Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Закономерности SOS-индукции в клетках бактерий Escherichia coli при действии ультрафиолетового света и ионизирующих излучений с разными физическими характеристиками

ВАК РФ 03.00.01, Радиобиология

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Комова, Ольга Викторовна

Введение

Глава I. Обзор литературы

1.1. Регуляция SOS-ответа

1.2. Механизмы генерирования SOS-сигнала

1.3. Закономерности SOS-индукции при действии излучений 26 разного качества

1.4. Влияние некоторых белков на индукцию SOS-ответа

Глава II. Материалы и методы исследования

2.1. Бактериальные штаммы и плазмиды

2.2. Источники излучений

2.3. Питательные среды и буферы

2.4. Методы регистрации SOS-индукции

2.4.1. SOS/их-тест

2.4.2. SOS-хромотест

2.4.3. Определение выживаемости клеток

2.4.4. Трансформация клеток E.coli плазмидой pPLS

2.4.5. Статистическая обработка данных

Глава III. Результаты исследования

3.1. Радиочувствительность использованных в работе штаммов

3.2. SOS-ответ при действии ультрафиолетового света

3.2.1. Влияние эксцизионной репарации УФ-индуцированных 43 повреждений ДНК на SOS-индукцию

3.2.2. Влияние фотореактивации пиримидиновых димеров на 51 SOS-индукцию

3.2.3. Влияние регуляции клеточного цикла на SOS-индукцию

3.3. SOS-ответ при действии ионизирующих излучений

3.3.1. у-облучение

3.3.1.1. Влияние мутации в гене итиС на SOS-индукцию

3.3.2. Ускоренные заряженные ионы

3.3.3. Влияние аноксического радиосенсибилизатора ТАН на 66 SOS-индукцию

3.4. Оценка чувствительности метода SOS /ш;-тест

Глава IV. Обсуждение результатов 73 Заключение 86 Выводы 89 Список литературы 91 Список сокращений, использованных в работе

Введение Диссертация по биологии, на тему "Закономерности SOS-индукции в клетках бактерий Escherichia coli при действии ультрафиолетового света и ионизирующих излучений с разными физическими характеристиками"

Актуальность проблемы

Проблема генетического действия излучений с разными физическими характеристиками является одной из наиболее актуальных в современной радиобиологии. Это обусловлено необходимостью решения многих важных задач в области радиоэкологии, радиационной безопасности космических полетов, лучевой терапии злокачественных опухолей и других сферах. Как известно, биологическая эффективность излучений определяется как их физическими характеристиками, так и биологическими факторами самой клетки, среди которых решающая роль принадлежит репарационным процессам, направленным на восстановление генетических структур. Из известных в настоящее время репарационных механизмов наименее исследованным, как у прокариот, так и у эукариот, остается индуцибельная репарация, хотя в экспериментах на бактериях Escherichia coli ее изучение ведется уже более тридцати лет. В этих клетках она получила название SOS-системы репарации и представлена более чем двадцатью генами, которые скоординированно дерепрессируются при возникновении в ДНК повреждений. Транскрипционная активизация этих генов приводит к синтезу белков, которые необходимы для спасения клетки при тяжелых повреждениях ее генетических структур. Индукция SOS-ответа в таких случаях позволяет решить две главные задачи: повысить эффективность эксцизионной репарации, с одной стороны, а с другой - повысить толерантность клетки к повреждениям, которые не могут быть эксцизированы. Последняя из этих задач в Escherichia coli решается путем снижения корректорских функций репликативной ДНК-полимеразы, что делает SOS-репарацию крайне мутагенной. Под ее контролем находится практически весь УФ-индуцированный и подавляющая часть у-индуцированного мутагенеза у Escherichia coli. Поэтому ее изучение является важным звеном в понимании молекулярных событий, приводящих к индукции мутаций.

В результате исследований SOS-системы Escherichia coli удалось установить принципы ее регуляции, природу SOS-индуцирующего сигнала, а также значительную часть функций, контролируемых SOS-генами. При этом было выявлено существенное сходство некоторых из них с функциями индуцибельных белков в клетках млекопитающих и дрожжей. На основе принципов регуляции экспрессии SOS-генов для E.coli был разработан ряд методов количественной оценки SOS-индукции. Все это делает данные клетки удобным объектом для изучения механизмов индуцибельных процессов при действии ДНК-повреждающих факторов различной природы.

Существующие методы измерения уровня SOS-индукции в бактериальных клетках, главным образом SOS-хромотест (Quillardet et.al., 1982; Jenek et.al., 1985; Nacamura et.al., 1987; Nunoshiba and Nishioka, 1991), позволили накопить обширные данные, касающиеся генотоксичности химических соединений. Однако в научной литературе имеется лишь незначительное число работ, посвященных изучению эффективности индукции SOS-системы различными типами излучений и ее взаимодействию с другими репарационными механизмами клетки. Данные, представленные в них, весьма фрагментарны и противоречивы. Часто такие исследования ограничивались одной дозой облучения или одним временем пострадиационного инкубирования клеток. Однако очевидно, что подробное исследование закономерностей SOS-индукции способно внести существенный вклад в понимание последовательности молекулярных событий, приводящих к ее запуску и активизации тех или иных функций. Использование для этой цели широкого спектра излучений 5 с разными физическими характеристиками позволяет выявить роль количества и качества повреждений в индукции данной системы, а следовательно, и в индукции мутаций. Учитывая тесную взаимозависимость SOS-репарации, эксцизионной репарации и репликации ДНК, весьма информативным может оказаться исследование закономерностей SOS-ответа в клетках с мутациями в генах, ответственных за различные пути эксцизионной репарации и регуляцию клеточного цикла.

Существующие методы слишком трудоемки и не могут быть использованы для решения таких задач. Для этой цели нами был разработан эффективный и весьма экономичный метод - SOS lux-mecm (Ptitsyn et al., 1997), основанный на использовании рекомбинантных клеток E.coli, способных к SOS-индуцибельной биолюминесценции. Такую способность они приобретают после трансформации их специально сконструированной плазмидой pPLS-1, несущей люциферазный оперон светящихся бактерий Photobacterium leiognathi под конторолем SOS-индуцибельного промотора cda-теяа. плазмиды Col D. Количественным показателем SOS - индукции в данном методе является световой выход, который может быть измерен на люминометре в течение нескольких секунд. Этот метод не требует разрушения клеток, поэтому позволяет исследовать эффективность SOS-ответа при действии различных ДНК-повреждающих факторов в режиме реального времени. Он успешно может быть использован для изучения влияния на SOS-индукцию различных белков, контролирующих, в частности, другие пути репарации. Для этого не требуется создания новых штаммов с мутацией в соответствующем гене, поскольку репортерный компонент с биолюминесцентной системой находится на плазмиде, которая может быть трансформирована в любой из имеющихся мутантных штаммов.

Цель и основные задачи исследования

Целью настоящего исследования явилось изучение закономерностей SOS-индукции у бактерий E.coli с различным репарационным статусом при действии ультрафиолетового света, у-излучения и тяжелых ионов в широком диапазоне ЛПЭ с использованием метода SOS lux-тест.

Для достижения указанной цели были поставлены следующие задачи:

1) изучить возможности разработанного нами метода SOS /га-тест для количественной оценки SOS-ответа в клетках Escherichia coli;

2) исследовать кинетические и дозовые зависимости SOS-индукции в клетках E.coli при действии ультрафиолетового света, у-излучения и тяжелых ионов с ЛПЭ 5 - 200 кэВ/мкм;

3) изучить влияние фотореактивации и эксцизионной репарации на SOS-индукцию при облучении клеток E.coli ультрафиолетовым светом;

4) исследовать роль UmuC-белка, ответственного за регуляцию клеточного цикла, в индукции SOS-ответа при облучении клеток E.coli ультрафиолетовым светом и у-лучами;

5) исследовать роль нерепарируемых эксцизионной репарацией у-индуцированных повреждений ДНК, образующихся в присутствии аноксического радиосенсибилизатора ТАН.

Научная новизна.

В работе впервые:

- для исследования SOS-индукции в клетках Escherichia coli использован разработанный нами биолюминесцентный метод SOS lux-тест (патент №195 49 417,ФРГ);

- исследованы кинетические и дозовые зависимости SOS-индукции в клетках E.coli в широком диапазоне доз для ультрафиолетового света, и ионизирующих излучений с ЛПЭ 5 - 200 кэВ/мкм;

- исследована роль эксцизионной репарации и фотореактивации в индукции SOS-ответа в широком диапазоне доз ультрафиолетового света;

- исследована роль нерепарируемых эксцизионной репарацией у-индуцированных повреждений ДНК в индукции SOS-ответа;

- исследована роль регуляции клеточного цикла в индукции SOS-ответа при действии ультрафиолетового света и у-излучения.

Научно-практическая значимость работы.

Полученные результаты показывают, что SOS /их-тест является чувствительным и высокоинформативным методом для исследования SOS-индукции в клетках бактерий Escherichia coli при действии излучений разного качества. Он также может быть использован для изучения генетического действия различных факторов физической и химической природы, т.к. пусковым механизмом SOS-ответа являются повреждения ДНК. Результаты данной диссертации были использованы при разработке в рамках проекта COPERNICUS (грант CIPA СТ-94 0122) прибора для регистрации в автоматическом режиме генетического действия солнечной радиации.

В экспериментах in vivo получены новые данные о закономерностях SOS-индукции при действии излучений разного качества, что позволяет расширить понимание механизмов, приводящих к запуску индуцибельных репарационных процессов.

Положения и результаты, выносимые на защиту.

К защите представляются:

1. Метод SOS /га-тест для количественной оценки SOS-индукции, основанный на биолюминесценции;

2. Результаты исследования кинетических и дозовых зависимостей SOS-индукции в клетках E.coli при действии ультрафиолетового света, у-излучения и тяжелых ионов;

3. Результаты исследования влияния конститутивных репарационных механизмов (эксцизионной репарации и фотореактивации) на SOS-индукцию при действии ультрафиолетового света;

4. Результаты исследования влияния UmuCD-зависимой регуляции клеточного цикла на SOS-индукцию при действии ультрафиолетового света и у-излучения;

5. Результаты исследования влияния линейной передачи энергии ионизирующего излучения на SOS-индукцию.

Заключение Диссертация по теме "Радиобиология", Комова, Ольга Викторовна

выводы

1. Исследованы количественные и качественные закономерности SOS-индукции в клетках E.coli при действии ультрафиолетового света, у-излучения и ускоренных тяжелых ионов с ЛПЭ 5 - 200 кэВ/мкм.

2. Установлено, что кинетика SOS-индукции различна в области больших и малых доз ультрафиолетового света. Для больших доз (> 3 Дж/м2 для клеток, дефектных по эксцизионной репарации, и > 20 Дж/м2 для клеток дикого типа) характерна задержка SOS-ответа, увеличивающаяся с дозой.

3. Блокирование эксцизионной репарации мутациями в генах, ответственных за различные ее стадии, приводит к возрастанию SOS-индукции при действии ультрафиолетового света, которое наиболее ярко выражено в области малых доз (< 5 Дж/м ). При этих дозах максимальные значения фактора индукции в клетках, дефектных по узнаванию и по эксцизии фотопродуктов, были примерно в 20 и 9 раз выше, чем в клетках дикого типа, соответственно.

4. Фотореактивация пиримидиновых димеров приводит к снижению SOS-индукции, которое наиболее ярко выражено в области малых доз (< 2 Дж/м ). При этих дозах максимальные значения фактора индукции после такой процедуры уменьшаются в -2.5 раза. Фотореактивирующий эффект видимого света отсутствует при дозах >10 Дж/м .

5. Нарушение регуляции клеточного цикла, контролируемой UmuCD-белками, приводит к задержке SOS-индукции как при УФ-, так и при у-облучении и снижению ее уровня до 8.5 и 3 раз, соответственно.

6. SOS-ответ при действии ионизирующих излучений зависит от линейной передачи энергии. С увеличением ЛПЭ от 0.3 кэВ/мкм до

200 кэВ/мкм эффективность SOS-индукции возрастает в 1.7 раза. Дальнейшее увеличение ЛПЭ приводит к ее снижению.

7. При у-облучении клеток в присутствии аноксического сенсибилизатора ТАН, образующего крупные аддукты с у-индуцированными радикалами ДНК, наблюдается более чем пятикратное возрастание SOS-ответа. Это свидетельствует о том, что повреждения, которые не являются субстратами эксцизионной репарации и препятствуют синтезу ДНК, являются эффективными SOS-индуцирующими повреждениями при у-облучении.

8. Оценка чувствительности метода SOS /ш;-тест показала, что доза, при которой наблюдается двухкратное увеличение фактора индукции при облучении клеток дикого типа ультрафиолетовым светом и у-лучами, по сравнению с контрольным уровнем, составляет 0.5 Дж/м2 и 5 Гр, соответственно. Для клеток, дефектных по эксцизионной репарации УФ-индуцированных повреждений, эта доза составляет «0.5 Дж/м2. Это позволяет заключить, что SOS /ш:-тест не уступает по чувствительности классическим методам измерения SOS-индукции. При этом он существенно превосходит их по простоте и информативности.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В представленной работе впервые использован разработанный нами биолюминесцентный метод для количественной оценки SOS-индукции в клетках Escherichia coli - SOS lux-тест (Ptitsyn et al., 1997; раздел 2.4.1.). Широкие возможности данного метода позволили нам провести комплексное исследование закономерностей SOS-индукции при действии ультрафиолетового света и ионизирующих излучений разного качества.

Проведенные исследования с использованием различных репарационных мутантов позволили установить, что отсутствие эксцизионной репарации и фотореактивации пиримидиновых димеров приводит к возрастанию SOS-индукции в области малых доз. Граница дозового диапазона, где наблюдался данный эффект, зависела от исследуемого репарационного механизма. Наибольшее возрастание SOS-ответа вызывало ингибирование начальной стадии эксцизионной репарации. Наименее эффективной в элиминации SOS-индуцирующих повреждений оказалась фотореактивация. Вместе с тем, при больших дозах блокирование указанных механизмов приводило к обратному эффекту, что выражалось в снижении способности клеток индуцировать SOS-ответ, в то время как в клетках дикого типа продолжалось его эффективное нарастание. Различное влияние репарационных процессов на SOS-индукицю в УФ-облученных клетках может быть обусловлено различиями как в количестве, так и в качестве повреждений в области больших и малых доз. Известно, что SOS-сигнал, в качестве которого у E.coli выступает однонитевая ДНК, генерируется в клетке только в процессе репликации ДНК (Sassanfar and Roberts, 1990). Основным источником однонитевой ДНК являются пробелы, оставляемые ДНК-полимеразой в дочерней нити напротив повреждения (Rupp and Howard-Flanders, 1968). Однако было показано, что с увеличением дозы все

86 большее число репликативных вилок оказываются блокированными в поврежденных сайтах (Doudney, 1973). В этом случае генерирование SOS-сигнала возможно только после того, как синтез ДНК будет восстановлен. Элиминация повреждений путем их эксцизии или фотореактивации будет способствовать такому восстановлению и, как следствие, возрастанию SOS-ответа. Тогда как в области малых доз, где репликация ДНК не прерывается, элиминация повреждений приведет к его снижению.

В работе впервые показано влияние на SOS-ответ регуляции клеточного цикла, осуществляемого с участием UmuC- и UmuD-белков как при УФ-, так и при у-облучении, что позволило подтвердить модель (Smith, Walker, 1998), описывающую их роль в координировании процессов репарации и репликации ДНК.

Исследование SOS-индукции в клетках Е. coli при действии у~ излучения и ускоренных тяжелых ионов в широком диапазоне ЛПЭ показало, что эффективность данного процесса зависит от линейной передачи энергии излучения. Она увеличивается в диапазоне ЛПЭ 0.320 кэВ/мкм и снижается с последующим увеличением линейной передачи энергии излучения. Использование аноксического радиосенсибилизатора ТАН позволило показать высокую SOS-индуцирующую способность неэксцизируемых и препятствующих синтезу ДНК повреждений при действии ионизирующих излучений. Это дает основания предполагать, что ответственными за возрастание SOS-ответа при увеличении ЛПЭ частиц могут являться комплексные повреждения ДНК.

Полученные в работе результаты согласуются с данными о характере таких фундаментальных клеточных процессов, как синтез ДНК в УФ-облученных клетках (Doudney, 1973, 1990; Verma et al., 1989; Kogoma, 1997; Michel, 2000) и мутагенез при действии ионизирующих излучений (Kozubek et al., 1994), который у E.coli находится под SOS-контролем. Таким образом, разработанный нами и использованный в

87 работе метод SOS /mr-тест может быть рекомендован как чувствительный и эффективный метод количественной оценки SOS-индукции в клетках Escherichia coli.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Комова, Ольга Викторовна, Дубна

1. Миллер Д. (1976). Эксперименты в молекулярной генетике. Москва, Мир.

2. Anderson D.G. and Kowalczykowski S.C. (1997a). The recombination hot spot X is a regulatory element that swithes the polarity of DNA degradation by RecBCD enzyme. Genes.Dev., 11, p.571-581.

3. Anderson D.G. and Kowalczykowski S.C. (1997b). The translocating RecBCD enzyme stimulates recombination by directing RecA protein onto ss DNA in a %-regulated manner. Cell, 90, p.77-86.

4. Anderson D.G. and Kowalczykowski S.C. (1998). Reconstitution of a SOS response pathway: derepression of transcription in response to DNA breaks. Cell, 95, p.975-979.

5. Appleyard R.K. (1954). Segregation of new lysogenic types during growth of a doubly lysogenic strain derived from Escherichia coli K12. Genetics, 39, p.440-452.

6. Arthur H.M. and Lloyd R.G. (1980). Hyper-recombination in uvrD mutants of Escherichia coli K12. Mol.Gen.Genet., 180, p.185-191.

7. AsaiT., SommerS., BaloneA. and KogomaT. (1993). Homologous recombination-dependent initiation of DNA replication from DNA damage-inducible origins in Escherichia coli. EMBO J., 12, p.3287-3295.

8. AsaiT., ImaiM. and KogomaT. (1994a). DNA damage-inducible replication91of the Escherichia coli chromosome is initiated at separate sites within the minimal oriC. J.Mol.Biol., 235, p. 1459-1469.

9. Asai Т., Bates D.B. and KogomaT. (1994b). DNA replication triggered by double-strand breaks in Escherichia coli: dependence on homologous recombination functions. Cell, 78, p. 1051 -1061.

10. Asai T. and Kogoma T. (1994). D-loops and R-loops alternative mechanism for initiation of chromosome replication in Escherichia coli. J.Bacteriol., 176, p.1807-1812.

11. Bates H. and Bridges B.A. (1991). Mutagenic DNA repair in Escherichia coli. XIX. On the roles of RecA protein in ultraviolet light mutagenesis. Biochem., 73, p.485-489.

12. BergerM. and Cadet J. (1985). Radiation-induced binding of 2,2,6,6-tetramethyl-l,4-piperidone-N-oxyl to the thymidine in oxigen-free aqueous solutions. Isolation and characterization of the adducts. CanJ.Chem., 63, p.6-14.

13. Bierne H., Ehrlich S.D. and Michel B. (1991). The replication termination signal TerB of the Escherichia coli chromosome is deletion hotspot. EMBO J, 10, p.2699-2705.

14. Bierne H. and Michel B. (1994). When replication forks stop. Mol.Microbiol., 13, p. 17-23.

15. Billen D. (1969). Replication of the bacterial chromosome: location of new initiation sites after irradiation, J.Bacteriol., 97, p. 1169-1175.

16. Billen D., HellermanG. and CarreiraL. (1972). Gene frequency analysis of chromosomal initiation sites in Bacillus subtilis after ultraviolet light or X-ray exposure. J.Bacteriol., 109, p.379-384.

17. Billen D. and Cain J. (1973). X-Ray-induced alterations in marker replication pattern in Bacillus subtilis W23. Radiat.Res., 56, p.271-281.

18. Blanco M. and Pomes L. (1977). Prophage induction in Escherichia coli K12 cells deficient in DNA polimerase I. Mol.Gen.Genet., 154, p.287-292.

19. Blattner F.R., PlunkettG., BlochC.A., PernaN.T et al. (1997). The complete genome sequence of Escherichia coli K-12. Science, 277, p.1453-1474.

20. Bonev M.N., Kozubek S. and Krasavin E.A. (1989). The effect of genotype on the induction of prophage lambda in E.coli cells by ionizing radiation of various LET. Radiobiologia, 29, p.30-35.

21. Breen A.P. and Murphy J.A. (1995) Reactions of oxil radicals with DNA. Free Radic.Biol.Med, 18, p. 1033-1077.

22. BrenaM., TaveraL.T. and BalcazarM. (1996). SOS induction by low activity a sources: microdosimetric considerations. Int.J.Radiat.Biol., 69, p.219-223.

23. Bridges B.A. and Brown G.M. (1992). Mutagenic DNA repair in Escherichia coli XXI. A stable SOS-inducing signal persisting after excision repair of ultraviolet damage. Mutat.Res., 270, p.135-144.

24. Burckhardt S.E., Woodgate R., Scheuermann R.H. and RadmanM. (1988). UmuD mutagenesis protein of Escherichia coli: overproduction, purification, and cleavage by RecA. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 85, p. 18111815.

25. ButtinG. and Wright M. (1968). Enzymatic DNA degradation in Escherichia coli: its relationship to synthetic processes at the chromosome level. Cold Spring Harbor Symp. Quant.Biol., 33, p.259-269.

26. ChaudryM.A. and WeinfeldM. (1995a). The action of Escherichia coli endonuclease III on multiply damaged sites in DNA. J.Mol.Biol., 249, p.914-922.

27. Chaudry M.A. and Weinfeld M. (1995b). Induction of double-strand breaks by SI nuclease, mung bean nuclease and nuclease PI in DNA containing abasic sites and nicks. Nucl.Acids.Res., 23, p.3805-3809.

28. Cooper P.K. (1982). Characterization of long path excision repair of DNA in ultraviolet-irradiated Escherichia coli: an inducible function under rec-lex control. Mol.Gen.Genet., 185,189-197.

29. Courcelle J., Carswell-Crumpton C. and Hanawalt P.C. (1997). RecF and recR are required for the resumption of replication at DNA replication forks in Escherichia coli. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 94, p.3714-3719.

30. Courcelle J.,Crowley D.J. and Hanawalt P.C. (1999). Recovery of DNA replication in UV-irradiated Escherichia coli requires both excision repair and RecF protein function. J.Bacteriol., 181, p.916-922.

31. CoxM.M. (2000). Recombinational DNA repair in bacteria and the RecA protein. Progress in Nucleic Acid Research and Molecular Biology, 63, p.311-365.

32. Craig N.L. and Roberts J.W. (1980). E.coli recA protein-directed cleavage of phage X repressor requires polynucleotide. Nature, 283, p.26-30.

33. David-Cordonnier M-H., Laval J. and O'Neill P. (2001). Recognition and kinetics for excision of a base lesion within clustered DNA damage by the Escherichia coli proteins Fpg and Nth. Biochemistry, 40, p.5738-5746.

34. DempleB. and Harrison L.(1994). Repair of oxidative damage to DNA: enzymology and biology. Annu.Rev.Biochem., 63, p.915-948.

35. Dixon D.A. and Kowalczykowski S.C. (1991). Homologous pairing in vitro stimulated by the recombination hotspot, Chi. Cell, 66, p.361-371.

36. Doudney C.O. (1961). Recovery of deoxiribonucleic acid synthesis in ultraviolet-light-exposed bacteria. Biochem.Biophys.Res.Commun., 5, p.410-414.

37. Doudney C.O. (1973). Chloramphenicol effects on DNA replication in UV-damaged bacteria. Mutat.Res., 17, p. 1 -12.

38. Doudney C.O. (1990). DNA-replication recovery inhibition and subsequent reinitiation in UV-radiation-damaged E.coli: a strategy for survival.94

39. MutatRes., 243, p. 179-186.

40. Dunderdale H.J. and West S. (1994). Recombination genes and proteins. Curr.O pin.Gen.Develop., 4, p.221-228.

41. Dunderdale H.J., Benson F.E., Parsons C.A. et al. (1991). Formation and resolution of recombination intermediates by RecA and RuvC proteins. Nature, 354, p.506-510.

42. Elledge S.J. and Walker G.C. (1983) Proteins required for ultraviolet light and chemical mutagenesis. Identification of the products of the umuC locus of Escherichia coli. J.Mol.Biol., 164, p.75-192.

43. Fangman W.L. and Russel I.M. (1971). X-irradiation sensitivity in Escherichia coli defective in DNA replication. Mol.Gen.Genet., 110, p.323-347.

44. Franklin W.A. and Haseltine W.A. (1986). The role of the (6-4) photoproduct in ultraviolet light-induced transition mutation in E.coli. Mutat.Res., 165, p.l-7.

45. FreyJ., GhersaP., PalaciosP.G. and BeletM. (1986). Physical and genetic analysis of the ColD plasmid. J.Bacteriol., 166, p. 15-19.

46. Harrison L., HatahetZ., PurmalA.A. and Wallace S.S. (1998). Multiply damaged sites in DNA: interactions with Escherichia coli endonucleases III and VIII. Nucl.Acids Res., 26, p.932-941.

47. HarrisonL., HatahetZ. and Wallace S.S. (1999). In vitro repair of synthetic ionizing radiation-induced multiply damaged DNA sites. J.Mol.Biol., 290, p.667-684.

48. HauserJ., LevineA.S., EnnisD.G., ChumakovK. and Woodgate R. (1992). The enhanced mutagenic potential of the MucAB proteins correlates with the highly efficient processing of the MucA protein. J.Bacteriol., 174, p.6844-6851.

49. HegdeS., Sandler S.J., Clark A.J. and Madiraju M.V.V.S. (1995). RecO and RecR mutations delay induction of the SOS response in Escherichia coli. Mol.Gen.Genet., 246, p.254-258.

50. Hewitt R. and Billen D. (1965). Reorientation of chromosome replication after exposure to ultraviolet light of Escherichia coli. J.Mol.Biol., 13, p.40-54.

51. Higashitani N., Higashitani A., Roth A. and Horiuchi K. (1992). SOS induction in Escherichia coli by infection with mutant filamentous phage that is defective in initiation of complementary-strand DNA synthesis. J.Bacteriol., 174, p. 1612-1618.

52. Hohman W.F., Palcic B. And Skarsgard L.D. (1976). The effect of nitroimidazole and nitroxil radiosensitizers on the post-irradiation synthesis of DNA. Int.J.Radiat.Biol., 30, p.247-261.

53. Jenek J., Quillardet P. and HoffhungM. (1985). Effect of a umuC mutation on phage X induction. Mol.Gen.Genet., 201, p. 158-160.

54. JonsonR.C. and Mc.Neill W.F. (1978). Electron microscopy of UV-induced post replication repair daughter strand gaps. In: DNA repair mechanisms. Academic Press, New York. P.C.Hanawalt, E.C.Freidberg and C.F.Fox (eds), p. 95-99.

55. JonczykP. and Nowicka A. (1996). Specific in vivo protein-protein interaction between Escherichia coli SOS mutagenesis protein. J.Bacteriol., 178, p.2580-2585.

56. JonczykP. and CieslaZ. (1979). DNA synthesis in UV-irradiated Escherichia coli K-12 strains carrying dnaA mutations. Mol.Gen.Genet., 171, p.53-58.

57. Kato T. and ShinouraY. (1977). Isolation and characterization of mutants of Escherichia coli deficient in induction of mutations by ultraviolet light. Mol.Gen.Genet, 156, p.121-131.

58. KogomaT. and LarkK.G. (1970). DNA replication in Escherichia coli: replication in absence of protein synthesis after replication inhibition. J.Mol.Biol, 52, p.143-164.

59. Kogoma T. and Lark K.G. (1975). Characterization of the replication of E.coli DNA in the absence of protein synthesis: stable DNA replication. J.Mol.Biol, 94, p.243-256.

60. KogomaT, TorryT.A. and ConnaughtonM.J. (1979). Induction of UV resistant DNA replication in E.coli: induced stable DNA replication as an SOS function. Mol.Gen.Genet, 176, p. 1-9.

61. KogomaT. (1997). Stable DNA replication: interplay between DNA replication, homologous recombination, and transcription. Microbiol.Mol.Biol.Rev, 61, p.212-238.

62. Koudela K, RyznarL, Kozubek S. and SlotovaJ. (1992). Induction of SOS repair by ionizing radiation. Results from experiments at accelerators. Radiat.Environ.Biophys, 31, p.343-348.

63. Kozubek S, Krasavin E.A, Soskal, Drasil V. et al. (1989). Induction of the SOS response in Escherichia coli by heavy ions. Mutat.Res, 215, p.49-53.

64. Kozubek S, RyznarL and HorneckG. (1994). Mutation induction by accelerated heavy ions in bacteria. Mutat.Res, 309, p. 17-28.

65. Kowalczykowski S.C., Dixon D.A., Eggleston A.K., Lauder S.D, and Rehrauer W.M. (1994). Biochemistry of homologous recombination in Escherichia coli. Microbiol.Rev., 58, p.401-465.

66. Kuemmerly N.B. and Masker W.E. (1980). Effect of uvrD mutation on excision repair. J.Bacteriol., 142, p.535-546.

67. Kuzminov A. (1993). RuvA, RuvB and RuvC proteins: cleaning-up after recombination repairs in E.coli. Bioassays, 15, p.355-358.

68. MageeT.R. and KogomaT. (1990). Requirement of RecBC enzyme and an elevated level of activated RecA for induced stable DNA replication in Escherichia coli. J.Bacteriol., 172, p. 1834-1839.

69. Magee T.R., Asai Т., Malka D. and Kogoma T. (1992). DNA damage-inducible origins of DNA replication in Escherichia coli. EMBO J., 11, p.4219-4225.

70. Mandal T.N., Mahdi A.A., Sharpies G.J. and Lloyd R.G. (1993). Resolution of Holliday intermediates in recombination and DNA repair indirect supression of ruvA, ruvB and ruvC mutations. J.Bacteriol., 175, p.4325-4334.

71. MarcovichH. and LatargetR. (1958). Radiobiological aspects of the induction of lysogenic bacteria to produce phage with X-ray, gamma ray and ultraviolet radiations. Adv.in Biol.Med.Physics, 6, p.75-94.

72. Marsh L. and Walker G.C. (1985). Cold sensitivity induced by overproduction ofUmuDC in Escherichia coli. J.Bacteriol., 162, p.155-161.

73. Masai H., Asai Т., Kubota Y., Arai K. and Kogoma T. (1994). Escherichia coli PriA protein is essential for inducible and constitutive stable DNA replication. EMBO J., 13, p.5338-5345.

74. MichalikV. (1991). Model of DNA damage induced by radiations of various qualities. Int.J.Radiat.Biol., 62, p.9-20.

75. Michel В., Ehrlich S.D. and UzestM. (1997). DNA double-strand breaks caused by replication arrest. EMBO J., 16, p.430-438.

76. Michel B. (2000). Replication fork arrest and DNA recombination. TIBS, 25, p.173-178.

77. Min J., Lee C.W., Moon S.H., LaRossa R.A. and Gu M.B. (2000). Detection of radiation effects using recombinant bioluminescent Escherichia coli strains. Radiat.Environ.Biophys., 39, p.41-45.

78. NacamuraS., OdaY., ShimadaT., Oki I and Sugimoto K. (1987). SOS-inducing activity of chemical carcinogenes and mutagenes in Salmonella tiphimurium TA1535/pSK1002: examination with 151 chemicals. Mutat.Res., 192, p. 239-246.

79. Nakken K.F. and Brustad T. (1974). Studies on the mechanism of interaction of the radiosensitizing agent TAN with radiation-induced DNA and deoxyribonucleotide-radicals. Advances in chemical radiosensitization, Vienna, IAEA, p.37-53.

80. Nohmi Т., Battista J.R., Dodson L.A. and Walker G.C. (1988). RecA-mediated cleavage activates UmuD for mutagenesis: mechanistic relationship between transcriptional derepression and posttransletional activation. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 85, p.l816-1820.

81. Nunoshiba T. and Nishioka H. (1991). Rec-lac test for detecting SOS-inducing activity of environmental genotoxic substances. Mutat.Res., 254, p.71-77.

82. Opperman Т., Murli S and Walker G.C. (1996). The genetic requirements for UmuDC-mediated cold sensitivity are distinct from those for SOS mutagenesis. J.Bacteriol., 178, p.4400-4411.

83. Opperman Т., Murli S., Smith B.T. and Walker G.C. (1999). A model for a wmwDC-dependent prokaryotic DNA damage checkpoint. Proc.Natl. Acad.Sci.USA, 96, p.9218-9223.

84. Parson C.A., Tsaneva I., Lloyd R.G. and West S.C. (1992). Interaction of Escherichia coli RuvA and RuvB proteins with synthetic Holliday junctions. Proc.Natl. Acad.Sci.USA, 89, p.5452-5456.

85. Ptitsyn L.R., Horneck G., Komova O.V., Kozubek S., Krasavin E.A., Bonev M. and RettbergP. (1997). A biosensor for environmental genotoxin screening based on an SOS/юс assay in recombinant Escherichia coli cells. Appl.Environ.Microbiol., 63, p.4377-4384.

86. Quillardet P., HuismanO., D'AriR. and Hofnung M. (1982). SOS-chromotest, a direct assay of induction of an SOS function in Escherichia coli K12 tomeasure genotoxicity. Proc.Natl. Acad.Sci.USA, 79, p. 5971-5975.

87. Quillardet P. and HofnungM. (1984). Induction by UV light of the function sfiA in Escherichia coli strains deficient or proficient in excision repair. J.Bacteriol., 157, p.35-38.

88. Quillardet P., FrelatG., Nguyen V.D. and HofiiungM. (1989). Detection of ionizing radiation with the SOS chromotest, a bacterial short-term test for genotoxic agents. Mutat. Res., 216, p.251-257.

89. Quillardet P. and HofiiungM. (1993). The SOS chromotest: a review. MutatRes., 297, p.235-279.

90. Roberts J.W., Phizicky E.M., Burbee C.W., Roberts C.W. and MoreauP.L. (1982). A brief consideration of the SOS inducing signal. Biochemie, 64, p.805-807.

91. Robu M.E., Inman R.B., Cox M.M. (2001). RecA protein promotes the regression of stalled replication forks in vitro. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 98, p. 8211-8218.

92. Roots R., HolleyW., Chatterjee A., IrizaryM. and Kraft G. (1990). The formation of strand breaks in DNA after high-LET irradiation: a comparison of data from in vitro and cellular systems. Int.J.Radiat.Biol., 58, p.55-69.

93. Rothman R.H., Margossian L.J. and Clare A.J. (1979). W-reactivation of phage lambda in recF, recL, uvrA and uvrB mutants of E.coli K-12.

94. Mol.Gen.Genet., 169, p.279-287.

95. Rothstein R., Michel B. and Gangloff S. (2000). Replication fork pausing and recombination or «gimme a break». Gen.Develop., 14, p. 1-10.

96. Ruiz-Rubio M., Woodgate R., Bridges B.A., Herrera G. and Blanco M. (1986). New role for photoreversible pyrimidine dimers in induction of prototrophic mutations in excision-deficient Escherichia coli by UV light. J.Bacteriol., 166, p.l 141-1143.

97. Rupp W.D. and Howard-Flanders P.(1968). Discontinuities in DNA synthesized in an excision-defective strain of Escherichia coli following ultraviolet irradiation. J.Mol.Biol., 31, p.291-304.

98. Sancar A. (1996). DNA excision repair. Annu.Rev.Biochem., 65, p.43-81.

99. SassanfarM. and Roberts J.W. (1990). Nature of the SOS-inducing signal in Escherichia coli: The involvement of DNA replication. J.Mol.Biol., 212, p.79-96.

100. ScovK.A., PalcicB. and Skarsgard L.D. (1980). Lesions in DNA of hypoxic mammalian cells irradiated in the presence of TAN. Int.J.Radiat.biol., 37, p.529-536.

101. Seigneur M., Ehrlich S.D. and Michel B. (2000). RuvABN-dependent double-strand breaks in dnaBts mutants require RecA. Mol.Microbiol., 38, p.565-574.

102. Seigneur M., Bidnenco V., Ehrlich S.D. and Michel B. (1998). RuvAB acts at arrested replication forks. Cell, 95, p.419-430.

103. SharmaB. and HillT.M. (1995). Insertion of inverted Ter sites into the terminus region of the Escherichia coli chromosome delays completion of DNA replication and disrupts the cell cycle. Mol.Microbiol., 18, p.45-61.

104. ShinagawaH., IwasakiH., KatoT. and NakataA. (1988). RecA protein-dependent cleavage of UmuD protein and SOS mutagenesis. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 85, p.1806-1810.

105. Smith K.C. (1969). DNA synthesis in sensitive and resistant mutants of102

106. Escherichia coli after ultraviolet irradiation. Mutat. Res., 8, 481-495.

107. Smith B.T. and Walker G.C. (1998). Mutagenesis and more: umuDC and the Escherichia coli SOS response. Genetics, 148, p.l599-1610.

108. SommerS., Boudsocq F., DevoretR. and Bailone A. (1998). Specific RecA aminoacid changes affect RecA-UmuD'C interaction. Mol.Microbiol., 28, p.281-291.

109. Taki K. and Horiuchi T. (1999). The SOS response is induced by replication fork blockage at Ter site located on a pUS-derived plasmid: dependence on the distance between ori and Ter sites. Mol.Gen.Genet., 262, p.302-309.

110. TangM., Bruckl., EritjaR. et al., (1998). Biochemical basis of SOS-induced mutagenesis in Escherichia coli: reconstitution of in vitro lesion bypass dependent on the UmuD'2C mutagenic complex and RecA protein. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 95, p.9755-9760.

111. TangM., ShenX., Frank E.G. et al. (1999). UmuD'2C is an error-prone DNA polymerase, Escherichia coli pol V. Biochem., 96, p.8919-8924.

112. Taylor A.F. and Smith G.R. (1985). Substrate specificity of the DNA unwinding activity of the RecBCD enzyme of Escherichia coli. J.Mol.Biol., 185, p.431-443.

113. Uzert M., Ehrlich S.D. and Michel B. (1995). Lethality of reprecB and reprecC double mutants of Escherichia coli. J.Bacteriol., 17, p.l 177-1188.

114. VermaM., MoffartK.G. and Egan J.B.(1989). UV irradiation inhibits initiation of DNA replication from oriC in Escherichia coli. Mol.Gen.Genet., 216. p.446-454.

115. Walker G.C. (1984). Mutagenesis and inducible responses to deoxyribonucleic acid damage in Escherichia coli. Microbiol.Rev., 48, p.60-93.

116. Walker G.C. (1995). SOS-regulated proteins in translesion DNA synthesis and mutagenesis. TIBS, 20, p.416-420.

117. Ward J.F. (1988). DNA damage produced by ionizing radiation in mammalian cells: identities, mechanisms of formation and reparability. Progress in103nucleic acid research and molecular biology, 35, p.95-125.

118. Washburn B.K. and Kushner S.R. (1991). Construction and analysis of deletions in the structural gene (uvrD) for DNA helicase II of Escherichia coli. J.Bacteriol, 178, p.2569-2575.

119. WechslerJ.A. and Gross J. (1971). Escherichia coli mutants temperature-sensitive for DNA synthesis. Mol.Gen.Genet, 113, p.273-284.

120. West S.C, Powell K.A. and Emmerson P. (1975). RecA-dependent inactivation of the lambda phage in Escherichia coli lysogens by y-radiation and by tif expression. Mol.Gen.Genet, 141, p. 1-8.

121. Whitby M.C, Bolt E.L, Chan S.N. and Lloyd R.G. (1996). Interaction between RuvA and RuvC at Holliday Junctions: inhibition of junction cleavage and formation of RuvA-RuvC-DNA complex. J.Mol.Biol, 264, p.878-890.

122. Whitby M.C, Ryder L. and Lloyd R.G. (1993). Reverse branch migration of Holliday junctions by RecG protein: a new mechanism for resolution of intermediates in recombination and DNA repair. Cell, 75, p.341-350.

123. Whitby M.C. and Lloyd RG. (1995). Altered SOS induction associated with mutations in recF, recQ and recR. Mol.Gen.Genet, 246, p. 174-179.

124. WitkinE.M. (1967). The radiation sensitivity of Escherichia coli В: A hypothesis relating filament formation and prophage induction. Proc.Natl.Acad.Sci.USA, 57, p.1275-1279.

125. WitkinE.M. (1976). Ultraviolet mutagenesis and inducible DNA repair in Escherichia coli. Bacteriol.Rev, 40, p.869-907.

126. WoodRD. (1985). Pyrimidine dimers are not the principal pre-mutagenic lesions induced in lambda phage DNA by ultraviolet light. J.Mol.Biol, 184, p.577-585.