Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Электронно-зондовые исследования баланса элементов (K, Na, Cl) в клетках миокарда на этапах ранней ишемии

ВАК РФ 03.00.02, Биофизика

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Погорелов, Александр Григорьевич

СОДЕРЖАНИЕ стр.

ВВЕДЕНИЕ 5

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 11 -36 Раздел: Изменение содержания калия в мышечной клетке сердца при ранней 11-20 ишемии

• Роль Иа/К-АТФазы 12

• Роль АТФ-зависимого калиевого канала 15

• Роль Иа-зависимого калиевого канала 18-20 РАЗДЕЛ: Изменение содержания натрия в мышечной клетке сердца при 20-25 ранней ишемии

РАЗДЕЛ: Изменение содержания кальция в мышечной клетке сердца при 25-27 ранней ишемии

Раздел: Деэнергизация мышечной клетки сердца при ишемии 28

раздел: Изменение морфологии ткани сердца при ранней ишемии 34

МЕТОДЫ, ОБЪЕКТЫ И ПРОТОКОЛЫ ЭКСПЕРИМЕНТА 3 7

Раздел: Электронно-зондовый микроанализ в биологии ' 37

• История предмета 37

• Методология электронно-зондового микроанализа 39

Низкотемпературная фиксация 39

Низкотемпературная дегидратация 42

Криотомия свежезамороженной ткани 46

Чувствительность электронно-зондового микроанализа 49

Пространственное разрешение электронно-зондового микроанализа 52

Расчет концентрации элементов в срезе ткани 54

Наблюдение срезов ткани при электронно- зондовом микроанализе 57

Раздел\ Условия подготовки и анализа срезов 58

• Подготовка срезов ткани для электронно- зондового. микроанализа 59

Срезы лиофилизированной залитой в смолу ткани 59

Лиофилизированные криосрезы 61

• Подготовка срезов суспензии миоцитов первичной культуры ткани сердца 62-63 для электронно- зондового микроанализа

Раздел: Объект исследования 63

• Папиллярная мышца сердца 63

Функциональная ишемия, вызванная длительным действием 64-65 гипертермии на животное (крыса '\Vistar)

Гипотермическая ишемия в состоянии гибернации суслика (Сйе11ш 65 шкМайю)

Изолированное сердце 65

• Первичная культура миоцитов ткани сердца (крыса \Vistar) 66-68 Раздел: Протоколы эксперимента на изолированном сердце 68

• Описание установки для проточной перфузии изолированного сердца 68

• Нормоксическая перфузия при гипотермических условиях (10°С)

• Полная ишемия и ишемия/реперфузия 72

• Аноксическая перфузия раствором Тироде без глюкозы

• Аноксическая перфузия раствором Тироде без глюкозы в присутствии строфантидина

• Аноксическая перфузия раствором Тироде без глюкозы в условиях 74 гипотермии и калиевой блокады Ыа/К-АТФазы

РЕЗУЛЬТАТЫ ЭЛЕКТРОННО-ЗОНДОВОГО МИКРОАНАЛИЗА . 75-104 ЭЛЕМЕНТНОГО СОСТАВА МЫШЕЧНОЙ КЛЕТКИ СЕРДЦА

Раздел: Анализ элементного состава мышечной клетки папиллярной мышцы 75-86 сердца животного

• Краткое содержание раздела 75

• Задача исследований 76

• Режим электронно-зондового микроанализа среза папиллярной мышцы 77-79 сердца

• Результаты электронно-зондового микроанализа элементного состава 79-86 мышечной клетки сердца

Раздел: Анализ элементного состава миоцита папиллярной мышцы 87-96 изолированного сердца

• Краткое содержание раздела

• Задача исследований 88

• Режим электронно-зондового микроанализа криосреза папиллярной 89-91 мышцы изолированного сердца

• Результаты электронно-зондового микроанализа элементного состава 91-96 мышечной клетки изолированного сердца

Раздел: Анализ элементного состава миоцита первичной культуры ткани 97-104 сердца

• Краткое содержание раздела

• Задача исследований 98

• Режим электронно-зондового микроанализа суспензии кардиомиоцитов 99-100 первичной культуры ткани сердца

• Результаты электронно-зондового микроанализа суспензии 100-104 кардиомиоцитов первичной культуры ткани сердца

ОБСУЖДЕНИЕ 105-156 Раздел: Изменение баланса элементов в мышечной клетке сердца в условиях 105-115 функциональной ишемии

РАЗДЕЛ: Изменение баланса элементов в мышечной клетке сердца при 115-118 гибернации суслика (Сие11ш ипс1иШш)

Раздел: Изменение элементного состава мышечной клетки изолированного 118-156 сердца при различных перфузиях

• Нормоксическая перфузия в условиях нормо- и гипотермии 118

• Полная (глобальная) ишемия 123

• Аноксическая перфузия сердца раствором Тироде без глюкозы 132

• Аноксическая перфузия сердца раствором Тироде без глюкозы в 138-141 присутствии строфантидина — механизм "опосредованного действия"

• Аноксическая перфузия сердца раствором Тироде без глюкозы при 142-145 гипотермии или калиевой блокаде Ыа/К-АТФазы

• Полная ишемия с последующей нормоксической реперфузией 145-150 Раздел: Связь морфологии и элементного состава кардиомиоцита в 151-156 первичной культуре ткани сердца

Введение Диссертация по биологии, на тему "Электронно-зондовые исследования баланса элементов (K, Na, Cl) в клетках миокарда на этапах ранней ишемии"

Ишемия является одной из причин нарушения сократительной функции сердца (Bolli, 1982). Ранняя стадия ишемии характеризуется нарастающей гипоксией, с которой связывают обратимые изменениями физиологии мышечной клетки, прежде всего дисбаланс ионов на мембране кардиомиоцита (Allen, Orchard, 1987; Silverman, Stern, 1994; Pierce, Czubryt, 1995). В первую очередь ишемические изменения проявляются в быстром и значительном увеличении концентрации ионов калия в плазме крови (Dennis, Moore, 1938; Rau, Langer, 1978; Lindinger, 1995). Уже в первые минуты ишемии регистрируется выход калия из мышечной ткани (Kleber, 1984).

Изучение ишемических изменений в динамике мембранного потенциала клетки (McDonald, MacLeod, 1972) дало основание для заключения о выходе калия из кардиомиоцита (Benndorf et al., 1991; Lindinger, 1995). Высказывалось предположение, что данный эффект обусловлен ингибированием Na/K-АТФазы (Shine, 1981), деэнергизацией кардиомиоцита (Kleber, 1983) и изменением проводимости мембраны для калия (Poole-Wilson, 1984). Современная гипотеза, рассматривающая действие ишемии на мышечную клетку сердца, предполагает развитие событий в три фазы- дефицит внутриклеточного калия, накопление в кардиомиоците натрия и перегрузка клетки кальцием (Silverman, Stern, 1994; Pierce, Czubryt, 1995). Начало необратимых нарушений функции клетки при ишемии обусловлено накоплением в цитоплазме натрия. Развитие внутриклеточного ацидоза инициирует обмен внутриклеточного протона на внеклеточный натрий, что, в свою очередь, активирует обмен натрия на внеклеточный кальций посредством Na.+ - обмена. Именно кальциевая перегрузка цитозоля вызывает необратимую потерю сократительной функции сердца (Steenbergen et al., 1990; Du Toit, Opie, 1992).

По-видимому, механизмы регуляции ионного баланса кардиомиоцита, специфичные для ранней ишемии, лежат в основе ряда явлений, которые изучаются фундаментальной кардиологией. К ним можно отнести: гибернацию, как состояние ткани сердца в условиях гипоксии (Rahimtoola, 1989; Heusch, Schulz, 1996); явление, обозначенное термином "preconditioning", которое заключается в защитном эффекте кратковременной ишемии/реперфузии для последующей длительной ишемии (Zellner et al., 1996); феномен долговременной потери сердцем сократительной функции после кратковременной ишемии — "stunning" (Bolli, 1990 Shen, Vatner, 1995); а также запуск механизмов апоптоза и некроза миоцита (Skulachev, 1998; Crompton, 1999; Bernardi etal., 1999; Halestrap et al., 2000; Loeffler, Kroemer, 2000).

Постоянный интерес к проблеме регуляции баланса калия, натрия и хлора в мышечной клетке сердца при ишемии объясняется возможностью использования результатов экспериментальных исследований в клинической практике. Например, один из способов коррекции ранней ишемии основан на предупреждении накопления натрия в клетке (Murphy et al., 1991; Scholtz et al., 1992; Fliegel, Fruhlih, 1993; Karmazyn et al., 1993; Pike et al., 1993). С другой стороны, требуют своего исследования механизмы, лежащие в основе подходов, широко и успешно используемых в клинике, например, кардиоплегии или применения тройной смеси калия, инсулина и глюкозы при ишемии (Laborit, 1965). Представляет интерес также тестирование на модельных системах фармакологических препаратов (Cheung et al., 1983; Liu et al., 1993; Tosaki et al., 1993, VanEmous et al., 1997; Goodwin et al., 1998) и действия различных условий (Lopez et al., 1996), корректирующих ишемию.

С начала 80-х годов накоплен большой объем данных, полученных на сердце, препаратах ткани сердца и первичной культуре кардиомиоцитов, которые косвенно подтверждают наличие последовательных изменений состава элементов в мышечной клетке сердца на стадии ранней ишемии. Показано, что ионный баланс кардиомиоцита регулируется прежде всего механизмами на мембране клетки, которые активируются в условиях недостатка кислорода и нарушения транспорта метаболитов, среди них: АТФ зависимый (КАТФ) и натрий зависимый (KNa) калиевые каналы, NaQ+-H.+ обмен, транспорт лактата из кардиомиоцита (Noma 1983; Kameyama et al., 1984; Lazdunsky et al., 1985; Gaspardone etal., 1986). Многочисленные экспериментальные работы посвящены исследованию метаболических и морфологических нарушений в миоците при ишемии (Jennings, Reimer , 1981; Reimer et al., 1983; Piper et al., 1984, Allen, Orchard, 1987; Ely, Berne, 1992; Kaul et al., 1993; Tanonaka et al., 1996). Однако, до сих пор остается неясной последовательность событий, вызывающих изменение содержания элементов в клетке в ответ на ишемические условия. По-прежнему, не имеет прямого подтверждения наличие калиевого дефицита в кардиомиоците и накопление в цитоплазме натрия, не ясен способ перераспределения калия из клетки в просвет капилляра, не исследованы значение транспорта лактата и хлора в регуляции ионного баланса кардиомиоцита, динамика изменения калия и натрия в кардиомиоците и взаимосвязь этих процессов в течение ишемии. Следует особо отметить проблему роли эндотелия капилляра в реакции сердечной ткани на условия ишемии, т.к. эндотелиальная клетка является не просто морфологическим барьером, но осуществляет активную функцию в формировании ионого гомеостаза кардиомиоцита.

Последние двадцать лет во многих лабораториях проводились исследования, цель которых состояла в том, чтобы получить ответ на поставленные вопросы. Однако, полученные данные носили косвенный характер, причиной чего было отсутствие адекватных методов анализа элементного состава одиночной клетки в ткани. Анализ проводили on mass на изолированном сердце (ЯМР спектроскопия, изотопный анализ) и препаратах ткани сердца (пламенная фотометрия, атомно-адсорбционный анализ, калий селективные электроды) или на мембране изолированного кардиомиоцита.

Развитие электронно-зондового микроанализа и криогенных методов подготовки ткани в сочетании с экспериментальными технологиями, моделирующими условия, близкие к интактному состоянию кардиомиоцита, дает подход к решению сформулированных выше проблем. В связи с изложенным, целью настоящей работы было разработать технологию, позволяющую применить электронно-зондовый микроанализ в эксперименте, моделирующем условия ранней ишемии. Затем, используя созданную экспериментальную базу, исследовать динамику изменения ионного баланса и последовательность активации специфичных мембранных механизмов в мышечной клетке сердца на биологических системах разного уровня организации. При выполнении работы решалось несколько задач:

• Изучить связь изменения внутриклеточного элементного состава и ультраструктуры мышечной клетки сердца в условиях целостного организма при функциональной ишемии, вызванной действием на животное длительной гипертермии.

Исследовать изменение элементного состава мышечной клетки сердца при гибернации теплокровного животного — эволюционно" обусловленном физиологическом состоянии в условиях гипотермической ишемии суслика (Citellus undulatus). Осуществит анализ изменений элементного состава (К, Na, С1) в мышечной клетке изолированного сердца, вызванных длительной нормоксической перфузией, полной ишемией и аноксической перфузией.

Оценить влияние ингибиторов Na/K-АТФазы на внутриклеточную концентрацию элементов (К, Na, С1) при аноксической перфузии. Исследовать действие кратковременной реперфузии на элементный состав (К, Na, С1) мышечной клетки изолированного сердца после ишемии различной длительности.

Изучить возможность использования первичной культуры миоцитов ткани сердца для тестирования in vitro действия ишемии на внутриклеточный элементный состав (К, Na, С1).

Заключение Диссертация по теме "Биофизика", Погорелов, Александр Григорьевич

выводы

1. С помощью метода локального электронно-зондового микроанализа внутриклеточного содержания калия, натрия и хлора на объектах разной организации показано, что ранняя ишемия и аноксия сопровождаются + последовательными изменениями градиента ионов К , № и С1 на мембране мышечной клетки сердца. Подтверждены основные положения гипотезы о поэтапном изменении элементного (К, Иа, С1) состава кардиомиоцита при ишемии, заключающемся в первичном дефиците внутриклеточного калия, который сменяется увеличением в цитоплазме концентрации натрия.

2. В экспериментальных исследованиях на изолированном сердце и на уровне целостного организма выявлена ключевая роль эндотелиальных клеток капилляра и их взаимодействия с кардиомиоцитом в регуляции и адаптивном изменении элементного состава мышечной клетки при ишемии и аноксии.

3. Выявлен механизм, обеспечивающий повышение и стабилизацию содержания калия в кардиомиоцитах при действии ингибиторов Иа/К-АТФазы. Согласно полученным данным, ингибиторы Ыа/К-АТФазы влияют на мышечную клетку опосредованно через подавление активного транспорта калия на мембране эндотелиальной клетки, что приводит к повышению уровня калия в межклеточном пространстве и активирует Ыа/К-АТФазу кардиомиоцита в условиях ранней ишемии.

4. Обнаружено увеличение концентрации калия в мышечной клетке сердца в состоянии гибернации, подобное тому, которое наблюдалось при гипотермической перфузии изолированного сердца, что может свидетельствовать об общности калий сберегающих механизмов, включающихся при гибернации животного и гипотермической перфузии изолированного сердца.

5. Обобщение экспериментальных данных позволило предложить оригинальную модель последовательной активации ряда катион-анионых транспортных систем, специфичных для ранней ишемии. Гипоксический ацидоз, который сопровождает ишемию, обуславливает Ыа+о~Н+. обмен и выход калия из клетки через К^ канал. Повышение концентрации калия во внеклеточном пространстве активирует Ыа/К-АТФазу, что усиливает деэнергизацию клетки, внутриклеточный ацидоз и, как следствие, открытие Кдтф канала. Дальнейшее увеличение уровня калия вне клетки ингибирует №/К-АТФазу и устанавливает диффузное равновесие на мембране кардиомиоцита.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ Изучение ишемических изменений в динамике мембранного потенциала клетки (McDonald, MacLeod, 1972) дало основание для заключения о выходе калия из кардиомиоцита. Поскольку поток выходящего из клетки калия был существенно выше, чем вход в нее натрия, было введено понятие "электрогенного натриевого" насоса, которое предполагало наличие других способов активного транспорта натрия из клетки помимо Na/K-АТФазы. С этого момента становится ясно, что при ишемии клетка переходит в функциональное состояние, при котором возможна активация мембранных механизмов, не свойственных для нормальных условий. В начале 80-х годов в экспериментах на изолированном сердце с изотопом 42К (Shine, 1981) и на препарате папиллярной мышцы сердца с помощью калий селективных электродов (Kleber, 1983) было подтверждено, что ишемические изменения характеризуются выходом калия из ткани сердца в кровоток. К механизмам, реализующимся при ишемии, можно отнести: активацию АТФ зависимого (Кдтф) и натрий зависимого (К^) калиевых каналов, обмен клеточного протона на внеклеточный натрий, электронейтральный симпорт лактата и калия из клетки и антипорт лактата и хлора. О существовании этих механизмов стало известно к середине 80-х годов.

В 90-х годах общепринятой становится гипотеза о последовательном изменении внутриклеточного элементного баланса при действии ишемии на мышечную клетку (Pierce, Czubryt, 1995). Согласно гипотезе ишемические нарушения функции миоцита развиваются на фоне изменения внутриклеточной концентрации элементов. Эти изменения начинаются с выхода калия из цитоплазмы в межклеточное пространство. Образование калиевого дефицита сопровождается накоплением в мышечной клетке натрия, что является началом необратимых.изменений. Дефицит калия и аккумуляция в ткани сердца натрия при ишемии зарегистрированы методом атомно-абсорбционного анализа и ЯМР-спектроскопии, что косвенно свидетельствует о наличии внутриклеточных изменений концентрации калия и натрия.

Рассматриваемая гипотеза базируется на известных мембранных механизмах и весьма схематично описывает динамику ишемических нарушений в клетке без детальной картины того, что происходит в сложном клеточном синцитии, включающем кардиомиоцит и тесно взаимодействующую с ним эндотелиальную клетку капилляра. Отсутствие полной картины перестройки внутриклеточного ионного баланса при ишемии отражает ограниченность экспериментальных подходов и данных, полученных либо на препаратах ткани on mass, либо на уровне мембраны изолированной клетки. Другими словами, существовал пробел в знаниях о параметрах миоцита в ткани и роли его окружения в приспособительной реакции сердца к ишемическим условиям. Отсутствие данных на клеточном уровне обусловлено отсутствием адекватных методов анализа отдельной клетки in situ. Именно поэтому выпадал из рассмотрения ряд важных проблем фундаментальной и клинической кардиологии, требующий конкретных знаний об этапах ишемического изменения ионного гомеостаза мышечной клетки in vivo, в частности, о периоде, после которого развивается кальциевый парадокс, о механизме действия тройного раствора (глюкоза, инсулин, калий) и кардиоплегии, о состоянии "preconditioning", гибернации и гипотермии.

Для преодоления существующего пробела нами была разработана технология электронно-зондового микроанализа (ЕРМА) применительно к области исследования действия ишемии на гомеостаз кардиомиоцита in situ. Данная технология позволяет измерять концентрацию элементов в мышечной клетке сердца на биологических моделях разного уровня организации: целостном организме, изолированном сердце и первичной культуре клеток ткани сердца (Pogorelov, Allachverdov, 1984; Pogorelov, 1987; Pogorelov et al', 1991; Pogorelov et al, 1993; Pogorelov et al, 1994; Pogorelov et al, 1996; Pogorelov et al, 1998; Pogorelov et al, 1999; Pogorelov et al, 2000). В результате, ЕРМА миоцита сердца животного впервые были экспериментально проверены и подтверждены на клеточном уровне основные предсказания гипотезы. Показано наличие калиевого дефицита и накопления натрия в мышечной клетке сердца при функциональной ишемии, вызываемой у животного действием длительной гипертермии.

Детальное изу.чение динамики изменений элементного состава мышечной клетки было выполнено на изолированном сердце при перфузии разной длительности в различных условиях массообмена. Анализ данных ЕРМА миоцита изолированного сердца, полученных нами при полной ишемии, проточной аноксии, гипотермической перфузии и ишемии/реперфузии, позволил предложить модель, описывающую поэтапную активацию специфичных мембранных ион-транспортирующих систем и их взаимодействие во времени. На первом этапе внутриклеточный гипоксический ацидоз обуславливает увеличение концентрации натрия в мышечной клетке посредством №о+-Н+ обмена, что в свою очередь активирует выход калия из миоцита через К^ канал. На втором этапе увеличение концентрации калия в межклеточном пространстве приводит к активации Ыа/К-АТФазы, что усиливает деэнергизацию и сопровождается усилением ацидоза. В результате происходит дополнительный выход калия из кардиомиоцита. На заключительном этапе ишемии увеличение внутриклеточной концентрации протонов, лактата и АМФ и уменьшение содержания АТФ способствует активации Кдтф канала, что вызывает интенсивный отток калия из клетки. Все этапы ишемии протекают на фоне электронейтрального выхода лактата из кардиомиоцита, который сопровождается симпортом катиона калия и антипортом аниона хлора.

Полученные данные обусловили необходимость рассмотрения в рамках модели роли взаимодействия нескольких компартментов ткани сердца: внутриклеточного и внеклеточного пространств кардиомиоцита, а также эндотелиальной клетки капилляра, раннее не учитываемых при анализе приспособительно-компенсаторных реакций в процессе перестройки ионного баланса кардиомиоцита в условиях ишемии. Например, при полной ишемии в отсутствии перфузии, изменения в структуре мембранного транспорта приводят к установлению нового стационарного состояния в распределении элементов на мембране миоцита. В этих условиях определяющим является буферный объем внеклеточного пространства, когда значительное увеличение калия в нем ингибирует Ыа/К-АТФазу и ведущим механизмом становится диффузия электролитов. При аноксической перфузии все упомянутые выше механизмы, активируемые на мембране кардиомиоцита в условиях полной ишемии, сохраняются, но стационарное состояние не наступает. Изменение ситуации, по сравнению с полной ишемией, обусловлено тем, что при перфузии существует возможность поддержания градиента электролитов между внеклеточным пространством и цитоплазмой. Величина градиента на мембране кардиомиоцита зависит от скорости обмена электролитами между межклеточным пространством и просветом капилляра. Дри аноксической перфузии это зависит от состава перфузата, условий перфузии и состояния эндотелиальной клетки стенки капилляра.

В рамках предложенной модели стало возможным упорядочить и объяснить ранее выявленные противоречивые литературные данные. Так в экспериментах на изолированном сердце нами было показано, что при аноксической перфузии в присутствии ингибитора (строфантидин), или условий (гипотермия, калиевая блокада), ингибирующих Ыа/К-АТФазу в миоците, вместо ожидаемого уменьшения концентрации калия и увеличения натрия, наблюдается обратная тенденция, т.е. внутриклеточное содержание калия возрастает, а натрий уменьшается. Данный эффект следует рассматривать, как результат опосредованного действия, обусловленного тем, что основной мишенью действия ингибиторов в ткани оказывается Иа/К-АТФаза мембраны эндотелиальной клетки. В результате чего прекращается активный перенос калия из межклеточного пространства через эндотелиальную клетку в просвет капилляра, и эндотелий представляет собой только морфологический барьер для пассивной диффузии электролитов. В такой ситуации элементный состав кардиомиоцита "консервируется", как это происходит при гипотермии или калиевой блокаде. В зависимости от схемы эксперимента под действием ингибитора Ыа/К-АТФазы, например, строфантидина миоцит может даже восстановить ишемические нарушения баланса калия и натрия, что вызывает активацию сократительной функции сердца. •

Результаты, полученные нами в эксперименте с реперфузией изолированного сердца, показали, что реперфузионные нарушения баланса элементов в миоците обусловлены не столько длительностью ранней ишемии, но стадией, на которой она прерывается реперфузией. В рамках предложенной модели отсутствие или наличие репер фузионных повреждений миоцита определяется наличием активных специфичных механизмов на мембране миоцита, набор которых меняется по мере развития ишемии. Отсутствие действия реперфузии в начале ишемии обусловлено активацией Ыа/К-АТФазы на мембране миоцита. Значительные реперфузионные изменения в миоците, наблюдаемые в середине ишемии, объясняются интенсивным обменом внеклеточного натрия на внутриклеточный протон, который активируется на втором этапе ранней ишемии. Установление нового стационарного состояния в распределении элементов на мембране кардиомиоцита в конце ишемии, когда ингибируется Иа/К-АТФаза и ведущим механизмом становится диффузия электролитов, смягчает действие реперфузии.

Предложенная нами модель, учитывающая взаимодействие миоцита с окружающими структурными компартментами ткани сердца, позволяет описать поэтапную реакцию мышечной клетки на ишемию, предсказать опосредованный эффект воздействия на систему миоцит-эндотелиальная клетка кардиоплегии и тройного раствора (глюкоза, инсулин, калий). В рамках предложенной модели нами постулирован механизм опосредованного действия ингибиторов Na/K-АТФазы, который объясняет имеющиеся экспериментальные данные и противоречивый литературный материал об активации сократительной функции сердца при действии сердечного гликозида. Полученные данные по ишемии/реперфузии изолированного сердца дают возможность представить достаточно развернутую картину элементного баланса в мышечной клетке сердца в состоянии "preconditioning" (стимуляция сердца кратковременной ишемией) и "stunning" (повреждающая реперфузия, развивающаяся после кратковременной ишемии).

Таким образом, в отличие от результатов, полученных ранее на ткани сердца, изолированных клетках или мембранных комплексах, экспериментальные данные электронно-зондового микроанализа внутриклеточного состава элементов (К, Na, С1) для объектов разного уровня организации дали основание для разработки модели, которая описывает динамику развития ишемии в сердце на уровне кардиомиоцита с учетом роли межклеточного пространства, и клетки эндотелия капилляра.

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Погорелов, Александр Григорьевич, Пущино

1. Acosta D., Ramos К., Li-Goldman С-Р., 1984. Cell injury of cultured rat myocardial cells after reoxygenation of hypoxic cultures in the presence or absence of calcium. In Vitro, 20: 642-646.

2. Alekseev A., Korystova A., Mavlyutova D., Kokoz Yu., 1994. Potential-dependent Ca2+ currents in isolated heart cells of hibernators. Biochemistry & Molecular Biology International, 33: 356-375.

3. Allachverdov, B.L., Kuzminykh, S.B., 1981. Some aspects of developing instruments for cryomethods. Acta histochem., Suppl. XXIII: 75-82.

4. Allakhverdov B.L., Burovina I.V., Chmykhova N.M., Shapovalov A.I., 1980. Electron probe X-ray microanalysis of intracellular sodium, potassium and chlorine contents in amphibian motoneorones. Neuroscience, 5: 2023-2031.

5. Allen D.G., Morris P.G., Orchard C.H., Pirolo J.S., 1985. nuclear magnetic resonance study of metabolism in the ferret heart during hypoxia and inhibition of glycolysis. J. Physiol./London, 361: 185-204.

6. Allen D.G., Orchard C.H., 1987. Myocardial contractile function during ischemia and hypoxya. Circ. Res., 60: 153-168.

7. Andersen C.A., 1967. Electron prome microanalysis. In: Methods biochemical analysis (ed.Glick D.), Interscience, New York, 147-270.

8. Andersen T.F., 1969. Electron microscopy of microorganisms. In: Physical techniques in biological research (ed. Hayat M.A.), v.I, Academic Press, New York.

9. Anderson S.E., Murphy E., Steenbergen C., London R.E., Cala P.M. 1990. Na-H exchange in myocardium: effects of hypoxia and acidification on Na and Ca. Am. J. Physiol., 28: C940-C948.

10. Appleton T.C.,'1969. The possibilities of lovating labeled compounds be electron microscopy autoradiography. In: Autoradiography of diffusible substances (eds. Stupmf W.E., Roth L.J.), Academic Press, New York.

11. Appleton T.C., 1972. Dry ultra-thin frozen sections for electron microscopy and X-ray microanalysis: the crystal approach. Micron, 3: 101-103.

12. Appleton T.C., 1974. A crystal aproach to ultra-thin "dry" frozen section for electron microscopy: a morphological and X-ray analytical study. J.Microscopy, 100: 49-64.

13. Aschord F.M., 1988. Adenosine-5-triphosphate sensitive potassium channnels. Annu. Rev. Neurosci., 11: 97-118.

14. Aslanidi K.B., Aslanidi G.V., Vachadze D.M., Zinchenko V.P., Labas Yu.A., Potapova T.V., 1997. A possible role of cold-induced ionic stress in cold-induced cell death. Membr.Cell Biol., 11: 57-76.

15. Bahinski A., Nakao M., Gadsby D.C., 1988. Potassium translocation by the Na/K pump is voltage insensitive. PNAS, 85: 3412-3416.

16. Bailey I.A., Williams S.R., Radda G.K., Gadian D.G., 1981. Activity of phosphorylase in total global ischaemia in the rat heart. Biochem. J., 196: 171178.

17. Balazs I., 1981. Effects of cardiotoxic agents on the electrical properties of myocardial cells. Cardiac Toxicology, 1: 39-108.

18. Barnard T., 1980. Ultrastructural effects of the high molecular weight cryoprotectants dextran and polyvinylpyrrolidone on liver and adipose tissue. J.of Microscopy, 126: 317-332.

19. Beaman D.R., 1972. Analytical transmission electron microscopy in biology. In: Microbeam Analysis in Biology, (eds. C. Lechene, R.R. Warner), Academic Press, New York, 1-13.

20. Beech D.J., Zhang H., Nakao K., Bolton T.B., 1993. K channel activation by nucleotide diphosphates and its inhibition by glibenclamide in vascular smooth cells. British J. of Pharmacology, 110: 573-582.

21. Bendukidze Z., Isenberg G., Stampfli R., 1985. Basic Rs. Cardiol., 80 (Suppl.l): 13-18.

22. Benndorf K., Friedrich M., Hirche H.J., 1991. Anixia opens ATP regulated K channels in isolated heart cells of the guinea pig. Pflugers Arch., 419:108-110.

23. Bernardi P., Scorrano L., Colonna R., Petronilli V., Di Lisa F., 1999. Mitochondria and cell death: mechanistic aspects and methodological issues. Eur. J. Biochem., 264: 687-710.

24. Biddlecombe W.H., Jenkinson D.Mc., Williams S.A., Nicholson W.A.P., Elder H.Y., Dempster D.W., 1982. Preparation of cryosections with a modified Sorvall MT2 ultramicrotome and cryoattachment. J.Microscopy, 126: 63-75.

25. Bielen F.V., Bosteels S., Verdonck F., 1990. Consequences of C02 acidosis for transmembrane Na+ transport and membrane current in rabbit cardiac Purkinje fobres. J.Physiol./London, 427: 325-345.

26. Birks L.S., 1963. Electron probe microanalysis. Interscience, New York.

27. Bolli R., 1982. Protection of ischemic myocardium in experimental animals and in man: a review. Cardiovascular Research Center, 21: 1-35.

28. Bolli R., 1990. Mechanism of myocardial "Stunning". Circulation, 82:723-738.

29. Burovina I.V, Pivovarova N.B, Pogorelov A.G, 1985. Ion compartmentalization in frog oocytes as demonstrated by X-ray microanalysis. Gen. Physiol. Biophys, 4: 309-319.

30. Cameron I.L, Smith N.K.R, Pool T.B, 1979. Elemental concentration changes in mitotically active and postmitotic enterocytes: an X-ray microanalysis study. J.Cell Biol, 80: 444-459.

31. Cameron J.S, Kimura S, Jackson-Burns D.A, Smith D.B, Basset A.L, 1988. ATP-sensitive K channels are altered in hypertrophied ventricular myocytes. Am. J. Physiol, 255: H1254-H1258.

32. Carafoli E, 1985. The homeostasis of calcium in heart cells. J. Mol. Cell. Cardiol, 17: 203-212.

33. Carlemalm E, Villiger W, Hobot J.A, Acetarin J.D, Kelleriberger E, 1985. Low temperature embedding with Lowicryl resins: two new formulations and some applications. J.Microscopy, 140: 55-65.

34. Carmeliet E., 1992. A fuzzy subsarcolemmal space for intracellular Ca in cardiac cells. Cardiovascular Research., 26: 433-442.

35. Carroll P.B., Li M-X, Rojas E., Atwater I., 1988. The ATP-sensitive potassium channel in pancreatic B-cells is inhibited in physiologucal bicarbonate buffer. FEBS letters, 234: 208-212.

36. Cascio W.E., Yan G-X, Kleber A.G., 1992. Early changes in extracellular potassium in ischemic rabbit myocardium. The role of extracellular carbon dioxide accumulation and diffusion. Circ. Res., 70: 409-422.

37. Case R.B., 1972. Ion alterations during myocardial ischemia. Cardiology, 56: 245-262.

38. Castaing R., 1960. Electron probe Microanalysis. Advanceselectronics and Electron Probe, 13: 317-386.

39. Chandler J.A., 1977. X-ray microanalysis in the electron microscopy. In: Practical methods in electron microscopy (ed. Glauert A.M.), Academic Press, New York.

40. Chandler J.A., 1976. A method for preparing absolute standards for quantitative calibration and measurement of section thockness with X-ray microanalysis of biological ultrathin specimens in.EPMA. J.Microscopy, 106: 291-302.

41. Chandler J.A., Bttersby K.C., 1979. In: Microbeam analysis in biology (eds. Lechene C.P., Warner R.R.).

42. Cheung J.Y., Leaf A., Bonventre J.V., 1984. Mechanism of protection by verapamil and nifedipine from anoxic injury in isolated cardiac myocytes. Am. J. Physiol., 246: C323-C329.

43. Christensen A.K., 1969. A way to prepare frozen thin sections of fresh tissue for electron microscopy. In: Autoradiography of diffusible substances, (eds. Stumpf W.E., Roth L.J.), Academic Press, New York.

44. Christensen A.K., 1971. Frozen thin sections of fresh tissue for electron microscopy with a description of pancreas and liver. J.Cell Biol., 51: 772-804.

45. Clausen T., 1986. Regulation of active Na+ K+ transport in skeletal muscle. Physiol. Rev., 66: 163-188.

46. Close L.A., Bowman P.S., Paul R.J., 1994. Reoxygenation-induced relaxation of coronary arteries: a novel endothelium-dependent mechanism. Circ.Rws., 74: 870-881.

47. Cohen A.L., 1974. Critical point drying. In: Practical and techniques of scanning electron microscopy (ed. Hayat M.A.), v.III, Academic Press, New York.

48. Cone C.D., Tongier M., 1971. Control of somatic cell mitosis by simulated changes in the transmembrane potential level. Oncology, 25: 168-182

49. Costello M.J., Corless J.M., 1978. The direct measurement of temperature changes within freeze-fracture specimens during rapid quenching in liquid coolents. J.of Microscopy, 112: 17-37.

50. Cosslet V.E., Thomas R.N., 1966. Penetration and energy loss of electrons in solid targets. In: Electron microprobe (eds. Mc.T.D.Kinlet, K.F.I. Heinrich, D.B. Wittry), John Wiley, New York, 248-268.

51. Crompton M., 1999. The mitochondrial permeability transition pore and its role in cell deth. Biochem. J., 341: 233-249.

52. Cross H.R., Clarke K., Opie L.H., Radda G.K., 1995. Is lactate-induced myocardial ischemia injury mediated by decrease pH or increased intracellular lactate? J.Mol.Cell.Cardiol., 27: 1369-1381.

53. Cuevas J., Basset A.L., Cameron J.S., Furukawa T., Myerburg R.J., Kimura S., 1991. Effect of H+ on ATP-regulated K channels in feline ventricular myocytes. Am. J Physiol., 261: H755-H761.

54. Dart C., Standen N.B., 1993. Adenosine-activated potassium current in smooth muscle cells isolated from the pig coronary artery. J.of Physiol., 471: 767-786.

55. Dart C., Standen N.B., 1995. Activation of ATP-dependent K channels by hypoxia in smooth muscle cells isolated from the pig coronary artery. J.of Physiol., 483: 29-39.

56. De Hurtado M.C.C., Alvarez B.V., Perez N.G., Cingolani H.E., 1996. Role of electrogenic Na+-HC03" cotransport in determining myocardial pHj after an increase in heart rate. Circulation Research., 79: 698-704.

57. De Mello W., 1977. Intracellular communication in heart muscle. In: Intracellular communication (ed. De Mello). New York, London, Plenum Press, 87-127.

58. Demsey G.P., Bullivan S., 1976. A cooper block method for-freezing non-cryoprotected tissue to produce ice-crystalsfree region for electron microscopy. J.of Microscopy, 106: 251-260.

59. Dennis J., Moore R., 1938. Potassium changes in the functioning heart under conditions of ischemia and of congestion. The American J. of Physiology, 123:443-447.

60. Dizon J., Burkhoff D., Tauskela J., Whang J., Cannon P., Katz J., 1998. Metabolic inhibition in the perfused tar heart: evidence for gkycolytic requirement for normal sodium homeostasis. Am. J. Physiology, 274:H 1082-H1089.

61. Dorge, A., Rick, R., Gehring, K., Mason I., Thurau, K., 1975. Preparation and application of freeze-dried sections in the microprobe analysis of biological soft tissue. Microscope Biol.Cell, 22: 205-214.

62. Dorge, A., Rick, R., Gehring, K., Thurau, K,, 1978. Preparation of freeze-dried cryosections for quantitative X-ray microanalysis of electrolytes in biological soft tissues. Pflugers Arch. 373, 85-94.

63. Doring H.J.,, Dehner H., 1985. Das isolierte perfundierte WarmbluterHerz nach Langendorff. Verlag March GmbH, March.

64. Dowell L.G., Rinfret A.P., 1960. Low-temoerature forms of ice as studied by X-ray diffraction. Nature, 188: 144-146.

65. Du Toit E., Opie L., 1992. Modulation of severity of reperfusion stunning in the isolated rat heart by agents altering calcium flux at onset of reperfusion. Circ. Res, 70: 960-967.

66. Echlin P, Saubermann A.J, Frank K.F, Asquith M.H, 1977. Polymeric cryoprotectants in thebpreservation of biological ultrastructiire. II. Physiological effects. J.of Microscopy, 110: 339-257.

67. Echlin P, Low-temperature microscopy and analysis. Plenum Press, New York, 1992, p.540.

68. Edelmann L, 1979. Freeze-drying of chemical unfised biological material for electron microscopy. Microscopie, 35: 31-36.

69. Edie J.W, Karlsson H.L, 1972. A routine method for object thickness determination in the transmission electron microscope. J.Microscopie, 13: 13-30.

70. Eisner D.A, Lederer W.J, 1985. Na-Ca exchange: stoichimetry and electrogenicity. Am. J. Physiol, 248: C189-C202.

71. Elder H.Y, Gray C.C, Iardine A.G, Chapman I.N, Biddlecombe W.H, 1981. Optimum conditions for cryoquenching of small tissue blocks in liquid coolants. J.of Microscopy, 126: 45-61.

72. Elliott G.L., Smith G.L., Allen D.G., 1989. Simultaneous measurements of action potential duration and intracellular ATP in isolated ferret hearts exposed to cyanide. Circ. Res., 64: 583-592.

73. Ellis D., 1977. -The effect of external cations and oubain on the intracellular sodium activity of sheep heart Purkinje fibres. J. Physiol./London, 273:211-240.

74. Ely S. and Berne R., 1992. Protective effects of adenosine in myocardial ischemia. Circulation, 85:893-904.

75. Engin K., 1996. Biological rational and clinical experience with hyperthermia. Control Clin. Trial., 17A 316-342.

76. Eranko O., 1954. Quenching of tissue for freeze-drying. Acta Anat., 22: 331-336.

77. Everts M.E., Clausen T., 1994. Excitation-indiced activation of the Na-K pump in rat skeletal muscle. Am. J. Physiol., 266: C925-C934.

78. Feder N., Sidman R.L., 1958. Methods and principles of fixation by freeze-substitution. J.Biophysic.Biochem.Cytol., 4: 593-602.

79. Fernandez-Segura L., Cañizares F.J., Cubero M.A., Warley A., Campos A., 1999a. Changes in elemental content during apoptotic cell death studied by electron probe X-ray microanalysis. Exp. Cell Res., 253: 454-462.

80. Fernandez-Segura L., Cubero M.A., Cañizares F.J., Warley A., Campos A., 19996. J.of Microscopy/Oxford, 196: 19-25.

81. Fernandez-Moran H, 1953. A diamond knife for ultrathin sectioning. Exptl.Cell Res, 5:255-257.

82. Fernandez-Moran H, 1956. Application of a diamond knife for ultrathin sectioning to study of the fine structure of biological tissues and metals. J.Biophys. Biochem.Cytol, 2: 35-38.

83. Ferrero J.M, Saiz J, Ferrero J.M, ThakorN.V, 1996. Simulation of action potential from metabolically impaired cardiac myocytes. Circ. Res, 79: 208-221.

84. Fish C, 1973. Relations of electrolyte disturbances to cardiac arrhythmias. Circulation, 47: 408-419.

85. Fliegel I, Fruhlih O, 1993. The Na+/H+ exchanger: an update on structure, regulation and cardiac physiology. Biochem J, 296: 273-285.

86. Foy R.A, Shimuzu S, Paul R.J, 1997. The eefect of hypoxia on pHi in porcine coronary artery endothelium and smooth muscle. Circ.Res, 80: 21-27.

87. Fralix T.A, Murphy E, London R.E, Steenbergen C, 1993, Protective effects of adenosine in the perfused rat heart: chaiiges in metabolism and intracellular ion homeostasis. Am. J. Physiol, 254: C986-C999.

88. Frank F, Asquith M.H, Hammond C.C, Skaer H, Echlin P, 1977. Polymeric cryoprotectants in preservation of biological ultrastructure. I. Low temperature states of aqueus solutions of hydrophilic polymers. J.of Microscopy, 110: 239-257.

89. Frank F., Fowler D., Echlin P., Skaer H., 1980. Effects of waiter soluble synthetic polymers on plant cell growth and division. Cry-letters, 1: 53-54.

90. Freiherr G., 1986. Studies of ion channels may aid in design of drug treatments. Res. Resources Reporter, X (1): 8-10.

91. Gadsmy D.C., Craniefield P.F., 1977. Two levels of resting potential in cardiac Purkinje fibers. J. Gen. Physiol., 70: 725-746.

92. Gadsmy D.C., Craniefield P.F., 1979. Electrogenic sodium extrusion in cardiac Purkinje fibers. J. Gen. Physiol., 73: 819-837.

93. Ganóte C.E., Nayler W.G., 1985. Contracture and the calcium paradox. J.Mol.Cell Cardiol, 17:733-745.

94. Garner M.M, Burg M.B, 1994. Am.J.Physiol., 266: C877-C892.

95. Gaspardone A, Shine K.I, Seabrooke S.R, Poole-Wilson P.A, 1986. Potassium loss from rabbit myocardium during hypoxia: evidence for passive efflux, linked to anion extrusion. J. Mol. Cell. Cardiol, 18: 389-399.

96. Geisbuhler T, Altchuld R.A, Trewyn R.W, Ansel A.Z, Lamka K, Brierley G.P, 1984. Adenine nucleotide metabolism and compartmentation in isolated rat heart cells. Circ. Res, 54: 536-546.

97. Gettes L.S, 1992. Electrolyte abnormalities underlying lethal and ventricular arrhythmia. Circulation, 85:170-176.

98. Gibbs C.L, 1978. Cardiac energetics. Crc. Res, 58: 174-254.

99. Glauert A.M. (ed.), 1977. Practical methods in electron microscopy. North-Holland Publishing Company, Amsterdam, New York, Osford.

100. Glick D. (ed.), 1969. Methods of biochemical analysis, v.XV. John Wiley & Sons, New York, London, Sydney.

101. Goldstein, J.I., Newbury, D.E., Echlin, P., Joy, D.C., Fiori, C., Lifshin, E. (eds.), 1992. Scanning electron microscopy and X-ray microanalysis. Plenum Press, New York, p. 820.

102. Govardovskij V.l., Allakhverdov B.L., Burovina I.V., Natochin Yu.V., 1976. Sodium transport and sodium distribution in the frog skin epithelium. Folia Morphologica, 24: 277-283.

103. Grinstein S., Cohen S., Rothstein A., 1984. Cytoplasmic pH regulation in thymic lymphocytes by an amiloride-sensitive Na+/H+ antiport. J.Gen. Physiol., 83:341-369.

104. Guarnieri T., 1988. Decrease in the transmembrane sodium activity gradient in ferret papillary muscle as a prereqiusite to the calcium paradox. J. Clin. Invest, 81: 1938-1944.

105. Gunning F.J, Harrison C.E, Coleman H.N, 1972. The effects of chronic potassium deficiency on myocardial contractility and oxygen consumption. J. Mol. Cell. Cardiology, 4: 139-153.

106. Gupta B.L., Hall T.A., Madrell S.L.P., Moreton R.B., 1976. Distribution of ions in a fluid-transporting epithelium determined by electron probe X-ray microanalysis. Nature, 264: 284-286.

107. Gupta B.L., Hall T.A., Moreton R.B., 1977. Electron probe microanalysis. In: Transport of ions and water in animal, (eds. Gupta B.L., Moreton R.B., Oschman J.L., Wall B.J), Pergamont Press, New York, 83-143.

108. Gupta B.L., Moreton R.B., Oschman J.L., Wall B.J. (eds.), 1977. Transport of ions and water in animal. Pergamont Press, New York.

109. Gupta B.L., Hall T.A., 1981. The X-ray microanalysis of frezen-hydrated sections in scanning electron microscope: an evalution. Tissue and Cell, 13: 623-643.

110. Guth B.D., Schultz R., Heusch G., 1993. Time bcourse and mechanisms of contractile dysfunction during acute myocardial ischemia. Circulation, 87: 35-42.

111. Haddy, F.J., 1973. Potassium deficiency and heart function. J.Chron. Dis. 26, 467-469.

112. Halestrap A.P., McGivan J.D., 1979. Measurement of membrane transport phenomena. In: Techniques in metabolic research (eds. Kornberg H.L., Metcalfe J.C., Northcote D.H., Pogson C.I., Tipton K.F.), Amsterdam. Elsevier/North Holland, B206: 1-23.

113. Halestrap A.P, Doran E, Gillespie J.P, CT Toole A, 2000. Mitochondria and cell deth. Biochemical Society/Transaction, 28: 170-177.

114. Hall T.A, 1971. The microprobe assay of chemical elements. In: Tphysical techniques in biological research, (ed. Oster G.E.), Academic Press, New York, 157-275.

115. Hall T.A, Echlin P, Kaufman P. (eds.), 1974. Microprobe analysis as applied to cells and tissues. Academic Press, New York.

116. Hall T.A, Gupta, B.L, 1979. EDS quantitation and application to biology. In: Introduction to Analytical Electron Microscopy (eds. J.J. Hren, J.I. Goldstein, D.C. Joy). New York, Plenum Press, 169-197.

117. Hayat M.A. (ed.), 1974. Principles and techniques of scanning electron microscopy," v.4. Academic Press, New York.

118. Hecht A, 1970. Einfurung in experimentelle Grundlagen moderner Herzmusckel pathologie. Jena. Veb Verlag.

119. Heinrich K.F.I, 1982. Electron beam X-ray microanalysis. Academic Press, New York.

120. Henru P.D., Shuchleib R, Davis J, Weiss E.S, Sobel B.E, 1977. Myocardial contracture and accumulation of mitochondrial calcium in ischemic heart. Am. J. Physiol, 233: H677-H684.

121. Heusch G, Schulz R, 1996. Myocardial hibernation: adaptation to ischemia. Eur. Heart J, 17: 824-828.

122. Hill J.L., Gettes L.S., 1980. Effect of acute coronary artery occlusion on local miocardial extracellular K activity in swine. Circulation, 61: 768-778.

123. Hillier J., 1951. On the sharpening of microtome knifes for ultra-thin sectioning. The review of scientific instruments, 23: 185-188.

124. Hodson S., Marshall J., 1969. A device for cutting ultrathin unfixed frozen sections for electron microscopy. J.Physiol., 201: 63-65.

125. Hodson S., Marshall J., 1970. Ultracryotome: a technique fir cutting ultrathin sections of unfixed frozen biological tissue for electron microscopy. J.Microscopy, 91: 105-117.

126. Hodson S., Marshall J., 1972. Evidence against throughsection thawing whilst cutting on the ultracryotome. J.Microscopy, 100: 46-64.

127. Hodson S., Williams L., 1976. Ultracryotomy of biologocal tissues to preserve membrane structure. J.Cell Sci., 20: 637-692.

128. Hohl C.M., Altschuld R.A., Brierley G.P., 1983. Effects of calcium on the permeability of isolated rat heart cells to sodium. Arch. Biochem. Biophys., 221: 197-205.

129. Hoffmann E.K, Simonsen L.O, 1989. Membrane mechanism in volume andpH regulation in vertebrate cells. Physiologucal Rev, 69: 315-382.

130. Honing A, Oppermann H, Budweg C, Goldbecher H, Freyse E-J, 1994. Demonstration of temperature dependence of Na-K pump activity of humen blood cells. Adv.in Physiol. Educ, 11: S10-S14.

131. Hren J, Goldstein J.J, Joy D.C. (eds.), 1979. Introduction to analytical electron microscopy. Pergamont Press, New York.

132. Humphrey C.D, Pittman F.E, 1974. A simple methylene blue-azure II-basic fuchsin stain for epoxy-embedded tissue sections. Stain Technol, 49: 9-14.

133. Jennings R.B, Reimer K.A, 1981. Lethal myocardial ischemic injury. Am.J Physiol, 102: 241-253.

134. Jennings R.B, Reimer K.A, Jones R.N, Peyton R.B, 1982. High energy phosphates, anaerobic glycolysis, and irreversibility in aschemia. In: Myocardial injury (ed. Spitzer J.), New York, Plenum Press, Adv. Exp. Biol. Med, 161:403-420.

135. Jennings R.B, Reimer K.A, 1991. The cell biology of acute myocardial ischaemia. Ann. Rev. Med, 42:225-246.

136. Jentsh T.J, Gunter W, 1997. Chloride chanell: an emerging molecular picture. BioEssays, 19: 117-126.

137. Jones R.T, Johansen R.T, Gupta B.L, Hall T.A,1979. The quantitatine measurement of electrolytes of chick embry using X-ray microanakysis. J.Cell. Biol, 35: 67-85.

138. Jonson P.C. (ed.), 1980. Peripheral circulation. John Wiley & Sons (A wiley Medical Publication), New York, Chicherster, Brisbane, Toronto.

139. Jorgensen A, BroderickR, Somlyo A, Somlyo A, 1988. Two structural distinct calcium storage sites in rat cardiac sarcoplasmic reticulum: an electron microprobe analysis study. Circulation Research, 63: 1060-1069.

140. Kakei M, Noma A, Shibasaki T, 1985. Properties of adenosine-triphosphate-regulated potassium channels in guinea-pig ventricular cells. J.Physiol./London, 363: 441-462.

141. Kakei M, Kelley R.P, Ashcroft S.J.H, Ashcroft F.M, 1986. The ATP-sensitivity of K channels in rat pancreatic B-cells is modulated by ADP. FEBS Lett, 208: 63-66.

142. Kameyama M, 1983. Electrical coupling between ventricular paired cells isolated from guinea-pig heart. J. Physiol./Lond, 336: 348-357.

143. Kameyama M., Kakei M., Sato R., Shibasaki T., Matsuda H., Irisawa H., 1984. Intracellular Na+ activates a K+ channel in mammalian cardiac cells. Nature, 309: 354-356.

144. Karmazyn M., Ray M., Haist J., 1993. Comparative effects of Na+ / H+ exchange inhibitors against cardiac injury produced by ischemia/reperfusion, hypoxia/reoxygenation and calcium paradox. J. Cardiovasc. Pharmacol., 21: 172-178.

145. Kao R., 1980. Anoxia effects on cardiac myocytemetabolic regulation. Arch. Biochem. Biophys., 203:587-599.

146. Kaul N., Siveski-Iliskovic N., Hill M., Slezak J., Singal P., 1993. Free radicals and the heart. J.Pharmacol.Toxicol.Meth., 30:55-67.

147. Kendall D.M., Warley A., Morris I.W., 1985. Differences in apparent elemental composition of tissues and cells using a fully quantitative X-ray microanalysis system. J. of Microscopy, 138: 35-42.

148. Kennedy R.H., Berlin J.R., Ng Y-C, Akera T., Brody T.M., 1986. Amiloride: effects on myocardial force of contraction, sodium pump and Na/Ca exchange. J. Mol. Cell. Cardiol., 18: 177-188.

149. Keung E.C., Li G., 1991. Lactate activates ATP-sensitive potassium channels in guinea pig ventricular myocytes. J. Clin. Invest., 88: 1772-1777.

150. Kleber A.G, 1983. Resting membrane potential, extracellular potassium activity, and intracellular sodium activity during acute global ischemia in perfused guinea pig hearts. Circ. Res, 52: 442-450.

151. Kleber A.G, 1984. Extracellular potassium accumulation in acute myocardial ischaemia. J. Mol.Cell.Cardiol, 16: 389-394.

152. Kokoz Yu, Alekseev A, Povzun A, Korystova A, Peres-Saad H, 1994. Anesthetic phencyclidine, blocker of the ATP- sensitive potassium channels. FEBS letters, 337: 277-280.

153. Komnick H, 1962. Elektronen mikroskopische lokalization von Na+ und CI" in Zellen und Gevelen. Protoplasma, 14: 414-418.

154. Kones R.J, 1976. Potassium metabolism in the normal and ischemic heart cell. Int. J. Clin. Pharmacol, 13: 269-291.

155. Kones R.J, 1984. Oxygen therapy for acute myocardial infarction: basis for a practical approach. Sth Med J. (Bgham, ala), 67: 1322-1328.

156. Kubler W, Spieckermann P.G, 1970. Regulation og glycolysis in the ischaemic and anoxix myocardium. J. Mol. Cell. Cardiol, 1: 351-377.

157. Mahnensmith R.L, Aronson P.S, 1985. The plasma membrane sodium-hydrogen eschanger and its role in physiological and pathophysiological procasses. Circ. Res, 56: 773-788.

158. McDonald T.F, MacLeod D.P, 1971. Anoxia-recovery cycle in ventricular muscle: action potential duration, contractility and ATP content. Pflugers Arch, 325:305-322.

159. McDonald T.F, MacLeod D.P, 1972. Maintence of resting potential in anoxic guinea pig ventricular muscle: electrogenic sodium pumping. Science, 172:570-572.

160. McDonald T.F, MacLeod D.P, 1973. Metabolism and the elerctrical activity of anoxic ventricular muscle. J. Physiol, 229: 559-582.

161. Meno H, Kanaide H, Nacamura M, 1984. Effects of diltiazem on the calcium paradox in isolated rat hearts. J.Pharmacol.Exp.Ther, 228:220-224.

162. Meryman H.T, 1960. Principles of freeze-drying. Annals NY Acad. Sciences, 85: 630-640.

163. Mironova G.D, Grigoriev S.M, Skarga Yu.Yu, Negoda A.E, Kolomytkin O.V, 1997. ATP-dependent potassium channel from rat liver mitochondria. II. Inhibitory analysis, channel clusterization. Membr. and Cell Biol, 10: 583-591.

164. Misell D.L, Burdett I.D.J, 1977. Determination of the mass thickness of biological sections from electron micrographs. J.Microscopy, 109: 171-182.

165. Mogul D.J., Singer D.H., TenEick R.E., 1990. Dependence of Na-K pump current on internal Na in mammalian cardiac myocytes. Am.J.PhysioL, 259: H488-H496.

166. Montessuit C., Papageorgiou I., Tardy I., Lerch R., 1996. Effect of nutritional state on substrate metabolism and contractile function in postischemic rat myocardium. American J. of Pysiology, 40: H2060-H2070.

167. Moor H., Bellin G., Sandre C., Akert K., 1980. The influence of high pressure freezing on mammalian nerve tessue. Gell and Tissue Research., 209: 201-216.

168. Morgan A.J., Davies T.W., 1978. Specimen preparation. In: Electron probe microanalysis in biology (ed. Erasmus), 94-147.

169. Murphy E., Aiton J.F., Horres C.R., Lieberman M., 1983. Calcium elevation in cultured heart cells: its role in cell injury. Am. J. Physiol., 245: 316-323.

170. Murphy E., Perlman M., London R., Steenbergen C., 1991. Amiloride delays the ischemia-induced rise in cytosolic free calcium. Cere. Res., 68: 12501258.

171. Murry C.E, Richard V.J, Reimer K.A, Jennings R.B, 1990. Ischemic preconditioning slows energy methabolism and delays ultrastructural damage during a sustained ischemic episode. Circ. Res, 66: 913-931.

172. Nayler W.G, Poole-Wilson P.A, Williams A, 1979. Hypoxia and calcium. J. Mol. Cell. Cardiol, 11: 683-706.

173. Ning X-H, Childs K.F, Boiling S.F, 1996. Glucose level and myocardial recovery after warm arrest. Ann. Thorac. Surg, 62: 1825-1829.

174. Noma A, 1983. ATP-regulated K channels in cardiac muscle. Nature, 305: 147-148.

175. Oschman J.L, Wall B.L, 1972. Calcium binding to intestinal membranes. J.Cell. Biol, 55: 58-73.

176. Oster J.T. (ed.), 1971. Physical techniques in biolocal research, v.lA, Academic Press, New York.

177. Page E, Storm S.R, 1965. J. Gen. Physiol, 48: 957-163.

178. Pfaller W, 1979. Freeze-drying and vacuum embedding of spray frozen unicellular organisms. Microscopie, 35: 37-44.

179. Pierce G.N, CzubrytM.P, 1995. The contribution of ionic imbalance to ischemia/reperfusion-induced injury. J.Mol.Cell.Cardiol, 27: 53-63.

180. Pike M.M, Su Luo C, Clark M.D, Kirk K.A, Kitakazi M, Madden M.C, Cragoe Jr.Ej, Pohost G.M, 1993. NMR measurements of Na+ andcellular energy in ischemic rat heart of Na+ -H+ exchange. Am/ J. Physiol, 265: H2017-H2026.

181. Piper H.M, Schwarts P, Hutter J.F, Spieckermann P.G, 1984. Energy metabolism and enzyme release of cultured adult rat heart muscle cells during anoxia. J. Mol. Cell. Cardiol, 16: 995-1007.

182. Piwnica-Worms D, Jacob R, Horres C.R, Lieberman M, 1985. Potassium-chloride cotransport in cultured chick heart cells. Am. J. Physiol, 249: C337-C344.

183. Piwnica-Worms D, Jacob R, Shigeto N, Horres C.R, Lieberman M, 1986. Na/H exchange in cultered chick heart cells: secondary stimulation of electrogenic transport during recovery from intracellular acidosis. J.Mol.Cell Cardiol, 18:1109-1116.

184. Podrid P.J, 1990. Potassium and ventricular arrhythmias. Am. J. Cardiol. 65: 33E-44E.

185. Polimeni P.I, Vassalle, M, 1970. Amer.J.Physiol, 218: 1381-1386.

186. Pogorelov A.G, Allachverdov B.L, 1984. Microprobe quantitation procedure that calculates concentrations of chemical elenments in soft biological tissue sections. Micron & Microsc. Acta, 15: 177-180.

187. Pogorelov, A, 1987. Quantitation procedure for calculating the sensitivity of X-ray microanalysis of biological thin sections. Micron & Microsc. Acta, 18: 159-163.

188. Pogorelov A, Allachverdov B, Burovina I, Mazay G, Pogorelova V, 1991. Study of potassium deficiency in cardiac muscle: quantitative X-ray microanalysis and cryotechniques. J. of Microscopy/Oxford, 12: 24-38.

189. Pogorelov A, 1993(a). Biological EPMA and Biophysics. The Science of Biological Microanalysis. EMAS News, 12: 6-7.

190. Pogorelov A, Budancev A, Pogorelova V," 1993(6). Quantitative electron probe microanalysis of AChE activity in rat brain section. J.of Histoche. Cytochem, 41: 1795-1800.

191. Pogorelov A, Pogorelova V, Repin N, Mizin I, 1994(a). Quantitative Electron Probe Microanalysis with a wavelength dispersive spectrometer. Scanning Microscopy, Suppl. 8.: 101-108.

192. Pogorelov A, Pogorelova V, Smirnova S, Spiridonov N, 1994(6). EPMA of dried biological substances. Mikrokimica Acta, 115/116: 405-412.

193. Pogorelov A, Pogorelova V, Dubrovkin M, 1996. The potassium excess in cardiomyocyte of hibernating ground squirrels. Royal Microscopical Society Journal/London, 31: 146-147.

194. Pogorelov A, Budantsev A, Pogorelova V, Mizin I, 1997(a). Assay of acetylcholinesterase activity and elemental composition in brain compartments by electronprobe microanalysis. Brain Research Protocols, 1: 44-48.

195. Pogorelov A, Pogorelova V, Dubrovlcin M, 1997(6). Assay of anoxia-induced potassium depletion in cardiomyocyte with Electron Probe Microanalysis. The Journal of Scanning Microscopies, 19: 213.

196. Pogorelov A, Pogorelova V, Dubrovlcin M, Demin I, 1998. Electron probe microanalysis of ischaemic changes in elemental contents of cardiomyicyte. In: Biological Motility: modern methods for studying (Puschcino).

197. Pogorelov A, Pogorelova V, Dubrovkin M, Demin I, 1999. Potassium and sodium changes in cardiomyocyte during early aschemia. In: 1st int. congress on'heart disease-new trends in research, diagnosis and treatment (Washington), 1886.

198. Pogorelov A, Demin I, Pogorelova V, 2000. Effect of dimethyksukfoxide on intracellular potassium and sodium in cardiomyocyte. In: 4th EMAS Regional Workshop "Electron probe microanalysis today-practical aspects" (Czech, 2000), 211.

199. Poole R.S, Halestrap A.P, 1993. Transport of lactate and other monocarboxylates across mammaliam plasma membrane. Am. J. of Physiol, 264: C761-C782.

200. Poole-Wilson P.A, 1981. Potassium and the heart. Clin. Endorcinol. Metab, 2: 246-268.

201. Poole-Wilson P.A, Tones M.A, 1988. Sodium exchange during hypoxia and on reoxygenation in the isolated rabbit heart. J. Mol. Cell Cardiol, 16: ITS-IS?.

202. Priebe L, Friedrich M, Benndorf K, 1996. Functional interactions between KATP channels and the Na+-K+ pump in metabolically inhibited heart cells of the guinea-pig. J. Physiol, 492: 405-417.

203. Przelecka A, Allachverdov B.L, Pogorelov A.G, Glowacka S.K, 1986. Ultracytochemical localization and microprobe quantitation of calcium stores on the insect oocyte. Histochemistry, 85: 163-168.

204. Rahimtoola S.H, 1989. The hibernating myocardium. Am. Heart J, 117: 211-221.

205. Rau E.E, Langer G.A, 1978. Dissociation of energetic state and potassium loss from anoxic myocardium. Am.J.Physiol, 235: H537-H543.

206. Rasmussen H, 1982. Ice formation in aqueous systems. J.of'Microscopy, 128: 167-174.

207. Reid N, 1974. Ultramicrotomy. In: Practical methods in electron microscopy (ed. Glauert), v.3: 215-350.

208. Reimer K.A, Jennings R.B, Tatum A.H, 1983. Pathobiology of acute myocardial ischemia: metabolic, functional and ultrastructural studies. The Am. J. Cardiology, 52: 72A-81A.

209. Reimer K., Steenbergen Ch., Jennings R., 1985. Isolated cardiac myocytes: is their response to injury relevant to understanding of ischemic injury, in vivo? Laboratory Investigation, 53: 369-372.

210. Renlund D.G., Gerstenblith G., Lakatta E.G., Jacobus W.E., KALLMAN c.h., Weisfeldt M.L., 1984. Perfusate sodium during ischemia modifies postishemic functional and metabolic recovery in the rabbit heart. J.Mol. Cell Cardiol., 16; 795-801.

211. Reuter H., 1974. Exchange of calcium ions in the mammalian myocardium. Circ. Res., 34: 599-605.

212. Roland C.A., Angee M.L., Glanda R.O., Rausin J.K., 1986. A critical role for membranes in hibernation. In: Living in cold, physiological and biochemical adaptation (eds. Heller H.C., Musacchia X.J., Wang L.C.H.), 19-27.

213. Roomans G.M., Wei X., Seveus L., 1982. Cryoultramicrotomy as a preparative method for X-ray microanalysis in pathology. Ultrastructural Pathology, 3: 65-84.

214. Rovetto M.J., Lamberton W.F., Neely J.R., 1975. Mechanisms of glycolytic inhibition ischemic rat hearts. Circ.Res., 37: 742-751.

215. Ruigrok T.J.C., Kirkels J.H., van Echteld C.J.A., Borst C., Meijler F.I., 1987. P NMR study of intracellular pH during calcium paradox. J Mol. Cell. Cardiol., 19:135-139.

216. Rubio R, Berne R.M, 1980. Localization of purine and pyrimidine nucleozide phosphorilases in heart, kidney and liver. Am. J. Physiol, 239: H721-729.

217. Rus J.C, 1978. Electron probe X-ray microanalysis principles. In: Electron probe microanalysis in biology (ed. Erasmus D.A.), Academic Press, New York.

218. Russ J.S, 1974. The direct element ratio model for quantitative analysis of thin sections. In: Microprobe analysis as applied to Cells and Tissues (eds. Hall T, Echlin P, Kaufman R.), Academic Press, New York, 264-270.

219. Saubermann A.I, Echlin E, 1975. The preparation, examination and analysis of frozen hydrated tissue sections by scanning electron microscopy and X-ray microanalysis. J.Microscopy, 105: 155-191.

220. Saubermann A.I, Echlin P, Peters P.D, Reiner B, 1981. Application of scanning electron microscopy to X-ray analysis of frozen-hydrated sections. I. Specimen handling techniques. J.Cell Biol, 88: 257-267.

221. Saubermann A.I, Beeuwkes R. Ill, Peters P.D, 1981. Application of scanning electron microscopy to X-ray analysis of frozen-hydrated sections. II. Analysis of standard solutions artificial electrolyte gradients. J.Cell Biol, 88: 268-273.

222. Scholtz W, Albus U, Linz W, Martorana P, Lang H, Scholkens B, 1992. Effects of Na+/H+ exchange inhibitors in cardiac ischemia. J. Mol. Cell. Cardiol, 24: 731-740.

223. Schultz R, Rose J, Post H, Heusch G, 1995. Involvement of endogenous adenosine in ischemic preconditioning in swine. Pflugers Archiv, 430: 273-282.

224. Shank B.B, Rosenberg H.M, Horowitz C, 1989. Ionic basis of volume regulation in mammalian cells following osmotic shock. J.Cell Physiol, 82: 257-266.

225. Shen Y-T, Vatner S.F, 1995. Mechanism of impaired mycardial function during progressive coronary stenosis in conscious pigs. Hibernation versus stunning. Ci.rc.Res, 76: 470-488.

226. Shieh R.C, Goldhaber J.I, Stuart J.N, Weiss J.N, 1994. Lactate transport in mammalian ventricle. General properties and relation to K fluxes. Circul. Res, 74: 829-838.

227. Shine K.I, 1981. Ionic events in ischemia and anoxia. Am. J. Pathol, 102:256-261.

228. Shuman H, Somlyo A.V, Somlyo A.P, 1976. Quantitative electron probe microanalysis of bilological thin section: methods and validity. Ultrmicroscopy, 1: 317-339.

229. Sigee D.C, Morgan A J, Summer A.T, Warley A, 1993. X-ray microanalysis in biology. Experimental techniques and applications. Camridge. Universiy Press.

230. Silverman H.S, Stern M.D, 1994. Ionic basis of ischaemic cardiac injury: insights from cellular studies. Cardiovacular Research, 28: 581-597.

231. Sjogaard G, 1990. Exercise-induced muscle fatigue: the significance of potassium. Acta Physiol. Scandinavica, Supl.593: 3-63.

232. Skaer H, Frank F, Asquith M.H, Echlin P, 1977. Polymeric cryoprotectants in the preservation of biological ultrastructure. J.of Microscopy, 110: 257-270.

233. Skulachev V.P, 1998. Cytochrome c in the apoptotic and antioxidant cascades. FEBS Letters, 423: 275-280.

234. Smith N.R, Sparks R.L, Pool T.B, Cameron I.L, 1978. Differences in the intracellular concemtration of elements in normal and cancerous liver cells as determined by X-ray microanalysis. Canser Research, 38: 1952-1957.

235. Schmidt R.F, Thews G. (eds.), 1983. Human Physiology. SpringerVerlag, Berlin, Heidelberg, New York.

236. Sobota A, Pogorelov A.G, Burovina I.V., 1984. Heterogeneous distribution of potassium and phosphorus in Acanthamoeba Castellanii. Cell Biol.Int.Rep, 5: 221-227.

237. Sobota A, Burovina I.V, Pogorelov A.G, Solus A.A, 1984. Correlation between potassium and phosphorus content and their nonuniform distribution in Acanthamoeba castellanii. Histochemistry, 81: 201-204.

238. Soltoff S.P, Mandel L.J, 1984. Active ion transport in the renal proximal tubule. II. Ionic dependence of the Na pump. J.Gen.Physiol, 84: 623-642.

239. SomlyoA.V, 1977. Elemental distribution in striated muscle ans effects of hypertonocoty. J.Cell Biol, 74: 828-857.

240. Sommer J.R, Jennings R.B, 1986. infrastructure of cardiac muscle. In: The heart and cardiovascular system (ed. Fozzard H.A.), Raven Press, New York, p.61-99.

241. Spurr A.R, 1969. A low viscosity epoxy resin embedding medium for electron microscopy. J.Ultrastruct. Res. 26, 31-43.

242. Steenbergen C, Murphy E, Watts J, London R, 1990. Correlation between cytosolic free calcium , contracture, ATP, and irreversible ischemic injury in perfused rat heart. Circ. Res, 66: 135-146.

243. Stenn K, Bahr G.F, 1970. Specimen damage caused by the beam of transmission electron microscope, a correlative reconsideration. J.ultrasruct. Res, 31: 526-559.

244. Stumpf W.E, Roth L.J, 1964. Cryosorption pumping for vacuum freeze-drying of tissue. Cryobiology, 1: 22-28.

245. Stumpf W.E, Roth L.J, 1965(a). Thin sections cut at temperatures of -70°C to -90°C. Nature, 205: 712-713.

246. Stumpf W.E, Roth L.J, 1965(6). Frozen-sectioning below -60C with a refrigereted'microtome. Cryobiology, 1: 227-232.

247. Stumpf W.E, Roth L.J, 1966. High-resolution autoradiography with dry-mounted, freeze-dried frozen sections. J. Histochem. Cytochem, 13: 274-281.

248. Surawicz B, 1972. Arrhythmiasmias and electrolyte disturbances. In: Cardiac arrhythmias (ed. J.Han), Thomas C.C, Springfield, 211-232.

249. Takano M, Noma A, 1993. The ATP-sensitive channel. Neurobiology, 41:21-30.

250. Tani M, Neely J.R, 1989. Role of intracellular Na in Ca overload and depressed recovery of ventricular function of perfused ischemic rat heart. Circ. Res, 65: 1045-1056.

251. Tanonaka K, Niwa T, Takeo S, 1996. The role of sodium and calcium on contractile failure of hypoxic/reoxygenated heart. Jpn. Heart J, 37: 105-117.

252. Ten Eick R.E, Singer D.H, 1972. Human cardiac arrhythmias: mechanisms and models. Cardiac arrhythmias (ed. by I. Han),. Thomas C.C, Springfield, 3-37.

253. Thierfelder S, Doepner B, Gebhardt C, Hirche H, Benndorf K, 1994. ANP-sensitrve K+ channels in heart muscle cells first open and subsequently close at maintained anoxia. FEBS Letters, 352: 365-369.

254. Thornburg W., Mengers P.E., 1957. An analysis of frozen section techniques: I. Sectioning of fresh frozen tissue. J.Histochem.Cytochem., 5: 4751.

255. Tosaki A., Szerdanrlyi P., Engekman R.M., Das D.K., 1993.-Potassium channel openers and blokers: do they possess proarrhythmic or antiarrhythmic activity in ischemic and reperfused rat heart? The Journal of Pharmacol.& Exp. Therapeutics, 276: 1355-1362.

256. Trump B.F., Mergner W.J., Kahng M.W., Saladino A.J., 1976. Studies on the subcellular pathophysiology of ischemia. Circulation, 53:117-129.

257. Van Echteld C.J.A., Kirkels J.H., Eijgelshoven M.H.J., Van der Meer, Ruigrok T.J.C., 1991. Intracellular sodium during ischemia and calcium-free perfusion: a 23Na NMR study. J.Mol.Cell.Cardiol., 23: 297-307. •

258. Van Emous J., Nederhoff M., Ruigrok T., Van Echteld C., 1997. The role of the Na channel in the accumulation of intracellular Na during ischemia: consequences for post-ischemic recovery. J. Mol. Cell. Cardiol., 29: 85-97.

259. Vanheel B, DeHemptinne A, 1992. Influence of KATP channel modulation on net potassium efflux from ischaemic mammalian cardiac tissue. Circul. Res, 26: 1030-1039.

260. Vanheel B, Van de Voorde, 1995. Differential influence of extracellular and intracellular pH on K+ accumulation in ischaemic mammalian cardiac tissue. J. Mol. Cell. Cardiol, 27: 1443-1455.

261. Vermeulen J.T, Tan H.L, Rademaker H, Schumacher C.A, Loh P, Opthof T, Coronel R, Janse M, 1996. Electrophysiological and extracellular ionic changes during acute uschemia in failing and normal rabbit myocardium. J. Mol. Cell. Cardiol, 28: 123-131.

262. Wang Z, Kimitsuki T, Noma A, 1991. Conductance properties of the Na-activated K channel in guinea-pig ventricular cells. J. Physiol./London, 433: 241-257.

263. Warley A, 1989. X-ray microanalysis of freshly isolated cells in suspension. In: Electrom probe Microanalysis (eds. K.Zierold, H.Magler), 169177. •

264. Warley, A, !997. X-ray Microanalysis for Biologists. Practical Methods in Electron Microscopy. University Press, Cambridge.

265. Watanabe, Y, Dreifus, L, 1973. Arrhythmias: mechanisms and pathogenesis. Cardiac arrhythmias (eds. L.S.Dreifus, W.Likoff), Grune & Stratton, New York, 35-54.

266. Weiss J, Shine K.I, 1982. Extracellular K accumulation during myocardial ischemia in isolated rabbit heart. Am. J. Physiol, 242: H619-H628.

267. Weiss J.N, Lamp S.T, 1987. Glycolysis preferentially inhibits ATP-sensitive channels in isolated guinea pig cardiac myocytes. Science, 238: 67-69.

268. Weiss J.N, Stuart J.S, Goldhaber J.I, 1991. Transmembrane lactate movement in heart-can it be coupled to K+?

269. Wilde A.A.M, Kleber A.G, 1986. The combined effects of xipoxia, high K, and acidosis on the intracellular sodium activity and resting potential in guinea pig papillary muscle. Circ. Res, 58: 249-256.

270. Wildhaber I, Gross H, Moor H, 1982. The control of freeze-drying with deuterium oxide (3D20). J. Ultrastruct. Res, 80: 367-373.

271. Willis J.S, 1986. Membrane transport at low temperature in hibernators and nonhibernators. In: Living in cold, physiological and biochemical adaptation (eds. Heller H.C, Musacchia X.J, Wang L.C.H.), 27-35.

272. Wit A.L, Cranfield P.F, Gadby D.C, 1981. Electrogenic sodium extrusion can stop triggered activity in the canine coronary sinus. Circ. Rs, 49: 1029-1042."

273. Yan G-X, Chen J, Yamada K.A, Kleber A.G, Corr P.B, 1996. Contribution of shrinkage of extracellular space to extracellular K+ accumulation in myocardial ischaemia of the rabbit. J.of Physiology, 490: 215228.

274. Yun C.H, Tse C-M, Nath S, Levine S.L, Donowitz M, 1995. Structure/function studies of mammalian Na-H exchanger an uptake. J. of Physiol, 482: 1S-6S.

275. Zellner J.L, Hebbar L, Crawford F.A, Mukherjee R, Spinale F.G, 1996. Beneficial effects of myocyte preconditioning on contractile processes after cardioplegic arrest. Ann. Thorac. Surg, 62: 58-564.

276. Ziebold T.O, 1967. Prescision and sensitivity in electron microprobe analysis. Analyt. Chem, 39: 858-861.

277. Zs.-Nagy J, Pieri C, Giuli C, Bertoni-Fredari C, Zs.-Nagy Valeria, 1977. Energy dispersive X-ray microanalysis of the electrilyres in biological bulk specimen. J.Ultrastruct. Research, 58: 22-33.

278. Zs.-Nagy J, Lustik G, Bertoni-Fredari C, 1982. Itracellular water and dry mass content as measured in bulk specimens by energy dispersive X-ray microanalysis. Tissue and Cell, 14: 47-60.