Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Зависимость экспрессии гена udp от структуры сайтов связывания регуляторных белков CytR, CRP и РНК-полимеразы

ВАК РФ 03.00.15, Генетика

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Золотухина, Мария Александровна

ВВЕДЕНИЕ 4 ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Глава 1. Общая характеристика инициации транскрипции прокариот 6 1.1. РНК-полимераза Escherichia coli как типичный представитель РНК-полимераз эубактерий. Строение минимального (кор-фермента) и холофермента РНК-полимеразы 6 1. 2. Структурные элементы промоторов и их взаимодействие с

РНК-полимеразой

1. 3. Современное представление о механизме инициации транскрипции прокариот

Глава 2. Активация экспрессии генов

2. 1. Взаимодействие активаторов с С-концевым доменом сс-субъединицы (aCTD) 19 2. 2. Активаторы, контактирующие с областью 4 ст70-субъединицы РНК-полимеразы 21 2. 3. Другие поверхности РНК-полимеразы, взаимодействующие с активаторами инициации транскрипции 21 2. 4. Активаторы транскрипции, осуществляющие два контакта с РНК-полимеразой 22 2. 5. Влияние активаторов на конформацию промотора 23 2. 6. Зависимость экспрессии промоторов от действия нескольких активаторов транскрипции 25 2. 7. Регуляция промоторов с участием белка CRP 26 2. 7.1. Общая характеристика белка CRP

2. 7. 2. Классификация CRP-зависимых промоторов

Глава 3. Механизмы транскрипционной репрессии 39 3.1. Ингибирование связывания РНК-полимеразы с промотором

3. 2. Ингибирование промотора на стадии образования транскрипционного пузырька 41 3. 3. Репрессоры, влияющие на процесс освобождения промотора 42 3. 4. Некоторые репрессоры бактериальной транскрипции 44 3. 4. 1. Белок-репрессор LacI 45 3. 4. 2. Белок-репрессор GalR

3. 4. 3. Белок-репрессор CytR

Глава 4. Особенности структурно-функциональной организации и регуляции генов катаболизма нуклеозидов 53 4.1. Структура и регуляция экспрессии генов i/ео-оперона

4. 2. Регуляции экспрессии гена cdd

4. 3. Регуляции экспрессии гена udp 60 ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Глава 5. Структурно-функциональная характеристика генов udp из грамотрицательных бактерий

5.1. Клонирование и определение нуклеотидных последовательностей гена udp из Yersinia pseudotuberculosis и Vibrio cholerae

5. 2. Сравнительный анализ аминокислотных последовательностей фермента уридинфосфорилазы из гамма-протеобактерий Е. coli,

S. typhimurium, Y. pseudotuberculosis и V. cholerae

5. 3. Сравнительный анализ структурно-функциональной организации регуляторной области гена udp грамотрицательных бактерий

Глава 6. Мутационный анализ регуляторной области гена udp Е. coli и S. typhimurium

6.1. Получение мутаций в регуляторной области гена udp Е. coli, их классификация и первичная характеристика

6.1. 1. Характеристика мутаций, затрагивающих Прибнов-блок

6. 1.2. Свойства мутантов с модифицированными сайтами связывания белка CRP

6.1. 3. Свойства мутантов с модифицированными сайтами связывания белка-репрессора CytR

6. 2. Сравнительная характеристика мутаций в области сайта связывания белка-репрессора CytR промоторов udpP Е. coli и udpP S. typhimurium

6. 2. 1. Влияние нуклеотидных замен на экспрессию генов udp Е. coli и S. typhimurium. Изучение способности мутантных промоторов к связыванию с а-субъединицей RNAP в системе in vitro

6. 2. 2. Влияние полученных мутаций на способность промотора к титрованию белка-репрессора CytR in vivo. Изучение способности мутантных промоторов к связыванию с регуляторным белком CytR

ОБСУЖДЕНИЕ

ВЫВОДЫ

Введение Диссертация по биологии, на тему "Зависимость экспрессии гена udp от структуры сайтов связывания регуляторных белков CytR, CRP и РНК-полимеразы"

Регуляция экспрессии генов на уровне транскрипции является одной из центральных проблем современной молекулярной биологии и генетики. Начиная с классических работ Жакоба и Моно, послуживших основой для создания концепции оперона, стало очевидным, что регуляция экспрессии генов на уровне транскрипции осуществляется путем взаимодействия специфических регуляторных белков с промотор-операторными участками генов и оперонов. На протяжении многих лет считалось общепризнанным, что бактериальные регуляторные белки содержат всю необходимую структурную информацию, обеспечивающую распознавание и связывание со специфическими последовательностями-мишенями в молекуле ДНК, в то время как регуляция с участием мультибелковых комплексов характерна исключительно для эукариотических генов. В последнее время появляется все больше и больше экспериментальных данных, свидетельствующих о том, что механизм регуляции транскрипции, основанный на белок-белковых взаимодействиях довольно широко используется и в прокариотических системах. К таким системам относятся гены, контролирующие транспорт и катаболизм нуклеозидов у Е. coli, которые входят в состав так называемого CytR-регулона. Экспрессия генов CytR-регулона находится под негативным контролем белка-репрессора CytR, а также регулируется позитивно с участием активирующего транскрипцию комплекса циклический аденозинмонофосфат (цАМФ) - белок-рецептор цАМФ (CRP) [65]. Показано, что промоторы, по крайней мере, четырех генов deoP2, cddP, adpP и nupGP, входящих в состав этого регулона, имеют общий план строения и содержат два тандемно расположенные сайта связывания белка CRP, между которыми находится сайт узнавания для белка-репрессора CytR [199]. Получены убедительные доказательства того, что кооперативное связывание белков CytR и CRP с промотором обеспечивается за счет их прямого белок-белкового взаимодействия [184]. Интересная особенность структуры белка репрессора CytR состоит в том, что он представляет собой димер, два домена которого соединены подвижным линкером, что обеспечивает связывание нативного белка CytR с операторами различной конфигурации. В последнее время стали появляться данные, свидетельствующие о том, что функция белка CytR в клетке не ограничивается его участием в регуляции экспрессии генов транспорта и катаболизма нуклеозидов, а, по всей видимости, связана также с регуляцией более глобальных процессов в бактериальной клетке. Так, оказалось что белковый комплекс цАМФ-CRP/CytR вовлечен в регуляцию экспрессии одного из промоторов гена гроН, кодирующего

32 синтез сигма-фактора (ст ), ответственного за контроль генов теплового шока [91]. Кроме того, в недавно появившейся работе [66] показано, что у патогенных бактерий Vibrio cholerae белок CytR подавляет экспрессию генов, ответственных за формирование так называемых биопленок (biofilm). Эти данные свидетельствуют о важной роли белка CytR в процессе патогенеза, а также указывает на возможную роль эффекторов белка CytR — нуклеозидов в качестве сигнальных молекул для перехода от планктонной формы существования бактерий к стадии образования биопленок.

Несмотря на обилие экспериментальных данных о строении и функционировании CytR-регулируемых промоторов в системах in vivo и in vitro, многие аспекты CytR-зависимой регуляции транскрипции остаются неясными. Так, согласно общепринятой модели CytR-регуляции, негативное действие белка CytR основано на его конкуренции с РНК-полимеразой за связывание с белком CRP в процессе формирования транскрипционного комплекса, то есть другими словами, белок CytR действует не как классический репрессор транскрипции, а как антиактиватор, предотвращая активацию транскрипции комплексом цАМФ-CRP [118]. Однако недавно появились данные, свидетельствующие о том, что белок CytR может влиять и непосредственно на взаимодействие РНК-полимеразы с кор-промотором, включающим области -35 и -10, то есть проявляет свойства классического репрессора транскрипции [178].

Данная работа посвящена изучению особенностей структурно-функциональной организации регуляторной области гена udp у гамма-протеобактерий Escherichia coli, Salmonella typhimurium, Yersinia pseudotuberculosis и Vibrio cholerae и выяснению механизма регуляции гена udp с участием белка-репрессора CytR и комплекса цАМФ-CRP.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

Заключение Диссертация по теме "Генетика", Золотухина, Мария Александровна

выводы

1. Осуществлено клонирование генов udp Yersinia pseudotuberculosis и Vibrio cholerae и определена их полная нуклеотидная последовательность. Показана способность уридинфосфорилаз из Y. pseudotuberculosis и V. cholerae к эффективной экспрессии с собственного промотора в клетках Е. coli К-12.

2. Проведено сравнение аминокислотных последовательностей белков, кодируемых генами udp Yersinia pseudotuberculosis и udp Vibrio cholerae, с уридинфосфорилазой из Е. coli К-12. Уровень гомологии УФ-азы из Y. pseudotuberculosis и УФ-азы из Е. coli К-12 составляет 95% (92% -идентичные аминокислотные остатки). Уровень гомологии УФ-азы из V. cholerae и УФ-азы из Е. coli К-12 составляет 87% (75% - идентичные аминокислотные остатки).

3. Проведен анализ особенностей структурно-функциональной организации регуляторной области гена udp Е. coli, S. typhimurium, Y. pseudotuberculosis и V cholerae. Показано, что уровень CytR-регуляции зависит не только от наличия в нуклеотидной последовательности консенсуса для белка CytR, но и от структуры сайтов связывания белка CRP, а также от общей топологии промотора.

4. Получена коллекция мутантных вариантов промотора гена udp Е. coli, содержащих замены в нуклеотидной последовательности блока Прибнова, сайтах связывания регуляторных белков CytR и CRP. Показано, что для активации промотора комплексом цАМФ-CRP решающую роль играет сайт связывания CRP1, в то время как в формировании репрессирующего комплекса принимают участие оба CRP-сайта.

5. Свойства промоторных мутантов с модифицированной -10-областью свидетельствуют в пользу прямой конкуренции белков CytR и RNAP в промоторной области гена udp за связывание с белком-активатором CRP.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Золотухина, Мария Александровна, Москва

1. Aki T., Adhya S. Repressor inducer site-specific binding of Hufor transcriptional regulation // EMBO J., 16, 3666-3674, 1997.

2. Aki T., Choy H., Adhya S. Histone-like protein HU as a specific transcriptional regulator: co-factor role in repression of gal transcription by Gal repressor // Genes to Cells, 1, 179-188, 1996.

3. Amouyal M., Mortensen L., Bue H. Hammer K. Singl and double loop formation when deoR repressor binds to its natural operator sites // Cell, 58, 545-551, 1989.

4. Ansari A., Bradner J., O'Halloran T. DNA-bend modulation in a repressor-to-activator switching mechanism //Nature, 374, 371-375, 1995.

5. Artsimovitch I., Mukarami K., Ischihama A., Howe M. Transcription activation by the bacteriophage Mu Mor protein requires the C-terminal regions of both a and alO subunits of Escherichia coli RNA polymerase // J. Biol. Chem., 271, 3234332348,1996.

6. Atlung T., Ingmer H. H-NS: a modulator of environmentally regulated gene expression // Mol. Microbiol., 24, 7-17, 1997.

7. Attey A., Belyaeva T., Savery N., Hoggett J., Fujita N., Ishihama A., Busby S. Interactions between the cyclic AMP receptor protein and the alpha subunit of RNA polymerase at the E. coli galPl promoter // Nucl. Acids Res., 22, 4375-4380, 1994.

8. Barne K., Bown J., Busby S., Minchin S. Region 2.5 of the Escherichia coli RNA polymerase a70 subunit is responsible for the recognition of the 'extended -10' motif at promoters // EMBO J. 16: 4034-4040, 1997.

9. Beckwith J., Grodzicker T., Arditti R. Evidence for two sites in the lac promoter region//J. Mol. Biol., 69, 155-160, 1972.

10. Bell A,., Gaston K„ Williams R., Chapman K., Kolb A., Bue H., Minchin S., Williams J., Busby S. Mutantions that affect the ability of the Escherichia coli cyclic AMP receptor protein to activate transcription // Nucl. Acids Res., 17, 38653874, 1990.

11. Bell A., Busby S. Location and orientation of the activating region of FNR // Mol. Microbiol., 11,383-390, 1994.

12. Belyaeva T., Bown J., Fujita N., Ishihama A., Busby S. Location of C-terminal domain of RNA polymerase alpha subunit in different complexes at the

13. Escherichia coli galactose operon regulatory region // Nucleic. Acids Res., 24, 2243-2251, 1996.

14. Belyaeva T., Rhodius V., Webster C., Busby S. Transcription activationat promoters carrying tandem DNA sits for the Escherichia coli cyclic AMP receptor protein: organization of the RNA polymerase a subunits // J. Mol. Biol., 277, 789804, 1998.

15. Bertrand-Burggraf E., Hurstel S., Daune M., Schnarr M. Promoter proprieties and negative regulation of the uvrA gene by the LexA repressor and its amino terminal DNA binding domain // J. Mol. Biol., 193, 293-302, 1987.

16. Birnboim H., Doly J. A rapide alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA//Nucleic. Acids Res, 7, 1513-1523, 1979.

17. Blatter E.E., Ross W., Tang H., Gourse R.L., Ebright R.H. Domain organization of RNA polymerase alpha subunit: C-terminal 85 amino acids constitute a domain capable of dimerization and binding. // Cell 78: 889-896, 1994.

18. Boucher J., Schurr M., Deretic V. Dual regulation of mucoidy in Pseudomonas aeruginosa and sigma factor antagonism // Mol. Microbiol., 36, 341-351, 2000.

19. Bradford M. A rapid and sensitive method for a quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem., 72, 248-254, 1976.

20. Brikun I., Suziedelis K., Stemmann O., Zhong R., Alikhanian L., Linkova E., Mironov A., and Berg D. E. Analysis of CRP-CytR interactions at the E. coli udp promoter//J. Bacteriol., 178, 1614-1622, 1996.

21. Buck M., Gallegos M., Studholme D., Guo Y., Gralla J. The bacterial enhancer-dependent a54 (aN) transcription factor// J. Bacteriol., 182, 4129-4136, 2000.

22. Busby S., Ebright R. Promoter structure, promoter recognition and transcription activation in procariotes // Cell, 79, 743-746, 1994.

23. Busby S., Ebright R. Transcription activation at Class II CAP-dependent promoters //Mol Microbiol. 25, 853-859, 1997.

24. Busby S., Ebright R. Transcription activation by catabolite activator protein (CAP) //J.Mol. Biol., 293, 199-213, 1999.

25. Busby S., West D., Lawes M., Webster C., Ishihama A., Kolb A. Transcription activation by the Escherichia coli cyclic AMP receptor protein: receptors bound in tandem at promoters can interact synergystically // J. Mol. Biol., 241, 341-352, 1994.

26. Caramel A., Schnetz K. Antagonistic control of the Escherichia coli bgl promoter by FIS and CAP in vitro II Mol. Microbiol., 36, 85-92, 2000.

27. Carmel A., Schetz K. Lac and X repressors relieve silencing of the Escherichia coli bgl promoter. Activation by alteration of a repressing nucleoprotein complex // J. Mol. Biol., 284, 875-883, 1998.

28. Chadsey M., Karlinsey J., Hughes K. The flagellar anti-sigma factor FlgM actively dissociates Salmonella thyphimurium sigma 28 RNA polymerase // Genes Dev., 12, 3123-3136, 1998.

29. Chatterjee S., ZhouY., oy S., Adhya S. Interaction of Gal repressor with inducer and operator: induction of gal transcription from repressor-bound DNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, 2957-2962, 1997.

30. Choy H., Hanger R., Aki T., Mahoney M., Mukarami K., Ishihama A., Adhya S. Repression and activation of promoter-bound RNA polymerase activity by Gal repressor // J. Mol. Biol., 272, 293-300, 1997

31. Choy H., Park S., Parrack P., Fujita N., Ishihama A., Adhya S. Repression and activation of transcription by Gal and Lac repressors: involvement of alpha subunit of RNA polymerase // EMBO J., 14, 4523-4529, 1995.

32. Cook W., Kasalka G., Hall W., Narayana S„ Ealick S. Crystallization and preliminary X-ray investigation of uridine phosphorylase from Escherichia coli II J. Biol. Chem., 262, 2852-2853, 1987.

33. Coulombe B., Burton Z.F. DNA bending and wrapping around RNA polymerase: a "revolutionary" model describing transcriptional mechanism // Microb.Mol.Biol. Rev., 63, 457-478, 1999.

34. Czarniecki D., Noel R., Reznikoff W. The -45 region of the Escherichia coli lac promoter: CAP-dependent and CAP-independent transcription // J. Bacterid., 179, 423-429, 1997.

35. Dai X., Rothman-Denes L. DNA structure and transcription // Curr. Opin. Microbiol., 2, 126-130, 1999.

36. Dandanell G., Valentin-Hansen P., Love-Larsen J. E., Hammer K. Long-range cooperativity between gene regulatory sequence in a prokaryote // Nature, 325, 823-826, 1987.

37. Danot O., Vidal-Ingigliardi D., Raibaud O. Two amino acid residues from the DNA-binding domain of MalT play a crucial role in transcription activation // J. Mol. Biol., 262, 1-11, 1996.

38. DeHaseth P., Hellman J. Open complex formation by Escherichia coli RNA polymerase: the mechanism of polymerase-induced strand separation of double helical DNA//Mol. Microbiol., 16, 817-824, 1995.

39. DeHaseth P., Zupancic M., Record M. RNA polymerase promoter interaction: the comings and goins of RNA polymerase // J. Bacterid., 180, 3019-3025, 1998.

40. Dethiollaz S., Eichenberger P., Geiselmann J. Influence of DNA geometry on transcriptional activation in Escherichia coli II EMBO J., 15, 5449-5458, 1996.

41. Doi R.H., Wang L.-F. Multiple procariotic ribonucleic acid polymerase sigma factors // Microbiol. Rev., v50, 227-243, 1986.

42. Dove S., Joung J., Hochschild A. Activation of procariotic transcription though arbitrary protein-protein contacts // Nature, 386, 627-630, 1997.

43. Drabikowska A., Woznjak G., Hall W. Modification of uridine phosphorylase from Escherichia coli by diethyl pyrocarbonate. Evidence for a histidine residue in the active site of the enzyme // Biochem. J., 270, 319, 1990.

44. Ebright R. Transcription activation at class I CAP-dependent promoters // Mol. Microbiol., 8, 797-802, 1993.

45. Ebright R., Busby S. The Escherichia coli RNA polymerase a subunit: structure and function // Curr. Opin. Genet. Dev., 5, 197-203, 1995.

46. Eichenberger P., Dethiollaz S., Fujita N., Ishihama A., Geiselmann J. Influence of the location of the camp receptor protein binding site on the geometry on transcriptional activation complex in Escherichia coli II Biochemistry, 35, 1531215312,1996.

47. Ellinger T., Behnke D., Bujard H.,Gralla J. Stalling of Escherichia coli RNA polymerase in the +6 to +12 region in vivo is associated with tight binding to consensus promoter elements // J. Mol. Biol., 239, 455-465, 1994.

48. Ellinger T., Behnke D., Knaus R., Bujard H., Gralla J. Context-dependent effects of upstream A-tracts. Stimulation or inhibition of Escherichia coli promoter function // J. Mol. Biol., 239, 466-475, 1994.

49. Emmer M., de Crombrugghe B., Pastan I., Perlman R. Cyclic AMP receptor protein of E. coli: its role in the syntesis of inducible enzymes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 66,480-487, 1970.

50. Escherichia coli and Salmonella typhimurium: cellular and molecular biology II editors Frederick C. Neidhard .et al. -2nd ed., ASM Press, v. 2, p. 2052, 1996.

51. Estrem S., Ross W., Gaal T., Chen Z., Niu W, Ebright R. Bacterial promoter architecture: subsite structure of UP elements and interactions with the carboxyl-terminal domain of RNA polymerase a subunit // Genes Dev., 13, 2134-2147, 1999.

52. Farewell A., Kvint K., Nystrom T. Negative regulation by RpoS: a case of sigma factor competition//Mol. Microbiol., 29, 1039-1051, 1998.

53. Feng J., Gos T., Bender R., Ninfa A. Repression of the Klebsiella aerogenes nac promoter//J. Bacteriol., 177, 5535-5538, 1995.

54. Flatow U., Rajendrakumar G., Garges S. Analysis of the spacer DNA between the cyclic AMP receptor protein site and the lac promoter // J. Bacteriol., 178, 24362439, 1996.

55. Fried M., Hudson M. DNA looping and Lac repressor CAP interaction // Science, 274, 1931-1932,1996.

56. Friedman A., Fischmann T., Steitz T. Crystal structire of lac repressor core tetramer and its implications for DNA looping // Science, 268, 1721-1727, 1995.

57. Gaal T., Ross W., Blatter E., Tang H., Jia X., Krishnan V., Assa-Munt N., Ebright R., Gourse R. DNA-binding determinants of the alpha subunit of RNA polymerase: novel DNA-binding domain architecture // Genes Dev., 10, 16-26, 1996.

58. Gilbert W. Starting and stopping sequences for the RNA polymerase //RNA Polymerase // Ed. Losick R., Chamberlin M.// Cold Spring Harbor Laboratory, Cold Sprig Harbor, N.Y. 1976. P. 193-206.

59. Goodrich J., McClure W. Regulation of open complex formation at the Escherichia coli galactose operon promoters. Simultaneous interaction of RNA polymerase, gal repressor and CAP/cAMP. //J. Mol. Biol., 224, 15-29, 1992.

60. Gourse R., Ross W., Gaal T. UPs and down bacterial transcription initiation: the role of the alpha subunit of RNA polymerase in promoter recognition // Mol. Microbiol., 37, 687-695, 2000.

61. Gralla J., Collado-Vides J. Organization and function of transcription regulatory elements. In Escherichia coli and Salmonella II (Neidhardt. F, ed.), pp. 1232-1245, ASM Press, Washington, DC, 1996.

62. Green J., Marshall F. Identification of a surface of FNR overlapping activating region 1 that is required for repression of gene expression // J. Biol. Chem., 274, 10244-10248, 1999.

63. Gross C.A., Chan C.L., Lonetto M.A. A structure/function analysis of Escherichia coli RNA polymerase // Phil. Trans. Roy. Soc. London, ser. B, v. 351, 475-482, 1996.

64. Gross C.A., Lonetto M.A., Losick R. Bacterial sigma factors // In: "Transcriptional Regulation", Cold Spring Harbor Lab. Press, 129-203, 1992.

65. Hammer-Jespersen K. In Munch-Petersen. A. (ed.). Metabolism of nucleotides, nucleosides and nucleobases in microorganisms // Acad. Press. London., p.203-258, 1983.

66. Haugo A., Watnick P. Vibrio cholerae CytR is repressor of biofilm development // Mol. Microbiology, 45, 471-483, 2002.

67. Hawley D., Johnson A., McClure W. Functional and physical characterization of transcription initiation complexes in the bacteriophage X Or region // J. Biol. Chem., 260, 8618-8626, 1985.

68. Hawley D., McClure W. Compilation and analysis of Escherichia coli promoter DNA sequences//Nucleic Acids Res., 11,2237-2255, 1983.

69. Hellmann J.D., Chamberlin M.J. Structure and function of bacterial sigma factors / Ann. Rev. Biochem. v.57, 839-872, 1988.

70. Helmann J. Anti-sigma factors // Curr. Opin. Microbiol., 2, 135-141, 1999.

71. Heltzel A., Lee I, Summers A. Activator-dependent preinduction binding of a70-RNA polymerase at the metal-regulated mer promoter // Biochemistry, 29, 95729584, 1990.

72. Heyduk T., Lee J., Ebright Y, Blatter E„ Zhou Y, Ebright R CAP-RNA polymerase interaction in solution in the absence of promoter DNA // Nature, 364, 548-549, 1993.

73. Hidalgo E., Demple B. Spacing of promoter elements regulates the basal expression of the soxS gene and converts SoxR from a transcriptional activator into a repressor //EMBO J., 16, 10561065, 1997.

74. Hochschild A., Dove S. Protein-protein contacts that activate and repress prokaryotic transcription // Cell, 92, 597-600, 1998.

75. Hochschild A., Joung J. Synergistic activation of transcription in E. coli // Nucleic Acids and Molecular Biology, vol. II. Edited by F. Eckstein, D. Lilley. Berlin: Springer; 101-114, 1997.

76. Horton N., Lewis M., Lu P. Escherichia coli lac repressor-lac operator interaction and the influence of allosteric effectors // J. Mol. Biol., 265, 1-7, 1997.

77. Hughes K., Methee K. The anti-sigma factors // Annu. Rev. Microbiol., 52, 231236, 1998.

78. Igarashi K., Ishihama A. Bipartite functional map of the E. coli RNA polymerase a subunit: involvement of the C-terminal region in transcription activation by camp-CRP//Cell, 32, 319-325, 1991.

79. Ishihama A. Promoter selectivity control of RNA polymerase // NAMB, v. II. Edited by F.Eckstein, D. Lilley. Berlin: Springer. 53-70. 1997.

80. Ishihama A. Promoter selectivity of RNA polymerases // Trends Genet, v.4, 282286, 1988.

81. Jacob F., Monod J. Genetic regulatory mechanisms in the syntesis of proteins // J. Mol. Biol., 3,318-356, 1961.

82. Jagura-Bugdzy G., Macartney D., Zatyka M., Cunliffe L., Cooke D., Huggins C., Westblade L., Khanim F., Thomas C. Repression at a distance by the global regulator KofB of promiscuous IncP plasmids // Mol. Microbiol., 32, 519-532, 1999.

83. Jeon Y.H., Negishi T., Shirakawa M., Yamazaki T., Fitjita N., Ischihama A., and al. Solution structure of the activator contact domain of the RNA polymerase alpha subunit.//Science 270: 1495-1497. 1995.

84. Jeon Y.H., Yamazaki T., Otomo T., Ischihama A.,Kyogoku Y. Flexible linker in the RNA polymerase alpha subunit facilitates the independent motion of the C-terminal activator contact domain. // J. Mol. Biol. 267: 953-962. 1997.

85. Jisage M., Ishahama A. A stationary phase protein in Escherichia coli with binding activity to the major sigma subunit of RNA polymerase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 95,4953-4958, 1998.

86. Jordi B., Higgins C. The downstream regulatory element of the proU operon of Salmonella thyphimurium inhibits open complex formation by RNA polymerase at a distance // J. Biol. Chem., 275, 12123-12128, 2000.

87. Joung J., Koepp D., Hochshild A. Synergistic activation of transcription by bacteriophage "k cl protein and E. coli cAMP receptor protein // Science, 263, 18631866, 1994.

88. Kallipolitis B., Norregaard-Madsen M., Valentin-Hansen P. Protein-protein communication: structural model of the repression complex formed by CytR and the global regulator CRP // Cell, 89, 1101-1109, 1997.

89. Kallipolitis B., Valentin-Hansen P. Transcription of rpoH, encoding the Escherichia coli heat-shock regulator sigma 32, is negatively controlled by the cAMP-CRP/CytR nucleoprotein complex // Mol. Microbiol., 29, 1091-1099, 1998.

90. Kim Y., Hu J. Oriented DNA binding by one-armed X repressor heterodimers and contacts between repressor and RNA polymerase at Prm- Mol. Microbiol. V.25, 311-318, 1997.

91. Knaus R., Bujard H. Principles governing the activity of E. coli promoters // In Nucleic Acids and Molecular Biology. Edited by Eckstein F., Lilley D. Heidelberg: Springer Verlag; 110-112, 1990.

92. Kolb A., Busby S., Buc H., Garges S., Adhya S. Transcriptional regulation by cyclic AMP and its receptor protein // Annu. Rev. Biochem., 62, 749-795, 1993.

93. Kuldell N., Hochahild A. Amino acid substitutions in the -35 recognition motif of a70 that result in defects in phage X repressor-stimulated transcription // J. Bacteriol. 176,2991-2998, 1994.

94. Kunkel T. Rapid and efficient site-specific mutagenesis without phenotypic selection // Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 82, 488-492, 1985.

95. Laemmli U. Cleavage of structural proteins during assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature, 277, 680-685, 1970.

96. Langdon R., Hochschild A. A novei genetic method for dissecting the mechanism of transcriptional activator synergy by identical activators // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1999.

97. Law E., Savery N., Busby S. Interactions between the Escherichia coli camp receptor protein and the C-terminal domain of the a subunit of RNA polymerase at class I promoters // Biochem. J., 337, 415-423, 1999.

98. Lee J., Goldfarb A. lac repressor acts by modifying the initial transcribing complex so that it cannot leave the promoter // Cell, 66, 793-798, 1991.

99. Lee Y., Hwang D. Occlusion of RNA polymerase by oligomerization of DnaA protein over the dnaA promoter of Escherichia coli II J. Biol. Chem., 272, 83-88, 1997.

100. Lewis M. DNA looping and Lac repressor CAP interaction // Science, 274, 1931-1932,1996.

101. Lewis M., Chang G., Horton N., Kercher M., Pace H., Schumacher M., Brennan R., Lu P. Crystal structure of the lactose operon repressor and its complexes with DNA and inducer// Science, 271, 1247-1254, 1996.

102. Li M., McClure W., Susskind M. Changing the mechanism of transcriptional activetion by phage X repressor // Proc Natl. Acad. Sci. USA. 94, 3691-3696, 1997.

103. Li M., Moyle H., Susskind M. Target of transcriptional activation function of phage X cl protein // Science. 263, 75-77, 1994.

104. Lloyd G., Busby S., Savery N. Spacing requirements for interactions between the C-terminal domain of the a subunit of Escherichia coli RNA polymerase and the cyclic AMP receptor protein // Biochem. J., 330, 413-420, 1998.

105. Lonetto M., Rhodius V., Lamberg K., Kiley P., Busby S., Gross C. Identification of a contact site for different transcription activators in Region 4 of the Escherichia coli RNA polymerase a70 subunit // J. Mol. Biol., 284, 1353-1365, 1998.

106. Lopez P., Guillerez J., SousaR., Dreyfus M. On the mechanism of inhibition of phage T7 RNA polymerase by lac repressor // J. Mol. Biol., 276, 861-875, 1998.

107. Love-Larsen J., Gerdes K., Light J., Molin S. Low-copy number plasmid-cloning vectors amplifiable by derepression of an inserted foreign promoter // Cene. 28,45-54, 1984.

108. LyubchenkoY., Shlyakhtenko L., Aki T., Adhya S. Atomic force microscopic demonstration of DNA looping by GalR and HU // Nucleic Acids Res., 25, 873-876, 1997.

109. Maeda H., Fujita N., Ishihama A. Competition among seven Escherichia coli g subunits: relative affinities to the core RNA polymerase // Nucleic Acids Res., 28, 3497-3503, 2000.

110. Mandel M., Higa A. Calcium dependent bacteriophage DNA infection // J. Mol. Biol., 53, 154-162, 1970.

111. Martin-Vestraete I., Stulke J., Klier A., Rapoport G. Two different mechanisms mediate catabolite repression of the Bacillus subtilis levanase operon // J. Bacterid., 177, 6919-6927, 1995.

112. McKay D., Steitz T. Structure of catabolite gene activator protein at 2.9 Angstroms resolution suggests binding to the left-handed 5-DNA // Nature, 290, 744-749, 1981.

113. Meibom K., Kallipolitis B., Ebright R., Valentin-Hansen P. Identification of the subunit of cAMP receptor protein (CRP) that functionally interacts with CytR in CRP-CytR-mediated transcriptional repression // J. Biol. Chem., 275, 1195111956, 2000.

114. Meibom K., Sogaard-Andersen L., Mironov A., Valentin-Hansen P. Dissection of a surface-exposed portion of the cAMP-CRP complex that mediates transcription activation and repression // Mol. Microbiol., 32, 497-504, 1999.

115. Mencia M., Monsalve M, Rojo F., Salas M. Transcription activation by phage 029 protein p4 is mediated by interaction with the a subunit of Bacillus subtilis RNA polymerase // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93, 6616-6620, 1996.

116. Meng W., Green J., Guest J. FNR-dependent repression of ndh gene expression require two upstream FNR-binding sites // Microbiol., 143, 1521-1532, 1997.

117. Miller A., Wood D., Ebright R., Rothman-Denes L. RNA polymerase P' subunit: a target of DNA binding-independent activation // Science, 275, 16551657, 1997.

118. Mironov A., Sukhodolets V. Promoter-like mutants with increased expression of the E. coli uridine phosphorylase structural gene // J. Bacteriol., 137, 802. 1979.

119. Missiakas D., Raina S. The extracytoplasmic function sigma factors: role and regulation//Mol. Microbiol., 28,1059-1066,1999.

120. Monsalve M, Calles B., Mencia M., Salas M., Rojo F.Transcription activation or repression by phage 029 protein p4 depends on the strength of the RNA polymerase-promoter interactions // Mol. Cell, 1, 99-107, 1997.

121. Monsalve M, Mencia M., Rojo F., Salas M. Activation and repression of transcription at two different phage 029 promoters are mediated by iteraction of the same residues of regulatory protein p4 with RNA polymerase // EMBO J., 15,38-391, 1996.

122. Monsalve M, Mencia M., Salas M., Rojo F. Protein p4 represses phage 029 A2c prometer by interacting with the a subunit of Bacillus subtilis RNA polymerase //Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 93, 8913-8918, 1996.

123. Mooney R.A., Artsimovich I., Landick R. Information processing by RNA polymerase: regulatory signals during RNA chain elongation // J. Bacteriol., v. 180, 3265-3275, 1998.

124. Mooney R.A., Landick R. RNA polymerase unveiled // Cell, v.98, 687-690, 1999.

125. Muller J., Oehler S., Muller-Hill B. Repression of lac promoter as a function of distance, phase and quality of an auxiliary lac operator // J. Mol. Biol., 257, 2129, 1996.

126. Muller-Hartmann H., Muller-Hill B. The side chain of the amino acid in position 110 of the Lac repressor influences its allosteric equilibrium // J. Mol. Biol., 257, 473-478, 1996.

127. Muller-Hill B. Some repressors of bacterial transcription // Curr. Opin. Microbiol., 1, 145-151, 1998.

128. Murakami K., Fujita N., Ishihama A. Transcription factor recognition surface on the RNA polymerase a subunit is involved in contact with the DNA enhancer element//EMBO J., 15,4358-4367, 1996.

129. Murakami K., Owens J., Belayeva T., Meares C., Busby S., Ishihama A. Positioning of two alpha subunit carboxy-terminal domains of RNA polymarase along promoter DNA by two transcription factors // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, 11274-11278, 1997.

130. Muskhelishvili G., Buckle M., Heumann H., Kahmann R., Travers A. FIS activates sequential steps during transcription initiation at a stable RNA promoter // EMBO J., 16,3655-3665, 1997.

131. Negishi T., Fujita N., Ishihama A. Structural map of the alpha subunit of Escherichia coli RNA polymerase: structural domains identified by proteolytic cleavage // J. Mol. Biol., 248, 723-728, 1995.

132. Neidhardt F.C., and (Eds). Escherichia coli and Salmonella // ASM Press. Washington. DC 20005. p.792-816, 1996.

133. Niu W., Kim Y., Tau G., Heyduk T., Ebright R. Transcription activation at Class II CAP-dependent promoters: two interactions between CAP and RNA polymerase // Cell, 87, 1123-1134, 1996.

134. Niu W., Zhou Y., Dong Q., Ebrigth Y, Ebrigth R. Characterization of the activating region of Escherichia coli catabolite gene activator protein (CAP). I. Saturation and alanine scanning mutagenesis // J. Mol. Biol., 243, 595-602, 1994.

135. Noel R., Reznikoff W. CAP? The -45 region, and RNA polymerase: three partners in transcription initiation at lacPl in Escherichia coli //J. Mol. Biol., 282, 495-504, 1998.

136. Nuez B., Rojo F., Salas M. Phage 029 regulatory protein p4 stabilizes the binding of the RNA polymerase to the promoter in a process involving direct protein-protein contacts // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89, 11401-11405, 1992.

137. Orphanides G., Lagrange T., Reinberg D. The general transcription factors of RNA polymerase II // Genes Dev., 10, 2657-2683, 1996.

138. Pace H., Kercher M., Lu P., Markiewicz P., Miller J., Chang G., Lewis M. Lac repressor genetic map in real space // Trends Biochem. Sci., 12, 334-339, 1997.

139. Parekh B., Hatfield W. Transcriptional activation by protein-induced DNA bending: evidence for a DNA structural transmission model // Proc. Natl. Acad. Sci USA, 93, 1173-1177, 1996.

140. Parkinson G., Wilson C., Gunasekera A., Ebright Y., Ebright R., Berman H. Structure of the CAP-DNA complex at 2.5 A resolution // J. Mol. Biol., 260, 395408, 1996.

141. Passner J., Steitz T. The structure of a CAP-DNA complex having two camp molecules bound to each monomer // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 94, 2843-2847, 1998.

142. Pedersen H., Dall J., Dandanell G., Valentin-Hansen, P. Gene-regulatory modules in E. coli: nucleoprotein complexes formed by cAMP-CRP and CytR at the nupG promoter // Mol. Microbiol., 17, 843-853, 1995.

143. Pedersen H., Sogaard-Andersen L., Hoist B., and Valentin-Hansen P. Heterologous cooperativity in E. colv. the CytR repressor both contacts DNA and cAMP receptor protein when binding to the deoP2 promoter // J. Biol. Chem., 266, 17804-17808, 1991.

144. Perini L., Doherty E., Werner E., Senear F. Multiple specific CytR binding sites at the E. coli deoP2 promoter mediate both cooperative and competitive interactions between CytR and cAMP receptor protein // J. Biol. Chem., 271, 33242-33255, 1996.

145. Peros M., Steitz T. DNA looping and Lac repressor CAP interaction // Science, 274, 1929-1930,1996.

146. Ptashne M. A genetic switch. Phage X and higher organisms. 2nd ed // Cambridge, MA: Cell Press, Blackwell Scientific Publications; 1992.

147. Ptashne M., Gann A. Transcriptional activation by recruitment // Nature, 386: 569-577, 1997.

148. Rasmussen P., Sogaard-Andersen L., Valentin-Hansen, P. Identification of the nucleotide sequence recognized by the cAMP-CRP dependent CytR repressor protein in the deoP2 promoter in E. coli //Nucleic. Acids Res., 21, 879-885, 1993.

149. Rhodius V., West D., Webster C., Busby S., Savery N. Transcription activation at Class II CRP-dependent promoters: the role of different activating regions // Nucl. Acids Res., 25, 326-333, 1997.

150. Rhodius V.A., Busby S.J.W. Positive activation of gene expression // Curr. Opin. Microbiol., v. 1, 152-159,1998.

151. Richard H. Transcription activation at Class I CAP-dependent promoters. MicroReview. //Molec. Microbiol., 8(5), 797-702, 1993.

152. Richet E., Vidal-Ingigliardi D., Raibaud O. A new mechanism for coactivation of transcription: repositioning of an activator triggered by the binding of a second activator//Cell, 66, 1185-1195, 1991.

153. Roeder R. The role of general initiation factors in transcription by RNA polymerase II // Trends Biochem. Sci., 21, 327-335, 1996.

154. Rojo F. Mechanisms of transcriptional repression // Curr. Opin. Microbiol., 4, 145-151,2001.

155. Rojo F., Salas M. A DNA curvature can substitute phage 029 regulatory protein p4 when acting as a transcriptional repressor // EMBO, 10, 3429-3438, 1991.

156. Ross W., Gosink K., Salomon J., Igarashi K., Zou C., Ishihama A., Severiniv K., Gourse R. A third recognition element in bacterial promoters: DNA binding by the a subunit of RNA polymerase // Science, 262: 1407-1413, 1993.

157. Roy S., Gardes S., Adhya S. Activation and repression of transcription by differential contact: two sides of a coin //J. Biol. Chem., 273, 14059-14062, 1998.

158. Ryu S., Garges S., Adhya S. An arcane role of DNA in transcription activation // Proc. Natl. Acad. Sci USA, 91, 8582-8586, 1994.

159. Sambrook J., Fritsch E., Maniatis T. Molecular cloning: a laboratofy manual, 1st and 2nd ed. N.Y. Cold Spring Harbor Laboratory, 1989.

160. Sanger F., Nicklen S., Coulson A. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 74, 5463-5467, 1977.

161. Schlax P., Capp M., Record M. Inhibition of transcription initiation by lac repressor // J. Mol. Biol., 245, 331-350, 1995.

162. Schneider R., Travers A., KutateladzeT., Muskhelishvili G. A DNA architectural protein couples cellular physiology and DNA topology in Escherichia coli II Mol. Microbiol., 34, 953-964, 1999.

163. Schroder O., Wagner R. The bacterial DNA-binding protein H-NS represses ribosomal RNA transcription by trapping RNA polymerase in the initiation complex // J. Mol. Biol., 298, 737-748, 2000.

164. Schultz S., Shields G., Steitz T. Crystal structure of a CAP-DNA complex: the DNA is bend by 90 degrees // Science, 253, 1001-1007, 1991.

165. Scott S., Busby S., Beacham I. Transcriptional coactivation at the ansB promoters: involvement of the activating regions of CRP and FNR when bound in tandem // Mol. Microbiol., 18, 521-532, 1995.

166. Severinova E., Severinov K., Darst S. Inhibition of Escherichia coli RNA polymerase by bacteriophage T4 AsiA // J. Mol. Biol., 279, 9-18, 1998.

167. Shin M., Kang S., Hyun S., Fujita N., Ishihama A., Valentin-Hansen P., Choy H. Repression of deoP2 in Escherichia coli by CytR: conversion of a transcription activator into a repressor // EMBO J., 20, 5392-5399, 2001.

168. Slijper M., Boelens R., Davis A., Konings R., van der Marel G., van Boom J., Kaptein R. Backbone and side chain dynamics of lac repressor headpiece (1-56) and its complex with DNA // Biochemistry, 36, 249-254, 1997.

169. Smith T., sauer R. Dual regulation of open-complex formation and promoter clearance by Arc explains a novel repressor to activator switch // Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 93, 8868-8872, 1996.

170. Sogaard-Andersen L., Martinussen J., Mollegaard N., Douthwaite S., Valentin-Hansen P. The CytR repressor antagonizes cyclic AMP-cyclic AMPreceptor protein activation of the deoCP2 promoter of E. coli II J. Bacterid., 172, 5706-5713, 1990.

171. Sogaard-Andersen L., Mollegaard N., Douthwaite S., Valentin-Hansen P. Tandem DNA-bound cAMP-CRP complexes are required for transcriptional repression of the deoP2 promoter by the CytR repressor in E. coli II Mol. Microbiol., 4, 1595-1601, 1990.

172. Sogaard-Andersen L., Pedersen H., Hoist B., Valentin-Hansen P. A novel function of the cAMP-CRP complex in E. coli: cAMP-CRP functions as an adaptor for the CytR repressor in the deo operon // Mol. Microbiol., 5, 969-975, 1991.

173. Sogaard-Andersen L., Valentin-Hansen P. Protein-protein interactions in gene regulation: the cAMP-CRP complex sets the specificity of a second DNA-binding protein, the CytR repressor II Cell 75: 557-566, 1993.

174. Spronk C., Slijper M., van Boom J., Kaptein R., Boelens R. Formation of the hinge helix in the lac repressor is induced upon binding to the lac operator // Nat. Struct. Biol., 3, 916-919, 1996.

175. Strainic M., Sullivan J., Velevis A., deHaseth P. Promoter recognition by Escherichia coli RNA polymerase: Effects UP element on open complex formation and promoter clearance II Biochemistry, 37, 18074-18080, 1998.

176. Summers A. Untwist and shout a Heavy metal-responsive transcriptional regulator//J. Bacterid., 174, 3097-3101, 1992.

177. Tagami H., Aiba H. Role of CRP in transcription activation at Escherichia coli lac promoter: CRP is dispensable after the formation of open complex // Nucleic Acids Res., 23, 599-605, 1995.

178. Tang H., Severinov K„ Goldfarb A., Fenyo D., Chait B., Ebright R. Location, structure, and function of the target of a transcription activator protein // Genes Dev., 8, 3058-3067, 1994.

179. Tupper A., Owen-Hughes T., Ussery D., santos D., Ferguson D., Sidebotham J., Hinton J., Higgins C. The cromatin associated protein H-NS alters DNA topology in vitro // EMBO J., 13, 258-268, 1994.

180. Ushida C., Aiba H. Helical phase dependent action of CRP: effect of the distance between the CRP site and the -35 region on promoter activity // Nucl. Acids Res., 18, 6325-6330, 1990.

181. Valentin-Hansen P. Tandem CRP sites in the deo operon of E. coli II EMBO J., 9, 1049-1054, 1982.

182. Valentin-Hansen P., Larsen J., Hojrup P., Short S., Barbier C. Nucleotide sequence of the CytR regulatory gene of E. coli K-12 // Nucleic Acids Res., 14, 2215-2228, 1986.

183. Valentin-Hansen P., Sogaard-Andersen L., Pedersen H. A flexible partnership: the CytR anti-activator and the cAMP-CRP activator protein, comrades in transcription control // Mol. Microbiol., 20, 461-466, 1996.

184. Von Hippel P., Yager T., Gill S. Quantitative aspects of the transcription cycle in Escherichia coli II In:"Transcription regulation", Cold Spring Harbor Lab. Press, 179-204, 1992.

185. Vossen K., Stiele D., Fried M. The mecanism of CAP-lac repressor binding cooperatively at the E. coli lactose promoter // J. Mol. Biol., 255, 44-54, 1996.

186. Weickert M., Adhya S. A family of bacterial regulators homologous to Gal and Lac repressors//J. Biol. Chem., 267, 15869-15874, 1992.

187. Williams D., Motallebi-Veshareh M., Thomas C. Multifunctional repressor KorB can block transcription by preventing isomerization of RNA polymerase-promoter complexes//Nucleic Acids Res., 21, 1141-1148, 1993.

188. Williams R., Rhodius V., Bell A., Kolb A., Busby S. Orientation of functional activating regions in the E. cli CRP protein during transcription activation at class II promoters //Nucl. Acids Res., 24, 1112-1118, 1996.

189. Wing H., Williams S., Busby S. Spacing requiretements for transcription regulation by Escherihia coli FNR protein // J. Bacterid., 177, 6704-6710, 1995.

190. Wosten M. Eubacterial sigma factors // FEMS Microbiol. Rev., 22, 127150, 1998.

191. Wu H., Tyson K., cole J., Busby S. Regulation of the E. coli nir operon by two transcription factors: a new mechanism to account for co-dependence on two activators // Mol. Microbiol., 27, 493-505, 1997.

192. Xu J., Johnson R. Cyclic AMP receptor protein functions as a repressor of the osmotically inducible promoterproP PI in Escherichia coli II J. Bacterid., 179, 2410-2417, 1997.

193. Yang J., Wang P., Pittard A. Mechanism of repression of the aroP2 promoter by the TyrR protein of Escherichia coli II J. Bacterid., 181, 6411-6418, 1999.

194. Zhand G., Darst S.A. Structure of the Escherichia coli RNA polymerase a subunit amino-terminal domain. // Science 281: 262-266. 1998.

195. Zhang G., Campell E.A., Minakhin L., Richter C., Severinov K., Darst S.A. Crystal structure of Thermus aquaticus core RNA polymerase at 3.3 A resolution // Cell, v. 98, 811-824, 1999.

196. Zhou Y., Merkel T., Ebright R. Characterization of the activating region of Escherichia coli catabolite gene activator protein (CAP): II. Role at Class I and Class II CAP-dependent promoters // J. Mol. Biol., 243, 603-610, 1994.

197. Zhou Y., Zhang X., Ebright R. Identification of the activating region of CAP: isolation and characterization of mutants of CAP specifically defective in transcription activation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 90, 6081-6085, 1993.

198. Zhou Y.,Pendergrast P., Bell A., Williams R„ Busby S., Ebright R. The functional subunit of a dimeric transcription activator protein depends on promoter architecsture//EMBO J., 13,4549-4557, 1994.

199. Zou C., Fujita K., Ishihama A. A symmetric arrangement of two alpha subunits within Escherichia coli RNA polymerase. Involvement of one alpha subunit in contact with camp receptor protein // J. Mol. Biol., 11, 1283-1288, 1993.

200. Zou C., Fujita N., Igarashi K., Ishihama A. Mapping the camp receptor contact siteon the alpha subunit of Escherichia coli RNA polymerase // Mol. Microbiol., 6, 2599-2605, 1992.

201. Zubay G., Schwartz D., Beckwith J. Mechnism of activation of catabolite -sensitive genes: a positive control system // Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 66, 104111, 1970.

202. Домакова Е. В., Эррайс JI. JL, Еремина С. Ю., Миронов А. С. Мутационный анализ основного сайта связывания белка CytR в регуляторной области гена udp E.coli II Генетика. Т. 35. №2. С. 181-186. 1999.

203. Домакова Е. В., Эррайс Л. Л., Еремина С. Ю., Миронов А. С. Роль дополнительных сайтов связывания белка CytR в регуляции экспрессии гена udp Escherichia coli II Генетика, т. 35, No 8, с. 1-10. 1998.

204. Калинин В.Л. Транскрипция и регуляция экспрессии генов. СПб. Изд-во СПбГТУ, 246с. 2001.

205. Миллер Дж. Эксперименты в молекулярной генетике. Мир. 1979.

206. Миронов А. С. Регуляцмя активности гена уридинфосфорилазы у Е. coli К-12. Генетика, т. 18, с. 939-946, 1982.

207. Миронов А. С., Нечаева Г. Д., Суходолец В. В. Взаимодействие элементов негативной (CytR) и позитивной (цАМФ-CRP) регуляции в промоторной области уридинфосфорилазного (udp) гена Е. coli К-12. генетика, т. 25, с. 438-477, 1989.

208. Миронов А. С., Суходолец В. В., Алхимова Р. А. Влияние мутаций по аденилатциклазе (суа) и белку-рецептору циклического аденозинмонофосфата (сгр) на выражение генов катаболизма нуклеозидов у Е. coli К-12. генетика, т. 14, е., 103-110, 1978.