Экспериментальное обоснование преимуществ сочетанной специфической и экстренной профилактики чумы

Молдаван, Ирина Александровна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Экспериментальное обоснование преимуществ сочетанной специфической и экстренной профилактики чумы
ВАК РФ 03.00.07, Микробиология

Автореферат диссертации по теме "Экспериментальное обоснование преимуществ сочетанной специфической и экстренной профилактики чумы"

На правах рукописи

МОЛДАВАН ИРИНА АЛЕКСАНДРОВНА

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЕ ОБОСНОВАНИЕ ПРЕИМУЩЕСТВ СОЧЕТАННОЙ СПЕЦИФИЧЕСКОЙ И ЭКСТРЕННОЙ ПРОФИЛАКТИКИ ЧУМЫ

03.00.07 - микробиология

14.00.36 - аллергология и иммунология

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Ростов-на-Дону 2005 г.

Работа выполнена в Ростовском-на-Дону ордена Трудового Красного

Знамени научно-исследовательском противочумном институте Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека

Научные руководители:

доктор медицинских наук, профессор Рыжко Инна Васильевна; доктор медицинских наук, профессор Васильева Галина Ивановна

Официальные оппоненты:

д.м.н., проф. Самойлова Любовь Владимировна; д.м.н., проф. Шульдяков Андрей Анатольевич

Ведущая организация: НИИ микробиологии МО РФ

Защита состоится «18_» мая 2005г. в 13.00 на заседании диссертационного совета Д 208.078.01. по присуждению ученой степени кандидата наук при Российском научно-исследовательском противочумном институте «Микроб» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (410005, г. Саратов, ул. Университетская, 46).

С диссертацией можно ознакомиться в научной библиотеке института «Микроб»

Автореферат разослан «_07_» апреля 2005г.

Ученый секретарь диссертационного совета

доктор биологических наук А.А. Слудский

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. По данным ЮЗ (WER, 2003) с конца 80-х гг. по 2001г. число заболеваний чумой в мире не уменьшается и составляет ~25 тыс. случаев в год. при смертности около 10%. С 1991г. в Танзании, Китае, на Мадагаскаре и в Индии регистрируются вспышки наиболее опасной формы инфекции - легочной чумы, последняя вспышка была в Индии в 2002г. (Ткачев А.В., Мурначев ГЛ., 1994; Lyamuya E.F. et al., 1992; Butler Т., 1994; Jayaraman K.S, 1994; 1995; Ratsitorahina M. et al., 2000; WER, 1999; 2002). Прогноз в отношении этой инфекции остается неблагоприятным (Мишанькин Б.Н. с соавт., 1995; Иннокентьева Т.И., 2001; Брюханова Г.Д, 2002, 2004, Онишенко ГГ., Кутырев В.В., 2004). Положение с заболеваемостью чумой в мире осложняется выделением от больных антибиотикорезистентных штаммов возбудителя, в том числе с трансмиссивными R-плазмидами множественной лекарственной устойчивости (Rasoamanana В et al. 1989; Wong J D et al, 2000; Galimand M. et al, 1997; Guiyoule A. et al., 1998, 2001 и др.).

Конец XX и начало XXI столетия характеризуются активизацией природных очагов чумы. Так, за последние 5 лет на территориях 7 регионов РФ выделено 752 штамма возбудителя чумы (Приказ Министра здравоохранения РФ № 7, 2004).

В настоящее время чрезвычайно остро стоит проблема биотерроризма (Онищенко Г.Г. с соавт., 2000; 2003; 2004; Тихонов Н.Г., Липницкий А.В., 2000; Martin G.J., Marty A.M., 2001; Boulanger L.L. et al., 2004 и др.). По данным А.А. Воробьева (2001; 2003), среди наиболее вероятных биоагентов чумной микроб занимает второе место после вируса оспы; по мнению зарубежных специалистов - третье место после вируса оспы и возбудителя сибирской язвы (Broussaixl LA, 2001; Heddurshetti R. et al., 2001 и др.).

Одним из возможных агентов биотерроризма могут стать природные Fra штаммы возбудителя чумы, которые способны вызывать летальную инфекцию у человека (Winter С.С. et al., 1960; Williams J. S., Cavanaugh D.C., 1983; 1984), постоянно выделяются в природных очагах чумы на спаде эпизоотий и могут сохранять высокую степень вирулентности для диких грызунов и лабораторных мышей. По мнению Т. А. Гремяковой (2004), именно природные бесфракционные штаммы возбудителя, уклоняющиеся от детекции коммерческими диагностику-мами, обладающие способностью преодолевать специфический иммунитет (Акимович В.В., Шанина Л.Н., 1965; Метлин В.Н., 1968; Погасий Н.И. с соавт., 1992; Рыжко И.В. с соавт., 1998; Anisimov А.Р., Mikhina L.V., 1998; Anisimov А.Р. et al., 2004) могут быть использованы в качестве агента биотерроризма.

Медицинская служба РФ должна быть готова к адекватному осуществлению полномасштабных противоэпидемических мероприятий на случай чрезвычайной ситуации.

ных на получение иммуногенных антибиотикорезистешных штаммов чумного микроба (Малинина З.Е., 1962; Узенцов СА, 1967; Рыжко И.В, Гамлешко Х.П., 1968; Гамлешко Х.П. с соавт., 1969; Домарадский И.В.. Лебедева СА, Сучков Ю.Г. с соавт.. 1970). Однако наиболее близко к внедрению в практику полиантибиотикорезистентной вакцины подошли сотрудники НИИ микробиологии МО РФ (Евстигнеев В.И с соавт., 1991; Пименов Е.В. с соавт., 1998, 2003; Дармов И.В. с соавт., 2003). Несмотря на то, что к настоящему времени разработана и «химическая» вакцина (Дальвадянц СМ. с соавт., 1998; 2003), которая в принципе может быть применена одновременно с любым антибактериальным препаратом, авторы (Евстигнеев В.И., Кутырев В.В., Дальвадянц С.М. с соавт., 1998) предлагают ее только для ревакцинации, отдавая предпочтение живой корпускулярной вакцине из штамма EV НИИЭГ в качестве препарата «непревзойденного грундиммунизирующего». Именно живые вакцины, по мнению С.Н. Щелкунова (1998). должны быть использованы в чрезвычайных ситуациях, когда требуется создать иммунитет в кратчайшие сроки. Еще Е.И. Коробкова (1956), Л.В. Самойлова (1963), R. Pollitzer (1954) указывали, что при вакцинации живой вакциной иммунитет формируется к 5-7 дню.

В настоящее время сочетанное применение средств экстренной и специфической профилактики считается обязательным при использовании возбудителей высококонтагиозных инфекций (чума, оспа) в качестве бактериологического оружия в целях биотерроризма (Кузьмин М.Н. с соавт., 1999).

Приоритетность проведения сочетанной специфической и экстренной профилактики в системе противоэпидемических мероприятий определяется необходимостью купирования инфекционного процесса у потенциально инфицированных и скорейшего создания иммунной прослойки, прежде всего среди групп с наибольшим риском заражения: медицинские работники, служба охраны порядка, транспорта, лиц. привлекаемых к подворным обходам, и т. д. В группах контактных, подлежащих изоляции, проведение сочетанной специфической и экстренной профилактики призвано в кратчайшие сроки (6 сут.) обеспечить не только эрадикацию возбудителя, если заражение имело место, но и формирование защиты от инфицирования в случае, если очаг еще не ликвидирован. Последовательное проведение экстренной профилактики и вакцинации (антибиотикочувст-вительная вакцина из штамма EV НИИЭГ) через 2 сут. после окончания курса этиотропной терапии (Инструкция по экстренной профилактике и лечению опасных инфекционных заболеваний, 1984; Руководство по профилактике чумы, 1992) удлиняет срок изоляции до 7-9 сут. в зависимости от применяемого препарата (например, доксициклин, фторхинолоны - курс 7 сут.) (МУ 3.4. 1030-01., 2001), что создает дополнительные трудности экономического и организационного плана при том, что требуется еще 5-7 сут. для формирования специфической защиты от возможного заражения в очаге инфекции.

До настоящего времени нет прямых экспериментальных доказательств преимуществ сочетанной специфической и экстренной профилактики перед их раздельным применением у потенциально инфицированных, в то время как важнейший вопрос, который должен быть решен - это безопасность (полезность) вакцинации под прикрытием антибиотикотерапии у лиц в инк) бацион-ном периоде заболевания.

Необходимость экспериментального обоснования перспективности проведения экстренной профилактики на фоне иммунизации при угрозе антропогенного распространения чумы связана и с имеющимися данными о способности антибактериальных препаратов (тетрациклинов, фторхинолонов и др.) воздействовать на иммунную систему макроорганизма: фагоцитарные реакции, формирование гуморального иммунитета, непосредственно на иммунокомпе-тентные клетки и т. д. (Йорданова А.И. с соавт., 1995; Иванова ОА, Калачев И.Я., 1999, Егоров AM, Никитин А.В., 2003, Azuma Y. el al., 1999; 2001). Эти сведения, носящие противоречивый характер, нельзя не учитывать, в связи с чем требуются прямые доказательства отсутствия отрицательного влияния ан-тибактериальнй терапии, начатой одновременно с вакцинацией, на формирование противочумного иммунитета у инфицированных.

Цель работы: экспериментальное обоснование преимуществ сочетан-ного применения средств специфической (иммуногенные антибиотикорези-стентные штаммы, антиген F I) и экстренной (антибактериальные препараты) профилактики перед их раздельным использованием на модели чумной инфекции у беспородных белых мышей.

Задачи исследования:

1. Изучить влияние рекомендованных (МУ 3.4. 1030-01., 2001) средств экстренной профилактики чумы (фторхинолоны, тетрациклины. аминогли-козиды, рифампицин, цефалоспорины III поколения) на формирование постинфекционного и поствакцинального иммунитета у мышей, инфицированных антибиотикочувствительными вирулентным и вакцинным (EV НИИЭГ) штаммами чумного микроба.

2. Оценить влияние иммунизации культурой штамма EV НИИЭГ (106 м.к.) или антигеном FI (100 мкг/мышь) в ранние сроки (через 5 ч) после заражения (~1000 LD50) на течение и исход экспериментальной чумы у мышей.

3. Провести оценку сохранения спектра, степени резистентности, иммуно-генности культур EV Rif Nalr, EV Rif R(Sm Tc). 363 Моп после длительного хранения, отобрать высокоиммуногенные клоны с однородной популяцией по признаку антибиотикоустойчивости.

4. Получить сравнительные данные по эффективности (курс 5 сут.) средств экстренной профилактики per se и на фоне иммунизации устойчивыми к ним штаммами чумного микроба на модели инфекции у мышей, вызванной типичными в антигенном отношении штаммами возбудителя и вариантом, утратившим способность продуцировать F I антиген (Fra- фенотип) (инфицирующая доза ~1000 LD50); оценить напряженность формируемого противочумного иммунитета.

5. Изучить возможность применения доксициклина и стрептомицина на фоне иммунизации ЕУ Ж ' Ш(5тТс) до определения антибиотикограммы возбудителя при экспериментальной инфекции, обусловленной устойчивым к стрептомицину и тетрациклинам штаммом У. резйз 231 Ш(5тТс).

6. Оценить эффективность сочетанной иммунизации антигеном Б I и экстренной профилактики цефтриаксоном и формирование специфической защиты у мышей от последующего заражения возбудителем чумы.

7. Разработать некоторые критерии оценки пригодности антибиотикорези-стентных иммуногенных штаммов чумного микроба для целей сочетанной специфической и экстренной профилактики чумы и ориентировочные схемы ее применения.

Научная новизна и теоретическая значимость.

В результате проведенных исследований впервые:

- дана сравнительная характеристика влияния рекомендуемых в настоящее время средств экстренной профилактики и лечения чумы на формирование постинфекционного и поствакцинального иммунитета у мышей, инфицированных антибиотикочувствительными вирулентным и вакцинным (ЕУ НИИЭГ) штаммами чумного микроба: профилактическое применение фторхинолонов, аминогликозидов, рифампицина, цефалоспоринов III поколения резко подавляет формирование противочумного иммунитета (ИИ=п*101-102), в меньшей степени это характерно для тетрациклинов (ИИ=п*103);

- доказано, что иммунизация мышей культурой штамма ЕУ НИИЭГ в ранние сроки (через 5 ч) после заражения приводит к увеличению значений ЬБ50 штаммов чумного микроба 231 и 231 Бга- на два порядка и удлинению средней продолжительности жизни павших на 2-5 сут., что свидетельствует о целесообразности иммунизации у потенциально инфицированных до появления клинических симптомов заболевания;

- для проведения экспериментов использован набор иммуногенньгх штаммов чумного микроба (ЕУ ШЦ №1',ЕУ ШГ Ш(5тТс), 363 Моп') с уровнем устойчивости к рифампиину, фторхинолонам, аминогликозидам, тетрациклинам, обеспечивающим возможность формирования специфического иммунитета на фоне интенсивной этиотропной терапии (ЕБ50< 104К0Е);

- доказано, что профилактическое применение фторхинолонов, аминогли-козидов, рифампицина, тетрациклинов на фоне иммунизации устойчивыми к ним штаммами чумного микроба на модели инфекции у мышей, вызванной типичными в антигенном отношении штаммами возбудителя (при курсе 5 сут.), обеспечивает не только высокий терапевтический эффект (80-100% выживших животных), но и не подавляет формирование противочумного иммунитета (ИИ=п*105); аналогичны результаты применения цефтриаксона на фоне иммунизации антигеном Б I (ИИ=п*105):

- при инфекции, обусловленной Бга- штаммом возбудителя чумы, показано, что профилактика аминогликозидами. ципрофлоксацином, рифампицином и комбинацией последних (курс 5 сут). начатая одновременно с иммунизацией устойчивыми штаммами чумного микроба, приводит к выживанию 80-100% мышей и формированию иммунитета достаточной напряженности (ИИ=п1()'):

показано, что применение доксициклина и стрептомицина одновременно с иммунизацией устойчивым к ним штаммом чумного микроба обеспечивает достаточную степень эффективности даже при заражении устойчивым к этим препаратам вирулентным штаммом возбудителя, что делает возможным их профилактическое применение до определения антибиотикограммы возбудителя с возможной последующей заменой на высокоэффективный антибактериальный препарат.

Научно-практическая ценность работы.

Экспериментально обоснована перспективность сочетанной специфической и экстренной профилактики антибактериальными препаратами, рекомендованными МУ 3.4. 1030-01. (2001) в случае инфекции, вызванной возбудителем чумы, типичным в антигенном отношении, и «Методическими рекомендациями по использованию антибактериальных препаратов в профилактике и лечении чумы, обусловленной антигенизмененными формами возбудителя (Fia~, FraTox" фенотип)», одобренными Ученым Советом и утвержденными директором РостНИПЧИ (протокол № 7 от 26. 12. 2002г.), разработанными с нашим участием.

Согласно результатам экспериментов, доказана возможность сокращения курса экстренной профилактики всеми изученными препаратами до 5 сут. на фоне иммунизации, если вакцинирующий штамм имеет однородную популяцию и степень резистентности к антибактериальным препаратам, превышающую таковую для чувствительного штамма в 100-400 раз.

Экспериментально обоснована перспективность проведения сочетанной специфической и экстренной профилактики в группах риска и у контактных даже при условии потенциального заражения, но до появления клинических признаков инфекции. На основе полученных данных разработаны «Методические рекомендации по оценке некоторых критериев перспективности иммуно-генных антибиотикорезистентных штаммов (лиофилизированных препаратов) чумного микроба для целей сочетанной специфической и экстренной профилактики; ориентировочные схемы ее проведения» одобренные Ученым Советом и утвержденные директором РостНИПЧИ (протокол № 11 от 10.11.2004г.), которые могут быть использованы при разработке и внедрении в практику по-лиантибиотикорезистентньгх вакцин.

Положения, выносимые на защиту:

1. Средства экстренной профилактики чумы (аминогликозиды, фторхино-лоны, рифамшщин, цефалоспорины III поколения, тетрациклины) подавляют формирование поствакцинального и постинфекционного иммунитета у белых мышей в случае вакцинации или инфицирования их чувствительными к антибиотикам штаммами возбудителя чумы.

2. Иммунизация мышей культурой штамма EV НИИЭГ через 5 ч после заражения приводит к увеличению значений LD50 штаммов чумного микроба 231 и 231 Fra- на два порядка и удлинению средней продолжительности жизни павших на 2-5 сут., что свидетельствует о перспективности проведения сочетанной специфической и экстренной профилактики в группах потенциально инфицированных (в инкубационном периоде).

3. Антибиотикоустойчивые иммуногенные штаммы чумного микроба (EV Rifr Nalr, EV Rifг R(SmTc)363 Мои1) способны создавать противочумный иммунитет у мышей на фоне этиотропной терапии аминогликозидами, фтор-хинолонами, рифампицином, тетрациклинами, в дозах, соответствующих суточным человекодозам (значения ED50<104 КОЕ).

4. На фоне иммунизации антибиотикорезистентными штаммами чумного микроба или антигеном F I эффективность 5-дневного курса профилактики антибактериальными препаратами при инфекции, вызванной Fra+ и Fra-штаммами чумного микроба, или повышается (до 80-100%) или не меняется (100%); у животных формируется напряженный противочумный иммунитет.

5. Иммунизация антибиотикорезистентньм штаммом чумного микроба в сочетании с профилактическим курсом доксициклина и стрептомицина в ранние сроки после заражения обеспечивает достаточную эффективность этих препаратов даже при инфекции, вызванной устойчивым к ним возбудителем, обеспечивая резерв времени для определения антибиотикограммы инфицирующего штамма и замены неэффективного антибиотика на высокоэффективный.

Апробация работы.

Основные положения диссертации были доложены на научных конференциях РостНИПЧИ в 2002, 2003, 2004гг., на Ученом Совете РостНИПЧИ в 2004г.; представлены на третьей Международной конференции, посвященной 80-летию института имени Пастера: «Идеи Пастера в борьбе с инфекциями». -Санкт-Петербург, 2003г.; на IV Общероссийской конференции «Гомеостаз и инфекционный процесс». - Сочи ОК «Дагомыс», 2003г.; на Всероссийской научно-практической конференции «Медицинская микробиология - XXI век». -Саратов, 2004г.

Диссертационная работа выполнена в рамках двух государственных тем: № ГР 0120.0 410670 «Экспериментальное обоснование целесообразности соче-танной специфической и экстренной профилактики чумы на модели инфекции у белых мышей», где автор является ответственным исполнителем и № ГР 01.970 009326 «Изучение эффективности антибактериальных препаратов широкого спектра действия при экспериментальной чуме. вызванной антигениз-мененными штаммами чумного микроба (Fra-. Fra-Tox-), в которой автор являлся соисполнителем.

Публикации результатов исследований.

Основные материалы диссертащии опубликованы в 9 научных работах.

Структура работы.

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, результатов собственных исследований, заключения, выводов и указателя источников литературы. Общий объем диссертации 172 страницы. Работа иллюстрирована 47 таблицами. Библиографический указатель содержит 358 источников: 212 отечественных, 146 иностранных.

ОСНОВНОЕ СОДЕРЖАНИЕ ДИССЕРТАЦИИ

Материал и методы

Штаммы: 1) высоковирулентные (LD50=5-15 м.к) штаммы Yersinia pestis: а) природные: 231 (708) [от сурка]; 358 (197) [от человека], 363 (1/1479) [от серого сурка]; 2358 (195-Alexander) [от человека]; б) экспериментальные: 231 Fra- с полноценным плазмидным профилем, полученный Л.Г. Герасюк в 1983г.; 231 R(SmTc) с маркерами плазмидной устойчивости к стрептомицину и тетрациклинам; 2) иммуногенные варианты вакцинного штамма Y. pestis EV НИИЭГ с хромосомной устойчивостью к рифампицину и налидиксовой кислоте EVRif Nalr, имеющий перекрестную резистентность к фторхинолонам; с хромосомной устойчивостью к рифампицину и плазмидной к стрептомицину и тетрациклинам - EV Rif R(SmTc); штамм Y. pestis 363 Мопг, с хромосомной устойчивостью к мономицину (паро-момицину) и перекрестной устойчивостью к стрептомицину, канамицину, гента-мицину, сизомицину, тобрамицину, нетилмицину, амикацину; 3) вторая генерация вакцины чумной живой сухой из штамма EV НИИЭГ производства Ставропольского НИПЧИ. В качестве иммуногена использовати также капсульный антиген фракцию I (F I). полученную по методу Е.Е. Baker et at. (1952), любезно предоставленную в наше распоряжение Б.Н. Мишанькиным.

Антибактериальные препараты: тетрациклин, доксициклин, стрептомицин, канамицин, гентамицин, сизомицин, амикацин, тобрамицин, нетилми-цин, рифампицин, налидиксовая кислота, ципрофлоксацин, офдоксацин, пеф-локсацин, норфлоксацин, ломефлоксацин, левофлоксацин, цефотаксим, цеф-триаксон. В опытах на мышах препараты использовали в дозах, эквивалентных суточным человскодозам. Расчет проводили по формуле, предложенной I.E. Paget, Y.M. Barnes (1964) с учетом коэффициентов для мышей и человека. Вычисления по этой формуле осуществлялись с учетом массы тела (мг/кг) и площади поверхности тата (мг/м2).

Определение чувствительности / устойчивости штаммов Y. pestis к антибактериальным препаратам проводили методом серийных разведений антибактериальных препаратов в плотной питательной среде (агар Хоттингера. рН 7.1±0,1, агар Мюллера-Хинтона, рН 7,4).

Опыты проводили на беспородных белых мышах (масса 18-20 г) и морских свинках (масса 250-300 г).

Вирулентность штаммов чумного микроба изучали при подкожном инфицировании животных суспензиями суточных агаровых культур с использованием 4-6 инфицирующих доз. взятых с десятикратным интервалом, и не менее 4 животных на одну дозу. Расчет значений LD50 и доверительных интервалов проводили по методу Кербера в модификации И.П. Ашмарина и А.А. Воробьева (1962).

Влияние профилактического применения (через 5 ч после заражения. 5 сут.) антибиотиков на формирование постинфекционного иммунитета изучали на мышах, инфицированных ~1000 LD50. вирулентных штаммов с Fra+ и Fra- фенотипом. После 20 сут. наблюдения рассчитывали процент выживших животных и доверительный интервал по таблицам А.Я. Боярского (1955) с достоверностью полученных данных - 95%. Выживших животных че-

рез 21 сут. после первого заражения повторно инфицировали вирулентной культурой чумного микроба в дозах 103-104-105-10б м.к (по б-10 мышей на каждую дозу). Этой же культурой в дозах 101-102-103-104 м.к. заражали интакт-ных животных. После 20 сут. наблюдения определяли величины LD50 заражающей вирулентной культуры для леченых мышей и для интактных животных. Напряженность противочумного иммунитета оценивали по индексу иммунитета (Салтыков Р.А с соавт., 197б).

Влияние вакцинации в ранний период развития инфекционного процесса на течение и исход экспериментальной чумы у мышей изучали, используя одну заражающую дозу ~1000 LD50 вирулентного штамма чумного микроба 231 и 231 Fra- (эта доза рекомендована для оценки эффективности антибактериальной терапии). Через 5 ч (или через 24 ч) после заражения животных иммунизировали второй генерацией вакцины чумной живой сухой EV НИИЭГ (10б м.к), что исходя из массы мышей (18-20 г) примерно соответствует человекодозе в 300 млн. м.к или фракцией I (100 мкг/мышь). Проценты выживших животных и значения средней продолжительности жизни павших мышей (СПЖ) в опытных (иммунизация на фоне заражения) и контрольных группах сравнивали по таблицам B.C. Генеса (19б4).

Дополнительно определяли значения LD50 культур чумного микроба 231 и 231 Fra- на интактных мышах и животных, иммунизированных 10б м.к. штамма EV НИИЭГ через 5 ч после заражения.

Степень иммуногенности изучаемых штаммов (второй генерации вакцины чумной живой сухой EV НИИЭГ, Y. pestis EV RifNaT, EV RifRATO И 3б3 Monr) определяли в экспериментах на мышах и морских свинках. Животных иммунизировали подкожно суспензией двухсуточной агаровой культуры. Дозы составляли 2*102-1*103-5*103-2.5*104 м.к. для мышей и 4*101-2*102-1*103-5*103 м.к. -для морских свинок, с высевом на агар для определения КОЕ. На каждую дозу брали по 10 животных. Через 21 сут. после иммунизации проводили заражение 200 DCL Y. pestis 231 (подкожно). После 20 сут. наблюдения за зараженными животными методом Кербера (Aшмарин И.П., Воробьев A.A., 19б2) определяли значение ED5o в КОЕ.

Влияние профилактического применения антибактериальных препаратов на формирование поствакцинального (EV НИИЭГ, Y. pestis EV Rif Nal r, EV Rifr R(SmTc) и 3б3 Mon r) иммунитета у мышей изучали, иммунизируя по 40 животных в каждой группе - по 10 мышей на дозу (2*102-1*1035*103-2,5*104 м.к) с целью последующего подсчета величины ED50 испытуемого иммуногенного штамма. Amибактериальные препараты вводили через 5 ч после иммунизации в течение 5 сут. Контролем эффективности иммунизации служила группа животных, вакцинированных этим же штаммом в тех же дозах, но не получавших антибиотиков. Через 21 сут. животных заражали 200 DCL вирулентного штамма чумного микроба, учет опыта проводили через 20 сут.. рассчитывали значения ED50 на леченых животных и в контроле (без лечения).

Сравнительное мочение эффективности профилактического применения антибактериальных препаратов (через 5 ч после заражения. 5 сут.) per se и в сочетании с иммунизацией (подкожно, однократно, через 5 ч после

заражения) проводили на мышах (40 животных в каждой группе), подкожно инфицированных ~1000 LD50 вирулентного штамма, что обычно составляло п*104 м.к. по стандартному образцу мутности ГИСК им. Тарасевича. В качестве иммуногена использовали антибиотикорезистентные штаммы чумного микроба (в дозе 106 м.к) и капсульный антиген фракцию I (F I) в дозе 100 мкг/мышь. После 20 сут. наблюдения рассчитывали процент выживших животных и доверительный интервал с достоверностью полученных данных - 95% (Боярский А.Я., 1955). Напряженность противочумного иммунитета у выживших мышей изучали после повторного (через 21 день после первого инфицирования) заражения Y. pestis 231 в дозах 103-104-105-106 м.к. (по 6-10 мышей на каждую дозу). Этой же культурой в дозах 101-102-103-104 м.к. заражали интактных животных. После 20 сут. наблюдения определяли величины LD50 заражающей вирулентной культуры для леченых мышей, для животных, получивших курс сочетанной специфической и экстренной профилактики и в контроле (интактные и иммунизированные животные) Напряженность противочумного иммунитета оценивали по индексу иммунитета (Салтыков Р.А. с соавт., 1976).

Во всех опытах проводили паталогоанатомический и бактериологический контроль заражения.

Выбор экспериментальной модели на мышах определялся, прежде всего, полным совпадением результатов оценки эффективности антибактериальных препаратов для мышей, приматов и для лечения людей. Оценка иммуногенно-сти штаммов чумного микроба и напряженности иммунитета обязательно проводится на мышах (Бургасов П.Н. с соавт., 1976; ФС 42-3877-99, 2000). Дальва-дянц С.М. с соавт. (2003) доказывают необходимость оценки внедряемых вакцин именно на мышиной модели, как на «идеальной».

Способность клеток чумного микроба продуцировать фракцию I постоянно (до заражения мышей, после пассирования на животных, при хранении) контролировали в трехкомпонентной серологической реакции нейтрализации антител - РНАг (Леви М.И., Момот А.Г., 1961) с использованием антигенного эритроцитарного диагностикума мелкосерийного производства РостНИПЧИ.

Статистическую обработку результатов опытов проводили по методу Кербера в модификации И.П. Ашмарина и ААВоробьева (1962), по таблицам А.Я. Боярского (1955), по Г.Ф. Лакину (1973), по Р.А. Салтыкову с соавт. (1976), по таблицам B.C. Генеса (1964).

Результаты и обсуждение

В соответствии с целью и задачами исследования, прежде всего, было доказано, что аминогликозиды, фторхинолоны, рифамгащин, цефалоспорины III поколения при профилактическом применении подавляют формирование постинфекционного и поствакцинального иммунитета у мышей, при использовании для инфицирования антибиотикочувствительньгх штаммов чумного микроба (ИИ=п*10'-102); в меньшей степени это проявляется в случае применения тет-рациклинов (ИИ=п*103). Полученные результаты свидетельствуют о необходимости осуществления сочетанной специфической и экстренной профилактики, которая обеспечивала бы не только предотвращение развития инфекции в случае инфицирования, но и формирование противочумного иммунитета в короткие

срока под прикрытием антибиотикотерапии.

Далее было необходимо убедиться в отсутствии отрицательного влияния вакцинации на течение и исход инфекционного процесса у белых мышей, инфицированных ~1000 LD50 вирулентного штамма возбудителя чумы. С достоверностью 99% показано, что иммунизация дозой 106 м.к. вакцинного штамма EV НИИЭГ через 5 ч после заражения способствует выживанию части животных (11-50%) и удлиняет на 2-5 суток продолжиельность жизни павших, что объясняется искусственным моделированием «феномена переживания» (Самойлова Л.В., 1963; Голубева В.К., Анисимова Т.И., 1965; Анисимова Т.И., Свинцова ЕМ, 1976; Будыка ДА, 2001). Вакцинация (106 м.к.) через 5 ч после заражения, в сравнении с контролем (без вакцинации), способствовала увеличению значения LD50 для мышей на 2 порядка. Эти данные свидетельствуют в пользу целесообразности проведения специфической профилактики даже у потенциально инфицированных, но до появления клинических симптомов заболевания.

Подготовив для работы набор иммуногенных антибиотикорезистентных штаммов чумного микроба EV Rif Nal' EV Rif R(SmTc), 363 Мопг со степенью резистентности и однородностью популяции по этому признаку, позволяющими приживляться и формировать специфический иммунитет на фоне профилактического применения рифампицина, фторхинолонов, тетрациклинов, ами-ногликозидов (табл. 1), что выражалось в значениях ED50<104 КОЕ (ФС 423877-99, 2000), мы могли приступить к оценке перспектив сочетанной специфической и экстренной профилактики у инфицированных.

Таблица 1

Иммуногенность антибиотикорезистентных вариантов штамма Y. pestis EV и авирулентного варианта Y. pestis 363 Мопг на фоне профилактического применения рекомендованных* средств экстренной профилактики**

Иммунизирующий штамм чумного микроба Маркеры устойчивости к антибактериальным препаратам Значения МПК, мг/л Значения ED5o***, доверительный интервал, КОЕ

EV Rifr Nal' Рифампицин 1600 3435

Цилрофлоксацин 3,2 5520

Офлоксацин 3,2 5590

Пефлоксацин 6,4 2236

Контроль без лечения 3311 (1050*10500)

EVRifrR(SrnTc) Рифампицин 1600 1578

Стрептомицин 1600 1465

Тетрациклин 200 2556

Доксициклин 200 2920

Контроль без лечения 1140 (363+3630)

363 Mon' Стрептомицин 800 1622

Канамицин 800 2042

Гентамнцин 200 1096

Амикацин 400 1114

Контроль без лечения 1033 (524-2692)

Примечание: * - МУ 3.4. 1030-01, 2001; ** - сводная таблица;

*** - в соответствии с требованиями ФС 42-3877-99 (2000) - не более 104 КОЕ.

При использовании для заражения мышей типичного в антигенном отношении высоковирулентного штамма Y. pestis 231 (табл. 2) была оценена эффективность оральных форм антибактериальных препаратов per se и на фоне иммунизации.

Таблица 2

Эффективность сочетанной специфической профилактики и профилактического применения оральных форм антибактериальных препаратов;

формирование противочумного иммунитета у мышей*

Заражающий штамм чумного микроба, доза, м. к. Иммунизирующий штамм чумного микроба, Ю'МЕС, подклюю, однократно Антибактериальный препарат, доза"", мг/кт/сут., внутрь, через5 ч после заражения, курс5сут. Выжившие животные, %Им Контрольное заражение; штамм чумного микроба, доза, м. к. Значение LDje, м. к Иадекс иммунитета (ИИ)

231,104 Не иммунизировали Не лечили 0 - - -

Доксициклик, 4,0 75±14 231, lOMoMflF-ltf 1,5-104 5,0-Ю3

Тетрациклин, 40,0 60±16 1.2-104 4,0-1(Н

Рифампищш 10,0 100 3,210г 4,6-10'

Цкпрофиоксацин, 4,0 100 1,8-Ю1 1.8-102

Офлоксацин, 6,0 98±5 1,0-10* 1.0-102

Пефлоксацин, 8,0 84+10 6,3-Ю4 6,3-Ю1

ЕУКТН^т» через 5 ч после заражения Не лечили 10 - - -

Доксициклин, 4,0 90±9,б 231, 103-10,-10,-10i 1,310' 4,310s

Тетрациклин, 40,0 80±13 1,5-10* 5,010s

ЕУКГ№Г, через 5 ч после заражения Не лечили 20 - - -

Рифампицин 10,0 100 231, 101-1<Г'-1в5-106 1,0-10* 1,410s

Ципрпф'юксаиин, 4,(1 100 1,0-10* 1,010s

Офлоксацин, 6,0 100 2,2-10* 2,210s

Пефлоксацин, 8,0 100 1,5-10* 1,5-Ю5

Не заражали ЕУИГ^т,, Не лечили 100 3,6-10* 1,2-Ю5

ЕУКГГ№Г 100 п-10* n-105

2-ая генерация вакцины чумной жилой сухой ЕУНИИЭГ 100 п-10* n-105

Контроль заражения - 231, НЯ-НЯ-ИЯ-Ю1 3-10 -

Примечание: * - сводная таблица; ** - эквивалентная суточная человекодоза.

Установлено, что эффективность доксициклина, тетрациклина, пефлокса-цина (75-60-84% выживших, соответственно) повышалась до 90-80-100% на

фоне иммунизации при сокращенном до 5 сут курсе применения [в соответствии с МУ 3.4. 1030-01 (2001) - курс 7-10 сут.]. Рифампицин, ципрофлоксацин, офлоксацин обеспечивали как per se, так и в сочетании с иммунизацией устойчивым к ним штаммом EV Rif Nalr 100%-ный терапевтический эффект.

Все препараты при начале их применения через 5 ч после заражения подавляли формирование противочумного иммунитета и при этом, чем выше была их эффективность, тем ниже были значения индекса иммунитета (ИИ= п*101-102). Сочетанное применение иммунизации и антибактериальной терапии обеспечивало защиту высокой напряженности (ИИ=п*105) на уровне, создаваемом иммуно-генными антибиотикорезистентными штаммами чумного микроба (EV Rif R(SmTc) EV Rif Nalr) и второй генерацией вакцины чумной живой сухой.

Чрезвычайная ситуация при появлении случаев чумы может диктовать необходимость применения не только оральных, но и парентеральных форм антибактериальных препаратов, т е. всего арсенала средств, эффективных при чумной инфекции. Парентеральное введение антибиотиков так же, как и вакцинацию против чумы, можно осуществлять с помощью безыгольных инъек-торов - одним из массовых способов применения (Тихонов Н.Г. с соавт., 1997; Мисников О.П. с соавт., 1998).

До настоящего времени аминогликозиды являются наиболее эффективными препаратами как для целей экстренной профилактики, так и для лечения всех форм инфекции (Boulanger L.L. et al., 2004).

Имея в своем распоряжении иммуногенный штамм чумного микроба 363 Моп с устойчивостью ко всем доступным аминогликозидам, и Y. pestis EV Rifr R(SmTc), устойчивый к стрептомицину, мы поставили серию экспериментов, направленных на оценку перспектив сочетанного применения аминоглико-зидов на фоне иммунизации устойчивыми к ним штаммами чумного микроба.

Для инфицирования мышей использовали высоковирулентные (LD50=3-10 м.к.) штаммы чумного микроба 231, 363, 358. Все взятые для исследования аминогликозиды (стрептомицин, гентамицин, амикацин) при 5-дневном курсе применения обеспечивали 100%-ное выживание мышей, но подавляли формирование постинфекционного иммунитета (ИИ=п*101-102). Сочетанное применение иммунизации и профилактического курса этиотропной терапии обеспечивало не только высокую эффективность, но и формирование напряженного иммунитета (ИИ=п*105), не отличающегося от контроля (иммунизация без предварительного заражения и лечения).

Таким образом, иммунизация в ранние сроки после заражения или повышает (тетрациклины, пефлоксацин) или не меняет (ципрофлоксацин, офлокса-цин, аминогликозиды) эффективность одновременно начатого курса антибактериальной терапии, обеспечивая формирование напряженного иммунитета.

Нельзя было обойти вниманием оценку перспектив сочетанной специфической и экстренной профилактики при инфекции, обусловленной Fra-формами возбудителя, утратившими способность к продукции фракции I. Такие культуры, уклоняющиеся от детекции коммерческими диагностику-мами, постоянно выделяются в природных очагах на спаде эпизоотии, могут сохранять высокую вирулентность (Кутырев В.В., 1992; Meka-Mechenko

T.V., 2003 и др.), вызывать летальную инфекцию у людей (Williams J. S., Cavanaugh D.C., 1983; 1984; Davis K.J. et al., 199б).

Нами показано, что Fra" штаммы чумного микроба могут вызывать инфекцию, при которой эффективность большинства средств этиотропной терапии снижается, что может способствовать появлению антибиотикорези-стентных форм возбудителя. Доказано, что мутанты, устойчивые к рифам-пицину (Rif) и налидиксовой кислоте (Nalr) с перекрестной резистентностью к фторхинолонам могут сохранять вирулентность и вызывать инфекционный процесс с летальным исходом на фоне лечения этими препаратами: значения LD50 культур у леченых мышей не имели статистически значимых отличий от таковых у нелеченых.

В предложенные нами схемы экстренной профилактики инфекции, вызванной Fra- формами возбудителя, не включены доксициклин, ампициллин. Фторхинолоны, аминогликозиды, цефалоспорины III поколения (цефтриаксон, цефотаксим) рекомендовано применять в максимальных дозах и курсом не менее 7 сут. Внесены комбинации фторхинолонов с рифампицином, аминоглико-зидами, цефалоспоринами Ш поколения, синергизм действия которых был доказан нами на модели чумы у мышей, вызванной Y. pestis 231 Fra-.

Иммунизация культурой штамма EV НИИЭГ (10б м.к.) на ранних стадиях развития инфекции (через 5 ч и 24 ч после заражения ~1000 LD50 Y. pestis 231 Fra-) обеспечивала выживание единичных животных и увеличивала среднюю продолжительность жизни (СПЖ) павших мышей, иммунизированных через 5 ч после заражения, на 2 сут. по сравнению с контролем, а также приводила к увеличению значения LD50 на 2 порядка в сравнении с контролем. Вакцинация через 24 ч после инфицирования не влияла на значение СПЖ, но и не утяжеляла течения инфекции, что свидетельствует о целесообразности ее проведения даже в случае инфицирования Fra" формами возбудителя.

В опытах на мышах, инфицированных -1000 LD50 Y. pestis 231 Fra-, была изучена, прежде всего, эффективность оральных форм ципрофлоксацина, рифам-пицина н их комбинации, как наиболее перспективной для целей экстренной профилактики инфекции, вызванной возбудителем с Fra- фенотипом (табл. 3).

Aнтибактериальные препараты per se при курсе применения 5 сут. обеспечивали выживание 75-8б % мышей, комбинация ципрофлоксацина и рифам-пицина давала 100%-ную эффективность. Однако так же, как и в опытах с заражением животных типичным в антигенном отношении штаммом Y. pestis 231, все антибактериальные препараты подавляли формирование постинфекционного иммунитета (ИИ=п*Ш'-Ш2) Эффективность антибактериальных препаратов или повышалась (до 80-100%), или не снижалась (100%) на фоне иммунизации Y. pestis EV Rifr Nalr, и при этом у мышей формировался противочумный иммунитет (ИИ=п*104), но на порядок ниже, чем в контроле: иммунизация Y. pestis EV Rifr Nalr или второй генерацией вакцины чумной живой сухой (ИИ=п*105). Наиболее четкие отличия в формировании иммунитета наблюдали при использовании высокоэффективной комбинации рифампицина и ци-профлоксацина per se (ИИ=1.0*10) и на фоне иммунизации (ИИ=2.0*104).

Таблица3

Эффективность сочетанной специфической (Y. pestis EV Rif Nal1) и экстренной (рифампицин, ципрофлоксацин, комбинация рифампицина и ципрофлоксацина) профилактики чумы (Y. pestis 231 Fra ) у мышей;

Заража- ioiu.li ií штамм чумного микроба, доза, м. к. Иммунизирующий штамм чумного микроба,10^мк, подкожно, однократно Антибактериальный препарат, доза**, мг/кг/сут., внутрь, через 5 ч после заражения, курс 5суг. Выжившие животные, %±1Й Контрольное заражение, штамм чумного микроба, доза, м. к. Значение Löse, м. к. Ивдекс иммунитета (ИИ)

231 Fra", 104 Не иммунизировали Не лечили 0 - - -

Рифампицин, 10,0 86±10 231, 10,-10,-105-106 4,2-102 4,210'

Ципрофлоксацин, 4,0 75115 1,0-10J 1,0-Ю1

Рифампицин, 8,0 + ципрофлоксацин, 2,0 100 1,510* 1,0-Ю1

ЕУИГ^Г, через 5 ч после заражения Не лечили 0-10 - - -

Рифампицин, 10,0 100 231, 101-104-105-106 1,010s 1,0-Ю4

Ципрофлоксацин, 4,0 8Ш4 1,0-Ю5 1,0-Ю4

Рифампицин, 8,0 + ципрофлоксацин, 2,0 100 3,0-10* 2,0-Ю4

Не заражали ЕУИГШГ Не лечили 100 тоже п-106 п-105

2-ая генерация ваюрмы чумной живой сухой ЕУ НИИЭГ 100 п-10* пЮ5

Контроль заражения - 231, иЯ-ЮЧоМо' 10-15 -

Примечание: * - сводная таблица; ** - эквивалентная суточная человекодоза.

Аминогликозиды, сохраняя высокую профилактическую и лечебную активность при инфекции, вызванной Fra- формами возбудителя, подавляли формирование постинфекционного иммунитета (ИИ=п*10'). Их применение на фоне иммунизации ^ pestis 363 Мопг в ранние сроки после заражения (через 5 ч) не только обеспечивало 100%-ную защиту от развития инфекции, но и не препятствовало формированию противочумного иммунитета (ИИ=п*104).

Таким образом, проведение сочетанной специфической и экстренной профилактики целесообразно не только в случае, когда этиологическим фактором инфекции являются типичные в антигенном отношении штаммы чумного микроба, но и антигенизмененные, утратившие способность продуцировать капсульный антиген фракцию I

К настоящему времени все чаще встречаются сообщения о выделении от больных чумой антибиотикорезистентных форм возбудителя Это, прежде всего, касается резистентности к стрептомицину и тетрациклину - препаратам, которые до сих пор наиболее широко применяются для профилактики и лечения.

чумы. Завоз таких штаммов из-за рубежа или использование их в качестве патогенных агентов биотерроризма исключить нельзя. Вспышка чумы, как природного, так и искусственного происхождения - чрезвычайная ситуация, при которой может возникнуть необходимость использования антибактериальных препаратов широкого спектра действия для целей экстренной профилактики и лечения даже до определения антибиотикограммы возбудителя, на что требуется не менее 2 сут. (с учетом уже выделенной культуры микроорганизма). В то же время задержка в начале этиотропной терапии может приводить к тяжелым последствиям, не исключая летального исхода.

Для проведения экспериментов использовали высоковирулентный штамм (ЬБ50 = 3-10 м.к) У. ревИв 231 К(3шХс) с плазмидной устойчивостью к стрептомицину и тетрациклинам, для иммунизации - устойчивый к рифампицину, стрептомицину и тетрациклинам У. ревИв ЕУ Ш! К(3шХс) (табл. 4).

Таблица 4

Эффективность сочстанной специфической [У. ревИв ЕУ Ш(3шХс)] и экстренной профилактики (последовательное применение неэффективного и эффективного антибиотика) при экспериментальной чуме

у мышей, инс шцированных штаммом У. ревИв 231 Ш(,тХс)

Заражающий штамм чумного микроба, доза, м.к. Иммунизирующий штамм чумного микроба, доза, м-к. Антибактериальный препарат, доза*, мг/кг/сут., способ и продолжительность введения Выжившие животные, %Ям Средняя продолжительность жизни павших животных, сут.

104 Не иммунизировали Не лечили 0 4,5

Стрептомицин, 8,0, внутримышечно, через 5 и 24 ч поте заражения (курс 2 сут) 0 6,1

Рифампицин, 10,0, внутрь, через 48 ч после заражения, (курс 5 сут.) 20 ±13 4Д

Стрешимнцин, 8,0, внутримышечно, через 5 и 24 ч после заражения, Рифампицин, 10,0, внутрь, через 48 ч после заражения, 3 сут. (общий курс 5 сут.) 30±15 4,8

ЕУ йПЦ.то 106, подкожно, однократно, через 5 ч после заражения Не лечили 20 ±13 5,5

Стрептомицин, 8,0, внутримышечно, через 5 и 24 ч после заражения (курс 2 сут.) 30±15 8,0

Рифампицин, 10,0, внутрь, через 48 ч после заражения, (курс 3 сут.) 50+16 4,0

Стрегтгомицин, 8,0, внутримышечно, через 5 и 24 ч после заражения, Рифамшищн, 10,0, внутрь, через 48 ч после заражения, 3 сут. (общий курс 5 сут.) 80+13 5,0

Примечание: * - эквивалентная суточная человекодоза.

Установлено, что применение стрептомицина через 5 и 24 ч после заражения (курс 2 сут.) было безрезультатным. Начало применения рифампицина, к которому заражающий штамм был чувствителен, через 48 ч (курс 5 сут.) после инфицирования обеспечивало выживание лишь 20% мышей, последовательное применение стрептомицина и рифампицина увеличивало число выживших животных до 30% На фоне иммунизации Y. pestis EV Rif R(SmTc) проявлялась некоторая активность стрептомицина (до 30%), не имеющая достоверных отличий от числа выживших (20%) в результате иммунизации («феномен переживания»). Несколько повышалась эффективность позднего применения рифампицина (до 50%). В то же время последовательное применение неэффективного стрептомицина (курс 2 сут.) и позднего начала использования (через 48 ч после заражения и лечения стрептомицином) рифампицина (курс 3 сут.) на фоне иммунизации обеспечивало выживание 80% инфицированных мышей.

При заражении мышей культурой Y. pestis 231 R(SmTc) тетрациклин оказался полностью неэффективным, доксициклин при этом же курсе (7-10 сут.) обеспечивал выживание части животных (2040%); на фоне иммунизации EV Rif R(SmTc) тетрациклин не изменял активности, в то время как эффективность доксициклина значительно повышалась - выживало 70-85% мышей.

Представленные результаты экспериментов свидетельствуют о том, что иммунизация устойчивыми к антибиотикам вакцинами в ранние сроки после заражения (до появления клинических симптомов инфекции) позволяет воспользоваться стрептомицином и доксициклином в качестве средства экстренной профилактики даже до определения антибиотикограммы возбудителя, так как одновременно проведенная вакцинация не только повышает эффективность терапии, но и оставляет резерв времени на смену неэффективного или малоэффективного препарата на антибиотик, к которому чувствителен заражающий штамм возбудителя.

Разрабатываемые в настоящее время вакцины нового поколения в своей основе имеют антиген F I. Учитывая высокую профилактическую и лечебную эффективность цефалоспорина Ш поколения - цефтриаксона при инфекции, вызванной как Fra+, так и Fra- возбудителем, и не располагая иммуногенным штаммом чумного микроба, устойчивым к этому антибиотику, мы посчитали необходимым оценить перспективы сочетанной специфической и экстренной профилактики с использованием в качестве иммунизирующего препарата антигена FI (Baker E.E. et al, 1952) без депонента с высокой иммуногенностью для белых мышей (ED50 - 12,6 мкг/мышь).

Вначале было изучено влияние иммунизации антигеном F I (100 мкг/мышь) на течение и исход инфекционного процесса у мышей, инфицированных ~1000 LD50 Y. pestis 231. В шести независимых экспериментах с вероятностью 99% было доказано, что введение F I через 5 ч после заражения приводит к выживанию части животных (до 50%) и увеличению продолжительности жизни павших мышей, т. е. реализуется «феномен переживания».

Установив факт положительного влияния вакцинации антигеном F I в ранние сроки после инфицирования, провели сравнительную оценку эффективности цефтриаксона per se и на фоне иммунизации FI на модели инфекции у мышей, зараженных ~1000 LD50 Y. pestis 231 (табл. 5).

Таблица 5

Эффективность сочетанной специфической (антиген F I) и экстренной

профилактики цефтриаксоном; формирование противочумного иммунитета в экспериментах на мышах, инфицированных Y> pestis 231

Заражающий штамм чумного микроба, доза, м.к. Иммунизирующий препарат, доза, подкожно, однократно Антибактериальный препарат, доза*, мг/кг/сут., внутримышечно, ^рс5сут. Выжившие животные, %±fo Контрольное заражение, штамм чумного микроба, доза, м.к. Значение LDsm м.к Индекс иммунитета (ИИ)

231,104 Не иммунизировали Не лечили 0 - - -

Ирфтриаксон, 40,0 через 5 ч посте заражения 100 231, íoMoMoMo6 1.5-102 1,510'

П, 100 мкг/мышь через 5 ч после заражения Не лечили 50 - - -

Цефтриаксон, 40,0 через 5 ч после заражения 100 231, íoMoMoMo6 2,2-Ю6 2,210*

Не заражали Р1, 100 мкт/мышь Не лечили 100 3,2-105 3,2-Ю4

Цефтриаксон, 40,0 100 1,010' 1,0-Ю5

2-ая генерация вакцины чумной живой сухой ЕУ, 10*м.к. Не лечили 100 1,210' 1,210®

Контроль заражения - 231, ЮЧОЧОЧО4 10 -

Примечание: * - эквивалентная суточная человекодоза.

Цефтриаксон (курс 5 сут.) обеспечивал 100%-ную выживаемость мышей, но подавлял формирование постинфекционного иммунитета, как и другие бактерицидные препараты (ИИ=1,5*101). На фоне иммунизации антигеном И цефтриаксон не менял своей эффективности и не подавлял формирование противочумного иммунитета. Индекс иммунитета, равный 2,2*105, соответствовал таковому в контроле: иммунизация антигеном Б I или 106 м.к. второй генерации вакцины чумной живой сухой.

Эти эксперименты позволяют рассчитывать на то, что внедряемая в настоящее время в РФ «химическая» вакцина (ХЧВ) на основе фракции I и основного соматического антигена псевдотуберкулезного микроба (Дальвадянц С.М. с соавт., 2003) может быть применена в сочетании с антибиотиками широкого спектра действия. Последние данные СМ. Дальвадянца с соавт. (2003) свидетельствуют о том, что ХЧВ способна формировать иммунитет у мышей достаточно высокой напряженности уже к 3-5-7 сут. после вакцинации. Однако для доказательства перспективности сочетанной вакцинации ХЧВ и антибактериальной терапии необходимы прямые экспериментальные подтверждения на инфицированных животных

Проведенные исследования позволили предложить некоторые критерии оценки пригодности антибиотикорезистентных штаммов чумного микроба для целей их применения одновременно с профилактическим использованием антибиотиков. Это, прежде всего, степень резистентности и однородность популяции по этому признаку, а также значения ED50 штаммов на фоне применения антибактериальных препаратов в дозах, эквивалентных среднесуточным (максимальным) человекодозам, которые не должны превышать 104 КОЕ (ТУ 42-14 № 20-75, 1975; ФС 42-3877-99, 2000). Индекс иммунитета в опытах по сочетанно-му применению иммунизации антибиотикорезистентными штаммами с лечением на фоне заражения не должен быть ниже, чем п*104-105. В разработанных нами «Методических рекомендациях ...», одобренных Ученым Советом и утвержденных директором РостНИПЧИ (протокол № 11 от 10. 11. 2004г.), представлены ориентировочные схемы сочетанной специфической и экстренной профилактики в соответствии с маркерами устойчивости вакцинирующего штамма (табл. 6).

Таблица 6

Ориентировочные схемы сочетанной специфической и

экстренной профилактики чумы __

Вакцина- Маркеры* резистентности вакцины Антибактериальный Способ приме- Кратность в сутки Разовая доза, г Средняя суточная доза, г Средняя доза на Средняя продолжи-тель-

препарат венвя курс, г ностъ курса, сут

В дозах, рекомендован- Strr, Rsm Стрептомицин В«и*** 1 1,0 1.0 5,0 5

Gen' Гентамицин Тоже I 0,16 0,16 0,8 5

Amcr Амикацин -//- 1 1,0 1,0 5,0 5

ных Ríe Доксициклин Внутрь 1 0,2 0,2 1,0 5

инструк- Cpfr Ципрофлоксацин Тоже 2 0,25 0,5 2,5 5

цией**, Oflr Офлоксацин -II- 2 0,2 0,4 2,0 5

с исполь- PfT Пефлоксацин 2 0,4 0,8 4,0 5

зованием безыголь- Rifr + Fqnr Рифампицин + Ципрофликсацин -II- 1 0,3 + 0,25 0,3 + 0,25 1,5 + 1,25 5

ного иньек- Тоже Рифампицин + Офлоксацин -II- 1 0,3+ 0,2 0,3 + 0,2 1,5 + 1,0 5

тора -II- Рифампицин+ Пефлоксацин -II- 1 0,3 + 0,4 0,3 + 0,4 1,5 + 2,0 5

Примечание: * - двухбуквенные обозначения использованы для маркеров плазмидной, трехбуквенные - для маркеров хромосомной антибиотикорезистентности;

** - Инструкция по применению вакцины чумной живой

сухой, 2002; *** - внутримышечно.

Результатом проведенной работы явилось обоснование целесообразности проведения сочетанной специфической профилактики антибиотикорези-стентными штаммами чумного микроба и профилактического (курс 5 сут.) использования антибиотиков широкого спектра действия в очаге чумы даже у потенциально инфицированных в инкубационном периоде заболевания.

ВЫВОДЫ

1. Средства экстренной профилактики чумы (фторхинолоны, аминоглико-зиды, рифампицин, цефтриаксон, тетрациклины) в дозах, соответствующих че-ловекодозам, и курсом 5 сут. подавляют формирование постинфекционного и поствакцинального иммунитета на модели инфекции у мышей при использовании антибиотикочувствительных вирулентного и иммуногенного (ЕУ НИИЭГ) штаммов возбудителя чумы.

2. Иммунизация белых мышей культурой штамма ЕУ НИИЭГ через 5 ч после заражения приводит к увеличению значений ЬБ50 штаммов чумного микроба 231 и 231 Рга- на два порядка и удлиняет среднюю продолжительность жизни павших (на 2-5 сут.).

3. Степень антибиотикорезистентности и однородность популяции по этому признаку у иммуногенных вариантов ЕУ Ш! №1г, ЕУ ШИ1 Ш(8шХс) и штамма 363 Мопг обеспечивают их способность формировать иммунитет на фоне профилактического применения тетрациклинов, фторхинолонов, аминог-ликозидов, рифампицина на уровне (значения ЕБ50<104 КОЕ), соответствующем контролю: иммунизация культурой штамма ЕУ НИИЭГ.

4. Профилактическое применение средств экстренной профилактики (курс 5 сут.) при инфекции, вызванной типичным в антигенном отношении штаммом возбудителя чумы, на фоне иммунизации устойчивыми к ним иммуно-генными штаммами чумного микроба приводит к повышению (до 80-100%) или сохранению (100%) их эффективности на фоне формирования напряженного иммунитета к последующему заражению вирулентным штаммом У. рев-^(ИИ=п*105).

5. На модели мышей, инфицированных штаммом чумного микроба с Рга-фенотипом, доказана высокая эффективность 5-дневной профилактики ами-ногликозидами, рифампицином, ципрофлоксацином и комбинации последних при условии ее проведения на фоне иммунизации вариантом штамма ЕУ ^ №Г и 363 Мопг, устойчивым к этим препаратам; формируется иммунитет достаточной напряженности (ИИ=п*104).

6. Цефтриаксон (цефалоспорин III поколения), обеспечивая при профилактическом применении курсом 5 сут. 100%-ное выживание мышей, не препятствует формированию напряженного специфического иммунитета, создаваемого антигеном Р1 (ИИ=2,2-105).

7. Показано, что применение доксициклина и стрептомицина одновременно с иммунизацией устойчивым к ним штаммом чумного микроба обеспечивает достаточную степень эффективности даже при заражении устойчивым к этим препаратам вирулентным штаммом возбудителя, что делает возможным их профилактическое применение до определения антибиотикограммы возбудителя с последующей заменой на высокоэффективный антибактериальный препарат.

Список работ, опубликованных по теме диссертации

1. Рыжко И.В., Щербанюк А.И., Скалыга Е.Ю., Цураева Р.И.. Моддаван И.А. Изучение возможности возникновения вирулентных антигенизмененных (Fra-; Fra- Tox) мутантов чумного микроба, устойчивых к рифампицину и хинолонам // Антибиотики и химиотерапия. - 2003. - Т.48, №4. - С. 19-23.

2. Рыжко И.В., Цураева Р.И., Молдаван И.А., Щербанюк А.И., Шутько А.Г. Оценка перспектив сочетанной специфической профилактики антибиотикоре-зистентным иммуногенным штаммом чумного микроба и экстренной профилактики аминогликозидами на модели экспериментальной чумы белых мышей // Антибиотики и химиотерапия. - 2003. - Т. 48, № 5. - С. 15-19.

3. Моддаван И. А.. Рыжко И.В., Цураева Р.И.. Мишанькин Б.Н. Эффективность доксициклина в сочетании с иммунизацией Yersinia pestis EV ЯТс при чумной инфекции у белых мышей, вызванной возбудителем, резистентным к тетрацик-линам // Успехи современного естествознания. - 2003. - № 6. - С. 74.

4. Молдаван И.А., Рыжко И.В., Цураева Р.И., Мишанькин Б.Н. Эффективность комбинации рифампицина с ципрофлоксацином в сочетании с иммунизацией штаммом EV Rifr Nalr, устойчивьм к этим препаратам, при экспериментальной чуме, обусловленной FI ~ вариантом возбудителя // Успехи современного естествознания. - 2003. - № 6. - С. 74-75.

5. Молдаван И.А., Рыжко И.В., Цураева Р.И., Щербанюк А.И., Дудина Н.А. Эффективность тетрациклинов и формирование противочумного иммунитета при одновременном профилактическом применении антибиотиков и устойчивого штамма EV НИИЭГ в экспериментах на мышах // Идеи Пастера в борьбе с инфекциями: Матер. третьей международной конф., посвящ. 80-летию института имени Пастера. - СПб, 2003. - С. 138.

6. Скалыга Е.Ю., Рыжко И.В., Щербанюк А.И., Цураева Р.И., Молдаван И. А. Отбор эффективных антибактериальных препаратов и их комбинаций при экспериментальной чуме, вызванной антигенизмененными штаммами чумного микроба // Идеи Пастера в борьбе с инфекциями: Матер, третьей международной конф., посвящ. 80-летию института имени Пастера. - СПб, 2003. - С. 142.

7. Рыжко И.В., Цураева Р.И., Молдаван И.А., Щербанюк А.И. Эффективность профилактики чумной инфекции стрептомицином, тетрациклинами и рифампицином при одновременной иммунизации устойчивым к ним вариантом штамма EV НИИЭГ в экспериментах на белых мышах // Антибиотики и химиотерапия. - 2004. - Т. 49, №1. С. - 17-21.

8. Молдаван И.А., Рыжко И.В., Цураева Р.И. Эффективность аминоглико-зидов на фоне иммунизации устойчивым к ним штаммом чумного микроба при экспериментальной чуме у белых мышей, вызванной возбудителем с Fra-фенотипом; формирование противочумного иммунитета // Медицинская микробиология - XXI век.: Матер, науч. - практ. конф. - Саратов, 2004. - С. 159-160.

9. Рыжко И.В., Молдаван И.А., Цураева Р.И. Эффективность профилактического применения цефтриаксона в сочетании с антигеном FI при экспериментальной чуме белых мышей; формирование противочумного иммунитета // Успехи современного естествознания. - 2004. - № 8. - С. 68.

Сдано в набор 06.04.2005 г. Подписано к печати 06.04.2005 г. Формат 84х108 1/16 Печать лазерная. Гарнитура Таймс. Объем 1,0 усл. п.л. Тираж 100 экз. Отпечатано в компьютерном центре РостНИПЧИ.

i • 2499

\ * -12 Ш 2005 v

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Молдаван, Ирина Александровна

ВВЕДЕНИЕ.

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Чума: заболеваемость, вирулентность возбудителя, клинические формы инфекции.

1.2. Экстренная профилактика и лечение чумы.

• 1.3. Специфическая профилактика чумы.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ.

2.1. Штаммы.

2.2. Антибактериальные препараты.

2.3. Определение чувствительности / устойчивости штаммов чумного микроба к антибактериальным препаратам.

2.4. Получение мутантов чумного микроба, устойчивых к ри-фампицину и налидиксовой кислоте.

2.5. Изучение вирулентности культур чумного микроба.

2.6. Изучение способности штамма Y. pestis 231 Fra" преодолевать специфический иммунитет.

2.7. Расчет суточной дозы антибактериальных препаратов для мышей, исходя из среднетерапевтической человекодозы

2.8. Оценка влияния профилактического применения антибактериальных препаратов на формирование поствакцинального (EV НИИЭГ) и постинфекционного иммунитета у мышей в случае вакцинации или инфицирования их чувствительными к антибиотикам штаммами возбудителя чумы

2.9. Изучение влияния вакцинации в ранний период развития инфекционного процесса на течение и исход экспериментальной чумы у мышей.

210. Комбинированное использование антибактериальных препаратов в профилактике и лечении чумной инфекции у мышей

211. Изучение иммуногенности культур чумного микроба.

2.11.1. Отбор иммуногенных клонов из популяции изучаемых культур.

1112 Определение степени иммуногенности культур (ED50).

2.113. Определение степени иммуногенности антибиотикорези-стентных культур чумного микроба на фоне профилактического применения антибактериальных препаратов.

211.4. Оценка напряженности иммунитета.

2.12 Изучение эффективности профилактического применения » антибактериальных препаратов per se и в сочетании с иммунизацией; оценка формирования противочумного иммунитета.

213. Серологические реакции.

2.14. Статистическая обработка результатов.

ГЛАВА 3. СРАВНИТЕЛЬНОЕ ИЗУЧЕНИЕ ВЛИЯНИЯ АНТИБАКТЕРИАЛЬНЫХ ПРЕПАРАТОВ РАЗНЫХ ГРУПП НА ФОРМИРОВАНИЕ ПРОТИВОЧУМНОГО ИММУНИТЕТА У МЫШЕЙ.

3.1. Влияние профилактического (через 5 ч после иммунизации) применения антибактериальных препаратов на формирование поствакцинального иммунитета у мышей, обусловленного антибиотикочувствительным штаммом EV НИИЭГ -основы вакцины чумной живой сухой.

3.2. Влияние профилактического (через 5 ч после заражения) применения антибактериальных препаратов на формирование постинфекционного иммунитета в экспериментах на мышах

3.3. Влияние вакцинации в ранний период развития инфекционного процесса на течение и исход экспериментальной чумы у мышей.

ГЛАВА 4. ИЗУЧЕНИЕ ИММУНОГЕННЫХ ВАРИАНТОВ ШТАММОВ ЧУМНОГО МИКРОБА С МАРКЕРАМИ РЕЗИСТЕНТНОСТИ К АНТИБАКТЕРИАЛЬНЫМ ПРЕПАРАТАМ.

4.1. Иммуногенные антибиотикорезистентные варианты штамма чумного микроба EV НИИЭГ [EV Rif NaT, EV Rif R<smTc)] 67 4.1.1. Изогенные варианты штамма EV НИИЭГ с мутациями устойчивости к рифампицину (Rifr) и налидиксовой кислоте

NaT).

4.1.2. Изогенный вариант штамма EV НИИЭГ с мутацией резистентности к рифампицину (Rifr) и плазмидной устойчивостью к стрептомицину и тетрациклинам [R<sm тс)].

4.2. Иммуногенный авирулентный мономицинорезистентный мутант Y. pestis 363 Мопг с перекрестной устойчивостью к аминогликозидам.

ГЛАВА 5. ЭФФЕКТИВНОСТЬ АНТИБАКТЕРИАЛЬНЫХ ПРЕПАРАТОВ PER SE И В СОЧЕТАНИИ С ИММУНИЗАЦИЕЙ АНТИБИОТИКОУСТОЙЧИВЫ-МИ КУЛЬТУРАМИ ЧУМНОГО МИКРОБА И АНТИГЕНОМ F I ПРИ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЙ ИНФЕКЦИИ У МЫШЕЙ, ОБУСЛОВЛЕННОЙ ПРИРОДНЫМИ ТИПИЧНЫМИ ШТАММАМИ ВОЗБУДИТЕЛЯ; ФОР

МИРОВАНИЕ ПРОТИВОЧУМНОГО ИММУНИТЕТА.

5.1. Доксициклин.

5.2. Рифампицин.

5.3. Фторхинолоны.

5.4. Аминогликозиды.

• 5.5. Цефтриаксон (представитель цефалоспоринов III поколения)

5.5.1. Влияние F I антигена на течение и исход инфекционного процесса в экспериментах на мышах.

5.5.2. Эффективность профилактического применения цефтриак-сона в сочетании с иммунизацией фракцией I у мышей, инфицированных типичным в антигенном отношении штаммом возбудителя; формирование противочумного иммунитета

ГЛАВА 6. ОЦЕНКА ПЕРСПЕКТИВ СОЧЕТАННОЙ СПЕЦИФИЧЕСКОЙ И ЭКСТРЕННОЙ ПРОФИЛАКТИКИ ПРИ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЙ ЧУМЕ

МЫШЕЙ, ВЫЗВАННОЙ ГЕНЕТИЧЕСКИ ИЗМЕНЕННЫМИ ШТАММАМИ ВОЗБУДИТЕЛЯ.!.

6.1. При инфекции, обусловленной штаммом 231 с Fra~ фенотипом

6.1.1. Вирулентность, способность преодолевать специфический иммунитет, антибиотикочувствительность Y. pestis 231 Fra"

6.1.2. Влияние профилактического применения (через 5 ч после заражения) антибактериальных препаратов на формирование постинфекционного иммунитета у мышей, инфицированных Y. pestis 231 Fra".

6.1.3. Эффективность профилактического применения антибактериальных препаратов при инфекции у мышей, обусловленной возбудителем с Fra- фенотипом.

6.1.4. Эффективность профилактического применения препаратов на фоне иммунизации устойчивыми к ним штаммами чумного микроба при экспериментальной чуме мышей, вызванной Y. pestis 231 Fra".

6.2. При инфекции, обусловленной штаммом 231 с плазмидной устойчивостью к стрептомицину и тетрациклинам.

ГЛАВА 7. НЕКОТОРЫЕ КРИТЕРИИ ОЦЕНКИ ПЕРСПЕКТИВНОСТИ ИММУНО-ГЕННЫХ АНТИБИОТИКОРЕЗИСТЕНТНЫХ ШТАММОВ (ЛИОФИЛИ-ЗИРОВАННЫХ ПРЕПАРАТОВ) ЧУМНОГО МИКРОБА ДЛЯ ЦЕЛЕЙ СОЧЕТАННОЙ СПЕЦИФИЧЕСКОЙ И ЭКСТРЕННОЙ ПРОФИЛАКТИКИ ЧУМЫ; ОРИЕНТИРОВОЧНЫЕ СХЕМЫ ЕЕ ПРИМЕНЕНИЯ.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Экспериментальное обоснование преимуществ сочетанной специфической и экстренной профилактики чумы"

Актуальность проблемы. Анализ заболеваемости чумой в мире за последние десятилетия свидетельствует о неблагоприятном прогнозе в отношении этой высококонтагиозной, карантинной, конвенционной инфекции (Мишанышн Б.Н. с соавт., 1995; Иннокентьева Т.И., 2001; Брюханова Г.Д., 2002, 2004). По данным ВОЗ (WER, 2003), за период с 1987г. по 2001г. чума была зарегистрирована в 24 странах, всего заболело 36876 человек, из которых 2861 (7,8%) умер. В 1987-2001гт. основная заболеваемость и смертность приходилась на страны Африки и, прежде всего, на о. Мадагаскар, где в 95% случаев чума протекала в бубонной форме. С 1990г. по 1999г. заболеваемость чумой возросла более чем в 2 раза (WER, 2000). Наибольшую опасность представляет легочная форма инфекции (Gradon J.D., 2002 и др.), которую спустя длительный промежуток времени регистрировали в Танзании и Китае в 1991г. (Ткачев А.В., Мурначев Г.П., 1994; Lyamuya E.F. et al., 1992), в Замбии в 1995г. (Мс Clean K.L., 1995), в Китае - в 1997г. (WER, 1999 а), в Эквадоре в 1998г. (Gabastou J.M. et al., 2000), на Мадагаскаре - в 2000г. (Ratsitorahina М. et al., 2000 а), в Индии - в 1994 и 2002гг. (Butler Т., 1994; Jayaraman K.S., 1994, 1995; WER, 2002).

Конец XX и начало XXI столетия характеризуются активизацией природных очагов чумы. Так, при значительном сокращении объема эпизоотоло-гических наблюдений за природными очагами в РФ разлитые и локальные эпизоотии среди грызунов за последние 5 лет выявлены на территориях 7 регионов с общей площадью более 1 млн. га, где было выделено 752 штамма возбудителя чумы, в связи с чем приказом Министра здравоохранения РФ (№ 7, 2004) предложено усилить мероприятия по профилактике чумы.

Положение с заболеваемостью чумой в мире осложняется выделением от больных антибиотикорезистентных штаммов возбудителя. J.D. Wong et al. (2000) сообщают, что из 92 изученных штаммов Y. pestis 20% были устойчивы к рифампицину и имипенему. Большие опасения вызывают сообщения об обнаружении в 1989г. на о. Мадагаскар у 13% клинических изолятов резистентности к тетрациклину (Rasoamanana В. et al., 1989), выделение там же двух штаммов с R-плазмидами множественной лекарственной устойчивости (inc С и inc Р групп несовместимости), в том числе с маркерами резистентности к стрептомицину, канамицину, тетрациклинам, хлорамфениколу, ампициллину, сульфаниламидам, спектиномицину (Galimand М. et al., 1997; Michel P., 1997; Guiyoule A. et al., 1998, 2001) и, наконец, регистрация снижения чувствительности к стрептомицину у всех клинических изолятов чумного микроба, выделенных на территории Южной Африки и на о. Мадагаскар (Ra-soamanana В. et al., 1989). Во время вспышки чумы в Танзании при легочной форме инфекции культуры возбудителя удавалось высевать из мокроты больных на фоне лечения тетрациклином и комбинацией стрептомицина с тетрациклином (Lyamuya E.F. et al., 1992). Этот регион может стать источником инфекции, вызываемой антибиотикорезистентными штаммами возбудителя, от завоза которой при возможностях современного транспорта не застрахована ни одна страна мира.

В настоящее время чрезвычайно остро стоит проблема биотерроризма (Онищенко Г.Г. с соавт., 2000, 2003, 2004; Тихонов Н.Г., Липницкий А.В., 2000; Martin G.J., Marty A.M., 2001; Whitby M. et al., 2002; Boulanger L.L. et al., 2004). По данным А.А. Воробьева (2001,2003), среди наиболее вероятных биоагентов чумной микроб занимает второе место после вируса оспы. При этом автор подчеркивает, что биоагенты должны характеризоваться способностью вызывать инфекцию с атипичной клинической картиной, не поддаваться лечению, иметь трудности в диагностике, преодолевать иммунитет. Если антибиотикорезистентные штаммы стали выделять от больных, в основном, в последние годы, то штаммы возбудителя чумы, лишенные способности продуцировать капсульный антиген фракцию I, выделяются постоянно в конце эпизоотий (Дроздов И.Г. с соавт., 1992; Андросова С.В. с соавт., 2002; Drozdov I.G. et al., 1995; Davis K.J. et al., 1996; Bakanidze L. et al., 2002; Meka-Mechenko T.V., 2003), и именно они отвечают вышеперечисленным требованиям. В литературе имеются данные о заболеваниях людей чумой, в том числе с летальным исходом, вызванных бесфракционными (Fra~, Fra*) штаммами возбудителя (Lawton W.D. et al., 1960; Winter С .С. et al., 1960; Williams I.E. et al., 1978; Williams J. S., Cavanaugh D.C., 1983,1984; Davis K.J. et al., 1996). Среди

52 штаммов чумного микроба, выделенных от людей в разных очагах мира, встречались вирулентные культуры без плазмиды pFra (Fra~ Тох" фенотип) и утратившие способность продуцировать F I антиген при сохранении плазмиды pFra (Fra- Тох+ фенотип) (Лебедева С.А. с соавт., 2002). По мнению Т.А. Гремяковой (2004), именно природные Fra" штаммы возбудителя могут стать биологическим патогенным агентом бактериологического оружия.

При угрозе антропогенного распространения чумы наиболее действенным мероприятием является проведение сочетанной специфической и экстренной профилактики среди контингентов с наибольшим риском заражения (Абакаров У.А., 1965 а, б). Это положение, озвученное еще в 1965г., нашло понимание среди чумологов, что реализовалось в ряде исследований, направленных на получение иммуногенных антибиотикорезистентных штаммов чумного микроба (Малинина З.Е., 1962; Узенцов С.А., 1967; Рыжко И.В., Гамлешко Х.П., 1968; Гамлешко Х.П. с соавт., 1969; Домарадский И.В., Лебедева С.А., Сучков Ю.Г. с соавт., 1970). Однако наиболее близко к внедрению в практику полиантибиотикорезистентной вакцины подошли сотрудники НИИ микробиологии МО РФ (Евстигнеев В.И. с соавт., 1991; Пименов Е.В. с соавт., 1998, 2003; Дармов И.В. с соавт., 2003). Несмотря на то, что к настоящему времени разработана и «химическая» вакцина (Дальвадянц С.М. с соавт., 1998, 2003 а, б; Евстигнеев В.И. с соавт. 1998; Kutyrev V.V. et al., 2002), которая в принципе может быть применена одновременно с любым антибактериальным препаратом, авторы (Дальвадянц С.М. с соавт., 1997; Евстигнеев В.И., Кутырев В.В., Дальвадянц С.М. с соавт., 1998) предлагают ее только для ревакцинации, отдавая предпочтение живой корпускулярной вакцине из штамма EV НИИЭГ в качестве препарата «непревзойденного грундиммунизирующего». Именно живые вакцины, по мнению С.Н. Щелкунова (1998), должны быть использованы в чрезвычайных ситуациях, когда требуется создать иммунитет в кратчайшие сроки. Еще Е.И. Коробкова (1956), Е.И. Коробкова и Л.В. Самойлова (1962), Л.В. Самойлова (1963 a), R. Pollitzer (1954) указывали, что при вакцинации живой вакциной иммунитет формируется к 5-7 дню.

Приоритетность проведения сочетанной специфической и экстренной профилактики в системе противоэпидемических мероприятий определяется необходимостью купирования инфекционного процесса у потенциально инфицированных и скорейшего создания иммунной прослойки среди населения, прежде всего в группах с наибольшим риском заражения: медицинские работники, служба охраны порядка, транспорта, лиц, привлекаемых к подворным обходам, и т. д. В группах контактных, подлежащих изоляции, проведение сочетанной специфической и экстренной профилактики призвано в кратчайшие сроки (6 сут.) обеспечить не только эрадикацию возбудителя, если заражение имело место, но и формирование защиты от инфицирования в случае, если очаг еще не ликвидирован. Последовательное проведение экстренной профилактики и вакцинации (антибиотикочувствительная вакцина из штамма EV НИИЭГ) через 2 сут. после окончания курса этиотропной терапии (Инструкция по экстренной профилактике и лечению опасных инфекционных заболеваний, 1984; Руководство по профилактике чумы, 1992) удлиняет срок изоляции до 7-9 сут. в зависимости от применяемого препарата. В соответствии с Методическими указаниями (МУ 3.4. 1030-01., 2001) для док-сициклина и фторхинолонов курс экстренной профилактики — 7 сут., что создает дополнительные трудности экономического и организационного плана при том, что требуется еще 5-7 сут. для формирования специфической защиты от возможного заражения в очаге инфекции. .

До настоящего времени нет прямых экспериментальных доказательств преимуществ сочетанной специфической и экстренной профилактики перед их раздельным применением у потенциально инфицированных, в то время как важнейший вопрос, который должен быть решен - это безопасность (полезность) вакцинации под прикрытием антибиотикотерапии у лиц в инкубационном периоде заболевания.

Несмотря на хорошо известный положительный результат широкомасштабной иммунизации населения на о. Мадагаскар и о. Ява живыми вакцинами, обеспечившей резкое снижение числа заболеваний чумой вплоть до ее ликвидации (Otten L., 1941; Girard G., Robic J., 1942), до настоящего времени высказываются сомнения о целесообразности проведения вакцинации в ходе эпидемии (Дмитровский A.M. с соавт., 1994 б). Необходимость экспериментального обоснования перспективности проведения экстренной профилактики на фоне иммунизации при угрозе антропогенного распространения чумы связана и с имеющимися данными о способности антибактериальных препаратов (тетрациклинов, фторхинолонов и др.) воздействовать на систему фагоцитоза, формирование гуморального иммунитета, на иммунокомпетентные клетки и т. д. (Смолкина Т.В. с соавт., 1992 а, б; Йорданова А.И. с соавт., 1995; Никитин А.В. с соавт., 1996; Иванова О.А., Калачев И.Я., 1999; Брискин Б.С. с соавт., 2000; Егоров A.M., Никитин А.В., 2003; Azuma Y. et al., 1999, 2001). Эти сведения, носящие противоречивый характер, нельзя не учитывать, в связи с чем требуются прямые доказательства отсутствия отрицательного влияния антибактериальной терапии, начатой одновременно с вакцинацией, на формирование противочумного иммунитета у инфицированных.

Цель исследования. Экспериментальное обоснование преимуществ сочетанного применения средств специфической (иммуногенные антибиоти-корезистентные штаммы, антиген F I) и экстренной (антибактериальные препараты) профилактики перед их раздельным использованием на модели чумной инфекции у беспородных белых мышей.

Задачи исследования:

1. Изучить влияние рекомендованных (МУ 3.4. 1030-01., 2001) средств экстренной профилактики чумы (фторхинолоны, тетрациклины, аминогли-козиды, рифампицин, цефалоспорины III поколения) на формирование постинфекционного и поствакцинального иммунитета у мышей, инфицированных антибиотикочувствительными вирулентным и вакцинным (EV НИИЭГ) штаммами чумного микроба.

2. Оценить влияние иммунизации культурой штамма EV НИИЭГ (106 м.к.) или антигеном FI (100 мкг/мышь) в ранние сроки (через 5 ч) после заражения (-1000 LD50) на течение и исход экспериментальной чумы у мышей.

3. Провести оценку сохранения спектра, степени резистентности, иммуно-генности культур EV Rifг Nalr, EV Rifг R<sm тф 363 Мопг после длительного хранения, отобрать высокоиммуногенные клоны с однородной популяцией по признаку антибиотикоустойчивости.

4. Получить сравнительные данные по эффективности (курс 5 сут.) средств экстренной профилактики per se и на фоне иммунизации устойчивыми к ним штаммами чумного микроба на модели инфекции у мышей, вызванной типичными в антигенном отношении штаммами возбудителя и вариантом, утратившим способность продуцировать F I антиген (Fra~ фенотип) (инфицирующая доза -1000 LD50); оценить напряженность формируемого противочумного иммунитета.

5. Изучить возможность применения доксициклина и стрептомицина на фоне иммунизации EV Rif rR<sm тс) до определения антибиотикограммы возбудителя при экспериментальной инфекции, обусловленной устойчивым к стрептомицину и тетрадиклинам штаммом Y. pestis 231 R<SmTc).

6. Оценить эффективность сочетанной иммунизации антигеном F I и экстренной профилактики цефтриаксоном, а также формирование специфической защиты у мышей от последующего заражения возбудителем чумы.

Научная новизна работы.

В результате проведенных исследований впервые: - дана сравнительная характеристика влияния рекомендуемых в настоящее время средств экстренной профилактики и лечения чумы на формирование постинфекционного и поствакцинального иммунитета у мышей, инфицированных антибиотикочувствительными вирулентным и вакцинным (EV НИИЭГ) штаммами чумного микроба: профилактическое применение фторхинолонов, аминогликозидов, рифампицина, цефалоспоринов Ш поколения резко подавляет формирование противочумного иммунитета (ИИ=тг10 '-102), в меньшей степени это характерно для тетрациклинов (ИИ=п-103);

- показано, что иммунизация мышей культурой штамма EV НИИЭГ (106 м.к.) через 5 ч после заражения приводит к увеличению значений LD5o штаммов чумного микроба 231 и 231 Fra~ на два порядка и удлинению средней продолжительности жизни павших на 2-5 сут., что свидетельствует о целесообразности вакцинации даже у инфицированных в инкубационном периоде заболевания;

- для проведения экспериментов использован набор иммуногенных штаммов чумного микроба (EV Rifг Nalr, EV Rifг R<sm тс> 363 Monr) с уровнем устойчивости к рифампицину, фторхинолонам, аминогликозидам, тетрацикли-нам, обеспечивающим возможность формирования специфического иммунитета на фоне интенсивной этиотропной терапии;

- доказано, что профилактическое применение фторхинолонов, аминогликозидов, рифампицина, тетрациклинов на фоне иммунизации устойчивыми к ним штаммами чумного микроба на модели инфекции у мышей, вызванной типичными в антигенном отношении штаммами возбудителя (при курсе 5 сут.), обеспечивает не только высокий терапевтический эффект (80-100% выживших животных), но и не подавляет формирование противочумного иммунитета (ИИ=п-105); аналогичны результаты применения цефтриаксона на фоне иммунизации антигеном F I (ИИ=п-105);

- при инфекции, обусловленной Fra~ штаммом возбудителя чумы, показано, что профилактика аминогликозидами, ципрофлоксацином, рифампици-ном и комбинацией последних (курс 5 сут), начатая одновременно с иммунизацией устойчивыми штаммами чумного микроба, приводит к выживанию 80-100% мышей и формированию иммунитета достаточной напряженности (ИИ=п104);

- показано, что применение доксициклина и стрептомицина одновременно с иммунизацией устойчивым к ним штаммом чумного микроба обеспечивает достаточную степень эффективности даже при заражении устойчивым к этим препаратам вирулентным штаммом возбудителя, что делает реальным их профилактическое применение до определения антибиотикограммы возбудителя с возможной последующей заменой на высокоэффективный антибактериальный препарат.

Практическая значимость работы.

Проведена оценка перспективности сочетанной специфической и экстренной профилактики антибактериальными препаратами, рекомендованными МУ 3.4. 1030-01. (2001) в случае инфекции, вызванной возбудителем чумы, типичным в антигенном отношении, и «Методическими рекомендациями по использованию антибактериальных препаратов в профилактике и лечении чумы, обусловленной антигенизмененными формами возбудителя (Fref, FraTox-фенотип)», одобренными Ученым Советом и утвержденными директором РосгНИПЧИ (протокол № 7 от26.12.2002г.), разработанными с нашим участием.

- к рифампицину - при значениях МГЖ=400-800 мг/л;

- к фторхинолонам (ципрофлоксацин, офлоксацин, пефлоксацин) - при значениях МПК=3,2-6,4 мг/л;

- к аминогликозидам: стрептомицину (МПК=400-800 мг/л), канамицину (МПК=400-800 мг/л), амикацину (МПК=200-400 мг/л), гентамицину (МГЖ=200-400 мг/л);

- к доксициклину - при значениях МПК=200-400 мг/л.

Экспериментально обоснована перспективность проведения сочетанной специфической и экстренной профилактики в группах риска и у контактных даже при условии потенциального заражения, но до появления клинических признаков инфекции. На основе полученных данных разработаны «Методические рекомендации по оценке некоторых критериев перспективности иммуногенных антибиотикорезистентных штаммов (лиофилизированных препаратов) чумного микроба для целей сочетанной специфической и экстренной профилактики; ориентировочные схемы ее проведения» одобренные Ученым Советом и утвержденные директором РостНИПЧИ (протокол №11 от 10.11.2004г.), которые могут быть использованы при разработке и внедрении в практику полиантибиотикорезистентных вакцин.

Апробация работы. Основные положения диссертации были доложены на научных конференциях Ростовского НИПЧИ в 2002, 2003, 2004гг., на Ученом Совете Ростовского НИПЧИ в 2004г.; представлены на третьей Международной конференции, посвященной 80-летию института имени Пас-тера: «Идеи Пастера в борьбе с инфекциями». - Санкт-Петербург, 2003г.; на IV Общероссийской конференции «Гомеостаз и инфекционный процесс». -Сочи ОК «Дагомыс», 2003г; на Всероссийской научно-практической конференции «Медицинская микробиология - XXI век». - Саратов, 2004г.

Диссертационная работа выполнена в рамках двух государственных тем: № ГР 0120.0 410670 «Экспериментальное обоснование целесообразности сочетанной специфической и экстренной профилактики чумы на модели инфекции у белых мышей», где автор является ответственным исполнителем и № ГР 01.970 009326 «Изучение эффективности антибактериальных препаратов широкого спектра действия при экспериментальной чуме, вызванной ан-тигенизмененными штаммами чумного микроба (Fra-, FrcfTox"; Fra7Tox~PsQ»} в которой автор являлась соисполнителем.

Публикации. Основные материалы диссертации опубликованы в 9 научных работах.

Объем и структура диссертации.

Заключение Диссертация по теме "Микробиология", Молдаван, Ирина Александровна

ВЫВОДЫ

1. Средства экстренной профилактики чумы (фторхинолоны, аминоглико-зиды, рифампицин, цефтриаксон, тетрациклины) в дозах, соответствующих суточным человекодозам, и курсом 5 сут. подавляют формирование постинфекционного и поствакцинального иммунитета на модели инфекции у мышей при использовании антибиотикочувствительных вирулентного и иммуногенного (EV НИИЭГ) штаммов возбудителя чумы.

2. Иммунизация белых мышей культурой штамма EV НИИЭГ через 5 ч после заражения приводит к увеличению значений LD50 штаммов чумного микроба 231 и 231 Fra" на два порядка и удлиняет среднюю продолжительность жизни павших (на 2-5 сут.).

3. Степень антибиотикорезистентности и однородность популяции по этому признаку у иммуногенных вариантов EV Rifг Nalr, EV Rifг R<sm тс) и штамма 363 Мопг обеспечивают их способность формировать иммунитет на фоне профилактического применения тетрациклинов, фторхинолонов, аминогликозидов, рифампицина на уровне (значения ED50<104 КОЕ), соответствующем контролю (штамм EV НИИЭГ).

4. Профилактическое применение средств экстренной профилактики (курс 5 сут.) при инфекции, вызванной типичным в антигенном отношении штаммом возбудителя чумы, на фоне иммунизации устойчивыми к ним иммуногенными штаммами чумного микроба приводит к повышению (до 80-100%) или сохранению (100%) их эффективности на фоне формирования напряженного иммунитета к последующему заражению вирулентным штаммом Y. pestis (ИИ=п-105).

5. На модели мышей, инфицированных штаммом чумного микроба с Fra" фенотипом, доказана высокая эффективность 5-дневной профилактики аминогликозидами, рифампицином, ципрофлоксацином и комбинацией последних при условии ее проведения на фоне иммунизации вариантами штаммов EV Rifг Nalr и 363 Мопг, устойчивыми к этим препаратам; формируется иммунитет достаточной напряженности (ИИ=п104).

7. Показано, что применение доксициклина и стрептомицина одновременно с иммунизацией устойчивым к ним штаммом чумного микроба обеспечивает достаточную степень эффективности даже при заражении резистентным к этим препаратам вирулентным штаммом возбудителя, что делает возможным их профилактическое применение до определения ан-тибиотикограммы возбудителя с последующей заменой на высокоэффективный антибактериальный препарат.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

При осложнении эпидемической ситуации по чуме, этой высококонтагиозной инфекции (индекс контагиозносги равен 1), независимо от источника заражения - эпизоотии в природных очагах чумы, занос инфекции из-за рубежа или акт биотерроризма - все противоэпидемические мероприятия имеют чрезвычайный характер. Так как без эрадикации возбудителя из макроорганизма невозможно предотвратить развитие инфекции, то одним из важнейших мероприятий является экстренная профилактика антибактериальными препаратами широкого спектра действия у контактных и в группах риска (медицинские работники, служба охраны порядка, транспорта и т. д.). Однако проведение экстренной профилактики ограничено во времени и лица, получившие курс антибактериальной терапии, в дальнейшем остаются чувствительными к заражению возбудителем чумы. Ограничение или полная ликвидация очага инфекции требует создания иммунной прослойки среди населения. В наибольшей степени оптимизации результатов проведения противоэпидемических мероприятий отвечает осуществление сочетанной специфической и экстренной профилактики. Возможность ее проведения близка к реализации благодаря разработке и апробации полирезистентной живой вакцины (Евстигнеев В.И. с соавт., 1991; Пименов Е.В. с соавт., 1998, 2003; Дармов И.В. с соавт., 2003), которая нуждается в скорейшем внедрении в практику здравоохранения РФ на случай возникновения эпидосложнений по чуме. В то же время многие вопросы, связанные с оценкой перспектив осуществления сочетанной специфической и экстренной профилактики и ее преимуществ перед раздельным применением, требуют своего экспериментального обоснования.

Прежде всего, требовалась оценка влияния профилактической (через 5 ч после заражения или вакцинации) антибактериальной терапии на формирование противочумного иммунитета. Было установлено, что не только бактерицидные препараты (аминогликозиды, рифампицин, ципрофлоксацин, офлоксацин, цефалоспорины III поколения), но и антибиотики с бактериостати-ческим характером действия (тетрациклины) подавляют формирование постинфекционного и поствакцинального иммунитета. Различия наблюдали только в степени подавления: если после применения первых индекс иммунитета (ИИ) в группах животных, иммунизированных или зараженных чувствительным к антибиотикам штаммам чумного микроба (Y. pestis 231, EV НИИЭГ), снижался на 3-4 порядка, то в случае тетрациклинов - на 2 порядка; аналогично тетрациклинам в меньшей степени влиял на формирование иммунитета пефлоксацин.

Далее требовалось доказать отсутствие отрицательного влияния использования вакцины у потенциально инфицированных, но до появления клинических симптомов инфекции. С достоверностью 99% было показано, что даже при заражении мышей -1000 LDSo вирулентного штамма 231 чумного микроба иммунизация (106 м.к., штамм EV НИИЭГ) через 5 ч после инфицирования приводила к выживанию 11-50% животных и увеличению продолжительности жизни павших (на 2-5 сут.). По-видимому, это связано с искусственным созданием условий для реализации «феномена переживания» (Самойлова Л.В., 1963 а; Голубева В.К., Анисимова Т.И., 1965; Анисимова Т.И., Свинцова Е.М., 1976; Будыка Д.А., 2001). Дополнительно проведенное определение значения LD50 штамма чумного микроба 231 на интакгных мышах и животных, которых через 5 ч после заражения вакцинировали культурой штамма EV НИИЭГ (106 м.к.) показало, что в контроле оно составляло 6 м.к., в опыте - 1,0-Ю3 м.к., т.е. регистрировали увеличение значения LD30 на 2 порядка, что вновь доказывает целесообразность вакцинации даже у инфицированных на стадии регионарной инфекции.

Эти эксперименты подтверждают настоятельную необходимость разработки четких обоснований для проведения сочетанной специфической и экстренной профилактики, позволяющей в короткие сроки (5-7 сут.) не только предотвратить развитие инфекции у потенциально инфицированных, но и сформировать у них же определенный уровень специфической защиты от заражения.

Имеющийся в нашем распоряжении набор иммуногенных штаммов чумного микроба (EV Rifг NaT, EV Rifr R<Sm Tc), 363 Моп") с маркерами резистентности к фторхинолонам (ципрофлоксацин, офлоксацин, пефлоксацин), рифампицину, тетрациклинам (тетрациклин, доксициклин), аминогликозидам стрептомицин, канамицин, гентамицин, тобрамицин, сизомицин, нетилмицин, амикацин) характеризовался степенью резистентности, однородностью популяции по этому признаку, позволяющей в дозах 2-102-1-103-5'103-2,5-104 м.к. приживляться и формировать иммунитет у мышей на фоне лечения антибактериальными препаратами (курс 5 сут.) в дозах, эквивалентных среднесуточным человекодозам. Установлено, что антибиотикорезистентные иммуно-генные штаммы имели значения ED50, не превышающие 104 КОЕ (ФС 423877-99, 2000) для белых мышей не только без лечения, но и на фоне этио-тропной терапии, и при этом эти значения не имели достоверных отличий от значения ED50 второй генерации вакцины чумной живой сухой (производства Ставропольского НИПЧИ) на том же поголовье животных. Антибиотикорезистентные штаммы были иммуногены и для морских свинок (ED5o<103 м.к.).

В дальнейших экспериментах мы моделировали ситуацию, когда соче-танная специфическая и экстренная профилактика проводятся у потенциально инфицированных (-1000 LD50) до появления клинических симптомов заболевания. Инфицирующая доза вирулентного штамма возбудителя соответствовала требуемой для оценки терапевтической эффективности антибактериальных препаратов; вакцинирующую (106 м.к. иммуногенного штамма по стандартному образцу мутности) рассчитывали, исходя из массы белой мыши (18-20 г) в соответствии со средней дозой для человека (300 млн. м.к.). Использованные для профилактики дозы антибактериальных препаратов соответствовали среднесуточным или максимальным человекодозам (Paget I.E., Barnes Y.M, 1964).

Профилактическое применение (через 5 ч после заражения) тетрациклина курсом 5 сут. обеспечивало выживание 60% белых мышей, доксицик-лина - 75% животных. Сочетанное применение иммунизации EY Rifr R<smTc) (через 5 ч после заражения, подкожно, однократно) и этиотропной терапии тетрациклином и доксициклином в том же опыте на одном поголовье мышей приводило к увеличению числа выживших до 80 и 90%, соответственно. Контрольное заражение выживших животных Y. pestis 231 (103-104-105-106 м.к.) показало, что у мышей, получивших только курс антибактериальной терапии, формировался противочумный иммунитет меньшей напряженности (ИИ=п-103), чем в группах животных, получавших тетрациклины на фоне иммунизации (ИИ=п-105). При этом напряженность иммунитета в последних группах соответствовала результатам вакцинации (без заражения и лечения) Y. pestis EV Rifr R<Sm тс) и второй генерации вакцины чумной живой сухой (ИИ=п-105). Таким образом, при курсе применения тетрациклинов 5 сут. (но не 7-10 сут. - МУ 3.4. 1030-01, 2001) на фоне иммунизации устойчивым к ним штаммом не только повышается эффективность препаратов до 80-90%, но и формируется противочумный иммунитет высокой напряженности.

Рифампицин - препарат из группы рифамицинов обладает пролонгированным бактерицидным характером действия, включен так же, как и доксициклин в арсенал средств общей и специальной (при чуме) экстренной профилактики с 1984 г. (МУ 3.4. 1030-01, 2001). Схема постановки экспериментов была той же, что и при использовании тетрациклинов, но для иммунизации зараженных мышей использовали штамм Y. pestis EV Rifг Nal1, устойчивый к этому препарату. Рифампицин (курс 5 сут.) защищал от развития инфекции 100% животных так же, как и на фоне иммунизации. Однако сам препарат подавлял формирование противочумного иммунитета (ИИ^б-Ю1), в то время как на фоне иммунизации рифампициноустойчивой культурой Y. pestis EV Rifr Nalr и этиотропной терапии антибиотиком на ранней стадии развития инфекции (через 5 ч после заражения) у животных формировался специфической иммунитет высокой напряженности (ИИ=1,4-105). На том же поголовье мышей (не заражали, не лечили) сам иммунизирующий штамм обеспечивали тот же уровень защиты (ИИ=1,7-105).

Фторированные производные хинолонов (ципрофлоксацин, офлокса-цин, пефлоксацин) включены в состав рекомендованных средств экстренной профилактики и лечения чумы в соответствии с МУ 3.4. 1030-01 (2001).

Иммуногенный штамм EV Rifг Naf, помимо резистентности к рифампицину, обладает устойчивостью к налидиксовой кислоте и перекрестной - к фторхинолонам. Профилактическое применение ципрофлоксацина, офлокса-цина, пефлоксацина курсом 5 сут. обеспечивало выживание 100-98-84% взятых в опыт белых мышей, но подавляло формирование иммунитета. Этио-тропная терапия на ранней стадии развития инфекции фторхинолонами на фоне иммунизации Y. pestis EV Rifг Nalr была также высокоэффективна (100% выживших животных) при регистрации формирования специфической защиты у животных (ИИ=п105) на уровне, создаваемом Y. pestis EV Rifr Nalr (ИИ=1,0-105) в контрольных группах животных.

Аминогликозиды до настоящего времени являются наиболее эффективными препаратами при лечении чумы. Имея в своем распоряжении имму-ногенный вариант штамма 363 Мопг с устойчивостью ко всем испытанным аминогликозидам и Y. pestis EV Rifг R(Sm тс> устойчивый к стрептомицину, мы поставили серию экспериментов по оценке перспектив сочетанной специфической и экстренной профилактики. При использовании для заражения мышей вирулентных штаммов Y. pestis 231, 363,358 в дозе ~1000 LD50 профилактическое применение стрептомицина, амикацина, гентамицина (5 сут.) приводило к выживанию всех взятых в опыты животных, но при этом резко подавлялось формирование постинфекционного иммунитета (ИИ=п-10'-102). Профилактика аминогликозидами на фоне иммунизации антибиотикорезистентными штаммами чумного микроба обеспечивала не только 100%-ную выживаемость мышей, но и формирование противочумного иммунитета (ИИ=пТ05).

Таким образом, на фоне иммунизации антибиотикоустойчивым штаммом чумного микроба повышалась эффективность тетрациклинов и пефлокса-цина. Следовательно, курс тетрациклинов и фторхинолонов может быть сокращен до 5 сут. (при 6 сут. - срок изоляции контактных). Сочетанное применение живых антибиотикорезистентных вакцин и профилактического применения антибиотиков у потенциально инфицированных позволяет не только повысить эффективность этиотропной терапии, но и обеспечить формирование специфической защиты высокой напряженности в кратчайшие сроки.

В последующих разделах работы нельзя было обойти вниманием оценку перспектив проведения сочетанной специфической и экстренной профилактики при возможности (вполне реальной) возникновения заболеваний чумой, вызванной генетически измененными формами возбудителя.

В связи с угрозой биотерроризма пристальное внимание должно быть обращено на штаммы возбудителя чумы, утратившие способность продуцировать капсульный антиген фракцию I. Такие формы микроорганизмов, постоянно выделяющиеся в природных очагах в конце эпизоотии, могут сохранять высокий уровень вирулентности (Кутырев В.В., 1992; Андросова С.В. с соавт., 2002; Meka-Mechenko T.V., 2003 и др.) как и выделенные от людей (Лебедева С.А. с соавт., 2002; Lawton W.D. et al., 1960; Winter C.C. et al., 1960; Williams I.E. et al., 1978; Williams J. S., Cavanaugh D.C., 1983, 1984; Davis K.J. et al., 1996). Бесфракционные (Fra~) штаммы чумного микроба обычно уклоняются от детекции коммерческими диагностикумами, основанными на обнаружении фракции I или антител к ней, способны преодолевать специфический иммунитет. Кроме того, инфекция, обусловленная такими формами возбудителя, хуже поддается этиотропной терапии. Перечисленное свидетельствует в пользу предположения Т.А. Гремяковой (2004) о том, что вероятность использования природных Fra" штаммов возбудителя чумы в качестве агента биотерроризма, достаточно высока.

Хронизация инфекционного процесса, вызванного Fra" штаммами возбудителя, неспособность некоторых антибактериальных препаратов обеспечить полную эрадикацию бактерий из макроорганизма увеличивают опасность возникновения и распространения антибиотикорезистентных форм именно антигенизмененных штаммов чумного микроба.

Показано, что устойчивость к рифампицину (Rif ^ и налидиксовой кислоте (Nal1) возникает у антигенизмененных штаммов с той же частотой, что и у типичных природных штаммов 231 и 358 (п-Ю'МО"8). Rifг и Nalr мутанты могут сохранять высокую степень вирулентности даже на фоне интенсивной терапии рифампицином, хинолонами. Дополнительная опасность состоит в том, что у Nalr мутантов формируется перекрестная резистентность к фторированным хинолонам (ципрофлоксацину, офлоксацину, пефлоксацину и др.), в связи с чем и на фоне этиотропной терапии этими препаратами развивается инфекционный процесс: значение LD50 на фоне профилактического применения ципрофлоксацина не имеют статистически значимых отличий от LD50 в группе нелеченых животных. В связи с этим, для экстренной профилактики и лечения чумы, вызванной Fra" возбудителем, наиболее перспективным является использование комбинаций антибактериальных препаратов с си-нергидным характером взаимодействия. Доказано, что такими комбинациями являются фторхинолоны с рифампицином, аминогликозидами, цефалос-поринами III поколения.

Иммунизация культурой штамма EV НИИЭГ (106 м.к.) на ранних стадиях развития инфекции (через 5 ч и 24 ч после заражения -1000 LDso Y. pestis 231 Fra") обеспечивала выживание единичных мышей и на 2 сут., по сравнению с контролем, увеличивала среднюю продолжительность жизни (СПЖ) павших животных, иммунизированных через 5 ч после заражения. Вакцинация через 24 ч после инфицирования не влияла на значение СПЖ, но и не утяжеляла течения инфекции. Кроме того, значение LD50 штамма чумного микроба 231 Fra" на интактных мышах составляло 10 м.к. в то время как вакцинация культурой штамма EV НИИЭГ (106 м.к. однократно) через 5 ч после заражения приводила (в том же опыте) к увеличению значения LD5o на 2 порядка (1,5-103 м.к.), что дополнительно доказывает целесообразность иммунизации на стадии регионарной инфекции даже в случае, если она вызвана штаммом возбудителя с Fra" фенотипом.

Приступая к оценке перспектив сочетанной специфической и экстренной профилактики у потенциально инфицированных Fra" вариантами возбудителя, мы стремились доказать возможность, прежде всего, сокращения курса профилактики до 5 сут. с достаточным терапевтическим эффектом и формирование противочумного иммунитета в отношении последующего контакта с полноценным в антигенном отношении возбудителем. При этом учитывали описанные ранее факты возможного перехода от Fra" к Fra+ фенотипу у инфицирующего штамма при контакте с макроорганизмом (Дробыше-ва Т.М., 1971, Проценко О.А. с соавт., 1983). К сожалению, вакцины, создающие иммунитет против инфицирования бесфракционными вариантами возбудителя, в настоящее время находятся только в стадии разработки.

Эксперименты показали, что постинфекционный иммунитет у мышей, инфицированных Y. pestis 231 Fra" и леченных рифампицином, ципрофлокса-цином, стрептомицином, гентамицином, амикацином, цефтриаксоном (препараты, эффективные при инфекции, вызванной Fra" возбудителем), подавляет

1 2 ся, что выражалось в низких значениях индекса иммунитета (ИИ=п-10 -10 ).

При заражении животных -1000 LD50 Y. pestis 231 Fra" профилактическое применение рифампицина (5 сут.) приводило к выживанию 86% мышей, на фоне иммунизации Y. pestis EV Rifг Nalr - 100%. Формировался противочумный иммунитет, но ИИ оказался на порядок ниже (1,0-104), чем создаваемый тем же иммуногенным штаммом и второй генерацией вакцины чумной живой сухой (ИИ=п105). Аналогичные результаты были получены при использовании для целей профилактики ципрофлоксацина, который сам по себе обеспечивал выживание 75%, а на фоне вакцинации Y. pestis EV Rifг Nalr -80% мышей с формированием специфической защиты (ИИ=1,0Т04).

Наличие в нашем распоряжении иммуногенного штамма Y. pestis EV Rifг Nalr позволило оценить перспективы профилактического применения комбинации рифампицина и ципрофлоксацина как наиболее перспективной для целей экстренной профилактики чумы.

Если рифампицин в дозе 10 мг/кг/сут. и ципрофлоксацин в дозе 4 мг/кг/сут. обеспечивали выживание 86 и 75% мышей, соответственно, то использование комбинации при уменьшенных дозах препаратов приводило к 100%-ной терапевтической эффективности. Естественно, что при этом подавлялся постинфекционный иммунитет (ИИ=1,0-101). Между тем, профилактическое применение комбинации на фоне иммунизации Y. pestis EV Rifг Nalr помимо 100%-ного эффекта терапии обеспечивало формирование противочумного иммунитета (ИИ=2,0104).

Эффективность аминогликозидов (стрептомицин, гентамицин, амикацин) не зависела от специфической профилактики и составляла 100 %, но сочетанное применение иммунизации Y. pestis 363 Мопг, устойчивого к ами-ногликозидам, и антибиотиков приводило к развитию противочумного иммунитета (ИИ=пТ04).

Таким образом, сочетанная специфическая и экстренная профилактика приводит к более высокому терапевтическому эффекту применения антибактериальных препаратов при курсе 5 сут. и формированию противочумного иммунитета при инфицировании не только типичными в антигенном отношении штаммами возбудителя чумы, но и вариантом, утратившим способность продуцировать капсульный антиген фракцию I.

К настоящему времени увеличивается число сообщений о выделении от больных чумой антибиотикорезистентных форм возбудителя, включая штаммы с R-плазмидами множественной лекарственной устойчивости, которые могут быть этиологическим фактором заболеваний природного или искусственного происхождения. В связи с этим в качестве инфицирующего использовали высоковирулентный Я+-трансконъюгант (LD50=3-10 м.к.) Y. pestis 231 R<smTc), резистентный к стрептомицину, доксициклину, тетрациклину, которые чаще других препаратов используются для профилактики и лечения чумы. Для иммунизации животных применяли иммуногенный штамм Y. pestis EV RifrR<smTc), устойчивый к рифампицину, стрептомицину, тетрациклинам.

При заражении мышей -1000 LD50 Y. pestis 231 R(SmTc) природный антибиотик тетрациклин полностью терял эффективность даже на фоне иммунизации. В то же время доксициклин (полусинтетический препарат с пролонгированным характером действия) сохранял некоторую активность при использовании его курсом 7-10 сут. (20-40% выживших). На фоне иммунизации Y. pestis EV Rifr R<Sm тс) применение доксициклина обеспечивало выживание 70-85% мышей. Эти эксперименты свидетельствуют о том, что применение доксициклина на фоне иммунизации устойчивой к нему вакциной до определения антибиотикограммы возбудителя может оказаться в достаточной мере эффективным или, по крайней мере, обеспечить резерв времени для смены антибиотика.

Экстренная профилактика стрептомицином рекомендуется при ограниченных вспышках инфекции (Inglesby T.V. et al., 2000 а). Задержка в начале этиотропной терапии инфицированных может приводить к летальным исходам, в связи с чем проведение экстренной профилактики и лечения носит чрезвычайный характер и, следовательно, должно осуществляться еще до определения чувствительности выделенного штамма к антибактериальным препаратам, что требует затрат времени (не менее 2 сут.). В опытах на мышах, инфицированных -1000 LD50 Y. pestis 231 R(Sm тс), профилактическое применение стрептомицина (2 сут.) с последующей его заменой на эффективный рифампицин (3 сут.) приводило к выживанию лишь 30% животных. Использование одного рифампицина в поздние сроки (через 48 ч) после заражения обеспечивало выживание 20%, на фоне иммунизации - 50% мышей. В то же время применение неэффективного стрептомицина (по той же схеме) на фоне иммунизации устойчивым к нему Y. pestis EV Rifг R<Sm тс) с последующей заменой на рифампицин обеспечивало 80%-ную эффективность. Следовательно, даже краткий курс профилактического лечения (5 сут.) с использованием вначале неэффективного (2 сут.), а затем эффективного (3 сут.) препаратов, но только на фоне иммунизации устойчивой к ним вакциной на ранних стадиях развития инфекционного процесса, может обеспечить достаточно высокий терапевтический эффект.

Таким образом, сочетанная специфическая и экстренная профилактика целесообразна даже до определения антибиотикограммы возбудителя, когда в силу сложившихся условий может быть применен малоэффективный или неэффективный препарат с последующей его заменой на антибиотик, к которому инфицирующий штамм возбудителя чумы чувствителен.

Учитывая тот факт, что в настоящее время ведутся интенсивные разработки вакцин нового поколения, основанных на белках рекомбинантных антигенов FI и V (Titball R.W., Williamson E.D. 2002; Hill J. et al., 2003 и др.), FI и основного соматического антигена (Евстигнеев В.И. с соавт., 1998; Пименов Е.В., 1998; Дальвадянц С.М. с соавт., 2003), FI и Б-антигенов (Пименов Е.В. с соавт., 2003), FI и ЛПС (Гремякова Т.А., 2004), мы сочли необходимым провести серию экспериментов с фракцией I (Baker Е.Е. et al., 1952).

Прежде всего, были поставлены опыты по оценке влияния FI антигена, введенного в организм мышей, инфицированных -1000 LD5() Y.pestis 231, на течение и исход инфекционного процесса. Показано, что введение фракции I (100 мкг/мышь без депонента, однократно, через 5 ч после заражения) при водило к выживанию части животных (до 50%) и увеличению средней продолжительности жизни павших. Статистическая обработка результатов свидетельствует о достоверности различий в сравниваемых группах (опыт - контроль) с вероятностью 99% (р < 0,01).

В опыты по изучению влияния иммунизации фракцией I на эффективность экстренной профилактики был использован цефтриаксон - цефалоспо-рин III поколения с пролонгированным характером действия, оказавшийся высокоэффективным препаратом при экспериментальной чуме, вызванной как типичными, так и Fra" штаммами чумного микроба и с успехом использованный для лечения чумы у людей (Дмитровский А.М., 1997). В нашем распоряжении не было иммуногенного штамма, резистентного к этому антибиотику.

Цефтриаксон в дозе, соответствующей среднесуточной человекодозе, обеспечивал выживание 100% мышей, зараженных ~1000 LD50 Y. pestis 231, но подавлял формирование иммунитета (ИИ=1,5'101). В то же время лечение цефтриаксоном на фоне иммунизации фракцией I в дозе 100 мкг/мышь приводило не только к 100%-ной выживаемости животных, но и к формированию у них напряженного противочумного иммунитета (ИИ=2,2-103) на уровне, создаваемом на том же поголовье животных FI антигеном (ИИ=3,2-104), FI на фоне лечения цефтриаксоном (ИИ=1,0-105), а также у мышей, иммунизированных 106 м.к. Y. pestis EV НИИЭГ (ИИ=1,2-105).

Результаты экспериментов свидетельствуют о перспективности использования субъединичных вакцин нового поколения на основе FI антигена для целей сочетанной специфической и экстренной профилактики в качестве действенного противоэпидемического мероприятия, способного ограничить очаг чумы при угрозе ее антропогенного распространения. Однако важно подчеркнуть, что условием успешного применения таких вакцин должна быть их способность формировать противочумный иммунитет достаточной напряженности при однократном применении и в кратчайшие сроки (5-7 сут.), как это имеет место при использовании живой корпускулярной вакцины из штамма EV НИИЭГ. Недавнее сообщение С.М. Дальвадянца с соавт. (2003 а) позволяет надеяться, что отечественная «химическая» вакцина будет обладать такой активностью, но для решения вопроса о целесообразности ее применения для целей сочетанной специфической и экстренной профилактики необходимы прямые экспериментальные доказательства.

Проведенные исследования позволили не только доказать преимущества сочетанной специфической и экстренной профилактики перед их раздельным применением, но и определить некоторые критерии оценки перспективности полиантибиотикорезистентных штаммов — основ вакцин для ее осуществления: степень резистентности к антибактериальным препаратам, однородность популяции по этому признаку, значения ED50 на фоне этиотропной терапии, напряженность иммунитета по значениям индекса иммунитета.

Результаты экспериментов позволили разработать ориентировочные схемы сочетанной специфической и экстренной профилактики в соответствии с маркерами резистентности вакцинирующего штамма чумного микроба.

Предлагаемые критерии оценки и ориентировочные схемы экстренной профилактики на фоне иммунизации нашли отражение в «Методических рекомендациях по оценке некоторых критериев перспективности иммуноген-ных антибиотикорезистентных штаммов (лиофилизированных препаратов) чумного микроба для целей сочетанной специфической и экстренной профилактики; ориентировочные схемы ее проведения» одобренных Ученым Советом и утвержденых директором РостНИПЧИ (протокол № 11 от 10.11.2004г.), которые могут быть полезны специалистам, занимающимся получением и внедрением в практику вакцин, пригодных для целей сочетанной специфической и экстренной профилактики чумы.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Молдаван, Ирина Александровна, Ростов-на-Дону

1. Айкимбаев A.M. Чума (Руководство для практических медработников). — Алма-Ата, 1992. 106 с.

2. Акимович В.В., Шанина Л.Н. Варианты чумного микроба, необразующие капсульного антигена // Вопр. микробиол. и лаб. диагн. особо опасн. инф. -Саратов, 1965. С. 54 - 58.

3. Алешина Е.Н. Изучение действия аморфного и кристаллического пени-циллинов на чумной микроб // Тр. Ростовского-на-Дону ПЧИ. Ростов-на-Дону, 1959. - Т. 15, Вып. 1. - С. 153 - 160.

4. Аптарева Н.Д., Антонов A.M., Жданов В.М. и др. Живая бивалентная противочумная вакцина 1-17 и внутрикожный метод вакцинации // Тр. ин-та «Микроб». Саратов, 1958. - Вып. 2, - С. 68 - 122.

5. Анисимов А.П. Факторы Yersinia pestis, обеспечивающие циркуляцию и сохранение возбудителя чумы в экосистемах природных очагов. Сообщение1. // Мол. генет., микробиол. и вирусол. 2002. - № 3. - С. 3-23.

6. Анисимов А.П. Факторы Yersinia pestis, обеспечивающие циркуляцию и сохранение возбудителя чумы в экосистемах природных очагов. Сообщение2. // Мол. генет, микробиол. и вирусол. 2002. - № 4. - С. 3-11.

7. Анисимова Т.И, Свинцова Е.М. «Феномен переживания» при чуме у морских свинок и испытание безвредности новых вакцинных штаммов чумного микроба // Пробл. особо опасн. инф. Саратов, 1976. - Вып. 1. - С. 32-35.

8. Арутюнов Ю.И, Москвитина Э.А, Мишанькин Б.Н. Уроки эпидемии чумы в Индии // Эпидемиол. и инф. болезни. 2004. - № 1. - С. 12 - 18.

9. Ашмарин И.П, Воробьев А.А. Статистические методы в микробиологических исследованиях. JL: Ленмедгиз, 1962. - 177 с.

10. Бондаренко В.М. «Острова» патогенности бактерий // Журн. микробиол, эпидемиол. и иммунобиол. 2001. - № 4. - С. 67 - 74.

11. Боровик Р.В., Соловьев К.Г., Сигаев В.И. Введение вакцин и лекарственных препаратов человеку и животным безыгольными методами // Проб л. биоло-гич. и экологич. безопасности: Междунар. конф. Оболенск, 2000. - С. 294 - 296.

12. Боярский А.Я. Статистические методы в экспериментальных медицинских исследованиях. М.: Медицина, 1955. - 262 с.

13. Брискин Б.С., Савченко З.И., Хачатрян Н.Н. и др. Иммунологические аспекты прогнозирования эффективности антибиотикотерапии у больных перитонитом // Антибиотики и химиотерапия. 2000. - № 2. - С. 15-21.

14. Брюханова Г.Д. Актуальные аспекты эпидемиологии и микробиологии чумы в современных условиях: Автореф. дис. . д-ра мед. наук. Ставрополь, 2004. - 50 с.

15. Бугаева O.K. Антибиотики (рифампицин, аминогликозиды) и хинокса-лины в экстренной профилактике экспериментальной чумы: Автореф. дис. . канд. мед. наук. Ростов-на-Дону, 1981. - 20 с.

16. Будыка Д.А. Изучение иммуногенности противочумных профилактических препаратов в феномене «переживания» // Пробл. особо опасн. инф. -Саратов, 2001. Вып. 2. - С. 128 - 132.

17. Ветошкин В.И., Симонов В.В., Навашин С.М. Экстренная профилактика и лечение чумы: Сообщение 1. Ампициллин в экстренной профилактике экспериментальной легочной чумы обезьян // Вопр. противоэпидем. защиты. -М., 1971. Вып. 20. - С. 74 - 76.

18. Воробьев А.А. Оценка вероятности использования биоагентов в качестве биологического оружия // Эпидемиол. и инф. болезни. 2001. - № 6. - С. 54-56.

19. Воробьев А.А. Современные проблемы биологической безопасности Л

20. Идеи Пастера в борьбе с инф.: Матер. 3-ей Междунар. конф., посвящ. 80-лет. ин-та им. Пастера. С-Пб, 2003. - С. 157.

21. Гамлешко Х.П., Ткаченко JI.H., Козырева JI.A. Иммунитет у животных, зараженных чумой и подвергнутых антибиотикопрофилактике на разных стадиях вакцинального процесса // Вопр. противоэпидем. защиты. М., 1974.-Вып. 24.-С. 221 -229.

22. Генес B.C. Таблицы достоверных различий между группами наблюдений по качественным показателям / Пособие по стат. обработке результатов наблюдений и опытов в медицине и биологии. М.: Медицина, 1964. - 80 с.

23. Гинсбург Н.Н. Современная иммунопрофилактика зоонозов // Журн. микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. 1947. - № 7. - С. 3 - 9.

24. Голубева В.К., Анисимова Т.И. О наличии «феномена переживания» у белых мышей при одновременном введении вакцинного и вирулентного штаммов чумного микроба // Вопр. микробиол. и лаб. диагност, особо опасн. инф. Саратов, 1965. - С. 248 - 251.

25. Гремякова Т.А., Амельченко В.А., Анисимов Г.А. Ранняя защита от экспериментальной чумы животных, иммунизированных рекомбинантной чумной вакциной // Бюл. экспер. биол. и мед. 1995. - № 1. - С. 54 - 57.

26. Гремякова Т.А. Структурно-функциональная вариабельность антигенов Yersinia pestis и методология конструирования противочумных иммунопрофи-лактических препаратов: Автореф. дисд-ра мед. наук. 0боленск,2004.-40с.

27. Грижебовский Г.М., Бейер А.П., Брюханова Г.Д. и др. Современное эпизоотическое состояние природных очагов чумы на Северном Кавказе // Матер, науч.-практ. конф., посвящ. 100-лет. образов, противочум. службы России. Саратов, 1997. - Т. I. - С. 33.

28. Дальвадянц С.М., Васенин А.С., Салабуда М.П., Шилова Л.Д. Пути повышения эффективности специфической профилактики чумы // Пробл. сан.-эпид. охр. территории стран СНГ: Тез. докл. Междунар. науч.-практ. конф. -Саратов, 1998. С. 144 - 146.

29. Дармов И.В., Погорельский И.П., Ежов А.В. и др. Изучение иммунобиологических свойств вакцины чумной живой сухой на основе штамма ЕВР2 Y. pestis // Сб. науч. трудов, посвящ. 75-лет. НИИ микробиол. МО РФ. -Киров, 2003. С. 77.

30. Дмитровский A.M. Проявления чумы при заражении через рот: абдоминальная форма // Матер. Межгосудар. науч. конф. «Профилакт. и меры борьбы с чумой», посвящ. 100-лет. откр. возб. чумы. Алматы, 1994. - С. 13-15.

31. Дмитровский А.М., Кугач И.В., Покровский В.И., Белозеров Е.С. Патофизиология чумного инфекционного процесса // Матер. Межгосудар. науч. конф. «Профилакт. и меры борьбы с чумой», посвящ. 100-лет. откр. возб. чумы. Алматы, 1994. - С. 87 - 88.

32. Дмитровский A.M., Шишкина Т.С., Кугач И.В. и др. Вакцинация и течение чумы // Матер. Межгосудар. науч. конф. «Профилакт. и меры борьбы с чумой», посвящ. 100-лет. откр. возб. чумы. Алматы, 1994. - С. 23 - 25.

33. Дмитровский А.М. Патогенез, клинические проявления, современные принципы лечения и система медицинской помощи больным чумой: Автореф.дис. . д-ра мед. наук. Алматы, 1997. - 44 с.

34. Домарадский И.В., Голубинский Е.П., Лебедева С.А., Сучков Ю.Г. Биохимия и генетика возбудителя чумы. М., 1974. - 165 с.

35. Домарадский И.В. Чума. М.: Медицина, 1998. - 176 с.

36. Дробышева Т.М. Повышение вирулентности у штамма чумного микроба ЕВ-5п7443 в организме крольчонка и изучение его свойств // Пробл. особо опасн. инф. Саратов, 1971. - № 1. - С. 71 - 74.

37. Егоров A.M., Никитин А.В. Молекулярные и клеточные механизмы иммуномодулирующего действия фторхинолонов // Антибиотики и химиотерапия. 2003. - № 1. - С. 41 - 44.

38. Ермольева З.В., Макаровская Л.Н., Щербанюк А.И. и др. Действие полусинтетических пенициллинов на чумной микроб // Антибиотики. 1969. -№ 12.-С. 1077- 1081.

39. Ефременко В.И., Таран И.Ф., Антоненко А.Д. Черная смерть и ее укротители (очерки истории чумы на Кавказе). Ставрополь, 2000. - 144 с.

40. Жуков-Вережников Н.Н. Противочумная вакцина ЖВ // Тр. Ростовско-го-на-Дону ПЧИ. Ростов-на-Дону, 1939. - Т.1. - С. 3 - 25.

41. Жуков-Вережников Н.Н., Завьялова Н.К. Лечение и экстренная профилактика чумы // Многотомное рук-во по микробиол., клинике и эпидемиол. инф. бол-ней.- М.: Медицина, 1966. Т.VII. Гл.Ш. - С. 149 - 189.

42. Иванова О.А., Калачев И.Я. Влияние химиотерапевтических препаратов на активность лимфоцитов // Пробл. мед. и экологич. биотехнологии: Сб. тез. докл. юбил. науч. конф., посвящ. 25-лет. ГНЦ прикладн. микробиол. -Оболенск, 1999. С. 65.

43. Иващенко Е.С. Влияние антибиотиков на постинфекционный иммунитет при экспериментальной чуме: Автореф. дис. . канд. мед. наук. -1973.- 19 с.

44. Иннокентьева Т.И. Современные особенности эпидемиологического надзора за чумой // Журн. инфекцион. патол. 2001. - № 2 - 3. - С. 43 - 51.

45. Инструкция по экстренной профилактике и лечению опасных инфекционных заболеваний. М., 1984. - 84 с.

46. Информационное сообщение. О выявлении эпизоотий чумы в природных очагах стран Содружества Независимых Государств. 2003.

47. Йорданова А.И., Смолкина Т.В., Никитин А.В. Многофакторный анализ действия ципрофлоксацина на содержание различных классов антител к I фракции вакцины EV и гемагглютининов // Антибиотики и химиотерапия. -1995.-№3.-С. 10-15.

48. Калининский В.Б., Васильев Н.Т., Юдин С.М. Эффективность хино-лонов в отношении Y. pestis // Антибиотики и химиотерапия. 1989. - № 7.- С. 521 523.

49. Касаткина И.В, Щербанюк А.И, Макаровская Л.Н, Падейская Е.Н. Изучение эффективности ципрофлоксацина и пефлоксацина при экспериментальной чумной инфекции // Акту ал. пробл. химиотер. бактериальн. инф.: Тез. докл. -М, 1991.-С. 276.

50. Касаткина И.В, Щербанюк А.И, Макаровская Л.Н, Падейская Е.Н. Хромосомная устойчивость чумного микроба к хинолонам // Антибиотики и химиотерапия. 1991. - №. 8. - С. 35 - 37.

51. Козлов М.П. Чума. (Природная очаговость. Эпизоотология. Эпидемические проявления). М.: Медицина, 1979. - 192 с.

52. Кокушкин A.M. Социальные и биологические аспекты эпидемиологии чумы: Автореф. дис. . д-ра мед. наук. Саратов, 1995. - 46 с.

53. Корганов Я.Н, Попова Г.О, Рыжко И.В. и др. Сульфамонометоксин и ортосульфин в профилактике и лечении экспериментальной чумы белых мышей // Вопр. противоэпидем. защиты. М, 1976. - Вып. 26. - С. 203-208.

54. Коробкова Е.И. Механизмы чумной инфекции per os. Кишечная форма чумы // Тр. I Всесоюз. противочум. совещ. Саратов, 1928. - С. 378 - 401.

55. Коробкова Е.И. Сравнительное изучение патогенных и вакцинирующих свойств штамма E.V. Жирара и Робика и варианта P. pestis 46-S // Вестн. микробиол, эпидемиол. и паразитол. 1940. - Т. 18. - Вып. 1-2. - С. 3-31.

56. Коробкова Е.И. Химиотерапевтическое действие стрептомицина при экспериментальной чуме // Журн. микробиол, эпидемиол. и иммунобиол. -1946. № 8 - 9. - С. 50-56.

57. Коробкова Е.И. Живая противочумная вакцина. М, 1956. - 207 с.

58. Коробкова Е.И, Мапинина З.Е. Лечение чумы // Тр. ин-та «Микроб». -Саратов, 1958. Вып. 2. - С. 389 - 400.

59. Коробкова Е.И, Самойлова Л.В. К вопросу о природе иммунитета против чумы//Журн. микробиол, эпидемиол. и иммунобиол. 1962. - № 11. - С. 76-82.

60. Коробкова Е.И. Понятие об «остаточной» вирулентности вакцинного штамма чумного микроба //Микробиол. и иммунол. особо опасн. инф. Саратов, 1964. - С. 102 - 107.

61. Коробкова Е.И. Микробиология чумы // Многотомное рук-во по микробиол., клинике и эпидемиол. инф. бол-ней. М.: Медицина, 1966. - Т. VII. Гл. III. - С. 66 - 78.

62. Краснянский В.П., Михайлов В.В., Подкуйко В.Н. Особенности специфической профилактики опасных инфекционных заболеваний в современных условиях // Актуал. вопр. профилакт. опасн. инф. забол.: Тез. докл. к Межвед. науч. конф. Киров, 1991. - С. 65 - 67.

63. Кутырев В.В. Конъюгационная активность R-плазмид кишечной палочки в опытах скрещивания с возбудителем чумы // Пробл. особо опасн. инф. Саратов, 1976. - Вып. 6. - С. 12 - 14.

64. Кутырев В.В., Филиппов А.А., Шанина Н.Ю., Проценко О.А. Генетический анализ и моделирование вирулентности Yersinia pestis // Мол. генет., микробиол. и вирусол. 1989. - № 8. - С. 42 - 47.

65. Кутырев В.В. Генетический анализ факторов вирулентности возбудителя чумы: Автореф. дис. д-ра мед. наук. Саратов, 1992. - 38 с.

66. Кутырев В.В., Булгакова Е.Г., Филиппов А.А. и др. Современные представления о молекулярной организации генома возбудителя чумы // Пробл. сан.-эпид. охр. территории стран СНГ: Тез. докл. Междунар. науч.-практ. конф. Саратов, 1998. - С. 139 - 140.

67. Лакин Г.Ф. Биометрия. М., 1973. - 273 с.

68. Ларина B.C. Стрептомициноустойчивые культуры чумного микроба, выделенные от больных, леченных стрептомицином // Вопр. противоэпидем. защиты. М., 1962. - Вып. 4. - С. 380 - 388.

69. Ларина B.C. Получение стрептомициноустойчивых форм чумного микроба методом серийных пассажей на морских свинках // Вопр. противоэпидем. защиты. М., 1966. - Вып. 9. - С. 152 - 155.

70. Леви М.И., Момот А.Г. Серологические исследования при чуме: Сообщение VII: Реакция нейтрализации антител // Сб. науч. работ Элистинской противочум. станции. -1961. Вып. 2. - С. 207 - 214.

71. Майский И.Н. Иммунология туляремии. Теория и практика вакцино-профилактики. М., 1953. - 187 с.

72. Макаровская Л.Н. Антибиотики при экспериментальной чуме. Сообщение I. Изучение лечебного действия различных отечественных антибиотиков при экспериментальной чуме // Сб. науч. работ. Вып. II. Ростов-на-Дону, 1953.-С. 139-142.

73. Макаровская Л.Н., Алешина Е.Н., Тинкер И.С. Динамика образования устойчивых форм чумного микроба к стрептомицину и мицерину // Вторая Всесоюз. конф. по антибиотикам: Тез. докл. М., 1957. - С. 183-184.

74. Макаровская Л.Н., Тинкер И.С., Алешина Е.Н. Терапевтическая активность хлортетрациклина при экспериментальной чуме, обусловленной устойчивыми и чувствительными к стрептомицину формами чумного микроба // Антибиотики. 1959. - № 6. - С. 81 - 84.

75. Макаровская Л.Н., Щербанюк А.И., Касаткина И.В., Зурабян В.А. Эффективность цефотаксима при экспериментальной чумной инфекции // Антибиотики и химиотерапия. 1992. - № 11. - С. 24 - 26.

76. Макаровская Л.Н., Щербанюк А.И., Бугаева O.K. Эффективность ри-фампицина при экспериментальной чумной инфекции // Антибиотики и химиотерапия. 1993. - № 7. - С. 34 - 36.

77. Малинина З.Е. К вопросу о лечении и профилактике чумы одним стрептомицином // Тр. ин-та «Микроб». Саратов, 1958. - Вып. 2. - С. 210-219.

78. Малинина З.Е. Направленная изменчивость чумного микроба под воздействием стрептомицина с целью получения вакцинных штаммов // Особо опасн. очаг, и природно-очаг. инф. 1962. - С. 114 - 118.

79. Марковская Е.И., Макаровская Л.Н., Рыжкова В.В., Зурабян В.А. Лечебное действие азлоциллина и его сочетаний с другими антибиотиками при экспериментальной чуме // Антибиотики и химиотерапия. 1993. - № 7. - С. 37-39.

80. Мартиневский И.Л., Молляре Г.Г. Эпидемия чумы в Маньчжурии в 1910-1911 гг. (Героический подвиг русских и французских врачей в борьбе с ней). М.: Медицина, 1971. - 216 с.

81. Машков А.В. Опыты одновременного заражения белых мышей туля-ремийными культурами вирулентной и Гайского // Журн. микробиол., эпиде-миол. и иммунобиол. 1951. - № 9. - С. 44 - 49.

82. Машковский М.Д. Лекарственные средства. Харьков: Тосинг, 1998. -4.2.-С. 231 -330.

83. Мединская Е.Г. Невиграмон в профилактике и лечении экспериментальной чумы, обусловленной чувствительными и полирезистентными формами возбудителя: Автореф. дис. канд. мед. наук. Ростов-на-Дону, 1974. - 19 с.

84. Мединская Е.Г., Щербанюк А.И. Устойчивость чумного микроба к не-виграмону и некоторые свойства Nalг вариантов возбудителя // Вопр. проти-воэпидем. защиты. М., 1974. - Вып. 24. - С. 297 - 303.

85. Мейер К., Кван С. Чума // Стрептомицин и новые антибиотики. М.: Медицина, 1963. - С. 103 - 106.

86. Метлин В.Н. Значение «мышиного» токсина в иммуногенности чумного микроба // Пробл. особо опасн. инф. Саратов, 1968. - Вып. 3. - С. 46 - 51.

87. Мишанькин Б.Н., Шиманюк Н.Я., Рыжко ИВ. Деацилирующая активность сывороток как причина неэффективности лечения экспериментальной чумы белых мышей бензилпенициллином // Антибиотики. -1977. № 3. - С. 229-233.

88. Мишанькин Б.Н., Москвитина Э.А., Ломов Ю.М. и др. Состояние и тенденция заболеваемости чумой в мире // Здоровье населения и среда обитания. 1995.-№ 8. - С. 11-15.

89. Мишанькин Б.Н., Лопатина Н.В. Противочумная вакцина: прошлое, настоящее и будущее // Биотехнология. 1996. - №4. - С. 3 - 9.

90. Наркевич М.И., Онищенко Г.Г., Наумов А.В. и др. Характеристика эпидемических проявлений чумы в СССР за период с 1920 по 1989 г. // Журн. микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. 1991. - № 12. - С. 31 - 33.

91. Наумов А.В., Ледванов М.Ю., Дроздов И.Г. Иммунология чумы. -Саратов, 1992. 172 с.

92. Нечецкая P.M. Лечение экспериментальной первичной легочной чумы стрептомицином // Тр. Ростовского-на-Дону НИПЧИ. Ростов-на-Дону, 1956. -Т. 11. -С. 17 -24.

93. Никитин А.В., Навашин П.С., Смолкина Т.В. Влияние современных химиотерапевтических препаратов на активность фагоцитов и реакции иммунитета // Антибиотики и химиотерапия. 1996. - № 7-8. - С. 49 - 56.

94. Николаев Н.И. Пути развития вакцинопрофилактики чумы // Спец. профилакт. особо опасн. инф. М.: Медицина, 1964. - С. 3 - 14.

95. Николаев Н.И. История чумы // Многотомное рук-во по микробиол., клинике и эпидемиол. инф. бол-ней. М.: Медицина, 1966. - Т. VII. Гл. III. - С. 61-66.

96. Николаев Н.И. Чума (клиника, диагностика, лечение и профилактика). М.: Медицина, 1968. - 240 с.

97. Онищенко Г.Г., Черкасский Б.Л., Садовникова В.Н., Кюрегян А.А. Организация экстренных мероприятий по профилактике заноса чумы в Россию // Эпидемиол. и инф. болезни. 1996. - № 3. - С. 17-21.

98. Онищенко Г.Г. Эпидемиологическая обстановка в России в 1991 1996 гг. по заболеваемости социально обусловленными инфекционными заболеваниями // Журн. микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. - 1998. - № 1. - С. 24 - 35.

99. Онищенко Г.Г, Сандахчиев JI.C, Нетесов С.В, Щелкунов С.В. Биотерроризм как национальная и глобальная угроза // Журн. микробиол, эпидемиол. и иммунобиол. 2000. - № 6. - С. 83 - 85.

100. Онищенко Г.Г, Федоров Ю.М, Тихонов Н.Г. и др. Противодействие биотерроризму как новая проблема эпидемиологии // Эпидемиол. и инф болезни. 2003. - № 2. - С. 4 - 6.

101. Онищенко Г.Г. Террор под микроскопом: Главный государственный санитарный врач РФ Геннадий Онищенко об угрозе биотерроризма // Российская газета. - 2004 -№ 14 (3391). - С. 1.

102. Основные критерии отбора вакцинных штаммов чумного микроба (Методические указания). Саратов, 1976. - 34 с.

103. Павловский Е.Н. Природная очаговость трансмиссивных болезней в связи с ландшафтной эпидемиологией зооантропонозов. М.-J1: Наука, 1964.-211 с.

104. Пасюков В.В, Рыжко И.В, Цураева Р.И. и др. Цефоперазон в профилактике и лечении экспериментальной чумы белых мышей, вызванной типичным и бесфракционными штаммами возбудителя // Антибиотики и химиотерапия. 1994. - № 8. - С. 37 - 40.

105. Погасий Н.И, Савченко А.Т, Ларионов Г.М. и др. Эффективность ингаляционной иммунизации белых мышей к заражению атипичными штаммами возбудителя чумы // Генет. и биохим. вирул. возб. особо опасн. инф.: Тез.докл. Волгоград, 1992. - С. 203.

106. Покровская М.П. Авирулентный мутант В. pestis (культура АМП) // Вестн. микробиол., эпидемиол. и паразитол. -1934. Т. 13. - Вып. 1. - С. 3-17.

107. Покровский В.И., Малеев В.В., Щербак Ю.Ф. Особенности клиники, диагностики и лечения чумы на современном этапе // Тер. архив. 1995. - Т. 67,№11.-С. 3-5.

108. Покровский В.И., Онищенко Г.Г., Черкасский Б.Л. Эволюция инфекционных болезней в России в XX веке. М.: Медицина, 2003. - 664 с.

109. Поляков К.В., Филиппов А.Ф. Зависимость между иммуногенными и инвазивными свойствами штаммов чумного микроба ЕВ и К-1 // Иммунол. и иммунопрофилакт. чумы и холеры. Саратов, 1980. - С. 6 - 8.

110. Попов Ю.А., Кириллина О.А., Шишкина О.Г. Конструирование штамма кишечной палочки, продуцирующего капсульный антиген чумного микроба // Актуал. вопр. профилакт. опасн. инф. забол.: Тез. докл. к Межвед. науч. конф. Киров, 1991. - С. 151 -152.

111. Попова Л.Л., Рыжко И.В., Самоходкина Э.Д., Попельнюк Н.И. Терапевтическая активность азтреонама при экспериментальной чуме // Актуал. пробл. химиотер. бактериальн. инф.: Тез. докл. Всесоюз. конф. М., 1991. - Ч. З.-С. 514-515.

112. Приказ Министерства здравоохранения Российской Федерации Об организации и проведении мероприятий по профилактике чумы. 2004. - № 7.

113. Прометной В.И., Москвитина Э.А., Ломов Ю.М. и др. Оценка возможности завоза возбудителей опасных инфекционных болезней на территорию России международными транспортными средствами // Эпидемиол. и инф. болезни. 2003. - № 1. - С.10 - 15.

114. Проценко О.А., Анисимов П.И., Можаров О.Т. и др. Выявление и характеристика плазмид чумного микроба, детерминирующих синтез пестицина I, антигена фракция I и экзотоксина «мышиного» токсина // Генетика. 1983. - № 7 - С. 1081 - 1090.

115. Рогозин И.И., Беляков В.Д. Ассоциированная иммунизация и экстренная профилактика. JL: Медицина, 1968. - 348 с.

116. Романов В.Е., Васильев Н.Т., Шабалин Б.А., Миронин А.В. Изучение влияния антибактериальной терапии на эпидемическую опасность при экспериментальной легочной форме чумы у обезьян // Антибиотики и химиотерапия. 2001. -№ 4. - С. 16-18.

117. Романов В.Е., Евстигнеев В.И., Васильев Н.Т. и др. Оценка эффективности антибактериальных препаратов при лечении экспериментальной бубонной формы чумы у обезьян // Антибиотики и химиотерапия. 2001. - № 8. - С. 6-8.

118. Руднев Г.П. Клиника чумы. Медгиз, 1940. - 276 с.

119. Руднев Г.П. Клиника чумы // Многотомное рук-во по микробиол., клинике и эпидемиол. инф. бол-ней. -М: Медицина, 1966. Т. VII. Гл. Ш.- С. 105-115.

120. Руководство по клинике, диагностике и лечению опасных инфекционных болезней / Под ред. В.И. Покровского, К.С. Иванова. М.: Медикас, 1994. - 220 с.

121. Руководство по противоэпидемическому обеспечению населения в чрезвычайных ситуациях // М., 1995. 439 с.

122. Руководство по профилактике чумы / Под ред. А.В. Наумова, JI.B. Самойловой. Саратов, 1992. - 278 с.

123. Рыжко И.В., Гамлешко Х.П. Об иммуногенных свойствах мономици-ноустойчивых форм чумного микроба // Вопр. противоэпидем. защиты. М., 1968.-Вып. 13.-С. 272.

124. Рыжко И.В., Щербанюк А.И., Мишанысин Б.Н. и др. Влияние антибиоти-коустойчивости хромосомного типа у чумного микроба на частоту выявления R-трансконъюгантов // Вопр. противоэпидем. зашиты. М., 1978. - Вып. 28.-С. 34-44.

125. Рыжко И.В., Попова Л.Л., Самоходкина Э.Д. Цефтриаксон в профилактике и лечении экспериментальной чумы // Актуал. пробл. химиотер. бак-териальн. инф.: Тез. докл. Всесоюз. конф. М., 1991. - Ч. 3. - С. 557-558.

126. Рыжко И.В., Щербанюк А.И., Касаткина И.В. и др. Сравнительное изучение терапевтической активности цефалоспоринов при экспериментальной чуме // Организация эпиднадзора при чуме и меры ее профилакт.: Матер.

127. Межгосудар. науч.-практ. конф. Алма-Ата, 1992. - Ч. I. - С. 43-44.

128. Рыжко И.В., Самоходкина Э.Д., Жигалова Т.А. Цефтриаксон в профилактике и лечении экспериментальной чумы // Антибиотики и химиотерапия. 1993.-№ 1.-С. 39-41.

129. Рыжко И.В., Щербанюк А.И., Самоходкина Э.Д. и др. Вирулентность устойчивых к рифампицину и хинолонам мутантов из штаммов чумного микроба с Fra+ и Fra" фенотипом // Антибиотики и химиотерапия. 1994. - № 4. - С. 32-36.

130. Рыжко И.В., Самоходкина Э.Д., Цураева Р.И. и др. Представители различных групп беталактамов в терапии экспериментальной чумы у белых мышей // II Рос. над. конгресс: «Человек и лекарство»: Тез. докл. М., 1995. - С. 256.

131. Рыжко И.В., Цураева Р.И., Пасюков В.В. и др. Цефалоспорины III поколения /цефоперазон, цефотаксим, цефтазидим, цефтриаксон/ в профилактике и лечении экспериментальной чумы белых мышей // Антибиотики и химиотерапия. 1996. - № 5. - С. 35 - 38.

132. Рыжко И.В., Самоходкина Э.Д. Сохранение бескапсульных форм возбудителя чумы в организме белых мышей после лечения ампициллином и доксициклином // IV Рос. нац. конгресс: «Человек и лекарство»: Тез. докл. -М., 1997. С. 110.

133. Рыжко И.В., Самоходкина Э.Д., Цураева Р.И. и др. Особенности этиотропной терапии чумной инфекции, вызванной атипичными штаммами возбудителя с F1" фенотипом // Антибиотики и химиотерапия. -1998. № 9. - С. 24-28.

134. Салтыков Р.А., Чернова Э.А., Иванова В.Ф. и др. Оценка иммуногенности чумных вакцинных штаммов по индексу иммунитета // Акту ал. вопр. имму-нол. аллергол.: Тез. докл. 4-ой науч. конф. Ставрополь, 1978. - С. 16-17.

135. Самойлова Л.В. Нестерильная фаза иммунитета у животных, привитых вакциной EV // Особо опасн. и природноочаг. инф. М., 1962. - С. 134-140.

136. Самойлова Л.В. Динамика развития иммунитета к чуме после прививки живой вакциной и особенности иммуногенеза при этой вакцинации: Авто-реф. дис. канд. мед. наук. Саратов, 1963. - 16 с.

137. Самойлова Л.В. О природе иммунитета к чуме (о фазах развития иммунитета) // Тр. I гор. конф. молодых науч. работников. Саратов. - 1963. - С. 35-38.

138. Самоходкина Э.Д., Щербанюк А.И., Рыжко И.В. и др. Эффективность офлоксацина при профилактике и лечении экспериментальной чумы, обусловленной природными и антигенизмененными штаммами возбудителя // Антибиотики и химиотерапия. 2002. - № 3. - С. 26 - 29.

139. Смолкина Т.В., Зебрев А.И., Никитин А.В. Влияние рифампицина и доксициклина на продукцию перекиси водорода макрофагами // Антибиотйкии химиотерапия. 1992. - № 7. - С. 17 - 19.

140. Смолкина Т.В, Никитин А.В., Зебрев А.И., Свиногеева Т.П. Влияние рифампицина и доксициклина на хемотаксис лейкоцитов // Антибиотики и химиотерапия. 1992. - № 3. - С. 22 - 25.

141. СП3.1.7.1380-03 Профилактика чумы: Санитарно-эпидемиологические правила. М.: Федеральный центр Госсанэпиднадзора Минздрава России, 2003. - 16 с.

142. Справочник Видаль. Лекарственные препараты в России: Справочник. М.: АстраФармСервис, 2004. 1488 с.

143. Страчунский Л.С, Козлов С.Н. Современная антимикробная химиотерапия. Руководство для врачей. М.: Боргес, 2002. - 436 с.

144. Сэнфорд Д, Гилберт Д, Гербердиел Дж, Сэнде М. Антимикробная терапия: Справочник. М., 1996. - 219 с.

145. Таран Т.В. Протективные свойства фракции 1 чумного микроба, иммо-билизированной в липосомы, при подкожном и пероральном введении в эксперименте // Пробл. особо опасн. инф. Саратов, 2002. - Вып. 1. - С. 129-134.

146. Терентьев А.Н, Рыжко И.В., Герасюк Л.Г. и др. Некоторые показатели иммунологической перестройки организма больной легочной формой чумы на фоне антибиотикотерапии // Вопр. противоэпидем. защиты. М, 1987. -Вып. 33. - С. 277 - 282.

147. Титенко М.Т., Щербанюк А.И., Лозовой Н.В. и др. Эффективность рифампицина в профилактике и лечении экспериментальной чумы, вызванной подкожным и аэрогенным инфицированием // Вопр. противоэпидем. защиты. М., 1976. - Вып. 25. - С. 217 - 223.

148. Тихонов Н.Г., Липницкий А.В. Биологический терроризм (проблемы противодействия) // Природно-очаг. инф. в Нижнем Поволжье. Волгоград, 2000.-С. 265-271.

149. Ткачев А.В., Мурначев Г.П. О чуме в Китае в связи с возможностью ее завоза в Приморский край // Актуал. пробл. профилакт. особо опасн. и природно-очаг. инф. бол-ней: Тез. докл. науч. конф., посвящ. 60-лет. Иркутск. ПЧИ. Иркутск, 1994. - С. 157 - 158.

150. Ткаченко Л.Н. Сочетанная специфическая и экстренная профилактика чумы: Автореф. дис. . канд. мед. наук. Ростов-на-Дону, 1973. - 19 с.

151. Туманский В.М. Микробиология чумы (микробиологические основы диагностики чумы). М.: Медгиз, 1958. - 268 с.

152. ТУ 42 14 № 20 - 75. Вакцина чумная живая сухая: Технические условия. - 1975. - 36 с.

153. Узенцов С.А. Стрептомициноустойчивые штаммы чумного микроба с вакцинными свойствами. Сообщение III // Вопр. противоэпидем. защиты. -М., 1967. Вып. 12. - С. 47 - 50.

154. Ушкалова Е.А., Ивлева А.Я., Арутюнов А.Г., Фисенко В.П. Фармакотерапия бактериальных инфекций. М., 2002. - 154 с.

155. Федоров Ю.М., Карнаухов И.Г., Васенин А.С. и др. История становления и современные принципы организации санитарной охраны территории от завоза и распространения карантинных болезней // Пробл. особо опасн. инф.

156. Саратов, 2001. Вып. 1. - С. 3 -12.

157. Фенюк Б.К. Природная очаговость и эпизоотология чумы // Многотомное рук-во по микробиол., клинике и эпидемиол. инф. бол-ней. М.: Медицина, 1966. - Т. VII. Гл. III. - С. 127 - 136.

158. ФС 42 3877 - 99. Vaccinum pestosum vivum siccum. Вакцина чумная живая сухая: Фармакопейная статья. - 2000. - 13 с.

159. Хохлов Д.Т. Влияние стрептомицина на эффективность иммунизации живыми вакцинами в эксперименте. Сообщение I. Сочетание иммунизации чумной вакциной с введением стрептомицина // Журн. микробиол., эпидемиол. и иммунобиол. 1964. - № 5. - С. 41 - 45.

160. Хроника ВОЗ. Эпидемиологический надзор за чумой и борьба с этим заболеванием 1980. - Т. 34, № 8. - С. 391 - 395.

161. Черкасский Б.Л. Руководство по общей эпидемиологии. М.: Медицина, 2001.-560 с.

162. Щелкунов С. Н. Противовирусные вакцины: от Дженнера до наших дней // Сорос, образоват. журн. 1998. - № 7. - С. 43 - 50.

163. Щербанюк А.И., Макаровская Л.Н., Бугаева О.К., Касаткина И.В. Антибиотики группы аминогликозидов (гентамицин, сизомицин, амикацин) впрофилактике и лечении экспериментальной чумной инфекции // Антибиотики и химиотерапия. 1992. - № 5. - С. 30-31.

164. Щербанюк А.И., Касаткина И.В., Рыжко И.В. Комбинированное использование хинолонов с другими антибиотиками в лечении экспериментальной чумной инфекции//Антибиотики и химиотерапия. -1994. № 5. - С. 38-40.

165. Щербанюк А.И., Лозовой Н.В., Касаткина И.В., Пасюков В.В. Эффективность новых хинолонов при аэрогенной экспериментальной чуме белых мышей // Антибиотики и химиотерапия. 1994. - № 6. - С. 13 - 14.

166. Яковлев С.В., Яковлев В.П. Краткий справочник по антимикробной химиотерапии. М., 1998. - 97 с.

167. Яковлев В.П., Яковлев С.В. Рациональная антимикробная фармакотерапия: Рук. для практикующих врачей. М.: Литература, 2003. - 1008 с.

168. Adamovicz J.J., Andrews G.P., Bolt Ch. et al. Efficacy of the Fl-V fusion protein vaccine in non-human primates // 8-th Int. Sympos. on Yersinia. Turku, Finland, 2002. - P. 40 - 41.

169. Altantsetseg L., Batbold J. Retrospective analysis of human plague of Mongolia from 1964 to 1998: patho-anatomical characteristics // Sci. J. (Ulan-baatar). 2000. - № 8. - P. 16 - 22.

170. Anisimov A.P., Lindler L.E., Pier G.B. Intraspecific Diversity of Yersinia pestis // Clin. Microbiol. Rev. 2004. - Vol. 17, № 2. - P. 434 - 464.

171. Azuma Y., Wang P.L., Shiohara M. et al. Comparative study of modulatory effect to the function of rat peritoneal neutrophils treated with new quinolones // Immunol. Lett. 1999. - Vol. 69, № 3. - P. 321 - 327.

172. Azuma Y., Shiohara M., Wang P.L., Ohura K. Quinolones alter defensereactions mediated by macrophages // Int. Immunopharmacology. 2001. - Vol. 1, №2.-P. 179- 187.

173. Bakanidze L., Tsereteli D., Kekelidze M. et al. Polimerase chain reaction assays for the presumptive identification of Yersinia pestis strains in Georgia // 8th Int. Sympos. on Yersinia. Turku, Finland, 2002. - P. 78.

174. Baker E.E., Sommer H., Foster L.E. et al. Studies on immunization against plague. I. The isolation and characterization of the soluble antigen of Pasteurella pestis // J. Immunol., 1952. Vol. 68, № 2. - P. 131 - 145.

175. Baker E.E. Purified antigens for immunization against plague // Eighth. Int. Congr. trop. Med. and Malaria. Teheran, Iran, 1968. - P. 539 - 540.

176. Barza M., Ioannidis J.P.A., Cappelleri J.C., Lau J. Single or multiple daily doses of aminoglycosides: a meta-analysis //Brit Med. J. 1996. - № 312. - P. 338-345.

177. Boolgakova E., Volkov Y.U., Konnov N., Kutyrev V. Unknown role of pesticin plasmid encoded proteins in virulence of Yersinia pestis // 8-th Int. Sympos. on Yersinia. - Turku, Finland, 2002. - P. 55 - 56.

178. Boulanger L.L., Ettestad P., Fogarty J.D. et al. Gentamicin and tetracyclines for the treatment of human plague: review of 75 cases in New Mexico, 1985-1999 // Clin. Infect. Dis. 2004. - Vol. 38. - P. 378 - 385.

179. Broussard L.A. Biological agents: weapons of warfare and bioterrorism // Mol. Diagn. 2001. - Vol. 6, № 4.-P. 323 - 333.

180. Brubaker R.R. The genus Yersinia: biochemistry and genetics of virulence // Curr. Top. Microbiol. Immunol. 1972. - Vol. 57. - P. 111 - 158.

181. Brubaker R.R. From physiology to genetics to genomics to physiology // 8-th Int. Sympos. on Yersinia. Turku, Finland, 2002. - P. 45.

182. Bullifent H.L., Griffin K.F., Jones S.M. et al. Antibody responses to Yersinia pestis FI-antigen expressed in Salmonella typhimurium aroA from in vivo -inducible promoters // Vaccine. 2000. - Vol. 1, № 18 (24). - P. 2668 - 2676.

183. Burmistr A. Laboratory pneumonia plague // Ann. Int. Med. 1962. - Vol. 56,№5.-P. 789-800.

184. Burrows T. Virulence determinants in Pasteurella pestis and Pasteurella pseudotuberculosis // Proc. Symp. held during Diamond Jubilee of the Haffkine Institute in Bombey. Bombey, 1959. - P. 14 -17.

185. Butler T. Clinical study of bubonic plague. Observation of the 1970, Vietnam epidemic with emphasis of coagulation studies, skin histology and electrocardiograms И Amer. J. Med. 1972. - Vol. 53, № 3. - P. 268 - 276.

186. Butler Т., Levin J., Linh N.N. et al. Yersinia pestis infection in Vietnam // J. Infect. Dis. 1976. - Vol. 133. - P. 493 - 499.

187. Butler T. Plague and other Yersinia infections. Plenum Med. Book Company. - New York, London, 1983. - P. 177 - 182.

188. Butler D. India ponders the flaus exposed by plague // Nature. 1994. -Vol. 372,№6502.-P. 119.

189. Byrne W.R., Welkos S.L., Pitt M.L. et al. Antibiotic treatment of experimental pneumonic plague in mice // Antimicrob. Agents and Chemother. 1998. -Vol. 42, № 3. - P. 675 -681.

190. Cantey J.R. Plague in Vietnam. Clinical observations and treatment with kanamycin // Arch. Int. Med. 1974. - Vol. 133, № 2. - P. 280 - 283.

191. Carniel E. Chromosomal virulence factors of Yersinia // 7-th Int. Congr. on Yersinia. Nijmegen: Abstracts. // Ned. Tijdschr. Med. Microbiol. - 1998. -Vol. 6. - Suppl II. - S 4 (P - 3).

192. Carr S., Miller J., Leary S.E. et al. Expression of a recombinant from of the V antigen of Yersinia pestis, using three different expression systems // Vaccine. -1999. Vol. 18, № 1 - 2. - P. 153 - 159.

193. Casadevall A. Passive Antibody administration (Immediate Immunity) as a specific defense against biological weapons // Emerg. Infect. Diseases, 2002. Vol. 8,№8.-P. 833-841.

194. Chanteau S., Ratsitorahina M., Rahalison L. et al. Current epidemiology of human plague in Madagascar // Microbes Infect. -2000. Vol. 2, № 1. - P. 25-31.

195. Cohen R., Stockard G.R. Pneumonic plague in an untreated plague vaccinated individual // J. Amer. Med. Ass. 1967. - Vol. 202, № 4. - P. 365 - 366.

196. Conrad F., Le Cocq F., Krain R. A recent epidemic of plague in Vietnam // Arch. Int. Med. 1968. - Vol. 122, № 3. - P. 193 - 198.

197. Crook L.D., Tempest B. Plague: a clinical review of 27 cases // Arch. Intern. Med. 1992. - Vol. 152. - P. 1253 - 1256.

198. Dalvadyantz S.M., Seroglazov V.V. Chemical vaccine for plague prevention // 7-th Int. Congr. on Yersinia. Nijmegen: Abstracts. // Ned. Tijdschr. Med. Microbiol. - 1998. - Vol. 6. - Suppl II. - S 34 (P - 87).

199. Davis K.J., Fritz D.L., Pitt M.L. et al. Pathology of experimental pneumonic plague produced by fraction 1 positive and fraction 1 - negative Yersinia pestis in African green monkeys // Arch. Pathol. Lab. Med. -1996. - Vol. 120, № 2. - P. 156 -163.

200. Dennis D.T., Hughes J.M. Multidrug Resistance in Plague // The New Engl. J. Med. 1997. - Vol. 337, № 10. - P. 702 - 704.

201. Dongzheng Yu., Zhang Wei., Ma Ye. Plague situation and surveillance in China // 7-th Int. Congr. on Yersinia. Nijmegen: Abstracts. // Ned. Tijdschr. Med. Microbiol. - 1998. - Vol. 6. - Suppl II. - S 43 (P -129).

202. Drozdov I.G., Anisimov A.P., Samoilova L.V. et al. Virulent non-capsulate Yersinia pestis variants constructed by insertion mutagenesis // J. Med. Microbiol. 1995. - Vol. 42, № 4. - P. 264 - 268.

203. Estrade F. Premiers cas de guerison de peste pulmonaire, traites par la streptomycine // Presse. Med. -1951. Vol. 59, № 17. - P. 328.

204. Frean J.A., Arntzen L., Capper T. et al. In vitro activities of 14 antibiotics against 100 human isolates of Yersinia pestis from a Southern African plague focus // Antimicrob. Agents and Chemother. 1996.-Vol. 40. - P. 2646-2647.

205. Friedlander A.M., Welkos S.L., Worsham P.L. et al. Relationship between virulence and immunity as revealed in recent studies of the F1 capsule of Yersiniapestis // Clin. Infect. Dis. 1995. - Vol. 21, Suppl. 2. - P. 178 - 181.

206. Gabastou J.M., Proano J, Vimos A. et al. An outbreak of plague including cases with probable pneumonic infection, Ecuador 1998 // Trans. Roy. Soc. Trop. Med. Hyg. 2000. - Vol. 94, № 4. - P. 387 - 391.

207. Galimand M, Guiyoule A, Gerbaud G. et al. Multidrug resistance in Yersinia pestis mediated by a transferable plasmid // The New Engl. J. Med. 1997. -Vol. 337, №10.-P. 677-680.

208. Ghosh P.K. An outbreak of plague in an epidemic form treated with streptomycin and sulfadiasin // Ind. Med. Gaz. 1950. - Vol. 85, № 10. - P. 441.

209. Ginosa H.S., Matney T.S. Transmission of a resistance transfer factor from Escherichia coli to the species of Pasteurella // J. Bacterid. 1963. - Vol. 85, № 5. -P. 1177- 1178.

210. Girard G, Robic J. Vaccination contre la peste au moyen d'une souche de bacilles de Yersin, vivants de virulence attenuee // Bull. Acad. Med. 1934. - Vol. Ill, №24.-P. 939-948.

211. Girard G., Robic J. La vaccination de l'homme contre la peste au moyen de bacilles vivantes (virus vaccin E.V.). Son application a Madagascar // Bull. Off. Int. Hyg. Publ. 1936. - Vol. 28, № 6. - P. 1078 - 1087.

212. Girard G, Robic J. L'etat actuel de la peste a Madagascar et la prophylaxie vaccinale par le virus vaccin E.V. // Bull. Soc. Pathol. Exot. 1942. - Vol. 35, № 1- 2. P. 42 - 49.

213. Gould I. M. Determinants of response to antibiotic therapy//J. Chemother.- 1998. Vol. 10, № 5. - P. 347 - 353.

214. Gradon J.D. Plague pneumonia // Curr. Infect. Dis. Rep. 2002. - Vol. 4,3.-P. 244-248.

215. Gratz N.G. Emerging and resurging vector-borne diseases. The plague returns // Annu. Rev. Entomol. 1999. - Vol. 44. - P. 51 - 75.

216. Grosfeld H., Bino Т., Flashner Y. et al. Vaccination with plasmid DNA expressing the Yersinia pestis capsular protein F I protects mice against plague // 8-th Int. Sympos. on Yersinia. Turku, Finland, 2002. - P. 107.

217. Grosfeld H., Cohen S., Bino T. et al. Effective protective immunity to Yersinia pestis infection conferred by DNA vaccine coding for derivatives of the F1 capsular antigen // Infect. Immun. 2003. - Vol. 71, № 1. - P. 374-383.

218. Guiyoule A., Buchrieser C., Rahalison L. et al. Plasmid-mediated resistance to streptomycin in Y. pestis // 7-th Int. Congr. on Yersinia. Nijmegen: Abstracts. //Ned. Tijdschr. Med. Microbiol. -1998.-Vol. 6. - Suppl П. - P. 36.

219. Guiyoule A., Gerbaud G., Bachrieser C. et al. Transferable plasmid-mediated resistance to streptomycin in a clinical isolate of Yersinia pestis // Emerg. Infect. Dis. 2001. - Vol. 7, № 1. - P. 43 - 48.

220. Hacker J., Blum-Oehler G., Muhldorfer I., Tschape H. Pathogenicity islands of virulent bacteria: structure, function and impact on microbial evolution // Mol. Microbiol. 1997. - Vol. 23, № 6. - P. 1089 - 1097.

221. Haddad Ch., Valero A. Streptomycin in bubonic plague // Brit. Med. J. -1948. Vol. 1, № 4560. - P. 1026 - 1027.

222. Haffkine W.M. Remarks on the plague prophylactic fluid // Brit. Med. J. -1897.-№ l.-P. 1461.

223. Haffkine W.M. Les inoculations antipesteuses // Bull. Inst. Pasteur. 1906. - Vol. 4, № 20. - P. 825 - 840.

224. Heath D.G., Anderson G.W., Mauro J.M. et al. Protection against experimental bubonic and pneumonic plague by a recombinant capsular Fl-V antigen fusion protein vaccine // Vaccine. 1998. - Vol. 16, № 11 -12. - P. 1131-1137.

225. Heddurshetti R., Pumpradit W., Lutwick L.I. Pulmonary manifestations of bioterrorism // Curr. Infect. Dis. Rep. 2002. - Vol. 3, № 3 - P. 249 - 257.

226. Herbert D. Streptomycin in experimental plague // Lancet. 1947. - Vol. 252, № 6454. - P. 626 - 630.

227. Hill J., Leary S.E., Griffin K.F. et al. Regions of Yersinia pestis V antigenthat contribute to protection against plague identified by passive and active immunization // Infect Immun. 1997. - Vol. 65, № 11. - P. 4476 - 4482.

228. Hill J., Copse C., Leary S., et al. Synergistic protection of Mice against plague with monoclonal antibodies specific for the F I and V antigens of Yersinia pestis // Infect. Immun. 2003. - Vol. 71, № 4. - P. 2234 - 2238.

229. Hoist O. Lipopolysaccharides of Yersinia. An overview // 8-th Int. Sym-pos. on Yersinia. Turku, Finland, 2002. - P. 25.

230. Inglesby T.V., Dennis D.T., Henderson D.A. et al. Plague as a Biological Weapon // J. Amer. Med. Assoc. 2000. - Vol. 283, № 17. - P. 2281 - 2290.

231. Inglesby Т., Grossman R., O' Toole T. A plague on your city: observations from TOPOFF // Biodefence Quarterly. 2000. - Vol. 2, № 2. - P. 179 - 187.

232. Iriarte M., Cornelis G.R. Molecular determinants of Yersinia pathogenesis // Microbiol. 1996. - Vol. 12, № 2. - P. 267 - 280.

233. Jayaraman K.S. Indian plague poses enigma to investigators // Nature. -1994. Vol. 371, № 6498. - P. 547.

234. Jayaraman K.S. Indian confirms identity of plague // Nature. 1995. - Vol. 373,№6516.-P. 650.

235. Jones S.M., Griffin K.F., Hodgson I., Williamson E.D. Protective efficacy of a fully recombinant plague vaccine in the guinea pig // Vaccine. 2003. - Vol. 21,№25-26.-P. 3912-3918.

236. Karamchandani P.V., Rao K.S. Streptomycin in human plague, compared with other treatment // Lancet. 1949. - Vol. 256, № 6542. - P. 96.

237. Kas'yan A.F. Epidemiological peculiarities of plague-morbidity manifestation in Vietnam settlements // 7-th Int. Congr. on Yersinia. Nijmegen: Abstracts. // Ned. Tijdschr. Med. Microbiol. - 1998. - Vol. 6. - Suppl П. - S 42 (P - 124).

238. Klietmarm W.F., Ruoff K.L. Bioterrorism: Implications for the Clinical Microbiologist // Clin. Microbiol. Rev. 2001. - Vol. 14, № 2. - P. 364 - 381.

239. Knapp W., Lebek G. Ubertragung der infektiosen Resistenz auf Pasteurel-len // Pathol. Microbiol. 1967. - Vol. 30, № 1. - P. 103 - 121.

240. Kuberski Т., Robinson L., Schurgin A. A case of plague successfully treated with ciprofloxacin and sympathetic blockade for treatment of gangrene // Clin. Infect. Dis. 2003.- Vol. 36, № 4. - P. 521 - 523.

241. Kutyrev V.V., Dalvadyants S.M., Dyatlov I.A. Perspectives of vaccine prophylaxis of plague I 18-th Int. Sympos. on Yersinia. Turku, Finland, 2002. - P. 108.

242. Lawton W.D., Fukui I.M., Surgalla M.I. Studies on the antigens Pasteurella pestis and Pasteurella pseudotuberculosis // Immunology. 1960. - Vol. 84,№5.-P. 475-479.

243. Leary S.E., Williamson E.D., Griffin K.F. et al. Active immunization with recombinant V antigen from Yersinia pestis protects mice against plague // Infect. Immun. 1995. - Vol. 63. - P. 2854 - 2858.

244. Leary S.E., Griffin K.F., Garmory H.S., Williamson E.D. Expression of an Fl/V fusion protein in attenuated Salmonella typhimurium and protection of mice against plague // Microb. Pathol. 1997. - Vol. 23, № 3. - P. 167 - 179.

245. Levy J.P. Prevention of bioterrorism by vaccines // С R Biol. 2002. -Vol. 325, № 8. - P. 897 - 899.

246. Lewin W., Becker B.Y., Horwitz B. Two cases pneumonic plague. Recovery of one case treated with streptomycin // South Afr. Med. J. 1948. - Vol. 22, № 22. - P. 699 - 703.

247. Lindler L.E., Klempner M.S., Straley S.C. Yersinia pestis pH6 antigen genetic, biochemical and virulence characterization of a protein involved in the pathogenesis of bubonic plague // Infect. Immun. 1990. - Vol. 58. - P. 2569-2577.

248. Lindler L.E., Wei Fan, Nazma Jahan Detection of ciprofloxacin-resistant Yersinia pestis by fluorogenic PCR using the Light Cycler // J. Clin. Microbiol. -2001.-Vol. 39,№ 10.-P. 3649-3655.

249. Lyamuya E.F., Nyanda P., Mohammedali H., Mhalu F. Laboratory studies on Yersinia pestis during the 1991 outbreak of plague in Lushoto, Tansania // J. Trop. Med. Hyg. 1992. - Vol. 95, № 5. - P. 335 - 338.

250. Martin G.J., Marty A.M. Clinicopathologic aspects of bacterial agents // Clin. Lab. Med. 2001. - Vol. 21., № 3. - P. 513 - 548.

251. Mc Clean K.L. An outbreak of plague in northwestern province, Zambia// Clin. Inf. Dis. 1995. - Vol. 21. - P. 650 - 652.

252. Mc Crumb F.R., Larson A., Mayer K.R. The chemotherapy of experimental plague on the primate host // J. Inf. Dis. 1953. - Vol. 93, № 3. - P. 273-287.

253. Meka-Mechenko T.V. FI negative natural Y. pestis strains // The Genus

254. Yersinia / Edited by M. Skurnik et al. Kluwer Academic / Plenum Publishers. -New York, 2003. - Chapter 76. - P. 379 - 381.

255. Meyer K.F. Эффективность живых и убитых чумных вакцин для человека // Бюл. ВОЗ. 1971. - Т. 42, № 5. - С. 689 - 704.

256. Meyer K.F., Cavanaugh D.C., Bartelloni P.J., Marchall J.D. Plague immunization: I: Past and present trends // J. Inf. Dis. 1974. - Vol. 129, Suppl. - P. 13-18.

257. Meyer K.F., Smith J., Foster L. et al. Live attenuated Yersinia pestis vaccine: virulent in nonhuman primates, harmless to guinea pigs // J. Inf. Dis. 1974. -Vol. 129, Suppl. - P. 85 - 120.

258. Meyer K.R., Truchot A.T., Ward J. et al. Cellular and molecular aspects of endotoxin reactions. Amsterdam: Elsevier, 1990. - P. 145 - 156.

259. Michel P. Clinical and epidemiological studies on plague in Madagascar // Sanitatsakademie der Bundeswer. Munchen, 1997. - P. 22 - 23.

260. Nguyen V.I., Nguyen D.H., Pham V.D., Nguyen V.L. Peste bubonique et septicemique traitee avec succes par du trimethoprime-sulfamethoxazole //Bull. Soc. Pathol. Exot. 1972. - Vol. 65, № 6 - P. 770 - 786.

261. Otten L. Immunization against plague with live vaccine // Ind. J. Med. Res. 1936. - Vol. 24, № 1. - P. 73 - 101.

262. Otten L. Immunization against plague with dead and live vaccine // Med. Dien. Volks. Nederl. Ind. 1938. - Vol. 27, № 1 - 2. - P.l 11 - 123.

263. Otten L. A live plague vaccine and the results // Med. Dien. Volks. Nederl. Ind. 1941. - Vol. 30, № 1 - 2. - P. 61 - 110.

264. Paget Y.E., Barnes Y.M. Toxicity tests // Evaluation of drug activities pharmacometris. London, 1964. - Vol. 1. - P. 135 - 167.

265. Parry W.R. An interference phenomenon caused by Pasteurella pestis // J. of Hyg. 1956. - Vol. 54, № 2. - P. 227 - 233.

266. Perlman D.C., Primas R., Raucher B. et al. Imported plague New York City, 2002 // MMWR Morb. Mortal. Wkly Rep. 2003. - Vol. 52, № 31. - P. 725 - 728.

267. Pollitzer R. Plague. Geneva, 1954. - 682 p.

268. Rasoamanana В., Coulanges P., Michel P., Rasolofonirina N. Sensibilite de Yersinia pestis aux antibiotiques: 277 souches isolees a Madagascar entre 1926 en 1989 // Arch. Inst. Pasteur Madagascar. 1989. - Vol. 56. - P. 37-53.

269. Ratsitorahina M., Chanteau S., Rahalison L. et al. Epidemiological and diagnostic aspects of the outbreak pneumonic plague in Madagascar // Lancet. -2000. Vol. 355, № 9198. - P. 111 -113.

270. Ratsitorahina M., Rabarijaona L., Chanteau S., Boisier P. Seroepidemiol-ogy of human plague in the Madagascar highlands // Trop. Med. Int. Health. -2000. Vol. 5, № 2. - P.94 - 98.

271. Reyn C.F., Barnes A.M., Weber N.S., Hodgin V.G. Bubonic plague from exposure to a rabbit: a documented case and a review of rabbit associated plague cases in the United States // Amer. J. Epidemiol. - 1976. - Vol. 104, № 1. - P. 81 - 87.

272. Russell P., Eley S.M., Hibbs S.E. et al. A comparison of Plague vaccine, USP and EV 76 vaccine induced protection against Yersinia pestis in a murine model // Vaccine. 1995. - Vol. 13, № 16. - P. 1551 - 1556.

273. Russell P., Eley S.M., Green M. et al. Efficacy of doxycycline and ciprofloxacin against experimental Yersinia pestis infection // J. Antimicrob. Chemother. 1998. - Vol. 41, № 2. - P. 301 - 305.

274. Seal S.C. Pneumonic plague cases in Calcutta and Gaya // Ind. Med. Gaz. 1949. - Vol. 84, № 4. - P. 162 - 170.

275. Smith M.D., Vinh S.X., Hoa N.T. et al. In vitro antimicrobial susceptibilities of strains of Yersinia pestis // Antimicrob. Agents Chemother. 1995. - Vol. 39.-P. 2153 -2154.

276. Sokhey S.S. Plague vaccine // Report of the Haffkin Inst, for year 1932 1935. - Bombay, 1935. - P. 51.

277. Speck R.S., Wolochow H. Studies on the experimental epidemiology of respiratory infections // J. Inf. Dis. 1957. - Vol. 100, № 1. - P. 58 - 69.

278. Statement 1996 CA-SFM. Zone sizes and MIC breakpoints for non-fastidious organisms // Clin. Microbiol. Infect. 1996. - Vol. 2, Suppl 1. - P. 46-49.

279. Straley S. Yop M of Yersinia pestis // 8-th Int. Sympos. on Yersinia. -Turku, Finland, 2002. P. 21.

280. Taylor J. Enquete sur l'efficacite de la vaccination antipesteuse // Bull. Off. Int. Hyg. Publ. 1932. - Vol. 24. - P. 1813 - 1860.

281. Tigertt W.D. Plague // Bact. Inf. Humans: Epidemiol, and Contr. New York, London. - 1982. - P. 403 - 415.

282. Titball R.W., Williamson E.D. Vaccination against bubonic and pneumonic plague // Vaccine. 2001. - Vol. 19, № 30. - P. 4175 - 4184.

283. Titball R.W, Williamson E.D. 2nd and 3nd generation plague vaccines // 8th Int. Sympos. on Yersinia. Turku, Finland, 2002. - P. 39.

284. Velimirovic B. Plague and Glasnost. First Information About Human Cases in the USSR in 1989 and 1990 // Infection.-1990. Vol. 18, № 6. - P. 388 - 393.

285. Wang M, Tran J.H, Jacoby G.A. et al. Plasmid-mediated quinolone resistance in clinical isolates of Escherichia coli from Shanghai, China // Antimicrob. Agents Chemother. 2003. - Vol. 47, № 7. - P. 2242 - 2248.

286. Weekly epidemiological record. Plague // WHO, Geneva. 1994. - Vol. 69, № 39. - P. 289-291.

287. Weekly epidemiological record Plague // WHO, Geneva. 1994. - Vol. 69, № 42. -P. 316.

288. Weekly epidemiological record Plague // WHO, Geneva. 1995.-№5.-P.35.

289. Weekly epidemiological record. Human plague in 1997 // WHO, Geneva. 1999. - Vol. 74, № 41. - P. 340 - 344.

290. Weekly epidemiological record. Plague manual epidemiology, distribution, surveillance and control // WHO, Geneva. -1999.-Vol. 74, №51-52. - P. 447.

291. Weekly epidemiological record. Human plague in 1998 and 1999 // WHO, Geneva. 2000. - Vol. 75, № 42. - P. 337 - 343.

292. Weekly epidemiological record // WHO, Geneva. -2002. VoL 77, № 9. - P. 69L76.

293. Weekly epidemiological record Human plague in 2000 and 2001 // WHO, Geneva. 2003. - № 16. - P. 130 - 136.

294. Whitby M, Ruff T.A, Street A.S, Fenner F.J. Biological agents as weapons 2: anthrax and plague // Med. J. Aust. 2002. - Vol. 176, № 12. P. 605 - 608.

295. Williams I.E, Harrison D.N, Quan T.I. et al. Atypical plague bacilli isolated from rodents, fleas and man // Amer. J. Public. Health. 1978. - Vol. 58. - P. 262-264.

296. Williams J.S, Cavanaugh D.C. Chronic infections in laboratory rodentsfrom inoculation of nonencapsulated plague bacilli (Yersinia pestis) // Experimen-tia. 1983. - Vol. 39, № 4. - P. 408 - 409.

297. Williams J.S., Cavanaugh D.C. Potential for rat plague from nonencapsulated variants of the plague bacilli (Yersinia pestis) // Experimentia. 1984. -Vol. 40. - P. 739 - 740.

298. Williamson E.D., Eley S.M., Griffin K.F. et al. A new improved sub unit vaccine for plague: the basis of protection // FEMS Immunol. Med. Microbiol. -1995. - Vol. 12, № 3 4. - P. 223 - 230.

299. Williamson E.D., Eiey S.M., Stagg A.J. et al. A single dose subunit vaccine protects against pneumonic plague // Vaccine. 2000. - Vol. -19. - P. 566 - 571.

300. Williamson E.D. Plague vaccine research and development // J. Appl. Microbiol. 2001. - Vol. - 91. - P.606 - 608.

301. Winter C.C., Cherry W.B., Moody M.D. An unusual strain of P. pestis isolated from a fatal human case of plague // Bull. WHO. 1960. - Vol. 23, № 2-3.-P. 408-409.

302. Wong J.D., Barash J.R., Sandfort R.F., Janda J.M. Susceptibilities of Yersinia pestis strains to 12 antimicrobial agents // Antimicrob. Agents Chemother. -2000. Vol. 44, № 7. - P. 1995 - 1996.

303. Wu-Lien-Ten. Epidemiological factors // Plague. A manual for medical and Public Health workers. Shanghai, 1936. - P. 383 - 423.

304. Yersin A., Calmette A., Borrel G. La peste bubonique // Ann. Inst. Pasteur.- 1895.-Vol. 9.-P. 589-592.

305. Zavialov A., Berglund J., Knight S. Crystal structure of the Caflm: Caf 1 chaperone subunit complex from Yersinia pestis // 8-th Int. Sympos. on Yersinia.- Turku, Finland, 2002. P. 22.

306. Zav'yalov V.P., Chernovskaya T.V., Zavialov A.V. Role of F1 and pH6 non-pilus adhesins in pathogenesis of plague II 8-th Int. Sympos. on Yersinia. -Turku, Finland, 2002. P. 45.

Информация о работе

Молдаван, Ирина Александровна
кандидата биологических наук
Ростов-на-Дону, 2005
ВАК 03.00.07

Диссертация

Экспериментальное обоснование преимуществ сочетанной специфической и экстренной профилактики чумы - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы