974, Певзнер, 1972, и др.). .Накопление рибосом в цитоплазме характерно для периода восстановления, «физиологической регенерации нейронов» (Бродский, 1966) и при привыкании клеток к раздражению (Бродский, 1970; Бочарова, 1973).

Изменение содержания РНК в нейронах при действии повреждающих факторов изучено гораздо меньше. Известны примеры снижения количества РНК. Так, в нейронах гипоталамуса при охлаждении крыс, которое сопровождается общим стрессом, количество РНК снижается за полчаса на 30% (Ливень, Певзнер, 1972). Повреждение нейронов при действии истощающих раздражений может приводить к разрушению РНК (Нус1еп, 1960, Певзнер, 1972) .Действие электрошока вызывает снижение содержания РНК в мозге в пределах 12-25% (ЕББшап, 1972). После облучения количество РНК в пирамидных клетках коры увеличивается через 3 часа (Манина, 1971).

3.2. Ультраструктурный анализ состояния ядрышка

Ядрышко является динамической структурой, морфология которой отражает уровни основных процессов, связанных с биогенезом рибосом: синтез пре-рРНК, процессинг рРНК, формирование рибосомальных субъединиц и их миграция в кариоплазму. Оно состоит из четырех компонентов: фибриллярных центров, на поверхности которых осуществляется транскрипция; фибриллярного компонента, представляющего собой транскрипты генов рРНК; гранулярного компонента из прерибосомальных и рибосомальных субъединиц на различных стадиях созревания; ядерного матрикса (БоттегаИе, 1986; Нафю1оу, 1985; Зацепина, Челидзе 1988).

Ультраструктурный анализ нейронов гиппокампа активных сусликов и контрольных крыс, показал, что у них преобладают активные ядрышки с переплетенными фибриллярным и гранулярным компонентами и мало заметными фибриллярными центрами, то есть нуклеолонемные ядрышки с активно работающими рибосомальными генами (рис.2).

При переходе сусликов из активного состояния к оцепенению в ядрышках появляются признаки сегрегации структур с преобладанием фибриллярного компонента. В состоянии оцепенения сусликов в ядрышках фибриллярные центры сливаются, происходит дальнейшая сегрегация гранулярного и фибриллярного компонентов, гранулярный

компонент смещается к периферии ядрышка и значительно уменьшается в размерах. Такое изменение состояния компонентов ядрышка отражает торможение транскрипции и процессинга (Hadjiolov, 1985; Sommerville, 1986). На периферии ядрышка в области околоядрышкового хроматина обнаруживаются паракристаллические тубулярные структуры. В это время включение уридиновой метки в РНК снижается более чем в 9 раз в мозге сусликов по сравнению с активными животными (Bocharova, Gordon, Arkhipov, 1992.). При выходе из состояния оцепенения структура ядрышек приобретает опять нуклеолонемную форму со значительным гранулярным компонентом. У сусликов в переходном состоянии и выходе из оцепенения состояние ядрышек отражает повышение их активности (рис.2). Если вначале исчезают крупные фибриллярные центры, увеличивается фибриллярный компонент, то далее наблюдается увеличение площади, занимаемой гранулами. Увеличение количества зрелых рибосомальных субъединиц в ядрышке сопровождается увеличением их транспорта из ядра в цитоплазму. Заметно повышается включение уридиновой метки. Тубулярные образования по периферии ядра исчезают. Таким образом, если при торможении функциональной активности нейронов наблюдается торможение транскрипционной активности ядрышка, а также замедление процессинга и транспорта рибосомальных субъединиц в цитоплазму, то повышение функциональной активности клетки при выходе из оцепенения сопровождается быстрым (в течение 2 часов) восстановлением нуклеолонемной структуры ядрышка.

Подобные изменения ультраструктуры ядрышка наблюдаются во время и после электрической стимуляции нейронов в физиологических пределах (Bocharova et al., 1972), и в норме в течение суток в соответствии с циркадными ритмами активности нейронов (Pebusque et al., 1985). Характерно, что аналогичные картины неактивного ядрышка вызывает действие таких реагентов, как актиномицин Д, Д-галактосамин, и др (Hadjiolov, 1985). Таким образом, при смене функционального состояния нейронов структура ядрышка варьирует от соответствующего глубокому ингибированию биогенеза рибосом до максимальной активации при полной и быстрой обратимости таких трансформаций.

Действие повреждающих факторов вызывает такие же изменения в ультраструктуре ядрышек нейронов, как и смена функционального

состояния (рис.2). Так, для состояния ядрышек нейронов крыс, подвергнутых действию гипоксии или радиации в дозе 8 Гр, характерна разная степень сегрегации компонентов, как в случае торможения функциональной активности в период оцепенения и в самом начале разогрева. По периферии ядрышка в нейронах крыс, подвергнутых действию гипоксии и радиации, также выявлены паракристаллические структуры. Изменения цитоскелетных структур ядра были обнаружены в ядрах фибробластов, подвергнутых температурному шоку (Welch, Suhan, 1985).

После хронического облучения низкими дозами радиации морфологические особенности ядрышка отражают его повышенную функциональную активность: наблюдается переплетение всех его компонентов, увеличение объема, занимаемого гранулярным компонентом, повышение плотности кариоплазмы, что указывает на интенсивный транспорт рибосомальных субъединиц в кариоплазму. Активные ядрышки с нуклеолонемной структурой, но с менее выраженным гранулярным компонентом наблюдается также в нейронах гиппокампа через 10 дней после локальной травмы, в нейронах нейробластомы через 2 часа после действия гипертермии, а также после действия ЦГИ (рис. 2). В случае восстановления после травмы наблюдается реорганизация ядрышка в связи с репаративным синтезом, как это наблюдали при аксотомии и ростом отростков у части неповрежденных нейронов (Harry et al., 1978; .Jones and Lavelle, 1986). Действие ЦГИ индуцирует активацию ядрышка для восстановления запаса рибосом в цитоплазме после исчезновения пула рибосом из-за увеличения количества тяжелых неработающих полирибосом (Yamamoto and Pellegrini, 1990).

Анализируя варианты трансформации ультраструктуры ядрышка, вызванные действием повреждающих факторов, необходимо подчеркнуть, что они укладываются в границы изменений, происходящих в нормально функционирующих нейронах. Таким образом, изменения биогенеза рибосом, проявляющиеся в ультраструюуре ядрышка, являются компонентом общего клеточного ответа и при функционально обусловленных и при стрессорных воздействиях на клетку.

Рис. 2. Схема изменения структуры ядрышек в нейронах гиппокампа (1-6) сусликов при смене функционального состояния (1 - нормотермия; 2 - начало баута оцелениения; 3,4 - середина бауга оцепенения; 5,6-2 часа после искусственного пробуждения) и '

(7-12) крыс при повреждающих воздействиях (7 - контроль; 8, 9 - гипоксия; 10 -острое облучений; 11 - травма; 12 - хроническое действие низких доз радиации)

3.3. Ультраструктурный анализ цитоплазмы

Значительные изменения в ультраструктуре цитоплазмы нейронов гиппокампа сусликов происходит в состоянии оцепенения по сравнению с нормотермией. Снижение количества рибосом сопровождается изменением их состояния, диссоциацией полисом. Количество рибосом, включенных в полисомы, снижается от 80% в цитоплазме нейронов активных сусликов до 56% в начале баута оцепенения при входе в спячку и доходит до 26% у сусликов в середине баута оцепенения. Количество рибосом, ассоциированных с мембранами ЭПР, снижается с 30% в нейронах активных сусликов до 10-14% у сусликов уже в начале баута оцепенения и остаются на таком уровне до конца баута оцепенения. Такое снижение количества рибосом, ассоциированных с ЭПР, коррелирует с фрагментацией ЭПР. Практически полностью редуцируется АГ, значительно увеличивается вакуолизация цитоплазмы. Косвенным признаком усиления деструктивных процессов в цитоплазме является увеличение количества лизосом и гранул липофусцина. Эти наблюдения хорошо соотносятся с биохимическими данными, согласно которым в состоянии оцепенения резко падает скорость синтеза белка и повышается его катаболизм (Палладии и др., 1965; Демин и др., 1988). После искусственного пробуждения сусликов состояние белоксингезирующей системы в цитоплазме нейронов восстанавливается и мало отличается от эутермии За это время нейроны гиппокампа сусликов восстанавливают структуру дендритов и синаптических контактов, которые разрушаются во время каждого баута оцепенения (Popov et al., 1992). Однако через 2 часа после выхода из состояния оцепенения количество рибосом, ассоциированных в полисомы составляют 55%, а не 75%, как при нормотермиии, Количество же рибосом, ассоциированных с мембранами ЭПР увеличивается с 30% в состоянии нормотермии до 45%. Такие изменения указывают не только на изменения общей интенсивности белкового обмена, но и на разную степень его угнетения в отдельных белковых фракциях в разные фазы цикла оцепенение-активность (Демин и др. 1988; Дерий, Штарк, 1983).

Повреждающие факторы в разной степени вызывают изменения , состояния ЭПР, АГ и рибосом. Если гипоксия сопровождается диссоциацией полисом, значительным набуханием мембран ЭПР и АГ, что иногда приводит к потере целостности этих структур, снижением

количества рибосом, ассоциированных с мембранами ЭПР (от 30% в контроле до 13% при гипоксии), то через 2 часа после острого облучения можно видеть только значительное набухание цистерн ЭПР и АГ.

Через 10 дней после травмы мозга также наблюдали значительное набухание, а иногда и редукцию ЭПР, сопровождающуюся частичным снижением рибосом на мембранах ЭПР. Следует отметить значительное разрастание АГ и увеличение количества транспортных пузырьков. Наблюдали набухание митохондрий, потерю крист, что характерно для нейронов сусликов при входе и выходе из состояния оцепенения и гипоксии. При этом в .цитоплазме появляются крупные аггрегаты, «тяжелые полирибосомы», содержащие до 9-10 рибосом, как это имело место в клетках нейробластомы, подвергнутых действию ЦГИ. В клетках нейробластомы появление тяжелых полирибосом совпадало со снижением скорости белкового синтеза.

Действие хронических низких доз радиации и теплового шока вызывает в нейронах увеличение количества рибосом, ассоциированных в полисомы, образование хорошо развитой системы ЭПР и АГ с увеличением количества транспортных пузырьков. Происходит перераспределение рибосом: количество рибосом, связанных с ЭПР увеличивалось с 28% в контроле до 45-56% Похожее перераспределение рибосом в сторону ЭПР наблюдалось в цитоплазме нейронов гиппокампа сусликов при выходе из состояния оцепенения. Согласно Фолкнеру (Falkner et al, 1980), перераспределение рибосом в пользу связанных на ЭПР свидетельствует не только об увеличении синтеза мембранных и экспортных, но и стрессорных белков, так как последние синтезируются предпочтительно на мембранах ЭПР. Характерно, что действие гипертермии вызывает изменение в состоянии некоторых цитоскелетных структур, возможно, нейрофиламентов. Так, вокруг ядер нейробластных клеток появлялись коллапсированные нейрофиламенты, как это наблюдалось в фибробластах, также подвергнутых термошоку (Welch, Suhan, 1986).

Таким образом, на основании собственных и литературных данных можно отметить, что и смена функционального состояния и действие повреждающих факторов вызывают в нейронах генерализованные однотипные изменения в состоянии различных компонентов белоксинтезирующей системы

Параллельно с изменением количества рибосом и изменением их состояние происходит и изменение состояния самой рРНК . 3.4. Исследование состояния рРНКв рибосомах 3.4.1. Механизм связывания акридинового оранжевого с рРНК.

В структуре рРНК присутствуют как одно, так и двухтяжевые участки, связываясь с которыми АО дает свечение в разных областях спектра. Зависит ли связывание АО от состояния рибосом в цитоплазме клеток было неизвестно. Нас интересовали прежде всего возможные изменения состояния рибосом, которые обусловлены функционально. Поэтому в качестве объекта исследования были выбраны, во-первых, пирамидные нейроны гиппокампа сусликов в разных функциональных состояниях, Во-вторых, другая модель - клетки нейробластомы в фазе роста и в дифференцированном состоянии. Известно, что в клетках, находящихся в фазе роста, практически все рибосомы собраны в полирибосомы.

После обработка срезов мозга рибонуклеазой интенсивность красной флуоресценции цитоплазмы нейронов снижалась на 95%, а зеленой - на 75%. Остаточная зеленая флуоресценция была связана с митохондриальной ДНК. Так как рРНК составляет более 80-85% от всей клеточной РНК, то все изменения в окрашивании цитоплазмы можно соотнести к изменению состояния именно рРНК.

Чтобы исключить влияние фиксации препаратов и дальнейшей проводки на состояния рРНК в рибосомах, необходимо было произвести анализ связывания АО с рРНК в нефиксированных клетках. Кинетика окрашивания и отношение интенснвностей красной и зеленой флуоресценции АО в цитоплазме пирамидных нейронов крыс на парафиновых срезах и криосрезах практически не различались. Таким образом, наблюдаемые изменения величины Ка можно отнести к изменениям в состоянии одно- и двутяжевых участках РНК в нативных рибосомах.

Согласно данным, приведенным в Таблице 1 и на рис. 3 существует зависимость между изменениями числа активных рибосом, включенных в полисомы, и связанных с мембраной ЭПР и величиной Ка

Таблица 1.

Величина Ко. и доля транслирующих рибосом в цитоплазме нейронов и клеток нейробластомы в различных состояниях.

Вид клеток Состояние животных и клеток Доля транслирующих рибосом,% среднее ± стандартное отклонение (количество клеток N*) Кд среднее ± стандартное отклонение (Количество клеток N**)

Нейроны гиппокампа крысы контроль 75±2 (40) 5,3+0,3 (400)

Нейроны гиппокампа суслика оцепенение 26+3 (40) 2,4+0,1 (400)

через 2 часа разогрева 55±4 (40) 3,8+0,1 (400)

эутермия 80±6 (40) 5,6+0,5 (400)

Нейробластома в фазе роста контроль 94±2 (50) 8,7+0,6 (800)

ЦГИ, 1 час 95+3 (50) 3,2+0,1 (800)

ЦГИ, 1,5 часа 60+3 (50) 6,2+0,4 (800)

Нейробластома дифференцированная контроль 78+4 (50) 5,2+0,5 (800)

ЦГИ, 1 час 80+4 (50) 1,6±0,1 (800)

ЦГИ, 1,5 часа 82+5 (50) 3,8+0,1 (800)

*) Общее количество проекций, на которых считывали количество рибосом на электронных микрофотографиях.

") Количество клеток, на которых проводился флуоресцентный анализ.

По мере увеличения количества рибосом, включенных в полирибосомы, величина Ка увеличивается, то есть, существует корреляция между связыванием АО с рРНК и состоянием рибосом в цитоплазме.

Как известно, в форме моносом в клетке находятся . преимущественно рибосомы, не участвующие в синтезе белка (В1е1ка, 1982; Спирин, 1986). Во время спячки, когда у сусликов в цитоплазме нейронов преобладают моносомы и субъединицы рибосом, а Ка имеет низкое значение, синтез белка в мозге резко угнетен (Палладии и др. 1972; Штарк, 1975; Жегунов, Микульский, 1987). Однако прямой зависимости между значением величины и интенсивностью белкового синтеза нет. Вследствие гетерогенности мозга трудно соотнести изменение Ка для отдельных клеток и включением белковой метки в целый мозг.

26 55 55 66 72 73 75 80 80 84 90 94

Процент транслирующих рибосом

Рис. 3. Значение величины Ка в клетках с различным процентом транслирующих рибосом: 1 - нейроны гиппокампа сусликов в состоянии оцепенения; 2 - нейроны гиппокампа крыс после воздействия электрошоком; 3 - - нейроны гиппокампа сусликов при искусственном пробуждении; 4 - нейроны гиппокампа крыс после воздействия гипоксии—гипотермии; 5 - нейроны гиппокампа крыс после острого облучения; б -нейроны гиппокампа крыс после травмы; 7 - нейроны гиппокампа крыс в контроле; 8- нейроны гиппокампа сусликов в состоянии нормотермии; 9 - клетки нейробластомы после 1 ч действия ЦГИ; 10 - нейроны гиппокампа крыс после хронического действия низких доз радиации; 11 - дифференцированные клетки нейробластомы после действия теплового шока; 12 - растущие клетки нейробластомы.

Для того, чтобы выяснить как Ка соотносится со скоростью белкового синтеза, клетки нейробластомы были подвергнуты обработке ЦГИ (Табл. 2). Часовое действие ЦГИ индуцировало снижение скорости включения аминокислотной метки на 80% в растущих и на 83% в дифференцированных клетках. Одновременно Ка снижалось до его значения у спящих сусликов. В этом случае происходило образование

«тяжелых» неактивных полирибосом. Если в нормальном состоянии количество рибосом в полисоме составляло 4-6, то через час действия ЦГИ это количество увеличивалось до 7-9 и выше, а через 1,5 часа снижалось до 2-3 (рис.4).

10

Рис. 4. Изменение распределения рибосом, включенных в полисомы с различным количеством рибосом, в клетках неробластомы после 1 ч действия ЦГИ (заштрихованные столбцы) и 1,5 ч действия ЦГИ (незаполненные столбцы.

0 2 4 6 8

Число рибосом в полисомах

После 1,5 часов действия ЦГИ, несмотря на присутствие блокатора, в нейробластных клетках наблюдалось частичное восстановление белкового синтеза с увеличением Ка. Таким образом, Ка отражает не только отношение полисомы/моносомы, но и степень белоксинтезирующей активности рибосом.

Таблица 2.

Связь между изменениями К^ и включением метки в синтезируемый белок в клетками нейробластомы.

Состояние Количество рибосом, Вклю- ка

клеток включенных в чение (%)

Клетки полирибосомы по метки

нейро- отношению к (%)

бластомы необработанным клеткам (%)

контроль 100 100 100

Растущие ЦГИ, 1 час 115 20 37

ЦГИ, 1,5 часа 62 32 72

контроль 100 100 100

Дифферен- ЦГИ, 1 час 103 17 34

цированные ЦГИ, 1,5 часа 105 40 83

Наличие положительной корреляции между Ка и мечением белка

(коэффициентом корреляции 0,64) показывает, что АО выявляет

состояние того типа рибосом, которые преобладают в данный момент.

Поскольку при смене функционального состояния интенсивность

зеленой флуоресценции в изученных в клетках практически не меняется

(рис. 5.), то выявленные изменения величины Ка, зависят

преимущественно от интенсивности красной флуоресценции и отражают

изменения во взаимодействии АО и однонитевых участков рРНК.

Рис. 5. А) Изменение распределения клеток с различными значениями А'а для нейронов гиппокампа сусликов, находящихся в состоянии оцепенения (заштризованные столбики) и в состоянии нормотермии (незаполненные столбики). Б) Изменение распределения клеток с различными значениями интенсивности зеленой флуоресценции для нейронов гиппокампа сусликов, находящихся в состоянии оцепенения (заштризованные столбики) и в состоянии нормотермии (незаполненные столбики).

so

О <0

н

®

5 J0

о

CQ

н

о ф 20

X

с о 10

ьс

о 30

го

с; ю о

дДД

LP-+-

■4-

Ч

10 12 14 1В 18 го к.

II

о

н

7 1э

12 3 4 5 6

Интенсивность зеленой флуоресценции

Наиболее вероятно, что различия в связывании АО рибосомами в клетках, которые находятся в разных функциональных состояниях, обусловлены разной доступностью однонитевых участков рРНК, в частности, фосфатов, для взаимодействия с красителем. Большую доступность лиганда к рРНК в транслирующих рибосомах можно объяснить значительными информационными изменениями в обеих рибосомальных субъединицах, которая заключается в снижении их компактности (Franc, Aqrawal, 2000). Кроме того, в рибосомах

связывание АО с однонитевыми участками рРНК преимущественно зависит от ассоциации рРНК с белками, состав которых изменяется в зависимости от их функционального состояния.

3.4.2. Изменение Ка в цитоплазме нейронов при смене функционального состояния животных и при действии повреждающих факторов.

В таблице 3 показана динамика изменения К^ для цитоплазмы нейронов сусликов при переходе от состояния оцепенения в активное состояние. При естественном сне крыс значение Ка для нейронов гиппокампа снижалось по сравнению с активным состоянием днем на 32% и составляло 3,6±0,4, для нейронов коры оно менялось незначительно.

Таблица 3.

Значения Ка в нейронах разных областей мозга сусликов, находящихся в различных функциональных состояниях и после острого облучения в 8 Гр.

Животные Состояние Область мозга

Гиппокамп СА1 Гиппокамп САЗ Кора

Суслик оцепенение 1,7+0,2" 1,810,1° 2,0+0,2"

Суслик пробуждение 2,8±0,22) 3,8+0,2" 4,0±0,23)

Суслик эутермия 4,1±0,4 5,6+0,5 4,7+0,4

8Гр оцепенение 1,б±0,14) 1,5±0.Г° 2.6±0.24)

8 ГР эутермия 2,6±0,2° 4,4±0,32) 2,7±0,2"

"Различие статистически достоверно, 0,001 2)Различие статистически достоверно,

'Различие статистически достоверно не отличаются от эугермии, 4)Данные не отличаются статистически достоверно от оцепенения, 0,95.

Анализ окрашивания АО цитоплазмы нейросекреторных клеток переднего ядра гипоталамуса лягушек показал, что если у активных животных значение Ка варьирует от 1,4 до 4,2 (среднее значение 2,8±0,3), что определяется, видимо, гетерогенностью функционального состояния нейронов в гипоталамусе, то в состоянии гипобиоза (4°С) нейроны становятся более однородным по величине Ка, которое в среднем составляет 1,6±0,18 (57% от контроля). Состояние стественного сна лягушек (18°С) характеризовалось еще большей однородностью

состояния нейронов и еще более значительным снижением величины Ка (1,3±0,1). Это указывает на то, что степень диссоциации полисом, как и у сусликов, больше коррелирует с функциональной активностью нейронов, а не с температурой тела.

Следующим этапом нашего исследования являлось выявление изменений Ка. в цитоплазме нейронов крыс, подвергнутых действию повреждающих факторов.

Таблица 4.

Значения Ка. в нейронах разных областей мозга крыс после действия различных повреждающих факторов.

Воздействие: Область мозга

Гиппокамп СА1 ГиппокампСАЗ Кора

контроль 4,2+0,2 5,3+0,3 4.8+0,3

электрошок 3,2+0,13) 3,4+0,2" 2,8+0,2'1

травмированная сторона 2,3+0,2й 3,25+0,3'1 2,6±0,3"

нетравмированная сторона 2,5±0,2" 2,6+0,3" 2,6+0,3"

гипотермия-гипоксия 3,9+0,14> 3,5+0,12) 4,5+0,24)

хроническое облучение, 0,23 Гр 5,3+0,43) 6,1+0,44) 6,3±0,42>

острое облучение 8 Гр (через 2 часа) 2,7+0,1:> 4,3±0,33) 3,4+0,1"

"Различие статистически достоверно, Р<0,001 (критерий Стыодента);

2)Различие статистически достоверно, Р<0,01; ''Различие статистически достоверно, Р<0,05; 4)Данные не различаются достоверно, Р>0,9 5.

Результаты исследований показали, что действие гипоксии, электрошока, острого облучения и травмы вызывало снижение величины Ка в клетках всех исследуемых структур подобно тому, как это происходило у сусликов в состоянии оцепенения и у лягушек во время сна. Характерно, что после острого облучения активных сусликов наблюдали снижение Ка, как у крыс. Однако острое облучение сусликов, находящихся в состоянии оцепенения, не вызывало дальнейшего снижения Ка, что, вероятно связано с уже развившимся глубоким

торможением белкового синтеза в нейронах этих животных. Причем, если гипотермия и электрошок вызывали большее снижение величины Ка в нейронах поля САЗ гиппокампа и коры, а травма вызывала схожее изменение во всех исследуемых структурах, то острое облучение иидуцировало наибольшее снижение величины Ка в нейронах поля CAI, что указывает на разную степень уязвимости нейронов разных шлей гиппокампа к разным повреждающим факторам.

Хроническое облучение индуцировало увеличение Ка во всех исследованных структурах мозга. Гипертермия также вызывала повышение этой величины в дифференцированных клетках нейробластомы на 23% с 5,2±0,4 до 6,4±0,4.

Таким образом, значения Ка, полученные для нейронов животных, подвергнутых различным травмам, укладываются в диапазон изменений Ка, полученных при смене функционального состояния этих нейронов.

Заключение

Успешное развитие методов определения экспрессии, содержания и состояния конкретных белков привело к потере общей картины ответной реакции клетки на воздействия разной модальности. Так, сейчас совершенно не рассматривается такой компонент клеточной реакции, как генерализованные изменения обмена белка и РНК, затрагивающие белоксингезирующую систему клетки в целом. В датой работе на примере нервных клеток анализируется именно такой генерализованный метаболический ответ при смене уровня функциональной активности и при действии повреждающих факторов. Реакция нейронов сусликов на смену фаз зимней спячки заключается в изменениях общего количества и скорости синтеза РНК н белка, скорости образования и деградации рибосом, состояния рибосом и рРНК в них, а также изменения ультраструктуры ядра и цитоплазмы. В этом случае на одном объекте можно видеть практически все возможные проявления генерализованной реакции белоксингезирующей системы при изменениях уровня функциональной активности клетки. Те или иные компоненты этой реакции были зарегистрированы в нейронах разных животных в ответ на разнообразные стимулы (Манина, 1971; Меркулова, Даринский, 1982, и др.). Это говорш- об универсальности такой формы метаболического ответа нервных клеток в условиях нормального функционирования.

Генерализованная метаболическая реакция нервных клеток делится на два этапа. Начальный этап характеризуется снижением интенсивности синтеза белка и РНК, диссоциацией полирибосом, иногда сопровождающейся деградацией рРНК. Длительность этого этапа может быть разной. При смене функционального состояния она, как правило, очень короткая, а иногда незаметна, если совмещается со вторым, восстановительным этапом, метаболической реакции. Он наступает либо после снятия раздражения, либо при привыкании нейрона к нему. Наличие репаративной реакции отличает нейроны от короткоживущих клеток. Например, в лимфоцитах, хроническое действие низких доз радиации вызывает значительное, почти в 10 раз, снижение интенсивности зеленой и небольшое, на 25%, снижение красной флуоресценции АО. Рост Ка происходит на фоне конденсации хроматина, что указывает на снижение транскрипционной активности клетки. Доминантным ответом лимфоцитов на облучение является апоптоз, тогда как большинство нейронов при действии тех же доз облучения восстанавливаются.. В них наблюдается повышенная транскрипционная активность, ускоренный процессинг и транспорт мРНП и рибосомальных субъединиц из ядра в цитоплазму. Нейроны в мозге способны к репарации в гораздо большей степени, чем нейроны в культуре клеток. При облучении одинаковой интенсивности клетки дифференцированной нейробластомы в культуре погибают (Kruman, Kostenko, Gordon et al., 1993), а в мозге выживают (Ангипов и др., 1989). С другой стороны, нейроны разных структур мозга отличаются порогом перерастания обратимой стрессорной клеточной реакции в апоптоз (Dvvyer, Nishimura,1992; Kermer et al., 1999 и др.,). Даже в пределах гиппокампа пирамидные клетки полей CAI и САЗ характеризуются разной степенью уязвимости к действию различных повреждающих факторров (Виноградова, 1975; Magnisso, Wieloch, 1989; Okada et al., 1994 и др.).

Повреждающие факторы вызывают в нейронах метаболическую реакцию, сходную с действием функциональной активности, несмотря на то, что в дополнение к изменениям активности возбуждающих и тормозных медиаторных систем, добавляется действие физических факторов, сдвигов температуры, радиации, недостатка кислорода, судорожной активности при электрошоке. Деструктивный этап метаболического ответа, прежде всего диссоциация полирибосом,

наблюдается при различных формах клеточного стресса, индуцированного гипоксией, тепловым шоком, ишемией, гипогликемией, электрошоком и flp.(Metafora et al., 1977; Ни et al., 1993; Furuta et al., 1993; Raley-Susman, Murata, 1995 и др.). Он может быть более длительным, чем в случае физиологического ответа. Вероятность восстановления тем выше, чем меньше длительность деструктивной фазы.

Один из механизмов подавления белкового синтеза состоит в фосфорилировании фактора инициации elf-2, что является причиной нарушения образования полирибосом (Cupello et al., 1993; Burda et al. 1994; White et al., 1996, Doutheil et al„ 1997 и др.). Уровень фосфорилирования elf-2 зависит от содержания кальция в ЭПР (Brostrom et al., 1989; Doutheil et al., 1997). Возможно именно в этой точке происходит сопряжение обмена кальция и регуляция общей интенсивности синтеза белка и обмена рибосом.

Косвенным признаком сдвига кальциевого баланса является набухание и фрагментация цистерн ЭПР и митохондрий. При входе в баут оцепенения такие изменения ЭПР происходят на фоне снижения электрической активности и активности кальциевых насосов и сопровождаются диссоциацией полирибосом. При выходе из оцепенения у части нейронов гиппокампа структура ЭПР и митохондрий изменена аналогичным образом. В этом случае изменения могут быть вызваны перегрузкой клеток кальцием в результате восстановления спайковой активности. Но при этом большая часть рибосом объединена в полирибосомы. Очевидно, что депонирование кальция в ЭПР не всегда приводит к блокированию синтеза белка.

Что касается механизма регуляции обмена рибосом, включающего регуляцию обмена рибосом, их биогенеза в ядрышке и распада в цитоплазме, то этот вопрос остается открытым. А ведь именно изменение скорости транскрипции, процессинга являются общей реакцией клетки на воздействия и лежат в основе ее адаптационных возможностей.

Репарационный этап метаболического ответа, активация синтеза РНК и белка, увеличение общего количества рибосом и полисом, увеличение Ка, наблюдаются, как правило, после прекращения действия повреждающих факторов или при привыкании к нему. Именно это, по

всей видимости, происходит в нервных клетках мозга, при длительном действии низких доз радиации.

Таким образом, генерализованные изменения активности белоксинтезирующей системы являются обязательным компонентом и функционального, и обратимого стрессорного ответа нервных клеток, связывающим их звеном. В тех случаях, когда воздействие оказываются настолько сильным, что запуск репаратнвного синтеза, второй фазы метаболического ответа, делается невозможным, происходит переключение на программу клеточной гибели.

ВЫВОДЫ

1. Показано, что при окрашивании цитоплазмы клеток акридиновым оранжевым отношение его красной флуоресценции к зеленой, К^, отражает состояние рРНК в рибосомах. Величина Ка, коррелирует с долей транслирующих рибосом и с интенсивностью синтеза белка. Окраска акридиновым оранжевым может быть использована как индикатор состояния рибосом в клетках. Она позволяет качественно оценить интенсивность белкового сшггеза.

2. У животных, находящихся в разных функциональных состояниях (активность - оцепенение, бодрствование - сон), величина Ка окрашенной акридиновым оранжевым цитоплазмы нейронов центральной нервной системы может быть от 5,3 до 2,0. Значения Ка, полученные для тех же нейронов у животных, подвергнутых различным повреждающим воздействиям (электрошок, .у-облучение, гипоксия-гипотермия, травма мозга), укладываются в этот диапазон. В нервных клетках в культуре ткани Ка может достигать значения 8,7 (растущая нейробластома), когда практически все рибосомы участвуют в синтезе. Самое низкое значение Ка 1,6 зарегистрировано при остановке синтеза белка циклогексимидом, при образовании тяжелых нетранслирующих полирибосом.

3. Компонентом метаболической реакции нервных клеток на смену уровня функциональной активности является не только изменение состояния рибосом - соотношение полирибосом и моносом, но и быстрые изменения их общего количества - экстренное обновление рибосом в цитоплазме.

4. Ультраструктура ядрышка, отражающая интенсивность биогенеза рибосом, при изменениях уровня активности нейронов в пределах

физиологической нормы, способна изменяться от состояния, соответствующего максимальной активации, до состояния остановки синтеза и процессинга рРНК и образования рибосом. Аналогичные перестройки структуры ядрышка происходят при действии повреждающих факторов. Лабильность биогенеза рибосом может быть общим звеном реакции нейронов на функциональные и стрессорные воздействия.

5. Разительные изменения состояния белоксинтезирующей системы, от почти полной остановки синтеза до его многократного усиления, и при сдвигах функциональной активности, и при повреждениях могут определять адаптационные возможности нервных клеток, их способность к физиологической регенерации.

СПИСОК ПУБЛИКАЦИЙ

1. Мошков Д.А., Гордон Р.Я., Перевощиков В.В. Ультраструктура механорецепторного нейрона при ускорении его адаптации к адекватному раздражению. Цитология, 1978, т.20, с.280-285.

1. Карнаухов В.Н., Гордон Р.Я., Яшин ВА. Выявляемые акридиновым оранжевым люминесцентные характеристики ядерных клеток крови человека в норме и при некоторых патологиях. 1979, Деп.ВИНИТИ, №1478-79.

2. Карнаухов В.Н., Гордон Р.Я. Динамика содержания односпиральных и двухспиральных нуклеиновых кислот в нервных и глиальных клетках различных отделов головного мозга зимнесшпцих. 1980, Деп.ВИНИТИ, №4563-80.

3. Карнаухов В.Н., Гордон Р.Я., Утешев В.К. Действие травмы на обмен нуклеиновых кислот в клетках головного мозга животных. 1980, Деп.ВИНИТИ, №5396-80.

4. Круман И.И., Остапенко Н.Ф., Гавршпок Б.К., Гордон Р.Я., Карнаухов В.Н. Остановка роста культуры клеток ВНК-21 и их стабилизация в состоянии покоя под действием сывороточных фракций. Ц1ггология , 1981, т.23, с.937-943.

5. Гордон Р.Я., Карнаухов. Люминесцентный анализ периферической крови при некоторых видах аллергии. Архив патологии, 1981, т.63, с.21-25.

6. Гордон Р.Я., Бочарова JI.C., Архипов В.И., Утешев В.К. Соотношение включения меченого уридина в РНК и нуклеотидный пул при разных функциональных состояниях мозга. В сб.: 9 Всесоюзная конференция по биохимии нервной системы. Тезисы докл., Ереван, 1983.

7. Гордон Р,Я., Бочарова JI.C., Архипов В.И., Карнаухов В.Н. Метаболизм РНК и транспорт уридина в мозге зимнеспящих. В кн.: «Эволюционные аспекты зимней спячки», Л., Наука, 1986, 73-79.

8. Бочарова Л.С., Гордон Р.Я., Попов В.И. Изменением ультраструктуры нейронов сусликов при выходе из состояния холодового оцепенения. 9 Всесоюзный симпозиум «Структура и функция клеточного ядра». Тезисы докл. Черноголовка, 1987.

9. Гордон Р.Я., Бочарова Л.С., Попов В.И., Карнаухов В.Н. Структурно-функциональные основы метаболизма РНК в мозге зимнеспящих в период зимней спячки. В кн.: «Механизмы зимней спячки», Пущино. 1987.

10. Гордон Р.Я., Бочарова Л.С., Попов В.И., Карнаухов В.Н. Различия в состоянии рибосом нервной клетки, выявляемые при флюорохромировании акридиновым оранжевым. Цитология, 1989, т.30, с. 73-79.

П.Карнуп С.В., Гордон Р.Я., Яковенко Г.В., Бахарев Б.В. Состояние цитоплазматической РНК в нейронах неокортекса in vitro. Цитология, т.ЗЗ, с.41-49.

12. Хомутецкая О.Е., Гордон Р.Я., Карманова И.Г., Карнаухов В.Н. Функциональное сходство формы П-2 первичного сна и гипобиоза у лягушки Rana Temporaria (по данным люминесцентного микроспектрального анализа цитоплазмы нейросекреторных нейронов). Ж. эвол. биохим. физиол. 1989, т.25, с. 88-93.

13. Popov V.I., Gordon R.Ya, Bocharova L.S. Periodic changes in synaptic junctions and cytoarchitecture of CA3/CA4 hippocampal neurons of ground squirrels during hibernation cycles. Simposium «Signal molecules and mechanisms of animal behavior», Puschino, 1989.

14. Popov V.I., Gordon R.Ya, Bocharova L.S. Remodeling of glutamatic synapses in the hippocampus of ground squirrels during hibernation bichavior/ In: «Signal molecules and behavior. Studies of neurosciens», Manchester-NY. 1991, №15, p. 302-305.

15. Хомутецкая О.Е., Гордон Р.Я. К вопросу о гомологии гипобиоза холоднокровных и зимней спячки млекопитающих по данным люминесцентного микроспектрального анализа. В кн. .Механизмы природных гипометаболических состояний. Пущино, 1991, с.58-65.

16. Bocharova L.S., Gordon R.Ya., Arkhipov V.I. Uridine uptake and RNA synthesis in the brain of torpid and awakened ground squirrels. Сотр. Biochem. Physiol. 1992, 101B, 189-192.

17. Bocharova L.S., Gordon R.Ya., Arkhipov V.I. RNA metabolism in the brain of hibernators. 1. Uridine uptake and RNA synthesis during torpor and ■ after arousal. In: «Mechanisms of natural hypometabolic states» Puschino, 1992, p.120-125.

18. Bocharova L.S., Gordon R.Ya., Popov V.I. RNA metabolism in the brain of hibernators. 2. Rapid changes in the neuronal ribosome RNA content. In: «Mechanisms of natural hypometabolic states» Puschino, 1992, p. 125-132.

19. Khomutetskaja O.E., Gordon R.Ya., Karmanova I.G., Karnaukhov V.N. The homology of hypobiosis of poykilothermic and hibernating mammals according to the data of luminescent microscopic analysis. In: «Mechanisms of natural hypometabolic states» Puschino, 1992, p.94-101.

20. Kruman I.I., Kostenko M.A., Gordon R.Ya., Popov V.I., Umansky S.R. Differentiation and apoptosis of murine neuroblastoma cells N1E115. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1993, v.191, p.1309-1318.

21. Novoselova E.G., Safonova M.V., Gordon R.Ya. Proliferative response of T- and B-cells after prolonged low dose irradiation/ In: «25-th Annual Meeting of the Europian Society for Radiation Biology», Stockholm ■ University, Sweden, 1993.

22. Kruman I.I., Kostenko M.A., Gordon R.Ya., Popov V.I. Neuroblastoma cells differentiation seems to make them competent pathway. In: Third altschul symposium «Neural cell specification: Molecular mechanisms and neurotherapeutic implications», Saskatoon, Canada, 1994.

23. Novoselova E.G., Safonova M.V., Gordon R.Ya., Semiletova N.V. Immune functions of spleen lymphocytes of rats subjected to chronic irradiation and antioxidant diet. Int. J. Radiat. Biol. 1995, v.67, p.469-476.

24. Gordon R.Ya., Novoselova E.G., Karnaukhov V.N. Effect of chronic low dose irradiation on chromatin structure. In: Conf. on Radiat. and Health. Beer-Sheva, Israel, 1996.

25. Новоселова Е.Г., Гордон Р.Я., Семилетова Н.В., Карнаухов В.Н. Влияние антиоксиданта и хронического облучения в малых дозах на структуру хроматина и пролиферацию Т-лимфоцитов крыс. Биофизика, 1997, т.42, с.459-466.

26. Gordon R.Ya., Bocharova L.S., Kruman I.I., Popov V.I., Kazantsev A.P., Khutzian S.S., Karnaukhov V.N. Acridine Orange as an Indicator of the Cytoplasmic Ribosome State. Cytometry, 1997, v.29, 215-221.

27. Novoselova E.G., Semiletova N.V., Makar V., Gordon R.Ya. Early and long-term effects of chronic low-dose radiation and coenzyme Q diet on rat spleen T cells proliferation. Ind. J. Biochem. and Biophys. 1998, v.35, p. 103107.

28. Рощина B.B .Мельникова E.B., Гордон Р.Я., Коновалов Д.А., Кузин A.M. Исследование радиопротекторного действия проазуленов на хемосенсорной модели пыльцы Hippeastrum hybridum. Докл. РАН 1998, т.358. с.548-554.

29. Ропцша В.В.,.Попов В.И., Новоселов В.И., Мельникова Е.В., Гордон Р.Я., Пешенко И.В, Фесенко Е.Е. Трансдукция хемосигнала у пыльцы. Цитология, 1998, т.40, с.964-971.

30. Гордон Р.Я. Исследование механизма реакции белоксинтезирующего аппарата нейронов на функционально обуловленные изменения и стрессорные воздействия микроспектральным и ультраструктурным методами. Тезисы докл. Второго съезда биофизиков России, Москва, 1999.

31. Гордон Р.Я., Новоселова Е.Г., Круглова Н.Л., Мельникова Е.В., Хуцян С.С. Флуоресцентный анализ изменения состояния хроматина при облучении (в печати).

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Гордон, Рита Яковлевна

Оглавление

1. Введение 3

2. Литературный обзор 6

3. Материалы и методы 58

4. Результаты и обсуждение • 62

Распад и накопление рибосом в цитоплазме при изменениях функционального состояния

Ультраструктурный анализ состояния ядрышка

Ультраструктурный анализ цитоплазмы

Исследование состояния рРНК в рибосомах

Изменение /*Гапри смене функционального состояния животных и при действии повреждающих факторов

Изменение Кр при смене функционального состояния животных и при действии повреждающих факторов

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Гордон, Рита Яковлевна, Пущино

1. Насонов Д.Н. (1959): Местная реакция протоплазмы и распространяющее возбуждение. М. - Л., 434 с.

2. Незвецкий B.C., Бусыгина С.Г., Березин В.А., Дворецкий А.И. (1990): ЦНС-синдром. Характеристика промежуточных филаментов головного мозга крысы. Радиобиология, т.ЗО, 243-246.

3. Палладии A.B. (1965): Вопросы биохимии нервной системы. Наукова думка, Киев, 185 с.

4. Певзнер Л.З. (1972): Функциональная биохимия нейроглии, Наука, Л., 198 с.

5. Питере А., Палей С., Уэбстер Г. (1972): Ультраструктура нервной системы, Мир, Москва., 175 с.

6. Поглазов Б.Ф. (1981): Немышечнще сократительные белки. 'Немышечные двигательные системы, М., 3-13.

7. Попова Н.К. (1986): Серотонин и зимняя спячка. В кн.: Эволюционные аспекты гипобиоза и зимняя спячка, Ленинград, Наука, 25-31

8. Попова НК., Лобачева И.И., Карманова И.Г., Шиллинг Н.В. (1982): Ж. эвол. биохим. ифизиол., Т. 18, 430-432.

9. Промыслов М.Ш., Баскаева Т.С. (1977): Регуляция активности моноаминоксидазы мозга при черепно-мозговой травме. В кн.: Вопросы нейрохимии, 141-146.

10. Протас А.Ф. (1997): Характеристики репарации ДНК в нейронах головного мозга крыс после низких доз гамма-радиации, Радиац. Биол. Радиоэкол., 37:3, 320-323.

11. Протас А.Ф.: Действие низких доз внешней и внутренней радиации на синтез ДНК, РНК и белков в клетках коры мозга, Укр. Биохим. Ж., 1995 67 105-109

12. Свиткина Т.М., Васильев Ю.М. (1986): Изменение цитоскелета мышиных эмбриональных фибробластов. Электронномикроскопические исследования платиновых реплик. Цитология, т.25, 1004-1012.

13. Семешина Т.М., Певзнер Л.З. (1975): Влияние зимней спячки и пробуждения на содеохание цитоплазматической РНК в нейронах головного и спинного мозга краснощеких сусликов. Цитология, т.75, 353-358.

14. Спирин A.C. (1986): Молекулярная биология. Структура рибосомы и биосинтез белка, Высшая школа, Москва, 303 С.СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

15. Силина А.Г., Свердлов А.Г. (1987): Влияние сверхвысоких доз у-радиации на содержание и обмен серотонина в головном мозге крыс. Радиобиология, т.27, 556558.

16. Скибо Г.Г., Березовская O.JL (1987): Цитоскелет нервных клеток в процессе их дифференцировки. Нейрофизиология, т. 19, 558-565.

17. Стивене Ч. (1982): Нейрон. В кн.: «Мозг», Москва, «Мир», 31-57.

18. Тодоров И.Н., Смалько П Я., Галкин А.П. (1977): Состояние полирибосом как отражение функционального взаимодействия систем трансляции и транскрипции в прроцессе восстановления биосинтеза белка, ингибированногог циклогексимидом. Биохимия, 42., 2149-2159.

19. Хандбабян М.И., Параманукян А.К. (1980): Влияние стимуляции норадренергической системы ствола на включение 3Н-уридина в различные структуры мозга. Физиол. журнал СССР, т. 66, 350-353.

20. Челидзе П .В, Зацепина О. В. (1988): Морфофункциональная классификация ядрышек. Цитология 105:, 252-268.

21. Черкасова Л.С., Тайц М.Ю. (1977): Реакция гипоталамуса и состояние биоэнергетических процессов в головном мозгу при хроническом воздействии ионизирующей радиации. В кн.: Вопросы нейрохимии, 122-129.

22. Чирков Р.П., Бойков П.Я., Дружинина М.И., Тодоров М.Н. (1983): Деградация 18S и 28S рибосомальных РНК в цитоплазме клеток печени крыс при подавлении синтеза белков. Биохимия, т.48, 1157-62.

23. Штарк М.Б. (1970.): Мозг зимнеспящих. Наука, Новосибирск, 240 с.

24. Adolph K.W. (1980): Organization of chromosomes in HeLa cells: isolation of histone-depleted nuclei and nuclear scaffolds. J. Cell Sci., v.42, 291-304.

25. Agutter P.S. (1991): Review. Role of the cytoskeleton in nucleoplasm^ RNA and protein distributions. Biochem. Soc. Trans., v. 19, 1094-8.

26. Alberts В., Bray D., Lewis J., Raff V., Roberts K., and Watson J. (1994): Molecular biology of the cell, Garward Publishing Inc., New York & London.

27. Andersen P., Bland В., Dudar J.D. (1973): Organization of the hippocampal output. Exptl BrainRes., v. 17, 152-158.

28. Andreasen M., Lambert J.D.C., Skovgaard J.M. (1988): Effects of new non NMDA antogonistsl in the rat in vitro hippocampus. J. Physiol, v.403, p. 57.СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

29. Andres КН. (1961): Untersuchung uber den feinlau von spinalganglien. Z. Zellforsch., Bd 55, 1: 1-48.

30. Arends M.J., Morris R.G., and Wylie A.H. (1990): Apoptosis. The role of the endonuclease. American Journal'of Pathology, 136, 593-608.

31. Arrigo A., Fakan S., Tissieres A. (1980): Localization of the heat-shock induced proteins in Drosophila melanogaster tissue culture cells. Develop. Biol, v.78, 86-103.

32. Ashburner M., Bonner J.J. (1979): The induction of gene activity in Drosophyla by heat shock (review). Cell, v. 17, 241-54.

33. Babity J.M., Armstrong J.N., Plumier J.C., Currie R.W., Robertson H.A. (1997): A novel seizure-induced synaptotagmin gene identified by differential display. PNAS USA, 1997 Mar 18; 94(6): 2638-41

34. Backendorf C., Overbeek G.P., van Boom J.H., et al. (1980): Role of 16S RNA in ribosome messenger recognition. Eur. JBiochem, v. 110, 599-604

35. Bakin A.V., Borisova O F., Shansky I.N., Bogdanov A.A. (1991): Spasial organization of template polynucleotides on the ribosome determined by fluorescence methods. JMol Biol, v. 221,441-453

36. Barra H.S., Arce C.A., Caputo R. (1980): Total tubulin and its aminoacylated forms during the development of the brain . Eur. J. Biochem., v. 109, 439-46.

37. Bassant M. H. and Court L. (1978): Effects of whole-body у irradiation on the activity of rabbit hippocampal neurons. Radiat. Res., 75, 593-606.

38. Bassel G. and Singer R.H. (1997): RNA and cytoplasmic filaments, Curr. Opin Cell Biol, v.9, 109-115.

39. Baudin F., Mougel M., Romby P., et al. (1989): Probing the phosphates of the Escherichia coli ribosomal 16S RNA in its naked form, in the 30S subunits and in the 70S ribosome. Biochemistry, v. 28, 5847-5855

40. Bauer C., Traub P. (1995): Interaction of intermediate filaments with ribosomes in vitro. Eur. J. Cell Biol., v. 68, 288-96.

41. Bauer K.D., Dethlefsen L.A. (1980): Total cellular RNA content correlation between flou cytometry and ultraviolet spectroscopy. J. Hisiochem Cytochem., v.28,493-498.

42. Beck S.C. and De Maio A. (1994): Stabilization of protein synthesis in thermotolerant cells during heat shock, J. Biol. Chem., 209, 21803-21811.СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

43. Bell J., Nelson L., Pellegrini M. (1988): Effect of heat shock on ribosome synthesis in Drosophyla melanogaster. Mol Cell Biol., v. 8, 91 -95.

44. Becman A.L., Llados-Eckman C., Stanton T.L. (1992): Reduction of hibernation bout duration by intraventricular infusion of met-enkephalin. Brain Res., v.588, 159-163.

45. Bell J., Nelson L., Pellegrini M. (1988): Effect of heat shock on ribosome synthesis in Drosophyla melanogaster. Mol Cell Biol., v. 8, 91-95.

46. Benjamin I.J., Kroger В., Wieliams R.S. (1990): Activation of the heat shock transcription factor by hypoxia in mammalian cells. PNAS USA, . v. 87, 6263-67.

47. Bernelly-Zazzera A., Bassi M., Cassi E. (1959): The metabolism of isolated cerebral cortex from hypoxic rats. Exptl. Cell Res., 18, 3, 554-559.

48. Berthold W., Lim L. (1976): The metabolism of high-molecular-weith ribonucleic acid including polyadenylated species in the developing rat brain. Biochem.J. v. 154, 517-527.

49. Bernhardt R., Matus A. (1984): Light and electronmicroscopic studies of the distribution of microtubule-assotiated protein 2 in the rat brain: a difference between dendritic and axonal cytosceletons. J. Сотр. Neurol., v.226, 203-221.

50. Binger L.J., Frankfurder A., Kim H., et al. (1984): Heterogenety of microtubule-associated protein 2 during rat brain development. PNAS USA, v.81, 5613-17.

51. Bitting L., Suten E.L., Watson F.L., et al. (1994): C-fos mRNA increases in the ground squrrel suprachiasmatic nucleus during arousal from hibernation, Neurosci Lett., 3, 165 (12), 117-121.

52. Bitting L., Watson F.L., O'Hara B.F., Kilduff T.S., Heller H.C. (1999): HSP70 expression is increased during the day in a diurnal animal, the golden-mantled ground squirrel Spermophilus lateralis. Mol. Cell Biochem., v. 199, 25-34.

53. Black A.B., Subject J.E. (1989): Involvement of rRNA synthesis in the enhanced survival and recovery of protein ynthesis seen in thermotolerance. J. Cell Physiol, 138.; 439-449.

54. Blose S.H., Metzer D.J., Feramisco J.R. (1984): 10-nm Filaments are induced to collapse in living cells microinjected with monoclonal and polyclonal antibodies againts tubulin. J. Cell Biol, v.98, 847-58.

55. Bocharova L.S., Borovyagin V.L., Dyakonova T.L., Warton S.S., Veprinsev B.N. (1972): infrastructure and RNA synthesis in molluscan gliant neuron under electrical stimulation. Brain Res., 36: 371-384.СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

56. Bonneau А.М., Darveau A., Sonenberg N.J. (1985): Effect of viral infection on host protein synthesis and rnRNA association with the cytoplasmic cytoskeletal structure. J Cell Biol., Apr; 100(4): 1209-1218.

57. Borer R.A., Lehren C.F., Eppenberger H.M., Nigg E.A. (1989): Major nucleolar proteins shuttle between nucleus and cytoplasm. Cell, 56(3): 379-390.

58. Bourgim N., Kabine M., Elkebbaj M.S. (1997): Characterization of opioid peptides and opioid receptors in the brain of jerboa (Jaculus orientalis), a hibernating rodent. Brain Res. Bull., v.44, 615-620.

59. Bournias N., Yardiabasis N., Buzin C., Flores J. (1990): Differential expression of heat shock proteins in Drosophila embryonic cells following metal ion exposure. Exp. Cell Res., v. 189, 177-182.

60. Brizzee K.R., Ordy J.M., Kaack M.B., and Beavers T. (1980): Effect of prenatal ionizing radiation on the visual cortex and hippocampus of newborn squirrel monkeys. J. Neuropathol. Exp. Neurol., 39, 523-540.

61. Brostrom N.A., Lin X., Cade Ch., Dmiljter D., Brostrom Ch. (1989): Loss of a calcium requirement for protein synthesis in pituitary cells following thermal or chemical stress. J. Biol Chem., v. 164, 1639-1543.

62. Brown I.R., Rush S.J. (1990): Expression of heat shock (hsp70) in the mammalian brain: Distinguisting constitutively expressed and hyperthermia-inducible mRNA species. J. Neurosci Res., v.25, 14-19.

63. Burgoyne R.D. (1986): Microtubule proteins in neuronal differentiation. Сотр. Biochem. and Physiol. Ser. В., v. 119, 129-149.

64. Caizergues-Ferrer M., Bouche G., Banville D., Amalric F. (1980): Effect of heat shock on RNA-polymerase activities in Chinese hamster ovary cells. BBRC, 97, 538-545.

65. Cajal R.S. (1955): Studies on the Cerebral Cortex (Limbic structures), London: Lioyd-Luke.

66. Cao Y., Wilcox K.S., Martin C.E., et al. (1996): Presence of mRNA for glutamic acid decarboxylase in both excitatory and inhibitory neurons. PNAS USA, v.93, n. 18, 9844-49.СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

67. Chen K.D., Chu J.J., Lai Y.K. (1996): Modulation of protein ophosphorylation and stress protein expression by okadaik acid onheat shock cells. J. Cell Biochem., v. 61, 25565.

68. Chen J., Gracham S.H., Zhu R.L., Simon R.P. (1996): Stress proteins and tolerance to focal cerebral ischemia. J. Cereb Blood Flow Metab., 16, 566-77.

69. Chiu S.V., Oleinick N.L., Friedman L.R., and Stambrook P J. (1982): Hipersensitivity of DNA in transcriptionally active chromatin to ionizing radiation. Biochimica and Biophysica Ada, 699, 15-21.

70. Chook Y.M., Blodel G. (1999): Structure of the nuclear transport complex karyopherin-beta2-Ran x GppNHp. Nature, 20, 399:6733, 230-237.

71. Chou Y.-H., Skalli O., Goldman R.D. (1997): Intermediate filaments and cytoplasmic networking: new connections and more functions. Curr. Opin Cell Biol., v.9, 49-53.

72. Clark G.D. (1989): Role of excitatory amino acids in brain injury caused by hypoxia-ischemia, status epilepticus, and hypoglycemia. Clin Perinatol, 16(2): 459-74.

73. Clark G.D., Rothman S.M. (1987): Blokade of exitatory amino acid receptors protects anoxic hippocampal slices. Neurosci., v.21, n.3, 665-671.

74. Clarke D.J. (1985): Cholinergic innervation of the rat dendate hyrus: an immunocytochemical and electron microspectral study. Brain Res., V.360, 349-354.

75. Cohen M.M. (1973): Biochemistry in Cerebral Anoxia, Hypoxia and Ischemia. In: «Biochemistry, ultrastructure and physiology of cerebral anoxia, hypoxia and ischemia», ed. by Cohen M.M. and Karger S., 1-49.

76. Collier N.C., Schlesinger M.J. (1986): The dynamic state of heat shock proteins in chicken embryo fibriblasts. J. Cell Biol., v. 103, 1495-1507.

77. Core L.C., Strenberger N.H., Strenberger L.A., Casanova M.F., Struble R.G., Price D.L. (1986): Phosphorylated neurofilament antigents in neurofibrillary tangles in Alzheimer's dieses. J. Neuropathol Exp. Neurol, v.45, 56-64.

78. Cosgrove J.W., Heikkila J.J., Marks A., Broun I.R. (1983): Synthesis of S100 protein on free and membrane-bound polysomes of the rabbit brain. J. Neurochem., v. 40, 806-13.

79. Cui Y., Lee T.F., Wang L.C. (1996): State-dependent changes of brain endogenous opioids in mammalian hibernation. Brain Res Bull., v. 40, 129-133.СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

80. Cui Y., Lee T.F., Westly J., Wang L.C. (1997): Autoradiographic determination of changes in opioid receptor binding in the limbic system of the Columbian ground squirrel at different hibernation states. Brain Res., v. 747, 189-194.

81. Cupello A., Patrone A., et al. (1993): Electric shock convulsions in the rabbit and brain cortex, GABA receptor function. Neurochem. Res., v. 18, 883-886.

82. Darzynckiewicz Z. (1979): Acridine orange as a molecular probe in studies of nucleic acids in situ. In Flow Cytometry and Sorting (Melamed M.R., Mullaney P. and Mendelson M.L. Eds.), John Wiley & Sons, New York, pp. 285-316.

83. Darzynkiewicz Z., Evenson D., Staino-Coico L., Sharpless Т., Melamed M.R. (1979): Correlation between cell cycle duration and RNA content. FN AS USA, v. 76, 358-362.

84. Darzynkiewicz Z., Kapuscinski J., Traganos F., Crissman H.A. (1987): Application of pyronin Y (G) in cytochemistry of nucleic acids. Cytometry, v. 8, 138-145.

85. Darzynkiewicz Z., Traganos F., Sharpless Т., Melamed M.R. (1975): Conformation of RNA in situ as studied by by acridine orange staining and automatic cytofluorometry. Exp. Cell Res., v.95, 143-153.

86. Darzynkiewicz Z., Traganos F., Sharpless Т., and Melamed M.R. (1975): Thermal denaturation of DNA in situ as studied by acridine orange staining and automatic cytofluorimetry. Exptl. Cell Res., 90, 411-428.

87. Davies S.N., Collingringe G.L. (1989): Role of excitatory amino acid receptors in synaptic transmission in area CA1 of rat hippocampus. Proc. Roy. Soc. London., v. 236, 373-384.

88. Descarries L., Gisiger V., Steriade M. (1997): Diffuse transmission by acetylcholine in the CNS. Progr. Neurobiol., v.53, n5, 603-625.

89. Dimberg Y., Vazqez M., Soderstrom S., Ebendal T. (1997): Effects of X-irradiation on nerve growth factor in the developing mause. Toxicol Lett, 15, 90, 1,35-43.

90. Dokas L.A. (1983): Analysis of brain and pituitary RNA metabolism: a review of recent methodologies. Brain Res. Rev., v. 5, 177-218.

91. Douwas A.S., Harrington С.А., Bonner J. (1975): Major nonhistone proteins of rat liver chromatin: Preliminary identification of myosin, tubulin, and tropomyosin. PNAS USA, v. 72, 3902-3906.

92. Dumbar T.S., Gentry G.A., Olson M.J. (1989): Interaction of nucleolar phosphoprotein B23 with nucleic acids, Biochemistry, 28, 9495-9501.

93. Dunn A. (1971): Brain protein synthesis after electroshock. Brain Res., v.35, 254-259.

94. Dwyer B.E., Nishimura R.N. (1992): Heat shock proteins in hypoxic-ischemic brain injiury: a perspective. Brain Pathol, v.2 (3), 245-51.

95. Eichle D.C. and Craig N. (1994): Processing of eucaryotic ribosomal RNA. Progress in Nucleic Acid Research and Molecular Biololy, 49, 197-239.

96. Engel J., Morrell Ir., Morrell F. (1970)|: Turnover of RNA in normal and secondarely epileptogenic rabbit cortex. Exptl. Neurology, v.26, 221-238.

97. Eremenko Т., Volpe P. (1975): Polysome translational state during the cell cycle. Eur. J. Biochem. v.52, 203-210.

98. Escande-Geraud M.L., AzumM.C., Tichadou J.L., Gas N. (1985): Correlation between rRNA transcription and distribution of a 100 kD nuclear protein in CHO cells. Exp. Cell Res., v. 161, 353-363.

99. Falkner F.G., Sanweber H., Bissman H. (1981): Two Drosophila melanogaster proteins related to intermediate filament proteins of vertebrate cells. J.Cell Biol., v.91, 175-81.

100. Feinendegen L.E., Bond V.P., Booz J., and Muhlensiepen H. (1988): Biochemical and cellular mechanisms of low-dose effects. International Journal Radiation Biology, 53, 2327.

101. Ferrer I., Planas A.M. (1995): Induction of heat-shock protein following systemic kaenate injection in the rat: evidence of protein axonal transport. Neuroscience, v. 69, 11118.

102. Fischer D.Z., Chaudhary N., Blodel G. (1986): CDNA sequencing of nuclear lamins A and G reveals primary an secondary structural homology to intermediate filament proteins PNAS USA, v.83, 6450-6454.

103. Fisher R.S., Levine M.S. (1989): Transmitter cosynthesis by corticopetal basal forebrain neurons. Brain Res., v.491, nl, 163-168.

104. Foisner R., Wiche G. (1991): Intermediate filament-assosiated proteins. Curr. Opin. Cell Biol., v.3, 75-81.СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

105. Frerichs K.U., Smith С.В., Brenner М. et al. (1998): Supression of protein synthesis in brain during hibernation involves inhibition of protein initiation and elongation. PNAS USA, v.95, 14511-14516.

106. Frietsch M., Wu C. (1999): Phosphorylation of drosophila heat shock transcription factor, Cell stress and chaperones, 4, 102-117.

107. Fucuda J., Kateuama M., Jamaguchi K. (1981): Breakdoun of cytosceletal filaments selectively reduced Na and Ca spikes in cultured mammalian neurones. Nature, v. 294, 8285.

108. Fulton A.B. (1993): Spatial organization of the synthesis of cytoskeletal proteins. J. Cell Biochem., v. 52, 148-52.

109. Furano A.V., Bradley D.F., Chiders L.G. (1966): The conformation of the ribonucleic acid in ribosomes. Dye stacking studies. Biochemistry, v.5, 3044-3056.

110. Furuta S., Ohata S., Natakeyama Т., Nakamura K., Sakaki S. (1993): Recovery of protein synthesis in tolerance-induced hippocampal CA1 neurons after transient forebrain ischemia. Acta neuropathol. (Berl), v.86, 329-36.

111. Gall C. (1988): Seizures induce dramatic and distinctly different changes in enkephalin, dynorphin, and CCK immunoreactivities in mouse hippocampal mossy fibers./. Neurosci., v.8., 1852-1862.

112. Gangloff H. (1962): Acute effects of X irradiation on brain electrical activity in cats and rabbits. In: Effects of Ionizing Radiation on the Nervous System, pp. 123-135, International Atomic Energy Agency, Vienna.

113. Gardiol A., Racca C., Triller A. (1999): Dendritic and postsynaptic protein synthetic machinery. J Neurosci., 19: 168-79.

114. Gass P., Puop P., Klessung M. (1995): Correlation between seizure intensity and stress protein expression after limbic epilepsy in the rat brain. Neuroscience, v.65, 27-36

115. Gilby K.L., Armstrong J.N., Currie R.W., Robertson H.A (1997): The effects of hypoxia-ischemia on expression of c-Fos, c-Jun and Hsp70 in the young rat hippocampus. Brain Res Mol Brain Res, 48: 87-96.

116. Glover C.V. (1982): Heat shock induced rapid dephosphorilation of a ribosomal protein inDrosophyla. PNAS USA, v. 79, 1781-1785.

117. Gray E.G. (1975): Synaptic fine structure and nuclear, cytoplasmic and extracellular networks. J. Neurocytol., v.3, 315-339. jСПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

118. Greenberg М.Е., Ziff Е.В., Green L. (1986): Stimuation of neuronal acetylcholine receptors induced rapid gene transcription, Science, v.234, 80-83.

119. Greenberg J.R. (1981): The polyribosomal mRNA-protein complex is a dynamic structure. PNAS USA, v.78, 2923-2926. |

120. Gritti I., Mainville L., Jones BE. (1993): Co distribution of GABA with acetylcholinesynthesizing neurons in the basal forebrain of the rat. J. Сотр. Neurol., v.329, 438-457.

121. Gurdjian E., Stone W., Webster V. (1944): Cerebral metabolism in hypoxia. Arch. Neurol. Psychiatr., 51, 5, 472-477.

122. Guttman S., Glozer C., Alis C., Gorovsky M. (1980): Heat shock deciliation and release from anoxia, induced the synthesis at the same set of polypeptides in starved T. pyriforms. Cell, v. 22, 299-307.

123. Haak L.L., Mignot E., Kiiduff T.S., Dement W.C., Heller H.C. (1991): Regional changes in central monoamine and metabolite levels during the hibernation cycle in the golden-mantled ground squirrel. Brain Res., 563(1-2): 215-20.

124. Hadjiolov A.A. (1985): The Nucleolus and Ribosome Biogenesis. Cell Biology Monographs. Vol. 12, Springer-Verlag, Wien-NewYork, 268 pp.

125. Haley T.J. (1962,: Changes induced in brain activity by low doses of X irradiation. In: Effects of Ionizing Radiation on the Nervous System,. International Atomic Energy Agency, Vienna, pp. 171-185

126. Ham A.W. and Cormack D.H. (1979): Histology, Vol.1. J. B. Lippincott Company, New York.

127. Hardesty В., Odon O.W., Picking W. (1992): Ribosome function determined by fluorescence. Biochemie, v.72, 391-401.

128. Harris H., Watkins J.F., Ford C.E., Schoefl G.J. (1966): Artificial heterokaiyons of animal cells from different species. J. Cell Sci., v.l, 1-30.

129. He D.C., Nickerson J.A., Penman S. (1990): Core filaments of the nuclear matrix. J. Cell Biol., v. 110, 569-80.

130. He DC., Martin Т., Penman S. (1991): Localization of heterogeneous nuclear ribonucleoprotein in the interphase nuclear matrix core filaments and on perichromosomal filaments at mitosis. PNAS USA, v. 88, 7469-73.СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

131. Heacock C.S., Broun Sh.L., Bamburg J.R. (1982): In vitro inactivation of actin by heat. Nat. Cancer Inst. Monograph., v.61, 73-75.

132. Heller H.C. (1979): Hibernation: Neuronal aspects. Annual Revew of Physiology, 40, 305-332.

133. Hesketh J.E. (1996): Sorting of messenger RNAs in the cytoplasm: mRNA localization and the cytoskeleton. Exp. Cell Res., v.225,: 219-36.

134. Hesketh J.E., Campbell G.P., Reeds P.J| (1986): Rapid response of protein synthesis to insulin in 3T3 cells: effects of protein kinase С depletion and differences from the response to serum repletion. BiosciRep., 6(9): 797-804

135. Hesketh J.E., Pryme I.F. (1991): Interaction between mRNA, ribosomes and the cytoskeleton. Biochem. J., v.277, 1-10.

136. Heydon W.E., Nguyen K.Q., Creed G.J., Jacobowitz D.M. (1985): Effect of reduction of cholinergic input on the consentration of specific proteins in different cortical regions of the rat brain, Brain Res, 29, 339, 2, 209-218.

137. Higashi Т., Nakai A., Uemura Y., Kikuchi H, Nagata K. (1995): Activation of heat shock factor 1 in rat brain during cerebral ischemia or after heat shock. Brain Res. Mol Brain Res., 32, 262-270

138. Higashi Т., Takechi H., Uemura Y., Kikuchi H., Nagata K. (1994): Differential induction of mRNA species encoding several classes of stress proteins following focal cerebral ischemia in rats. Brain Res., 650, 239-48.

139. Hightower L.E. (1991): Heat shock, stress proteins, chaperones, and proteotoxicity. Cell, v.66, 191-197.

140. Hirokawa N. (1986): Quick-freeze, deep-etch visualization of the axonal cytoskeleton. Trends Neurosci., v. 9, 67-71.

141. Hof P.R., Rosental R.E., Fiskum G. (1996): Distribution of neurofilament protein and calcium-binding proteins parvalbumin, calbindin, and calterin in the canine hippocampus. J. Chem Neuroanat, v. 11, 1-12.СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

142. Hirsch С. A., Hiatt Н.Н. (1966): Turnover of liver ribosomes in fed and fasted rats. J. Biol Chem., 241: 5936-5946.

143. Hokfelt Т., Holets V.B., Staines W., et al. (1986): Coexistence of neuronal messengers -an overview Progr. Brain Res., v.68, 33-70.

144. Hopkins D.A., Plumier J.C., Currie R.W. (1998): Induction of the 27-kDa heat shock protein (Hsp27) in the rat medulla oblongata after vagus nerve injury. Exp Neurol., v. 153, 173-183.

145. Horrigan D.J., Horwitz B.A., Horowitz J.M. (1997): Serotonergic modulation of hippocampal cells in euthermic, cold-acclimated, and hibernating hamsters. Am. J Physiol., v.273, R1291-1298.

146. Hovland R., Hesketh J.E., Pryme I.F. (1996): The compartmentalization of protein synthesis: importance of cytoskeleton and role in mRNA targeting. Int. J. Biochem. Cell Biol, v. 28, 1089-1105.

147. Hovland R, Campbell G., Pryme I.F., Hesketh J.E. (1995): The mRNAs for cyclinA, c-myc,and ribosomal proteins L4 and S6 are associated with cytosceletal-bound polysomes in HepG2 cells. Biochem. J., v.310, 193-196.

148. Howe J.G., Hershey J.W. (1984): Translational initiation factor and ribosome association with the cytoskeletal framework fraction from HeLa cells. Cell., 37(1): 85-93.

149. Hugle В., Scheer U., Franke WW. (1985): Ribocharin: a nuclear M, 40000 protein specific to precursor particles of the large ribosomal subunit. Cell, 41, 615-627.

150. Hyden H. (1960): The neuron, The Cell, Eds. J. Brachet and A. Mirsky: Acad. Press, N-Y-L, 1-4 !t

151. Inagaki ML, Matzuoka Y., Ando S., et al. (1995): Dynamic property of intermediate filaments: regulation of phosphorylation, Bioessays, v. 18, 481-487.

152. Izaurraide E., Mattaj I.W. (1995): RNA export. Cell, v. 81, 153-159.

153. Jaberaboansari A., Nelson G.B., Roti Roti J.L., Wheeler K.T. (1988): Postradiationalterations of neuronal chromatin structure. Radiat. Res., 114, 94-104.

154. James S.J. and Makinodan T. (1988): T-cell potentiation in normal and autoimmuneprobe mice after extended exposure to low doses of ionizing radiation and/or caloric restriction. Int. J. Rad. Biol., 53, 137-152.

155. Jorgensen M.B., Johnsen F.F., Diener N.H. (1991): Post-ishemic and acid-induced c-fos protein expression in the rat hippocampus. Acta Neurol Scand, 84 (4), 352-356.

156. Johannessen A.J., Pyrme I.F., Vedeler A. (1995): Changes in distribution of actin mRNA in different polysome fractions following stimulation of MPC-11 cells. Mol. Cell Biochem., v.142, 107-115.

157. Jones K.J. and Lavelle A. (1986): Differential effects of axotomy on immature andmature hamster facial neurons: a time courts study of initial nucleolar and nuclear changes.1Journal of Neurocytology, 15: 197-206.

158. Jover T., Massrien A., Can P, Martin M.F., Conranol P. (1988): The correlation between Na channal subunit and scorpion toxin binding sites . J. Biol. Chem., v. 263, 15421548.

159. Kao H.T., Chafoori S., Porton B., Wong D.L. (1996): Brain specific proteins binding to the 3' HTR of the 5-HT2c receptor mRNA. Brain Res. Mol. Brain Res., v.31, 174-84.

160. Kato H., Liu Y., Kogure K, Kato K. (1994): Induction of 27 kDa heat shock protein following cerebral ischemia in a rat model of ischemic tolerance. Brain Res., v.634, 235-44.

161. Kelley P.M., Aliperti G., Schlesinger M.J. (1980): In vitro synthesist of heat shock proteis by mRNAs from chicken embryo fibroblastes. J. Biol. Chem., v.255, 3230-3233.

162. Kelley P., Schlesinger M.J. (1982): Antibodies to two major chicken heat shock proteins crossreact with similar protein in widely divergent species. Mol. Cell Biol., v.2, 267-279.

163. Kennedy I.M., Burdon R.H., Leader D.P. (1984): Heat shock causes diverse changes in the posphorilation of the ribosomal proteins of mammalian cells. FEBS Lett., v. 169, 267273.

164. Kermer P., Klocker N., Bahr M. (1999): Neuronal death after brain injury. Cell Tissue Res. 298: 383-395.

165. Kiessling M., Dienel G. A., Jacewicz M., and Pulsinelli W.A. (1986): Protein synthesis in postishemic rat brain: a two-dimensional electrophoretic analysis. J. Cereb. Blood Flow Metab., 6, 642-649.СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

166. Kim Т.A., Lim J., Ota S., et al. (1998): NRP/B, a novel nuclear matrix protein, associates with p. 110 (RB) and is involved in neuronal differentiation. J. Cell Biol, v. 141, 553-66. j

167. Kim Y.S., Hong K.S., Seong Y.S., et al. (1994): Phosphorylation and activation of mitogen-activation protein kinase by kainic acid-induced seizure in rat hippocampus. Biochem. Biophys. Res. Commun., v.202, 1163-1168.

168. Kimeldorf D.J. and Nunt E.L. (1965): Ionizing radiation: neural function and behavior, Academic Press, New York.

169. Klassen N.L., Walker P.R., Ross С. K., Cygler J., and Lach B. (1993): Two-stage cell shrinkage and the OER for radiation-induced apoptosis of rat thymocytes. Int. J. RadBiol., 64, 571-581.

170. Koenig J. (1972): Ribonucleic acid of neurons system. In: The structure and function of neurons system. Ed. Bourne N.Y.L.: Acad. Press, v.4, 179-214.

171. Kolder C., Chan-Paley V., Wu I.J. (1984): Septal neurons containing glutamic decarboxilase acid immunoreactivity project to the hippocampal region in the brain. Anat. Embriol., v. 169, 35-39.

172. Konecki J. (1977): Some problems of structure and function of motoneurones of the spinal under conditions of intensive motor activity. Folia Histochem. Cytochem., v. 15, 95107.

173. Korn E.D. (1982): Actin polymerization and its regulation by proteins from nonmuscle cells, Physiol. Rev., v. 62, 672-737.

174. Krilovicz B.L., Glotzbach S.F., Heller H.C. (1988): Neuronal activity during sleep and complete bouts of hibernation. Am. J. Physiol., v. 255, R1008-1019.

175. Krolak J.M., McClain D., Snyder S.L., Fuchs P., and Minton K.W. (1989): 18SСПИСОК ЛИТЕРАТУРЫribosomal RNA is degraded during ribosome maturation in irradiated HeLa cells. Radial. Res., 118, 330-340.

176. Larson D.E., Zanradka P., and Sells B.H. (1990): Control points in eucaryotic ribosome biogenesis. Biochem. Cell Biol., 69, 5-22.

177. Lauterborn J., Isackson P., and White J; (1990): Seizures, neuropeptide regulation, andimRNA expression in the hippocampus. Prog. Brain Res., 83: 371-390.

178. Lawrence J.B., Singer R.H. (1986): Intracellular localization of messenger RNAs for cytoskeletal proteins. Cell, v.45(3), 407-415.

179. Leard L.E., Macdonald E.S., Heller H.C., KildufF T.S. (1994): Ontogeny of photic-induced c-fos mRNA expression in rat suprachiasmatic nuclei. Neuroreport, 20, 5(18), 2683-2687.

180. Lee Y.J., Hou Z.Z., Curefty L., et al. (1992): Heat-resistant variants of the Chinese hamster ovary cell: alteration of cellular structure and expression of vimentin. J Cell Physiol. ,v,151, 138-146.

181. Lewis M.J., Pelham H.R. (1985): Involvement of ATP in the nuclear and nucleolar functions of the 70 kDa heat shock protein. EMBO J., v. 4, 3137-3143.

182. Lian S.L. (1989): Ultrastructural changes in the frontal cortex of mice after irradiation: a study of dose-rate and field size effect. Kao Hsiung I Hsueh Ко Hsueh Tsa Chin, v. 5, 96106.

183. Liao J., Omary M.B. (1996): 14-3-proteins associate with phosphorilyted simple epithelial keratins during cell cycle progression and act as a solubility cofactor. J Cell Biol., v.133, 345-357.

184. Lim J.J., Feramisco J.R. (1981): Disruption of the intermediate filaments in fibroblasts through the microinjection of specific monoclonal antibody. Ce//, v. 24, 185-191.

185. Lim L. (1977): Regulation of ribosoijnic acid metabolism in the developing brain. Biochemical correlation of Brain Structure and Function. Ed. Davidson A.N.,: Acad. Press, L-N-Y.-San Fran., 15-42.

186. Lindquist S. (1986): The heat shock response, Ann. Rev. Biochem, 55, 1151-1191.

187. Lindquist S. and Craig E.A. (1988): The heat shock protein. Ann. Rev. Genet, 22, 631677.

188. Lino Т., Katsura M., Kuriyama K. (1992): Protective effect of vinconate on ischemia-induced neuronal damage in therat hippocampus. Eur J. Pharmacol., 2; 224, 117-124.СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

189. Lipton P., Raley-Susman K.M. (1999): Autoradiographic measurements of protein synthesis in hippocampal slices from rats and guinea pigs. Methods, 18:127-43.

190. Litman P., Barg J., Ginzburg I. (1994), Microtubules are involved in the licalization on tau mRNA in primary neuronal cultures. Neuron., v. 13, 1463-74.

191. Little J.B. (1990): Low-dose radiation effects: interaction and synergism. Health Physics, 59,49-55.

192. Lorente de No. (1934): Studies on the structure of the cerebral cortex. II. Combination of the study of the Amnionic system. J. Physiol. Neurol., 46, 113-117.

193. MacDonald P.M., Struhl G. (1988): cis-acting sequences responsible for anterior localization of bicoid mRNA in Drosophila embryos. Nature (London), 336(6199): 595598.

194. Magnusson K., Wieloch T. (1989): Impairment of protein ubiquitination may cause delayed neuronal death. Neurosci Lett., 96: 264-70.

195. Malhotra A., Harvey S.C. (1994): A quanvitative mode of the Escherichia coli 16S RNA in the 30S ribosome subunit. J. Mol. Biol., v.240, 308-340.

196. Mamalaki A., Bouton E., Hurel E., et al. (1995): The BM88 antigene, a novel neuron-specific molecule, enhances the differentiation of mouse neuroblastoma cells. J. Biol. Chem., v.270, 14201-14208.

197. Marzonki A., Leverque J-P., Rebond A.M. (1990): Modification of the acidic ribosomal proteins after elongation factor 2 binding to rat liver ribosomes and during translocation. Biophys. Biochem. Acta, v. 1048, 238-244.

198. Matson M.P., Kater S.B. (1989): Development and selective neurodegeneration in cell cultures from different hippocampal regions. Brain Res., v.490, 110-25.

199. Matsumoto G., Hikoichi Sahai (1979): Microtubules inside the plasma membrane of squid giant axons and their possible physiological function. J. Membrane Biol,, v.50, 1-14.

200. Mayrand S., Pederson T. (1983): Heat shock alters nuclear ribonucleoprotein assambly in Drosophyla cells. Cell. Biol., v.3, 161-171.

201. McAlister L., Finkelstein D.W. (1980): Heat-shock proteins and thermal resistance of yeast. BBRC, v.93, 819-824

202. McLean W.H.I, et al. (1996): Loss of plectin causes epidermolysis bullosa with muscular dystrophy: cDNA cloning and genomic organization. Genes Dev., v. 10, 1724-1725.

203. McMullin T.W., Hallberg R.L. (1986)j Effect of heat shock on ribosome structure: appearance of new ribosome-associated protein. Mol. Cell Biol, v. 6, 2527-35.

204. Meldrum B.S., Evans M.C., Swan J.H., Simon R.P. (1987): Protection against hypoxic/ischemic brain damage with exitatory amino acid antagonists. Med. Biol, v.65, v 2/3, 153-157.

205. Melloni R.H., Hemmenclunger L.M., Hamos J.E., DeGennaro L.J. (1993): Synapsin I gene expression in the adult rat brain with comparative analysis of mRNA and protein in the hippocampus. J. Comp. Neurol., v.22, 507-520.

206. Messing A. (1982): Cholinergetic agonist induced down regulation of neuronal a-bungarotoxin receptors. Brain Res., v.232, 479-84.

207. Metafora S., Persice H., Ferraituolo R, Ginditta A. (1977): On the- machanism of electroscock induced inhibition of protein synthesis in rabbit cerebral cortex. J. Neurochem., v.28, 1335-1346.

208. Miyamoto E. (1990): A study on the role and mechanism of intracellular Ca2+ in the central nervous system. Nippon Yakurigaku Zasshi, v.96, 141-152.

209. Miles M.F., Diaz J.E., DeGuzman V. (1992): Ethanol-responsive gene expression in neural cell cultures. Biochim Biopys Acta, 14, 1138, 4, 268-274.

210. Miller J.D., Cao V.H., Heller H.C. (1994): Thermal effects on neuronal activity in suprachiasmatic nuclei of hibernators and nonhibernators. Am. J. Physiol., v. 166, R1259-1266.

211. Moazed D., Van Stolk B.J. (1986): Douthwaite S., Noller H.F., Interconvertion of active and inactive 30S ribosomal subunits is accompaied by a confor mational change in the decoding region of 16S rRNA. JMB, v.191, 483-493.СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

212. Morimoto R.I., Tissieres A., Georgopoulos С. (1994): The biology of heat shocki 8protein and molecular chaperones! Cold Spjring Harbor Press, New York

213. Morris B.J., Feasey K.J., Bruggencate p., et al. (1988): Electrical stimulation in vivo increases the expression of proenkephalin mRNA and decreases the expresion of prodynorphin mRNA in rat hippocampal granule cells. PNAS USA, v.85, 3226-3230.

214. Moss R., Pryme I.F., Vedeler A. (1994): Free, cytoskeletal-bound and membrane bound polysomes isolated from MPC-11 and Krebs II sacites cells differ in their complement of poly (A) binding proteins. Mol. CellBiochem., v. 131, 131-139.

215. Muench D.G., Wu Y., Coughlan S.J., Okita T.W. (1998): Evidence for a cytoskeleton-associated binding site involved in prolamine mRNA localization to the protein bodies inrice endosperm tissue. Plant Physiol., v. 116j, 559-69.i

216. Nabeshima Y.I., Tsurugi K., Ogata KL (1975): Prefential biosynthesis of ribosomal structural proteins by free and loosely bound polysomes from regenerating rat liver. Biochim Biophys Acta, v.414, 30-43.

217. Nakayasu H., Ueda K. (1985): Association of repidly-labelled RNAs with actin in nuclear matrix from mouse L5178Y cells. Exp. Cell Res., v. 160, 319-330.

218. Nakayasu H., Ueda K. (1984): Small nuclear RNA-protein complex anchors on the actin filaments in bovine lymphocyte nuclear matrix. Cell Struc. and Fund., v.9, 317-325.

219. Namba H., Irei Т., Fukushi K., et al. (1996): Time courses of changes in cerebral blood flow and blood-brain barrier integrity by focal proton radiation in the rat. Neurol Res., v. 18, 83-86.i

220. Naves F.J., Huerta J.J., et al. (1996): Distribution of immunoreactiviry for cytoskeletal (microtubule, microtubule-assosiated, and neurofilament) proteins in adult human dorsal root ganglion. Anat. Rec., v.244, 246-256.

221. Nelson E.H., Winkler M.M. (1986): Regulation of mRNA entry into polysomes. J Biol. Chem.,\. 267, 11501-115.

222. Nelson R.J., Ziegelhoffer Т., Nicolet C., et al. (1992): The translation machinery and 70 kD heat shock protein cooperate in protein synthesis. Cell, v. 71, 97-105.

223. Nickerson J. A., Penman S. (1992): Localization of nuclear matrix core filament proteins at interphase and mitosis. Cell Biol. Int. Rep., v. 16 811-26.СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

224. Nilsson G.E., Lutz P.L. (1993): Role of GAB A in hypoxia tolerance, metabolic depression and hibertnation-possible links to neurotransmitter evolution. Comp. Biochem Physiol C, 105(3)329-336.

225. Nitatori Т., Sato N., Waguri S., et al. (1995): Delayed neuronal death in the CA1 pyramidal cell laeyr of the gerbil hippocampus following transient ischemia is apoptosis. J. Neurosci, 15 (2), 1001-1011.

226. Nixon R.A., Sihag R.K. (1991): Neurofilament phosphorylation: a new look at regulation and function. Trends Neurosci., v.14, 501-6.

227. Noble N.D., Broun Th.H., Peacock J.H. (1976): Regulation of acetylcholine receptor levels by cholinergic agonist in mouse muscle cultures. PNAS USA, v.75, 3488-92

228. Noga M., Hayashi Т., Tanaka J. (1997): Gene expressions ofiibiquitin and hsp70 following focal ischaemia in rat brain. Neuroreport, v. 8(5), 1239-41.

229. Nowak T S., Ikeda J., Nakajama T. (1990): 70-kDa heat shock protein and c-fos gene expression after transient ischemia, Stroke, 21, 11, Suppl. Ill, 107-111.

230. Nürnberger F., Lee Т.F., Jourdan M.L., Wang L.C. (1991): Seasonal changes in methionine-enkephalin immunoreactivity in the brain of a hibernator, Spermophilus columbianus. Brain Res., v.547, 115-121.

231. Nürnberger F., Krug L., Ohwatani N., Pleschka K. (1997): Adrenergic signal transduction in the brainstem of euthermic and hibernating European hamsters. Ann. NY Acad. Sei., v.813, 705-711.

232. Nürnberger F., Pleschka К., Masson-Pevet P. (1997): The somatostatin system of the brain and hibernation in the European hamsters (Cricetus cricetus). Cell Tissue Res., v.288, 441-447.

233. Ochs R., Lischwe M., O'Leuvy P., Busch H. (1983): Localization of nuclear phosphoproteins B23 and C23 during mitosis, Exptl. Cell Res., v. 146, 139-149.

234. O'Hara B.F., Watson F.L., Srere H.K., et al. (1999): Gene expression in the brain across the hibernation cycle. J. Neurosci., v. 19, 3781-3790.СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

235. Okada M., Miyake Т., Kitamura Т., Kawasaki K., Mizuxhima Y. (1994): Anti-ubiquitin immunoreactivity associates with pyramidal cell death induced by intraventricular infusion of leupeptin in rat hippocampus. Neurosci Цes., 19, 59-66.

236. Oliver J.M. and Berlin R.D. (1982): Mechanisms that regulate the structural and functional architecture of cell surfaces. Int. Rev. ofCyt., 74, 55-94.

237. Ornellas M R., Jones D.A. (1987): Distribution of ribosomal material in incubated and electrically stimulated cerebral slices. J. Neurochem, v. 19, 791-800.

238. Oshita Т., Kamada Т., Endo Y., Natori Y. (1984): Heterogenety of free valine pools for protein synthesis on free and membrane-bound polysomes in rat liver. J. Biochem. (Tokyo), v.93, 651-657.

239. Padgett R.A., Grabowski P.J., Konarska M.M., et al. (1986): Splicing of messenger RNA precursors. Ann. Rev. Biochem., 55, 119-150.

240. Passarelli F., Angeletti В., Orru D., Orzi F. (1994): Ambrosio E. Effects of electroconvulsive shock on the levels of hsp70 and hsp73 mRNA in the rat brain. Neurosci Lett., v.177, 147-50.

241. Patel S., Meldrum B.S., Collins J.F. (1986): Distribution of 3H.-kainic acid binding sites in the rat brain: in vivo and in vitro receptor autoradiography. Neurosci Lett, 70(3):301-307.

242. Pederson T. (1983): Nucleolar RNA-protein interactions and messenger RNA processing. J.Cell. Biol., 97, 1321-3126.

243. Peimer S.I., Dudkin A.O. and Swerdlov A.G. (1986): Response of hippocampal pacemaker-like neurons to low doses of ionizing radiation. Int. J. Radial Biol., 49, 597600.СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

244. Pekkala D., Silver J.С. (1987): Heat-shock-induced changes in the posphorilation of ribosomal and ribosome-associated proteins in the filamentous fungus Achlya ambisexualis. Exp. Cell Res., v.168, 325-37.

245. Pelham H.R.B. (1986): Speculations on the functions of the major heat shock and glucoseregulated proteins. Cell, v. 46, 959-961.

246. Pellmar T.C., Schauer D.A. and Zeman G.H. (1990): Time and dose-dependent changes in neuronal activity produced by X radiation in brain slices. Radiat. Res., 122, 209214.

247. Pevzner L.Z. (1981): Topochemical aspects of nucleic and protein metabolism within the neuron-neuroglia unit of the hypothalamic supraoptic nuoleus. Americ.J.Anat. v. 160, 473479.

248. Pinol-Roma S., Dreyfuss G. Shutting of pre-mRNA binding proteins between nucleus and cytoplasm. Nature, 355 (6362), 730-732.

249. Pisu M.B., Scherini E., Bernocchi 0. (1998): lmmunocytochemical changes of cytoskeleton components and calmodulin in the frog cerebellum and optic tectum during hibernation. JChem Neuroanat., 15: 63-73.

250. Plumier J.C., Armstrong J.N., Landry J., Babity J.M., Robertson H.A., Currie R.W. (1996): Expression of the 27,000 mol. wt heat shock protein following kainic acid-induced status epilepticus in the rat. Neuroscience, 75: 849-56

251. Pollard T.D., Selden S.Ch., Maupin P. (1984): Interaction of actin filamentes with microtubules, J. Cell Biol., v.99, suppl. 2, 33s-37s.

252. Popov V.I. and Bocharova L.S. (1992): Hibernation-induced structural changes in synaptic contacts between mossy fibres and hippocampal pyramidal neurons. Neuroscience, 48 :53-62.

253. Popov V.I., Bocharova L.S. and Bragín A.G. (1992): Repeated changes of dendritic morphology in the hippocampus of ground squirrels in the course of hibernation. Neuroscience, 48, 45-51.cnncoK jim 'EPATYPH

254. Portier M.M. (1992): Neuronal cytoskel ;ton: structural, functional and dynamic aspects.Rev. Neurol (Paris), v. 148, 1-19.

255. Prasad K.N. (1985): Differentiation of neuroblastoma cells in culture. Biol. Rev., v.50, 129-265.

256. Quezzani S., Tramu G., Magoul R. (1999): Neuronal activity in the mediobasal hypothalamus of hibernating jerboas. Neurosci Lett., v.260, 13-16,

257. Raley-Susman K.M., Lipton P. (1990): In vitro schemia and protein synthesis in the rat hippocampal slice: the role of calcium and NMDA receptor activation Brain Res., v.515, nl/2. 27-38.

258. Raley-Susman K.M., Murata J. (1995); Time course of protein changes following in vitro ischemia in the rat hippocampal slice. Brain Res., 1995 Oct 2; 694(1-2): 94-102

259. Ramapogal S. (1990): Subcellular distribution of ribosome proteins in Dictyostellium discoideum. Biochem Cell Biol., v.68, 839-845.

260. Reiter T., Penman S. (1983): "Promt" heat shock proteins: translationally regulated synthesis of new proteins assiciated with the nuclear matrix- intermediate filaments as an early responce to heat shock. FN AS USA, v. 80, 4737-4741.

261. Riederer B.M. (1995): Differential phosphorilation of MAP IB during postnataldevelopment of the cat brain. J. Neurocytol., v.24, 45-54.

262. Riederer B., Matus A. (1985): Differential expression of distinct microtubule-assotiated proteins during brain development. PNAS USA, v. 82, 6006-6009.

263. Riederer B.M., Porchet R., Marugg R.A. (1996): Differential expression andimodification of neurofilament triplet proteins during cat cerebellar development. J. Comp. Neurol, v.364, 704-17.

264. Rigler R. (1966): Microfluorometric characterization of intracellular nucleic acids and nucleoproteins by acridine orange. Acta Physiol. Scand, 76, 5-127.

265. Roniller D.G., Mc Keen C., Taylor S.J., Golden P. (1988): Hormonal regulation on insulin receptor gene expression. J.Biol. Chem., v.263, 165-90.

266. Sadis S., Hickey E., Weber L.A. (1988): Effect of heat shock on RNA mrtabolism in HeLa cells. J. Cell. Physiol, v. 135, 377-386.

267. Sado T., Kamisaki H., Ikarashu Y., and Kubo E. (1988): Immidiate and long-term effects of radiation on the immune system of specific-pathogen-free mice. Int. J. Rad. Biol, 53, 177-187.

268. Saenz-Robles M.T., Remacha M., Vilella M.D., Zinker S., Balesta J.P.G. (1990): The acidic ribosomal proteins as regulators of the eukaryotic ribosomal activity. Biophys Biochem Acta., v. 1050, 51-55.

269. Saido T.C., Tawashima S., Tani E., Ybkota M. (1997): Up- and down-regulation of calpain inhibitor polypeptide, calpastatin, in postischemic hippocampus. Neurosci Lett., v. 227, 75-78.

270. Saito N., Kawai K., Nowak T.S. (1995): Reexpression of developmental^ regulated NAP2c mRNA after ishemiaxolocalization with hsp72 mRNA in vulnerable neurons J. Cereh. BloodFlouMetab., v. 15, 205-215.

271. Samarina O.P., Krichevskaya A.A. (1981): Nuclear 30S RNP particles. The Cell Nucleus. Ed. H. Bursh. NY. Acad. Press, v.9, 1-48.

272. Sandler R., Smith A.D. (1991): Coexistence of GABA and glutamate in mossy fiber termals of the primate hippocampus: an ultrastructural study. Comp. Neurol, v.303, n2, 177-192.

273. Sanger J.W., Sanger J.M., Kreis T.E., Jockusch B.M. (1980): Reversible translocation of cytoplasmic actin into the nucleus caused by dimetyl sulfoxide. PNAS USA, v. 77, 52685272.

274. Sanz O., Estrada A., Ferrer I., Planas A.M. (1997): Differential cellular distribution and dynamics of HSP70, cyclooxygenase-2, and c-Fos in the rat brain after transient focal ischemia or kainic acid. Neuroscience, 1997 Sep; 80(1): 221-232.

275. Schiman A., Atha T., Aquinaldo A.M., et al. (1992): Mapping the three dimensional locations of ribosomal RNA and proteins. Biochemie, v. 74, 307-317.СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

276. Schmidt-Zachmann M.S., Franke W.W. (1988): DNA cloning and amino acid sequence determination of a major constituent protein of mammalian nucleoli Chromosoma, 96, 417426.

277. Schwartz R.D., Keller K.I. (1983): Nicotinic cholinergic receptor binding sites in thebrain regulation in vivo. Science, v.220, 214-16.

278. Sharp F.R., Massa S.M., Swanson R.A. (1999): Heat-shock protein protectioin, TINS, v.22, 97-99.

279. Shestakova E.A., Motuz L.P., Minin A.A., Gavrilova L.P. (1993): Study of localization of the protein-synthesizing machinery along actin filament bundles. Cell Biol. Int., 17, 409416.I

280. Semmel M., Daune M. (1967): Complexes of basic dyes with RNA. Biophys Biochem Acta, v. 145, 561-576. j

281. Simon R.G., Klein W.L. (1981): Specificity of muscarinic acetylcholine receptor activity. J. Neurochem., v. 37, 1099-1108.

282. Sims N.R. (1995): Calcium, energy metabolism and the development of selective neuronal loss following short-term cerebral ischemia. Metab Brain Dis., v. 10, 191-217.

283. Singer R.H. (1992): The cytoskeleton and mRNA localization. Curr. Opin. Cell Biol., v.4, 15-21. !

284. Singer R.H., Langevin G.L., Lawrence J.B. (1989): Ultrastructural visualization of cytoskeletal mRNAs and their associated proteins using double-label in situ hybridization. J Cell Biol, 108(6): 2343-2353.

285. Smith H.C. and Berezney R. (1982): Nuclear matrix-bound deoxyribonucleic acid sunthesis: an in vitro system. Biochemistry, 21, 6751-6761.

286. Smith M.A., Makino S., Kvetnansky R., Post R.M. (1995): Stress and glucocorticoids affect the expression of brain-derived neurotrophic factor and neurotrophin-3 mRNAs in the hippocampus, J. Neurosci., 15, 3 1, 1768-1777.

287. Soborio V.L., Pong S.S., Koch G. (1974): Selective and reversible inhibition of protein synthesis in mammalian cells. J. MoI.Biol,. 85: 195-211.

288. Soltysik-Espanola M., Rogers R.A., Jiang S., et al. (1999): Characterization of mayven, a novel actin-binding protein predominantly expressed in brain. Mol. Biol. Cell, v. 10, 236175.

289. Spector D.L., Ochs R.L., Busch H. (1984): Silver staining, immunofluorescence, and immunoelectron microscopic localization of nuclear phosphoproteins B23 and C23. Chromosoma, v.9, 139-148.

290. Stacchiotti A., Schiaffonati L., Tiberio L., Rodella L., Bianchi R. (1997): Constitutive expression of heat shock proteins 70 and 90 in rat cerebellum. Eur J Histochem, 41(2): 127-132.

291. Stamp Y.A., Semba K. (1995): Extent of colocalization of serotonin and GAB A in theneurons of the rat raphe nuclei. Brain Res., y.677. nl, 39-49).j

292. Stern A.S., Powers T., Changchien L.M., Noller H. (1989): RNA-proteins interactions in 30S ribosomal subunits. Folding and function of 16S rRNA. Science, v.244, 783-790.

293. Steward O., Banker G.A. (1992): Getting the messge from the gene to the synapse: sorting and intracellular transport ofRNA in neurons. TINS, v.15. 180-187.

294. Stoykova A.S., Dubov K.P., Dabeva M.D., Hadjiolov A.A. (1983): Different rates of synthesis and turnover of ribosomal RNA in rat brain and liver. J. Neurochem. v.41, 942947.

295. Sulzer D., Joyce MP., Lin L., Geldwert D., et al. (1998): Dopamine neurons make glutamatergic synapses in vitro. Neurosci, vjl8, n.12, 4588-4602.

296. Sundell C.L., Singer RH. (1990): Actin mRNA localizes in the absence of protein synthesis. J. Cell Biol., 111(6 Pt 1): 2397-2403.

297. Suryanarayana T., Burma DP. (1975): Effect of intercalating agents on the structure of the ribosome. BBRC, v.713.121 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

298. Sztriha L, Loo F., Szerdahelyi P. (1985): Accumulation of calcium in the rai hippocampus during kainik acid seizures. Brain Res., 360(1-2): 51-57.

299. Tanimoto M. and Okada Y. (1987): The protective effect of hypothermia on hippocampal slices from guinea pig during deprivation of oxygen and glucose. Brain Res., 417(2): 239-246

300. Terra F., Lesort M., Dussartre C., et al. (1996): Phosphorylated neurofilament expression and resistance to kainate toxicity. Brain Res. Bull, v.41, 231-5.

301. Tolliver J.M. and Pellmar T.C. (1987): jlonizing radiation alters neuronal excitability inihippocampal slices of the guinea pig. Radial. Res., 112, 555-563.

302. Toyoshima I., Yamamoto A., Satare M. (1988): Processing of heurofilamenr proteins from perikaryal to axonal type. Neurochem. Res., v. 13, 621-624.

303. Traganos F., Crissman H.A., Darzynkiewicz Z. (1988): Scaning with pyronin Y detects changes in conformation of RNA during mitosis and hyperthermia of CHO cells. Exp. Cell Res., v. 179, 535-544.

304. Traub P., Bauer C., Harting R., Grub S., Stahl J. (): Colocalization of single ribosomes with intermediate filaments in puromycin-treated and serum-starved mouse embryo fibroblasts. Biol. Cell., v.90, 319-337.

305. Traub P., Mother E., Shoeman R.L., Schroder R., Scherbarth A. (1992): Binding of nucleic acids to intermediate filaments of the vimentin type and their effects on filament formation and stability. J. Biomol Struct Dyn., v. 10, 505-531.I

306. Uz Т., Giusti P., Kharlamov A., Manev ¡H. (1996): Protective effect of melatonin aganst hippocampal DNA damage induced by intraperitonial administration of kainate to rats. Neuroscience, 73, 631-636.

307. Van Dongen G., Geilenkirchen W.L.M., van Rijn J., van Wijk R. (1986): Increase of thermoresistance after growth stimulation of resting Reuber H35 hepatoma, cells Exp. Cell Res., 166, 427-441. |

308. Vedeler A., Pryme J.F., Hesketh J.E. (1990): Insulin and step-up conditions cause a redistribution of polysomes amond free, cytoskeletal-bound and membrane-bound fractions in Krebs II ascites cells. Cell Biol Int Rep., 1.14, 211-218.

309. Velazques J.M., Domenico B.J., Lindquist S.l. (1980): Intracellular localization of heat shock proteins in Drosophila. Cell, v. 20, 679-689.

310. Veyrune J.L., Campbell G.P., Wiseman J., et al. (1996): A localisation signal in the 3' untranslated region of c-myc mRNA targets c-myc mRNA and beta-globin reporter sequences to the perinuclear cytoplasm. J.CellSci., 109 (Pt 6), 1185-1194.

311. Vesco C., Ginditta A. (1968): Disaggregation of brain polysoms induced by electroconvulsive treatment. J. Neurochem.,, v. 15, 81-86.

312. Vignali G., Niclas J., Sprocati M.T.j Vale R.D., Sirtori C., Navone F. (1996): Differential expression of ubiquitous and neuronal kinesin heavy chains duringdifferentiation of human neuroblastoma andPC12 cells. Eur JNeurosci., 8(3): 536-544.

313. Vignola C, Fenoglio C, Scherini E, Bernocchi G. (1995): The cerebral neurons of Helix aspersa during hibernation. Changes in the cytochemical detection of calmodulin, cytoskeletal components and phosphatases. Tissue and Cell, 27(2): 185-196.

314. Vizi E.S., Kiss J.P. (1998): N euro chemistry and pharmacology of the major hippocampal transmittersystem: synaptic and nonsynaptic interactions. Hippocampus, v.8, 566-607.

315. Wachsfeger P.R., Coss R.A. (1993): Alterations in nuclear matrix ultrastructure of G1 mammalian calls following heat shock: resihless section electron microscopy, biochemical, and immunnofluorescence studies. J. Cell Physiol., v. 155, 615-634.

316. Waechter C.I., Schmidt I.W., Callerall W.A. (1983): Glycosylation is required for maintenance of functional sodium channals in neuroblastoma cells. ,/. Biol. Chem., v. 258, 5117-5123.

317. Wallace R.B., Kaplan R.F., Werboff J. (1976): Behavioral correlates of focal hippocampal x-irradiation in rat. Exp. Brain Res., v. 24, 343-349.

318. Walters B.B., Matus A.I. (1975): Tubulin in postynaptic junctional lattice. Nature (London), 257(5526): 496-498.

319. WanderWaal R., Thampy G., Wright W.D., Roti Roti J.L. (1996): Heat-inducedmodifications in the association of specific v. 145, 746-753.proteins with the nuclear matrix. Radiai. Res.,

320. Wang S., Hamberger A., Ding M., Haglind K.G. (1992): In vivo activation of kainate receptors induced dephosphorylation of the heavy neurofilament subunit. J. Neurochem, v.59., 1975-1978.

321. Warner JR. (1990): The nucleolus and ribosome formation. Current Opinion in Cell Biology, 2, 521-527.

322. Waiters R.L., Brizgus L.M., Shama R, Roti Roti J.L. (1986): Heat shock results in an increase of nuclear matrix protein mass in HeLa cells. Int. J. Radial. Biol, v.50, 253-268.

323. Wek R.C. Elf-2 kinases: regulators of general and gene-specific translarion initiation, TIBS, 19, 481-486.

324. Welch W.J. (1993): Heat shock rpoteins functioning as molecular chaperones: their roles in normal and stressed cells. Philos Trans R. Soc Lond. B. Biol Sci., v. 339, 327-333.

325. Welch W.J., Brown C.R (1996): Influence of molecular and chemical chaperones on protein folding. Cell Stress Chaperones, 1(2): 109-115.

326. Welch W.J., Fersmisco J.R. (1985): Disruption of the three cytoskeletal networks in mammalian cells does not affect transcription, translation, or protein translocation changes induced by heat shock. Mol Cell Biol., v.5, ,'1571-1581.

327. Westrum L.E., Grey E.G. (1977): Mictotubule associated with postsynaptic «thickenings». J. Neurocytol., v.6, 505-518.

328. Wheller K.T. and Wierowski I.V. (1983): DNA repair kinetics in irradiated undifferentiated and terminally diffetentiated cells. Radiat. Environ. Biophys.% 22, 3-19.

329. White B.C., Grossman L.I., O'Neil B.J., DeCracia D.J., Neumar R.W., Rafold J.A. and Krause G.S. (1996): Global brain ischemia and reperfusion. Ann. Emerg. Med., 27, 588594.

330. White J.D., Gall C.M. (1987): Differential regulation of neuropeptide and proto-oncogene mRNA content in the hippocampus following reccurent seizures. Mol. Brain Res. v.3, 21-29.

331. Willis J.S. (1979): Hibernation cellular aspects. Ann. Rev. Physiol., v.41, 275-286.

332. Wilson G.M., Vasa M.Z., Deeley R.G. (1998): Stabilization and cytoskeletal-association of LDL receptor mRNA amediated by distinct domains in its 3' untranslated region. J. Lipid Res., v.39, 1025-1032.

333. Wiseman J.W., Glover L.A., Hesketh J.E. (1997): Exidence for a localisation signal in the 3' untranslated region from vimentin mRNA. Int. J. Cell Biol., v.29, 1013-1020.

334. Wolitzky W.A., Fambrough D M. (1986): Regulation of the (Na+-K+) ATP-ase in cultured chick skeletal muscle. Modulation of expression by the demand for ion transport. J. Biol. Chem., v.261, 9990-9999.

335. Wynter C.V.A. (1979): Persistence of altered RNA synthesis in rat cerebral cortex 12h after a single electroconvulsive shock. J. Neurochem., v.32, 495-504.

336. Yamagata K., Andreasson K.L., Kaufmann W.E., Barnes C.A., Worley P.F. (1993): Expression of a mitogen-inducible cyclooxygenase in brain neurins: regulation by synaptic activity and glucocorticoids, Neuron, 11, 2, 371-86.

337. Yamamoto K., Pellegrini M. (1990): Ribosome subunit ti ribosome ratios affect the synthesis of rRNA in Drosophila cells. Biochemistry, 29; 11029-11032.

338. Yang F., Demma M., Warren V., . Dharmawardhane S., Condeelis J. (1990):t.1.entification of an actin-binding protein from Dictyostelium as elongation factor la. Nature (London), 1990 Oct; 347(6292): 494-496.

339. Yang Y., Dowing J., Yu Q-C., et al. (1996): An essential cytoskeletal linker protein connecting actin microfilaments to intermediate filaments. Cell, v. 86, 655-665.

340. Yang Q., Wang S., Karlsson J.E., et al. (1995): Phosphorylated and non-phosphorylated neurofilament proteins: distribution in the rat hippocampus and erly changes after kainic acid induced seizures. J. Chem. Neuroanat., v.9., 217-228.

341. Yeung T.K., Germond C., Chen X., Wang Z. (1999): The mode of action of taxol: apoptosis at low concentration and necrosis at high concentration. BBRC, 263, 398-404.

342. Yisraeli J.K., Melton D A. (1988): The material mRNA Vgl is correctly localized following injection into Xenopus oocytes. Nature (London), 1988 Dec; 336(6199): 592-595.

343. Young R.W. (1987): Acute radiation syndroms. In: Military Radiobiology (J.J. Conrlin and R.I. Walker Eds.), Academic Press, New York, pp. 165-190.

344. Yorifuji H., Kanda K„ Sobue K., Hirakava N. (1989): Localization of 4.1 related proteins in cerebellar neurons. Eur. J. Biol., v.48, 104-115.СПИСОК ЛИ'125ЕРАТУРЫ

345. Yu L.C. and Cai Y.P. (1993): Effects cif opioid receptors antagonists administration to suprachiasmatic nucleus on hibernation od ground squrrels Cittelus dauricus. Comp. Biochem. Physiol. C, v. 104, 249-252.

346. Zambetti G., Schmidt W., Stein G., Stein J. (1985): Subcellular localization of histone messenger RNAs on cytoskeleton-associated free polysomes in HeLa S3 cells. J. Cell Physiol., v. 125, 345-353.

347. Zambetti G., Wilming L., Fey E.G., Stein J., Stein G. (1990): Differential association of membrane-bound and non-membrane-bound polysomes with the cytoskeleton. Exp. Cell Res., v. 191, 246-255. j

348. Zeitlin S., Parent A., Silverstein B. (1987): Efstratiadis A., Pre-mRNA splicing and the nucleolar matrix. Mol. md Cell Biol, v. 7, 111-120.

349. Zhang X., Boulton A.A., Yu P.H. (1996): Expression of heat shock protein-70 and limbic seuzure-induced neuronal death in the rat brain. Eur. J. Neurosci., v.8., 1432-1440.

350. Zhou B., Rabinovitch M. (1998): Microtubule involvement in translational regulation of fibronectin expression by light chain 3 of microtubule-associated protein 1 in vascular smooth muscle cells. Circ Res., v.83, 481-489.

351. Zigmond R.E., Bowers C.W. (1981): Influence of nerve activity on the macromolecular content of neurons and their effector organs;. Ann. Rev. Physiol., v. 43, 673-687.

352. Zoli M., Agnati L.F. (1996): Wiring and volume transmission in the central nervousisystem: the concept of closed and open synapses, Prog Neurobiol., 49(4): 363-80.