Исследование физиологических механизмов гипотермических состояний у млекопитающих

Мейланов, Иззет Сиражудинович

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Исследование физиологических механизмов гипотермических состояний у млекопитающих
ВАК РФ 03.00.13, Физиология

Автореферат диссертации по теме "Исследование физиологических механизмов гипотермических состояний у млекопитающих"

На правахрукописи

МЕЙЛАНОВ ИЗЗЕТ СИРАЖУДИНОВИЧ

ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИОЛОГИЧЕСКИХ МЕХАНИЗМОВ ГИПОТЕРМИЧЕСКИХ СОСТОЯНИЙ У МЛЕКОПИТАЮЩИХ

Специальность 03.00.13 - физиология

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук

Астрахань - 2004

Работа выполнена на кафедре биохимии биологического факультета Даггосуниверситета

Консультант - действительный член РАЕН,

доктор биологических наук, профессор Эмирбеков Э.З.

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук, профессор Артюхов В.Г.

доктор биологических наук, профессор Джандарова Т.И.

доктор медицинских наук, профессор Тризно Н.Н.

Ведущая организация - Ростовский государственный

педагогический университет

Защита состоится 26 ноября 2004 года на заседании Регионального диссертационного совета ДМ 212.009.01 по защите диссертаций на соискание ученой степени доктора биологических наук при Астраханском государственном университете (414000, г. Астрахань, ул. Шаумяна, 1).

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Астраханского государственного университета по адресу: 414056, г. Астрахань, ул. Татищева, 20а.

Автореферат разослан

2004

Учёный секретарь специализированного совета доктор биологических наук ¥ " " А Нестеров Ю.В.

г.

ВВЕДЕНИЕ

Актуальность проблемы. Выяснение молекулярных механизмов температурных адаптаций у млекопитающих является одной из актуальных проблем современной экологической физиологии. В основе любой адаптации лежат изменения на молекулярном уровне.

Температура - один из важнейших экологических факторов, определяющих скорость химических, физических и биологических процессов. От температуры зависит также стабильность биологических структур и, прежде всего, стабильность молекулярных структур. Уже поэтому изменение температуры окружающей среды требует выработки адаптивных механизмов в живых организмах. У животных существует две основные стратегии температурных адаптаций; пойкилотермия и гомойотермия. У пойкилотермных животных температура тела изменяется вслед за изменениями температуры окружающей среды. Поскольку все элементарные физические и химические процессы зависят от температуры, можно было бы предположить, что и физиологическая активность пойкилотермных животных должна существенно зависеть от температуры тела. Например, при снижении температуры тела скорость физиологических процессов в организме пойкилотермного животного должна тоже снижаться. Биологические последствия этого очевидны -выживаемость организма, при прочих равных условиях будет снижена. Поэтому у пойкилотермных животных эволюционно выработана адаптация к изменению температуры тела - температурная компенсация физиологической активности. Эта адаптация приводит к слабой зависимости физиологической активности от температуры тела в определенном температурном диапазоне. Молекулярным основам температурных адаптаций и, в частности, температурной компенсации у пойкилотерм-ных животных посвящено множество работ.

Гомойотермия - это стратегия температурной адаптации, при которой температура тела гомеостатирована в определенном диапазоне интенсивностей теплообмена организма с внешней средой. Температура тела у гомойотермных животных поддерживается терморегулятор-ными механизмами в узком (1-2°С) температурном диапазоне при значительном изменении температуры окружающей среды и интенсивности физиологической активности. Однако при интенсивном теплоотборе терморегуляторные механизмы гомойотермного организма не справляются со своей гомеостатической функцией, и температура тела может значительно снижаться. Соответствующие состояния гомойотермного организма называются гипотермическими.

Глубокая гипотермия является опасным для жизни гомойотермно-го организма состоянием: пролонгирование глубокой гипотермии уве-

РОС. НАЦИОНАЛЬНА* БИБЛИОТЕКА

личивает риск летального исхода. Механизмы, ведущие к летальному исходу при глубокой гипотермии, многообразны и до сих пор не вполне ясны. Самое общее заключение состоит в том, что глубокая гипотермия подавляет жизненно важные функции, что в конечном итоге становится несовместимым с жизнью.

Считается, что у гомойотермов отсутствует температурная компенсация физиологической активности. Поскольку температура тела у гомойотермов гомеостатирована, необходимость в температурной компенсации отпадает. В то же время предполагается, что пойкилотер-мия является эволюционно более ранней стратегией температурной адаптации [Lyman, 1982; Слоним, 1985]. Считается, что при экстремальных состояниях у высших организмов активизируются эволюционно более древние механизмы функционирования. Например, при гипок-сических состояниях активизируются гликолитические (более древние по сравнению с окислительным фосфорилированием) механизмы энергообеспечения клеток [Hochachka, 1986, 1996]. Рассуждая в этом ключе, можно предположить, что при экстремальных состояниях у гомойотер-мов могут активизироваться пойкилотермные механизмы терморегуляции. Поскольку речь идет о температурных адаптациях активизировать эти механизмы у гомойотермов, видимо, можно искусственно снижая температуру тела, то есть, вызывая гипотермические состояния. Именно при гипотермических состояниях у гомойотермов вероятнее всего и могут включаться механизмы, компенсирующие изменения температуры тела.

Вопрос о возможности температурной компенсации у гомойотер-мов затронут А.Д Слоним ом в его обзоре [Слоним, 1985]: «Температурная зависимость жизненных явлений (Q10) и ее градиент в регулирующих и регулируемых системах (в эту цепь включены также явления гистерезиса, связанного с периодическими изменениями, как во внешней среде, так и в деятельности организма) используются не только пойкилотермами, но и гомойотермами». С терморегуляторной точки зрения тело пойкилотермного и гомойотермного организма можно разделить на оболочку (кожа и подлежащая жировая прослойка, скелетная мускулатура) и ядро (внутренние органы: мозг, сердце, печень и т. д.) [Майстрах, 1981]. Оболочка тела непосредственно контактирует с окружающей средой и поэтому температура оболочки в зависимости от температуры окружающей среды изменяется в широком диапазоне. В ядре температура более стабильна. Можно сказать, что оболочка тела более пойкилотермна по сравнению с ядром. Изменчивость температуры оболочки коррелирует с меньшей температурной зависимостью биохимических процессов в тканях оболочки у пойкилотермов [Слоним, 1985]. Другими словами в оболочке имеет место температурная компен-

сация, если сравнивать ее с ядром. Поскольку генетический аппарат клеток тканей ядра и оболочки идентичен, материальная основа для осуществления температурной компенсации физиологических и биохимических процессов существует и в клетках тканей ядра тела. Но, как писал Е.В.Майстрах: «К сожалению, пока почти нет данных о «температурной компенсации» у гомойотермов» [Майстрах, 1981].

При гипотермических состояниях у гомойотермов снижается температура не только оболочки, но и ядра. Поэтому можно предположить, что при гипотермии у них возможна индукция (включение) температурной компенсации и в тканях таких органов как мозг, печень, сердце и т. д.

С биологической точки зрения целесообразно было бы, поэтому, сохранить у них (гомойотермов) способность выживать и при низких температурах тела. Следовательно, у них должны были выработаться механизмы включения (индукции) температурной адаптации при этих аварийных гипотермических состояниях. Поэтому исследование молекулярных основ физиологических механизмов гипотермических состояний у млекопитающих является актуальной проблемой современной физиологии.

Цель и задачи. Имея в виду вышеизложенное, нами было предпринято исследование изменений, происходящих в мозге млекопитающего (крыса) при гипотермических состояниях различной глубины и длительности с целью обнаружить проявления температурной компенсации при этих состояниях. Используя различные методы, были исследованы изменения распределения белков во фракциях мозга крыс при гипотермии, изменения системы окислительного фосфорилирования в митохондриях, температурные зависимости активности ферментов, электрическая активность мозга. Исследовано также влияние введения различных веществ (2,4-динитрофенола, этилового спирта, гамма-оксимасляной кислоты, D2O, мочевины и ее аналогов) на электрическую активность мозга крыс при гипотермических состояниях.

Основные положения, выносимые на защиту.

1. Гипотермические состояния различной глубины и длительности стимулируют дыхание митохондрий тканей мозга и печени крыс в различных метаболических состояниях. Возрастает фосфорилирующее и разобщённое дыхание. Увеличивается кальциевая ёмкость изолированных митохондрий.

2. Интенсификация дыхания при гипотермических состояниях сопровождается усилением свободно-радикальных процессов в тканях мозга и печени.

3. При гипотермических состояниях в мембранах клеток мозга крыс происходят химические изменения (накопление малонового ди-альдегида), уменьшающие их механическую прочность.

4. Введение животным перед охлаждением спермина дозозависи-мо снижает стимулирующее действие гипотермии на дыхание изолированных митохондрий печени крыс.

5. При гипотермии изменяются температурные зависимости активности ряда ферментов ткани мозга (аланин- и аспартатаминотранс-феразы, лактатдегидрогеназа, сукцинатдегидрогеназа, глутаминаза, аце-тилхолинэстераза, №^-АТФаза), что указывает на возможность индукции температурной компенсации в тканях «ядра» у гомойотермов.

6. Введение веществ, подавляющих энергетический обмен в клетке, повышает критическую температуру тела, при которой прекращается электрическая активность мозга крыс.

7. Введение адаптогенных веществ (мочевина, ацетамид, диме-тилформамид, тиомочевина) снижает критическую температуру прекращения электрической активности мозга крыс.

Научная новизна. Полученные данные указывают на то, что и при кратковременных глубоких гипотермических состояниях в клетках тканей "ядра" теплокровного животного могут включаться механизмы температурной адаптации. Впервые исследовано изменение температурных зависимостей активности ряда ферментов при гипотермических состояниях различной глубины и длительности. Впервые исследовано влияние гипотермии на дыхание митохондрий мозга и печени в различных метаболических состояниях. Показано появление низкотемпературного оптимума на кривой температурной зависимости активности глутаминазы мозга крыс и сусликов, положение, которого зависит от температуры тела при гипотермии. Обнаружено существенное изменение кинетических характеристик ацетилхолинэстеразы синаптических мембран мозга сусликов при гипотермии и зимней спячке. Впервые показано снижение критической температуры тела, при которой прекращается электрическая активность мозга млекопитающего, при введении животным мочевины и родственных ей соединений.

Теоретическая и практическая значимость. Полученные данные могут быть использованы для построения теории температурных адаптаций у млекопитающих. Они свидетельствуют в пользу предположения о возможности индукции температурной компенсации активности физиологически важных ферментов при существенном снижении температуры тела гомойотермного животного. Это говорит об эволюционной связи между пойкилотермией и гомойотермией. Возможность снижения критической температуры, при которой прекращается электрическая активность мозга при общем охлаждении, посредством вве-6

дения мочевины и её аналогов позволит разработать меры для повышения выживаемости организма при акцидентальной гипотермии и расширить применение искусственной гипотермии в хирургической практике.

Апробация работы. Отдельные результаты работы докладывались на научных конференциях и съездах: Механизмы адаптации живых организмов к влиянию факторов среды (1 Всеросс. совещание, Ленинград, 1977), Адаптивные функции мозга (Всесоюзн. симп., Баку, 1980), Важнейшие теор. и практ. проблемы терморегуляции (Конференция, Новосибирск, 1982), 1 Всесоюзн. биофизический съезд (Москва, 1982), Актуальные вопросы патологии (Материалы V закавказской научной конференции патофизиологов), Биохимич. механизмы зимней спячки и сна (Махачкала, 1985), Фундаментальные достижения нейрохимии -медицине (Конференция, Горький, 1987), Достижения и перспективы развития криобиологии и криомедицины (Межд. Конференция, Харьков, 1988), Механизмы зимней спячки (Всесоюзн. симп., Махачкала, 1990), Биохим. аспекты холодовых адаптаций (Междунар. конференция, Харьков, 1991), Успехи современной криобиологии (2 Междунар. конференция, Харьков, 1992), Sixteenth Biennial Meeting of ISN (Boston, 1997), Twelfth General Meeting of ESN (St.Petersburg, 1998), Seventeenth Biennial Meeting of ISN (Berlin, 1999), 7-ая Пущинская конференция молодых учёных (Пущино, 2003).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 74 работы.

Структура и объём работы. Диссертация состоит из введения, пяти глав, заключения и списка литературы. Общий объём работы составляет 316 страниц, включая 64 рисунка и 27 таблиц. Список литературы содержит 415 ссылок.

СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ

В первой главе приведены данные по влиянию гипотермических состояний на распределение белка и активности мембраносвязанного фермента - ацетилхолинэстеразы - во фракциях мозга крыс. Методами ультрацентрифугирования в градиенте плотности из мозга крыс были выделены различные фракции - цитозоль, миелин, «лёгкие» и «тяжёлые» синаптосомы, митохондрии. В этих фракциях измерялось количество белка, активность ацетилхолинэстеразы, количество титруемых сульфгидрильных групп. Показано, что гипотермия 20°С приводит увеличению содержания белка в цитозоле и уменьшению его содержания в микросомальной фракции. Содержание титруемых сульфгидрильных групп во фракции «лёгких» синаптосом и митохондриальной фракции

уменьшается (табл.1). Активность ацетилхолинэстеразы в микросо-мальной фракции при гипотермии снижается на 20% (табл.2). Анализ данных показывает, что при гипотермии происходит перераспределение белка между фракциями: в мембранных фракциях его количество уменьшается, а в водорастворимой фракции - увеличивается. Это объясняется тем, что при гипотермии интенсифицируются свободноради-кальные процессы в мембранах клеток мозга, и поэтому при гомогенизации большая по сравнению с нормотермией часть клеточных мембран разрушается, а белки переходят в водную фазу.

Таблица 1

Изменение содержания белка (мг/г ткани мозга) и белковых 8И-групп (мкМ/г ткани мозга) в субклеточных фракциях мозга крыс

Фракция Водорас- Миелин «Легкие» «Тяжелые» Митохон- Грубая

творимая синапто- синацтосомы дрии митохон-

Состояние4-^ фракция сомы дриальная

животного фракция

БЕЛОК

Контроль 51.7±2.0 11.0±1.1 1б.4±1.4 6.8±1.2 20.8±1.4 66.5±2.0

Гипотермия 57.7±2 0 9.9±1Л 12.6±1.1 6.1±0.6 15.4±1.1 60.5±2.0

Р <0 05 >0 05 <0.05 >0.05 <0.05 <0.05

БН-ГРУППЫ

Контроль 2.4410.14 0.50±0.12 0.54±0.05 0.18±0.04 0.64±0 05 2.29±0.33

Гипотермия 2.53±0.11 0.53±0.07 0.47±0.04 0.18±0.02 0.47±0.07 2.28±0Л1

Р >0.05 >0.05 <0.05 - <0.05 >0.05

Примечание. Р - коэффициент достоверности различий.

Таблица 2

Изменение содержания белка (мг/г мозга), белковых 8И-грутш (мкМ/гткани мозга) и активности ацетилхолинэстеразы (мкМ ацетилтиохолина/мг белка/мин) во фракциях мозга крыс при гипотермии 19-20°С (п=20-21)

Фракция Состояние\^^ животного 1С = ПС + ПР ПС (водорастворимые белки) ПР (микросомы)

БЕЛОК

Контроль 49.2±1.9 44.7±1.5 6.62±0.49

Гипотермия 55.5±1.9 47.6Ы.7 8.27±0.58

Р. <0.05 >0.05 <0.05

БН-ГРУППЫ

Контроль 2.79±0.10 2.76±0.09 0.29±0 02

Гипотермия 3.05±0.13 2.90±0.10 0.29±0.02

Р >0.05 >0.05 -

АКТИВНОСТЬ АХЭ

Контроль - 22.9±0.9 107.1±7.5

Гипотермия - 22.6±0.9 84 2±5.0

Р - >0.05 <0.05

Исследование электрофоретического спектра белков мозга крыс также показало, что состав белков водорастворимой фракции при гипотермии изменяется. Причём изменения зависят от глубины и длительности гипотермического состояния (рис. 1-2). При гипотермии изменяется электрофоретический спектр, как кислых белков, так и основных (кати-онных). Изменения белкового состава водорастворимой фракции ткани мозга при гипотермии может быть обусловлен рядом факторов: синтезом стресс-белков, химической модификацией белков при интенсификации свободнорадикальных процессов, солюбилизацией части мембранных белков в результате их окислительной модификации и пере-кисного окисления липидов мембран.

Контроль

Гипотермия ЗО°С

Гипотермия 20°С

Гипотермия 20°С 1 ч

Рис. 1. Электрофоретический спектр белков водорастворимой фракции мозга крыс в ПААГ. Большие полушария. Извлечение из влажной ткани.

Исходя из полученных данных, было сделано предположение, что проницаемость клеточных мембран при гипотермии может увеличиваться, так как перекисное окисление липидов мембран должно снижать барьерную функцию. Кроме того известно, что окисление сульфгид-рильных групп мембранных белков резко увеличивает проницаемость мембран для ионов. А, как видно из таблицы 1, во фракции лёгких синаптосом и фракции митохондрий содержание титруемых сульфгид-рильных групп снижается. Для проверки этой гипотезы были проведены исследования проницаемости мембран двух митохондриальных

Контроль

Гипотермия 20°С

Гипотермия 20°С 1 ч

Рис. 2. Электрофоретический спектр белков водорастворимой фракции мозга крыс в ПААГ. Средний и промежуточный мозг. Извлечение из влажной тка-

ни.

фракций (Р1 получена при центрифугировании при 10 000 g, а Р2 - при 20 000 g) мозга крыс при гипотермии 20°С. Измерялась динамика светорассеяния митохондриальной фракции мозга крыс в растворах хлористого натрия на длине волны 540 нм (рис.3).

Рис. 3. Изменение светорассеяния фракций мозга крыс во времени: 1 - в 0,05 М; 2 - в 0,10 М; 3 - в 0,15 М; 4 - в 0,20 М; 5 - в 0,25 М; 6 - в 0,32 М сахарозе. А - фракция Р1; Б - фракция Р2.

На рис.3 приведена кинетика светорассеяния двух субфракций («лёгкой» и «тяжёлой») митохондриальной фракции мозга крыс в рас-10

творах №С1 различной концентрации, а также в растворе сахарозы. Математическая обработка кинетических кривых светорассеяния показала, что при гипотермии в митохондриальной фракции происходит увеличение доли осмотически инертного материала. Однако наклоны линейных анаморфоз (в координатах А"1 - время1/2) при этом не изменились (рис.4).

Таким образом, исследование показало, что при гомогенизации мозга гипотермированных животных образуется больше незамкнутых мембранных фрагментов, которые пополняют митохондриальную фракцию, увеличивая её светорассеяние. Уцелевшие при гомогенизации замкнутые мембранные структуры имеют ту же проницаемость для хлористого натрия, что и при нормотермии. Эти данные согласуются с предположением о том, что при гипотермии в мембранах клеток мозга увеличивается количество молекулярных повреждений, и это снижает их механическую прочность.

А"1

_I_1_1_I_I_I_I_I_►

(время)1/2

Рис. 4. Изменение светорассеяния (А) фракций мозга крыс при гипотермии 20°С в 0,32 М сахарозе. 1 — фракция Р2 контроль; 2 — фракция Р2 гипотермия; 3 — фракция P1 контроль; 4 - фракция P1 гипотермия.

Происходит ли при гипотермии существенное увеличение содержания белков в цитозоле in vivo? Увеличение содержания белка в цито-золе должно привести к увеличению в нём содержания связанной воды. Это, в свою очередь, должно привести к уменьшению времени магнитной релаксации протонов воды (рис.5).

Для выяснения этого вопроса было проведено исследование магнитной релаксации протонов в тканях мозга, печени и крови крыс при гипотермии 20°С. Гипотермия практически не повлияла на время продольной релаксации, T1, протонов в исследованных тканях (табл. 3), что

указывает на то, что значительного изменения концентрации белков в цитозоле при гипотермии не происходит.

ср ц) 1,5 Время, с

Ш' СШ*

Рис.5. Восстановление продольной намагниченности от протонов разных тканей крысы (контроль): 1 - кровь (^ = 0,8 с), 2 - мозг (^ = 0,6 с), 3 - печень (^ = 0,3 с). По оси абсцисс: время в секундах; по оси ординат: намагниченность образца (логарифмическая шкала).

Таблица 3

Изменение времени спин-решеточной релаксации протонов воды в тканях крыс при гипотермии (19-20°С) и самосогревании.

Вариант опыта Т„ с

мозг печень Кровь

Контроль 0.62±0.03 0.295±0.002 0.85±0.05

Гипотермия 0.595±0.035 Р>0 05 0 298±0.001 Р>0 05 0.88±0.05 Р>0 05

Самосогревание 0.5935±0.012 Р>0 05 0.316±0.001 Р<0 001 -

Смерть от гипотермии 0.62±0.02 0.41±0.001 Р<0 001 -

Примечание Достоверность различий рассчитана по отношению к контролю

Таким образом, эти данные согласуются с выше изложенными результатами. Глубокая гипотермия приводит к многочисленным молекулярным изменениям в структурах клеток мозга, но на макроскопическом уровне in vivo сохраняется функциональная организация.

Во второй главе приводятся данные по влиянию гипотермии на энергетические процессы в тканях мозга и печени крыс. Исследовано дыхание гомогенатов (мозг, печень) в различных метаболических (по Чансу) состояниях при гипотермических состояниях различной глубины и длительности. Гипотермия приводит к активации дыхания гомогена-тов тканей мозга и печени крыс. Причём активация происходит в различных метаболических состояниях.

Введение в организм крысы разобщителя окислительного фосфо-рилирования 2,4-динитрофенола в дозе 20 мг на кг веса тела стимулирует дыхание в гомогенатах тканей мозга и печени крыс. Причём в печени этот эффект выражен сильнее. Гипотермия 30°С также стимулирует потребление кислорода гомогенатами тканей мозга и печени. Однако совместное действие этих факторов не аддитивно (табл. 4,5).

Таблица 4

Влияние гипотермии 30°С и введения 2,4-динитрофенола в дозе 20 мг на кг веса тела на дыхание гомогенатов ткани мозга крыс (субстрат сукцинат; мк атом О/мин/г ткани, n=6 в каждой серии)

Состояние животных СКОРОСТЬ ДЫХАНИЯ

V, v2 v3 v4 v5

Нормотермия 0.40±0.03 1.05±0.04 1.4810.17 1.30+0.10 1.3910.09

Нормотермия + 2,4-ДНФ 0.52±0.02 * 1.12±0.15 1.8010.07 1.4410.04 1.9310.06 *

Гипотермия 30°С 0.69±0.04 * ** 1.44±0.12 * 2.0710.06 * ** 1.3610.06 1.7310.14 *

Гипотермия 30°С + 2,4-ДНФ 0.6010.12 1.3410.12 * 2.0310.20 * 1.5310.11 2.1710.23 *

Примечание: здесь и в табл. 5 * - достоверные (р<0.05) изменения по сравнению с нормотермией, ** - с нормотермией + 2,4-динитрофенол (20 мг/кг веса), # - с гипотермией 30°С, ## - с нормотермией + 2,4динитрофенол (10 мг/кг веса)

Таблица 5

Влияние гипотермии 30°С и введения 2,4-динитрофенола в дозе 20 мг на кг веса тела на дыхание гомогенатов ткани печени крыс (субстрат сукцинат; мк атом О/мин/г ткани, п=6)

Состояние животных СКОРОСТЬ ДЫХАНИЯ

VI Ъ Vз V4 V5

Нормотермия 0.36+0.06 1.04+0.02 3.0710.31 1.0710.08 1.6910.24

Нормотермия + 2,4-ДНФ 0.6110.05 * 1.43±0.09 * 4.4810.36 * 1.7110.16 * 4.0310.14 *

Гипотермия 30иС 0.50+0.10 1.6210.11 * 4.4610.28 * 1.9610.16 * 2.5810.19 * **

Гипотермия 30 С + 2,4-ДНФ 0.70±0.03 *# 1.5910.09 * 3.7610.16 * ** # 1.8010.23 * 3.1010.20 * ** #

В третьей главе приводятся данные по влиянию внутрибрюшин-ного введения перед охлаждением животных спермина в различных дозах на энергетические процессы в митохондриях печени крыс. Согласно литературным данным спермин стимулирует окислительное фосфо-рилирование в митохондриях, а также влияет на транспорт кальция в них. Имеются также данные о влиянии спермина на активность АТФ-зависимых калиевых каналов на внутренней мембране митохондрий. В таблицах 6-8 приведены данные по влиянию введения спермина на скорость окислительных процессов изолированных митохондриях печени крыс при кратковременной гипотермии 20°С.

Введение спермина в низкой дозе (1 мг/ 100 г живого веса) при нормотермии не повлияло существенно на дыхание изолированных митохондрий печени крыс. Однако уже в этой дозе его введение уменьшило реакцию митохондрий на снижение температуры тела: если без введения при гипотермии скорость фосфорилирующего дыхания возрастает на 20%, то при введении спермина это возрастание составляет лишь 7%. Существенно меньше и увеличение разобщённого дыхания при гипотермии (59% без введения и 25% при введении). Введение спермина в дозе 1 мг/ 100 г веса тела не повлияло на кальциевую ёмкость митохондрий как при нормотермии, так и при гипотермии. Увеличение дозы спермина до 5 мг / 100 г веса тела снижает скорость фосфорилирующего дыха-14

Таблица 6

Скорости дыхания изолированных митохондрий печени крыс (нг атО/мин/мг белка) при гипотермии и введении спермина в дозе 1мг/100г веса животного

Состояния животных V, У2 Уз У4 У5

Контроль (п=22) 11.2±0.2 23.4±0.5 100.7±2.5 27.8±1.0 152.1±3.9

Спермин (п=7) 11.3±0.2 24.1±0.8 102.8±4.1 25.6±0.7 154.9±3.5

Наркоз (п=6) 10.6±0.2 23.2±0.б 91.6±1.9 29.0±1.2 137.5±6.4

Гипотермия 20иС наркоз (п-7) 12.3±0.3 35.4±0.9 120.1 ±4.1 38.3±1.3 242.1±9.0

Гипотермия 20иС наркоз спермин (п=5) 11.8±0.3 31.Ш.2 107.4±3.7 35.0±1.0 190.1±5.7

Гипотермия 20иС гипоксия гиперкап-ния (п=3) 14.4±0.5 33.4±0.8 118.7±4.0 35.0±0.4 236.1±9.0

Таблица 7

Скорости дыхания на сукцинате изолированных митохондрий печени крыс (нг атО/мин/мг белка) при гипотермии и введении спермина дозах 5мг и 10 мг на 100г веса животного

Состояния животных VI V* V, У4 У5

Контроль (п=8) 11.6±0.2 23.8±0.6 109.4±3.9 25.9±0.7 153.3±4.5

Спермин 5мг/100г (п=5) 9.04±0.4 22.1±0.5 93.6±2.1 24.3±0.4 13в.1±3.1

Спермин 10мг/100г (п=6) 7.74±0.5 21.8±0.9 7Э.9±5.5 23.4±1.1 112.9±4.6

Гипотермия 20иС наркоз (п=6) 13.7-1:0.3 37.6±0.8 143.7±6.0 41.6±1.2 244.9±6.8

Гипотермия 20иС наркоз спермин 5мг/ЮОг (п=6) 12.2±0.5 28.9±1.1 118.3±4.9 31.0±1.3 178.0±6.4

Гипотермия 20"С наркоз спермин 10мг/ЮОг (п=3) 5.28±0.4 20.4±1.0 68.2±3.1 24.3*1.2 131.0±5.3

Таблица 8

Кальциевая емкость изолированных митохондрий печени крыс (мкмоль СаО/мг белка) при гипотермии и введении различных доз спермина

Состояния животных Кальциевая емкость Состояния животных Кальциевая Емкость

Контроль (п=22) 0.277±0.007 Контроль (п=9) 0.279±0.006

Спермин 1мг/100г (п=7) 0.272±0.004 Спермин 5мг/ЮОг (п=5) 0.253±0.004

Наркоз (п=6) 0.368±0.005 Спермин 10мг/100г (п=7) 0.236±0.005

Гипотермия 20й Наркоз (п=6) 0.469±0.003 Гипотермия 20" Наркоз (п=7) 0.433±0.008

Гипотермия 20°С наркоз спермин 1мг/100г (п=5) 0.466±0.009 Гипотермия 20"С наркоз спермин 5мг/100г (п=6) 0.421±0.005

Гипотермия 20иС гипоксия гиперкапния (п=3) 0.465±0.01 Гипотермия 20"С наркоз спермин 10мг/100г (п=6) 0.407±0.004

ния уже при нормотермии на 15.5%, а увеличение при гипотермии составляет 8% (против 20% без введения). Кальциевая ёмкость при нормотермии заметно снижается при повышении дозы спермина. Однако при гипотермии это влияние существенно меньше. Значительно сильнее фосфорилирующего дыхания введение спермина снижает при гипотермии разобщённое дыхание. Например, без введения спермина гипотермия увеличивает скорость разобщённого дыхания на 60%, а при введении спермина в дозе 5 мг/ 100 г веса тела это увеличение составило лишь 16%. Правда, и увеличение разобщённого дыхания при гипотермии значительней, чем фосфорилирующего. Важно отметить и тот факт, что при дозе спермина 10 мг/ 100 г веса тела гипотермия существенно снижает скорость фосфорилирующего дыхания, но при этой же дозе гипотермия стимулирует разобщённое дыхание, а также увеличивает кальциевую ёмкость митохондрий. Эти факты указывают на то, что механизмы влияния гипотермии на дыхание митохондрий в различных режимах неодинаковы. Гипотермия в целом стимулирует дыхание митохондрий в различных режимах, но стимуляция различных звеньев дыхательной цепи осуществляется различными способами. Поэтому введение спермина по-разному влияет на эффекты гипотермии.

В целом данные, полученные на гомогенатах согласуются с результатами на изолированных митохондриях: гипотермия стимулирует ды-

хание митохондрий в различных метаболических состояниях, причём количественно эти эффекты неодинаковы.

Таким образом, при гипотермии происходят сложные перестройки в механизме функционирования митохондрий. Эти изменения направлены не только на увеличение способности митохондрий продуцировать энергию, но и на выполнение других функций, в частности, на регуляцию кальциевого гомеостаза в клетке при низких температурах тела. Оба эффекта следует рассматривать как адаптивный ответ на снижение температуры тела. Поскольку стимуляция активности митохондрий в тканях мозга и печени происходит как при наркозе, так и без него, можно предположить, что наблюдаемые эффекты обусловлены снижением температуры тела, и не являются неспецифической реакцией на стрес-сорный фактор.

В четвёртой главе приведены данные по влиянию гипотермии на температурные зависимости активностей ферментов мозга крыс. Мозг является частью «ядра» тела, и поэтому представляет большой интерес выяснение возможности температурных адаптивных изменений в нём в ответ на значительное снижение температуры тела. В таблицах 9 и 10 приведены данные по влиянию гипотермии на температурную зависимость активности аланин- и аспартатаминотрансфераз мозга крыс.

Гипотермия 20°С приводит к снижению активности обоих ферментов. Однако при пролонгировании гипотермии активности обоих ферментов возрастают, достигая контроля и даже превосходя его. При этом на температурной зависимости активности аланинаминотрансфе-разы появляется участок с отрицательной температурной зависимостью: скорость реакции при температуре инкубации 20°С выше, чем при температуре инкубации 30°С. Отрицательная температурная зависимость является проявлением температурной компенсации. Можно, следовательно утверждать, что глубокая гипотермия индуцирует температурную компенсацию активности этого фермента в мозге крыс. Учитывая важную роль аминотрансфераз в энергетике клеток мозга, обнаруженное изменение температурной зависимости активности аланинами-нотрансферазы следует признать адаптивным. Это согласуется и с тем фактом, что появляется такая зависимость при пролонгировании гипо-термического состояния. Механизм изменения температурной зависимости активности данного фермента не известен.

На рис.6 показаны температурные зависимости активности глута-миназы из мозга крысы в норме и при гипотермии. Видно, что гипотермия 20°С существенно изменяет температурную зависимость активности глутаминазы: появляется низкотемпературный оптимум при 20°С. Причём очистка фермента не «стирает» это изменение. Как и для ала-нинаминотрансферазы наличие участка с отрицательной температурной

10 20 30 37 t, С 10 20 30 37 t, С

В Г

10 20 30 37 t, С 10 20 30 37 t, С

Рис. 6. Температурная зависимость удельной активности глутаминазы в норме (•) и при гипотермии (А): А) в гомогенате мозга; Б) в 5-кратно очищенной фракции; В) в 60-кратно очищенной фракции; Г) коммерческий препарат из Е. coli.

зависимостью указывает на индукцию при гипотермии температурной компенсации активности фермента.

В мозге глутаминаза синаптических терминалей играет важную физиологическую роль, пополняя пул медиаторного глутамата. Поэтому обнаруженное нами изменение температурной зависимости активности глутаминазы имеет адаптивное значение - способствует поддержанию синаптической передаче при более низкой температуре тела. Исследование влияния гипотермии наактивность глутаминазы в митохондри-альной и синаптосомальной фракциях мозга крыс показало, что низкотемпературный оптимум при гипотермии появляется только для фермента синаптосомальной фракции. Таким образом, экспериментальные факты указывают на индукцию температурной компенсации активности глутаминазы синаптических окончаний мозга крысы при глубокой гипотермии. Важно отметить, что низкотемпературный оптимум на температурной кривой не появляется при умеренной гипотермии (30°С). Этот факт также указывает на важное физиологическое значение изме-

Таблица 9

Активность аминотрансфераз (в мкмоль пирувата на 1 г ткани за 30 мин) в ткани мозга крыс при гипотермии (20°С) разной продолжительности

Условия опыта АЛТ 1 АСТ

Температура инкубации, ис

10 20 30 37 10 20 30 37

Контроль 3.2±0.14 9.6±0.50 13.6±0.27 18.2±0.33 12.3±0.89 20.9±0.43 26.17±0.66 34.8±0.53

Гипотермия Р 2.1±0.13 <0.001 6.8±0.29 <0.001 9.3±0.29 <0.001 12.4±0.58 <0.001 8.3±0.71 <0.001 13.8±0.35 <0.001 19.93±0.81 <0.001 24.2±0.57 <0.001

Гипотермия, ванная 1 ч пролонгиро- 2.2±0.25 13.1±0.40 10.6±0.23 14.9±0.65 1б.3±0.57 22.3±0.45 29.3±0.60 36.8±0.97

р <0.05 <0 01 <0.05 <0.01 <0.02 <0.02 <0.01 >0.05

Р| <0.01 <0.001 <0.001 <0.02 <0.001 <0.001 <0.001 <0.001

Гипотермия, ванная 2 ч пролонгиро- 3.5±0.19 7.1±0.34 10.4±0.23 16.5±0.45 17.9±0.63 25.8±0.47 29.9±0.47 40.9±0.73

р >105 <0.01 <0.001 <0.02 <0.001 <0.001 <0.001 <0.001

Р1 <0.01 <0.001 <0.001 >0.05 >0.05 <0.001 >0.05 <0.01

Р2 <0.001 >0.05 >0.05 <0.001 <0.001 <0.001 <0.001 <0.001

Таблица 10

Активность аминотрансфераз (в мкмоль пирувата на 1 г ткани за 30 мин) в ткани мозга адреналэктомированных крыс

при гипотермии (20°С)

Условия опыта АЛТ | АСТ

Температура инкубации, иС

10 20 30 37 10 20 30 37

Контроль 3.2±0Л4 9.6±0.50 13.6±0.27 18.2±0.33 12.3±0.89 20.9±0.43 26.17±0.66 34.8±0.53

Ложная операция Р 3.9±0.34 >0.05 9.3±0.38 >0.05 14.6±0.37 >0.05 17.7±0.54 >0.05 11.7±0.93 <0.01 16.8±0.73 <0.001 23.8±0.96 <0.001 29.5±0.66 <0.001

Адреналэктомия Р 5.6±0.51 <0.01 13.8±0.52 <0.001 17.6±0.47 <0.001 23.3±0.93 <0.001 8.1±0.56 <0.01 13.7±0.44 <0.001 17.4±0.41 <0.001 27.9±0.46 <0.001

Гипотермия ложноопери-рованных крыс Р) 1.3±0.55 <0.01 2.9±0.18 <0.001 6.8±0.40 <0.001 9.8±1.1 <0.001 15.1±0.37 <0.02 22.2±0.51 <0.001 26.2±0.66 >0.05 31.0±0.53 <0.01

Гипотермия адреналэктомированных крыс Р2 4.1±0.14 <0.001 9.Ш.41 >0.05 11.9±0.37 <0.001 15.6±0.58 <0.001 19.2±0.98 <0.001 24.6±0.52 <0.001 33.9±0.38 <0.001 39.7±0.87 <0.001

нения температурной зависимости активности глутаминазы при гипотермии.

На рис. 7 показаны температурные зависимости активности лактатде-гидрогеназы из тканей мозга печени миокарда и икроножной мышцы при гипотермии ЗО°С. Гипотермия существенно изменяет активность фермента в ткани мозга, мышцы и миокарда, но не повлияла на активность фермента печени. Общий вид температурной зависимости при гипотермии изменился незначительно, но активность фермента в целом увеличилась, компенсируя снижение температуры тела. Механизм компенсации в данном случае не связан с существенным изменением температурной зависимости активности фермента. Следует отметить, что гликолиз играет важную роль в энергетическом обеспечении клеток мозга, мышцы и миокарда. Поэтому вызванные гипотермией изменения активности лактатдегид-рогеназы в этих органах следует рассматривать, как адаптивные, направленные на поддержание физиологической активности клеток этих тканей при низких температурах тела.

Нами было исследовано также влияние гипотермии на температурную зависимость активности сукцинатдегидрогеназы из мозга и печени крыс. Сукцинат - один из важнейших субстратов в митохондриальной системе генерации энергии. Гипотермия ЗО°С увеличивает активность фермента, измеряемую при низких (0.5 мМ) концентрациях субстрата, как в мозге, так и в печени (табл.11).

Таблица 11

Влияние гипотермии на активность сукцинатдегидрогеназы в митохондриаль-ной фракции мозга и печени крыс, в нмолях сукцината/мин/мг белка_

Состояние Активность СДГ

животных Мозг Печень

Концентрация субстрата 0,5 мМ

Контроль 5.1±0.1 4.77±0.16

Гипотермия 30иС 6.7±0.2** 7.55±0.39**

Пролонгированная гипотермия 30°С 3.6±0.2** 11.2±2.25**

Гипотермия 20"С 4.7±0.1** 4.57±0.21

Концентрация субстрата 5 мМ

Контроль 6.4±0.1 9.25±1.51

Гипотермия 30иС 12.2±0.1+* 9.05±0.9

Пролонгированная гипотермия 30°С 4.9±0.1** 6.94±0.17*

Гипотермия 20"С 5.8±0.1* 14.4±2.41*

Примечание. • - Р<0.05; • • - Р<0.001

Рис. 7. Температурная зависимость в Аррениусовских координатах активности лактатдегидрогеназы в гомогенатах тканей крыс в норме (•) и при гипотермии (30°С) (А): А) мозг; Б) икроножная мышца; В) сердечная мышца; Г) печень.

При высоких (5 мМ) концентрациях субстрата в среде инкубации при гипотермии активность фермента в мозге увеличивается, а в печени остаётся без изменений. При высоких концентрациях субстрата актив-

ность фермента определяется максимальной скоростью, а при низких концентрациях субстрата играет роль и величина константы Михаэлиса. Из полученных данных следует, что в печени гипотермия 30°С уменьшает константу Михаэлиса и не влияет на максимальную скорость. В мозге происходит, видимо, как уменьшение константы Михаэлиса, так и увеличение максимальной скорости. Эти различия в реакции важного фермента энергетического обмена в мозге и печени на снижение температуры тела обусловлено различиями в физиологии этих органов и ролью этих органов в интегративных процессах на уровне организма. Умеренная гипотермия вызывает адаптивные изменения на уровне сукцинатдегидрогеназы как в мозге, так и в печени. Пролонгирование гипотермии и углубление её приводит к дальнейшим изменениям активности сукцинатедегидрогеназы, специфическим для каждой из исследованных тканей. При гипотермии температурные зависимости активности сукцинатдегидрогеназы изменяются (рис. 8, 9). Причём эти изменения зависят от концентрации субстрата в среде инкубации. Уменьшение константы Михаэлиса можно рассматривать как адаптацию, так как при уменьшении концентрации субстрата в компартменте скорость реакции в этом случае изменится незначительно. Таким образом, часть изменений кинетических характеристик сукцинат-дегидрогеназы в мозге крыс при гипотермии имеет адаптивное (компенсаторное) значение. Другие изменения являются отражением интенсификации окислительных процессов в митохондриях при гипотермии.

Ацетилхолинэстераза синаптических мембран мозга является важным физиологическим ферментом, непосредственно участвующим в быстром процессе передачи информации между нейронами. Особенности кинетических характеристик ацетилхолинэстеразы связаны со скоростями других элементарных стадий синаптической передачи. Поэтому представляло большой интерес исследовать влияние низких температур тела на поведение этого фермента. При гипотермии 20°С у крыс максимальная скорость ацетилхолинэстеразы снижается на 20% (температура инкубации 37°С), уменьшается несколько и степень субстратного ингибирования, но константа Михаэлиса остаётся неизменной. Не изменяется и температурная зависимость активности фермента. У сусликов же искусственная гипотермия 10°С вызывает повышение активности фермента, увеличение степени субстратного ингибирования, повышение максимальной скорости. Кажущаяся константа Михаэлиса при этом не изменяется. Температурная зависимость активности ацетилхолинэстеразы при гипотермии сусликов изменяется: точка излома в Аррениусовских координатах смещается в сторону более низких температур, эффективные энергии активации, соответствующие двум линейным участкам увеличиваются. Аналогичные изменения происходят и при зимней спячке сусликов. Поэтому эти изменения

33 34 35 36

103/Т К

Рис 8 Температурная зависимость активности сукцинатдегирогеназы мито-хондриальной фракции печени крыс при гипотермии • — контроль, о — гипотермия 20оС

Рис.9. Температурная зависимость активности сукцинатдегирогеназы мпто-хондриальной фракции мозга крыс при гипотермии. • - контроль; о - гипотермия 20о С

можно рассматривать как адаптивные, то есть направленные на поддержание функционирования мозга при низких температурах тела. Отсутствие таких изменений у крыс при гипотермии указывает на различие гипо-термических состояний у гомойотермов и гетеротермов.

Другой физиологический фермент - №,К-АТФаза - выполняет важную функцию в клетках различных тканей, создавая концентрационные градиенты ионов - основу биоэлектрогенеза в клетках, - используемые также различными транспортными системами для переноса веществ через плазматическую мембрану. №,К-АТФаза - ключевой фермент физиологии головного мозга. Мы исследовали влияние глубокой гипотермии на кинетические характеристики ^^-АТФазы синаптических мембран мозга крыс. Пролонгированная гипотермия 20°С снижает максимальную скорость и кажущуюся константу Михаэлиса по АТФ на 25-30% (табл. 12). Уменьшение максимальной скорости, вероятнее всего, связано с окислительным стрессом (то есть с уменьшением числа активных молекул фермента), а уменьшение константы Михаэлиса отражает изменения свойств самих молекул, или их взаимодействия с липидной матрицей мембраны. Уменьшение константы Михаэлиса следует рассматривать как адаптивное изменение, так как при сниженной скорости продукции АТФ её стационарная концентрация в компартменте тоже снижается, и для поддержания адекватной скорости транспорта ионов необходимо увеличить сродство фермента к субстрату. Температурные зависимости активности АТФазы при гипотермии изменились незначительно. Лишь эффективная энергия активации для низкотемпературного линейного участка в Арре-ниусовских координатах несколько увеличилась при пролонгировании ги-потермического состояния.

Таблица 12

Кинетические параметры №, К-АТФазы мембран синаптосом коры больших полушарий мозга крыс при гипотермии 20°С (М±т; п=7-8)

Состояние животных Ущ, мкмоль Рн/мг/ч Кадр, ммоль

37"С 1/С 37иС 1/С

Контроль 39.0±2.9 5.65±0.32 0.338±0.019 0.192±0.008

Гипотермия: сразу через 2 ч 32.0±1.89 3.92±0.18 P1.2O.Ol 0.310±0.023 0.134±0.010 P1.2O.Ol

29.6±2.8 РьзО.О! 3.39±0.24 P1.3O.Ol 0.238±0.025 P1.3O.Ol 0.131±0.009 РиО.О!

Таким образом, исследование температурных зависимостей ряда ферментов мозга крыс при гипотермических состояниях показало, что 26

глубокая гипотермия индуцирует компенсаторные изменения активности некоторых из них (аланинаминотрансфераза, лактатдегидрогеназа, глута-миназа). Сложным образом могут изменяться кинетические характеристики физиологических ферментов (ацетилхолинэстераза, №,К-АТФаза).

В пятой главе рассматриваются исследования электрической активности мозга и сердца крыс при гипотермии на фоне введения в организм животного различных веществ. Цель этих экспериментов заключалась в том, чтобы найти условия, при которых электрическая активность мозга сохранялась при более низких температурах тела. Критическая температура, при которой прекращается электрическая активность клеток мозга, определяется взаимотношениями метаболических и физиологических процессов. Поэтому смещать критическую температуру можно, влияя либо на скорость метаболизма, либо на скорость физиологических процессов. При общем охлаждении тела животного частота колебаний на ЭЭГ примерно линейно снижается вслед за температурой тела. При ректальной температуре ~20°С ЭЭГ становится изоэлектрической. Согревание животного восстанавливает электрическую активность мозга, но это восстановление происходит при более высокой температуре тела по сравнению с температурой прекращения электрической активности. Другими словами, имеет место гистерезис (рис. 10). Наличие гистерезиса в цикле «охлаждение - согревание» для электрической активности мозга указывает на существенное изменение водно-солевого баланса в системе «нейроны - экстраклеточное пространство» при глубокой гипотермии. Для сердечного ритма гистерезис в цикле «охлаждение - согревание» отсутствует. Это говорит об обратимости гипотермических состояний для сердечной мышцы (в отличие от мозга). Мы исследовали влияние введения в организм животного разобщителя окислительного фосфорилирования 2,4-динитрофенола, оксида дейтерия ф^), этилового спирта, у-оксибутирата, мочевины, диметилформамида, ацетамида, диметилмочевины, тиомоче-вины, нифедипина, таурина на электрическую активность мозга крыс при гипотермии. Опыты проведены под тиопенталовым наркозом. У интакт-ных животных электроэнцефалограмма становится изоэлектрической при ректальной температуре 20-19°С. Введение динитрофенола в дозе 20 мг/ 100 г веса тела незначительно (до 22°С) повышает критическую температуру прекращения электрической активности мозга, что, по-видимому, обусловлено снижением скорости продуцирования АТФ в клетках мозга в присутствии разобщителя при низких температурах тела. Тяжёлую воду давали крысам в течение недели вместо обычной воды. В результате в организме крысы существенно снижаются скорости энергетических процессов. При комнатной температуре 20°С тиопенталовый наркоз у таких животных приводит к гипотермии 27-29°С (в контроле температура тела при

ЧЭЭГ, кол/сек 14

4 2

-2'—1........-......... . . . .

12 16 20 24 28 32 36 40

Температура тела, °С

ЧСС, уд/сек 9 ■

7 •

5 • 3

—'—.—,—I—.—.—,—I—.—.—__I—_____—I_,_____I_,_____I______—I

14 18 22 26 30 34 38 42

Температура тела, °С Рис.10. Зависимость от температуры тела частоты колебаний на ЭЭГ (ЧЭЭГ) и частоты сердечных сокращений (ЧСС) в цикле «охлаждение-согревание». О - охлаждение; • - согревание.

наркозе снижается в этих условиях до 34-35°). Уже при температуре тела 29 С спонтанная электрическая активность в мозге прекращается, хотя вызванные потенциалы и прямые ответы ещё регистрируются. Таким образом, дефицит энергии, создаваемый в клетках тяжёлой водой, повышает критическую температуру электрической активности мозга. Внутрибрю-шинное введение этилового спирта в дозе 0.4 мл/100 г веса тела также повышает критическую температуру (до 21-22°С). Повышение критической

температуры вызывает и введение у-оксибутирата в дозе 350 мг/100 г веса тела. В некоторых опытах электрическая активность в мозге прекращалась уже при 27°С (в среднем при 23.1±2.6°С). Оксибутират является эффективным антигипоксическим агентом, и может служить энергетическим субстратом для клеток мозга. Однако это вещество обладает и седативным эффектом, и, возможно, при низких температурах тела этот эффект усиливается. Чем и вызвано повышение критической температуры при его введении. Введение мочевины и родственных ей соединений в дозе около 200 мг/100 г веса тела снижает критическую температуру электрической активности мозга на несколько градусов. Эффекты мочевины и её аналогов, судя по экспериментальным данным, обусловлены специфическими свойствами этих соединений, так как введение сахарозы в той же молярной дозе практически не оказало влияния на электрическую активность мозга крыс при гипотермии. Можно предположить, что мочевина и её аналоги каким-то образом стимулируют энергетический обмен в мозге при низких температурах тела. Следует отметить, что введение оксибутирата, этилового спирта, 2,4-динитрофенола, мочевины и её аналогов существенно не повлияло на температурную зависимость сердечного ритма, и, следовательно, эффекты этих соединений обусловлены их влиянием на структуры мозга.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Исследуя гипотермические состояния у гомойотермного животного мы обнаружили несколько интересных фактов, указывающих на адаптивные возможности клеток мозга - органа, входящего в «ядро» тела, - при глубокой гипотермии. Наиболее существенными из них являются: стимуляция энергетических процессов в митоходриях клеток мозга, изменение физиологических возможностей митохондрий (увеличение кальциевой ёмкости), индукция температурной компенсации активности некоторых ферментов энергетического обмена (аланинаминотрансфераза, лактатде-гидрогеназа), фермента, играющего важную роль в обеспечении передачи возбуждения в глутаматэргических синапсах (глутаминаза), обнаружение изменений кинетических характеристик физиологических ферментов (ацетилхолинэстераза, №,К-АТФаза), повышение критической температуры прекращения электрической активности мозга при введении веществ, вызывающих дефицит энергии в клетках (2,4-динитрофенол, тяжёлая вода), понижение критической температуры при введении мочевины и родственных ей соединений. В то же время ряд изменений указывает на экстремальность глубокой гипотермии для гомойотермного животного: происходит окисление сульфгидрильных групп мембранных белков клеток мозга, снижается механическая прочность мембран, снижается актив-

ность ряда ферментов. С теоретической точки зрения эти факты указывают на значительные адаптивные возможности клеток органов, составляющих «ядро» гомойотермного организма, при изменениях температуры тела. С практической точки зрения, полученные результаты важны потому, что они указывают новые пути повышения устойчивости гомойо-термного организма к экстремальным состояниям.

ВЫВОДЫ

1. Глубокая гипотермия у крыс приводит к накоплению в мембранах клеток мозга молекулярных повреждений (окисление сульфгид-риьных групп мембранных белков, накопление малонового диальде-гида), уменьшающих механическую прочность мембран.

2. Электрофоретический спектр кислых и основных белков водорастворимой фракции мозга крыс зависит от глубины и длительности гипотермических состояний.

3. Время продольной релаксации протонов воды в ткани мозга крыс при гипотермии не изменяется.

4. Гипотермия активирует энергетические процессы в митохондриях мозга и печени крыс. Скорости фосфорилирующего и разобщённого дыхания возрастают. У адаптированных к холоду крыс стимуляция дыхания при гипотермии меньше, чем у неадаптированных. Гипотермия также активирует дыхание митохондрий печени у наркотизированных крыс.

5. Гипотермия увеличивает кальциевую ёмкость митохондрий печени крыс.

6. Внутрибрюшинное введение спермина крысам перед охлаждением снижает активирующее действие гипотермии на дыхание митохондрий печени.

7. Высокие дозы (10 мг/100 веса тела) спермина приводят к подавлению дыхания митохондрий печени и уменьшают увеличение кальциевой ёмкости при гипотермии.

8. Температурная зависимость активности аланинаминотрансферазы и глутаминазы при глубокой гипотермии существенно изменяется: появляются участки с отрицательным наклоном. Этот факт указывает на индукцию температурной компенсации активности этих ферментов при гипотермии.

9. Гипотермия увеличивает активность лактатдегидрогеназы в тканях мозга, миокарда и икроножной мышцы крысы. Причём это увеличение имеет компенсаторный характер.

10. Гипотермия снижает максимальную скорость ацетилхолинэ-стеразы синаптических мембран мозга крыс. При этом температурная зависимость активности фермента не изменяется.

11. При гипотермии максимальная скорость и кажущаяся константа Михаэлиса по АТФ для №,К-АТФазы синаптических мембран мозга крыс уменьшаются.

12. Электрическая активность мозга крыс снижается примерно линейно по мере снижения температуры тела, и полностью прекращается при ректальной температуре около 20°С. Восстановление электрической активности мозга при согревании тела животного происходит при более высокой температуре тела, то есть имеет место гистерезис в цикле «охлаждение-согревание». Аналогично ведёт себя и температурная зависимость сердечного ритма (линейное снижение частоты сокращений при снижении температуры тела). Однако в цикле «охлаждение-согревание» отсутствует гистерезис.

13. Введение животным веществ, снижающих скорость продуцирования АТФ в клетках (2,4-динитрофенол, D2O), повышает критическую температуру тела, при которой прекращается электрическая активность мозга и не влияет на температурную зависимость частоты сердечного ритма.

14. Введение адаптогенных веществ (мочевины, диметилформа-мида, ацетамида, тиомочевины) перед охлаждением животных снижает критическую температуру тела.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1. Мейланов И. С. Исследование белков мозга при гипотермии. Деп. ВИНИТИ, №4192-76. - 8с.

2. Мейланов И.С. Исследование проницаемости мембран субклеточных фракций мозга крыс методом светорассеяния. / Научно-практич. конф. молодых ученых Дагестана «Молодежь и общественный прогресс». Махачкала, 1977. -С. 136

3. Эмйрбеков Э.З., Львова СП., Мейланов И.С. Биохимические механизмы адаптации нервной системы гомойо- и гетеротермных животных к низким температурам. / «Механизмы адаптации живых организмов к влиянию факторов среды». Л.: Изд-во ЛГУ, 1977. - С. 166

4. Мейланов И.С., Николаев Г. М. Исследование протонной магнитной релаксации в тканях крыс при гипотермии.// Биол. науки. — № 1, 1979. -С.24-27

5. Мейланов И.С. Полярографическое исследование белков субклеточных фракций мозга, печени и крови крыс при гипотермии. / «Цитохимические и биохимические исследования в экспериментальной клинике». Нальчик. - Вып. 8,1979.

6. Даудова Т. Н., Мейланов И. С. Исследование аланин- и аспартата-минотрансферазой активности мозга при длительном охлаждении. / «Адаптивные функции головного мозга». Материалы Всесоюз. симпозиума. - Баку, 1980. - С.65

7. Эмирбеков Э. 3., Мейланов И. С, Мукаилов М. И., Даудова Т. Н. Исследование активности и температурной зависимости аспартат- и аланинаминотрансфераз в мозге крыс в постгипотермический период. Депонировано в ВИНИТИ № 742-80,28.02.80

8. Даудова Т.Н., Мейланов И. С, Эмирбеков Э. 3. Активность аланин-и аспартатаминотрансфераз в субклеточных фракциях мозга крыс при гипотермии различной длительности. Депонировано в ВИНИТИ № 2713-80, 30.06.80-26с.

9. Даудова Т.Н., Мейланов И. С, Эмирбеков Э. 3. Температурная зависимость активности аланин- и аспартатаминотрансфераз в мозге крыс при гипотермии разной длительности и при адреналэктомии// Вопросы мед. химии. -№ 3,1981. - С.359-362

10. Мейланов И. С. Исследование проницаемости мембран митохондри-альной фракции мозга крыс в норме и при гипотермии. Депонировано в ВИНИТИ № 5540-81. - 17с.

11. Мейланов И.С. Исследование проницаемости мембран митохондри-альной фракции мозга крыс в норме и при гипотермии//Нервная система. Биохимические и физиологические основы процессов обучения. Из-во ЛГУ. Л. - 1982. - С.99-104.

12. Мейланов И. С. Исследование белков субклеточных фракций мозга крыс при гипотермии. Депонировано в ВИНИТИ № 5541-81. - 10с.

13. Мейланов И. С, Эмирбеков Э. 3., Грачева Л. И. Электрофоретиче-ское исследование белков мозга при гипотермии. Депонировано в ВИНИТИ № 1346-82,25.03.82. - 32с.

14. Эмирбеков Э.З., Мейланов И.С., Исмаилов И.А., Даудова Т.Н., Черкесова Д.У., Зуфарова Р.А. Сравнительное исследование активности ферментов азотистого обмена мозга при гипотермии и зимней спячке / Тезисы докл. конф. «Важнейшие теоретические и практические проблемы терморегуляции». - Новосибирск, 1982. - С. 142-143

15. Мейланов И.С., Даудова Т.Н., Нурмагомедова П.М., Черкесова Д.У. Исследование биохимических механизмов защитного действия мочевины при гипотермии / Тезисы докл. конф. «Важнейшие теоретические и практические проблемы терморегуляции». - Новосибирск, 1982.-С.155-156.

16. Эмирбеков Э.З., Мейланов И.С. температурная зависимость активности глутаминазы из мозга крысы при гипотермии // Биохимия. -1982. - Т.47, вып.9. - С. 1466-1470.

17. Мейланов И. С, Михайленко И. К. Исследование влияния сульфгид-рильных реагентов на проницаемость мембран митохондрий и синап-тосом из мозга крыс методом светорассеяния / «Биохимические механизмы зимней спячки и естественного сна». Тезисы докл. Всесоюзн. симпозиума. - Махачкала, 1985.- С.88.

18. Мейланов И. С. Исследование температурной зависимости сердечного ритма у крыс при общем охлаждении и влиянии Д2О/ «Важнейшие теоретические и практические проблемы терморегуляции». Минск, 1986.-С.200.

19. Мейланов И. С. Адаптивный эффект системного введения мочевины на электрофизиологические характеристики мозга при гипотермии/ Сб. науч. трудов «Адаптив. и компенсатор, процессы в головном мозге». М., 1986. - С.77-78.

20. Мейланов И. С, Михайленко И. К. Исследование электрофоретиче-ской подвижности белков различных фракций крыс при глубоком охлаждении и последующем самосогревании/ «Фундаментальные достижения нейрохимии - медицине». Тез. докл. - Горький, 1987. - С. 4849.

21. Emirbekov E. Z., L'vova S. P., Meilanov I. S., Abdullaev R. A. Role of the membranes and membranes enzymes in the metabolism in hypothermia and hibernation/ Metabolic regulation at the cellular and molecular level, Jena, GDR, 1987.

22. Emirbekov E. Z., L'vova S. P., Meilanov I. S., Abdullaev R. A., Klichkhanov N. K. Neurotransmitters aminoacids, dipeptides and polia-mines in the brain at hypothermia and hibernation / 7th General Meeting Euvr. Soci. for Neurochemistry, Sweden Goteborg, 1988.

23. Эмирбеков Э.З., Львова СП., Мейланов И.С., Абдуллаев Р.А., Клич-ханов Н.К. Влияние общего охлаждения на метаболизм гомойотерм-ных и гетерогермных животных/ Материалы Межд. конф. «Достиж. и перспект. разв. криоб. и криомед». - Харьков, 1988. — С. 129.

24. Emirbekov E. Z., L'vova S. P., Meilanov I. S., Abdullaev R. A., Klichkhanov N. К. The brain metabolism of homeothermic and hetero-thermic animals at hypothernical protection from hypoxia. / 12th Meeting of Intern. Soc. for Neurochem., Algarve, Portugal, 1989.

25. Мейланов И.С. Температурная зависимость мембранных процессов при зимней спячке/ «Механизмы зимней спячки» Тез. докл. - Махачкала, 1990. -С.71-72.

26. Мейланов И.С, Гилилова П. Я.-С. Содержание малонового диальде-гида в гомогенатах мозга и печени крыс при нембуталовом и хлора-лозном наркозе., «Механизмы зимней спячки» Тез. докл. - Махачкала, 1990. - С.73-74.

27. Эмирбеков Э.З., Львова СП., Мусаев Б.С, Мейланов И.С, Симма-лавонг Сантисук, Бутаева П.Ш., Абдуллаева М.З. Роль липидов мозга при гипотермии и самосогревании гомойотермных и зимоспящих животных/ Сб. научн. труд. «Биохимические аспекты холод. адаптаций». -Харьков, 1991.-С. 166-177.

28. Львова СП., Мейланов И.С, Кличханов Н.К., Мусаев Б.С, Нурма-гомедова П.М., Халилов Р.А., Гусейнов Г.О., Симмалавонг Сантисук Особенности нейрохимических изменений при гипотермических состояниях/ «Успехи совр. криобиологии» Тез. докл. - Харьков, 1992. -С.107-108.

29. Мейланов И. С, Мирская Р. О. Исследование дыхания гомогенатов тканей печени и мозга крысы при нембуталовом наркозе и гипотермии/ «Успехи сов. криобиологии» Тез. докл. — Харьков, 1992. — С.115-116.

30. Мейланов И. С, Лукоянова Н.А. Использование нитроксильных радикалов для исследования гистогематических барьеров и редокс состояний тканей/«Макро- и микроуровни организации мозга» Матер. симпоз. - М., 1992. - С.97.

31. Emirbekov E.Z., Meilanov I.S. Neurochemical changes during hibernation/ Mechanisms of natural hypometabolic states. - Pushchino, 1992. -P.202-207

32. Мейланов И.С., Мирская P.O. Исследование дыхания гомогенатов ткани печени сусликов Citellus pygmaeus pall. при гипотермии/ «Фи-зиологич. исследования молод. ученых Сев.- Кавказ. региона». - Ростов-на-Дону, 1995. -С.24-27.

33. Эмирбеков Э.З., Мейланов И. С, Львова С. П., Кличханов Н.К., Нурмагомедова П.М., Мусаев B.C., Халилов Р.А. Клеточные мембраны при зимней спячки// Вестник ДГУ. Сер. Естеств. науки. - Махачкала, 1995. - С. 47-69.

34. Мейланов И.С., Мирская P.O., Шейхмагомедов Б.К. Исследование влияния введения в организм 2,4-динитрофенола на окислительные процессы в тканях печени и мозга крыс/ «Химики Сев. Кавказа - производству» Тез. докладов. - Махачкала, 1996. - С. 116-117.

35. Мейланов И.С., Мирская P.O., Согомонова Е.Г., Лемешко О. Исследование дыхания гомогенатов тканей мозга и печени крыс при внут-рибрюшинном введении 2,4-динитрофенола// Вестник ДГУ. Сер. Естеств. науки. -Махачкала, 1996.-С. 162-164.

36. Эмирбеков Э.З., Мейланов И.С., Авшалумов М.В. Температурная зависимость глутаминазной активности из мозга крыс при гипотермии 20°С / Второй съезд биохим. общ. РАН 19-23 мая. Тезисы сооб. Ч.1. -Пущино, 1997.-С. 164.

37. Мейланов И.С., Лукоянова Н.А. Влияние спермина на окислительные процессы в изолированных митохондриях печени крыс и при гипотермии/ Второй съезд биохим. общ. РАН 19-23 мая. Тезисы сооб. Ч.1. - Пущино, 1997. - С.209.

38. Meilanov I.S., Mirskaya R.O., Avshalumov M.V. Oxidative processes in rat brain and liver during hypothermia and 2,4-dinitrophenol injection// J. of neurochemistry. - 1997. - V.69, Suppl. - S177C.

39. Meilanov I. S., Avshalumov M.V., Mirskaya R.O. Temperature compensation in the brain of homeotherms// J. Neurochemistry. - 1997. - V.69, Suppl- S177C.

40. Мейланов И.С., Авшалумов M.B. Температурная компенсация у теплокровных животных// Физиол. журнал. - 1997, № 9. - С. 102-106.

41. Лукоянова Н.А. Мейланов И.С.Влияние внутрибрюшинного введения спермина на окислительные процессы в изолированных митохондриях печени крыс при гипотермии// Бюлл. эксп. биол. и мед. - 1998, №5.-С. 526-528.

42. Emirbekov E.Z., Meilanov I. S., Mirskaya R.O., Avshalumov M.V. Temperature dependencies of glutamine synthetase activity in ground squirrel's brain at hypothermia// J. Neurochemistry. - 1998. - V.71, Suppl. - S79B.

43. Meilanov I. S., Mirskaya R.O.,Gaydarova G., Avshalumov M.V. Temperature compensation of energy metabolism in brain of homothermic ani-mals// J. Neurochemistry. - 1998.-V.71, Suppl.- S79C.

44. Emirbekov E.Z., Meilanov I. S., Mirskaya R.O., Avshalumov M.V. Temperature dependencies of glutamine synthetase activity in dynamics of hibernation // J. Neurochemistry. - 1998. - V.71, Suppl. - S79D.

45. Мейланов И.С., Мирская P.O. Компенсация температурных влияний на энергетический метаболизм// Вестник ДГУ. Сер. Естеств. науки. -Махачкала, 1998.-Вып. 1.-С. 145-147.

46. Абдурахманов Р.Г., Мейланов И.С. Влияние введения 2,4-динитрофенола и диметилформамида на электрическую активность головного мозга крыс при разных температурах тела// Вестник ДГУ. Сер. Естеств. науки. - Махачкала, 1998. -Вып.1. - С. 137-140.

47. Meilanov I.S., Mirskaya R.O., Avshalumov M.V. Temperature dependencies of oxygen consumption by rat tissue homogenates at hypothermia// J. Neurochemistry. - 1999. -- V.73, Suppl. - S209C.

48. Meilanov I.S., Klichkhanov N.K., Khalilov R.A., Avshalumov M.V. Temperature dependencies of acetylcholinesterase activity in synaptosomal membranes from brain cortex of suslics Citellus pigmaeus at artificial hy-

pothermia and hibernation// J. Neurochemistry. - 1999. - V.73, Suppl. -S91B.

49. Мирская P.O., Мейланов И.С. Температурная зависимость окислительных процессов в гомогенатах мозга крыс при гипотермии// Актуальные проблемы хим. науки и образования. Тезисы докл. - Махачкала, 1999. - С.63 -64.

50. Абдурахманов Р.Г., Бедирханов Т.К., Мейланов И. С. Влияние структурных аналогов мочевины на электрическую активность мозга крыс при гипотермии// Актуальные проблемы хим. науки и образования. Тезисы докл. - Махачкала, 1999. - С.63-64.

51. Мейланов И.С, Мирская P.O. Температурная зависимость энергетических процессов в тканях мозга и печени крыс при глубокой гипотермии// 1-й Кавказ. симпозиум по медико-биол. наукам. Тезисы докл. - Тбилиси, 1999.

52. Абдурахманов Р.Г., Бедирханов Т. Мейланов И.С.Влияние системного введения ацетамида на электрическую активность мозга крыс при различных температурах тела// 1-й Кавказ. симпозиум по медико-биол. наукам. Тезисы докл. - Тбилиси, 1999.

53. Мирская P.O. Мейланов И.С.Температурные зависимости потребления кислорода гомогенатами ткани мозга крыс при гипотермии/ Достижения и совр. проблемы развития науки в Дагестане. Тезисы докл. -Махачкала, 1999. - С.235.

54. Абдурахманов Р.Г., Бедирханов Т. Мейланов И.С.Температурная зависимость активности мозга и сердца крыс при общем снижении температуры тела//Достижения и совр. проблемы развития науки Дагестане. Тезисы докл. - Махачкала, 1999. - С.236.

55. Мейланов И.С, Мирская P.O. Влияние гипотермии 30°С на дыхание гомогенатов тканей мозга и печени, адаптированных к холоду крыс// Вестник ДНЦ РАН. - Махачкала, 2000. - Т.8. - С.69-74.

56. Львова СП. Мейланов И.С, Температурная компенсация активности ферментов у гомойотерных животных// Биофизика. - 2000. - Т.45, вып.2.-С228-231.

57. Кличханов Н.К., Халилов Р.А. Мейланов И.С.Температурная зависимость ацетилхолинэстеразы синаптических мембран из мозга крыс при гипотермии// Бюлл. экспер. биол. и мед. — 2000. - Т. 129, № 3. -С.326-328

58. Кличханов Н.К., Халилов Р.А., Мейланов И.С., Авшалумов М.В. Температурная зависимость ацетилхолинэстеразы синаптических мембран коры головного мозга сусликов при зимней спячке и искусственной гипотермии// Биол. мембраны. - 2001. - Т. 18, № 2. - С. 103111

59. Мейланов И.С. Зимняя спячка и сон у млекопитающих// Научная мысль Кавказа. Приложение. Спецвыпуск. - 2001. - С.79-85

60. Абдурахманов Р.Г., Мейланов И.С. Вызванные потенциалы в мозгу крыс при гипотермии на фоне введения мочевины и ее аналогов// Научная мысль Кавказа. Приложение. Спецвыпуск. - 2001. - С. 119-126

61. Абдурахманов Р.Г., Мейланов И.С. Электрическая активность мозга крыс при гипотермии на фоне внутрибрюшинного введения мочевины и ее аналогов/ Химия в технологии и медицине. Мат. конф. - Махачкала, 2001. - С.113-115

62. Мейланов И.С, Зобова В.Е., Мамедова А., Мирская P.O. Температурная зависимость активности сукцинатдегидрогеназы мозга и печени крыс при гипотермии/ Химия в технологии и медицине. Мат. конф. -Махачкала, 2001. -С.115-119

63., Кличханов Н.К., Халилов Р.А., Мейланов И.С. Влияние гипотермии на активность Na, К-АТФазы и связывание гемоглобина в мембранах эритроцитов крыс// Биофизика. - 2001. - Т.46, вып.6. - С. 1092-1095

64. Мирская P.O., Мейланов И.С. Температурные зависимости потребления кислорода гомогенатами ткани мозга крыс при гипотермии/Достижения и современные проблемы развития науки в Дагестане. Доклады Международной научной конференции, посвящённой 275-летию РАН и 50-летию ДНЦ РАН. (Естественные науки). - Ма-хачкала:Изд-во ДНЦ РАН, 2002. - С.463-469.

65. Абдуллаев В.Р.,Халилов Р.А.,Кличханов Н.К., Мейланов И.С, Эмирбеков Э.З. Свободнорадикальные процессы в мозге сусликов в

динамике зимней спячки // III съезд биохимич. общества России. Тезисы научных докладов. С.-Петербург, 2002. - С.375

66. Меджидова A.M., Кличханов Н.К., Мейланов И.С. температурная зпаисимость активности ацетилхолинэмтенразы синаптических мембран сусликов при зимней спячке // III съезд биохимич. общества России. Тезисы научных докладов. С.-Петербург, 2002. - С.378

67. Абдулаев В.Р., Кличханов Н.К., Халилов РА, Мейланов И.С. Пере-кисное окисление липидов в коре мозга крыс при гипотермии. // Тезисы докл. 7-ой пущинской конфер.-школы молодых ученых. Пущино, 2003.-С.301

68. Магомедов К.Г., Кличханов Н.К., Халилов Р.А., Мейланов И.С. Влияние глубокой гипотермии на температурную зависимость Na, K-АТФазы мембран синаптосом коры головного мозга крыс//Тезисы докл. 7-ой пущинской конфер.-школы молодых ученых. Пущино, 2003. - С.349

69. Магомедова З.Т., Нурмагомедова П.М., Мейланов И.С. Сравнительное изучение температурной зависимости активности катепсина Д из мозга суслика и крысы. // Тезисы докл. 7-ой пущинской конфер. -школы молодых ученых. Пущино, 2003. - С.349

70. Муслимов М.И., Абдурахманов Р.Г., Мирская P.O., Мейланов И.С. Дисперсия электропроводности мозга крыс при гипотермии и введении мочевины. // Тезисы докл. 7-ой пущинской конфер.-школы молодых ученых. Пущино, 2003. — С.67

71. Магомедова З.Т., Нурмагомедова П.М., Мейланов И.С. Сравнительное изучение температурной зависимости активности катепсина Д из мозга суслика и крысы//Изв.Высш.Учеб. заведенй. Северо-Кавказский регион. 2004.- №2.-С.69-73.

72. Эмирбеков Э.З.,Магомедова Н.Г., Мирская P.O., Мейланов И.С, Эмирбекова А.А. Исследование активности каталазы в тканях лягушки озёрной Rana ridibunda при гипотермии и самосогрева-нии//Изв.Высш.Учеб. заведений. Северо-Кавказский регион. 2004.-№6.-С.55-60.

73. Кличханов Н.К., Мейланов И.С. Влияние гипотермии на кинетические характеристики ацетилхолинэстеразы мембран эритроцитов крыс//Бюлл.экся.биол.мед. 2004.- Т.138. №7. - С56-58.

74. Мейланов И.С., Магомедова Н.Г., Мирская P.O. Антиоксидантная активность гидрофильной компоненты антиокислительной системы в тканях озёрной лягушки//Вестник ДГУ. Естеств.науки. - 2004. -Вып.1.-С.52-54.

Формат 60x84.1/16. Печать ризографная. Бумага № 1. Гарншура Тайме. Усл.л. - 2,5 ИЗД.П.Л. - 2,5 Заказ № 351-04 Тираж - 100 экз. Отпечатано в ООО «Деловой Мир» Махачкала, ул. Коркмасова, 35

•20 to«

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Мейланов, Иззет Сиражудинович

ВВЕДЕНИЕ 5 стр.

ГЛАВА 1. ИССЛЕДОВАНИЕ ФИЗИКО-ХИМИЧЕСКИХ ИЗМЕНЕНИЙ ВО ФРАКЦИЯХ МОЗГА КРЫС ПРИ ГИПОТЕРМИИ 15 стр.

1.1. Исследование белков субклеточных фракций мозга крыс при гипотермии 15 стр.

1.2. Электрофоретическая подвижность белков головного мозга при гипотермии 26 стр.

1.3. Исследование проницаемости мембран митохондриальной фракции мозга крыс в норме и при гипотермии 43 стр.

1.4. Исследование релаксации протонов воды в тканях крыс при гипотермии 53 стр.

ГЛАВА 2. ИССЛЕДОВАНИЕ ОКИСЛИТЕЛЬНЫХ ПРОЦЕССОВ

В ГОМОГЕНАТАХ ТКАНЕЙ МОЗГА И ПЕЧЕНИ КРЫС ПРИ ГИПОТЕРМИИ 58 стр.

2.1. Влияние гипотермии 30°С и введения 2,4-динитрофенола на дыхание гомогенатов тканей мозга и печени крыс 61 стр.

2.2. Перекисное окисление липидов мозга и печени крыс при введении 2,4-динитрофенола и гипотермии 30°С 72 стр.

2.3. Влияние гипотермии 30°С на дыхание гомогенатов тканей мозга и печени, адаптированных к холоду крыс 76 стр.

2.4. Влияние глубокой гипотермии 20°С на дыхание гомогенатов тканей мозга и печени крыс 84 стр.

2.5. Влияние гипотермии на потребление кислорода гомогенатами печени сусликов 85 стр.

2.6. Температурные зависимости дыхания гомогенатов тканей мозга при гипотермии 20°С 88 стр.

ГЛАВА 3. ИССЛЕДОВАНИЕ ВЛИЯНИЯ ВВЕДЕНИЯ СПЕРМИНА НА ДЫХАНИЕ ИЗОЛИРОВАННЫХ МИТОХОНДРИЙ ПЕЧЕНИ КРЫС ПРИ ГИПОТЕРМИИ 107 стр.

3.1. Влияние нембуталового наркоза на дыхание изолированных митохондрий печени крыс 120 стр.

3.2. Влияние гипотермии на дыхание изолированных митохондрий печени крыс 126 стр.

3.3. Влияние системного введения различных доз спермина на дыхание изолированных митохондрий печени крыс при нормотермии 131 стр.

3.4. Влияние системного введения спермина на энергетику изолированных митохондрий печени крыс при глубокой гипотермии на фоне нембуталового наркоза 132 стр.

ГЛАВА 4. ИССЛЕДОВАНИЕ ТЕМПЕРАТУРНЫХ ЗАВИСИМОСТЕЙ АКТИВНОСТЕЙ ФЕРМЕНТОВ ПРИ ГИПОТЕРМИИ 138 стр.

4.1. Исследование температурной зависимости активности ами-нотрансфераз при гипотермии 138 стр.

4.2. Исследование температурной зависимости активности глута-миназы из мозга крыс при гипотермии 147 стр.

4.3. Исследование температурной зависимости активности глута-миназы в синаптосомальной фракции мозга крыс и сусликов при гипотермии 155 стр.

4.4. Исследование температурной зависимости активности глута-минсинтетазы в мозге сусликов при гипотермии и зимней спячке 161 стр.

4.5. Исследование температурной зависимости активности лактат-дегидрогеназы в тканях крыс при гипотермии 163 стр.

4.6. Исследование температурной зависимости активности сукци-натдегидрогеназы мозга и печени крыс при гипотермии 169 стр.

4.7. Исследование температурной зависимости активности ацетил-холинэстеразы синаптических мембран мозга сусликов при гипотермии и зимней спячке 176 стр.

4.8. Влияние гипотермии на кинетические характеристики Na, К-АТФазы синаптических мембран коры мозга крыс 194 стр.

ГЛАВА 5. ИССЛЕДОВАНИЕ ЭЛЕКТРИЧЕСКОЙ АКТИВНОСТИ МОЗГА И СЕРДЦА КРЫС ПРИ ОБЩЕЙ ГИПОТЕРМИИ 208 стр.

5.1. Влияние гипотермии на электрическую активность мозга крыс 215 стр.

5.2. Влияние внутрибрюшинного введения 2,4-динитрофенола на электрическую активность мозга крыс при гипотермии 221 стр.

5.3. Влияние тяжелой воды (D2O) на электрическую активность мозга крыс при гипотермии 224 стр.

5.4. Влияние введения этилового спирта на электрическую активность мозга крыс при гипотермии 228 стр.

5.5. Влияние введения гамма-оксимасляной кислоты (ГОМК) на электрическую активность мозга крыс при гипотермии 228 стр.

5.6. Влияние внутрибрюшинного введения мочевины на электрическую активность мозга крыс при общей гипотермии 230 стр.

5.7. Влияние внутрибрюшинного введения диметилформамида на электрическую активность мозга крыс при общей гипотермии 242 стр.

5.8. Влияние внутрибрюшинного введения ацетамида на электрическую активность мозга крыс при гипотермии 245 стр.

5.9. Влияние внутрибрюшинного введения диметилмочевины на электрическую активность мозга крыс при гипотермии 252 стр.

5.10. Влияние внутрибрюшинного введения сахарозы на электрическую активность мозга крыс при общей гипотермии 253 стр. ЗАКЛЮЧЕНИЕ 267 стр. ВЫВОДЫ 279 стр. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ 281 стр.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Исследование физиологических механизмов гипотермических состояний у млекопитающих"

Температура - один из важнейших факторов, определяющих скорость химических, физических и биологических процессов. От температуры зависит также стабильность биологических структур и, прежде всего, стабильность молекулярных структур. Уже поэтому изменение температуры окружающей среды требует выработки адаптивных механизмов в живых организмах. У животных существует две основные стратегии температурных адаптаций: пойкило-термия и гомойотермия. У пойкилотермных животных температура тела изменяется вслед за изменениями температуры окружающей среды. Поскольку все молекулярные процессы зависят от температуры, можно было бы предположить, что и физиологическая активность пойкилотермных животных должна существенно зависеть от температуры тела. Например, при снижении температуры тела скорость физиологических процессов в организме пойкилотермного животного должна тоже снижаться. Биологические последствия этого очевидны - выживаемость организма, при прочих равных условиях будет снижена. Поэтому у пойкилотермных животных эволюционно выработана адаптация к изменению температуры тела - температурная компенсация физиологической активности. Эта адаптация приводит к слабой зависимости физиологической активности от температуры тела в определенном температурном диапазоне. Молекулярным основам температурных адаптаций и, в частности, температурной компенсации у пойкилотермных животных посвящено множество работ. Анализ этих работ содержится в ряде прекрасных обзоров [Хочачка, Сомеро, 1977, 1988; Проссер, 1977; Хаскин, 1981; Шмидт-Ниельсон, 1982; Слоним, 1985; Эмирбеков, Львова, 1985]. На уровне ферментов суть механизма температурной компенсации состоит в формировании особой третичной структуры белка, изменяющейся с температурой таким образом, что активность фермента изменяется при этом незначительно.

Гомойотермия - это стратегия температурной адаптации, при которой температура тела гомеостатирована в определенном диапазоне интенсивностей теплообмена организма с внешней средой. Температура тела у гомойотермных животных поддерживается терморегуляторными механизмами в узком температурном диапазоне при значительном изменении температуры окружающей среды. Температура тела гомойотермного животного обычно изменяется на 1-2°С в широком диапазоне физиологической активности. Например, у млекопитающих во время сна ректальная температура на несколько десятых градуса ниже, чем при бодрствовании. Такие небольшие колебания температуры тела не приводят к существенному рассогласованию биохимических и биофизических процессов в клетках, и поэтому физиологическая активность не нарушается.

При интенсивном теплоотборе терморегуляторные механизмы гомойотермного организма не справляются со своей гомеостатической функцией, и температура тела может значительно снижаться. Соответствующие состояния гомойотермного организма называются гипотермическими. Гипотермические состояния классифицируют по глубине и длительности. Различают кратковременную гипотермию - длительность от нескольких минут до нескольких часов; пролонгированную гипотермию - длительность от нескольких часов до нескольких дней. По глубине различают мягкую гипотермию - температура тела (tp) 35 - 32°С, умеренную гипотермию - tp = 32 -25°С, глубокая гипотермия - tp = 25-20°С, сверхглубокая гипотермия - tp = 20 -15°С. Эта классификация обусловлена тем, что при разных температурах тела в организме интенсифицируются или подавляются различные биохимические и физиологические процессы. Мягкая и умеренная гипотермия у ненаркотизированных животных обычно сопровождается повышением терморегуляторного тонуса. Глубокая гипотермия подавляет терморегуляцию и возбудимость нервной системы (холодовой наркоз).

Глубокая гипотермия является опасным для жизни гомойотермного организма состоянием. Пролонгирование глубокой гипотермии увеличивает риск летального исхода. Механизмы, ведущие к летальному исходу при глубокой гипотермии, многообразны и до сих пор не вполне ясны. Самое общее заключение состоит в том, что глубокая гипотермия подавляет жизненно важные функции, что в конечном итоге становится несовместимым с жизнью. Например, электроэнцефалограмма (ЭЭГ) у крысы становится изоэлектрической при ректальной температуре, равной примерно 20°С [Петро в, Гублер, 1961, Blair, 1964], сердце перестает биться при tp < 15°С, дыхание прекращается при tp = 16 - 18°С. В то же время следует подчеркнуть, что, используя различные приемы, у млекопитающих можно создавать состояния обратимой глубокой гипотермии с температурой тела, близкой к 0°С [Popovic, Popovic, 1974]. При этом, однако, эти состояния должны быть кратковременными и физиологическая активность в этих состояниях почти полностью подавляется.

Считается, что у гомойотермов отсутствует температурная компенсация физиологической активности. Поскольку температура тела у гомойотермов го-меостатирована необходимость в температурной компенсации отпадает. В то же время предполагается, что пойкилотермия является эволюционно более ранней стратегией температурной адаптации [Lyman, 1982; Слоним, 1985]. Одним из крупных обобщений эволюционной теории является положение о том, что новые возможности (функции) в эволюции возникают на базе уже достигнутого. При этом новое не означает отрицание предыдущего багажа. Основываясь на этих рассуждениях, можно предположить, что пойкилотермические механизмы регуляции физиологических функций имеются и у гомойотермов, хотя и в латентной форме. Считается, что при экстремальных состояниях у высших организмов активизируются эволюционно более древние механизмы функционирования. Например, при гипоксических состояниях активизируются гликоли-тические (более древние по сравнению с окислительным фосфорилированием) механизмы энергообеспечения клеток [Hochachka, 1986, 1996]. Рассуждая в этом ключе, можно предположить, что при экстремальных состояниях у гомойотермов могут активизироваться пойкилотермные механизмы терморегуляции. Поскольку речь идет о температурных адаптациях активизировать эти механизмы у гомойотермов, видимо, можно искусственно снижая температуру тела, то есть, вызывая гипотермические состояния. Именно при гипотермических состояниях у гомойотермов вероятнее всего и могут включаться механизмы, компенсирующие изменения температуры тела.

Упрощая, можно сказать, что разработка методов перевода гомойотерм-ного животного в пойкилотермный режим представляют большой интерес с теоретической и практической точек зрения [Тимофеев, 1983]. На физиологическом уровне признаками, указывающими на то, что в некоторых экспериментальных условиях у млекопитающего включаются элементы системы пойки-лотермной регуляции физиологической активности, могут служить, например, такие изменения температурной зависимости физиологической активности, которые следовало бы интерпретировать, как проявление температурной компенсации. Например, ослабление температурной зависимости какого-либо биохимического или физиологического процесса следует рассматривать, как проявление температурной компенсации. Вопрос о возможности температурной компенсации у гомойотермов затронут А.Д Слонимом в его обзоре [Сло-ним, 1985]: «Температурная зависимость жизненных явлений (Qio) и её градиент в регулирующих и регулируемых системах (в эту цепь включены также явления гистерезиса, связанного с периодическими изменениями, как во внешней среде, так и в деятельности организма) используются не только пойкилотерма-ми, но и гомойотермами». С терморегуляторной точки зрения тело пойкило-термного и гомойотермного организма можно разделить на оболочку (кожа и подлежащая жировая прослойка, мускулатура) и ядро (внутренние органы, мозг, сердце, печень и т. д.) [Майстрах, 1981]. Оболочка тела непосредственно контактирует с окружающей средой и поэтому температура оболочки в зависимости от температуры окружающей среды изменяется в широком диапазоне. В ядре температура более стабильна. Можно сказать, что оболочка тела более пойкилотермна по сравнению с ядром. Изменчивость температуры оболочки коррелирует с меньшей температурной зависимостью биохимических процессов в тканях оболочки у пойкилотермов [Слоним, 1985]. Другими словами в оболочке имеет место температурная компенсация, если сравнивать ее с ядром. Например, Q|0 для дыхания тканей мозга, печени, сердца и мышцы у круглоголовой вертихвостки составляют соответственно 1.8, 1.5, 1.3 и 1.1 [Слоним, 1985]. Поскольку генетический аппарат клеток тканей ядра и оболочки идентичен, материальная основа для осуществления температурной компенсации физиологических и биохимических процессов существует и в клетках тканей ядра тела. Но, как писал Е.В.Майстрах: «К сожалению, пока почти нет данных о «температурной компенсации» у гомойотермов» [Майстрах, 1981].

Одним из важных вопросов теории температурных адаптаций является величина At°C, на которую нужно изменить температуру тела, чтобы вызвать адаптивное изменение. С теоретической точки зрения адаптивный ответ может быть вызван таким изменением температуры тела, при котором механизмы срочной адаптации уже не могут обеспечить нормальное функционирование клеток тканей при новой температуре тела. Априори вычислить критическое значение At°C невозможно. Однако можно оценить эту величину, исходя из величины температурного диапазона, в границах которого гомеостатирована температура тела у гомойотермных животных. Как уже было сказано выше, этот диапазон составляет несколько градусов. Хочачка и Сомеро [Хочачка, Со-меро, 1988] приводят данные, согласно которым изменение средней температуры акклимации всего на 3°С приводит к изменению Кт для пирувата для лак-татдегидрогеназы из мышц двух близких видов рыб от 0,26 ± 0,02 мМ до 0,20 ±0,02 мМ. Этот факт говорит о том, что изменение температуры тела весьма существенно влияет на скорости биохимических и биофизических процессов в клетках, и поэтому даже незначительные (около 1%) изменения температуры тела требуют адаптивного ответа.

Температурные зависимости элементарных химических и физических процессов обычно могут быть описаны с помощью уравнения Аррениуса:

Лк

K = KQ-e RT где К - константа скорости процесса

К0 - предэкспоненциальный множитель АЕ - энергия активации R - газовая постоянная Т - абсолютная температура

Для химических процессов, протекающих в клетке, энергия активации составляет около 10 ккал/моль (41,9 кдж/моль). Отношение скоростей реакций при двух температурах Т| и Т2 можно вычислить по формуле

М7 1 1 ч k RT T Т } —е

Пусть Т| = 301° К и Т2 = 300° К, тогда для ДЕ = 41.9 кДж/моль получим К|/К2 = 1.057. Таким образом, при энергии активации 41,9 кжд/моль увеличение температуры на 1 градус (0,3%) приводит к ускорению реакции на 5,7%. Если же температура увеличивается на 3°С, то увеличение скорости составит уже 18%. При энергии активации 60 кдж/моль (~14 ккал/моль) увеличение температуры на 3°С увеличит скорость реакции на 30%. Из этих оценок следует, что долговременное изменение скоростей элементарных процессов в клетке на 20-30% уже требует адаптивных изменений. Естественно, кратковременные изменения скоростей реакций, не связанные с изменениями температуры тела, могут многократно превышать эти 20-30%, но при этом не требуется адаптивных изменений, так как имеющиеся в наличии регуляторные механизмы обеспечивают согласование отдельных элементарных стадий друг с другом на коротких отрезках времени. Можно, однако, предположить, что значительные изменения температуры тела могут вызвать адаптивные ответы при относительно кратковременном действии, поскольку, чем сильнее изменяется температура, тем сильнее изменяются и скорости процессов. Например, при АЕ = 42 кдж/моль и AT — 20°С увеличение скорости составит уже 2,85 раза (увеличение на 185%), а при ДЕ=62 кдж/моль увеличение составит уже 4,83 раза.

Столь значительные изменения скорости отдельных стадий, видимо, требуют изменений структуры ферментов и надмолекулярных структур. Следует, однако, отметить, что в некоторых системах и при нормотермии скорости биохимических процессов могут изменяться весьма существенно, но эти изменения происходят быстро и не требуют изменений на структурном уровне. Например, в летательных мышцах насекомых скорость гликолиза за доли секунды возрастает в 100 и более раз при переходе от покоя к полету [Ньюсхолм, Старт, 1977]. За столь короткое время изменения структуры ферментов произойти, естественно, не могут, однако, в летательных мышцах насекомых существует специальный механизм аллостерической регуляции активности гликолитических ферментов, позволяющий быстро увеличивать активность ферментов уже при малых изменениях концентраций продуктов распада АТФ [Ньюсхолм, Старт, 1977]. В других же системах клетки столь мощной системы усиления малых метаболических сигналов может и не быть. Для таких систем, возможно, и нужны изменения на структурном уровне для нормального функционирования при длительном изменении температурного режима. Короче говоря, температурные компенсации должны наблюдаться не для всех систем клетки.

У гомойотермных организмов в природе могут при экстремальных ситуациях наступать гипотермические состояния различной глубины и длительности (акцидентальная гипотермия). С биологической точки зрения целесообразно было бы, поэтому, сохранить у них (гомойотермов) способность выживать и при низких температурах тела. Следовательно, у них должны были выработаться механизмы включения (индукции) температурной адаптации при этих аварийных гипотермических состояниях.

Цель и задачи. Имея в виду вышеизложенное, нами было предпринято исследование изменений, происходящих в мозге млекопитающего (крыса) при гипотермических состояниях различной глубины и длительности с целью обнаружить проявления температурной компенсации при этих состояниях. Используя различные биохимические, биофизические и физиологические методы были исследованы изменения белков в мозге крыс при гипотермии, изменения системы окислительного фосфорилирования в митохондриях, температурные зависимости активности ферментов, электрическая активность мозга. Исследовано также влияние введения различных веществ (2,4-динитрофенола, этилового спирта, гамма-оксимасляной кислоты, Д2О, мочевины, и ее аналогов) на электрическую активность мозга крыс при гипотермических состояниях.

Основные положения, выносимые на защиту.

2. Интенсификация дыхания в тканях при гипотермических состояниях сопровождается усилением свободно-радикальных процессов в тканях мозга и печени.

3. При гипотермических состояниях в мембранах клеток мозга крыс происходят химические изменения (накопление малонового диальдегида), уменьшающие их механическую прочность.

4. Введение животным перед охлаждением спермина дозозависимо снижает стимулирующее действие гипотермии на дыхание гомогенатов тканей печени.

5. При гипотермии изменяются температурные зависимости активности ряда ферментов ткани мозга (аланин- и аспартатаминотрансферазы, лактатдегидрогеназа, сукцинатдегидрогеназа, глутаминаза, ацетилхолинэстераза, Ыа,К-АТФаза), что указывает на возможность индукции температурной компенсации в тканях «ядра» у гомойотермов.

7. Введение адаптогенных веществ (мочевина, ацетамид, диметил-формамид) снижает критическую температуру прекращения электрической активности мозга крыс.

Научная новизна. Полученные данные указывают на то, что и при кратковременных гипотермических состояниях в клетках ткани "ядра" теплокровного животного могут включаться механизмы температурной адаптации. Впервые исследовано изменение температурных зависимостей активности ряда ферментов при гипотермических состояниях различной глубины и длительности. Впервые исследовано влияние гипотермии на дыхание митохондрий мозга и печени в различных метаболических состояниях. Показано появление низкотемпературного оптимума на кривой температурной зависимости активности глутаминазы мозга крыс и сусликов, положение, которого зависит от температуры тела при гипотермии. Обнаружено существенное увеличение степени субстратного ингибирования активности ацетилхолинэстеразы синаптических мембран мозга сусликов при гипотермии и зимней спячке. Впервые показано снижение критической температуры тела, при которой прекращается электрическая активность мозга млекопитающего, при введении животным мочевины и родственных ей соединений.

Теоретическая и практическая значимость. Полученные данные могут быть использованы для построения теории температурных адаптаций у млекопитающих. Они свидетельствуют в пользу предположения о возможности индукции температурной компенсации активности физиологически важных ферментов при существенном снижении температуры тела гомойотермного животного. Что говорит об эволюционной связи между пойкилотермией и гомойотермией. Возможность снижения критической температуры, при которой прекращается электрическая активность мозга при общем охлаждении, посредством введения мочевины и её аналогов позволит разработать меры для повышения выживаемости организма при акцидентальной гипотермии и расширить применение искусственной гипотермии в хирургической практике.

Апробация работы. Отдельные результаты работы докладывались на научных конференциях и съездах: Механизмы адаптации живых организмов к влиянию факторов среды (1 Всеросс. совещание, Ленинград, 1977), Адаптивные функции мозга (Всесоюзн. симп., Баку, 1980), Важнейшие теор. и практ. проблемы терморегуляции (Конференция, Новосибирск, 1982), 1 Всесоюзн. биофизический съезд (Москва, 1982), Актуальные вопросы патологии (Материалы V закавказской научной конференции патофизиологов), Биохимич. механизмы зимней спячки и сна (Махачкала, 1985), Фундаментальные достижения нейрохимии - медицине (Конференция, Горький, 1987), Достижения и перспективы развития криобиологии и криомедицины (Межд. Конференция, Харьков, 1988), Механизмы зимней спячки (Всесоюзн. симп., Махачкала, 1990), Биохим. аспекты холодовых адаптаций (Междунар. конференция, Харьков,

1991), Успехи современной криобиологии (2 Междунар. конференция, Харьков,

1992), Sixteenth Biennial Meeting of ISN (Boston, 1997), Twelfth General Meeting of ESN (St.Petersburg, 1998), Seventeenth Biennial Meeting of ISN (Berlin, 1999), 7-ая Пущинская конференция молодых учёных (Пущино, 2003).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 72 работ.

Заключение Диссертация по теме "Физиология", Мейланов, Иззет Сиражудинович

ВЫВОДЫ

1. Глубокая гипотермия у крыс приводит к накоплению в мембранах клеток мозга молекулярных повреждений (окисление сульфгидриьных групп мембранных белков, накопление малонового диальдегида), уменьшающих механическую прочность мембран.

3. Время продольной релаксации протонов воды в ткани мозга крыс при гипотермии не изменяется.

5. Гипотермия увеличивает кальциевую ёмкость митохондрий печени крыс.

10. Гипотермия снижает максимальную скорость ацетилхолинэстеразы синаптических мембран мозга крыс. При этом температурная зависимость активности фермента не изменяется.

11. При гипотермии максимальная скорость и кажущаяся константа Михаэлиса по АТФ для ИаД-АТФазы синаптических мембран мозга крыс уменьшаются.

Ф сердечного ритма (линейное снижение частоты сокращений при снижении температуры тела). Однако в цикле «охлаждение-согревание» отсутствует гистерезис.

13. Введение животным веществ, снижающих скорость продуцирования АТФ в клетках (2,4-динитрофенол, D20), повышает критическую температуру тела, при которой прекращается электрическая активность мозга и не влияет на температурную зависимость частоты сердечного ритма.

14. Введение адаптогенных веществ (мочевины, диметилформамида, ацета-мида, тиомочевины) перед охлаждением животных снижает критическую температуру тела.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Мы исследовали изменения на разных уровнях организации, происходящие в организме млекопитающего при гипотермических состояниях. Снижение температуры тела подавляет физиологическую активность клеток тканей и биохимические процессы в них. Что первично: физиологические изменения или биохимические? Поскольку физиологический уровень иерархически более высокий по сравнению с биохимическим, то есть биохимические процессы лежат в основе физиологических, а не наоборот, можно думать, что изменения сначала возникают на биохимическом уровне, а это уже сказывается и на физиологической активности. Однако возможна и другая ситуация, когда физиологическая активность приводит к изменениям скорости биохимических процессов. Вхождение в гипотермическое состояние начинается с холодового воздействия на поверхность тела. Терморецепторы запускают соответствующие реакции терморегуляторной системы, важными звеньями которой являются надпочечники, аденогипофиз и скелетная мускулатура [Майстрах, 1981]. Электрическая активность мозга в ответ на холодовое воздействие возрастает, вследствие активизации ретикулярной формации. Дальнейшее охлаждение приводит к снижению температуры тела, снижению электрической активности мозга и скорости биохимических процессов. Примерно через 40-60 минут охлаждения температура тела достигает 20°С, энцефалограмма становится изоэлектрической. В этом состоянии животных декапитировали и исследовали различные биохимические изменения в тканях печени и мозга. Согласно нашим данным гипотермия стимулирует окислительно-восстановительные процессы в клетках мозга. Это приводит к окислению липидов клеточных мембран. Гидрофильные продукты окисления липидов, локализованные в мембране, делают мембрану менее устойчивой к гомогенизации. Поэтому при гомогенизации ткани гипо-термированных животных мембраны клеток разрушаются интенсивней, по сравнению с контролем, что приводит к перераспределению веществ между фракциями. Однако in vivo химические изменения в мембранах, видимо, не приводят к разрушению мембран и выходу клеточных белков в экстраклеточное пространство, так как существенного изменения скорости релаксации протонов воды в тканях гипотермированных животных не происходит. В то же время при гипотермии увеличивается доля осмотически инертного материала в митохондриальной фракции мозга, что обнаружено нами по изменению кинетики светорассеяния митохондриальной фракции мозга крыс при гипотермии. Кроме того, исследование влияния гипотермии на количество титруемых сульфгидрильных групп во фракциях мозга крыс при гипотермии показало, что происходит уменьшение числа титруемых сульфгидрильных групп в мембранных фракциях ткани мозга, а суммарное количество белков в ткани мозга не изменяется. Далее, исследование электрофоретического спектра белков мозга крыс при гипотермии показало, что гипотермия вызывает заметные изменения состава белков в различных фракциях в зависимости от глубины и длительности гипотермического состояния. Это указывает на то, что при снижении температуры тела в ткани мозга происходят изменения в скорости синтеза и распада белков. Часть этих изменений обусловлена повреждающим действием гипотермических состояний, а другие изменения обусловлены, видимо, адаптивными процессами. В настоящее время невозможно идентифицировать биологический смысл обнаруженных нами изменений электрофоретического спектра белков мозга крыс при гипотермии. Однако эти эксперименты дали важные результаты, показав, что изменение температуры ткани приводит к существенным изменениям состава как кислых, так и основных белков водорастворимой фракции ткани мозга. Поскольку гипотермия является стрессором, можно предположить, что при пролонгированных гипотермических состояниях в тканях могут синтезироваться стресс-белки. Поскольку стресс-белки имеют молекулярные массы в диапазоне десятков килодальтон, на электрофоретическом спектре они должны располагаться ближе к финишу. Действительно, при пролонгировании гипотермических состояний в ряде случаев увеличивается число линий в анодной части электрофоретического спектра.

Исследование энергетических процессов в митохондриях тканей мозга и печени крыс при различных гипотермических состояниях показало, что снижение температуры тела приводит к их активации. Причём эта активация имеет место при гипотермических состояниях различной глубины и длительности. Митохондрии выполняют в клетке ряд функций, наиболее важными из которых для физиологии клетки являются синтез АТФ, регуляция уровня кальция в ци-тозоле, синтез свободно-радикальных сигнальных молекул. Согласно полученным нами данным при гипотермии происходит изменение скорости процессов, связанных с этими тремя функциями. Возрастает скорость фосфорилирующего дыхания (синтез АТФ), увеличивается скорость генерации свободных радикалов, увеличивается кальциевая ёмкость митохондрий. Интенсивность дыхания митохондрий возрастает в различных метаболических состояниях. Причём эти изменения не одинаковы в количественном отношении. Таким образом, надо полагать, что происходит перестройка в системе взаимосвязанных энергетических процессов в митохондриях исследованных тканей при гипотермических состояниях. Поскольку активация окислительных процессов происходит при всех гипотермических состояниях, следует думать, что главной причиной активации является именно снижение температуры тела. Поскольку активация при охлаждении происходит и при барбитуратном наркозе, который довольно сильно подавляет терморегуляторный тонус, о чём говорит снижение ректальной температуры у животных уже при комнатной температуре без специального охлаждения, следует предположить, что увеличение скорости энергетических процессов при гипотермии обусловлено не только гормональной активацией, вызванной Холодовым стрессом, но и за счёт внутренних регуляторных механизмов. У гомойотермов важную роль в терморегуляции играют тиреоидные гормоны. Именно благодаря этим гормонам и поддерживается гомойотермия. Механизмы стимуляции термогенеза тиреоидными гормонами до конца не ясны, но предполагается, что важную роль здесь играет увеличение протонной утечки через внутреннюю мембрану митохондрий [Silva, 2003]. Если при гипотермии увеличение скорости потребления кислорода митохондриями вызвано только увеличением протонной утечки, то во всех гипотермических состояниях должно было бы наблюдаться уменьшение отношения Р/О. Однако этого не наблюдается в эксперименте. С другой стороны скорость потребления кислорода должна была бы возрасти во всех метаболических состояниях на одинаковую величину. Этого также не наблюдается. Поэтому все эффекты, которые вызывает гипотермия, невозможно объяснить только разобщением за счёт увеличения утечки протонов через внутреннюю мембрану митохондрий. Для теоретической физиологии клетки было бы очень важно выяснить детально механизмы изменения энергетических процессов в митохондриях при гипотермических состояниях.

Интересные данные были получены нами при исследовании влияния спермина на энергетические процессы в митохондриях при гипотермии. Полиамины могут оказывать разнообразные влияния на физиологические процессы в клетке. Они стимулируют транспорт кальция, фосфорилирующее дыхание. Об этом говорилось выше. Введение спермина животным перед охлаждением привело к нескольким эффектам. В низких дозах (1 мг/100 г веса тела) спермин уменьшил стимулирующее действие гипотермии на фосфорилирующее дыхание изолированных митохондрий печени. Если считать, что активация окислительных процессов при гипотермии происходит за счёт влияния тиреоидных гормонов, то, формально, спермин либо предотвратил выделение этих гормонов при гипотермии, либо блокировал их действие на соответствующие рецепторы. С другой стороны, эффекты тиреоидных гомонов медленные и занимают много времени, а у взрослых особей они не влияют на метаболизм мозга, селезёнки и семенников [Брюк, 1986]. Кроме того, катехоламины, выделяющиеся из надпочечников при стрессе, плохо проникают через гемато-энцефалический барьер, и, следовательно, не могут стимулировать дыхание митохондрий клеток мозга. Поэтому следует думать, что изменения, происходящие в мозге при гипотермии, инициированы в самом мозге. То есть, наблюдаемые изменения - это реакция самого мозга на снижение температуры ткани мозга. Увеличение интенсивности окислительных процессов в мозге - органе, принадлежащем «ядру» тела - при гипотермии можно рассматривать как проявление температурной компенсации метаболической активности, а не как неспецифическую реакцию на стресс. Вообще следует отметить, что у млекопитающих уровень энергетического метаболизма мозга весьма стабилен, и изменяется заметно лишь при патологических состояниях. Изменения скорости потребления кислорода мозгом при активации электрической активности нейронов имеют временный характер, и не требуют адаптивных сдвигов в биохимической машине клеток. Стимуляция окислительных процессов в ткани печени при гипотермии по порядку величины такая же, как и в мозге. Печень также принадлежит «ядру» тела. Вклад печени в общую теплопродукцию «ядра» достаточно высок. Поскольку снижение температуры тела снижает уровень метаболизма организма в целом, активация митохондриального аппарата в клетках печени при гипотермии может быть также следствием понижения температуры ткани печени, хотя роль катехоламиновой стимуляции в данном случае нельзя недооценивать. Сходство влияния гипотермии на энергетический метаболизм митохондрий в тканях мозга и печени указывает на сходство механизмов, активирующих эти процессы. Поскольку же мозг в функциональном и биохимическом отношении существенно отличается от печени, более вероятным представляется эндогенный механизм активации для обоих органов.

Интересные результаты были получены при исследовании температурных зависимостей активности ферментов в мозге крыс при гипотермии. В ряде случаев (аминотрансферазы, глутаминаза, ацетилхолинэстераза) гипотермия приводила к изменениям температурной зависимости активности ферментов. Ввиду кратковременности исследованных гипотермических состояний механизмы регуляции активности ферментов в этих состояниях, связанные с синтезом (или деградацией) ферментных молекул, видимо, играют незначительную роль. Изменения температурной зависимости кинетических характеристик ферментов не связаны с изменениями числа ферментных молекул, а отражают изменения структуры ферментной молекулы. Эти, последние, могут быть вызваны химической модификацией молекулы или термоиндуцированными переходами между конформерами. Не исключена также важная роль комплексообразования с белками и низкомолекулярными лигандами. Появление участков с отрицательной температурной зависимостью активности в области низких температур при гипотермических состояниях для ферментов, выделенных из мозга, указывает на возможную важную биологическую роль этих изменений. Наиболее подробно исследовано это явление для глутаминазы из мозга крыс. Было показано, что низкотемпературный оптимум появляется именно при глубокой гипотермии. Это изменение было найдено в синаптосомальной фракции, где глутаминаза, играет важную роль в синаптической передаче. Таким образом, видна связь между изменением на молекулярном уровне и физиологическим состоянием животного. Однако вопрос о механизме индукции температурной компенсации в клетках мозга при гипотермических состояниях остаётся невыясненным.

Исследование температурных зависимостей кинетических характеристик ацетилхолинэстеразы показало, что активность АХЭ синаптических мембран мозга сусликов при глубокой спячке существенно изменяется. Каталитическая активность этого сложного физиологического фермента не может быть описана в рамках простейшей кинетики Михаэлиса-Ментен. Простые схемы субстратного ингибирования также не могут адекватно описать концентрационные зависимости активности этого фермента. Для этого потребовалась математическая модель с 14 параметрами, лишь немногие из которых могли быть измерены непосредственно. Значения других подбирались так, чтобы соответствовать экспериментальным результатам [Szegletes et al., 1999]. Модель адекватно описывает основные закономерности катализа АХЭ, но остаются неясные вопросы. Например, какова должна быть температурная зависимость кинетических характеристик АХЭ? Полученные нами данные указывают на сложные процессы согласования кинетических характеристик отдельных стадий физиологического процесса в микрокомпартменте синаптической щели. Увеличение степени субстратного ингибирования АХЭ при гипотермии и зимней спячке у сусликов указывает на возможную важную роль этого фактора регуляции активности фермента при температурной адаптации. Субстратное ингибирование АХЭ может иметь важное биологическое значение, влияя на временной профиль концентрации медиатора в синаптической щели и, тем самым, влияя на эффективность синаптической передачи. Гипотермия у крыс вызвала противоположные изменения активности АХЭ синаптосомальных мембран мозга [Кличханов и др, 2000]. Субстратное ингибирование и максимальная скорость уменьшились. Интересно в связи с этим отметить, что эти изменения в определённом концентрационном диапазоне могут компенсировать друг друга, что имеет важно для синаптической передачи.

Исследование влияния гипотермии на кинетические характеристики Na,K-АТФазы синаптических мембран мозга крыс показало, что регуляция активности этого фермента также не может быть описана в рамках традиционной кинетики ферментативных реакций, которая учитывает, главным образом, концентрации метаболитов. Для физиологического фермента принципиальное значение имеет форма и размеры компартмента, в котором он локализован, взаимодействие с другими белками, мембраной и неорганическими ионами. Активность такого фермента зависит не только от концентрации субстрата или ингибитора, но и от величины мембранного потенциала, механических свойств (упругость) мембраны, взаимодействия со структурами цитоскелета. При анализе изменений кинетических характеристик вызванных гипотермическими состояниями у АХЭ и Na,К-АТФазы приходилось учитывать эти обстоятельства. АХЭ локализована, главным образом, на постсинаптической мембране, там же, где находятся и постсинаптические холинергические рецепторы. Для открытия постсинаптического канала требуется, чтобы с рецептором связались две молекулы ацетилхолина, то есть от концентрации субстрата концентрация открытых каналов зависит в квадрате. Связывание ацетилхолина с рецептором вытесняет ионы кальция, связанные с рецептором. Ионы кальция снимают субстратное ингибирование АХЭ. В то же время входящие в терминаль кальциевые токи могут уменьшать концентрацию кальция в синаптической щели [Stanley, 2000]. Это, в свою очередь, будет способствовать диссоциации ионов кальция из мест связывания с рецептором. Тогда облегчается процесс связывания ацетилхолина с рецептором. Кроме того, поскольку АХЭ находится на мембране, молекула фермента может быть чувствительна к величине мембранного потенциала. Ионные токи при возбуждающих постсинаптических потенциалах деполяризуют мембрану. Вполне вероятно, что деполяризация мембраны может увеличивать активность АХЭ. Гидролиз ацетилхолина даёт уксусную кислоту и холин. Следовательно, в результате активности АХЭ может происходить закисление среды синаптической щели. Чем интенсивней будет идти гидролиз ацетилхолина, тем сильнее будет уменьшаться рН среды. При кислых рН активность АХЭ уменьшается. То есть, может иметь место отрицательная обратная связь. При гипотермии скорости диффузионных процессов уменьшаются. Поэтому движение молекул в синаптической щели тормозится. Это должно влиять на временной профиль концентрации ацетилхолина в синаптической щели. Хотя скорость диффузии обычно слабее зависит от температуры, чем скорость химических процессов, в синаптической щели, снижение температуры, возможно, приводит к большему торможению диффузии. Наличие волокнистых белковых структур в синаптической щели увеличивает количество связанной воды, а, следовательно, и вязкости среды. Снижение температуры увеличивает количество связанной воды, что должно существенно увеличивать вязкость. Как это должно сказаться на синаптической передаче? Время резиденции ацетилхолина в синаптической щели должно возрасти при прочих равных условиях. Это, в свою очередь, приведёт к увеличению длительности постсинаптических потенциалов, а, следовательно, и к увеличению силы синаптической связи. В то же время активность АХЭ при снижении температуры тоже снизится, что также должно привести к увеличению времени резиденции ацетилхолина в синаптической щели. Таким образом, оба эффекта снижения температуры действуют синерги-чески. Однако, снижение температуры снижает и скорость секреции медиатора и скорость его синтеза. Это снижает силу синапса. Каков будет общий результат снижения температуры, зависит от соотношения температурных зависимостей отдельных звеньев синаптической передачи. Активность АХЭ синаптических мембран мозга крыс при гипотермии 20°С уменьшается [Кличханов и др.,

2000]. При этом уменьшается также степень субстратного ингибирования. Однако в той же фракции мозга сусликов при искусственной гипотермии 10°С активность АХЭ увеличивается (см. гл.4). При этом степень субстратного ингибирования тоже увеличивается. Исследование температурных зависимостей отдельных стадий синаптической передачи в мозге крыс и сусликов позволило бы выяснить причины различной реакции АХЭ на снижение температуры тела у этих видов животных. Если считать, что суслик адаптирован к снижению температуры тела, то реакция АХЭ синаптических мембран мозга сусликов при искусственной гипотермии должна рассматриваться как адаптивная. Возможно, что увеличение активности АХЭ должно компенсировать увеличение вязкости среды синаптической щели, чтобы сохранить необходимый временной профиль концентрации медиатора в щели. У крыс снижение общей активности АХЭ без изменения кажущейся константы Михаэлиса скорее всего вызвано интенсификацией окислительных процессов в мозге на стадии вхождения в гипотермиче-ское состояние (пролонгирование гипотермии в течение 2 часов не изменило активности фермента) [Кличханов и др., 2000]. Снижение активности АХЭ у крыс при гипотермии, возможно, необходимо для компенсации снижения при низких температурах тела выделения медиатора в синаптическую щель при стимуляции.

Исследование другого физиологического фермента - Na,К-АТФазы - при гипотермии крыс показало, что гипотермия, возможно, и в этом случае вызвала адаптивный эффект. Уменьшение кажущейся константы Михаэлиса по АТФ при гипотермии может быть следствием того, что при низких температурах увеличение вязкости среды, в особенности в примембранном слое, снижает стационарную концентрацию АТФ в этом слое. Выше мы анализировали возможные механизмы регуляции кинетических характеристик Na,К-АТФазы при гипотермии. Изменения могут быть вызваны неспецифическими эффектами, связанными с влиянием понижения температуры тела на многие процессы в клетке. Обычно считается, что в экстремальных состояниях у гомойотермов в тканях различных органов возникает стресс-реакция, сопровождающаяся интенсификацией свободно-радикальных процессов (окислительный стресс). Раньше считали, что эти процессы действуют губительно на клетки, и поэтому необходимо предпринимать меры для подавления свободно-радикальных реакций, например, с помощью антиоксидантов. Однако, поскольку стресс сам по себе является адаптацией к действию экстремальных факторов, в последнее время оценка биологической значимости интенсификации окислительных процессов в клетке изменяется. Стало ясно, что в норме свободные радикалы играют роль регуляторов различных физиологических процессов в клетках, и, следовательно, могут выполнять эту функцию и при стрессе. Поэтому не все изменения, вызванные свободными радикалами, следует считать патологическими. Поскольку №,К-АТФаза является интегральным белком плазматической мембраны, перекисное окисление липидов мембраны может играть регу-ляторную роль для этого фермента.

Исследование электрической активности мозга крыс в динамике гипотермии показало, что активность мозга закономерно снижается по мере снижения температуры тела. Снижается как частота колебаний на ЭЭГ, так и амплитуда колебаний. При согревании животных после глубокой гипотермии электрическая активность мозга восстанавливается. Однако в цикле «охлаждение-согревание» имеет место гистерезис: температурные кривые частоты колебаний на ЭЭГ при охлаждении не совпадают с таковыми при согревании. Причины гистерезиса могут быть многообразны. Однако главной из них, видимо, является отёк клеток мозга, вызванный подавлением натриевого насоса. Температура тела, при которой прекращается электрическая активность мозга, скорее всего, определяется соотношением температурных зависимостей пассивной проницаемости плазматических мембран клеток мозга и активности натриевого насоса. В остром опыте существенно повысить активность насоса довольно трудно. Число оборотов для №,К-АТФазы в оптимальных условиях составляет примерно 100 сек*', и зависит от конформационной подвижности третичной структуры фермента. Пассивная проницаемость мембран для ионов натрия определяется числом натриевых каналов на единицу площади мембраны, их проводимостью, зависимостью от мембранного потенциала. Одним из путей повышения критической температуры прекращения электрической активности клеток мозга может быть понижение пассивной проницаемости мембраны за счёт блокады ионных каналов. При этом блокада должна быть «мягкой», чтобы не подавить полностью электровозбудимость мембраны, и в то же время существенной, чтобы сохранить ионные градиенты при низкой температуре тела. Мы провели исследование влияния введения в организм животного перед охлаждением различных веществ на температурную зависимость электрической активности мозга. Среди них разобщитель окислительного фосфорилирования 2,4-динитрофенол, вещество снижающее скорость синтеза АТФ в митохондриях. Введение этого вещества животным перед охлаждением повысило критическую температуру прекращения электрической активности мозга. Этот факт говорит о том, что при низких температурах тела производство работоспособной энергии в клетке уже не справляется с потребностью в ней. Содержание животных на диете, в которой обычная вода была заменена на оксид дейтерия, также повысило критическую температуру. Скорость синтеза АТФ при замене протонов на дейтроны падает. При понижении температуры тела эта скорость снижается ещё больше, что приводит к дефициту энергии и подавлению электрической активности в мозге. Однако вызванная активность при этом может сохраняться и при низких температурах, что говорит о сохранении ионных градиентов. Этого эффекта нет при введении разобщителя. Реакция клеток на дефицит энергии, видимо, зависит от способа, с помощью которого этот дефицит создаётся. Введение ГОМК перед охлаждением также повысило критическую температуру спонтанной активности мозга. Однако механизм этого эффекта иной. ГОМК обладает седативным действием, усиливает действие наркоза. Представляет интерес исследовать влияние введения ГОМК на вызванную активность мозга при гипотермии.

Введение мочевины и некоторых родственных ей соединений перед охлаждением заметно снизило критическую температуру спонтанной и вызванной активности мозга. При этом сохраняется гистерезис в цикле «охлаждениесогревание». Для выяснения роли осмотических эффектов при введении мочевины исследовали также влияние введения в организм животного сахарозы. Сахароза не повлияла заметным образом на электрическую активность мозга при гипотермии. Видимо, мочевина оказывает влияние на температурную зависимость электрической активности мозга не только изменяя водно-солевой баланс между содержимым клетки и экстраклеточной жидкостью. Даже сравнительно незначительные изменения в структуре мочевины приводят к заметному изменению влияния вещества на электрическую активность мозга при гипотермии. Так, введение диметилмочевины не оказало существенного влияния на электрическую активность мозга, а введение ацетамида значительно снизило критическую температуру спонтанной и вызванной активности мозга. Таким образом, результаты исследования указывают на специфичность взаимодействий указанных веществ с клеточными структурами.

В целом проведённое исследование показало, что в мозге, органе, представляющем «ядро» тела млекопитающего, при глубокой гипотермии происходят изменения, которые можно рассматривать как адаптивные. Эти изменения происходят как на молекулярном уровне (изменения температурных зависимостей активности ферментов), так и на клеточном (снижение критической температуры прекращения электрической активности при введении веществ, обладающих адаптогенной активностью). Полученные результаты указывают на то, что и в органах, составляющих «ядро» тела гомойотермного животного, сохраняются элементы пойкилотермной системы температурной адаптации. Это создаёт перспективы для дальнейших поисков способов выживания при низких температурах тела у гомойотермов.

279

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Мейланов, Иззет Сиражудинович, Астрахань

1. Аверьянов А.В. Изменение электроэнцефалограммы в процессе охлаждения и согревания в эксперименте // Теоретическое и практическое действия низких температур на организм. Л.: Медицина, 1975. - С.6.

2. Авшалумов М.В. Глутаминазная и глутаминсинтетазная активность субклеточных фракций мозга при гипотермии и зимней спячке: Автореф. дисс. канд. биол. наук. Ростов-на-Дону, 1995.

3. Агуреев А.П., Алтухов Н.Д., Мохова Е.Н., Савельев И.А. Активация внешнего пути окисления НАДН в митохондриях при снижении рН // Биохимия. 1981. - Т.46, вып.11.-С.1945-1956.

4. Агуреев А.П., Мохова Е.Н. Окисление НАДН в митохондриях животных. -В кн.: Реакции живых систем и состояние энергетического обмена. Пу-щино.- 1979.-С.27-51.

5. Аксёнов С.И. Метод ЯМР-релаксации. В кн.:Новые физическме методы в биологических исследованиях. Под ред. Г.Н.Берестовского. М.:Наука. -1987. С.147-163.

6. Алимова Е.К., Юфит П.М., Аствацатурьян А.Т., Тарасов Е.Л. Влияние гипотермии и последующего самосогревания на состав липидов различных органов и биосинтез их в печени // Изв. Сев.-Кав. научного центра высш. Школы. Естеств. науки. 1984. - №3. - С.86-88.

7. Алюхин Ю.С. Действие тироксина и 2,4-динитрофенола на энергетику сердца // Физиол. журнал СССР им. И.М. Сеченова. 1976. - Т. LXII, №8. -С.1182-1189.

8. Алюхин Ю.С. Дыхание и кровообращение в терминальных стадиях глубокой гипотермии // Физиол. журн. 1994. - Т.80, №5. - С.46-53.

9. Алюхин Ю.С., Калинина М.К. Тканевое дыхание мозга крыс при гипотер-мии//Физиол. журн. СССР. 1970, № 56. - С. 19-21.

10. Ю.Артюхов В.Г., Наквасина М.А., Попова В.В. Термоиндуцированные изменения структурно-кинетических свойств лактатдегидрогеназы // Биофизика. 1994. - Т.39, №4. - С.576-582.

11. Бакай Д., Ли Д. Отек мозга. М.: Медицина, 1969. - 249с.

12. Барбараш Н.А. Периодическое действие холода и усмтойчивость организма. // Успехи физиол. наук. 1996. - Т.27, №4. - С. 116-132.

13. Батуев А.С. Нейрофизиология коры головного мозга. Д.: ЛГУ, 1984. -213с.

14. Бегиашвили В.Т., Меладзе В.Г., Митагвария Н.П. Математическое описание возможного принципа регуляции тонуса мозговых сосудов при изменениях внутрисосудистого давления//Изв.АН ГССР. Сер. биол.- 1979. -Т.5(3). С.266-275.

15. Безруков О.Ф. ЯМР и проблема состояния воды в растительных и животных тканях. В: Структура и роль воды в живом организме. Из-во ЛГУ. -1966.-С. 190.

16. Бердинских Н.К., Залеток С.П. Полиамины и опухолевый рост. Киев: Наук. думка, 1987. - 140с.

17. Болдырев А.А., Твердислов В.А. Молекулярная организация и механизм функционирования Na-Hacoca./ Биофизика. Т.10.(Итоги науки и техники. ВИНИТИ АН СССР). М.1978.

18. Бондаренко А.Д., Калабухов Н.И., Козакевич В.П., Скворцов Г.Н. Сезонные изменения содержания аскорбиновой кислоты и токоферола у грызу-нов//Журн.Эвол.Биохим.Физиол. 1968. - Т.4. - С. 137-140.

19. Бредбери М. Концепция гемато-энцефалического барьера М.: Медицина, 1983.- 480с.

20. Брустовецкий Н.Н., Гогвадзе В.Г., Маевский Е.И. Биохимические основы торможения и активации дыхания митохондрий печени гибернирующих сусликов // Биол. науки. 1988. - №4. - С.8-12.

21. Брустовецкий Н.Н., Егорова М.В., Маевский Е.И. Окислительная активность и Ац/ митохондрий печени активных и гибернирующих сусликов при различных условиях инкубации // Биохимия. 1991- Т.56, вып.8 - С. 15221527.

22. Брустовецкий Н.Н., Дедухова В.И., Егорова М.В., Мохова Е.Н., Скулачев В.П. Разобщение окислительного фосфорилирования жирными кислотами и детергентами, подавляемое ингибиторами ATP/ADP-антиопортера // Биохимия. 1991.-Т.56, вып.6.- С. 1042-1047.

23. Брюк К. Функции эндокринной системы. В кн.: Физиология человека. Под ред.Шмида Р.Ф. и Тевса Г. М.:Мир. - 1986. - Т.4. - С.221-265.

24. Булочник Е.Д. О динамике дендритных и транскаллозальных потенциалов в коре больших полушарий при гипотермии // Теоретические и практические проблемы действия низких температур на организм. Л.: Медицина, 1975.- 165с.

25. Буреш Я., Петрань И., Захар И. Электрофизиологические методы исследования. М.: ИЛ, 1962. - 456с.

26. Векслер Я.И., Атабегова Н.Г. О регуляции метаболизма митохондрий головного мозга в связи с адаптацией теплокровного организма к холоду // Митохондрии. Биохимические функции в системе клеточных органелл. Сб. ст. -М.: Наука. 1969.-С. 15-19.

27. Виноградов А.Д. Митохондриальная АТР-синтезирующая машина: пятнадцать лет спустя// Биохимия. 1999. - Т.64, вып.11. - С. 1443-1456.

28. Виноградов А.Д., Зимакова Н.И. Сукцинатдегидрогеназа. В кн.:Структура и функции ферментов. Вып.П. М., Изд-во Моск. Ун-та. -1973. С.З.

29. Вислобоков А.И., Копытов В.Г., Бовтюшко А. Кальциевые каналы клеточных мембран // Успехи физиол. наук. 1995. - Т. 43, № 1. - С. 45-52.

30. Волжина Н.Г. Углеводный и энергетический обмен головного мозга при адаптации к переохлаждениям: Автореф. дисс. докт. биол. наук. -Ростов-на-Дону, 1991.

31. Волколаков Я.В., Лацис А.Т. Глубокая гипотермия в кардиохирургии детского возраста. Л.: Медицина, 1977. - 151с.

32. Волотовский И.Д., Финин B.C., Конев С.В. Структурные перестройки в эритроцитарной мембране, инициируемые взаимодействием с ацетилхоли-ном и их связь с каталитическими свойтсвами ацетилхолинэстеразы // Биофизика. 1974. - №19. - С.666

33. Вотякова Т.Б., Баженова Е.Н., Звягинская Р.А. Регуляция спермином и ионами Mg2+ переноса ионов Са2+ в митохондриях дрожжей // Биол. мембр. -1992.-Т.9(4).-С.З 10-318.

34. Гасангаджиева А.Г. Антиоксидантная активность тканей адаптированных к холоду крыс при гипотермии и самосогревании. Автореф. дисс. канд.биол. наук. Махачкала, 1999. - 27с.

35. Гершенович З.С., Кричевская А.А. и др. Мочевина и амиды в метаболизме мозга в нормальных и экстремальных условиях существования // Биохимия и функция нервной системы. Л.: Наука. 1967. - С.90-96.

36. Горбунова Т.Ф. Интенсивность перекисного окисления липидов в тканях и органах крыс при пролонгированной гипотермии. Дипломная работа. Махачкала. 1991.

37. Гурин В.Н. Центральные механизмы терморегуляции. Минск: Беларусь, 1980. - 125с.

38. Гусельников В.И. Электрофизиология головного мозга. М.: Высшая школа, 1976.-422с.

39. Гюльханданян А.В., Гайнутдинов М.Х., Евтодиенко Ю.В. Условия, механизм и физиологическое значение выхода ионов кальция из митохондрий. -В кн.: Биофизика сложных систем. М.: Наука. - 1977. - С.208-218.

40. Дарбинян Т.М., Головчинский В.Н. Механизмы наркоза. М.: Медицина. -1972.-262с.1. У -4

41. Даргель Р., Лейкин Ю.Н. Влияние разобщителей на Са -стимулируемое дыхание митохондрий // Митохондрии. Регуляция процессов окисления и сопряжения. Сб. статей. М.: Наука. - 1974. - С.76-83.

42. Демин О.В, Вестерхофф Х.В., Холоденко Б.Н. Математическое моделирование процессов генерации супероксида bci комплексом митохондрий // Биохимия. 1998. - Т.63, вып.6. - С.755-772.

43. Евтодиенко Ю.В., Гайнутдинов М.Х., Кудзина Л.Ю. Транспорт кальция в митохондриях. В кн.: Биофизика живой клетки. - Пущино. - 1974. -Т.5. -С.84.

44. Ещенко Н.Д., Вольский Г.Г. Методы биохимических исследований. Л.:Изд-воЛГУ. 1982. - С.210-212.

45. Ещенко Н.Д., Прохорова М.И. Механизм регуляции метаболизма лимонной кислоты в головном мозгу//Вопросы биохимии мозга. Ереван, 1976. -С. 79-88.

46. Жадин М.Н. Биофизические механизмы формирования электроэнцефалограммы. М.: Наука, 1984. - 195с.

47. Жарская В.Д. Функциональные сдвиги в организме и морфологические изменения в центральной нервной системе при гипотермии у ненаркотизиро-ванных животных. Автореф.канд.дисс. Л., 1969.

48. Зефиров А.Л.,Ситдикова Г.Ф. Ионные каналы нервного окончания // Успехи физиол. наук. 2002. - Т.ЗЗ, №4. - С.3-33.

49. Иваненко Е.Ф. биохимия мозга при наркозе. Л.: Медицина. - 1972. -240с.

50. Иванов К.П. Биоэнергетика и температурный гомеостазис. Л.: Наука, 1969. - 235с.

51. Иванов К.П., Кисляков Ю.Я. Энергетические потребности и кислородное обеспечение головного мозга. Л.: Наука, 1979. 215с.

52. Иванов К.П. Основы энергетики организма. Л.: Наука, 1990. - T.I. - 305с.

53. Иванова О.И., Сеферова Р.И. Состояние некоторых функций печени при гипертермии. // Митохондрии. Механизмы сопряжения и регуляции: Тезисы XI Всесоюзного симпозиума. Пущино. - 1981. - С.23.

54. Калабухов Н.И. Спячка млекопитающих. М.: Наука. - 1985. - 259с.

55. Катунума М., Окада М., Фудзино А. и др. Роль изоэнзимов трансаминазы в обмене веществ. В кн.: Химия и биология пиридоксалевого катализа. Под ред. А.Е. Браунштейна. М., 1968. С.155-163.

56. Квитницкий-Рыжов Ю.Н. Отёк и набухание головного мозга. Киев: "Здоров'я"- 1978.- 184с.

57. Кеплен С.Р., Эссиг Э. Биоэнергетика и линейная термодинамика необратимых процессов. М.: Мир, 1986. - 382с.

58. Кличханов Н.К., Гасангаджиева А.Г., Халдун Авадх Убад, Саидов М.Б. Влияние холодового закаливания и введения даларгина на интенсивностьперекисного окисления липидов в тканях при гипотермии // Вестник ДГУ. Естест.науки. 1997. - Вып. 1. - С. 154-156.

59. Кличханов Н.К., Халилов Р.А., Мейланов И.С. Температурная зависимость активности ацетилхолинэстеразы синаптических мембран из мозга крыс при гипотермии//Бюлл.Эксп.Биол.Мед. 2000. - Т. 129(3). - 326-328.

60. Клячко О.С., Полосухина Е.С., Озернюк Н.Д. Температура вызывает структурные и функциональные изменения лактатдегидрогеназы из скелетных мышц рыб// Биофизика. 1993.-Т.38, вып.4. - С.596-601.

61. Клячко О.С., Полосухина Е.С., Персиков А.В., Озернюк Н.Д. Кинетические различия лактатдегидрогеназы из мышц рыб при температурной адаптации//Биофизика.- 1995.-Т.40, вып.З. С.513-517.

62. Козлов Н.Б. Аммиак: его обмен и роль в патологии. М.: Медицина, 1971. -125с.

63. Козловский B.JT. Регуляция кальциевого гомеостаза в нервных клетках // Успехи физиол. наук. 1995. -Т.26, №3. - С. 14-24.

64. Коломийцева И.К., Потехина Н.И., Жарикова А.Д., Попов В.И., Кузин А.М, Сезонные изменения фосфолипидов в мембранах синаптосом головного мозгп сусликов Citellus unducatus // Докл. Акад. Наук. 1997. - Т.352, №3. - С.413-415.

65. Кондрашова М.Н. Возможное биологическое значение ограничения окисления сукцината щавелево-уксусной кислотой // Митохондрии. Биохимические функции в системе клеточных органелл. Сб. статей. М.:Наука, 1969.-С.23.

66. Кондрашова М.Н. Градация метаболического состояния митохондрий и реактивность тканей. В: Митохондрии. Структура и функции в норме и патологии. М.:Наука. - 1971. - С.37-40.

67. Кондрашова М.Н., Ананенко А.А. Обследование состояния выделенных митохондрий // Руководство по изучению биологического окисления полярографическим методом. Сб. статей. М.: Наука, 1973. - С.106-129.

68. Коновалова И.Г. Терморегуляторные реакции и патоморфологические изменения в глубоких структурах мозга при гипотермии и выходе из неё. Ав-тореф.канд.дисс. Л., 1971.

69. Коровкин Б.Ф. Ферменты и диагностика инфаркта миокарда. Л.: Медицина, 1965.- 102с.

70. Кричевская А.А., Лукаш А.И., Шерстнев А.А. Некоторые физико-химические свойства белков мозга//Изв. СКНЦ ВШ. 1973. - №3. - С.21-24.

71. Куффлер С., Николе Дж. От нейрона к мозгу. М.: Мир, 1979. - 439с.

72. Лабахуа Т.Ш. Отрицательные компоненты прямого ответа в условиях нембуталового наркоза // Сообщения АН ГССР. 1972. - Т. 68. - С.667.

73. Лабахуа Т.Ш. Отрицательные компоненты прямого ответа коры ненаркоти зированных кошек при гипотермии // Сообщения АН ГССР . 1973. - Т. 71.-С.449.

74. Лабахуа Т.Ш. Влияние гипотермии и ишемии на прямые ответы коры мозга / Автореферат канд. дис. Тбилиси. 1975.

75. Лабахуа Т.Ш. Влияние гипотермии на прямые ответы коры мозга // Известия АН ГССР. Серия биологическая. 1976. - № 2. - С. 17-20.

76. Лабори Г. Метаболические и фармакологические основы нейрофизиологии. М.: Медицина, 1974. - 168с.

77. Лев А.А. Ионная избирательность клеточных мембран. Л.: Наука, 1975. -323с.

78. Лейкин Ю.Н., Виноградов А.Д. О природе необратимой активации дыхания митохондрий, нагруженных кальцием в присутствии фосфора// Митохондрии. Биохимия и ультраструктура. Сб. статей. М.: Наука. -1973. -С.54-59.

79. Лукаш А.И. Антигипероксический эффект мочевины, влияние ее на активность ферментов и состояние мозга при гипероксии//Изв. СКНЩ ВШ Ес-теств. науки. 1975. - №3. - С.24-27.

80. Лукоянова Н.А., Мейланов И.С. Влияние внутрибрюшинного введения спермина на окислительные процессы в изолированных митохондриях печени крыс при гипотермии//Бюл. эксперим. биол. и мед. 1998. -Т. 125, №5. - С.526-528.

81. Львова С.П., Мейланов И.С. Температурная компенсация активности ферментов у гомойтермных животных//Биофизика. 2000. - Т.45(2). - С.228-231.

82. Магарламов А.Г., Заикин А.А., Беляева Л.В. Прямой фенолгипохлоритный метод определения глутаминазной активности // Укр.биох.журн. -1979. -Т.51, №5. С.349-351.

83. Майстрах Е.В. Тепловой гомеостаз. В кн.:Гомеостаз. Под ред. П.Д.Горизонтова. М.гМедицина. - 1981. - С.491 - 520.

84. Мак-Ильвейн Г. Биохимия и центральная нервная система. М.: ИЛ, 1962. -420с.

85. Маурер Г. Диск-электрофорез. М.:Мир. 1971.

86. Мейланов И.С. Исследование белков мозга при гипотермии//Биол.науки. -1977. №6. Деп. В ВИНИТИ №4192-76.

87. Мейланов И.С., Авшалумов М.В. Температурная компенсация у гомойтер-мов//Росс. Физиол.журн. 1997. - Т.83(9). - С. 102-106.

88. Мусаев Б.С. Амидные и сульфгидрильные группы белков различных фракций головного мозга при пониженной температуре тела: Автореф. дисс. канд. биол. наук. Махачкала, 1972.

89. Мчедлишвили Г.И. Спазм артерий головного мозга. Тбилиси: Мецниере-ба, 1977- 179с.

90. Неговский В.А. Оживление организма и искусственная гипотермия. М.: Медгиз, I960. - 180с.

91. Нейрохимия. Под ред. Кричевской А.А. Ростов-на-Дону: Издательство Ростовского университета, 1977. - 224с.

92. Нейрохимия. Под. ред. И.П.Ашмарина, П.В. Стукалова. М.: Институт биомедицинской химии РАМН, 1996. - 215с.

93. Николе Д. Дж. Биоэнергетика. Введение в хемиосмотическую теорию. -М.: Мир, 1985.- 192с.

94. Оке С. Основы нейрофизиологии. М.: Мир, 1969. - 448с.

95. Осташков К.В. Современные проблемы гипотермии//Физиол. журн. -1979. Т.25. С.585-592.

96. Петров М.Р., Гублер Е.В. Искусственная гипотермия. — М.: Медгиз, 1961.- 228с.

97. Преображенская В.К. Влияние температуры in vivo и in vitro на окисление и фосфорилирование в митохондриях миокарда белых крыс // Укр. биохим. жур.- 1983.-С.173-175.

98. Проссер JI. Температура. В кн.Сравнительная физиология животных. Под ред. Л. Проссера. М. Мир, 1977. - Т.2. - С.84-209.

99. Нейрохимия. Под ред. Прохоровой М.И., Л.:Изд-во ЛГУ. 1979.

100. Розенберг П.А., Бялко Н.К. Химические методы исследования биологических субстратов в профпатологии. М.: Медицина, 1969. - 82с.

101. Скулачев В.П., Маслов С.П. Роль нефосфорилирующего окисления в тер-морегуляции//Биохимия. 1960. - Т.25, вып.6. - С. 1056-1064.

102. Скулачев В.П. Трансформация энергии в биомембранах. М.: Наука, 1972.-203с.

103. Скулачев В.П. Биоэнергетика. Мембранные преобразователи энергии. -М.: Высшая школа, 1989. 271с.

104. Скулачев В.П. Энергетика биологических мембран. М: Наука, 1989. -404с.

105. Скулачев В.П. Феноптоз: запрограммированная смерть организма. // Биохимия. 1999. -Т.64, вып. 12. - С. 1679-1688.

106. Слоним А.Д. Эволюция терморегуляции. Л.: Наука, 1986. - 76с.

107. Соболев В.И. О терморегуляторном значении гормонов щитовидной железы у крыс, аклимированных к холоду // Физиол. журнал СССР им. И.М. Сеченова. 1976. - T.LXII, №5. - С.745-749.

108. Сытинский И.А. Биохимические основы действия этанола на центральную нервную систему. М.: Медицина. - 1980. - 191с.

109. Тимофеев Н.Н. Искусственный гипобиоз. М.: Медицина. - 1983. - 190с.

110. Тимофеев Н.Н., Прокопьева Л.П. Нейрохимия гипобиоза и пределы крио-резистентности организма. М.:Медицина. 1997,- 208с.

111. Хайдарлиу С.Х. Функциональная биохимия адаптации. Кишинев: Шти-инца, 1994.-272с.

112. Харакоз Д.П. О возможной физиологической роли фазового перехода «жидкое- твёрдое» в биологических мембранах//Усп. биол. Хим. 2001 -Т.41. - С.333-364.

113. Хаскин В.В. Энергетический обмен. В кн.: Экологическая физиология животных. Л.: Наука, 1981. - 4.2. - С.379-406.

114. Хватова Е.М. Роль субстратов окисления в процессе окислительного фосфорилирования митохондрий мозга при охлаждении организма и в период восстановления температуры тела // Митохондрии. Биохимия и морфология. Сб. ст. М.: Наука, 1966. - С.36-40.

115. Хватова Е.М., Городисская Г.Я., Швец Н. Функциональная активность митохондрий мозга при охлаждении организма в период восстановления температуры тела // Труды 4 Всесоюзн. конф. по биохимии нерв. Системы.- Тарту.: ТГУ. 1969. - С.667-676.

116. Хитров Н.К., Пауков B.C. Адаптация сердца к гипоксии. М.: Медицина.- 1991.-240с.

117. Хочачка П., Сомеро Дж. Стратегия биохимической адаптации. М.: Мир, 1977.-398с.

118. Хочачка П., Сомеро Дж. Биохимическая адаптация. М.: Мир, 1988. -568с.

119. Хухо Ф. Нейрохимия. Основы и принципы. М.: Мир, 1990. - 384с.

120. Черногузов В.М. // Вестн. Белорус, у-та. Сер. 11. 1969, №2. - С.48-53.

121. Шепелев А.П., Алимова Е.К. Зависимость изменения обмена жирных кислот липидов головного мозга собак от глубины острой гипотермии. В кн.: 7-ая Всесоюзная нейрохимическая конф. Тезисы. М., 1977.

122. Шепелев А.П., Юфит П.М. Состояние процессов перекисного окисления липидов и системы антиокислителей в динамике острой экспериментальной гипотермии // Изв. Сев.-Кав. науч. центра высшей школы. Естеств. науки. 1974, №3. - С.34-38.

123. Шмидт-Ниельсен К. Физиология животных. Приспособление и среда. -М.: Мир, 1982.-Т.1.-414с.

124. Штарк М.В. Мозг зимнеспящих. Новосибирск: Наука, 1970. - 199с.

125. Шугалей B.C. Молекулярные основы устойчивости зимнеспящих животных к неблагоприятным условиям среды. В сб.:Эколого-физиологические характеристики природных гипометаболических состояний. 1992. - Пущине. - С.70-73.

126. Шумаков В.И., Штенгольд Е.Ш., Онищенко Н.А. Консервация органов. Под ред. Б.В.Покровского. М.:Мир, 1975. - 250с.

127. Шустер Г. Детерминированный хаос. М.: Мир, 1988.

128. Эмирбеков Э.З. Азотистый метаболизм мозга при гипотермии и зимней спячке. Махачкала: Дагучпедгиз, 1969. - 136с.

129. Эмирбеков Э.З., Мусаев Б.С. Содержание общего белка и сульфгидриль-ных групп в водорастворимой фракции мозга сусликов при гипотермии. В кн.: Вопросы биохимии нервной системы. Махачкала, 1973. - вып.2. -С.16-18.

130. Эмирбеков Э.З., Мукаилов М.И., Исмаилов И.А. В кн.: Вопросы биохимии нервной системы. Махачкала, 1973. - вып.2. - С. 11-15.

131. Эмирбеков Э.З., Мейланов И.С., Львова С.П., Кличханов Н.К., Нурмаго-медова П.М., Мусаев Б.С., Халилов Р.А. Клеточные мембраны при зимней спячке. // Вестник ДГУ. Естест. науки. 1995. - С.47-69.

132. Эмирбеков Э.З., Османова P.P. Влияние пролонгированной гипотермии на азотистый метаболизм мозга незимоспящих и зимоспящих животных. Деп.ВИНИТИ.№>3816-76 (78), 1976.

133. Эмирбеков Э.З., Абдуллаев Р.А. В кн.: Метаболизм белков нервной системы. Тез. Всесоюзн.симп. Днепропетровск, 1978 - С.39-41.

134. Эмирбеков Э.З., Львова С.П. Механизмы биохимических изменений при низких температурах тела. Ростов-на-Дону: РГУ, 1985. - 80с.

135. Abel Т., Lattal К.М. Molecular mechanisms of memory acqusition, consolidation and retrieval//Current Opinion in Neurobiol. 2001. - V.l 1. - P.180-187.

136. Adolph E.F. Effects of low body temperature on tissue oxygen utilization//The physiology of induced hypothermia. National Academy of Sciences National Research Council. W., D.C. Proceeding of a Symposium. 1956. - P.8-25

137. Agranoff B.W., Hajra A.K. Lipids. In: Basic Neurochemistry. G. Siegel, B. Agranoff R.W., Albers P.B., Malinoff eds. Raven Press N.Y. 1994. P.97-116.

138. Agrawai H.C., Davis J.M., Himwich W.A. Postnatal changes in free amino acid pool of rat brain//J.Neurochem. -1966- V.13. P.607-615.

139. Alloie R.S., Auger H.L., Orr G.R., Raison I.K. A crystal role for membranes in hibernation. // Living in the cold: Physiological and biochemical adaptations. H.C. helles et al. (eds.) N.Y.: Elsevier. - 1986. - P.5714-5719.

140. Ames III A. CNS energy metabolism as related to function//Brain Res.Rev. -2000. -V.34. P.42-68.v v

141. Anjus R.K., Dzakula Z., Marjanovic M., Zidanovic D. Kinetic properties of the enzyme-substrate system: a basis for immediate temperature compensa-tion.//J.Theor.Biol. 2002. - V.217. - P.33-46.

142. Anjus R.K., Lovelock J,E., Smith A.U. Resuscitation and recovery of hypothermic supercooled and frozen mammals.In: The Physiology of induced hypothermia. Natl.Acad.Sci.- Natl.Res.Counc. W. D.C. 1956. - P.125-145.

143. Artru A.A., Steen P.A., Michenfelder J.D. y-Hydroxybutyrate: cerebral, metabolic, vascular, and protective effects//J.Neurochem. 1980.-V.35.№5-P.l 114-1119.

144. Avshalumov M.V., Chen B.T., M.E. Rice Mechnisms underlying H2O2 mediated inhibition of synaptic transmission in rat hippocampal slices.//Brain Res-2000.-V.882.-86094.

145. Azzam N.A., Hallenbeck I.M., Kachar B. Membrane changes during hibernation // Nature. 2000. -V.407. - P.317-318

146. Babcock D.F., Herrington J., Park Y-B., Hille B. Mitochondrial participation in the intracellular Ca2+ network // J. Cell Biol.-1997.-V.136.-P.833-843

147. Babcock D.F., Hille B. Mitochondrial oversight of cellular Ca2+ signaling // Curr. Opin. Neurobiol.-1998.-V.8 P.398-404.

148. Bachrach U., Wang Y-C, Tabib A. Polyamines: new cues in cellular signal transduction//News Physiol. Sci. 2001. - V.16. - P.106-109.

149. Balazs R., Cremer J.E. Metabolic compartmentation in the brain: summarising remarrks. In: Metabolic Compartmentation in the Brain. Balazs R. and Cremer J.E. eds. N.Y. 1973. - P.361-368.

150. Bartolucci C., Perola E., Cellai L., Brufani M., Zamba D. «Back door» opening implied by the crystal structure of a carboy lated acetylcholi-nesterase//Biochemistry. 1999. - V.38. - P.5714-5719.

151. Batandier C., Leverve X., Fontain E. Opening of the mitochondrial permeability transition pore induces reactive oxygen species production at the level of the respiratory chain complex I//J.Biol.Chem. 2004.

152. Baukrowitz t., Tucker S.J., Schulte U., Benndorf K., Ruppersberg J.P., Falker B. Inward rectification in Katp channels: a pH switch in the pore.//EMBO Journal. 1999. - V. 18(4). - P.847-853.

153. Bedard C, Kroger H., A. Destexhe Modeling extracellular field potentials and frequency-filtering properties of extracellular space//Biophys.J. 2004. - V.86. -P. 1829-1842.

154. Bechtold D.A., Rush S.J., Brown I.R. Localization of the heat-shock protein to the synapse followoing hyperthermic stress in the brain//J.Neurochem. 2000. -V.74.-P.641-646.I

155. Becker G.L., Fuskum G., Leninger A.L. Regulation of free Ca by liver mitochondria and endoplasmic reticulum. // J. Biol. Chem. 1980. - V.245. -P.9009-9012.

156. Belke D.D., Wang L.C.H., Lopaschuk G.D. Effects of hypothermia on energy metabolism in rat and Richardson's ground squirrel hearts //J.Appl.Physiol. -1997. V.82, №4. — P.1210—1218

157. Benita M., Conde H. Effects of local cooling upon conduction and synaptic transmission // Brain Res. 1972.-V.36.-P. 133-151.

158. Benuck M., Lajhta A. Aminotransferase activity in brain.//Internatl.Rev.Neurobiol. 1975. - V.17. - P.85-129.

159. Benveniste M., Mayer M.L. Multiple effects of spermine on N-methyl-D-aspartic acid receptor responses of rat cultured hippocampal neu-rons.//J.Physiol 1993. -M.464. -P.131-163.

160. Bergles D.E., Diamond J.S., Jahr C.E. Clearance of glutamate inside the synapse and beyond.//Current Opinion In Neurobiol. 1999. - V.9. - P.293-298.

161. Bering E.A., Avman N. The use of hypertonic urea solutions in hypothermia // J. Neurosurg. 1960. - V. 17. - P. 1073-1082.

162. Berl S., Clarke D.D. Compartmentation of amino acid metabolism. In.Handbook of Neurochemistiy. 1969. - V.2. - P.447-472.

163. Bertram R., Smith G.D., Sherman A. Modeling Study of the effects of overlapping Ca++-microdomains on neurotransmitter release // Biophys. J.-1999.-V.76. -P735-750.

164. Beutner G., Ruck A., Riede В., Welte W., Brdiczka D. Complexes between kinases, mitochondrial porin and adenylate translocator in rat brain resemble the permeability transition pore // FEBS Lett.-1996.-V.396.-P. 189-195

165. Bialek W., Rieke F., de Ruyter van Strevenick, Warland D. Reading a Neural Code.//Science. 1991. V.252.-P.1851-1854.

166. Bishayee S., Balasubramanian A.S. Lipid peroxide formation in the rat brain//J.Neurochem. 1971. - V. 18. - P.909-913.

167. Bittner M., Holz R. A temperature-sensitive step in exocytosis//J.Biol.Chem. -1992. V.267.№23. -P. 16226-16229.

168. Blair E. Clinical hypothermia. McGrow-Hill. 1964.

169. Blanco C., Mercer R.W. Isozymes of Na,K-ATPase-.heterogeneity in structure diversity in fiinction//Am.J.Physiol.(Renal Physiol.) 1998. - V.275. - P.F633-F650.

170. Bloj В., Gola M., Morero K.D., Faios R.N. Heterogeneous effect of dietary cholesteol on acetylcholinesterase and ATPases of rat erythrocytes: Arrenius plots //J. of Nutrition. 1979. - V. 109, №1. - P.63-69.

171. Borle A.B. Control, modulation and regulation of cell calcium//Rev. Physiol. Biochem. Pharmacol. 1981. - V.90. - P. 13-153.

172. Buck L.T., Hochachka P.W. Anoxic suppression of Na+-K+-ATPase and constant membrane potential in hepatocytes: support for channel ar-rest.//Am.J.Physiol. 1993. - V.265(5). - P.1020-1025.

173. Budnick В., McKeown K.L., Wiederholt W.C. Hypothermia induced changes in rat short latency somatosensory evoked potentials/ZElectroenceph. and Neuro-phys. 1981. V.51.P. 19-31.

174. Bygrave F.L. Mitochondrial Calcium Transport//Curr. Top. Bioenerg-1977-V.6.-P.259-318

175. Cadet J. L., Brannock C. Free radicals and the pathobiology of brain dopamine systems//Neurochemistry (Intl.). 1998. - vol. 32, № 2. - P. 117-131.

176. Cairns C.B., Walther J., Harken A.H., Banerjee A. Mitochondrial oxidative phosphorylation thermodynamic efficiencies reflect physiological organ roles //Am.J.Physiol. 1998. - V.274 (Regulatory Integrative Сотр. Physiol.43). -P.R1376-R1383

177. Callister R.J., Sah P. The removal of acetylcholine by diffusion at nicotinic synapses in the rat otic ganglion//J.Physiol. (Lond.). 1997. - V.505(Pt 1). -P. 165-175.

178. Canevari L,Console A., Tendi E. et al. Effect of postischaemic hypothermia on the mitochondrial damage induced by ischaemia and reperfusion in the gerbil// Brain Res.- 1999.- V.817. P.241-245

179. Carey H., Andrews M.T., Martin S.L. Mammalian hibernation:Cellular and Molecular Responses to Depressed Metabolism and Low Tempera-ture//Physiol.Rev. 2003. - V.83. - P.l 153 - 1181.

180. Carmignoto G. Reciprocal communication system between astrosytes and neu-rons//Progress in Neurobiol. 2000. - V.62. - P.561-581.

181. Ceasar К., Thomsen К., Lauritzen M. Dissociation of spikes, synaptic activity, and blood flow by tonic synaptic inhibition//ProcNatl.Sci.USA 2003. -VI 00(26). - P. 16000-16005.

182. Chambers S., Nicholls D.G. The relationship between free and total calcium concentrations in the matrix of liver and brain mitochondria//J.Biol.Chem. -2003. V.278(21). - P. 19062-19070.

183. Charpak S., Audinat E. Cardiac arrest in rodents: Maximal duration compatible with a recovery of neuronal activity//Proc.Natl.Acad.Sci.USA 1998 - V.95. -P.4748-4753.

184. Chen В., Avshalumov M., Rice M. H2C>2 is a novel, endogenous modulator of synaptic dopamine release//J. Neurophysiol. 2001. - V.85. - P.2468-2476.

185. Chen В., Avshalumov M., Rice M.E. Dopamine release by endogenous H202susceptibility in substancia nigra but resistance in VTA//J.Neurophysiol. -2002. -V.87.-P.1135-1158.

186. Chen C-H, Gray M.o., Mochly-Rosen D. Cardioprotection from ischemia by brief exposure to physiological levels of ethanol: Role of epsilon protein kinase C//Pros.Natl.Acad.Sci.USA 1999. - V.96. - P. 12784-12789.

187. Clarke D.D., Sokoloff L. Circulation and energy metabolism of the brain In: Basic Neurochemistry. Siegel G. et al. eds. Raven Press 1994. - P. 645-680.

188. Clements J.D. Transmitter timecourse in the synaptic cleft: its role in central synaptic function.//Trends Neurosci. 1996. - V.19(5). - P.163-171.

189. Cooper A.J.L., Plum F. Biochemistry and physiology of brain ammo-nia//Physiol.Rev. 1987.- V.67(2). - P.440^64.

190. Collewijin H., Schade J.P. Cerebral impedance in hypothermia//Arch.Int.Physiol.Biochem. 1962. - V.72. - P. 181-193.

191. Crill W. Persistent sodium current in mammalian central neu-rons//Ann.Rev.Physiol. 1996. - V.58. - P.349-362.

192. Crompton M. The mitochondrial permeability transition pore and its role in cell deth//Biochem.J. 1999. - V.341. - P.233-249.2УУ

193. Cullen K.E., Sarge K.D. Characterization of hypothermia-induced cellular response in mouse tissues//J.Biol.Chem. 1997. -V.272.№3. P. 1742-1746.

194. Damadian R., Zaner К., Hor D. et al. Nuclear magnetic resonance as a new tool in cancer research: human tumors by NMR. // Annal. N.Y. Acad. Sci. 1973. -V.222. - P.1040.

195. Das В., Sarkar C. Cardiomyocyte mitochondrial Katp channels participate in antiarrythmic and antiinfarct effects of Katp activators during ischemia and reperfusion in an intact anesthetized rabbit model//Pol.J.Pharmacol. 2003. -V.55. - P.771-786.

196. De Angelis C., Haupert G.T. Hypoxia triggers release of an endogenous inhibitor of Na+, K+-ATPase from midbrain and adrenal//Am.J.Physiol. 1998. V.274. - P.F182-F188.

197. Del Negro C., Wilson C., Butero R., Rigatto H., Smith J. Periodicity, mixed-mode oscillations, quasiperiodicity in a rhythm-generating neural net-work//Biophys.J. 2002. - V.82. - P.206-214.

198. Deboer Т., Tobler I. Temperature dependence of EEG frequencies during natural hypothermia//Brain Res. 1955. - V.670. - P. 153-156.

199. Deboer T. Brain temperature dependent changes in the electroencephalogram power spectrum of humans and animals//J.Sleep Res. 1998. - V.7. - P.254 -262.

200. Deboer T. Electroencephalogram theta frequency changes parallel with euthermic brain temperature//Brain Res. 2002. - V.930. - P.212-215.

201. Dennis S.C., Clark J.B. The pathway of glutamate metabolism in rat brain mitochondria// Biochem. J.- 1977.-V.168. P. 521-527

202. Diegel J.C., Pintar M.M. Brief communication:A possible improvement in theresolution of proton spin relaxation for the study of cancer at low fre-quency//J.Natl.Cancer Inst. 1975. - V.55. - P.725 -731.

203. Dingledine R. and McBain C.J. Glutamate and Aspartate. In: Basic Neuro-chemistry. Siegel G et al. eds. -Raven Press. 1999. - Chapter 15.

204. Droge W. Free radicals in the physiological control of cell func-tion//Physiol.Rev. 2002. - V.82. - P.47-95.

205. Dufour S., Rousse N.,Canioni P., et al. Top-down control analysis of temperature effect on oxidative phosphorylation // Biochem. J.- 1996 V.314. P. 743751

206. Echtay K.S., Roussel D., St-Pierre J., Jekabson M., Cadenas S., Stuart J., Harper J., Roebuck S., Morrison A., Pickering S., Clapham J., Drand M.D. Superoxide activates mitochondrial uncoupling proteins//Nature. 2002. - V.415. -P.96-99.

207. Ellman G.L., Courtney K.D., Andres V., Featherstone R.M. A new and rapid colorimetric determination of acetylcholinesterase activity//Biochem.Pharmacol.- 1961.-V.7.- P.88-93.

208. Erecinska M., Thoresen M., Silver I. A. Effects of hypothermia on energy metabolism in mammalian central nervous system.//J.Cereb. Blood Flow & Metab.- 2003.-V.23.-P.513-530.

209. Erecinska M., Silver I.A. Tissue oxygen and brain sensitivity to hy-poxia.//Respiration Physiology. 2001. - P.263-276.

210. Farber I.L. The role of calcium in the cell death//Life Sci.-1981.-V.29, №13.-P. 1285-1289

211. Fasshauer D., Antonin W., Subramaniam V., Jahn R. SNARE assembly and disassembly exhibit a pronounced hysteresis//Nature Structural Biology. -2002.- V.9(2).-P. 144-151.

212. Feldmeyr D., Cull-Candy S. Temperature dependence of NMDA receptor channel conductance levels in outside out pathes from isolated cerebellar granule cells of the rat//J.Neurophysiol. - 1993. - V.459. - P.284P.

213. Frenkel E.S., Roelofsen В., Brodbeck B. Lipid-protein interaction in human erythrocyte-membrane acetylcholinesterase // Biochem. 1980. - V.104, №2. -P.377-382.

214. Fuhrman F.A. Oxygen consumption of mammalian tissues at reduced temperatures // The physiology of induced hypothermia. National Academy of Sciences

215. National Research Council. W., D.C. Proceeding of a Symposium. 1956. - P. 50-51.

216. Gerbi A., Debray M., Maixent J.M., Chanez C., Bourre J.M. Heterogeneous Na+,K+-ATPase isozymes in whole brain membranes//J.Neurochem. 1993. -V.60. - P.246-252.

217. Glitsh H.G. Electrophysiology of the Sodium-Potassium ATPase in cardiac cells//Physiol.Rev. -2001. - V.81(4). -P.1791-1826.

218. Globus M., Alonso O., Dietrich W.D., Busto R., Ginsberg M.D. Glutamate release and free radical production following brain injury: Effects of posttraumatic hypothermia//J.Neurochem. 1995.- V.65(4). - P. 1704-1711.

219. Gloor S.M., Watchel M., Bolliger M.F., Ishihara H., Landmann R., Frei K. Molecular and cellular permeability control at the blood-brain barrier.//Brain Res.Review. 2001. - V.36. - P.258-264.

220. Godfrey S., Kuhlenschmidt Т., Curthoys N.P. Correlation between activation and dimer formation of rat renal phosphate dependent glutami-nase//J.Biol,Chem. - 1977. - V.252(6). - P. 1927-1931.

221. Gramsbergen J.B., Leegsma-Vogt G., Venema K., Noraberg J., Korf J. Quantitative on line monitoring of hippocampus glucose and lactate metabolism in organotypic cultures using biosensor technology//J.Neurochem. - 2003. - V.85. - P.399^408.

222. Grisaru D., Sternfeld M., Eldor A., Glick D., Soreq H. Structural roles of acetylcholinesterase variants in biology and pathology//Eur.J. Biochem. 1999. -V.264. - 3672-3686.

223. Gunter Т.Е., Pfeiffer D.R. Mechanism by which calcium mitochondria transport // Am. J. Physiol.-1990.-V.258, №5.-Pt. 1 .-P.C755-C786

224. Guo-Feng Tian and A.J.Baker Glycolisis prevents anoxia-induced synaptic transmission damage in rat slices//J.Neurophysiol. 2000. - V.83 - P. 18301839.

225. Hagerdal M., Harp I., Siesjo B.K. Effect of hypothermia upon organic phosphates glycolytic metabolites, citric acid cycle intermediates and associated amino acids in rat cerebral cortex //J.Neurochem. -1975. № 24. - P. 743-748.

226. Hagerdal M., Harp I., Niesson L., Siesjo B.K. Effect of induced hypothermia upon oxygen consumption in the rat brain//J.Neurochem. 1975. - V.24. -P.311-316.

227. Hajos F. An improved method for preparation of synaptosomal fractions of bright purity//Brain Res. 1979. - V.93. №3. - P.485-489.

228. Hassel В., Boldingh K.A., Narvesen C., Iversen E.G., Skrede K.K. Glutamate transport, glutamine synthase and phosphate-activated glutaminase in rat CNS white matter. A quantitative study//J.Neurochem. 2003. - V.87. - P.230-237.

229. Haussinger D., Lang F., Bauers K., Gerok W. Interactions between glutamine metabolism and cell volume regulation in perfused rat liver//Eur.J.Biochem. -1990. V.188. - P.689-695.

230. Head S.D. Temperature and end-plate currents in rat diaphragm//J.Physiol.-1983.- V.334. P.441-459.

231. Hellstrand P., Gomez M., Nilsson B.-O., Nordstrom L., Sward K. Actions of polyamines on contraction in smooth muscle//Biophys.J. 1994. - V.66,№2. Pt.2-P.98.

232. Hensel H. Thermoreception and temperature regulation. London: Acad. Press. - 1981.-32 lp.

233. Hensley K., Robinson K.A., Gabbita P., Salsman S., Floyd R.A. Reactive oxygen species, cell signaling, and cell injury .//Free Radical Biol. & Medicine. -2000. V.28,№10. - P. 1456-1462.

234. Hewer A.J.H. Hypothermia for neurosurgery. In: International anesthesiology clinics. Brown & Co. 1964. - P. 919-939.

235. Hochachka P.W. Defense strategies against hypoxia and hypothermia// Science.- 1986.-V.231. №4735.- P.234-241.

236. Hochachka P.W. Intracellular convection, homeostasis and metabolic regula-tion//J.Exp.Biol. 2003. - V.206. - P.2001-2009.

237. Hochachka P.W. The metabolic implications of intracellular circula-tion//Proc.Natl.Acad.Sci.USA 1999. - V.96(22). - P.12233-12239.

238. Hochachka P.W. Unifying theory of hypoxia tolerance: molecular/metabolic defense and rescue mechanisms for surviving oxygen lack// Proc.Natl.Acad.Sci.USA. 1996. V.93. - P.9493-9498.

239. Hodgkin A.L., Keynes R.D. J.Physiol. 1955, - V. 128. - P.61-88.

240. Hoge D.R., Atkinson J., Gill B. et al. Linear coupling between cerebral blood flow and oxygen consumption in activated human cortex // Proc. Natl. Acad. Sci. -1999.-V.96.- P.9403-9408.

241. Huang C-J, Moczydlowski E. Cytoplasmic polyamines as permeant blockers and modulators of the voltage-gated sodium channeI.//Biophys.J. 2001. -V.80.-P.l262-1279.

242. Huang E.P. Synaptic transmission: Spillover at central synapses//Current Biol. 1998. - V.8. - P.R613-R615.

243. Ilangumaran S., Hoessli D. // Biochem.J. 1998. - V.335. - P.433-440.

244. Imlay J.A., Fridowich I. Assay of metabolic superoxide production in Escherichia coli//J. Biol.Chem. 1991. - V.266, №11.- P.6957-6965.

245. Inagaki N. Gonoi T. et al. Reconstitution of Ikatp -An inward recrifier subunit plus the sulphonilurea receptor.//Science. 1995. - V.270. - P.l 166-1170.

246. Jacobs H.K., South F.E. Effects of temperature on cardiac transmembrane potentials in hibernation//Am.J.Physiol. 1976. - V.230. - P.403- 406.

247. Jacobs M.H. The measurement of cell permeability with particular reference to the erythrocyte. In: Modern trends in Physiology and Biochemistry. Academic Press. 1952.-P. 149.

248. Jahnig F., Bramhall J. The origin of a break in Arrhenius plots of membrane processes//Biochem. et Biophys. Acta. 1982. - V.690. - P.310-313.

249. Jensen J.R., Lynch G., Baudry M. Polyamines Stimulate Mitochondrial Calcium Transport in Rat Brain. // J. Neurochem. 1987. - V.48, №3. - P.765-772.

250. Jiang C., Haddard G.G. Oxygen modulates K+ channel activity via a mem-branedelimited mechanism in neurons//Biophys.J. 1994.- V.66,2,Pt.2. - P.208.

251. Jin Q., Bethke C.M. Kinetics of electron transfer through the respiratory chain.//Biophys.J. 2002. - V.83. - P. 1797-1808.

252. John R. Recycling of synaptic vesicle membrane within nerve terminals//Brain Res. Bulletin. 1999. - V.50 (5/6). - P.313-314.

253. Joseph S.K., Coll K.E., Cooper R.H., Marks J.S., Williamson J.R. Mechanisms underlying Calcium Homeostasis in Isolated Hepatocytes//J. Biol. Chem.-1983.-V.258, №2.-P.731-741

254. Joyner R.W. Temperature effects on neuronal elements//Fed. Proc. 1981. -V. 40, № 14.-P. 2818-2828.

255. Kanamori K., Ross B.D. In vivo activity of glutaminase in the brain of hy-perammonaemic rats measured by l5N nuclear magnetic resonance//Biochem.J. 1995.- V.305.№2. - P.329-336.

256. Kaplan J.H. Biochemistry of Na,K-ATPase//Ann.Rev.Biochem. 2002. -V.71. - P.511-535.

257. Kataoka K., Yanase H. Mild hypothermia a revived countermeasure against ischemic neuronal damages // Neurosci. Res.-1998.-V.32. P. 103-117

258. Kayser Ch. The physiology of natural hibernation. Pergamon press. 1961. -P. 131-142.

259. Kedem O., Kaplan S.R. Degree of coupling and its relation to efficiency of energy conversion//Trans.Far.Soc. 1965. - V.61(513). - P.1897-1911.

260. Keen P., White T. A light scattering technique for the study of the permeability of rat brain synaptosomes in vitro//J.Neurochem. 1970. - V. 17. - P.565-571.

261. Keen P., White T. The permeability of pinched-off nerve endings to sodium, potassium, and chloride and the effects of gramicidin//J .Neurochem. 1971. -V.18. - P.1097-1103.

262. Ketteumann H., Sykova E., Orcand R. K. Glial potassium uptake following depletion by intracellular ionophoresis//Pflugers Arch. 1987 - V. 410. - № У г -P. 1-6.

263. Kirino T. Ischemic tolerance//J.Cereb. Blood flow & Metab. 2002. -V.22. -1283-1296.

264. Kleeman C.R., Davson H., Levin E. Urea transport in the central nervous sys-tem//Amer. J. Physiol. 1962. - V. 203. - P. 739-747.

265. Kleinle J., Vogt K., Luscher H-R., Muller L., Senn W., Wyler K., Streit J. Transmitter concentration profiles in the synaptic cleft: An analytical model for release and difftision//Biophys.J. 1996. - V.71(5). - P.2413-2426.

266. Koch A.L. Some calculations on the turbidity of mitochondria and bacte-ria//Biochim.Biophys.Acta. 1961. - V.51. - P.429-441.

267. Koenig S.H., Brown R.D. Anomalous relaxation of water protons in solutions of copper-containing proteins//Ann.N.J.Acad.Sci. 1973. - V.222. - P.752- 757.

268. Koizumi S., Fujishita K., Tsuda M., Shigemoto-Mogami Y., Inoue К Dynamic inhibition of exitatory synaptic transmission by astrocyte-derived ATP in hippo-campal cultures//Proc.Natl.Acad.Sci.USA 2003. - V. 100(19). - P. 1102311028.

269. Konikova A.S., Vinarskaya A.L., Nikulin V.V., Petuchova L.M., Protein degradation to low-molecular compounds after death and during reanima-tion//Virchows Archiv B. 1975. - V.18. - P.347-351.

270. Kondrashova M.N., Doliba N.M. Polarographic observation of substrate-level phosphorylation and its stimulation by acetylcholine//FEB. -1989. V.243, №2. -P. 153-155

271. Korge P. Honda H.M., Weiss J.N. Protection of cardiac mitochondria by dia-zoxide and protein kinase C: Implications for ischemic precondition-ing.//Pnas.Natl.ACAD.Sci.USA 2002. - V.99(5). - P.3312-3317.

272. Kovacevic Z., Day S.H., Collett V., Brosnan J.T., Brosnan M.E. Activation of hepatic glutaminase by spermine//Biochem.J. 1995. - V.305. - P.837-841.

273. Kroigaard M., Thams P., Thorn N.A. Polyamines in nerve terminals and secretory granules isolated from neurohypophysis.//Acta physiol. Scand. -1992-V.146,№2. P.233-240.

274. Kroner H. Spermin. Anather Specific Allosteric Activator of Calcium Uptake in Rat Liver Mitochondria// Arch of Biochem. 1988. - V.267, №1. - P.205-210.

275. Kullmann D.M., Aszetely F. Extrasynaptic glutamate spillover in hippocampus: evidence and implications//Trends Neurosci. 1998. - V21(l). - P.8-14.

276. Kvamme E. Regulation of glutaminase and its possible implication for GAB A metabolism In.GABA-Biochemistry and CNS functions. Mandel P., De Fendis F. eds. N.Y.Plenum Press. 1979. P.l 11-138.

277. Kvamme E., I.A.Torgner, Roberg B. Evidence that pig renal phosphate-activated glutaminase has a functionally predominant external localization in inner mitochondrial membrane.//J.Biol.Chem. 1991. - V266(20). - P.13185-13192.

278. Kvamme E., Torgner I.A., Roberg B. Kinetics and localization of brain phosphate activated glutaminase//J.Neurosci.Res. 2001. - V.66. - P.951-958.

279. Kvamme E.,Tveit B.,Svenneby G. Glutaminase from pig renal cor-tex:I.Purification and general properties//J.Biol.Chem. 1970. - V.245 -.P. 1871—1877.

280. Lasza Z., Snipes J.A., Kis В., Szabo C., Grover G., Bussija D.W. Investigation of the subunit composition and the pharmacology of the mitochondrial ATP-dependent K+ channel in the brain//Brain Res. 2003. - V.994. - P.27-36.

281. Lee Т.—F., Westly J., Wang L.C.H. Effects of hetastarch and mannitol on prolonging survival in stable hypothermia in rats//Am.J. Physiol. 2000. - V.278. -P.R1040-1047.

282. Lensen S., Minister W., Rustenbeck I. Dual effect of spermin on mitochondrial Ca2+ transport. // Biochem. J. 1992. - V.79. - P.907-908.

283. Lewis D. V., Schuette W.H. Temperature dependence of potassium clearance in the central nervous system//Brain Res. 1975. - V.99. - P. 175 -178.

284. Little D.M. Hypothermia // Anestesiology. 1959. - V.20, №6. - P. 842-877.

285. Lourie H., Willy J., O'Leary J.L. Effect of hypothermia upon vital staining of the brain//J.Nervous and mental Disease. 1960. - V.130(l). -P.l-5.

286. Lowry O.H. Energy metabolism and its control. In.Brain work.The coupling of function, metabolism and blood flow in the brain. Proceedings of the Alfred Benzon Symposium VIII. Copenhagen. D.H.Ingvar and N.A.Lassen eds. 1975. -P.48-53.

287. Lutz P. Mechanisms for anoxic survival in the vertebrate brain//Annu. Rev. Physiol. 1992. - P.601-618.

288. Lyman C. P. Why Bother to Hibernate? In book: Hibernation and Torpor in Mammals and Birds. Lyman C.P. et al. edit. N.Y.: Academic Press, 1982. P.l-11.

289. Lynch R., Balaban R. Coupling of aerobic glycolisis and Na+,K+-ATPase in renal cell line MDCK//Am.J.Physiol. 1987. - V.253. - P.C269-C276.

290. Macknight A.D., Leaf A. Regulation of cellular volume//Physiol.Rev. 1977. - V.57(3). -P.510-573.

291. Makarenko V., Llinas R. Experimentally determined chaotic phase synchronization in a neuronal system//Proc.Natl.Acad.Sci.USA 1998. - V.95. -P. 15747-15752.

292. Marder E. From biophysics to models of network function// Annu. Rev. Neuro-sci.- 1998.-V.21.-P.25-45.

293. Massopust L. C., Alsin M.S., Barnes A.W., Meder R., Kretchmer H.W. Cortical and subcortical responses to hypothermia// Exp. Neurology. 1964. - V. 9. -P. 249-261.

294. Massopust L.C., Wolin L.R. Evoked potentials brom the visual system in hypothermia. Hibernators and nonhibernators//Exp. Neurol.-1966.-V.14 P.134-143.

295. Massopust L.C., Wolin L.R., White R., Kadoya S., Taslitz N. Electroencepha-lographic characteristics of brain cooling and rewarming in mon-key//Exp.Neurolog. 1970. - V.26. - P.518-526.

296. May S., Harries D., Ben-Shaul A. Lipid demixing and protein-protein interactions in the adsorption of charged proteins on mixed membranes//Biophys.J. -2000.-V.79.-P. 1747-1760.

297. McCormack J.G. The effect of spermin on calcium transport in rat heart and liver mitochondria as assessed using the intramitochondrial calcium-sensitive dehydrogenases//Biochem. Soc. Trans.-1987.-V.15, №5.-P.830-831

298. McCormack J.G., Halestrap A.P., Denton R.M. Role of calcium ions in the regulation of mammalian intramitochondrial metabolism//Physiol. Rev—1990.-V.70.-P.391-425.

299. McCulloch J., Savaki H., Jehle J., Sokoloff L. Local cerebral glucose utilization in hypothermic and hyperthermic rats//J.Neurochem. 1982. - V.39. -P.255-258.

300. McCully J.D., Levitsky S. Mitochondrial ATP-sensitive potassium channels in surgical cardioprotection//Arch.Biochem.Biophys. 2003. - V.420. - P.237-245.

301. McKenna M.C., Tildon T.J., Stevenson HJ., Xueli Huang New insights into compartmentation of glutamate and glutamine in cultured rat brain astro-sytes//Dev.Neurosci. -1996.-VA8. №5-6. -P.380-390.

302. Mendler K., Reulen H., Brendel W. Cold swelling and energy metabolism in the hypothermic brain of rats and dogs. InrHibernation and Hypothermia. South et al. eds. Elsevier. 1972. - P. 167-190.

303. Menton K., Markham A., Pullen R. The effect of spermine on manganese homeostasis in rat brain mitochondria//J.Physiol.Proc. 1995, - №482. - P.32-33.

304. Mihailovic L.J.T. Cortical and subcortical electrical activity in hibernation and hypothermia. In: Hibernation and Hypothermia. Perspectives and Challenges. South et al. eds. Elsevier. -1972. - P.487-534.

305. Mingming Mao, Mukherjee S., Maxfield F. Cholesterol depletion induced large scale domain segregation in living cell membranes/VProc.Natl.Acad.Sci.US 2001. - V.98(23). -P.13072-13077.

306. Mishra O.P., Delivoria-Papadopoulos M. Cellular mechanisms of hypoxic injury in the developing brain//Brain Res. Bull. 1998. - V.48(3). - P.233-238.

307. Mitchell P. A chemiosmotic hypothesis for the mechanism of oxidative and photosynthetic phosphorylation // Nature.-I961.-V.191.-P.144-148.

308. Mochizuki Oda N., Takeuchi Y., Matsumura K., Oozawa Y., Watanabe Y.1. У ,

309. Hypoxia-induced catecholamine release and intracellular Ca increase via sup-presion of K+ channels in cultured rat adrenal chromaffin celIs//J.Neurochem. -1997. V.69. - P.377-387.

310. Murphy A.N., Keller J.K., Fiskum G. Submicromolar Ca Regulates Phos-phorilating Respiration by Normal Rat Liver and AS-SOD Hepatoma Mitochondria by Different Mechanisms. // J. Biol. Chem. 1990. - V.265, №18. -P.10527-10534.

311. Nelson D., Rumsey W., Eresinska M. Glutamine catabolism by heart musle: Regulation of phosphate activated glutaminase by ATP, citrate, and chlo-ride.//Arch.Biochem.and Biophys. - 1994.- V.314.№2. - P.376-383.

312. Nicchitta C.V., Williamson J.R. Spermin. A regulator of mitochondrial calcium cycling. //J. Biol. Chem. 1984. - V.259, №21. - P. 12978-12983.

313. Nicholls D.G. The regulation of extramitochondrial free calcium ion concentration by rat liver mitochondria//Biochem. J.-1978.-V. 176.-P.463-474

314. Nicholls D.G., Budd S. Mitochondria and neuronal survival//Physiol.Rev. -2000. V.80(l). - P.315-360.

315. Nicolls D.G., Ward M.W. Mitochondrial membrane potential and neuronal glu-tamate exitotoxicity: mortality and millivolts.//Trends in Neurosci. 2000. -V.23(4).- 166-174.

316. Niu X.W., Meech R.W. Spermine inhibition of KATp channel activity in guinea -pig ventricular myocytes.//J.Physiol.Proc. 1997. - V.504. - P.48.

317. Oka A., Beliveau M.J., Rosenberg P.A., Volpe J.J. Vulnerability of oligoden-droglia to glutamate: pharmacology, mechanisms, and prevention//J.Neurosci. -1993 V.13. - P.1441-1453.

318. Ottersen O.P., Zhang N., Walberg F. Metabolic compartmentation of glutamate and glutamine. Morphological evidence obtained by quantative immunochemis-try in rat cerebellum // Neuroscience. 1992. - V.46 (3). - P.519-534.

319. Pang Y.P., Quizam P., Jelock Т., Hang F., Brimijoin S. Highly potent selective and low cost bis-tetrohydroaminocrine inhibition of acetylcholinesterase // J. of Biol. Chem. 1996. - V.241, №39. - P.23646-23649.

320. Pellerin L., Magistretti P.J. Excitatory amino acids stimulate aerobic glycolysis in astrocytes via an activation of the Na+/K+ATPase//Develop.Neurosci. -1996. -V.18, №5-6.-P.336-342

321. Plesnila N., Muller E., Guretzki S., Ringel F., Staub F., Baethmann A. Effect of hypothermia on the volume of rat glial cells//J.Neurophysiol. 2000. -V.523.1 - P.155-162.

322. Polla B.S., Kantengawa S., Francois D. et al. Mitochondria are selective targets for the protective effects of heat shock against oxidative injury//Proc. Natl. Acad. Sci. 1996. - V.93. - P.6458-6463.

323. Popov V.I., Bocharova L.S. Hibernation-induced structural changes in synaptic contacts between mossy fibers and hippocampal pyramidal neu-rons//Neuroscience. 1992. - V.48(l). - P.53-61.

324. Popov V.I., Bocharova L.S., Bragin A.G. Repeated changes of dendritic morphology in the course of hibernation.//Neuroscience. 1992. - V.48(l). - P.45-51.

325. Popovic V., Popovic P. Hypotermia in biology and in medicine//New York, San-Francisco, London. Grune & Stratton.- 1974.

326. Radic Z., Pickering N.A., Vellom D., Camp S., Taylor P. Three distinct domains in the cholinesterase molecule confer selectivity for acetyl- and butyryl-cholinesterase inhibitors//Biochemistry. 1993. - V.32(45). -P.l2074-12084.

327. Ranson N.A., White H.E., Saibil H.R. Chaperonins.//Biochem.J.-1998.-V.333. -P.233-242.

328. Ranson N.A.,White H.E., Saibil H.R. Chaperonins//Biochem. J. 1998. -V.333. - P.233-242.

329. Raves M.L., Harel M., Pang Y.P., Silmon I., Kosikowski A.P., Sussman S.L. Structure acetylcholinesterase complexed with nootropic alcoloid (-)-Hupersine A // Nature structural biology. 1997. - V.4, №1. - P.314-320.

330. Reitman S., Frankel S. — Am. J. clin. Path., 1957, v. 28, p. 56—63.

331. Ren M., Senatorov V.V., Chen R-W., Chuang D-M. Postinsult treatment with lithium reduces brain damage and facilitates neurological recovery in rat ische-mia/reperfusion model.//Proc.Natl.Acad.Sci.USA 2003. -V. 100,№10. -P.6210-6215.

332. Rice M. Ascorbate regulation and its neuroprotective role in the brain//Trends. Neurosci. -2000. -V.23. P. 206-216.

333. Ross J., Armstead W.M. Differential role of PTK and ERK МАРК in superoxide impairment of Katp and KCa channel cerebrovasodilation//Am.J.Physiol. -2003. V.285. - P.R149-R154.

334. Rottenberg H. Uncoupling of oxidative phosphorilation in rat liver mitochondria by general anesthetics. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1983. - V.80. -P.3313-3317.

335. Rottenberg H., Marbach M. Regulation of Ca transport in brain mitochondria.л,

336. The mechanism of spermine enhancement of Ca uptake and retention//BBA Bioenerg -1990 -V. 1016, №1 .-P.77-78

337. Saito K., Packianamathan S. Longo L. Free radical-induced elevation of ornithine decarboxylase activity in developing rat brain slices//Brain res. 1997-V.763,№2.-P.232-238.

338. Schindler A., Olson E., Spitzer N., Montal M. Mitochondrial dysfunction is a primary event in glutamate neurotoxicity//J.Neurosci. 1996. - V.16(9). -P.6125-6133.

339. Schneider W. Mitochondrial metabolism//Adv.Enzymol. 1959. - V.2. - P.l72.

340. Schuber F. Influence of polyamines on membrane functionsZ/Biochem. J. -1989.-V.260.-P.1-10.

341. Schurr A., Payne R.S., Miller J.J., Rigor B.U. Brain lactate, not glucose, fuels the recovery of synaptic function from hypoxia upon reoxygenation: an in vitro study//Brain. -1997. V.744, №1. - P.105-111.

342. Sedlak J., Lindsey R.H. Estimation of total protein-bound and non-protein sulfhydryl groups in tissue with Ellmans reagent//Analytical biochem, 1968. -V.25. - P. 192-194.

343. Shenoy S.K., Yu L., Yu C. Identification of quinon-binding and heme-ligating residues of the small membrane-anchoring subunit (QPs3) of bovine heart mitochondrial succinate.ubiquinon reductase//J.Biol.Chem. 1999. - V.274(13). -P.8717-8722.

344. Shuai J., Bikson M., Hahn P., Jun Lian, Durand D.M. Ionic mechanisms underlying spontaneous CA1 neuronal firing in Ca++-free solution.//Biophys.J. 2003.- V.84.-P.2099-2111.

345. Sibson N.R., Dhankhar A., Mason G.F., Rothman D.L., Behar K.L., Shulman R.G. Stoichiometric coupling of brain glucose metabolism and glutamatergic neuronal activity //Neurobiology. 1998. V. 95. - P. 316-321.

346. Siliprhandi D., Toniello A., Dalla V. Novello M. Polyamine transport in mito-chondria//Biochem. Biophys. Acta. 1990. - V.1018. - P.l 12-119.

347. Silva J.E. The thermogenic effect of thyroid hormone and its clinical implica-tions//Ann. Inter. Med. 2003. - V.139. - P.205-213.

348. Silver I.A., Erecinska M. Energetic demands of the Na+,K+-ATPase in mammalian astrocytes.//Glia. 1997. - V.21. - P.35^15.

349. Simpson P.B., Russell J.T. Role of mitochondrial Ca regulation in neuronal and glial cell signaling//Brain Res. Rev. 1998. - V.26. - P.72-81.

350. Skulachev V.P. Role of uncoupled and non-coupled oxidations in maintenace of safely low levels of oxygen and its one electron reductance//Q.Rev.Biophys.- 1996.-V.29.-P. 169-202.

351. Sokoloff L. Energetics of functional activation in neural tissues//Neurochem. Res. 1999. - V.24, №2. - P.321-329

352. Sokoloff L. Relation between physiological function and energy metabolism in the central nervous system//J. Neurochem. 1977. - V. 29. - P. 13-26.

353. Stanley E.F. Presynaptic calcium channels and the depletion of synaptic cleft calcium ions//J.Neurophysiol. 2000. - V.83. - P.477^182.

354. Steen P.A.,Michenfelder J.D. Barbiturate protection in tolerant and nontolerant mice: comparison with hypothermic protection//Anestesiology. 1979. - V.50. p.404-408.

355. Stucki J.W. Thermodynamic optimization of biological energy conversions// Biochem. Soc. Trans.-1983. V.l 1. - P.45-47.

356. Sussman J.L., Harel M., Frolov F., Oefner C., Goldman A., Toker L., Silman I. Atomic Structure of Acetylcholinesterase from Torpedo californica: A prototypic acetylcholine-binding protein//Science. 1991. - V.253. - P.872-879.

357. Svenneby G. Time and temperature dependent activation of pig brain glutami-nase//J.Neurochem. 1972. - V.l9. - P. 165-174.

358. Svenneby G., Torgner I.A. Localization and function of glutamine sythetase and glutaminase//Biochem.Soc.Trans. 1987. - V.l5(2). - P.213-215.

359. Svenneby G., Tveit В., Kvamme E. Glutaminase from pig renal cortex. II. Activation by inorganic and organic anions//J.Biol.Chem. 1970. - V.245(3). -P. 1878- 1882.

360. Swan H. Thermoregulation and bioenergetics. Am. Elsevier Publishing Co., Ins. - 1974.-652p.

361. Szegletes Т., Mallender W.D., Thomas P.J., Rossenberry T.L. Substrate Binding to the Peripheral Site of Acetylcholinesterase Initiates Enzymatic Catalysis. Substrate Inhibition Arises as a Secondary Effect//Biochemistry. 1999. - V.38. -P. 122-133.

362. Tabor H., Tabor G.W. Biosynthesis and metabolism of 1,4-diaminobutane, spermidine, spermine and related amines//Adv.Enzymol. 1972. - V.36. -P.203-268.

363. Tai К., Shen Т., Philipopoulos M., McCammon A. Analysis of a 10-ns molecular dynamics simulation of mouse acetylcholinesterase//Biophys.J. 2000. — V.81.-P.715-724.

364. Tanimoto M., Okada Y. The protective effect of hypothermia on hippocampal slices from guinea pig during deprivation of oxygen and glucose//Brain Res.— 1987.-V.417(2). P.239-246.

365. Taylor P., Brown J.H. Acetylcholine. In.: Basic Neurochemistry. G. J. Siegel B.W. Agranoff, R.W. Albers, P.B. Molinoff. eds. New York.-1994.-P.231.

366. Tedeshi H., Harris D.L. The osmotic behaviour and permeability to nonelectro-lytes of mitochondria//Arch.Bioche.Biophys. 1955. - V.58.- P.52-60.

367. Therien A.G., Blostein R. Mechanisms of sodium pump regula-tion//Am.J.Physiol.(Cell Physiol.). 2000. - V.279. - P.541-566.

368. Thomson A.M. Facilitation, augmentation and potentiation at central synapses // Trends in neurosciences. 2000. - V. 23 № 7. - P. 305-312.

369. Titmus M., Korn H., Faber D. Diffusion, not uptake limits glycine concentration in the synaptic cleft//J.Neurophysiol. 1996. - V.76(4). - 1738-1752.

370. Tsodyks V.M., Markram H. The neural code between neocortical pyramidal neurons depends on neurotransmitter release probability//Neurobiology. 1997. -V. 94.-P. 719-723.

371. Turrens J.F. Mitochondrial formation of reactive oxygen species//J.Physiol. -2003. V.552(2). - P.335 - 344.

372. Van Harreveld A. Brain tissue electrolytes. Butterworths, London. 1966.

373. Van Harreveld A., Ochs S. Cerebral impedance changes after circulatory arrest//Am. J.Physiol. 1956. - V.187. - Р.180.(цит. По Егоров O.B., Кузнецова Г.Д. Мозг как объёмный проводник. М. .Наука. — 1976. - 108с.)

374. Vasquez O.L., Almeida A., Bolanos J.P. Depletion of glutathione up-regulates mitochondrial complex I expression in glial cells//J.Neurochem. 2001.- V.76, - P.1593-1596.

375. Venditti R., De Rosa R., Di Meo S. Effect of thyroid state on H202 production by rat liver mitochondria//Mol.& Cell. Pharmacol. 2003. - V.205. - P. 185-192.

376. Vigh L., Maresca В., Harwood J.L. Does the membrane's physical state control the expression of heat shock and other genes? // TIBS. 1998. - V.23. P. 369374

377. Virtue R.W. Hypothermia and anesthesia. Springfild, Illinois, USA.-1956-390p.

378. Votyakova T.V., Bazhenova E.N., Zvijaginskaya R.A. Polyamines improve Ca2+ transport system of yeast mitochondria//FEBS Lett. 1990. - V.261(l). -P.139-141.

379. Waagepertersen H.S., Bakken I.S., Larsson O.M., Sonnewald U., Schousboe• 1^

380. A. Metabolism of lactate in cultured GABAergic neurons studied by С nuclearmagnetic resonance spectroscopy//.!. Cerebral Blood Flow and Metabolism. -1998. V.18. - P.109-117

381. Wang L.C.H., Lee T.F. Torpor and hibernation in mammals: metabolic, physiological, and biochemical adaptations. In: Handbook of Physiology. Fregly M.J. and Blatter C.M. (eds.). Oxford Univer. Press. N.Y. 1996. - PP.507-531.

382. Wang L.C.H., Lee T.F. Torpor and hibernation in mammals; metabolic, physiological and biochemical adaptations. In.Handbook of Physiology. Fregly M.S. and Blatteis C.M. (eds). Oxford unives. Press. N.Y., 1996. P. 507-531

383. Webb C.P., Greenfield S.A. Non-cholinergic effects of acetylcholinesterase in the substantia nigra: a possible role for an ATP-sensitive potassium chan-nel//Exp. Brain Res. 1992. - V. - P. 149-158.

384. Weiger Т., Hermann A. Polyamines block Ca activated К channels in pituitary tumor cells (GH3)//J.Membr.biol. - 1994- V.l40.№2, - P. 133-142.

385. Weinberg J.M., Venkatachalam M.A., Roeser N.F., Nissim I. Mitochondrial dysfunction during hypoxia/reoxigenation and its correction by anaerobic metabolism of citric acid cycle intermediates//Proc.Natl.Acad.Sci.USA 2000. -V.97,№6. - P.2826-2831.

386. White B.C., Sullivan J.M., DeGracia D.J., O'Neit B.J., Neumar R.W., Grossman L.I., Rafols J.A., Krause G.S. Brain ischemia and reperfusion: molecular mechanisms of neuronal injury//J.Neurol. Sci. 2000. - V.l 79. - P. 1-33.

387. White J.A., Rubinstein J.T., Kay A.R. Channel noise in neurons//Trends in Neurosci.- 2000.-V.23 .-P. 131-137.

388. Whittaker V.P., Barker L.A. The subcellular fractionation of brain tissue with special reference to the preparation of synaptosomes and their component of or-ganells//Methods in Neurochem.-1972.-V.2(l)- P.l-52.

389. Winter C., De Luca D., Szumilo H. 2,4-dinitrophenol and carbonycyanide p-trifluoromrthoxyphenylhydrazone activate the glutathione S-conjugate transport ATP-ase of human erythrocyte membranes//Arch. Biochem. and Biophys. -1994. V.314, №1. - P. 17-22.

390. Williams K. Interactions of polyamines with ion channels// Biochem.J. -1997-V.325. P.289-297.

391. Williamson J.R., Cooper R.H., Hock J.B. Role of calcium in the hormonal regulation of liver metabolism//Biochem. Biophys. Acta. 1981. - V.639, №314. - P.243-248.

392. Willis I.S. Hibernation: cellular aspects//Ann.Rev.Physiol.- 1979. V.41. -P.275 -286.

393. Wu Ling-Gang, Betz W.J. Kinetics of synaptic depression and vesicle recycling after tetanic stimulation of frog motor nerve terminals//Biophys.J. 1998.- V.74(6). P.3003-3009.

394. Yamada K., Juan Juan Li, et al. Protective role of ATP-sensitive potassium channels in hypoxia-induced generalized seizure//Science. 2001. - V.292. -P.l 543-1546.

395. Yamada M., Kurachi Y. Spermine gates inward-rectifying muscarinic but not ATP-sensitive K+ channels in rabbit atrial myosites.Intracellular substance-mediated mechnism of inward rectification//J.Biol.Chem. 1995 - V.270.№16.- P.9289-9294.

396. Yarovsky P.J., Ingvar D. Neuronal activity and energy metabolism//Fed. Proc.-I98I.-V.40, №9.-P.2353-2362

397. Zanchin G., Sershen H., Lajtha A. The effect of hyperosmolal urea on the transport of amino acids into rat brain//Exp.Neurolog. 1970. - V.51. - P.292-303.

398. Zhou H., Wlodek S., McCammon A. Conformation gating as a mechanism for enzymespecificity. // Pros. Nat. Acad. Sci. USA. 1998. - V.95. - P.9280-9283.

399. Zi^tara M., Skorkowski E. Thermostability of lactate dehydrogenase LDH-A4 isozyme: effect of heat shok protein dnak on the enzyme activ-ity//Int.J.Biochem.and Cell Biol. V.27(l 1). - P. 1169-1174.

400. Zucker R.S. Calcium and activity dependent synaptic plasticity//Current Opinion in Neurobiology. 1999. - V. 9. - P. 305-313.

Информация о работе

Мейланов, Иззет Сиражудинович
доктора биологических наук
Астрахань, 2004
ВАК 03.00.13

Диссертация

Исследование физиологических механизмов гипотермических состояний у млекопитающих - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы