Структурная организация субтеломерных районов хромосом видов родов Triticum L. и Aegilops L.

Сергеева, Екатерина Михайловна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Структурная организация субтеломерных районов хромосом видов родов Triticum L. и Aegilops L.
ВАК РФ 03.02.07, Генетика

Автореферат диссертации по теме "Структурная организация субтеломерных районов хромосом видов родов Triticum L. и Aegilops L."

На правах рукописи СЕРГЕЕВА ЕКАТЕРИНА МИХАЙЛОВНА

СТРУКТУРНАЯ ОРГАНИЗАЦИЯ СУБТЕЛОМЕРНЫХ РАЙОНОВ ХРОМОСОМ ВИДОВ РОДОВ ттпсим Ъ. И АЕаЬОРБ ь.

Генетика - 03.02.07

АВТОРЕФЕРАТ диссертации иа соискание ученой степени кандидата биологических наук

2 0 МДм 2010

Новосибирск 2010

004602316

Работа выполнена в Лаборатории молекулярной генетики и цитогенетики растет» Учреждения российской академии наук Институт цитологии и генетики СО РАН, г Новосибирск.

доктор биологических наук, профессор Салина Е.А.

Институт цитологии и генетики СО РАН, г. Новосибирск

доктор биологических наук, профессор ТаранинА.В.

Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН г. Новосибирск

кандидат биологических наук Кочетов А.В.

Институт цитологии и генетики СО РАН г. Новосибирск

Ведущее учреждение: Институт молекулярной биологии имени

В.А. Энгельгардта РАН, г. Москва

Защита диссертации состоится «/У» 2010 г. на заседании

диссертационного совета Д 003.011.01 по защите диссертаций на соискание ученой степени доктора наук в Институте цитологии и генетики СО РАН в конференц-зале Института по адресу:

630090, г. Новосибирск, проспект ак. Лаврентьева, 10, т. (383)363-49-06, факс (383) 333-12-78, e-mail: dissov@bionet.nsc.ru.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке Института цитологии и генетики СО РАН.

Автореферат разослан сЛ-пе^Л- 2010 г.

Ученый секретарь диссертационного совета, доктор биологических наук

Научный руководитель:

Официальные оппоненты:

Т.М. Хлебодарова

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ Актуальность проблемы. Изучение субтеломерных районов хромосом является актуальной задачей, решение которой позволит расширить современные представления о структурно-функциональной организации и эволюции генома эукариот. Субтеломерные участки хромосом примыкают к теломерам, и выполняют ряд важных функций — отвечают за позиционирование хромосом в интерфазе, оказывают влияние на их поведение и митозе и мейозе (Louis, 1995; Feldman et al., 1997). Особенно важным является изучение структурной организации и дивергенции субтеломерных участков хромосом в процессе эволюции у аллополиплоидов — это представляет огромный интерес для понимания функционирования полиплоидного генома. Виды трибы Triticeae, которая содержит большое количество природных аллополиплоидов с известным происхождением и для которой получен ряд искусственных аллополиплоидов, являются удобным объектом для изучения организации и эволюции полиплоидного генома.

На настоящий момент благодаря реализации проектов по секвенированию геномов детально охарактеризована структура субтеломерных участков хромосом человека (Riethman et al., 2001,2004), некоторых хромосом риса Oryza sativa (Yang et al., 2005) и Arabidopsis thaliana (Kuo et al., 2006). Субтеломерные районы хромосом этих видов имеют ряд характерных особенностей, таких как наличие множественных сегментальных дупликаций, присутствие хромосом-специфичных тандемных повторов и мобильных элементов, а также генов.

О структуре субтеломерных участков хромосом Triticeae и других видов растений с большим размером генома известно гораздо меньше в связи с тем, что в настоящее время полная нуклеотидная последовательность их геномов неизвестна. Однако ряд работ по клонированию и анализу отдельных последовательностей ДНК, локализованных на концах хромосом, показал, что субтеломерные районы у разных таксонов содержат различные семейства высокоповторяющихся тандемных последовательностей ДНК, которые часто являются видоспецифичными и геномспецифичными в аллополиплоидном геноме (Jones, Flavell, 1982; Ohtsubo et al., 1991; Wu, Tanksley, 1993a; Vershinin et al., 1995; Salina et al., 2006). Тандемно организованные субтеломерные повторы чередуются с дисперсными уникальными и низкокопийными последовательностями, образуя специфичные комбинации последовательностей ДНК на концах хромосом (Sykorova et al., 2003; Alkhimova et al., 2004).

Кроме того, показано, что субтеломерные участки хромосом подвержены изменениям в процессе эволюции, сохраняя при этом свою функцию. Например, при образовании природных и искусственных аллопополиплоидов пшеницы отмечены обширные геномные перестройки в этих районах, а именно делеции и амплификации различных семейств субтеломерных тандемных повторов (Jones, Flavell, 1982; Zhang et al., 2002; Salina et al., 2004).

Изучение структурной организации субтеломерной ДНК мягкой пшеницы и эволюции отдельных последовательностей, входящих в ее состав, в ряду диплоидных и полиплоидных видов Triticum и Aegilops, как природных, так и искусственно синтезированных, существенно расширит имеющуюся информацию о структуре субтеломер злаков и позволит определить вклад

различных последовательностей в формирование и дивергенцию этих районов хромосом.

Цель и задачи работы.

Целью данной работы является: изучение структурной организации субтеломерных участков хромосом и оценка вклада различных последовательностей ДНК, присутствующих в субтеломерных районах, в дивергенцию геномов родов Triticum L. и Aegilops L. В связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Сравнительное исследование структурной организации ВАС-клонов Triticum aestivum, содержащих субтеломерные маркеры Speltl и Spelt52, методами ПЦР-анализа, Саузерн-блот и дот-гибридизации, флуоресцентной гибридизации in situ и субклонирования;

2. Аннотирование и анализ первичной структуры двух ВАС-клонов мягкой пшеницы ВАС_205008 и ВАС_2383А24, маркированных субтеломерными повторами Spelt52 и Speltl, соответственно;

3. Проведение филогенетического анализа последовательностей ДНК, которые являются компонентами субтеломерных районов хромосом Triticum и Aegilops;

4. Изучение распределения ДНК-транспозона Caspar и LTR-ретротранспозона Fatima на хромосомах диплоидных и полиплоидных видов Triticum и Aegilops;

5. Поиск маркеров к вариабельным участкам субтеломерных районов хромосом для оценки уровня геномных изменений, происходящих в процессе эволюции и при образовании аллополиплоидов Triticum-Aegilops.

Научная новизиа и практическая значимость работы.

1. Показано, что использование повторяющихся последовательностей Speltl и Spelt52 в качестве зондов позволяет эффективно отбирать ВАС-клоны, содержащие субтеломерные последовательности, из геномных ВАС-библиотек мягкой пшеницы Triticum aestivum.

2. Впервые были получены данные о первичной структуре субтеломерных участков хромосомы ЗВ и длинного плеча хромосомы 4В мягкой пшеницы, содержащих маркеры Speltl и Spelt52.

3. Получены данные о роли ДНК-транспозона Caspar в формировании субтеломерных районов хромосом у видов Triticum и Aegilops.

4. Впервые показан значительный вклад LTR-ретротранспозона Fatima, входящего в состав субтеломерной ДНК, в дифференциацию генома В тетраплоидных и гексаплоидных видов пшениц, и диплоидного предшественника генома В Aegilops speltoides.

5. Впервые охарактеризованы протяженные ряды тандемных повторяющихся последовательностей Speltl и Spelt52 у Triticum aestivum.

6. Получен цитогенетический маркер (ВАС_2383А24), который позволяет выявлять хромосомы или хромосомные транслокации с участием генома В у тетраплоидных и гексаплоидных видов пшениц, и Aegilops speltoides в различном геномном окружении.

Положения, выносимые на защиту.

1. В формирование субтеломерных районов хромосом Triticum и Aegilops внесли вклад как тандемные повторяющиеся последовательности Speltl и Spelt52, так и мобильные элементы - ДНК-транспозон Caspar и LTR-ретротранспозон Fatima.

2. ДНК-транспозоны семейства Caspar являются характерной компонентой субтеломерных районов хромосом диплоидных и полиплоидных видов Triticum и Aegilops за счет того, что содержание элементов Caspar в субтеломерных районах существенно выше, чем в других районах хромосом.

3. Семейство gypsy LTR-ретротранспозонов Fatima внесло существенный вклад в дивергенцию генома В пшеницы за счет появления и амплификации в процессе эволюции геном-специфичных вариантов семейства Fatima у его предполагаемого предшественника Aegilops speltoides.

Апробаипя работы. Результаты настоящей работы были представлены на XLII Международной научной студенческой конференции «Студент и научно-технический прогресс» (Новосибирск, 2004 г.); Международной Конференции «Генетика в России и мире», посвященной 40-летию Института общей генетики им. Н.И.Вавилова РАН (Москва, 2006 г.); Международной молодежной научно-методической конференции «Проблемы молекулярной и клеточной биологии» (Томск, 2007 г.); VI Международной конференции по биоинформатике, регуляции и структуре генома (Новосибирск, 2008 г.); XI Международном симпозиуме по генетике пшеницы (Брисбен, Австралия, 2008 г.); Российско-французской конференции "Проблемы и перспективы биотехнологии растений" (Новосибирск, 2008 г.); Объединенном симпозиуме 19л 1ТМ1/ 3rd COST Tritigen (Клермон-Ферран, Франция, 2009 г.).

Публикации по теме диссертапии. По теме диссертации имеется 14 публикаций, из них 3 статьи в рецензируемых отечественных и зарубежных журналах и 1 — в сборнике трудов международной конференции. Вклад автора. Основные результаты получены автором самостоятельно. Подготовка препаратов для флуоресцентной гибридизации in situ и анализ препаратов проводились к.б.н. И. Г. Адониной. Отбор ВАС-клонов из геномной библиотеки Triticum aestivum сорта Ренан проводился д.б.н., проф. Е.А. Салиной, определение нуклеотидной последовательности ВАС-клонов проводилось в лаборатории Б. Шалуба (INRA, Франция).

Структура и объем диссертации: Диссертация содержит следующие разделы: введение, обзор литературы, материалы и методы, результаты, обсуждение, заключение, выводы, список цитируемой литературы. Работа изложена на 192 страницах, содержит 28 рисунков, 8 таблиц, 8 приложений, список цитируемой литературы включает 247 ссылок.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ Растительный материал. В работе использованы образцы ДНК синтетических аллополиплоидов Triticum-Aegilops и ДНК родительских растений, любезно предоставленные доктором Фельдманом (Израиль); набор нуллитетрасомных

линий ТгШсит аеъИхит сорта Чайниз Спринг (1РК Са1егБ1еЬеп, Германия) и образцы ДНК различных видов ТгШсит и Aegilops (Таблица 1).

Таблица 1. Список растительного материала, использованного в работе

Вид, популяция Геномная формула Источник

Синтетические аллопопиплоиды

ТгШсит aestivum х Aegilops speltoides Чайниз спринг xTS01 BBAADDSS, 2/т=8х=56 Dr. Feldman Израиль

ТгШсит durum х Aegilops speltoides Лэнгдон x TL01 BBAASS, 2«=6x=42

ТгШсит durum х Aegilops sharonensis Капелли x TH01 BBAAS'S', 2/i=6*=42

Aegilops speltoides x Aegilops caudata TS86 x TD01 sscc, 2/I=4jc=28

Triticum boeoticum x Aegilops speltoides TMB02 x TS86 AbAbSS, 2fi=4.r=28

Aegilops sharonensis x Triticum boeoticum TH02 x TMB02 SstlSshAbAb, 2/i=4x=28

Aegilops sharonensis x Aegilops umbellulata TH01 x TU04 s's'uu, 2п=4д=28

Tritcum urartu x Aegilops longissima TMU06 X TL05 AUAUS 'S 2л=4х=28

Диплоидные виды

Triticum monococcum L. K-20970 АвАь,2л=14

Triticum boeoticum Boiss. TMB02 A"Ab,2n=14 Dr. Feldman

Tritcum urartu Thum. Ex Gandil. TMU06, TMU38 А"А",2я=14 Израиль

Aegilops speltoides Tausch TS01, TS86 SS,2n=14

TS05, TS41.TS42, TS47, k-389

Aegilops longissima Schweinf et Munschl. TLO1, TL05, TL02, TL03, TL04 S' Sl, 2n=14 Dr. Feldman Израиль

Aegilops sharonensis Eig TH01.TH02 S'S1,2/7=14 Dr. Feldman Израиль

Aegilops searsii Feldman et Kislev ex Hammer TE12, TE16 SsSs,2n=14

Aegilops bicornis (Forssk.) Jaub. et Spach. TB05 S"Sn, 2n=14

Aegilops umbellulata Zhuk. TU 04 UU, 2я=14

Aegilops caudata L. TD01 CC,2n=14 Dr. Feldman Израиль

Aegilops tauschii Coss. TQ27 DD, 2/1=14

Природные алпополиплоиды

Triticum durum Desf. Капелли, Лэнгдон, Краснокрутка BBAA, 2/7=4x=28 Dr. Feldman Израиль

Triticum dicoccum (Schank) Schuebl. B(p) SIE, К7500, Dichter, k-327430, Krausei, 19360, Altay BBAA, 2/i=4*=28 H. П. Гончаров, ИЦиГ CO PAH

Triticum dicoccoides (Koem. ex Aschers, et Graebn.) Schweinf. PI266811,467005, 467019,467027, 467014,467016, 414718,414720, 414728,478710, BBAA, 2/i=4x=28

481493,481508

Triticum timopheevii Zhuk. K-385S5, ssp. viticulosum, vaг. typica GGA'A", 2и= 4х = 28

Triticum militinae Zhuk. et Migusch. GGA'A0, 2я = 4* = 28

Triticum compactum Host KU-3065, KU-7631, KU-3242, KU-4331, KU-4332, KU-4389, KU-1208, KU-302, KU-343 BBAADD, 2гг=6х=42 KOMUGI Япония

Triticum macha Dekapr. et Menabde KU-154, KU-155, KU-194, KU-197, KU-1812, KU-1813, KU-1814, KU-1815, KU-1816, KU-1817 BBAADD, 2п=6х=42 KOMUGI Япония

Triticum spelta L. KU-1021, KU-1029, KU-1035, KU-1046, KU-1064, KU-1077, KU-1092, KU-1100, ки-1Иб,ки-тб, KU-1131, KU-1138, KU-3377 BBAADD, 2«=6ï=42 KOMUGI Япония

Triticum sphaerococcum Persiv. KU-162-1, KU-162-2, KU-3004 BBAADD, 2л=6д=42 KOMUGI Япония

Triticum aestivum L. Ренан, Чайниз спринг. Саратовская 29, Балаганка, Дуванка 501, Победа, Цезиум 94, Саратовская 36, Алтайская 98 BBAADD, 2п=6х=Л2

Клоны. ВАС-клоны, содержащие субтеломерные повторы Speltl и Spelt52, предоставлены Салиной Е.А. (ИЦиГ СО РАН) и Б. Шалубом (INRA, Франция). Для двух ВАС-клонов 205008 и ВАС_2383А24 в лаборатории Б. Шалуба (INRA, Франция) была определена полная нуклеотидная последовательность. Выделение ДНК. Выделение суммарной ДНК растений проводили с использованием протеиназы К согласно описанной ранее методике (Дрейпер с соавт., 1991). Выделение ДНК ВАС-клонов проводилось с использованием стандартного метода щелочного лизиса с некоторыми модификациями (Maniatis с соавт., 1982).

Флуоресцентная гибридизация in situ (FISH). Приготовление препаратов и гибридизацию проводили согласно методике, описанной в статье Салиной с соавт. (Salina et al., 2006). Идентификация хромосом, принадлежащих к В- и D-геномам пшеницы, проводилась с помощью гибридизации с зондами pScll9 и pAsl, согласно стандартной генетической номенклатуре (Gill et al., 1991; Badaeva et al., 1996).

Компьютерный анализ нуклеотидных последовательностей. Поиск гомологичных нуклеотидных последовательностей в базах данных проводился с использованием алгоритма BLAST (Altschul et al., 1990). Для множественного выравнивания использовались программы Multalin (Corpet, 1998), либо ClustalW (Thompson et al., 1994); для построения филогенетических древ использовалась программа MEGA4 (Tamura et al., 2007). Аннотирование нуклеотидных ВАС последовательностей проводилось согласно протоколу, предложенному Международным консорциумом по секвенированию генома пшеницы

(http://www.wheatgenome.org/index.php). Расчет времени инсерции LTR-ретротранспозонов проводился согласно ранее разработанному методу (SanMiguel et al., 1998; Ma, Bennetzen, 2004).

РЕЗУЛЬТАТЫ

1. Сравнительный анализ ВАС-клонов, содержащих субтеломерпые маркеры Speltl и SpeJt52

Специфичными маркерами субтеломерных участков хромосом Ае. speltoides и В-генома полиплоидных пшениц являются тандемные повторы Speltl и Spelt52. На основании присутствия этих последовательностей из геномной ВАС-библиотеки мягкой пшеницы сорта Ренан были отобраны 9 клонов (Salina et al., 2009). Сравнительный анализ ВАС-клонов, содержащих субтеломерные маркеры Speltl (4 ВАС-клона) и Spelt52 (5 ВАС-клонов), включал в себя: а) оценку длины вставки геномной ДНК; б) оценку содержания повторяющихся последовательностей в составе ВАС-клонов, в том числе повторов, встречающихся в субтеломерных участках хромосом злаковых, таких как Speltl (Salina et al., 1998), Spelt52 (Salina et al., 2004), pSc 119.2 (Mclntyre et al., 1990), pAsl (Nagaki et al., 1995). Результаты анализа представлены в Таблице

2. Также проведен анализ хромосомной локализации ВАС-клонов на хромосомах Т. aestivum. Гибридизация в субтеломерных районах хромосом пшеницы наблюдалась только для ВАС_205008, при гибридизации остальных ВАС-клонов сигнал покрывал хромосомы Т. aestivum по всей длине.

Таблица 2. Сравнительная характеристика ВАС-клонов, содержащих субтеломерные маркеры Speltl и Spelt52

Длина, т.п.н.

й У

Содержание повторяющихся последовательностей_

Число копий*

Speltl Spelt52'

Присутствие*

pSc 119.2

pAsl

! в

2 в

к о

О. с*

■ е ц

ш о

о о *

с е *

2322J20

2383А24

2424Р01

112D20

Speltl

113.5

дисперсная*

-«- (В-геном)

86.5

1-2

110007

110В21

205008

Spelt52

162.5

168

120

478L20 1487N20

153.5 165.5

субтеломерная

дисперсная*

* оценка проведена с использованием методов Саузерн-блот и дот-гибридизации

** оценка проведена с использованием метода Саузерн-блот гибридизации

*** выделены протяженные фрагменты с субтеломерной локализацией С помощью субклонирования и in situ гибридизации протяженных (свыше 10 т.п.н.) фрагментов ДНК мы также показали локализацию в субтеломерных районах хромосом мягкой пшеницы для двух ВАС-клонов: BAC_2322J20 и ВАС 478L20.

2. Аннотирование и анализ первичной структуры ВАС_205008, имеющего субтеломерную FISH-локализацию

Последовательность ВАС 205008 длиной 119737 п.н. аннотирована и помещена в GenBank под номером GQ165812. Схема организации субтеломерной последовательности ВАС 205008 представлена на Рисунке 1.

С помощью BLAST-поиска в базе данных картированных контигов EST пшеницы (http://wheat.pw.usda.gov/GG2/blast.shtml) и поиска гомологичных последовательностей в базе данных геномных и белковых последовательностей риса Rice Genome Annotation Project (http://rice.plantbiology.msu.edu/) нам удалось установить, что ВАС_205008 локализован в дистальной части длинного плеча 4В хромосомы.

I I Ретротранспоэоны J J ДНК-транспоэоны

0.3% 6.1%

8.4% У M Г

(САСТА транспоэоны) 24.3% (17.5%) ^Ге' I I Spett52 8.2%

Рисунок 1. Схематическое строение ВАС_205008. MITE — miniature inverted transposable element (миниатюрный инвертированный мобильный элемент); цифра после названия элемента означает порядковый номер элемента этого семейства в ВАС-клоне; -р (partial) после названия элемента — неполный элемент

3. Аннотирование и анализ первичной структуры ВАС_2383А24, имеющего В-геном-специфичную FISH-локализацию

Последовательность ВАС_2383А24 длиной 113605 п.н. аннотирована и помещена в GenBank под номером GU817319. Схематическая организация ВАС_2383А24 представлена на Рисунке 2. Хромосомная локализация ВАС 2383А24 определена с помощью ПЦР-анализа набора из 21 нуллитетрасомных линий мягкой пшеницы сорта Чайниз Спринг с использованием ISBP-маркеров: подобраны специфичные праймеры к точке инсерции ретротранспозона Fatima_2383А24-2 в Ваг6ага_2383А24-1р. Метод ISBP-маркеров (insertion site-based polymorphism) заключается в использовании праймеров, окружающих точку инсерции мобильного элемента, которые дают специфичный продукт амплификации (Devos et al., 2005, Paux et al., 2006). Ha основании полученных данных BAC_2383A24 был локализован на хромосоме ЗВ.

4. Анализ последовательностей ДНК, входящих в состав ВАС_205008 и ВАС_2383А24

Филогенетический анализ последовательностей Speltl и Spelt52

В составе ВАС_205008 представлены 25 полных мономерных единиц последовательности Spelt52, расположенных в ориентации "голова-к-хвосту".

Множественное выравнивание нуклеотидных последовательностей мономерных единиц и их сравнение с консенсусной последовательностью показали, что в среднем процент гомологии последовательностей с консенсусом составил 93% (88-96%). Филогенетический анализ показал, что в составе ВАС_205008 присутствуют только мономеры подсемейства 5рек52.2. _

I Caspar- fp| __

нЩв^вкя'вДвД-

1 п.H.

Claudia-)pj

113605 п.н.

Ретротранспозоны, LTR, gypsy 27.9%

I | Ретротранспозоны, LTR, copia 21.4%

[ Ретротранспозоны, поп-LTR ^ до^

| | ДНК транспозоны, САСТА 3 3%

f"""1 "I мобильные элементы

" ■ '' неизвестного типа

^ Speltl

J MITE

1.4% 0.9% 0.7% 4.3%

Рисунок 2. Схематическое строение ВАС_2383А24. MITE — miniature inverted transposable element (миниатюрный инвертированный мобильный элемент); цифра после названия элемента означает порядковый номер элемента этого семейства в ВАС-клоне; -р (partial) после названия элемента - неполный элемент

Последовательности семейства Speltl, представленные в ВАС 2383А24, образуют ряд из 6 тандемных мономерных единиц. Уровень гомологии каждого мономера с консенсусной последовательностью составил 96-98%. Филогенетический анализ показал присутствие видоспецифичных нуклеотидных замен в последовательности повтора Speltl.

Анализ хромосомного распределения и филогенетический анализ ДНК-транспозонов семейства Caspar

ДНК-транспозон Caspar_205008 составляет порядка 10% от всей длины ВАС_205008, и содержит открытую рамку считывания, кодирующую транспозазу. Для анализа хромосомной локализации транспозона Caspar_205008 был использован ВАС-клон 205008. Дополнительно с помощью ПЦР получен зонд cas2, соответствующий участку последовательности, кодирующей транспозазу. Проанализировано распределение транспозона Caspar_205008 на хромосомах диплоидных и полиплоидных видов пшениц и эгилопсов (Рис. 3 а, Табл. 2). Показано, что зонды ВАС_205008 и cas2 гибридизовались на субтеломерные участки хромосом изученных видов. Локализация обоих зондов на хромосомах совпадает, однако сигнал зонда cas2 слабее, чем сигнал ВАС_205008. Наблюдался внутривидовой полиморфизм распределения сигналов гибридизации на хромосомах разных сортов Т. aestivum, и полиморфизм в числе сайтов гибридизации зонда Caspar_205008 на хромосомах диплоидных видов.

С помощью BLASTN-поиска с использованием в качестве зонда последовательности элемента Caspar_20500S в базах данных были выявлены и взяты в анализ 46 последовательностей транспозазы, принадлежащих видам

пшеницы Т. aestivum, Т. топососсит, Т. durum, Ае. tauschii и ячменя Hordeum vulgare (Рис. 4).

а ' А.

^4А

5D ,*4D

5D г * в -

1А< ' 60 , 5В 2D'- » »

7D 4D t Г 3D * 4 j т

_ 2D

Ц*

-п.

длЧ

*ч

Ав. speltoides 2383 А24

Рисунок 3. Локализация зондов к элементам Caspar и Fatima на метафазных хромосомах видов Triticunr. (а) ВАС_205008 (Caspar) на хромосомах Т. aestivum сорта Саратовская29; (б, в, г, д) ВАС_2383А24 и (е) 2383А24/15 (Fatima) на хромосомах (б) Т. aestivum сорта Саратовская 29, (в) Ае. speltoides и Т. топососсит на одном слайде, (д) Ае. speltoides и Ае. tauschii на одном слайде, (г, е) Т. aestivum сорта Чайниз спринг. Использованные комбинации зондов: (а) ВАС_205008 (зеленый), (б, в, г, д) ВАС_2383А24 (зеленый), (е) 2383А24/15 (зеленый); (a) pAsl (красный), (б) pScl 19 (красный), (г) геномная ДНК Ае. tauschii (красный), (д) ВАС_112D20 (красный)

Филогенетический анализ показал, что большинство элементов формируют три основные ветви на древе, две из которых сформированы элементами из родов Triticum и Aegilops (группы Clifford и Caspar_Triticinae), а третья — элементами из Н. vulgare (группа Caspar_Hordeinae). Кроме того, присутствует четвертая группа, обозначенная нами как «смешанная», которая содержит элементы, выделенные из пшеницы и из ячменя (Рис. 4).

Таблица 2. Результаты FISH зондов к элементу Caspar полиплоидных видов пшениц

на хромосомы диплоидных и

Вид Линия Геномная формула Локализация зонда на гаплоидном геноме Число хромосомных районов (число хромосом)

А е. speltoides К-389 2n=2x=14, SS 12(7)

Ae. tauschii TQ27 2n=2x=14, DD 5(4)

Т. urartu TMU38 2п=2х=14, А"А" 13(7)

Т. топоссосит К-20970 2п=2х=14, АЧ" 13(7)

Т. durum Лэнгдон 2n=4x=28, ВВАА 26-27(14)

Т. timopheevii К-38555 2n=4x=28, GGA'A' 26-27(14)

Т. aestivum Чайниз спринг 2n=6x=42, BBAADD 29(18)

Ренан 28(17)

Саратовская 29 28(17)

TFEP778 Clifford 453N11-1 (AY146588) Tm А' TREP1801 Clifford 294D11-1 (EF560592) Td A TRE P 774 Clifford 426K20-1 (AY 146580) Tm A AF488415-1 Tm

Caspar S02E9-1 (EU635980) Та A Caspar S42K11-2 (СТ0095в7) Tl A Caspar TA3B54F7-7 (АМ932в80) Та A Caspar TA3B54F7-2 (AM932Ö80) Та A EF4Ze56*-1 Tl A EF426584-2 Tl A

EU660692-1 Та A FJ436984-1 Та A Caspar-1 (AY534123) Aal A A6-10 (AY249980) Ael "^T EF081030 Tu

TREP3012 Caspar 5в«04-2 Та TREP3009 Caspar 42J2-12 Та Caspar ТАЭ885С&-1 Та

205008-1 (G0165812) Та "A" A TRE P1304 Caspar AY485644-3 Tm A TREP775 Саараг 1 SB 1-1 (AY14«588) Tm A AF488415-2 Tm

326E2-1 (EF540321) Tl A Caspar 60J11-1 (AY951945J Tm TRE P1303 Caspar AY 465644-2 Tm A TFEP1704 Caspar 1020F19-1 Та TREP787 Caspar 211E24-1 (AF521177) HvA TREP2094 Donald AY8532S2-11 Hv A ХМ (AY534123) АЫ A TFEP1225 Casper 231A18-KAY188331-1) Tm EF428585-2 Td A TREP1514 Caspar AY661558-4 Hv A TREP1511 Caspar AY861558-1 HvA

DQ900685-2 Hv A FJ4770S2-1 Hv A

TRE PI636 Caspar AY843844-2 Hv A TREP1516 Caspar AY661558-8 Hv A

124A1-1 (AY642028) Hv A TREP1512 Caspar AY661SS8-2 Hv A TREP1517 Caspar AY661558-7 HvA FJ477093-2 Hv A AF114171 Sorghum btcok*

Рисунок 4. Филогенетическое древо для последовательностей Соуряг-подобных элементов, кодирующих транспозазу. Названия групп (I) Clifford, (2) Caspar Jriticmae, (3) Caspar Jiordeinae, (4) смешанная. В названиях последовательностей: Та - Т. aestivum, Tt - Т. turgidum, Td - Т. durum, Tu - Т. urartu, Tm - Т. monococcum, Aet - Ae. tauschii, Hv - H. vulgare. Звездочками отмечены последовательности, для которых показана субтеломерная FISH локализация. Треугольниками - элементы, выделенные из протяженных геномных последовательностей, картированных в дистальной трети плеч хромосом. Для кластеров указаны бутстреп-значения при 500 повторностях

Анализ хромосомного распределения и филогенетический анализ семейства gypsy LTR-ретротранспозонов семейства Fatima

В ВАС-клоне 2383А24 элементы, принадлежащие к семейству gypsy LTR-ретротранспозонов Fatima, составляют около 25% общей последовательности ВАС-клона. Субклонирование ВАС_2383А24 показало, что клон 2383А24/15 длиной 435 п.н., гомологичный участку, кодирующему обратную транскриптазу gypsy LTR-ретротранспозона Fatima_2383А24-3, гибридизуется на хромосомы генома В мягкой пшеницы, так же, как и целый ВАС_2383А24 (Рис. 3 б, в, г, д, е).

Изучение локализации ретротранспозона Fatima на хромосомах диплоидных и полиплоидных видов Triticum и Aegilops проводили с использованием зондов 2383А24/15 и ВАС_2383А24. Спектр гибридизации, полученный для обоих зондов на хромосомах изученных видов, совпадает. В-геном-специфичный спектр локализации элемента Fatima сохраняется в течение эволюции генома В: у диплоидного предка Ае. speltoides и также у аллополиплоидов Т. aestivum и Т. durum. Используя ВАС_2383А24 в качестве зонда, удалось визуализировать транслокацию между хромосомами 7AL/5AL/7BS (Рис. 3 б), что позволяет использовать зонд ВАС 2383А24 для идентификации хромосом, принадлежащих геному В аллогексаплоида Т. aestivum, методом in situ гибридизации.

Для филогенетического анализа семейства gypsy LTR-ретротранспозонов Fatima были взяты нуклеотидные последовательности, кодирующие полипротеин, представленные как в ВАС_2383А24, так и в базах данных. В базе данных повторяющихся последовательностей Triticeae (Triticeae Repeat Sequence Database - TREP) элементы Fatima разделены на две группы, обозначенные как "автономные" и "неавтономные", которые имеют различающиеся нуклеотидные последовательности, кодирующие полипротеин. Элементы Fatima_2383А24-2 и -3 принадлежат к «автономной» группе, Fafr'ma_2383A24-l — к «неавтономной». Суммарно из баз данных было выделено 29 последовательностей «автономных» и 58 последовательностей «неавтономных» элементов, принадлежащих к видам Т. aestivum, Т. durum, Т. urartu, Т. топососсит и Ае. tauschii. Филогенетический анализ показал, что «автономные» элементы разделяются на четыре основные группы. "В-геном-специфичная" состоит из 15 элементов Fatima, выделенных из генома В видов Т. aestivum и Т. durum. Элемент Faiima_2383A24-3, показавший специфичную для генома В in situ гибридизацию, попадает в эту группу. Восемь элементов, произошедшие из геномов А Т. aestivum, Т. durum, Т. топососсит и Т. urartu, формируют две «А-геном-специфичные» специфичные группы. Диапазон времени инсерции для элементов этих трех групп составляет 0.6-2.0 млн. лет назад. Четвертая, «смешанная», группа содержит 6 элементов с разной геномной принадлежностью. Время инсерции, расчитаннное для этой группы, составляет 2.2-2.5 млн. лет назад. Филогенетический анализ элементов "неавтономной" группы не выявил кластеризации последовательностей по геномному признаку.

ПЦР-анапиз природных и искусственных аллополиплоидов Triticum-Aegilops с использованием специфичных праймеров, подобранных к участкам геномных последовательностей ВАС_205008 и ВАС_2383А24

На основании первичной структуры двух геномных последовательностей мягкой пшеницы ВАС_2383А24 и ВАС_205008, маркированных повторами Speltl и Spelt52, соответственно, были подобраны две пары ISBP-праймеров к инсерциям элементов Barbara_23S3A24-\p/Fatima_23S3A24-2 и C/Ww_2383A24-1p/F¿j//ma_2383A24-3. Проанализированы образцы ДНК природных аллополиплоидных пшениц и их диплоидных сородичей (Табл. 1). Специфичные продукты амплификации отсутствовали у всех диплоидных видов Aegiops и Triticum, и также у тетраплоидов GGA'A' Т. timopheevii и Т. militinae; однако присутствовали у всех проанализированных тетраплоидов ВВАА Т. durum, Т. dicoccum и Т. dicoccoides и большей части проанализированных гексаплоидов BBAADD. У искусственных аллополиплоидов Triticum-Aegilops, полученных с использованием природного тетраплоида в качестве одного из родителей и диплоида в качестве другого, продукт амплификации также присутствовал. Также были подобраны праймеры, ограничивающие кластер субтеломерных повторов Speltl, выявляющие полиморфизм в ряду диплоидных и полиплоидных видов. Наличие специфичного продукта показано у мягкой пшеницы сорта Ренан, у аллотетраплоида Triticum durum сорта Capelli, и у гибрида этого аллотетраплоида с Ае. sharonensis ТН01.

ОБСУЖДЕНИЕ

Микроколлинеарность БреН52~содержащиего дистального района хромосомы 4BL с участком 3S хромосомы риса

При анализе генного пространства ВАС_205008 обнаружен предположительно ортологичный район в геноме риса Oryza sativa. Последовательности белков, кодируемых четырьмя предсказанными в ВАС_205008 генами пшеницы, показали высокую степень гомологии к четырем гипотетическим белкам риса. Гены риса, которые кодируют эти белки, принадлежат к одному контигу OSJNBa0056G13 и локализованы рядом друг с другом в том же порядке, что и порядок соответствующих генов в ВАС_205008. Нами показано, что ВАС_2050 08 расположен в дистальном районе хромосомы пшеницы 4BL. Ортологичный район в геноме риса (контиг OSJNBaO()56G13) расположен в дистальном участке хромосомы 3S, который имеет наибольшее сходство с длинным плечом 4В хромосомы пшеницы (Miftahudin et al., 2004; See et al., 2006). Сравнение протяженности генных областей ВАС_205008 пшеницы и OSJNBa0056G13 риса показало, что в геноме риса район, охватывающий четыре вероятных гена, составляет 9556 п.н., в то время как соответствующий ему район в ВАС_205008 — 29612 п.н. Различие обусловлено увеличением межгенного расстояния у ВАС_205008 (в сумме 22769 п.н.) по сравнению с 3641 п.н. у риса. Межгенный район в ВАС_205008 не имеет сходства на уровне нуклеотидной последовательности с межгенным районом риса и превосходит по длине соответствующую область риса более чем в 6 раз, в то время как в целом геном пшеницы более чем в 40 раз превосходит по размеру геном риса. Судя по

всему, основное увеличение размера генома пшеницы происходило в районах, свободных от генов.

Консервативность и изменчивость повторов Spelíl и SpeltS2 в процессе эволюции

При анализе первичной структуры ВАС_205008 и ВАС_2383А24 нами впервые получена информация о первичной структуре протяженных участков тандемных повторов Spelt52 и Speltl. Для семейства повторов Spelt52 характерны два типа повторяющихся единиц: Spelt52.1 и Spelt52.2 (Salina et al, 2004). Тандемы, образованные только последовательностями Spelt52.2, показаны для одного образца Ае. speltoides — TS01. В составе ВАС_205008 мягкой пшеницы нами обнаружены участки тандемных повторов, состоящие только из последовательностей Spelt52.2. Учитывая тот факт, что Ае. speltoides является наиболее вероятным донором генома В полиплоидных пшениц, наличие тандемной организации Spelt52.2 можно использовать как критерий в филогенетических исследованиях для поиска образцов Ае. speltoides -возможных доноров B-генома. При анализе мономеров Speltl, выделенных из ВАС_2383А24, показано, что повторяющиеся единицы Speltl имеют видоспецифичные для Т. aestivum нуклеотидные замены, что также можно использовать для филогенетических исследований видов Triticum и Aegilops. Вклад САСТА ДНК-транспозона Caspar в формирование субтеломерных районов хромосом

САСТА ДНК-транспозон Caspar_20500% вносит основной вклад в выявление субтеломерной in situ локализации ВАС_205008, при этом субтеломерная локализация наблюдается на хромосомах диплоидных и полиплоидных видов Triticum и Aegilops. Филогенетический анализ 46 нуклеотидных последовательностей, гомологичных транспозазе Caspar_205008, показал разделение большинства элементов на 3 основные группы. В каждой из трех филогенетических групп присутствуют элементы, которые могут быть отнесены к дистальным районам хромосом (Рис. 4). Таким образом, преобладание в субтеломерных районах является характеристикой группы близкородственных семейств. Увеличение числа копий элементов Caspar по направлению к теломере, скорее всего, связано с высокой частотой рекомбинации в дистальных районах. Четкое разделение между Caspar-подобными элементами ячменя и пшеницы указывает на то, что амплификация этих элементов происходила независимо в разных геномах. Вероятно, Caspar-подобные элементы присутствовали в геноме общего предка Triticeae (на что указывает наличие четвертой "смешанной" филогенетической группы), затем по независимым путям произошла амплификация отдельных копий в геномах пшеницы и ячменя.

Вклад gypsy LTR-ретротранспозона Fatima в дивергенцию геномов в процессе эволюции

Наличие ретротранспозонов семейства Fatima в составе ВАС_2383А24 вносит основной вклад в выявление В-геном-специфичного спектра гибридизации на хромосомах пшеницы. Филогенетический анализ в сочетании с результатами FISH показал существование в семействе Fatima отдельных геном-специфичных групп, время инсерций которых находится в интервале 0.6-2.0

млн. лет назад, что совпадает с периодом, соответствующим расхождению видов — предков геномов А и В, и до формирования аллотетрапроида Т. dicoccoides (ВВАА) (Huang et al., 2002; Chalupska et al., 2008). Кроме геномспецифичных групп, для элементов Fatima показано также наличие "смешанной" группы, которая включает в себя элементы, принадлежащие к разным геномам мягкой пшеницы и ее диплоидных сородичей. Рассчитанное время инсерции элементов этой группы составляет 2.2-2.5 млн. лет назад, вероятно, их амплификация имела место в геноме общего предка видов Triticum и Aegilops, так как временной интервал соответствует периоду начала расхождения этих видов. Таким образом, В-геном-специфичная FISH локализация gypsy-элементов Fatima в значительной степени объясняется появлением геном-специфичных групп элементов у диплоидного предшественника генома В Ае. speltoides и их амплификацией до момента его вхождения в состав аллополиплоида. Амплификация геном-специфичных групп элементов могла оказать существенное влияние на дивергенцию хромосом трех геномов мягкой пшеницы, в том числе и таких функционально важных районов хромосом как субтеломеры.

Оценка геномных изменений субтеломерных последовательностей ДНК у природных и синтетических аллополиплоидов пшеницы

Одной из задач работы являлась оценка эффективности ПЦР-анализа с праймерами, подобранными к определенным участкам субтеломерных геномных последовательностей (в том числе ISBP-маркерами), для выявления геномных изменений, имевших место в процессе эволюции и при образовании аллополиплоидов Triticum-Aegilops. Использование ISBP-маркеров и праймеров, ограничивающих кластер повторов Speltl, разработанных в данном исследовании, позволило выявить полиморфизм между природными аллополиплоидами и их диплоидными предками: показано образование специфичных продуктов амплификации у аллополиплоидов, при отсутствии соответствующих фрагментов у диплоидных предков. В ряду искусственных аллополиплоидов изменений выявить не удалось, что, видимо, связано с малым количеством использованных маркеров. Таким образом, использование маркеров, разработанных в данном исследовании к участкам субтеломерных районов, является достаточно эффективным для оценки уровня геномных изменений, происходящих в этих районах в процессе эволюции.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Изучение структуры таких функционально значимых участков хромосом, как субтеломеры, имеет большое значение для развития представлений о структурно-функциональной организации и эволюции хромосом эукариот. Особый интерес представляет изучение субтеломерных районов в геномах аллополиплоидных и диплоидных видов Triticum и Aegilops, так как это позволит выявить механизмы дивергенции этих районов в процессе эволюции и при формировании аллополиплоидного генома.

Анализ первичной структуры двух ВАС-клонов, содержащих субтеломерные маркеры Speltl и Spelt52, показал, что ВАС-последовательности насыщены диспергированными повторяющимися последовательностями

(мобильными элементами), которые являются наиболее динамичным компонентом генома. С помощью анализа нуклеотидной последовательности ВАС_205008, локализованной в дистальном районе длинного плеча 4В хромосомы Т. aestivum, филогенетического анализа и анализа распределения на хромосомах последовательностей, входящих- в состав ВАС_205008; идентифицирована группа родственных семейств мобильных элементов, которая является характерной для субтеломерных районов хромосом Triticeae (Caspar-подобные семейства САСТА ДНК-транспозонов). С помощью анализа ВАС_2383А24, содержащего субтеломерный маркер Speltl и локализованного на хромосоме ЗВ Т. aestivum, нами идентифицирована последовательность, вносящая основной вклад в В-геном-специфичный спектр in situ гибридизации ВАС_2383А24 - gypsy LTR-ретротранспозон Fatima. Филогенетический анализ и анализ распределения на хромосомах пшеницы показали, что это семейство ретротранспозонов вносит существенный вклад в дифференциацию В-генома пшениц за счет образования и амплификации специфичных вариантов элементов.

Из литературных данных известно, что при образовании природных и искусственных аллополиплоидов происходит ряд геномных изменений, затрагивающих как повторяющиеся, так и низкокопийные и уникальные последовательности. В данной работе был проведен поиск ПЦР-маркеров к вариабельным участкам субтеломерных районов хромосом, которые позволили бы эффективно выявлять геномные изменения, происходящие в процессе эволюции и при образовании аллополиплоидов Triticum-Aegilops. Используя информацию о первичной структуре субтеломерных последовательностей ВАС_205008 и ВАС_2383А24, мы разработали специфичные праймеры, ограничивающие кластеры субтеломерных повторов Speltl и Spelt52, и праймеры, ограничивающие точки инсерций мобильных элементов МЭ (ISBP-маркеры). ПЦР-анализ со специфичными праймерами, разработанными нами на основе ВАС-последовательностей, показал наличие полиморфизма между природными аллополиплоидами и их диплоидными предками, а именно, появление специфичных продуктов амплификации в геноме аллополиплоидов при отсутствии его у диплоидов; в ряду искусственных аллополиплоидов Triticum-Aegilops изменений выявить не удалось. Таким образом, использование ISBP-маркеров является эффективным для выявления геномных изменений в субтеломерных районах в ряду аллополиплоидов Triticum-Aegilops, однако для выявления геномных изменений у искусственных аллополиплоидов необходимо разработать большое количество специфичных праймеров к субтеломерным участкам всех хромосом.

выводы

1. Впервые охарактеризована нуклеотидная последовательность субтеломерного ВАС-клона 205008, содержащего маркер Spelt52 и принадлежащего к дистальному району длинного плеча 4В хромосомы мягкой пшеницы. В составе ВАС_205008 преобладают САСТА ДНК-транспозоны (17.5% от всей длины ВАС_205008) и наблюдается низкое содержание ретроэлементов (8.4%); гены составляют 6.1% данной последовательности.

2. Впервые охарактеризована нуклеотидная последовательность ВАС-клона 2383А24, содержащего субтеломерный маркер Speltl и принадлежащего к хромосоме ЗВ мягкой пшеницы. В составе ВАС 2383А24 преобладают LTR-ретротранспозоны (49.3% от всей длины ВАС_2383А24), из них 49% приходится на gypsy-семейство Fatima-, гены и ДНК-транспозоны составляют 4.3 и 4% от всей длины ВАС_2383А24, соответственно.

3. Показано, что субтеломерная последовательность Spelt52 в составе ВАС_205008 представлена только мономерными единицами типа Spelt52.2, которые имеют высокий уровень сходства друг с другом (93%). Субтеломерные последовательности Speltl в составе ВАС_2383А24 также показывают высокую степень сходства друг с другом (96 - 98%), и имеют видоспецифичные нуклеотидные замены.

4. Впервые показано, что элементы, принадлежащие к группе родственных семейств САСТА ДНК-транспозонов (Caspar-подобные элементы) имеют преимущественную локализацию в субтеломерных районах хромосом диплоидных и полиплоидных видов Triticum и Aegilops.

5. Впервые показано, что gypsy LTR-ретротранспозоны семейства Fatima вносят существенный вклад в дифференциацию B-генома пшеницы за счет появления и амплификации геномспецифичных вариантов семейства Fatima у его предполагаемого предшественника Ае. speltoides в процессе эволюции.

6. Показано, что ПЦР-маркеры, выявляющие наличие инсерций мобильных элементов (ISBP-маркеры), являются эффективными для оценки уровня геномных изменений, происходящих в субтеломерных районах хромосом в процессе эволюции видов Triticum и Aegilops.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ:

1. Salina Е.А., Sergeeva Е.М.. Adonina I.G., Shcherban A.B., Afonnikov D.A., Belcram H., Huneau C., Chalhoub В.. Isolation and sequence analysis of the wheat В genome subtelomeric DNA // BMC Genomics. 2009. 10. P: 414.

2. Щербань А.Б., Сергеева E.M.. Бадаева Е.Д., Салина Е.А. Анализ изменений 5S рДНК у синтетических аллополиплоидов Triticum х Aegilops II Молекулярная биология. 2008. Т. 42. № 4. С.604-611. (перечень ВАК)

3. Щербань, А.Б., Хлёсткина, Е.К., Сергеева. Е.М.. Салина Е.А. Геномные изменения на ранних этапах образования аллополиплоида Aegilops longissima х Triticum urartu II Генетика. 2007. Т. 43. № 7. С.963-970. (перечень ВАК)

Адонина И.Г., Сергеева Е.М.. Щербань А.Б., Салина Е.А. Дивергенция хромосом и геномов видов Aegilops и Triticum в процессе эволюции // Материалы международной конференции «Хромосома 2009», Новосибирск 31 августа - 6 сентября. 2009. С. 52-53.

Sergeeva Е„ Salina Е., Adonina I., Chalhoub В. САСТА DNA-transposon Caspar evolution across wheat species through sequence analysis and comparative in situ hybridization // Joint workshop 19th ITMI/3Id COST Tritigen, Clermont-Ferrand, France, August 31 - September 4 2009. 2009. P.177.

Salina E., Sergeeva E.. Adonina I., Shcherban A., Afonnikov D., Belcram H., Huneau C., Chalhoub B. Structural analysis of subtelomeric chromosomal region of Triticum and Aegilops species // Joint workshop 19th 1ТМ1/ 3rd COST Tritigen, Clermont-Ferrand, France, August 31 - September 4 2009. 2009. P.59.

Сергеева E.M., Адонина И.Г., Щербань А.Б., Шалуб Б., Салина Е.А. Анализ структурной организации участка субтеломерного района хромосомы 4BL Triticum aestivum // V Съезд ВОГиС, Москва, 21-28 июня 2009 г. 2009.4.1. С.320. Salina Е.А., Sergeeva Е.М.. Adonina I.G., Shcherban A.B., Belcram H., Huneau C., Chalhoub B. Composition and location of wheat ВАС sequences marked by Aegilops speltoides subtelomeric repeats // The 11th International Wheat Genetics Symposium proceedings, 24-29 August, Brisbane, Qld, Australia 2008, http://ses.library.usyd. edu.au/bitstream/2123/3499/ 1/PlOl.pdf.

Salina E.A., Sergeeva E.M.. Adonina I.G., Shcherban A.B., Belcram H., Huneau C., Chalhoub B. Structural analysis of subtelomeric chromosomal region of Triticum and Aegilops and its applied to wheat hybrids study // The Russian-French Conference "Problems and Prospects in Plant Biotechnology", October 21-24, 2008, http://www. bionet.nsc.ru/meeting/ rus_france2008/

Sergeeva E.M.. Adonina I.G., Afonnikov D.A., Chalhoub В., Salina E.A.. Analysis of continuous 119737 bp stretch of subtelomeric DNA isolated from Triticum aestivum BAC-library // The Sixth International- Conference on Bioinformatics of Genome Regulation and Structure, Novosibirsk, Russia, June 22-28, 2008. 2008. P.218. Сергеева E.M., Щербань А.Б., Адонина И.Г., Салина Е.А. Структурная организация субтеломерных участков хромосом Triticum aestivum по результатам анализа ВАС-клонов // Сборник материалов Международной молодежной научно-методической конференции «Проблемы молекулярной и клеточной биологии» (Томск, 10 -12 мая 2007 г.). Томск, 2007. С.158. Сергеева Е.М.. Щербань А.Б., Адонина И.Г., Салина Е.А. Структурная организация субтеломерных районов хромосом Triticum aestivum по результатам анализа ВАС-клонов // Материалы Международной Конференции «Генетика в России и мире» (Москва, 28 июня - 2 июля 2006 г.). М., 2006. С. 180. Сергеева Е.М. Геномные изменения у искусственных аллополиплоидов Triticum-Aegilops (2п=4х=28) // Материалы XLII МНСК «Студент и научно-технический прогресс», Новосибирск. 2004. С.67.

Хлесткина Е.К., Щербань А.Б., Сергеева Е.М., Салина Е.А. Идентификация делеций геномной ДНК у вновь созданных амфиплоидов // Материалы 2-й научной конференции МОГиС «Актуальные проблемы генетики». Москва, 2003. С. 198-199.

Подписано к печати 26.03.2010 г. Формат бумаги 60 х 90 1/16, печ. л. 1, уч. изд. л. 0,7 Тираж 1 Заказ № 30

Ротапринт Института цитологии и генетики СО РАН 630090, Новосибирск, пр. акад. Лаврентьева, 10

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Сергеева, Екатерина Михайловна

Глава 1. ВВЕДЕНИЕ

1.1. Актуальность проблемы

1.2. Цели и задачи исследования

1.3. Научная новизна и практическая ценность работы

1.4. Основные положения диссертации, выносимые на защиту

1.5. Апробация работы

1.6. Структура и объем работы

1.7. Вклад автора

1.8. Благодарности

ПЕРЕЧЕНЬ УСЛОВНЫХ ОБОЗНАЧЕНИЙ

Глава 2. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ

2.1. Структура генома злаков 13 2.1.1. Повторяющиеся последовательности ДНК

2.1.1.1. Тандемные повторы

2.1.1.2. Диспергированные повторы

2.1.1.3. Мобильные элементы генома

2.1.1.4. Мобильные элементы класса I

2.1.1.5. Мобильные элементы класса II

2.1.1.6. Мобильные элементы Тпйсеае

2.2. Организация повторяющихся последовательностей ДНК в 26 геномах растений и их вклад в увеличение размера генома

2.2.1. Распределение генов и повторяющихся 26 последовательностей ДНК на хромосомах злаков

2.2.2. Вклад мобильных элементов в дивергенцию геномов и 28 различных локусов хромосом

2.2.3. Организация теломерных районов хромосом

2.2.4. Организация субтеломерных районов хромосом

2.3. Полиплоидия как фактор эволюции

2.3.1. Эволюция родов ТгШсит и Aegilops

2.3.2. Геномные изменения, происходящие при полиплоидии

2.4. Методы анализа повторяющихся последовательностей ДНК 43 в геноме растений

2.4.1. Анализ локализации повторяющихся 43 последовательностей ДНК на хромосомах

2.4.2. Анализ первичной структуры повторяющихся 47 последовательностей ДНК

2.4.3. Сравнительный анализ первичной структуры 50 протяженных участков ДНК из гомеологичных локусов

2.4.3.1. Сравнение ортологичных последовательностей у 51 разных видов злаков

2.4.3.2. Сравнение гомеологичных последовательностей 53 геномов полиплоидных пшениц и их диплоидных сородичей

2.4.3.3. Определение нуклеотидной последовательности 55 генома пшеницы и анализ фракции повторяющихся последовательностей

Введение Диссертация по биологии, на тему "Структурная организация субтеломерных районов хромосом видов родов Triticum L. и Aegilops L."

1.1. Актуальность проблемы.

Изучение субтеломерных районов хромосом является актуальным для развития современных представлений о структурно-функциональной организации и эволюции хромосом эукариот. Субтеломерные участки хромосом примыкают к теломерам, и принимают участие в ряде важных функций - отвечают за позиционирование хромосом в интерфазе, оказывают влияние на их поведение и митозе и мейозе (Louis, 1995; Feldman et al., 1997). Особенно важным является изучение структурной организации и дивергенции субтеломерных участков хромосом в процессе эволюции у аллополиплоидов -это представляет огромный интерес для понимания функционирования полиплоидного генома. Наиболее хорошо изучены виды трибы Triticeae, которая содержит большое количество природных аллополиплоидов, и для которой получен ряд искусственных аллополиплоидов.

В связи с завершенными проектами по секвенированию геномов, на настоящий момент детально охарактеризована структура субтеломерных участков хромосом человека Homo sapiens (Riethman et al., 2001, 2004), некоторых хромосом риса Oryza sativa (Yang et al., 2005) и Arabidopsis thaliana (Kuo et al., 2006). Субтеломерные районы этих организмов имеют ряд характерных особенностей, таких как: наличие множественных сегментальных дупликаций, присутствие хромосом-специфичных тандемных повторов и мобильных элементов, а также генов.

О структуре субтеломерных участков хромосом Triticeae и других растений с большим размером генома известно гораздо меньше, в связи с тем, что в настоящее время полная нуклеотидная последовательность их геномов неизвестна. Однако ряд работ по клонированию и анализу отдельных последовательностей ДНК, локализованных на концах хромосом, показал, что субтеломерные районы у разных таксонов содержат различные семейства высокоповторяющихся тандемных последовательностей ДНК, которые часто являются видоспецифичными и геномспецифичными в аллополиплоидном геноме (Jones and Flavell, 1982; Ohtsubo et al., 1991; Wu and Tanksley, 1993a; Vershinin et al., 1995; Salina et al., 2006). Тандемно организованные субтеломерные повторы чередуются с дисперсными уникальными и низкокопийными последовательностями, образуя специфичные комбинации последовательностей ДНК на концах хромосом (Sykorova et al., 2003; Alkhimova et al., 2004).

Изучение структурной организации субтеломерной ДНК мягкой пшеницы и эволюции отдельных последовательностей, входящих в их состав, в ряду диплоидных и полиплоидных видов Triticum и Aegilops, как природных, так и искусственно синтезированных, существенно расширит имеющуюся информацию о структуре субтеломер злаков, и позволит определить вклад различных последовательностей в формирование и дивергенцию этих районов хромосом.

Заключение Диссертация по теме "Генетика", Сергеева, Екатерина Михайловна

ВЫВОДЫ

1. Впервые охарактеризована нуклеотидная последовательность субтеломерного ВАС-клона 205008, содержащего маркер Spelt52 и принадлежащего к дистальному району длинного плеча 4В хромосомы мягкой пшеницы. В составе ВАС205008 преобладают САСТА ДНК-транспозоны (17.5% от всей длины ВАС205008) и наблюдается низкое содержание ретроэлементов (8.4%); гены составляют 6.1% данной последовательности.

2. Впервые охарактеризована нуклеотидная последовательность ВАС-клона 2383А24, содержащего субтеломерный маркер Speltl и принадлежащего к хромосоме ЗВ мягкой пшеницы. В составе ВАС2383А24 преобладают LTR-ретротранспозоны (49.3% от всей длины ВАС2383А24), из них 49% приходится на gypsy-с ем е йство Fatima; гены и ДНК-транспозоны составляют 4.3 и 4% от всей длины ВАС2383А24, соответственно.

3. Показано, что субтеломерная последовательность Spelt52 в составе ВАС205008 представлена только мономерными единицами типа Spelt52.2, которые имеют высокий уровень сходства друг с другом (93%). Субтеломерные последовательности Speltl в составе ВАС2383А24 также показывают высокую степень сходства друг с другом (96 - 98%), и имеют видоспецифичные нуклеотидные замены.

4. Впервые показано, что элементы, принадлежащие к группе родственных семейств САСТА ДНК-транспозонов (Сшраг-подобные элементы) имеют преимущественную локализацию в субтеломерных районах хромосом диплоидных и полиплоидных видов Triticum и Aegilops.

5. Впервые показано, что gypsy LTR-ретротранспозоны семейства Fatima вносят существенный вклад в дифференциацию В-генома пшеницы за счет появления и амплификации геномспецифичных вариантов семейства Fatima у его предполагаемого предшественника Ае. speltoides в процессе эволюции.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Анализ структурной организации девяти ВАС-клонов, содержащих субтеломерные маркеры Spelt 1 и Spelt52, показал, что ВАС-последовательности насыщены диспергированными повторяющимися последовательностями (мобильными элементами), которые являются наиболее динамичным компонентом генома. С помощью анализа нуклеотидной последовательности ВАС205008, локализованной в дистальном районе длинного плеча 4В хромосомы Т. aestivum, филогенетического анализа, и анализа распределения на хромосомах последовательностей, входящих в состав ВАС205008; идентифицирована группа родственных семейств мобильных элементов, которая является характерной для субтеломерных районов хромосом Triticeae (Caspar-подобные семейства САСТА ДНК-транспозонов). С помощью анализа ВАС2383А24, содержащего субтеломерный маркер Speltl и локализованного на хромосоме ЗВ Т. aestivum, нами идентифицирована последовательность, вносящая основной вклад в В-геном-специфичный спектр in situ гибридизации BACJ2383A24 - gypsy LTR-ретротранспозон Fatima. Филогенетический анализ и анализ распределения на хромосомах пшеницы показали, что это семейство ретротранспозонов вносит существенный вклад в дифференциацию В-генома пшениц за счет образования и амплификации специфичных вариантов элементов.

Из литературных данных известно, что при образовании природных и искусственных аллополиплоидов происходит ряд геномных изменений, затрагивающих как повторяющиеся, так и иизкокопийные и уникальные последовательности. В данной работе был проведен поиск ПЦР-маркеров к вариабельным участкам субтеломерных районов хромосом, которые позволили бы эффективно выявлять геномные изменения, происходящие в процессе эволюции и при образовании аллополиплоидов ТгШсит-А е%Иор$. Используя информацию о первичной структуре субтеломерных последовательностей ВАС205008 и ВАС2383А24, мы разработали специфичные праймеры, ограничивающие кластеры субтеломерных повторов БреШ и 8реИ52, и праймеры, ограничивающие точки инсерций мобильных элементов МЭ (1БВР-маркеры). ПЦР-анализ со специфичными праймерами, разработанными нами на основе ВАС-последовательностей, показал наличие полиморфизма между природными аллополиплоидами и их диплоидными предками - а именно, появление специфичных продуктов амплификации в геноме аллополиплоидов при отсутствии его у диплоидов; в ряду искусственных аллополиплоидов TrШcum-Aegilops изменений выявить не удалось. Таким образом, использование КВР-маркеров является эффективным для выявления геномных изменений в субтеломерных районах в ряду аллополиплоидов TrШcum-Aegilops, однако для выявления геномных изменений у искусственных аллополиплоидов необходимо разработать большое количество специфичных праймеров к субтеломерным участкам всех хромосом.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Сергеева, Екатерина Михайловна, Новосибирск

1. Дрейпер Д., Скотт Р., Армитидж Ф., Уолден Р. Генная инженерия растений // М.: Мир, 1991. С.245-248.

2. Adams S.P., Hartman Т.Р., Lim К.Y. et al. Loss and recovery of Arabidopsis-type telomere repeat sequences 5'-(TTTAGGG)(n)-3' in the evolution of a major radiation of flowering plants//Proc Biol Sci. 2001. V.268(1476). P.1541-1546.

3. Ade J, Belzile FJ. Hairpin elements, the first family of foldback transposons (FTs) in Arabidopsis thaliana// Plant J. 1999 19(5):591-7.

4. Akhunov E.D., Goodyear A.W., Geng S. et al. The organization and rate of evolution of wheat genomes are correlated with recombination rates along chromosome arms // Genome Res. 2003. V.13. P.753-763.

5. Alkhimova O.G., Mazurok N.A., Potapova T.A. et al. Diverse patterns of the tandem repeats organization in rye chromosomes// Chromosoma. 2004. V.l 13. P.42-52.

6. Allouis S., Moore G., Bellec A. et al. Construction and characterisation of a hexaploid wheat (Triticum aestivum L.) ВАС library from the reference germplasm 'Chinese Spring'// Cereal Res. Commun. 2003. V. 31. P. 331-338.

7. Altchul S.F., Gish W., Miller W et al. Basic local alignment search tool // J. Biol.t1990. V. 215. P. 403-410.

8. Alves E, Ballesteros I, Linacero R, Vázquez AM RYS1, a foldback transposon, is activated by tissue culture and shows preferential insertion points into the rye genome// Theor Appl Genet. 2005 111(3):431-6.

9. Anamthawat-Jonsson K., Heslop-Harrison J.S. Isolation and characterization of genome-specific DNA sequences in Triticeae species // Mol Gen Genet. 1993. V. 240. P. 151-158.

10. Appels R., Dennis E.S., Smyth D.R., Peacock W.J. Two repeated DNA sequences from the heterochromatic regions of rye (Secale cereale) chromosomes // Chromosoma. 1981. V. 84. P. 265-277.

11. Arumuganathan K., Earle E.D. Nuclear DNA content of some important plants species// Plant Mol Biol Rep. 1991. V. 9. P. 208-218.

12. Badaeva E.D., Friebe B., Gill B.S. Genome differentiation in Aegilops. 1. Distribution of highly repetitive DNA sequences on chromosome of diploid species // Genome. 1996. V.39. № 2. P.293-306.

13. Bedbrook J.R., Jones J., O'Dell M. et al. A molecular description of telomeric heterochromatin in Secale species // Cell .1980. V. 19. P.545-560.

14. Belostotsky D.A., Ananiev E.V. Characterization of relic DNA from barley genome // Theor.Appl. Genet. 1990. V.80. P.374-380.

15. Belyayev A., Raskina O. Heterochromatin discrimination in Aegilops speltoides by simultaneous genomic in situ hybridization// Chromosome Res, 1998, 6: 559565.

16. Belyayev A., O. Raskina, Nevo E. Chromosomal distribution of reverse transcriptase-containing retroelements in two Triticeae species // Chromosome Res. 2001a. V. 9. P. 129-136.

17. Belyayev A, Raskina O, Nevo E. Variability of the chromosomal distribution of Ty3-gypsy retrotransposons in the populations of two wild Triticeae species// Cytogenet Genome Res. 2005; 109(l-3):43-9.

18. Bennett M.D., Leitch I.J. Nuclear DNA amounts in Angiosperms// Ann. Bot. 1995.76:113-176.

19. Bennetzen JL. The Mutator transposable element system of maize// Curr Top Microbiol Immunol. 1996; 204:195-229.

20. Bennetzen J.L., Freeling M. The unified grass genome: synergy in synteny // Genome Res. 1997. V. 7. P. 301-306.

21. Bennetzen J.L. Comparative sequence analysis of plant nuclear genomes: microcolinearity and its many exceptions// Plant Cell, 2000a, 12:1021-1029.

22. Bennetzen J.L. Transposable element contributions to plant genome evolution // Plant Mol Biol. 2000b. V. 42. P. 251-269.

23. Bennetzen J.L., Ma J., Devos K. Mechanisms of recent genome size variation in flowering plants//Ann Bot. 2005; 95:127-132.

24. Blackburn E.H. Telomerase and Telomere-length Regulation: Lessons from Small Eukaryotes to Mammals // TIBS .1991. V.16. P. 378-381.

25. Blake NK, Lehfeldt BR, Lavin M, Talbert LE. Phylogenetic reconstruction based on low copy DNA sequence data in an allopoyploid: The B genome of wheat // Genome, 1999, 42:351-360.

26. Blanc G., Hokamp K., Wolfe K.H. A recent polyploidy superimposed on older large-scale duplications in the Arabidopsis genome // Genome research.2003.V. 13.P.137-144.

27. Brandes A, Roder MS, Ganal MW. Barley telomeres are associated with two different types of satellite DNA sequences// Chromosome Res 1995; 3(5):315-20

28. Bureau T., Wessler S. Mobile inverted-repeat elements of the Tourist family are associated with the genes of many cereal grasses // Proc Natl Acad Sci. 1994a. V. 91. P. 1411-1415.

29. Bureau T., Wessler S.R. Stowaway: a new family of inverted repeat elements associated with the genes of both monocotyledonous and dicotyledonous plants // Proc Natl Acad Sci. 1994b. V. 9. P. 1411-1415.

30. Burr B., Burr F.A., Matz E.C. et al. Pinning down loose ends: mapping telomeres and factors affecting their length // Plant Cell. 1992. V. 4(8). P. 953-960.

31. Cappello J., Handelsman K., Lodish H. Sequence of Dictyostelium DIRS-1: an apparent retrotransposon with inverted terminal repeats and an internal circle junction sequence//Cell 1985, 43, 105-115.

32. Casacuberta JM, Santiago N. Plant LTR-retrotransposons and MITEs: control of transposition and impact on the evolution of plant genes and genomes// Gene 2003, 311:1-11.

33. Cenci A., Chantret N., Xy K. et al. A half million clones bacterial artificial chromosome (BAC) library of durum wheat // Theor. Appl. Genet. 2003. V. 107. P. 931-939.

34. Chalhoub B, Belcram H, Caboche M. Efficient cloning of plant genomes into bacterial artificial chromosome (BAC) libraries with larger and more uniform insert size// Plant Biotechnol J 2004, 2(3): 181-188.

35. Chantret N., Salse J., Sabot F. et al. Molecular basis of evolutionary events that shaped the Hardness locus in diploid and polyploid wheat species (Triticum and Aegilops) // Plant Cell. 2005.V. 17(4). P.1033-1045.

36. Charles M, Belcram H, Just J et al. Dynamics and differential proliferation of transposable elements during the evolution of the B and A genomes of wheat.// (2008)Genetics 180:1071-1086

37. Chen M., San Miguel P., De Oliveira A.C. et al. Microcolinearity in sh2-homologous regions of the maize, rice, and sorghum genomes // Proc Natl Acad Sci. 1997. V. 94. P. 3431-3435.

38. Chen M., San Miguel P., Bennetzen J.L. Sequence organization and conservation in the sh2/al-homologous regions in sorghum and rice // Genetics .1998. V. 148. P. 435-443.

39. Cheng Z., Buell C.R., Wing R.A., Jiang J. Resolution of fluorescence in-situ hybridization mapping on rice mitotic prometaphase chromosomes, meiotic pachytene chromosomes and extended DNA fibers // Chromosome Res. 2002. V. 10. P. 379-387.

40. Comai L., Tyagi A.P., Winter K. et al. Phenotypic instability and rapid gene silencing in newly formed Arabidopsis allotetraploids // Plant Cell. 2000. V. 12. P. 1551-1568.

41. Craig NL, Craigie R, Gellert M, Lambowitz AM. Mobile DNA II. Washington, DC: Am. Soc. Microbiol. Press; 2002.

42. Cregan et al. Targeted isolation of simple sequence repeat markers through the use of bacterial artificial chromosomes // Theor Appl Genet. 1999. V.98. P. 919-928.

43. Cresse A.D., S.H. Hulbert, W.E. Brown et al. Mul-related transposable elements of maize preferentially insert into low copy number DNA // Genetics. 1995. V. 140. P. 315-324.

44. Cuzzoni E., L. Ferretti, C. Giordani, S. Castiglione, F. Sala. A repeated chromosomal DNA sequence is amplified as a circular extrachromosomal molecule in rice (Oryza sativa L.)// Molecular and General Genetics. 1990. V. 222. P. 58-64.

45. Devos KM, Dubcovsky J, Dvorak J et al. Structural evolution of wheat chromosomes 4A, 5A and 7B and its impact on recombination// Theor Appl Genet 1995,91:282-288.

46. Devos KM, Brown JK, Bennetzen JL. Genome size reduction through illegitimate recombination counteracts genome expansion in Arabidopsis//Genome Res. 2002;12:1075-1079.

47. Devos KM, Ma J, Pontaroli AC et al.Analysis and mapping of randomly chosen bacterial artificial chromosome clones from hexaploid bread wheat// (2005a) Proc Natl Acad Sci USA 102:19243-19248

48. Dong F., Song J., Naess S.K. et al. Development and applications of a set of chromosomespecific cytogenetic DNA markers in potato // Theor Appl Genet. 2000. V. 101. P. 1001-1007.

49. Dover G. Molecular drive// Trends Genet, 2002, 18: 587-589.

50. Dubcovsky J., W. Ramakrishna, P.J. SanMiguel et al. Comparative sequence analysis of colinear barley and rice bacterial artificial chromosomes // Plant Physiol. 2001. V. 125. P. 1342-1353.

51. Dvorak J, Zhang HB, Kota RS, Lassner M. Organization and evolution of the 5S ribosomal RNA gene family in wheat and related species// Genome, 1989, 32:10031016.

52. Dvorak J, Zhang HB. Variation in repeated nucleotide sequences sheds light on the phylogeny of the wheat B and G genomes// Proc Natl Acad Sci USA 1990, 87:9640-9644.

53. Eickbush T. H., Malik H. S. Origins and evolution of retrotransposons.in Mobile DNA II (eds Craig, N. L., Craigie, R., Geliert, M. & Lambowitz, A. M.) 1111-1146 (ASM, Herndon, 2002).

54. Endo T.R., B.S. Gill. The deletion stocks of common wheat// J Hered.1996. V. 87. P. 295-307.

55. Erayman M., Sandhu D., Sidhu D et al. Demarcating the gene-rich regions of the wheat genome// Nucl Acids Res 2004, 32:3546-3565.

56. Evgen'ev M., Arkhipova, I. Penelope-like elements a new class of retroelements: distribution, function and possible evolutionary significance// Cytogenet. Genome Res. 2005, 110, 510-521.

57. Fajkus J., Kovarik A., Kralovics R. et al. Organization of telomeric and subtelomeric chromatin in the higher plant Nicotiana tabacum II Mol Gen Genet. 1995. V. 247(5). P. 633-638.

58. Feinberg A. P., Vogelstein B. A. A technique for radiolabelling DNA restriction endonuclease fragments to high specific activity // Anal. Biochem. 1983. V. 132. P. 6-13.

59. Feldman M. Identification of unpaired chromosomes in Fl hybrids involving Triticum aestivum and T. timopheevii// Can J Genet Cytol, 1966, 8:144-151.

60. Feldman M., Liu B., Segal G. et al. Rapid elimination of low-copy DNA sequences in polyploid wheat: A possible mechanism for differentiation of homoeologous chromosomes // Genetics. 1997. V. 147. P. 1381 1387.

61. Feldman M., Lupton F.G.H., Miller T.E. Wheats//. In Evolution of Crops, (1995) 2nd ed., J. Smartt and N.W. Simmonds, eds (London: Longman Scientific), pp. 184-192

62. Feldman M. Cytogenetic activity and mode of action of the pairing gomoeologous (Phi) gene of wheat// Crop Sei. 1993. V. 33. P. 894-897.

63. Feschotte C, Pritham EJ. DNA transposons and the evolution of eukaryotic genomes.// Annu Rev Genet. 2007;41:331-68.

64. Feschotte C., Wessler S.R. Mariner-like transposases are widespread and diverse in flowering plants// Proc Natl Acad Sei. 2002. V. 99. P. 280-285.

65. Feuillet C., Keller B. High gene density is conserved at syntenic loci of small and large grass genomes// Proc Natl Acad Sci. 1999. Y. 96. P. 8265-8270.

66. Flavell A. J., Dunbar E., Anderson R. et al. Tyl-copia group retrotransposons are ubiquitous and heterogeneous in higher plants// Nucleic Acids Res. 1992, 20:3639-3644.

67. Flavell R.B. Repetitive DNA and chromosome evolution in plants// Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 1986. V. 312. P. 227-242

68. Flavell A.J., Pearce S.R., Kumar A. Plant transposable elements and the genome// Curr. Opin. Genes Dev. 1995, 4, 838-844.

69. Fransz P.F., Armstrong S., de Jong J.H. et al. Integrated cytogenetic map of chromosome arm 4S of A. thaliana: structural organization of heterochromatic knob and centromere region // Cell. 2000. V. 100. P.367-376.

70. Frey M, Reinecke J, Grant S et al. Excision of the En/Spm transposable element of Zea mays requires two element-encoded proteins// EMBO J. 1990 9(12): 4037-4044.

71. Fu H, Dooner HK. Intraspecific violation of genetic colinearity and its implications in maize// Proc Natl Acad Sci USA 2002, 99:9573-9578.

72. Fuchs J., Brandes A., Schubert I. Telomere sequence localization and karyotype evolution in higher plants// PI Syst Evol. 1995. V. 196. P. 227-241.

73. Fuchs, J., Houben, A., Brandes, A., Schubert, I. Chromosome 'painting' in plants a feasible technique?// Chromosoma, 1996, 104: 315-320.

74. Ganal M.W., Lapitan N.L., Tanksley S.D. Macrostructure of the tomato telomeres//Plant Cell. 1991. V. 3(1). P. 87-94.

75. Garfinkel D.J. Genome evolution mediated by Ty elements in Saccharomyces// Cytogenetic Genome Res. 2005; 110: 63-69

76. Gaut B.S. Evolutionary dynamics of grass genomes // New Phytol. 2002. V. 154. P.15-28.

77. Gill B.S., Friebe B., Endo T.R. Standard karyotype and nomenclature system for description of chromosome bands and structural aberrations in wheat (Triticum aestivum)// Genome. 1991. V.34. P.830-839.

78. Gill K.S., B.S. Gill, T.R. Endo, E.V. Boyko. Identification and high-density mapping of gene-rich regions in chromosome group 5 of wheat // Genetics. 1996a. V.143. P. 1001-1012.

79. Gill K.S., B.S. Gill, T.R. Endo, T. Taylor. Identification and high-density mapping of gene-rich regions in chromosome group 1 of wheat // Genetics. 1996b. V.144. P. 1883-1891.

80. Giraudat J., Hauge B.M., Valon C. et al. Isolation of the Arabidpopsis

81. ABI 3 gene by positional cloning // Plant Cell. 1992. V. 4. P. 1251-1261.

82. Gomez M.I., Islam-Faridi M.N., Woo S.S. et al. FISH of a maize sh2 -selected sorghum BAC to chromosomes of Sorghum bicolor // Genome. 1997. V. 40. P. 475478.

83. Goodwin T., Poulter R. A new group of tyrosine recombinase-encoding retrotransposons// Mol. Biol. Evol. 2004, 21, 746-759.

84. Gu Y.Q., D. Coleman-Derr, X. Kong, O.D. Anderson. Rapid genome evolution revealed by comparative sequence analysis of orthologous regions from four Triticeae genomes // Plant Physiol. 2004. V.135. P. 459-470.

85. Hanson R.E., Islam-Faridi M.N., Crane C.F. et al. Ty-l-copia retrotransposon behavior in a polyploid cotton // Chromosome Res. 2000. V.8. P.73-76.

86. Hanson R.E., Zwick M.S., Choi S. et al. Fluorescent in situ hybridization of a bacterial artificial chromosome// Genome. 1995. V. 38. P. 646-651.

87. Hawkins, J. S., H. Kim, J. D. Nason et al. Differential lineage-specific amplification of transposable elements is responsible for genome size variation in Gossypium.// Genome Res. 2006 16: 1252-1261.

88. Helentjaris T., Weber D., Wright S. Identificition of the genomic locations of duplicate nucleotide sequences in maize by analysis of restriction fragment length polymorphisms//Genetics. 1988. V. 118. P. 353-363.

89. Henderson E. Telomere DNA Structure// Telomeres. Cold Spring Harbor Laboratory Press. 1995. P. 11-34.

90. Heslop Harrison J. S., Schwarzacher T. Genomic Southern and In Situ hybridization for plant genome analysis// In: Jauhar, P. P. (ed.) Methods of Genome Analysis in Plants.CRC Press, Boca Raton, NY, 1996, 163-179

91. Huang S., Sirikhachornkit A., Su X. et al. Genes encoding plastid acetyl-CoA carboxylase and 3-phosphoglycerate kinase of the Triticum/Aegilops complex and the evolutionary history of polyploid wheat // Proc Natl Acad Sci. 2002. V. 99. P. 8133-8138.

92. Hudakova S., W. Michalek, G.G. Presting et al. Sequence organization of barley centromeres //Nucleic Acids Res. 2001. V. 29. P. 5029-5035.

93. Ijdo J.W., R. A. Wells, A. Baldini, S.T. Reeders. Improved telomere detection using a telomere repeat probe (TTAGGG)n generated by PCR // Nucleic Acids Research. 1991. V. 19(17). P. 4780.

94. Ilic K., P.J. SanMiguel, J.L. Bennetzen. A complex history of rearrangement in an orthologous region of the maize, sorghum, and rice genomes // Proc Natl Acad Sci. 2003. V. 100. P. 12265-12270.

95. International Human Genome Sequencing Consortium (IHGSC), Initial sequencing of the human genome// Nature 2001, 409:860-921.

96. International Rice Genome Sequencing Project, The map-based sequence of the rice genome// Nature 2005 436, 793-800.

97. Inukai T. Role of transposable elements in the propagation of minisatellites in the rice genome// Mol Genet Genomics (2004 271:220-227

98. Isidore E., B. Scherrer, B. Chalhoub et al. Ancient haplotypes resulting from extensive molecular rearrangements in the wheat A genome have been maintained in species of three different ploidy levels // Genome Research. 2005. V. 15. P. 526-536.

99. Iwamoto M., K. Higo. Tourist C transposable elements are closely associated with genes expressed in flowers of rice (Oryza sativa) // Mol Genet Genomics. 2003. V. 268. P. 771-778.

100. Jiang J, Gill BS. Different species-specific chromosome translocations in Triticum timopheevii and T. turgidum support the diphyletic origin of polyploid wheats// Chromosome Res 1994, 2:59-64.

101. Jiang N., Bao Z., Zhang X. et al. An active DNA transposon family in rice// Nature, 2003, 421:163-167.

102. Jones J.D.G., Flavell R. The mapping of highly-repeated DNA-families and their relationship to C-bands in chromosomes of Secale cereale // Chromosoma. 1982a. V.86.P.595-612.

103. Jones J.D.G., Flavell R.B. The structure, amount and chromosomal localization of defined repeated DNA sequences in species of the genus Secale // Chromosoma .1982b. V. 86. P.613-641.

104. Jurka J, Kapitonov W, Pavlicek A et al. Repbase Update, a database of eulcaryotic repetitive elements // Cytogenet Genome Res. 2005. V. 110(1-4). P.462-467.

105. Kafatos T.C., Jopes C.W., Efstratiadis A. Determination of nucleic acid sequence homologies and relative concentrations by dot-hybridization procedures // Nucl. Acids Res. 1979. V.7. P. 1541-1552.

106. Kajilcawa M., Okada N. LINEs mobilize SEMEs in the eel through a shared 3' sequence//Cell 2002, 111, 433^44.

107. Kalendar R., C.M. Vicient, O. Peleg et al. Large retrotransposon derivatives: abundant, conserved but nonautonomous retroelements of barley and related genomes // Genetics. 2004. V. 166. P. 1437-1450.

108. Kapitonov V., Jurka J. Rolling-circle transposons in eukaryotes// Proc. Natl Acad. Sci. USA 2001, 98, 8714-8719.

109. Kashkush K., Feldman M., Levy A.A. Gene loss, silencing, and activation in a newly-synthesized wheat allotetraploid// Genetics. 2004. V. 160.P.1651-1659.

110. Kilian A, Kleinhofs A. Cloning and mapping of telomere associated sequences from Hordeum vulgare L.// Mol Gen Genet 1992, 235:153-156.

111. Kilian B, Ozkan H, Deusch O et al. Independent wheat B and G genome origins in outcrossing Aegilops progenitor haplotypes// Mol Biol Evol 2007, 24:217-227.

112. Kim J.S., Childs K.L., Islam-Faridi M.N. et al. Integrated karyotyping of sorghum by in situ hybridization of landed BACs // Genome. 2002. V. 45. P. 402412.

113. Kohany O., Gentles A.J., Hankus L., Jurka J. Annotation, submission and screening of repetitive elements in Repbase: RepbaseSubmitter and Censor // BMC Bioinformatics. 2006.V. 25(7). P.474.

114. Kong X.Y., Y.Q. Gu, F.M. You et al. Dynamics of the evolution of orthologous and paralogous portions of a complex locus region in two genomes of allopolyploid wheat // Plant Mol Biol. 2004. V. 54. P. 55-69.

115. Kramerov D., Vassetzky N. Short retroposons in eukaryotic genomes// Int. Rev. Cytol. 2005, 247, 165-221.

116. Kronmiller BA, Wise RP. TEnest: automated chronological annotation and visualization of nested plant transposable elements.// Plant Physiol. 2008 Jan;146(l):45-59.

117. Kumar A, Bennetzen JL. Plant retrotransposons// Annu Rev Genet. 1999; 33:479-532.

118. Kunzel G.K., L. Korzun, Meister A. Cytologically integrated physical restriction fragment length polymorphism maps for the barley genome based on translocation breakpoints // Genetics. 2000. V. 154. P.397-412.

119. Kuo HF, Olsen KM, Richards EJ. Natural variation in a subtelomeric region of Arabidopsis: implications for the genomic dynamics of a chromosome end// Genetics 2006, 173(1):401-417.

120. Langdon T, Seago C, Mende M et al. Retrotransposon evolution in diverse plant genomes// Genetics. 2000,156(1):313-25.

121. Langdon T., Jenkins G., Hasterok R. et al. A high-copy-number CACTA family transposon in temperate grasses and cereals// Genetics 2003. 163: 1097-1108

122. Le H.T., Armstrong R.C., Miki B. Detection of rye DNA in wheat-rye hybrids and wheat translocation stocks using total genomic DNA as a probe// PL Mol. Biol. Reptr., 1989, 7: 150- 158.

123. Lee H.-S., Chen Z.J. Protein-coding genes are epigenetically regulated in Arabidopsis polyploids // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.2001.V.98.P.6753-6758.

124. Levy A.A., Feldman M. The Impact of Polyploidy on Grass Genome Evolution//Plant Physiol. 2002. V.130. P.1587-1593.

125. Li W., Gill B.S. The colinearity of the SH2/A1 orthologous region in rice, sorghum and maize is interrupted and accompanied by genome expansion in the Triticeal/ Genetics. 2002. V. 160. P. 1153-1162.

126. Li W., Zhang P., Fellers J.P., Friebe B., Gill, B.S. Sequence composition, organization, and evolution of the core Triticeae genome// Plant J. 2004. V. 40. P. 500-511.

127. Lijavetzky D., Muzzi G., Wicker T. et al. Construction and characterization of a bacterial artificial chromosome (BAC) library for the A genome of wheat // Genome. 1999. V. 42. P. 1176-1182.

128. Liu B., Vega J.M, Feldman M. Rapid genomic changes in newly synthesized amphiploids of Triticum and Aegilops. II. Changes in low-copy coding DNA sequences // Genome. 1998a. V. 41. P. 535-542.

129. Liu B., Vega J.M., Segal G., Abbo S., Rodova M., Feldman M. Rapid genomic changes in newly synthesized amphiploids of Triticum and Aegilops. I .Changes in low-copy noncoding DNA seguences // Genome. 1998b. V. 41. P. 272-277.

130. Liu Z, Yue W, Li D, Wang RR, Kong X, Lu K, Wang G, Dong Y, Jin W, Zhang X. Structure and dynamics of retrotransposons at wheat centromeres and pericentromeres//Chromosoma. 2008 117(5):445-56.

131. Lomsadze A, Ter-Hovhannisyan V, Chernoff Y, Borodovsky M. Gene identification in novel eukaryotic genomes by self-training algorithm// Nucleic Acids Research 2005, 33(20):6494-6506.

132. Louis E. J. The chromosome ends of Saccharomyces cerevisiae// Yeast. 1995. V. ll.P.1553-1573.

133. Ma Z., Weining S., Sharp P.J., Liu C. Non-gridded library: a new approach for BAC (bacterial artificial chromosome) exploitation in hexaploid wheat (Triticum aestivum)//Nucleic Acids Res. 2000. V. 28: E106.

134. Ma J., K.M. Devos, J.L. Bennetzen. Analyses of LTR-retrotransposon structures reveal recent and rapid genomic DNA loss in rice // Genome Res. 2004. V. 14. P. 860-869.

135. Ma J, Bennetzen JL. Rapid recent growth and divergence of rice nuclear genomes// Proc Natl Acad Sci USA. 2004; 101:12404-12410.

136. Macas J, Neumann P, Navratilova A. Repetitive DNA in the pea (Pisum sativum L.) genome: comprehensive characterization using 454 sequencing and comparison to soybean and Medicago truncatula// BMC Genomics. 2007. V.8:427.

137. Madlung A., Masuelli R.W., Watson B. et al. Remodeling of DNA methylation and phenotypic and transcriptional changes in synthetic Arabidopsis allotetraploids // Plant Physiol. 2002. V. 129. P. 733-746.

138. Maestra B, Naranjo T. Structural chromosome differentiation between Triticum timopheevii and T. turgidum and T. aestivumll Theor Appl Genet 1999, 98:744-750.

139. Maniatis T., Fritsch E.F., Sambrook J. Molecular cloning. A laboratory manual.// Gold Spring Harb. Lab. USA. 1982. P. 362.

140. Margulies M, Egholm M, Altman WE, et al. Genome sequencing in microfabricated high-density picolitre reactors // Nature. 2005. V.437(7057). P. 376380.

141. Matsuoka Y., Tsunewaki K. Presence of wheat retrotransposons in Gramineae species and the origin of wheat retrotransposon families// Genes Genet. Syst. 1997. 72:335-343.

142. May C.E., Appels R. The molecular genetics of wheat: toward an understanding of 16 billion base pairs of DNA. // Wheat and wheat improvement. 1987. V. 13. P. 165-198.

143. Mclntyre C.L., Pereira S., Moran L.B., Appels R. New Secale cereale (rye) DNA derivatives for the detection of rye chromosome segments in wheat // Genome. 1990. V. 33. P. 635-640.

144. Mefford H.C., Trask B.J. The complex structure and dynamic evolution of human subtelomeres //Nat Rev Genet .2002. V. 3.P.91-102.

145. Messing J, Bharti AK, Karlowski WM, Gundlach H, Kim HR, Yu Y, Wei F, Fuks G, Soderlund CA, Mayer KF, Wing RA. Sequence composition and genome organization of maize// Proc Natl Acad Sci US A 2004, 101(40):14349-14354.

146. Meyers B.C., Tingey S.V., Morgante, M. Abundance, distribution, and transcriptional activity of repetitive elements in the maize genome // Genome Res. 2001. V. 11. P. 1660-1676.

147. Moullet O., Zhang H.B., Lagudah E.S. Construction and characterization of a large DNA insert library from the D genome of wheat // Theor Appl Genet. 1999. V. 99. P. 305-313.

148. Mozo T., K. Dewar, P. Dunn et al.A complete BAC-based physical map of the Arabidopsis thaliana genome//Nat. Genet. 1999. V. 22. P. 271-275.

149. Nacken W.K.F., R. Piotrowiak, H. Saedler, H. Sommer. The transposable element TAM-1 of A. majus shows structural homology to the maize transposon En/Spm and has no sequence specificity of insertion // Mol Gen Genet. 1991. V. 228. P. 201-208.

150. Nagaki K, Tsujimoto H, Isono K, Sasakuma T. Molecular characterization of a tandem repeat, Afa family, and its distribution among Triticeae// Genome 1995, 38:479-486.

151. Nagaki K., Tsujimoto H., Sasakuma T. Dynamics of tandem repetitive Afa-family sequence in Triticeae, wheat-related species // J Mol Evol. 1998. V. 47. P. 183-189.

152. Nakajima R., Noma K., Ohtsubo E., Ohtsubo H. Identification and characterization of two tandem repeat sequences (TrsB and TrsC) and a retrotransposon (RIRE1) as genome-general sequences in rice // Genes Genet Syst.l996.V.71. P.373-382.

153. Naranjo T. Chromosome structure of durum wheat // Theor Appl Genet 1990, 79:397-400.

154. Neumann P., Pozarkova D., Macas J. Highly abundant pea LTR retrotransposon Ogre is constitutively transcribed and partially spliced// Plant Mol. Biol. 2003,53,399-410.

155. Ohmido N., K. Kijima, I. Ashikawa et al. Visualization of the terminal structure of rice chromosomes 6 and 12 with multicolor FISH to chromosomes and extended DNA fibers //Plant Molecular Biology. 2001. V. 47(3). P. 413 421.

156. Ohmido N, Fukui K. Visual verification of close disposition between a rice A genome-specific DNA sequence (TrsA) and the telomere sequence// Plant Mol Biol, 1997,35:963-968.

157. Ohtsubo H., Umeda M., Ohtsubo E. Organization of DNA sequences highly repeated in tandem in rice genomes // Jpn. J. Genet. 1991. V.66. P.241-254.

158. Ozkan H., Levy A.A., Feldman M. Allopolyploidy-Induced rapid genome Evolution in the Wheat (Aegilops -Triticum) Group // The Plant Cell. 2001. V. 13. P. 1735-1747.

159. Paux E, Roger D, Badaeva E et al. Characterizing the composition and evolution of homoeologous genomes in hexaploid wheat through BAC-end sequencing on chromosome 3B.// Plant J. 2006 Nov;48(3):463-74

160. Pearce S.R., Pich U., Harrison G., et al. The Tyl-copia group retrotransposons of Allium cepa are distributed throughout the chromosomes but are enriched in the terminal heterochromatin // Chromosome Res. 1996. V. 4(5). P. 357-64.

161. Pedersen C., Rasmussen S.K., Linde-Laursen I. Genome and chromosome identification in cultivated barley and related species of the Triticeae (Poaceae) by insitu hybridization with the GAA-satellite sequence // Genome. 1996. V. 39. P. 93104.

162. Pedersen C., Langridge P. Identification of the entire chromosome complement of bread wheat by two-color FISH // Genome. 1997. V. 40. P. 589-593.

163. Pestsova E.G., Goncharov N.P., Salina E.A. Elimination of a tandem repeat of telomeric heterochromatin during the evolution of wheat // Theor. Appl. Genet. 1998. V.97. P.1380-1386.

164. Pich U., Fuchs J., Schubert I. How do Alliaceae stabilize their chromosome ends in the absence of TTTAGGG sequences? // Chromosome Res. 1996. V. 4(3). P. 207-213.

165. Piegu B, Guyot R, Picault N et al. Doubling genome size without polyploidization: dynamics of retrotransposition driven genomic expansions in Oiyza australiensis, a wild relative of rice// Genome Res 2006, 16(10): 1262-9.

166. Presting G.G., L. Malysheva, J. Fuchs, I. Schubert. A Ty3/gypsy retrotransposon-like sequence localizes to the centromeric regions of cereal chromosomes //Plant J. 1998. V. 16. P. 721-728.

167. Pritham EJ, Putliwala T, Feschotte C. Mavericks, a novel class of giant transposable elements widespread in eukaryotes and related to DNA viruses// Gene. 2007; 390:3-17.

168. Pryde FE, Louis EJ. Saccharomyces cerevisiae telomeres/A rcviewf/Biochemistry (Mosk) 1997, 62:1232-1241.

169. Qi L., B. Echalier, B. Friebe, B.S. Gill. Molecular characterization of a set of wheat deletion stocks for use in chromosome bin mapping of ESTs // Funct Integr Genomics. 2003. V. 3. P. 39-55.

170. Qi L.L., Echalier B., Chao S. et al. A chromosome bin map of 16,000 expressed sequence tag loci and distribution of genes among the three genomes of polyploid wheat // Genetics. 2004. V.168. P.701-712.

171. Raskina O, Belyayev A, Nevo E. Repetitive DNas of wild emmer wheat (Triticum dicoccoides) and their relation to S-genome species: molecular cytogenetic analysis// Genome. 2002 Apr;45(2):391-401.

172. Rayburn A.L., Gill B.S. Isolation of a D-genome specific repeated DNA sequence from Aegilops squarrosa // Plant Mol Biol Rep. 1986a. V. 4. P. 102-109.

173. Rayburn A.L., Gill B.S. Molecular identification of the D-genome chromosomes of wheat // J Hered. 1986b. V. 77. P. 253-255.

174. Rebatchouk D., J.O. Narita. Foldback transposable elements in plants // Plant Mol Biol. 1997. V. 34. P. 831-815.

175. Richards E.J., Ausubel F.M. Isolation of a higher eukaryotic telomere from Arabidopsis thaliana// Cell. 1988. V. 53(1). P. 127-36.

176. Riethman HC, Xiang Z, Paul S et al. Integration of telomere sequences with the draft human genome sequence// Nature 2001, 409(6822):948-951.

177. Riethman H, Ambrosini A, Castaneda C et al. Mapping and initial analysis of human subtelomeric sequence assemblies// Genome Res 2004, 14(1): 18-28.

178. Roder M.S., Lapitan N.L., Sorrells M.E. et al. Genetic and physical mapping of barley telomeres // Mol Gen Genet. 1993. V. 238(1-2). P. 294-303.

179. Roeder GS, Fink GR. DNA rearrangements associated with a transposable element in yeast// Cell. 1980; 21:239-249.

180. Rowold DJ, Herrera RJ. Alu elements and the human genome.// Genetica. 2000;108(l):57-72.

181. Rubin E., Levy A. Abortive gap repair: underlying mechanism for Ds element formation// Mol. Cell. Biol. 1997,17:6294-6302.

182. Rubin E., Lithwick G., Levy A.A. Structure and evolution of the hAT transposon superfamily // Genetics. 2001. V. 158. P. 949-957.

183. Sabot F., R. Guyot, T. Wicker, N. et al. Updating of transposable element annotations from large wheat genomic sequences reveals diverse activities and gene associations// Molecular Genetics and Genomics. 2005. V. 274 (2). P. 119-130.

184. Salamov A.A., Solovyev V.V. Ab initio gene finding in Drosophila genomic DNA // Genome Res. 2000. V.10(4). P.391-393.

185. Salina E., Adonina I., Vatolina T., Kurata N. A comparative analysis of the composition and organization of two subtelomeric repeat families in Aegilops speltoides Tausch. and related species // Genetica. 2004. V. 122. P. 227-237.

186. Salina EA, Lim YK, Badaeva ED et al. Phylogenetic reconstruction oí Aegilops section Sitopsis and the evolution of tandem repeats in the diploids and derived wheat polyploids// Genome 2006, 49:1023-1035.

187. Salina E.A., Numerova O.M., Ozkan H., Feldman M. Alterations in subtelomeric tandem repeats during early stages of allopolyploidy in wheat // Genome. 2004. V. 47. P. 860-867.

188. Salina EA, Pestsova EG, Adonina IG, Vershinin AV. Identification of new family of tandem repeats in Triticeae genomes// Euphytica 1998, 100:231-237.

189. Salina EA, Sergeeva EM, Adonina IG et al. Isolation and sequence analysis of the wheat B genome subtelomeric DNA// BMC Genomics. 2009, 10:414.

190. Salina EA. Tandem repeats in the evolution of polyploid wheats and Aegilops section Sitopsis// Israel Journal of Plant Sciences, 2007, V. 55, P:231-240.

191. Salse J, Chagüé V, Bolot S et al. New insights into the origin of the B genome of hexaploid wheat: Evolutionary relationships at the SPA genomic region with the S genome of the diploid relative Aegilops speltoidesll BMC Genomics 2008, 9:555.

192. Sandhu D., Gill K.S. Gene-containing regions of wheat and the other grass genomes // Plant Physiol. 2002. V. 128. P. 803-811.

193. SanMiguel P., Bennetzen J.L. Evidence that a recent increase in maize genome size was caused by the massive amplification of intergene retrotransposons // Ann Bot. 1998. V. 82. P. 37-44.

194. SanMiguel P., Gaut B.S., Tikhonov A., Nakajima Y., Bennetzen J.L. The paleontology of intergene retrotransposons of maize // Nat Genet. 1998. V. 20. P. 4345.

195. SanMiguel P., Tikhonov A., Jin Y.K. et al. Nested retrotransposons in the intergenic regions of the maize genome // Science. 1996. V. 274. P. 765-768.

196. SanMiguel P., RamaKrishna W., Bennetzen J.L. et al. Transposable elements, genes and recombination in a 215-kb contig from wheat chromosome 5A(m) // Funct Integr Genomics. 2002. V. 2. P. 70-80.

197. Schmidt T. LINEs, SINEs and repetitive DNA: non-LTR retrotransposons in plant genomes // Plant Mol Biol. 1999. V. 40. P. 903-910.

198. See DR, Brooks S, Nelson JC et al. Gene evolution at the ends of wheat chromosomes// Proc Natl Acad Sei USA. 2006 103(11):4162-7.

199. Shaked H., Kashkush K., Ozkan H. et al. Sequence elimination and cytosine methylation are rapid and reproducible responses of the genome to wide hybridization and allopolyploidy in wheat// The Plant Cell.2001. V.13.P.1749-1759.

200. Shirasu K., Schulman A.H., Lahaye T., Schulze-Lefert P. A contiguous 66 kb barley DNA sequence provides evidence for reversible genome expansion // Genome Res. 2000. V. 10. P. 908-915.

201. Shizuya H.B., Birren B., Kim U.J. et al. Cloning and stable maintenance of a 300- kilobase-pair fragment of human DNA in Escherichia coli using an F-factor based vector // Proc Natl Acad Sei .1992. V. 89. P. 8794-8797.

202. Smith D., Flavell R. Characterisation of the wheat genome by renaturation kinetics // Chromosoma. 1975. V. 50. P. 223-242.

203. Soltis D.E., Soltis P.S. Molecular data and the dynamic nature of polyploidy // Crit. Rev.Plant. Sei. 1993. V. 12. P. 243-273.

204. Song K., Lu P., Tang K., Osborn T.C Rapid genome change in synthetic polyploids of Brassica and its implications for polyploid evolution // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1995. V. 92. P. 7719-7723.

205. Stuart-Rogers C., Flavell A.J. The evolution of Tyl-copia group retrotransposons in Gymnosperms// Mol Biol Evol. 2001,18(2):155-63.

206. Suoniemi A, Schmidt D, Schulman AH. BARE-1 insertion site preferences and evolutionary conservation of RNA and cDNA processing sites// Genetica, 1997; 100:219-230.

207. Suzuki K., Yamagiwa Y., Matsui T. et al. Restriction enzyme-resistant high molecular weight telomeric DNA fragments in tobacco // DNA Res. 1994. V. 1(3). P. 129-138.

208. Swaminathan K., Varala K., Hudson M.E. Global repeat discovery and estimation of genomic copy number in a large, complex genome using a high-throughput 454 sequence survey// BMC Genomics. 2007. V.8:132.

209. Sykorova E, Cartagena J, Horakova M, Fukui K, Fajkus J. Characterization of telomere-subtelomere junctions in Silene latifolia // Mol Genet Genomics. 2003. V. 269(1). P. 13-20.

210. Tamura K, Dudley J, Nei M, Kumar S. MEGA4: Molecular Evolutionary Genetics Analysis (MEGA) Software Version 4.0// Mol Biol Evol 2007, 24(8): 15961599.

211. Tarchini R., Biddle P., Wineland R., Tingey S., Rafalski A. The complete sequence of 340 kb of DNA around the rice Adhl-adh2 region reveals interrupted colinearity with maize chromosome 4 // Plant Cell. 2000. V. 12. P. 381-391.

212. Thompson JD, Higgins DG, Gibson TJ. CLUSTAL W: improving the sensitivity of progressive multiple sequence alignment through sequence weighting, position-specific gap penalties and weight matrix choice// Nucleic Acids Res 1994, 22(22):4673-4680.

213. Tikhonov A.P., SanMiguel P.J., Nakajima Y. et al. Colinearity and its exceptions in orthologous adh regions of maize and sorghum // Proc. Natl. Acad. Sci. 1999. V. 96. P. 7409-7414.

214. Tsujimoto H, Mukai Y, Akagawa K et al. Identification of individual barley chromosomes based on repetitive sequences: conservative distribution of Afa-family repetitive sequences on the chromosomes of barley and wheat.//Genes Genet Syst. 1997;72(5)

215. Vershinin A. V., Alkhimova E. G., Heslop-Harrison J. S. Molecular diversification of tandemly organized DNA sequences and heterochromatic chromosome regions in some Triticeae species// Chrom. Res. 1996,4:517-525.

216. Vershinin A.V., Schwarzacher T., Heslop-Harrison J.S. The large-scale genomic organization of repetitive DNA families at the telomeres of rye chromosomes // Plant Cell. 1995. V. 7(11). P. 1823-33.

217. Vershinin A., Svitashev S., Gummesson P.O. et al. Characterization of a family of tandemly repeated DNA sequences in Triticeae // Theor Appl Genet. 1994. V. 89. P. 217-225.

218. Vicient C., A. Suoniemi, K. Anamthawat-Jonsson et al. Retrotransposon BARE-1 and its role in genome evolution in the genus Hordeum // Plant Cell. 1999. V. 11. P. 1769-1784.

219. Vicient C.M., M.J. Jaaskelainen, R. Kalendar, A.H. Schulman. Active retrotransposons are a common feature of grass genomes // Plant Physiol. 200l.V. 125. P. 1283-1292.

220. Vitte C, Panaud O. LTR retrotransposons and flowering plant genome size: emergence of the increase/decrease model //Cytogenet Genome Res 2005, 110(1-4):91-107.

221. Vitte C, Panaud O. Formation of solo-LTRs through unequal homologous recombination counterbalances amplifications of LTR retrotransposons in rice Oryza sativa L.// Mol Biol Evol. 2003 20(4):528-40.

222. Vitte C, Bennetzen JL. Analysis of retrotransposon structural diversity uncovers properties and propensities in angiosperm genome evolution// Proc Natl Acad Sci USA. 2006; 103(47): 17638-43.

223. Voytas D.F., Cummings M. P., Konieczny A. et al. Copia-like retrotransposons are ubiquitous among plants// Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1992, 89:7124-7128

224. Wendel J.F. Genome, evolution in polyploids // Plant Molecular Biology.2000. V.42.P.225-249.

225. Wicker T., Buell C.R. Gene and Repetitive sequence annotation in the Triticeae / C. Feuilet, G.J. Muehlbauer (eds.), Genetics and Genomics of the Triticeae, Plant Genetics and Genomics: Crops and models 7, Springer Science+Business media, P. 407-425

226. Wicker T., Guyot R., Yahiaoui N., Keller B. CACTA transposons in Triticeae. A diverse family of high-copy repetitive elements// Plant Physiol. 2003a. V. 132. P. 52-63.

227. Wicker T., Stein N., Albar L. et al. Analysis of a contiguous 211 kb sequence in diploid wheat (Triticum monococcum L.) reveals multiple mechanism of genome evolution//Plant J. 2001. V. 26. P. 307-316.

228. Wicker T., Yahiaoui N., Guyot R. et al. Rapid genome divergence at orthologous LMW glutenin loci of the A and Am genomes of wheat // Plant Cell. 2003b. V. 15. P. 1186-1197.

229. Wicker T, Sabot F, Hua-Van A et al. A unified classification system for eukaryotic transposable elements// Nature Reviews Genetics, 2007, 1-10.

230. Wicker T, Taudien S, Houben A et al. A whole-genome snapshot of 454 sequences exposes the composition of the barley genome and provides evidence for parallel evolution of genome size in wheat and barley// Plant J. 2009; 59 (5):712-22.

231. Windsor AJ, Waddell CS. FARE, a new family of foldback transposons in Arabidopsis// Genetics. 2000 156(4): 1983-95.

232. Witte C.P., Q.H. Le, T. Bureau, A. Kumar. Terminal-repeat retrotransposons in miniature (TRIM) are involved in restructuring plant genomes // Proc Natl Acad Sci. 2001. V. 98. P. 13778-13783.

233. Wu K.S., Tanksley S.D. Genetic and physical mapping of telomeres and macrosatellites of rice // Plant Mol Biol. 1993a. V.22(5). P. 861-872.

234. Wu K.S., Tanksley S.D. PFGE analysis of the rice genome: estimation of fragment sizes, organization of repetitive sequences and relationships between genetic and physical distances // Plant Mol Biol. 1993b. V. 23(2). P. 243-54.

235. Yang TJ, Yu Y, Chang SB et al. Toward closing rice telomere gaps: mapping and sequence characterization of rice subtelomere regions// Theor Appl Genet 2005, lll(3):467-478.

236. Zhang P., Friebe B., Gill B.S. Variation of a genome-specific DNA sequence on chromosomes reveals evolutionary relationships in the Triticum and Aegilops complex // Plant Syst.Evol. 2002. V. 235. P. 169-179.

237. Zhang P., Li W., Fellers J. et al. BAC-FISH in wheat identifies chromosome landmarks consisting of different types of transposable elements //Chromosoma. 2004a. V. 112 P. 288-299.

238. Zhang P, Li W, Friebe B, Gill BS. Simultaneous painting of three genomes in hexaploid wheat by BAC-FISH.//Genome. 2004b Oct;47(5):979-87.

239. Zhang X., Feschotte C., Zhang Q. et al. P instability factor: an active maize transposon system associated with the amplification of Tourist-like MITEs and a new superfamily of transposases // Proc Natl Acad Sci. 2001.V.98. P. 12572-12577.

240. Zhang X, Wessler SR. Genome-wide comparative analysis of the transposable elements in the related species Arabidopsis thaliana and Brassica oleracea// PNAS 2004 101: 5589-5594.

241. Zhao X.P., Si Y., Hanson R.E. et al. Dispersed repetetive DNA has spread to new genomes since polyploid formation in cotton// Genomes. 1998. V. 8. P. 479-492.

242. Zhong X, Fransz PF, Wennekes-van Eden J et al. FISH studies reveal the molecular and chromosomal organization of individual telomere domains in tomato// Plant J1998, 13:507-517.

243. Zohary D, Feldman M. Hybridization between amphidiploids and the evolution of polyploids in the wheat (Aegilops-Triticum) group// Evolution 1962, 16:44-61.

Информация о работе

Сергеева, Екатерина Михайловна
кандидата биологических наук
Новосибирск, 2010
ВАК 03.02.07

Диссертация

Структурная организация субтеломерных районов хромосом видов родов Triticum L. и Aegilops L. - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы