Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Цитологический и изоферментный анализ видов рода Agaricus Fr. emend. Karst.
ВАК РФ 03.00.24, Микология
Автореферат диссертации по теме "Цитологический и изоферментный анализ видов рода Agaricus Fr. emend. Karst."
МОСКОВСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ им. М.В.ЛОМОНОСОВА БИОЛОГИЧЕСКИЙ ФАКУЛЬТЕТ
На правах рукописи
uudU5737Q
, -..... _ J7
МАТРОСОВА Елена Викторовна
ЦИТОЛОГИЧЕСКИЙ И ИЗОФЕРМЕНТНЫЙ АНАЛИЗ ВИДОВ РОДА AGARICUS Fr. emend. Karst.
Специальность 03.00.24. - микология
АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук
Москва 2007
003057370
Работа выполнена на кафедре микологии и альгологии биологического факультета Московского Государственного Университета им. М.В.Ломоносова.
Научный руководитель:
доктор биологических наук
Камзолкина Ольга Владимировна
Официальные оппоненты:
доктор биологических наук кандидат биологических наук
Коломиец Оксана Леонидовна
Сафрай Алла Иосифовна
Ведущая организация:
Главный Ботанический Сад им. Н.В.Цицина РАН, Москва.
Защита состоится 11 мая 2007 года в 15 час. 30 мин. на заседании диссертационного совета Д 501.001.46 по защите диссертаций на соискание ученой степени кандидата биологических наук при Московском Государственном Университете им. М.В.Ломоносова по адресу: 119992, ГСП-2, г. Москва, Воробьевы горы, МГУ им. М.В.Ломоносова, Биологический факультет, ауд. М-1, тел./факс (095) 939-39-70.
С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Биологического факультета МГУ им. М.ВЛомоносова.
Автореферат разослан 2007 года.
Ученый секретарь
диссертационного совета, кандидат биологических наук
М.А.Гусаковская
ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ.
Актуальность темы.
Представители рода Agaricus являются объектом пристального внимания многих исследователей. Прежде всего, это вид Agaricus bisporus (Lange) Imbach - культивируемый шампиньон. По объему производства плодовых тел этот гриб занимает первое место в мире, его выращивают более чем в 80 странах (Xu et al., 1997; Chang, 1999). Одной из серьезных проблем в культивировании шампиньона является недостаток нового генетического материала для селекции сортов и штаммов (Дьяков и др., 1996; Гарибова, 2003). Во многих работах отмечен высокий уровень генетической гомологии коммерческих штаммов A.bisporus (Royse, May, 1982; Râper, 1987; Можина и др., 1993). Анализ диких популяций показывает, что они содержат большое количество новых генотипов, не представленных в коллекциях культивируемых линий (штаммов), и, соответственно, могут служить источником нового генетического материала, необходимого для селекции штаммов и сортов культивируемого шампиньона двуспо-рового (Râper, 1987; Kerrigan, Ross, 1989). Проблема использования диких штаммов в селекции заключается в том, что в природе они встречаются крайне редко (Гарибова, 1964; Гарибова, 2003). Поэтому поиск и идентификация дикорастущих штаммов шампиньона могут быть очень полезны в качестве источника нового генетического материала.
Ряд других видов рода также являются объектами промышленного культивирования или рассматриваются в качестве потенциально культивируемых видов (Elliott, 1978; Kerrigan et al., 1999; Calvo-Bado et al., 2000; Гарибова, 2003). Для некоторых представителей рода описана противо-микробная, противовирусная, противоаллергенная и противоопухолевая активность (Wasser, Weis, 1999; Mizuno et al., 1999; Ohno et al., 2001; Beel-man et al., 2004; Lin, Yang, 2006), в связи с чем особое внимание уделяется глубинному культивированию видов рода Agaricus.
Однако несмотря на отмеченную многими авторами практическую значимость видов рода Agaricus, имеются лишь единичные разрозненные работы, посвященные цитологическому анализу его представителей. Наиболее подробно исследована цитология вида А. bisporus (Evans, 1959; Степанова, Васильев, 1994; Камзолкина, 2005). Цитология и ультраструктура поверхностного мицелия других видов рода Agaricus практически не изучена, а исследования ядерного аппарата ограничены, как правило, подсчетом среднего числа ядер в клетке (Râper, 1976; Hou, Elliott, 1978; Râper, Kaye, 1978; Sonnenberg, Fritsche, 1989; Molitoris et al., 1996). Анализ роста глубинного мицелия ограничен биотехнологическими работами, в которых не уделяется внимание особенностям цитологии и биологии исследуемых объектов. В связи с возросшим научным и практическим интересом к агарикоидным грибам назрела необходимость провести подробное изучение морфологии, цитологии и ультраструктуры мицелия видов рода Agaricus.
Цель и задачи исследования.
Цель работы: провести комплексное морфолого-цитологическое исследование 9 видов рода Адапсив, принадлежащих к разным экологическим группам.
Были поставлены следующие задачи:
1. Охарактеризовать критерии отбора дикорастущих штаммов вида А. Ызрогш.
2. Сравнить изоферментный набор неспецифических эстераз у д видов рода Адапсш, представителей гумусовых сапротрофов, подстилочных сапротрофов и сапротрофов - «гербофилов».
3. Исследовать макро- и микроморфологию мицелия 9 видов рода Ада-псш в поверхностной культуре на разных средах и при разных температурах.
4. Исследовать макро- и микроморфологию мицелия 9 видов рода Ада-ггсив в глубинной культуре.
5. Провести сравнительное описание ультраструктуры клеток мицелия видов рода Адапсив в поверхностной и глубинной культурах.
6. Исследовать влияние ингибиторов транскрипции и трансляции белков на рост глубинного мицелия видов рода Адапсиз.
Научная новизна работы. Впервые проведено всестороннее цитологическое исследование 31 штамма из 9 видов рода Адапсиз в условиях роста в поверхностной и глубинной культурах. Исследование микроморфологии мицелия показало общую для всех штаммов тенденцию к фрагментации мицелия и формированию хламидоспороподобных клеток при естественном старении мицелия, росте на несбалансированных средах, при повышенной температуре и в глубинной культуре.
Впервые для большинства штаммов рода Адапсиз была описана дифференциация поверхностного мицелия на два структурно отличных типа: основной вегетативный мицелий и его производное - тонкий безъядерный мицелий. Подобную дифференциацию наблюдали только на среде сусло-агар у мицелия возрастом 7 суток и 28 суток.
Впервые проведено исследование ультраструктуры гетерокариотиче-ских штаммов 9 видов рода Адапсиз, которое позволило выявить общую для всех исследуемых штаммов особенность структуры клеток мицелия при росте в глубинной культуре, заключающуюся в тесной ассоциации рибосом с внешней митохондриальной мембраной.
Продемонстрировано положительное влияние ингибиторов транскрипции и трансляции белков на рост глубинного мицелия штаммов рода Адапсиз.
Охарактеризовано два типа распределения хондриома у видов рода Адапсиз при росте на разных средах.
Практическая значимость. Охарактеризованы основные критерии отбора дикорастущих штаммов шампиньона двуспорового на примере трех выделенных из природы штаммов рода Адапсиз. Данные исследования могут быть в дальнейшем использованы в грибоводческих хозяйствах,
а выделенные из природы и подробно исследованные штаммы вида А. bisporus могут представлять определенную ценность для последующей селекционной работы.
Проведенное исследование цитологии и ультраструктуры клеток мицелия штаммов рода Agaricus при росте в поверхностной и глубинной культурах имеет в основном фундаментальное значение и вносит вклад в понимание базовых процессов, контролирующих рост, развитие, старение и гибель грибной клетки. Практическое значение данного исследования обусловлено тем, что понимание ключевых этапов жизнедеятельности грибной клетки может помочь в решении ряда биотехнологических проблем, в частности, пролить свет на причины неудовлетворительного роста видов рода в глубинной культуре.
Штаммы рода Agaricus могут быть хорошим объектом для изучения феномена связи рибосом с внешней митохондриальной мембраной и процессов старения грибной клетки in vivo.
Апробация работы. Основные положения работы были доложены на 7-й Пущинской школе-конференции молодых ученых «Биология -наука XXI века» (Пущино, 2003), Международной конференции, посвященной 100-летию начала работы профессора А.С.Бондарцева в Ботаническом институте им. ВЛ.Комарова РАН (Санкт-Петербург, 2005); Третьем съезде общества биотехнологов России им. Ю.А.Овчинникова (Москва, 2005); Международной конференции «Физиология микроорганизмов в природных и экспериментальных системах» памяти профессора М.В.Гусева (Москва, 2006); Международной конференции «Грибы и водоросли в биоценозах - 2005», посвященной 75-летию Биологического факультета МГУ им. М.ВЛомоносова (Москва, 2006); I (IX) Международной конференции молодых ботаников в Санкт-Петербурге (2006), а также на заседаниях кафедры микологии и альгологии биологического факультета МГУ.
Публикации. По теме диссертации опубликовано 10 работ, из них 3 - в рецензируемых журналах, 1 обзор сдан в печать.
Объем и структура работы. Диссертация состоит из введения и четырех глав, посвященных обзору литературы, материалам и методам исследования, а также двух глав с описанием результатов, иллюстраций и заключений к каждой главе, выводов и списка литературы. Диссертация изложена на WS страницах, содержиттаблиц рисунков. Список литературы включает наименований, из них J/ ^-зарубежные, в том числе — интернет-источника.
СОДЕРЖАНИЕ РАБОТЫ Глава 1. Обзор литературы
В обзоре литературы систематизированы данные по систематике, экологии и практической значимости представителей рода Agaricus; рассмотрены жизненные циклы агариковых грибов, с акцентом на особенностях онтогенеза амфиталличного шампиньона двуспорового и других ви-
дов рода; проанализированы данные по ядерному аппарату вегетативного мицелия и плодовых тел видов рода, а также описаны системы несовместимости агариковых грибов.
Глава 2. Материалы и методы исследования
Объекты исследования.
Объектами исследования был 31 штамм из 9 видов рода Agaricus (А. bisporus, A. arvensis Schaeff.: Seer., A. silvaticus Schaeff.: Seer., A. bitorquis (Quel.) Sacc., A. campestris Fr. s. restr. J. Lge., A. xanthodermus Genev., A.excellens (Möller) Möller, A. abruptibulbus Peck., A. macrocarpus (Möller) Möller), из них 17 гетерокариотических и 14 гомокариотических (табл. l). В ряде опытов для сравнения исследовали 2 штамма из 2х видов рода Pleu-rotus (F. ostrestus (Jacg.) P. Kumm и P. pulmonarius (Fr.) Quel.). Два гомокариотических штамма вида A. bisporus var. bisporus (GDR - 2-40 и Pc17-3) использовали в опытах по гибридизации с гомокариотическими потомками диких штаммов шампиньона двуспорового.
Изучение критериев отбора штаммов вида A. bisporus из природы проводили на трех штаммах рода Agaricus, найденных в 2003-2004 гг. в г.Москва. У двух штаммов (Bs83, Bs84) большинство базидий несло по две споры (они были отнесены к виду A. bisporus), а третий (Ас83) по макро-морфологическим признакам был похож на плодовые тела белой разновидности двуспорового шампиньона (промышленные сорта), но большинство базидий содержало по четыре споры.
Методы исследования.
Поверхностное культивирование мицелия проводили в термо-статируемых условиях на агаризованных средах: сусло-агар (CA, 1,6°Б), картофельно-глюкозный агар (КГА), голодный агар (ГА) при 24 ± 1°С в течение 7, 14 и 28 суток.
Глубинное культивирование проводили на жидком сусле (ЖС, 1,6°Б) в колбах Эрленмейера на ротационной качалке при 200 об/мин (24 ± 1°С) в течение 7-28 суток с объемом среды в колбе 50, 100 и 150 мл. В ряде экспериментов в колбы со 100 мл ЖС добавляли 15, 75 или 150 мкг агара на колбу.
Для исследования влияния ингибиторов синтеза белков на рост грибов в глубинной культуре мицелий исследуемых штаммов выращивали на ЖС, по 100 мл среды в колбе в течение 7 суток на ротационной качалке при 200 об/мин. Затем в колбы добавляли ингибиторы синтеза белков: актиномицин D, эритромицин, хлорамфеникол в концентрациях 200 нм/л и 500 нм/л и продолжали культивирование. Параметры роста мицелия оценивали на 2-е сутки роста культур после внесения ингибиторов.
Выделение моноспоровых и многоспоровых культур проводили с одно- и двухсуточных споровых отпечатков Bs83, Bs84 и Ас8з на КГА с добавлением антибиотиков (ампициллин (2,5 мкг/мл), гентамицин (2,5 мкг/мл), фундазол (5 мкг/мл)). В связи с низкой жизнеспособностью спор их прорастание стимулировали зерновым мицелием шампиньона.
Таблица l.
Штаммы родов Aqaricus и Pleurotus, используемые в работе._
Вид Штамм Происхождение Способ выделения Ядерный статус
A. bisporus Bs83 Москва Культура ткани Гетерокарион
Bs83-4 Споровый отпечаток Bs83 Моноспоровый изолят Гомокарион
Bs83-15 Споровый отпечаток Bs83 Моноспоровый изолят Гомокарион
Bs83-19 Споровый отпечаток Bs83 Моноспоровый изолят Гомокарион
Bs84 Москва Культура ткани Гетерокарион
Bs84-1 Споровый отпечаток Bs84 Моноспоровый изолят Гомокарион
Bs84-2 Споровый отпечаток Bs84 Моноспоровый изолят Гомокарион
Bs84-3 Споровый отпечаток Bs84 Моноспоровый изолят Гомокарион
Bs26 INRA, Франция Мицелиальная культура Гетерокарион
Bs26/3 Споровый отпечаток Bs26 Моноспоровый изолят Гомокарион
Bs94 INRA, Франция Мицелиальная культура Гетерокарион
Bs423 INRA, Франция Мицелиальная культура Гомокарион
из Совхоз «Заречье» Мицелиальная культура Гетерокарион
U3 1/1 Споровый отпечаток U3 Моноспоровый изолят Гомокарион
U3 1/3 Споровый отпечаток U3 Моноспоровый изолят Гомокарион
Pel7-3 Споровый отпечаток Рс17 (Венгрия) Моноспоровый изолят Гомокарион
GDR-2-40 Споровый отпечаток GDR-2 (Германия) Моноспоровый изолят Гомокарион
Aba Алтайский заповедник Культура ткани Гетерокарион
A. bilorqiiis BiC Москва Культура ткани Гетерокарион
Bit Коллекция Гарибовой Л.В. Мицелиальная культура Гетерокарион
A. arvensis Aahet Краснодарский край Скрещивание моноспоровых культур Гетерокарион
Aa 5.3 Краснодарский край Моноспоровый изолят Гомокарион
A .campestris AcA Москва Культура ткани Гетерокарион
Ac83 Москва Культура ткани Гетерокарион
Ac83-1 Споровый отпечаток Ас83 Моноспоровый изолят Гомокарион
Ac83-2 Споровый отпечаток Ас83 Моноспоровый изолят Гомокарион
Ac83-3 Споровый отпечаток Ас83 Моноспоровый изолят Гомокарион
A. silvaticus AsM Московская обл. Культура ткани Гетерокарион
AsY Московская область Культура ткани Гетерокарион
A. macrocarpus Am 150 Венгрия, Будапешт Мицелиальная культура Гетерокарион
A.abruptibulbus Aa284 БИН им Комарова Мицелиальная культура Гетерокарион
A. excellens Ael45 Венгрия, Будапешт Мицелиальная культура Гетерокарион
A.xanlhodermus Axl517 Киев Мицелиальная культура Гетерокарион
P.ostreatus HK-35 Коллекция ВВЦ Мицелиальная культура Дикарион
P. pulmonarius VP-1 Московская обл. Моноспоровый изолят Дикарион
Гибридизацию проводили двумя способами:
На КГА. На чашки Петри с КГА помещали два моноспоровых изоля-та на расстоянии 15 мм и инкубировали при 24 ± 1°С в течение 12-14 суток.
На зерне. В пробирки с зерном, приготовленном по Лемке (Lemke, 1972), в верхней трети столбика помещали два моноспоровых мицелиаль-ных изолята, располагая их вплотную друг к другу. Инкубировали при 24 ± 1 °С в течение 20-22 суток.
Получение плодовых тел штаммов Л. bisporus. Плодовые тела выращивали в камере искусственного климата с контролируемыми параметрами влажности и температуры и собирали на стадии зрелого частного покрывала.
Люминесцентная микроскопия. В чашки Петри на СА инокули-ровали блок с мицелием, рядом с ним помещали стерильные покровные стекла. Чашки инкубировали в термостате при температуре 24 ± 1 °С. Наросший на стекло мицелий прижизненно окрашивали родамином 6Ж (1:100000) для выявления митохондрий (Butt et al., 1989) или фиксировали модифицированной жидкостью Карнуа (Evans, 1959) с последующим окрашиванием реактивом ДАПИ в течение 10 минут для выявления ядер (Ota et al., 1998).
Просмотр препаратов. Препараты просматривали на микроскопе Axioskop 40 FL при увеличениях объективов х40, хЮО. Для просмотра препаратов, окрашенных ДАПИ и родамином, использовали светофильтры фирмы «Zeiss» №02 и 15 соответственно. Фотографировали с помощью камеры AxioCam MRc.
Трансмиссионная электронная микроскопия (ТЭМ). Для исследования методом ТЭМ образцы мицелия подготавливали по описанному ранее методу (Камзолкина, 1996). Ультратонкие срезы окрашивали водным раствором уранил-ацетата с последующим докрашиванием по Рейнолдсу (Reynolds, 1963) и исследовали с помощью микроскопа "Jeol" (JEM-100B) и «U12» (Hitachi).
Сканирующая электронная микроскопия (СЭМ). Мицелий на блоке с агаром фиксировали в парах осмия (Камзолкина, 1996). После высушивания образцы напыляли смесью платина / палладий (IB-3 Ion Coater) и просматривали с помощью СЭМ «Hitachi» S-405A.
Электрофорез. Применяли вертикальный электрофорез в полиак-риламидном геле (PAGE) для изоферментов эстеразы (Уильяме, Уилсон, 1978). Для оценки данных использовали метод кластерного анализа с не-взвешенным попарным средним (UPGMA). Для расчета генетических дистанций и анализа с последующей оценкой достоверности использовали программу Treecon for Windows (Version 1.2).
Фотографии обрабатывали в программе Axiovision 3.1. Статистическую обработку данных проводили в программе Microsoft Excel.
РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ Глава 3. Изучение свойств изолированных из природы штаммов шампиньона двуспорового (Agaricus bisporus) и четы-рехспорового штамма рода Agaricus
Выделение моноспоровых и многоспоровых культур.
Прорастание спор. Учет прорастания спор показал, что жизнеспособность спор на КГА со стимуляцией живым мицелием у четырехспоро-вого штамма выше, чем у двуспоровых штаммов (табл. 2). Процент про-
растания на чашках со стимуляцией был значительно выше, чем без нее, что согласуется с литературными данными (Lösel, 1964; Saksena et aL, 1976),
Таблица 2.
Прорастание спор выделенных из природы штаммов рода Agaricus (в % от общего числа высаженных спор).
Bs83 Bs 84 Ас83
Прорастание спор (в %) со стимуляцией 1,6 2,45 3,3
без стимуляции 0,05 0,34 0,12
Макроморфология колоний. Скорость и характер роста мицелия предположительно моноспоровых культур - потомков природных штаммов Bs83, Bs84 и Ас83, изолированных на 12-20 сутки роста, изучали на среде CA. Описание макроморфологии колоний было проведено по схеме Л.В. Гарибовой (1964). У штаммов Bs83 и Bs84 было выделено по 4 типа колоний (2 - быстрорастущих, колонии досчитают 6о-8о мм в диаметре на 12-е сутки роста; 2 - медленнорастущих, диаметр колоний на 12-е сутки роста не превышает 40 мм), у штамма Ас83 - 3 типа колоний (2 - быстрорастущих; 1 - медленнорастущий). Два типа колоний: быстрорастущие с хорошо развитым воздушным мицелием и медленнорастущие, прижатые, с не развитым воздушным мицелием, - оказались сходными у всех исследуемых штаммов (рис. 1), однако, скорость роста колоний штамма Ас8з при данных условиях была значительно выше, чем скорость роста сходных по морфологии колоний штаммов Bs83 и Bs84.
Медленнорастущие колонии были отсеяны как наиболее вероятные кандидаты в г^омо кар ионы (Kligman, 1943; Dickhardt, 1985; Castle et аЦ 1987). Всего у штаммов Bs83, Bs84 и Ас83 было выделено по три моноспоровых культуры, го-мокариотический статус которых был подтвержден методом вертикального электрофореза с окрашиванием на неспецифические эстеразы и тестами на фертильность.
Гибридизация. Мы проанализировали способность исследуемых штаммов Bs83, Bs84 и Ас83 образовывать гибриды со штаммами, принадлежащими к А .bisporus var. bisporus (тестеры). Для скрещиваний были использованы 9 гомокариотических изолятов исследуемых штаммов: Bs83- 4, 15, 19; Bs84 — 1,2,3; Ас83 - 1, 2, 3, которые были скрещены с го-
Рис. 1. Макроморфология быстрорастущих (А) и медленнорастущих колоний (В), сходных у штаммов Вб83, Вк84 и Ас83.
мокариотическими культурами-тестерами GDR -2 - 40; Рс17 - 3; Bs26/3; U3 1/1; U3 1/3 и между собой.
Успешными гибридами на КГА считались те, у которых изменялся характер роста мицелия в зоне срастания за счет интенсивно растущих гиф с образованием валика или сектора быстрорастущего мицелия (Calvo-Bado et al., 2000; Дьяков, 2003). В результате опытов было получено 5 предположительно гибридных комбинаций (табл. 3): U3 1/3 х Bs83-4, U3 1/3 х Bs83-19, GDR-2-40 х Bs83-15, Bs26/3 х Bs83-4, Bs83-4 х Bs84-3.
Таблица 3.
Гибридизация моноспоровых штаммов на агаризованной среде.
штаммы U3 1/1 из 1/3 GDR-2/40 Pc 17-3 Bs26/3 Bs83-4 Bs83-15 Bs83-19
Bs83-4 - + + + + X X X
Bs83-15 + + + ± X X X
Bs83-19 ± + + + - X X X
Ас83-1 - ± + - - + -
Ас83-2 ± ± - - - ±
Ас83-3 - + - - + ± -
Bs84-1 - - - - ± - -
Bs84-2 ± - - - + ± +
Bs84-3 + + - ± + + ±
где + - взаимодействие с образованием сектора быстрорастущего мицелия (предположительно гибридные); ± - срастание (признак несовместимой реакции); - -недорастание (признак несовместимой реакции); х — скрещивание не проводилось.
Успешными гибридами на зерне считались те, у которых характер роста изменялся по сравнению с характером роста родителей (увеличивалась скорость роста и изменялась морфология колоний). В результате было получено 4 предположительно гибридные комбинации, идентичные таковым на КГА, за исключением гибрида U3 1/3 х Bs83-19.
Истинность полученных гибридов была подтверждена методом вертикального электрофореза с окрашиванием на неспецифические эстеразы (Wang et al., 1991 ; Грубе, 1994) и тестами на фертильность (Pelhman, 1967; Kerrigan et al., 1992).
В нашем случае наиболее надежным методом оказалась гибридизация на КГА. Вероятно, причиной того, что не был сформирован успешный гибрид между штаммами U3 1/3 и Bs83-19 на зерне, состоит в том, что го-мокарион Bs83-19 не способен к росту на данной среде. Важно отметить, что штаммы Ас83-1,2,3 не формировали ни одного успешного гибрида с тестерными штаммами, принадлежащими к виду A. bisporus. Этот факт указывает, вероятно, на его принадлежность к другому виду, либо о частичной или полной интерстерильности данного штамма по отношению к другим штаммам вида.
Плодовые тела. У штаммов Bs83 и Bs84 в лабораторных условиях были получены плодовые тела, по макроморфологическим признакам сходные с найденными в природе изолятами и отличающиеся более мел-
кими размерами, что можно объяснить условиями культивирования. У штамма Ас83 плодовых тел получить не удалось. Мицелий этого штамма очень медленно обрастал компост (около 2-х месяцев) и практически не обрастал покровную смесь. Этот факт позволяет сделать предположение, что данный штамм, по-видимому, принадлежит к другой экологической группе (Lambert, 1961; Гарибова 1982, 2003).
Изучение базидий и базидиоспор у плодовых тел исследуемых штаммов показало, что размер спор штаммов Bs83 и Bs84 сравним со спорами штамма Bs26 (надежность - более 98%) (табл. 4). Споры штамма Ас83 мельче, чем споры штаммов Bs26, Bs83 и Bs84, но крупнее, чем споры четырехспоровых штаммов Bs94 и Bs423.
Таблица 4.
Размер спор у разных штаммов рода Agaricus.
Штамм Размер спор N (число измерений)
Длина, мкм Ширина, мкм
Bs 83 (лабораторный изолят) 7,37 ± 0,62 5,23 ± 0,55 162
Bs84 (лабораторный изолят) 7,54 ± 0,55 5,56 ± 0,47 100
Bs94 5,6 + 0,36 4,46 ± 0,42 100
Bs26 7,24 ± 0,6 5,39 ± 0,57 100
Bs423 4,4 ± 0,43 3,3 ± 0,32 100
Bs83 (природный изолят) 7,49 ± 0,65 5,88 + 0,59 100
Bs84 (природный изолят) 7,04 + 0,88 5,695 ± 0,56 100
Ас83 (природный изолят) 6,46 ± 0,77 5,46 ± 0,5 100
Измерение базидий лабораторных изолятов штаммов Вб83 и Вз84 показало, что ширина базидий исследуемых штаммов в 1,3 раза больше, чем у штамма Вб94 и в 1,5 раза больше, чем у штаммов Вэ26 и Вб94. Длина стеригм превышает длину стеригм у других штаммов А. Ыэрогиз более чем в 2 раза, а ширина стеригм - в 2-4 раза (табл. 5). При этом размер ядер у штаммов Вэ83 и Вб84 на всех стадиях морфогенеза базидий несколько меньше, чем у штамма Вэ26. Надежность измерений - более 97%.
Таблица 5.
Размер базидий и стеригм разных штаммов А. Ызрогив.
штамм ширина базидий n размер стеригм п
длина ши рина
в нижней части* в средней части
Bs94 5,44 ± 0,65 11 2,07 ± 0,36 0,98 ±0,1 0,6 ±0,11 29
Bs423 4,75 ± 0,34 17 1,94 ±0,27 0,94 ±0,1 0,48 ±0,11 32
Bs26 4,7 ± 0,5 21 2,28 ± 0,59 1,29 ±0,36 0,79 ± 0,09 30
Bs83 7,3 ±0,75 15 4,43 ±0,87 2,54 ± 0,5 1,99 ±0,6 28
Bs84 7,1 ±0,45 18 3,6 ±0,45 1,96 ±0,28 1,6±0,13 33
где п - число измерений,
* - ширина стеригм в месте соединения с базидией
Исследование изоферментных спектров неспецифических эстераз методом электрофореза у штаммов рода Адапсив.
Проведено сравнение электрофоретических спектров неспецифических эстераз исследуемых штаммов Вб83, Вэ84 и Ас83 с другими штаммами вида А. Ыврогш и видами А. БйуаЫсиз, А. Ькогдшв, А. агуепв/я, А. сатрез^э, РкигоЫэ оз^ваШв, Р. риЬпопапиз. На дендрограмме видно, что изоляты Вэ83 и Вэ84, ранее определенные как штаммы вида А. Ыв-рогив, кластеризуются вместе с другими штаммами шампиньона двуспо-рового (рис. 2). Штамм Ас83 с высокой степенью достоверности попадает в один кластер со штаммом АсА, относящемуся к виду А. сатреэЫз. Этот факт позволяет сделать вывод о том, что не идентифицированный штамм Ас8з является представителем вида А. сатрезМв.
33»'. I
33е.
174
58°.
40П
32П
61» ó
854 Vi
P5*b
8-1 »<ir
РТПг
-Bsl23
-Bs83
-Ю
_ßsS4 ¿bispoms
-Aba
- Bs94 J
1 Abiiomuis -AliiC J
-AsM 1,., .
_^ JAsiwkíís
-Ailiet Aamrozs
- Дг4 1
-ácsj г™***
-HK-35 Póstrenlas
-VP-1 РриЬпопшш
Рис.2. Дендрограммы сходства видов рода Agaricus по неспецифическим эс-теразам.
В нашем исследовании мы провели сравнение электрофоретических спектров эстераз у разных видов рода Agaricus, представителей разных экологических групп (гумусовые сапротрофы, подстилочные сапротрофы, сапротрофы-«гербофилы»). Было получено три больших достоверных кластера (рис.3). Первый кластер составляют виды A. bisporus (секция Duploannulatae, гумусовый сапротроф), A. bitorquis (секция Duploannu-latae, гумусовый сапротроф), A. xanthodermus (секция Xanthodermatae, сапротроф-«гербофил»). Второй кластер - A. excellens (секция Arvenses, подстилочный сапротроф), A. silvaticus (систематическое положение достоверно не установлено, подстилочный сапротроф), A. macrocarpus (секция Arvenses, подстилочный сапротроф), A. abruptibulbus (секция Arvenses, подстилочный сапротроф). Третий кластер - A. campestris (секция Agaricus, сапротроф-«гербофил»), A. arvensis (секция Arvenses, сапро-троф-«гербофил»). Систематическое положение штаммов дано по последним данным молекулярной систематики (Gemí et al., 2004; Kerrigan et al., 2005), принадлежность к экологической группе дана по работам Л.В.
Гарибовой (2003) и А.П. Григанського (1995). Мы предполагаем, что виды, принадлежащие к одной экологической группе, обладают сходной ферментативной активностью, так как в один кластер преимущественно объединяются виды - представители одной экологической группы. Исключение составляет штамм вида A. xanthodermus (Ах1517), который принадлежит к группе сапротрофов-«гербофилов», но объединяется вместе со штаммами видов A. bisporus и A. bitorquis (гумусовые сапротрофы). Причина этого явления, вероятно, в генетической близости секций Duploan-nulatae и Xanthodermatae, показанной рядом авторов на основании данных молекулярной систематики (Gemí et al., 2004; Kerrigan et al., 2005). По нашему мнению, исследование ферментативных спектров неспецифических эстераз методом электрофореза является подходящим методом для разделения штаммов и видов внутри рода Agaricus, определения видовой принадлежности неизвестных штаммов, установления принадлежности вида к экологической группе и т.д. Тем не менее, важно отметить, что в дальнейшем необходимо исследовать большее число видов рода для того, чтобы с уверенностью говорить о том, что является первопричиной объединения штаммов в один кластер - генетическая близость или принадлежность к той или иной экологической группе.
38%
29%г
61%
71%
56%
38% г
56%r
82%
63% г
83%г
И)%
78%г
Abispom
"jAiitopii
AsOmtkus АйЬту&Ьи&щ
jAeampfsirá
J/lfliwniif Рриксж'ш
Рис.3. Дендрограммы сходства видов рода Agaricus по неспецифическим эс-теразам.
-Bs26
- Bs423
- BsW • Axl5I7 Amtkoderms -Bit -BiC
- At 145 Amllms
- Aml50 Amamcapts -AsM
- Aa284
- Ac83 -M -Mel
- Aa53 -YP-1
Для видов рода Agaricus характерна большая вариабельность макро-морфологических признаков (Гарибова, 2003; Challen et al., 2003), поэтому в настоящее время систематика рода основывается преимущественно на исследовании ДНК различными методами (Calvo-Bado et al., 2000; Challen et al., 2003; Gemí et al., 2004 и др.), которые достаточно дороги и не всегда доступны. Помимо анализа ДНК, наиболее надежными методами установления видового статуса изолятов являются гибридизация и изозим-
ный анализ (Micales, Bonde, 1995; Calvo-Bado et al., 2000 и др.). Но эти критерии, будучи применимы поодиночке, не всегда являются достаточно достоверными для установления видовой принадлежности штаммов рода Agaricus. Так, например, для ряда представителей первичногомоталлич-ной популяции A. bisporus var. eurotetrasporus Callac et Guinberteau характерна частичная интерстерильность по отношению к другим штаммам А. bisporus и полная несовместимость с представителями собственной вариации (Callac et al., 1998А). Для проведения изозимного анализа необходима максимальная стандартизация условий, так как на экспрессию генов влияет множество факторов (состояние окружающей среды, стадия жизненного цикла и т.д.) (Harris et al., 1976; Paranjipe et al., 1979; Можина и др., 1993); кроме того, необходимо найти мономорфный локус и точно определить пределы вариабельности внутри таксона (Micales, Bonde, 1995). Поэтому для установления видовой принадлежности организма не достаточно использование одного критерия, а только комплекса культурально-морфологических, биохимических, цитологических и генетических критериев.
Глава 4. Особенности макро-, микроморфологии и ультраструктуры мицелия видов рода Agaricus при росте на разных типах
сред
Настоящая глава посвящена изучению вегетативного роста и структуры мицелия видов рода Agaricus при различных условиях культивирования.
Макроморфология роста мицелия на средах СА, КГА, ГА.
Большинство гетерокариотических колоний видов рода Agaricus формировали колонии типов «С» и «В» на средах СА и КГА, но при этом значительно отличались между собой по ряду признаков: степени развития воздушного мицелия, зональности колоний, их плотности, способности к формированию секторов, скорости роста. На ГА все исследуемые штаммы формировали колонии типов «В», реже «А». Колонии гомокариотических штаммов имели сходную макроморфологию и принадлежали к морфологическому типу «А» (реже «В»),
Типы колоний даны по классификации Л.В.Гарибовой (1964): С - быстрорастущие колонии (12-е сутки роста, СА, диаметр колоний более 55 мм), с хорошо развитым воздушным мицелием; А - медленно растущие колонии (12-е сутки роста, СА, диаметр колоний менее 20 мм), воздушный мицелий развит слабо или не развит совсем; В - переходные от медленнорастущих к быстрорастущим колониям (12-е сутки роста, СА, диаметр колоний 30-40 мм), воздушный мицелий слабо развит.
Микроморфология роста штаммов рода Agaricus на агари-зованных средах.
Микроморфология вегетативного поверхностного мицелия гомо- и гетерокариотических штаммов рода Agaricus была изучена в субапикальной зоне роста у молодых (7-е сутки роста) и более старых (28-е сутки рос-
та) культур, в результате чего было выявлено многообразие морфологических форм вегетативного мицелия в процессе роста на агаризованных средах. Оно было представлено:
- обычным мицелием (толщиной 2-4,5 мкм), который преобладал на ранних стадиях развития у всех исследуемых штаммов на средах СА, КГА, ГА. Обычный мицелий был в той или иной мере инкрустирован кристаллами оксалата кальция, при росте на ГА практически вся поверхность гиф была покрыта кристаллами оксалата различной формы.
Для штаммов вида A. bitorquis на 7-е сутки роста на СА отмечена бо-родавчатость на гифах (рис. 4). Природа этого явления до конца не ясна, некоторые авторы рассматривают бородавчатость как выделение экссудата (Stalpers, Vulg, 1983) или формирование кристаллов оксалата кальция особой формы (Гарибова, 1982), У ряда штаммов видов А. campestris, A. bisporus, A. arvensis, A. xanthoderma, A. silvaticus преимущественно на более поздних стадиях роста (28-е сутки) на средах СА и КГА обычный мицелий формирует тяжи из параллельно идущих гиф и петли. Подобные структуры были ранее описаны для ряда грибов (Miller, 1971; Pantidou et аЦ 1983; Бухало, 1988), и в том числе для видов рода Agaficus (Molitoris et al., 1996).
- тонким мицелием (толщиной 1-1,5 мкм), который присутствовал у всех штаммов на СА на более поздних стадиях роста (начиная с 28-х суток роста), а у некоторых штаммов уже на 7-е сутки роста (штаммы АсА {Л. campestris), Aahet (A, arvensis), AsM (A, silvaticus), U3 (A. bisporus)) (рис. 5). Подобный мицелий был ранее описан Ноблсом, как нитевидный, асеп-тированный мицелий дереворазрушающих грибов (Nobles, 1965). К сожалению, в работе не представлены фотографии и размеры, а только рисунки данного типа мицелия. Позднее подобный мицелий был обнаружен О.В.Камзолкиной (2005) у ряда штаммов A. bisporus (на 28-е сутки роста), P. ostreatus и P. pulmonarius (на 7-е сутки роста) и назван поисковым по аналогии с «хоминговым» мицелием у грибов, отвечающим за специфическое взаимодействие артроконидий с гифами или гиф с гифами (Brodie, 1972; Fries, 1983). Для остальных видов рода Agaricus такой мицелий описан впервые. На КГА и ГА дифференциация на обычный и тонкий мицелий отсутствует.
Рис.4. Бородавчатость на гифах штаммов A.bitorquis (СА, 7-е сутки роста).
Рис.5, Обычный и тонкий мицелий (указан стрелкой). Штаммы Вз26 (А.Ыхрогиь) (слева, СА, 28-е сутки роста) и Ш (А.Ызрогиз) {СА, 7-е сутки роста).
- фрагментами мицелия (одноклеточными или многоклеточными), которые присутствуют па более поздних этапах развития на СА и КГА (28-е сутки роста) (рис. 6). Они, как правило, короче клеток обычных вегетативных гиф и, по-видимому, выполняют функцию вегетативного размножения культуры. Особенно сильно был фрагментаровал мицелий гомока-риотических штаммов. При росте на ГА мицелий всех штаммов образовывал большое количество фрагментов уже на 7-е сутки роста. Мицелий некоторых штаммов практически полностью состоял из фрагментов мицелия (штаммы Вй423 (А. Ызрогиз), АаЬег (Л. агиеп${$)).
- хламидоспороиодобными клетками и хламидоспорами, которые также наблюдали на более поздние сроки развития (рис. 7). Данные структуры, по-видимому, служат для перенесения неблагоприятных условий.
I
I
I I
Рие.б. Фрагменты мицелия. Штаммы Рис.?. Хламидоспоры и хламидоспоропо-
Вз83-4 {А.Ыхрогиз) (слева, СЛ, 7-е су- добиые клетки. Штаммы Вк94
тки роста) и В?423 (А.ЬЦрогш) (КГА, (А.Ыврогщ) (слева, СА, 28-е сутки роста)
28-е сутки роста) и В$26 {А.Ыярогш) (СА, 28-е сутки роста)
I <1 л '.II
Макро- и микроморфология мицелия штаммов рода Адагг-сия при росте в глубинной культуре (ГК).
Для штаммов рода Адапсиз характерен рост в форме пеллет в глубинной культуре. Виды штаммов А. Ызрогш и А. Ь^огдтв в глубинной культуре формировали округлые плотные или рыхлые пеллеты 2-15 мм в диаметре в количестве 15-20 штук на колбу (штаммы вида А. Ызрогиэ) и до 50 штук (штаммы вида А. Ьйощшз). Сухая биомасса составляла 4-5 г/л у штаммов вида А Ызрогиз и 8-12 г/л у штаммов вида А. Ьйогдшз. Для остальных изученных в работе штаммов сухая биомасса мицелия при росте в глубинной культуре не превышала 2,5 г/л, пеллеты мелкие, овальные, размером не более 3x2 мм. Штаммы вида А. сатрез^в не росли в глубинной культуре при данных условиях.
Глубинный мицелий слабо ветвился, иногда гифы содержали большое количество липидных капель и вакуолей. Для всех штаммов на 7-е сутки роста была характерна тенденция к фрагментации мицелия и образованию коротких, округлых, хламидоспороподобных клеток, располагающихся терминально или интеркалярно, одиночно или цепочками. Степень фрагментации мицелия значительно возрастала по мере старения мицелия. Мицелий некоторых штаммов на 28-е сутки роста в ЖС практически полностью состоял из фрагментов (штаммы Вэ94, Вэ26 (А. Ызрогиз), АаЬс! (А. агиепзгБ), все гомокариотические штаммы). Ни для одного из исследуемых штаммов в ГК не обнаружена дифференциация мицелия на обычный и тонкий.
Прижизненное исследование митохондрий у клеток поверхностно растущего и глубинного мицелия изучаемых видов рода Адапсиз было проведено на 3-й, 7-е, 12-е и 28-е сутки роста в трех зонах гифы: зона 1 -апикальный фрагмент гифы (до 30 мкм от апикального кончика); зона 2 -клетки мицелия, удаленные от апикального кончика (30-100 мкм); зона 3 - зрелые клетки мицелия (более 100 мкм от апикального кончика).
Данное исследование позволило выделить два типа распределения зернистых и палочковидных митохондрий (отвечающих разному состоянию хондриома) при росте мицелия штаммов рода Адапсиз на разных типах сред. Первый тип наблюдали преимущественно у молодого (3-14 суток роста) мицелия исследуемых штаммов, выращенного на агаризованных средах (СА, КГА), а также в клетках глубинного мицелия штаммов А. Ы-¿огдшв. Для этого типа характерны мелкие зернистые митохондрии в апикальной зоне (зона 1), длинные палочковидные в субапикальной зоне (зона 2) и зернистые, полученные в результате фрагментации палочковидных митохондрий в зрелых клетках мицелия (зона 3) (рис. 8, А).
Второй тип наблюдали преимущественно в клетках глубинного и стареющего мицелия штаммов рода Адапсиз при росте на СА и в клетках мицелия гомокарионов, а также в клетках молодого и стареющего мицелия штаммов Адатчст при росте на КГА и ГА. Для этого типа характерны шарообразные митохондрии в апикальной клетке (зона 1), скопления шаро-
образных митохондрий в виде отдельных конгломератов или единичные шаровидные митохондрии - в субапикальной зоне (зона 2) и отдельные шарообразные митохондрии в зрелых клетках мицелия (зона 3) (рис. 8, Б).
Зона 1 (до 30 мкм от апикального кончика) Зона 2 (30-100 мкм от апикального кончика) Зона 3(более 100 мкм от апикального кончика)
А. 1-й тип распределения хондриома Б. 2-й тип распределения хондриома
Рис.8. Типы распределение хондриома в клетках мицелия штаммов рода Agaricus при разных условиях роста (окрашивание родамином).
Исследование ядерного аппарата вегетативного мицелия при разных условиях культивирования (среды СА, ЖС) проводили по таким параметрам, как размер интерфазных ядер, количество ядер в клетках и ядерно-плазменное отношение (ЯПО) (количество ядер, отнесенное к длине гифы, в которой производился подсчет).
Ядра в клетках поверхностного и глубинного мицелия (7-е сутки роста) располагались в основном в центральной части гифы, по отдельности, крайне редко по два или собраны в группы. Размер ядер в клетках поверхностной культуры разных штаммов составлял 2,5 - 3,5 х 1 - 1,6 мкм при окрашивании реактивом ДАПИ, форма ядер в основном округлая или ве-ретеновидная. Размер ядер в клетках глубинной культуры был значительно меньше по сравнению с поверхностной культурой у всех исследуемых штаммов и составлял в среднем 1-2 х 1-1,6 мкм. По форме большинство ядер были округлыми или овальными. Окрашивание тонкого мицелия реактивом ДАПИ не показало присутствия в нем ядер.
Количество ядер в клетках поверхностного мицелия на 7-е сутки роста варьируровал у разных штаммов, но в основном клетки мицелия штаммов рода Адапсив содержали от 1 до 8 ядер, при преобладании 2-5 ядерных клеток. Для мицелия возрастом 28 суток и глубинного мицелия было характерно уменьшение среднего количества ядер на клетку. Значительно возрастало количество безъядерных клеток (у разных штаммов оно варь-ирровало от 6% до 80% от общего числа клеток) и клеток с небольшим количеством ядер (от 1 до 3). Исключением из общей картины является вид А. ЬИощик, клетки которого сохраняли стабильное дикариотическое состояние, как при естественном старении мицелия (28-е сутки роста), так и при росте в ЖС.
Кроме того, для глубинного мицелия было характерно более низкое значение ЯПО по сравнению с поверхностной культурой, как в субапикальной, так и в апикальной зонах роста мицелия (табл. 6). У штаммов видов A. bisporus и A. bitorquis ЯПО в поверхностной культуре превышало ЯПО в глубинной культуре в 1,3 - 2,16 раз (у штамма Bit значения ЯПО в поверхностной и глубинной культурах практически не отличались). У штаммов остальных видов ЯПО в поверхностной культуре превышало ЯПО в глубинной культуре в 2,16 - 6,25 раз.
Таблица 6.
ЯПО в апикальной и субапикальной зонах поверхностного и глубинного мицелия штаммов рода Agaricus.
Вид Штамм ЯПО (на 10 mkm длины гифы) ЯПО (ПК)/ ЯПО (ГК) N
Поверхностная культура Глубинная культура
Апикальная зона Субапикальная зона Апикальная зона Субапикальная зона Алик Суб-апик
A.bisporus Bs26 1,4 ±0,28 1,22 ±0,26 0,73 ± 0,2 0,6 ±0,23 1,91 2,03 100
Bs 94 1,61 ±0,14 1,12 ± 0,17 0,92 ±0,41 0,65 ±0,18 1,75 1,72 100
Bs423 1,9 ±0,32 1,51 ±0,21 1,26 ±0,3 0,7 ± 0,2 1,5 2,16 100
Bs83 1,33 ±0,29 1,01 ±0,31 0,7 ±0,18 0,47 ±0,16 1,9 2,15 100
из 1,26 ±0,3 1,15 ±0,25 0,61 ±0,25 0,55 ± 0,22 2,06 2,09 100
A.bitorquis Bit 0,97 ±0,18 0,55 ±0,14 0,85 ± 0,27 0,58 ±0,21 1,14 0,98 100
BiC 1,4±0,18 0,96 ±0,26 1,03 ±0,25 0,68 ±0,14 1,36 1,44 100
A.arvensis Aahet 1,03 ±0,21 0,92 ±0,39 0,48 ±0,27 0,22 ±0,11 2,15 4,18 100
Aa5.3 1,73 ±0,12 1,25 ±0,25 0,43 ±0,14 0,2 ± 0,08 4,02 6,25 100
A.xanthodermus Axl517 1,46 ±0,12 0,85 ± 0,28 0,73 ±0,15 0,38 ±0,17 2 2,23 100
A.süvaticus AsM 1,73 ±0,43 1,33 ±0,31 0,78 ±0,19 0,48 ±0,27 2,22 2,77 100
AsY 1,65 ±0,29 1,27 ±0,33 0,63 ± 0,24 0,37 ±0,14 2,62 3,43 100
A.abruptibulbus Aa284 1,3 ±0,2 0,95 ±0,19 0,6 ±0,16 0,3 ±0,17 2,16 3,17 100
A.exceUens Ael45 1,93 ±0,16 1,33 ±0,43 0,76 ± 0,27 0,3 ±0,11 2,54 4,43 100
A.macrocarpus Aml50 1,8 ±0,19 1,15 ±0,35 0,83 ± 0,37 0,42 ± 0,23 2,17 2,74 100
Таким образом, микроморфология глубинного мицелия отличается от микроморфологии равновозрастного поверхностного мицелия по целому ряду признаков: тенденции к повышенной фрагментации мицелия и образованию хламидоспороподобных клеток, преобладанием зернистых митохондрий, размером и формой ядер, средним числом ядер на клетку и значением ЯПО. По вышеперечисленным показателям глубинный мицелий возрастом 7 суток напоминает стареющий поверхностный мицелий возрастом 28 суток. Ранее была высказана гипотеза об ускоренном старении клеток мицелия штаммов вида A. bisporus под действием стресса (глубинное культивирование) (Камзолкина, 2005). Изменение формы ядер и уменьшение числа ядер на клетку отмечено в литературе для стареющих клеток плодовых тел (Степанова, Васильев, 1994). Кроме того, наиболее значительные изменения происходят в клетках тех штаммов, которые хуже всего растут в глубинной культуре (A. arvensis, A. silvaticus, A. xanthodermus), наименее - в клетках мицелия A. bitorquis, лучше всего растущего в глубинной культуре.
Анализ ультраструктуры клеток поверхностного и глубинного мицелия разных видов рода показал значительные отличия на уровне клеточных покровов и митохондрий.
Клеточные покровы.
Клеточные стенки (КС) в поверхностной культуре исследуемых штаммов имели типичную для базидиомицетов слоистую структуру и состояли из 1-2, реже 3 слоев разной электронной плотности. Клеточные стенки в глубинной культуре были в 1,2 - 1,6 раз толще, чем в поверхностной культуре у всех исследуемых штаммов (рис. д) и состояли, как правило, из большего количества слоев (3-6). В КС большинства исследуемых штаммов наблюдали линзовидные включения, имеющие тонкогранулярную структуру, которые, вероятно, имеют белковую природу (Козлова, Камзолкина, 2004). В апикальном кончике растущей гифы, как в поверхностной, так и в глубинной культуре наблюдали группы везикул и муль-тивезикулярные тела, которые являются компонентами апикального тельца и отвечают за синтез компонентов КС (Grove, Bracker, 1970; Gir-bardt, 1979). В апикальном кончике тонкого мицелия наблюдали микро-филаменты и не наблюдали везикул, что говорит, вероятно, об ином способе синтеза КС тонкого мицелия.
У штаммов вида A.carvensis большая часть содержимого клеток в ГК была разрушена. В клетках штамма этого вида не сохранилось каких-либо различимых компонентов, за исключением скоплений пузырьков, трубочек и вакуолей различного размера. КС представлена одним тонким слоем средней электронной плотности и значительно тоньше КС в поверхностной культуре (в 1,5 раза) (рис. 9)
U «
£ 3
о
ь
Ь А
т г с 1
i Т i t о
гшгт 1 Fl 1 1 1 1 1 ■ Г 1 1 ■VI 111 Г 1 11 11 III Fl 1 ¡1
1 Поверхностная культура ¡Глубинная культура
ш
ш
1.Г1
| &
Я* си си
> > > > > % s & а !
сл со
Рис.9. Толщина клеточной стенки у разных штаммов и видов рода Адапсив при росте в поверхностной и глубинной культурах (7-е сутки роста).
Митохондрии.
На срезах клеток поверхностно растущего мицелия профили митохондрий выглядели довольно крупными относительно размеров клетки, преимущественно удлиненными или гантелеобразными в сечении структурами {рис. 10). Б среднем на продольный срез клетки приходилось 3-6 крупных митохондриальных профилей. Количество м итохонд р и а ль н ы х профилей значительна возрастало при культивировании в >КС и достигало 10-15 штук на срез. При этом форма митохондриальных профилей была преимущественно шаровидная, и их размеры были значительно мельче митохондриальных профилей на срезах клеток поверхностной культуры. Внутренняя мембрана митохондрий в ГК формировала пластинчатые кристы, реже встречались митохондрии с невыраженными кристами.
Наружная мембрана митохондрий в ГК большинства исследуемых штаммов была тесно ассоциирована с рибосомами (рис. 10). Степень выраженности данного признака напрямую связана со способностью роста штаммов в ГК. Так, у штаммов, лучше всего растущих в ГК (A. bitorquis, BS423), ассоциации митохондриалыюй мембраны с рибосомами обнаружено не было.
У некоторых штаммов (Bit, BiC (A. bitorquis), АсА, Ас83 (A. campestris), Bs26 (A. bisporus)) наблюдали единичные случаи локализации рибосом на наружной мембране митохондрий в поверхностной культуре, являющиеся, вероятно, случайным событием или связанным с начальным этапом старения клеток. У штаммов Аа284 (A, abruptibulbus) и Bs423 (A. bisporus) наблюдали большое количество рибосом на наружной мембране митохондрий в поверхностной культуре.
а б в
Рис.10. Морфология митохондрий штаммов родаА%аПси$ а - в поверхностной культуре (штамм АаЬе1 (А. ап>ежщ))
б, в - в глубинной культуре (б - штамм Ае145 (А. ехсеИет)\ в - Ат150 (А. тасгосагри$)).
В литературе описана связь внешней митохондриалыюй мембраны с цитоплазматическими рибосомами в клетках Saccharornyces cerevisiae (Kellems, Butow, 1972; Watson, 1972; Kellems et al., 1974; KelleMs, Butow,
1974; Kellems et al., 1975), Rhodothorula rubra (Keyhani, 1973), покоящихся спорах Dictyostelium discoideum (Cotter et al., 1969), клетках млекопитающих (Fünfschilling, Rospert, 1999; Ades, Butow, 1980; McKenzie, Payne, 2004). Предполагается, что механизм связывания рибосом с внешней ми-тохондриальной мембраной подобен механизму связи рибосом с эндо-плазматическим ретикулумом (ЭПР) (Kellems, Butow, 1972). Показано, что количество связанных с митохондриями рибосом увеличивается в клетках, в которых идет активный синтез белков, и уменьшается, как только темпы синтеза протеинов падают (Kellems et al., 1975). Предполагают, по аналогии с ЭПР, что связанные рибосомы селективно осуществляют перенос митохондриальных белков, синтезируемых на цитоплазматических рибосомах, внутрь митохондрий ко-трансляционно или сразу после окончания трансляции. На основании этих данных, можно предположить, что в случае с глубинным культивированием штаммов рода Agaricus происходит интенсивный синтез белков, связанных с условиями роста под действием стресса.
Важно также отметить, что для ГК характерно преобладание шероховатого ЭПР, в отличие от ПК, где больше гладкого ЭПР, что также является признаком активного синтеза белков в ГК (Loeb et al., 1967; Lee et al., 1971).
Влияние ингибиторов на рост штаммов Agaricus и Pleurotus.
Мы исследовали влияние ингибиторов транскрипции и трансляции белков на рост мицелия в глубинной культуре разных штаммов рода Agaricus (Bs26, BS423 (A. bisporus), Aahet (A. arvensis), Аа284 (А. abruptibulbus)), которые принадлежат к разным экологическим группам и обладают разной способностью к росту в ГК. Для сравнения мы взяли штамм VP-i (P. pulmonarius), для которого характерен хороший рост мицелия в глубинной культуре, с формированием большого количества округлых плотных и рыхлых пеллет разного размера (сухая биомасса составляет 15-20 г/л). Для наших исследований мы взяли следующие ингибиторы: актиномицин D (ингибитор транскрипции), эритромицин и хло-рамфеникол (ингибиторы трансляции белков). Все исследуемые ингибиторы значительно тормозили рост мицелия видов родов Agaricus и Pleurotus в поверхностной культуре (Imbernon, 1978; Matsumoto, Fukumasa-Nakai, 1993).
Для всех исследуемых нами штаммов шампиньона Bs26 (А. bisporus), Aahet (А. arvensis), Аа284 (А. abruptibulbus)) характерно улучшение роста мицелия при добавлении в среду ингибиторов. Это выражалось в увеличении числа колоний на колбу и среднего размера колоний, изменении микроморфологии мицелия (в частности, уменьшалось число фрагменти-рованных и сильно вакуолизированных гиф), увеличении сухой биомассы (у штамма Bs26). У всех штаммов в той или иной степени менялась морфология митохондрий, а у штаммов Bs26 и Bs423 при росте в присутствии ингибиторов практически все клетки в субапикальной зоне содержали ни-
тевидные митохондрии. На ультраструктурном уровне не наблюдали связи рибосом с внешней митохондриальной мембраной у всех исследуемых штаммов при воздействии эритромицином и хлорамфениколом.
Обратную картину наблюдали у штамма YP-1 (P. pulmonarius), для которого было характерно ингибирование роста при добавлении антибиотиков в глубинную культуру. Это выражалось в уменьшении среднего числа колоний на колбу, увеличении числа сильно вакуолизированных и извитых, сильно ветвящихся гиф, а также фрагментов мицелия. Кроме того, большое количество гиф содержали шаровидные зернистые митохондрии в субапикальной зоне гифы.
Вероятно, добавление в глубинную культуру ингибиторов транскрипции и трансляции блокирует синтез белков, участвующих в процессе ускоренного старения грибной клетки. Доказательством тому является улучшение роста штаммов шампиньона в глубинной культуре под действием ингибиторов, изменение формы митохондрий в зоне 2, отсутствие связи рибосом с внешней мембраной митохондрий. Подобное действие ингибиторов на рост грибов активно используется многими авторами для получения косвенных доказательств существования апоптоза в клетках Sac-charomyces сerevisiae (Tomasz, Waks, 1975; Madeo et al., 1999; Lewis, 2000; Holbrook, Menninger, 2002). Добавление ингибиторов в среду оказало неблагоприятное влияние на рост штамма вешенки в глубинной культуре, хотя этот штамм хорошо растет в глубинной культуре без них. В данном случае клетки мицелия не подвержены ускоренному старению и, соответственно, используемые ингибиторы тормозят рост в глубинной культуре аналогично тому, как это происходит в поверхностной культуре.
Заключение.
Для всех штаммов и видов рода Agaricus описаны общие цитологические признаки, наблюдаемые при естественном старении мицелия (28-е сутки роста) и под действием стрессовых факторов (высокая температура, глубинное культивирование, бедная по азоту среда) (рис. 11).
Изменения на уровне организма могут быть обратимыми (замедление роста, образование фрагментов мицелия и хламидоспороподобных клеток) и необратимыми (остановка роста и образование нежизнеспособных пропагул).
Изменения на уровне клеток мицелия затрагивают ядерный аппарат и хондриом. Они проявляются в уменьшении числа ядер на клетку и размера ядер, в преобладании зернистых митохондрий в субапикальной зоне, в прогрессивном развитии тесной ассоциации внешней мембраны митохондрий с рибосомами и возрастании вакуолизации цитоплазмы. Провести четкую границу между обратимыми и необратимыми изменениями в клетках мицелия на данном этапе исследований не представляется возможным. В том случае, когда необратимые изменения в мицелии затрагивают все клетки, происходит гибель всего грибного организма.
Стрессовое воздействие I
Глубинное культиви-1 рование I Высокая температура ! Бедная по азоту среда { (голодание) !
Молодой мицелий
Стареющий мицелий
Изменения на у! зовне организма
Обратимые Необратимые
- Замедление скорости роста; - Образование фрагментов мицелия и хламидоспоро-подобных клеток - Остановка скорости роста; -Образование нежизнеспособных пропагул
_Изменения на уровне клетки_
- Изменение состояния ядерного аппарата (изменение размера и формы ядер, уменьшение среднего числа ядер на клетку и значения ЯПО);
- Изменение состояния хондриома (преобладание зернистых митохондрий в субапикальной зоне гифы);
- Прогрессивное развитие тесной ассоциации рибосом с наружной митохондриальной мембраной._
Гибель клеток и организма
Рис. 11. Последовательность событий, происходящих в мицелии видов рода Agariclls в процессе роста и под действием стрессовых факторов.
Приведенная последовательность событий, происходящих в мицелии 31 штамма 9 видов рода Адаггсиз (рис. 11), наблюдаемая в процессе естественного старения клеток мицелия, растущего на лабораторных средах, и под действием стрессовых факторов, указывает на существование онтогенетической программы развития и гибели клеток мицелия грибов из рода Адапсив.
Проведенные исследования позволяют заполнить существовавший ранее пробел в знаниях программы онтогенетического старения клеток мицелия видов рода АдапсиБ.
Выводы
1. Комплексное цитологическое исследование 31 штамма из 9 видов рода Адапсш в поверхностной и глубинной культурах на разных средах позволило выявить ряд общих черт и особенностей, характерных для видов, принадлежащих к определенной экологической группе.
2. Впервые для видов А. Ьиощшз, А. ехсеИепв, А. тасгосагрив, А. хапЛо-йеттиэ, А. агиеп$15, А. сатревЫз, А. аЬгирИЬи1Ьш, А. зИиаНст показана дифференциация поверхностного мицелия на два структурно отличных типа: основной вегетативный мицелий и его производное - тонкий безъядерный мицелий.
3. Впервые проведен анализ изоферментного набора неспецифических эстераз у 9 видов рода Адапсиз, принадлежащих к гумусовым сапротро-фам, подстилочным сапротрофам и сапротрофам-«гербофилам». Показано сходство электрофоретических спектров у видов, относящихся к одной экологической группе.
4. Охарактеризованы основные критерии отбора дикорастущих штаммов вида А. Ьгврогив на примере трех выделенных из природы изолятов: Вввз, Вэ84 (вид А. Ызрогиз) и Ас8з (вид А. сатрезичя). Показана необходимость комплексного подхода (изучение культурально-морфологических, биохимических, цитологических и генетических свойств штаммов) для определении систематического положения представителей рода Адапсив.
5. Показана общность процессов старения мицелия при длительном росте на бедной по азоту агаризованной среде, на несбалансированной жидкой среде и при экстремально высоких температурах на макро-, микроморфологическом и ультраструктурном уровнях. Признаками этого процесса являются: замедление скорости роста мицелия, формирование колоний без воздушного мицелия, фрагментация мицелия и образование хламидоспороподобных клеток, изменение состояния хондриома, уменьшение числа ядер на клетку и размера ядер, прогрессивное развитие тесной ассоциации внешней мембраны митохондрий с рибосомами, вакуолизация цитоплазмы.
6. Продемонстрировано положительное влияние ингибиторов транскрипции и трансляции белков на рост глубинного мицелия, присутствие которых тормозит развитие каскада процессов старения глубинного мицелия.
7. Охарактеризовано два типа распределения хондриома у видов рода Адапсш при росте на разных средах. Показано преобладание нитевидных митохондрий в субапикальной зоне гифы при благоприятных условиях роста и преобладание шаровидных митохондрий при неблагоприятных условиях роста (повышенная температура, глубинное культивирование и других).
Список работ, опубликованных по теме диссертации
1. Козлова М.В., Волкова В.Н., Панчева Е.В. Цитологические исследования го-МО-, гетеро- и псевдогомоталлических штаммов Agaricus bisporus (Lange) Imbach с разными типами жизненных циклов// Тезисы 7-й пущинской школы -конференции молодых ученых «Биология - наука XXI века», 13-16 апреля 2003г. Пущино. 2003. С. 249.
2. Панчева Е.В., Волкова В.Н., Камзолкина О.В. Количественное определение ДНК в ядрах шампиньона двуспорового при окрашивании реактивом ДАПИ // Цитология. 2004. Т.46, №4. С. 381-384.
3. Dyakov M.Yu., Kozlova M.V., Pancheva E.V., Kamzolkina O.V., Dyakov Yu.T. Structure of vegetative surface mycelium of Pleurotus pulmonarius II Тр. между-нар. конф., посвященной 100-летию начала работы профессора A.C. Бондарце-ва в Ботаническом институте им. В.Л.Комарова РАН. Санкт-Петербург, 24-28 апреля 2005. Т. 1.С. 172-174
4. Панчева Е.В., Камзолкина О.В. Макро- и микроморфология видов рода Agaricus в поверхностной и глубинной культурах // Тр. междунар. конф., посвященной 100-летию начала работы профессора A.C. Бондарцева в Ботаническом институте им. В.Л.Комарова РАН. Санкт-Петербург, 24-28 апреля 2005. Т.2. С. 67-71.
5. Камзолкина О.В., Дьяков Ю.Т., Козлова М.В., Панчева Е.В., Дьяков М.Ю. Смешанные культуры вешенки и дрожжей. // Труды третьего съезда общества биотехнологов России им. Ю.А.Овчинникова. Москва. 25-27 октября 2005. С. 109-110
6. Камзолкина О.В., Гришанина А.Н., Панчева Е.В., Волкова В.Н., Козлова М.В. Микроморфологические особенности штаммов Pleurotus pulmonarius (Fr.)Quel. и P.ostreatus (Jacq.)P.Kumm., культивируемых отдельно и совместно с дрожжами // Цитология. 2006. Том 48, №2. С. 153-160.
7. Kamzolkina O.V., Volkova V.N., Kozlova M.V., Pancheva E.V., Dyakov Yu.T., Callac Ph. Karyological evidence for meiosis in the three different types of life cycles existing in Agaricus bisporus //Mycologia. 2006. V.98 (5). P. 763-770.
8. Матросова E.B., Камзолкина O.B. Ультраструктура клеток мицелия видов рода Agaricus в поверхностной и глубинной культурах // Материалы I (IX) конф. молодых ботаников в Санкт-Петербурге (21-26 мая 2006 года). СПб: изд-во ТЭТУ, 2006. С. 287-288.
9. Камзолкина О.В., Козлова М.В., Матросова Е.В. Особенности ультраструктуры клеток в смешанной культуре вешенки и дрожжей. // Материалы междунар. конф., посвященной 75-летию Биологического факультета МГУ им. М.В.Ломоносова. Москва. 2006. С. 69-70.
10.Камзолкина О.В., Матросова Е.В. Особенности структуры и функционирования митохондрий мицелиальных грибов. // Материалы междунар. конф. «Физиология микроорганизмов в природных и экспериментальных системах» памяти профессора М.В.Гусева. Москва. 2006. С. 55.
11 .Камзолкина О.В., Матросова Е.В. Митохондрии грибов (Обзор). // Успехи общей и прикладной микологии (в печати).
Заказ № 24/04/07 Подписано в печать 09.04.2007 Тираж 100 экз. Усл. пл. 1,5
ООО "Цифровичок", тел. (495) 797-75-76; (495) 778-22-20 www.cfr.ru; е-таИ:т/о@с/г.ги
Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Матросова, Елена Викторовна
Сокращения
Введение.
Глава 1. Обзор литературы.
1.1. Систематика и экология рода Agaricus и вида Agaricus bisporus.
1.1.1. Систематика рода.
1.1.2. Экология рода.
1.1.3. Практическая значимость представителей рода.
1.2. Жизненный цикл агариковых грибов.
1.2.1. Общая характеристика.
1.2.2. Особенности жизненного цикла A. bisporus.
1.3. Характеристика ядерного аппарата видов рода Agaricus.
1.3.1. Вегетативный мицелий.
1.3.2. Плодовые тела (гимений и субгимепий).
1.3.3. Характеристика ядерных циклов вида A.bisporus.
1.4. Несовместимость у агариковых грибов.
1.4.1. Вегетативная несовместимость.
1.4.2. Половая несовместимость.
1.5. Методы и критерии отбора гомокарионов.
1.6. Использование изоферментов и метода электрофореза.
Глава 2. Материалы и методы.
2.1. Используемые в работе культуры.
2.2. Получение споровых отпечатков.
2.3. Питательные среды.
2.4. Поверхностное культивирование.
2.5. Глубинное культивирование.
2.6. Получение моноспоровых и мпогоспоровых культур.
2.7. Проведение гибридизации.
2.8. Получение плодовых тел Agaricus bisporus.
2.9. Микроскопия.
2.10. Электронная микроскопия.
2.11. Электрофорез.
Глава 3. Изучение свойств изолированных из природы штаммов 48 шампипьона двуснорового (.A.bisporus) и четырсхспорового штамма рода Agaricus.
3.1. Прорастание спор.
3.2. Скорость и характер роста мицелия
3.3. Определение ядерного статуса медленнорастущих культур.
3.4. Подтверждение ядерного статуса тестами на фертильность.
3.5. Гибридизация.
3.5.1. Гибридизация на чашках с КГА.
3.5.2. Гибридизация на зерне.
3.6. Плодовые тела.
3.7. Изучение базидий и базидиоспор у плодовых тел исследуемых 57 штаммов.
3.8. Исследование изоферментных спектров неспецифических эстераз 61 методом электрофореза у штаммов рода Agaricus.
Введение Диссертация по биологии, на тему "Цитологический и изоферментный анализ видов рода Agaricus Fr. emend. Karst."
Настоящая работа посвящена подробному исследованию 9 видов рода Agaricus, представителей экологических групп подстилочных сапротрофов, гумусовых сапро-трофов и сапротрофов-«гербофилов».
Представители рода Agaricus являются объектом пристального внимания многих исследователей. Прежде всего, это вид Agaricus bisporus (Lange) Imbach - культивируемый шампиньон. По объему производства плодовых тел этот гриб занимает первое место в мире, его выращивают более чем в 80 странах (Xu et al., 1997; Chang, 1999). Однако, одной из серьезных проблем в культивировании шампиньона является недостаток нового генетического материала для селекции сортов и штаммов (Дьяков и др., 1996; Гарибова, 2003). Во многих работах отмечен высокий уровень генетической гомологии коммерческих штаммов A. bisporus (Raper, 1987; Солиман, 1992; Можина и др., 1993). Анализ диких популяций показывает, что они содержат большое количество новых генотипов, не представленных в коллекциях культивируемых линий (штаммов), и, соответственно, могут служить источником нового генетического материала, необходимого для селекции штаммов и сортов культивируемого шампиньона двуспорового (Kerrigan, Ross, 1989; Raper, 1987). Проблема использования диких штаммов в селекции заключается в том, что в природе они встречаются крайне редко (Гарибова, 1964; Гарибова, 2003). Поэтому поиск и идентификация дикорастущих штаммов шампиньона могут быть очень полезны в качестве источника нового генетического материала.
Ряд других видов рода, такие как A.arvensis, A.bitorquis, A.blazei, A.macrosporus и др., также являются объектами промышленного культивирования или рассматриваются в качестве потенциально культивируемых видов (Calvo-Bado et al., 2000; Elliott, 1978; Kerrigan et al., 1999; Гарибова, 2003). Причем, помимо традиционно культивируемых в промышленном масштабе представителей гумусовых сапротрофов, ведутся работы по вводу в культуру представителей других экологических групп.
Для ряда видов рода описана противомикробная, противовирусная, противоалер-генная активность (Wasser et Weis, 1999; Бухало, 1988; Beelman et al., 2004). В плодовых телах и культуральном мицелии видов A.blazei и A.bisporus обнаружены вещества противоопухолевого действия (Ohno et al., 2001; Mizuno et al., 1999; Lin et Yang, 2006; Beelman et al., 2004). В этой связи особое внимание уделяется глубинному культивированию видов рода Agaricus, т.к. в процессе глубинного культивирования для многих грибов возможно быстрое и более дешевое получение биомассы, чем при выгонке плодовых тел, и, кроме того, в составе глубинного мицелия могут быть выделены соединения, которые отсутствуют в плодовых телах или превосходят их по могут быть выделены соединения, которые отсутствуют в плодовых телах или превосходят их по активности (Бухало, 1988; Mizuno et al., 1999; Lin, Yang, 2006).
Однако, несмотря на отмеченную многими авторами практическую значимость видов рода Agaricus, имеются лишь единичные разрозненные работы, посвященные цитологическому анализу видов рода. Наиболее подробно исследована цитология и ультраструктура вида A.bisporus (Evans, 1959; Степанова, Васильев, 1994; Камзолкина, 2005). Микроморфология поверхностно растущего вегетативного мицелия других видов рода была достаточно подробно изучена (Гарибова, 1982; Molitoris et al., 1996; Григапський, 1995), но известны лишь единичные работы, посвященные исследованию ультраструктуры клеток поверхностного мицелия (Козлова, Камзолкина, 2004), а исследования ядерного аппарата ограничены, как правило, подсчетом среднего числа ядер в клетке (Raper, 1976; Hou, Elliott, 1978; Raper, Кауе, 1978; Sonnenberg, Fritsche, 1989; Molitoris et al, 1996). Практически не проводился цитологический анализ глубинного мицелия, хотя эти виды являются перспективным объектом глубинного культивирования для получения быстрого роста мицелия в контролируемых условиях (Dijkstra et al., 1972; Высшие съедобные базидиомицеты., 1983; Бухало, 1988).
Показано, что виды из разных экологических групп требуют разных субстратов для роста, в том числе и в глубинной культуре (Lambert, 1961; Гарибова, 2003; Низковская 1972, 1978), поэтому необходимо подробное изучение микроморфологии, цитологии и ультраструктуры роста видов рода, принадлежащих к разным экологическим группам, на разных типах сред для понимания механизмов, контролирующих жизнедеятельность грибнойклетк" —----u et al., 1968; Bertrand, 1994; Sinclair et al., 1998; Jamet-Vierny et al., 1997). Изучение фоцессов старения у базидиальных грибов ограничены в основном работами голландских микологов, проведенными на базидиоме гриба A.bisporus (Umar et van Grinsven, 1997A, В). Было показано, что вид, A.bisporus является удобной моделью для изучения процессов старения грибной клетки (Камзолкина, 2005А, В), для которого характерно ускоренное старение мицелия при глубинном культивировании. Исследование роста в глубинной культуре других видов рода может явиться предпосылкой к более полному пониманию механизмов старения клеток базидиальных грибов.
Цель работы: провести комплексное морфолого-цитологическое исследование 9 видов рода Agaricus, принадлежащим к разным экологическим группам.
Для выполнения этой цели были поставлены следующие задачи:
1. Охарактеризовать критерии отбора дикорастущих штаммов вида A. bisporus.
2. Сравнить изоферментные спектры неспецифических эетераз у 9 видов рода Agaricus, представителей гумусовых сапротрофов, подстилочных сапротрофов и сапро-трофов-«гербофилов».
3. Исследовать макро- и микроморфологию мицелия 9 видов рода Agaricus при росте в поверхностной культуре на разных средах и при разных температурах.
4. Исследовать макро- и микроморфологию мицелия 9 видов рода Agaricus при росте в глубинной культуре.
5. Провести сравнительное описание ультраструктуры клеток мицелия видов рода Agaricus при росте в поверхностной и глубинной культурах.
6. Исследовать влияние ингибиторов транскрипции и трансляции белков па рост глубинного мицелия видов рода Agaricus.
Заключение Диссертация по теме "Микология", Матросова, Елена Викторовна
Выводы
1. Комплексное цитологическое исследование 31 штамм из 9 видов рода Agaricus в поверхностной и глубинной культурах на разных средах позволило выявить ряд ( общих черт и особенностей , характерных для видов, принадлежащих к определенной экологической группе.
2. Впервые для видов A.bitorquis, A. excellens, A.macrocarpus, A.xanthodermus, A.arvensis, A.campestris, A.abruptibulbus, A.silvaticus показана дифференциация поверхностного мицелия на два структурно отличных типа: основной вегетативный мицелии и его производное - топким безъядерным мицелии.
3. Впервые проведен анализ изоферментного набора неспецифических эстераз у 9 видов рода Agaricus, принадлежащих к гумусовым сапротрофам, подстилочным сапротрофам и гербофилам. Показано сходство электрофоретических спектров у видов, относящихся к одной экологической группе.
4. Охарактеризованы основные критерии отбора дикорастущих штаммов вида A.bisporus на примере трех выделенных из природы изолятов: Bs83, Bs84 (вид A.bisporus) и Ас83 (вид A.campestris). Показана необходимость комплексного подхода (изучение культурально-морфологических, биохимических, цитологических и генетических свойств штаммов) в определении систематического положения представителей рода Agaricus.
5. Показана общность процессов старения мицелия при длительном росте на бедной по агаризовапной среде, на несбалансированной жидкой среде и при экстремально высоких температурах на макро-, микроморфологическом и ультраструктуриом уровнях. Признаками этого процесса являются: замедление скорости роста мицелия, формирование колоний без воздушного мицелия, фрагментация мицелия и образование хламидоспороподобпых клеток, изменение состояния хондриома, уменьшение числа ядер на клетку и размера ядер, прогрессивное развитие тесной ассоциации внешней мембраны митохондрий с рибосомами, вакуолизация цитоплазмы.
6. Продемонстрировано положительное влияние ингибиторов транскрипции и трансляции белков на рост глубинного мицелия, присутствие которых тормозило развитие каскада процессов старения глубинного мицелия.
7. Охарактеризовано два состояния хопдриома у видов рода Agaricus при росте на разных средах. Показано преобладание нитевидных митохондрий в субапикальной зоне гифы при благоприятных условиях роста и преобладание шаровидных митохондрий при неблагоприятных условиях роста (повышенная температура, глубинное культивирование и др.).
Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Матросова, Елена Викторовна, Москва
1. Биосннтетическая деятельность высших грибов / Ширвина А.Н., Низковская О.В.,
2. Фалина Н.Н. и др. Л.: Наука. 1969. 241с.
3. Бирюзова В.И. Ультраструктурная организация дрожжевой клетки. Атлас. Наука. 1993.224 с.
4. Бухало А.С. Высшие съедобные базидиомицеты в чистой культуре. Киев, Наукова Думка. 1988.144 с.
5. Бухало А.С., Шашек В, Закордонец О.А. Исследование культур высших базидиомицетов в сканирующем электронном микроскопе. II. Структуры вегетативного мицелия // Микология и фитопатология. 1988. Т. 22 (6). С.481-484.
6. Вассер С.П., Гарибова JI.B., Мокеева B.JI. Морфометр1я спор i таксоном1я роду Agaricus Fr. emend Karst. // Укр. Бот. Ж. Т.ЗЗ. №3. C.246-251,331.
7. Вассер С.П. Флора грибов Украины. Киев. 1980. 345 с.
8. Вассер С.П. Агарнковые грибы СССР. Киев, Наукова Думка. 1985. 184 с.
9. Великанов Л.Л., Сидорова И.И. Некоторые биохимические аспекты в экологии грибов // Успехи микробиологии. 1983. Т.18. С. 112-132.
10. Волкова В.Н., Камзолкина О.В., Козлова М.В., Дьяков Ю.Т. Сравнительная кариология штаммов Agaricus bisporus (Lange) Imbach с разными типами жизненного цикла // Микология и фитопатология. 2003. Т. 37. № 1. С. 30-41.
11. Волкова В.Н. Кариология штаммов Agaricus bisporus (Lange) Imbach с разными типами жизненного цикла. Дисс. канд. биол. наук. М: 2005. 88 с.
12. Высшие съедобные базидиомицеты в поверхностной и глубинной культуре // Бисько Н.А., Бухало А.С., Вассер С.П. и др. Под общей редакцией Дудки И.А. Киев. Наукова Думка. 1983. 312 с.
13. Гарибова Л.В. Биологические особенности различных штаммов культивируемого шампиньона и их связь с урожайностью. Автореф. Дис. Канд. биол. паук М: 1964. 22 с.
14. Гарибова Л.В., Шалашова Н.Б. Наличие пряжек на мицелии видов рода Agaricus Fr. // Микология и фитопатология. 1973. Т.7, №3. С. 231-232.
15. Гарибова Л.В., Сафрай А.И., Шалашова Н.Б. Условия плодоношения некоторых видов рода Agaricus Fr. emend. Karst. // Микол. и Фитопат. 1974. Т.8. Вып.З. С. 259-264.
16. Гарибова Л.В., Сафрай А.И. Влияние микрофлоры почвы на плодоношение некоторых видов рода Agaricus Fr. emend. Karst. В кн.: Систематика, экология и физиология почвенных грибов. Киев. «Наукова Думка». 1975. С. 177-178.
17. Гарибова J1.В., Сафрай А.И. Микроморфология мицелия чистых культур видов рода Agaricus Fr.emend. Karst. // Микология и фитопатология. 1980. Т. 14, №6. С. 480-485.
18. Гарибова J1.B. Морфология, биология и систематика рода Agaricus Fr. Emend. Karst. Дис. Докт. биол. наук. М.1982. 346 с.
19. Гарибова Л.В. Экологические основы механизмов плодообразования высших базидиальных грибов И Микол. и Фитопат. 1987. Т. 21. Вып.З. С. 286-291.
20. Гарибова Л. В. Р.Agaricus. Систематика. Экология. Особенности развития. // Новое в систематике и номенклатуре грибов. Москва. 2003. 495 с.
21. Григапський А.П. Бюлопя вцгцв роду Agaricus L.: Fr.emend. Karst. у чистш культур)'. Автореф. Дисс. канд. биол. наук. Кшв. 1995. 24 с.
22. Грубе Е.Т. Критерии отбора и гибридизации гомоклопов культивируемого шампиньона Agaricus bisporus (Lange) Imbach. Дисс. Капд. биол. паук. М: 1994. 120 с.
23. Дьяков Ю.Т., Долгова А.В. Вегетативная несовместимость фитопатогенных грибов. М. 1995. 160 с.
24. Дьяков Ю.Т., Камзолкина О.В., Грубе Е.Т. Проблемы генетики и селекции съедобных грибов (обзор) // Прикладная биохимия и микробиология. 1996. Т.32. №4. С. 382-385.
25. Дьяков Ю.Т. Популяционная биология фитопатогенных грибов.: Москва, 1998. 384 с.
26. Дьяков Ю.Т. Системы размножения грибов и их эволюция // Микол. и фитонат. 1999. Т. 33. Вып.З. С. 137-149.
27. Дьяков Ю.Т. Структура комплексных видов базидиальных грибов // Новое в систематике и номенклатуре грибов. Москва. 2003. 495 с.
28. Захаров И.А. Гомозиготизация при виутритетрадпом и впутриоктадном оплодотворении грибов // Генетика. 1968. Т.4. С. 98-105.
29. Захаров И.А. Некоторые закономерности расположения генов в хромосомах эукариот: постановка проблемы и анализ неслучайности расположения локусов типа спаривания у грибов // Генетика. 1986. Т.22. С. 2620-2623.
30. Камалетдинова Ф.И., Васильев А.Е. Цитология дискомицетов. Алма-Ата: Наука. 1982. 176 с.
31. Камзолкина О.В. Цитологические исследования гомокариотических и гетерокариотичсских штаммов Agaricus bisporus // Микробиология. 1996. Т.65. N 2. С. 228-234.
32. Камзолкина О.В., Грубе Е.Т., Дьяков Ю.Т. Опыты по гибридизации культивируемого шампиньона// Вест. Моск. Уиив. 1996. Сер. 16. Биол. №3. С. 4349.
33. Камзолкина О.В. Микроморфология и ультраструктура агарикоидиых грибов на разных стадиях жизненных циклов. Дис. Докт. биол. наук. М. 2005. 251 с.
34. Юпошпикова Е.С. К вопросу о половой дифференцировке культурного шампиньона {Psalliota campestris Fr.) // Бюллетень М. о-ва исп. природы, отд. биологии. 1938. Т. XLVII. №1. С.30-38.
35. Юпошпикова Е.С. Чстырехспоровая дикая Psalliota campestris Fr., ее особенности и отличия от культурной двуспоровой формы шампиньона // Бюллетень М. о-ва исп. природы, отд. биологии. 1939. Т. XLYIII. №5-6. С.53-58.
36. Козлова М.В., Камзолкина О.В. Особенности ультраструктуры клеточной стспки вегетативного мицелия Agaricus bisporus (Lange) Imbach // Цитология. 2004. T.46. №3. С. 191-201.
37. Козлова М.В. Жизненный цикл галоалкалотолераитпого аскомицста Heleococcum alkalinum Bilancnko et Ivanova. Дисс. канд. биол. наук. М: 2006. 219с.
38. Литвинов М.А. Методы изучения почвенных микроскопических грибов. Л.: Наука, 1969.64с.
39. Мажейка И.С., Грубе Е.Т., Камзолкина О.В., Дьяков Ю.Т. Нестабильность гомокариотических штаммов Agaricus bisporus // Микология и Фитопатология. 2000. Т. 34. Вып. 3. С. 34-38.
40. Мейсель М.Н. Функциональная морфология дрожжевых организмов. Москва: Академия Наук, 1950. 367 с.
41. Можина И.А., Белякова Г.А., Фиреал М.С., Дьяков Ю.Т. Маркирование сортов и дикорастущих штаммов культивируемого шампиньона Agaricus bisporus изоферментами эстеразы // Биол. науки. 1993. №1. С. 31-40.
42. Мокеева В.Л., Райтвиир А.Г., Гарибова J1.B. Анализ структуры рода Agaricus Fr. emend. Karst//Микол. и фитопат. 1977. T.l 1, вып. 4. С. 277-282.
43. Мюллер Э., Леффлер В. Микология. 1995. Москва. «Наука». 343 с.
44. Низковская О.П. Рост высших грибов в глубинной культуре // Микология и фитопатология. 1972. Т.6. №4. С. 306-312.
45. Низковская О.П. Рост грибов из порядка Agaricales в поверхностной и глубинной культурах // Производство высших съедобных грибов в СССР. Киев: Наукова Думка. 1978. С. 92-97.
46. Решетников С.В. Эволюция бесполого размножения высших базидиомицетов. 1991. Киев: Наукова Думка. 187 с.
47. Сафрай А.И., Гарибова Л.В. Физиология питания некоторых видов рода Agaricus Fr. emend. Karst. // Биол.науки. 1975. №9. C.78-82.
48. Сафрай А.И. Биологические особенности некоторых видов рода Agaricus Fr.emend Karst. Дисс. канд. биол. наук. М: 1977. 179 с.
49. Сафрай А.И., Гарибова Л.В. Взаимосвязь почвенных макро- и микромицетов в биоценозах. В кн.: Изучение грибов в биоценозах Л. Наука. 1977. С. 105-107.
50. Солиман P.M. Изоферментные маркеры штаммов Agaricus bisporus (J.Lge) Imbach. Автореф. дисс. канд. биол. паук. М.1992. 18 с.
51. Степанова А.А., Васильев А.Е. Ультраструктурпые основы морфологии шляпочных грибов. А.: Ылым, 1994. 264 с.
52. Уильяме Б., Уилсон К. (ред.). Методы практической биохимии // М. 1978. 268 с.
53. Феофилова Е.П. Клеточная стенка у грибов. Москва. Наука. 1983.248 с.
54. Феофилова Е.П. Торможение жизненной активности как универсальный биохимический механизм адаптации микроорганизмов к стрессовым воздействиям. Обзор // Прикладная биохимия и микробиология. 2003. Т. 37. №2. С. 5-24.
55. Феофилова Е.П., Терешина В.М., Гарибова Л.В., Завьялова Л.А., Меморская А.С., Марышева Н.С. Прорастание базидиоспор Agaricus bisporus И Прикладная биохимия и микробиология. 2004. Т.40. №2. С. 220-226.
56. Шноль С.Э. Биологические часы (краткий обзор хода исследований и современного состояния проблемы биологических часов). // Соросовский образовательный журнал. 1996. №7. С. 26-32.
57. Шиырева А. В. P. Pleurotus (Fr.) Kumm. // Новое в систематике и номенклатуре грибов. Москва. 2003.495 с.
58. Шнырева А.В., Белоконь Ю.С., Белоконь М.М. Использование молекулярных маркеров для дифференциации культивируемых штаммов вешепки и шампиньона // Генетика. 2003. Т.39. №10. С. 1-9.
59. Штаер О.В. Сравнительный анализ природных популяций Pleurotus pulmonarius (Fr.) Quel. //Автореф. дисс. капд. биол. наук. М.2006. 24 с.
60. Ades I.Z., Butow R.A. The transport of proteins into yeast mitochondria // The Journal of Biological Chemistry. 1980. V.255. №20. P.9925-9935.
61. Akamatsu Y., Takahashi M., Shimada M. Production of oxalic acid by wood-rooting basidiomycetes grown on low and high nitrogen culture media // Material and Organismen. 1994. V.24. №4. P. 251-264.
62. Alexopoulus C.J., Mims C.W., Blackwell M. Introductory Mycology. 1996. New York. John Wiley & Sons, INS. 869 p.
63. Allen J.J., Moore D., Elliott T.J. Persistent meiotic arrest in basidia of Agaricus bisporus // Mycol.Res. 1992. №96. P. 125-127.
64. Anderson J.B., Petsche D.M., Herr F.B., Horgen P.A. Breeding relationships among several species of Agaricus II Can. J. Bot. 1984. V.62. P. 1884-1889.
65. Angwin P.A., Hansen E.M. Pairing tests to determine mating compatibility in Phellinus weiriill Mycol.Res. 1993. V.97. P. 1469-1475.
66. Askari M.D.F., Vo-Dihn T. Implication of mitochondrial involvement in apoptic activity of fragile histidine triad gene: Application of synchronous luminescence spectroscopy // Biopolymers. 2004. V.73. issue 4. P. 510-523.
67. Barron G.L., Thorn R.G. Destruction of nematodes by species of Pleurotus И Can. J. Bot. 1986. V.65. P. 774-778.
68. Barron G.L. Microcolonies of bacteria as a nutrient source for lignicolous and other fungi // Can. J. Bot. 1988. V.66. P. 2505-2510.
69. Barticki-Garcia S. Fundamental aspects of hyphal morphogenesis // In Microbial Differentiation (ed. J.M. Asworth and J.E. Smith). 1973. P. 245 267. Cambridge University Press: Cambridge, UK.
70. Barticki-Garcia S. Hyphal tip growth: outstanding questions // In «Molecular Biology of fungal development»(ed. H.D. Osiewacz). 2002- . P. 29 58. Marcel Dekker: New York.
71. Bertrand H. Senescense is coupled to induction of an oxidative phosphorylation stress response by mitochondrial DNA mutation in Neurospora И Can. J. Bot. 1995. V.73 (1). P. 198-204.
72. Bonde M.R., Micales J.A., Peterson G.L. The use of isozyme analysis for the identification of plant pathogenic fungi // Plant Dis. 1993. V.77. 961 p.
73. Bowden C.G., Royse D.J., May B. Linkage relationships of allozyme-encoding loci in shiitake, Lentinula edodes II Genome. 1991.№34. P. 652-657.
74. Bresinsky A., Fischer M., Mcixncr В., Paulus W. Speciation in Pleurotus II Mycologia. 1987. V.79, №2. P. 234-245.
75. Brodie ILJ. Oidial mycelia and the diploidzation process in Coprinus lagorus II Ann. Bot. 1972. V.46. P.727-732.
76. Buller A.H.R. Researches of fungi. Vol.III. The production and liberation of spores in hymenomycetes and Uredinae. 1958. Hafner Publishing Co., New York. 611 p.
77. Burnett J.H. Mycogenetics. London: by William Clowes and Sons Ltd. 1975. 375 p.
78. Butt T.M., Hoch H.C., Staples R.C., Leger R.Y.S. Use of fluorochromes in the study of fungal cytology and differentiation//Exp. Mycol. 1989. V.13. P. 303-313.
79. Callac P., Billette C., Imbernon M., Kerrigan R.W. Morphological, genetic and interfertility analyses reveal a novel, tetrasporic variety of Agaricus bisporus from the Sonoran desert of California // Mycologia. 1993. V.85. №5. P.835-851
80. Callae P., Imbernon M., Kerrigan R.W. The two life cycles of Agaricus bisporus II Mushroom Biology and Mushroom Products, Royse (ed.); Penn. State. Univ. 1996. P. 57-66.
81. Callac P., Desmerger C., Kerrigan R.W., Imbernon M. Conservation of genetic linkage with map expansion in distantly related crosses of Agaricus bisporus // FEMS Microbiol. Letters. 1997. V.146. P. 235-240.
82. Callac P., Moquet F., Imbernon M., Ramos Guedes-Lafargue M., Olivier J.M. Evidence for PPC1, a determinant of the pilei-pellis color of Agaricus bisporus fruit bodies // Fung. Genet. & Biol. 1998 (A). V.23. P. 181-188.
83. Callac P., Hocquart S., Imbernon M., Desmerger C., Olivier J.M. Bsn t allele from French field strains of Agaricus bisporus // Applied Env. Microbiol. 1998 (B). V.64. P. 2105-2110.
84. Callac P. Brief review about the life cycles, the basidial spore number trait, and recombination, in Agaricus bisporus!11999 (Unpublished data).
85. Callac P., Jacobe de Ilaut I., Imbernon M., Guinberteau J. A novel homothallic variety of Agaricus bisporus comprises rare tetrasporic isolates from Europe // Mycologia. V.95(2). 2003. P. 222-231.
86. Callac P., Guinberteau J. Morphological and molecular characterization of two novel species of Agaricus section Xanthodermatei II Mycologia. 2005. V.97 (2). P. 416-424.
87. Callac P., Sparato C., Caille A., Imbernon M. Evidence of outcrossing via the BuIIer Phenomenon in a substrate simultaneously inoculated with spores and mycelium of Agaricus bisporus // Appl. and Environ. Microb. 2006. V.72. №4. P. 2366-2372.
88. Calvo Bado L., Noble R., Challen M., Dobrovin - Pennington A., Elliott T.J. Sexuality and Genetic Identify in Agaricus section Arvenses II Appl. and Environm. Microbiol. 2000. P. 728-734.
89. Castle A.J., Horgen P.A., Anderson J.B. Restriction fragment length polymorphisms in the mushrooms Agaricus brunnescens and Agaricus bitorquis II Appl. Environm. Microbiol. 1987. V.53. P. 816-822.
90. Castle A.J., Horgen P.A., Anderson J.B. Crosses among homokaryons from commersial and wild-collected strains of the mushroom Agaricus brunnescens (= A.bisporus) II Appl. Environm. Microbiol. 1988. V.54. №7. P. 1643-1648.
91. Challen M.P., Elliott T.J. The in vitro responses to a range of fungicides of two strains of the mushroom Agaricus bisporus and the pathogen Verticillium fungicola II Mycopathologia. 1985. V.90. P. 161-164.
92. Challen M.P., Kerrigan R.W., Callac P. A phylogenetic reconstruction and emendation of Agaricus section Duploannulatae // Mycologia. 2003. V.95(l). P.61-75.
93. Chang S.T. The biology and cultivation utilizing light microscopy // The biology and cultivation of edible mushrooms / Eds Chang S.T., Nayes W.A. New York: Acad. Press. 1978. P. 35-51.
94. Chang S.T. World production of cultivated edible and medicinal mushrooms in 1997 with emphasis on Lentinus edodes (Berk.) Sing, in China // International Journal of Medicinal Mushrooms. 1999. V.l. P. 291-300.
95. Chelstowska A., Jia Y., Rothermel В., Butow R.A. Retrograde regulation: a novel path of communication between mitochondria, the nucleus and peroxisomes in yeast // Can. J. Bot. 1994. V.73. (Suppl. 1). P. S205 S207.
96. Chiu S.W., Moore D. Cell form, function and lineage in the hymenia of Coprinus cinereus and Volvariella bombicina II Mycol.Res. 1993. V.97. P. 221-226.
97. Clemencon H. Cytology and plectology of the Hymenomycetes. Bibliotheca Mycologica. V.l99. Berlin. Stuttgart. 2004. 488 p.
98. Connolly J.H., Jellison J. Calcium translocation, calcium oxalate accumulation and hyphal sheath morphology in the white-rot fungus Pesinicium bicolor II Can. J. Bot. 1995. V.41.P. 433-437.
99. Cotter D.A., Miura-Santo L.Y., Hohl H. R. Ultrastructural changes during germination of Dyctiostelium discoideam spores // Journal of Bacteriology. 1969. V.l00. №2. P. 1020-1026.
100. Dai Y-C., Vainio E.J., Hantula Y., Niemela Т., Korhonen K. Sexuality and intersterility within the Heterobasidium insulare complex // Mycol. Res. 2002. V.l06 (12). P. 14351448.
101. Dickhardt R. Homokaryotization in Agaricus bitorquis (Quel.)Sacc. and Agaricus bisporus (Lange)Imb. // Theor. and Appl. Genet. 1985. V.70. P. 52 56.
102. Dijkstra F.U., Scheffers W.A., Wiken Т.О. Submerged growth of the cultivated mushroom, Agaricus bisporus II Antonie van Leeuwenhoek. 1972. V.38. P. 329-340.
103. Duncan E.J., Galbraith M.H. Post-meiotic events in the Homobasidiomycetidae // Trans. Brit. Mycol. Soc. 1972. V.58. №3. P. 387-392.
104. Egel R. Two tightly linked silent cassette in the mating-type region of Schizosaccharomycespombe/l Current Genet. 1984. V.8. P.199-203.
105. Elliott T.J. Sex and the single spore // Mushroom Science. 1972. VIII. P. 11-19.
106. Elliott T.J. Basidiospore numbers in Agaricus bisporus (Lange)Imbach. // J. Bacteriol. 1977. V.l29. P. 525-526.
107. Elliott T.J. Comparative sexuality in Agaricus species // J. Gen. Microbiology. 1978. V.107. P. 113-122.
108. Elliott T.J. Breeding strategies in Agaricus bisporus II Mush. Sci. 1979. V.10. P. 73-81.
109. Elliott T.J., Challen M.P. Effect of temperature on spore number in cultivated mushroom, Agaricus bisporus II Trans. Brit. Mycol. Soc. 1984. V.82. P. 293-296.
110. Esser К., Meinhardt F. A common genetic control of dikaryotie and monokaryotic fruiting in the basidiomycete Agrocybe aegerita 11 Molee. Gen. Genet. 1977. V.155. P. 113-115.
111. Evans H.J. Nuclear behavior in the cultivated mushroom // Chromosoma. 1959. V.10. P. 115-135.
112. Falanghe H., Smith A.K., Rackis J.J. Production of fungal mycelium protein in submerged culture of soybean whey // Appl. Microbiol. 1964. V.12. №4. P.330-334.
113. Fermor T.R. Agaricus macrosporus: An edible fungus with commercial potential // Scientific Horticulture. 1982. V.16. P. 273-282.
114. Fincham J.R.S., Day P.R., Radford A. Fungal Genetics. Oxford London Edinburgh Melbourne. 1979. 636 p.
115. Fraser 1.М., Fujikawa B.S. The growth-promoting effect of several amino acids on the common cultivated mushroom, Agaricus bisporus II Mycologia. 1958. V.50. P. 538549.
116. Friel M.T., McLoughlin A.J. Production of a liquid inoculum/spawn of Agaricus bisporus И Biotech. Letters. 2000. V.22. P. 351-354.
117. Fries N. Spore germination, homing reaction and intersterility groups in Laccaria laccata (Agaricales) // Mycologia. 1983. V.75. P. 221-227.
118. Fritsche G. Tests on breeding with Agaricus arvensis II Mushroom Science. 1978. V.10. P.91-102.
119. Fritsche G. Genetic and breeding of the cultivated mushroom // Musliroom Journal. 1982. P.665-675.
120. Fiinfschilling U, Rospert S. Nascent polypeptide-associated complex stimulates protein import into yeast mitochondria // Molecular Biology of the Cell. 1999. V.10. P. 32893299.
121. Geml J., Rimoczi I. Attempts at cultivating wild strains of various Agaricus species. // Fungal Genetic Newsletter. 1999. V.46. P. 38.
122. Geml J., Geiser D.M., Royse D.J. Molecular evolution of Agaricus species based on ITS and LSU rDNA sequences // Mycol. Progress. 2004. V.3 (2). P. 157-176.
123. Girbardt M.A. A microfilamentous septal belt (FSB) during induction of cytokinesis in Trametes versicolor (L. ex Fr.) // Exper. Mycol. 1979. V.3. P. 215-228.
124. Goldman R.C., Kadam S.K. Binding of novel macrolide structures to macrolides-Iincosamides-streptogramin D-resistant ribosome inhibits protein synthesis and bacterisl growth // Antimicrob. Agents. Chemother. 1989. V.33. №7. P. 1058-1066.
125. Gooday G.W. Control of development of excised fruit bodies of the toadstool Coprinus cinereus //Trans. Brit. Mycol. Soc. 1974. V.62. P. 391-399.
126. Gooday G.W. Metabolic control of fruit body morphogenesis in Coprinus cinerens II In Abstract, Second International Mycological Congress. Tampa. Florida. 1977. p. 231.
127. Grilio R., Korhoncn K., Hantula Y., Hietala A. Genetic evidence for somatic haploidization in developing fruit bodies of Armillaria tabescens II Fungal Genetics and Biology. 2000. V.30. P. 135-145.
128. Grove S.N., Bracker C.E. Protoplasmic organization of hyphal tips among fungi: vesicles and Spitzcnkorper // J. Bacteriol. 1970. V.104. P. 989-1009.
129. Hammad F., Watling R., Moore D. Cell population dynamics in Coprinus cinereus: narrow and inflated hyphae in basidiome stipe // Mycol. Res. 1993. V. 97. №3. P. 275282.
130. Hansen E.M., Stenlid J., Johansson M. Somatic incompatibility and nuclear reassortmcnt in Heterobasidion annosum II Mycol. Res. 1993. V.97. P. 1223-1228.
131. Heath M.C., Li A., Horgen P.A., Tam P.L. Hyphal morphology associated with strain instability in the commercial mushroom Agaricus bisporus II Mycologia. 1995. V.87, №4. P. 442-450.
132. Heckman D.S., Geiser D.M., Eidell B.R., Stauffer R.L., Kardos N.L., Hedges S.B. Molecular evidence for early colonization of land by fungi and plants // Science. 2001. V.293.P. 1129-1133.
133. Hibbert D.S., Fukumasa-Nagai Y., Tsuneda A., Donoghue M.J. Phylogenetic diversity in shiitake inferred from nuclear ribosomal DNA sequences // Mycologia. 1995. V.87. P. 618-638.
134. Hober J.E. Mating-type gene switching in Saccharomyces cerevisiae 11 Trends Genet. 1992. V.8. P. 446-452.
135. Holbrook M.A., Menninger J.R. Erythromycin slows aging of Saccharomyces cerevisiae // J. ofGeront. Series A: Biol. Sci. and Medical Sci. 2002. V.57. P. B52-B36.
136. Horgen P.A., Kokurewicz K.F., Anderson J.B. The germination of basidiospores from commercial and wild collected isolates of Agaricus bisporus II Can. J. Microbiol. 1989. V. 35. P. 492-498.
137. Hou H.H., Elliott T.J. Comparative cytology in the genus Agaricus II Mushroom Science. 1978. V.X (Part I). P. 51-62.
138. Hughes S.J. Conidiophores, conidia and classification // Can.J.Bot. 1953. V.31, №5. P. 577-659.
139. Hutchison L.J., Barron G.L. Parasitism of yeasts by lignicolous Basidiomycota and other fungi //Can. J. Bot. 1996. V.74. P. 735-742.
140. Hutchison L.J., Barron G.L. Parasitism of algae by lignicolous Basidiomycota and other fungi//Can. J. Bot. 1997. V.75. P. 1006-1011.
141. James C., Gschmeissner S., Frazer A., Evan G.I. CED-4 induces chromatin condensation in Schizosaccharomyces pombe and is inhibited by direct physical association with CED-9 // Curr. Biol. 1997. V.7. P. 246-252.
142. Jardetzky 0. Studies on the mechanism of action of chloramphenicol // The Journal of Biol. Chem. 1963. V.238. №7. P. 2498-2508.
143. Imbernon M. Sensibilite de quelques champignons cultives a certains antibiotiques // Mush. Sei. X (Part I) Proceedings of the tenth international congress on the science and cultivation of edible fungi. 1978. P. 31-39.
144. Imbernon M., Callac P., Gasqui P., Kerrigan R.W., and Velcko A.J. BSN, the primary determinant of basidial spore number and reprodutive mode in Agaricus bisporus, maps to chromosome 11 I Mycologia. 1996. V.88. №5. P. 749-761.
145. Index Fungorum Partnership. 2005. www.indexfunqorum.org
146. Kamada Т., Tanabe S. The role of the cytoskeleton in the movement and positioning of nuclei in Coprinus cinereus II Can. J. Bot. 1994.V.73. №1. P. 364-368.
147. Kamzolkina O.V., Volkova V.N., Kozlova M.V., Pancheva E.V., Dyakov Y.T., Callac P. Karyological evidence for meiosis in the three different types of life cycles existing in Agaricus bisporus II Mycologia. 2006. V.98 (5). P. 763-770.
148. Kellems R.E.,Butow R.A. Cytoplasmic-type 80S ribosomes associated with yeast mitochondria. I. Evidence for ribosome binding sites on yeast mitochondria // The Jour, of Biol. Chem. 1972. V.247. №24. P. 8043-8050.
149. Kellems R.E.,Butow R.A. Cytoplasmic-type 80S ribosomes associated with yeast mitochondria. III. Changes in the amount of bound ribosomes in response to changes in metabolic state // The Jour, of Biol. Chcm. 1974. V.249. №10. P. 3304-3310.
150. Kellems R.E., Allison V.F., Butow R.A. Cytoplasmic type 80S ribosomes associated with yeast mitochondria. IV. Attachment of ribosomes to the outer membrane of isolated mitochondria // The Jour, of Cell Biol. 1975. V.65. P. 1-14.
151. Kerrigan R.W. The Agaricales (Gilled Fungi) of California: 6. Agaricaceae. 1986. Mad River Press, Eureka, California. 62 p.
152. Kerrigan R.W., Ross I.K. Dynamic aspects of basidiospore number in Agaricus // Mycologia. 1987. V.79. №2. P.204-215.
153. Kerrigan R.W., Ross I.K. Allozymes of a wild Agaricus bisporus population: new alleles, new genotypes // Mycologia. 1989. V.8. №3. P. 433-443.
154. Kerrigan R.W. Evidence of genetic divergence in two populations of Agaricus bisporus II Mycol. Res. 1990. V.94. P. 721-733.
155. Kerrigan R.W., Bailer L.M., Horgen P.A., Anderson J.B. Strategies for the efficient recovery of Agaricus bisporus II Mycologia. 1992. V.84. №4. P.575-579.
156. Kerrigan R.W., Horgen P.A., Anderson J.B. The California population of Agaricus bisporus comprises at least two ancestral elements 11 Systematic Botany. 1993 (A). V.18. №1. P. 123-136.
157. Kerrigan R.W., Royer J.C., Bailer L.M., Kohli Y., Horgen P.A., and Anderson J.B. Meiotic behavior and linkage relationships in the secondary homothallic fungus Agaricus bisporus!I Genetics. 1993 (B). V.133. P.225-236.
158. Kerrigan R.W., Imberton M., Callac P., Billette C., Olivier J.M. The heterothallic life cycle of Agaricus bisporus var burnettii, and the inheritance of it's tetrasporic trait // Experimental Mycology. 1994. V.18. P. 193-210.
159. Kerrigan R.W., Callac P., Xu J., Noble R. Population and phylogenetic structure within the Agaricus subfloccosus complex // Mycological Research. 1999. V.103. P.15I5-1523.
160. Kerrigan R.W., Callac P., Guinberteau J., Challen M.P., Parra L.A. Agaricus section Xanthodermatei: a phylogenetic reconstruction with commentary on taxa // Mycologia. 2005. V.97 (6). P. 1292-1315.
161. Kcyhani E. Ribosomal granules associated with outer mitochondrial membrane in aerobic yeast cells // The Jour, of Cell Biol. 1973. V.58. P. 480-484.
162. Khush P.S., Becker E., Wach M. DNA amplification polymorphisms of the cultivated mushroom Agaricus bisporus И Appl. Environm. Microbiol. 1992. P.2971-2977.
163. Kligman A.M. Some structural and genctic problems in the cultivation of the mushroom Agaricus campestris Fr. //Am.J.Bot. 1943. V.30, №10. P. 745-761.
164. Koba M., Konora J. Actinomycin D and its mechanisms of action // Postepy Hig Med Dosw (Online). 2005. V.59. P. 290-298.
165. Koltin Y., Stramberger J., Lemke P.A. Genetic structure and evolution of the incompatibility factors in higher fungi // Bacterid. Rev. 1972. V.36. №2. P. 156-171.
166. Korhonen K., Hintikka V. Simple isolation and inoculation methods for fungal cultures // Karstenia. 1980. V.20. P. 19-22.
167. Kuhncr R. Variation of nuclear behavior in the homobasidiomycetes // Trans. Br. Mycol. 1977. V. 68(1). P.l-16.
168. Labarere J., Noel T. Mating type switching in the tctrapolar basidiomycete Agrocybe aegerita И Gcnctics. 1992. V. 131. P. 307-319.
169. Lambert E. Improving spawn cultures of cultivated mushroom // Mushroom Science IV. Copenhagen. 1961. P.33-52.
170. Lange M. Species concepts in the genus Coprinus // Dansk. Bot. Ark. 1952. V.14. №6. P. 19-25.
171. Lee S.Y., Krsmanovic V., Brawerman G. Attachment of ribosomes to membranes during polysome formation in mouse sarcoma 180 cells // The Jour, of Cell Biol. 1971. V.49. P. 683-691.
172. Lemke G. Mizelwachstumsteste mit vier champignonstammen // Champingon. 1972. №128. P. 1-5.
173. Lewis K. Programmed Death of Bacteria. // Microbiol, and Molecular Biol. Reviews. 2000. V.64. №3. P. 503-514.
174. Li A.M., Begin M., Kokurewitz K., Bowden C., Horgen P.A. Inheritance of strain instability (sectoring) in the commercial button mushroom, Agaricus bisporus II Appl. & Envirom. Microbiology. 1994. V.60. iss.7. P. 2384-2388.
175. Lin J-H., Yang S.-S. Mycelium and polysaccharide production of Agaricus blazei Murrill by submerged fermentation // J. Microbiol. Immunol. Infect. 2006. V.39. P. 98108.
176. Loeb J.N., Howell R.R., Tomkins G.M. Free and membrane-bound ribosomes in rat liver // The Jour, of Biol. Chem. 1967. V.242. №9. P. 2069-2074.
177. Losel, D. The stimulating of spore germination in Agaricus bisporus by living mycelium//Ann. Bot. 1964. V.28. P. 541-554
178. Lu B.C., Gallo N., Kues U. White-cap mutants and meiotic apoptosis in the basidiomyccte Coprinus cinercus // Fungal. Genet. Biol. 2003. V.39. P. 82-93.
179. Madeo F.F., Frohlich E., Ligr M., Grey M., Sigrist S.J., Wolf D.H., Frohlich K.U. Oxygen stress: a regulator of apoptosis in yeast. // J. Cell Biol. 1999. V.145. P. 757-767.
180. MacKenzie J.A., Payne R.M. Ribosomes specifically bind to mammalian mitochondria via protease-sensitive Proteins on the outer membrane // The Jour, of Biol. Chem.2004. V.279. №11. P. 9803-9810.
181. Martin A.M., Bailey V.I. Growth of Agaricus campestris NRRL 2334 in the form of pellets // Appl. and Environ. Microbiol. 1985. V.49. №6. P. 1502-1506.
182. Masaphy S., Levanon D., Tchelet R., Henis Y. Scanning electron microscope studies of interaction between Agaricus bisporus (Lang) Sing hyphae and bacteria in casing soil // Appl. and Environ. Microbiol. 1987. V.53. № 5. P. 1132-1137.
183. Matsumoto Т., Fukumasa-Nakai Y. Isolation and genetic analysis of a chloramphenicol-resistant mutant of Pleurotus ostreatus II Biosc. Biotech. Biochem. 1993. V.58 (2). P. 434-435.
184. May В., Royse D.J. Genetic variation and joint segregation of biochemical loci in the common meadow mushroom, Agaricus campestris II Biochem. Genet. 1982 (A). V.20. P. 1165-1173.
185. May В., Royse D.J. Conformation of crosses between lines of Agaricus brunnescens by isozyme analysis // Exp. Mycol. 1982 (B) V.6. P. 283-292.
186. May G. Somatic incompatibsility and individualism in the coprophilous basidiomycete, Coprinus cinereus //Trans. Br. Mycol. Soc. 1988. V.91. P. 443-451.
187. Mazheika I.S., Kolomiets O.L., Dyakov Y.T., Bogdanov Y.F. Abnormal meiosis in bisporic strains of white button mushroom Agaricus bisporus (Lange) Imbach // Russian Journal of Genetics. 2006. V.42. №3. P. 279-285.
188. Maziero R., Cavazzoni V., Bononi V.L.R. Screening of basidiomycctes for the production of exopolysaccharide and biomass in submerged culture // Rev.Microbiol. 1999. V.30. №1. P. 74-88.
189. McLaughlin D.J. Ultrastructure and cytochemistry of basidial and basidiospore development / Basidium and basidiocarp. Eds., K.Wells and E.K.Wells, Springer -Verlag, New York. 1982. P. 37-74.
190. Micales J.A., Bonde M.R. Isozymes: methods and applications // Molecular methods in plant pathology. 1995. 544 p.
191. Michalenko G.O., Hohle H.R., Rost D. Chemistry and architecture of the mycelial wall of Agaricus bisporus II J. Gen. Microbiol. 1976. V. 92. №2. P. 251-282.
192. Miller R.E. Evidence of sexuality in the cultivated muchroom, Agaricus bisporus И Mycologia. 1971 (a). V.63. №3. P. 630-634.
193. Miller O.K. The relationship of cultural characters to the taxonomy of the Agarics // Evolutionin the Higher Basidiomycetes: An Inter, symp. / Ed. R.Peterson. Knoxville. 1971 (b). P. 197-208.
194. Mizuno M., Minato K., Ito H., Kawade M., Terai H., Tsuchida H. Anti-tumor polysaccharide from the mycelium of liquid-cultured Agaricus blazei Mill. // Biochem. Mol. Biol. Int. 1999. V.47. №4. P. 707-714.
195. Molitoris P.H., Buchalo A.S., Grigansky A.Ph. Studies of the vegetative mycelium in the genus Agaricus L.: Fr.emcnd. Karst. В кн.: Ботаиика и микология на пути в третье тысячелетие. Киев. Ин-т ботаники НАНУ. 1996. Р. 316-330.
196. Moquet F., Gucdcs-Lafargue M.R., Mamoun М., Olivier J. Selfreproduction induced variability in agronomic traits for a wild Agaricus bisporus II Mycologia. 1998. V.90. №5. P. 806-812.
197. Nagasaki S. Cytological and physiological studies on phosphatases in developing cultures of Aspergillus niger IIJ. Gen. Appl. Microbiol. 1968. V.14. P. 263-277.
198. Newton A.C. Markers in pathogen populations. In: Genetic and Plant Pathogenesis, Day, P.R. and Jellis G.J. Eds. Blackwell Scientific, Oxford. 1987. 187 p.
199. Noble R., Grogan H., Elliott T. Variation in morphology, growth, and fructification of isolates in the Agaricus subfloccosus complex. // Mycol. Res. 1995. V.99. P. 1953 -1961.
200. Nobles M.K. Identification of cultures of wood-inhabiting Hymenomycetes II Can. J.Bot. 1965. V.43. P. 1097-1139.
201. Ohno N., Furukawa M., Miura N.N., Adachi Y., Motoi M., Yadomae T. Antitumor beta glucan from the cultured fruit body of Agaricus blazei II Biol. Pharm. Bull. 2001. V.24. №7. P. 820-828.
202. Osherov N., May G.S. The molecular mechanisms of conidial germination // FEMS Microbiology Letters. 2001. V. 199 (2). P. 153 160.
203. Ota Y., Fukuda K., and Suzuki K. The nonheterothallic life cycle of Japanese Armillaria mellea И Mycologia. 1998. V.90. № 3. P. 396-405.
204. Pantidou M., Waiting R., Gonou Z. Mycelial characters, anamorphs, and teleomorph in genera and species of various families of Agaricales in culture // Mycotaxon. 1983. V.17. P. 409-432.
205. Paran I, Michelmore R.W. Sequence characterized amplified regions: PCR-based genetic markers for higher organisms // Theor. Appl. Genet. Year. V.85. P.9828-9832.
206. Paranjpe M.S., Chen P.K., Jong S.C. Morphogenesis of Agaricus bisporus: changes in proteins and enzyme activity // Mycologia. 1979. V.71. P.469-478.
207. Pelhman Y. Techniques for mushroom genetics // Mushroom Sci. 1967. V.6. pp. 49-64.
208. Peterson R.H., Ridley G.S.A. New-Zeland Pleurotus with multiple-species sexual compatibility//Mycologia. 1996. V.88. P. 198-207.
209. Raper C.A., Raper J.R., Miller R.E. Genctic analysis of the life cycle of Agaricus bisporus И Mycologia. 1972. V.64. №5. P. 1088-1117.
210. Raper C.A. Sexuality and life cycle of the edible, wild Agaricus bitorquis II J. Gen. Microbiol. 1976. V.95. P. 54-66.
211. Raper C.A. Sexuality and breeding. The biology and cultivation of edible mushrooms. Ed. Chang S.J., Hayes W.A. A.P.N.Y.1978. P. 83-113.
212. Raper C.A., Kaye G. Breeding and another relationship in genus Agaricus И J. of Gen. Microbiology. 1978. V.105. P. 135-155.
213. Raper C.A. Strategies for mushroom breeding // The Biology and Technology of the Cultivated Mushroom. 1987. P. 515-527.
214. Redhead E.A. Phylogene of Agaricales. Re-examined // Mycol. Res. 2001. V.105. №1. P. 3-4.
215. Rcusscr F., Spencer J.F.T., Sallns H.H. Protein and fat content of some mushrooms grown in submerged culture// Appl.Microbiol. 1958. V.6. №1. P. 1-11.
216. Reynolds E.S. The use of lead citrate at high pH as an electron opaque strain in electron microscopy. Hi. Biophys. Biochem. Cytol. 1963. V.17. P. 208.
217. Rigelato R.C., Trinci A.P., Pirt S.J., Peat A. The influence of maintenance energy and growth rate on the metabolic activity, morphology and conidiation of Penicillium chrysogenum H J.Gen. Microbiol. 1968. V.50. P. 399-412.
218. Ross I. K., Margalith P. Nuclear behavior in the basidia of the secondary homothallic Coprinus bilanatus И Mycologia. 1987. V.79. N4. P. 595-602.
219. Roux P.R., Labarere J. Isozyme characterization of dikaryotic strains of the edible basidiomycete Agaricus bitorquis (Quel.)Sacc. // Exp. Mycol. V.14. №2. P. 110-112.
220. Royse D.J., May B. Use of isozyme variation to identify genotypic classes of Agaricus brunnescens II Mycologia. 1982. V.74. P.93-102.
221. Royse D.J., Spear M.C., May B. Cell line authentication and genetic relatedness of lines of the Shiitake mushroom, Lentinus edodes II J. Gen. Appl. Microbiol. 1983. V.29. P.205-216234. www.rusmedsefv.com/books/macrolid.
222. Saksena K.N., Marino R., Haller M.N., Lemke P.A. Study on development of Agaricus bisporus by fluorescent microscopy and skanning electron microscopy // J. Baeteriol. 1976. V.126.№1. P. 417-428.
223. Shimada M., Akamatsu Y., Tokimatsu Т., Mii K., Hattori T. Possible biochemical role of oxalic acid as a low molecular weigh compound involved in brown-rot and white-rot wood decays. Minireview // J. Biotech. 1997. V.53. P. 103-113.
224. Sinclair D., Mills K., and Guarente L. Aging in Saccharomyces cerevisiae II Ann. Rev. Microbiol. 1998. V.52. P. 533-560.
225. Singer R. The Agaricales (Mushrooms) in modern taxonomy // Vaduz. Cramer. 1975. 912 c.
226. Solomons G.L. Submerged culture production of mycelial biomass // The filamentous fungi. Vol.1. Industrial Mycology. / Eds. J.E.Smith, D.R.Belly. London: Edward. 1975. P. 249-264.
227. Sonnenberg A.S.M., Fritschc G. Cytological observations in Agaricus arvensis II Mushroom Science Xll (Part 1). Proceedings of the 12th International Congress on the Science and Cultivation of edible Fungi. 1989. P. 101-107.
228. Spear M.C., Royse D.J., May B. Atypical meiosis and joint segregation of biochemical loci in Agaricus brunnescens II J. Hered. 1983. V.74. P. 417- 420.
229. Stalpers J.A. Identification of wood-inhabiting fungi in pure culture // Studies in Mycology. 1978. V.l6. P. 1-248.
230. Summerbell R.C., Castle A.J., Horgen P.A., Anderson J.B. Inheritance of restriction fragment length polymorphism in Agaricus brunnescens II Genetics. 1989. V.123. P. 293-300.
231. Tautz D. Hypervariability of simple sequences as a general source for polymorphic DNA // Nucleic Acids Res. 1989. V.l7. P.6463-6471.
232. Tielke C. Die Feinstructur der Basidien des Kulturchampignons // Archiv fur Microbiologic. 1967. V.59. P.405-407.
233. Tielke C. Meiotic divisions in the basidium // Basidium and basidiocarp/ Eds Wells K. and Wells E.K. New York: Springer, 1982. P. 75-91.
234. Thomas G.W., Jackson B.M. Scanning electron microscopy of sheathing mycorrhizas of Sitka Spruce // Trans. Brit. Mycol. Soc. 1982. V.79, №1. P. 31-39.
235. Thorn R.G., Barron G.L. Carnivorous Mushrooms // Science. 1984. V.224. P. 76-78.
236. Tomasz A., Walk S. Mechanism of action of penicillin: triggering of the pneumococcal autolytic enzyme by inhibitors of cell wall synthesis // Nature. 1975. V.72. P. 41624166.
237. Torralba S., Pisabarro A.G., Ramirez L. Immunofluorescence microscopy of the microtubule cytoskeleton during conjugate division in the dykaryon Pleurotus ostreatus N 001 // Mycologia. 2004. V.96. №1. P. 239-249.
238. Tsao G.T. Production of oxalic acid by a strain of Agaricus campestris II Appl. Microbiol. V. 11. P. 255.
239. Umar M.H., van Grinsven L.J.L.D. Morphological studies on the life span, developmental stages, senescense and death of Agaricus bisporus II Mycol.Res. 1997 (a). V.101.P. 1409-1422.
240. Umar M.H., van Grinsvcn L.J.L.D. Morphogcnctic cell death in developing primordia of Agaricus bisporus II Mycologia. 1997(b). V.89. P. 274-277.
241. Valk P., van dcr Marchant R., Wcssels J. G. H. Ultrastructural localization of polysaccharides in the wall and septum of the basidiomyccte Schizophyllum commune И Exp. Mycol. 1977. V.l. P. 69 82.
242. Wang Z.C., Liao J.H., Li F.G., Wang H.C. Studies on genetic basis of esterase isozyme loci Est А,В and С in Agaricus bisporus // Scicnce and Cultivation of edible fungi. 1991. V.l.P.3-9.
243. Wasser S. P., Garibova L.V., Mokejeva V.L. Morphometri of spores an substantiation of a new system in the genus Agaricus Fr. emend. Karst. // Acta Botanica Acad. Sci. Hungaricae. 1976. V.22. № 1-2. P. 249-258.
244. Wasser S.P., Weis A.L. Medicinal properties of substances occurring in higher Basidiomycetes mushrooms: current perspectives (review) // Int. J. Med. Mushr. 1999. V.l. P.31 -62.
245. Watson K. The organization of ribosomal granules within mitochondrial structures of aerobic and anaerobic cells of Saccaromyces cerevisiae II J. Cell. Biol. 1972. V. 55. P.721-726.
246. Whitehouse H.L.K. Multiple allelomorph heterothallism in the fungi // The New Phytologist. 1949. V.48. №2. P. 212-214.
247. Whitney K.D., Amott H.J. Calcium oxalate crystal morphology and development in Agaricus bisporus II Mycologia. 1987. V.79. P. 180-187.
248. Williams J.G.K., Kubelih A.R., Livak K.J., Rafalski J.A., Tingey S.V. DNA polymorphisms amplified by arbitrary primers are useful as genetics markers // Nucl. Acids Res. 1990. V.18. P. 6531-6535.
249. Wood D.A., Craig G.D., Atkey P.T., Newsam R.J., Gull K. Ultrastructural studies on the cultivation processes and growth and development of the cultivated mushroom Agaricus bisporus // Food Microstructure. 1985. V.4. P.143-164.
250. Worral J.J. Somatic incompatibility in basidiomycetes // Mycologia. 1997. V.89(l). P. 24-36.
251. Xu J., Horgen P.A., Anderson J.B. Genetics of mating type in Agaricus bisporus II Program 17lh Fungal Genetics Conference. 1993. P.34.
252. Xu J., Horgen P.A., Anderson J.B.Somatic recombination in the cultivated mushroom Agaricus bisporus II Mycol. Res. 1996. V.100. №2. P. 188-192.
253. Xu J., Kerrigan R.W., Callac P., Horgen P.A., and Anderson J.B. Genetic structure of natural populations of Agaricus bisporus, the commercial button mushroom // J.Hered. 1997. V.88. №6 P.482-488.
254. Xu J., Dcsmcrger C., Callac P. Fine-scale genetic analyses reveal unexpected spatial-temporal heterogeneity in two natural populations of the commercial mushroom Agaricus bisporus II Microbiology. 2002. V.148. P. 1253-1262.
255. Zakharov I.A. Intratetrad mating and its genetic and evolutionary consequences // Russian Journal of Genetics. 2005. V.4I. №4. P. 402-411.
256. Znidarsic P., Pavko A. The morphology of filamentous fungi in submerged cultivations as a bioprocess parameter// Food technol. biotechnol. 2001. V.39. №3. P.237-252.
257. Переплетено ООО «Цифровичок» (495) 778-2220; (495) 797-7576 www.cfr.ru info@cfr.ru
-
Матросова, Елена Викторовна
-
кандидата биологических наук
-
Москва, 2007
-
ВАК 03.00.24
- Микроморфология и ультраструктура агарикоидных грибов на разных стадиях жизненных циклов
- Биология видов рода Agaricus L.: Fr. emend. Karst. в чистой культуре
- Биологические основы борьбы с грибными болезнями шампиньонов
- Кариология штаммов Agaricus bisporus (Lange) Imbach с разными типами жизненного цикла
- Агарикоидные базидиомицеты Приднепровской низменности (в границах левобережной Лесостепи Украины)
