Динамика активности изоферментов лактатдегидрогеназы, малатдегидрогеназы и α-глицерофосфатдегидрогеназы в процессе адаптаций рыб к различным факторам окружающей среды

Мещерякова, Ольга Владимировна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Динамика активности изоферментов лактатдегидрогеназы, малатдегидрогеназы и α-глицерофосфатдегидрогеназы в процессе адаптаций рыб к различным факторам окружающей среды
ВАК РФ 03.00.04, Биохимия

Автореферат диссертации по теме "Динамика активности изоферментов лактатдегидрогеназы, малатдегидрогеназы и α-глицерофосфатдегидрогеназы в процессе адаптаций рыб к различным факторам окружающей среды"

На правах рукописи

Мещерякова Ольга Владимировна

ДИНАМИКА АКТИВНОСТИ ИЗОФЕРМЕНТОВ ЛАКТАТДЕГИДРОГЕНАЗЫ, МАЛАТДЕГИДРОГЕНАЗЫ И а-ГЛИЦЕРОФОСФАТДЕГИДРОГЕНАЗЫ В ПРОЦЕССЕ АДАПТАЦИИ РЫБ К РАЗЛИЧНЫМ ФАКТОРАМ ОКРУЖАЮЩЕЙ СРЕДЫ

Специальность 03.00.04 - биохимия

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Петрозаводск - 2004

Работа выполнена в лаборатории экологической биохимии Института биологии Карельского научного центра Российской Академии Наук

Научный руководитель:

доктор биологических наук, профессор Немова Нина Николаевна

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук, профессор Озернюк Николай Дмитриевич

Ведущее учреждение:

кандидат биологических наук, доцент Судакова Надежда Михайловна

Институт биохимии им. А.Н. Баха РАН

Защита состоится " апреля 2004 года в часов на заседании диссертационного совета КМ 212.087.01 при Карельском Государственном педагогическом университете по адресу: 185035 Республика Карелия, г. Петрозаводск, ул. Пушкинская, 17, ауд. 113 главного корпуса.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Карельского государственного педагогического университета.

Автореферат разослан

Ученый секретарь Диссертационного совета

Малкиель А.И.

Актуальность темы. Одной из актуальных проблем современной биологии является вопрос о механизмах адаптации организмов к постоянно изменяющимся условиям среды. Основная роль в поддержании постоянства уровня метаболизма при влиянии различных факторов среды на организм отводиться ферментам. Многие, ключевые и регуляторные ферменты представлены в клетке виде изоферментных систем. Присутствие в клетке изоферментов; различающихся по структурным, физико-химическим и кинетическим свойствам, клеточной компартментализации, а также ткане- и видоспецифичности наряду с другими механизмами, обеспечивает быструю и тонкую регуляцию клеточного метаболизма в условиях приспособления организма к постоянным изменениям внешней среды (Market, 1968; Ньюсхолм, Старт, 1977; Хо-чачка Сомеро, 1988). Особенности распределения и активности изоферментов в различных органах и тканях организма обусловлены характером и направленностью обменных процессов в данном органе, его функцией, а также физиологическим состоянием организма. Исследуемые нами изоферментные системы лактатдегидрогеназы (ЛДГ), малатдегидрогеназы (МДГ) и а-глице-рофосфатдегидрогеназы (а-ГФДГ) катализируют реакции дегидрирования в углеводном обмене и регулируют уровень окислительно-восстановительного потенциала клетки — важнейшего фактора клеточного гомеостаза (Мецлер, 1981). Изоферменты ЛДГ осуществляют взаимопревращения лактата и пиру-вата, участвуя либо в завершении гликолиза с образованием лактата, либо в окислении лактата в пируват, который поступает в цикл трикарбоновых кислот или в глюконеогенез - путь синтеза глюкозы. Изоферменты МДГ и о> ГФДГ, конкурируя с ЛДГ за цитоплазматический НАДН (Guppy, Ho-chachka,1978), участвуют в челночных механизмах переноса восстановительных эквивалентов между цитоплазмой и митохондриями клетки. Кроме этого, МДГ участвует цикле трикарбоновых кислот (только митохондриальные изоферменты) и в одной из реакций глюконеогенеза. Важная роль а-ГФДГ состоит также в обеспечении глицерофосфатом процессов биосинтеза триа-цилглицеридов (Harmon, Sheridan, 1992).

У рыб наблюдается большое разнообразие изоферментов, что связано, прежде всего, с различными условиями их существования и принадлежностью к группе эктотермных животных. Тетраплоидные виды рыб, в связи с их происхождением, имеют еще большее количество изоферментов ЛДГ МДГ и а-ГФДГ (Massaro, Market 1968, Bailey, Wilson, 1969; Слынько, 1976; Henry, Ferguson, 1986; Stahl, Ryman, 1982). Очень широко освещен в литературе вопрос о количестве, распределении и свойствах изоферментов ЛДГ у рыб (Market, Holmes 1969; Shukoliukov et al., 1976; Stoika et al., 1978; Rehse, Davidson 1986 и многие др.). Менее изучены изоферменты МДГ (Starzyk, Merritt, 1980; De Luca, 1983; Walton, 1985; Tripathi, 1993 Lin et al 2002:.Merrit, Quattro, 2003)и а-ГФДГ (Basaglia, Cucchi, 1995; Basaglig 2000

Не смотря на то, что имеется большое количество работ, касающихся структурных и функциональных свойств изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ, а также работ по изучению влияния на них темпера1уры, особенно для ЛДГ (Клячко, Озернюк, 1991,1995, 1998; Klyachko, Ozernyuk, 1994,1998; Fields, Somero, 1998; Fields et al., 2001; Sharpe et al., 2000), некоторые аспекты этого вопроса, такие как: дифференциальная роль отдельных изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ в адаптациях рыб к загрязнению окружающей среды или изучение комплексного воздействия факторов на изоферменты остаются еще слабо изученными. Недостаточно исследованным остается также вопрос о дифференциальной роли изоферментов в регуляции метаболизма при заболеваниях рыб.

Исходя из выше изложенного, представлялось интересным исследовать роль изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ некоторых видов рыб в эколого-биохимических адаптациях к различным факторам окружающей среды. Для более глубокого понимания роли этих ферментов в регуляции метаболизма при различных воздействиях было необходимо дополнительно проанализировать активность некоторых других ферментов углеводного обмена (альдола-зы, цитохром с оксидазы, глюкозо-6-фосфатдегидрогеназы), а использованный при этом метод корреляционного анализа, позволил оценить взаимосвязь отдельных метаболических путей.

Цели и задачи исследования. Целью настоящей работы является изучение изменений в активности изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ при адаптациях рыб к различным факторам окружающей среды.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

1. Проанализировать распределение изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ в различных органах рыб, отличающихся экологией и эволюционным положением.

2. Исследовать различия в активности и изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ, а также некоторых других ферментов углеводного обмена у окуней с различным уровнем накопления ртути в мышцах и обитающих в озерах с различной кислотностью (рН) и цветностью (гумифици-рованностью).

3. Исследовать влияние загрязнения водной среды техногенными отходами горно-обогатительного производства на активность изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ и других ферментов углеводного обмена у плотвы.

4. Изучить изменения в активности изоферментов ЛДГ, МДГ и других ферментов углеводного обмена в органах молоди семги при заболевании некрозом плавников.

Научная новизна. Получены-новые данные, дополняющие существующую информацию р ткане- и видоспецифичности изоферментов ЛДГ, МДГ и а-

ГФДГ у пресноводных рыб. Впервые изучено влияние накопления ртути в мышцах рыб и сопутствующих этому процессу факторов среды (кислотность и гумифицированность водоема) комплекса факторов водной среды (рН, содержание гуминовых кислот и количества ртути в мышцах) на активность изоферментов исследуемых дегидрогеиаз. Впервые получены результаты о влиянии загрязненности техногенными отходами горнообогатительного производства на углеводный обмен в органах плотвы. Впервые получены данные об изменении активности исследуемых ферментов и других ферментов углеводного обмена в органах лосося при заболевании некрозом плавников. Практическое значение работы. Полученные результаты и сделанные на их основании выводы расширяют представления о дифференциальной роли изо-фермснтных систем ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ в биохимических адаптациях рыб к различным факторам окружающей среды. Анализ результатов по изучению влияния факторов среды, в том числе и антропогенных, на исследуемые ферменты свидетельствует о возможности использования их в оценке физиологического состояния рыб и для решения задач эколого-биохимического мониторинга водоемов. Полученные данные о роли исследованных ферментов в регуляции метаболизма при развитии заболевания плавниковым некрозом у рыб могут быть использованы для ранней диагностики и профилактики заболеваний у искусственно разводимых ценных видов рыб. Материалы диссертации используются в лекционных курсах «Экологическая биохимия» и «Введение в энзимологию» для студентов Петр ГУ и КГПУ. Апробация работы. Основные результаты диссертации доложены на международных и всероссийских конференциях в период с 1999 по 2003 г. Публикации. По теме диссертации опубликовано 13 печатных работ, из которых 2 статьи и 11 тезисов докладов и 2 статьи приняты к печати. Структура и объем работы. Работа состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, результатов и их обсуждения, заключения и выводов. Диссертационная работа изложена на 149 страницах машинописного текста, содержит 9 таблиц, 22 рисунка. Список цитируемой литературы включает 252 названия из них 72 отечественных.

Благодарности, Автор выражает искреннюю благодарность сотруднику лаборатории экологической биохимии Института биологии Карельского научного центра РАН. А.И. Груздеву за помощь в работе и ценные рекомендации, а также всем коллегам за постоянную поддержку.

СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ

Литературный обзор

В главе отражены современные представления о структуре, свойствах и роли изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ у рыб. Рассмотрены особенности метаболизма некоторых органов рыб, качественный, количественный состав гооферментов, их активность. Обобщены уже имеющиеся в литературе данные о роли изоферментов исследуемых дегидрогеназ в регуляции метаболизма при биохимических адаптациях рыб к различным факторам окружающей среды (температуре, антропогенным воздействиям и др.)

Материалы и методы исследования

Материалом для исследования служили следующие виды рыб: окунь Percafluviatilis L., плотва Rutilus rutilus L. и лещ Abramis brama L. отловленные в озерах Республики Карелия и лососевые виды рыб: радужная форель Salmo gairdneri R. и атлантический лосось (семга) Salmo salar L., взятые с рыбоводных заводов. Рыбу замораживали и хранили при -30°С не более 10 дней. В органах этих рыб, главным образом в печени, белых скелетных мышцах жабрах и почках определяли активность изоферментов: ЛДГ (КФ 1.1.1.27), МДГ (КФ 1.1.1.37), а-ГФДГ (КФ 1.1.1.8). Некоторые исследования проводили в комплексе с другими ферментами углеводного обмена: цито-хром с оксидазой (ЦО) (КФ 1.9.3.1), альдолазой (КФ 4.1.2.13) и глюкозо-6-фосфатдегидрогеназой (Г-6-ФДГ) (КФ 1.1.1.49).

Гомогенизацию органов рыб осуществляли в 0.01 М трис-HCl буферном растворе (рН 7.5), содержащем 40% сахарозы и 0.1% тритона Х-100. Выделение митохондрий проводили в специальной среде, содержащей 0,25 М раствор сахарозы приготовленного на 0,01М трис-HCl буфере (рН 7.4) с добавлением 0.001 М ЭДТА и 0,002 М гепарина общепринятым методом дифференциального центрифугирования, с некоторыми модификациями (Груздев, 1981). Экстракцию митохондриальных ферментов проводили двухкратным объемом 0,01 М трис-HCl буфера с рН 7.4, содержащим 0,1 % тритона Х-100.

Изоферменты ЛДГ и а-ГФДГ окуня, а также изоферменты а-ГФДГ плотвы разделяли в 6% полиакриламидных цилиндрических гелях с применением комбинированной трис-глициновой буферной системы (рН 8.3) по Davis (Maypep, 1971), изоферменты МДГ окуня и плотвы - в однородной трис-цитратной буферной системе (рН 8.6), а изоферменты ЛДГ плотвы и изоферменты ЛДГ и МДГ лососевых рыб - в таких же гелях в комбинированной имидазол-вероналовой буферной системе (рН 7.8), (Маурер, 1971). Активность изоферментов определяли методом денситометрии окрашенных зон (Груздев, 1993).

Общую активность ферментов ЛДГ, МДГ, а-ГФДГ и Г-6-ФДГ определяли по общепринятым методикам (Кочетов, 1980). Активность ЦО определяли по методике Smith (Smith, 1955), при этом цитохром с восстанавливали двукратным по массе количеством аскорбиновой кислоты в 0.02 М фосфатном буферном растворе (рН 7.0) в течение 2 часов и затем на колонке с сефадек-сом G-25 выделяли в восстановленной форме свободным от избытка восстановителя. Активность альдолазы определяли по методу Beck в модификации Ананьева и Обуховой (Колб, Камышников, 1976). Количество экстрагированного из тканей белка находили по методике Bradford (Bradford, 1976).

Для изучения кинетических свойств и влияния на них разных температур изоферменты ЛДГ предварительно разделяли методом препаративного электрофореза в однородной 0,02 М трис-глициновой системе (рН 8.9), выделяли каждый в отдельности, отчищали на колонке с сефадексом G-25, и спек-трофотометрически определяли максимальную скорость (V) реакции лак-тат—>пируват и константу Михаэлис-Ментен (Км) для лактата (рН 9.5) по методу Э. Корниш-Боудена (Корниш-Боуден, 1979).

Различия в активности ферментов и изоферментов оценивали по критерию Г Стьюдента. Различия считали достоверными при р<0,05. Метаболическую сопряженность путей энергообмена приближенно оценивали по степени корреляции активности ферментов, функционирующих в этих путях. Коэффициенты корреляции между сравниваемыми показателями определяли по Пирсону и Спирмигу (Лакин, 1973).

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

Глава 1. Распределение изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ в органах окуня, плотвы и радужной форели

На первом этапе работы нами было исследовано распределение изофер-ментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ в различных органах и тканях исследуемых видов рыб. Идентификацию изоферментов проводили на основании уже известных литературных данных о распределении изоферментов исследуемых де-гидрогеназ в тканях рыб и особенностях метаболизма различных органов и тканей рыб.

Было обнаружено, что ЛДГ в белых скелетных мышцах и жабрах окуня представлена 3 изоферментами, условно обозначенными нами как: А4, А2В2 и В4 (относительная электрофоретическая подвижность (Rf) соответственно при движении от анода к катоду равна 0,57; 0,68 и 0.8 (рис. 1)). В печени обнаруживается дополнительный изофермент D4 (0,17), который является тка-не- и видоспецифичным для окуневых рыб (Leibel, Peairs, 1990). При изучении спектра ЛДГ плотвы было выявлено пять изоферментов во всех исследованных тканях: А4 (0,37) А3В (0,48), А2В2 (0,58) АВ3 (0,69) и В4 (0,81) (рис. 1),

что согласуется с литературными данными, полученными для карповых рыб (Brassington, Ferguson, 1976). Многочисленные изоферменты ЛДГ радужной форели состоят из нескольких типов субъединиц А1, А", В', В", кроме этого в печени присутствуют еще специфические субъединицы D' и D" (таблЛ.). Субъединицы образуют группы по пять изоферментов и различного рода ге-тероизоферменты с набором субъедиииц различного типа.

Рис. 1. Энзимограммы распределения изоферментов ЛДГ и МДГ в мышцах, печени и жабрах окуня и плотвы и изоферментов а-ГФДГ в печени плотвы

Таблица 1

Активность изофермектов и общая активность ЛДГ в органах радужной форели

Шофермснты ЛДГ Rf Относительная активность изоферментов ("Л от обшей активности ЛДГ в органах)

Бел. мышцы Печень Жабры

Л', 0,10 - - -

ASA" 0,16 1,1 - -

А'2А"2 0,22 15 - -

А'А", 0,28 35.5 - -

А\ 0,33 40 - -

X 0,37 - - -

X 0,42 2,5 -

X 0,45 - - -

X 0,50 • - -

в\ 0,60 4 - 12

BSB" 0,64 1,2 - 15

B'jB", 0,68 0,5 4 12

В'В", 0,72 1,1 16 11

B\+D', 0,76 - 60 22

DSD" 0,79 - 14 14,5

D'2D"2 0,82 - 5,2 7,3

D'D"i 0,86 - 0,8 3

D\ 0,91 - - 2

Общая активность ЛДГ (ммоль субстрата/мин/г) 53,2 ±2,1 18,6 ±0,4 16,7 ±0 а

Примечание: знаком «х» обозначены неидснтифицированные гетероизоферменты.

Цитоплазматическая МДГ в исследованных органах окуня представлена в виде 4 изоферментов: А2 (0,60), АВ (0,68), ВА (0,73) и В2 (0,8) (рис. 1), что согласуется с литературными данными по изучению окуневых рыб (Clayton, Tretiak, 1971). Изоферменты АВ и ВА (по нашим обозначениям) предположительно отличаются на уровне четвертичной структуры. У плотвы цитоплазматическая МДГ белых мышц, печени и жабер представлена тремя изофор-мами А2 (0,55), АВ (0,66) и В2 (0,82), как это показано ранее для карповых рыб (Starzyk, Merrit, 1980). Была обнаружена также митохондриальная МДГ плотвы, представленная в мышцах и жабрах одним изоферментом, обозначенным нами как Mi (0,37), а в печени тремя, Мь М2 и Мз с Rfсоответственно 0,37; 0,43 и 0,49 (рис. 1). У радужной форели (гетерозигота по локусу В) обнаружено шесть изоферментов МДГ, представленные субъединицами типа: А, В' и В". Идентификацию изоферментов МДГ лососевых рыб проводили на основании литературных данных Бэйли с соавт. (Bailey, 1969). В связи с тем, что МДГ тэтраплондных видов рыб изучена очень ограниченно, у форели нами были исследованы не только белые мышцы, печень и жабры, но также красные мышцы, сердце, почки, гонады (V стадия зрелости гонад) (табл. 2).

Таблица 2

Активность изоферментов и общая активность МДГ в тканях и органах радужной форели (Ц — цитоплазматическая и М - митохондриальная фракции)

Изо- лдг Rf Активность изоферментов

Бел. мыш. Кр. мыш. Серд.мыш. Печень Почки Гонады

ц 1 М Ц 1 м Ц | М ц 1 м Ц 1 м ц 1 М

Относительная активность изоферментов во фракциях (%)

а2 0,25 1 0,1 5 0,5 15 3 28 12 22 0,3 21 5

AB' 0,31 7 0,4 20 1 20 3 14 9,5 23 0,6 13 4

АВ'ЧВ'з 0,37 13 0,4 24 1 22 2 12 8 24 0,4 21 2

В'В" 0,42 16 1 22 1 15 1 4 4 .16 0,3 5 1,6

В"2 0,50 60 1 24 2 17 2 3 3 13 0,2 21 3

X 0,75 0,6

X 0,83 0,6

X 0,9 - - - - - - - - - - - 0,9

Суммарная относительная активность изоферментов во фракциях (%)

| 97 | 3 1 95 | 5 | 89 | 11 | 62 | 37 | 98 | 2 | 82 | 18

Общая активность фермента в органах (ммоль субстрата/мян/г), Mim __

| 10,2±0,4 | 13,0±0,3 | 14,4±0,6 | 24,0±0,9 | 21,9+0,8 | 6,1 ±0,1

Примечание: знаком «х» обозначены неидентифицированные изофсрменты.

Важным результатом наших исследований было обнаружение в гонадах самцов форели (V ст. зр.) дополнительной изоферментной система МДГ, представленной тремя изоформами с Rf=0,75; 0,83 и 0,9 (табл. 2). Она обнаруживается только в митохондриальной фракции и в других исследованных органах и в гонадах самок не найдена. Следует отметить, что данная изофер-ментная система митохондриальной МДГ обнаруживается только на последних стадиях зрелости гонад, поэтому мы предполагаем, что она выполняет определенную специфическую функцию в процессе синтеза АТФ в спермато-цитах и этим способствует нормальному протеканию процессов сперматогенеза и оплодотворения, требующими, как известно, большого количества энергии. Наши предположения согласуются с данными литературы о существовании специфического изофермента лактатдегидрогеназы, обнаруженном преимущественно в митохондриальной фракции спермы и семенниках многих млекопитающих и в тестикулах у птиц (Baldwin, 1973; Vancov, 1977; Burkhart, 1982; Leibel, Peairs, 1990).

В тканях окуня обнаруживается только один изофермент а-ГФДГ. У плотвы в мышцах и жабрах фермент представлен одной изоформой, а в печени — пятью изоформами (рис.1), обозначенными нами как а-ГФДГ -3, -4 и-5 (Rf соответственно: 0,42; 0,49; 0,58; 0,63; 0,7). Этот факт, однако, не согласуется с данными о димерной структурой этого фермента (Basaglia, Cucchi, 1995). На основании полученных нами достоверных зна-

чений коэффициентов корреляции с цитохромоксидазой, МДГ и ЛДГ мышц и печени плотвы, с большой степенью вероятности можно предположить, что все пять изоферментов дифференцированы по направлению катализируемой ими реакции. Активность и распределение изоферментов а-ГФДГ радужной форели нами не изучалось в виду большого количества изоформ и невозможностью их идентификации, в связи с не изученностью этого фермента у лососевых рыб.

Глава2. Исследование активности изоферментов ЛДГ, МДГ, а-ГФДГ и некоторых других ферментов углеводного обмена в органах окуней с различным уровнем накопления ртути в мышцах и обитающих в озерах отличающихся кислотностью (рН) и цветностью (гумифицированность)

Гидрохимические условия многих озер Карелии характеризуется пониженными значениями рН, слабой минерализацией и высоким уровнем содержания гуминовых кислот, определяющим цветность водоема. Отрицательное влияние ацидификации водоема на рыб проявляется, прежде всего, в нарушении ионорегуляторных механизмов дыхания. В результате этого подавляется интенсивность обмена дыхательных газов, происходят морфологические изменения жаберного аппарата (Виноградов и др., 1994; Матей и др., 1994). Одним из негативных последствий ацидификации водоемов является также то, что с понижение рН усиливаются процессы метилирования неорганической ртути — образования чрезвычайно токсического органического соединения - метилртути (Кузубова и др., 1989), которая аккумулируется в тканях и органах рыб (Комаровский, 1981; Патин, Морозов, 1981; Мур, Рамамурти, 1987). В связи с этим, представлялось интересным, исследовать изменения в активности ферментов углеводного обмена у рыб при воздействии на них комплекса факторов: высокого содержания ртути в мышцах, низкого уровня рН и повышенного содержания гуминовых кислот в водоеме. В качестве тест-объекта выбран окунь, потому что при закислении водоемов этот вид рыб исчезает последним, продолжая существовать в озерах уровень рН которых падает в весенний период до уровня 4.0. (Комов, 1997)

Для анализа использовали выборки рыб, отловленных в августе 2000г. из озер: Чучъярви (контрольное озеро: рН 5.1 светловодное,) и Вуонтеленъярви (рН 4.5 темноводное озеро с высоким уровнем содержания гуминовых кислот). Озера одинаковы по размерам и температурному режиму. Уровень содержания ртути в мышцах окуня из оз.Чучъярви составляет 0,1 мг/кг, а у окуня из оз.Вуонтеленъярви - 0,53-0,83 мг/кг. Выборки рыб не различались по возрасту, размерно-весовым данным, соотношению полов и степени зараженности гельминтами.

При сравнении активности ферментов углеводного обмена в'жаберных лепестках окуней из контрольного и закисленного водоемов (рис. 2) не было обнаружено существенных различий в активности ЛДГ: у окуней из ацидно-го водоема незначительно снижалась активность изофермента В4, катализирующего преимущественно превращение лактата в пируват и немного возрастала активность изофермента А4, катализирующего восстановление пиру-вата в лактат.

Рис. 2. Активность (А) изоферментов ЛДГ и МДГ в жабрах окуней из оз.Чучъярви и оз.Вуонтеленъярви (ммоль субстрата/мин/г)

В изоферментном спектре МДГ наблюдалось снижение активности изоформы В2, катализирующей, главным образом, перенос восстановительных эквивалентов НАДН в митохондрии. Общая активность ЛДГ почти не менялась, а МДГ - несколько снижалась. Изменения в активности ЛДГ и МДГ, хотя и не столь существенны, однако направлены в сторону некоторого снижения аэробного окисления пирувата в митохондриях и незначительного возрастания уровня анаэробного гликолиза, т.е. восстановления пирувата с помощью цитоплазматического НАДН до лактата. Следует отметить, что переключение характерного для рыб высокоэффективного с энергетической точки зрения аэробного распада углеводов на анаэробный гликолиз является характерным признаком при стресс-реакции и имеет приспособительный характер направленный на компенсацию сниженного уровня поглощения кислорода поврежденными жабрами (Лукьяненко, 1983). Обращает на себя внимание очень высокая активность ЦО в жабрах у окуней из «неблагоприятного» водоема (1,1 и 1,8 ^г для оз. оз.Чучъярви и оз.Вуонтеленъярви, соответственно) что указывает на интенсификацию

окислительных процессов в хлоридных клетках, содержащих большое количество митохондрий (Hulbert et al., 1978). Активация окислительного метаболизма в жабрах вызвана, по-видимому, необходимостью усиления функционирования жаберного аппарата в связи с повышенной потребностью организма рыб в кислороде. Принимая во внимание результаты изменения активности ЛДГ и МДГ, указывающие на некоторое снижение аэробного окисления пирувата, можно предположить, что активация ЦО обусловлена увеличением использования не углеводных, а липидных источников энергии. Наши предположения подтверждаются и литературными данными (Kramer et al., 1992), согласно которым, интенсификация окислительных процессов при отравлении ртутью осуществляется в первую очередь за счет липидных источников энергии.

Сравнивая активность ферментов в белых скелетных мышцах рыб из исследованных водоемов, следует отметить снижение активности изофермента ЛДГ А4, активности сс-ГФДГ и альдолазы у окуней из «неблагоприятного» водоема (рис. 3). Наблюдающиеся различия в активности ферментов свидетельствуют об ослаблении процесса анаэробного гликолиза - основного источника АТФ во время интенсивных сокращений белых мышц рыб у окуней из оз. Вуонтеленъярви. Для двух выборок рыб уровни положительной корреляции между альдолазой и изоферментом At не отличались (+0,56 и + 0,66), однако у окуней из оз. Вуонтеленъярви сильно возрастала положительная корреляция между а-ГФДГ и изоферментом А4 (от +0,29 до + 0,83) что, вероятно, указывает на возрастание метаболической сопряженности глицерофос-фатного челночного механизма с гликолизом (Ленинджер, 1980; Guppy, Ho-chachka, 1978; Basaglia, Cucchi, 1995 и др.). В активности изоферментов МДГ не было обнаружено существенных различий.

А б-5 -4 ■ 3 -2 -1 -О ■

ЛДГ-А4 ГФДГ Альд.

Рис. 3. Активность (Л) ферментов углеводного обмена в мышцах окуней из оз.Чучъярви и оз.Вуонтеленъярвн (ммоль субстрата/мин/г)

Если в белых мышцах рыб равновесие лактатдегидрогеназной реакции сильно смещено в сторону образования лактата, то в печени эта реакция обычно протекает в обратном направлении вследствие высоких концентраций лактата и вовлечения образующегося пирувата в процесс синтеза глюкозы (глюконеогенез). Таким образом, избыточный лактат, поступающий в печень через систему кровообращения преимущественно из белых скелетных мышц рыб (Хочачка, Сомеро, 1977) используется для синтеза глюкозы. При изучении активности ферментов в печени рыб не было обнаружено достоверных различий в активности изоферментов ЛДГ А4, А2В2 и В4, а также в активности всех изоферментов МДГ (рис.4).

Рис. 4. Активность (А) ферментов углеводного обмена в печени окуней из оз.Чучъярвн и оз.Вуонтеленъярви (ммоль субстрата/мин/г)

Результаты исследований показали, что углеводный обмен в печени окуней из оз. Чучъярви (контроль) осуществлялся за счет гликогена печени и углеводных источников мышечного происхождения, окисление мышечного лактата было умеренным. В печени окуней из из оз. Вуонтеленъярви значительно повышена активность ЦО (1,4 и 2,7 к/г),что обычно наблюдается при усилении обмена веществ и синтеза АТФ. Достоверно возрастали как положительная корреляция между активностью ЦО и альдолазы печени (с +0,22 до +0,68), так и отрицательная корреляция между ЦО и мышечными ферментами - альдола-зой (с +0,77 до -0,58), а-ГФДГ (с +0,44 до -0,56), изоферментом А» (с +0,42 до -0,54), что свидетельствует о том, что активация окислительного метаболизма печени осуществляется в значительной степени за счет углеводных источников печени. Возрастание положительной корреляции между печеночным изоферментом А4 и ЦО (с -0,40 до + 0,49) указывает на более интенсивное окисления

лактата через цикл трикарбоновых кислот. В процессе окисления лактата в пи-руват, катализируемом печеночным изоферментом А4, может использоваться лактат, образующийся как в клетках печени, так и поступающий из мышц, а также из других органов, например, из жабер. Мы предполагаем, что мышечный лактат у окуней из оз. Вуонтеленъярви в большей степени, чем у окуней из оз. Чучъярви, использовался печенью в биосинтетических процессах. В частности, значительное увеличение активности специфичного для печени окуневых рыб изофсрмснта D4 и возрастание положительной корреляции между этим изоферментом и альдолазой печени (с -0,39 до +0,41) и изоферментом А» ЛДГ мышц (с -0,46 до + 0,67) подтверждает усиление глюконеогенеза из лактата, а также раскрывает значение этого изофермента для процесса глюконеогенеза печени. Особо отличительным признаком углеводного обмена в печени окуней из оз. Вуонтеленъярви было возрастание положительной корреляции между ГФДГ и всеми печеночными изоферментами ЛДГ и, а также с мышечным изо-ферментом А4, что указывает на более интенсивное использование мышечного лактата в образовании глицерофосфата, несмотря на то, что активность а-ГФДГ была снижена на треть. В дальнейшем глицерофосфат может использоваться печенью в синтезе триацилглицеринов (Harmon, Sheridan, 1992). По крайней мере, исходя из некоторого снижения корреляции между ЦО и а-ГФДГ (с - 0,21 до •* 0,21), не предполагается усиление одного из альтернативных путей его - глицерофосфатного челночного механизма.

Глава 3. Влияние техногенных вод горнообогатителыюш производства на активность ЛДГ, МДГ, а-ГФДГ и других ферментов углеводного обмена органов плотвы

Для оценки воздействия токсических веществ на рыб и выявления возможных механизмов адаптации ферментов энергетического обмена в течение нескольких лет проводили сравнительное изучение активности ферментов углеводного обмена в органах плотвы обитающей в «хвостохранилище» (район хранилища инфильтрационных вод) Костомукшского горнообогатительного комбината (Республика Карелия). По данным гидрохимического анализа, техногенная вода ГОКа имеет повышенную минерализацию (до 480 мг/л), щелочное значение рН (до 8,5), высокое содержание ионов калия (до 140 мг/л), лития (до 50 мкг/л), сульфатов и нитритов. По сравнению с природным фоном повышено содержание тяжелых металлов, таких как Ni, Cr, Со, Си и др. Негативным фактором является также то, что вода в хвостохранилище имеет много мелкодисперсной механической взвеси, из-за постоянного взмучивания при поступлении фильтрационных вод. Механическая взвесь затрудняет функционирование жаберного и пищеварительного аппарата рыб и отрицательно влияет на все звенья биоценоза в водоеме. Контролем для исследований служила плотва, выловленная в чистом озере с аналогичным температурным режимом (оз. Лувозеро). Выборки рыб не

различались по возрасту, размерно-весовым данным, соотношению полов и степени зараженности гельминтами.

Рис 5. Активность (А) изоферментов ЛДГ и МДГ в белых мышцах плогвы (1998г) (ммоль субстрата/мин/г).

Исследования проведенные нами в 1998г. выявили значительные изменения в активности всех ферментов и нарушения в метаболизме рыб из хвостохранилища. В белых мышцах плотвы из хвостохранилища по сравнению с контролем значительно снижается активность ферментов участвующих в гликолизе: анаэробных изоферментов ЛДГ А4 и А3В (рис.5), а также активности альдолазы более чем в два раза. При этом снижается активность «аэробных» изоферментов ЛДГ В4 и АВз и всех изоферментов и общей активности МДГ (рис.5), что указывает на снижение интенсивности процессов переноса восстановительных эквивалентов НАДН между цитоплазмой и митохондриями и использование их для аэробного синтеза АТФ. Как известно, анаэробный гликолиз играет важнейшую роль в энер-гообеспечени резких сокращений белых мышц, а АТФ образующаяся аэробным путем в митохондриях используется мышцами в восстановительный период после интенсивных сокращений или при крейсерском плавании (Ньюсхолм, Старт, 1977). Поэтому, указанные различия активности ферментов у плотвы из двух водоемов свидетельствуют, в целом, об ослаблении процессов энергообеспечения белых мышц рыб. Известно, что интенсивность пентозофосфатного пути (ПФП) окисления глюкозы в белых скелетных мышцах рыб очень низка, а в условиях гипоксии или нагрузки этот путь практически отсутствует (Малиновская, 1988). Видимо, поэтому, у плотвы из хвостохранилища ГОКа, испытывающей в некоторой степени гипоксическое состояние из-за нарушения функционирования жаберного аппарата, мы наблюдаем снижение активности ключевого фер-

мента этого пути - глюкозо-6-фосфат-дегидрогеназы (на 25%) и, следовательно, интенсивности самого ПФП, позволяющее, таким образом, экономно расходовать глюкозу в условиях стресс-реакции. Подтверждением этому служит также достоверное снижение значения коэффициентов корреляции Г-6-ФДГ с ЦО (с -0,49 до -0,83).

Рис. б. Активность (А) ферментов углеводного обмена в печени плотвы в 1998г

(ммоль субстрата/мин/г)

Очень существенные различия в активности ферментов наблюдаются в печени рыб. (рис. 6). Поскольку этот орган характеризуется высоким уровнем окислительных процессов, то снижение активности всех изоферментов МДГ (почти в 10 раз), а также активности ЦО (в 3 раза) свидетельствует о снижении интенсивности процессов окислительного фосфорилирования и аэробного синтеза АТФ. Подтверждением этому служит также то, что, активность анаэробных изоферментов ЛДГ - А» и А3В, участвующих, главным образом, в превращении пирувата в лактат пракически не изменяется, а активность аль-долазы снижается почти в три раза, следовательно, количество пирувата окисляемого в митохондриях в цикле трикарбоновых кислот тоже должно снизиться. По нашему мнению, снижение окислительного метаболизма в печени может быть результатом гипоксического состояния. Обращает на себя внимание также значительное снижение активности Г-6-ФДГ и уровня корреляции Г-6-ФДГ со всеми изоферментами ЛДГ, особенно с А4(с +0,46 до -1,0) что указывает на уменьшение интенсивности ПФП, основная роль которого состоит в генерации восстановителя в форме НАДфН, необходимого для био-

синтетических процессов. Описанные изменения активности ферментов говорят о снижении интенсивности многих метаболических процессов, характерных для печени, что вероятно приводит к снижению ее окислительно-восстановительной и детоксикационной способности.

В почках рыб наблюдается ослабление гликолитических процессов, на что указывает снижение активности изоферментов ЛДГ и альдолазы (приблизительно на 20%), однако некоторое усиление аэробного метаболизма (возрастание активности МДГ на 30%), вероятно, связано с необходимостью дополнительного синтеза АТФ для обеспечения процессов осморсгуляции в условиях повышенной минерализации воды.

По данным гидрохимического анализа Института водных проблем севера КарНЦ РАН, за последние несколько лет токсичность воды в хвостохранилище уменьшилась, а также снизилось количество мелкодисперсной механической взвеси, затрудняющей дыхание рыб. Видимо, полому, исследования 2001г. не выявили таких серьезных изменений в углеводном обмене органов плотвы как в 1998 г. Например, в печени и почках плотвы существенных различий в активности изоформ ЛДГ и МДГ не было выявлено. Вероятно, что рыбы не испытывали сильного гипоксического состояния, так как изменения в активности ЦО отсутствали. Как упоминалось выше, -ГФДГ печени плотвы представлена пятью изоформами. На основании полученных нами достоверных значений коэффициентов корреляции с цитохромоксидазой, МДГ и ЛДГ мышц и печени мы предполагаем, что а-ГОДП плотвы участвует преимущественно в реакции образования глицерофосфата и переноса восстановительных эквивалентов NADH в митохондрии, а а-ГФДГ5 участвует преимущественно в противоположной реакции - образовании диоксиацетонфосфата из глицерофосфата, связанной с процессом синтеза глюкозы в печени. Изоформы -2,-3 и -4 обладают промежуточными свойствами. По нашим данным, у рыб из хвостохранилища возрастает активность изоформы что может указывать на усиление синтеза глицерофосфата. В данном случае он может использоваться печенью в синтезе запасных липидов - триацилглицеринов (Harmon, Sheridan, 1992). По крайней мере, учитывая отсутствие изменений в активности ЦО и а-ГФДГ мы не предполагаем усиление глицерофосфатного челночного механизма переноса восстановительных эквивалентов.

Глава 4. Сравнительное изучение активности изоферментов ЛДГ, МДГ, а также других ферментов углеводного обмена в тканях и органах здоровой и больной некрозом плавников молоди семги

На рыбоводных заводах Европейского Севера широко распространено заболевание молоди атлантического лосося Salmo salar некрозом плавников. В отдельные годы им поражается 70-80% особей, а иногда и вся продукция рыбозаводов. Несмотря на то, что после выпуска рыб в их естественный водоем

обитания наблюдается частичная регенерация некротических участков плавников, заболевание в целом приводит к снижению жизнеспособности молоди и резкому уменьшению численности популяции. Считается, что первичной причиной некроза у рыб являются стрессовые факторы, такие как: низкая температура воды, неполноценное питание, скученность, загрязненность воды и др., при которых наступает действие не менее двух видов бактерий Flexibacter и Aeromonas salmonicida (Sclineider R., Nicholson B.L., 1980) На этом фоне у ослабленных рыб начинается развитие болезни. Пораженные участки кожи часто инфицируются грибом Saprolegnia sp.> что приводит к развитию сапролегниоза (Hatai et.al., 1977). В дальнейшем происходит поражение более глубоких слоев кожи и подлежащих мышц и образование язв (Mann 1975). Биохимическая картина этого заболевания до настоящего времени практически не выяснена, имеются только данные гематологаческого анализа (Полина и др. 1990; Prasad Y., Quishi T.A. 1995), указывающие на нарушение кровообращения у больных рыб. В связи с этим представлялось интересным исследовать активность некоторых ферментов углеводного обмена у здоровой и больной некрозом плавников молоди семги двухлетнего возраста, взятой с Кемского рыбоводного завода в летний период.

При сравнении активности ЛДГ МДГ, альдолазы и ЦО ряда тканей и органов больной и здоровой молоди семги выявлены определенные различия: в белых мышцах больных рыб по сравнению со здоровыми рыбами снижается активность изоферментов ЛДГ с субъединицами А, т.е. изоферментов глико-литического типа, а также активность гетероизоферментов и аэробных изо-ферментов группы В (табл. 3). Общая активность ЛДГ уменьшается на 15 %. Поскольку гликолиз играет важнейшую роль в энергообеспечении интенсивных движений белых мышц, а аэробные метаболические реакции - в процессах их восстановления в периоды покоя, то такие изменения в активности ЛДГ могут указывать на снижение плавательной активности и рывковой способности больных рыб. Следует отметить, что единственный изофермент, активность которого у больных рыб возрастает это — В\ Этот изофермент из группы В обладает относительно анаэробными свойствами и во многих тканях выполняет функцию изоферментов группы А, обладая при этом несколько отличными свойствами (Lim et al., 1975). Возможно повышение его активности компенсирует снижение активности изоферментов группы А для относительного поддержания уровня гликолиза в этих мышцах. В красных мышцах больных рыб наблюдаются более значительные изменения. Активность всех изо-ЛДГ, особенно, изоферментов группы А и группы В снижается в 1.5 раза. Общая активность ЛДГ снижается более чем на 30% (табл.3). Активность альдолазы достоверно уменьшается в 3 раза, что вместе с характерными изменениями в спектре ЛДГ указывает на снижение интенсивности процесса гликолиза в красных мышцах. Следует отметить, что снижение интен-

сивности гликолиза в мышцах, является характерным признаком при многих патологических состояниях, в частности при повреждении целостности тканевых структур (Шамрай, 1974). У МДГ наблюдается снижение общей активности, и активности всех цитоплазматических изоферментов. Однако активность митохондриальных изоформ при этом повышалась, что может свидетельствовать о некотором повышении уровня аэробных процессов в митохондриях.

Поскольку некротическим процессам непосредственно подвергались плавники рыб, представлялось интересным проследить картину изменения активности ферментов в мышцах опорного аппарата плавников. Эти мышцы сочетают в себе свойства белых и красных мышечных волокон, поэтому здесь достаточно активны как анаэробные, так и аэробные изоформы ЛДГ. У больных рыб наблюдается значительное увеличение активности относительно анаэробных изо-ЛДГ - В''4 почти в три раза и В"3В' почти в два раза (табл.3). Учитывая, что общая активность ЛДГ не меняется, можно предположить, что повышение активности этих изоформ группы В, носит компенсаторный характер для поддержания необходимого уровня энергетического обмена в мышцах плавников при снижении активности анаэробных изоферментов в группе А и аэробных - в группе В. Изменения в активности МДГ, свидетельствуют о перераспределении потока восстановительных эквивалентов КЛБИ между цитоплазмой и митохондриями в работе малатного челнока. Так, активность цитоплазматиче-ской МДГ В2, катализирующей перенос восстановительных эквивалентов КЛБИ из цитоплазмы в митохондрии достоверно снижается более чем на 30%. При этом, незначительно возрастает активность митохондриального изофер-мента В2. Общая активность МДГ снижается.

Известно, что при различных патологических состояниях в некоторых органах и тканях наблюдается снижение уровня аэробных окислительных процессов (Шамрай, 1974). Подобные биохимические изменения наблюдаются в печени больных рыб: например, незначительно снижается активность аэробных изоферментов ЛДГ с субъединицами В' (табл. 4),-активность ЦО снижается в 1.5 раза. В этом случае, наблюдающееся некоторое повышение общей активности ЛДГ и относительно анаэробных изоформ с субъединицами В", по-видимому является реакцией направленнной на частичное восполнение уровня АТФ по средством гликолитического пути, из-за сниженного уровня аэробного метаболизма. Низкая активность альдолазы у больных рыб (в 2 раза ниже, чем у здоровых), по нашему мнению, также указывает на снижение уровня окисления глюкозы клетками печени. Активность специфических для печени лососевых рыб изоферментов ЛДГ группы Б, участвующих главным образом в глю-конеогенезе, у больных рыб была несколько выше (табл. 4), чем у здоровых. Возможно, это является ответной реакцией на усиление гликолиза в органах и тканях больных рыб, в частности в жабрах и самой печени (1гопо'№, 1974).

Таблица 3

Активность изоферментов и общая активность ЛДГ в органах здоровой и больной некрозом плавников молоди семги

Активность изоферментов ЛДГ, М±ш (мкмоль субстрата/мин/г)

Изо-ЛДГ Мьшшы плавников Мьшшы белые Мышцы красные

контр. некроз контр. некроз контр. некроз

А1« 82±4 6813* 4313 4614 1111 811

А',А" 238±21 252132 148112 140113 6917 3813*

А'2А"2 318±27 330145 222132 197121 12512 6013*

А'А", 298136 278137 22813 18117* 12215 5712*

А"4 144±7 11215» 11115 8315* 5012 2511*

X 130±7 9619* 2914 19+2

X 146115 100112 2112 1512 26+3 1812

X 28113 611 1412 1113 712 711

X 1613 1012 1212 11±1

В\ 240±15 19415 » 11+1 1012 270116 221111 *

В',В" 158113 134112 812 711 136±2 10515*

В'2В"г 94±7 11219 511 511 5717 4515

В'В", 78±3 13416* 511 511 3215 2012

В\ 74±2 20617 ♦ 511 611 2313 1411 *

Общая актив. 19441145 2032 821 706 969 648

ЛДГ 1178 175 ±31 ±58 146*

Примечания: * - различия достоверны при р£0,05

Знаком «х» обозначены неидентифицированные гетероизоферменты

Таблица 4

Активность изоферментов и общая активность ЛДГ в печени и почках здоровой и больной некрозом плавников молоди семги

Изо-ЛДГ Активность изоферментов ЛДГ, М1ш (мкмоль субстрата./мнн/г)

Печень Почки

здоровые некроз здоровые некроз

В-4 - - 234111 255123

В', В" 5413 4512 275112 275127

В'2В", 207113 180115 249123 234112

В'В"з 477123 486122 275131 255132

В"4+ Б', 945167 1170178* 324130 304133

Б',О" 189112 225121* 8419 7013

7113 9012* 5512 3811 *

Общая активность ЛДГ 19431 129 21961131 14961123 14311140

Примечание: *- различия достоверны при р<0,05

выводы

1. Показана ткане- и видоспецифичность изоферментов ДЦГ, МДГ и а-ГФДГ у исследованных видов рыб, отражающие специфичность выполняемой ими функции в различных путях углеводного обмена органов рыб.

2. Выявлены тканеспецифичные различия в активности изоферментов ЛДГ, МДГ, активности а-ГФДГ, а также других ферментов углеводного обмена, окуней из озер, различающихся по рН, цветности (гумифи-цированности) и накоплению ртути в мышцах.

3. Результаты изучения активности изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ в органах плотвы при загрязнении водоема отходами горнообогатительного производства указывают на их участие в перестройке углеводного обмена рыб. Показано, что степень изменения в активности ферментов углеводного обмена коррелирует с уровнем токсического воздействия.

4. Показан компенсаторный характер изменения в активности изоферментов ЛДГ в различных типах мышц при заболевании молоди семги некрозом плавников. Обнаруженные изменения в активности исследуемых ферментов в жабрах и печени больных рыб указывают на снижение интенсивности аэробных метаболических процессов.

5. Общие и специфические особенности изменения в активности изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ в ответ на воздействие различных факторов среды свидетельствуют об их эколого-биохимической роли в развитии адаптивныхреакциирыб выражающихся, как правило, в изменении соотношения уровня аэробных - анаэробных процессов.

Список работ опубликованных по теме диссертации:

1. Груздев А.И., Мещерякова О.В., Немова Н.Н. Ферменты углеводного обмена у плотвы при влиянии промстоков Костомукшского ГОКа // Тез. докл. Всеросий-ского совещания и выездной научной сессии отделения океанологии, физики атмосферы и географии РАН «Антропогенное воздействие на природу севера и его экологические последствия». Кольский НЦ, Аппатиты, 1998. С. 74-75.

2. Груздев А.И., Мещерякова О.В. Ферменты углеводного обмена при некоторых заболеваниях молоди семги // Тез.докл. Международной конференции и выездной научной сессии отделения общей биологии РАН «Биологические основы изучения, освоения и охраны животного и растительного мира, почвенного покрова Восточной Фенноскандии. Карельский НЦ, Петрозаводск. 1999. С. 121.

3. AI.Gruzdev, O.V.Meshcheryakova Carbohydrate metabolism enzymes in some diseases of salmon. 1st International conference «Enzymes in the environment: activity, ecology and applications». Granada, Spain, 1999. P. 126.

4. Мещерякова О.В, Груздев А. И. Влияние ацидности и цветности водоема на активность некоторых ферментов углеводного обмена в тканях окуня Perca fluvi-atilis L. IIТез. докл. IX Всероссийской конференции по экологической физиологии и биохимии рыб. Ярославль. 2000. С. 47.

5. Мещерякова О.В, Груздев А.И. Электрофоретическое изучение изоферментов ма-латдегидрогеназы в тканях и органах радужной форели Salmo gairdneri Richardson II Тез. докл. Международной конференции «Атлантический лосось: биология, охрана и воспроизводство» КарНЦ, Петрозаводск. 2000. С.37.

6. Груздев А.И., Мещерякова О.В., Немова Н.Н. Роль изоферментных систем лак-татдегидрогеназы, малатдегидрогеназы и глицерофосфатдегидрогеназы в адапта-циях окуня к среде обитания в эвтрофном водоеме // Тез. докл. Международной конференции «Биоразнообразие европейского севера». Карельский НЦ, Петрозаводск. 2001. С. 49.

7. Мещерякова О.В. Изофсрменты лактатдегидрогеназы, малатдегидрогеназы и а-глицерофосфатдегидрогеназы в тканях окуня Perca fluviatilis L и плотвы Rutilus rutilus L. Вестник молодых ученых. Серия: Науки о жизни 2002г., № 4, с. 47-51.

8. О. В. Мещерякова, А. И. Груздев, Н. Н. Немова Оценка токсического воздействия промстоков Костомукшского ГОКа по степени изменения активности ферментов углеводного обмена плотвы Rutilus rutilus L IIТез. докл. Всероссийской Конференции «Современные проблемы водной токсикологии» ИБВВ РАН, Бо-рок, Яросл. обл. 2002. С. 64.

9. О.В. Мещерякова Изменение активности ферментов углеводного обмена плотвы Rutilus rutilus L как реакция на токсическое воздействие промстоков Костомукш-ского горнообогатительного комбината // Матер, докл. X Молодежной научной конференции «Актуальные проблемы биологии и экологии» УрО Коми НЦ РАН, Сыктывкар. 2003. с. 43-45.

10. Васильева О.Б., Мещерякова О.В. Некоторые особенности липидного и углеводного обменов мидий Mytilus Edulis Белого моря в условиях краткосрочной гипоксии. Матер, докл. X Молодежной научной конференции «Актуальные проблемы биологии и экологии» УрО Коми НЦ РАН, Сыктывкар. 2003. с. 45-47.

11. О. В. Мещерякова, А. И. Груздев, Н. Н. Немова Сравнительная энзиматическая оценка углеводного обмена окуней Perca fluviatilis L из водоемов с различным уровнем содержания гуминовых кислот. Известия РАН, серия биологическая. № 1,2004. с. 21-26.

12. Gruzdev АЛ. Meshcheryakova O.V. Gruzdeva L.I. Kovalenko T.I. Biochemical adaptation of soil nematodes. The II International congress "Enzymes in the environment: activity, ecology and application" Praha, 2003. Abstract P. 128.

13. О. В. Мещерякова, А. И. Груздев, Н. Н. Немова Влияние гипоксии и солености на активность ферментов углеводного обмена мидий Mytilus edulis Белого моря // Тезисы докл. Международной конференции «Биологические ресурсы Белого моря и внутренних водоемов европейского севера» УрО Коми НЦ РАН, Сыктывкар. 2003. С. 43.

Изд. лиц. № 00041 от 30.08.99. Подписано в печать 18.03.04. Формат 60x84 1/16. Бумага офсетная. Гарнитура «Times». Печать офсетная. Уч.-изд. л. 1,5. Усл. печ. л. 1,4. Тираж 100 экз. Изд. № 20. Заказ № 406

Карельский научный центр РАН 185003, Петрозаводск, пр. А. Невсхого, 50 Рсдакционно-издательский отдел

KS- 56 6 7

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Мещерякова, Ольга Владимировна

ВВЕДЕНИЕ.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

1. Структура и типы изоферментных наборов лактатдегидрогеназы, 9 малатдегидрогеиазы и а-глицерофосфатдегидрогеназы у

2. Участие ферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ в метаболизме высших 14 животных и рыб.

3. Роль изоферментов в метаболизме различных органов и тканей 21 высших животных.

3.1. Особенности метаболизма печени, активность распределение 22 изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ в печени рыб.

3.2. Особенности метаболизма мышечной ткани, активность и 27 распределение изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ в мышцах рыб.

4. Влияние различных факторов окружающей среды на ферменты ЛДГ, 32 'ф МДГ и а-ГФДГ рыб.

4.1. Влияние температуры на ферменты ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ рыб.

4.1.1. Возможные энзимологические механизмы компенсации 33 температурных эффектов.

4.1.2. Влияние температуры на свойства ферментов.

4.2. Влияние токсических веществ на рыб. 39 Участие изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ в биохимических адаптациях рыб к токсическому воздействию.

Г 4.3. Влияние заболеваний на углеводный обмен у высших животных и 45 рыб. Активность ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ при заболеваниях рыб.

МЕТОДИЧЕСКАЯ ЧАСТЬ

1. Материал исследования и его хранение.

2. Методы исследования.

2.2. Выделение митохондриальной фракции.

2.3. Разделение изоферментов методом диск-электрофореза в 52 полиакриламидном геле.

2.3.1. Комбинированные буферные системы и приготовление геля к 53 ним.

2.3.2. Однородные буферные системы и приготовление геля к ним.

2.3.4. Проведение электрофореза в комбинированной буферной 57 системе.

2.3.5. Проведение электрофореза в однородной буферной системе.

2.3.6. Обнаружение разделенных ферментов при помощи окрашивания.

2.3.7. Определение активности изоферментов методом денситометрии.

2.4. Спектрофотометрическое определение активности ферментов.

2.4.1. Определение общей активности лактатдегидрогеназы, 60 малатдегидрогеназы и сх-глицерофосфатдегидрогеназы.

2.4.2. Определение активности нитохром с оксидазы.

2.4.3. Определение активности альдолазы.

2.4.4. Определение активности глюкозо-6-фосфатдегидрогеназы.

2.5. Определение константы Михаэлис - Ментен (Кт) и максимальной 64 скорости реакции (Vmax) изоферментов ЛДГ.

2.5.1. Препаративное выделение изоферментов.

2.5.2. Спектрофотометрическое определение Кт и Vmax изоферментов 68 ЛДГ.

2.6. Определение концентрации белка.

2.7. Статистическая обработка данных.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ.

1. Распределение изоферментов лактатдегидрогеназы, малатдегидро- 69 геназы и а-глицерофосфатдегидрогеназы в некоторых органах исследуемых видов рыб.

2. Исследование кинетических характеристик изоферментов 84 ЛДГ леща при различных температурах.

3. Влияние содержания ргути в мышцах, рН и цветности водоема на 88 активность изоферментов ЛДГ, МДГ, а-ГФДГ и некоторых других ферментов углеводного обмена в органах окуней.

4. Активность ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ, а также некоторых других 96 ферментов углеводного обмена в органах плотвы обитающей в водоеме загрязненном отходами горно-обогатительного производства.

5. Сравнительное изучение активности изоферментов ЛДГ, МДГ, а так 108 же активности альдолазы и цитохромоксидазы в тканях и органах здоровой и больной некрозом плавников молоди семги.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Динамика активности изоферментов лактатдегидрогеназы, малатдегидрогеназы и α-глицерофосфатдегидрогеназы в процессе адаптаций рыб к различным факторам окружающей среды"

Актуальность темы. Одной из актуальных проблем современной биологии является вопрос о механизмах адаптации организмов к постоянно изменяющимся условиям среды. Основная роль в поддержании постоянства метаболизма при влиянии различных факторов среды отводиться ферментам. Кроме этого, ключевые регуляторные ферменты представлены в виде изоферментных систем. Присутствие в клетке изоферментов, различающихся по структурным, физико-химическим и кинетическим свойствам, клеточной комнартментализации, а также ткане- и видоспецифичности наряду с другими механизмами, обеспечивает быструю и тонкую регуляцию клеточного метаболизма в условиях приспособления организма к постоянным изменениям внешней среды (Market, 1968; Ныосхолм, Старт, 1977; Хочачка Сомеро, 1988). Особенности распределения и активности изоферментов в различных органах и тканях организма обусловлены характером и направленностью обменных процессов в данном органе, его функцией, а также физиологическим состоянием организма. Изоферменты лактатдегидрогеназы (ЛДГ), малатдегидрогеназы (МДГ) и а-глицерофосфатдегидрогеназы (а-ГФДГ) катализируют реакции дегидрирования в углеводном обмене и регулируют уровень окислительно-восстановительного потенциала клетки - важнейшего фактора клеточного гомеостаза (Мецлер, 1981). Изоферменты ЛДГ осуществляют взаимопревращения лактата и пирувата, участвуя либо в завершении гликолиза с образованием лактата, либо в окислении лактата в пируват, который поступает в цикл трикарбоновых кислот или в глюконеогенез - путь синтеза глюкозы. Изоферменты МДГ и а-ГФДГ, конкурируя с ЛДГ за цитоплазматический НАДН (Guppy, Hochachka,1978), участвуют в челночных механизмах переноса восстановительных эквивалентов между цитоплазмой и митохондриями клетки. Кроме этого, МДГ участвует цикле трикарбоновых кислот (только митохондриальные изоферменты) и в одной из реакций глюконеогенеза. Важная роль а-ГФДГ состоит также в обеспечении глицерофосфатом процессов биосинтеза триацилглицеридов (Harmon, Sheridan, 1992).

Большое разнообразие изоферментов наблюдается у рыб, что связано, прежде всего, с условиями их существования и принадлежностью к группе эктотермных животных. Тетраплоидные виды рыб, в связи с их происхождением, имеют еще большее количество изоферментов ЛДГ МДГ и а-ГФДГ (Ohno et. al. 1967; Massaro, Market 1968, Bailey, Wilson, 1969; Holmes, Market 1969; Слынько, 1976; Henry, Ferguson, 1986; Stahl, Ryman, 1982). Очень широко освещен в литературе вопрос о количестве, распределении и свойствах изоферментов ЛДГ у рыб (Market, Faulhaber 1965, Market, Holmes 1969, Odense et. al. 1969, Whitt 1970; Shukoliukov et al., 1976; Stoika et al., 1978; Rehse, Davidson 1986 и многие др.). Менее изучены МДГ (Starzyk, Merritt, 1980; De Luca, 1983; Hines, 1983; Walton, 1985; Tripathi, 1993; Lin et al., 2002; Merrit, Quattro, 2003) и а-ГФДГ (Basaglia, Cucchi, 1995; Basaglia 2000).

Что касается участия изоферментов ЛДГ, МДГ, и а-ГФДГ в биохимических адаптациях рыб к различным факторам среды, то наиболее подробно изучен вопрос влияния температуры на структурные и функциональные свойства ЛДГ (Клячко, Озернюк, 1991, 1995, 1998; Klyachko, Ozemyuk, 1994, 1998; Fields, Somero, 1998; Fields et al., 2001; Sharpe et al., 2000). Достаточно большое количество работ посвящено влиянию различных токсикантов на ферменты углеводного обмена рыб (Горизонтов и др., 1983; Begum, 1987; Grosh, 1989; Металлов, Аксенов, 1997 и др.). Однако, отдельные аспекты этой проблемы, такие как дифференциальная роль изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ в адаптациях рыб к загрязнению окружающей среды или изучение комплексного воздействия факторов остаются еще слабо изученными. Неизученным остается также вопрос о дифференциальной роли изоферментов исследуемых дегидрогеназ при заболеваниях рыб.

Таким образом, исходя из выше изложенного, представлялось интересным исследовать дифференциальную роль изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ некоторых видов рыб в адаптациях к различным факторам окружающей среды. Для более глубокого понимания особенностей метаболизма рыб при различных воздействиях было необходимо дополнительно проанализировать и активность некоторых других ферментов углеводного обмена (альдолазы, цитохром с оксидазы, глюкозо-6-фосфатдегидрогеназы), а использованный в работе метод корреляционного анализа, позволил оценить взаимосвязь отдельных метаболических путей.

Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

1. Проанализировать распределение изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ в некоторых органах различных видов рыб, различающихся по экологии, эволюционным(положением и генетикой.

2. Определить кинетические характеристики изоферментов ЛДГ леща при разных температурах.

3. Исследовать различия в активности и изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ, a также некоторых других ферментов углеводного обмена у окуней обитающих в озерах с различным уровнем рН, содержанием гуминовых кислот и отличающихся содержанием ртути в мышцах.

4. Исследовать влияние загрязнения водной среды отходами горнообогатительного производства на активность изоферментов изучаемых дегидрогеназ и других ферментов углеводного обмена у плотвы.

5. Изучить изменения в активности изоферментов ЛДГ, МДГ и активности других ферментов углеводного обмена в органах молоди семги при заболевании некрозом плавников.

Научная новизна. Получены новые данные, дополняющие существующую информацию об активности и распределении изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ в органах и тканях различных видов рыб. Впервые изучено влияние комплекса факторов водной среды (рН, цветность водоема) и содержание ртути в мышцах рыб на активность изоферментов исследуемых дегидрогеназ в органах окуня. Впервые получены результаты о влиянии загрязнения водоема отходами горно-обогатительного производства на ферменты в органах плотвы. Впервые исследованы изменения в активности ферментов углеводного обмена в органах лосося при некрозе плавников.

Практическое значение работы. Полученные данные расширяют представления о дифференциальной роли изоферментных систем ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ в биохимических адаптациях рыб к различным факторам окружающей среды. Анализ результатов по влиянию загрязнения окружающей среды на исследуемые ферменты показывает возможность использования их для установления токсичности промышленных стоков, мониторинга окружающей среды и оценки физиологического состояния рыб. Полученные данные о влиянии заболеваний на ферменты лососевых рыб могут быть использованы для ранней диагностики и профилактики заболеваний у искусственно разводимых ценных видов рыб. Материалы диссертации используются в лекционном курсе «Экологическая биохимия» для студентов ПетрГУ и КГПУ.

Апробация работы. Основные результаты диссертационной работы доложены на: Всероссийском совещании и выездной научной сессии отделения океанологии, физики атмосферы и географии РАН «Антропогенное воздействие на природу севера и его экологические последствия». Кольский НЦ, Аппатиты,

1998. Международной конференции и выездной научной сессии отделения общей биологии РАН «Биологические основы изучения, освоения и охраны животного и растительного мира, почвенного покрова Восточной Фенноскандии. Карельский НЦ, Петрозаводск. 1999. 1st International conference «Enzymes in the environment: activity, ecology and applications». Granada, Spain,

1999. Международной конференции «Атлантический лосось: биология, охрана и воспроизводство» Карельский НЦ, Петрозаводск. 2000. Международной конференции «Биоразнообразие европейского севера». Карельский НЦ, Петрозаводск. 2001. Всероссийской конференции «Современные проблемы водной токсикологии» ИБВВ РАН, Борок, Яросл. обл. 2002. 10ой Молодежной научной конференции «Актуальные проблемы биологии и экологии» УрО Коми НЦ РАН, Сыктывкар. 2003. 2nd International conference «Enzymes in the environment: activity, ecology and applications». Cheh Republic, Praha, 2003.

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 13 печатных работ, из которых 2 статьи и 11 тезисов докладов. ♦♦♦♦♦♦

Выражаю огромную благодарность моему научному руководителю д.б.н., профессору Немовой Н.Н., а также всем сотрудникам лаборатории экологической биохимии Института биологии КарНЦ РАН, в особенности, А.И.Груздеву, за ценные рекомендации и помощь в работе, а также моим первым учителям в области биохимии — преподавателям кафедры молекулярной биологии, биологической и органической химии ПетрГУ.

Заключение Диссертация по теме "Биохимия", Мещерякова, Ольга Владимировна

выводы

1. Показана ткане- и видоспецифичность изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ у исследованных видов рыб, отражающие специфичность выполняемой ими функции в различных путях углеводного обмена.

2. Показано изменение кинетических свойств изоферментов ЛДГ леща при изменении температуры in vitro.

3. Выявлены ткаиеспецифичные различия в активности изоферментов ЛДГ, МДГ, активности а-ГФДГ, а также других ферментов углеводного обмена у окуней обитающих в озерах, различающихся по рН, цветности (гумифицированности) и отличающихся уровнем накопления ртути в мышцах.

4. Результаты изучения активности изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ в органах плотвы при загрязнении водоема отходами горнообогатительного производства указывают на их участие в перестройке углеводного обмена рыб. Показано, что степень изменения в активности ферментов углеводного обмена коррелирует с уровнем токсического воздействия.

5. Показан компенсаторный характер изменения в активности изоферментов ЛДГ в различных типах мышц при заболевании молоди семги некрозом плавников. Обнаруженные изменения в активности исследуемых ферментов в жабрах и печени больных рыб указывают на снижение интенсивности аэробных метаболических процессов.

6. Общие и специфические особенности изменения в активности изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ в ответ на воздействие различных факторов среды свидетельствуют об их эколого-биохимической роли в развитии адаптивных реакции рыб выражающихся, как правило, в изменении соотношения уровня аэробных - анаэробных процессов.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Главной целью настоящего исследования было изучение изменений в активности изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ при адаптациях рыб к различным факторам окружающей среды. На первом этапе работы нами было исследовано расспределение изоферментов лактатдегидрогеназы, малатдегидрогеназы и а-глицерофосфатдегидрогеиазы в различных органах рыб. Поскольку у рыб наблюдается большое разнообразие изоферментов изучаемых дегидрогеназ, представлялось интересным исследовать как диплоидные виды рыб - окуня и плотву, так и тетраплоидные - радужную форель. Было показано, что исследованные виды рыб имеют различные наборы изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ, что, вероятно, обусловлено их особенностями метаболизма, экологической принадлежностью и происхождением в процессе эволюции. В частности, ЛДГ окуня представлена тремя изоферментами, в печени обнаруживается специфический изофермент D4. В тканях плотвы ЛДГ представлена 5-изоферментным набором. Специфические для печени окуневых рыб изоферменты в печени плотвы неактивны. В тканях радужной форели обнаружено большое количество изо-ЛДГ, по пять изоформ в группах А, В, D, а также гетероизоферменты. МДГ окуня и плотвы представлена 3-изоферментным набором, у плотвы кроме этого обнаруживается митохондриальная МДГ. а-ГФДГ в исследованных тканях окуня и плотвы представлена одним изоферментом, за исключением печени плотвы, где обнаружено, пять изоформ этого фермента. Этот факт, однако, не согласуется с димерной структурой этого фермента, поэтому этот вопрос требует дальнейшего изучения.

Показано также, что изоферменты ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ проявляют тканеспецифичность. В мышцах рыб проявляют высокую активность изоферменты ЛДГ с субъединицами А, участвующие в процессе анаэробного гликолиза и таким образом обеспечивающие синтез АТФ в мышцах при нагрузке. Относительно высокая активность окислительных изоферментов МДГ с субъединицами В, вероятно, связана с участием этих изоферментов в аэробных процессах, протекающих в мышцах в восстановительный период или период покоя. В печени окуня и форели обнаруживаются специфические изоферменты ЛДГ (группа D), участвующие в синтезе глюкозы из лактата (глюконеогенезе) и, способствующие обеспечению одной из важнейших функций печени -поддержании уровня гликемии в крови. Предположительно, в печени плотвы их функцию выполняют изоформы А4 и А3В. Из изоферментов МДГ в печени рыб достаточно активен - изофермент А2, что позволяет предположить его участие в глюконеогенезе. В гонадах самцов форели была обнаружена дополнительная изофсрмситная система МДГ, выполняющая, по-видимому, определенную специфическую функцию в процессе синтеза АТФ в созревающих гонадах, и этим способствующая нормальному протеканию процессов сперматогенеза и оплодотворения.

Как известно, именно различие изоферментов по кинетическим свойствам, обеспечивает быструю и тонкую регуляцию направления и интенсивности катализируемой реакции, что особенно важно для рыб при температурных адагггациях. В эксперименте нами были выделены изоферменты ЛДГ сердца леща (отловленного летом при 18°С) и определены их кинетические характеристики: константа Михаэлиса-Ментен (Кт) и максимальная скорость реакции при различных температурах 5°С, 18°С и 25°С. Было показано, что при одной и той же температуре изоферменты ЛДГ леща различаются по Кш и максимальной скорости реакции. При изменении температуры происходит изменение кинетических свойств для каждого изофермента: увеличение максимальной скорости реакции и снижение фермент-субстратного сродства при повышении температуры и уменьшение максимальной скорости реакции и повышение фермент-субстратного сродства при понижении температуры. Таким образом, температурная настройка кинетических свойств изоферментов ЛДГ позволяет организму рыб адаптироваться к различным температурным условиям, а именно, уровню и направлению обмена лактата при необходимой температуре.

Достаточно большое количество исследований посвящено влиянию различных токсикантов на ферменты углеводного обмена рыб, однако некоторые аспекты этой проблемы, такие как дифференциальная роль отдельных изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ в адаптациях рыб к загрязнению окружающей среды и изучение комплексного воздействия факторов остаются еще слабо изученными. В связи с этим, представлялось интересным исследовать две проблемы: во-первых насколько и каким образом накопление ртути в

122 мышцах, а также ацидификация и гумификация водоемов, характерные для многих озер Карелии, сказывается на углеводном обмене окуня, и, во-вторых, проанализировать степень изменений в углеводном обмене плотвы обитающей в хвостохранилище Костомукшского горнообогатительиого комбината в течение нескольких лет. Для более глубокого понимания особенностей метаболизма рыб при токсических воздействиях дополнительно анализировали и активность некоторых других ферментов углеводного обмена (альдолазы, цитохром с оксидазы, глюкозо-6-фосфатдегидрогеназы), использованный при этом метод корреляционного анализа, позволил оценить взаимосвязь отдельных метаболических путей.

Обнаруженные различия в активности ферментов углеводного обмена окуня свидетельствуют об активации обмена веществ в жабрах рыб из неблагополучного озера, что, по-видимому, вызвано необходимостью усиления функционирования жаберного аппарата в связи с повышенной потребностью организма рыб в кислороде. По литературным данным и нашим наблюдениям активация метаболизма и усиление функционирования жаберного аппарата наблюдается на начальных этапах стресс-реакции рыб на неблагоприятные воздействия окружающей среды. В белых скелетных мышцах окуней из закисленного озера в сильной степени, по сравнению с благополучным водоемом снижалась активность ферментов участвующих в процессе гликолиза - основного источника энергии в мышцах при интенсивной работе (изофермент ЛДГ А4, альдолаза, а-ГФДГ,), возможно вследствие истощения углеводных источников. Активация энергообмена наблюдалась также в печени окуней из неблагополучного водоема, при этом интенсивнее использовались углеводные источники печени и мышечного лактата, доставляемого системой кровообращения. В окислении мышечного лактата в пируват возрастала роль специфического для печени окуня изофермента ЛДГ D4. Отличительной особенностью было усиленное использование продуцируемого пирувата посредством ряда превращений не только в гликогенезе, но и в реакции восстановления диоксиацетонфосфата в глицерол-3-фосфат.

Проведенное нами в 1998г сравнительное изучение активности ферментов у плотвы, обитающей в хвостохранилище выявило серьезные изменения в активности всех исследованных ферментов углеводного обмена и нарушения в метаболизме рыб из хвостохранилища, выражающиеся в подавлении клеточного дыхания и аэробного синтеза АТФ. По данным гидрохимического анализа, за последние несколько лет токсичность воды в хвостохранилище несколько уменьшилась, поэтому в 2001г. изменения в активности ферментов углеводного обмена плотвы были менее выражены. В белых мышцах рыб была снижена активность а-ГФДГ, альдолазы и изоферментов ЛДГ, участвующих в анаэробном гликолизе. В печени и почках плотвы существенных различий в активности изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ, а также в активности ЦО, альдолазы не было обнаружено. Активность Г-6-ФДГ у рыб из хвостохранилища была в два раза выше, чем у рыб из контрольного озера, что указывало на высокую интенсивность пентозофосфатного пути (ПФП) окисления глюкозы. По нашему мнению, активация ПФП - это адаптивная реакция организма, обусловленная необходимостью регулирования уровня восстановленного глютатиона, который является сильным антиоксидантом, участвует в процессах детоксикации и биотрансформации ксенобиотиков. Таким образом, различия в активности ферментов углеводного обмена в тканях и органах плотвы свидетельствовали о неблагоприятном воздействии на нее отходов производства. При этом степень изменений положительно коррелировала с силой токсического воздействия.

Проблема ранней диагностики и профилактики заболеваний хозяйственно-ценных видов рыб предопределила наше исследование по изучению активности ферментов углеводного обмена у больных некрозом рыб. Изменения на биохимическом уровне были обнаружены во всех исследованных органах и тканях. Изменения в активности ферментов мышечной ткани больных рыб указывало на снижение роли гликолиза - основного источника энергии при интенсивной работе мышц и некоторое снижение уровня аэробного синтеза АТФ. Снижение энергетической способности мышечной ткани, в свою очередь, предполагает уменьшение плавательной активности и рывковой способности рыб. Биохимические изменения в жабрах, печени и почках больных рыб, сопровождались ослаблением аэробных метаболических процессов, па что указывало значительное снижение активности цитохромоксидазы. Было показано, что изменения в активности изоферментов ЛДГ в некоторых органах и тканях носят компенсаторный характер. В различных типах мышц наблюдается некоторое увеличение относительно анаэробных изоферментов ЛДГ группы В, что, возможно, компенсирует снижение активности гликолитических изоферментов группы А. В жабрах и печени больных рыб изменения в активности изоферментов ЛДГ, свидетельствующие об усилении гликолиза, по-видимому, направлены на устранение дефицита АТФ, вызванного снижением уровня аэробного метаболизма в этих органах. Кроме того, в печени больных наблюдалось увеличение активности изоферментов, участвующих в глюконеогенезе, что, вероятно, является следствием некоторого усиления гликолитических процессов в жабрах и самой печени. По мере развития болезни наблюдаются серьезные изменения в активности ЛДГ мышц и ЦО печени, а также повышение концентрации изоферментов ЛДГ в плазме крови, что указывает на нарушение целостности клеточных структур. По типу изоферментов ЛДГ (гликолитические изоферменты с субединицами А и аэробные изоферменты с субъединицами В') можно было предположить, что повреждения в наибольшей степени затрагивали мышечные ткани и печень -орган с преимущественным аэробным типом метаболизма.

Таким образом, обнаружены общие и специфичные особенности изменения в активности изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ у рыб в ответ на воздействие различных факторов среды. Подводя итоги проделанной работы можно сказать, что поставленные в работе цели и задачи были выполнены, на примере некоторых видов рыб показано изменение активности изоферментов ЛДГ, МДГ и а-ГФДГ в процессе адаптации к различным факторам среды. Однако в процессе работы возникли новые интересные для изучения вопросы, поэтому в дальнейшем мы планируем продолжить изучение этой темы.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Мещерякова, Ольга Владимировна, Петрозаводск

1. Алехина С.М., Кузьминская У.А. Изоферментный спектр лактат-дегидрогеназы в тканях печени и миокарда крыс при действии полихлоркамфена // Укр. Биох жур. 1980. т.52. № 4. С. 483-485

2. Алехина С.М., Новачик В. Активность лактатдегидрогеназы и ее изоферментный спектр в сыворотке и ткани теплокровных при воздействии полихлоркамфена // Фармакология и токсикология. 1975. т. 38. №1. С. 99-102.

3. Андреева А.П., Махров А.А., Кузищин К.В., Новиков Г.Г. Характер адаптивных изменений лактатдегидрогеназы белых скелетных мышц кумжи Salmo trutta И Известия РАН, сер. Биол. 1996. №4. С. 406-410.

4. Анисимова И.М., Лавровский В.В. Ихтиология, М.: Высшая школа. 1983. 255с.

5. Ахмедова Т.П. Влияние некоторых синтетических поверхностно-активых веществ (СПАВ) на показатели углеводного обмена рыб / Второй симпозиум по экологической биохимии рыб. Тез.докл. Ростов Великий, декабрь-1990. Ярославль. 1990 С. 9-10.

6. Бабський A.M., Шостаковська И.В. Вплив малих концентраций нитрита в та титрата в натрию на дихання та оксисшовальне фосфориювання у митохондриях печинки щура // Укр.биохим.ж. 1992. т.64. № 6. С. 71-75.

7. Бурлаков А.Б. Влияние гипофизариых инфекций на активность и изоферментный состав малатдегидрогеназы в некоторых тканях белого толстолобика Hypophthalmichthus molitrix (Val) // Вопросы ихтиологии, 1978. т. 18. №6. С. 1110-1117.

8. Бухвалов И.Б. Ультраструктурная локализация ферментных систем клеточного ядра // Успехи современной биологии. 1973. т. 76. № 3. С. 382394.

9. Ведемейер Г.А. Мейер Ф.П. Смит Л. Стресс и болезни рыб. М., Пищевая пром-ть, 1981. 127 с.

10. Великий Н.Н. Никотинамидные нуклеотиды как факторы регуляции липогенеза. // Укр.биохим.журн. 1984. т. 56. № 4. С. 369-383.

11. Великий Н.Н. Роль интегрирующих факторов в регуляции внутриклеточного метаболизма. В сб. Метаболическая регуляция физиологического состояния. Пущино. 1984. С. 10-11.

12. Виноградов Г.А. Обмен кальция и натрия у молоди лососевых рыб при изменении концентрации тяжелых металлов, магния и рН воды / Второй симпозиум по экологической биохимии рыб. Тез.докл. Ростов Великий, декабрь-1990. Ярославль. 1990 С. 36-37.

13. Высоцкая Р.У., Иванова Р.П., Куккарина О.И. Влияние фосфата и сульфита натрия на физиолого-биохимические показатели радужной форели в раннем онтогенезе / Второй симпозиум по экологической биохимии рыб. Тез.докл. Ростов Великий, декабрь-1990 с. 44.

14. Высоцкая Р.У., Яковлева К.Е., Ломаева Т.А., Такшеев С.А. Изменения в функционировании некоторых ферментных систем у осетровых при заболевании Сравнительная биохимия рыб и их гельминтов. Пегрозаводск, КарНЦ РАН, Институт биологии. 1977. С. 45-46

15. Гераскин П.П. Нарушение обмена веществ у русского осетра в современных условиях Волго-Каспия / Осетровое хоз-во водоемов СССР: Кратк. тез. науч. докл. к предст. Всес. совещ., ноябрь 1989. 4-1. Астрахань. 1990. С. 60-62.

16. Глаголева Т.П. Гематологический анализ молоди балтийского лосося. Рига Из-во «Звайгзне». 1977. 95с.

17. Груздев А.И. К методике изучения изоферментов лактатдегидрогеназы в полиакриламидном геле // Сравнительная биохимия рыб и их гельминтов. Петрозаводск, КарНЦ РАН, Институт биологии. 1977. С. 77-84.

18. Груздев А.И. Метод электрофоретического анализа изоферментов лактатдегидрогеназы рыб // Биохимические методы в экологических и токсикологических исследованиях. Петрозаводск, КарНЦ РАИ, Институт биологии. 1993. С. 52-57.

19. Груздев А.И. Ферменты углеводного обмена в тканях волжских осетров с «расслоением» мышц в нерестовый период. / Второй симпозиум по экологической биохимии рыб. Тез.докл. Ростов Великий, декабрь-1990. Ярославль. 1990 с. 61

20. Груздев А.И., Сидоров B.C., Стерлигова О.П. Сезонная и температурная изменчивость изоферментов лактатдегидрогеназы рыб // Теоретические аспеюы экологической биохимии. Петрозаводск, КарНЦ РАН, Институт биологии. 1994. С. 116-130.

21. Диксон М., Уэбб Э. Ферменты. В 3-х т. М.: Мир. 1982. 1323 с.

22. Кавецкий Р. Е., Казьмин С.Д. Колосов Е.В. Изозимы лактатдегидрогеназы и малатдегидрогеназы на различных этапат митотического цикла клеток опухоли Эрлиха // Вопр. онкологии. 1979. т.25. №7. С. 60-64.

23. Клячко О.С., Озернюк Н.Д. Биохимические механизмы адаптаций зародышей разных видов рыб // ДАН. 1995. т 345. С. 427-430.

24. Клячко О.С., Озернюк Н.Д. Температурные адаптации метаболизма: влияние температуры на кинетические свойства лактатдегидрогсиазы (Км) во время развития разных видов рыб // ДАН. 1991. т 319. С. 1252-1255.

25. Колупаев Б.И. Нормальные и патологические изменения у гидробиоитов // Биол. Наука. 1989. № 4. С. 51-55.

26. Комов В.Т., Степенова И.К. Гидрохимическая характеристика озер Дарвинского заповедника // Структура и функционирование экосистем ацидных озер. С.-П.: Наука. 1994. С. 31-42.

27. Комаровский Ф.Я. Ртуть и другие тяжелые металлы в водной среде: миграция, накопление, токсичность для гидробионтов // Гидробиол.журн. -1981. т.17. №5.С.71-79.

28. Корниш-Боуден Э. Основы ферментативной кинетики.М.: Мир. 1979. 280 с.

29. Кочетов Г.А. Практическое руководство по энзимологии. М. Высшая школа, 1980, 324 с.

30. Кузубова Л.И., Лаврик О.Л., Лебедева А.Н. Физико-химические методы определения ртути и других тяжелых металлов природных объектов // Поведение ртути и других тяжелых металлов в экосистемах. -Новосибирск: Изд-во АН СССР. 1989. 4.1. 140с.

31. Кузьмин Е.В. Активность некоторых дегидрогеназ у стерляди и русского осетра в зависимости от степени расслоения мышечной ткани. / Второй симпозиум по экологической биохимии рыб. Тез.докл. Ростов Великий, декабрь-1990. Ярославль. 1990. С. 135-136.

32. Кузьмин Е.В. Кузьмина О.Ю. Активность лактат- и малатдегидрогеназы стерляди и русского осетра в условиях распространания мышечной патологии // Журн. эвол. биохимии и физиологии 2001. т. 37. № 1. С.-28-32.

33. Лакин Г.Ф. Биометрия. М.: Высшая школа, 1973. 342 с.

34. Лашманов Ф.И., Никоноров С.И. Некроз плавников лососевых // Рыб. Хоз-во. 1990. № 10. С. 47-48.

35. Лейкина М.И., Внукова З.Е., Полякова И.А. Изменение ультраструктуры митохондрий и скорости дыхания в клетках культуры СПЭВ при действии цианида / Митохондрии. Механихмы сопряжения и регуляции. Тез. 11-Всес. Симп. Пущино.1981. С. 12.

36. Ленинджер А. Биохимия. М. Мир. 1981. 960 с.

37. Линиик П.Н., Осадчая Н.Н. Роль органических веществ в снижении токсичности тяжелых металлов в водной среде / Региональные экологические проблемы и пути их решения: Тез.докл., 6-9 июня 1990г. -Чебоксары, 1990. С.45.

38. Лозовик П.А, Маркканен С.Л., Морозов А.К. Поверхностные воды Калевальского района и территории Костомукши в условиях антропогенного воздействия. Петрозаводск. 2001. 168 с.

39. Лукьяненко В.И. Ихтиотоксикология. М.: Легкая пром. 1983. 320 с.

40. Лущак В. И. Некоторые биохимические свойства лактатдегидрогеназы из белых плавниковых мышц черноморского ската / Физиол. мор. животных: Тез. докл. Всес. конф., Мурманск. 1989. Апатиты. 1989. С.132

41. Лущак И.И. Сравнение свойств очищенной мембраносвязанной форм лактатдегидрогеназы из белых мышц ската / 8 науч. конф. по экол. физиол и биохимии рыб. Тез. докл. Т.-l, Петрозаводск, 1992, Петрозаводск. 1992. С. 199.

42. Малиновская М.В. Пути метаболизма углеводов у рыб и их температурная адаптация // Гидробиологический журнал. 1988. т.24. № 6. С. 29-39.

43. Мальцев Н.И., Щорс Е.И. Изменение свойст в лактатдегидрогеназы при действии ртуть содержащих агентов // Биохимия. 1971. т. 36. № 4. С. 761768.

44. Матей В.Е., Джаго Ч.Х., Хайнс Т.А., Морфология жаберного аппарата рыб из ацидных озер. // Структура и функционирование экосистем ацидных озер. С-Пб.: Наука. 1994. С. 213-229.

45. Маурер Г. Диск-электрофорез: теория и практика электрофореза в полиакриламидном геле. М.: Мир. 1971. 247 с.

46. Металлов Г.Ф., Аксенов В.П. Динамика ключевых ферментов энергетического обмена в современных условиях Волго-Каспийского бассейна. 1 Конгресс ихтиологов России. Астрахань, сентябрь, 1997. Тезисы докладов. Астрахань. 1997. С. 442-443.

47. Мецлер Д. Биохимия. В 3 т. М.: Мир. 1977. 1343 с.

48. Мур Дж. В., Рамамурти С. Тяжелые металлы в природных водах. М.: Мир. 1987. С. 285с.

49. Мусил Я. Основы биохимии патологических процессов. М.: Медицина. 1985.324с.

50. Новикова Р.Ф. Изоферментные спектры ЛДГ почек крыс при хронической интоксикации 2-метил-5-этилпиридином // Науч. Труды Омск. мед. ин-та. 1975. №118. С. 47-49.

51. Новоскольцева Т.М., Иреиков И.П. Борисова М.Н. Язвенный синдром у рыб // Инф. Пакет Аквакультура. Болезни рыб / Всерос. Н-И и проектно-констр. Ин-т экон. Ифр. И АСУ рыб. хоз . 1999. № 1. С. 28-30.

52. Ныосхолм Э., Старт К. Регуляция метаболизма. М. Мир, 1977.

53. Озернюк Н.Д. Температурные адаптации. М.: Моск. Унив-т. 2000. 205 с.

54. Патин С.А., Морозов Р.П. Микроэлементы в морских организмах и экосистемах. М.: Лег. и пищ. пром-сть,.1981.153с.

55. Покровский А.А., Коровников К.А. К вопросу о внутриклеточной локализации и функции изозимов лактатдегидрогеназы // Вопросы мед. химии,.1969. т. 15. № 4. С. 382-385

56. Романенко В.Д. Печень и регуляция межуточного обмена. Киев. Наукова думка. 1978.

57. Сабуров Г.Е., Пушкова Н.К. О механизмах действия некоторых токсических веществ / Всес. Конф. По рыбохоз.токсик. Рига, дек. 1988. Тез. докл. Ч 2. Рига, 1989. с. 107-108.

58. Слынько В.И. Электрофоретический анализ изоферментов малатдегидрогеназы рыб семейства Salmonidae // Докл. АН СССР. 1976. т.226. № 2. с.448-451.

59. Сорока В.Р. Скоробогатая Т.Г., Анисимова Ш.Б. Жалоб Г.И. Влияние кадмия на активность ферментов. Донецк. 1991. 11с.

60. Струве М.Е., Ченцов Ю.С. Действие циклогексимида на ультраструктуру и некоторые метаболические процессы клеток культуры СПЭВ // Цитология и генетика. 1977. т. 11. № 5. С. 409-418.

61. Тиунов JI.A. Метаболические нарушения при действии химических веществ, загрязняющих внешнюю среду // Биологические методы оценки природной среды. М.: Мир. 1978. С.258-272.

62. Уайт Д. Основы биохимии, в 3-х т. М.: Мир. 1981. 1322 с.

63. Фарафонтов М.Г. Нарушение окислительных процессов в митохондриях печени при длительном поступлении в организм соединений свинца / Метаболическая регуляцияфизиологического состояния Тез. Всесоюз.симп., Пущино. 1984. С. 92.

64. Фесенко Л. М. Музапаров P.P., Арипов А.Н. Нарушение систем окисления гепатоцита при токсическомгепатите и возможные пути их восстановления / 5 конф.биохимиков. респ.Сред.Азии и Казах., Ташкент, 12-15 ноября, 1991. Тез.докл Ташкент. 1991. С.335.

65. Хочачка П., Сомеро Дж. Стратегия биохимической адаптации. М. Мир. 1977.398 с.

66. Шамрай Е.Ф. Энергетический обмен при некоторых патологических состояниях и пути его нормализации / Молекулярная биология. Респ. межвед сб. 1974. вып. 10. С.97-102.

67. Яковлева К.Е., Васильева Т.С. Содержание гликогена в печени волжских осетров в норме и при «расслоении» мышц. / Второй симпозиум по экологической биохимии рыб. Тез.докл. Ростов Великий, декабрь-1990. Ярославль. 1990. С. 67-68.

68. Anderson G., Kovacik W. LDHk an unusual oxygen-sensitive lactate dehydrogenase expressed in human cancer // Proc. Nat. Acad. Sci.USA. Biol. Sci. 1981. Vol. 78. № 5. P. 3209-3213.

69. Ayala A., Fabregat J., Machado A., Possible involment of NADPH requirement in regulation of glucose-6-phosphate and 6-phosphogluconate dehydrogenase levels in rat liver // Mol. And Cell Biochem. 1990. Vol. 95. № 2. P. 107 -115.

70. Bailey G.S., Cocks G.T., Wilson A.C. Gene duplication in fishes: malate dehydrogenases of salmon and trout // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1969. Vol. 34. №5. P. 605-612.

71. Bailey G.S., Wilson A.C., Halver J.E., Johnson C.L. Multiple forms of supernatant malate dehydrogenase in salmonid fishes // J. Biol. Chem. 1970. Vol. 245. №22. P.5927-5940.

72. Baldwin J., Temple-Smith P. Distribution of LDH-X in mammals: presence in marsupials and absence in the monotremes platypus and echidna // Сотр. Biochem. Physiol. 1973. Vol. 46. №4. P.05-11.

73. Baldwin J., Davison W., Forster M. Properties of the muscle and heart lactate dehydrogenase of the New Zealand hagfish Epteptretas cirrhatus: functional and evolutionary implications // J. Exp. Zool. 1989. Vol. 250. № 2. P. 135-139.

74. Baldwin J., Lake P. Lactatc dehydrogenase homopolimer of hagfish heart and the single lactate dehydrogenase of lampreys display greater immunochemical similarity to LDH-C4 than to LDH-B4 of teleost fish // J. Exp. Zool. 1987. Vol. 242. № l.P. 99-102.

75. Ballo J.M., Messer J.V. Lactate dehydrogenase isozymes in human hearts having decreased oxygen supply// J. Biochem. and Biophys. Res. Communs. 1968. Vol. 33. №3. P. 487-491.

76. Barber R.T. Organic ligands and phytoplankton growth in nutrient rich sea water// Trace metals and metal-organic interaction in natural waters / Ed. P.C.Singer. -Ann. Arbor. Sci. Publ., Michigan. 1873. P. 321-338.

77. Barlow D., Naghizadeh F., King J. Serum lactate dehydrogenase activity ratios with different substrates // Clin Biochem. 1975. Vol. 8. № 5. P. 307-315.

78. Basaglia F. Some aspects of isozymes of lactate dehydrogenase, malate dehydrogenase and glucosephosphate isomerase in fish // Сотр. Biochem. Physiol. B. 2000. Vol. 92. № 2. P.13-26.

79. Basaglia F., Cucchi C. Variations induced by phenylhydrasine on glycerol-3-phosphate dehydrogenase isozymes in black bullhead, Ictalurus melas Silurifmes ictaluridae И Cytobios. 1995. Vol. 82. № 330. P. 139-150.

80. Bengery K., Patil H. Lead induced histological changes in the liver of Puntius arulius//J. Animal Morphol and Physiol. 1987. Vol. 33. № 1-2. P.147-150.

81. Bolaffi J.L., Booke H.E. Temperature wffects on lactate dehydrogenase isozyme distribution in sceletal muscle of Fundulus heteroclitus (pisces: cyprinidontiformes) I I J. Сотр. Biochcm. and Physiol. 1974. Vol. 48-B. № 4. P. 557-564.

82. Bouck G.R., Ball R.C. Comparative electrophoretic patterns of lactate dehydrogenase of three species of trout // J. Fish. Res. Board Canada. 1968. Vol. 25. №7. P. 1323-1331.

83. Brassington R., Ferguson A. Electrophoretic identification of roach Rutilus rutilus, rudd Srardinius erythrophthalmus L, bream Abramis brama and their natural hybrids//J. Fish Biol. 1976. Vol. 9. № 6. P. 471-477.

84. Buchanan J.D., Armstrong D.A. Free radical inactivation of lactate dehydrogenase. Int J. Radiat Biol Relat Stud Phys Chem Med. 1976. Vol 30. №. 2. P.l 15-127.

85. Burgner J.W. 2nd, Ray W.J. A study of pyruvate-induced inhibition in the dogfish lactate dehydrogenase system. Mechanistic comparison with the iodination of pyruvate // Biochemistry. 1974. Vol 24. № 13(20) P. 4229-4237.

86. Burkhart J.G., Ray C.P., Mailing H.V. Effect of procarbazine treatment of mice on alpha-glycerolphosphate dehydrogenase activity and frequency of selected abnormalities in sperm // Mutat Res. 1982. Vol 22. № 92(1-2). P. 249-256.

87. Cai W. Isoenzymatic changes in grass cara Ctenopharyngodon idellus cuvier and Valenciennes affected with haemorrhagic disease // J. Fish Disease. 1992. Vol 15. №4. P. 303-313.

88. Callegarini C. Isoenzymes and fish phylogenesis // Boll. Zool. 1978 Vol 45. № 2. P. 37-46.

89. Callegarini С., Ricci D. Lactate dehydrogenase (LDH) isozymes in some species of fresh water, euryhaline and salt water teleosts from the Po plain and its sea coasts II Boll. Zool.1973. Vol 40. № 1. P. 25-30.

90. Clayton J.W., Tretiak D.N. Genetics of multiple malate dehydrogenase isozymes in sceletal muscle of walleye (,Stizostedion vitreum vitreum) II J. Fish. Res. Bd. Canada. 1971. Vol 28. № 7. P.l005-1008.

91. Coleman R.A., Ramp W.K., Toverud S.U., Hanker J.S. Electron microscopic localization of lactate dehydrogenase in osteoclasts of chick embryo tibia // J. Histochem. 1976. Vol. 8. № 5. P. 543-558.

92. Collier Т., Varanasi U. The effect of environmental contaminants on activities of hepatic xenobitic metabolism enzymes in english sole // Сотр. Biochem. and Physiol. 1989. Vol. 28. №1-4. P. 146-153.

93. Coppes L., Schwantes M., Schwantes A. Adaptiv features of enzymes from family Scaenidae. Studies on lactate dehydrogenase (LDH) of fishes from the South coast of Uruguay//Сотр. Biochem. and Physiol. 1987. Vol. 88-B. X» 3. P. 1005 -1012.

94. Coppes Z.L., Somero J.N. Temperature sensitivity of lactate dehydrogenase A4 from white sceletal muscle of sciaenid fishes // J. Contrib. Mar. Sci. 1990. Vol. 30. №2 P. 147-152.

95. D'Avila F., De-Almeiida-Val V., Schwantes M. Lactate dehydrogenase (LDH) in 27 species of Amazon fish: adaptive and evolutive aspects // Compar. Biochem. and Physiol. 1991. Vol 100. № 2. P. 391-398.

96. De Luca P.H., Schwantes M.L., Schwantes A.R. Adaptative features of ectothermic enzymes IV. Studies on malate dehydrogenase of Astyanaxfasciatus (Characidae) from Lobo Reservoir // J. Comp Biochem Physiol. 1983. Vol. 74. № 2. P. 315-324.

97. Dhaval W. Respiratory potential of the crab Scylla serata under cadmium intoxication // Detect. Contr. Treat: Proc World Conf. Budapest, 1987. P. 11 Sill 86.

98. Dietrich D., Schlatter C. Alluminium toxicity to rainbouw trout at low pH 11 Aquatic. Toxicol. 1989. Vol 15. № 15. P. 197-212.

99. Dube S.N. Effect of o-chlorobenzylidene malonitrite on tissue glicolysis and oxidation // Indian J. Exper. Biol. 1980. Vol. 18. № 1. P. 80-82.

100. Duran A., Rodrigues A., Reglero A., Perez D. Changes in serum enzymes of Saprolegnia infected brown trout Salmo trutte L. // J. Fish. Disease. 1987. Vol 10. №6. P. 505-507.

101. Emery A. Muscle lactate dehydrogenase isoenzymes in hercdditary myopathies// J.Neurol. Sci. 1968. Vol. 7. № 1. P. 137-148.

102. Fasulo L., Fulgosi В., Colombatto S., Grillo M. Uptake of polyamines by human lymphocytes and their effect on lactate formation from glucose // Adv Exp Med Biol. 1988. № 250. P. 509-516.

103. Faus M.J., Lupianez A., Vargas A., Sanchez-Medina F. Induction of rat kidney gluconeogenesis during acute liver intoxication by carbon tetrachloride // Biochem J. 1978. Vol. 174. № 2. P. 461-467.

104. Fields P., Kim Y., Carpenter J., Somero G. Temperature adaptation in Gillichthys (Teleost: Gobiidae) A(4)-lactate dehydrogenases: identical primary structures produce subtly different conformations // J. Exp. Biol. 2002. Vol. 205. №9. P. 1293-1303.

105. Fields P., Somero G. Hot spots in cold adaptation: localized increases in conformational flexibilit in lactate dehydrogenase A4 orthologs of Antarctic notothenioid fishes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. Vol. 15. № 19. P. 14761481.

106. Fitch N. Lactate dehydrogenases in Antarctic and temperate fish species // Сотр. Biochem. Physiol. B. 1988. Vol. 91. № 4. P. 671-676.

107. Fitch N.A. Lactate dehydrogenases in Antarctic and temperate fish species // Comp Biochem Physiol B. 1988. Vol 91. №. 4. P. 671-676.

108. Freedman R. Biochemical adaptation to the environment // J. New Sci. 1975. Vol. 69. № 960. P. 270-271.

109. Fujio Y., Kaneko S. Differentiation of lactate dehydrogenase isozymes in fish // Tohoku J. Agr. Res. 1980. Vol 31. № 2. P. 61-73.

110. Gard V., Gard S., Tyapi S. Manganese induced haematological and biochemical anomalies in Heteropneuster fossilis I I J. Envir. Biol. 1989. Vol 10. № 4. P. 349-353.

111. Grosh T. Influence of cypermetrin on the oxidative metabolism of Labeo rohita II Proc Indian Nat. Sci. Acad. 1989. Vol 55. № 2. P. 115-119.

112. Guppy M, Hochachka P. Role of dehydrogenase competition in metabloic regulation. The case of lactate and alpha-glycerophosphate dehydrogenases // J Biol. Chem. 1978. Vol 10. № 3. P. 8465-8469.

113. Guppy M., Hochachka P., Dahen S. Controlling the highest lactate dehydrogenase activity known in nature // Amer. J. Physiol. 1979. Vol. 234. № 3. P. 136-140.

114. Gupta В., Ansari M., Sinha I., Gupta S. In vitro effect of testosterone propionate on lactate dehydrogenase and malate dehydrogenase in brain and gonads of Channa punctatus // Biochem. Mol. Biol. Int. 1987. Vol. 29. № 1. P. 8591.

115. Hargis W., Zwerner D. Effects of certain contaminants on eyes of several estuarine fishes // Mar. Environ. Res. 1988. Vol. 24. № 1-4. P. 265-270.

116. Harmon J.S., Sheridan M.A. Glucose-stimulated lipolysis in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss)\\vzv И J. Fish Physiol, and Biochem. 1992. Vol. 10. № 2. P. 189-199.

117. Hatai K., Equsa S., Nomura T. Gebe kenkyu // Fish Pathol. 1977. Vol. 11. №4. P. 201-206.

118. Heffron JJ. Functional changes in sarcoplasmic reticulum and mitochondria of diseased muscle // Biochem. Soc. Trans. 1979. Vol 7. № 4. P. 767-9.

119. Hein K, Kuhner U. Effect of cyclophosphamide on megakaryocyte enzymes //Acta Haematol. 1973. Vol. 50. № 4. P. 217-22.

120. Hemelraad J., Holwerda D., Herurg H. Effect of cadmium in freshwater dams. Interaction with energy metabolism in Anodonta cydnea И Arch. Envir. Contam. And Toxicol. 1990. Vol. 19. № 15. P. 699-703.

121. Henry Т., Ferguson A. Kinetic studies on the lactate dehydrogenase isozymes of the brown trout, Salmo trutta L. II Сотр. Biochem. Physiol. B. 1986. Vol 85. №2. P. 491-496.

122. Henry Т., Ferguson A. Kinetic studies on the lactate dehydrogenase (LDH-5) isozymes of brown trout, Salmo trutta L. И Сотр. Biochem. Physiol. B. 1985. Vol 82. № l.P. 95-98.

123. Herrera A., Luzares J. Lead toxity on the oocytes of the tcleost Tilapia milotica И 3rd Eur. Congr. Cell Biol. Firenze, Italia. 1990. P. 57-56.

124. Hines S.A., Philipp D.P., Childers W.F., Whitt G.S. Thermal kinetic differences between allelic isozymes of malate dehydrogenase (Mdh-B locus) of largemouth bass, Micropterus salmoides // Biochem Genet. 1983. Vol. 21. № 11-12. P. 1143-1151.

125. Hinnes S.A., Philipp D.P., Childers W.F., Whitt G.S. Thermal kinetic differences between allelic isozymes of malate dehydrogenase (Mdh-B locus) of largemouth bass, Micropterus salmoides. // Biochem Genet. 1983. Vol. 21 № 1112. P.l 143-1151.

126. Hochachka P.W., Lewis J.K. Enzyme variants in thermal acclimation. Trout liver citrate synthases. // J. Biol Chem. 1970. Vol. 25. № 245(24). P. 6567-6573.

127. Holmes R.S., Market C.L. Immunochemical homologies among subunits of trout lactate dehydrogenase isozymes // Proc. Acad. Sci. USA, 1969, Vol. 64. № 1. P. 205-210.

128. Ingersoll C., Gulley D., Mount D., Muscler M. Alluminium and acid toxity to two strains of brook trout Salvelinus foutinalis II Can J. Fish Aquatic Sci. 1990. Vol. 47. №8. P. 1641-1648.

129. Jaenicke R, Noth C. Structure-function relationship of mitochondrial malate dehydrogenase at high dilution and in multicomponent systems // Biol Chem Hoppe Seyler. 1987. Vol. 368. № 7. P. 871-878.

130. Jelinkova M., Faltova E. Shift in the lactate dehydrogenase isoenzyme spectrum in isoproterenoliduced acute experimental cardiac necrosis in the rat // Physiol, bohemosl. 1970. Vol. 19. № 3. P. 223-227.

131. Johnston T.A., Moon T.W. Glicolytic and gluconeogenic enzyme activities in the sceletal muscles and liver of a teleost fish {Pleuronectes platessa) II J. Biochem. Soc. Trans. 1979. Vol. 7. № 4. P. 661-663.

132. Kao Y.-H. I., Farley T.M. Purification and properties of allelic lactate dehydrogenase isozymes at the B" locus in rainbow trout, Salmo gairdnery H Сотр. Biochem. and Physiol. 1978. Vol. 61. № 4. P. 507-512.

133. Ketchum C., Robinson A., Hall L., Irizzle W. Lactate dehydrogenase isolated from human liver mitochondria, its purification and partial biochemical characterization // J. Clin. Biochem. 1988. Vol. 21. № 4. P. 231 -237.

134. Kitto G.B., Lewis R.G. Purification and properties of tuna supernatant and mitochondrial malate dehydrogenases // Biochim Biophys Acta. 1967. Vol. 16. № 139. P.l-15.

135. Klingler K. Die ulcerative dermal-necrose der Salmoniden (UDN) // Schweiz. Arch. Tierheilk. 1974. Vol. 116. № 2. P. 61-70.

136. Klyachko O. Ozernyuk H. Functional and sructural properties of lactate dehydrogenase from embrios of different fishes // Сотр. Biochem. Physiol. 1998. Vol. 119B.P. 77-80.

137. Klyachko O. Ozernyuk H. The effect of temperature on the kinetic properties of lactate dehydrogenase from varios fish species // Сотр. Biochem. Physiol. 1994. Vol. 107 B. P. 593-595.

138. Knox D., Walton M.J., Cowey C.B. 1980. Distribution of enzymes of glycolysis and gluconeogenesis in fish tissues. J. Mar. Biol. V. 56, № 1. P. 7-10.

139. Knox D., Walton M.J., Cowey C.B. Distribution of enzymes of glycolysis and gluconeogenesis in fish tissues.//J. Mar. Biol. 1980. Vol. 56. № 1. P. 7-10.

140. Kupcsulik P, Stekker K, Nemeth M. Effect of ischaemia on the enzyme activity of the hepatic tissue // Res Exp Med (Berl). 1977. Vol. 170. №3. P.259-70.

141. Kupcsulik P., Stekker K., Nemeth M. Az ischaemia hatasa a majszovet enzimaktivitasara // Kiserl.orvostud, 1977. Vol. 29. № 5. P. 482-491.

142. Leberman R, Smiley IE, Haas DJ, Rossmann MG. Crystalline ternary complexes of lactate dehydrogenase // J. Mol Biol. 1969. Vol. 46. №1. P. 217219.

143. Li Y., Tsoi S. Phylogenetic analysis of vertebrate lactate dehydrogenase (LDH) multigene families // J. Mol. Evol. 2002. Vol. 54. № 5. P. 614-624.

144. Lluis C. Lactate dehydrogenase associated with the mitochondrial fraction and with a mitochondrial inhibitor // J. Biochem. 1984. Vol. 16. № 9. P. 997-1004.

145. Low PS, Somero GN. Adaptation of muscle pyruvate kinases to environmental temperatures and pressures // J. Exp Zool. 1976. Vol. 198. №1. P.l-11.

146. Luis C. Lactate dehydrogenase binding to the mitochondrial fraction and to mitochondrial inhibitor as function of the isoenzymatic composition // J. Biochem. 1985. Vol. 17. № 11. P. 1219-1226.

147. Lush Y.E., Cowey C.B., Knox D. The lactate dehydrogenase isozymes of twelve species of flatfish// J. Exper. Zool. 1969. Vol. 171. № 1. P. 105-117.

148. Mahoney J. Midlige F. Deuel D. A fin rot desiases of marine and euryhaline fishes in the New York Bight // Trans.Amer.Fish. Soc. 1973. Vol. 102. № 3. P. 596-605.

149. Mann G. Neues uber die Uicerative Dermal nekrose (UDN) der Salmoniden // Inform. Fischwirt. 1975. Vol. 22. № 3-4. P. 95-96.

150. Market C.L. The molecular basis for isozymes // Ann. N.Y. Acad. Sci. 1968. Vol. 151. № 1. P. 14-40.

151. Market C.L., Holmes R.S. Lactate dehydrogenase isozymes of the flatfish, Pleuronectiformes : kinetic, molecular and immunochemical analysis // J. Exper. Zool. 1969. Vol. 171. № 1. P. 85-103.

152. Massaro E. The lactate dehydrogenase isozymes of Coregonus hoyigill (Pices Salmonidae): tissue distribution, immunochemistry and molecular weight 11 Comp.Biochem. and Physiol. 1973. Vol. 46 A. P. 353-357.

153. Massaro E.J., Market C.L. Isozyme patterns of salmonid fish: evidence for multiple cistron for lactate dehydrogenase polypeptides // J. Exper. Zool. 1968. Vol. 168. №2. P. 223-238.

154. McDermott J.C., Bonen A. Glyconeogenic and oxidative lactate utilization in skeletal muscle // Can J Physiol Pharmacol. 1992. Vol. 70. №1. P. 142-149.

155. McGroaty E., Tolbert N.E. Enzymes in peroxisomes // J. Histochem. and. Cytochem. 1973. Vol. 21. № 11. P. 949-954.

156. McKenzie J.A. Retina -specific LDH isozyme in blueback herring, Alosa aestivalis (Mitchell) and alewife, Alosa pseudoharengus (Wilson) II Anim. Blood Groups and Biochem. Genet. 1975. Vol. 6. № 46. P. 245-247.

157. Merrit S., Quattro M. Evolution of the vertebrate cytosolic malate dehydrogenase gene family: duplication and divergence in actinopterygian fish // J Mol. Evol. 2003. Vol. 56. № 3. P. 265-276.

158. Morata P, Vargas AM, Sanchez-Medina F, Garcia M, Cardenete G, Zamora S. Evolution of gluconeogenic enzyme activities during starvation in liver and kidney of the rainbow trout (Salmo gairdneri). Comp Biochem Physiol B. 1982. Vol. 71. №1. P.65-70.

159. Murphy T. Ulcerative dermal necrosis (UDN) of salmonids // EJFAC Techn. Pap., 1973. Suppl. 2. № 17. P. 20-207.

160. Nemcsok J, Boross L. Comparative studies on the sensitivity of different fish species to metal pollution. //Acta Biol. 1982. Vol. 33. №1. P.23-27.

161. Nicholls P., Cooper C.E. Modulation of cytochrome oxidase kinetics by indirect antibody action. FEBS Lett. 1989. Vol. 250. №2. P. 453-458.

162. Numachi K. Lactate and malate dehydrogenase isozyme patters in fish and marine mammals // Bull. Jap. Soc. Sci. Fish. 1970. Vol. 36. № 10. P. 1067-1077.

163. Odense P.H., Leung T.C., Allen T.M., Parker E. Multiple forms of Lactate dehydrogenase in the cod Gadus morhna L. II Biochem.Genet. 1969. Vol. 3. № 4. P. 317-333.

164. Oh Youn-Keun, Yoshida Т., Kojima H. et al. Effects of organic compounds on accumulation HgCh in the medaka Oryziar latipes II Bull. Jap. Soc. Sci. Fish. 1986. Vol. 52. № 9. P. 1653-1656.

165. Ohno S, Wolf U, Atkin NB. Evolution from fish to mammals by gene duplication // J. Hereditas. 1968. Vol. 59. №1. P. 169-87.

166. Ohno S., Klein J., Poole P., Harris A., Morrison M. Genetic control of lactate dehydrogenase formation in the hagfish Eptatreus stroutii II J. Science. 1967. Vol. 156. №37. P. 96-98.

167. Otto DM, Sen CK, Casley WL, Moon TW. Regulation of 3,3',4,4'-tctrachlorobiphenyl induced cytochrome P450 metabolism by thiols in tissues of rainbow trout // Pharmacol Toxicol Endocrinol. 1997. Vol. 117. №3. P. 299-309.

168. Parke DV. Molecular mechanisms of chemical toxicity // Pol J Occup Med. 1988. Vol. 1. №1. P. 18-38. Review.

169. Parkhous W.S. Regulation of sceletal muscle metabolism by enzyme binding // J. Сотр. Physiol, and Pharmacol. 1992. Vol. 70. № 1. P. 150-156.

170. Prasad Y., Qurshi T. Histopathological and haematological investigations on Clarias batrachus Linn, suffering from ulcer disease // Pacistan J. Zool. 1995. Vol. 27. № 3. P. 273-276.

171. Prikry P., Tovarek J., Voitkova C., Cech V. Atipicke frakce izoenzymu laktat dehydrogenasy// Cas. Lee. Cesk. 1975. Vol. 114. № 9. P. 278-279.

172. Prunonosa J, Sagrista ML, Bozal J. Comparative binding of lactate dehydrogenase to mitochondrial fractions // Ital J. Biochem. 1989. Vol. 38. №5. P. 311-23.

173. Ramasso J. Enzimologia e intoxicacion por plaguicidas // Medicina (Argent.), 1972. Vol. 32. № 6. P. 667-671.

174. Reddi S., Venrugopal N. In vivo effect of cadmium chloride in certain aspect of carbohydrate metabolism in the tissue of a fresh water field crab // Molecular mechanisms of chemical toxicity. 1989. Vol. 42. № 6. P. 847-853.

175. Reddy A., Yellamma K. Perturbations in carbohydrate metabolism during cypermethrin toxicity in fish, Tilapia mossambica II Biochem. Int. 1991. Vol. 23. №4. P. 633-638.

176. Rehse P.H., Davidson W.S. Purification and properties of a C-type isozymes of lactate dehydrogenase from the liver of the atlantic cod (Gadus morhua) // J. Сотр. Biochem. and Physiol. 1986. Vol. 84-B. № 2. 145-150.

177. Reichenbach-Klinke H. Munch Beitz. Abwass. // Fisch. und Flussbiol. 1974. Vol. 25. № 16. P. 47-54.

178. Ribeiro A.F., Toledo F.S.A. Isozimas da dehydrogenase lactica em pcixes neotropicais //Bol. Soc. Port. Cienc. Natur. 1978. № 18. P. 23-33.

179. Richards E.G., Coll J. A., Gratzer W.B. Disc-electrophoresis of ribonucleic acid in polyacrilamide gels//Anal. Biochem. 1965. Vol. 250. №5. P. 1790-1800

180. Rosenberg M. Epigenetic control of lactate dehydrogenase subunit assembly // Nature. New. Biol. 1971. Vol. 230. № 9. P. 12-14.

181. Sagrista M.L., Bozal J.B. Lactate and malate dehydrogenase binding to the microsomal fraction from chicken liver// Biochimie. 1987. Vol. 69. № 11-12. P. 1207-1215.

182. Sagrista M.L, Bozal J.B. Lactate dehydrogenase activity in the mitochondrial fraction of chicken liver: enzyme binding and kinetic behavior of soluble and bound enzyme. Biochimie. 1987 Vol. 69. № 3. P. 205-214.

183. Salte R, Nafstad P, Asgard T. Disseminated intravascular coagulation in "Hitra disease" (hemorrhagic syndrome) in farmed Atlantic salmon // Vet Pathol. 1987. Vol. 24. № 5. P. 378-385.

184. Sarker S. Evaluation of two heavy metals on the oxygen consumption of Tilapia mosambica// Geobios (India). 1989. Vol. 16. № 2-3. P. 108-110.

185. Sastry K., Rao D. Effect of mercuric chloride on some biochemical and physiological parameters of the freshwater murrel, Channa punctatus II Environ Res. 1984. Vol. 34. №2, P. 343-350.

186. Sastry K., Sunita K. Enzymological biochemical changes produced by chromium exposure in a teleost fish Chama punctatus II Toxicol Leter. 1983. Vol. 16. № 1. P. 9-15.

187. Sastry К., Tyagi S. Toxic effect of chromium in a fresh water tcleost fish, Chana punctatus IIToxicol. Leter. 1982. Vol. 11. № 2. PI7-21.

188. Serban F., Dumbrava E., Cernatescu D.Changes in some enzyme activities of LDH in the fish. Biol. Rev. Nat. 1987. V. 81. № 9. P.647-649.

189. Schaffer S., Safer В., Ford C. Respiratory acidosis and its reversibility in perfused rat heart: regulation of citric acid cycle activity // Amer. J. Physiol. 1978. Vol. 234. № l.P. 40-51.

190. Schneider R., Nicholson B. Bacteria associated with fin rot disease in hatchery-reared atlantic salmon Salmo salar// Can. J. Fish and Aquat. Sci. 1980. Vol. 37. № 10. P. 1505-1513.

191. Schulte P. Environmental adaptations as windows on molecular evolution // Сотр. Biochem. Physiol. 2001. Vol. 128. № 3. p. 597-611.

192. Schwab M., Ahula M., Anders F. Elevated levels of lactate dehydrogenase in genetically controlled melanoma of xiphophorin fish // Сотр. Biochem. and. Physiol. 1976. Vol. 54-B. № 1. P. 197-199.

193. Schwantes M. Schwantes A. Adaptative features of ectothermic enzymes / I. Temperature effects on the malate dehydrogenase from a temperate fish Leiostomus xanthurus И Сотр. Biochem. Physiol. 1982. Vol. 72. № 1. P. 49-58.

194. Shaklee J.B., Kepes K.L., Whitt G.S. Specialized lactate dehydrogenase isozymes: the molecular and genetic basis for the unique eye and liver LDHs of teleost fishes//J. Exp. Zool. 1973. Vol. 185. №2. P. 217-240.

195. Shaklee J.B., Kepes K.L., Whitt G.S. Specialized lactate dehydrogenase isozymes: the molecular and genetic basis for the unique eye and liver LDHs of teleost fishes // J. Exp Zool. 1973. Vol. 185. № 2. P. 217-240.

196. Shan X., Aw Т., Jones D. Glutathioe-dependent protectio against oxidative ijury // Pharmacol. And Ther. 1990. Vol. 47. № 1. P. 61-71.

197. Shapira F. Isozymes and differentiation // J. Biomedicine. 1978. Vol. 28. № 1. P.l-5.

198. Shukoliukov S., Lapshina A., Kazantsev S. Lactate dehydrogenase isoenzymes from teleost fish retina, cardiac and skeletal muscle // Zh. Evol. Biokhim. Fiziol. 1976. Vol. 12. №3. P. 233-239.

199. Sinderman C.J. Fin erosion of striped bass/ Diseases Diagn. and Coutr. // N. Amer. Mar. Aquacult. 1988. P. 360-361.

200. Skilleter DN, Kun E. The oxidation of L-lactate by liver mitochondria // Arch Biochem Biophys. 1972. Vol. 152. № 2. P. 92-104.

201. Skilleter D.N., Kun E. The oxidation of L-lactate by liver mitochondria // Arch Biochem Biophys. 1972. Vol. 152. № 1. 92-104.

202. Slechta V., Slechtova V. Isoenzymy laktatdehydrogenazy v tkanich nekterich ryb celedi Salmonidae II Zivoc vyroba, 1977. Vol. 22. № 11. P. 813-824.

203. Slechtova V., Rivalta V., Camacho A. Las isozimas de la dehidrogenasa lactica (LDH) en peces de la familia Lutianidae II Cienc. Biol. 1982. № 8. P. 25-30.

204. Smith L. Spectrophotometric assay of cytochrome с oxidase // J. Methods in Biochem.Analysis. 1955. Vol. 2, № 427. P. 434-435.

205. Somero G.N., Siebenaller J.F. Inefficient lactate dehydrogenases of deep-sea fishes // Nature. 1979. Vol. 282. № 34. 100-102.

206. Somero J.N. Thermal modulationof pyruvate metabolism in the fish Jillichthus mirabilis: the role of lactate dehydrogenase // J. Сотр. Biochem. and Physiol. 1995. Vol. 44-B. № 1. P. 205-209.

207. Srere P. Wanderings in metabolism // Biol. Chem.1993. Vol. 374. №-9. 833p.

208. Starzyk R.M., Merrit R.B. Malate dehydrogenase isozymes in the longnose dace (Rhinichthys cataractae) // L. Biochem. Genet. 1980. Vol. 18. № 7-8. P. 755764.

209. Stoika R., Kusen S. Isolation and properties of lactate dehydrogenase isoenzymes from loach (Misgurnus fossilis) skeletal muscles and eggs // Biokhimiia. 1979. Vol. 44. № 7. P. 1197-1202.

210. StrippR., Heit M., Bidanset J. Trace element accumulation in the tissues of fish from lakes with different pH values // Water air and soil polutant. 1990. Vol. 51. №1-2. P. 75-87.

211. Sudo K., Hishiki S., Kanno T. Electrophoretic analysis of a-glycerophosphate dehydrogenase and its role in metabolic regulation // Electrophor. 83: Adv.

212. Meth. Biochem. and Clin. Appl. Proc. Int. Conf. Electrophor. Tokyo, May 9-12, 1983 // Berlin New York. 1984. P. 431-435.

213. Suns K., Hitchin G. Interrelationships between mercury levelsin yellow perch, fish condition and water quality // Water air and soil polutant. 1990. Vol. 50. № 3-4. P. 255-265.

214. Swick RW, Benevenga NJ. Labile protein reserves and protein turnover // J Dairy Sci. 1977. Vol. 60. № 4. P. 505-515.

215. Terense H., Fergusson A. Kinetic differenses in lactate dehydrogenase in Salmo trutta L. // Isozyme bulletin. 1982. Vol. 15. 87 p.

216. Tripathi G. A review on molecular physiology of malate and lactate dehydrogenases in fishes // Biomed Environ Sci. 1993. Vol. 6. № 3. P. 286-318.

217. Tripathi G. Scaling of some metabolic enzymes in liver of a freshwater teleost: an adaptive mechanism // Z Naturforsch С. 1999. Vol. 54. № 23. P. 11031106.

218. Tripathi G., Shukla S. Cytoplasmic and mitochondrial malate dehydrogenase of the skeletal muscle of a freshwater catfish // Arch. Biol. 1987. Vol. 98. № 3. P. 375-390.

219. Tripathi G., Shukla S. P. Seasonaleffects on malate and lactate dehydrogenases of the freshwater catfish Clarias batrachus II J. Zool. and Physiol. 1991. Vol. 95. № l.P. 1-11.

220. Tschantz D., Crockett E., Niewiarowski P., Londraville R. Cold Acclimation Strategy Is Highly Variable among the Sunflshes Centrarchidae II Physiol Biochem Zool. 2002. Vol.75. № 6. P. 544-56.

221. Tsukuda H. Temperature dependency of the relative activities of liver lactate dehydrogenase isozymes in goldfish acclimated to different temperatures. Comp Biochem Physiol B. 1975. Vol. 50. № 2. P. 483-489

222. Vaglio A. Landriscina C. Changes in liver enzyme activity in the teleost Sparus aurata in response to cadmium intoxication // Ecotoxicol Environ Saf. 1999. Vol. 43. №5. P. 111-116.

223. Valenta M. Polymorfismus a izoenzymove vzory malatdehydrogenazy u nekterych ryb celedi Cyprinidae // Zivoc vyroba, 1977. Vol. 22. № 11. P. 801812.

224. Vankov L., Rosental L., Manolova M. Subcellular distribution of LDH isoenzymes in neuronal and glial-enriched fraction // J. Brain Res. 1977. Vol. 109. №2. P. 323-333.

225. Venugopal N., Reddy S., Nephrotoxic and hepatotoxic effects of trivalent and hexavalent chromium in a teleost fish Anabas scandens: cnzymological and biochemical changes // Ecotoxicol Environ. 1992. Vol. 24. № 3. P. 287-293.

226. Verbost P., Roiy J., Filk G., The movement of cadmium through fresh water trout branchial epithelium and its interference with calcium transport // J. Exper. Biol. 1989. Vol. 145. № 11. P. 185-197.

227. Viarengo A. Molecular mechanism of heavy metal cytoxicity in marine organismes // Mar. Envir. 1989. Vol. 28. № 1-4. 298 p.

228. Vladutiu A. Cathodic lactate dehydrogenase (LDH 6): a sign of ominous prognosis //Arch. Pathology and Lab. Med. 1983. Vol. 107. № 11. P. 612-613.

229. Vogiatzis AK, Loumbourdis NS. Uptake, tissue distribution, and depuration of cadmium (Cd) in the frog Rana ridibunda. Bull Environ Contam Toxicol. 1997. Vol. 50. № 2. P. 483-489

230. Walesby NJ, Johnston IA. Activities of some enzymes of energy metabolism in the fast and slow muscles of an antarctic teleost fish (Notothenia rossii) proceedings. // Biochem Soc Trans. 1979. Vol.7 № 4. P. 659-71.

231. Walton M.J. Intracellular distribution of tricarboxylic acid cycle enzymes in liver of rainbow trout Salmo gairdneri. //Comp Biochem Physiol B. 1985. Vol.82 № l.P. 87-90.

232. Whitmore D.H. The molecular and genetic basis for lactate dehydrogenase of the mosquitofish (Gambusia affinis). // J. Сотр. Biochem and Physiol. 1978. Vol. 60-B. № 4. P. 361-364.

233. Whitt G.S. Developmental genetics of the lactate dehydrjgenase isozymes of fish // Arch. Biochem. and Biophys. 1969. Vol. 38. № 7. P. 462-474.

234. Whitt G.S. Directed assembly of polypeptides of the isozymes of lactate dehydrogenase // Arch. Biochem. and Biophys. 1970. Vol. 138. № 1. P.352-354.

235. Whitt G.S., Booth G.M. Localization of lactate dehydrogenase activity in the cells of fish Xiphophorus hellery eye // J. Exper. Zool. 1970. Vol. 174. № 2. P. 215-224.

236. Whitt G.S., Childers W.F., Wheat Т.Е. The inheritance of tissuespecific lactate dehydrogenase isozymes in interspecific bass Micropterus hybrids // Biochem. Genet. 1971. Vol.5. № 3. P. 257-273.

237. Whitt G.S., Maeda F. S. Lactate dehydrogenase gene function in the blind cave fish Anoptichthys jordani and other characins // Biochem. Genet. 1970. Vol. 4. №6. P. 727-741.

238. Wood C., McDonald D. The physiology of acid aluminium stress in trout // Ann. Soc. Roy. Zool. Belg. 1987. Vol. 117. № 1. P. 399-410.

239. Yancey P., Siebenaller J. Coenzyme binding ability of homologs of M4-lactate dehydrogenase in temperature adaptation // Biochim. Biophys. Acta. 1987. Vol. 22. 924. №3. P. 483-491.

Информация о работе

Мещерякова, Ольга Владимировна
кандидата биологических наук
Петрозаводск, 2004
ВАК 03.00.04

Диссертация

Динамика активности изоферментов лактатдегидрогеназы, малатдегидрогеназы и α-глицерофосфатдегидрогеназы в процессе адаптаций рыб к различным факторам окружающей среды - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы