Влияние глюкокортикоидов и гипоксии на ключевые белки апоптоза и их регуляторы в мозге неонатальных крыс

Музыка, Владимир Владимирович

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Влияние глюкокортикоидов и гипоксии на ключевые белки апоптоза и их регуляторы в мозге неонатальных крыс
ВАК РФ 03.03.01, Физиология

Автореферат диссертации по теме "Влияние глюкокортикоидов и гипоксии на ключевые белки апоптоза и их регуляторы в мозге неонатальных крыс"

На правах рукописи

МУЗЫКА ВЛАДИМИР ВЛАДИМИРОВИЧ

ВЛИЯНИЕ ГЛЮКОКОРТИКОИДОВ И ГИПОКСИИ НА КЛЮЧЕВЫЕ БЕЛКИ АПОПТОЗА И ИХ РЕГУЛЯТОРЫ В МОЗГЕ НЕОНАТАЛЬНЫХ КРЫС

03.03.01 - физиология

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

005548882

2 г МАЙ 2014

Новосибирск - 2014

005548882

Работа выполнена в Федеральном государственном бюджетном учреждении высшего профессионального образования «Новосибирский национальный исследовательский государственный университет» (Новосибирский государственный университет, НГУ).

Научный руководитель: доктор биологических наук,

член-корр. РАН Дыгало Николай Николаевич

Официальные оппоненты: Новиков Евгений Анатольевич,

ведущий научный сотрудник лаборатории структуры и динамики популяций животных ФГБУН ИСиЭЖ СО РАН, доктор биологических наук

Беклемишев Анатолий Борисович, зав. лаборатории генной инженерии ФГБУ «НИИ БХ» СО РАМН, доктор биологических наук

Ведущая организация: Федеральное государственное бюджетное

учреждение «Научный центр клинической и экспериментальной медицины» Сибирского отделения Российской академии медицинских наук

Защита диссертации состоится » UAQH3 2014 г. в ¡0 часов на заседании диссертационного совета по защите диссертаций (Д 001.014.01) на соискание ученой степени кандидата биологических наук в ФГБУ «НИИ ФФМ» СО РАМН в конференц-зале института по адресу: 630117, г. Новосибирск, ул. Тимакова, 4, тел. (383)335-98-01, факс (383)335-97-54, e-mail: dissovet@physiol.ru

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке ФГБУ «НИИ ФФМ» СО РАМН.

Автореферат разослан « <6 » 1М&3( 2014 г.

Ученый секретарь диссертационного совета к.б.н.

Бузуева И.И.

i/ i

Актуальность проблемы. В ходе онтогенеза в центральной нервной системе млекопитающих закладывается избыточное число нервных клеток, которые затем избирательно элиминируются в ходе формирования дефинитивной структуры мозга (Oppenheim, 1991; Ikonomidou, 2009). Процессы элиминации невостребованных клеток крайне чувствительны к внутренним для организма и средовым факторам, которые способны сдвигать равновесие между пролиферацией и гибелью клеток в ту или иную сторону, что позволяет формируемым в онтогенезе структурам адаптироваться для выполнения своих функций в зависимости от пола, возраста и условий среды (Kim et al., 2011).

Важнейшим путем элиминации избыточных клеток является апоптоз -основной тип программируемой клеточной гибели в развивающемся мозге. За вступление клетки в апоптоз ответственен баланс белков Вс1-2 семейства (Hagberg et al., 2009). Ключевыми регуляторами апоптозного каскада в ЦНС являются проапоптозный белок Вах и антиапоптозный Bel-XL. Перевес экспрессии проапоптозных белков приводит к высвобождению из митохондрий специфических факторов, необходимых для активации основной эффекторной протеазы апоптоза -каспазы-3. Её действие на свои многочисленные субстраты приводит к реализации конечных эффектов программы клеточной гибели (Troy et al., 2011).

Баланс Bcl-2 белков, в свою очередь, определяется множеством аспектов, важнейшим из которых является влияние трофических факторов нейротрофинов (Renton, Xu et al. 2010). В развивающемся мозге ключевым нейротрофином является мозговой нейротрофический фактор — BDNF (Friedman, 2010). Реализуя своё действие преимущественно через TrkB рецепторы, BDNF способствуют выживанию клеток. В то же время незрелая форма белка - pro-BDNF, связываясь с рецептором p75NTR, оказывает проапоптозное действие (Willnow et al., 2008; Bernd, 2008).

Другими важнейшими факторами, потенциально способными влиять на экспрессию белков программы апоптоза клеток центральной нервной системы, являются гормоны, действие которых в наибольшей степени проявляется в критические периоды развития, когда мозг наиболее чувствителен к действию стресса. Ключевую роль в реализации стрессорного ответа организма играют глюкокортикоиды (Sapolsky et al., 2000; Sapolsky, 2003). Индуцируемое стрессом повышение уровня этих гормонов в крови в раннем онтогенезе может необратимо влиять на морфологию головного мозга, и приводить к последующим долговременным изменениям поведения и психической сферы (Dumas et al., 2009). В некоторых случаях глюкокортикоиды способны оказывать и противоположное, нейропротективное действие (Tuor, Yager et al. 1997). Имеющиеся в литературе данные, свидетельствующие о критически важных событиях в формировании мозга в неонатальный период онтогенеза, оставляют, однако открытыми вопросы как о самом действии глюкокортикоидов на апоптоз, так и о способности этих гормонов изменять экспрессию белков апоптозного каскада и их регуляторов в формирующемся головном мозге. Получение ответов эти вопросы представляется важным, поскольку глюкокортикоиды и их синтетические аналоги используются в перинатальной медицине, и, кроме того, эти гормоны способны опосредовать действие разнообразных стрессоров на развивающийся организм.

Глюкокортикоиды применяют для коррекции патологических состояний новорожденных, связанных с недоразвитием лёгких и последующей асфиксией (Jobe et al., 2009), однако гипоксия, как и гормоны стресса, способна оказывать негативное влияние на развивающийся мозг (Sapolsky, Romero et al. 2000; Morrison et al., 2013). В зависимости от врачебных показаний, гормональную терапию назначают как до родов, сопровождаемых гипоксией, так и после рождения. Эффекты указанных воздействий в мозге зачастую различны в зависимости от порядка приложения факторов (Jobe et al., 2009; Zualoga et al., 2012), но несмотря на всю важность последствий двух процедур, непосредственное сравнение различий в их эффектах на экспрессию белков, отвечающих за жизнеспособность клеток формирующегося мозга, до сих пор не проведено. В этой связи, критически важным представляется прямое сопоставление последствий действия гипоксии и глюкокортикоидов на экспрессию белков апоптоза и их регуляторов в развивающемся мозге в зависимости от порядка приложения данных воздействий.

Цели и задачи исследования. Основной целью нашей работы стало выяснение влияний глюкокортикоидов и гипоксии и их сочетанного действия на экспрессию белков апоптозного каскада в отделах мозга неонатальных крысят. Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи:

1. Изучить особенности экспрессии ключевых белков апоптозного каскада и форм BDNF в отделах мозга неонатальных крыс;

2. Исследовать эффекты глюкокортикоидов на экспрессию ключевых белков апоптозного каскада и форм BDNF в отделах мозга неонатальных крыс;

3. Исследовать эффекты совместного действия гипоксии и синтетического аналога гормонов стресса — дексаметазона — на экспрессию ключевых белков апоптозного каскада в отделах мозга неонатальных крыс.

Научная новизна. В работе впервые выявлена взаимосвязь экспрессии ключевых белков апоптозного каскада в гиппокампе неонатальных животных, и отсутствие подобной сопряженности в стволе мозга. Также впервые установлена обратная зависимость между отношением mat-BDNF/pro-BDNF и уровнем активной каспазы-3 в отделах мозга неонатальных животных на 8-ой день жизни.

Впервые установлен антиапоптозный эффект гидрокортизона на экспрессию ключевых белков апоптоза и форм BDNF в гиппокампе неонатальных животных. Впервые обнаружено наличие отложенного повышения уровня активной каспазы-3 в коре мозга неонатальных животных под действием дексаметазона через 120 часов после введения гормона.

Впервые обнаружены эффекты совместного действия гипоксии и дексаметазона на уровни белков апоптоза в стволовой части мозга неонатальных животных. Выявлено, что уровень белка Bel-XL снижается при введении дексаметазона после гипоксии, но факторы по отдельности не изменяют уровни белка, при этом как по отдельности, так и вместе стимулируя экспрессию мРНК Bel-XL. Впервые показано, что постгипоксическое применение дексаметазона обладает проапоптозным эффектом на экспрессию белка Bel-XL и отношение Bcl-XL/Bax в стволе развивающегося мозга.

Теоретическая и практическая значимость. Результаты работы расширяют теоретические представления о влиянии гормонов стресса и гипоксии на экспрессию белков, определяющих жизнеспособность клеток развивающегося мозга. Кроме того, полученные данные могут иметь важное практическое значение для перинатальной медицины, поскольку они впервые позволяют оценить и сравнить эффекты пред- и постгипоксического применения синтетических глюкокортикоидов на экспрессию белков, регулирующих процессы выживания и гибели клеток развивающегося мозга.

Положения, выносимые на защиту:

1. Естественный глюкокортикоид гидрокортизон, связывающийся с глюко- и минералокортикодными рецепторами, способен приводить к антиапоптозным изменениям уровней белков апоптозного каскада в гиппокампе неонатальных животных. Этот гормон повышает уровень антиапоптозного белка Bcl-XL и снижает уровни проапоптозных pro-BDNF, прокаспазы-3 и активной каспазы-3 через 6 часов после его введения.

2. Гипоксия в неонатальный период развития вызывает антиапоптозные изменения уровней белков программируемой гибели клеток в стволе головного мозга. В условиях гипоксии в этом отделе мозга через 6 часов повышается экспрессия мРНК антиапоптозного Bcl-XL, а через 22 часа снижается уровень исполнительной протеазы апоптоза активной каспазы-3.

3. Имеется взаимодействие гипоксии и синтетического активатора GR дексаметазона в регуляции экспрессии глюкокортикоидного рецептора (GR) и антиапоптозного белка Bcl-XL в формирующемся головном мозге - последствия совместного влияния этих факторов не являлись суммой их самостоятельных эффектов и зависели от последовательности их действия. Постгипоксическое применение дексаметазона, в отличие от предгипоксического, приводит к проапоптозным сдвигам уровней ключевых белков каскада апоптоза.

Апробация работы. Материалы данной работы были доложены и представлены на XLVII и XLVIII Международных научных студенческих конференциях (Новосибирск, 2009, 2010); XXI съезде физиологического Общества им. И.П. Павлова (Калуга, 2010); 5-ой Всероссийской научно-практической конференции с международным участием «Фундаментальные аспекты компенсаторно-приспособительных процессов» (Новосибирск, 2011); VII Сибирском физиологическом съезде (Красноярск, 2012); XXII Съезд Физиологического общества им И.П. Павлова (Волгоград, 2013).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 10 работ, в их числе 3 статьи в рекомендованной в списке ВАК отечественной рецензируемой печати.

Структура и объём диссертации. Диссертация изложена на 131 странице машинописного текста, включает введение, обзор литературы, материалы и методы,

результаты собственных исследований, обсуждение результатов исследований, выводы, список литературы.

Диссертация иллюстрирована 7 таблицами и 23 рисунками. Список литературы включает 227 источников, в том числе 224 работы зарубежных авторов.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

В работе использовали крыс линии Вистар, содержащихся в стандартных условиях вивария ИЦиГ СО РАН: при температуре 22-24°С, естественном освещении и свободном доступе к воде и корму. Все эксперименты были проведены в соответствии с российскими и зарубежными нормами гуманного обращения с животными.

Для исследования эффектов глюкокортикоидов подкожно вводили естественный гормон гидрокортизон в дозе 5 мг/кг 3- или 8-дневным животным за б часов до забоя, либо синтетический аналог глюкокортикоидов — дексаметазон — в дозе 0,2 мг/кг: 3-дневным животным за 6, 10, 24 или 120 часов до забоя, 8-дневным животным — за 6 часов до забоя. Контрольным животным вводили физиологический раствор или оставляли интактными. Для оценки эффективности введенных доз препаратов глюкокортикоидов, использованных в работе, определяли прирост массы тела животного, поскольку катаболический эффект гормонов хорошо известен и проявляется, в частности, в замедлении роста неонатальных животных.

Гипоксическое состояние создавали у 3-дневных крысят за 6, 10 или 22 часа до забоя. Крысят помещали в пластиковую камеру, которая непрерывно наполнялась 100% азотом и содержали в ней 15 минут при температуре 33-35°С. После содержания в аноксических условиях животных помещали в атмосферу воздуха и содержали при температуре 30°С. Контрольные животные находились в камерах наполненных атмосферным воздухом при 33-35°С в течение 15 минут, а затем содержались на воздухе вместе с животными, подвергнутыми гипоксии. Проявление гипоксического состояния животных, вызванного их нахождением в аноксических условиях, оценивали по прекращению активного передвижения и по характерным дыхательным движениям в ходе содержания в камере, наполненной азотом.

В эксперименте по изучению эффектов гипоксии и дексаметазона животные были разделены на 7 экспериментальных групп: (1) контроль - интактные животные, а также животные, которым вводили физ. раствор за 6 или 10 ч до забоя; (2) животные, подвергнутые эпизоду гипоксии за 10 ч до забоя; (3) животные, которым вводили дексаметазон за 6 ч до забоя; (4) животные, подвергнутые эпизоду гипоксии за 10 ч и инъецированные дексаметазоном за 6 ч до забоя; (5) животные, которым вводили дексаметазон за 10 ч до забоя; (6) животные, подвергнутые эпизоду гипоксии за 6 ч до забоя; (7) животные, инъецированные дексаметазоном за 10 ч и подвергнутые эпизоду гипоксии за 6 ч до забоя. Группы 2, 3, 4 соответствовали постгипоксическому введению дексаметазона; группы 5, 6, 7 -предгипоксическому.

Животных забивали путем быстрой декапитации на 3-й, либо на 8-ой дни жизни. Из их головного мозга выделяли фронтальную кору, гиппокамп, мозжечок, стволовую часть мозга, включающую продолговатый мозг и область моста.

РНК была выделена одностадийным гуанидин-изотиоцианатным методом (Chomczynski and Sacchi, 1987). Концентрацию РНК и степень её очистки от белков определяли на спектрофотометре при длинах волн: 260 и 280 нм. кДНК получали путем проведения реакции обратной транскрипции на РНК-матрице. Количественный анализ изменения содержания мРНК белка Bcl-XL в стволе мозга 3-дневных крысят был проведен методом ПЦР в реальном времени (real-time PCR) с использованием наборов TaqMan® Gene Expression Assays на амплификаторе АВ Prism 7000 ("Applied Biosystems", США). Все используемые для Real-time PCR компоненты были приобретены в компании Applied Biosystems, США.

Суммарный белок был выделен путем механической гомогенизации в лизирующем буфере, содержащем NaCl, трис-HCl, детергент и ингибиторы протеаз. Концентрацию суммарного белка в супернатанте определяли на спектрофотометре по методу Лоури (длина волны 750 нм), в качестве калибровочного стандарта использовали бычий сывороточный альбумин (фракция V) (Lowry et al., 1951). Разделение суммарного белка производили посредством одномерного электрофореза в 12% (для GR), 15% (для Bcl-XL, Вах, активной и интактной каспазы-3) и 16,5% (для mat-BDNF и pro-BDNF) SDS-полиакриламидном геле при постоянном напряжении 180 V. Белки, разделенные электрофоретически, переносили с геля на нитроцеллюлозную мембрану. Оценку уровней целевых белков производили путем денситометрии мембран иммуноблота, содержащих разделенный одномерным денатурирующим гель-электрофорезом суммарный белок (Menshanov et al., 2006).

Статистическая обработка полученных данных была проведена с использованием пакета программ STATISTICA: влияние воздействий оценивали однофакторным дисперсионным анализом, достоверность различий между группами устанавливали согласно LSD критерию Фишера. Корреляции между уровнями белков определяли, вычисляя значения линейного коэффициента корреляции Спирмена.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ 3.1. Анализ взаимного сопряжения экспрессии белков апоптоза в гиппокампе и стволе головного мозга 3-дневных крысят.

В настоящее время уже имеются достаточно подробные сведения об уровнях отдельных белков программируемой гибели клеток в отделах формирующегося головного мозга млекопитающих (Menshanov et al., 2006; Vekrellis et al., 1997). Начальным этапом нашей работы стало выявление межрегиональных особенностей взаимного сопряжения экспрессии белков апоптоза в формирующемся головном мозге. В эксперименте использованы животные 3-го дня жизни, которые уже миновали период послеродового стресса, и в мозге которых ещё проходят с разной интенсивностью, специфичной для каждого отдела, процессы пролиферации и элиминации избыточных клеток. Одна из закономерностей — различие гиппокампа и ствола по степени активации основной исполнительной протеазы апоптозного каскада - каспазы-3 - важного маркера протекания программируемой клеточной гибели в неонатальном мозге. Уровень активной каспазы-3 в гиппокампе у 3-дневных животных в полтора раза выше, чем в стволе мозга (F (119)=16.20,

р=0.00072). При этом уровень антиапоптозного белка Вс1-ХЬ, напротив, достоверно выше в стволе мозга в сравнении с гиппокампом (Р(119)=43.52, р=0.000001).

Сами по себе сведения об уровнях белков апоптоза в ткани не позволяют судить о наличии или отсутствии сопряжения их экспрессии. Для выявления возможности такой взаимосвязи может быть полезной индивидуальная изменчивость животных по экспрессии белков апоптоза. Корреляционный анализ, проведенный между уровнями белков апоптоза в образцах ткани ствола мозга, полученных от индивидуальных 3-дневных животных, не выявил каких-либо существенных взаимосвязей между экспрессией про- и антиапоптозных молекул. В отличие от ствола мозга, в гиппокампе, в котором в эти сроки развития процессы апоптоза клеток более интенсивны, обнаружены высокодостоверные отрицательные корреляции между количеством белка Вс1-ХЬ и уровнями белка Вах, а также активной формы каспазы-3. При этом между содержанием обоих проапоптозных белков, Вах и активной каспазы-3, в этом отделе мозга наблюдалась отчетливая положительная взаимосвязь (Таблица 1).

Таблица 1. Корреляции между уровнями белков апоптоза в стволе мозга и гиппокампе 3 дневных животных (н.д. — статистически недостоверно (р > 0.05).

Ствол мозга

Bcl-XL Вах прокаспаза-3

Вах г = -0.279 н.д.

прокаспаза-3 г = +0.390 н.д. г = +0.393 н.д.

активная каспаза-3 г = +0.248 н.д. г = -0.451 н.д. г = +0.076 н.д.

Гиппокамп

Bcl-XL Вах прокаспаза-3

Вах г—0.651, р = 0.022

прокаспаза-3 т = —0.360 н.д. г = +0.175 н.д.

активная каспаза-3 г—0.740, р = 0.006 г = +0.653, р = 0.021 г = +0.399 н.д.

Эти результаты позволяют предполагать наличие внешних по отношению к системе белков и в то же время общих для них координаторов экспрессии. Одними из таких координаторов могут выступать белки семейства нейротрофинов, из которых наиболее важную роль в ЦНС играет мозговой нейротрофический фактор (BDNF). Его зрелая форма (mat-BDNF) усиливает экспрессию Bcl-XL и других антиапоптозных белков Вс1-2 семейства, а также предотвращает активацию каспазы-3 и индукцию апоптоза при инкубации клеток гиппокампа и других областей мозга in vitro. В то же время, незрелая форма этого белка — pro-BDNF — стимулирует экспрессию проапоптозных белков Вс1-2 семейства и способствует активации каспазы-3 в экспериментах in vitro (Renton et al., 2010). В этой связи, следующим этапом нашей работы стало определение уровней экспрессии форм BDNF и соотнесение их содержания с уровнем ключевой протеазы апоптоза в различных отделах мозга неонатальных крысят.

3.2. Экспрессия форм BDNF в отделах мозга неонатальных крысят.

Для оценки возможного вклада форм BDNF в межрегиональные различия по ключевому признаку апоптоза — уровню белка активной каспазы-3, в следующих

экспериментах исследовали соотношение про- и зрелой формы нейротрофина с этой исполнительной протеазой апоптоза в отделах мозга 3-й 8-дневных животных.

А) 3-дневные животные

У 3-дневных крысят существенных различий между стволом мозга, гиппокампом и корой как по экспрессии pro-BDNF (F (2,i8)=1.23, р=0.31), так и mat-BDNF (F (2,i8)=l-30, р=0.33) не обнаружено. Очевидно, особенности экспрессии обеих форм BDNF вряд ли способны внести в данном возрасте существенный вклад в межрегиональные особенности формирования структур головного мозга.

Б) 8-дневные животные

В опытах с животными 8-дневного возраста было обнаружено, что уровень mat-BDNF наиболее низок в коре мозга, а наиболее высок - в стволе мозга (F(3 22) = 11.94, р = 0.00008). Уровень pro-BDNF в коре мозга был также достоверно (более чем в 2 раза) ниже уровня в стволе мозга и гиппокампе (F(3i 2о> = 3.15, р = 0.048). Уровни активной каспазы-3 в коре мозга и гиппокампе достоверно выше, чем в стволовой части мозга и мозжечке (Fp, п) = 33.89, р < 0.001). Отношение уровней mat-BDNF к pro-BDNF в коре мозга в силу крайне низкого содержания зрелого BDNF также было значительно более низким, чем в остальных исследованных структурах (F(3> 2\) = 3.68, р = 0.028). Между содержанием активной каспазы-3 и каждой из форм BDNF в отделах мозга 8-дневных крысят связи не выявлено, однако между распределением уровня активной каспазы-3 и отношением mat-BDNF/pro-BDNF наблюдается обратная зависимость. Это может свидетельствовать в пользу влияния отношения mat-BDNF/pro-BDNF на склонность клеток развивающегося мозга к вступлению в апоптоз у 8-дневных животных.

Помимо BDNF и его белка-предшественника, вклад в координацию экспрессии белков апоптоза в развивающемся головном мозге могут вносить гормоны, в частности, глюкокортикоиды, и их влияние на развивающийся мозг в наибольшей степени проявляется в критические периоды, в том числе имеющие место в раннем постнатальном онтогенезе. По этой причине, следующий этап работы заключался в выяснении влияния глюкокортикоидов на экспрессию ключевых белков апоптозного каскада и форм BDNF в отделах мозга неонатальных крысят.

3.3. Влияние глюкокортикоидов на уровни форм BDNF и ключевых белков апоптозного каскада в отделах мозга неонатальных крысят.

Глюкокортикоиды реализуют своё действие на экспрессию генов через свои рецепторы — транскрипционные факторы, активируемые гормоном (de Kloet et al., 2005). Естественные глюкокортикоиды связываются с двумя типам рецепторов -минералокортикоидными (MR) и глюкокортикоидными (GR), а их синтетический аналог дексаметазон, является селективным активатором GR. Наблюдаются региональные и возраст-зависимые особенности экспрессии GR в отделах развивающегося мозга, а MR высоко экспрессируются лишь в нескольких областях мозга, в особенности, в гиппокампе (de Kloet et al., 2005). В этом отделе мозга плотность MR резко возрастает и практически достигает показателей взрослых особей лишь к концу первой недели жизни, а до этого срока относительно низка (Edwards and Burnham, 2001). По вышеуказанным причинам, в следующем

эксперименте мы использовали животных 3-го и 8-го дней жизни, а также препараты гормонов: гидрокортизона - естественного неспецифического агониста МЯ и вЯ, и дексаметазона - синтетического селективного активатора СЯ.

A) 3-дневные животные

Введение гидрокортизона или дексаметазона не приводило в этом возрасте к достоверным изменениям уровней экспрессии рго-ВО№ и пШ-ВБОТ, а также уровней белков апоптоза Вс1-ХЬ, Вах, прокаспазы-3, активной каспазы-3 ни в одном из исследованных отделов головного мозга.

Б) 8-дневные животные

Статистически значимых эффектов гидрокортизона и дексаметазона на уровни рго-ВБ№ и пШ-ВООТ в стволе и коре головного мозга 8-дневных животных через 6 часов после инъекции не выявлено. В то же время, в гиппокампе гидрокортизон на треть снижал уровень рго-ВО№ (Р(3 2|)= 8.31, р=0.0008).

В гиппокампе 8-дневных крысят избирательный агонист глюкокортикоидных рецепторов дексаметазон не влиял на уровни экспрессии белков Вс1-ХЬ, Вах, прокаспазы-3 и активной каспазы-3. В то же время, неселективный активатор глюко- и минералокортикоидных рецепторов гидрокортизон вызывал достоверное полуторакратное повышение уровня антиапоптозного белка Вс1-ХЬ (Р(318)=5.93, р=0.005), не изменяя уровня Вах. Также в этом отделе мозга гидрокортизон достоверно снижал уровни интактной (Р(318)= 3.27, р=0.046) и активной (Р(3>18)= 3,75, р=0,03) форм каспазы-3.

Таким образом, глюкокортикоиды, связывающиеся с МЯ, способны оказывать антиапоптозные эффекты на экспрессию белков в гиппокампе 8-дневных животных, а именно в эти сроки экспрессия МЯ в этом отделе мозга уже достаточно высока.

B) Анализ эффектов дексаметазона на уровень активной каспазы-3 в мозге через 6,24 и 120 ч после введения гормона.

Помимо немедленных влияний в литературе описаны и отсроченные эффекты гормонов стресса (ТакаЬазЫ е1 а1., 2012; Zuloaga Й а1., 2012). Поэтому в следующем эксперименте исследовалась возможность наличия подобных влияний глюкокортикоидов на уровень основного эффектора апоптоза - активной каспазы-3 - в отделах мозга неонатальных крысят.

Дексаметазон достоверно не изменял уровни про- и активной форм каспазы-3 в гиппокампе, коре и стволе мозга, как через 6, так и через 24 часа после инъекции, проводимой крысятам на 3-й день жизни. Однако анализ экспрессии каспазы-3 через 120 часов после введения этого гормона выявил полуторакратное увеличение уровня активной формы каспазы-3 в коре мозга (Р(1,ц) = 13.27; р= 0.004), несмотря на неизменный уровень её проформы (Р(1п)= 0.81; р = 0.39).

Таким образом, хотя мы не обнаружили острых эффектов дексаметазона на экспрессию изучаемых нами белков, мы выявили его отложенный проапоптозный эффект. Отложенный характер действия дексаметазона и отсутствие изменений уровня прокаспазы-3 могут быть обусловлены наличием непрямых, вовлекающих в свои эффекты дополнительные белки и процессы-посредники, механизмов воздействия глюкокортикоидов на процессы активации каспазы-3 и, соответственно, индукции программируемой гибели клеток развивающегося мозга.

3.5. Влияние гипоксии и дексаметазона на экспрессию ключевых белков апоптозного каскада в отделах мозга неонатальных крысят.

Сложные пути регуляции процессов апоптоза в формирующемся головном мозге, являются результатом взаимодействия глюкокортикоидной сигнализации с другими важнейшими явлениями в ходе рождения и раннего развития организма, в особенности, с гипоксией тканей мозга. Существование взаимодействия этих двух механизмов in vitro и в мозге взрослых животных, проявляющееся в изменении эффектов одного из этих воздействий, применимого на фоне другого, освещено в мировой литературе (Kodama et al., 2003; Xu et al., 2011). Однако до сих пор не проясненными оставались особенности этого взаимодействия в головном мозге в раннем онтогенезе.

А) Эффекты гипоксии

Гипоксия через 12 часов вызывала тенденцию к снижению прироста массы тела (F(i,s2) = 3.51, р = 0.06), а через 16 часов уже достоверно снижала его относительно контролей (F(158) = 4.84, р = 0.03). Несмотря на заметное влияние на интегральный показатель развития животного, ни через 6, ни через 10, ни через 22 часа гипоксия сама по себе не изменяла в коре мозга и гиппокампе экспрессию исследуемых нами белков апоптоза.

В стволе мозга гипоксия стимулировала экспрессию мРНК Bcl-XL и через 6, и через 10 часов (F(2,26)= 16.95, р=0.00002). Рост уровня мРНК Bcl-XL под влиянием гипоксии не сопровождался, однако, увеличением содержания белка, что может объясняться общим ингибированием процессов трансляции в условиях гипоксии (Erler et al., 2004). Данный эффект является подтверждением вклада не только ассоциированных с транскрипцией, но и постгранскрипционных процессов, на которые гипоксия способна оказывать разнонаправленные влияния, в регуляцию достаточно высоко лабильного уровня белков Вс1-2 семейства (Niture and Jaiswal, 2011; Xu et al., 2011).

Помимо влияния на транскрипцию апоптоз-ассоцированных генов, в этом отделе мозга гипоксия изменяла уровни белков апоптоза. Уровень проапоптозного Вах имел тенденцию к снижению через 10 часов после эпизода гипоксии относительно уровня у интактных крысят (Рис. 1; F(122) = 3.14, р=0.09). Через 22 часа после гипоксии, её эффекта на экспрессию Вах уже не наблюдалось (Рис. 1; F(1 >2з) = 2.32, р=0.14). Отсроченная (за 22 часа до забоя) гипоксия в значительной мере снижала уровень активной каспазы-3 в стволе мозга (Рис. 1; F^ 14)= 5.34, р= 0.037). Судя по этим данным, в стволе головного мозга неонатальных крысят гипоксия обладала антиапоптозными эффектами.

Вах Активная каспаза-3

10080% 604020-

К Г10Г22 К Г10Г22

Рис. 1. Уровень белка Вах и активной каспазы-3 в стволе мозга 3-дневных животных через 10 или 22 часа после гипоксии.К - контрольная группа; Г 10 - животные, подвергнутые гипоксии за 10 ч до забоя; Г 22 - животные, подвергнутые гипоксии за 22 ч до забоя. * -р<0,05 по сравнению с величиной у контрольной группы. По оси У отложен % от уровня данного белка у контрольной группы. Данные представлены как средние значения ± ошибка среднего.

Б) Эффекты действия дексаметазона и гипоксии

Катаболические эффекты глюкокортикоидов в большинстве тканей организма хорошо известны (Не et al., 2004). В нашем эксперимете дексаметазон также с высокой достверностью снижал интегральный показатель роста и развития животных — прирост массы тела - у 3-дневных крысят относительно контролей уже через 6 часов (F(2i33) = 27.87, р< 0.000001). Прирост массы тела также достоверно уменьшался через 6 часов после введения дексаметазона, проведенного через 4 (Fp,43) = 3.24, р = 0.048) или 12 часов после эпизода гипоксии (Fp, 45)= 19.45, р = 0.00001).

Связь эффектов гипоксии и дексаметазона обнаруживалась в регион-специфическом изменении этими воздействиями экспрессии глюкокортикоидных рецепторов в структурах мозга 3-дневных крысят. В коре мозга под влиянием дексаметазона уровень GR снижался, причем предшествующий перед введением гормона эпизод гипоксии не влиял на это снижение (Рис. 2А; F(3 2s) ~ 4.16, р = 0.02), но при действии гипоксии после введения гормона данное снижение уже не наблюдалось (Рис. 2Б; F(3i24) = 2.98, р = 0.049).

Нашим следующим шагом стало исследование влияния гипоксии и дексаметазона на экспрессию ключевых белков каскада апоптоза в отделах мозга неонатальных животных. Совместное действие гипоксии и дексаметазона, вне зависимости от последовательности приложения факторов, не приводило к достоверным изменениям экспрессии белков Bel-XL, Вах и прокаспазы-3 в коре мозга и гиппокампе 3-дневных крысят. В гиппокампе имелась тенденция к снижению относительно интактного контроля уровня антиапоптозного Bel-XL при постгипоксическом действии дексаметазона (Fp^sj = 4.19, р = 0.063).

II.

Д Г+Д

• ■ . si; .. ш;

оу^ЩКЖ* ; V'VZvW!^

К д г д+г

си

(Д 40-

К Г Д (Г+Д)

К д г (Д+Г)

Рис. 2. Уровень белка GR в коре головного мозга 3-дневных животных после гипоксии и/или введения дексаметазона в дозе 0,2 мг/кг. I. - фотографии мембран иммуноблота, II. -график с количественной оценкой. А - пост-гипоксическое введение дексаметазона; Б -предгипоксическое введение дексаметазона. К - интактные животные, а также животные, которым вводили физ. раствор. Г - животные, подвергнутые гипоксии. Д - животные, которым вводили дексаметазон. Г+Д - животные, сначала подвергнутые гипоксии, и после этого инъецированные дексаметазоном. Д+Г - животные, сначала инъецированные дексаметазоном, и после этого подвергнутые гипоксии. * - р<0,05 по сравнению с группами К и Г; ** - р<0,05 по сравнению со всеми остальными группами в Б. По оси У отложен % от уровня данного белка у группы контроля. Данные представлены как средние значения ± ошибка среднего.

В стволе мозга наблюдалась достоверная стимуляция экспрессии мРНК антиапоптозного белка Bel-XL относительно контроля под действием дексаметазона вне зависимости от наличия предшествующего (F(3 23) = 7.60, р= 0.001) или последующего (F(3i22)= 5.74, р= 0.005) эпизода гипоксии. В отличие от мРНК, уровень белка Bel-XL не повысился у животных, которым инъецировали дексаметазон. Как и в случае с гипоксией, здесь имеет место рассогласование последствий влияния дексаметазона на транскрипционный и посттранскрипционный уровни регуляции количества белка (Wang et al., 2002). В стволе мозга наблюдается достоверное снижение содержания белка Bel-XL под влиянием дексаметазона и предшествующей за 4 часа гипоксии (Рис. ЗА; F(323)=3.00, р=0.05).

Рис. 3. Уровень белка Bel-XL в стволе мозга 3-дневных животных после гипоксии и/или введения дексаметазона в дозе 0,2 мг/кг. I. — фотографии мембран иммуноблота, И. — график с количественной оценкой. А - пост-гипоксическое введение дексаметазона; Б -предгипоксическое введение дексаметазона. К - контроль. Г - животные, подвергнутые гипоксии. Д - животные, которым вводили дексаметазон. Г+Д - животные, сначала подвергнутые гипоксии, и после этого инъецированные дексаметазоном. Д+Г - животные, сначала инъецированные дексаметазоном, и после этого подвергнутые гипоксии. * - р<0,05 по сравнению с остальными группами в А. По оси У - % от уровня данного белка у группы контроля. Данные представлены как средние значения ± ошибка среднего.

Данный эффект может быть связан с ускорением распада белков под действием глюкокортикоидов (Sun et al., 2007). При этом увеличение синтеза этого довольно долгоживущего в нормальных условиях (24h) белка (Merino et al., 1994; Merry and Korsmeyer, 1997) не способно компенсировать его ускоренный распад. Более того, вероятно, речь идет о селективном ускорении протеолиза Bel-XL, распад которого контролируется специфичными для него белками деградации, не влияющими на протеолиз других белков Вс1-2 семейства (Magiera et al., 2013; Niture and Jaiswal, 2011). He исключено, что глюкокортикоиды при действии после гипоксического эпизода способны изменять экспрессию или активность белков, контролирующих распад Bel-XL, таким образом специфически стимулируя его протеолиз. Подобная ускоренная селективная деградация антиапоптозных белков была не раз продемонстрирована в опытах in vitro на лейкоцитарных клетках (Adams and Cooper, 2007; Marshansky et al., 2001). К тому же, вклад в реализацию обнаруженного эффекта могут давать неселективные процессы активации протеасомы под действием глюкокортикоидов, происходящие как в клетках лейкоцитарного ряда

(Dallaporta et al., 2000), так и в культивируемых нейронах гиппокампа (Wang et al., 2002). Результаты нашей работы свидетельствуют в пользу возможной селективной деградации антиапоптозного белка Bel-XL in vivo в головном мозге при постгипоксическом введении дексаметазона.

При использовании данной схемы введения глюкокортикоидов также выявлялась тенденция к снижению отношения Bcl-XL/Bax у животных, инъецированных гормоном после гипоксии, относительно животных, подвергнутых гипоксии без инъекции (F(i,8)= 3.42, р = 0.10). Таким образом, мы обнаружили проапоптозное влияние постгипоксического применения дексаметазона на экспрессию белков в стволе мозга.

В ах лЛШтт шомт,- .......ни»«

Рис. 4. Уровень белка Вах в стволе мозга 3-дневных животных после гипоксии и введения дексаметазона в дозе 0,2 мг/кг. I. - фотографии мембран иммуноблота, II. - график с количественной оценкой. К - контрольная группа; Г - животные, подвергнутые эпизоду гипоксии за 22 ч до забоя; Г+Д - животные, подвергнутые эпизоду гипоксии за 22 ч до забоя и инъецированные дексаметазоном за 6 ч до забоя. * - р<0,05 по сравнению с величиной у контрольной группы. По оси У - % от уровня данного белка у контрольной группы. Данные представлены как средние значения ± ошибка среднего.

Данный проапоптозный эффект проявлялся лишь при небольшой величине временного интервала между воздействием гипоксии и введением гормона. При больших временных интервалах, проапоптозные изменения сменялись антиапоптозными. Так, дексаметазон, вводимый через 12 часов после гипоксии, приводил к снижению уровня Вах в стволе мозга (Рис. 4; Р(, 22)=4.56, р= 0.044). Вероятно при увеличении времени между воздействиями продолжительный снижающий эффект гипоксии на содержание в клетках Вах был усилен стимуляцией дексаметазоном процессов распада этого белка (ЭаПароПа й а1., 2000).

Итак, по результатам работы можно заключить, что естественный глюкокортикоид гидрокортизон, связывающийся как с ОК, так и с МЯ, способен в

гиппокампе неонатальных животных оказывать антиапоптозные эффекты на уровни белков, определяющих жизнеспособность клеток, в частности, снижая уровни проапоптозных pro-BDNF и активной каспазы-3 и повышая экспрессию антиапоптозного Bel-XL.

Другим важным результатом работы является стало обнаружение взаимодействия эффектов дексаметазона и гипоксии на содержание рецепторов глюкокортикоидов и антиапоптозного белка в развивающемся головном мозге. В частности, дексаметазон как сам по себе, так и после гипоксии значительно снижал уровень GR в коре головного мозга 3-дневных животных, однако, если после введения гормона следовал эпизод гипоксии, то уровень этого белка не снижался (Рис. 5А). Уровень антиапоптозного белка Bel-XL, на фоне стимуляции экспрессии его мРНК, снижался в стволе развивающегося мозга при действии дексаметазона после гипоксии, но не изменялся при предгипоксическом введении этого гормона и действии факторов по отдельности (Рис. 5Б). В основе наблюдаемых особенностей совместного влияния воздействий могут лежать как установленное in vitro взаимодействие самих транскрипционных факторов HIF и GR (Kodama et al., 2003), обеспечивающих эффекты соответственно гипоксии и дексаметазона, так и процессы, индуцированные этими транскрипционными факторами в клетке (Xu et al., 2011).

дексаметазон

ГИПОКСИЯ

дексаметазон

GR J-

Рис. 5. Механизмы влияния дексаметазона (сплошная линия) и гипоксии (прерывистая линия) на уровни белков GR в коре мозга (А) и Bel-XL в стволе головного мозга (Б) 3-дневных животных.

А: Дексаметазон, как сам по себе, так и после гипоксии, снижает уровень GR. При

действии гипоксии после введения этого гормона снижения уровня GR не происходит. Б: Дексаметазона, действуя после эпизода гипоксии, снижает уровень белка Bel-XL, однако сами по себе ни гипоксия, ни гормон не оказывают эффектов на уровень Bel-XL. При предгипоксическом введении дексаметазона уровень Bel-XL также не меняется.

В целом, результаты работы свидетельствуют, что экспрессия белков апоптоза в ростральных отделах развивающегося головного мозга (гиппокамп), в отличие от каудальных (ствол мозга) его отделов имеет высокую степень взаимной сопряженности. Регулирующее влияние форм BDNF на их уровни устанавливается не сразу после рождения, а, как минимум, после 3-его дня постнатального онтогенеза. Сами по себе гипоксия и гормоны стресса способны приводить к потенциально увеличивающим жизнеспособность клеток изменениям уровней

белков апоптозного каскада в неоднородных по их содержанию отделах формирующегося мозга. Однако при наложении влияний глюкокортикоидов на эффекты предшествующей гипоксии наблюдаются проапоптозные сдвиги уровней белков, не обнаруживаемые при предгипоксическом действии гормонов. Иными словами, предварительное применение глюкокортикоидов менее губительно для клеток формирующегося мозга, чем их пост-гипоксическое применение.

ВЫВОДЫ

1. Уровень антиапоптозного белка Вс1-ХЬ в гиппокампе 3-дневных животных отрицательно коррелирует с содержанием проапоптозного белка Вах и активной каспазы-3. Уровни белка Вах и активной каспазы-3 в этом отделе мозга положительно коррелируют между собой, что свидетельствует о координированной экспрессии белков апоптозного каскада в неонатальном гиппокампе.

2. Соотношение та^ВООТ к рго-ЕШЖ и содержание активной каспазы-3 в отделах мозга 8-дневных крысят находятся в обратной зависимости. Стволовая часть мозга и мозжечок с высокой величиной соотношения пии-ЕШЖ/рго-ВОЫР характеризуются низким содержанием активной каспазы-3. Гиппокамп и кора мозга с низкой величиной данного отношения обладают высоким уровнем активной каспазы-3. Каждая из форм ЕШ№ в отдельности такой взаимосвязи с активной каспазой-3 не проявляет.

3. Гидрокортизон через 6 часов его после введения повышает уровень антиапоптозного белка Вс1-ХЬ и снижает уровни проапоптозных рго-ЕШ№, прокаспазы-3 и активной каспазы-3 в гиппокампе 8-дневных животных. Избирательный агонист йЯ дексаметазон такого влияния не оказывает.

4. Синтетический аналог естественных гормонов стресса дексаметазон способен повышать уровень активной каспазы-3 в коре мозга неонатальных животных через 120 часов после введения гормона на 3-ий день жизни.

5. Гипоксия в неонатальный период развития оказывает антиапоптозое влияние на уровни белков программируемой гибели клеток в стволовой части головного мозга. Через 6 часов после этого воздействия в этом отделе мозга повышается экспрессия мРНК антиапоптозного Вс1-ХЬ и через 22 часа снижается уровень исполнительной протеазы апоптоза активной каспазы-3.

6. Гипоксия и дексаметазон как по отдельности, так и при совместном применении повышают уровень мРНК Вс1-ХЬ в стволе неонатального головного мозга.

7. Между эффектами гипоксии и дексаметазона в раннем онтогенезе наблюдается взаимодействие: характер последствий применения каждого из этих факторов может зависеть от применения другого. Устойчивый к каждому из факторов в отдельности уровень белка Вс1-ХЬ снижается в стволе головного мозга при введении дексаметазона после гипоксии. Дексаметазон, действуя после гипоксии, снижает экспрессию глюкокортикоидных рецепторов в коре головного мозга, в то время как применение гормона перед гипоксией к снижению не приводит.

8. В целом, в работе впервые установлена способность гипоксии и глюкокортикоидов изменять уровни белков апоптоза в развивающемся головном мозге. Практически полезной особенностью совместного влияния этих факторов может оказаться то, что предгипоксическое применение дексаметазона, в отличие от постгипоксического, не приводит к изменениям уровней ключевых белков апоптозного каскада.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1.Менынанов П.Н., Музыка В.В., Дыгало H.H. Координированная экспрессия про- и антиапоптозных белков в гиппокампе неонатальных крыс.// Нейрохимия, 2011, Том 28 № 1, стр. 26-29.

2. Меныпанов П.Н., Музыка В. В., Дыгало H.H. Эффекты дексаметазона на развитие неонатальных крысят и уровень активной каспазы-3 в коре мозга.// Бюллетень экспериментальной биологии и медицины, 2012, Том 153 № 4, стр. 467-469.

3. Музыка В.В., Меныпанов П.Н., Баннова A.B., Дыгало H.H. Взаимосвязь BDNF и его проформы с уровнем активной каспазы-3 в отделах мозга неонатальных крыс.// Нейрохимия, 2012, Том 29 № 4, стр. 278-282.

4. Музыка В. В., Ланшаков Д. А. Эффекты глюкокортикоидов на экспрессию каспазы-3 в формирующемся головном мозге.// Материалы XLVII Международной научной студенческой конференции «Студент и научно-технический прогресс», стр. 26.

5. Музыка В.В. Экспрессия BDNF и белков апоптоза в гиппокампе крысят при воздействии глюкокортикоидами.// Материалы XLVIII Международной научной студенческой конференции «Студент и научно-технический прогресс», стр. 40.

6. Меныпанов П.Н., Музыка В.В., Баннова A.B., Калинина Т.С., Дыгало H.H. Эффекты гидрокортизона на экспрессию белков апоптоза в гиппокампе неонатальных крысят.// Материалы XXI съезда физиологического Общества им. И.П. Павлова, стр.397

7. Музыка В.В., Меныпанов П.Н., Дыгало H.H. Экспрессия мозгового нейротрофического фактора в мозге неонатальных крысят: эффекты стероидных гормонов.// Материалы XXI съезда физиологического Общества им. И.П. Павлова, стр.421.

8. Музыка В.В., Меныпанов П.Н., Дыгало H.H. Распределение форм мозгового нейротрофического фактора между структурами головного мозга неонатальных крысят.// Материалы пятой Всероссийской научно-практической конференции с международным участием «Фундаментальные аспекты компенсаторно-приспособительных процессов», стр. 141.

9. Музыка В.В., Меньшанов П.Н., Дыгало H.H. Влияние глюкокортикоидов на экспрессию мозгового нейротрофического фактора (BDNF) в отделах головного мозга неонатальных крыс.// Материалы VII Сибирского физиологического съезда, стр.370.

10. Меньшанов П.Н., Баннова A.B., Музыка В.В., Булыгина В.В., Дыгало H.H. Эффекты аноксии и глюкокортикоидов на развитие головного мозга и поведение неонатальных крыс.// Материалы XXII Съезда Физиологического общества им И.П. Павлова, стр. 345-346.

Подписано в печать 24.04.2014 г. Печать цифровая. Бумага офсетная. Формат 60x84/16. Усл. печ. л. 1 Тираж 100 экз. Заказ № 212

Отпечатано в типографии «Срочная полиграфия» ИП Малыгин Алексей Михайлович 630090, Новосибирск, пр-т Академика Лаврентьева, 6/1, оф. 104 Тел. (383) 217-43-46, 8-913-922-19-07

Текст научной работыДиссертация по биологии, кандидата биологических наук, Музыка, Владимир Владимирович, Новосибирск

Федеральное государственное бюджетное учреждение высшего профессионального

образования

«НОВОСИБИРСКИЙ НАЦИОНАЛЬНЫЙ ИССЛЕДОВАТЕЛЬСКИЙ

ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ» (НОВОСИБИРСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ, НГУ)

На правах рукописи 04201459572 , ^

Музыка Владимир Владимирович

ВЛИЯНИЕ ГЛЮКОКОРТИКОИДОВ И ГИПОКСИИ НА КЛЮЧЕВЫЕ БЕЖИ АПОПТОЗА И ИХ РЕГУЛЯТОРЫ В МОЗГЕ НЕОНАТАЛЬНЫХ КРЫС

03.03.01 - физиология Диссертация

на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Научный руководитель:

д.б.н., член-корр. РАН Дыгало Н. Н.

Новосибирск - 2014

ОГЛАВЛЕНИЕ

ПЕРЕЧЕНЬ УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ 4

Введение 5 ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ. Влияние глюкокортикоидов и гипоксии на экспрессию ключевых белков каскада апоптоза и их регуляторов в

развивающемся головном мозге 9

1.1. Программируемая гибель клеток - апоптоз, и его молекулярные механизмы 9

1.1.1. Каспазы 10

1.1.2. Белки Вс1-2 семейства 12

1.1.3. Пути запуска апоптоза 15

1.2. Нейротрофины - регуляторы жизнеспособности и гибели нервных клеток 16

1.2.1. Экспрессия нейротрофинов и их рецепторов 18

1.2.2. Молекулярные механизмы действия нейротрофинов 24

1.2.3. Нейротрофины и апоптоз в онтогенезе ЦНС 27

1.3. Роль глюкокортикоидов в регуляции апоптоза в развивающейся НС 30

1.3.1. Рецеторы глюкокортикоидов 3 2

1.3.2. Механизмы действия глюкокортикоидов 35

1.3.3. Эффекты глюкокортикоидов в ЦНС 39 1.3.3.1. Влияние глюкокортикоидов на процессы апоптоза 41

1.4. Эффекты гипоксии на процессы апоптоза в развивающейся нервной системе 43

1.4.1. Молекулярные механизмы влияния гипоксии 44

1.4.2. Совместное влияние гипоксии и глюкокортикоидов на апоптоз в ЦНС 46 ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ 50

2.1. Животные и экспериментальные воздействия 50

2.1.1. Животные 50

2.1.2. Введение гормонов 50

2.1.3. Моделирование гипоксического состояния 51

2.2. Выделение образцов ткани мозга 52

2.3. Выделение РНК 53

2.4. Получение кДНК 53

2.5. Оценка уровней мРНК белка Bcl-XL методом полимеразной цепной реакции в реальном времени (real-time PCR) 54

2.6. Выделение суммарного белка и его разделение посредством одномерного денатурирующего гель-электрофореза 57

2.7. Оценка уровней mat-BDNF, pro-BDNF, Bcl-XL, Вах, прокаспазы-3, активной каспазы-3 и GR методом полуколичественного иммуноблота 57

2.8. Реактивы 59

2.9. Статистическая обработка данных 59 ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ 60

3.1. Анализ взаимного сопряжения экспрессии белков апоптоза в гиппокампе и стволе головного мозга 3-дневных крысят 60

3.2. Экспрессия форм BDNF в отделах мозга неонатальных крысят 63

З.2.А. 3-дневные животные 63

3.2.Б. 8-дневные животные 63

3.3. Влияние глюкокортикоидов на уровни форм BDNF и ключевых белков апоптозного каскада - Bcl-XL, Вах, прокаспазы-3 и активной каспазы-3 - в отделах мозга неонатальных крысят 67

3.3.А. 3-дневные животные 68 З.З.Б. 8-дневные животные 70 З.З.В. Анализ эффектов дексаметазона на уровень активной каспазы-3 в мозге

через 6,24 и 120 ч после введения гормона 75

3.4. Эффекты гипоксии и дексаметазона на экспрессию GR в неонатальном мозге 76

3.5. Влияние гипоксии и дексаметазона на экспрессию ключевых белков апоптозного каскада в отдех мозга неонатальных крысят 81

3.5.А. Эффекты гипоксии 81

З.5.Б. Эффекты дексаметазона на фоне предшествующей и последующей гипоксии 83

ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ 91

ВЫВОДЫ 109

БИБЛИОГРАФИЧЕСКИЙ СПИСОК 110

ПЕРЕЧЕНЬ УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ

AIF - apoptosis inducing factor - фактор индукции апоптоза АР-1 - activator protein-1 - белок-активатор-1

BAD - Bcl-2-associated agonist of cell death - Вс1-2-ассоциированный агонист гибели клеток

Bax - Bcl-2-associated х protein — Вс1-2-ассоциированный х белок

Bcl-2 - B-cell lymphoma protein-2 — белок В-клеточной лимфомы-2

Bcl-XL - Bcl-2 X-linked protein — Bcl-2 Х-связанный белок

BDNF - brain-derived neurotrophic factor - мозговой нейротрофический фактор

ВЫ домен - домен Bcl-2 гомологии

CAD - caspase-activated DNAse - каспазо-активируемая ДНКгидролаза

CaRF - Calcium-responsive transcription factor - кальций-зависимый транскрипционный фактор CREB - cAMP-responsive element binding protein - цАМФ-зависимый транскрипционный фактор DISC - Death-inducing signaling complex - сигнальный комплекс, индуцирующий гибель клеток Est-2 - Expression sequence tag-1/2 - фрагмент, необходимый для экспрессии последовательности-1/2 ERK - Extracellular signal-regulated kinase - киназа, регулируемая внеклеточным сигналом HRE - hypoxia-responsive element - гипоксия-отвечающий элемент генома 11-P-HSD - 11-p-hydroxi steroid dehydrogenase - 11 -p-гидроксистероид дегидрогеназа HSP - heat-shock protein - белки теплового шока GR - глюкокортикоидный рецептор

GRE - glucocorticoid-responsive element - гормон-отвечающий элемент генома IAP - inhibitor of apoptosis protein - белок ингибитор апоптоза JNK - Jun N-terminal kinase - Jun N-концевая киназа

МАРК - mitogen-activated protein kinase - митоген-активируемая протеин киназа

mat-BDNF - mature BDNF - зрелая форма мозгового нейротрофического фактора

МЕК - MAPK/ERK kinase - MAPK/ERK киназа

MR - минералокортикоидный рецептор

NGF - nerve growth factor - фактор роста нервов

NF-kP - nuclear factor-кр - ядерный фактор-кр

NRIF - neurotrophin receptor interacting factor - фактор, взаимодействующий с рецептором нейротрофинов

p75NTR - р75-нейротрофиновый рецептор PI3K - фосфатидил-инозитол-3 киназа PLC - фосфолипаза С

RIP - regulated intermembrane proteolysis - регулируемый внутримембранный протеолиз

ROS - reactive oxygen species - активные формы кислорода

ТМ домен - трансмембранный домен

TNF - tumor necrosis factor - фактор некроза опухолей

TrkB - tropomyosin-related kinase В - киназа В, родственная тропомиозину

USF-1/2 - upstream stimulatory factor-1/2 - вышележащий фактор стимуляции 1/2

VDAC - voltage-dependent anion channel - потенциал-зависимый анионный канал

VEGF - vascular endothelial growth factor — фактор роста эндотелия сосудов

АКТГ - адренокортикотропный гормон

ГАМК - гамма-амино-масляная кислота

ГГНС - гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковая система

ПКГ - программируемая клеточная гибель

РДС - респираторный дистресс-синдром

ВВЕДЕНИЕ

Важнейшим путем элиминации избыточных клеток является апоптоз - основной тип программируемой клеточной гибели в развивающемся мозге. За вступление клетки в апоптоз ответственен баланс белков Вс1-2 семейства (Hagberg et al., 2009). Ключевыми регуляторами апоптозного каскада в ЦНС являются проапоптозный белок Вах и антиапоптозный Bcl-XL. Перевес экспрессии проапоптозных белков приводит к высвобождению из митохондрий специфических факторов, необходимых для активации основной эффекторной протеазы апоптоза - каспазы-3. Её действие на свои многочисленные субстраты приводит к реализации конечных эффектов программы клеточной гибели (Troy et al., 2011).

Баланс Bcl-2 белков, в свою очередь, определяется множеством аспектов, важнейшим из которых является влияние трофических факторов нейротрофинов (Renton, Xu et al. 2010). В развивающемся мозге ключевым нейротрофином является мозговой нейротрофический фактор - BDNF (Friedman, 2010). Реализуя своё действие преимущественно через TrkB рецепторы, BDNF способствуют выживанию клеток. В то же время незрелая форма белка - pro-BDNF, связываясь с рецептором p75NTR, оказывает проапоптозное действие (Willnow et al, 2008; Bernd, 2008).

критические периоды развития, когда мозг наиболее чувствителен к действию стресса. Ключевую роль в реализации стрессорного ответа организма играют глюкокортикоиды (Sapolsky et al., 2000; Sapolsky, 2003). Индуцируемое стрессом повышение уровня этих гормонов в крови в раннем онтогенезе может необратимо влиять на морфологию головного мозга, и приводить к последующим долговременным изменениям поведения и психической сферы (Dumas et al., 2009). В некоторых случаях глюкокортикоиды способны оказывать и противоположное, нейропротективное действие (Tuor, Yager et al. 1997). Имеющиеся в литературе данные, свидетельствующие о критически важных событиях в формировании мозга в неонатальный период онтогенеза, оставляют, однако открытыми вопросы как о самом действии глюкокортикоидов на апоптоз, так и о способности этих гормонов изменять экспрессию белков апоптозного каскада и их регуляторов в формирующемся головном мозге. Получение ответов эти вопросы представляется важным, поскольку глюкокортикоиды и их синтетические аналоги используются в перинатальной медицине, и, кроме того, эти гормоны способны опосредовать действие разнообразных стрессоров на развивающийся организм.

1. Изучить особенности экспрессии ключевых белков апоптозного каскада и форм ЕШМ7 в отделах мозга неонатальных крыс;

2. Исследовать эффекты глюкокортикоидов на экспрессию ключевых белков апоптозного каскада и форм ЕЮМ7 в отделах мозга неонатальных крыс;

3. Исследовать эффекты совместного действия гипоксии и синтетического аналога гормонов стресса - дексаметазона - на экспрессию ключевых белков апоптозного каскада в отделах мозга неонатальных крыс.

Научная новизна. В работе впервые выявлена взаимосвязь экспрессии ключевых белков апоптозного каскада в гиппокампе неонатальных животных, и отсутствие подобной сопряженности в стволе мозга. Также впервые установлена обратная зависимость между отношением та1-ВВ№Урго-ВВМР и экспрессией активной каспазы-3 в отделах мозга неонатальных животных на 8-ой день жизни.

Впервые установлен антиапоптозный эффект гидрокортизона на экспрессию ключевых белков апоптоза и форм ВБ^ в гиппокампе неонатальных животных. Впервые обнаружено наличие отложенного повышения уровня активной каспазы-3 в коре мозга неонатальных животных под действием дексаметазона через 120 часов после введения гормона.

Впервые обнаружены эффекты совместного действия гипоксии и дексаметазона на уровни белков апоптоза в стволовой части мозга неонатальных животных. Выявлено, что уровень белка Вс1-ХЬ снижается при введении дексаметазона после гипоксии, но факторы по отдельности не изменяют уровни белка, при этом как по отдельности, так и вместе стимулируя экспрессию мРНК Вс1-ХЬ. Впервые показано, что постгипоксическое применение дексаметазона обладает проапоптозным эффектом на экспрессию белка Вс1-ХЬ и отношение Вс1-ХЬ/Вах в стволе развивающегося мозга.

Теоретическая и практическая значимость. Результаты работы расширяют теоретические представления о влиянии гормонов стресса и гипоксии на экспрессию белков, определяющих жизнеспособность клеток развивающегшося мозга. Кроме того, полученные данные могут иметь важное практическое значение для перинатальной медицины, поскольку они впервые позволяют оценить и сравнить эффекты пред- и постгипоксического применения синтетических глюкокортикоидов на экспрессию белков, регулирующих процессы выживания и гибели клеток развивающегшося мозга.

Положения, выносимые на защиту:

1. Естественный глюкокортикоид гидрокортизон, связывающийся с глюко- и минералокортикодными рецепторами, способен приводить к антиапоптозным изменениям уровней белков апоптозного каскада в гиппокампе неонатальных животных. Этот гормон повышает уровень антиапоптозного белка Вс1-ХЬ и снижает уровни проапоптозных рго-ЕШЫР, прокаспазы-3 и активной каспазы-3 через 6 часов после его введения.

2. Гипоксия в неонатальный период развития вызывает антиапоптозные изменения уровней белков программируемой гибели клеток в стволе головного мозга. В условиях гипоксии в этом отделе мозга через 6 часов повышается экспрессия мРНК антиапоптозного Вс1-ХЬ, а через 22 часа снижается уровень исполнительной протеазы апоптоза активной каспазы-3.

3. Имеется взаимодействие гипоксии и синтетического активатора вЯ дексаметазона в регуляции экспрессии глюкокортикоидного рецептора (вЯ) и антиапоптозного белка Вс1-ХЬ в формирующемся головном мозге - последствия совместного влияния этих факторов не являлись суммой их самостоятельных эффектов и зависели от последовательности их действия. Постгипоксическое применение дексаметазона, в отличие от предгипоксического, приводит к проапоптозным сдвигам уровней ключевых белков каскада апоптоза.

Апробация работы. Материалы данной работы были доложены и представлены на XLVII и XLVIII Международных научных студенческих конференциях (Новосибирск, 2009, 2010); XXI Съезде физиологического Общества им. И.П. Павлова (Калуга, 2010); 5-ой Всероссийской научно-практической конференции с международным участием «Фундаментальные аспекты компенсаторно-приспособительных процессов» (Новосибирск, 2011); VII Сибирском физиологическом съезде (Красноярск, 2012); XXII Съезде Физиологического общества им И.П. Павлова (Волгоград, 2013).

ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ. Влияние глюкокортикоидов и гипоксии на экспрессию ключевых белков каскада апоптоза и их регуляторов в развивающемся головном мозге

1.1. Программируемая гибель клеток - апоптоз, и его молекулярные механизмы

Гибель избыточных клеток абсолютно необходима для создания и поддержания необходимого клеточного состава и пространственной структуры ткани (Schwartzman and Cidlowski, 1993). Он позволяет закладываемым в онтогенезе структурам приобретать значительную пластичность и адаптироваться для выполнения своих функций в зависимости от пола, возраста и условий среды (Meier et al., 2000). Впервые гибель клеток в ходе онтогенеза описана около века назад и была тогда принята за процесс устранения поврежденных клеток в эмбрионах. Для многоклеточных организмов важно своевременное избавление от поврежденных и иных нежелательных клеток как в ходе развития, так и во взрослом состоянии (Antonsson, 2004). Первые документальные подтверждения физиологической элиминации избыточных клеток были получены в исследованиях на С. elegans (Horvitz, 1999).

Удаление избыточных клеток в течение периода их физиологической гибели критично для формирования в онтогенезе нервной системы позвоночных (Oppenheim 1991; Meier, Finch et al. 2000). Выживают на этой стадии развития те нейроны, которые формируют синаптические связи с клетками-мишенями, соревнуясь при этом за ограниченный запас трофических факторов, секретируемых этими клетками (Barde, 1989). Гибель клеток в развивающейся нервной системе была обнаружена около века назад, а примерно 80 лет назад было выдвинуто предположение о её потенциальной значимости для нормального морфогенеза мозга (Hamburger, 1992). Стоит подчеркнуть, что хотя зрелые нейроны являются одними из самых долго живущих клеток, незрелые нейроны гибнут в огромных количествах в ходе развития индивида. Гибель зрелых нейронов наблюдается при патологиях: при острых и при хронических нейродегенеративных заболеваниях (Yuan and Yankner, 2000).

Основополагающие наблюдения, сделанные около сорока лет назад Wylie и Kerr, позволили им определить основные морфологические черты клеток, в которых

активирован процесс гибели, не имеющий характерных признаков некроза. Такой процесс был назван авторами апоптозом (Kerr et al., 1972). Анализ данного процесса с помощью электронной и световой микроскопии выявил сморщивание клеток и сжатие их ядер (пикнозис), фрагментацию ядер и конденсацию хроматина с последующим формированием апоптотических тел - окруженных мембраной образований, которые затем подвергаются фагоцитозу. Несмотря на т�

Информация о работе

Музыка, Владимир Владимирович
кандидата биологических наук
Новосибирск, 2014
ВАК 03.03.01

Диссертация

Влияние глюкокортикоидов и гипоксии на ключевые белки апоптоза и их регуляторы в мозге неонатальных крыс - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы