Структурная и функциональная организация цитокинеза у высших растений на примере мейотического деления в материнских клетках пыльцы

Дорогова, Наталья Владимировна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Структурная и функциональная организация цитокинеза у высших растений на примере мейотического деления в материнских клетках пыльцы
ВАК РФ 03.00.25, Гистология, цитология, клеточная биология

Автореферат диссертации по теме "Структурная и функциональная организация цитокинеза у высших растений на примере мейотического деления в материнских клетках пыльцы"

Д-ЗЗЧО&

I (а правах рукописи УДК: 576.354.4:581.17

ДОРОГОВА НАТАЛЬЯ ВЛАДИМИРОВНА

СТРУКТУРНАЯ И ФУНКЦИОНАЛЬНАЯ ОРГАНИЗАЦИЯ ЦИТОКИНЕЗА У ВЫСШИХ РАСТЕНИЙ НА ПРИМЕРЕ МЕЙОТН ЧЕС КОГО ДЕЛЕНИЯ В МАТЕРИНСКИХ КЛЕТКАХ ПЫЛЬЦЫ

Гистология, шггология, клеточная биология - 03.00.25

АВТОРЕФЕРАТ диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических паук

НОВОСИБИРСК 2003

Работа выполнена в лаборатории гетерозиса растений Итгппута цитологии и генетики СО РАН, г. Новосибирск

Научный руководитель: кандидат биологических наук

Н.В. Шамнна

Институт цитологии и генетики СО РАН, г. Новосибирск

Официальные оппоненты; доктор биологических наук

Л,В. Высоцкая

Новосибирский государственный университет, г. Новосибирск.

кандидат биологических наук С.И. Байбородин

Институт цитологии и генетики СО РАН, г, Новосибирск

Ведущее учреждение: Институт обшей генетики РАН

г. Москва.

Зашита диссертации состоится УУ" U/iScy/сЯ 2004 г. на заседании диссертационного совета по защите диссертаций на соискание ученой степени доктора наук (Д-003,01 ¡.01) в Институте цитологии л генетики СО РАН, в конфереиц-чале Институт! по адресу 630090, г. Новосибирск, 90, Проспект академика Лаврентьева. ! ф1 i'J "1' 278: e-mail: disspv iVt ; — xnsc.ru

С диссертацией !. -ьс г • • ^текч i та цитологии и

генетики СО РАН.

Автор, ' )..'• . .1- Л1.

Ученый секте,, диссертационной' доктор биологических наук " Груздев АД.

Актуальность исследования. Процесс разделения цитоплазмы -цитокинез «ли цитотомия, является таким же важным этапом клеточного цикла, как кариокинез и интерфаза. Именно в результате цитокинеза окончательно обособляются дочерние клетки. Но для растительных организмов важность этого процесса не ограничивается только репродукцией клеток. Так как клетки растений покрыты ригидной оболочкой и поэтому лишены подвижности, они не способны радикально менять свою форму. Вследствие этого для процессов роста и дифференцировки чрезвычайно важна точная пространственная ориентация каждого деления цитоплазмы, которое может быть продольным, поперечным, тангенциальным, симметричным, асимметричным и так далее. И зачастую от типа деления зависит не только морфология дочерних клеток, но и их онтогенетическая судьба.

Интерес к этой теме не ослабевает уже около ста лет, и, несмотря на полученный за это время огромный фактический материал, остаются серьезные пробелы в понимании этого процесса на всех уровнях его организации. В частности, нельзя считать законченным изучение структурно-морфологических основ цитокинеза. Недостаток морфологических данных ощущается особенно остро, когда необходимо точнее интерпретировать результаты молекулярных и биохимических исследований и поставить в соответствие молекулярным факторам определенные клеточные структуры или события. Кроме того, остаются не выявленными многие структурные механизмы, лежащие в основе работы цитокинезного аппарата. Неизвестно, как осуществляется пространственная регуляция цитокинеза, включение и отключение целого каскада событий, связанных с этим процессом, каков механизм центробежного движения клеточной пластенкн и образования дочерних мембран. Восполнить недостаток этих данных может только детальная картина морфологических преобразований, происходящих во время деления цитоплазмы. В настоящее время идет интенсивный поиск подходов и методов, позволяющих детализировать процесс цитокинеза, разложить его на элементарные события и проанализировать с учетом динамики отдельных структур и компонентов (например, с точки зрения динамики элементов цитоскелета или мембран). Со своей стороны мы предложили достаточно эффективный подход для решения целого ряда задач, связанных с изучением цитокинеза. Данный подход предусматривает использование в качестве модели аномальное мейотическое деление в материнских клетках пыльцы. Мы приняли во внимание следующие основные достоинства этой модели: во-первых, аномалии любого сложного, многофакторкого процесса птяо-чпрц- гг^г^хягштъ его в виде автономных

ЦНБ МСХА

•>сжд г *учноилитвратуры

т. а-я яШ

событий, выявить значение той или иной структуры, установить связь или независимость отдельных компонентов; во-вторых, источник аномалий мейоза в материнских клетках практически неисчерпаем. Это могут быть отдаленные гибриды, мейотические мутанты, аллоплазматические линии, гаплоиды, полиплоиды и так далее. На сегодняшний день мы располагаем довольно обширной коллекцией мейотических аномалий, затрагивающих различные этапы цитокинеза.

Использование мейоцитов в качестве модельной системы дает возможность получить дополнительную информацию об особенностях мейотического деления у растений. Традиционно изучение мейоза сосредоточено на организации ядерного аппарата, хромосом и механизмах кариокинеза. Однако предпосылкой образования нормальных гамет является не только правильное расхождение хромосом, но и успешное деление цитоплазмы, тогда как последнему феномену не всегда уделялось достаточное внимание.

Кроме того, нарушения цитокинеза в материнских клетках пыльцы можно рассматривать как важный фактор мейотнческой реституции, что, в свою очередь, играет положительную роль в отдаленной гибридизации и имеет значение в эволюции растений.

Цель и задачи исследования. Целью настоящей работы является изучение механизмов цитокинеза у высших растений посредством детального цитологического скрининга нормального и аномального мейоза в материнских клетках пыльцы. Это подразумевает анализ перестройки, динамики и взаимодействия различных субклеточных структур на этапе построения дочерней мембраны.

Задачи исследования;

1. Анализ динамики мякротрубочск цитоскслета в нормальном мейотическом делении материнских клеток пыльцы в период поздней анафазы-раннего интеркинеза, то есть стадий перехода от веретена деления к фрапиопласту, построения фрагмопласта и клеточной пластинки, их центробежного движения, и, наконец, перехода от фрагмопласта к иктерфазному цитоскелету.

2. Цитологический анализ аномального мейоза в коллекция растений, представленной мейотнческими мутантами, отдаленными гибридами, а также отдельными экземплярами моносомных линий и гаплоидов.

3. Систематизация и распределение аномалий цитокинеза в соответствии с конкретными этапами этого процесса.

Научная новизна и практическая ценность работы. В настоящей работе представлены данные, полученные с помощью подхода, который может быть с успехом применен для решения широкого круга цитологических задач, связанных с изучением с ложноорганизованных клеточных процессов.

Детальный структурно-морфологический анализ нормальной и измененной цитологической картины позволил установить неизвестные ранее особенности и закономерности цитокинеза в клетках высших растений, В частности был детально описан механизм образования фрагмопласта с точки зрения реорганизации МТ в мейозе однодольных и двудольных растений. Были получены убедительные доказательства того, что центробежный рост клеточной пластинки обусловлен динамикой микротрубочковых фибрилл фрагмопласта. Это опровергает существующие в настоящее время представления о том, что эти фибриллы пассивно раздвигаются маргинально растущей клеточной пластинкой. На основе полученных новых; данных была предложена альтернативная модель центробежного движения фрагмоп ласта'клегочной пластинки. Нам удалось показать, что существует специфический сигнальный фактор, обеспечивающий временную регуляцию цитокинеза, и этот сигнал связан с определенными структурами и событиями на клеточном уровне.

Все описанные аномалии цитокинеза были систематизированы и соотнесены с определенными этапами этого процесса, что может иметь значение ори интерпретации результатов цитологического анализа у различных мутантньгх форм, характеризующихся нарушениями деления цитоплазмы.

Апробация работы. Результаты данного исследования были доложены на Отчетной сессии ИЦиГ СО РАН 1999г, 2002 гг. и международном симпозиуме «Cytoskeieton: A Key for Biotechnology» в Ялте (1998).

Объем и структура диссертации. Диссертация содержит следующие главы: введение, обзор литературы, материалы и методы, результаты и обсуждение, выводы и список цитируемой литературы. Работа изложена на 133 страницах, содержит 21 рисунок, 5 таблиц и список литературы из 191 ссылки.

Материал и методы. Материал, Отдаленные гибриды злаков: Triticum aestivum L х Elyirigia elongatum £., Triticum durum L. x Efytrigia elongatum L, Triticum dicoccum L. x Efytrigia elongatum L., Triticum aestivum L. x Agropyron glaueum L., Triticum aestivum L. x Seeale ccreale L, Triticum palntovae G. x Triticum aestivum L.

Мейотичесше мутации у однодольных видов: т$23, ms 43, divergent spindle (dv), mei025, paml (Zea mays L). Мейстические мутации у двудольных видов: msí (Pistan sativum L.), asó {Lycopersicnm escu!e»lum L.), Res91, Resóó-траясгенные стерильные лини» табака (Nicotiana tabacum). Мутаитиые линии сахарной свеклы Beta vulgaris L: СОАИ-И2 я В~24. Гаплоиды сареятской горчицы Brassica juncea Rajat

Методы. Для светской микроскопии применялась фиксация но Навашину (Wada, Kusunoki, 1964) ti окраска препаратов изолированных пыльников ацетокармииом.

Для члектронно-микроскопи ческого анализа применялась двойная фиксация пыльников в растворах глутарового альдегида и четырехокиси осмия, а препараты контрастировали цитратом свннца (Шамина, Дорогова, 1995).

Дт шшуноакрашманая материал фиксировали параформальдетндом и някубнровавяи с монокпональиыми антителами к ß-тубулину (IgG мыши). В качестве вторых антител применялись противомшшнные антитела, меченные FITC, Хромосомы охрашивали ДАЛИ,

Результаты и обсуждение

Современная модель цитокинеза в растительной клетке определяет этот процесс как особую форму секреции. При которой мембранные пузырьки направляются в область будущего деления цитоплазмы, где формируют ровный монослой - клеточную пластинку, являющуюся предшественницей дочерней мембраны. Транспорт и равномерная укладка мембранных пузырьков в клеточную пластинку осуществляется специальной структурой, так называемым фрагмоплостом, основу которого составляет система микротрубочковых фибрилл, параллельных друг другу и расположенных перпендикулярно плану деления. Сначала микротрубочки (МТ) локализуются в центральной области клетки, куда доставляют первые мембранные пузырьки, и как только сформировалась зачаточная клеточная пластинка, МТ окружают ее по периметру. Транспорт мембранных пузырьков продолжается, клеточная пластика наращивается по окружности, а фрагмопласт приобретает вид расширяющегося полого цилиндра. И этот процесс называется центробежным движением. Центробежное движение продолжается до тех пор, пока клеточная шгастннка не достигает материнской мембраны я не сформируются мембраны дочерних клеток.

Современные методы визуализации субклеточных структур и компонентов позволили успешно изучать этот процесс на всех уровнях его

организации, однако многие структурные и функциональные особенности цитокинезного аппарата так к остаются не выявленными. Например, каково происхождение и динамика МТ фрагмопласта? Каков механизм центробежного движения клеточной пластинки? Что является сигналом включения (запуска) и выключения цитокинеза на уровне взаимодействия субклеточных структур? Результаты представленной работы ориентированы, главным образом на обсуждение и решение этих важных вопросов.

Динамика мнкротру бочек цитоскелета при образовании и

функционировании фра шоп ласта (сравнение симультанного к

сукцессивного цитокинеза).

Сукцессивпый цитокинез. В мейозе материнских клеток пыльцы (МКП) большинства однодольных растений цитокинез - сукцессивный (последовательный), то есть каждое деление ядра заканчивается делением цитоплазмы. Из литературных данных известно, что в организации этого процесса принимает участие фрагмопласт (Staiger, Cande, 1993). Однако, процесс формирования фрагмопласта, его строение и функциональная активность с точки зрения динамики МТ не изучался. Исследование этого аспекта цитокинеза являлось одной из задач представленной работы, для решения которой было проанализировано мейотическое деление в МКП представителей семейства злаков: кукурузы (Zea mays L.) и пырея (Elytrigia elongatum L). Для визуализации цитокинезного аппарата были использованы методы световой и флуоресцентной микроскопии. В результате проделанной работы удалось выявить следующие этапы морфогенеза фрагмоп ласта, зависимые от динамики МТ: 1) образование узкого цилиндра в центральной области клетки из остаточных МТ веретена деления; 2) перераспределение этих фибрилл на периферию клеточной пластинки; 3) центробежное движеиие системы фрагмопласта/клеточной пластинки; 4) разъединение «+»-концов МТ фрагмопласта и их интеграция в радиальный цитоскелет. Вся эта последовательность морфологических преобразований происходит без дополнительной полимеризации МТ (рис. 1). Образование новых МТ происходит лишь на заключительном этапе цитокинеза, но зги МТ не принимают участие в построении клеточной пластинки, а являются частью восстанавливающегося радиального цитоскелета, характерного для стадии иитеркннеза.

Происхождение МТ фрагмопласта становится также очевидным при анализе некоторых аномалий мсйогичсского деления. Хорошо видно как фибриллы центрального веретена upe образуются во фрагмопласт, когда происходит блок распада ядерной оболочки и в свободной цитоплазме

образуется автономное бесхромосомное веретено деления. Эти фибриллы участвуют в построении клеточной пластинки, центробежно расширяются, как в норме, в результате чего клеточная пластинка достигает материнской мембраны и образуется дочерняя мембрана в виде инвагинации.

Перестройка во фрагмонласт наблюдается и, когда веретено деления не имеет строгой биполярной ориентации, а имеет С, Б, Б- формы или конфигурацию длинного пучка расходящихся микротрубочек, напоминающего комету. Фибриллы фрагмопласта полностью имитировали форму веретена деления и несмотря на измененную морфологию сохраняли способность к центробежному росту.

Таким образом анализ динамики МТ в нормальном и аномальном мейотическом делении МКП у однодольных растений показал, что накануне сукцессивного цитокинеза происходит реорганизация фибрилл центрального веретена в структуру фрагмопласта. В процессе центробежного движения эти МТ перемещаются как целостные фибриллы от центральной области к периферии клеточной пластинки. При этом микротрубочкоорганизующая активность растущего края клеточной пластинки или восстановившейся ядерной оболочки не вносят вклада в формирование или функционирование фрагмопласта

Симультанный цитокинез, В мейстнческом делении МКП большинства двудольных цитокинез - симультанный. Он происходит после второго деления мейоза, когда в общей цитоплазме сформировались четыре дочерних ядра. Согласно литературным данным, между каждой парой дочерних ядер вместо фрагмопласта формируется интерзональная система МТ, которая имеет вид направленных навстречу друг другу полуверетен, перекрывающихся на равном расстоянии от ядер. В области перекрывания образуется дочерняя мембрана (Вк№п, Ьеттоп, 1991).

В рамках представленной работы изучались неизвестные аспекты симультанного цитокинеза, связанные с механизмом формирования и происхождения интерзональной системы МТ. По аналогии с однодольными (см. выше), были проанализированы образцы двудольных растений.

МТ

Рнсунок 1. Фрагмопласт при сукцессивном цитокинезе, Иммуноокраигиваяве мейоиитов кукурузы на Ц-тубулнн (микротрубочки - МТ) н ОАР1 (хромосомы - Хр):

а) - остаточные (центральные) фибриллы веретена зеленая; в) - фрагмопласт в процессе центробежного лв:[ження; полимеризации новых МТ при этом не наблюдается.

Иммуноокраши ванне мейоцитов двудольных ка ^-тубулин показало, что накануне симультанного цитокинеза происходит массовая полимеризация новых МТ, которые впоследствии формируют иятерзональную систему между дочерними ядрами (рис. 2). Но образование новых фибрилл начинается до того, как восстановились ядерные оболочки (рис, 2 а). Эти МТ появляются сразу же после расхождения хромосом. Они выявляются в виде радиальных лучей, отходящих от полюсных районов, где располагаются дочерние группы хромосом. Восстановившаяся ядерная оболочка также становится центром образования дополнительных МТ. После того как интерзональная система полностью сформируется, происходит цитокинез, в результате которого МТ переходят в статус радиального ингерфазного цитоскелега новообразованных дочерних клеток.

Рисунок 2. Формирование интерзонзльиой системы МТ (неподвижного фрагмопласга) при симультанном цитокинезе у двудольных в телофаэе 2. Иммуноокраишвание мейоцитов гороx&P.Sattvuau в)образованиекозьга МТ от лолюсггих районов;

б) naiMocitfO с формированная ииерзональнач система МТ между дочерними ядрами.

Таким образом, для осуществления симультанного цитокинеза необходима массовая полимеризация новых МТ, формирующих интерзональную систему, которая выполняет функцию фрагмоп ласта, К аналогичному выводу можно придти, анализируя морфологические процессы в многоядерных клетках. Такие клетки формируются когда из-за аномалий веретена деления хромосомы не могут координировано разойтись к противоположным полюсам и остаются как бы разбросанными в цитоплазме небольшими группами. Вокруг этих групп формируется ядерная оболочка, в результате образуются множественные микроядра. Такие аномалии встречаются как у однодольных, так и у двудольных растений. Но у двудольных между мнкроядрами формируется интерзональные МТ. Процесс их формирования происходит нормально как в мейоцитах дикого типа. Между каждой парой ядер формируется дочерняя мембрана, н клетка делится на множество фрагментов, образуя на стадии тетрад полиаду. У однодольных этот процесс не развивается, цитокинез не происходит, и клетки так и остаются в виде многовдерных монад. Отсутствие цитокинеза в многоядерных клетках у однодольных растений следует считать закономерным, поскольку МТ при сукцесснвном цитокинезе, как было показано ранее, не образуются de novo, а

переходят в структуру фрагмопласта из веретена деления как целостные фибриллы.

Хотя интерзональная система МТ выполняет функцию построения дочерней мембраны при симультанном цитокинезе, она не имеет характерной морфологии фрагмопласта и не участвует в центробежном движении. Вероятно, поэтому многие авторы считают, что при симультанном цитокинезе фрагмопласт не образуется {Hogan, 1987; Traas et al., 1989, Owen, Makaroft 1995, Venna, 2001)- Способность к центробежному движению является важной характеристикой фрагмопласта и существенно суживает это понятие. Однако данное ограничение можно снять, если ввести термины «подвижный» и «неподвижный» фрагмопласт.

При сукцесснвном цитокинезе образуется подвижный фрагмопласт, который является производной веретена деления. Фактически, при переходе к цитокинезу ми кротру бочковые фибриллы веретена деления перегруппировываются и берут на себя функцию построевая клеточной пластинки. Для осуществления симультанного цитокинеза необходима полимеризация новых фибрилл, благодаря которой происходит формирование иитерзональной системы МТ, которую, вероятно, можно назвать «неподвижным фрагмопластом». Подвижный и неподвижный фрагмопласт отличаются происхождением и динамикой входящих в их состав микротрубочек.

Динамика МТ фрагмопласта в процессе центробежного движения.

Формирование и равномерное наращивание клеточной пластинки по периферии осуществляется за счет транспортной активности МТ фрагмопласта, что подтверждается электронно-микроскопическими исследованиями н различными экспериментальными воздействиями ингибиторами полимеризации тубулина. Однако, до сих пор неизвестно, какова роль МТ в радиальном расширении югеточной пластинки. В настоящее время доминирует представление, что растущий край клеточной пластинки может быть движущим фактором ее центробежного роста (Vaughn, Нагрет, 1998). Эта точка зрения обосновывается тем, что периферическая область клеточной пластинки обладает МТОЦ-актнвностью и может индуцировать сборку новых МТ, которые, в свою очередь, доставляют новые порции мембранных пузырьков. Однако, в мейотаческом делении некоторых отдаленных гибридов злаков (пшеннчко-пырейкых и пшенично-ржаных) часто встречается аномалия цитокинеза при которой происходит блок формирования клеточкой пластинки при нормальных структуре и функционировании фрагмопласта. То есть

фрагмопласт полностью сохранял свою характерную морфологию и способность к центробежному движению, но никаких признаков построения клеточной пластинки, в частности транспорта и агрегации мембранных пузырьков, при этом не наблюдалось. Фибриллярная структура благополучно расширялась в сторону материнской мембраны без клеточной пластинки. Но это движение не прекращалось и после того, как фрагмопласт достигал материнской мембраны. В результате клетка расширялась в области экватора, деформировалась н располагалась на препарате под другим углом зрения (рис.

3).

Рисунок 3. «Пустой фрагмопласт». а-б) -центробежное дискет« фрагмопласт» без клегочнрК пластинки; в), двуядеркзя монада. Фп-фнбрнллы фрагмопласта.

В плане понимания цитокинеза значение этой аномалии в том, что наглядно демонстрируется активная роль фрагмопласта в центробежном движении, что фрагмопласт является автономной структурой, и его образование и целостность не зависят от клеточной л ласти н к и.

Аномалии образования дочерних мембран и временная регуляция цитокинеза.

В настоящем разделе представлены и обсуждаются данные, касающиеся временного аспекта регуляции цитокинеза Данные основаяы на результатах анализа аномалий мейоза, связанных с нарушениями контроля цитокинеза во времени, как то: преждевременное включение цитокинеза до завершения ядерного цикла;преждевременыая остановка цитокинеза до того момента, как клеточная пласгника полностью пересечет цитоплазму клетки; чрезмерный Йггокинез, который продолжается несмотря на то, что клеточная пластинка полностью нормально сформировалась.

Преждевременный цитокинез. Для нормального прохождения клеточного деления необходима четкая временная координация между карио- и цитокинезом. И начало цитокинеза должно быть согласовано с окончанием основных событий ядерного цикла. Однако при некоторых нарушениях мейотического деления, которые мы наблюдали, происходило разобщение этих процессов.

Цитокинез при блоке распада ядерной оболочки. Эта аномалия мейоза уже обсуждалась в разделе, посвященном механизму формирования фрагмопласта при сукцессивном цитокинезе. Но ока также интересна и тем, что демонстрирует нормальное продолжение процессов деления цитоплазмы при

остановке ядерного цикла на стадии профазы 1. Несмотря на то, что хромосомы оставались окруженными ядерной оболочкой, цитоплазматический цикл продолжался: строилось безхромосомное веретено деления н происходил запуск цитокинеза, который, в свою очередь, заканчивался формированием дочерней мембраны.

Сукцессивный цитокинез (вместо симультанного) у трансгенных линий табака. При нормальном мейотическом делении двудольных происходит лишь однократное образование дочерних клеточных мембран, когда завершаются оба раунда кариокинеза и в общей цитоплазме сформируются четыре дочерних ядра, 8 мутантных линиях Res 9} и Res 66 табака нарушается механизм, обеспечивающий временное сопряжение между делением ядра и делением цитоплазмы. Вследствие чего вроцесс образования дочерних мембран запускается уже после первого деления мейоза. При этом преждевременный цитокинез не отменяет цитокинеза после второго деления мейоза. А это означает, что при данной аномалии происходит смена типа деления цитоплазмы: симультанного на сукцессявный. При этом все морфологические процессы сохраняются как при симультанном цитокинезе, и не меняется характер образования фрагмопласта и клеточной пластинки. Поэтому единственной причиной описанного фенотипа может- быть нарушение в регуляторной системе цитокинеза, что вызывает преждевременную, «внеплановую» активацию сигнала, обуславливающего запуск процесса образования дочерней мембраны.

Преждевременное образование дочерних мембран может свидетельствовать о том, что есть какой-то специальный механизм запуска цитокинеза. И хотя этот механизм сопряжен с ядерным циклом, эта связь далеко не жесткая, и поэтому даже, когда ядерный цикл не закончен или блокирован, цитокинез все равно может инициироваться и завершиться образованием дочерних мембран.

Преждевременное отключение цитокинеза. При этом нарушении цитокинеза фрагмопласт/клеточная пластинка в своем движении пересекают клетку лишь частично. Но, несмотря на то, что клеточная пластинка полностью не сформировалась, происходило образование дочерних мембран и остановка цитокинеза. Расположение и форма дочерних мембран, которые образуются в этом случае, полностью зависят от положения фрагмопласта и от характера центробежного движения. Мы наблюдали четыре морфологических варианта этой аномалии, которые описаны ниже.

Туннельный цитокинез. Такая аномалия часто встречается в мейозе ГШ Г первого поколения и объясняется нарушением координации между формой клетки и формой растущей клеточной пластинки во время центробежного движения. Клеточная пластинка достигает материнскую мембрану не по всей окружности, а, прежде всего, во фронтальной и тыльной зонах клетки (относительно положения клетки на препарате) (рис. 4 г, д). Пузырьки преждевременно сливаются, образуется «туннель», и цитокинез останавливается хотя, цитоплазма разделена не полностью. На слепых сторонах дочерних мембран, обращенных в цитоплазму, сохраняются остановившиеся фибриллы фрагмопласта. Поступления пластосом в экваториальную область этих остатков фрагмопласта не происходит, хотя его фибриллы полностью сохраняют нормальную структуру.

Цитокинез при асшшетрично расположенном фраглюпяасте, Если веретено деления располагается вне центральной области клетки, то фрагмопласт/клеточная пластинка, соответственно позиции веретена, также смещены относительно оси деления, Фрагмопласт/клеточная пластинка, расширяясь центробежно, достигают ближайшей к ним области мембраны материнской клетки в тот момент, когда основная часть цитоплазмы еще не рааделена(рис. 4 а-в). Результатом этого контакта является слияние пузырьков клеточной пластинки и образование дочерних клеточных мембран в виде надсечки. С формированием дочерней клеточной мембраны, даже и неполной, все процессы цитокинеза, в том числе центробежное движение фрагмопласта, прекращаются. Фибриллы фрагмопласта долгое время сохраняются на «слепом» краю этой надсечки. Хромосомы в таких клетках еше некоторое время существуют в виде телофазных групп, н только позднее окружаются ядерной оболочкой, то еегь ведут себя независимо от произошедшего преждевременно цитокинеза. Такой ход цитокинеза характерен для ППГ Р1 № 86-2 (Г. аезпхит АНК26А х А. фисит), № 97-13 (Т. аезНуит АНК9 х А. g!aucum), а также для меймутации ш2& кукурузы, при которой экваториальная зона веретена смещена нз центра клетки по причине его изгиба. Изогнутые веретена часто встречаются в мейозе отдаленных гибридов П, и дочерние мембраны в таких клетках всегда имеют форму надсечки.

МТ 5) в) г) а)

Рисунок 4. Цнтоиш« при асимметричном положении фрагмопласта (а-в) и туннельный цитокинез (г-д)в мейоттеском делении у ППГ. И! - клеточная пластинка; МТ - иикротр)-бочкд фрагмопласта.

КП

Цитокинез на множественных хаотичных пучках

Если веретено деления представляет собой хаотичную сеть фибрилл, то на них закладываются множественные миняфрагмошшсты. «+»-концы МТ, которые в норме должны локализоваться в экваториальной области веретена, располагаются на случайных участках цитоплазмы. Вследствие этого мембранные пузырьки, которые в норме всегда транспортируются в область «+»-концов, теряют способность к направленному движению и начинают консолидироваться на любых пучках МТ. Пузырьки образуют несколько фрагментарных клеточных пластинок, некоторые из которых достигают мембраны материнской клетки к преобразуются в дочернюю мембрану, имеющую форму надсечки. Такая аномалия цитокинеза часто встречается при формировании хаотичного веретена в мейозе ППГ (7*. аЫп-ит АНК9 х А. gШcum 52-3) и в одном из вариантов цитологического фенотипа мутации Л кукурузы.

Цитокинез при неравномерном центробежная движении, В аномальном мейозе мутантной линии тз43 кукурузы нарушается центробежное движение фрагмо1 [ласта, И вследствие этого, клеточная пластинка строится не в виде равномерного монослоя, а виде бесформенных скоплений или агрегатов мембранных пузырьков, которые располагаются в цитоплазме в виде отдельных групп, либо ииогда образуют непрерывные цепочки, которые в некоторых случаях достигают материнской мембраны. После этого мембранные пузырьки сливаются н формируют дочерние мембраны различных аномальных конфигураций. Л в тех клетках, где произошел блок центробежного движения, продукция мембранных пузырьков приобретает форму сверхсекреции и заполняет всю цитоплазму.

Таким образом, ключевым событием для преобразования клеточной пластинки в дочернюю мембрану и окончания цитокинеза является контакт клеточной пластинка с материнской мембраной. При этом не имеет значение морфология и размер клеточной пластинки. Даже если небольшой фрагмент клеточной пластинки вступает во взаимодействие с материнской мембраной, происходит слияние мембранных пузырьков и все процессы, связанные с цитокинезом останавливаются.

Чрезмерный цитокинез. При чрезмерном цитокинезе происходит избыточное производство мембранных пузырьков, которые транспортируются в клеточную пластинку, то есть цитокинез своевременно не отключается.

Феномен чрезмерного цитокинеза « фенотипе мейотгеческой мугпацш рат! кукурузы. При этой мутации процесс формирования фрагмопласта к

клеточной пластинки, а также центробежное движение происходит нормально. Нарушения начинались после того, как клеточная пластинка достигала мембраны материнской клетки (рис 5). Несмотря на то, что контакт этих структур визуально наблюдался, остановки цитокинеза не происходило: дочерние мембраны не образовывались, производство и транспорт мембранных пузырьков, а также процесс центробежного движения продолжались, становясь чрезмерными. Позднее клеточная пластинка становилась толще, выглядела более отчетливой и рыхлой (диффузной), и постепенно исчезала. В результате формировались двуядерные деформированные монады (рис.5 в).

и) - нормальное формирование фрашолдаста к меточной пластинки; б) - цитокинез не прекращает«)) после коотамз клеточной пластинка с материнской мембраной, ги парафированная клеточная ипасгитжа растягивает экваториальную область клетки; л) - двуядерваш моиала. МТ- миьротрубочкн фрашопласта, КП - клеточнм пластинка, Я - ядро.

Продолжение t(шпокинеза после формирования дочерних мембран. В мейозе ППГ Fl 12-8 (Г. Durum L с. Алмаз х Е. Elongatum L,) центробежное движение фрагмопласта/клеточиой пластинки происходит без видимых изъянов и завышается образованием дочерних мембран. Однако большинство даад имеют необычную морфологию, так как содержат обширные полости млн вышербллны неправильной формы в тех местах, где клеточная пластинка взаимодействовала с мембраной материнской клетки (рис. б). Аномалия формы дочерних мембран вызвана тем, что клеточная пластинка в местах контакта с материнской мембраной имела вид облака, а не монослоя. Такое происходит при продолжении производства и транспорта пластосом на фоне остановки фрагмопласта после формирования дочерних мембран. Прн этом пластосомы транспортируются в область расположения + - концов фибрилл бывшего фрагмопласта, образуют скопления в виде облаков, сливаются и формируют в этом месте полость неправильной формы. При образовании полноценных дочерних мембран и полной автономизации дочерних клеток, фибриллы фрагмопласта разделяются в области перекрывания на экваторе и не могут осуществлять центробежное движение. Но продолжающееся построение клеточной пластинки указывает на то, что прочие процессы цитокинеза (производство и транспорт пдастосом) не отключились.

цитокинеза после костэста клеточной пластинки с

материнской мембраной у мутации paittt кукурузы {Z H<n-i LJ.

МТ а КП 6

Рисунок Я. Продолжение цитокинеза после образования дочерних мембран вМКПуЛПГ. а) - шггокннм иди нормально: 6) - транспорт мембранных пузырьков клеточной пластинки продолжается, хот« дочерние мембраны нормально сформировались; в) - дочерние клетки с а« щербинками в области новообразованных мембран, МТ -имкритрубочки фрахмопласта; [СП-Неточная пластинка.

Таким образом, контакт клеточной пластинки с материнской мембраной является необходимым, но недостаточным условием образования дочерних мембран и окончания цитокинеза. Вероятно, при контакте (взаимодействии) этих структур происходит активация специального фактора, который, в свою очередь, стимулирует запуск как минимум трех направлений развития событий: 1) формирования дочерних клеточных мембран, 2) прекращения продукции мембранных пузырьков, образующих клеточную пластинку и 3) остановки центробежного движения фрагмопласта.

Некоторые из обнаруженных нами нарушений цитокинеза в МКП приводили к восстановлению плоидносгн делящихся клеток и образованию нередуцированных гамет, то есть происходила мейотическая реституция,. В частности к такому результату приводит аномалия «пустой фрагаопласг» у ППГ, при которой не формируется клеточная пластинка. Отсутствие дочерней мембраны способствует возвратному движению разошедшихся групп хромосом с последующим образованием реституционных ядер (рис.3). Объединение дочерних трупп хромосом происходит во втором делении, когда формируется общая метафазная пластинка.

Нарушения цнтокннезного аппарата приводили к мейотической реституции в делении МКП мутантной линии сахарной свеклы Beta vulgaris L. В-24 и гаплоидов сарептской горчицы Brassica juncea Rajat. И в том, и в другом случае происходило нарушение интерзональной системы МТ. В аномальном мейоэе у сахарной свеклы происходило восстановление исходного набора хромосом и образование нередуцированных гамет вследствие того, что количество интерзональных МТ значительно ниже, чем в норме и они не могут поддерживать взаимного расположения телофазных ядер (на противоположных полюсах). Ядра окончательно сближаются в интеркинезе, а после распада ядерной оболочки во втором делении дочерние группы хромосом объединяются. В материнских клетках пыльцы гаплоидов Brassica juncea «+» -концы МТ не способны взаимодействовать друг с другом и интегрироваться в единую систему, а перекрещиваются в области экватора. Свободные концы как бы торчат наружу из веретена деления. Эти фибриллы не могут служить опорой для телофазных ядер, которые аномально смещаются, что неизбежно приводит к мейотической реституции.

Аномалии цитокинеза н мейотическая реституция

выводы

Цитологический анализ широкого спектра аномалий цитокинеза в мейогическом делении материнских клеток пыльцы у различных представителей однодольных и двудольных растений позволил выявить следующие, ранее неизвестные, структурные и функциональные механизмы этого процесса.

1. Основой структурной и функциональной организации цитокинеза являются радикальные изменения в динамике микротрубочкового цитоскелета:

а) При сукцессивном цитокинезе фрагмопласт формируется в результате перераспределения фибрилл веретена деления. В структуре фрагмопласта они продолжают центробежное движение, и с появлением в конце цитокинеза радиально ориентированных микротру бочек, присоединяются к интерфазкому цитоскелету.

б) Симультанному цитокинезу предшествует массовое образование новых микротрубочек, которые являются основой будущего радиального цитоскелета. Большая часть из них локализуется между дочерними ядрами и участвует в формировании дочерних мембран, выполняя функцию фрагмопласта.

2. Центробежное движение фрагмопласта является функцией микротрубочковых фибрилл, образующих эту структуру, и не зависит от клеточной пластинки. Предложена модель, объясняющая механизм центробежного движения.

3. Деление цитоплазмы растительной клетки регулируется специальным механизмом временного контроля:

а) Независимость начала цитокинеза от окончания ядерного цикла, а также возможность перехода от симультанного цитокинеза к сукцессивному, указывает на наличие особого сигнального фактора, запускающего цитокинез.

б) Окончание цитокинеза также контролируется специальным сигнальным фактором, «отключающим» весь комплекс внутриклеточных процессов, связанных с образованием дочерних мембран. При наличии этого фактора необходимым условием окончания цитокинеза является контакт клеточной пластинки с материнской мембраной,

4. Нарушения цитокинеза, которые вызывают блок формирования дочерних мембран, благоприятны для мейотической реституции, и могут быть рассмотрены как клеточный механизм, обусловливающий фертильность у отдаленных гибридов.

Список публикаций по теме диссертации

1. Дорогова Н.В., Шамина Н.В. Особенности цитокинеза в клетках высших растений. Цитология. 1994.

2. Шамнна Н.В. Дорогова Н.В. Изучение ультраструкгуры аномального мейоза у мутанта ms43 кукурузы. Цитология. 1995. Т. 37. N.7. С. 561-566.

3. Shamina N.V., Dorogova N.V., Trunova S, Abnormalities of spindle and cytokinesis behavior leading to the formation of meiotic restitution nuclei in intergeneric cereal hybrids,1999. Cell Biology Internatinal. Vol, 23. No 12. P. 863-870.

4. Dorogova N.V., Shamina N.V., Maletskii S.I, The mutational variation of cytoskeletone and forming of unreduced male gametes in sugar beet. 1999. Sugar Tech. Vol. ЦЗ). P. 89-92.

5. Дорогова H.B., Шамина Н.В, Аномалии микротрубочек цитоскелета в мутантиов линии сахарной свеклы. Цитология.2000. Т. 42, N. 4.С. 372-377,

6. Дорогова Н.В., Шамина Н.В. Феномен чрезмерного цитокинеза в фенотипе мейстнческой мутации рат кукурузы. Цитология. 2001. Т.43, № 5. С. 471-476.

7. Шамнна Н.В., ДороговаН.В. Нарушения мужского мейоза у гороха Pisum Sativum L., вызываемые мутацией ms3„ 2000. Цитология.Т. 42. N 4.

8. Shamina N.V., Dorogova N.V., Trunova S. Radial spindle and the phenotypeof the maize meiotic mutant, dv. 2000,Cell Biol. Internal. Vol. 24. No. 10. pp.729736.

9. Шамина H.В., ДороговаН.В., Загорская A.A., Дейкеко Е.В., Шумный В.К. Аномалии мейоза, вызывающие мужскую стерильность, в трансгенной линии табака res 91.2000. Цитология. Т.42., N.12. С. 1159-1164.

10. Шамина II. В., Вайсман Н.Я., Дорогова Н.В., Малецкнй С.И, Интерзональные микротрубочки и мейогическая реституция двудольных. 2001. Цитология. Т.43, № 1. С. 33-38.

11. Shamina N.V., Dorogova N.V., Sidorchuk Iu.V„ Deineko E.V., Shumny V.K, Abnormalities of meiotic division caused by T-DNA tagged mutation in tobacco (Nicotiana tabacum L). 2001.Cell Biol. Internat Vol.25. No. 1 P. 75-77.

12. Shamina N.V. Dorogova N.V. Excessive cytokinesis distortion of cell division caused by meimutation paml in maize, 1997. Cell Biol. Intemat. Vol. 21. No, 12. P. 292-293.

Подписано к печати ! декабря 2003 г. Формат бумаги 60 х 90, Печ. л. К Уч. и ад. л. 0,7 Тираж 100 экз. Заказ 137

Ротапринт Института цитологии и генетики СО РАН 630090, Новосибирск, пр. ак. Лаврентьева, 10

* H О 7

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Дорогова, Наталья Владимировна

Глава 1. Введение

Глава 2. Обзор литературы

2.1. Динамика микротрубочек цитоскелета при образовании и функционировании фрагмопласта в различных типах растительных клеток

2.2. Функциональное значение фрагмопласта

2.3. Роль актина в построении и функции фрагмопласта

2.4. Формирование клеточной пластинки

2.5. Образование дочерних мембран

2.5.1. Основные морфологические процессы

2.5.2. Молекулярные механизмы образования дочерних мембран

2.6. Пространственная регуляция цитокинеза

2.6.1. Препрофазное кольцо микротрубочек

2.6.2. Регуляция плана деления в бесстеночных клетках

2.7. Клеточный цикл и цитокинез

2.8. Мутации, нарушающие цитокинез

Введение Диссертация по биологии, на тему "Структурная и функциональная организация цитокинеза у высших растений на примере мейотического деления в материнских клетках пыльцы"

Актуальность проблемы. Процесс разделения цитоплазмы — цитокинез или цитотомия, является таким же важным этапом клеточного цикла, как кариокинез и интерфаза. Именно в результате цитокинеза окончательно обособляются дочерние клетки. Но для растительных организмов важность этого процесса не ограничивается только репродукцией клеток. Так как клетки растений покрыты ригидной оболочкой и поэтому лишены подвижности, они не способны радикально менять свою форму. Вследствие этого для процессов роста и дифференцировки чрезвычайно важна точная пространственная ориентация каждого деления цитоплазмы, которое может быть продольным, поперечным, тангенциальным, симметричным, асимметричным и т. д. И зачастую от типа деления зависит не только морфология дочерних клеток, но и их онтогенетическая судьба.

Интерес к этой теме не ослабевает уже около ста лет, и, несмотря на полученный за это время огромный фактический материал, остаются серьезные пробелы в понимании этого процесса на всех уровнях его организации. В частности, нельзя считать законченным изучение структурно-морфологических основ цитокинеза. Недостаток морфологических данных ощущается особенно остро, когда необходимо точнее интерпретировать результаты молекулярных и биохимических исследований и поставить в соответствие молекулярным факторам определенные клеточные структуры или события. Кроме того, остаются не выявленными многие структурные механизмы, лежащие в основе работы цитокинезного аппарата. Неизвестно, как осуществляется пространственная регуляция цитокинеза, включение и отключение целого каскада событий, связанных с этим процессом, каков механизм центробежного движения клеточной пластинки и образования дочерних мембран. Восполнить недостаток этих данных может только детальная картина морфологических преобразований, происходящих во время делеиия цитоплазмы. В настоящее время идет интенсивный поиск подходов и методов, позволяющих детализировать процесс цитокинеза, разложить его на элементарные события и проанализировать с учетом динамики отдельных структур и компонентов (например, с точки зрения динамики элементов цитоскелета или мембран). Со своей стороны мы предложили достаточно эффективный, на наш взгляд, подход для решения целого ряда задач, связанных с изучением цитокинеза. Данный подход предусматривает использование в качестве модели аномальное мейотическое деление в материнских клетках пыльцы. Мы приняли во внимание следующие основные достоинства этой модели: во-первых, аномалии любого сложного, многофакторного процесса позволяют представить его в виде автономных событий, выявить значение той или иной структуры, установить связь или независимость отдельных компонентов; во-вторых, источник аномалий мейоза в материнских клетках практически неисчерпаем. Это могут быть отдаленные гибриды, мейотические мутанты, аллоплазматические линии, гаплоиды, полиплоиды и т.д. На сегодняшний день мы располагаем довольно обширной коллекцией мейотических аномалий, затрагивающих различные этапы цитокинеза.

Кроме того, нарушения цитокинеза в материнских клетках пыльцы можно рассматривать как важный фактор мейотической реституции, что, в свою очередь, играет положительную роль в отдаленной гибридизации и имеет значение в эволюции растений.

Задачи исследования:

1. Анализ динамики микротрубочек цитоскелета в нормальном мейотическом делении материнских клеток пыльцы в период поздней анафазы-раннсго интеркинсза, то есть стадий перехода от веретена деления к фрагмопласту, построения фрагмопласта и клеточной пластинки, их центробежного движения, и, наконец, перехода от фрагмопласта к интерфазному цитоскелету.

2. Цитологический анализ аномального мейоза в коллекции растений, представленной мейотическими мутантами, отдаленными гибридами, а также отдельными экземплярами моносомных линий и гаплоидов.

3. Систематизация и распределение аномалий цитокинеза в соответствии с конкретными этапами этого процесса.

Научная новизна и практическая ценность работы. В настоящей работе представлены данные, полученные'с помощью подхода, который может быть с успехом применен для решения широкого круга цитологических задач, связанных с изучением сложноорганизованных клеточных процессов.

Детальный структурно-морфологический анализ нормальной и измененной цитологической картины позволил установить неизвестные ранее особенности и закономерности цитокинеза в клетках высших растений. В частности был детально описан механизм образования фрагмопласта с точки зрения реорганизации микротрубочек в мейозе однодольных и двудольных растений. Были получены убедительные доказательства того, что центробежный рост клеточной пластинки обусловлен динамикой микротрубочковых фибрилл фрагмопласта. Это опровергает существующие в настоящее время представления о том, что эти фибриллы пассивно раздвигаются маргинально растущей клеточной пластинкой. На основе полученных новых данных была предложена альтернативная модель центробежного движения фрагмопласта/клеточной пластинки. Нам удалось показать, что существует специфический сигнальный фактор, обеспечивающий временную регуляцию цитокинеза, и этот сигнал связан с определенными структурами и событиями на клеточном уровне.

Все описанные нами аномалии цитокинеза были систематизированы и соотнесены с определенными этапами этого процесса, что может иметь значение при интерпретации результатов цитологического анализа у различных мутантных форм, характеризующихся нарушениями деления цитоплазмы.

Апробация работы. Результаты данного исследования были доложены на Отчетной сессии ИЦиГ СО РАН 2001 года и международном симпозиуме «Cytoskeleton: A Key for Biotechnology» в Ялте (1998 г.).

Вклад автора. Автор самостоятельно занимался приготовлением препаратов методами световой, флуоресцентной и электронной микроскопии, а также принимал участие в сборе материала и поддержании коллекции некоторых использованных для работы растений. Анализ и обобщение полученных данных были сделаны совместно с руководителем диссертационной работы Шаминой Н.В.

Заключение Диссертация по теме "Гистология, цитология, клеточная биология", Дорогова, Наталья Владимировна

ВЫВОДЫ

Цитологический анализ широкого спектра аномалий цитокинеза в мейотическом делении материнских клеток пыльцы у различных представителей однодольных и двудольных растений позволил выявить следующие, ранее неизвестные, структурные и функциональные механизмы этого процесса.

1. Основой структурной и функциональной организации цитокинеза являются радикальные изменения в динамике микротрубочкового цитоскелета: а) При сукцессивном цитокинезе фрагмопласт формируется в результате перераспределения фибрилл веретена деления. В структуре фрагмопласта они продолжают центробежное движение, и с появлением в конце цитокинеза радиально ориентированных микротрубочек, присоединяются к интерфазному цитоскелету. б) Симультанному цитокинезу предшествует массовое образование новых микротрубочек, которые являются основой будущего радиального цитоскелета. Большая часть из них локализуется между дочерними ядрами и участвует в формировании дочерних мембран, выполняя функцию фрагмопласта.

3. Деление цитоплазмы растительной клетки регулируется специальным механизмом временного контроля: а) Независимость начала цитокинеза от окончания ядерного цикла, а также возможность перехода от симультанного цитокинеза к сукцессивному, указывает на наличие особого сигнального фактора, запускающего цитокинез. б) Окончание цитокинеза также контролируется специальным сигнальным фактором, «отключающим» весь комплекс внутриклеточных процессов, связанных с образованием дочерних мембран. При наличии этого фактора необходимым условием окончания цитокинеза является контакт клеточной пластинки с материнской мембраной.

4. Нарушения цитокинеза, которые вызывают блок формирования дочерних мембран, благоприятны для мейотичеекой реституции, и могут быть рассмотрены как клеточный механизм, обусловливающий фертильность у отдаленных гибридов.

Список публикаций по теме диссертации

1. Дорогова Н.В., Шамина Н.В. Особенности цитокинеза в клетках высших растений. Цитология. 1994. Т. 36. № 9-10. С. 899-915.

2. Шамина Н.В. Дорогова Н.В. Изучение ультраструктуры аномального мейоза у мутанта ms43 кукурузы. Цитология. 1995. Т. 37.№ 7. С. 561-566.

3. Shamina N.V., Dorogova N.V., Trunova S. Abnonnalities of spindle and cytokinesis behavior leading to the formation of meiotic restitution nuclei in intergeneric cereal hybrids.1999. Cell Biol. Internatinal. V. 23. No 12. P. 863-870.

4. Dorogova N.V., Shamina N.V., Maletskii S.I. The mutational variation of cytoskeletone and forming of unreduced male gametes in sugar beet. 1999. Sugar Tech. Vol. 1(3). P. 89-92.

5. Дорогова H.B., Шамина Н.В. Аномалии микротрубочек цитоскелета в мутантной линии сахарной свеклы. Цитология.2000. Т. 42. №. 4. С. 372-377.

6. Дорогова Н.В., Шамина Н.В. Феномен чрезмерного цитокинеза в фенотипе мейотической мутации рат кукурузы. Цитология. 2001. Т.43. № 5. С. 471-476.

7. Шамина Н.В., ДороговаН.В. Нарушения мумсского мейоза у гороха Pisum sativum L., вызываемые мутацией ms3., 2000. Цитология.Т. 42. N 4. С. 404-411. 8.Shamina N.V., Dorogova N.V., Trunova S. Radial spindle and the phenotype of the maize meiotic mutant, dv. 2000. Cell Biol. Internat. Vol. 24. No. 10. P. 729-736.

9. Шамина H.B., Дорогова H.B., Загорская A.A., Дейиеко Е.В., Шумный В.К. Аномалии мейоза, вызывающие мужскую стерильность, в трансгенной линии табака res 91.2000. Цитология . Т. 42., N.12. С. 1159-1164.

10. Шамина Н.В., Вайсман Н.Я., Дорогова Н.В., Малецкий С.И. Интерзональные микротрубочки и мсйотичсская реституция двудольных. 2001. Цитология. Т.43. № 1. С. 33-38.

11. Shamina N.V., Dorogova N.V., Sidorchuk Iu.V., Deineko E.V., Shumny V.K. Abnormalities of meiotic division caused by T-DNA tagged mutation in tobacco (Nicotiana tabacum L). 2001. Cell Biol. Internat. V.25. No. 1. P. 75-77.

12. Shamina N.V. Dorogova N.V. Excessive cytokinesis distortion of cell division caused by meimutationpaml. 997. Cell Biol. Internat. V. 21. No.12. P. 292-293.

Глава 5. ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Цитокинез является комплексным многокомпонентным процессом, включающим в себя множество элементарных событий и протекающим в несколько этапов. Все это создаст значительные трудности для цитологического анализа цитокинеза и объясняет существенный недостаток данных о структурных механизмах этого процесса. Предложенный нами подход позволил обойти многие из этих трудностей, поскольку с его помощью можно разложить процесс цитокинеза на отдельные события и промежуточные стадии, и проследить участие в нем конкретных клеточных структур и компонентов. Благодаря такому подходу нам удалось проанализировать процессы перестройки, динамики и взаимодействия различных субклеточных структур на этапе построения дочерней мембраны. Это дало возможность не просто получить новую информацию об особенностях цитокинеза у высших растений, но существенно расширить представления об основных структурно-морфологических закономерностях этого процесса. К обобщенной схеме цитокинеза, изложенной нами в заключительной главе обзора литературы, мы добавили следующие важные этапы и механизмы: 1) переход отделения ядра к делению цитоплазмы индуцируется специальным молекулярным сигналом — активатором цитокинеза; 2) механизм образования фрагмопласта достаточно пластичен и может быть обусловлен, как полимеризацией новых микротрубочковых фибрилл, так и перестройкой и реорганизацией уже существующих стабильных пучков МТ, входящих в состав веретена деления; 3) фрагмопласт является автономной структурой, способной к самостоятельному центробежному движению, которое происходит благодаря динамики образующих его МТ; 4) контакт клеточной пластинки с материнской мембраной является не просто заключительным этапом цитокинеза, но также сигналом к образованию дочерних мембран и включению механизма «выхода» из цитокинеза. Для активации такого механизма также необходим специальный молекулярный фактор, который ингибирует все события, связанные с этим процессом.

Наряду с общими механизмами деления цитоплазмы в растительной клетке в настоящей работе было уделено внимание некоторым специфическим чертам этого процесса, которые проявляются при делении материнских клеток пыльцы. Был детально описан характер различий между симультанным и сукцессивным цитокинезом, продемонстрирован механизм образования различных типов тетрад микроспор, показана роль аномалий цитокинеза в мейотической реституции.

Полученные нами данные можно анализировать не только в рамках поставленных здесь проблем и вопросов, связанных с цитокинезом, но и также с точки зрения некоторых общих аспектов деления клеток растений.

Один из аспектов касается динамики МТ цитоскелета в делении растительной клетки. Как мы уже неоднократно отмечали, смена этапов клеточного деления закономерно сопровождается изменениями в конфшурации микротрубочкового цитоскелета, то есть переходом из одной системы МТ в другую. Однако неизвестно, как осуществляется этот переход. Процесс образования фрагмопласта является своего рода демонстрацией структурного механизма, лежащего в основе этого процесса. Учитывая, что нам удалось обнаружить и описать два принципиально различных типа образования фрагмопласта, можно сделать вывод, что этот механизм достаточно гибкий и может модифицироваться в зависимости от внутриклеточных условий. Так, при сукцессивном цитокинезе фрагмопласт является производной веретена деления. Фактически при переходе к цитокинезу фибриллы веретена перегруппировываются и берут на себя функцию построения клеточной пластинки. Подобный механизм невозможен при симультанном цитокинезе, поскольку в этом случае необходима дополнительная полимеризация, и она на самом деле происходит за счет реактивации полюсных районов бывшего веретена деления. Таким образом, в клетках растений образование одной и той же в функциональном отношении системы может происходить как за счет реорганизации более ранней структуры, так и за счет образования новых фибрилл. А это означает, что микротрубочковые структуры нового порядка могут формироваться не только благодаря процессам деполимеризацииреполимеризации, что является общепризнанным механизмом. Но и также благодаря пространственному перемещению и перераспределению стабильных пучков МТ. На аналогичном механизме основано и центробежное движение фрагмопласта. Функциональная активность фрагмопласта обусловлена, на наш взгляд, динамичным взаимодействием МТ с моторными белками, о значении которых в цитокинезе известно на основании литературных данных. Сопоставление этих данных с характером изменения морфологии микротрубочковых фибрилл, который мы наблюдали при сукцессивном цитокинезе, позволило нам обосновать новую модель центробежного движения фрагмопласта. Линии ППГ, у которых обнаружен цитологический фенотип «фрагмопласт без клеточной пластинки», можно рассматривать как перспективные клеточные системы для проверки этой модели и дальнейшего изучения механизмов этого процесса.

Другой аспект связан с изучением закономерностей мсйотического деления, как такового. Значительную часть нашей коллекции составляла группа мейотических мутантов с ранее неизвестным первичным морфологическим эффектом. В результате нашей работы был описал цитологический фенотип этих линий и определено ключевое нарушение мейотического события, вызванного соответствующей мутацией. Это дает представление о клеточной функции гена, экспрессия которого в результате данной мутации нарушена. И сама по себе эта информация может быть хорошим заделом для дальнейших исследований на молекулярно-гснетическом уровне, позволяющими определить, какие гены экспрессируются в процессе мейоза.

Еще один важный аспект касается временного контроля клеточного деления. Можно было с большой долей вероятности предполагать существование специального сигнала - «активатора» цитокинеза, так же как и сигнала, отключающего этот процесс. Однако, никаких экспериментальных данных, подтверждающих это предположение, получено не было. Наши результаты являются фактическим подтверждением существования таких сигналов, как на структурном, так и па молекулярном уровне.

И последний аспект, на который нам хотелось бы обратить внимание, связан с механизмами мейотичеекой реституции. Этот аспект в значительной степени носит прикладной характер, поскольку образцы растений, демонстрирующие различные варианты блока цитокинеза, формируют нередуцированные гаметы, что является ценным селекционным признаком. Но, кроме того, понимание механизмов реституции дает представление об одном из путей эволюции растений. В литературе описан только единственный факт, когда нарушения цитокинеза приводят к появлению жизнеспособных нередуцированных гамет. Это - преждевременный цитокинез после первого деления мейоза в сочетании с отсутствием сегрегации хромосом во втором делении. Мы показали на конкретных примерах, что для мейотичеекой реституции благоприятны все варианты нарушений цитокинеза, которые сопровождаются блоком образования клеточной пластинки, либо предотвращающие последний этап цитокинеза — слияние мембранных пузырьков.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Дорогова, Наталья Владимировна, Новосибирск

1. Васильев А.Е. Сравнительная структурно-функциональная характеристика цитоскелета животных и высших растений //Журнал Общей Биологии. 1996. Т. 57. С. 293-324.

2. Голубовская И.Н, Машнснков А.С. Множественные нарушения мейоза у кукурузы, вызываемые одной рецессивной мутацией // Генетика. 1977. Т. 13 (11). С. 1910-1915.

3. Жарков Н.А. Аномалии мейоза у пшеницы Мильтурум 553, моносомнон по хромосоме 3D // Цитология и Генетика. 1990. Т. 24. С. 7-10.

4. Малюта Э. Н. Получение мейотических тетраплоидов сахарной свеклы с помощью мутации, приводящей к образованию иередуцированных гамет // Генетика сахарной свеклы. Новосибирск. 1984. С. 161-182.

5. Машкина О. С. О путях образования нередуцированных микроспор у черешни //Цитология и генетика. 1979. Т. 13. № 3. С. 343—346.

6. Потапова Т. А., Щапова А. И. Мейоз у фертильных пшенично-пырейных полигаплоидов//Цитология. 1989. Т. 31,№1. С. 108—110.

7. Шамина Н.В., Дорогова Н.В., Загорская А.А., Дейнеко Е.В., Шумный В.К. Аномалии мейоза, вызывающие мужскую стерильность, в трансгснной линии табака res 91 // Цитология. 2000. Т. 42. №.12. С. 1159-1164.

8. Шамина Н.В. Динамика микротрубочек цитоскелета в мейозе высших растений. 1. Околоядерное кольцо микротрубочек и построение мейотического веретена // Цитология. 2003 Т. 45. Ш. С. 650-654.

9. Шамина Н. В., Рузапкина Я. С., Соспихнна С. П. Нарушение структуры веретена деления мутацией mei 10 в мужском мейозе у ржи // Цитология. 1994. Т. 36, №2. С. 189—194.

10. Щапова А. И., Потапова Т. А. Генетическая обусловленность образования реституционных ядер в мейозе полигаплоидов // Цитогенетика сельскохозяйственных растений. Новосибирск. 1989. С. 4—17.

11. Щапова А. И., Потапова Т. А., Кравцова JI. А. Гснстичсская обусловленность нерасхождения хромосом в мейозе пшенично-ржаных полигаплоидов // Генетика. 1987 (а). Т. 23, № 1. С. 473—481.

12. Щапова А. И., Потапова Т. А., Кравцова JI. А. Причины отсутствия редукции числа хромосом в гаметах пшенично-ржаных гибридов // Цитология. 1987 (б). Т. 29. С. 831-840.

13. Allen R.D., BowenC.C. Fine structure of Psiloium nudum during division // Cariologia. 1966. V. 19. P. 299-342.

14. Alfano F, Errico A., Conicclla C. Potato mciotic mutants and importance of changes in the cytoskelcton // Cell Biol. Intemat. 1997.V. 21. P. 3-5.

15. Amor Y., Haigler C.H., Johnson S., Wainscott M., Delmer D.P. A membrane-associated form of sucrose synthase and its potential role in synthesis of cellulose and callose in plant // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1995. V. 92. P. 9353-9357.

16. Assaad F.F., Mayer U., Lukowitz W., Jucrgcns G. Cytokinesis in somatic plant cells// Plant. Phisiol. Biochem. 2001. V. 35. P. 177-184.

17. Asada Т., Sonobe S., Shibaoka II. Microtubule translocation in the cytokinetic apparatus of cultured tobacco cells // Nature. 1991. V. 350. P. 238-241.

18. Asada T, Shibaoka H. Isolation of polypeptides with microtubule with microtubule-translocating activity from phragmoplast of tobacco BY-2 cells // J. Cell Sci. 1994. V. 107. P. 2249-2257.

19. Asada Т., Kuriyama R., Shibaoka H. TKRP125, a kinesin-related protein involved in the centrosome-independcnt organization of the cytokinetic apparatus in tobacco//J. Cell Sci. 1997. V. 110. V. 179-189.

20. Apostolakos P., Galatis B. Induction, polarity and spatial control of cytokinesis in some abnormal subsidinaiy mother cclls of Zea mays. Protoplasma. 1987. V.140. P. 26-42.

21. Bajer A. Fine studies on phragmoplast and cell platee formation. Chromosoma 1968. V. 24. P. 383-417.

22. Bajer A., Allen R.D. Role of phragmoplast filaments in cell plate formation // J. Cell Sci. 1966. V. 1. P. 455-462.

23. Bajer A.S., Mole-Bajer J. Asters, poles and transport properties within spindlelike micrptubule arrays //Cold Spring Harbor Symp. 1982. V. 46. P. 263-283.

24. Bajer A., Mole-Bajer J. Reorganization of microtubules in endosperm cells and cell fragments of the higher plant Haemanthus in vivo //J. Cell Biol. 1986. V.102. P. 263-281.

25. Barroso C, Chan J, Allan V, Doonan J, Husscy P, Lloyd C. Two kincsin-rclated proteins associated with the cold-stable cytoskeleton of carrot cells: characterization of a novel kinesin, DcKRP120-2. // Plant J. 2000. V. 24. P. 859-68

26. Bogre L., Calderini O., Binarova P., Mattauch M., Till S. A MAP kinase is activated late in plant mitosis and becomes localized to the plane of cell division // Plant Cell. 1999. V. 11. P. 101-113.

27. Brown R., Dyer A.F. Cell division in higher plants // Plant Phisiol. 1972. V. 6. P. 49-90.

28. Brown R.S., Lemmon B.E. The cytokinctic apparatus in meiosis: control of division plane in the absence of a preprophase band of microtubules // The cytoskeletal basis of plant growth and form. Academic Press. 1991. P. 259-273.

29. Brown R.C., Lemmon B.E. Nuclear cytoplasmic domain, microtubules and organelles in microsporocytes of the slipper orchid Cypripedium californicum A. Gray dividing by simultaneous cytokinesis // Sex. Plant Rcprod. 1996. V. 9. P. 145152.

30. Brown R.C., Lemmon B.E. Transition from mitotic apparatus to cytokinetic apparatus in pollen mitosis of the slipper orchid // Protoplasma. 1997. V. 198. P. 4352.

31. Brown R.C., Lemmon B.E. The cytoskeleton and polarization during pollen development in Carex blanda (Cyperaceac) // Am J Bot. 2000. V. 87(1). P. 1-11.

32. Brown R.C., Lemmon B.E. The cytoskeleton and spatial control of cytokinesis in the plant life cycle//Protoplasma. 2001. V. 215. P. 35-49.

33. Brumfield R.T. Asimmetrical spindle in the first microspore division of certain angiosperms// Amer. J. Bot. 1941. V. 28. P. 707-721.

34. Buvat R. Electron microscopy of plant protoplasma // Int. Rev. Cytol. 1963. V. 69. P. 14-41.

35. Burgess R.W., Deiteher D.L., Sehvvarz T.L. The synaptic protein syntaxinl is required in dividing for ccllularization of Drosophila embryos // J. Cell Biol. 1997. V. 138. P. 861-875.

36. Byers T.J., Armstrong P.B. Membrane protein redistribution during Xenopus first cleavage. J. Cell Biol. 1986. V. 102. P. 2176-2184.

37. Caldcrini O., Borgc L., Viccntc O., Binarova P., Hcbcrlc-Bors E., Wilson СНА ccll cycle regulated MAP kinase with a possible role in cytokinesis in tobacco cells. 1998. J. Cell Sci. V. 111. P. 3091 -3100.

38. Chan J., Jensen C.G., Jensen L.C.W., Bush M., Lloyd C.W. The 65-kDa carrot microtubule-associated protein forms regularly arranged filamentous cross-bridges between microtubules//Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96. P. 14931-14936.

39. Cho S-O, Wick S.M. 1990. Distribution and function of actin in developing stomatal complex of winter rye (Secale cereale cv. Puma). Protoplasma. 157: 154164.

40. Clayton L., Black C.M., Lloyd C.W. Microtubule nucleating sites in higher plant cells identified by an auto-antibody against pericentriolar material. J. Cell Biol. 1985. V. 101. P. 319-324.

41. Clayton L., Lloyd C.W. Actin organization during the cell cycle in meristemattc plant cells. Actin is present in the cytokinctic phragmoplast. Exp Ccll Res. 1985. V. 156. P. 231-238.

42. Cronshaw J., Esau K. Cell division in leaves of Nicotiana II Protoplasma. 1968. V. 65. P. 1-24.

43. Cutter E.G., Hung C.Y. Symmetric and asymmetric mitosis and cytokinesis in the root tip of Hydrocharis morsus-ranac (L). J. Cell Sci. 1972. V. 2. P. 723-737.

44. Dauwalder M., Whaley W.G. Pattern of incorporation of H-galactose of Zea mayz root tips // J. Cell Sci. 1974. V. 14. P. 11-27.

45. DeMey J., Lambert A.M., Bajer A.S., Moeremans M., DeBrabander M. Visualization of microtubules in interphase and mitotic plant cells of Haemanthus endosperm with the immunogold staining method // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1982. V. 79. P. 1898-1902.

46. Dustin P. Microtubules. New York, Springer-Verlag, 1978. 98 p.

47. Euteneuer U., Mcintosh J.R. Polarity of midbody and phragmoplast microtubules //J. Cell Biol. 1980. 87: 509-515.

48. Evert R.F., Deshpande B.P. An ultrastructural study of cell division in the cambium //Amer. J. Bot. 1970. V. 57. P. 942-961.

49. Fishking D.J., Wang Y-L. New horizons for cytokinesis // Curr. Biol. 1995. V. 7. P.23-31.

50. Frey-Wyssling A., Lopez-Saez J.F., Muhlenthaler K. Formation and development of the cell plate //J.Ultrastr. Res. 1964. V. 10. P. 422-432.

51. Fukuda K, Sakamoto S. Studies on unreduced gamete formation in hybrids between tetraploid wheats and Aegilops squarrosa L. // Hereditas. 1992. V. 116. P. 253-255.

52. Galatis В., Apostolakos P., Katsarov C. Experimental studies and function of cortical cytoplasmic zone of preprophase microtubule band involved in the development of stomata of Vigna sinensis (L) // Protoplasma. 1984. V. 22. P. 11-26.

53. Gallagher K., Smith L.G. Discordia mutations specifically misorient asymmetric cell division during development of maize leaf epidermis // Development. 1999. V. 117. P. 149-162.

54. Genualdo G., Errico A., Tiezzi A., Conicella C. a-Tubulin and F-actin distribution during microsporogenesis in a 2n pollen producer of Solanum. Genome. 1998. V.41.P. 636-641.

55. Goddard R.H., Wick S.M., Silflow C.D., Snustad D.P. Microtubule components of the plant cell cytoskelcton // Plant Physiol. 1994. V. 104. P. 1-6.

56. Gu X., Verma D.P.S. Dynamics of phragmoplastin in living cells during cell plate formation and uncoupling of cell division// Plant Cell 1997. V. 9. P.157-169.

57. Guertin D.A, Venkatram S., Gould K.L., McCollum D. Dmal prevents mitotic exit and cytokinesis by inhibiting the septation initiation network (SIN) // Dev Cell. 2002. V. 3(6). P. 779-90.

58. Gunning B.E.S. The cytokinetic apparatus : its development and spatial regulation // In: The Cytoskelcton in Plant Growth and Development. Acadcmic Press, London, 1982. 229-292 p.

59. Gunning B.E.S., Steer M. Ultrastructure and the biology of plant cell. London, Arnold. 1975.312 р.

60. Gunning B.E.S., Wick S. Preprophase bands, phragmoplasts, and spatial control of cytokinesis. J. Cell Sci. 1985. Suppl. 2. P. 157-179.

61. Hasezawa S., Kumagai F. Dynamic changes and the role of the cytoskeleton during the ccll cycle in higher plant cclls // Int. Rev. Cytol. 2002. V.214. P161 -91.

62. Hasezawa S., Nagata T. Microtubule organizing ccntcrs in plant cells // Protoplasma. 1993. V. 176. P. 64-74.

63. Hawes C.R., Juniper BE, Home J.C. Low and high voltage electron microscopy of mitosis and cytokinesis in maize roots // Planta. 1981.V. 152. P. 397-407.

64. Hulskamp M., Parekh N.S., Grini P., Schneitz K., Zimmerman I. The STUD gene is required male-specific cytokinesis after telophase 2 of mciosis in Arabidopsis thaliana mutant // Plant J. 1997. V. 11. P. 659-669.

65. Ileese M., Mayer U., Jurgcnz G. Cytokinesis in flowering plants: ccllular process and developmental integration // Curr. Opin. Plant Biol. 1998. V. 1. P. 486-4

66. Hepler PK. Membranes in the mitotic apparatus in barley cells // J. Cell Biol. 1980. V. 86. P. 490-499.

67. Hepler P.K. Endoplasmic reticulum in the formation of the cell plate and plasmodcsmata//Protoplasma. 1982. V. 111. P. 121-133.

68. Hepler P.K, Bonsignore C.L. Caffeine inhibition of cytokinesis: ultrastructure of cell plate formation/degeneration//Protoplasma. 1990. V. 157. P. 182-192.

69. Hepler P.K, Jackson W. Isopropil N-phcnylcarbamatc affects spindle microtubule orientation in dividing endosperm cells of Haemanthus katherinae Baker//J. Cell Sci. 1969. V. 5. P. 727-743.

70. Hepler P.K., Newcomb E.H. Fine structure of the cell plate formation in the apical meristem Phaseolus roots//J. Ultrastr. Res. 1967. V. 19. P. 498-513.

71. Hepler P.K., Wolniak S.M. Membranes in the mitotic apparatus: their structure and function//Int. Rev. Cytol. 1980. V. 90. P. 169-238.

72. Hong Z., Delaney A.J., Verma D.P.S. A cell plate-specific callose synthase and its interaction with phragmoplastin // Plant Cell. 2001. V. 9. P. 157-169.

73. Ilogan С. Microtubule patterns during mciosis in two higher plant species // Protoplasma. 1987. V. 138. P. 126-136.

74. Jones M.G.K., Payne H.L. Cytokinesis in Impatiens balsamina and the effect caffeine//Cytobios. 1977. V.20. P. 79-91.

75. Joshi H.C., Palevitz B.A. y-tubulin and microtubule organization in higher plants //Trend Cell Biol. 1996. V. 6. P. 41-44.

76. Juneper B.E., Lawton J.R. The effect of caffeine, different fixation regimes and low temperature on microtubules//Planta. 1979. V. 145. P.411-415.

77. Kakimoto T, Shibaoka H. Actin filaments and microtubules in the preprophase band and phragmoplast of tobacco cells//Protoplasma. 1987. V. 140. P. 151-156.

78. Kakimoto Т., Shibaoka H. Cytoskclctal ultrastructurc of pragmoplast-nuclei complexes isolated from tobacco cells // Protoplasma. 1988. Suppl.2. P. 95-103.

79. Karsenti E. Self-organization of microtubules into bipolar spindles around artificial chromosomes in Xenopus egg extracts // Nature. 1996. V. 382. P. 420-425.

80. Kilmartin J.V., Adams A.E.M. Structural rearrangement of tubulin and actin during the ccll cycle of the yeast Saccharomyces, // J. Cell Biol. 1984. V. 98. P. 922-933.

81. Kozlov M.M. Dynamin: possible mechanism of "Pinchase" action // Biophys J. 1999. V. 77(1). P. 604-616.

82. Kreitzer G., Marmorstain A., Okamota P., Valce R., Rodrigucs-Boulan E. Kinesin and dynamin are required for post-GoIgi transport of plasma-membrane protein //Nat. Ccll Biol. 2000. V. 2. P. 125-127.

83. Kropf D.L., Quatrano R. S. Localization of membrane-associated calcium during development of fucoid algae, using chlorotetracycline // Planta. 1987. V.171. P. 158170.

84. Lam S. L. Origin and formation of unreduced gametes in the potato //J. Heredity. 1974. V. 65. P. 175-178.

85. Lambert A-M. Microtubule-organizing centers in higher plants — evolving concepts//Bot. Acta 1995. V. 108. P. 535-537.

86. Lambert M. A, Bajer A. Microtubule distribution and reversible arrest of chromosome movement induced by low temperature // Cytobiologie. 1972. V.15. P. 1-12.

87. Lambert A.M., Lloyd C.W. The higher plant microtubule cycle. In: Microtubules. Wiley-Liss, Inc. 1994. P.325-341.

88. Lauber M.N., Waithenegger I., Steinmann Т., Schwarz H., Mayer U. The Arabidopsis KNOLLE protein is a cytokinesis specific syntaxin //J. Cell Biol. 1997. V. 139. P. 1485-1493.

89. Lim S., Hering G.E., Borisy G.G. Widespread occurrence of anti-troponin T crossreacting component in non-muscle cells // J. Cell. Sci.1986. V. 85. P. 1-19.

90. Liu C.M., Johnson S., Wang T.L. Cyd , a mutant of pea that alter cmbrio morphology is defective cytokinesis // Dev. Genet. 1995. V. 16. P.321-331.

91. Liu В., Cyr R.J., Palevitz B.A. A kinesin-like protein KatAp, in the cells of Arabidopsis and other plants//Plant Cell. 1996. V. 8. P. 119-132.

92. Lloyd C.W, Hussey P. Microtubule-associated proteins in plants — why we need a map //Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2001. V. 2. P. 40-47.

93. Lloyd C.W. Actin in plants//J. Cell Sci. 1988. V. 90. P. 185-188.

94. Lopez-Saes J. F., Risueno M.C., Gimenez-Martin G. Inhibition of cytokinesis in plants//Eur. J. Cell Biol. 1966. V. 14. P. 1851-90.

95. Lukovitz W., Mayer U., Jurgens G. Cytokinesis in the Arabidopsis embrio involves the syntaxin-related KNOLLE gene product // Cell. 1996. V. 84. P. 61-71.

96. Maan S.S., Sasakuma T. Fertility of amphihaploids in Triticinae. J. Hered. 1977. V. 68. P. 87— 94.

97. Marc J. Microtubule-organizing centres in plants // Trends Plant Sci. 1997. V. 2. P. 223-230.

98. Machida Y., Nakashima M., Morikiyo K., Banno H., Ishikawa M., Soyano T. MAPKK-related protein kinase NPK1: regulation of the M phase of plant ccll cycle //J. Plant Res. 1998. V. 111. P. 243-246.

99. Magnard J.L, Yang M., Chen Y.C, Leary M., McCormick S. The Arabidopsis gene tardy asynchronous meiosis is required for the nonnal pace and synchrony of cell division during male meiosis // Plant Physiol. 2002 V.127 (3). P. 1157-66.

100. McElver J., Patton D., Rumbaugh M, Liu C., Yang L.J., Meinke D. The TITAN5 gene of Arabidopsis cncodcs a protein related to the ADP ribosylation factor family of GTP binding proteins // Plant Cell. 2000. V. 12(8). P. 1379-1392.

101. Mendiburu A.O., Peloquin S.J. Sexual polyploidization and depolyploidization: some terminology and definitions //Theor. Appl. Genet. 1976. V. 49. P. 53-61.

102. Mew M., Sek F.J., Moore R., Volkmann D., Gunning B.E.S., John P.C.L. Mitotic cyclin distribution during maize division: implication for sequence diversity and function of cyclins in plants//Protoplasma. 1997. V.200. P. 128-145.

103. Mineyuki Y., Gunning B.E.S. A role for preprophase bands of microtubules in maturation of new cell walls and a general proposal on the function of preprophase band sites in the division of higher plants //J. Cell Sci. 1990. V.97. P. 527-537.

104. Mineyuki Y. The preprophase band of microtubules: its function as a cytokinetic apparatus in higher plants // Int. Rev. Cytol. 1999. V. 187. P. 1-49.

105. Mitchison T.J. Compare and contrast actin filaments and microtubules // Mol. Biol. Cell. 1992. V. 3(12). P. 1309-1315.

106. Мок D.W.S., Peloquin S.J. Three mechansms of 2n pollen formaton in diploid potatoes//Can. J. Genet. Cytol. 1975. V. 17. P. 217-225.

107. Mollenhauer H. U., Mollenhaucr B. A. Changes in the secretory activity of Golgi apparatus during the cell cycle in root tips of maize (Zea mays L.) II Planta. 1978. V. 138. P. 113-118.

108. Nakamura S., Miki-IIirosigi II. Coated vesicles and cell plate formation in the microspore mother cell. J. Ultrastruct. Res. 1982. V. 80. P. 302-311.

109. Nacry P., Mayer U., Jurgens G. Genetic dissection of cytokinesis // Plant Mol. Biol. 2000. V. 43. P. 719-733.

110. Nickle T.C., Meynke D.W. A cytokinesis-defective mutant of Arabidopsis (cyt I) characterized by embryonic lethality, incomplete ccll walls, and cxccssivc callosc accumulation//Plant J. 1995. V. 15. P. 321-332.

111. Newcomb E.H. Plant microtubules II Ann. Rev. Plant Physiol. 1969. V. 20. P. 253-288.

112. Nguyen H., Brown R.C., Lemmon B.E. Patterns of cytoskcletal organization reflect distinct developmental domains in endosperm of Coronopus Didytmis II Int. J. Plant Sci. 2001. V.162 (1). P. 1-14.

113. Otegui M., Staehelin L.A. Cytokinesis in flowering plants: more than one way to divide a cell //Curr. Opin. Plant Biol. 2001. V.3. P.493 -502.

114. Owen H.A., Makaroff C.A. Ultrastructure of microsporogenesis and microgametogenesis in Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. ecotype Wassilewskija // Protoplasma. 1995. V. 185. P. 7-21.

115. Palevitz B.A. Comparative effects of phalloidin and cytochalasin В on motility and morphogenesis in Allium И Can. J. Bot. 1980. V. 58. P. 773-785.

116. Palevitz B.A. Actin in the preprophase band of Allium сера II J. Cell Biol. 1987. V. 104. P. 1515-1519.

117. Palevitz B.A., Hepler P.K. The control of the plane of division during stoiuatal differentiation in Allium. I. Spindle reorientation // Chromosoma. 1974a. V.46. P. 297-326.

118. Palevitz B.A, Hepler P.K. The control of the plane of division during stomatal differentiation in Allium. II. Drug studies//Chromosoma. 1974b. V.46. P. 327-341.

119. Park S.T., Twell D. Novel patterns of ectopic cell plate growth and lipid body distribution in the Arabidopsis gemini pollen I mutant // Plant Physiol. 2001. V. 126 (2). P. 899-909.

120. Parke J., Miller C., Anderton В. H. Higher plant myosin heavy-chain identified using a monoclonal antibody//Eur. J. Cell Biol. 1986. V. 41. P. 9-13.

121. Paul D. С., Goff С. W. Comparative effects of caffein, its analogues and calcium deficiency on cytokinesis//Exp. Cell Res. 1973. V. 78. P. 399-413.

122. Pickett-Heaps J.D, Northcote D.H. Organization of microtubules and endoplasmic reticulum during mitosis and cytokinesis in wheat meristems // J. Cell Sci. 1966. V. l.P. 109-120.

123. Peloquin S.J., Boteux L.S., Carputo D. Mcotic mutants in potato: valuable variants //Genetics. 1999. V. 153. P. 1493-1499.

124. Pickett-Heaps J. D., Northcote D. H. Organization of microtubules and endoplasmic reticulum during mitosis and cytokinesis in wheat meristem // J. Cell Sci. 1972. V. l.P. 109-120.

125. Porter K. R., Machado R. D. Studies on the endoplasmic reticulum. IV. Its form and distribution during mitosis in cclls of onion root tip // J. Biophys. Biochem. Cytol. 1960. V. 7. P. 167-180.

126. Preuss D., Rhce S., Davis R. W. Tetrad analysis possible in Arabidopsis with mutation of QUARTET (QRT) genes // Science. 1994. V. 264. P. 1458-1460.

127. Putnam-Evans C., Harmon A.C., Palevitt B. A., Fechheimer M., Cormier M. J. Calcium-dependent protein kinase in localized with F-actin in plant cells // Cell Motil. Cytoskel. 1959. V. 12. P. 12-22.

128. Ramanna M.S. The origin of unreduced microspores due to aberrant cytokinesis in the meiocytes of potato and its genetic signifcance // Euphytica. 1974. V. 23. P. 20-30.

129. Ramanna M.S. 1979. A re-examination of the mechanisms of 2n gamete formation in potato and its implications for breeding // Euphytica. V. 28. P. 537-561.

130. Ramanna M.S. First division restitution gametes through fertile desynaptic mutants of potato //Euphytica. 1983. V. 32. P. 337-350.

131. Ray L.B., Sturgill T.W. Rapid stimulation by insulin of a serine/threonine kinase in 3T3-L1 adipocytes that phosphorylates microtubule-associated protein 2 in vitro//Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. V. 84(6). P.1502-1506.

132. Reynolds J.O., Eisses J.F., Sylvester A.W. Balancing division and expancion during maize leaf morphogenesis: analysis of mutant, warty-1 //Development. 1998. V.125. P. 259-268.

133. Risueno M. С., Gimencs-Martin G., Lopcs-Saci J. F. Experimental analysis of plant cytokinesis// Exp. Cell Res. 1968. V. 49. P. 136-147.

134. Riley R, Chapman V. Haploids and polyhaploids in Aegilops and Triticum // Heredity. 1957. V. 11. P. 195—207.

135. Roper W., Roper S. Centripetal wall formation in roots of Vida faba after caffcin treatment//Protoplasma. 1977. 93: 89-100.

136. Sato S. Electrone microscope studies on the mitotic figure, phragmoplast and cell plate//Cytotogia. 1959. V. 24. P. 98-106.

137. Samuels A.L., Giddings Jr.T.H., Staehclin L.A. Cytokinesisin tobacco BY-2 and root tip cells: a new model of cell plate formation in higher plants // J. Cell Biol. 1995. V. 130. P. 1345-1357.

138. Schmit A.C, Vantard M., DeMey J., Lambert A.M. Aster-like microtubule centers establish spindle polarity during interphasc-mitosis transition in higher plant cells // Plant Cell Rep. 1983. V. 2. P. 285-288.

139. Schmit A.C., Lambert A.M. Characterization and dynamics of cytoplasmic F-actin in higher plant endosperm cells during interphase, mitosis and cytokinesis // J. Cell Biol. 1987. V. 105. P. 2157-2166.

140. Schmit A. C., Lambert A. M. Microinjected phalloidin in vivo reveals the F-actin dynamics and in vivo reveals the F-actin in higher plant cclls // Plant Cell. 1990 V. 2. P. 129-138.

141. Schmit L.G., Gerttula S.M., Han S., Levy J. TANGLED 1: a microtubule binding protein for the spatial control of cytokinesis in maize. J Cell Biol. 2001. V. 152. P. 231-236.

142. Schopeer C.R., Hepler P.K. Distribution of membranes and cytoskeletone during cell plate formation in the pollen mother cells of Tradescancia // J. Cell Sci. 1991. V. 100 P. 717-728.

143. Siddigi I., Ganesh G., Grossniklaus U., Subbiah V. The dyad gene is required for progression through female meiosis in Arabidopsis // Development. 2000. V.127. P. 197-207.

144. Shao X.G., Fernandez I., Zhang X.Y. Rizo J. Synaptotagminsyntaxin interaction: the C2 domain as a Ca-dcpendent electrostatic switch // Neuron. 1997. V. 18. P. 133-142.

145. Smirnova E.A, Bajer A.S. Spindle poles in higher plant mitosis // Cell Motil. Cytoskel. 1992. V. 23. P. 1-7.

146. Smirnova E.A., Cox D.L., Bajer A.S. Antibodies against phosphorylatcd proteins MPM-2 recognizes mitotic microtubules in endosperm cells of higher plant Haemanthus// Cell Motil. Cytoskelet. 1995. V.41. P.271-280.

147. Smirnova E.A., Rcddy A.S., BowscrJ., Bajer A.S. Minus end-directed kinesin-like motor protein, Kcbp, localizes to anaphase spindle poles in Haemanthus endosperm//Cell Motil. Cytoskeletone. 1998. V.41. P. 271-280.

148. Smith L.G. Divide and conquer: cytokinesis in plant cells // Curr. Opin. Plant Biol. 1999. V.2. P.447-453.

149. Song I-I., Golovkin M., Rcddy A.S, Endow SA. In vitro motility of AtKCBP, a calmodulin-binding protein of Arabidopsis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. V. 94. P. 322-327.

150. Sollner R., Glasser G., Wanner G., Somerville C.R., Jurgens G., Assaad F.F. Cytokinesis-defective mutants of Arabidopsis // Plant Physiol. 2002. V. 129(2). P. 678-690.

151. Spielman M., Preuss D.,Li F-L., Browne W.E., Scott R.J. Tetraspore is required for male meiotic cytokinesis in Arabidopsis thaliana // Development. 1997. V. 124. P. 2645-2657.

152. Staehelin L.A., Hepler P.K. Cytokinesis in higher plants // Cell. 1996. V.84. P. 821-824.

153. Staiger C.H, Cande W.Z. Microtubule distribution in dv, a maize meiotic mutant defective in the prophase to mctaphase transition // Developmental Biology. 1990. 138:231-242.

154. Staiger C.H, Cande W.Z. Microfilament distribution in maize meiotic mutants correlates with microtubule organization // Plant Cell. 1991. V. 3. P. 637-644.

155. Staiger С. II, Cande W.Z. Cytoskcletal analysis of maize meiotic mutants. In: Molecular and Cell Biology of the Plant Cell Cycle. Kluver Academic Press, 1993. P. 157-171.

156. Staiger C.H, Schliwa M. Actin localization and function in higher plants. Protoplasma. 1987. V. 141. P. 1-12.

157. Stals H., Bauwcns S., Traas J., Van Montagu M., Engler G., Inzc D. Plant CDC2 is not only targeted to the pre-prophase band, but also co-localizes with the spindle, phragmoplast, and chromosomes // FEBS Letters. 1997. V. 418. P. 229-234.

158. Stoppin V., Vantard M., Schmit A.M, Lambert A.M. Isolated plant nuclei nucleate microtubule assembly: the nuclear surface in higher plants has centrosome-like activity //Plant Cell. 1994. V. 6. P. 1099-1106.

159. Sylvester A.W. Division decisions and the spatial regulation of cytokinesis // Curr. Opin. Plant Biol. 2000. V. 3.P. 58-66.

160. Traas J.A., Bellini C., Nacry P., Kronenberger J., Bouchez D. Normal differentiation pattern in plants lacking microtubular preprophase band // Nature. 1995. V.375. P. 676-677.

161. Traas J.A., Doonan J.H., Rawlins D.J., Shaw P.J., Watts J., Lloyd C.W. An actin network is present in cytoplasm throughout the cell cycle of carrot cells and associates with the dividing nuclcus HI. Ccll Biol. 1987. V. 105. P. 387-395.

162. Traas J. A., Burgain S., Dumas de Vaulx R. The organization of the cytoskeleton during meiosis in eggplant Solanum melongena L. : Microtubules and F-actin are both necessary for coordinated meiotic division // J. Cell Sci. 1989. V. 92. P. 541550.

163. Torres-Ruiz R.A., Jurgens G., Mutations in the FASS gene uncouple pattern formation and morphogenesis in Arabidopsis development // Development. 1994. V. 120(10). P. 2967-2978.

164. Valster A.H., Pierson E.S., Valenta R., Hepler P.K., Emons A.M.C. Probing the plant actin cytoskeleton during and interphase by prolllin microinjection // Plant Cell. 1997. V. 9. P. 1815-1824.

165. Van der Wounder W.J., Morre D.J., Bracker C.E. Isolation and characterization of secretory vesicles in germinated pollen in Liliutn LongiJJorum И J. Cell Sci. 1971. V. 8. P. 331-351.

166. VanLammeren A.A.M., Keijzer C.J., Willemse M.T.M., Kiefl H. Structure and function of the microtubular cytoskeleton during pollen development in Gasteria verrucosa (Mill.) H. Duval //Planta. 1985. V. 165. P. 1-11.

167. Vantard M., Levilliers N., Hill A.M, Adoutte A, Lambert A.M. Incorporation of Paramecium tubulin into higher plant cells reveals functional sites of microtubule assembly // Proc. Natl. Acad. Sci. 1990. USA 87: 8825-8829.

168. Vantard M, Stoppin V, Lambert AM. Ccll cycle dependent nucleation and assembly of plant microtubular proteins. Int. Rev. Cytol. 179: 302-318.

169. Vaughn K.C., Hoffman J.C., Hahn M.G., Stachclin L.A. The herbicide dichlobenil disrupts cell plate formation: immunogold characterization // Protoplasma. 1996. V. 194. P. 145-149.

170. Vaughn K.C., Harper J.D. Microtubule-organizing centers and nucleating sites in land plants//Int. Rev. Cytology. 1998. V. 181. P. 75-141.

171. Veilleux R.E., McHale N.A., Lauer F.I. 2n gametes in diploid Solanum: frequency and types of spindle abnormalities // Can. J. Genet. Cytol. 1982. V. 24. P. 301-314.

172. Venverloo C.J., Goosen-dcRoo L., van Spronsen P.C., Libbenga K.R. 1984. Effect of 2,4-dichlorobenzonitrile on phragmosome, band of microtubules and cytokinesis//J. Plant Phisiol. 1984. V.l 16. P.225-234.

173. Venverloo C.J, Libbenga K.R. Regulation of the plane of cell division in vacuolated cells. I. The function of nuclear positioning and phragmosome formation //J. Plant Physiol. 1987. V. 131. P. 267-284.

174. Verma D.P.S. Cytokinesis and building of the ccll plate in plants // Annu. Rev. Plant Mol. Biol. 2001. V.52. P. 751-784.

175. Verma D.P.S., Gu X. Vesicle dynamics during cell plate formation in plants // Trends Plant Sci. 1996. V. 1. P. 145-149.

176. Vorsa N, Ortiz R. Cytology of 2n pollen formation in a blueberry aneuploid (2n= 4x+9=57) // J. Hercd. 1992.V. 83. P. 346-349.

177. Wada В. The mechanism of mitosis based on studies of the submicroscopic structure and of the living state of Tradescancia cells // Cytologia. 1950. V.10. P. 158-179.

178. Wada B, Kusunoki F. Spindle membrane in meiosis of pollen mother cells of Tradescantia and in mitosis of endosperm cells of Zephyranthes И Cytologia. 1964 (Tokyo). V. 29. P. 109-111.

179. Watanabe K, Peloquin S.J. Cytological basis of 2n pollen formation in a wide range of 2x, 4x, and 6x from tuber-bearing Solamtm species // Genome. 1993. V.36. P. 8-13.

180. Werner J.E, Peloquin S.J. Occurrence and mechanisms of 2n egg formation in 2x potato // Genome. 1991. V. 34. P. 975-982.

181. Wick S. Immunofluorescence microscopy of tubulin and microtubule arrays in plant cells. III. Transition between mitotic/cytokinetic and interphase microtubule arrays //Cell Biol. Intern. Rep. 1985. V. 9. P. 357-371.

182. Wick S.M., Duniec J. Immunofluorescence microscopy of tubulin and microtubule arrays in plant cclls. I. Prcprophase band development and concomitant appearance of nuclear-associated tubulin //J. Cell Biol. 1983. V.97. P. 235-243.

183. Wick S.M, Duniec J. Immunofluorescence microscopy of tubulin and microtubule arrays in plant cclls. II. Transition between the pre-prophase band and the mitotic spindle // Protoplasma. 1984. V. 122. P. 45-55.

184. Wilson H.J. Endoplasmatic reticulum and microtubule formation in dividing cells // Planta. 1970. V.94. P. 184-190.

185. Zhang D, Wadsworth P., Hepler P.K. Microtubule dynamics in living dividing plant cells: Confocal imaging of microinjected fluorescent brain tubulin // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. V. 87. P. 8820-8824.

186. Zuo J., Niu Q-W., Nishizawa N., Wu Y„ Kost В., Chua N-H. KORRIGAN an Arabidopsis endo-1,4 glucanase, localized to the cell plate by polarized targeting is essential for cytokinesis //Plant Cell. 2000. V. 12. P. 1137-1152.

187. Yasuhara H., Muraoka M., Shogaki H., Mori II., Sonobe S. TMBP200, a microtubule bundling polypeptide isolated from telophase tobacco BY-2 cells is a MORI homologue // Plant Cell Physiol. 2002. V. 43(6). P. 595-603.

188. Yasuhara II., Sonobc S., Shibaoka II. Effects of brcfeldin A on the formation of the cell plate in tobacco BY-2 cells // Eur. J. Cell. Biol. 1995. V.66. P. 21-29.

189. Yasuhara H., Sonobe S., Shibaoka II. Effects of taxol on the development of the cell plate and of the phragmoplast in tobacco BY-2 cells // Plant Cell Physiol. 1993. V. 34. P. 21-29.

190. Yeoman M.M. Cell division in higher plants. London: Acad. Press, 1976. P. 435-438.

Информация о работе

Дорогова, Наталья Владимировна
кандидата биологических наук
Новосибирск, 2003
ВАК 03.00.25

Диссертация

Структурная и функциональная организация цитокинеза у высших растений на примере мейотического деления в материнских клетках пыльцы - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы