Участие эндогенных антиоксидантов в механизмах толерантности мозга к гипоксии

Строев, Сергей Александрович

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Участие эндогенных антиоксидантов в механизмах толерантности мозга к гипоксии
ВАК РФ 03.00.13, Физиология

Автореферат диссертации по теме "Участие эндогенных антиоксидантов в механизмах толерантности мозга к гипоксии"

РОССИЙСКАЯ АКАДЕМИЯ НАУК ИНСТИТУТ ФИЗИОЛОГИИ им. И.П ПАВЛОВА

На правах рукописи

СТРОЕВ СЕРГЕЙ АЛЕКСАНДРОВИЧ

УЧАСТИЕ ЭНДОГЕННЫХ АНТИОКСИДАНТОВ В МЕХАНИЗМАХ ТОЛЕРАНТНОСТИ МОЗГА К ГИПОКСИИ

Специальности: 03.00.13.-Физиология; 03.00.04. - Биохимия

Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Санкт-Петербург 2004

Работа выполнена в Лаборатории регуляции функций нейронов мозга (зав. Лабораторией - доктор медицинских наук, профессор М. О. Самойлов) Института физиологии им. И.П. Павлова РАН.

Научный руководитель: доктор медицинских наук, профессор, зам директора

М. О. Самойлов.

Официальные оппоненты: доктор биологических наук, ведущий научн. сотр.

Путилина Фаина Евгеньевна.

доктор биологических наук, профессор, зав. лаб. Арутюнян Александр Вартанович.

Ведущая организация: Институт эволюционной физиологии и биохимии

им. И.М.Сеченова РАН.

Защита диссертации состоится 21 февраля 2005 г. в 13-00 часов на заседании диссертационного совета по присуждению ученой степени кандидата биологических наук (К 002.020.01) при Институте физиологии им. И П. Павлова РАН (199034, Санкт-Петербург, наб. Макарова, 6).

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института физиологии им. И.П. Павлова РАН.

Автореферат разослан УЗ января

Ученый секретарь диссертационного совета кандидат биологических наук

2005 г.

- О.Г. Чивилева.

З305-И

Актуальность темы. Одним из важнейших механизмов повреждения клеток мозга при гигюксическом воздействии и последующей реоксигенации является окислительный стресс, обусловленный продукцией активных форм кислорода. Уже в первые часы после гипоксического воздействия он вызывает высвобождение из митохондрий в цитозоль цитохрома с, который активирует каскад каспаз и запускает программу клеточной гибели (Ридоига & а!., 2 ООО). Молекулярные механизмы, обеспечивающие адаптацию нейронов к гипоксии и последующей реоксигенации на клеточном уровне, включают активацию ферментативных и нефермешативных антиоксидантных систем. Митохондрия является главным источником свободных радикалов и ключевой органеллой в запуске апоптоза (ЦЫа е1 а]., 2002), поэтому соотношение про- и антиоксидантных процессов в митохондрии имеет

особо важное значение в развитии как патологических, так и адаптивных реакций. Эндогенные белковые антиоксиданты тиоредоксин (Тгх) и супероксиддисмутаза (SOD) имеют как цитозольные (Trx-1; Си, Zn-SOD), так и специфические митохондриалыше формы (Trx-2; Mn-SOD), отличающиеся по ряду структурных и функциональных показателей.

Прекондиционирование умеренными (не вызывающими необратимых нарушений) пшоксическими воздействиями повышает структурную и функциональную резистентность клеток, в том числе клеток мозга, к последующей тяжелой (повреждающей) гипоксии (Kitagawa et al„ 1990; Самойлов, 1999). Одним из важнейших молекулярных механизмов цитопротективного эффекта прекондиционирования является активация эндогенных антиоксидантов, в том числе тиоредоксина и супероксиддисмутазы (Kato et al., 1995; Duan et aL, 1999; Yamashita et al., 2000; Самойлов и др., 2001, 2004; Gamier et al., 2001; Andoh et al.,

2002 а, Ь; НовЫаа <Л а1., 2002).

Подавляющее большинство работ, посвященных исследованию молекулярного механизма гипоксии, выполнено с использованием ишемичесхих моделей. Между тем, эффекты гипобарической гипоксии остаются малоизученными в целом и совсем не

исследованными на уровне экспрессии антиоксидантов. В развитии адаптивных или дезадалтивных реакций на гипоксию особое значение принадлежит молекулярным механизмам, реализующимся на ранних сроках после воздействия, критических для выживания либо гибели клепан (Путште е1 а1., 2000). Тем не менее, экспрессия антиоксидантов именно в эти первые часы после гипоксических воздействий, остается наименее изученной.

Пели я задачи исследования. Целью настоящей работы было исследовать влияние непрекоядиционированной и прекондиционированной тяжелой гипобарической гипоксии на экспрессию четырех эндогенных белковых антиоксидантов (цитозольных и митохондриальных тиоредоксинов и супероксиддисмутаз) в различных образованиях мозга крысы, чувствительных к данному воздействию, в течение 24 часов после воздействия. Нами были поставлены следующие задачи:

1. Исследовать влияние тяжелой гипобарической гипоксии и последующей реоксигеяации на экспрессию Си, 2л- и Мп- супероксиддисмутаз, тиоредоксина -1 и -2 в гяппокампе и коре мозга крысы.

2. Исследовать влияние тяжелой гипобарической гипоксии и последующей реоксигенации на ферментативную активность Си, Й1-супероксиддисмутазы в различных областях мозга.

3. Изучить влияние гипоксического прекондиционирующего воздействия на экспрессию Си, Zn• я Мп- супероксиддисмутаз и тиоредоксинов -1 и -2, а также па активность Си, гп-суперокеиддисмутазы после последующей тяжелой гипоксии.

Теоретическая и практическая значимость. Полученные в работе результаты вносят существенный вклад в раскрытие молекулярных механизмов толерантности к тяжелой гипоксии и последующей реоксигенации и адаптогенного эффекта прекондиционирования. Установлено, что эндогенные антиоксиданты вовлекаются в ответ на гипобарическую гипоксию, что, очевидно, является механизмом адаптации. Значительное

усиление этой индукции под действием прекондиционирования раскрывает один из молекулярных механизмов его нейропротективного действия.

Индукция экспрессии исследованных антиоксидантов на самых ранних (3 часа) сроках реоксигенации имеет важное значение, т.к. именно эти сроки являются критическими для запуска программы клеточной гибели. С другой стороны ранняя экспрессия белков, наблюдаемая в некоторых образованиях мозга до выраженной индукции экспрессии соответствующих генов, ставит важный теоретический вопрос о молекулярных механизмах такого рода регуляции, происходящей, по-видимому, на уровне трансляции белка.

Результаты проведенного исследования восполняют пробел, связанный с практически полным отсутствием литературных данных о влиянии гипобарической гипоксии на системы антиоксидантной защиты. Вместе с тем, именно гипобарическая гипоксия является тем видом гипоксии, с последствиями которой человек сталкивается достаточно часто. Полученные данные об индукции антиоксидантных белков прекондиционирукнцим воздействием могут быть использованы в разработке новых немедикаментозных методов лечения и профилактики ряда гипоксических нарушений: в клинике новорожденных, в профессиональной подготовке лиц, сталкивающихся со стрессорными и гипоксическими воздействиями, в профилактике нейродегенеративных заболеваний.

Научная новизна работы. Впервые исследован эффект тяжелой гипобарической гипоксии на экспрессию эндогенных пептидных антиоксидантов (Си, га-вСЮ, Мп-8(Ю, тиоредоксина-1 и тиоредоксина-2) в мозге нспрекондиционированных и прековдиционированных умеренной гипоксией животных. Исследован эффект тяжелой гипобарической гипоксии на ферментативную активность Си, 2п-5ЮО у не- и прековдиционярованных животных. Показано, что непрекондиционированная тяжелая гипоксия существенно снижает ферментативную активность Си, Хп-вОО в различных образованиях мозга, а прекондиционированкая - повышает ее. Впервые исследован эффект гипоксии на экспрессию митохондриального тиоредоксина-2. Обнаружена его индукция и ее

выраженное усиление в результате прекондиционирования в различных образованиях мозга. Изменения экспрессии четырех указанных антиоксидантов были исследованы в одной и той же гипоксической модели, что позволяет наиболее корректно сопоставить полученные данные между собой.

Апробация работы. Результаты исследований были представлены и обсуждены на Российско-польском симпозиуме «Механизмы внутриклеточной сигпальной трансдукции как основа нейрональной пластичности при адаптивных и патологических состояниях» (Санкт-Петербург, 2001); Международной конференции «Neuroscience Finland 2002» (Турку, 2002); Международной конференции «Genes, Heart and Brain - Lessons of molecular epidemiology and molecular mechanisms» (Куопяо, 2002); Международной конференции по функциональной нейроморфологии «Колосовские чтения - 2002» (Санкт-Петербург, 2002); Третьей Всероссийской Конференции «Гипоксия: механизмы, адаптация, коррекция» (Москва, 2002); Шестой Всероссийской медико-биологической конференции молодых исследователей «Человек и его здоровье» (Санкт-Петербург, 2003); Польско-российском симпозиуме «Нейробиологические и нейрофизиологические исследования в медицине» (Варшава, 2004); Российской конференции «Механизмы стресса в экстремальных условиях» (Москва, 2004); заседаниях Лаборатории регуляции функций нейронов мозга (2000-2004).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 13 научных работ: 9 тезисов (из них 5 - отечественные и 4 - международные) и 4 статьи (из них 1 опубликована в отечественном журнале, 2 - в международных научных журналах, и 1 - в коллективной монографии). 2 статьи подготовлены и направлены в печать.

Структур» и объем дяссертадия. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материала и методов исследования, результатов, обсуждения результатов, выводов и библиографии. Диссертация изложена на 138 страницах печатного текста, иллюстрирована 12 рисунками и 8 таблицами. Указатель литературы включает 38 отечественных и 251 иностранный источник.

Значительный объем данных, составляющих настоящую диссертацию, был получен в ходе исследований, проведенных на базе Отдела биологии развития Медицинской школы Университета г. Тампере (Финляндия). Пользуясь случаем, выражаю свою искреннюю признательность заведующему отделом профессору Маркку Пельто-Хуикко.

МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ.

Создание гипобарической гипоксии. Исследования проводили на двух группах взрослых крыс-самцов линии Вистар весом 200-250 г. Первая группа подвергалась воздействию тяжелой гипобарической гипоксии в барокамере проточного типа при давлении 180 мм рт. ст. (что соответствует подъему на высоту 11000 м) в течение 3 часов. Вторая группа испытывала то же воздействие, но после предварительного прекондициоиирования тремя двухчасовыми сеансами умеренной (360 мм рт. ст.) гипоксии (соответствующей подъему на высоту 5000 м) с 24-часовыми интервалами в той же барокамере. Прекондиционированных животных подвергали тяжелой гипоксии через сутки после последнего сеанса умеренной гипоксии. Известно, что такой способ прекондициоиирования повышает выживаемость животных во время тяжелого воздействия с 50% до 85% и существенно снижает гибель нейронов в коре н гигоюкампе выживших крыс (Рыбникова и др., 2004). У крыс обеих групп определяли уровень экспрессии четырех внутриклеточных антиоксидантных белков - тиоредоксинов -1 и 2, Mn-зависимой супероксиддисмутазы и Си, Zn- зависимой супероксиддисмутазы - через 3 и 24 часа после окончания сеанса тяжелой гипоксии в различных образованиях головного мозга. Креме того, исследовали ферментативную активность Си, Zn- зависимой супероксиддисмутазы в различных областях мозга на тех же сроках после тех же воздействий. Контрольные животные перед исследованием помещались в ту же барокамеру на 3 часа при нормальном давлении. В каждой серия экспериментов исследовали 4-6 животных.

Иммуноцитохямическое исследование экспрессии антиокендаитов. Для проведения иммуноцитохимического анализа наркотизированных животных перфузировали

транскардиально сначала 100 мл физиологического раствора, затем в течение 4-5 минут — 4% раствором параформальдегида в 0.1 М фосфатном буффере (PBS; pH 7.3). После окончания перфузии мозг извлекали и в течение 60 мин фиксировали тем же фиксатором. До начала анализа образцы мозга хранили в 15% растворе сахарозы в фосфатном буффере при температуре +4° С. Ткань замораживали в Tissue-Tek® О.С.Т™ Compound (Sakura Finetek) и с помощью криоката при температуре -20°С делали фронтальные срезы мозга толщиной 11 микрон на уровне гиппокампа и базо-латеральной миндалины (примерно -2.80 мм от линии bregma) (Paxinos, Watson, 1986). Иммуноцитохимический анализ проводили авидин-биотиновым методом по стандартной схеме. Для визуализации иммунной реакции и выявления локализации соответствующих антиоксидантных белков использовали диаминобензидин. Уровень экспрессии всех четырех белков определяли во фропто-париетальной коре, аммоновом роге гиппокампа (области CAI, СА2 и САЗ) и в зубчатой извилине (DG) количественно с помощью установки, включающей микроскоп (Nikon Microphot-FXA), камеру (PCO Computer Optics GmbH) и компьютер IBM PC с программой Image-Pro Plus (Media Cybernetics). Анализ экспрессии антиоксидантов проводили по двум критериям: общему числу иммунореактивных клеток, выраженному в процентах от контроля (N+) и числу интенсивно окрашенных клеток, также выраженному в процентах от контроля (Ni).

Исследование Ферментативной активности Си. Zn-SOP. Ферментативную активность Cu, Zn-SOD оценивали по степени подавления цветной окислительно-восстановительной реакции, измеряемой сяектрофотометрически (Чевари и др., 1985). Гомогенат ткани исследуемых образований (неокортекс, пириформная кора, аммонов рог гиппокампа, стриатум и миндалина) в фосфатном буфере центрифугировали в течение 20 минут при 17300 g. В расчете на 1 мл к супернатанту добавляли 0.15 мл хлороформа, 0.3 мл этанола и 300 мг КН2РО4. Полученную смесь в течение 15 минут перемешивали на ледяной бане, затем центрифугировали в течение 50 мин ори 20000 g. Измерение активности Cu, Zn-

SOD в полученном супернатанте производили в фотометрической кювете при длине волны 540 нм на спектрофотометре СФ16. К 2 мл реагента окислительной реакции (18.6 мг этилендиаминтетраацетата, 27.6 мг феназинметасульфата и 150 мг нитросинего тетразолия на 300 мл фосфатного буфера) прибавляли 0.05 мл полученного супернатанта. В контроле вместо супернатанта добавляли то же количество фосфатного буфера. Измеряли экстянкцию (Е|). Добавляли 0.1 мл NADH и через 10 минут повторно измеряли экстинкцию (Ег). Рассчитывали процент подавления супероксиддисмутазой окислительных процессов (ЕА) по формуле: ЕА = ((Ег cm® - Ei «mr) - (Е2 „„pie - Ei SOTple))*100%/(E2 M - E1 „«). Приняв 50% подавление окисления за 1 условную единицу активности фермента, пересчитывали активность Си, Za-SOD в у.е.: N уе =ЕА/50. Удельную ферментативную активность Cu, Zn-SOD вычисляли, относя полученную величину к массе исследуемой ткани: NyaMM = (N у е * V пшогемга) / (0.05 * М „и«). Изменения ферментативной активности Cu, Zn-SOD выражали в процентах от активности фермента в соответствующих областях мозга контрольных животных. - Статистическую обработку результатов проводили с использованием однофакторного дисперсионного анализа (ANOVA). Статистически достоверными считали различия при уровне значимости Р<0,05.

РЕЗУЛЬТАТЫ И окгужпитш.

Влияние ненрекои^иципнмрованной тяжелой гипобарической гипоксии на экспрессию исследованных антиоксидяцтов. Результаты исследований представлены на рисунках 1-4 и в таблицах 1-6. Тяжелая гипобарическая гипоксия повышает экспрессию тиоредоксинов -1 и -2, Cu, Zn-SOD и Mn-SOD в исследованных образованиях мозга. В различных моделях ишемии/гипоксии может наблюдаться как активация экспрессии актиоксидантов, так и ее подавление (Liu et al., 1993; Tomimoto et al., 1993; Kato et al., 1995; Nakanishi et al., 1995; Pohle, Rauca, 1997; Candelario-Jalil et al., 2001). В нашем исследовании уже через 3 часа после тяжелой гипоксии (Табл. 1) наблюдалось достоверное повышение

экспрессии Тгх-1 (Рис. 1), Тгх-2 (Рис. 2) и Мп^ОЭ (Рис "5), но не Си. гп-вСЮ (Рис. 4) во всех

исследованных областях гиппокамла. В неокортексе отмечалось индукция только Тгх-2.

Таблица 1 Влияние непрекондициониро ванной тяжелой гипобарнческой гипоксии на экспрессию антиоксидаитов на сроке 3 часа после воздействия (по сравнению с контролем). N. - общее число иммунореактивных клеток, выраженное в процентах от контроля, N3 - число интенсивно окрашенных клеток, выраженное в процента* от контроля. +++ статистически достоверное (Р*~0,05; Г-критерий) повышение; + тенденция к повышению; = нет изменений , - тенденция к снижению; — статистически достоверное (Р<0,05; [■критерий) снижение. СА1 - САЗ - области аммонова рога гиппокамла, СЮ - зубчатая извилина гиппокампа.

Тгх-1 Тгх-2 Mn-SOD Cu, Zn-SOD

CAI -H-+N+ +++NÍ +++NT +++NÍ -H-+N+ +++Ni -N+ -Ni

СА2 +++Nf +++NÍ +++N* +++NÍ +-H-N+ +++NÍ +N» =Ni

САЗ -нн-Ni -ьн-N-f -f-++N¡ +Nt +++Ni =N+ +Ni

DG +N+ +++Ni +-H-N+ +++NÍ +-H-N* =Ni +N+ +Ni

Неокортекс -N+ =Ni +N, +++NÍ =N+ +Ni =N+ =Ni

Через 24 часа после непрекондидионированной тяжелой гипоксии (Табл. 2) иммунореактивность ко всем исследованным антиоксидантам: Тгх-1 (Рис. 1), Тгх-2 (кроме зоны CAI) (Рис. 2), Mn-SOD (Рис. 3) и Cu, Zn-SOD (Рис. 4) была повышена по сравнению с контролем во всех исследованных зонах гиппокампа и в неокортексе.

Таблица 2 Влияние непрекошшционнровамной тяжелой гипобарнческой гипоксии на экспрессию антиоксидаитов на сроке 24 часа после воздействия (по сравнению с контролем) Обозначения те же, что в Табл 1

Trx-i Trx-2 Mn-SOD Cu, Zn-SOD

CAI +N+ +++Ni —N* -H-+NÍ =N+ +++NÍ +++N+ +++NÍ

CA2 -H-+N-, -нн-Ni -H-+N+ +++NÍ +++N» +++Ni +-H-N+ +++NÍ

CA3 +-H-N+ +++NÍ +++Nt +++NÍ +N+ +++NÍ -H-+N+ -н-t-Ni

DG -H-+N., +-H-NÍ +++N» +++Ni -H-+N+ =N¡ +-H-N+ +++Ni

Неокортекс +N» +++Ni +-H-N+ +++Ni +N+ -H-fNi =N+ +-H-NÍ

При сравнении динамики экспрессии антиоксидаитов у непрекондиционированных крыс между 3-часовым и 24-часовым сроками было показано, что она неодинакова дня разных антиоксидаитов в исследуемых образованиях мозга (Табл. 3). При этом экспрессия Си, гп-БСЮ существенно повышалась во всех исследованных образованиях мозга (Рис. 4), а в коре повышалась экспрессия всех четырех антиоксидаитов (Рис. 1 - 4, Табл. 3).

СА1 14+

СА1 №

Рис. 1. Изменения общего числа Тгх-1-иммунореактивных клеток (Н,) и числа интенсивно экспрсссирующих Тгх-1 клеток (№) в различных образованиях мозга не- (Б) и прекондицноиированных (Р) крыс через 3 и 24 часа после тяжелой гипоксии, выраженное в процентах к контролю (С). Статистическая достоверность (Р<0 05, Н-критерий)- * - по сравнению с контролем, # - у прекондицноиированных животных по сравнению с непрекондицнонированными, § - на 24-часовом срока ло сравнению с 3-часовым

СА1 N4-

СЛ1 №

С А21Ч+

» р • р

САЗ

ВС ^

>С1Ч+

СА2№

САЗ N1

* мои---

1КЮ--

» р » р

ЛС№

« р 1 р

>С N1

Рис. 2 Изменения общего числа Ггх-2-иммунореактивных клеток (К,) и числа интенсивно экспрессирующих Тга-2 клеток (N1) в различных образованию мозга не- (8) и лрекондиционированных (Р) крыс через 3 и 24 часа после тяжелой гипоксии, выраженное в процентах к контролю (С) Статистическая достоверность (Р<0 05, р-критерий): обозначения те же, что на рис. 1.

СА1№

Рис. 3 Изменения общего числа Мп-$01)-иммунореактивных клеток и числа интенсивно жспрессирующих Мл-БОО клеток (N1) в различных образованиях мозга не- (Э) и преконяиционированных (Р) крыс через 3 н 24 часа после тяжелой гипоксии, выраженное в процентах к контролю (С). Статистическая достоверность (Р<0 05; Р-крнтерий): обозначения те же, что на рис. 1.

СА114+

СА1 N1

т*т

СА2

СА2 №

САЗК+

САЗМ

ОС 14+

ои±1

1ЧС№

Рис. 4. Изменения общего числа Си, 2п-501>иммунореактивиых клеток (N0 и числа интенсивно репрессирующих Си, Гп-вСЮ клеток (N'0 в различных образованиях мозга не- (в) и прехондиционированных (Р) крыс через 3 н 24 часа после тяжелой гипоксии, выраженное в процентах к контролю (С). Статистическая достоверность (Р<0.05, Р-критерий)' обозначения те же, что на рис. 1.

Таблица 3. Изменения -исспрсссни антмоксидантов после непрекояднымонированной тяжелой шпобаричссхой 1ИНОКСИИ к 24 часам после воздействия по сравнению с 3 часами Обозначения те же, что в Табл I._

Тгх-1 Ггх-2 Mn-SOD Cu, Zn-SOD

СА1 =N. +Ni —N, +++ Ni —N, — Ni -H-+N. +++Ni

СА2 =N. +Ni =N, =Ni +-H-N+ +-H- Ni +-++N* +++Ni

САЗ +N* -HH-Ni -N, -H-+Ni =N. =Ni +++N. 4++Ni

DG =N+ -Ni =Nt —Ni =Nt =Ni +N, +++Ni

Неокортекс +++N* +++Ni +++N* +++Ni +N„ +Ni =N> +++Ni

Индукция митохондриальной Mn-SOD и возникала, и прекращалась раньше по сравнению с цитозольной Си, Zn-SOD, что отражает, по-видимому, особую роль митохондриальных антиоксидантов в защите клетки от окислительного стресса. На модели гипобарической гипоксии подтверждаются сложившиеся на основании результатов экспериментов с иными формами гипоксии \ ишемии представления о том, что Mn-SOD является более индуцибельной, а Си, Zn-SOD - более конститутивной изоформой фермента (Kato et al., 1995; Takeuchi et al., 2000). Индукция митохондриального тиоредоксина-2 происходит интенсивнее по сравнению с индукцией соответствующей Мп-супероксиддисмутазы, что хорошо согласуется с известными данными об экспрессии генов Тгх-2 и Mn-SOD (Samoilov et al., 2002). Известно, что содержание и активность антиоксидантных ферментов в мозге значительно ниже по сравнению с такими тканями как печень, почки или сердце (Hayes et al., 1989; Левадная и др., 1998). Следовательно, в тканях мозга тиольные антиоксиданты более существенны в реализации защитных механизмов по сравнению с ферментативными, что и подтверждается полученными нами данными. В коре индукция антиоксидантов наблюдалась на более позднем сроке по сравнению с гиппокампом, что также хорошо согласуется с данными по экспрессии РНК Тгх-2 и Mn-SOD (Samoilov et al., 2002). В DG - наиболее устойчивой (Abe et al., 2004) к гипоксии \ ишемии области гиппокампа - наблюдаемая индукция антиоксидантов завершалась и начинала затухать раньше, чем в других гиплокампальных областях.

Влияние прекоидиционирования на экспрессию исследованных антиоксндантов после тяжелой гипоксии. Прскондиционирование предшествующей умеренной гипоксией (Табл. 4) существенно усиливало повышение экспрессии Тгх-1 (Рис. I) и Тгх-2 (Рис. 2) во всех исследованных областях мозга через 3 часа после тяжелой гипоксии по сравнению с непрекондиционированными животными (Рис. 1). Усиление индукции экспрессии Мп-вСЮ под действием прекоидиционирования было статистически достоверно только в СА2 и САЗ (Рис. 3). Прекондиционированная гипоксия вызывала повышение экспрессии Си, /.п-йСЮ в гиппокампе, но не в неокортексе по сравнению как с контролем, так и к непрекондицнонированной тяжелой гипоксией (Рис. 4).

Таблица 4. Влияние преконлииионирования на экспрессию антиоксндантов на сроке 3 часа после тяжелой

гипобарической гипоксии (по сравнению с непрекондиционированными). Обозначения те же, что в Табл. 1

Тгх-1 Тгх-2 Mn-SOD Cu, Zn-SOD

СА1 -H-+N+ +++Ni +++N* +++Ni +N+ +Ni +N+ -H-fNi

СА2 -H-+N+ +++Ni +++N-, +++Ni +++N+ +++Ni +N+ +Ni

САЗ +N++++Ni +++N+ +++Ni +++N+ +++Ni +++N+ +++Ni

DG +++N, +Ni =N+ +++Ni +Ni -H-+N+ -H-+Ni

Неокортекс +++N«- +++Ni +N+ +++Ni =N, -Ni -N+ +Ni

Индуцированное гипоксией и последующей реоксигенацией резкое повышение продукции свободных радикалов может приводить к клеточной гибели по типу апоптоза или некроза. В обоих случаях (Lewen et al., 2001; Sims, Anderson, 2002; Sugawara et al., 2002) ключевым этапом в гибели клетки является высвобождение цитохрома с из митохондрий в цитозоль. Известно, что ферментативные и неферментативные антиоксидантные системы, включая белки тиоредоксинового семейства (Sachi et al., 1995; Andoh et al., 2002b; Ueda et al., 2002), Mn-SOD (Fujimura et al., 1999a; Noshita et al., 2001) и Cu, Zn-SOD (Fujimura et al., 2000; Sugawara et al., 2002) препятствуют высвобождения цитохрома с. Критическим сроком для высвобождения цитохрома с и, следовательно, для запуска алоптотической программы являются первые 2-4 часа после гипоксического воздействия (Fujimura et al., 2000). Наблюдаемая в настоящем исследовании индукция экспрессии данных антиоксндантов на

ранних, кри<ических для запуска апоптоза сроках после тяжелой гипобарической гипоксии и существенное усиление этой индукции в результате прекондиционирования. по-видимому, является одним из существенных механизмов индуцируемой прекондиционярованием I ипоксической толерантности нейронов.

На 24-часовом сроке после тяжелой гипоксии прекондиционирование по-разному влияет на экспрессию антиоксидантов, причем чаще снижает ее, чем повышает (Табл. 5). Табл 5 Влияние прекондиционирования на экспрессию антиоксидантов на сроке 24 часа после тяжелой

гипобарической гипоксии (по сравнению с непрскондиционированиыми) Обозначения те же, что в Табл 1

Тгх-1 Тгх-2 Мп-БСЮ Си, Хп-БОО

СА1 +К +N1 +++>1+ —№ —№ -N1

СА2 +++К —№ -К» =N1

САЗ —=№ -К -Ы„ -N1

1X5 =К —№ —N. —N1

Неокортекс =1\Ц +№ +Ы, =N1 —N. -№

Анализ изменений экспрессии антиоксидантов к 24 часам по сравнению с 3 часами у прекондиционированных крыс обнаруживает снижение экспрессии обоих тиоредоксинов и \ln-SOD в областях гиппокампа, в большинстве случаев статистически достоверное (Рис. 1 -3). В то же время экспрессия Си, снижаясь в одних областях гиппокампа (САЗ и

1Ю), достоверно повышается в других (СА2) (Рис. 4). В коре отмечается достоверное усиление экспрессии обоих цитозольных антиоксидантов при незначительном изменении экспрессии митохондриальных (Табл. 6).

Снижение экспрессии антиоксидантов к 24 часам у прекондиционированных животных может объясняться тем, что к этому сроку, не являющемуся, по-видимому, критическим для инициации апоптотической программы, вызванная тяжелой гипоксией стрессовая реакция у них начинает затухать. В то же время у непрекондиционированных животных, для которых гипоксия, очевидно, была существенно более жестким стрессорным воздействием, реакция на окислительный стресс, проявляющаяся экспрессией антиоксидантов, более длительна и затухает медленнее.

Табл 6 Изменения экспрессии антиоксидантов у преконлиционированных крыс после тяжелой гипобаричсской гипоксии к 24 часам но сравнению с 3 часами Обозначения ге же что в Табл 1 _____

Тгх-1 Тгх-2 Мп-вО!) Си, гп-БОГ)

СА1 —N. —N. — № —N. —N1 +К. +N1

СА2 —N.. =N1 —Ы+ =N1 -Ж. +++N1

САЗ =№ —М» —N1 —N. —№ —N. +№

ТС —N. =№ —№ —N. —№ -Ы. —№

Неокортекс +++№ +Ы+ +N1 +N1 +++Ы+ +++N1

В клегках зубчатой извилины, являющейся наиболее устойчивой к гипоксии \ ишемии областью гиппокампа (АЬе й а1., 2004), различия в количестве иммунореактивных клеток между не- и прекондиционированными крысами меньше, чем в более чувствительных областях гиппокампа. Очевидно, это свидетельствует о том, что стрессовая реакция на непрскондиционированное тяжелое гипоксическое воздействие в ЕЮ ближе к адаптивной реакции, наблюдаемой у прекондиционированных крыс, по сравнению с более чувствительными гиппокампальными областями. К 24 часам в ЕЮ наблюдается существенное, гораздо более заметное по сравнению с другими областями, снижение числа интенсивно экспрессирующих различные антиоксиданты клеток (ЪИ) у прекондиционированных крыс по сравнению с непрекондиционированными. Таким образом, снижение к 24 часам ЬП на фоне относительно стабильной К» наблюдается в наиболее устойчивой области, то есть коррелирует с относительно адаптивным характером протекания реакции. Данное наблюдение интересно сопоставить со специфическими особенностями динамики экспрессии Тгх-2 в некоторых областях гиппокампа.

Характерной особенностью экспрессии Тгх-2 (Рис. 2) является то, что динамика общего числа иммунореактивных клеток может не всегда совпадать с динамикой числа интенсивно-окрашенных клеток. К 24 часам после тяжелой непрекондиционированной гипоксии в области СА1 снижается общее число иммунореактивных к нему клеток но

повышается число интенсивно экспрессирукмцих (Ni) по сравнению с контролем. Напротив, прекондиционирование на том же 24-часовом сроке существенно повышало N , при этом существенно снижая Ni в CAI и СА2 по сравнению с непрекондиционированными животными. Можно предположить, что увеличение числа умеренно экспрессирующих антиоксидант клеток является адаптивной реакцией, в то время как длительное сохранение высокого уровня экспрессии в отдельных клетках, особенно на фоне снижения общего числа экспрессирующих клеток, возможно, является показателем повреждения.

Ферментативная активность Cu. Zn-SOD. исследованная в гиппокампе, стриатуме, пириформной коре, миндалине и неокортексе через 3 часа после тяжелой непрекондиционированной гипоксии заметно снижалась во всех образованиях кроме неокортекса по сравнению с контролем (Рис. 5а). Спустя 24 часа после воздействия ферментативная активность повышалась, приближаясь к контрольному уровню (Рис. 5Ь). Снижение активности антиокендантного фермента на ранних сроках реоксигенации, очевидно, является дезадаптивной реакцией т.к. на фоне постгипоксической гиперпродукции свободных радикалов оно должно способствовать транслокации цитохрома с в цитоплазму и приводить к активации каспаз. Повышение экспрессии Cu, Zn-SOD через сутки после тяжелого воздействия может рассматриваться, вероятно, как защитная реакция, позволяющая компенсировать снижение ферментативной активности, которая, однако, явно недостаточна и запаздывает во времени, так как к этому сроку основные механизмы клеточного повреждения уже запущены.

130 120 110 | 100 г 90 * 80 70

60-)-50

тг

130 120 110 I 100

8 90 — ^ 80 70 -

' 41 '

В С О Е

180 170 160 | 150 | 140 | 130 ° 120 * 110 100 90

гЬ гЬ

180

170 160 150 140 130 120 110 100 90 80

Рис. 5. Ферментативная активность Си, гп-вСШ через 3 (•) и 24 (Ь) часа после непрекоодиционироватюй тяжелой гипоксии и через 3 (е) и 24 ((¡) часа после ггрекондидионированной тяжелой гипоксии в различных образованиях мозга крыс. А - гиппокамп, В - стриатум, С - пириформная кора, О - миндалина, Е - неокортекс.

Напротив, у прекондиционироваиных животных ферментативная активность Си, Хъ-БСЮ к 3 часам после тяжелой гипоксии (Рис. 5с) была повышена по сравнению с контролем. К 24 часам ферментативная активность снижалась, приближаясь к контрольному уровню (Рис. 5с1). В неокоргексе заметных изменений ферментативной активности Си, 2п-8СЮ не наблюдалось ни на одном из сроков как у прекондиционироваиных, так и у непрекондиционированных животных. В данном случае роль прекондиционирования, очевидно, состоит не просто в усилении защитной реакции, а в переключении с существенного подавления антиоксидантной активности на ее выраженную активацию на самых ранних сроках, критических для запуска апоптоза. Регуляция активности фермента, по-видимому, связана с его посттрансляционной модификацией. На уровне ферментативной

активности реакция развивается в самые первые часы после воздействия, а к суткам после него уже практически полностью затухает.

ЗАКЛЮЧКЩПГ, Тяжелая гипобарическая гипоксия и последующая реоксигенация вызывают реакции как адаптивного (индуцируют экспрессию антиоксидантов), так и дезадаптивного (подавляют ферментативную активность Си, Й1-8(Ю) характера в чувствительных образованиях мозга крыс. Прекондиционироваиие значительно усиливает адаптивные реакции и нивелирует дезадаптивные. Эффект прекондиционирования существенен на ранних сроках (3 часа), критических для запуска апоптоза. К 24 часам различия в экспрессии антиоксидантов у прекондиционированных и непрекондиционированных животных сглаживаются. Имеются характерные особенности динамики экспрессии различных цитозольных и митохондриальных ферментативных я тиольных антиокидантов в разных областях гиппокампа и неокортсксе у не- и прекондиционированных животных. Наиболее ранней и наиболее интенсивной из исследованных антиоксидантов была индукцируемая гипоксией экспрессия тиоредоксина-2 - м итохондриального тиольного антиоксиданта, обладающего, по-видимому, большой эффективностью в защите нейронов от окислительного стресса. Результаты проведенной работы могут иметь важное значение для поиска и разработки новых способов повышения адаптивных возможностей нейронов мозга, профилактики и лечения нейродегенеративных заболеваний мозга, индуцируемых тяжелыми гипоксическими воздействиями.

ВЫВОДЫ.

1. Тяжелая гипобарическая гипоксия и последующая реоксигенация индуцируют экспрессию четырех исследованных белковых антиоксидантов (тиоредоксина-1, тиоредоксина-2, Мп-супероксиддисмутазы и Си, гп-супероксиддисмутазы) в гиппокампе и иеокортексе мозга крыс. При этом повышение экспрессии обоих тиоредоксинов и Мп-супероксиддисмутазы в гиппокампе отмечается на раннем сроке (3 часа) после окончания

воздействия, а повышение экспрессии Си, Zn-супероксиддисмутазы наблюдается в исследованных образованиях лишь к 24 часам после воздействия.

2. Индукция экспрессии антиоксидантов в ответ на тяжелую гипобарическую гипоксию в гиппокампе происходит быстрее, чем в неокортексе. В неокортексе заметное увеличение количества иммунореактивных к тиоредоксину-1 и обеим супероксиддисмутазам отмечается к 24 часам, и только экспрессия тиоредоксияа-2 повышается на 3-часовом сроке.

3. Прекондиционирование выраженно усиливает индукцию экспрессии исследованных антиоксидантов на 3-часовом (но не на 24-часовом) сроке после тяжелой гипоксии в гиппокампе по сравнению с непрекондициоиированными животными.

4. В митохондриях прекондиционированных животных на раннем сроке после тяжелой гипоксии тиольный антиоксидант тиоредоксин-2 экспрессируется в гиппокампе и неокортексе интенсивнее, чем Мп-супероксиддисмутаза.

5. У непрсковдиционированных крыс ферментативная активность Си, Zn-супероксвддисмутазы в гиппокампе, стриагуме, пириформной коре и миндалине заметно снижается к 3 часам после тяжелой гипоксии. У прекондиционированных животных она, напротив, существенно повышается по сравнению с контролем. К 24 часам активность в обоих случаях приближается к контрольным величинам.

СПИСОК РАБОТ. ОПУБЛИКОВАНИЯХ Tin ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ

1. Stroev S.A., Gluschenko T.S. Effect of preconditioning on Си, Zn superoxide dismutase activity changes induced by hypobaric hypoxia in different tat brain structures. Abstract of repeat in Russian-Polish working symposium "Mechanisms of intracellular signal transduction underlying neuronal plasticity under adaptive and pathological conditions". St Petersburg, 2001. P. 33-34.

2. Stroev S.A., Tulkova EX, Glushchenko T.S., Rybnikova E.A., Pelto-Huikko M., Samoilov M.O. Changes of Cu, Zn- and Mn-superoxide dismutase immunoreactivity in die rat brain 3 hours after hypoxia and the effect of preconditioning. Abstract of report in international conference "Neuroscience Finland 2002". Turku, 2002. P. 34.

3. Stroev S.A., Tulkova E.I., Glushchenko T.S., Rybnikova E.A., Saraoilov M.O., Pelto-Huikko M. The influence of the severe hypobaric hypoxia on the expression of mitochondrial antioxidants in the rat brain structures. Abstract of report in international conference "Genes, Heart and Brain - lessons of molecular epidemiology and molecular mechanisms". Kuopio, 2002. P. 28.

4. Строев C.A., Глущенко T.C., Тюлькова ЕЛ., Рыбникова Е.А., Пельто-Хуикко М., Самойлов М.О. Изменения иммунореактивности тиоредоксина-2 в мозге крыс через 3 часа после тяжелой гипоксии и эффект прекондиционирования. Тезисы доклада на IV Международной конференции по функциональной нейроморфолопш "Колосовекие чтения -2002". Санкт-Петербург, 2002. С. 277.

5. Самойлов М.О, Рыбникова Е.А., Тюлькова Е.И., Глущенко Т.С., Ватаева JI.A., Строев С.А Геном-зависимые механизмы гипоксической толерантности мозга. Материалы Третьей Всероссийской Конференции "Гипоксия: механизмы, адаптация, коррекция". Москва, 2002. С.107.

6. Строев СЛ. Влияние тяжелой гипобарической гипоксии на экспрессию Мп-супероксиддисмутазы в мозге непрекондиционированных и прекондиционированных крыс. Тезисы доклада на VI Всероссийской медико-биологической конференции молодых исследователей "Человек и его здоровье". Санкт-Петербург, 2003. С. 161-162.

7. Строев С.А Влияние прекондиционирования на экспрессию и ферментативную активность Си, Zn-супероксиддисмутазы в мозге крыс через 3 часа и сутки после тяжелой гипоксии. Тезисы доклада на VI Всероссийской медико-биологической конференции молодых исследователей "Человек и его здоровье". Санкт-Петербург, 2003. С. 162-163.

8. Строев СЛ., Глущенко Т.С., Тюлькова Е.И., Рыбникова Е.А., Самойлов М.О., Пелто-Хькжко М. Экспрессия и ферментативная активность Си, Zn-супероксиддисмутазы после тяжелой гипоксии в мозге крыс, эффект прекондиционирования. Нейрохимия. 2003. Т. 20. №3. С. 190-195.

9. Строев С.А. Участие внутриклеточных антиоксидантных систем в механизмах повышения устойчивости мозга к гипоксии. // Материалы Восьмой Санкт-Петербургской Ассамблеи молодых ученых и специалистов. Санкт-Петербург, 2003. (96 с). С. 56.

10. Самойлов М.О., Семенов Д.Г., Тюлькова Е.И., Рыбникова Е.А., Ватаева Л .А., Глущенко Т.С., Строев С.А., Миллер О Л. Молекулярные механизмы кратко- и долговременных эффектов гипоксического прекондиционирования. Коллективная монография Проблемы гипоксии: молекулярные, физиологические и медицинские аспекты", отв. ред. Л-ДЛукьянова, И.Б.Ушаков. 2003, М„ РАМН, Воронеж "Истоки" (585 с.) стр. 96-101.

11. Stroev S.A., Tjulkova E.I., Gluschenko T.S., Rybnikova E.A., Samoilov MO., Pelto-Huikico M. The augmentation of brain thioredoxin-l expression after severe hypobaric hypoxia by the preconditioning in rets. Neuroscience Letters. 2004. V. 370. Xs 2-3. P. 224-229.

12. Stroev S.A., Gluschenko T.S., Tjulkova E.I., Spyrou G, Rybnikova E.A., Samoilov M.O., Pelto-Huikko M. Preconditioning enhances the expression of mitochondrial antioxidant thioredoxin-2 in the forebrain of rats exposed to severe hypobaric hypoxia. Journal of Neuroscience Research. 2004. V.78. № 4. P. 563-569.

13. Строев С.А., Тюлькова E.H., Глущенко T.C., Рыбникова Е.А., Пеяьто-Хуикко М., Самойлов М.О. Прекондиционирование усиливает индуцируемую тяжелой гипобарической гипоксией экспрессию цитозольных антиоксидантов в мозге крыс. Сборник научных трудов «Механизмы стресса в экстремальных условиях» под. ред. И.Б. Ушакова. 2004. М. с. 49-51.

2? jj г^' V

Подписано в печать £><Р. № #СОУ. Формат 60x84/16. Печать офсетная. Уч. печ. л. . Тираж . Заказ 6Л9.

Отпечатано с готового оригинал-макета, предоставленного автором, в типографии Издательства Политехнического университета. 195251, Санкт-Петербург, Политехническая, 29.

( i,

i i-

i--А 8 8

РНБ Русский фонд

2005-4 26896

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Строев, Сергей Александрович

Список сокращений.

1.ВВЕДЕНИЕ.

2.0Б30Р ЛИТЕРАТУРЫ.

2.1. Гипоксия: экспериментальные модели.

2.2. Молекулярные механизмы действия тяжелой гипоксии.

2.3. Свободные радикалы и окислительный стресс.

2.4. Роль окислительного стресса в индукции повреждения нервных клеток.

2.5. Участие внутриклеточных антиоксидантов в механизмах нейропротекции.

2.5.1. Тиоредоксины.

2.5.2. Супероксиддисмутазы.

2.6. Гипобарическая гипоксия.

2.7. Прекондиционирование.

3. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ.

3.1. Создание гипобарической гипоксии.

3.2. Иммуноцитохимическое исследование экспрессии антиоксидантов.

3.3. Исследование ферментативной активности Си, гп-вОО.

4. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ.

4.1. Влияние гипобарической гипоксии на экспрессию тиоредоксина-1.

4.2. Влияние гипобарической гипоксии на экспрессию тиоредоксина-2.

4.3. Влияние гипобарической гипоксии на экспрессию Мп-супероксидцисмутазы.

4.4. Влияние гипобарической гипоксии на экспрессию Си, 2п-супероксиддисмутазы.

5. ОБСУЖДЕНИЕ.

5.1. Эффект тяжелой непрекондиционированной гипоксии на экспрессию антиоксидантных белков.

5.2. Эффект прекондиционирования на экспрессию антиоксидантных белков после тяжелой гипоксии.

5.3. Эффект прекондиционированной и непрекондиционированной тяжелой гипоксии на ферментативную активность Си, Zn-SOD.

5.4. Экспрессия белков и экспрессия генов.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Участие эндогенных антиоксидантов в механизмах толерантности мозга к гипоксии"

Актуальность темы.

Одним из важнейших механизмов повреждения клеток мозга при гипоксическом воздействии и последующей реоксигенации является окислительный стресс, обусловленный продукцией активных форм кислорода (АФК) и других свободных радикалов, а также нарушением внутриклеточного окислительно-восстановительного состояния (Choi, 1995; Chan, 1996; Clemens, 2000; Candelario-Jalil et al., 2001; Mohri et al., 2001; Sugawara, Chan, 2003). Уже в первые часы после гипоксического воздействия окислительный стресс вызывает высвобождение из митохондрий в цитозоль клеток мозга цитохрома с, который, в свою очередь, активирует каскад каспаз и тем самым запускает программу клеточной гибели (Fujimura et al., 2000).

Молекулярные механизмы, обеспечивающие адаптацию нейронов к гипоксии и последующей реоксигенации на клеточном уровне, включают активацию ферментативных и неферментативных антиоксидантных систем. Восстанавливая редокс-состояние, связывая и инактивируя свободные радикалы, эндогенные антиоксиданты препятствуют развитию процессов перекисного окисления липидов и окислительного повреждения ферментов и нуклеиновых кислот, предотвращают запуск апоптоза.

Митохондрия является главным источником свободных радикалов и ключевой органеллой в запуске апоптоза (Ueda et al., 2002), поэтому соотношение про- и антиоксидантных процессов в митохондрии имеет особо важное значение в развитии как патологических, так и адаптивных реакций. Интересно отметить, что эндогенные белковые антиоксиданты - тиоредоксин (Тгх), и супероксиддисмутаза (SOD) — наряду с «обычными», сравнительно давно известными и хорошо изученными цитозольными формами (Тгх-1; Си,

Zn-SOD) имеют и специфические митохондриальные формы (Тгх-2; Mn-SOD), отличающиеся по ряду структурных и функциональных показателей.

В последние годы установлено, что прекондиционирование умеренными (не вызывающими необратимых нарушений) гипоксическими воздействиями повышает структурную и функциональную резистентность клеток, в том числе клеток мозга, к последующей тяжелой (повреждающей) гипоксии (Kitagawa et al., 1990; Corbett, Crooks, 1997; Самойлов, 1999; Самойлов и др., 2001, 2003; Qi et al., 2001; Romanovskii et al., 2001; Wu et al., 2001; Semenov et al., 2002; Samoilov et al., 2003; Рыбникова и др., 2004). Одним из важнейших молекулярных механизмов цитопротективного эффекта прекондиционирования является активация эндогенных антиоксидантов, в том числе тиоредоксина и супероксиддисмутазы (Kato et al., 1995; Duan et al., 1999; Yamashita et al., 2000; Самойлов и др., 2001,2003; Gamier et al., 2001; Andoh et al., 2002 a, b; Hoshida et al., 2002).

Хотя исследованию молекулярного механизма гипоксических воздействий посвящено большое количество работ, подавляющее большинство из них выполнено с использованием различных моделей ишемии. Между тем, эффекты гипобарической гипоксии остаются малоизученными в целом и совсем не исследованными на уровне экспрессии антиоксидантов. Различные виды гипоксических воздействий обладают общими, едиными для всех них ключевыми механизмами, однако очевидно, что между ними должны существовать и существенные различия, в особенности в отношении сроков развития реакции.

Известно, что в развитии адаптивных или дезадаптивных реакций на гипоксию особое значение принадлежит молекулярным механизмам, реализующимся на ранних сроках после воздействия, критических для выживания либо гибели клетки (Fujimura et al., 2000). Тем не менее, экспрессия антиоксидантов именно в эти первые часы после гипоксических воздействий остается наименее изученной и была исследована лишь в нескольких работах, причем данные по разным антиоксидантам были получены в разных экспериментальных моделях, что существенно затрудняет сопоставление результатов между собой (Ohtsuki et al., 1993; Liu et al., 1993a, 1994a; Kato et al., 1995; Takagi et al., 1998a, b; Hattori et al., 2002).

Цели и задачи исследования.

Целью настоящей работы было исследовать влияние непрекондиционированной и прекондиционированной тяжелой гипобарической гипоксии на экспрессию четырех эндогенных белковых антиоксидантов (цитозольных и митохондриальных тиоредоксинов и супероксиддисмутаз) в различных образованиях мозга крысы, чувствительных к данному воздействию, в течение 24 часов после воздействия. Нами были поставлены следующие задачи:

1. Исследовать влияние тяжелой гипобарической гипоксии и последующей реоксигенации на экспрессию Си, Zn- и Мп- супероксиддисмутаз, тиоредоксина -1 и -2 в гиппокампе и коре мозга крысы.

2. Исследовать влияние тяжелой гипобарической гипоксии и последующей реоксигенации на ферментативную активность Си, Zn-супероксиддисмутазы в различных областях мозга.

3. Изучить влияние гипоксического прекондиционирующего воздействия на экспрессию Си, Zn- и Мп- супероксиддисмутаз, тиоредоксина -1 и -2, а также на активность Си, Zn-супероксиддисмутазы после последующей тяжелой гипоксии.

Научная новизна работы.

Впервые исследован эффект тяжелой гипобарической гипоксии на экспрессию эндогенных пептидных антиоксидантов (Си, Zn-SOD, Mn-SOD, тиоредоксина-1 и тиоредоксина-2) в мозге непрекондиционированных и прекондиционированных умеренной гипоксией животных.

Исследован эффект тяжелой гипобарической гипоксии на ферментативную активность Си, 2п-5(Ю у не- и прекондиционированных животных. Показано, что непрекондиционированная тяжелая гипоксия существенно снижает ферментативную активность Си, 2п-8СЮ в различных образованиях мозга, а прекондиционированная -повышает ее.

Впервые исследован эффект гипоксии на экспрессию митохондриального тиоредоксина-2. Обнаружена его индукция и ее выраженное усиление в результате прекондиционирования в различных образованиях мозга.

Изменения экспрессии четырех указанных антиоксидантов были исследованы в одной и той же гипоксической модели, что позволяет наиболее корректно сопоставить полученные данные между собой.

Положения, выносимые на защиту.

1. Тяжелая гипобарическая гипоксия и последующая реоксигенация вызывают реакции как адаптивного (индуцируют экспрессию антиоксид антов), так и дезадаптивного (подавляют ферментативную активность Си, гп-БОО) характера в чувствительных образованиях мозга крыс.

2. Прекондиционирование выражено усиливает адаптивные и нивелирует дезадаптивные вызываемые тяжелой гипобарической гипоксией реакции.

3. Эффект прекондиционирования существенен на самых ранних (3 часа) сроках реоксигенации

Теоретическая и практическая значимость.

Полученные в работе результаты вносят существенный вклад в раскрытие молекулярных механизмов толерантности к тяжелой гипоксии и последующей реоксигенации и адаптогенного эффекта прекондиционирования. Установлено, что эндогенные антиоксиданты вовлекаются в ответ на гипобарическую гипоксию, что, очевидно, является механизмом адаптации. Значительное усиление этой индукции под действием прекондиционирования, раскрывает один из молекулярных механизмов его нейропротекгивного действия.

Результаты проведенного исследования восполняют пробел, связанный с практически полным отсутствием литературных данных о влиянии гипобарической гипоксии на системы антиоксидантной защиты. Вместе с тем, именно гипобарическая гипоксия является тем видом гипоксии, с последствиями которой человек сталкивается достаточно часто. Полученные данные об индукции антиоксидантных белков прекондиционирующим воздействием могут быть использованы в разработке новых немедикаментозных методов лечения и профилактики ряда гипоксических нарушений: в клинике новорожденных, в профессиональной подготовке лиц, сталкивающихся со стрессорными и гипоксическими воздействиями, в профилактике нейродегенеративных заболеваний.

Апробация работы:

Результаты исследований были представлены и обсуждены на Российско-польском симпозиуме «Механизмы внутриклеточной сигнальной трансдукции как основа нейрональной пластичности при адаптивных и патологических состояниях» (Санкт-Петербург, 2001); Международной конференции «Neuroscience Finland 2002» (Турку, 2002); Международной конференции «Genes, Heart and Brain - Lessons of molecular epidemiology and molecular mechanisms» (Куопио, 2002); Международной конференции по функциональной нейроморфологии «Колосовские чтения - 2002» (Санкт-Петербург, 2002); Третьей Всероссийской Конференции «Гипоксия: механизмы, адаптация, коррекция» (Москва, 2002); Шестой Всероссийской медико-биологической конференции молодых исследователей «Человек и его здоровье» (Санкт-Петербург, 2003); Польско-российском симпозиуме «Нейробиологические и нейрофизиологические исследования в медицине» (Варшава, 2004); Российской конференции «Механизмы стресса в экстремальных условиях» (Москва, 2004); заседаниях Лаборатории регуляции функций нейронов мозга (2000-2004).

Публикации:

По материалам диссертации опубликовано 13 научных работ: 9 тезисов (из них 5 -Российские и 4 - международные) и 4 статьи (из них 1 опубликована в отечественном журнале, 2 - в международных научных журналах, и 1 - в коллективной монографии). 2 статьи подготовлены и направлены в печать.

Структура и объем диссертации:

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материала и методов исследования, результатов, обсуждения результатов, выводов и библиографии. Диссертация

Заключение Диссертация по теме "Физиология", Строев, Сергей Александрович

6. Выводы

1. Тяжелая гипобарическая гипоксия и последующая реоксигенация индуцируют экспрессию четырех исследованных белковых антиоксид антов (тиоредоксина-1, тиоредоксина-2, Мп-супероксиддисмутазы и Си, гп-супероксиддисмутазы) в гиппокампе и неокортексе мозга крыс. При этом повышение экспрессии обоих тиоредоксинов и Мп-супероксиддисмутазы в гиппокампе отмечается на раннем сроке (3 часа) после окончания воздействия, а повышение экспрессии Си, ¿п-супероксиддисмутазы наблюдается в исследованных образованиях лишь к 24 часам после воздействия.

2. Индукция экспрессии антиоксидантов в ответ на тяжелую гипобарическую гипоксию в гиппокампе происходит быстрее, чем в неокортексе. В неокортексе заметное увеличение количества иммунореактивных к тиоредоксину-1 и обеим супероксиддисмутазам отмечается к 24 часам, и только экспрессия тиоредоксина-2 повышается на 3-часовом сроке.

5. У непрекондиционированных крыс ферментативная активность Си, Ъл-суп ерокс иддис мутазы в гиппокампе, стриатуме, пириформной коре и миндалине заметно снижается к 3 часам после тяжелой гипоксии. У прекондиционированных животных она, напротив, существенно повышается по сравнению с контролем. К 24 часам активность в обоих случаях приближается к контрольным величинам.

5.5. Заключение

Обобщая полученные данные, можно сделать следующее заключение. Тяжелая гипобарическая гипоксия и последующая реоксигенация вызывают реакции как адаптивного (индуцируют экспрессию антиоксидантов), так и дезадаптивного (подавляют ферментативную активность Си, 2п-800) характера в чувствительных образованиях мозга крыс. При этом адаптивные реакции, по-видимому, недостаточны для эффективной защиты нейронов от вызванного тяжелой гипоксией окислительного стресса. Прекондиционирование значительно усиливает адаптивные реакции и нивелирует дезадаптивные: индуцирует повышение экспрессии белковых антиоксидантов и ферментативной активности Си, Ъп-ЭОО. Эффект прекондиционирования существенен на ранних сроках (3 часа), критических для запуска апоптотической программы. К 24 часам различия в экспрессии антиоксидантов у прекондиционированных и непрекондиционированных животных сглаживаются, а в ряде случаев у прекондиционированных крыс к этому сроку экспрессия антиоксидантов начинает снижаться.

Имеются характерные особенности динамики экспрессии различных цитозольных и митохондриальных ферментативных и тиольных антиокидантов в разных областях гиппокампа и неокортексе у не- и прекондиционированных животных. Наиболее ранней и наиболее интенсивной из исследованных антиоксидантов была индукцируемая гипоксией экспрессия тиоредоксина-2 - митохондриального тиольного антиоксиданта, обладающего, по-видимому, большой эффективностью в защите нейронов от окислительного стресса.

Результаты проведенной работы могут иметь важное значение для поиска и разработки новых способов повышения адаптивных возможностей нейронов мозга, профилактики и лечения нейродегенеративных заболеваний мозга, индуцируемых тяжелыми гипоксическими воздействиями.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Строев, Сергей Александрович, Санкт-Петербург

1. Болдырев A.A. Парадоксы окислительного метаболизма мозга. Биохимия. 1995. Т. 60, № 9. С. 1536-1542.

2. Болдырев A.A. Карнозин. Биологическое значение и возможности применения в медицине. М.: Издательство МГУ, 1998. 320 с.

3. Васильев Г.А., Медведев Ю.А., Хмельницкий O.K. Эндокринная система при кислородном голодании. Л., 1974.169 с.

4. Владимиров Ю.А. Свободно-радикальное окисление липидов и физические свойства липидного слоя биологических мембран. Биофизика. 1987. Т. 32, № 5. С. 830-844.

5. Галкина О.В. Роль тироксина и гидрокортизона в регуляции перекисного окисления липидов в головном мозге крыс. Автореферат диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук. СПб., 2000.

6. Дубинина Е.Е., Шугалей Н.В. Окислительная модификация белков. Успехи, соврем, биол. 1993. Т. 113, № 1.С. 71-81.1

7. Журавлев Л.И. Свободнорадикальная биология. М.: Моск. вет. академия, 1993.24 с.

8. Зенков Н.К., Панкин В.З., Меныцикова Е.Б. Окислительный стресс. Биохимический и патофизиологический аспекты. М.: МАИК «Наука/Интерпериодика», 2001.343 с.

9. Зенков Н.К., Меньшикова Е.Б., Шергин С.М. Окислительный стресс. Диагностика, терапия, профилактика. РАМН: Новосибирск, 1993. С. 1-181.

10. Каган В.Е., Орлов О.Н., Прилипко A.A. Проблема анализа эндогенных продуктовперекисного окисления липидов. Итоги науки и техн. Сер. Биофизика. 1986. Т. 18. 135 с.

11. Каган В.Е., Савов В.М., Днденко В.В., Архипенко Ю.В., Меерсон Ф.З. Кальций и перекисное окисление липидов в мембранах митохондрий и макросом сердца. Бюлл. эксп. биол. и мед. 1983. Т. 95, № 4. с. 46-48.

12. Кольтовер В.К. Надежность митохондриальных электрон-транспортных мембран и роль супероксидных радикалов в старении. Хим. физ. 1996. Т. 15, № 1 С. 101-106.

13. Кольтовер В.К. Свободнорадикальная теория старения: современное состояние и перспективы. Успехи геронтологии. 1998. Т. 2. С. 37-42.

14. Костюк П.Г. Кальций и клеточная возбудимость. М.: Наука, 1986.

15. Крепе Е.М., Вержбинская H.A., Ченыкаева Е.Ю., Чирковская Е.В., Говурина Ц.К. О приспособлении животных к хронической гипоксии. Физиол. журн. СССР. 1956. Т. 42, №2. С. 149-158.

16. Левадная О.В., Донченко Г.В., Валуцина В.М., Корж Е.В., Хиль Ю.Н. Соотношение между величинами активности ферментов антиоксидантной системы в различных тканях интактных крыс. Укр. биохим. журн. 1998. Т. 70, № 6. С. 53-58.

17. Лукьянова Л.Д., Балмуханов Б.С., Уголев А.Т. Кислородзависимые процессы в клетке и ее функциональное состояние М., 1982. 301 с.

18. Львова С.П., Абаева Е.М. Антиокислительная система тканей в раннем постнатальном развитии крыс. Онтогенез. 1996. Т. 27, № 3. С. 204-207.

19. Меерсон Ф.З. Адаптация к стрессорным ситуациям и стресс лимитирующие системы организма. В кн. Физиология адаптивных процессов. М.: Наука. 1986. С. 521-622.

20. Мирошниченко О.С. Биогенез, физиологическая роль и свойства катапазы. Биополимеры и клетка. 1992. Т. 8, № 6. С. 3-25.

21. Пылова С.И. Аденилатциклазная система ткани головного мозга при клинической смерти и в постреанимационном периоде. Нейрохимия. 1988. Т. 7, № 1. С. 39-46.

22. Самойлов М.О. Реакции нейронов мозга на гипоксию. Л.: Наука, 1985. 190 с.

23. Самойлов М.О. Мозг и адаптация. Молекулярно-клеточные механизмы. СПб, 1999. 272 с.

24. Самойлов М.О., Лазаревич Е.В., Семенов Д.Г., Мокрушин A.A., Тюлькова Е.И., Романовский Д.Ю., Милякова Е.А., Дудкин К.Н. Адаптивные эффекты прекондиционирования нейронов мозга. Физиол. журн. 2001. Т. 87, № 6. С. 714-729.

25. Самойлов М.О., Мокрушин A.A. Пептидная модуляция синаптической пластичности, индуцируемая аноксией. Докл. РАН. 1997. Т. 354, № 4. С. 565 567.

26. Самойлов М.О., Семенов Д.Г., Майоров В.Н. Динамика содержания связанного кальция в коре головного мозга после прекращения снабжения кислородом. Физиол. журн. СССР. 1984 а. Т. 70, № 5. С. 601-608.

27. Самойлов М.О., Семенов Д.Г., Тюлькова Е.И., Болехан Е.А. Молекулярно-клеточные механизмы протектирующего эффекта краткосрочной аноксии. Физиол. журн. им. ИМ.Сеченова 1994. Т. 80, № 12. С. 71-75.

28. Самойлов М.О., Семенов Д.Г., Яранцев Н.Г. Ранние изменения содержания связанного кальция в структурах коры головного мозга, вызванные аноксией. Докл. АН СССР. 1984 б. Т. 274, № 5. С. 1271-1273.

29. Скулачев В.П. О биохимических механизмах эволюции и роли кислорода. Биохимия. 1998. Т. 63, № 11. С. 1570-1579.

30. Трофимов С.С., Островская Р.У., Смольникова Н.М., Кравченко Е.В., Кутепова O.A., Бондаренко H.A., Неробкова JI.H., Немова Е.П., Воронина Т.А. Эксп. клин, фармакол. 1993 а. Т. 56, №6. С. 8-11.

31. Хавинсон В.Х., Баринов В.А., Арутюнян А.В., Малинин В.В. Свободнорадикальное окисление и старение. СПб: Наука, 2003. 327 с.

32. Чевари С., Чаба И., Секей Й. Роль супероксиддисмутазы в окислительных процессах клетки и метод определения ее в биологических материалах. Лабораторное дело. 1985. № 11. С. 678-681.

33. Abe Н., Nowak T.S. Jr. Gene expression and induced ischemic tolerance following brief insults. Acta Neurobiol Exp (Wars). 1996. V.56, № 1. P. 3-8.

34. Abe Т., Takagi N., Nakano M., Furuya M., Takeo S. Altered Bad localization and interaction between Bad and Bcl-xL in the hippocampus after transient global ischemia. Brain Res. 2004. V. 1009, № 1-2. P. 159-168.

35. Aitken P.G., Jing J., Young J.,Somjen G.G. Ion chennel involvement in hypoxia-induced spreading depression in hippocampal slices. Brain Res. 1991. Vol. 541, № 1. P. 7 11.

36. Akamatsu Y., Ohno Т., Hirota K., Kagoshima H., Yodoi J., Shigesada K. Redox regulation of the DNA binding activity in transcription factor PEBP2. The roles of two conserved cysteine residues. J Biol Chem. 1997. V. 272, № 23. P. 14497-14500.

37. Aketa S., Nakase H., Kamada Y., Hiramatsu K., Sakaki T. Chemical preconditioning with 3-nitropropionic acid in gerbil hippocampal slices: therapeutic window and the participation of adenosine receptor. Exp Neurol. 2000. V. 166, № 2. P. 385-391.

38. Akira Т., Heniy D., Baldwin R.A., Wasterlain C.G. Nitric oxide participates in excitotoxic mechanisms induced by chemical hypoxia. Brain Res. 1994. V. 645, № 1-2. P. 285-290.

39. Amundson S.A., Myers T.G., Fornace A.J. Jr. Roles for p53 in growth arrest and apoptosis: putting on the brakes after genotoxic stress. Oncogene. 1998. V. 17, № 25. P. 3287-3299.

40. An G., Lin T.N., Liu J.S., Xue J.J., He Y.Y., Hsu C.Y. Expression of c-fos and c-jun family genes after focal cerebral ischemia. Ann Neurol. 1993. V. 33, № 5. P. 457-464.

41. Andoh T., Chock P.B., Chiueh C.C. Preconditioning-mediated neuroprotection: role of nitric oxide, cGMP, and new protein expression. Ann N Y Acad Sci. 2002 a. V. 962, P. 1-7.

42. Andoh T., Chock P.B., Chiueh C.C. The roles of thioredoxin in protection against oxidative stress-induced apoptosis in SH-SY5Y cells. J Biol Chem. 2002 b. V. 277, № 12. P. 96559660.

43. Arai A., Vanderklish P., Kessler M., Lee K., Lynch G. A brief period of hypoxia causes proteolysis of cytoskeletal proteins in hippocampal slices. Brain Res. 1991. V. 555, № 2. P. 276-280.

44. Aruoma O. Free radicals, oxidative stress, and antioxidants in human heals and disease. J Amer Oil Chem Soc. 1998. V. 75, № 2. P. 199-212.

45. Asai S., Iribe J., Kohno T., Ishikawa K. Real time monitoring of biphasic glutamate release using dialysis electrode in rat acute brain ischemia. Neuroreport. 1996. V. 7, № 5. P. 10921096.

46. Banasiak K.J., Haddad G.G. Hypoxia-induced apoptosis: effect of hypoxic severity and role of p53 in neuronal cell death. Brain Res. 1998. V. 797, № 2. P. 295-304.

47. Bidmon H.-J., Kato K., Schleicher A., Witte O. W., Zilles K. Transient increase of manganese-superoxide dismutase in remote brain areas after focal photothrombotic cortical lesion. Stroke. 1998. V. 29, № 1. P. 203-211.

48. Blass J.P., Gibson G.E. Consequences of mild, graded hypoxia. Adv Neurol. 1979. V. 26. P. 229-250.

49. Block F., Tondar A., Schmidt W., Schwarz M. Delayed treatment with rolipram protects against neuronal damage following global ischemia in rats. Neuroreport. 1997. V. 8, № 17. P. 3829-3832.

50. Bossy-Wetzel E., Newmeyer D.D., Green D.R. Mitochondrial cytochrome c release in apoptosis occurs upstream of DEVD-specific caspase activation and independently of mitochondrial transmembrane depolarization. EMBO J. 1998. V. 17, № 1. P. 37-49.

51. Candelario-Jalil E., Mhadu N.H., Al-Dalain S.M., Martinez G., Leon O.S. Time course of oxidative damage in different brain regions following transient cerebral ischemia in gerbils. Neurosci Res. 2001. V. 41, № 3. P. 233-241.

52. Cardell M., Wieloch T. Time course of the translocation and inhibition of protein kinase C during complete cerebral ischemia in the rat J Neurochem. 1993. V. 61, № 4. P. 1308-1314.

53. Carter AJ., Muller R.E. Activation of excitatory amino acid receptors cannot alone account for anoxia-induced impairment of protein synthesis in rat hippocampal slices. J Neurochem. 1991. V. 57, № 3. P. 888-896.

54. Chan P.H. Role of oxidants in ischemic brain damage. Stroke. 1996. V. 27, № 6. P. 11241129.

55. Chan P.H. Reactive oxygen radicals in signaling and damage in the ischemic brain. J Cereb Blood Flow Metab. 2001. V. 21, № 1. P. 2-14.

56. Chan P.H., Epstein C.J., Kinouchi H., Kamii H., Chen S.F., Carlson E., Gafni J., Yang G., Reola L. Neuroprotective role of Cu Zn-superoxide dismutase in ischemic brain damage. Adv Neurol. 1996. V. 71. P. 271-280.

57. Chan P.H., Kamii H., Yang G., Gafni J., Epstein C.J., Carlson E., Reola L. Brain infarction is not reduced in SOD-1 transgenic mice after a permanent focal cerebral ischemia. Neuroreport. 1993. V. 5, № 3. P. 293-296.

58. Chance B., Sies H., Boveris A. Hydroperoxide metabolism in mammalian organs. Physiol. Reviews. 1979. V. 59, № 3. P. 527-605.

59. Chen J., Graham S.H., Chan P.H., Lan J., Zhou R.L., Simon R.P. bcl-2 is expressed in neurons that survive focal ischemia in the rat. Neuroreport. 1995. V. 6, № 2. P. 394-398.

60. Chen J., Graham S.H., Zhu R.L., Simon R.P. Stress proteins and tolerance to focal cerebral ischemia. J Cereb Blood Flow Metab. 1996. V. 16, № 4. P. 566-577.

61. Chen Y., Cai J., Murphy T.J., Jones D.P. Overexpressed human mitochondrial thioredoxin confers resistance to oxidant-induced apoptosis in human osteosarcoma cells. J Biol Chem. 2002. V. 277, № 36. P. 33242-33248.

62. Chen Z., Siu B., Ho Y.-S., Vincent R., Chua C.C., Hamdy R.C., Chua B.H.L. Overexpression of MnSOD protects against myocardial ischemia/reperfiision injury in transgenic mice. J Mol Cell Cardiol. 1998. V. 30, № 11. P. 2281-2289.

63. Choi D.W. Calcium: still center-stage in hypoxic-ischemic cell death. Trends Neurosci. 1995. V. 18, № 2. P. 58-60.

64. Choi D.W., Lobner D., Dugan L.L. Glutamate receptor-mediated neuronal death in the ishemic brain. Ischemic stroke: from basic mechanisms to new drug development. Monogr Clin Neurosci Basel: Karger. 1998. V. 16. P. 2-13

65. Choi D.W., Rothman S.M. The role of glutamate neurotoxicity in hypoxic-ischemic neuronal death. Annu Rev Neurosci. 1990. V. 13. P. 171-182.

66. Clemens J.A. Cerebral ischemia: gene activation, neuronal injury, and the protective role of antioxidants. Free Radic Biol Med. 2000. V. 28, № 10. P. 1526-1531.

67. Copin J.-C., Gasche Y., Chan P.H. Overexpression of copper/zinc superoxide dismutase does not prevent neonatal lethality in mutant mice that lack manganese superoxide dismutase. Free Radic Biol Med. 2000. V. 28, № 10. P. 1571-1576.

68. Corbett D., Crooks P. Ischemic preconditioning: a long term survival study using behavioural and histological endpoints. Brain Res. 1997. V. 760, № 1-2. P. 129-136.

69. Coiy S., Adams J.M. The Bcl2 family: regulators of the cellular life-or-death switch. Nat Rev Cancer. 2002. V. 2, № 9. P. 647-656.

70. Crapo J.D., Ouiy T., Rabouille C., Slot J.W., Chang L.Y. Copper, zinc superoxide dismutase is primarily a cytosolic protein in human cells. Proc Natl Acad Sei USA. 1992. V. 89, №21. P. 10405-10409.

71. Damdimopoulos A.E., Miranda-Vizuete A., Pelto-Huikko M., Gustafsson J.A., Spyrou G. Human mitochondrial thioredoxin. Involvement in mitochondrial membrane potential and cell death. J Biol Chem. 2002. V. 277, № 36. P. 33249-33257.

72. Dana A., Jonassen A.K., Yamashita N., Yellon D.M. Adenosine A(l) receptor activation induces delayed preconditioning in rats mediated by manganese superoxide dismutase. Circulation. 2000. V. 101, № 24. P. 2841-2848.

73. Das K.C., Guo X., White C.W. Protein Kinase C8-dependent Induction of Manganese Superoxide Dismutase Gene Expression by Microtubule-active Anticancer Drugs. J Biol Chem. 1998. V. 273, № 51, P. 34639-34645.

74. Das K.C., Lewis-Molock Y., White C.W. Elevation of manganese superoxide dismutase gene expression by thioredoxin. Am J Respir Cell Mol Biol. 1997. V. 17, № 6. P. 713-726.

75. Dawson V.L., Dawson T.M. Free radicals and neuronal cell death. Cell Death Differentiation. 1996. V. 3. P. 71-78.

76. Domanska-Janik K., Zablocka B. Protein kinase C as an early and sensitive marker of ischemia-induced progressive neuronal damage in gerbil hippocampus. Mol Chem Neuropathol. 1993. V. 20, № 2. P. 111-123.

77. Drago F., Grassi M., Valerio C., Spadaro F., D'Agata V., Lauria N. Effects of vinburnine on experimental models of learning and memoiy impairments. Pharmacol Biochem Behav. 1990. V. 37, № 1. P. 53-57.

78. Dragunow M., Goulding M., Faull R.L., Ralph R., Mee E., Frith R. Induction of c-fos mRNA and protein in neurons and glia after traumatic brain injury: pharmacological characterization. Exp Neurol. 1990. V. 107, № 3. P. 236-248.

79. Duan C., Yan F., Song X., Lu G.W. Changes of superoxide dismutase, glutathione perioxidase and lipid peroxides in the brain of mice preconditioned by hypoxia. Biol Signals Recept. 1999. V. 8, № 4-5. P. 256-260.

80. Emerson M.R., Nelson S.R., Samson F.E., Pazdernik T.L. A global hypoxia preconditioning model: neuroprotection against seizure-induced specific gravity changes (edema) and brain damage in rats. Brain Res Prot. 1999. V. 4, № 3. P. 360-366.

81. Encinas J.M., Fernandez A.P., Salas E., Castro-Blanco S., Munoz P., Rodrigo J., Serrano J. Nitric oxide synthase and NADPH-diaphorase after acute hypobaric hypoxia in the rat caudate putamen. Exp Neurol. 2004. V. 186, № 1. P. 33-45.

82. Estabrook R.W., Werringloer J. The oxygen sensing characteristics of microsomal enzymes. Adv Exp Med Biol. 1977. V. 78. P. 19-35.

83. Fattman C.L., Schaefer L.M., Oury T.D. Extracellular superoxide dismutase in biology and medicine. Free Radic Biol Med. 2003. V. 35, № 3. P. 236-256.

84. Flanagan S.W., Anderson R.D., Ross M.A., Oberley L.W. Overexpression of manganese superoxide dismutase attenuates neuronal death in human cells expressing mutant (G37R) Cu/Zn-superoxide dismutase. J Neurochem. 2002. V. 81, № 1. P. 170-177.

85. Friedman P.A., Kappelman A.H., Kaufman S. Partial purification and characterization of tryptophan hydroxylase from rabbit hindbrain. J Biol Chem. 1972. V. 247, № 13. P. 41654173.

86. Gage A.T., Stanton P.K. Hypoxia triggers neuroprotective alterations in hippocampal gene expression via a heme-containing sensor. Brain Res. 1996. V. 719, № 1-2. P. 172-178.

87. Gamier P., Demougeot C., Bertrand N., Prigent-Tessier A., Marie C., Beley A. Stress response to hypoxia in gerbil brain: HO-1 and Mn SOD expression and glial activation. Brain Res. 2001. V. 893, № 1-2. P. 301-309.

88. Gibson G.E., Blass J.P. Impaired synthesis of acetylcholine in brain accompanying mild hypoxia and hypoglycemia. J Neurochem. 1976. V. 27, № 1. P. 37-42.

89. Glazier S.S., O'Rourke D.M., Graham D.I., Welsh F.A. Induction of ischemic tolerance following brief focal ischemia in rat brain. J Cereb Blood Flow Metab. 1994. V. 14, № 4. P. 545-553.

90. Gleason F.K., Holmgren A. Thioredoxin and related proteins in procaryotes. FEMS Microbiol Rev. 1988. V. 4, № 4. P. 271-297.

91. Greenlund L.J., Deckwerth T.L., Johnson E.M. Jr. Superoxide dismutase delays neuronal apoptosis: a role for reactive oxygen species in programmed neuronal death. Neuron. 1995. V. 14, №2. P. 303-315.

92. Halliwell B., Gutteridge J.M.C. Oxigen toxicity, oxigen radicals, transition metals and disease. Biochem J. 1984. V. 219, № 1. P. 1-14.

93. Hansen A.J. Effect of anoxia on ion distribution in the brain. Physiol Rev. 1985. V. 65, № l.P. 101-148.

94. Harper J.W., Adami G.R., Wei N., Keyomarsi K., Elledge S.J. The p21 Cdk-interacting protein Cipl is a potent inhibitor of G1 cyclin-dependent kinases. Cell. 1993. V. 75, № 4. P. 805-816.

95. Hartwell L.H., Kastan M.B. Cell cycle control and cancer. Science. 1994. V. 266, № 5192. P. 1821-1828.

96. Hattori I., Takagi Y., Nozaki K., Kondo N., Bai J., Nakamura H., Hashimoto N., Yodoi J. Hypoxia-ischemia induces thioredoxin expression and nitrotyrosine formation in new-born rat brain. Redox Rep. 2002. V. 7, № 5. P. 256-259.

97. Hayashi S., Hajiro-Nakanishi K., Makino Y., Eguchi H., Yodoi J., Tanaka H. Functional modulation of estrogen receptor by redox state with reference to thioredoxin as a mediator. Nucleic Acids Res. 1997. V. 25, № 20. P. 4035-4040.

98. Hayes J.D., Milner S.W., Walker S.W. Expression of glyoxalase, glutathione peroxidase and glutathione S-transferase isoenzymes in different bovine tissues. Biochim Biophys Acta. 1989. V. 994, № 1. P. 21-29.

99. Hengerer B., Lindholm D., Heumann R., Ruther U., Wagner E.F., Thoenen H. Lesion-induced increase in nerve growth factor mRNA is mediated by c-fos. Proc Natl Acad Sci U S A. 1990. V. 87, № 10. P. 3899-3903.

100. Hiestand D.M., Haley B.E., Kindy M.S. Role of calcium in inactivation of calcium/calmodulin dependent protein kinase II after cerebral ischemia. J Neurol Sci. 1992. V. 113, № 1. P. 31-37.

101. Hirota K., Matsui M., Iwata S., Nishiyama A., Mori K., Yodoi J. AP-1 transcriptional activity is regulated by a direct association between thioredoxin and Ref-1. Proc Natl Acad Sci USA. 1997. V. 94, № 8. P. 3633-3638.

102. Hisanaga K., Sagar S.M., Sharp F.R. N-methyl-D-aspartate antagonists block fos-Iike protein expression induced via multiple signaling pathways in cultured cortical neurons. J Neurochem. 1992. V. 58, № 5. P. 1836-1844.

103. Hochachka P.W. Mechanism and evolution of hypoxia-tolerance in humans. J Exp Biol.1998. V. 201 ( Pt 8). P. 1243-1254.

104. Holinger E.P., Chittenden T., Lutz R.J. Bak BID peptides antagonize Bcl-xL function and induce apoptosis through cytochrome c-independent activation of caspases. J Biol Chem.1999. V. 274, № 19. P. 13298-13304.

105. Holmgren A. Thioredoxin. Annu Rev Biochem. 1985. V. 54. P. 237-271.

106. Holmgren A. Thioredoxin and glutaredoxin systems. J Biol Chem. 1989. V. 264, № 24. P. 13963-13966.

107. Holmgren A., Soderberg B.O., Eklund H., Branden C.I. Three-dimensional structure of Escherichia coli thioredoxin-S2 to 2.8 A resolution. Proc Natl Acad Sci USA. 1975. V. 72, № 6. P. 2305-2309.

108. Homi H.M., Freitas J.J., Curi R., Velasco I.T., Junior B.A. Changes in superoxide dismutase and catalase activities of rat brain regions during early global transient ischemia/reperfusion. Neurosci Lett. 2002. V. 333, № 1. P. 37-40.

109. Hori K., Katayama M., Sato N., Ishii K., Waga S., Yodoi J. Neuroprotection by glial cells through adult T cell leukemia-derived factor/human thioredoxin (ADF/TRX). Brain Res.1994. V. 652, № 2. P. 304-310.

110. Hoshida S., YamashitaN., Otsu K., Hori M. The importance of manganese superoxide dismutase in delayed preconditioning. Cardiovasc Res. 2002. V. 55, № 3. P. 495-505.

111. Hsu Y.T., Youle R.J. Bax in murine thymus is a soluble monomelic protein that displays differential detergent-induced conformations. J Biol Chem. 1998. V. 273, № 17. P. 1077710783.

112. Itoh N., Yonehara S., Ishii A., Yonehara M., Mizushima S., Sameshima M., Hase A., Seto Y., Nagata S. The polypeptide encoded by the cDNA for human cell surface antigen Fas can mediate apoptosis. Cell. 1991. V. 66, № 2. P. 233-243.

113. Kaplan J., Dimlich R.V., Biros M.H., Hedges J. Mechanisms of ischemic cerebral injury. Resuscitation. 1987. V. 15, № 3. P. 149-169.

114. Kaplin A.I., Snyder S.H., Linden D.J. Reduced nicotinamide adenine dinucleotide-selective stimulation of inositol 1,4,5-trisphosphate receptors mediates hypoxic mobilization of calcium. J Neurosci. 1996. V. 16, № 6. P. 2002-2011.

115. Kato H., Kogure K., Araki T., Liu X.H., Kato K., Itoyama Y. Immunohistochemical localization of superoxide dismutase in the hippocampus following ischemia in a gerbil model of ischemic tolerance. J Cereb Blood Flow Metab. 1995. V. 15, № 1. P. 60-70.

116. Katz L.M., Callaway C.W., Kagan V.E., Kochanek P.M. Electron spin resonance measure of brain antioxidant activity during ischemia/reperfusion. Neuroreport. 1998. V. 9, № 7. P. 1587-1593.

117. Kerr J.F., Wyllie A.H., Currie A.R. Apoptosis: a basic biological phenomenon with wideranging implications in tissue kinetics. Br J Cancer. 1972. V. 26, № 4. P. 239-257.

118. Kiningham K.K., St Clair D.K. Overexpression of manganese superoxide dismutase selectively modulates the activity of Jun-associated transcription factors in fibrosarcoma cells. Cancer Res. 1997. V. 57, № 23. P. 5265-5271.

119. Kiningham K.K., Xu Y., Daosukho C., Popova B., St Clair D.K. Nuclear factor kappaB-dependent mechanisms coordinate the synergistic effect of PMA and cytokines on the induction of superoxide dismutase 2. Biochem J. 2001. V. 353 (Pt 1). P. 147-156.

120. Kinoshita A., Yamada K., Kohmura E., Hayakawa T. Human recombinant superoxide dismutase protects primary cultured neurons against hypoxic injuiy. Pathobiology. 1991. V. 59, № 5. P. 340-344.

121. Kinouchi H., Kamii H., Mikawa S., Epstein C.J., Yoshimoto T., Chan P.H. Role of superoxide dismutase in ischemic brain injury: a study using SOD-1 transgenic mice. Cell Mol Neurobiol. 1998. V. 18, № 6. P. 609-620.

122. Kirino T., Tsujita Y., Tamura A. Induced tolerance to ischemia in gerbil hippocampal neurons. J. Cereb. Blood Flow Metab. 1991. V. 11, № 2. P. 299-307.

123. Kitagawa K., Matsumoto M., Kuwabara K., Tagaya M., Ohtsuki T., Hata R., Ueda H., Handa N., Kimura K., Kamada T. 'Ischemic tolerance' phenomenon detected in various brain regions. Brain Res. 1991. V. 561, № 2. P. 203-211.

124. Kitagawa K., Matsumoto M., Tagaya M., Hata R., Ueda H., Niinobe M., Handa N., Fukunaga R., Kimura K., Mikoshiba K., Kamada T. "Ischemic tolerance' phenomenon found in the brain. Brain Res. 1990. V. 528, № 1. P. 21-24.

125. Koppenol W. Chemistry of iron and copper in radical reactions. In: Free radical damage and its control. New comprehensive biochem. 1994. V. 28. P. 3-25.

126. Kmjevic K., Leblond J. Changes in membrane currents of hippocampal neurons evoked by brief anoxia. J Neurophysiol. 1989. V. 62, № 1. P. 15-30.

127. Kuida K., Haydar T.F., Kuan C.Y., Gu Y., Taya C., Karasuyama H., Su M.S., Rakic P., Flavell R.A. Reduced apoptosis and cytochrome c-mediated caspase activation in mice lacking caspase-9. Cell. 1998. V. 94, № 3. P. 325-337.

128. Larrick J.W., Wright S.C. Cytotoxic mechanism of tumor necrosis factor-a. FASEB J. 1990. V. 4, № 14. P. 3215-3223.

129. Laurent T.C., Moore E.C., Reichard P. Enzymatic synthesis of deoxyribonucleotides. IV. Isolation and characterization of thioredoxin, the hydrogen donor from Escherichia coli b. J Biol Chem. 1964. V. 239. P. 3436-3444.

130. Lemasters J., Nieminen A. Mitochondrial oxigen radical formation during reductive and oxidative stress to intact hepatocytes. Biosci repts. 1997. V. 17, № 3. P. 281-291.

131. Lewen A., Fujimura M., Sugawara T., Matz P., Copin J.C., Chan P.H. Oxidative stress-dependent release of mitochondrial cytochrome c after traumatic brain injury. J. Cereb. Blood Flow Metab. 2001. V. 21, № 8. P. 914-920.

132. Li P., Nijhawan D., Budihardjo I., Srinivasula S.M., Ahmad M., Alnemri E.S., Wang X. Cytochrome c and dATP-dependent formation of Apaf-l/caspase-9 complex initiates an apoptotic protease cascade. Cell. 1997. V. 91, № 4. P. 479-489.

133. Lin T.N., Liu T.H., Xu J., Hsu C.Y., Sun G.Y. Brain polyphosphoinositide metabolism during focal ischemia in rat cortex. Stroke. 1991. V. 22, № 4. P. 495-498.

134. Lindenau J., Noack H., Possel H., Asayama K., Wolf G. Cellular distribution of superoxide dismutases in the rat CNS. Glia. 2000. V. 29, № 1. P. 25-34.

135. Lipton P., Lobner D. Mechanisms of intracellular calcium accumulation in the CA1 region of rat hippocampus during anoxia in vitro. Stroke. 1990. V. 21(11 Suppl). P. IH60-III64.

136. Liu P.K., Salminen A., He Y.Y., Jiang M.H., Xue J.J., Liu J.S., Hsu C.Y. Suppression of ischemia-induced fos expression and AP-1 activity by an antisense oligodeoxynucleotide to c-fos mRNA. Ann Neurol. 1994 c. V. 36, № 4. P. 566-576.

137. Liu X.H., Kato H., Araki T., Itoyama Y., Kato K., Kogure K. An immunohistochemical study of copper/zinc superoxide dismutase and manganese superoxide dismutase following focal cerebral ischemia in the rat. Brain Res. 1994 a. V. 644, № 2. P. 257-266.

138. Liu X.H., Kato H., Araki T., Itoyama Y., Kato K., Kogure K. An immunohistochemical observation of manganese superoxide dismutase in rat substantia nigra after occlusion of middle cerebral arteiy. Neurosci. Lett. 1994 b. V. 173, № 1-2. P. 103-106.

139. Liu X.H., Kato H., Nakata N., Kogure K., Kato K. An immunohistochemical study of copper/zinc superoxide dismutase and manganese superoxide dismutase in rat hippocampus after transient cerebral ischemia. Brain Res. 1993 a. V. 625, № 1. P. 29-37.

140. Liu X., Kim C.N., Yang J., Jemmerson R., Wang X. Induction of apoptotic program in cellfree extracts: requirement for dATP and cytochrome c. Cell. 1996. V. 86, № 1. P. 147-157.

141. Liu Y., Kato H., Nakata N., Kogure K. Temporal profile of heat shock protein 70 synthesis in ischemic tolerance induced by preconditioning ishemia in rat hippocampus. Neuroscience. 1993 b. V. 56, № 4. P. 921-927.

142. Lobner D., Choi D.W. Preincubation with protein synthesis inhibitors protects cortical neurons against oxygen-glucose deprivation-induced death. Neuroscience. 1996. V. 72, № 2. P. 335-341.

143. Lu G., Ding D., Shi M. Acute adaptation of mice to hypoxic hypoxia. Biol Signals Recept. 1999. V. 8, № 4-5. P. 247-255.

144. Maehara K., Oh-Hashi K., Isobe K.I. Early growth-responsive-1-dependent manganese superoxide dismutase gene transcription mediated by platelet-derived growth factor. FASEB J. 2001. V. 15, № 11. P. 2025-2026.

145. Maiese K., Boniece I.R., Skurat K., Wagner J.A. Protein kinases modulate the sensitivity of hippocampal neurons to nitric oxide toxicity and anoxia. J Neurosci Res. 1993. V. 36, № 1. P. 77-87.

146. Makino Y., Yoshikawa N., Okamoto K., Hirota K., Yodoi J., Makino I., Tanaka H. Direct association with thioredoxin allows redox regulation of glucocorticoid receptor function. J Biol Chem. 1999. V. 274, № 5. P. 3182-3188.

147. Marklund S.L. Extracellular superoxide dismutase and other superoxide dismutase isoenzymes in tissues from nine mammalian species. Biochem J. 1984. V. 222, № 3. P. 649-655.

148. Marklund S.L., Holme E., Hellner L. Superoxide dismutase in extracellular fluids. Clin. Chim. Acta. 1982. V. 126, № 1. P. 41-51.

149. Martinou J.C., Green D.R. Breaking the mitochondrial barrier. Nat Rev Mol Cell Biol. 2001. V. 2, № l. p. 63-7.

150. Masutani H., Hirota K., Sasada T., Ueda-Taniguchi Y., Taniguchi Y., Sono H., Yodoi J. Transactivation of an inducible anti-oxidative stress protein, human thioredoxin by HTLV-I Tax. Immunol Lett. 1996. V. 54, № 2-3. P. 67-71.

151. McCord J.M., Fridovich I. Superoxide dismutase. An enzymic function for erythrocuprein (hemocuprein). J Biol Chem. 1969. V. 244, № 22. P. 6049-6055.

152. Miyashita T., Reed J.C. Tumor suppressor p53 is a direct transcriptional activator of the human bax gene. Cell. 1995. V. 80, № 2. P. 293-299.

153. Mobley W.C., Neve R.L., Prusiner S.B., McKinley M.P. Nerve growth factor increases mRNA levels for the prion protein and the beta-amyloid protein precursor in developing hamster brain. Proc Natl Acad Sci USA. 1988. V. 85, № 24. P. 9811-9815.

154. Mohri D., Satomi F., Kondo E., Fukuoka T., Sakagami M., Noguchi K. Change in gene expression in facial nerve nuclei and the effect of superoxide dismutase in a rat model of -ischemic facial paralysis. Brain Res. 2001. V. 893, № 1-2. P. 227-236.

155. Morita-Fujimura Y., Fujimura M., Yoshimoto T., Chan P.H. Superoxide during reperfusion contributes to caspase-8 expression and apoptosis after transient focal stroke. Stroke. 2001. V. 32, № 10. P. 2356-2361.

156. Nagata S. Apoptosis by death factor. Cell. 1997. V. 88, № 3. P. 355-365.

157. Nakanishi K., Tajima F., Nakamura A., Yagura S., Ookawara T., Yamashita H., Suzuki K., Taniguchi N., Ohno H. Effects of hypobaric hypoxia on antioxidant enzymes in rats. J Physiol. 1995. V. 489 (Pt 3). P. 869-876.

158. Nonn L., Williams R.R., Erickson R.P., Powis G. The absence of mitochondrial thioredoxin 2 causes massive apoptosis, exencephaly, and early embryonic lethality in homozygous mice. Mol Cell Biol. 2003. V. 23, № 3. P. 916-922.

159. Ookawara T., Kizaki T., Ohishi S., Yamamoto M., Matsubara O., Ohno H. Purification and subunit structure of extracellular superoxide dismutase from mouse lung tissue. Arch Biochem Biophys. 1997. V. 340, № 2. P. 299-304.

160. Panahian N., Yoshida T., Huang P.L., Hedley-Whyte E.T., Dalkara T., Fishman M.C., Moskowitz M.A. Attenuated hippocampal damage after global cerebral ischemia in mice mutant in neuronal nitric oxide synthase. Neuroscience. 1996. V. 72, № 2. P. 343-354.

161. Partridge L.D., Swandulla D. Calcium-activated non-specific cation channels. Trends Neurosci. 1988. V. 11, № 2. P. 69-72.

162. Paxinos G., Watson C. The rat brain in stereotaxic coordinates. Second edition. Sydney, Orlando, San Diego, New York, Austin, London, Montreal, Tokyo, Toronto: Academic press. 1986.

163. Peters T. Calcium in physiological and pathological cell function. Eur Neurol. 1986. V. 25 Suppl 1. P. 27-44.

164. Pohle W., Rauca C. Does a moderate hypoxia induce manganese-superoxide dismutase or heat shock proteins to act as possible protective factors? Naunyn Schmiedebergs Arch Pharmacol. 1997. V. 356, № 6. P. 746-749.

165. Powis G., Montfort W.R. Properties and biological activities of thioredoxins. Annu Rev Pharmacol Toxicol. 2001. V. 41. P. 261-295.

166. Raley-Susman K.M., Lipton P. In vitro ischemia and protein synthesis in the rat hippocampal slice: the role of calcium and NMDA receptor activation. Brain Res. 1990. V. 515, № 1-2. P. 27-38.

167. Reed J.C. Cytochrome c: can't live with it~can't live without it. Cell. 1997. V. 91, № 5. P. 559-562.

168. Rigobello M.P., Callegaro M.T., Barzon E., Benetti M., Bindoli A. Purification of mitochondrial thioredoxin reductase and its involvement in the redox regulation of membrane permeability. Free Radic Biol Med. 1998. V. 24, № 2. P. 370-376.

169. Romanovskii D.Y., Tyul'kova E.I., Samoilov M.O. Preconditioning hypobaric hypoxia prevents anoxia-induced inhibition of generation of focal potentials in slices of olfactory cortex from rat brain. Bull Exp Biol Med. 2001. V. 132, № 6. P. 1154-1156.

170. Rybnikova E., Tulkova E., Pelto-Huikko M., Samoilov M. Mild preconditioning hypoxia modifies nerve growth factor-induced gene A messenger RNA expression in the rat brain induced by severe hypoxia. Neurosci Lett. 2002. V. 329, № 1. P. 49-52.

171. Sachi Y., Hirota K., Masutani H., Toda K., Okamoto T., Takigawa M., Yodoi J. Induction of ADF/TRX by oxidative stress in keratinocytes and lymphoid cells. Immunol Lett. 1995. V. 44, № 2-3. P. 189-193.

172. Saitoh M., Nishitoh H., Fujii M., Takeda K., Tobiume K., Sawada Y., Kawabata M., Miyazono K., Ichijo H. Mammalian thioredoxin is a direct inhibitor of apoptosis signal-regulating kinase (ASK) 1. EMBO J. 1998. V. 17, № 9. P. 2596-2606.

173. Sakahira H., Enari M., Nagata S. Cleavage of CAD inhibitor in CAD activation and DNA degradation during apoptosis. Nature. 1998. V. 391, № 6662. P. 96-99.

174. Salminen A., Liu P.K., Hsu C. Y. Alteration of transcription factor binding activities in the ischemic rat brain. Biochem Biophys Res Commun. 1995. V. 212, № 3. P. 939-944.

175. Samoilov M.O., Lazarevich E.V., Semenov D.G., Mokrushin A.A., Tyul'kova E.I., Romanovskii D.Y., Milyakova E.A., Dudkin K.N. The adaptive effects of hypoxic preconditioning of brain neurons. Neurosci Behav Physiol. 2003. V. 33, № 1. P. 1-11.

176. Samoilov M.O., Rybnikova E.A., Tjulkova E.I., Spyrou G., Pelto-Huikko M. The mitochondrial antioxidants thioredoxin-2 and Mn-superoxide dismutase are involved in the mechanisms of brain hypoxic tolerance. Dokl Biol Sci. 2002. V. 387. P. 498-500.

177. Sasaki H., Matsuno T., Nakagawa K., Matsuoka J., Tanaka N. Superoxide induces hepatocyte apoptosis during the early phase of reperfusion after murine liver ischemia. Transplant Proc. 1998. V. 30, № 7. P. 2958-2959.

178. Semenov D.G., Samoilov M.O., Lazarewicz J.W. Calcium Transients in the Model of Rapidly Induced Anoxic Tolerance in Rat Cortical Slices: Involvement of NMDA Receptors. Neurosignals. 2002. V. 11, № 6. P. 329-335.

179. Sharma A., Singh S.B., Panjwani U., Yadav D.K., Amitabh K., Singh S., Selvamurthy W. Effect of a carbohydrate supplement on feeding behaviour and exercise in rats exposed to hypobaric hypoxia. Appetite. 2002. V. 39, № 2. P. 127-135.

180. Sharp F.R., Lowenstein D., Simon R., Hisanaga K. Heat shock protein hsp72 induction in cortical and striatal astrocytes and neurons following infarction. J Cereb Blood Flow Metab. 1991. V. 11, № 4. P. 621-627.

181. Shigeno T., Mima T., Takakura K., Graham D.I., Kato G., Hashimoto Y., Furukawa S. Amelioration of delayed neuronal death in the hippocampus by nerve growth factor. J Neurosci. 1991. V. 11, № 9. P. 2914-2919.

182. Shigeno T., Yamasaki Y., Kato G., Kusaka K., Mima T., Takakura K., Graham D.I., Furukawa S. Reduction of delayed neuronal death by inhibition of protein synthesis. Neurosci Lett. 1990. V. 120, № 1. P. 117-119.

183. Shukitt-Hale B., Stillman M.J., Lieberman H.R. Tyrosine administration prevents hypoxia-induced decrements in learning and memory. Physiol Behav. 1996. V. 59, № 4-5. P. 867871.

184. Shukitt-Hale B., Stillman M.J., Welch D.I., Levy A., Devine J.A., Lieberman H.R. Hypobaric hypoxia impairs spatial memory in an elevation-dependent fashion. Behav Neural Biol. 1994. V. 62, № 3. P. 244-252.

185. SiesjO B.K. Brain energy metabolism. Chichester ets., 1978.607 p.

186. Siesj5 B.K., Bengtsson F. Calcium fluxes, calcium antagonists, and calcium-related pathology in brain ischemia, hypoglycemia, and spreading depression: a unifying hypothesis. J Cereb Blood Flow Metab. 1989. V. 9, № 2. P. 127-140.

187. Simonova Z., Sterbova K., Brozek G., Komarek V., Sykova E. Postnatal hypobaric hypoxia in rats impairs water maze learning and the morphology of neurones and macroglia in cortex and hippocampus. Behav Brain Res. 2003. V. 141, № 2. P. 195-205.

188. Sims N.R., Anderson M.F. Mitochondrial contributions to tissue damage in stroke. Neurochem Int. 2002. V. 40, № 6. P. 511-526.

189. Singh S.B., Sharma A., Panjwani U., Yadav D.K., Chandra K., Sharma K.N., Selvamurthy W. Hypobaric hypoxia and hedonic matrix in rats. Jpn J Physiol. 1997. V. 47, № 4. P. 327333.

190. Slot J.W., Geuze H.J., Freeman B.A., Crapo J.D. Intracellular localization of the copper-zinc and manganese superoxide dismutases in rat liver parenchymal cells. Lab Invest. 1986. V. 55, №3. P. 363-371.

191. Soriano M.A., Ferrer I., Rodriguez-Fane E., Planas A.M. Apoptosis and c-Jun in the thalamus of the rat following cortical infarction. Neuroreport. 1996. V. 7, № 2. P. 425-428.

192. Spyrou G., Enmark E., Miranda-Vizuete A., Gustafsson J. Cloning and expression of a novel mammalian thioredoxin. J Biol Chem. 1997. V. 272, № 5. P. 2936-2941.

193. Sugawara T., Chan P.H. Reactive oxygen radicals and pathogenesis of neuronal death after cerebral ischemia. Antioxid Redox Signal. 2003. V. 5, № 5. P. 597-607.

194. Sutherland G., Bose R., Louw D., Pinsky C. Global elevation of brain superoxide dismutase activity following forebrain ischemia in rat. Neurosci Lett. 1991. V. 128, № 2. P. 169-172.

195. Szabo C. The pathophysiological role of peroxinitrite in shock, inflammation, and ischemia-reperfusion injury. Shock. 1996. V. 6, № 2. P. 79-88

196. Szatkowski M., Attwell D. Triggering and execution of neuronal death in brain ischaemia: two phases of glutamate release by different mechanisms. Trends Neurosci. 1994. V. 17, № 9. P. 359-365.

197. Takagi Y., Horikawa F., Nozaki K., Sugino T., Hashimoto N., Yodoi J. Expression and distribution of redox regulatory protein, thioredoxin during transient focal brain ischemia in the rat. Neurosci Lett. 1998 a. V. 251, № 1. P. 25-28.

198. Takagi Y., Mitsui A., Nishiyama A., Nozaki K., Sono H., Gon Y., Hashimoto N., Yodoi J. Overexpression of thioredoxin in transgenic mice attenuates focal ischemic brain damage. Proc Natl Acad Sci USA. 1999. V. 96, № 7. P. 4131-4136.

199. Takeuchi A., Miyaishi O., Kiuchi K., Isobe K. Cu/Zn- and Mn-superoxide dismutases are specifically up-regulated in neurons after focal brain injury. J Neurobiol. 2000. V. 45, № 1. P. 39-46.

200. Tokuda Y., Uozumi T., Kawasaki T. The superoxide dismutase activities of cerebral tissues, assayed by the chemiluminescence method, in the gerbil focal ischemia/reperfusion and global ischemia models. Neurochem Int. 1993. V. 23, № 2. P. 107-114.

201. Tomimoto H., Akiguchi I., Wakita H., Kimura J., Hon K., Yodoi J. Astroglial expression of ATL-derived factor, a human thioredoxin homologue, in the gerbil brain after transient global ischemia. Brain Res. 1993. V. 625, № 1. P. 1-8.

202. Toyoda T., Kassell N.F., Lee K.S. Induction of ischemic tolerance and antioxidant activity by brief focal ischemia. 1997. V. 8, № 4. P. 847-851.

203. Toyoda T., Lee K.S. Differential induction of superoxide dismutase in core and penumbra regions after transient focal ischemia in the rat neocortex. Neurosci Lett. 1997. V. 235, № 1-2. P. 29-32.

204. Tsubokawa H., Oguro K., Robinson H.P., Masuzawa T., Kawai N. Single glutamate channels in CA1 pyramidal neurones after transient ischaemia. Neuroreport. 1995. V. 6, № 3. P. 527-523.

205. Tsujimoto Y., Shimizu S. VDAC regulation by the Bcl-2 family of proteins. Cell Death Differ. 2000. V. 7, № 12. P. 1174-81.

206. Ueda S., Masutani H., Nakamura H., Tanaka T., Ueno M., Yodoi J. Redox control of cell death. Antioxid Redox Signal. 2002. V. 4, № 3. P. 405-414.

207. Ueda S., Nakamura H., Masutani H., Sasada T., Yonehara S., Takabayashi A., Yamaoka Y., Yodoi J. Redox regulation of caspase-3(-like) protease activity: regulatory roles of thioredoxin and cytochrome c. J Immunol. 1998. V. 161, № 12. P. 6689-6695.

208. Ueno M., Masutani H., Arai R.J., Yamauchi A., Hirota K., Sakai T., Inamoto T., Yamaoka Y., Yodoi J., Nikaido T. Thioredoxin-dependent redox regulation of p53-mediated p21 activation. J Biol Chem. 1999. V. 274, № 50. P. 35809-35815.

209. Vataeva L.A., Tyullcova E.I., Samoilov M.O. Influence of severe hypoxia on rat emotional behavior: the modifying effect of preconditioning. Dokl Biol Sei. 2004. V. 395. P. 109-111.

210. Von Ahsen O., Waterhouse N.J., Kuwana T., Newmeyer D.D., Green D.R. The 'harmless' release of cytochrome c. Cell Death Differ. 2000. V. 7, № 12. P. 1192-1199.

211. Wang P., Chen H., Qin H., Sankarapandi S., Becher M.W., Wong P.C., Zweier J.L. Overexpression of human copper, zinc-superoxide dismutase (SOD1) prevents postishemic injury. Proc Natl Acad Sei USA. 1998. V. 95, № 8. P. 4556-4560.

212. Weisiger R.A., Fridovich I. Mitochondrial superoxide simutase. Site of synthesis and intramitochondrial localization. J Biol Chem. 1973. V. 248, № 13. P. 4793-4796.

213. Westerterp-Plantenga M.S. Effects of extreme environments on food intake in human subjects. Proc Nutr Soc. 1999. V. 58, № 4. P. 791-798.

214. Wu C., Zhan R.Z., Qi S., Fujihara H., Taga K., Shimoji K. A forebrain ischemic preconditioning model established in C57Black/Cij6 mice. J Neurosci Methods. 2001. V. 107, № 1-2. P. 101-106.

215. Yamamoto M„ Yang G., Hong C., Liu J., Holle E., Yu X., Wagner T., Vatner S.F., Sadoshima J. Inhibition of endogenous thioredoxin in the heart increases oxidative stress and cardiac hypertrophy. J Clin Invest. 2003. V. 112, № 9. P. 1395-1406.

216. Yamaoka Y., Shimohama S., Kimura J., Fukunaga R., Taniguchi T. Neuronal damage in the rat hippocampus induced by in vivo hypoxia. Exp Toxicol Pathol. 1993. V. 45, № 4. P. 205-209.

217. Yamashita N., Hoshida S., Otsu K., Taniguchi N., Kuzuya T., Hori M. The involvement of cytokines in the second window of ischaemic preconditioning. Br J Pharmacol. 2000. V. 131, № 3. P. 415-422.

218. Yuan J., Yankner B.A. Apoptosis in the nervous system. Nature. 2000. V. 407, № 6805. P. 802-809.

219. Zalewska T., Domanska-Janik K. Brain ischaemia transiently activates Ca2+/calmodulin-independent protein kinase II. Neuroreport. 1996. V. 7, № 2. P. 637-641.

220. Zamorskii I.I., Pishak V.P. Effect of melatonin on cyclic nucleotide content and intensity of lipid peroxidation in the hippocampus and habenula of rats exposed to acute hypoxia. Bull Exp Biol Med. 2000. V. 130, № 8. P. 756-758.

221. Zamzami N., Kroemer G. The mitochondrion in apoptosis: how Pandora's box opens. Nat Rev Mol Cell Biol. 2001. V. 2, № 1. P. 67-71.

222. Zhang R., Al-Lamki R., Bai L., Streb J.W., Miano J.M., Bradley J., Min W. Thioredoxin-2 inhibits mitochondria-located ASKl-mediated apoptosis in a JNK-independent manner. Circ Res. 2004. V. 94, № 11. P. 1483-1491.

223. Zou H., Henzel W.J., Liu X., Lutschg A., Wang X. Apaf-1, a human protein homologous to C. elegans CED-4, participates in cytochrome c-dependent activation of caspase-3. Cell. 1997. V. 90, № 3. P. 405-413.

224. Zou H., Li Y., Liu X., Wang X. An Apaf-1 cytochrome c multimeric complex is a functional apoptosome that activates procaspase-9. J Biol Chem. 1999. V. 274, № 17. P . 11549-11556.

Информация о работе

Строев, Сергей Александрович
кандидата биологических наук
Санкт-Петербург, 2004
ВАК 03.00.13

Диссертация

Участие эндогенных антиоксидантов в механизмах толерантности мозга к гипоксии - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы