Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

ДНК-полимеразы в эмбриональном развитии вьюна

ВАК РФ 03.00.30, Биология развития, эмбриология

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Шарова, Наталья Петровна

Список сокращений.

1. ВВЕДЕНИЕ.

2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

2.1. Репликация ДНК.

2.1.1. Инициация репликации ДНК.

Образование комплекса ориджина репликации и белка-инициатора репликации.

Образование пререпликат йен ого комплекса.

Образование реплшативного комплекса.

2.1.2. Синтез ДНК в репликативной вилке.

Переключение ДНК-полимераз в репликативной вилке.

Созревание " фрагментов Оказаки.

Регуляция синтеза ДНК.

2.2. Репарация ДНК.

2.2.1. Повреждения в ДНК и способы их устранения.

2.2.2. Эксцизионная репарация.

Эксцизионная репарация основания.

Эксцизионная репарация нуклеотидного остатка.

Регуляция эксцизионной репарации.

2.2.3. Репарация неспаренных нуклеотидов.

2.2.4. Репарация разрывов ДНК.

2.2.5. Репарация межцепочечных сшивок ДНК.

2.3. ДНК-полимеразы эукариот.

2.3.1. ДНК-полимераза а.

2.3.2. ДНК-полимераза (3.

2.3.3. ДНК-полимераза 8.

2.3.4. ДНК-полимераза в.

2.3.5. ДНК-полимераза X.

2.3.6. ДНК-полимеразы 0, ц и г.

2.3.7. ДНК-полимеразы, "преодолевающие" неудаленные повреждения ДНК.

2.4. ДНК-полимеразы в раннем развитии животных.

Введение Диссертация по биологии, на тему "ДНК-полимеразы в эмбриональном развитии вьюна"

ДНК-полимеразы участвуют в репликации и репарации ДНК, обеспечивая точность копирования генетического материала в процессе клеточного деления и его сохранность при повреждении ДНК. Исследование строения и функционирования ДНК-полимераз составляет важное направление современной молекулярной биологии, генетики и биохимии. За 45 лет, прошедших со времени выделения первого фермента, синтезирующего ДНК, накоплен огромный материал о свойствах ДНК-полимераз. Причем, если до недавнего времени были известны пять эукариотических ДНК-полимераз (ДНК-полимеразы а, Р, у, 8 и s), то в течение последних семи лет в клетках эукариот были обнаружены еще 11 ДНК-полимераз (ДНК-полимеразы С,, т|, 0, i, к, X, ц, а, ф, REV1, TDT). Установлено, что некоторые ДНК-полимеразы выполняют, в основном, репликативные функции, некоторые -осуществляют репаративный синтез ДНК, а ряд ДНК-полимераз являются как репликативными, так и репаративными. Кроме того, показано, что несколько вновь открытых ДНК-полимераз способны "преодолевать" неустраненные повреждения ДНК, блокирующие синтез ДНК в репликативных вилках.

Прогресс в изучении ДНК-полимераз и их роли в осуществлении репликации и репарации ДНК очевиден. Тем не менее, некоторые вопросы, связанные с функционированием этих ферментов, остаются неясными. Так, неизвестно, в чем заключается специфика регуляции синтеза ДНК в репликативных вилках и механизмов устранения повреждений ДНК на разных этапах развития организмов, в частности, в эмбриогенезе животных. Эмбриогенез представляется перспективной моделью для изучения процесса синтеза ДНК ввиду высокой активности репликативных ферментов и факторов в интенсивно пролиферирующих клетках и повышенной потребности в быстрой репарации различных повреждений ДНК в этих условиях. Настоящая работа посвящена исследованию свойств и особенностей функционирования репликативных и репаративных ДНК-полимераз в эмбриогенезе костистой рыбы вьюн (Misgurnus fossilis). Это исследование может не только прояснить специфику регуляции репликативного синтеза ДНК в раннем развитии, но и выявить новые пути репарации клеточной ДНК.

Работа поддержана Российским фондом фундаментальных исследований (гранты №№ 94-04-11251, 97-04-48518, 00-04-49183).

Структура и объем диссертации

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, результатов исследования, их обсуждения, выводов и списка литературы. Работа изложена на 282 страницах и содержит 45 рисунков и 10 таблиц. Список литературы включает 434 цитируемых источника.

Заключение Диссертация по теме "Биология развития, эмбриология", Шарова, Наталья Петровна

6. выводы

1. Проведено исследование физико-химических и ферментативных свойств ДНК-полимераз из зрелых яйцеклеток и эмбрионов костистой рыбы Misgurnus fossilis (вьюн). Разработаны методы выделения ДНК-полимераз а, р и 8 из клеток вьюна и получены высокоочищенные препараты этих ферментов.

2. ДНК-полимераза а представлена в яйцеклетках и эмбрионах вьюна двумя формами - oti и а2, которые обладают праймазной активностью, имеют одинаковый полипептидный состав, сходные физико-химические свойства (коэффициенты седиментации, изоэлектрические точки pi), но проявляют различное сродство к анионообменникам.

3. Общая активность ДНК-полимеразы а в ходе эмбриогенеза вьюна существенно не меняется, но происходит изменение соотношения активности форм ai и а2 Форма а2 является доминирующей в зрелых яйцеклетках, где с ней связано более 70% от суммарной активности ДНК-полимеразы а. На стадии гаструлы активность формы а2 уменьшается и составляет к 18-20 часам развития примерно 20% от суммарной активности фермента. Перед выклевом (40 часов развития) вся активность ДНК-полимеразы а в эмбрионах связана с формой ось

4. На основании изучения свойств и динамики активности ДНК-полимеразы а в эмбриогенезе высказана гипотеза о регуляции этого фермента в раннем развитии костистых рыб. Предполагается, что репликация ядерной ДНК в эмбрионах обеспечивается запасенным в ооцитах фондом ДНК-полимеразы а. В ходе эмбриогенеза происходит конверсия запасенной формы фермента а2 в функциональную форму ось Возможные механизмы конверсии изучены в опытах с очищенными формами ДНК-полимеразы а и различными модифицирующими факторами (протеинкиназами, протеолитическими ферментами и денатурирующими агентами).

5. ДНК-полимераза р в яйцеклетках вьюна представлена одним полипептидом с молекулярной массой 39 кДа и, подобно ферментам этого типа у эукариот, осуществляет низкопроцессивный синтез ДНК. Удельная активность ДНК-полимеразы Р в яйцеклетках низка (3,6 ед/г), она увеличивается в ходе эмбриогенеза (до ~7 ед/г на стадии средней гаструлы и до -10 ед/г на стадии поздней гаструлы). Полученные данные свидетельствуют, что в ооцитах вьюна не накапливается значительный фонд ДНК-полимеразы р.

6. В яйцеклетках и эмбрионах вьюна с помощью иммунохимического и ингибиторного анализа идентифицирована ДНК-полимераза 8. Активность этого фермента в ходе эмбриогенеза вьюна существенно возрастает. Удельная активность ДНК-полимеразы 8 в яйцеклетках вьюна и эмбрионах до стадии средней гаструлы составляет около 200 ед/г, на стадии поздней гаструлы - 500 ед/г, перед выклевом -1700 ед/г.

7. Обработка эмбрионов вьюна активными формами кислорода приводит к увеличению активности ДНК-полимераз р и 8 (на стадии гаструлы, соответственно, в 1,4 и 1,7 раза при инкубации в 10 мкМ менадионе и в 2,4 и 4,7 раза при инкубации в ксантине с ксантиноксидазой). Этот результат подтверждает участие ДНК-полимераз Р и 8 в репарации повреждений ядерной ДНК в эмбрионах вьюна.

8. Способность ДНК-полимеразы 8 к репаративному синтезу на участках ДНК, содержащих короткие однонитевые бреши, изучена в опытах с олигонуклеотидными субстратами. ДНК-полимераза 8 осуществляет процессивный синтез ДНК в дуплексах с однонитевыми брешами размером в 5-9 н.о. в отсутствие факторов процессивности PCNA, RFC и ATP. При этом фермент заполняет бреши полностью и терминирует синтез непосредственно перед 5'-концевым нуклеотидом, ограничивающим брешь, или добавляет в растушую цепь дополнительно 1 н.о. ДНК-полимераза 8 не осуществляет синтез ДНК со смещением нити, ограничивающей брешь.

9. Методом электрофореза в полиакриламидном геле с задержкой показано, что ДНК-полимераза 8 при связывании с ДНК, содержащей короткую брешь, одновременно взаимодействует с праймер-матрицей и 5'-концом фрагмента, ограничивающим брешь. Фермент связывается с праймер-матрицами, содержащими неспаренные 3'-концы праймеров, с существенно большим сродством, чем с праймер-матрицами, содержащими спаренные 3'-концы праймеров. Этот результат указывает на участие экзонуклеазного центра ДНК-полимеразы 8 во взаимодействии с ДНК-субстратами, содержащими неспаренные 3'-концевые участки.

10. Полученные данные свидетельствуют о том, что репаративные интермедиаты, содержащие неспаренные 3'-концевые участки и короткие однонитевые бреши, могут служить мишенью для репарирующей активности ДНК-полимеразы 8 в клеточном ядре. Предполагается, что ДНК-полимераза 8 может заполнять короткие бреши без участия вспомогательных факторов процессивности и этот фермент является главной репарирующей ДНК-полимеразой на ранних стадиях развития костистых рыб.

5.5. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Итогом настоящей работы явилось выявление специфики регуляции репликативного синтеза ДНК в эмбриональном развитии вьюна, которая заключается в утилизации запасенной формы ДНК-полимеразы а путем посттрансляционного превращения ее по мере необходимости в функциональную форму, способную инициировать

Рис. 45. Участие ДНК-полимераз в репарации неспаренных нуклеотидов и эксцизионной репарации различных повреждений ядерной ДНК эукариот. синтез ДНК в репликативной вилке. Кроме того, данная работа прояснила особенности репаративного синтеза ДНК у эмбрионов вьюна - в условиях дефицита ДНК-полимеразы Р застраивание брешей, возникающих в ходе эксцизионной репарации основания, осуществляет ДНК-полимераза 5, которая у костистых рыб идентифицирована впервые. Причем показана возможность функционирования ДНК-полимеразы 8 на репаративных интермедиатах независимо от фактора процессивности PCNA благодаря способности этого фермента образовывать прочные комплексы с дуплексами ДНК, содержащими бреши размером около 10 нуклеотидов. Однако остается неясным, является ли PCNA-незавимый путь застраивания брешей ДНК-полимеразой 8 особенностью репаративной системы вьюна или же он представляет собой еще один способ репарации повреждений ДНК у всех эукариот. Этот вопрос актуален ввиду того, что PCNA-независимый путь репарации повреждений, как правило, связывают с ДНК-полимеразой р, которая найдена у позвоночных, но отсутствует у многих представителей эукариот, таких, например, как дрожжи, растения, насекомые (обзор, Burgers et al., 2001). Поэтому PCNA-независимый путь репаративного синтеза ДНК с участием ДНК-полимеразы 8 у этих организмов мог бы служить альтернативным механизмом репарации ДНК.

Следует отметить, что исследование ферментов не обходится без их выделения из клеток и анализа их свойств in vitro, но не всегда результаты, получаемые в этих условиях, отражают процессы, происходящие в клетке. Поэтому представляется важной проведенная в настоящей работе серия опытов по воздействию окислительного стресса на эмбрионы вьюна. Эти опыты позволили доказать, что ДНК-полимераза ОС2 играет роль запасного фермента, и подтвердили репликативную функцию ДНК-полимеразы ai и репаративные функции ДНК-полимераз р и 8 in vivo.

Данная работа полностью выполнена в лаборатории биохимии Института биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН. Выражаю благодарность заведующему лабораторией профессору Михайлову B.C. за постоянную помощь, академику РАМН Збарскому И.Б., основавшему лабораторию, за консультации и поддержку, коллегам за участие в проведении экспериментов и обсуждении результатов: Бульдяевой Т.В., Абрамовой Е.Б., Димитровой Д.Д., Пескину А.В., Столярову С.Д., Астаховой Т.М., Елисеевой Е.Д., Дмитриевой С.Б., Гореловой B.C., а также заведующему лабораторией биохимической эмбриологии Минину А.А. за консультации и обсуждение результатов и Шарову К.С. за помощь в оформлении иллюстративного материала.

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Шарова, Наталья Петровна, Москва

1. Воронова С.Н., Акопов С.Б., Куллыев П.К., Михайлов B.C. Комплекс ДНК-полимеразы альфа с праймазой из клеток шелкопряда: матричные свойства//Биохимия. -1991. -Т. 56. -С. 521-528.

2. Выгодский М.Я. Справочник по элементарной математике // М., Наука. -1979. -С. 336.

3. Лаврик О.И., Невинский Г.А. Белок-нуклеиновые взаимодействия в реакциях, катализируемых ДНК-полимеразами эукариот и прокариот // Биохимия. -1989. -Т. 54. -№ 5. -С. 757-764.

4. Ленинджер А. Биохимия // М., Мир. -1976.

5. Маниатис Т., Фрич Е., Сэмбрук Д. Молекулярное клонирование // М., Мир. -1984.

6. Минин А.А., Иваненков В.В., Мещеряков В.Н. Выделение актина на разных стадиях развития вьюна // Биохимия. -1987. -Т. 52. -№ 2. -С. 342347.

7. Михайлов B.C. ДНК-полимеразы эукариот // Мол. биол. -1999. -Т. 33. -№ 4. -С. 567-580.

8. Михайлов B.C., Гулямов Д.Б. Синтез ДНК в изолированных ядрах зародышей вьюна Misgumus fossilis. I. Характеристика системы // Мол. биол. -1980. -Т. 14. -№ 5. -С. 1151-1158.

9. Михайлов B.C., Гулямов Д.Б. Выделение и характеристика ДНК-полимераз альфа, бета и гамма из клеток вьюна Misgumus fossilis. II Биохимия. -1981. -Т. 46. -№ 9. -С. 1539-1547.

10. Михайлов B.C., Гулямов Д.Б. Выделение двух форм ДНК-полимеразы альфа из икры вьюна. Физико-химическая характеристика изоферментов //Биохимия. -1983. -Т. 48. -№ 9. -С. 1530-1537.

11. Нейфах А. А. Использование метода радиационной инактивации ядер для исследования их функций в раннем развитии рыб // Журн. общ. биол. -1959. -Т. 20. -С. 202-213.

12. Пескин А.В., Шарова Н.П., Димитрова Д.Д., Столяров С.Д., Филатова Л.С. Влияние окислительного стресса на ДНК-полимеразы в эмбриогенезе вьюна Msgurnus fossilis L. // ДАН. -1997. -Т. 355. -№ 2. -С. 262-265.

13. Шарова Н.П., Елисеева Е.Д., Михайлов B.C. Взаимоотношение двух форм ДНК-полимеразы альфа из икры костистой рыбы Misgurnus fossilis L. (вьюн)//Биохимия. -1993. -Т. 58. -№ 12. -С. 1965-1976.

14. Allinson S.L., Dianova II., and Dianov G.L. DNA polymerase beta is the major dRP lyase involved in repair of oxidative base lesions in DNA by mammalian cell extracts //EMBO J. -2001. -V. 20. -No. 23. -P. 6919-6926.

15. Aparicio O.M., Stout A.M., and Bell S.P. Differential assembly of Cdc45p and DNA polymerases at early and late origins of DNA replication // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1999. -V. 96. -No. 16. -P. 9130-9135.

16. Arezi В., and Kuchta R.D. Eukaryotic DNA primase // Trends Biochem. Sci.2000. -V. 25. -P. 572-576.

17. Arkin M.R., Stemp E.D.A., Pulver S.K., and Barton J.K. Long-range oxidation of guanine by Ru(III) in duplex DNA // Chemistry and Biology. -1997. -V. 4. -No. 5. -P. 389-400.

18. Bae S.H., Kim J.A., Bae K.H., and Seo Y.S. RPA governs endonuclease switching during processing of Okazaki fragments in eukaryotes // Nature.2001.-V. 412.-P. 456-461.

19. Bae S.H., and Seo Y.S. Characterization of the enzymatic properties of the yeast Dna2 helicase/endonuclease suggests a new model for Okazaki fragment processing//J. Biol. Chem. -2000. -Y. 275. -P. 38022-38031.

20. Bakkenist C.J., and Cotteril S. The 50-kDa primase subunit of Drosophila melanogaster DNA polymerase a// J. Biol. Chem. -1994. -V. 269. -No. 43. -P. 26759-26766.

21. Bambara R.A., Murante R.S., and Henricksen L.A. Enzymes and reactions at the eukaiyotic DNA replication fork // J. Biol. Chem. -1997. -V. 272. -P. 4647-4650.

22. Banks G.R., Boezi J.A., and Lehman I.R. A high molecular weight DNA polymerase from Drosophila melanogaster embryos. Purification, structure and partial characterization // J. Biol. Chem. -1979. -V. 254. -No. 19. -P. 9886-9892.

23. Bauer G.A., and Burgers P.M. The yeast analog of mammalian cyclyn/proliferating cell nuclear antigen interacts with mammalian DNA polymerase delta//Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1988. -V. 85. -P. 7506-7510.

24. Bauer G.A., Heller H.M., and Burgers P.M. DNA polymerase III from Saccharomyces cerevisiae. Purification and characterization // J. Biol. Chem. -1988. -V. 263. -P. 917-924.

25. Baumann P., and West S.C. DNA end-joining catalyzed by human cell-free extracts //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1998. -V. 95. -P. 14066-14070.

26. Beauchamp C., and Fridovich I. Superoxide dismutase: improved assays and an assay applicable to acrylamide gels // Anal. Biochem. -1971. -V. 44. -No. 1. -P. 276-287.

27. Bebenek K., and Kunkel T.A. Family growth: the eukaryotic DNA polymerase revolution // Cell. Mol. Life Sci. -2002. -V. 59. -No. 1. -P. 54-57.

28. Bell S.P. Eukaryotic replicators and associated protein complexes // Curr. Opin. Genet. Dev. -1995. -V. 5. -P. 162-167.

29. Bell S.P., Kobayashi R., and Stillman B. Yeast origin recognition complex functions in transcription silencing and DNA replication // Science. -1993. -V. 262.-P. 1844-1849.

30. Bell S.P., Mitchell J., Leber J., Kobayashi R., and Stillman B. The multi-domain structure of Orclp reveals similarity to regulators of DNA replication and transcriptional silencing // Cell. -1995. -V. 83. -P. 563-568.

31. Bell S.P., and Stillman B. ATP-dependent recognition of eukaryotic origins of DNA replication by multiprotein complex // Nature. -1992. -V. 357. -P. 128134.

32. Bennett R.A.O., Wilson III D.M., Wong D., and Demple B. Interaction of human apurinic endonuclease and DNA polymerase (3 in the base excision repair pathway//Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1997. -V. 94. -P. 7166-7169.

33. Bermudez V.P., MacNeill S., Tappin I., and Hurwitz J. The influence of the Cdc27 subunit on the properties of the Schizosaccharomyces pombe DNA polymerase delta//J. Biol. Chem. -2002. -V. 277. -P. 36853-36862.

34. Blackwell L.J., and Borowiec J.A. Human replication protein A binds single-stranded DNA in two different complexes // Mol. Cell. Biol. -1994. -V. 14. -P. 3993-4001.

35. Blanco L., and Salas M. Relating structure to function in ф polymerase // J. Biol. Chem. -1996. -V. 271. -P. 8509-8512.

36. Blasco M.A., Lazaro J.M., Blanco L., and Salas M. Phi 29 DNA polymerase active site. Residue ASP249 of conserved amino acid motif "Dx2SLYP" is critical for synthetic activities // J. Biol. Chem. -1993. -V. 268. -P. 2410624113.

37. Bollum F.J., and Potter Y.R. Incorporation of thymidine into deoxyribonucleic acid by enzymes from rat tissues // J. Biol. Chem. -1958. -V. 233. -No. 2. -P. 478-485.

38. Bousset K., and Diffley J.F.X. The cdc7 protein kinase is required for origin firing during S phase // Genes Dev. -1998. -V. 12. -No. 4. -P. 480-490.

39. Brieba L.G., and Ellenberger T. Hold tight (but not too tight) to get it right. Accurate bypass of an 8-oxoguanine lesion by DNA polymerase beta // Structure (Camb). -2003. -У. 11. -No. 1. -P. 1-2.

40. Budd M.E., and Campbell J.A. A yeast gene required for DNA replication encodes a protein with homology to DNA helicases // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1995. -V. 92. -P. 7642-7646.

41. Budd M.E., and Campbell J. A yeast replicative helicase, Dna2 helicase, interacts with yeast FEN1 nuclease in carrying out its essential function // Mol. Cell. Biol. -1997. -V. 17. -P. 2136-2142.

42. Budd M.E., Choe W.-C., and Campbell J. The nuclease activity of the yeast Dna2 protein, which is related to the RecB-like nucleases, is essential in vivo // J. Biol. Chem. -2000. -V. 275. -P. 16518-16529.

43. Bullock P.A., Tevosian S., Jones C., and Denis D. Mapping initiation sites for simian virus 40 DNA synthesis events in vitro // Mol. Cell. Biol. -1994. -V.14. -P. 5043-5055.

44. Burgers P.M. Eukaryotic DNA polymerases alpha and delta: conserved properties and interactions, from yeast to mammalian cells // Prog. Nucl. Acid Res. Mol. Biol. -1989. -V. 37. -P. 235-280.

45. Burgers P.M. Saccharomyces cerevisiae replication factor С. П. Formation and activity of complexes with the proliferating cell nuclear antigen and with DNA polymerases delta and epsilon // J. Biol. Chem. -1991. -V. 266. -P. 22698-22706.

46. Byrnes J.J. Differential inhibitors of DNA polymerases alpha and delta // Biochem. Biophys. Res. Commun. -1985. -У. 132. -P. 628-634.

47. Byrnes J.J., and Downey K.M. A new mammalian DNA polymerase with 3' to 5' exonuclease activity: DNA polymerase delta. Biochemistry. -1976. -V. 13. -P. 2817-2823.

48. Cabelof D.C., Raffoul J.J., Yanamadala S., Guo Z., and Heydari A.R. Induction of DNA polymerase beta-dependent base excision repair in response to oxidative stress in vivo // Carcinogenesis. -2002. -V.23. -No. 9. -P. 1419-1425.

49. Caldecott K.W., Tucker J.D., Stanker L.H., and Thompson L.H. Characterization of the XRCC1-DNA ligase III complex in vitro and its absence from mutant hamster cells // Nucleic Acids Res. -1995. -V. 23. -P. 4836-4843.

50. Cappelli E., Taylor R., Cevasco M, Abbondandolo A., Caldecott K., and Frosina G. Involvement of XRCC1 and DNA ligase П1 gene products in DNA base excision repair // J. Biol. Chem. -1997. -V. 272. -P. 23970-23975.

51. Carre D., Signoret J., Lefresne J., and David J.C. Enzymes involved in DNA replication in the axolotl. Analysis of the forms and activities of DNA polymerase and DNA ligase during development // Develop. Biol. -1981. -V. 87.-No. l.-P. 114-125.

52. Cary R.B., Peterson SR., Wang J., Bear D.G., Bradbury E.M., and Chen D.J. DNA looping by Ku and the DNA-dependent protein kinase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1997. -V. 94. -P. 4267-4272.

53. Celis J.E., and Madsen P. Increased nuclear cyclin/PCNA antigen staining of non S-phase transformed human amnion cells engaged in nucleotide excision DNA repair // FEBS Lett. -1986. -V. 209. -P. 277-283.

54. Chen J., Chen S., Saha P., and Dutta A. p2lCiP1/Wafl disrupts the recruitment of human Fenl by proliferating cell nuclear antigen into the DNA replication complex // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1996. -V. 93. -No. 21. -P. 1159711602.

55. Cheng S., Sancar A., and Hearst J.E. RecA-dependent incision of psoralen-crosslinked DNA by (A)BC excinuclease // Nucleic Acids Res. -1991. -V. 19. -P. 657-663.

56. Chuang L.S.-H., Ian H.-I., Koh T.-W., Ng H.-H., Xu G.,and Li B.F.L. Human DNA-(cytosine-5) methyltransferase-PCNA complex as a target for p21WAF1 // Science. -1997. -V. 277. -P. 1996-2000.

57. Chui G., and Linn S. Further characterization of HeLa DNA polymerase s // J. Biol. Chem. -1995. -V. 270. -No. 14. -P. 7799-7808.

58. Chyan Y.J., Strauss P.R., Wood T.G., and Wilson S.H. Identification of novel mRNA isoforms for human DNA polymerase beta // DNA Cell Biol. -1996. -V. 15. -No. 8. -P. 653-659.

59. Clark A.B., Valle F., Drotschmann K., Gary R.K., and Kunkel T.A. Functional interaction of proliferating cell nuclear antigen with MSH2-MSH6 and MSH2-MSH3 complexes // J. Biol. Chem. -2000. -V. 275. -P. 3649836501.

60. Claycomb W.C. DNA synthesis and DNA enzymes in terminally differentiating cardiac muscle cells // Exp. Cell Res. -1979. -V. 118. -No. 1. -P. 111-114.

61. Cocker J.H., Piatti S., Santocanale C., Nasmyth K., and Diffley J.F. An essential role for the Cdc6 protein in forming the pre-replicative complexes of budding yeast//Nature. -1996. -V. 379. -P. 180-182.

62. Cole R.S. Repair of DNA containing interstrand cross-links in Escherichia colt sequential excision and recombination // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1973.-V. 70.-P. 1064-1068.

63. Coleman T.R., Carpenter P.B., and Dunphy W.G. The Xenopus Cdc6 protein is essential fot the initiation of a single round of DNA replication in cell-free extracts // Cell. -1996. -V. 87. -P. 53-63.

64. Collins K.L., Russo A.A.R., Tseng B.Y., and Kelly T.J. The role of the 70 kDa subunit of human DNA polymerase a in DNA replication // EMBO J. -1993. -V. 12. -No. 12. -P. 4555-4566.

65. Copeland W.C. Expression, purification, and characterization of the two human primase dubunits and truncated complexes from Escherichia coli И Protein Expres. Purif. -1997. -V. 9. -P. 1-9.

66. Copeland W.C., and Wang T.S.-F. Enzymatic characterization of the individual mammalian primase subunits reveals a biphasic mechanism for initiation of DNA replication // J. Biol. Chem. -1993a. -V. 268. -P. 2617926189.

67. Copeland W.C., and Wang T.S.-F. Mutation analysis of the human DNA polymerase alpha. The most conserved region in alpha-like DNA polymerases is involved in metal-specific catalysis // J. Biol. Chem. -1993b. -V. 268. -P. 11028-11040.

68. Cotterill S., Chui G., and Lehman ER. DNA polymerade-primase from embryos of Drosophila melanogaster I I J. Biol. Chem. -1987. -V. 262. -No. 33. -P. 16105-16108.

69. Coverley D., Kenny M.K., Lane D.P., and Wood R.D. A role for the human single-stranded DNA binding protein HSSB/RPA in an early stage of nucleotide excision repair //Nucleic Acids Res. -1992. -V.20. -P. 3873-3880.

70. Coverley D., and Laskey R.A. Regulation of eukaryotic DNA replication // Annu. Rev. Biochem. -1994. -V. 63. -P. 745-776.

71. Critchlow S.E., and Jackson S.P. DNA end-joining: from yeast to man // Trends Biochem. Sci. -1998. -Y. 23. -P. 394-398.

72. Dardalhon M., and Averbeck D. Pulsed-field gel electrophoresis analysis of the repair of psoralen plus UVA induced DNA photoadducts in Saccharomyces cerevisiae //Mutat. Res. -1995. -V. 336. -P. 49-60.

73. Daube S.S., Tomer G., and Livneh Z. Translesion replication by DNA polymerase 5 depends on processivity accessory proteins and differs in specificity from DNA polymerase p // Biochemistry. -2000. -V. 39. -P. 348355.

74. Davey S.K., and Faust E.A. Murine DNA polymerase alpha-primase initiates RNA-primed DNA synthesis preferentially upstream of a 3'-CC(C/A)-5' motif//J. Biol. Chem. -1990. -V. 265. -P. 3611-3614.

75. Davis J.F.I., Almassy R.J., Hstomska Z., Ferre R.A., and Hostomsky Z. 2.3 A crystal structure of the catalytic domain of DNA polymerase P // Cell. -1994. -V. 76. -P.1123-1133.

76. Dawid I. Deoxyribonucleic acid in amphibian eggs // J. Mol. Biol. -1965. -V. 3. -P. 581-599.

77. DeMott M.S., Beyret E., Wong D., Bales B.C., Hwang J.T., Greenberg M.M., and Demple B. Covalent trapping of human DNA polymerase beta by the oxidative DNA lesion 2-deoxyribonolactone // J. Biol. Chem. -2002. -V. 277. -P. 7637-7640.

78. Deng G.R., and Wu R. Terminal transferase: use of the tailing of DNA and for in vitro mutagenesis // Methods Enzymol. -1983. -V. 100. -P. 96-116.

79. Dianov G., Price A., and Lindahl T. Generation of single-nucleotide repair patches following excision of uracil residues from DNA // Mol. Cell. Biol. -1992. -V. 12. -P. 1605-1612.

80. Dianova I.I., Bohr V.A., and Dianov G.L. Interaction of human ap endonuclease 1 with flap endonuclease 1 and proliferating cell nuclear antigen involved in long-patch base excision repair // Biochem. -2001. -V. 40. -No. 42. -P. 12639-12644.

81. Diffley J.F.X. Early events in eukaryotic DNA replication // Trends Cell Biol. -1992. -V. 2. -P. 298-303.

82. Diffley J.F.X., and Cocker J.H. Protein-DNA interactions at a yeast replication origin // Nature. -1992. -V. 357. -P. 169-172.

83. Diffley J.F., Cocker J.H., Dowell S.J., and Rowley A. Two steps in the assembly of complexes in yeast replication origins in vivo // Cell. -1994. -V. 78.-P. 303-316.

84. Dimitrova D.S., Prokhorova T.A., Blow J.J., Todorov I.T., and Gilbert D.M. Mammalian nuclei become licensed for DNA replication during late telophase //J. Cell Sci. -2002. -V. 115. -No. 1. -P. 51-59.

85. Dimitrova D.S., Todorov I.T., Melendy Т., and Gilbert D.M. Mem2, but not RPA, is a component of the mammalian early G1-phase prereplication complex // J. Cell Biol. -1999. -V. 146. -No. 4. -P. 709-722.

86. Dizdaroglu M. Oxidative damage to DNA in mammalian chromatin // Mutat. Res. -1992. -V. 275. -P. 331-342.

87. Dobashi Y., Kubota Y., Shuin Т., Torigoe S., Yao M., and Hosaka M. Polymorphisms in the human DNA polymerase beta gene // Human Genet. -1995. -V. 95. -No. 4. -P. 389-390.

88. Dogliotti E., Fortini P., Pascucci В., and Parlanti E. The mechanism of switching among multiple BER pathways // Prog. Nucleic Acid. Res. Mol. Biol. -2001. -V. 68. -P. 3-27.

89. Donahue B.A., Yin S., Taylor J.-S., Reines D., and Hanawalt P.C. Transcript cleavage by RNA polymerase П arrested by a cyclobutane pyrimidine dimer in the DNA template // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1994. -V. 91. -P. 85028506.

90. Donaldson A.D., Fangman W.L., and Brewer B.J. Cdc7 is required throughout the yeast S phase to activate replication origins // Genes Dev. -1998. -V. 12. -No. 4.-P. 491-501.

91. Donaldson R.W., and Gerner E.W. Phosphorylation of a high molecular weight DNA polymerase a // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1987. -V. 84. -No. 3. -P. 759-763.

92. Dutta A., and Bell S.P. Initiation of DNA replication in eukaryotic cells // Annu. Rev. Cell Dev. Biol. -1997. -V. 13. -P. 293-332.

93. Dutta A., and Stillman B. Cdcl family kinases phosphorylate a human cell DNA replication factor, RPA, and activate DNA replication // EMBO J. -1992. -V. 11. -No. 6. -P. 2189-2199.

94. Elsasser S., Chi Y., Yang P., and Campbell J.L. Phosphorylation controls timing of Cdc6p destruction: a biochemical analysis И Mol. Biol. Cell. -1999. -V. 10. -No. 10. -P. 3263-3277.

95. Fang W.H., and Modrich P. Human strand-specific mismatch repair occurs by a bidirectional mechanism similar to that of the bacterial reaction // J. Biol. Chem. -1993. -V. 268. -P. 11838-11844.

96. Fangman W.L., and Brewer B.J. A question of time: replication origins of eukaryotic chromosomes // Cell. -1992. -V. 71. -P. 363-366.

97. Fansler В., and Loeb L.A. Sea urchin nuclear DNA polymerase. II. Changing localization during early development // Exp. Cell Res. -1969. -V. 57. -P. 305310.

98. Ferguson B.M., Brewer B.J., Reynolds A.E., and Fangman W.L. A yeast origin of replication is activated late in S phase // Cell. -1991. -V. 65. -No. 3. -P. 507-515.

99. Ferguson B.M., and Fangman W.L. A position effect on the time of replication origin activation in yeast // Cell. 1992. -V. 68. -No. 2. -P. 333339.

100. Ferguson D.O., and Holloman W.K. Recombinational repair of gaps in DNA is asymmetric in Ustilago maydis and can be explained by a migrating D-loop model//Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1996. -V. 93. -P. 5419-5424.

101. Fiorentino D.F., and Crabtree G.R. Characterization of Saccharomyces cerevisiae dna2 mutants suggests a role for the helicase late in S-phase I I Mol. Biol. Cell. -1997. -V. 8. -P. 2519-2537.

102. Focher F., Gassmann M., Hafkemeyer P., Ferrari E., Spadari S., and Hubscher U. Calf thymus DNA polymerase delta independent of proliferating cell nuclear antigen (PCNA)//Nucl. Acids Res. -1989. -V. 17. -P. 1805-1821.

103. Foiani M., Liberi G., Lucchini G., and Plevani P. Cell cycle-dependent phosphorylation and dephosphorylation of the yeast DNA polymerase a-primase В subunit//Mol. Cell. Biol. -1995. -V. 15. -P. 883-891.

104. Foster D.N., and Gumey T.Jr. Nuclear location of mammalian DNA polymerase activities // J. Biol. Chem. -1976. -V. 251. -No.24. -P. 7893-7898.

105. Fox A.M., Breaux C.B., and Benbow R.M. Intracellular localization of DNA polymerase ativities within large oocytes of the frog, Xenopus laevis II Develop. Biol. -1980. -V. 80. -No. 1. -P. 79-95.

106. Friedman K.L., Brewer B.J., and Fangman W.L. Replication profile of Saccharomyces cerevisiae chromosome VI // Genes Cells. -1997. -V. 2. -No.ll.-P. 667-678.

107. Frosina G., Fortini P., Rossi O., Carrozzino F., Raspaglio G., Cox L.S., Lane D.P., Abbondandolo A., and Dogliotti E. Two pathways for base excision repair in mammalian cells // J. Biol. Chem. -1996. -V. 271. -No. 16. -P. 95739578.

108. Fukuda K., Morioka H., bnajou S., Ikeda S., Ohtsuka E., and Tsurimoto T. Structure-function relationship of the eukaiyotic DNA replication factor, proliferating nuclear antigen // J. Biol. Chem. -1995. -V. 270. -No. 38. -22527-22534.

109. Fuss J., and Linn S. Human DNA polymerase epsilon colocalizes with PCNA and DNA replication late, but not early in S phase // J. Biol. Chem. -2002. -V. 277. -P. 8658-8666.

110. Garcia-Diaz M., Bebenek K., Kimkel T.A., and Blanco L. Identidication of an intrinsic 5'-deoxyribose-5-phospdate lyase activity in human DNA polymerase L A possible role in base excision repair // J. Biol. Chem. -2001. -V. 276. -No. 37. -P. 34659-34663.

111. Gary R., Kim K., Cornelius H.L., Park M.S., and Matsumoto Y. Proliferating cell nuclear antigen facilitates excision in long-patch base excision repair // J. Biol. Chem. -1999. -V. 274. -No. 7. -P. 4354-4363.

112. Gaudette M.F., and Benbow R.M. Replication forks are underrepresented in chromosomal DNA of Xenopus laevis embryos // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1986. -V. 83. -No. 16. -P. 5953-5957.

113. Gomes X.V., and Burgers P.M.J. Two modes of FEN1 binding to PCNA regulated by DNA// EMBO J. -2000. -Y. 19. -P. 3811-3821.

114. Gopalakrishnan V., Simancek P., Houchens C., Snaith H.A., Frattini M.G., Sazer S., and Kelly T.J. Redundant control of rereplication in fission yeast // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -2001. -V. 98. -No 23. -P.13114-13119.

115. Gottlieb T.M., and Jackson S.P. The DNA-dependent protein kinase: requirement for DNA ends and association with Ku antigen // Cell. -1993. -V. 72.-P. 131-142.

116. Goulian M., Richards S.H., Heard C.J., and Bigsby B.M. Discontinuous DNA synthesis by purufied mammalian proteins // J. Biol. Chem. -1990. -V. 265. -P. 18461-18471.

117. Green C.M., Erdjumant-Bromage H., Tempest P., and Lowndes N.F. A novel Rad24 checkpoint protein complex closely related to replication factor С // Curr. Biol. -1999. -V. 10. -P. 39-42.

118. Grosse F., and Krauss G. The primase activity of DNA polymerase alpha from calf thymus // J. Biol. Chem. -1985. -V. 260. -P. 1881-1888.

119. Haber J.E. Partners and pathways: repairing a double-strand break // Trends Genet. -2000. -V. 16. -P. 259-264.

120. Нага K., Tydeman P., and Kirschner M. A cytoplasmic clock with the same period as the division cycle in Xenopus eggs // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1980. -V. 77. -No. 1. -P. 462-466.

121. Haracska L., Prakash S., and Prakash L. Yeast Revl protein is a G template-specific DNA polymerase // J. Biol. Chem. -2002. -V. 277. -P. 15546-15551.

122. Harrington J.J., and Lieber M.R. Functional domains within FEN-1 and Rad2 define a family of structure-specific endonucleases implications for nucleotide excision repair// Genes Dev. -1994a. -V. 8. -P. 1344-1355.

123. Harrington J.J., and Lieber M.R. The characterization of a mammalian DNA structure-specific endonuclease //EMBO J. -1994b. -V. 13. -P. 1235-1246.

124. Harrington C., and Perrino F.W. Initiation of RNA-primed DNA synthesis in vitro by DNA polymerase alpha-primase // Nucleic Acids Res. -1995. -V. 23. -P. 1003-1009.

125. Hasan S., El-Andaloussi N., Hardeland U., Hassa P.O., Burki C., hnhof R., Schar P., and Hottiger M.O. Acetylation regulates the DNA end-trimming activity of DNA polymerase beta // Mol. Cell. -2002. -V. 10. -No. 5. -P. 12131222.

126. Hasan S., Stucki M., Hassa P.O., Imhof R., Gehrig P., Hunziker P., Hubscher U., and Hottiger M.O. Regulation of human flap endonuclease-1 activity by acetylation through the transcriptional coactivator рЗОО // Mol. Cell. -2001. -V. 7. -P. 1221-1231.

127. Herbig U., Griffith J.W., and Fanning E. Mutation of cyclin/cdk phosphorylation sites in HsCdc6 disrupts a late step in initiation of DNA replication in human cells // Mol. Biol. Cell. -2000. -V. 11. -No. 12. -P. 4117-4130.

128. Herbig U., Marlar C.A., and Fanning E. The Cdc6 nucleotide-binding site regulates its activity in DNA replication in human cells // Mol. Biol. Cell. -1999. -V. 10. -No. 8. -P. 2631-2645.

129. Hindges R., and Hubscher U. DNA polymerase 8, an essential enzyme for DNA transactions //Biol. Chem. -1997. -V. 378. -P. 345-362.

130. Hingorani M.M., and Coman M.M. On the specificity of interaction between the S. cerevisiae clamp loader RFC and primed DNA templated during DNA replication // J. Biol. Chem. -2002. -V. 277. -P. 47213-47224.

131. Hobart P.M., and Infante A.A. A low molecular weight DNA polymerase p in the sea urchin Strongylocentrorus purpuratus U J. Biol. Chem. -1978. -V. 253. -No. 22. -P 8229-8238.

132. Holmes A.M., and Haber J.E. Double-strand break repair in yeast requires both leading and lagging strand DNA polymerases // Cell. -1999. -V. 96. -P. 415-424.

133. Homesley L., Lei M., Kawasaki Y., Sawyer S., Christensen Т., and Туе B.K. McmlO and the MCM2-7 complex interact to initiate DNA synthesis and to release replication factors from origins // Genes Dev. -2000. -V. 14. -No. 8. -P. 913-926.

134. Horton J.K., Baker A., Vande Berg B.J., Sobol R.W., and Wilson S.H. Involvement of DNA polymerase beta in protection against the cytotoxicity of oxidative DNA damage // DNA repair (Amst). -2002. -V. 1. -No. 4. -P. 317333.

135. Horton J.K., Prasad R., Hou E., and Wilson S.H. Protection against methylation-induced cytotoxicity by DNA polymerase beta-dependent long patch base excision repair // J. Biol. Chem. -2000. -V. 275. -No. 3. -P. 22112218.

136. Hoyt M.A. Eliminating all obstacles: regulated proteolysis in the eukaryotic cell cycle // Cell. -1997. -V. 91. -No. 2. -P. 149-151.

137. Hsi K.-L., Copeland W.C., and Wang T. S.-F. Human DNA polymerase a catalytic polypeptide binds ConA and RCA and contains a specific labile site in the N-terminus //Nucleic Acids Res. -1990. -У. 18. -No. 21. -P. 6231-6237.

138. Hsiao C.-L., and Carbon J. High-frequency transformation of yeast by plasmids containing the cloned ARG4 gene // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1979. -V. 76. -P. 3829-3833.

139. Hua X.Q.H., and Newport J. Identification of a preinitiation step in DNA replication that is independent of origin recognition complex and cdc6, but dependent on cdk2 // J. Cell Biol. -1998. -V. 140. -No. 2. -P. 271-281.

140. Hua X. H., Yan H., and Newport J. A role for Cdk2 kinase in negatively regulating DNA replication during S phase of the cell cycle // J. Cell Biol. -1997. -V. 137. -No. 1. -P. 183-192.

141. Huberman J.A. Prokaryotic and eukaryotic replicons // Cell. -1995. -V. 82. -P. 535-542.

142. Hubscher U., Kuenzle C.C., and Spadari S. Variation of DNA polymerase a, P and у during perinatal growth and differentiation // Nucleic Acids Res. -1977. -у. 4. -No. 8. -P. 2917-2929.

143. Hubscher U., Maga G., and Podust V.N. DNA replication accessory proteins // In: DNA replication in eukaryotic cells (M.L. DePamphelis, ed., New York: Cold Spring Harbor Laboratoiy Press) -1996. -P. 525-543.

144. Hubscher U., Maga G., and Spadari S. Eukaryotic DNA polymerases // Annu. Rev. Biochem. -2002. -V. 71. -P. 133-163.

145. Hubscher U., and Seo Y.-S. Replication of the lagging strand: a concert of at least 23 polypeptides // Mol. Cells. -2001. -V. 12. -No. 2. -P. 149-157.

146. Jackson S.P. Sensing and repairing DNA double-strand breaks // Carcinogenesis. -2002. -V. 23. -No. 5. -P. 687-696.

147. Jacob F., and Brenner S. Sur la regulation de la synthese du DNA chez les bacteries: l'hypothese du replicon // Сотр. Rend. Acad. Sci. -1963. -V. 256. -P. 298-300.

148. Jiang W., Wells N.J., and Hunter T. Multistep regulation of DNA replication by Cdk phosphorylation of HsCdc6 // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1999. -V. 96.-No.ll.-P. 6193-6198.

149. Johansson E., Majka J., and Burgers P.M. Structure of DNA polymerase 5 from S. cerevisiae // J. Biol. Chem. -2001. -V. 276. -P. 43824-43828.

150. Johnson R.E., Kowali G.K., Guzder S.N., Amin N.S., Holm. C., Habraken Y., Sung P., Prakash L., and Prakash S. Evidence for involvement of yeast proliferating cell nuclear antigen in DNA mismatch repair // J. Biol. Chem. -1996. -V. 271. -P. 27987-27990.

151. Johnson R.E., Prakash S., and Prakash L. Efficient bypass of a thymine-thymine dimer by yeast DNA polymerase, Pol r| // Science. -1999. -V. 283. -No. 5404. -P. 1001-1104.

152. Johnson R.E., Prakash S., and Prakash L. The human DINB1 gene encodes the DNA polymerase Pol 0 //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -2000. -V. 97. -No. 8. -P. 3838-3843.

153. Jonsson Z.O., Hindges R., and Hubsdher U. Regulation of DNA replication and repair proteins through interaction with the front side of proliferating cell nuclear antigen//EMBO J. -1998. -V. 17. -No. 8. -P. 2412-2425.

154. Jonsson Z.O., Podust V.N., Podust L.M., and Hubscher U. Tyrosine 114 is essential for the trimeric structure and the functional activities of human proliferating cell nuclear antigen // EMBO J. -1995. -V. 14. -P. 5745-5751.

155. Joyce C.M., and Steitz T.A. Function and structure relationships in DNA polymerases // Annu. Rev. Biochem. -1994. -V. 63. -P. 777-822.

156. Kaguni L.S., Rossignol J.M., Conaway R.C., Banks G.R., and Lehman I.R. Association of DNA primase with the J3/y subunits of DNA polymerase a from Drosophila melanogaster embryos // J. Biol. Chem. -1983. -V. 258. -No. 15. -P. 9037-9039.

157. Капааг R., Hoeijmakers J.H., and van Gent D.C. Molecular mechanisms of DNA double strand break repair // Trends Cell. Biol. -1998. -V. 8. -No. 12. -P. 483-489.

158. Kedar P.S., Kim S.J., Robertson A., Hou E., Prasad R., Horton J.K., Lewis M., and Wilson S.H. Direct interaction between mammalian DNA polymerase beta and proliferating cell nuclear antigen // J. Biol. Chem. -2002. -V. 277. -P. 31115-31123.

159. Kesti Т., Hannele F., and Syvaoja J.E. Molecular cloning of the catalytic subunit of human DNA polymerase epsilon // J. Biol. Chem. -1993. -V. 268. -P. 10238-10245.

160. Khare V., and Eckert K.A. The proofreading 3'-5'exonuclease activity of DNA polymerases: a kinetic barrier to transledion DNA synthesis // Mutat. Res. -2002. -V. 510. -No. 1-2. -P. 45-54.

161. Kitsberg D., Selig S., Keshet I., and Cedar H. Replication structure of the human p-globin gene domain // Nature. -1993. -V. 366. -P. 588-590.

162. Kleczkowska H.E., Marra G., Lettieri Т., and Jiricny J. hMSH3 and hMSH6 interact with PCNA and colocalize with it to replication foci // Genes Dev. -2001.-V. 15.-P. 724-736.

163. Klemm R.D., Austin R.J., and Bell S.P. Coordinate binding of ATP and origin DNA regulates the ATPase activity of the origin recognition complex // Cell. -1997.-V. 88.-P. 493-502.

164. Klemm R.D., and Bell S.P. ATP bound to the origin recognition complex is important for preRC formation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -2001. -V. 98. -No. 15.-P. 8361-8367.

165. Klungland A., and Lindahl T. Second pathway for completion of human DNA base excision-repair: reconstitution with purified proteins and requirement for DNase IV (FEN1) // EMBO J. -1997. -V. 16. -No. 11. -P. 3341-3348.

166. Kohn K.W. Beyond DNA cross-linking: history and prospects of DNA-targeted cancer treatment // Cancer Res. -1996. -V. 56. -P. 5533-5546.

167. Kolodner R. Biochemistry and genetics of eukaryotic mismatch repair // Genes Dev. -1996. -V. 10. -P. 1433-1442.

168. Romberg A., and Baker T.A. DNA replication. Second edition // New York: W.H. Freeman and Company. -1991.

169. Kornberg A., and Baker T. DNA replication // New York: W.H. Freeman and Company. -1992.

170. Krauss S.W., Mochly-Rosen D., Koshland D.E., and Linn S. Exposure of HeLa DNA polymerase a to protein kinase С affects its catalytic properties // J. Biol. Chem. -1987. -V. 262. -No. 8. -P. 3432-3435.

171. Kreitz S., Ritzi M., Baack M., and Knippers R. The human origin recognition complex protein 1 dissociates from chromatin during S phase in HeLa cells // J. Biol. Chem. -2001. -V. 276. -No. 9. -P. 6337-6342.

172. Krishna T.S.R., Fenyo D., Kong X.P., Gary S., Chait B.T., Burgers P., and Kuriyan J. Crystallization of proliferating cell nuclear antigen (PCNA) from Saccharomyces cerevisiae // J. Mol. Biol. -1994. -V. 241. -P. 254-268.

173. Kubota Y., Nash R., Klungland A., Schar P., Barnes D., and Linfahl T. Reconstitution of DNA base excision repair with purified human proteins: interaction between DNA polymerase p and the XRCC1 protein // EMBO J. -1996. -V. 15. -P. 6662-6670.

174. Kuchta R.D., Reid В., and Chang L.M.S. DNA primase. Processivity and the primase to polymerase a activity switch // J. Biol. Chem. -1990. -V. 265. No. 27. -P. 16158-16165.

175. Kukimoto I., Igaki H., and Kanda T. Human CDC45 protein binds to minichromosome maintenance 7 protein and the p70 subunit of DNA polymerase alpha//Eur. J. Biochem. -1999. -V. 265. -No. 3. -P. 936-943.

176. Y., Asahara H., Patel V.S., Zhou S., and Linn S. Purification, cDNA cloning, and Gene Mapping of the small subunit of human DNA polymerase s //J. Biol. Chem. -1997. -V. 272. -No 51. -P. 32337-32344.

177. C.-J., and DePamphilis M.L. Mammalian Orel protein is selectively released from chromatin and ubiquitinated during the S-to-M transition in the cell division cycle // Mol. Cell. Biol. -2002. -V. 22. -No. 1. -P. 105-116.

178. X., Li J., Harrington J., Lieber M.R., and Burgers P.M. Lagging strand DNA synthesis at the eukaryotic replication fork involved binding andstimulation of FEN-1 by proliferating cell nuclear antigen // J. Biol. Chem. -1995. -V. 270. -P.22109-22112.

179. J.J., and Herskowitz I. Isolation of ORC6, a component of the yeast origin recognition complex by a one-hybrid system // Science. -1993. -V. 262. -P. 1870-1874.

180. X., Tan C.K., Zhou J.Q., You M., Carastro L.M., Downey K.M., and So A.G. Direct interaction of proliferating cell nuclear antigen with the smallsubunit of DNA polymerase delta // J. Biol. Chem. -2002. -V. 277. -P. 2434024345.

181. Maga G., Frouin I., Spadari S., and Hubscher U. Replication protein A as a "fidelity clamp" for DNA polymerase a//J. Biol. Chem. -2001. -V. 276. -P. 18235-18242.

182. Maga G., and Hubscher U. DNA polymerase epsilon interacts with proliferating cell nuclear antigen in primer recognition and elongation // Biochemistry. -1995. -V. 34. -No. 3. -P. 891-901.

183. Maga G., Shevelev I., Ramadan K., Spadari S., and Hubscher U. DNA polymerase theta purified from human cells is a high-fidelity enzyme // J. Mol. Biol. -2002. -V. 319. -No. 2. -P. 359-369.

184. Maga G., Stucki M., Spadari S., and Hubscher U. DNA polymerase switching I: replication factor С displaces DNA polymerase a prior to PCNA loading // J. Mol. Biol. -2000. -V. 295. -P. 791-801.

185. Masutani C., Enomoto Т., Suzuki M., Hanaoka F., and Ui M. DNA primase stimulatory factor from mouse FM3A cells has an RNase H activity // J. Biol. Chem. -1990. -V. 265. -No. 18. -P. 10210-10216.

186. Matsumoto Y. Molecular mechanism of PCNA-dependent base excision repair // Prog. Nucleic Acids Res. Mol. Biol. -2001. -V. 68. -P. 129-138.

187. Matsumoto Y., and Kim K. Excision of deoxyribose phosphate residues by DNA polymerase p during DNA repair // Science. -1995. -V. 269. -P. 699702.

188. Matsumoto Y., Kim K., and Bogenhagen D.F. Proliferating cell nuclear antigen-dependent abasic site repair in Xenopus laevis oocytes an alternative pathway of base excision DNA repair // Mol. Cell. Biol. -1994. -V. 14. -P. 6187-6197.

189. Matsumoto Y., Kim K., Katz D.S., and Feng J.-A. Catalytic center of DNA polymerase p for excision of deoxyribose phosphate groups // Biochemistry. -1998. -V. 37. -No. 18. -P. 6456-6464.

190. McGarry T.J., and Kirschner M.W. Geminin, an inhibitor of DNA replication, is degraded during mitosis // Cell. -1998. -Y. 93. -No. 6. -P. 1043-1053.

191. Melle C., and Nasheuer H.P. Physical and functional interaction of the tumor suppressor protein p53 and DNA polymerase alpha-primase // Nucleic Acids Res. -2002. -V. 30. -No. 7. -P. 1493-1499.

192. Michael W.M., Ott R., Fanning E., and Newport J. Activation of the DNA replication checkpoint through RNA synthesis by primase // Science. -2000. -V. 289. -No. 5487. -P. 2133-2137.

193. Mikhailov V.S., and Gulyamov D.B. Changes in DNA polymerase a, P, у activities during early development of the teleost fish Misgurnus fossilis (loach) //Eur. J. Biochem. -1983. -V. 135. -P. 303-306.

194. Mizuno Т., Yamagishi K., Miyazawa H., and Hanaoka F. Molecular architecture of the mouse DNA polymerase alpha-primase complex // Mol. Cell. Biol. -1999. -V. 19. -No. 11. -P. 7886-7896.

195. Modrich P., and Lahue R. Mismatch repair in replication fidelity, genetic recombination, and cancer biology // Annu. Rev. Biochem. -1996. -V. 65. -P. 101-133.

196. Morrison A., Araki H., Clark A.B., Hamatake R.K., and Sugino A. A third essential DNA polymerase in S. cerevisiae II Cell. -1990. -V. 62. -P. 11431151.

197. Mozzherin D.Ju., Shibutani S., Tan C.-K., Downey K.M., and Fisher P.A. Proliferating cell nuclear antigen promotes DNA synthesis past template lesions by mammalian DNA polymerase 8 // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1997. -V. 94. -P. 6126-6131.

198. Mozzherin D.Ju., Tan C.-K., Downey K.M., and Fisher P.A. Architecture of the active DNA polymerase 8-proliferating cell nuclear antigen-template-primer complex // J. Biol. Chem. -1999. -V. 274. -No. 28. -P. 19862-19867.

199. Mullen G.P., Antuch W., Maciejewski M.W., Prasad R., and Wilson S.H. Insights into the mechanism of the beta-elimination catalyzed by N-terminal domain of DNA polymerase beta // Tetrahedron. -1997. -У. 53. -No. 35. -P. 12057-12066.

200. Naiki Т., Shimomura Т., Kondo Т., Matsumoto K., and Sugimoto K. Rfc5, in cooperation with Rad24 controls DNA damage checkpoint through the cell cycle in Saccharomyces cerevisiae // Mol. Cell. Biol. -2000. -V. 20. -P. 58885896.

201. Narayan S., Beard W.A., and Wilson S.H. DNA damage-induced transcriptional activation of a human DNA polymerase beta chimeric promoter: recruitment of preinitiation complex in vitro by ATF/CREB // Biochemistry. -1995. -V. 34. -No. 1. -P. 73-80.

202. Nasheuer H.-P., Moore A., Wahl A.F., and Wang T.S.-F. Cell cycle dependent phosphorylation of human DNA polymerase a// J. Biol. Chem. -1991. -V. 266. -P. 7893-7903.

203. Nasmyth K., and Nurse P. Cell division cycle mutants altered in DNA replication and mitosis in the fission yeast Schizosaccharomyces pombe H Mol. Gen. Genetics. -1981. -V. 182. -P. 119.

204. Navas T.A., Zhou Z., Elledge S.J. DNA polymerase epsilon links the DNA replication machinery to the S phase checkpoint // Cell. -1995. -V. 80. -P.29-39.

205. Nealon K., Nicholl I.D., and Kenny M.K. Characterization of the DNA polymerase requirement of human base excision repair // Nucleic Acids Res. -1996. -V. 24. -P. 3763-3770.

206. Nelson J.R., Lawrence C.W., and Hinkle D.C. Thymine-thymine dimer bypass by yeast DNA polymerase C, // Science. -1996a. -V. 272. -P. 16461649.

207. Nelson J.R., Lawrence C.W., and Hinkle D.C. Deoxycytidyl transferase activity of yeast Revl protein //Nature. -1996b. -V. 382. -P. 729-731.

208. Newlon C.S. Putting it all together: building a prereplicative complex I I Cell. -1997.-V. 91. -P. 717-720.

209. Nichols A.F., and Sancar A. Purification of PCNA as a nucleotide excision repair protein//Nucleic Acids Res. -1992. -V.20. -P. 3559-3564.

210. Nick McElhinny S.A., Snowden C.M., McCarville J., and Ramsden D.A. Ku recruits the XRCC4-ligase IV complex to DNA ends // Mol. Cell. Biol. -2000. -V. 20. -P. 2996-3003.

211. Nishida C., Reinhard P., and Linn S. DNA repair synthesis in human fibroblasts requires DNA polymerase 8 // J. Biol. Chem. -1988. -V. 263. -P. 501-510.

212. Nishitani H., Lygerou Z., Nishimoto Т., and Nurse P. The Cdtl protein is required to license DNA for replication in fission yeast it Nature. -2000. -V. 404. -P. 625-628.

213. Nougarede R., Dellaseta F., Zarzov P., and Schwob E. Hierarchy of S-phase-promoting factors: yeast Dbf4-Cdc7 kinase requires prior S-phase cyclin-dependent kinase activation // Mol. Cell. Biol. -2000. -V. 20. -No. 11. -P. 3795-3806.

214. Nowak R., Woszczynski M., and Sieelecki J.A. Changes in the DNA polymerase beta gene expression during development of lung, brain, and testis suggest an involvement of the enzyme in DNA recombination // Exp. Cell Res. -1990. -V. 191. -No. 1. -P. 51-56.

215. Oakley B.R., Kirsch D.R., and Morris N.R. A simplified ultrasensitive silver stain for detecting proteins in polyacrylamide gels // Anal. Biochem. -1980. -V. 105. -No. 2. -P. 361-366.

216. O'Farrell P.H. High resolution two-dimensional electrophoresis of proteins // J. Biol. Chem. -1975. -V. 250. -No. 10. -P. 4007-4021.

217. Okuno Y., McNairn A. J., den Elzen N., Pines J., and Gilbert D.M. Stability, chromatin association and functional activity of mammalian prereplication complex proteins during the cell cycle // EMBO J. -2001. -V. 20. -No. 15. -P. 4263-4277.

218. Ollis D., Brick P., Hamlin R., Xuong N.G., and Steitz T.A. Structure of the large fragment of E. coli DNA polymerase I complexed with dTMP I I Nature. -1985. -V. 313.-P. 762-766.

219. Otterlei M., Warbrick E., Nagelhus T.A., Haug Т., Slupphaug G., Akbari M., Aas P.A., Steinsbekk К., Bakke O., and Krokan H.E. Post-replicative base excision repair in replication foci // EMBO J. -1999. -V. 18. -P. 3834-3844.

220. Owens J.C., Detweiler C.S., and Li J.J. CDC45 is required in conjunction with CDC7/DBF4 to trigger the initiation of DNA replication // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1997. -V. 94. -No. 23. -P. 12521-12526.

221. Pan Z.-Q., Reardon J.T., Li L., Flores-Rozas H., Legerski R., Sancar A., and Hurwitz J. Inhibition of nucleotide excision repair by the cyclin-dependent kinase inhibitor p21 // J. Biol. Chem. -1995. -V. 270. -No. 37. -P. 2200822016.

222. Park H., Davis R., and Wang T.S.F. Stadies of Schizosaccharomyces pombe DNA polymerase a at different stages of the cell cycle //Nucleic Acids Res. -1995. -V. 23. -P. 4337-4344.

223. Park H., Francesconi S., and Wang T.S.-F. Cell cycle expression of two replicative DNA polymerases alpha and delta from Schizosaccharomyces pombe //Mol. Biol. Cell. -1993. -Y. 4. -P. 145-157.

224. Parlanti E., Fortini P., Macpherson P., Laval J., and Dogliotti E. Base excision repair of adenine/8-oxoguanine mispairs by an aphidicolin-sensitive DNA polymerase in human cell extracts // Oncogene. -2002. -V. 21. -No. 34. -P. 5204-5212.

225. Pascucci В., Stucki M., Jonsson Z.O., Dogliotti E., and Hubscher U. Long patch base excision repair with purified human proteins // J. Biol. Chem. -1999. -V. 274. -No. 47 -P. 33696-33702.

226. Pastink A., Eeken J.C., and Lohman P.H. Genomic integrity and the repair of double-strand DNA breaks //Mutat. Res. -2001. -V. 480-481. -P. 37-50.

227. Paunesku Т., Mittal S., Protic M., Oryhon J., Korolev S.V., Joachimiak A., and Woloschak G.E. Proliferating cell nuclear antigen (PCNA): ringmaster of the genome //Int. J. Radiat. Biol. -2001. -V. 77. -No. 10. -P. 1007-1021.

228. Peck V.M., Gerner E.W., and Cress A.E., Delta-type DNA polymerase characterized from Drosophila melanogaster embryos // Nucleic Acids Res. -1992. -V. 20. -No. 21. -P.5779-5784.

229. Pereverzeva I., Whitmire E., Khan В., and Coue M. Distinct phosphoisoforms of the Xenopus Mcm4 protein regulate the function of the Mem complex I I Mol. Cell. Biol. -2000. -V. 20. -No. 10. -P. 3667-3676.

230. Piersen C.E., Prasad R., Wilson S.H., and Lloid R.S. Evidence for an imino intermediate in the DNA polymerase beta deoxyribose phosphate excision reaction//J. Biol. Chem. -1996. -V. 271. -No. 30. -P. 17811-17815.

231. Plug A.W., Clairmont C.A., Sapi E., Ashley Т., and Sweasy J.B. Evidence for a role for DNA polymerase beta in mammalian meiosis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1997. -V. 94. -No. 4. -P. 1327-1331.

232. Podust V.N., Georgaki A., Strack В., and Hubscher U. Calf thymus RFC as an essential component for DNA polymerase delta and epsilon holoenzymes function // Nucl. Acids Res. -1992. -V. 20. -No. 16. -P. 4159-4165.

233. Podust L.M., Podust V.N., Floth C., and Hubscher U. Assembly of DNA polymerase delta and epsilon holoenzymes depends on the geometry of the DNA template // Nucl. Acids Res. -1994. -V. 22. -P. 2970-2975.

234. Podust V.N., Podust L.M., Goubin F., Ducommun В., and Hubscher U. Mechanism of inhibition of proliferating cell nuclear antigen-dependent DNA synthesis by cyclin-dependent kinase inhibitor p21 // Biochemistry. -1995. -V. 34. -P. 8869-8875.

235. Podust V.N., Tiwari N., Ott R., and Fanning E. Functional interactions among the sublimits of replication factor С potentiate and modulate its ATPase activity//J. Biol. Chem. -1998a. -V. 273. -No. 21. -P. 12935-12942.

236. Popanda O., and Thielmann H.W. The function of DNA polymerases in DNA repair synthesis of ultraviolet-irradiated human fibroblasts // Biochim. Biophys. Acta. -1992. -V.1129. -P.155-160.

237. Povirk L.F., Houlgrave C.W., and Han Y.-H. Neocarzinostatin-induced DNA base release accompanied by staggered oxidative cleavage of the complementary strand // J. Biol. Chem. -1988. -V. 263. -No. 36. -P. 1926319266.

238. Prasad R., Beard W.A., and Wilson S.H. Studies of gapped DNA substrate binding by mammalian DNA polymerade beta. Dependence on 5'-phosphate group // J. Biol. Chem. -1994. -V. 269. -P. 18096-18101.

239. Prelich G., Kotsura M., Marshak D.R., Mathews MB., and Stillman B. The cell cycle-regulated proliferating cell nuclear antigen is required for SV40 replication in vitro //Nature. -1987. -V. 326. -P. 471-475.

240. Qiu J., Qian Y., Chen V., Guan M.X., and Shen B. Human exonuclease 1 functionally complements its yeast homologues in DNA recombination, RNAprimer removal, and mutation avoidance // J. Biol. Chem. -1999. -V. 274. -P.17893-17900.

241. Quintana D.G., Hou Z.H., Thome K.C., Hendricks M., Saha P., and Dutta A. Identification of HsORC4, a member of the human origin of replication recognition complex // J. Biol. Chem. -1997. -V.272. -No. 45. -P. 2824728251.

242. Raghuraman M.K., Winzeler E.A., Collingwood D., Hunt S., Wodicka L., Conway A., Lockhart D.J., Davis R.W., Brewer B.J., and Fangman W.L. Replication dynamics of the yeast genome // Science. -2001. -V. 294. -No. 5540.-P. 115-121.

243. Ramadan K., Shevelev I.V., Maga G., and Hubscher U. DNA polymerase lambda from calf thymus preferentially replicates damaged DNA // J. Biol. Chem. -2002. -V. 277. -P. 18454-18458.

244. Ramsden D.A., and Gellert M. Ku protein stimulates Dna end joining by mammalian DNA ligases: a direct role for Ku in repair of DNA double-strand breaks // EMBO J. -1998. -V. 17. -P.609-614.

245. Ritzi M., and Knippers R. Initiation of genome replication: assembly and disassembly of replication-competent chromatin // Gene. -2000. -V. 245. -No. l.-P. 13-20.

246. Romanowski P., Madine M.A., Rowles A., Blow J.J., and Laskey R.A. The Xenopus origin recognition complex is essential for DNA replication and MCM binding to chromatin // Curr. Biol. -1996. -V. 6. -No. 11. -P. 14161425.

247. Rowles A., Tada S., and Blow J.J. Changes in association of the Xenopus origin recognition complex with chromatin on licensing of replication origins //J. Cell Sci.-1999.-V. 112.-No. 12.-P. 2011-2018.

248. Ruiz J.F., Dominguez O., Lain de Lera Т., Garcia-Diaz M., Bernad A., and Blanco L. DNA polymerase mu, a candidate hypermutase? // Philos. Trans. R. Soc. Lond. В Biol. Sci. -2001. -V. 356. -No. 1405. -P. 99-109.

249. Sakumi Т., and Sekiguchi Т. Structures and functions of DNA glycosilases // Mutat. Res. -1990. -V. 236. -P. 161-172.

250. Salazar I., Tarrago-Litvak L., Litvak S., and Gil L. Effect of benzo(a)pyren on DNA synthesis and DNA polymerase activity of rat liver nuclei // Biochem. Pharmacol. -1985. -V. 34. -No. 6. -P. 755-762.

251. Sancar A. Excision repair in mammalian cells // J. Biol. Chem. -1995. -V. 270. -No. 27. -P. 15915-15918.

252. Sancar A. DNA excision repair // Annu. Rev. Biochem. -1996. -V. 65. -P. 43-81.

253. Santocanale C., and Diffley J.F.X. ORC- and Cdc6-dependent complexes at active and inactive chromosomal replication origins in Saccharomyces cerevisiae // EMBO J. -1996. -V. 15. -P. 6671-6679.

254. Satoh M.S., and Lindahl T. Role of poly(ADP-ribose) formation in DNA repair // Nature. -1992. -V.356. -P. 356--358.

255. Satoh M.S., Poirier G.G., and Lindahl T. NAD+-dependent repair of damaged DNA by human cell extracts // J. Biol. Chem. -1993. -V. 268. -P. 5480-5487.

256. Sawaya M.R., Pelletier H., Kumar A., Wilson S.H., and Kraut J. Crystal strucrure of rat DNA polymerase J3: evidence for a common polymerase mechanism// Science. -1994. -V. 264. -P. 1930-1935.

257. Schneider A., Smith R.W.P., Kautz A.R., Weisshart K., Grosse F., and Nasheuer H.-P. Primase activity of human DNA polymerase a-primase. Divalent cations stabilize the enzyme activity of the p48 subunit // J. Cell Sci. -1998. -V. 273. -P. 21608-21615.

258. Schumacher S.B., Stucki M., and Hubscher U. The N-terminal region of DNA polymerase 5 catalytic subunit is necessary for holoenzyme function // Nucleic Acids Res. -2000. -V. 28. -No.2. -P. 620-625.

259. Sekelsky J.J., Burtis K.C., and Hawley R.S. Damage control: the pleiotropy of DNA repair Genes in Drosophila melanogaster // Genetics. -1998. -V. 148. -P. 1587-1598.

260. Seo Y.R., Fishel M.L., Amundson S., Kelley M.R., and Smith M.L. Implication of p53 in base excision DNA repair: in vivo evidence // Oncogene. 2002. -V. 21. -No. 5. -P. 731-737.

261. Slieaff R.J., and Kuchta R.D. Mechanism of calf thymus DNA primase: slow initiation, rapid polymerization, and intelligent termination // Biochemistry. -1993. -V. 32. -P. 3027-3037.

262. Slieaff R.J., and Kuchta R.D. Misincoporation of nucleotides by calf thymus DNA primase and elongation of primers containing multiple noncognate nucleotides by DNA polymerase a // J. Biol. Chem. -1994. -V. 269. -No. 30. -P. 19225-19231.

263. Shimomura Т., Ando S., Matsumoto K., and Sugimoto K. Functional and physical interaction between Rad24 and Rfc4 in yeast checkpoint pathways // Mol. Cell. Biol. -1998. -V. 18. -P. 5485-5491.

264. Shioda M., Nagano H., and Mano Y. Association of DNA polymerase a and P with rough endoplasmic reticulum in sea urchin eggs and changes in subcellular distribution during early embryogenesis // Eur. J. Biochem. -1980. -Y. 108. -P. 345-355.

265. Shioda M., Nagano H., and Mano Y. Transition of DNA polymerase a and endoplasmic reticulum during gastrulation of the sea urchin // Develop. Biol. -1982. -V. 91.-No. l.-P. 111-120.

266. Shivji M.K.K., Kenny M.K., and Wood R.D. Proliferating cell nuclear antigen is required for DNA excision repair // Cell. -1992. -V. 69. -P. 367-374.

267. Shivji M.K., Podust V.N., Hubscher U., and Wood R.D. Nucleotide excision repair DNA synthesis by DNA polymerase epsilon in the presence of PCNA, RFC, and RPA//Biochemistry. -1995. -V. 34. -No. 15. -P.5011-5017.

268. Siegal G., Turchi J.J., Myers T.W., and Bambara R.A. A 5' to 3' exonuclease functionally interacts with calf DNA polymerase в // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1992. -V. 89. -P. 9377-9381.

269. Singh J., Su L., and Snow E.T. Replication across O6 mehtylguanine by human DNA polymerase beta in vitro insights into the futile cytotoxic repair and mutagenesis of 06-methylguanine // J. Biol. Chem. -1996. -V. 271. -No. 45. -P. 28391-28398.

270. Singhal R.K., Prasad R., and Wilson S.H. DNA polymerase P conducts the gap-filling step in uracil-initiated base excision repair in a bovine testis nuclear extract // J. Biol. Chem. -1995. -V. 270. -P. 949-957.

271. Sinha N.K., Morris C.F., and Alberts B.M. Efficient in vitro replication of double-stranded DNA templates by a purified T4 bacteriophage replication system // J. Biol. Chem. -1980. -V. 255. -P. 4290-4293.

272. Sionov R.V., and Haupt Y. The cellular response to p53: the decision between life and death // Oncogene. -1999. -V. 18. -P. 6145-6157.

273. Sladek F.M., Munn M.M., Rupp. W.D., and Howard-Flanders P. In vitro repair of psoralen-DNA cross-links by RecA, UvrABC, and the 5'-exonuclease of DNA polymerase I // J.Biol. Chem. -1989. -V.264. -P. 67556765.

274. Smith G.C., and Jackson S.P. The DNA-dependent protein kinase // Genes Dev. -1999. -V. 13. -P. 916-934.

275. Smith R., and Nasheuer H. Control of complex formation of DNA polymerase alpha-primase and cell-free DNA replication by the C-terminal amino acids of the largest cubunitpl80//FEBS Lett. -2002. -V. 527. -No. 1-3. -P. 143-146.

276. So A.G., and Downey K.M. Mammalian DNA polymerases alpha and delta: current status in DNA replication // Biochemistry. -1988. -V. 27. -P. 45914595.

277. Sobol R.W., Horton J.K., Kuhn R., Gu H., Singhal R.K., Prasad R., Rajewsky K., and Wilson S.H. Requirement of mammalian DNA polymerase P in base excision repair //Nature. -1996. -V. 379. -P. 183-186.

278. Srivastava D.K., Evans R.K., Kumar A., Beard W.A., and Wilson S.H. dNTP binding site in rat DNA polymerase beta revealed by controlled proteolysis and azido photoprobe cross-linking // Biochemistry. -1996. -V.35. -No. 12. -P. 3728-3734.

279. Stillman B. Smart machines at the DNA replication fork // Cell. -1994. -V. 78. -P. 725-728.

280. Stinchcomb D.T., Struhl K., and Davis R.W. Isolation and characterisation of a yeast chromosomal replicator // Nature. -1979. -V. 282. -P. 39-43.

281. Sugimoto K., Sakamoto Y., Takahashi O., and Matsumoto K. HYS2, an essential gene required for DNA replication in Saccharomyces cerevisiae I I Nucl. Acids Res. -1995. -V. 23. -P. 3493-3500.

282. Suzuki R., Masaki S., Koiwai O., and Yoshida S. Characterization of DNA primase separated from DNA polymerase alpha-DNA primase complex of calf thymus //J. Biochem. -1986. -V. 99. -No. 6. -P. 1673-1679.

283. Sweasy J.B., and Yoon M.S. Characterization of DNA polymerase beta mutants with amino acid substitutions located in the C-terminal portion of the enzyme //Mol. Gen. Genet. -1995. -V. 248. -No. 2. -P. 217-224.

284. Syvaoja J., Suomensaari S., Nishida C., Goldsmith J.S., Chui G.S J., Jain S., and Linn S. DNA polymerases a, 8, and s: three distinct enzymes from HeLa cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1990. -V. 87. -P. 6664-6668.

285. Tada S., Li A., Maiorano D., Mechali M., and Blow J.J. Repression of origin assembly in metaphase depends on inhibition of RLF-B/Cdtl by geminin // Nat. Cell Biol. -2001. -V. 3. -No. 2. -P. 107-113.

286. Takemura M. Biochemical properties of the stimulatory activity of DNA polymerase alpha by the hyper-phosphorylated retinoblastoma protein // Biochim. Biophys. Acta. -2002. -V. 1571. -No. 2. -P. 151-156.

287. Tan C.K., Castillo C., So AG., and Downey K.M. An auxiliary protein for DNA polymerase delta from fetal calf thymus // J. Biol. Chem. -1986. -V. 261.-P. 12310-12316.

288. Thommes P., and Hubscher U. Eukaryotic DNA replication // Eur. J. Biochem. -1990. -V. 194. -P. 699-712.

289. Thompson H.C., Sheaff R.J., and Kuchta R.D. Interactions of calf thymus DNA polymerase alpha with primer/templates // Nucleic Acids Res. -1995. -V. 23.-P. 4109-4115.

290. Tinker R.L., Kassavetis G.A., and Geiduschek E.P. Detecting the ability of viral, bacterial and eukaryotic replication proteins to track along DNA // EMBO J. -1994. -V. 13. -P. 5330-5337.

291. Tom S., Henricksen L.A., and Bambara R.A. Mechanism whereby proliferating cell nuclear antigen stimulates flap endonuclease I // J. Biol. Chem. -2000. -V. 275. -No. 14. -P. 10498-10505.

292. Tom S., Henricksen L.A., Park M.S., and Bambara R.A. DNA ligase I and proliferating cell nuclear antigen form a functional complex // J. Biol. Chem. -2001. -V.276. -No. 27. -P. 24817-24825.

293. Tom S., Ranalli T.A., Podust V.N., and Bambara R.A. Regulatory roles of p21 and apurimc/apyrimidinic endonuclease 1 in base excision repair // J. Biol. Chem. -2001. -V. 276. -P. 48781-48789.

294. Tomkinson A.E., Chen L., Dong Z., Leppard J.B., Levin D.S., Mackey Z.B., and Motycka T.A. Completion of base excision repair by mammalian DNA ligases // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. -2001. -V. 68. -P. 151-164.

295. Toschi L., and Bravo R. Changes in cyclin/proliferating cell nuclear antigen distribution during DNA repair synthesis // J. Cell Biol. -1988. -V. 107. -P 1623-1628.

296. Trincao J., Johnson R.E., Escalante C.R., Prakash S., Prakash L., and Aggarwal A.K. Structure of the catalytic core of S. cerevisiae DNA polymerase eta: implications for translesion DNA synthesis // Mol. Cell. -2001. -V. 8. -No. 2. -P. 417-426.

297. Tseng B.Y., and Ahlem C.N. Mouse primase initiation sites in the orogon region of simian virus 40 // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1984. -V. 81. -No. 8. -P. 2342-2346.

298. Tsurimoto Т., Melendy Т., and Stillman B. Sequential initiation of lagging and leading strand synthesis by two different polymerase complexes at the SV40 DNA replication origin //Nature. -1990. -V. 346. -P. 534-539.

299. Туе В.К. MCM proteins in DNA replication // Annu. Rev. Biochem. -1999. -V. 68. -P. 649-686.

300. Туе B.K., and Sawyer S. The hexameric eukaryotic MCM helicase: building symmetry from nonidentical parts // J. Biol. Chem. -2000. -V. 275. -P. 34833-34836.

301. Uhlmann F., Cai J., Florez-Rozas H., Dean F.B., Finkeistein J., O'Donnel M., and Hurwitz J. In vitro reconstitution of human replication factor С from its five subunits // Biochemistry. -1996. -V. 93. -P. 6521-6526.

302. Umar A., Buermeyer A.B., Simon J.A., Thomas D.C., Clark A.B., Liskay R.M., and Kunkel T.A. Requirement for PCNA in DNA mismatch repair at a step preceding DNA resynthesis// Cell. -1996. -V. 87. -No. 1. -P. 65-73.

303. Vaisman A., and Woodgate R. Unique misinsertion specificity of pol iota may decrease the mutagenic potential of deaminated cytosines // EMBO J. -2001. -V. 20. -No. 22. -P. 6520-6529.

304. Van Dyck E., Stasiak A.Z., Stasiak A., and West S.C. Binding of double-strand breaks in DNA by human Rad52 protein // Nature. -1999. -V. 398. -No. 6729.-P. 728-731.

305. Van Houten В., Gamper H., Holbrook S.R., Hearst J.E., and Sancar A. Action mechanism of .ABC excision nuclease on a DNA substrate containing a psoralen crosslink at a defined position // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1986. -V. 83.-P. 8077-8081.

306. Vas A., Мок W., and Leatherwood J. Control of DNA rereplication via Cdc2 phosphorylation sites in the origin recognition complex // Mol. Cell. Biol. -2001. -V. 21. -No. 17. -P. 5767-5777.

307. Vashee S., Simancek P., Challberg M.D., and Kelly T.J. Assembly of the human origin recognition complex // J. Biol. Chem. -2001. -V. 276. -No. 28. -P. 26666-26673.

308. Voitenleitner С., Fanning E., and Nasheuer H.P. Phosphorylation of DNA polymerase alpha-primase by cyclin A-dependent kinases regulates initiation of DNA replication in vitro // Oncogene. -1997. -V.14. -No. 13. -P. 16111615.

309. Waga S., Bauer G., and Stillman B. Reconstitution of complete SV40 DNA replication with purified replication factors // J. Biol. Chem. -1994. -V. 269. -P. 10923-10934.

310. Waga S., Hannon G.J., Beach D., and Stillman B. The p21 inhibitor of cyclin-dependent kinases controls DNA replication by interaction with PCNA // Nature. -1994. -V. 369. -No. 6481. -P. 574-578.

311. Waga S., and Stillman B. The DNA replication fork in eukaryotic cells // Annu. Rev. Biochem. -1998. -V.67. -P. 721-751.

312. Walker J.R., Софта R.A., and Goldberg J. Structure of the Ku heterodimer bound to DNA and its implications for double-strand break repair // Nature. -2001.-V. 412.-P. 607-614.

313. Wang T.S.-F. Eukaryotic DNA polymerases // Annu. Rev. Biochem. -1991. -V. 60. -P. 513-552.

314. Wang T.S.-F. Cellular DNA polymerases // In: DNA replication in eukaryotic cells, edited by M.L. DePamphilis. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Plainview, N.Y. -1996. -P. 295-330.

315. Wang T.S.-F., and Banerjee S. Mutations in DNA polymerase beta occur in breast, prostate and colorectal tumors // Intern. J. Oncology. -1995. -V. 6. -No. 2. -P. 459-463.

316. Warbrick E., Lane D.P., Glover D.M., and Cox L.S. Нот ologous regions of Fenl and p21Cipl compete for binding to the same site on PCNA: a potential mechanism to co-ordinate DNA replication and repair // Oncogene. -1997. -V.14.-No. 19.-P. 2313-2321.

317. Webster R.P., and Bhattaeharya R.K. Activity of some nuclear enzymes associated with DNA repair following hepatocarcinogen administration to rats // J. Biochem. Toxicol. -1995. -V. 10. -No. 1. -P. 33-40.

318. Weinreich M., Liang C., Chen H.-H., and Stillman B. Binding of cyclin-dependent kinases to ORC and Cdc6p regulates the chromosome replication cycle // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -2001. -V. 98. -No. 20. -P. 1121111217.

319. Weinreich M., Liang C., and Stillman B. The Cdc6p nucleotide-binding motif is required for loading Mem proteins onto chromatin // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1999. -V. 96. -No. 2. -P. 441-446.

320. Weinreich M., and Stillman B. Cdc7p-Dbf4p kinase binds to chromatin during S phase and id regulated by both the APC and the RAD53 checkpoint pathway//EMBO J. -1999. -V. 18. -No. 19. -P. 5334-5346.

321. Werneburg B.G., Ahn J., Zhong X.J., Hondal R.J., Kraynov V.S., and Tsai M.D. DNA polymerase beta: pre-steady-state kinetic analysis and roles of arginine 283 in catalysis and fidelity // Biochemistry. -1996. -V. 35. -No. 22. -P. 7041-7050.

322. Wiebauer K., and Jiricny J. Mismatch-specific thymine DNA glycosylase and DNA polymerase p mediate the correction of G-T mispairs in nuclear extracts from human cells //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1990. -V. 87. -P. 5842-5845.

323. Wilson D.M. Ill, and Thompson L.H. Life without DNA repair // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1997. -V. 94. -No. 24. -P. 12754-12757.

324. Wohlschlegel J.A., Dwyer B.T., Dhar S.K., Cvetic C., Walter J.C., and Dutta A. Inhibition of eukaryotic DNA replication by geminin binding to Cdtl // Science. -2000. -V. 290. -No. 5500. -P. 2309-2312.

325. Wong S.W., Paborsky L.R., Fisher P.A., Wang T.S.-F., and Korn D. Structural and enzymological characterization of immunoaffimty-purified DNA polymerase alpha-primase from KB cells // J. Biol. Chem. -1986. -V. 261. -No. 17. -P. 7958-7968.

326. Wong S.W., Syvaoja J., Tan C.K., Downey K.M., So A.G., Linn S., and Wang T.S. DNA polymerases alpha and delta are immunologically and structurally distinct// J. Biol. Chem. -1989. -V. 264. -P. 5924-5928.

327. Wood R. DNA repair in eukaryotes // Annu. Rev. Biochem. -1996. -V. 65. -P. 135-167.

328. Wood R.D., and Shivji M.K.K. Which DNA polymerases are used for DNA-repair in eukaryotes? // Carcinogenesis. -1997. -V. 18. -No. 4. -P. 605-610.

329. Wu X., Li J., Li X., Hsieh C.L., Burgers P.M., and Lieber M.R. Processing of branched DNA intermediates by a complex of human FEN-1 and PCNA // Nucl. Acids Res. -1996. -V. 24. -No 11. -P. 2036-2043.

330. Yagura Т., Kozu Т., Seno Т., Saneyoshi M., Hiraga S., and Nagano H. Novel form of DNA polymerase a associated with DNA primase activity of vertebrates // J. Biol. Chem. -1983. -Y. 258. -No. 21. -P. 13070-13075.

331. Yamaguchi M., Hendrickson E.A., and DePamphilis M.L. DNA primase-DNA polymerase a from simian cells: sequence specificity of initiation sites on simian virus 40 DNA//Mol. Cell. Biol. -1985. -V. 5. -P. 1170-1183.

332. Yanow S.K., Lygerou Z., and Nurse P. Expression of Cdcl8/Cdc6 and Cdtl during G2 phase induces initiation of DNA replication // EMBO J. -2001. -V. 20. -No. 17. -P. 4648-4656.

333. Yoder B.L., and Burgers P.M. Saccharomyces cerevisiae replication factor C. Purification and characterization of its ATPase activity // J. Biol. Chem. -1991. -V. 266. -P. 22689-22697.

334. Yuan F., Zhang Y., Rajpal D.K., Wu X., Guo D., Wang M., Taylor J.-S., and Wang Z. Specificity of DNA lesion bypass by the yeast DNA polymerase r| // J. Biol. Chem. -2000. -V. 275. -No. 11. -P. 8233-8239.

335. Zeng X.R., Hao H., Jiang Y., and Lee M. Regulation of human DNA polymerase delta during cell cycle // J. Biol. Chem. -1994. -V. 269. -No. 39. -P. 24027-24033.

336. Zerbe L.K., and Kuchta R.D. The p58 subunit of human DNA primase is important for primer initiation, elongation, and counting // Biochemistry. -2002. -V. 41. -No. 15. -P. 4891-4900.

337. Zhang G., Gibbs E., Kelman Z., Odonnell M., and Hurwitz J. Studies on the interactions between human replication factor С and human proliferating cell nuclear antigen // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1999a. -V. 96. -No. 5. -P. 1869-1874.

338. Zhang P., Sun Y., Hsu H„ Zhang L., Zhang Y„ and Lee M.Y. The interdomain connector loop of human PCNA is involved in a direct interaction with human polymerase delta // J. Biol. Chem. -1998. -V. 273. -No. 2. -P. 713-719.

339. Zhang Y., Wu X., Guo D., Rechkoblit O., Taylor J.S., Geacintov N.E., and Wang Z. Lesion bypass activities of human DNA polymerase mu // J. Biol. Chem. -2002. -V. 277. -P. 44582-44587.

340. Zhang Y., Wu X., Yuan F., Xie Z., and Wang Z. Highly frequent frameshift DNA synthesis by human DNA polymerase \x 11 Mol. Cell. Biol. -2001. -V. 21. -No. 23. -P. 7995-8006.

341. Zhang Y., Yuan F., Wu X., Wang M., Rechkoblit O., Taylor J-S., Geacintov N.E., and Wang Z. Error-free and error-prone lesion bypass by human DNA polymerase к in vitro // Nucleic Acids Res. -2000. -V. 28. -No. 21. -P. 41384146.

342. Zhou J.Q., He H., Tan C.K., Downey K.M., and So A.G. The small subunit is required for functional interaction of DNA polimerase delta with the proliferating cell nuclear antigen // Nucleic Acids Res. -1997. -V. 25. -No. 6. -P. 1094-1099.

343. Zierler M.K., Marini N.J., Stowers D.J., and Benbow R.M. Stockpiling of DNA polymerases dining oogenesis and embryogenesis in the frog, Xenopus laevis // J. Biol. Chem. -1985. -V. 260. -No. 2. -P. 974-981.

344. Zlotkin Т., Kaufinann G., Jiang Y., Lee M.Y.W.T., Uitto L., Syvaoja J., Dornreiter I., Fanning E., and Nethanel T. DNA polymerase epsilon may be dispensible for SV40 but not cellular DNA teplication // EMBO J. -1996. -V. 15. -P. 2298-2305.

345. Zou L., and Stillman B. Formation of a preinitiation complex by S-phase cyclin CDK-dependent loading of Cdc45p onto chromatin // Science. -1998. -V. 280. -No. 5363. -P. 593-596.

346. Zou L., and Stillman B. Assembly of a complex containing Cdc45p, replication protein A, and Mcm2p at replication origins controlled by S-phase cyclin-dependent kinases and Cdc7p-Dbf4p kinase // Mol. Cell. Biol. -2000. -V. 20. -No. 9. -P. 3086-3096.

347. Zuo S., Beimudez V., Zhang G., Kelman Z., and Hurwitz J. Structure and activity associated with multiple forms of Schizosaccharomyced pombe DNA polymerase delta//J. Biol. Chem. -2000. -V. 275. -No. 7. -P. 5153-5162.

348. Zuo S., Gibbs E., Kelman Z., Wang T.S., O'Donnell M., MacNeill S.A., and Hurwitz J. DNA polymerase delta isolated from Schizosaccharomyces pombe contains five subunits I J Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1997. -V. 94. -No.21. -P. 11244-11249.