Состояние липидного обмена жизненно важных органов в постреперфузионном периоде и его модификация антигипоксантами

Андреева, Наталья Николаевна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Состояние липидного обмена жизненно важных органов в постреперфузионном периоде и его модификация антигипоксантами
ВАК РФ 03.00.13, Физиология

Автореферат диссертации по теме "Состояние липидного обмена жизненно важных органов в постреперфузионном периоде и его модификация антигипоксантами"

На правах рукописи

Андреева Наталья Николаевна

Состояние липидного обмена жизненно важных органов в постреперфузионном периоде и его модификация аитигипоксантами

03.00.13 - физиология

Автореферат диссертации на соискание ученой степени доктора биологических наук

Нижний Новгород 2007

003057775

Работа выполнена в Центральной научно-исследовательской лаборатории государственного образовательного учреждения высшего профессионального образования «Нижегородская государственная медицинская академия федерального агентства по здравоохранению и социальному развитию»

Научный консультант:

доктор биологических наук, профессор Мухина Ирина Васильевна

Официальные оппоненты:

доктор биологических наук, профессор доктор биологических наук, профессор доктор биологических наук, профессор

Трофимов Владимир Александрович Великанов Валериан Иванович Самарцев Виктор Николаевич

Ведущая организация:

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Защита состоится « В » О/И/р&ЛлЬ 2007 г. в "/"часов на заседании диссертационного совета Д.220.047.01 ФГОУ ВПО «Нижегородская государственная сельскохозяйственная академия» по адресу: 603107, Нижний Новгород, пр. Гагарина, 97.

С диссертацией можно ознакомиться в библиотеке ФГОУ ВПО «Нижегородская государственная сельскохозяйственная академия»

Автореферат разослан« ^О » <*рСу/ЭОА>*% 2007г.

Ученый секретарь Диссертационного совета

М.Н. Иващенко

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы. Липиды представляют собой группу соединений, играющих важную роль в жизнедеятельности организма.

Как известно, в клетке липиды выполняют многообразные функции: мембранообразующую, резервно-энергетическую, рецепторно-посредниковую, регуляторно-сигнальную (Дятловицкая Э.В., 1998; Кольман Я., 2000; Tamija-Koizumi К., 2002; Chen С., 2005). ДНК-связанные пулы липидов участвуют в регуляции активности генома (Стражевская Н.Б., 2004; Трофимов В.А., 2006). Для всех видов и аспектов метаболизма клетки особенно важна мембранообразующая функция липидов (Геннис Р., 1997; Трофимов В.А., 2004). Фосфолипиды, являясь структурной основой биологических мембран и определяя ее фазовое состояние, играют роль эффекторов липидзависимых мембранных белков, выполняющих метаболические, транспортные, регуляторные и рецепторные функции (Геннис Р., 1997; Климов А.Н., 1999; Simons К., 2001). Гомеостаз мембран определяется тремя основными факторами: синтезом фосфолипидов; фосфолипазами и ацилтрансферазами, участвующими в реакциях деацилирования и реацилирования; процессами перекисного окисления липидов (Гринберг А., 1999). При экстремальных состояниях, в частности при тотальной ишемии, нарушение мембранного гомеостаза является одним из ключевых звеньев, определяющих обратимый или необратимый характер повреждения клеток (Биленко М.В., 1989; Ytrehus К., 1991; Grynberg А., 2000). Следует отметить, что адаптивные изменения фосфолипидного компонента мембран клеток органов, обладающих разной устойчивостью к дефициту кислорода, в отдаленном постреперфузионном периоде изучены недостаточно. Данные исследования необходимы для осмысления механизмов адаптации живых систем на клеточном уровне и наиболее полного выявления генетически детерминированных возможностей организма при ишемии/реперфузии. Актуальным является и поиск путей эффективного воздействия на физико-химические свойства липидного бислоя с целью формирования на этом уровне устойчивых защитно-приспособительных реакций в постреперфузионном периоде, позволяющих сохранить структурно-функциональную целостность мембран и жизнедеятельность организма в целом.

Однотипность механизмов, вызывающих изменение фосфолипидного компонента мембран клеток различных органов при ишемии указывает на возможность их коррекции антигипоксантами метаболического типа действия, и в связи с этим актуальной представляется оценка эффективности их применения в раннем постишемическом периоде. Препараты этого класса нормализуют энергетический обмен в условиях гипоксии (Смирнов A.B., 1998; Лукьянова Л.Д., 1999; 2004). Большинство из них проявляют свойства антиоксидантов, что усиливает их антигипоксический эффект (Лукьянова Л.Д., 1999; Клебанов Г.И., 2001; Столярова В.В., 2001). В проблеме поиска результативных методов адаптации тканей и органов к гипоксии актуальным является изучение эффективности применения методов окислительной терапии и, в частности, озонотерапии, обладающей комплексным воздействием на организм (Бояринов Г.А., 1999; Перетяган С.П., 2003). Противогипоксическое действие озона обусловлено его влиянием на кислородный гомеостаз тканей и способностью

активировать метаболизм клетки (И1Шщ в., 1987; Восй V., 1997; Бояринов Г.А., 1999; Конторщикова К.Н., 2004). Озон, как считают авторы (Конторщикова К.Н. и др., 2003, 2005), способствует оптимизации про- и антиоксидантных систем организма. Данный биологический эффект реализуется через влияние на клеточные мембраны и заключается в нормализации баланса уровней продуктов ПОЛ и антиоксидантной системы защиты.

Таким образом, физико-химическая характеристика фосфолипидного компонента мембран является важной составляющей метаболической и функциональной активности клеток различных тканей, как в норме, так и при адаптации организма к экстремальным состояниям, в частности к ишемии. В то же время, данные об изменениях липидного обмена жизненно важных органов в отдаленном постишемическом периоде практически отсутствуют, а также остается далеко еще не раскрытым вопрос об адаптационных возможностях организма на клеточном уровне при воздействии такого экстремального фактора как ишемия/реперфузия. Исследование общих и тканеспецифических изменений метаболизма липидов мозга, сердца и печени следует рассматривать как важный и необходимый этап для решения общебиологической проблемы повышения резистентности организма к дефициту кислорода. Это имеет принципиальное значение и для практической медицины в связи с поиском эффективных путей обеспечения наиболее адекватного восстановления функциональной деятельности жизненно важных органов и организма в целом в раннем постреперфузионном периоде и снижения риска возникновения полиорганной дисфункции в отдаленном постишемическом периоде.

Цель исследования: изучить адаптивные постреперфузионные изменения обмена липидов жизненно важных органов и разработать концепцию действия антигипоксантов на защитно-компенсаторные реакции организма на клеточном уровне.

Для достижения поставленной цели решались следующие задачи:

1. Провести сравнительный анализ состояния липидного обмена мозга, сердца и печени при тотальной ишемии, моделированной различными способами.

2. Выяснить влияние антигипоксанта и озонированной аутокрови на фосфолипидный состав ткани печени в раннем постреперфузионном периоде.

3. Оценить эффективность действия озонированного перфузионного раствора на фракционный состав липидов, интенсивность процессов ПОЛ и активность антиоксидантных ферментов изолированного сердца в раннем постреперфузионном периоде.

4. Выявить и проанализировать общие и тканеспецифические изменения состава липидов, состояния ПОЛ и антиоксидантной системы защиты, содержания субстратов углеводного обмена и ультраструктуры мозга, сердца и печени на различных этапах постишемического периода.

5. Определить и оценить влияние антигипоксантов метаболического типа действия и озонированного физиологического раствора на формирование защитно-компенсаторных реакций мозга, сердца и печени на метаболическом (липидный состав, активность процессов ПОЛ и антиоксидантных ферментов, содержание

субстратов гликолитического обмена) и ультраструктурном уровнях в постреперфузионном периоде.

Научная новизна. Получены экспериментальные доказательства зависимости выраженности модификации фракционного состава липидов, интенсивности процессов перекисного окисления липидов и состояния антиоксидантной системы защиты клеток органов, обладающих разной резистентностью к ишемическому воздействию, от модели тотальной ишемии.

Установлено, что при пережатии сердечно-сосудистого пучка характерные для ишемии адаптивные изменения обмена липидов во всех исследуемых органах более выражены, чем при острой кровопотере, и особенно - в мозге и печени.

Показано, что применение актовегина в раннем постреперфузионом периоде по сравнению с введением озонированной аутокрови после острой кровопотери оказывает более благоприятное воздействие на физико-химическую характеристику фосфолипидного компонента мембран гепатоцитов.

На модели изолированного сердца выявлено, что применение озонированного раствора Кребса-Хензелайта в реперфузинном периоде после ишемии, моделированной путем острой кровопотери, по сравнению с оксигенированым перфузионным раствором способствует репарации липидного бислоя мембран, обеспечению сердечной мышцы энергетическим субстратом, вызывает повышение уровня биоэффекторных липидов.

Выявлены общие закономерности и тканеспецифические изменения фосфолипидного компонента мембран мозга, сердца и печени в ответ на воздействие таких экстремальных факторов как ишемия и реперфузия.

Разработана концепция, позволяющая сравнить влияние антигипоксантов метаболического типа действия и озонированного физиологического раствора на адаптивные изменения липидного обмена жизненно важных органов в постишемическом периоде. Обоснована перспективность применения мексидола и актовегина для формирования устойчивых защитно-компенсаторных реакций фосфолипидного компонента мембран тканей мозга, сердца и печени в постреперфузионном периоде. Показано, что изменения фракционного состава липидов, состояние ПОЛ и антиоксиантной системы защиты, ультраструктуры исследуемых тканей в отдаленном постреперфузионном периоде на фоне применения озонированного физиологического раствора в отличие от мексидола и актовегина свидетельствует о нестабильности компенсаторно-приспособительных реакций.

Теоретическая и практическая значимость. Сравнительный анализ модификации липидного состава, активности ПОЛ и антиоксидантных ферментов мозга, сердца и печени при тотальной ишемии, моделированной разными способами, позволяет расширить и углубить современные представления об адаптивных реакциях на клеточном уровне органов, обладающих различной устойчивостью к дефициту кислорода.

липидов в развитии дизрегуляции функций органов и систем в отдаленном постишемическом периоде. Полученные результаты могут служить основой при проведении доклинических и клинических испытаний вновь синтезируемых фармакологических препаратов и средств природного происхождения и разработке способов повышения резистентности органов и организма в целом к гипоксическому воздействию.

Обоснована перспективность применения антигипоксантов метаболического типа действия для профилактики и коррекции, возникающих в постреперфузионном периоде метаболических, структурных и функциональных изменений в органах, что имеет прямое практическое значение.

Результаты работы используются при чтении лекций по соответствующим разделам физиологии, биохимии, патофизиологии, анестезиологии и реаниматологии.

Положения, выносимые на защиту:

1. Выраженность адаптивных изменений липидного обмена жизненно важных органов зависит от способа моделирования тотальной ишемии.

2. Применение антигипоксантов, озонированной аутокрови и озонированного перфузионного раствора вызывает модификацию фосфолипидного компонента мембран ткани печени и миокарда в раннем постреперфузионном периоде.

3. В постреперфузионном периоде адаптивные изменения липидного обмена органов, обладающих различной устойчивостью к ишемии, имеют общие закономерности и тканеспецифические особенности.

4. В отдаленном постишемическом периоде (30-е сутки) индуцированные ишемией/реперфузией изменения состава фосфолипидов, интенсификация перекисного окисления липидов, угнетение активности антиоксидантных ферментов и лактатацидоз в мозге, сердце и печени усугубляются.

5. Концепция влияния антигипоксантов и озонированного физиологического раствора на адаптивные изменения липидного обмена жизненно важных органов в постреперфузионном периоде. Цитопротекторный механизм действия антигипоксантов реализуется за счет формирования устойчивых компенсаторно-адаптационных общебиологических и тканеспецифических реакций фосфолипидного компонента мембран.

Международном конгрессе по применению озона (Гавана. Куба, 1997), III Всероссийской научно-практической конференции «Озон и методы эфферентной терапии» (Н. Новгород, 1998), 13-ом Международном конгрессе по озону (Осака. Япония, 1998), Международном симпозиуме «Теоритические и клинические проблемы современной реаниматологии» (М., 1999), Международной научно-практической конференции «Локальное и парентеральное применение озонотерапии» (Харьков. Украина, 2001), IX Российском национальном конгрессе «Человек и лекарство» (М., 2002), I научно-практической конференции Азиатско-Европейского союза озонотерапевтов (Н.Новгород. Болдино, 2006).

Публикации. По теме диссертации опубликовано 43 научные работы. В ведущих рецензируемых научных журналах и изданиях, рекомендованных ВАК, опубликовано 11 работ. Получено 1 авторское свидетельство.

Структура и объем диссертации. Диссертация изложена на 353 страницах и состоит из введения, обзора литературы, характеристики материала и методов исследования, 6 глав, содержащих результаты собственных исследований и их обсуждение, заключения, выводов, библиографического указателя и приложения. Список цитируемой литературы включает 441 источник (271 отечественных и 170 зарубежных). Работа содержит 93 рисунка и 1 схему, 16 таблиц.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

В экспериментах использованы белые нелинейные крысы-самцы (п=451) массой 200-250 г, содержащиеся на стандартном рационе вивария.

Тотальную ишемию моделировали путем острой кровопотери (Неговский В.А., 1987) и путем пережатия сердечно-сосудистого пучка (Корпачев В.Г., 1994).

Модель тотальной ишемии в результате острой кровопотери. Наркотизированным нембуталом животным (25 мг/кг внутрибрюшинно) проводили трахеостомию и катетеризировали общую сонную артерию. Через катетер выпускали максимально возможное количество крови до исчезновения самостоятельного дыхания, прекращения сердечной деятельности и отсутствия давления в сонной артерии. Реанимационные мероприятия начинали через 5 мин после исчезновения самостоятельного дыхания и давления в сонной артерии по традиционной схеме.

Модель тотальной ишемии путем 10 мин пережатия сердечнососудистого пучка по Корпачееу В. Г. Перед моделированием тотальной ишемии осуществляли интубацию трахеи под нембуталовым наркозом (25 мг/кг в/б). Через некоторое время проводили полное пережатие сердечно-сосудистого пучка внутриторакально без вскрытия грудной клетки и без пневмоторокса. Реанимация включала наружный массаж сердца и искусственную вентиляцию легких.

Для выяснения влияния озонированного перфузионного раствора на липидный обмен сердечной мышцы в постишемическом периоде после тотальной ишемии в результате острого кровопускания были проведены исследования на модели изолированного сердца по Лангендорфу-Фаллену (Fallen Е. Т., 1967).

Модель изолированного сердца по Лангендорфу. Для создания модели изолированного сердца по Лангендорфу у гепаринизированных крыс под нембуталовым наркозом (25 мг/кг в/б) иссекали сердце. Изолированное сердце

подключали к перфузионной установке. Перфузию коронарных артерий при 37° С проводили по открытой системе через канюлю, введенную в аорту, перфузионное давление составляло 60-80 мм рт.ст. Для перфузии использовали раствор Кребса-Хензелейта с рН=7,4, оксигенированный газовой смесью 95% 02:5% С02 либо в течение перфузии применяли кратковременное дробное озонирование перфузата с концентрацией озона в газовой фазе на выходе из озонатора 50 мкг/л.

Экспериментальные серии

С целью выяснения зависимости выраженности ишемических изменений фосфолипидного компонента мембран нейронов, кардиомиоцитов и гепатоцитов от способа моделирования тотальной ишемии были проведены две серии экспериментов (п=92).

При моделировании ишемии путем острой кровопотери ткани мозга, сердца и печени забирались для биохимических и ультраструктурных исследований на 5 минуте ишемии (п=29), при моделировании ишемии путем пережатия сердечнососудистого пучка на 10 минуте ишемии (п=30). Контролем к данным сериям служили ткани интактных животных (п=33).

С целью изучения изменения фосфолипидного спектра тканей мозга, сердца и печени в постишемическом периоде без коррекции и на фоне применения антигипоксантов были проведены следующие серии экспериментов (п=359).

1 .Исследование влияния применения акговегина и озонированной аутокрови на фосфолипидный спектр клеток печени в раннем постреперфузионном периоде после тотальной ишемии в результате острой кровопотери (п=52).

Актовегин вводили интракаротидно дробно в течение 30 мин после восстановления кровообращения в дозе 30 мг (п=16). Контролем служила серия, в которой животным после реперфузии вводили равный объем физиологического раствора (п=14). Озонированную аутокровь (1 мл) вводили интракаротидно в период реанимации (доза озона 0,5 мкг/кг) (п=10). Контролем служили животные с внутрикаротидным введением оксигенированной аутокрови (п=12). Ткань печени забирали для биохимического анализа на 40 минуте постишемического периода.

2. Исследование действия озонирования на обмен липидов миокарда в постишемическом периоде проводили на модели перфузии изолированного сердца после тотальной ишемии путем острой кровопотери (п=14). Контролем являлась серия, в которой использовался только оксигенированный газовой смесью 95%0г:5%С02 раствор Кребса-Хензелайта (п=19). Ткань сердца исследовали на 60 минуте реперфузии.

3. Исследование постреперфузионных изменений гомеостаза фосфолипидного компонента мембран и ультраструктуры тканей мозга, сердца и печени после тотальной ишемии в результате пережатия сердечно-сосудистого пучка (п=94). Биохимический анализ тканей и исследование ультраструктуры проводили на 40 мин постреперфузионного периода (п=33), через 14 (п=27) и 30 суток (п=34) досле реперфузии. Данные серии являлись контролем для серий экспериментов с применением коррекции.

4. Исследование влияния акговегина (п=55), мексидола (п=56), озонированного физиологического раствора (п=69) на гомеостаз фосфолипидного

компонента мембран и ультраструктуру тканей мозга, сердца и печени после тотальной ишемии в результате пережатия сердечно-сосудистого пучка. Препараты вводили в раннем постреперфузионном периоде дробно в количестве 1 мл в/б в течение 30 мин в дозах: актовегин - 30 мг, мексидол - 50 мг/кг, озонированный физиологический раствор с дозой озона - 0,7 мкг/кг. Биохимический анализ тканей и исследование ультраструктуры проводили на 40 мин постреперфузионного периода и через 30 суток после реперфузии.

Для определения спектрального состава липидов экстракцию липидов из анализируемого материала проводили методом Folch J. et al (1957). Разделение липидов на фракции проводили методом тонкослойной хроматографии (Шаршунова М., 1980). Отдельные классы липидов идентифицировали с помощью качественных реакций (Кейтс М., 1975, Бергельсон Л.Д., 1981) и стандартных липидов фирмы Sigma. Количественную оценку фракций фосфолипидов и нейтральных липидов осуществляли на сканере Scan Maker Е6 фирмы "Microtek" с использованием программы "SigmaGel". Содержание отдельных классов липидов выражали в процентах от суммы площадей пиков, принятой за 100% (Пецев Н., 1987). Дополнительно рассчитывали отношение ФЭ+ФС/ФХ+СМ. Данная величина отражает зависимость количественного содержания фосфолипидов от уровня активности процессов перекисного окисления липидов (Гераськин В.А., 2004).

Активность процессов ПОЛ оценивали по накоплению продуктов пероксидации: диеновых и триеновых конъюгатов, малонового диальдегида (МДА) (Ланкин В.З., 1979; Smith J.B., 1976). С помощью индуцированной хемилюминесценции судили о мощности общей антиоксидантной активности по значению показателя светосуммы хемилюминесценции (SmV) (величина обратно пропорциональна антиоксидантной активности), о потенциальной способности биологического объекта к ПОЛ - по величине максимальной интенсивности (Imax), (Кузьмина Е.И., 1983). Состояние антиоксидантной защиты клеток оценивали по активности ферментов СОД (Nishicimi М., 1972) и каталазы (Aebi Н., 1970).

Количественное определение пирувата и лактата в ткани проводили энзиматическим методом с использованием лактатдегидрогеназы (Асатиани B.C., 1965).

Для электронно-микроскопического исследования иссекали ткань левого желудочка сердца на уровне отхождения передней папиллярной мышцы, ткань коры головного мозга и ткань правой доли печени. Ткани фиксировали в 2,5% растворе глутарового альдегида на фосфатном буфере (рН=7,4) ив 1% растворе четырехокиси осмия (Уикли Б., 1975). Материал обезвоживали в спиртах восходящей концентрации и заключали в ЭПОН-812. Ультратонкие срезы готовили на ультратоме ULTRACUT (Reicher-yung), контрастировали уранилацетатом и цитратом свинца по методу Reynolds F.S. и просматривали в электронном микроскопе Morgagni 268 - D.

Статистическую обработку полученных результатов проводили с помощью пакета программ BIOSTAT согласно рекомендациям по проведению биомедицинской статистики (Гланц С., 1999). Вероятность различий показателей

средних в сериях определяли с использованием критерия ьСтыодента. Различия считали достоверными при уровне значимости р<0,05.

ОСНОВНЫЕ РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ОБСУЖДЕНИЕ

1. Липидный спектр, активность антиоксидантных ферментов, содержание субстратов углеводного обмена в мозге, сердце и печени при различных моделях тотальной ишемии

Анализ липидного состава тканей мозга, сердца и печени при тотальной ишемии, выполненной на разных моделях, показал, что общей закономерностью при пережатии сердечно сосудистого пучка в тканях являлось некомпенсируемое снижение доминантных мембранных фосфолипидов - ФЭ и ФХ и накопление ЛФЭ по сравнению с интактной серией. Данная реакция фосфолипидного состава в ответ на воздействие экстремального фактора наиболее выражена в мозге и печени. При острой кровопотере эти изменения проявлялись в мозге (рис. 1, табл. 1).

Очевидно из-за отсутствия оттока крови при пережатии сердечнососудистого пучка биоэнергетическая гипоксия усугублялась аккумуляцией промежуточных недоокисленных продуктов ^-окисления СЖК, лизофосолипидов и молекулярных продуктов перекисного окисления липидов (ПОЛ). В результате весь этот комплекс оказывал сильное отрицательное воздействие на мембранные структуры клеток изучаемых органов, что выражалось в существенной модификации фосфолипидного спектра.

Исследование фракционного состава позволило выявить следующие тканеспецифические реакции ишемизированных органов (рис. 1, табл. 1).

При пережатии сердечно-сосудистого пучка в отличие от острой кровопотери в мозге наблюдалось увеличение количества ЛФС при сохранении некоторого содержания ФС, при этом уменьшалось количество ЛФЭ и ЛФХ. В миокарде накопление лизоФЭ происходило при параллельном уменьшении содержания ЛФХ. Данные результаты свидетельствовали об участии лизофосфолипаз на втором этапе гидролиза ФЛ в мозге и сердце при пережатии сердечно-сосудистого пучка в отличие от острой кровопотери. В печени только при пережатии сердечно-сосудистого пучка наблюдалась деградация основных мембранных фосфолипидов ФХ и ФЭ, а также ФС до абсолютного отсутствия этой фракции, количество лизоформ ФХ, ФС и ФЭ накапливалось, что являлось дополнительным фактором повреждения мембранных структур. Определенный вклад в увеличение микровязкости фосфолипидного компонента мембран при пережатии сердечно-сосудистого пучка в отличие от острой кровопотери в кардиомиоцитах вносило увеличение содержания ХС, а в гепатоцитах - повышение СМ. Тканеспецифические изменения спектра липидов при ишемии, по-видимому, влияют на формирование защитно-компенсаторных реакций органов на уровне фосфолипидного компонента мембран в постишемическом периоде, что и обуславливает их различные адаптационные возможности при реперфузии.

а 50 40 30

го ю о

см

.0«.

ФС

лфх

лфэ

лфс

О -н-

лфх

ЛФЗ

60 so

зо 20 10 о

см

фс

□ интактные в пережатие ссп

лфэ _лфс

острая кров опаттеря

Рис, 1. Фосфолипидный состав {%) тканей мозга (А), сердца (Б), печени (В) при различных моделях тотальной ишемии (М±т).

Примечание: ссп - сердечно-сосудистый пучок.

Значительную роль в изменении физико-химического состояния мембран при ишемии играют процессы перекисного окисления липидов, а также важным мембран оно вреждающим фактором является возникающий в органе метаболический ацидоз (Фролова Е.В., 1987: Биленко М.В., 1989; Тимушсва Ю.Т., 1998; Lukacova N., 1998; Paradies G. et al., 1999). При тотальной ишемии, моделированной как путем острой кро во потери, так и пережатия сердечнососудистого пучка, по сравнению с интактноЙ серией в ткани мозга наблюдалось снижение активности СОД на 22% и 26% (р<0,05), соответственно, и кагалазы на 39% (р<0,05) в среднем в обоих случаях. В миокарде относительно исходных

значений активность СОД снизилась в среднем на 22% (р<0,05), количество МДА увеличилось в 4,7 раза и в 3,9 раза (р<0,05), соответственно.

Таблица 1

Спектр нейтральных липидов (%) тканей мозга, сердца и печени при

Серии СЖК хс эхе ТГ ДГ

Интактные 15,69±1,05 56,19±2,06 8,89±0,89 19,23±1,76 -

Мозг Острая кровопотеря 28,05±1,2* 37,10±2,16* 7,4±0,24 8,22±0,4* 9,61± 0,73

Пережатие с.-с. пучка 40,3 8± 4 29* ** 43,09± 0,29* ** 1,69± 0,18* ** 14,83± 1,33* **

Интактные 26,69± 1,8 34,04±0,69 12,57±1,21 26,7± 2,34 -

Сердце Острая кровопотеря 28,43± 1,38 28,24±2,17* 16,02±1,7* 27,31±2,01 -

Пережатие с.-с. пучка 7,77± 0,62* ** 45,76± 2,48* ** 12,49±1,48 33,98± 2,84* **

Интактные 18,79±1,82 30,52±1,09 20,81±2,11 29,88±2,17 -

л X о ¡г Острая кровопотеря 18,83±1,89 30,43± ,97 17,62± 1,6 33,12±3,24 -

с Пережатие с.-с. пучка 30,67± 2 94* ** 29,94±0,8 10,40± 1,14* ** 28,99±2,45

Примечание: * - достоверность различий с интактной серией; ** -достоверность различий между опытными сериями; р <0,05.

По мнению автора (Нагорнев С.Н., 1996) снижение активности антиоксидантных ферментов, особенно СОД, является основной причиной активации ПОЛ в условиях нарушенного кислородного гомеостаза. При тотальной ишемии, моделированной как путем острого кровопускания, так и путем пережатия сердечно-сосудистого пучка в миокарде, тканях мозга и печени отмечалось развитие лактатацидоза.

2. Адаптивные изменения фосфолипидного компонента мембран ткани печени и миокарда в раннем постреперфузионном периоде после острой кровопотери и влияние антигипоксантов на их формирование

В раннем реперфузионном периоде в ткани печени наблюдалось увеличение содержания СМ, ФС и ЛФХ на 68,5%, 56% и в 2 раза, соответственно, (р<0,05) и снижение количества ФК относительно исходных значений, что свидетельствовало об образовании фосфолипидов de novo. В результате изменения количества индивидуальных ФЛ отношение ФС+ФЭ/СМ+ФХ нормализовалось.

Умеренное увеличение на этом фоне содержания ХС (на 19,5%, р<0,05) приводило к повышению микровязкости липидного бислоя мембран гепатоцитов. Известно, что от фазового состояния липидного бислоя зависит функциональная активность мембранных белков, поэтому снижение текучести липидного компонента мембран влияет на их работу (Климов А.Н., 1999, Simons К., 2001). Синтез лизоФХ de novo в раннем реперфузионном периоде в ткани печени можно оценить как компенсаторную реакцию, способствующую созданию резервного пула ЛФХ для образования из него ФХ - одного из основных мембранных фосфолипидов. Однако существенное увеличение ЛФХ относительно интактной серии повышало риск возникновения повреждений мембран. ЛизоФХ, имея клинообразную форму, встраиваясь в мембраны, нарушает их структурную организацию вплоть до возникновения разрывов (Проказова Н.В., 1998). Резкое падение содержания ЭХС (в 4,3 раза, р<0,05) отражало истощение фонда депонированной формы липидов. Количество СЖК при этом увеличилось на 29,8% (р<0,05).

Итак, увеличение содержания ФС, СМ, отсутствие фракции ФК и нормализация отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ в ткани печени в раннем постреперфузионном периоде после тотальной ишемии, моделированной путем острой кровопотери, свидетельствовали о репаративных процессах. В то же время увеличение содержания ЛФХ, снижение пула энергетически резервных липидов -ЭХС отражали напряжение защитно-приспособительных реакций.

При введении в период реперфузии 1 мл озонированной аутокрови содержание ФС, ФХ и ФЭ по сравнению с применением оксигенированной аутокрови (контроль) не изменилось. Относительно интактных значений наблюдалось увеличение количества ФХ на 14% (р<0,05) при параллельном повышении содержания ЛФХ (на 79%, р<0,05). Основной вклаД в модификацию фосфолипидного компонента мембран гепатоцитов. при применении озонированной аутокрови вносило увеличение уровня СМ на 49% (р<0,05) по сравнению с контролем и в 2,5 раза (р<0,05) - с интактной серией, приводившее к снижению соотношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ на 18,5% (р<0,05) относительно интактной и контрольной серий. Содержание ХС в опытной серии от контрольного значения не отличалось, следовательно, наблюдалось повышение микровязкости мембран гепатоцитов. Следует отметить, в состав ФХ и СМ преимущественно входят длинноцепочечные жирные кислоты, что обеспечивает более плотную упаковку фосфолипидов в наружном монослое мембран и повышает его стабильность к процессам ПОЛ. Однако повышение микровязкости биомембран приведет к снижению активности мембранозависимых процессов, в том числе и трансмембранного транспорта липопротеиновых частиц в кровь. В спектре нейтральных липидов отмечалось повышение содержания ЭХС в 2,8 раза (р<0,05) при одновременном снижении количества СЖК на 22% (р<0,05). По-видимому, уменьшение содержания СЖК было обусловлено и их включением в реакции ПОЛ. Известно, что применение озонированных сред с низким содержанием озона в целях коррекции метаболизма на клеточном уровне вызывает интенсификацию перекисного окисления липидов и повышение активности антиоксидантной системы защиты клетки (Конторщикова К.Н., 1991; Перетягин С.П., 1991; Mukhina I. V., 2001; Алехина С.П, 2003).

Таким образом, применение в раннем р е пер фуз ионном периоде озонированной аутокрови. вызывая модификацию липидного состава ткани печени, в конечном итоге, приводило к повышению микровязкости мембран и накоплению янзофосфатидилхолина.

Введение актовегина интракаротидно в раннем поста шемическом периоде способствовало, в основном, умеренному (в пределах 15-25%) изменению содержания липидов и ткани печени относительно контроля (рис. 2). Важно отметить, что акговегин вызывал увеличение содержание анупарного для ферментов дыхательной цепи митохондрий л и пи да - ФЭ, что, возможно, способствовало возобновлению энергосинтезирующсй функции

митохондрнального аппарата гепатоцитов. Установлено, что акговегин, увеличивая потребление клетками различных тканей кислорода, повышая транспорт и утилизацию глюкозы, улучшает аэробный энергообмен и приводит к образованию богатых энергией фосфатов (КапоуБк! Б., 1995; ¡Мухина И.В., 1999). Накопление ФЭ в составе фосфолипидного компонента мембран гепатоцитов при введении антагипоксанта можно оценить и как компенсаторный механизм, направленный на освобождение клеток от избытка кальция, так как увеличение содержания ФЭ в плазматических мембранах является фактором активации кальциевого насоса (Демуров Е.А., 1985; Ь/йшсв I. еГ а!., 200)).

□ интзктные э контроль йактоеегин

Рис. 2. Влияние актовегина на дшшдный спектр (%) лечени в иостреперфузионном периоде после острой кровопотери (М±т).

При применении актовегина, так же как и при введении озонированной аутокрови, в ткани печени по сравнению с интактной серией отмечалось существенное увеличение количества ЛФХ - на 95% и СМ - на 80% (р<0,05). отсутствовала фракция ФК. Эти изменения свидетельствовали о синтезе фосфолшшдов в гепатоцигах в раннем постишемическом периоде. Возможно, источником ЛФХ являлись и липопротеины. так как количество ФХ в опытной серии по сравнению с интактной не изменилось. Известно, что лецитин-холестерин-ацилтраисфераза плазмы крови переносит жирно кислотный остаток с ФХ на холестерин и образуется ЛФХ и ЭХС (Проказова Н.В., 1998). При взаимодействии с клетками ЛФХ способен активно встраиваться в клеточную мембрану. Однако дальнейшее преобразование ЛФХ в ФХ через метаболический аппарат клетки, предназначенный для превращения собственного лизоФХ, в ткани печени при введении актовегина не происходило. Следовательно, повышение

количества ЛФХ может являться потенциальным фактором, нарушающим структуру мембран клеток печени. Введение актовегина приводило К нормализации соотношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ и содержания ХС (рис. 2). По-видимому, актовегин, проявляя свойства антиоксиданта (Громова O.A., 2002), предупреждал снижение суммарного содержания легкоокисляемых фосфолипидов. Уменьшение содержания СЖК в ткани печени при введении актовегина, возможно, обусловлено их утилизацией в реакциях ß-окисления, а также участием в ресингезе резервных липидов - ТГ и ЭХС, количество которых в опытной серии по сравнению с контролем увеличилось (рис. 2). f

Таким образом, введение актовегина более благоприятно влияло на липидный спектр ткани печени в раннем реперфузионном периоде по сравнению с применение озонированной аутокрови, что подтверждалось нормализацией отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ, увеличением ФЭ, ТГ и ЭХС. Однако применение актовегина, как и озонированной аутокрови, не обеспечивало включение лизоФХ в клеточный метаболизм, что приводило к накоплению по сравнению с ингакгной серией этого соединения в ткани печени.

Перфузия изолированного сердца в течение 60 мин после тотальной ишемии путем острой кровопотери оксигенированным раствором Кребса-Хензелайта не предотвращала делипидизацию мембран кардиомиоцитов, что подтверждалось некомпенсируемым снижением содержания ФС, СМ на 28% и 53% (р<0,05), соответственно, тенденцией к уменьшению содержания ФХ и увеличением количества ФК в 2 раза (р<0,05), которые, как известно, накапливаются при усилении деградации фосфолипидов и угнетении синтеза ФЛ de novo (Grynberg А., 2000; Литвицкий П.Ф., 2002). Значительно снизился уровень эндогенных биоэффекторных липидов - ЛФХ и СМ на 53% (р<0,05) в среднем каждой фракции относительно интактной серии, что, очевидно, обусловлено активацией лизофосфолипазы и сфингомиелиназы, соответственно. Потеря мембранами СМ является фактором риска нарушения сигнальной трансдукции, так как увеличенный распад СМ приводит к инактивации протеинкиназы С (Hannum Y.A., 1994; Igarashi Y. 1997; Рожнова У.А. и др. ,1999). Повышение активности сфингомиелиназы в ткани сердца, по-видимому, связано с увеличением количества молекулярных продуктов ПОЛ. Авторами (Цюпко А.Н. и др., 2001) обнаружена прямая корреляция между изменением активности сфингомиелиназы и уровнем окисленных продуктов липидов в печени мышей. Ранее нами показано, что при применении в восстановительном периоде оксигенированного перфузионного раствора в миокарде увеличивается содержание ДК, МДА и оснований Шиффа (Конторщикова К.Н., 1996; Mukhina I.V., 1998). К нарушению передачи трансмембранного сигнала внутрь клетки может привести и значительное снижение содержания лизоФХ в фосфолипидном спектре миокарда. Известно, что ЛФХ может выступать в роли одного из вторичных посредников трансмембранной передачи сигнала (Nishizuka Y., 1992; Flabahan N., 1993). ЛФХ, являясь аннулярным липидом для Са2+-АТФазы, а ФС - для K+-Na+- АТФазы, оказывают модулирующее действие на активность данных ферментов (Биленко М.В., 1989; Туманова С.Ю., 1996). Ранее нами установлено, что применение в восстановительном периоде оксигенированного перфузионного раствора приводит

к снижению активности в ткани сердца Са2+- АТФазы, K+-Na+- и Н+-АТФаз (Соловьева Т.Н. и др., 1998). Возможно, уменьшение содержания лизоФХ и ФС в кардиомиоцитах в опытной серии относительно интактных показателей стало одной из существенных причин падения активности Са2+- и К+-Ыа+-АТФаз. Установлено, что снижение активности и даже прекращение работы АТФаз при ишемии происходят на фоне еще достаточного уровня АТФ и связаны не только (а возможно и не столько) с энергодефицитом, сколько с изменением качественного состава липидного микроокружения и белковолипидных взаимодействий (Биленко М.В., 1989). Содержание основного энергетического субстрата для сердечной мышцы - СЖК в миокарде не изменилось. В постишемическом периоде это может быть обусловлено несколькими причинами (Гринберг А., 1999; Лигвицкий П.Ф., 2002): восстановлением в редуцированном виде процесса ß-окисления и соответственно переходом СЖК в ацил-СоА и ацилкарнитин, интенсификацией реакций ПОЛ, а также активацией образования ЭХС - энергетически резервного липида для сердечной мышцы, содержание которого по нашим данным повысилось на 33% (р<0,05) относительно интактной серии.

Применение озонированного перфузионного раствора способствовало повышению в ткани сердца содержания ФС на 76%, СМ в 3,6 раза и ЛФХ в 6,4 раза (р<0,05) по сравнению с оксигенированным раствором и увеличению количества ФЭ на 16% (р<0,05) и отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ на 13% (р<0,05) относительно интактной серии. Содержание ХС в опытной серии (озон) от контроля (кислород) не отличалось. Изменение фосфолипидного спектра миокарда свидетельствовало о наличии процессов репарации и об умеренном увеличении текучести мембранных структур в восстановительном периоде при введении озонированного перфузионного раствора. Увеличение содержания ЛФХ и ФС, по-видимому, имело определенное значение для восстановления функций Са2+- и Na+, К+-АТФаз, так как нами ранее показано, что при перфузии изолированного сердца крысы озонированным раствором Кребса-Хензелайта активность этих ферментов повышается (Соловьева Т.И. и др., 1998). Однако существенное повышение количества ЛФХ относительно интактной серии увеличивает риск повреждения мембран кардиомиоцитов в постишемическом периоде. Ранее нами установлено, что применение озонированного перфузионного раствора при восстановлении функциональной активности изолированного сердца нормализует процессы ПОЛ и повышает активность СОД (Mukhina I.V., 1998). Очевидно, это способствовало увеличению в опытной серии содержания ненасыщенных фосфолипидов ФС относительно контроля и ФЭ по сравнению с интактной серией. ФЭ обладает свойством усиливать активность природных антиоксидантов (Бурлакова Е.Б., 1981). Применение озонированного перфузионного раствора в восстановительном периоде предотвращало активацию сфингомиелинового цикла в ткани сердца, о чем свидетельствовало увеличение содержания СМ по сравнению с контролем, а также стимулировало гидролиз ТГ (содержание уменьшилось на 25% р<0,05). При этом количество СЖК по сравнению с контролем не изменилось, что свидетельствовало об утилизации СЖК в ß-окислении, и следовательно, об обеспечении сердечной мышцы энергией. Косвенным доказательством могут служить результаты работы автора (Соловьева Т.И., 2000), в которой в

аналогичных условиях постановки Эксперимента показано, что перфузия изолированного ебрдца озонированным раствором Кребса-Хензелайта улучшала процессы сокращения и расслабления сердечной мышцы.

Таким образом, применение озонированного и ер фу знойного раствора в восстановительном периоде способствовало репарации липидного б и слоя мембран кардиомиоцитов за счет увеличения содержания ФС: ФЭ, СМ, ЛФХ, что создавало условия для функционирования липидзависимых АТФаз; активирова-ю гидролиз ТГ, обеспечивая сердечную мышцу энергетическим субстратом: вызывало повышение уровня биоэффекторных липидов - ЛФХ и СМ.

3. Изменение липидного обмена, содержания субстратов углеводного обмена и ультраструктуры мозга в постреперфузионном периоде после пережатия сердечно-сосудистого пучка И раннем постреперфузионном периоде в результате активации фосфолиполиза, нарушен и и я динамического равновесия реакций деацилирования-реацилирования, угнетения синтеза фоефолипидов de novo наблюдалась делипидизация мембран клеток ткани головного мозга. Доказательством этих процессов служило снижение содержания ФХ, ФЭ, ФС и накопление лизоформ ФС и ФЭ, фосфатидных кислот и ДГ, увеличение количества СЖК (на 63%, р<0,05) в раннем постреперфузионном периоде относительно интактной серии (рис. 3). Уменьшение содержания ФХ и ФЭ, по-видимому, являлось одним из основных факторов нарушения функционирования митохондрий. Известно, что даже при умеренном гидролизе (в пределах i 5%) фоефолипидов мнтохондриальных мембран (в основном ФХ и ФЭ) при ишемии головного мозга происходит полное угнетение энергозависимых функций Мх (Неговский В.А., 1987; Newmeyer D.D., 2003). Согласно данным литературы (Туманова С.Ю.. 1996), нарушение цикла деацилировання-реацилирования ФЛ приводит к повреждению механизмов передачи информации через синаптическую мембрану и нарушению ин тег рати вной деятельности мозга. Значительное уменьшение количества ЛФХ (рис.3) может вызвать нарушение трансмембранной передачи сигнала в клетку, так как лизофосфатидолхолин способен усиливать и пролонгировать действие прямых активаторов различных форм протенкиназы С мозга крысы (Nishizuka Y., 1992: Sasaki У., 1993).

30 20 ■ 10

паa- hjl

СМ

□ интактныв Ш40мин 3D 14-е сутки

С* 6 0

ФК лфх

Е 30-е сутки

Ii!

Рис. 3, Модификация липидного состава (%) мозга в раннем постреперфузионном периоде после пережатия сердечно-сосудистого пучка (Mim).

Кроме того, снижение содержания ЛФХ, ФЭ и ФС. по-видимому, негативно отразится на действии ряда ферментов, модуляторами, активности которых они являются (Биленко М.В., 1989; Туманова С.Ю., 1996). Увеличение содержания

СЖК в результате фосфолиполиза, нарушения цикла деацилирования/реацилирования и гидролиза ТГ и ЭХС, так как их количество уменьшилось (на 39% и 59%, соответственно, р<0,05), а также накопление лизоФЭ и лизоФС усугубляли повреждения мембранных структур ткани мозга. В раннем постреперфузионном периоде в ткани мозга наблюдались и защитно-адаптационные реакции, которые выражались в уменьшении содержания холестерина на 32% (р<0,05) относительно интактной серии в ответ на тенденцию к снижению отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ.

Важными мембраноповреждающими факторами в ткани мозга в раннем постишемическом периоде являлись интенсификация процессов ПОЛ на фоне угнетения антиоксидантной системы защиты клетки и выраженный внутриклеточный метаболический ацидоз, развившийся в результате активации анаэробной фазы гликолиза (табл. 2, 3).

Таблица 2

Содержание молекулярных продуктов ПОЛ и активность антиоксидантных ферментов в тканях мозга, сердца и печени в постреперфузионном периоде (М±т)

Серии ДК ед.опт.пл/ мг ол ТК ед.опт.пл/ мгол МДА ед.опт.пл/ мгол СОД ед.акт./ г тк. мин КАТАЛАЗА ед.акт./ ГТК. с

Интактные 0,74±0,05 0,29±0,04 2,18±0,48 16,27±0,75 0,585±0,089

40 мин 1,21±0,17* 0,45±0,15* 4,8б±0,49* 12,90±0,54* 0,282±0,07*

Мозг 14 суток 1,41±0,08* 0,71± 0,10* ** 4,62±0,96* 14,46±1,95 0,261±0,023*

30 суток 1,32±0,12 0,68± 0,09* ** 3,73± 0,22* ** 7,49± 0,74* ** 0,230±0,066*

Интактные 0,62±0,08 0,31±0,09 0,67±0,08 19,76±2,52 0,820±0,145

40 мин 1,2±0,20* 0,42±0Д0 1,11±0,16* 15,52±0,81* 0,362±0,10*

И" g о О , 14 суток 1,52±0,15* 0,68± 0,07* ** 2,3 8± 0,26* ** 14,01± 1,11* 0,197± 0,04* **

30 суток 1,34±0,13* 0,53±0,07* 1,66± 0,20* ** 7,83± 0,95* ** 0,269± 0,066* **

Интактные 0,53±0,12 0,24±0,05 1,06±0,35 16,42±5,30 4,193±0,942

40 мин 1,12±0,24* 0,4б±0,13* 2,27±0,55* 16,63±3,98 1,98±0,51*

Печень 14 суток 0,90±0,13* 0,57±0,12* 2,43±0,78* 14,35±1,41 1,340± 0,082* **

30 суток 1,49±0,19* 0,88± 0,10* ** 2,01±0,34* 10Д2± 2,03* ** 2,843± 0,087* **

Примечание: * - достоверность различий с интактной серией; ** -достоверность различий с ранним постреперфузионным периодом (40 мин), р<0,05.

На 14-е сутки постреперфузионного периода в ткани головного мозга по

сравнению с интактной серией увеличилось содержание ФС, отсутствовала лизоФС и накапливалась лизоФЭ фракции, что, по-видимому, обусловлено активацией реацилированием ЛФС и образованием ЛФЭ de novo (рис. 3).

Таблица 3

Содержание субстратов углеводного обмена в мозге, сердце и печени в

Серии Пируват мкмоль/г ткани Лактат мкмоль/г ткани Лактат/шруват

1 Мозг Интактные 0,22±0,026 5,28±0,45 24,48±2,84

40 мин 0,24±0,04 14,78±2,09* 62,81±18,05*

14 суток 0,343±0,06* ** 7,467±0,352* ** 28,08±6,46**

30 суток 0,12±0,02* ** 5,89±0,65** 50,23±7,15*

Сердце Интактные 0,235±0,0026 6,05±0,627 25,78±3,6

40 мин 0,205±0,014 21,87±1,91* 116,49±5,83*

14 суток 0,198±0,036 15,35±3,64* ** 74,44±8,72* **

30 суток 0,138±0,01* ** 8,056±0,59* ** 51,27±5,56* **

Печень Интактные 0,288±0,024 2,062±0,191 7,41±0,58

40 мин 0Д5±0,014* 15,81±1,06* 111,31±4,07*

14 суток 0,107±0,003* ** 6,60±1,06* ** 58,18±13,42* **

30 суток 0,157±0,01* 8,15±1,85* ** 47,0017,63* **

Данные результаты отражали наличие адаптационных реакций, обеспечивающих репаративные процессы в ткани мозга в исследуемый период. В результате действия тонких механизмов, осуществляющих гомеовязкостную адаптацию мембран, наблюдалось уменьшение микровязкости липидного бислоя мембран клеток мозга, о чем свидетельствовало повышение отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ на 38% (р<0,05) на фоне уменьшения количества ХС на 16% (р<0,05) относительно интактной серии. Увеличение содержания ФС в ткани мозга, по-видимому, отражало значимость этого фосфолипида в процессах репарации мембран нейронов. Тем не менее, деградация фосфолипидного компонента мембран превалировала, что подтверждалось снижением содержания основных мембранных фосфолипидов ФХ и ФЭ, увеличением количества СЖК на 46% (р<0,05), накоплением ДГ и ФК относительно исходных показателей (рис. 3). Кроме того, образование ЛФЭ без дальнейшего его превращения в фосфатидилэтаноламин являлось фактором риска развития повреждений мембранных структур. Содержание резервных липидов ТГ и ЭХС относительно интактной серии на 14-е сутки постреперфузионного периода уменьшилось на 34% и 58% (р<0,05), соответственно.

Полученные результаты свидетельствовали о том, что на 14-е сутки постишемического периода по сравнению с интактной серией в ткани мозга наблюдалась активация фосфолиполиза и гидролиза нейтральных липидов, но активность этих процессов не повышалась относительно раннего периода реперфузии. Кроме того, в ткани мозга сохранялся высокий уровень ПОЛ при низкой активности антиоксидантной системы (табл. 2), повышалась роль гликолитического пути утилизации глюкозы, о чем свидетельствовало снижение

количества лактата относительно контроля и нормализация отношения лактат/пируват (табл. 3). Однако следует отметить, что уровень лактата в мозге в исследуемый период оставался выше исходного значения.

Итак, на 14-е сутки постишемического периода в ткани мозга, несмотря на активацию гликолитического пути образования макроэргических фосфатов, не происходило полноценного восстановления механизмов, обеспечивающих поддержание гомеостаза липидного бислоя мембран: синтеза фосфолипидов de novo, равновесия деацилирования/реацилирования, сбалансированности активности ПОЛ и антиоксидантных ферментов.

На 30-е сутки постреперфузионного периода в ткани головного мозга усиливался фосфолиполиз, угнеталось реацилирование фосфолипидов, о чем свидетельствовало некомпенсируемое снижение содержания ФХ, ФС, ФЭ и СМ относительно интактных показателей (рис. 3). В результате увеличивалось количество СЖК на 45% (р<0,05), накапливались лизоформы ФЭ, ФС (рис. 3). Содержание СЖК повышалось и за счет гидролитического расщепления ЭХ и ТГ, так как количество этих фракций уменьшилось на 66% и 35% (р<0,05) соответственно относительно интактной серии. Результаты сравнительного анализа изменения содержания ФС, ФЭ и их лизоформ в ткани мозга на 14-е и 30-е сутки постишемического периода относительно раннего постреперфузионного периода свидетельствовали о срыве компенсаторно-приспособительных реакций, направленных на восстановление липидного компонента мембранных структур нейронов. В ткани мозга на 30-е сутки постреперфузионного наблюдалось угнетение синтеза фосфолипидов de novo, так как на протяжении всего постишемического периода накапливались фракции ФК и ДГ - промежуточные метаболиты синтеза ФЛ. Определенного внимания заслуживало прогрессивное снижение содержания лизофосфатидилхолина на протяжении всего постреперфузионного периода: к 30-ым суткам его количество уменьшилось по сравнению с интактной серией на 84% (рис. 3). ЛФХ является биоэффекторным липидом (Проказова Н.В., 1998), а также оказывает модулирующее влияние на активность Ма+-К+-АТФазы (Туманова С.Ю., 1996). Поэтому столь резкое падение количества ЛФХ на фоне снижения содержания ФХ, ФЭ, СМ в ткани головного мозга в отдаленном постишемическом периоде может быть одним из существенных факторов нарушения трансмембранной передачи сигнала внутрь клетки, а также деятельности Ыа+-К+-АТФазы и, соответственно, повреждения процессов деполяризации мембран нейронов. Уменьшение содержания СМ в ткани мозга на данном этапе, очевидно, обусловлено активацией сфингомиелиназы, так как существует прямая корреляция между изменением активности сфингомиелиназы и уровнем окисленных продуктов липидов (Цюпко А.Н., 2001).

На 30-е сутки постишемического периода в ткани головного мозга по сравнению с интактной серией увеличилось содержание молекулярных продуктов ПОЛ, снизилась активность СОД и каталазы (табл. 2), что свидетельствовало об интенсификации процессов перекисного окисления липидов и истощении эндогенного антиоксидантного фонда. Повышение отношения лактакт/пируват в ткани головного мозга по сравнению с интактной серией при нормализации количества лактата и уменьшении содержания пирувата относительно исходного

■да&чекия (табя.З), очевидно, отражало усиление использование пиру ват а в цикле Кребса, а не доминирование анаэробных путей утилизации глюкозы. При исследовании ультраструктуры ткани мозга выявлялись митохондрии с нечетко выраженной наружной мембраной.

Таким образом, несмотря на активацию глйколитических процессов и усиление включения щрувата в цикл лимонной кислоты, в ткани мозга на 30-е сутки Еостишемичеекого периода деяйдидизация мембран нейронов усиливалась. Нарушение структурной организации липидного компонента мембран усугублялось накоплением продуктов гидролиза фосфолипидов, интенсификацией процессов перекисного окисления липидов на фоне истощения антисжсидантной системы защиты клетки.

4. Изменение липидного обмена, содержания субстратов углеводного обмена и уяыпраструктуры сердца и печени « постреперфузианном периоде после пережатия сердечно-сосудистого пучка

В миокарде и ткани печени в раннем постреперфузионном периоде, как и в ткани мозга, наблюдалось существенное изменение липидного спектра вследствие усиления гидролиза фосфолипидов при недостаточной активации реакций реацилирования, интенсификации процессов перекисного окисления пипидов »а фоне снижения активности актиоксидантных ферментов и резко выраженного метаболического ацидоза. При этом отмечались общие закономерности модификации липидного состава кардиомиоцитов и гепатоцитов, выявлялся их тканеспецифический характер и различная степень их проявления.

В тканях сердца и печени в раннем ре п ер фу з ионном периоде относительно интактной серии уменьшилось количество ФХ и ФЭ (рис. 4).

А 60

" п

см фс фх фэ фк

Рис. 4 Модификация липидного спектра (%) миокарда (А) и ткани печени (Б) в постреперфузионном периоде после пережатия сердечно-сосудистого пучка (Mim).

_ см

□ интэктные

ФС

■ 40мпн

фх фэ

В 14-е сутки

ФК

Я 30-е сутки

Следует отметить, что содержание ФХ и ФЭ снижалось больше в миокарде, чем в ткани печени. Падение количества этих фосфолипидов частично компенсировалось увеличением содержания ФС и СМ, при этом повышение СМ было более значительным в ткани печени по сравнению с таковым в миокарде (рис. 4). Уменьшение содержания ФХ и ФЭ в ткани сердца в период реперфузии являлось суммарным эффектом двух процессов: гидролиза и обменных реакций, осуществляющих замену холина и этаноламина на серии, так как увеличилось количество СЖК и ФК, накапливалась фракция лизоФЭ и повысилось содержание фосфатидилсерина (табл. 4, рис. 4).

Таблица 4

Содержание нейтральных липидов (%) в миокарде и ткани печени в _постреперфузионном периоде (М±т) _

Фракции Интактная 40 мин 14-е сутки 30-е сутки

липидов серия

СЖК 26,69±1,8 29,75±0,94* 32,31±1,75* 23,72±3,75**

о ХС 34,04±0,69 30,65±1,15* 31,74±1,16 35,76±1,94**

Он о ТГ 26,7±2,34 32,10±1,32* 30,92±1,02 26,35±1,17**

и ■ эхе 12,57±1,21 7,5±0,51* 5,03±0,84 14,17±1,13**

СЖК 18,79±1,82 22,45±2,23 8,43±0,19* ** 20,11±1,59

л я ХС 30,52±1,09 29,03±1,58 40,32±2,17* ** 27,14±3,35

IX Г1 ТГ 29,88±2,17 28,90±2,03 30,24±2,18 31,15±3,35

эхе 20,81±2,11 19,62±1,77 21,04±0,74 21,б0±1,44

В то время как при тотальной ишемии в ткани печени количество СЖК превышало исходный показатель (табл.1), ЛФЭ и ЛФС накапливались (рис. 1Б), в раннем реперфузионном периоде фракции ЛФЭ и ЛФС не выявлялись (рис. 4), содержание СЖК нормализовалось. Поэтому можно заключить, что содержание ФХ и ФЭ в гепатоцитах снижалось в раннем постреперфузионном периоде относительно интактной серии скорее в результате активации обменных реакций и повышения «экспорта» фосфолипидов в кровь при недостаточном уровне их синтеза de novo. Кроме того, отсутствие ЛФС и ЛФЭ, повышение количества ФС при нормализации содержания СЖК в ткани печени в отличие от миокарда свидетельствовало, что реацилирование ФС и ФЭ активнее происходило в печени, чем в ткани сердца.

В миокарде в раннем постреперфузионном периоде относительно интактной серии увеличение содержания СЖК отмечалось при параллельном повышении количества ФС, ЛФС, следовательно, в кардиомиоцитах наблюдался синтез ЛФС de novo, а также, возможно, и его реацилирование с помощью ацилтрансферазы. Следует отметить, что содержание СЖК увеличилось на фоне уменьшения количества ЭХ и повышения пула ТГ. В физиологических условиях СЖК являются

основным источником энергии для сердечной мышцы, участвуют в поддержании гомеостаза мембранных структур, способствуя, нормальной электрофизиологической активности мембран и сохранению сократительной функции миокарда (Opie L., 1991; Гринберг А., 1999). В работе Мухиной И.В. (1999) показано, что в ткани сердца при аналогичной постановке эксперимента, в постреперфузионном периоде не происходило восстановления исходного уровня высокоэнергетических фосфатов. Полученные нами изменения липидного спектра миокарда в раннем постреперфузионном периоде, а также сведения литературы (Мухина И.В., 1999) позволили предположить, что в период реперфузии в ткани сердца преобладало депонирование СЖК в ТГ, а не их утилизация в окислительных энергетических процессах и реакциях, обеспечивающих поддержание гомеостаза мембран. Содержание нейтральных липидов в ткани печени в отличие от миокарда в раннем постреперфузионном периоде нормализовалось (табл. 4).

Тканеспецифической реакцией в раннем пострепефузионном периоде являлось разнонаправленное изменение содержания лизоФХ в тканях сердца и печени (рис. 4). В миокарде количество ЛФХ нормализовалось на фоне уменьшения содержания ФХ относительно интактной серии, что, очевидно, было обусловлено действием лизофосфолипазы. Нормализацию пула лизоФХ можно оценить как защитно-приспособительную реакцию, так как повышенные концентрации ЛФХ потенцируют развитие аритмий (Меерсон Ф.З., 1984; Опи Л.Х., 1990; Daleau Р., 1999). В печени в отличие от сердца наблюдалось резкое увеличение содержания ЛФХ относительно интактного значения при умеренном снижении количества ФХ, что, по-видимому, являлось Следствием не только гидролиза ФХ, но и синтезом лизофосфатидилхолина de novo:

В миокарде умеренное повышение отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ (на 14%, р<0,05) в раннем постишемическом периоде по сравнению с интактной серией сочеталось с небольшим уменьшением ХС (табл. 4), а в ткани печени количество ХС оставалось на уровне интактного значения при умеренном снижении отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ (на 19%, р<0,05). Данные результаты отражали гомеовязкостную адаптацию мембран кардиомиоцитов и гепатоцитов в условиях рециркуляции и реоксигенации.

Уменьшение количества ПОЛ-чувствительных фосфолипидов - ФХ и ФЭ в ткани сердца и печени в раннем постреперфузионном периоде сочеталось с накоплением молекулярных продуктов ПОЛ (табл. 2), что указывало на существенную роль процессов перекисного окисления в деградации липидного компонента мембран. Следует отметить, что увеличение количества ДК, ТК и МДА в ткани печени было более значительным, чем в миокарде. При этом относительно интактной серии активность каталазы снижалась и в миокарде, и в ткани печени. Активность СОД уменьшилась в миокарде, в ткани печени оставалась на уровне интактного значения (табл. 2). Следовательно, в раннем постишемическом периоде в тканях сердца и печени нарушалась сбалансированность антиоксидантной и прооксидантной систем.

Повышение уровня лактата и коэффициента лактат/пируват в миокарде и ткани печени в исследуемый период свидетельствовало об активации анаэробной

фазы гликолиза и развитии лактатацидоза, и доказывало наличие тканевой гипоксии (табл. 3), Следует отметить, что лактатацидоз был более выражен в печени, чем в сердце.

На 14-е сутки постреперфузионного периода при исследовании фракционного состава липидов установлено, что в ткани миокарда относительно контроля увеличилось содержание ФХ и ФЭ, уменьшилось количество ФС, одновременно наблюдалось уменьшение пулов лизоформ ФХ, ФЭ и отсутствие фракции лизоФС (рис. 4А). При этом содержание ФЭ и ФС нормализовалось, уровень ФХ оставался ниже исходного значения, а количество лизоФХ и лизоФЭ относительно интактной серии изменялось разнонаправлено: фракция ЛФЭ накапливалась, содержание ЛФХ значительно уменьшилось. На этом фоне содержание ФК и СЖК (рис. 4А, табл. 4) оставалось на уровне контрольных значений и превышало исходные показатели. Полученные результаты свидетельствовали о наличии реакций реацилирования и обмена между индивидуальными ФЛ. Вместе с тем, не исключено, что выявленное на 14-е сутки постреперфузионного периода падение ФХ и увеличение СЖК и ФК в ткани сердца по сравнению с интактной серией отражало действие фосфолипазы и угнетение синтеза ФЛ de novo. Повышение содержания ФК, возможно, являлось и следствием распада ФХ, сочетающегося со снижением дальнейшего превращения ФК в диацилглицериды (Лескова Г.Ф., 2001). Установленные изменения содержания ФХ, ФЭ и их лизоформ позволили предположить, что в миокарде гидролиз лизофосфолипидов доминировал над реацилированием этих соединений. Существенное уменьшение содержания относительно исходного показателя ЛФХ повышало риск развития нарушения трансмембранной передачи сигнала в клетку (Sasaki У., 1993; Проказова Н.В., 1998) и действия Na+- К+-АТФазы (Биленко М.В., 1989).

Уменьшение количества сфингомиелина в кардиомиоцитах опытной серии относительно контроля и интактной серии (рис. 4А) свидетельствовало о напряжении компенсаторно-адаптационных реакций, так как в результате гидролиза СМ образуется активный церамид, способный индуцировать гибель клеток (Дятловицкая Э.В., 1998; Nakane М., 2000). Доказательством напряжения адаптационных реакций являлось и снижение содержания ФХ. Следует отметить, что уменьшение количества фосфатидилхолина может приводить к нарушению синергического взаимодействия между ФХ и природными антиоксидантами и последующей активации перекисного окисления липидов (Биленко М.В., 1989). Вместе с тем, восстановление на 14-е сутки постреперфузионного периода в ткани сердца содержания ФЭ являлось важным показателем наличия репаративных процессов.

Разумеется, нельзя игнорировать, что на 14-е сутки постишемического периода содержание СЖК в миокарде оставалось на уровне контроля и превышало интактное значение. Это могло быть следствием неполноценного восстановления (З-окисления СЖК и следовательно, функций мигохондриального аппарата, а также результатом недостаточной активности ацилтрансфераз, увеличения поглощения сердцем свободных жирных кислот из крови и гидролиза ЭХС, содержание которых в постишемическом периоде прогрессивно снижалось (табл. 4). Учитывая

потенциальную способность избытка жирных кислот оказывать повреждающее действие на мембраны сарколеммы и саркоплазматического ретикулума, нарушать функционирование митохондрий и системы гликолиза (Dai J., 1995; Van de Velde M., 2000; Cornelussen R.N., 2001; Jenkins C.M., 2006), можно предположить, что увеличение содержания СЖК в миокарде на 14-е сутки постишемического периода может вызывать нарушение сердечного ритма, угнетение сократимости.

Соотношение ФС+ФЭ/СМ+ФХ в ткани сердца на 14-е сутки после оживлении организма относительно контроля увеличилось на 30% (р<0,05), а содержание ХС не изменилось (табл. 4), следовательно, микровязкость липидного компонента мембран кардиомиоцитов уменьшилась.

В ткани печени в отличие от миокарда модификация фосфолипидного состава на 14-е сутки постреперфузионного периода по сравнению с контролем имела иной характер (рис. 4Б). В гепатоцитах на данном этапе постишемического периода по сравнению с контролем содержание ФЭ не изменилось, количество ФХ снизилось, ФС - увеличилось. Относительно интактной серии уменьшилось содержание основных мембранных фосфолипидов ФХ и ФЭ, что частично компенсировалось повышением количества фосфатидилсерина. В отличие от ткани сердца в ткани печени содержание СМ, хотя и существенно снижалось на 14-е сутки постреперфузионного периода по сравнению контролем, оставалось больше исходного показателя. Изменения содержания лизофосфолипидов в гепатоцитах по сравнению с таковыми в миокарде имели свои особенности. Так, количество ЛФХ 14-е сутки постреперфузионного периода уменьшилось относительно контроля, но превышало исходное значение, фракция ЛФЭ накапливалась, а фракция ЛФС не выявлялась ни на одном этапе постреперфузионного периода, хотя при тотальной ишемии ее содержание составляло 14,18%.

Отличительной чертой модификации липидного состава ткани печени по сравнению с миокардом на 14-е сутки после оживления организма являлось резкое снижение количества СЖК (табл. 4) и существенное уменьшение содержания промежуточных метаболитов синтеза фосфолипидов - ФК относительно интактной серии и контроля.

Таким образом, полученные данные свидетельствовали о том, что в ткани печени на 14-е сутки постишемического периода имели место обменные реакции между индивидуальными фосфолипидами, синтез ФЛ de novo. Однако, количество синтезируемых фосфолипидов недостаточно для адекватного одновременного обеспечения метаболических потребностей самой печени и других органов.

Повышение отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ на 46% (р<0,05) при параллельном увеличении содержания ХС на 39% (р<0,05) относительно контроля свидетельствовало о наличии областей с различной плотностью упаковки липидных молекул в липидном бислое. С составом и физико-химическими свойствами липидного окружения связана функциональная активность компонентов системы монооксигеназ печени, осуществляющей детоксикацию эндогенных токсических продуктов и участвующей в биосинтезе стероидов, гормонов, липидов (Метелица Д.И., 1982; Арчаков А.И., 1983). Поэтому изменение микровязкости липидного бислоя мембран гепатоцитов на 14-е сутки

посреперфузионного периода, возможно, оказывало модулирующее действие на активность монооксигеназной системы печени.

Интенсивность процессов перекисного окисления липидов в кардиомиоцитах на 14-е сутки постишемического периода повысилась, а в гепатоцитах оставалась на уровне раннего постреперфузионного периода (табл. 2). Следует заметить, что повышение содержания продуктов ПОЛ в миокарде и ткани печени на 14-е сутки постишемического периода сочеталось с уменьшением количества ФХ в обеих исследуемых тканях, ФЭ - в ткани печени относительно интактного значения и существенным снижением содержания ФС по сравнению с контролем в ткани сердца. Известно, что удаление ФХ из плазматических мембран приводит к усилению ПОЛ (Бурлакова Е.Б., 1981), а ФС и ФЭ, жирнокислотный состав которых богат арахидоновой кислотой, являются наиболее легокоокисляемыми липидами (Крепе Е.М., 1981; Кольман Я., 2000).

В течение постишемического периода активность каталазы в миокарде и ткани печени прогрессивно снижалась (табл. 2). Кроме того, в кардиомиоцитах наблюдалось снижение активности СОД относительно интактного значения. В печени, в отличие от сердца, активность супероксиддисмутазы оставалась в пределах исходного показателя (табл. 2).

Итак, в сердце и печени на 14-е сутки после тотальной ишемии по сравнению с интактной серий скорость генерации липидных метаболитов превалировала над скоростью их утилизации, а также нарушался баланс между образованием и выведением продуктов перекисного окисления липидов.

На 14-е сутки постишемического периода в кардиомиоцитах и гепатоцитах соотношение лактат/пируват относительно контроля снижалось, но значительно превышало исходное значение, то есть в сердце и печени наблюдался лактатацидоз, свидетельствующий о наличии вторичной гипоксии (табл. 3). При этом в печени лактатацидоз был более выражен.

На 30-е сутки постреперфузионного периода нарушения липидного компонента мембран кардиомиоцитов усугублялись, что выражалось в делипидизации мембран и срыве защитных механизмов, обеспечивающих их репарацию. Так, в ткани сердца относительно контроля уменьшилось содержание ФЭ и ФС, по сравнению с интактной серией снизилось содержание ФЭ и ФХ, и отмечалась тенденция к уменьшению количества ФС (рис. 4А). Следует отметить, что в миокарде содержание ФС, существенно превышавшее исходное значение в раннем постреперфузионном периоде, в дальнейшем прогрессивно снижалось и на 30-е сутки постишемического периода уменьшилось относительно контроля в 2 раза. На наш взгляд, изменение количества ФС в кардиомиоцитах на исследуемых этапах постреперфузионного периода являлось доказательством неустойчивости защитно-адаптационных реакций на уровне фосфолипидного компонента мембран. В ткани сердца относительно контроля отмечалось существенное увеличение содержания ЛФХ, по сравнению с интактной серией наблюдалось повышение количества лизоФХ и лизоФЭ (рис. 4А). • Полученные результаты свидетельствовали о повышении активности фосфолипаз в миокарде и нарушении динамического равновесия между деацилированием и реацилированием, и соответственно, процесса репарации мембран. Установлено, что

лизофосфолшшды, накапливаясь в ткани миокарда в период реперфузии, оказывают токсическое действие на сократительную функцию сердечной мышцы, вызывая развитие электрической нестабильности (Daleau Р., 1999; Hashizume Н., 1999). Аккумуляция лизоФЛ может индуцировать дополнительное содержание цАМФ в ишемизированной ткани, что потенцирует их аритмогенный эффект в постишемическом периоде (Ahumada G.G. et al., 1979).

На 30-е сутки постишемического периода в миокарде нарушение гомеостаза мембран усугублялось угнетением синтеза фосфолипидов de novo, о чем свидетельствовало значительное повышение количества промежуточных метаболитов - ФК относительно контроля и интактной серии. Следует отметить, что распад ФХ без дальнейшего превращения ФК в ДГ также может вносить определенный вклад в увеличение пула ФК (Климов А. Н., 1999). Потеря липидным бислоем мембран кардиомиоцитов ФХ, ФЭ и ФС лишь частично компенсировалось увеличением содержания СМ относительно контроля. Снижение отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ на 22,5% (р<0,05) относительно контроля на фоне нормализации уровня ХС (табл. 4) отражало повышение микровязкости липидного компонента мембран. В ткани сердца в исследуемый период, несмотря на активацию фосфолиполиза, повышение содержания СЖК относительно интактной серии не выявлено (табл. 4). Более того, количество СЖК на 30-е сутки постишемического периода по сравнению с контролем умеренно уменьшилось. Возможно, это обусловлено участием СЖК в синтезе ЭХС, содержание которых увеличилось относительно контрольного показателя (табл.4), а также интенсификацией процессов ПОЛ.

Модификация фосфолипидного состава гепатоцитов на 30-е сутки постишемического периода в основном была аналогична таковой кардиомиоцитов (рис. 4Б). В исследуемый период по сравнению с интактной серией в ткани печени наблюдалось увеличение содержания ЛФЭ, Л(ФХ, ФК, СМ, уменьшение количества ФХ. Содержание ФЭ и ФС в гепатоцитах в отличие от кардиомиоцитов нормализовалось. Тем не менее, соотношение ФС+ФЭ/СМ+ФХ умеренно снизилось (на 15%, р<0,05) на фоне стабильного содержания ХС, что свидетельствовало об уменьшении текучести мембран. Нормализация содержания ФЭ, обладающего свойством усиливать антиокислительную активность природных антиоксидантов (Бурлакова Е.Б., 1981) отчасти компенсировало снижение количества ФХ, от которого, как известно (Бурлакова Е.Б., 1981; Биленко М.В., 1989), зависит, резистентность мембран к перекисному окислению липидов.

Относительно контроля на 30-е сутки постреперфузионного периода в ткани печени содержание ФЭ увеличилось, а ФС - уменьшилось, количество ФХ оставалось в пределах контрольного значения. При этом отмечалось разнонаправленное изменение содержание лизоформ ФХ и ФЭ: количество ЛФХ уменьшилось по сравнению с контролем, но превышало исходное значение; в контрольной серии фракция ЛФЭ отсутствовала, а на 30-е сутки ее содержание накапливалось. Следует отметить, что уровень ЛФЭ в исследуемый период по сравнению с 14-ми сутками постишемического периода снизился существенно: в 9,6 раза (р<0,05), что, возможно, связано с реацилированием ЛФЭ, так как содержание ФЭ нормализовалось. Уменьшение количества ЛФХ относительно

контроля на фоне отсутствия достоверных изменений содержания ФХ можно оценить как результат действия защитного механизма, регулирующего количество лизоформ ФЛ в клетке. Соотношение различных нейтральных липидов в ткани печени на 30-е сутки восстановительного периода после тотальной ишемии нормализовалось (табл. 4). Однако уровень лизофосфолипидов, превышающий исходные показатели, снижение отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ относительно интактной серии, отсутствие нормализации такого функционально важного ФЛ как ФХ отражало неустойчивость компенсаторных механизмов, участвующих в репарации фосфолипидного бислоя мембран и свидетельствовало о недостаточном уровне синтеза липидов в ткани печени на 30-е сутки постреперфузионного периода.

Повышение количества МДА в миокарде, увеличение пула ТК в ткани печени на 30-е сутки постишемического периода по сравнению с ранним постреперфузионном периодом свидетельствовали об усилении процессов ПОЛ (табл. 2). В миокарде относительно контроля уменьшилась активность СОД и каталазы. В ткани печени активность каталазы в опытной серии превышала контрольный показатель, однако она была ниже исходного значения. Активность СОД относительно контроля в гепатоцитах снизилась (табл. 2).

Особенностью изменения содержания субстратов углеводного обмена на 30-е сутки постишемического периода по сравнению с ранним пострепефузионным периодом являлось снижение' в миокарде и в ткани печени коэффициента лактат/пируват в результате уменьшения количества лактата (табл. 3). Однако, содержание лактата, превышавшее в миокарде и, особенно в ткани печени исходные значения, а также значительное увеличение отношение лактат/пируват свидетельствовали о наличии гипоксических очагов в исследуемых тканях. По-видимому, это связано с неполным восстановлением кровотока в органах даже в отдаленном постреперфузионном периоде, в результате которого нарушалось адекватное метаболическим потребностям обеспечение тканей кислородом. При исследовании ультраструктуры тканей органов на 30-е сутки постишемического периода выявлено, что митохондрии, в основном, с нечетко выраженной наружной мембраной и нарушением ее целостности.

5. Влияние применения в постреперфузионном периоде актовегина, мексидола и озонированного физиологического раствора на липидный состав, состояние ПОЛ, содержание субстратов углеводного обмена и ультраструктуру мозга, сердца и печени

В ходе экспериментов выявлены как общие, так и тканеспецифические реакции липидного спектра в раннем постреанимационном периоде при действии препаратов, при этом степень эффекта их влияния различна.

В раннем постреперфузионном периоде актовегин, мексидол в тканях мозга, сердца и печени способствовали увеличению ФС+ФЭ/СМ+ФХ относительно интактных и контрольных показателей (рис. 5). Повышение отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ было более выражено в тканях мозга и печени при введении мексидола. В ткани мозга и миокарде при применении ОФР данный показатель по сравнению с контролем не менялся, а в ткани печени увеличивался.

интактные контроль мексидол актовerii« кислород озон

Рис. 5. Влияние антигипоксантов на отношение ФС-"-ФЭ/СМ+ФХ (в % от исходного значения) в мозге, сердце и печени и раннем постреперфузиондом периоде. * - достоверность различий с контролем, р<0,05.

На модели изолированного сердце ранее нами было установлено, что двухкратное превентивное применение гутнмина (в/б в суточной дозе 100 мг/кг) в период реперфузии после гипогермической ишемии вызывало повышение содержания ионоеноиых жирных кислот в ЛФХ и ФС, под неновых в ЛФХ, ФС и ФЭ и снижение суммарного количества насыщенных жирных кислот в ЛФХ и ФС, увеличение содержания арахидоповой кислоты во вссх фосфолипидных фракциях (Андреева H.H., 1993). IIa основании полученных нами данных, можно заключить, что актовегин, мексидол, гугимин и озонированный физиологический раствор, независимо от механизма их действия, вызывают модификацию фосфолипидного компонента мембран, которая включает как изменения соотношения индивидуальных фосфолинидов, пак и их жирнокислотного состава. В итоге это приводит к уменьшению микровязкоети мембран в п ости ше м ич ее ко м периоде. Очевидно, данная Защитно-адаптационная реакция направлена на обеспечение условий для функционирования липидзависимых мембранных белков, осуществляющих различные функции в клетке, и отражает общебиологическую закономерность адаптационных процессов на мембранном уровне.

Важным липидом биомембран является ХС, который оказывает про- и антиоксидантное действие. ХС субстрат для ПОЛ и образующиеся нереки сны с продукты могу< инициировать ПОЛ в ФЛ и менять свойства мембран (Ланкин В.З., 2001). Днтиокеидантная активность ХС реализуется либо путем конденсирующего эффекта на ФЛ, что приводит к стабилизации фазового состояния биомембран, либо путем его ангирадикального действия (Теннис Р., 1997; Климов А.Н., 1999; Chiu S.W., 2002). Актовегин способствовал повышению количества ХС на 19% (р<0,05) в ткани мозга в раннем постишемическом периоде относительно контроля, но не оказывал влияния на его содержание в ткани сердца и печени. Мексидол вызывал увеличение количества ХС в ткани мозга на 85% (р<0,05) и печени на 36% (р<0,05) и не приводил к изменению содержания этой фракции в ткани сердца. При применении ОФР количество ХС в ткани сердца и печени нормализовалось. В ткани мозга при введении озонированного физиолог ического раствора количество ХС снижалось по сравнению с интйкгной серией на 33% (р<0,05). Полученные результаты (отношение ФС-> ФЭ/СМ+ФХ и содержание ХС) свидетельствовали о том, что исследуемые препараты активировали тонкий механизм регуляции

фазового состояния клеточных и субклеточных мембран тканей мозга, сердца и печени в раннем постишемическом периоде.

В ткани мозга при фракционном исследовании состава липидов установлено, что мексидол в отличие от актовегина и озонированного физиологического раствора вызывал повышение количества ФЭ в раннем постреперфузионном периоде относительно контроля, что приводило к нормализации его содержания (рис. 6А).

Применение ОФР способствовало умеренному повышению ФХ в ткани мозга по сравнению с контрольным показателем, однако его количество, по-прежнему, оставалось меньше интактного значения. В отличие от озонированного физиологического раствора при действии антигипоксантов содержание ФХ в ткани мозга по сравнению с контролем не изменилось, и также было меньше исходного значения. Исследуемые препараты предупреждали активацию фосфолиполиза в ткани мозга, о чем свидетельствовало при введении актовегина, мексидола и ОФР снижение содержания лизоФС, на фоне актовегина и ОФР - уменьшение количества лизоФЭ и при применении мексидола отсутствие фракции ЛФЭ по сравнению с контролем. Изменение содержания лизоФХ на фоне применения препаратов имело иной характер: введение мексидола способствовало нормализации содержания лизофосфатидилхолина, актовегина и озонированного физиологического раствора вызывало повышение его количества относительно контроля (рис. 6Б). '

В ткани сердца в раннем постишемическом периоде относительно контроля применение актовегина вызывало умеренное повышение количества ФХ и ФЭ (от 15% до 20%), но не обеспечивало нормализации их содержания (рис. 6В). Данный эффект более выражен при действии мексидола: повышение содержания ФХ и ФЭ по сравнению с контролем составляло 30-40%, при этом количество ФЭ нормализовалось. В отличие от антигипоксантов применение ОФР не влияло на содержание ФХ и ФЭ в миокарде в раннем постреперфузионном периоде относительно контроля (рис. 6В). Содержание этих фракций, по-прежнему, оставалось меньше исходных показателей. Введение актовегина, мексидола и озонированного физиологического раствора в ткани сердца, также как и в ткани мозга, предупреждало активацию фосфолиполиза в раннем постреанимационном периоде (рис. 6Г). Об этом свидетельствовало при введении фармакологических препаратов отсутствие фракции лизоФС, снижение ее содержания при введении ОФР по сравнению с контролем, при действии актовегина уменьшение количества лизоФЭ и при применении мексидола отсутствие данной фракции. При введении мексидола в миокарде относительно контроля снижалось и содержание лизофосфатидилхолина, что очевидно связано с активацией реацилирования ФХ. При применении озонированного физиологического раствора, наоборот, количество ЛФХ в ткани сердца на исследуемом этапе по сравнению с контролем повышалось, но его содержание оставалось меньше интактного значения. Возможно, это обусловлено образованием лизофосфатидилхолина de novo, так как содержание ФХ относительно контроля при введении ОФР не изменилось.

ЛФХ ЛФС ЛФЭ

□ интактиые ■ контроль □ мек^дол и актовегмн н кислород 3 озон

Рис. 6. Влияние антигипоксантов на фосфолипидный спектр (%) ткани мозга (А, Б) и миокарда (В, Г) в раннем постреперфузионном периоде (М±т).

В ткани печени в раннем посгишемическом периоде на фоне применения мсксидола по сравнению контролем повышалось количество ФО и в результате содержание этой фракции нормализовалось (рис. 7А).

В отличие от ткани мозга и миокарда в ткани печени по сравнению с Контролем приведении мексидола наблюдалось умеренное снижение содержания ФХ. Уменьшение количества фосфатидилхолина скорее являлось следствием активации реакции обмена холина на этаноламин, а ие результатом фосфолиполиза, так как снизилось содержание лизоформы ФХ, количество СЖК не изменилось. Применение актовегина и ОФР не влияло на содержание основных мембранных фосфолипидов - ФХ и ФЭ, их содержание, по-прежнему, оставалось меньше интакгных значении (рис. 7Л). При введении шшггипоксантов метаболического тина действия отсутствовали фракции ЛФЭ, ЛФС и уменьшалось количество лизоФл, при применении озонированного физиологического раствора снижалось содержание ЛФЭ, и отсутствовала фракция лизоФС по сравнению с контролем, что являлось доказательством способности актовегина, мексидола и ОФР предупреждать активацию фосфолиполиза (рис. 7Б).

60 50 40 30 20 10 о

см

фс

фх

фэ

ФК

12 10

6 4

о ■

л®*

лфс

ЛФЭ

□ интакткые я контроль л мексидол гу актовеп*н в кислород О озон

Рис. 7. Влияние антигипоксантов на фосфолипидный спектр (%) печени в раннем постреперфузионном периоде (М±т),

Существенный вклад в повышение отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ в тканях мозга, сердца и печени в раннем постншемическом периоде относительно контрольных показателей на фане коррекции вносило изменение содержаний фосфатидилсерина и сфипгомислина (рис, 6, 7). В ткани мозга применение фармакологических препаратов в раннем постишемичесокм периоде способствовало повышению содержания ФС относительно контроля и интактной серии. При введении озонированного физиологического раствора количество ФС в ткани мозга накапливалось по сравнению с контролем, но, тем не менее, не

достигало интактного показателя. Количество СМ в ткани мозга при применении препаратов относительно контроля и интактного значения уменьшалось. В миокарде и ткани печени при введении актовегина и мексидола также увеличивалось содержание ФС в постишемическом периоде по сравнению с контролем, при этом мексидол вызывал в ткани сердца большее повышение пула фосфатидилсерина, чем актовегин. Следует заметить, что применение ОФР способствовало восстановлению содержания фракции ФС в раннем постишемическом периоде только в ткани печени. В исследуемый период в ткани сердца содержание сфингомиелина на фоне введения препаратов изменялось относительно контроля разнонаправлено в отличие от ткани мозга. Так, при введении мексидола количество СМ уменьшалось относительно контроля и интактного значения, на фоне применения актовегина и озонированного физиологического раствора - не отличалось от контроля, и в серии с введением актовегина, по-прежнему, превышало интактное значение. В ткани печени, как и в ткани мозга, применение мексидола и ОФР приводило к снижению содержания СМ относительно контроля.

Итак, специфическими реакциями липидного состава тканей мозга, сердщ и печени в раннем постреперфузионном периоде на фоне применения препаратов являлось: при введении мексидола нормализация содержания одного из основных мембранных фосфолипидов - ФЭ во всех исследуемых тканях; при действии актовегина, мексидола и озонированного физиологического раствора нормализация количества лизоФХ, снижение содержания СМ относительно контроля и интактной серии в ткани мозга; при введении мексидола и актовегина повышение пула ФХ в миокарде и при применении озонированного физиологического раствора в ткани мозга по сравнению с контролем.

В работах авторов (Лукьянова Л.Д. и др., 1993; 2004) показано, что в присутствии мексидола происходит активация сукцинатоксидазного пути окисления, который рассматривается как адаптивный механизм образования энергии при гипоксических состояниях. Следует также заметить, что из всего фосфолипидного спектра именно ФЭ является предпочтительным липидом для ферментов дыхательной цепи митохондрий. Кроме того, ФЭ - аннулярный липид для Na+, К+- АТФазы (Туманова С.Ю., 1996), способствует активации Са2+-насоса, а также обладает свойством усиливать антиокислительную активность природных антиоксидантов (Бурлакова Е.В., 1981; Infante J. Р., 1987). Согласно данным литературы (Футерман А.Х., 1998), активный церамид, образующийся в результате гидролиза СМ сфингомиелиназой, стимулирует образование и развитие аксонов. Поэтому уменьшение СМ в ткани мозга в постишемическом периоде на фоне действия актовегина, мексидола и озонированного физиологического раствора имеет адаптивное значение, и, возможно, опосредованно будет способствовать осуществлению репаративных процессов. Нормализацию содержания ЛФХ в ткани мозга в постишемическом периоде на фоне применения мексидола и повышение его количества относительно контроля при введении актовегина и ОФР можно оценить как защитно-адаптационную реакцию.

Общей закономерностью в модификации фосфолипидного спектра исследуемых тканей в раннем постреперфузионном периоде на фоне применения

препаратов являлось: при действии актовегииа и мексидола существенное повышение содержания ФС относительно не только контроля, но и интактных значений во всех исследуемых Тканях; при действии ОФР в ткани мозга и печени по сравнению с контролем, при этом в ткани мозга нормализации содержания ФС не наблюдалось, а в ткани печени количество этого фосфолипида превышало исходный показатель. Очевидно, применение актовегина, мексидола и озонированного физиологического раствора в раннем постишемическом периоде способствовало активации различных путей образования ФС в тканях. При действии актовегина, по-видимому, увеличение содержание ФС обеспечивалось за счет реацилирования лизоФС и обменных реакций между индивидуальными фосфолипидами; при введении ОФР, в основном, за счет обменных реакций холина и этаноламина на серин. Введение мексидола в отличие от актовегина и озонированного физиологического раствора стимулировало все указанные выше пути образования ФС, а также синтез de novo, так как в тканях мозга, сердца и печени уменьшалось содержание промежуточных метаболитов синтеза фосфолипидов - ФК. Эффект увеличения содержания ФС был более выражен при действии мексидола. Повышение содержания ФС частично компенсировало снижение количества ФХ в тканях в постишемическом периоде относительно исходных значений. Возможно, увеличение содержания фосфатидилсерина оказывало влияние на активность №+,К+-АТФазы, протеинкиназы, аденилатциклазы, так как ФС является модулятором активности указанных ферментов (Биленко М.В.; 1989). Повышение содержания ФС в постреперфузионном периоде при действии препаратов может способствовать селективной экспрессии генов и последующему синтезу специфических белков, участвующих в процессах внутриклеточной регенерации (Tamija-Koizumi К., 2002; Стражевская Н.Б., 2004; Жданов Р.И., 2004).

Применение актовегина и мексидола в раннем постреперфузионном периоде предупреждало накопление молекулярных продуктов ПОЛ (рис. 8А) и угнетение антиоксидантной системы защиты, инициированных ишемией/реперфузией. При применении мексидола в отличие от актовегина в раннем постишемическом периоде по сравнению с контрольной серией наблюдалось не только повышение активности СОД в тканях мозга, печени и сердца (рис. 8Б), но и каталазы в мозге и печени (рис. 8В). Введение актовегина не предупреждало снижение активности каталазы в исследуемых тканях в раннем постреперфузионном периоде. В отличие от антигипоксантов метаболического типа действия применение озонированного физиологического раствора вызывало увеличение содержания МДА в миокарде и ткани печени, при этом активность СОД и каталазы в ткани сердца снижалась относительно контроля, а в ткани печени повышалась (рис. 8 А, Б, В). В ткани мозга в раннем постишемическом периоде при введении ОФР содержание МДА по сравнению с контролем снижалось. Однако активность СОД при применении ОФР в ткани мозга не отличалась от контрольных значений, что свидетельствовало об истощении аниоксидантного фонда нейронов.

Применение мексидола, актовегина и озонированного физиологического раствора препятствовало развитию лактатацидоза в исследуемых тканях в раннем постреперфузионном периоде, что выражалось в снижении содержания лактата и

отношения лактат/йируват относительно контроля. В то же время коэффициент лакгат^пируват а ткани течйни на фс.ис введения актовегика V. ОФР превышал исходный показатель, что могло свидетельствовать о наличии гипоксических очагов.

интактные контроль мексьщол зктойогин кислород озон

интактные контроль мвксидол актоаагин кислород озон

150"*" 100

интаьгтчые контроль мексидол - ;;-л-|кислород озон

□ мозг

Йсергвдз

Рис. 8, Влияние антигипоксаитов на содержание МДА (А), активность СОД (Б) и каталазы (В) в тканях мозга, сердца и печени в раннем постреперфузионном периоде (в % от исходного значения), * - достоверность различий с контролем, р0,05.

Итак, из всех исследуемых препаратов наиболее эффективному формированию защитно-адаптационных метаболических реакций в раннем постреперфузионном периоде способствовало применение мексидола.

На 30-е сутки постреперфушонного периода, как и в раннем постишемическом периоде при введении уктовегина, мексидола и озонированного физиологического раствора во всех исследуемых органах относительно контроля повышалось отношение ФС+ФЭ/СМ+ФХ (рис. 9), что свидетельствовало об устойчивости сформированных при действии антигипоксзнтов и ОФР защитно-адаптационных реакций, протекающих с участием липидов. При применении актовегина и мексидола в ткани мозга содержание холестерина повышалось

относительно контроля. Введение ОФР, в отличие от препаратов метаболического типа действия, приводило в отдалённом постишемическом периоде к снижению количества ХС в ткани мозга на 33 % (р<0.05} относительно интакггной серии.

умтакт .и: суток мдозыдоп зттгаигин мои контроль

□ мозг _ асердце ■ печень_

Рис. 9. Влияние антигипоксантон на отношение ФС-ФЭ/СМ+ФХ (в % от исходного значения) в органах крыс в раннем постреперфузиотюм периоде; * -достоверность различий с контролем, р<0,05.

250

В тканях сердца и печени актовегин, мексидол и ОФР не влияли на содержание ХС. и количество данной фракции оставалось на уровне интактных значений. Следовательно, при действии препаратов микровязкость лигшдиого компонента мембран на 30-е сутки уменьшалась. В отличие от раннего постреперфуэмонного период^ на 30-е сутки после оживления организма применение не только мексидола, но и актовегина способствовало повышению содержания ФЭ в ткани мозга и сердца Относительно контроля, в результате количество данной фракции нормализовалось (рис. 10А). В тоже время введение ант игипоксантов не предотвращало снижения количества ФЭ в ткани печени по сравнен про с контролем (рис. 10В), что может отрицательно повлиять на функционирование ферментов дыхательной цепи митохондрий, а также Na", К1-ЛТФаэы, Са2н -насоса (Infame J. V., 19К7; Туманова С.Ю., 1996: Лескова Г.Ф., 200V).

На 30-е сутки ноетреперфузионного периода на фоне применения актовегина в ткани сердца, а при применении ОФР в ткани мозга относительно контроля увеличилось содержание ФХ. что, по-видимому, повышало резистентность мембран к действию ПОЛ (рис. 10 А, Б), Во всех исследуемых тканях на 30-е сутки при введении актовегина. мексидола и озонированного физиологического раствора, гак же как и в раннем постишемическом периоде, наблюдалось увеличение содержания ФС относительно контроля и интактной серии (рис, 10 А, Б, В). Это свидетельствовало о значимости фосфатидилсерина в формировании защитно-адаптационных реакций и об их устойчивости.

В отдаленном постреперфузионном периоде при введении мексидола и актовегина в ткани мозга снижения количества СМ относительно контроля в отличие от раннего периода реперфузии не наблюдалось. При применении ОФР повышение его содержания па фоне уменьшения пула ХС изменит соотношение СМ/ХС и, соответственно повлияет на функционирование особых мккродомшои на поверхности клеточных мембран, принимающих участие в транедукнии сигнала (Simons К, 2001). В сердце и печени на 30-е сутки при применении актовегина, мексидола и озонированного физиологического раствора отмечалось снижение

количества СМ относительно контроля. Жирнокислотный состав СМ представлен в основном насыщенными жирными кислотами, и, возможно, уменьшение его количества можно рассматривать как еще один из вариантов регулирования фазового состояния липиднош компонента мембран.

см фс фх фз фк

см фс фх фэ фх

СМ ФС ФХ ФЭ ФК

□ ингактные в 30 суток контроль я мвксидол о эктовегин И озон

Рис. 10. Влияние антигипоксантов на фосфолигшдный спектр (%) мозга (А), сердца (Б) и печени (В) в отдаленном постреперфузионном периоде (Mim),

В ткани мозга при введении актовегина, мексидола и ОФР содержание лизофосфолипидов изменялось разнонаправлено, что, очевидно, обусловлено различной функциональной значимостью лнзоФХ и лизоФЭ, дшоФС, Лиофосфатидилхолия является предшественником синтеза одного из модуляторов транедукции сигнала в нервной системе - фактора активации тромбоцитов (Baker R.R., 2000: Bazan N.C., 2002). ЛФХ может выступать в роли оджм-о из вторичных посредников трансмембран ной передачи сигнала внутрь клетки (Flabahan N. А., 1993-, Проказова. H.R,, 1,998). Кроме того, лизоФХ является предпочтительным

липидом для Са2+-АТФазы. Введение актовегина, мексидола и озонированного физиологического раствора способствовало повышению количества ЛФХ в ткани мозга относительно контроля в 6,5 раза, в 2,76 и 3 раза, соответственно, (р<0,05), но при этом его количество при применении антигипоксантов не превышало исходный показатель в отличие от применения ОФР. Увеличение содержания ЛФХ на фоне применения ОФР по сравнению с интактным значением может вызвать перестройки липидного бислоя нейронов и появление неспецифической проницаемости мембран. В ткани сердца и печени на 30-е сутки постишемического периода при применении актовегина, мексидола и ОФР отмечалось снижение количества ЛФХ относительно контроля.

В исследуемый период на фоне применения препаратов в ткани мозга, по-видимому, наблюдалась активация реацилирования ФС, так как фракция ЛФС в опытных сериях по сравнению с контролем отсутствовала, а количество фосфатидилсерина увеличилось. В ткани сердца при введении мексидола по сравнению с контролем повышение содержания ЛФЭ, сочетавшееся с увеличением количества ФЭ, а при применении ОФР - на фоне контрольного значения ФЭ, являлось доказательством образования лизоФЭ de novo. Применение актовегина вызывало уменьшение содержания лизофосфатидилэтаноламина в миокарде на 30-е сутки постишемического периода по сравнению с контрольной серией, что, очевидно, обусловлено активацией реацилирования ФЭ, так как количество данной фракции увеличилось! Возможно, в ткани печени при применении актовегина, мексидола и ОФР повышение содержания лизоФЭ относительно контроля являлось следствием двух процессов: гидролиза ФЭ и синтеза ЛФЭ de novo. Следует отметить, что уменьшение ФЭ в ткани печени может быть связано и с включением этого фосфолипида в реакции обмена этаноламина на серин, а также с транспортом ФЭ в составе липопротеидов в кровь. Снижение содержания ФК -промежуточных метаболитов фосфолипидов во всех исследуемых тканях в отдаленном постишемическом периоде на фоне введения препаратов относительно контроля подтверждало возможность образования ФЛ de novo.

Количество СЖК на 30-е сутки постреанимационного периода при применении актовегина, мексидола и озонированного физиологического относительно контроля в тканях мозга и печени не изменилось, но повышалось в миокарде. Повышение содержания СЖК в миокарде, по-видимому, в основном, за счет их поступления из крови, при возобновлении функционирования митохондриального аппарата в постреперфузионном периоде имело адаптивное значение.

Итак, специфическими реакциями фосфолипидного спектра исследуемых тканей в отдаленном постреперфузионном периоде при действии актовегина и мексидола являлись нормализация содержания ФЭ в миокарде и ткани мозга при снижении количества ФЭ в ткани печени, уменьшение количества СМ и ЛФХ в тканях сердца и печени. Специфичность действия озонированного физиологического раствора на липидный состав тканей проявлялась в снижении содержания ХС и повышении количества СМ и ФХ относительно контроля в ткани мозга. Из всех препаратов только актовегин способствовал увеличению

содержания ФХ в миокарде на 30-е сутки постишемического периода по сравнению с контролем.

Общей закономерностью в модификации липидного спектра в отдаленном постреперфузионном периоде на фоне применения препаратов являлось повышение отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ и увеличение содержания фосфатидилсерина относительно контроля.

Большое значение в реализации механизмов мембранопротекторного действия мексидола и актовегина в отдаленные сроки постишемического периода имела способность данных препаратов проявлять свойства антиоксидантов в раннем постреперфузионном периоде. Исследование состояния перекисного окисления липидов в тканях мозга, сердца и печени показало, что повышенное содержание МДА, наблюдаемое на 30-е сутки постишемического периода в контрольной серии, достоверно снижалось при применении мексидола во всех исследуемых тканях, при введении актовегина - в ткани мозга и печени. Об улучшении компенсаторно-приспособительных возможностях организма в отдаленном постишемическом периоде на фоне применения актовегина и мексидола свидетельствовало увеличение активности СОД во всех исследуемых тканях относительно контрольной серии, а также повышение активности каталазы в миокарде при действии мексидола.

Изменение содержания лактата, пирувата и отношения лактат/пируват в тканях на 30-е сутки постреперфузионного периода при введении актовегина и мексидола относительно контроля свидетельствовали об усилении аэробной фазы гликолитичесокого обмена и снижении лактатацидоза, индуцированного ишемией/реперфузией. Однако следуегг отметить, что при введении как мексидола, так и актовегина на 30-е сутки постишемического периода в ткани печени отношение лактат/пируват существенно превышало исходный показатель. Очевидно, это отражало наличие отдельных очагов, обеспечение кислородом которых было неадекватно потребностям гепатоцитов на данном этапе постреперфузионного периода. При электронно-микроскопическом исследовании тканей выявлено, что при введении мексидола большинство митохондрий с сохраненной ультраструктурой, при применении озонированного физиологического раствора митохондрии в состоянии гиперфункции.

Заключение

Сравнительный анализ состояния липидного обмена жизненно важных органов при тотальной ишемии, моделированной разными способами, позволил выявить, что механизмы, изменяющие структурную организацию и функции мембран, вызывали различной выраженности изменения фосфолипидного состава тканей, при этом наблюдались как общие, так и тканеспецифические реакции. Установлено, что при пережатии сердечно-сосудистого пучка характерные для ишемии изменения обмена липидов во всех исследуемых органах более выражены, чем при острой кровопотере, и особенно - в мозге и печени. Проведенные исследования, на наш взгляд, имеют большое значение для понимания и уточнения на клеточном уровне адаптивных возможностей органов, обладающих различной резистентностью к дефициту кислорода, и организма в целом при развитии экстремального состояния, обусловленного разными причинами. Показано, что

применение актовегина в раннем поетреперфузионом периоде по сравнению с введением озонированной аутокрови после острой кровопотери оказывает более благоприятное воздействие на физико-химическую характеристику фосфолипидного компонента мембран гепатоцитов. На модели изолированного сердца выявлено, что применение озонированного раствора Кребса-Хензелайта в реперфузинном периоде после ишемии, моделированной путем острого кровопускания, по сравнению с оксигенированым перфузионным раствором способствует репарации липидного бислоя мембран, обеспечению сердечной мышцы энергетическим субстратом, вызывает повышение уровня биоэффекторных липидов.

Исследование липидного обмена мозга, сердца и печени в динамике постреперфузионного периода позволило выявить общие закономерности и особенности изменения фосфолипидного компонента мембран различных тканей в ответ на воздействие таких экстремальных факторов как ишемия и реперфузия, что расширяет представления о механизмах адаптации организма на клеточном уровне.

Установлено, что в раннем постишемическом периоде активируются механизмы, вызывающие нарушение клеточных и субклеточных мембран и наряду с этим наблюдается формирование защитно-адаптационных реакций. При этом в раннем постреперфузионном периоде в ткани мозга и миокарде повреждающие факторы превалировали по сравнению с защитно-приспособительными реакциями в большей степени, чем в ткани печени. На 14-е сутки после оживления организма по сравнению с ранним постишемическим периодом резких изменений метаболизма липидов и углеводного обмена в тканях исследуемых органов не отмечалось, но данный период характеризовался напряжением адаптационных реакций на уровне липидного спектра. На 30-е сутки постишемического периода нарушение механизмов, обеспечивающих поддержание гомеостаза мембран клеток мозга, сердца и печени усиливалось на фоне нестабильности защитно-приспособительных реакций, что приводило к усилению делипидизации мембран, особенно это проявлялось в мозге и миокарде. В частности, отмечалось уменьшение содержания основных мембранных фосфолипидов - ФХ и ФЭ, наблюдалась интенсификация процессов Г10Л на фоне падения активности антиоксидантных ферментов и лактатацидоз, что повышало риск развития необратимых нарушений мембранных структур.

На основании полученных результатов была разработана концепция, касающаяся влияния антигипоксантов метаболического типа действия и озонированного физиологического раствора на адаптивные изменения на клеточном уровне жизненно важных органов в постишемическом периоде. Как показало наше исследование, важным аспектом защитного эффекта антигипоксантов и озонированного физиологического раствора является их мембранопротекторное действие, которое реализуется за счет общих (в частности, повышение отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ и увеличение содержания фосфатидилсерина), так и тканеспецифических изменений фосфолипидного компонента мембран, снижения активности процессов ПОЛ и лактатацидоза в постреперфузионном периоде. В то же время показано, что изменения фракционного состава липидов, состояние ПОЛ и антиоксидантной системы

защиты, ультраструктуры исследуемых тканей в отдаленном постреперфузионном периоде на фоне применения озонированного физиологического раствора в отличие от мексидола и актовегина свидетельствовало о нестабильности компенсаторно-приспособительных реакций.

Установленные закономерности и особенности адаптационных реакций жизненно важных органов на метаболическом и ультраструктурном уровне в динамике постреперфузионного периода и при их коррекции антигипоксантами метаболического типа действия и озонированным физиологическим раствором представляют не только общебиологический интерес, но имеют важное значение для практической медицины и ветеринарии. Результаты проведенного исследования помогут внести ясность в сложный механизм развития полиорганной дисфункции в постреперфузионном периоде, а также разработать курсовое назначение антигипоксантов для повышения резистентности органов и организма в целом к постишемическим изменениям.

ВЫВОДЫ

1. Выраженность модификации липидного состава мозга, сердца и печени зависит от способа моделирования тотальной ишемии, при этом выявляются общие закономерности и тканеспецифические реакции.

а). Общие закономерности модификации липидного спектра: некомпенсируемое снижение ФХ и ФЭ, накопление лизоФЭ при пережатии сердечно-сосудистого пучка во всех исследуемых органах, при острой кровопотере - в мозге.

б). Тканеспецифическими реакциями ишемизированных органов при пережатии сердечно-сосудистого пучка в отличие от острой кровопотери являются: в мозге - увеличение ЛФС на фоне повышения ФС, уменьшение ЛФЭ и ЛФХ, увеличение СЖК и ХС; в миокарде - разнонаправленное изменение содержания ЛФЭ и ЛФХ, уменьшение СЖК и повышение ХС; в печени - деградация основных мембранных фосфолипидов ФХ и ФЭ, а также отсутствие фракции ФС при повышении количества их лизоформ и значительное повышение СМ.

2. В ткани печени в раннем постреперфузионном периоде после тотальной ишемии, моделированной путем острого кровопускания, адаптация на уровне липидного спектра выражается в увеличении содержания ФС, СМ, снижении количества ФК и нормализации отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ. В тоже время увеличение содержания ЛФХ, снижение пула энергетически резервных липидов -ЭХС отражают напряжение защитно-приспособительных реакций.

3. Введение актовегина более благоприятно влияет на липидный спектр ткани печени в раннем постреперфузионном периоде по сравнению с применением озонированной аутокрови, что подтверждается нормализацией отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ, увеличением ФЭ, ТГ и ЭХС. Однако применение актовегина, как и озонированной аутокрови, не обеспечивает включение лизоФХ в клеточный метаболизм, что приводит к накоплению этого соединения в ткани печени в период реперфузии после острой кровопотери.

4. Перфузия изолированного сердца оксигенированным раствором Кребса-Хензелайта в течение 60 мин после тотальной ишемии, моделированной путем острой кровопотери, не предотвращает делипидизацию мембран кардиомиоцитов, что подтверждается некомпенсируемым снижением содержания ФС, ФХ и

увеличением количества ФК, а также вызывает значительное снижение уровня биоэффекторов - ЛФХ и СМ.

5. Перфузия изолированного сердца озонированным раствором способствует в восстановительном периоде после ишемии в результате острой кровопотери репарации липидного бислоя мембран кардиомиоцитов за счет увеличения содержания ФС, СМ, ФЭ, ЛФХ, что создает условия для функционирования липидзависимых АТФаз; активирует гидролиз ТГ, обеспечивая сердечную мышцу энергетическим субстратом; вызывает повышение уровня биоэффекторных липидов - ЛФХ и СМ.

6. Сформулирована концепция о наличии общих закономерностей и специфических реакций модификации липидного спектра в ответ на воздействие экстремального фактора - ишемии/реперфузии и на фоне применения антигипоксантов.

7. Уменьшение содержания основных мембранных фосфолипидов - ФХ и ФЭ в раннем постреперфузионном периоде является общей закономерностью изменения липидного спектра всех исследуемых тканей. Выявленные интенсификация процессов ПОЛ на фоне падения активности антиоксидантных ферментов и лактатацидоз в мозге, сердце и печени повышают риск развития необратимых нарушений мембранных структур, что подтверждается данными ультраструктуры тканей.

8. Ограничение адаптационных возможностей ткани мозга в раннем постреперфузионном периоде на молекулярном уровне выражается в специфическом для нейронов уменьшении уровней ФС, ХС и значительном снижении биоэффекторного липида - ЛФХ на фоне повышения содержания лизоФС и лизоФЭ, а также в увеличении содержания СЖК, ФК и ДГ.

9. В раннем постишемичеком периоде в миокарде и ткани печени защитный эффект компенсаторно-приспособительных реакций, направленных на репарацию мембран, реализуется за счет увеличения количества ФС и СМ. Тканеспецифическими реакциями являются: в миокарде - нормализация содержания ЛФХ при параллельном увеличении ЛФЭ, повышение отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ на фоне снижения ХС; в ткани печени - отсутствие лизоформ ФЭ и ФС, нормализация количества СЖК, увеличение содержания ЛФХ и снижение отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ.

10. Общие закономерности в модификации липидного спектра исследуемых тканей в отдаленном постишемическом периоде: снижение в мозге и сердце содержания основных мембранных фосфолипидов - ФХ, ФЭ, в печени - ФХ, в мозге увеличение ЛФС и ЛФЭ, в миокарде и печени -лизоФЭ и лизоФХ, отражают доминирование механизмов потенцирующих нарушение гомеостаза фосфолипидного компонента мембран. В мозге, сердце и печени отмечены интенсификация процессов ПОЛ на фоне истощения антиоксидантной системы защиты и наличие лактатацидоза в миокарде и печени. Изменения ультраструктуры митохондрий выражаются в дезорганизации крист и нарушении целостности наружной мембраны.

11. В отдаленном постреперфузионном периоде специфичность изменения спектрального состава липидов проявляется:

а), в ткани мозга в снижении содержания ФС и СМ, прогрессивном уменьшении ЛФХ, увеличении количества СЖК. Резкое падение содержания лизоФХ, сочетающееся с уменьшением количества аннулярных липидов (ФХ, ФС, ФЭ и СМ), является существенным фактором для функционирования Ыа+-К+-АТФазы.

б), в миокарде в уменьшении отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ на фоне нормализации уровня ХС;

в), в печени в нормализации содержания ФЭ и ФС и снижении отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ при параллельном повышении количества СМ.

12. Применение актовегина, мексидола и озонированного физиологического раствора в раннем постреперфузионном периоде предупреждает развитие постишемических изменений органов за счет формирования неспецифических приспособительных реакций на уровне фосфолипидов. Защитный эффект реализуется за счет существенного повышения содержания ФС при действии актовегина и мексидола во всех тканях, при действии ОФР в мозге и печени. Увеличение количества ФС более выражено при применении мексидола, чем при введении актовегина и ОФР. Актовегин и мексидол препятствуют интенсификации процессов ПОЛ и истощению антиоксидантной системы защиты, развитию лактатацидоза, способствуют сохранности ультраструктуры митохондрий.

13. Специфическими реакциями липидного состава жизненно важных органов в раннем постишемическом периоде на действие препаратов является: при введении мексидола - нормализация содержания ФЭ во всех исследуемых тканях и нормализация количества лизоФХ в ткани мозга; при действии всех препаратов -снижение содержания СМ в ткани мозга; при применении актовегина - в миокарде повышение пула ФХ и при введении озонированного физиологического раствора -увеличение ФХ в ткани мозга.

14. Общей закономерностью в модификации липидного спектра в отдаленном постреперфузионном периоде' на фоне применения препаратов является повышение отношения ФС+ФЭ/СМ+ФХ и увеличение содержания фосфатидилсерина, что указывает на значимость данного фосфолипида в формировании устойчивых адаптационных реакций на молекулярном уровне. Об улучшении адаптационных возможностей организма в отдаленном постишемическом периоде при действии антигипоксантов свидетельствует снижение интенсивности процессов ПОЛ и увеличение активности СОД, усиление аэробной фазы гликолитического обмена и ограничение развития лактатацидоза.

15. Специфичность метаболического ответа жизненно важных органов при адаптации в отдаленном постреперфузионном периоде выражается: при применении актовегина и мексидола - в нормализации содержания ФЭ в миокарде, ткани мозга и снижении данной фракции в ткани печени, уменьшении количества СМ и ЛФХ в тканях сердца и печени; при введении актовегина - в увеличении содержания ФХ в миокарде; при действии озонированного физиологического раствора - в снижении содержания ХС и повышении количества СМ и ФХ в ткани мозга. На фоне применения актовегина и мексидола на 30-е сутки в ткани печени отношение лактат/пируват существенно превышает исходное значение, что свидетельствует о наличии гипоксических очагов.

, ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ

1. Выявленные общие закономерности И тканеспецифические особенности адаптивных изменений фосфолипидного компонента мембран жизненно важных органов при тотальной ишемии, моделированной различными способами, и в постреперфузионном периоде являются основой для проведения доклинических и клинических испытаний синтетических антигипоксантов и средств природного происхождения при решении вопросов коррекции гипоксических состояний.

2. Разработанная концепция влияния антигипоксантов метаболического типа действия на формирование адаптивных изменений липидного обмена мозга, сердца и печени может быть учтена в практической медицине для обоснования курсового назначения препаратов с целью наиболее эффективного повышения резистентности органов и организма в целом к постреперфузионным изменениям.

3. Основные результаты диссертации могут быть включены в учебные программы по биологии, физиологии, биохимии при подготовке специалистов медико-биологического профиля.

СПИСОК РАБОТ, ОПУБЛИКОВАННЫХ ПО ТЕМЕ ДИССЕРТАЦИИ Публикации в рецензируемых изданиях рекомендованных ВАК:

1. Андреева, H.H. Изменение жирнокислотного состава миокарда после гипотермической ишемии / H.H. Андреева, Г.А. Бояринов, // Вопр. мед. химии. -1991. - Т. 37, № 3. - С. 54-56. - ISSN 0042-8809

2. Андреева, H.H. Влияние применения гутимина в предишмическом периоде на фосфолипиды миокарда во время реперфузии / H.H. Андреева, Г.А. Бояринов, И.В. Мухина // Вопр. мед. химии. - 1993. - Т. 39, № 4. - С. 34-38. - ISSN 0042-8809

3. Яковлева, Е.И. Влияние экстракорпоральной обработки крови озоно-кислородной смесью на функции легких собак в норме и патологии / Е.И. Яковлева, С.П. Перетяган, H.H. Андреева, К.Н. Конгорщикова // Бюлл. эксперим. биол. и мед. - 1995. - Т. 119, № 3. - С. 266-269. - ISSN 0365-9615

4. Андреева, H.H. Физико-химическая характеристика мембран при различных моделях клинической смерти у крыс / H.H. Андреева, Т.И. Соловьева, И.В. Мухина, Р.Д. Лапшин // Нижегород. мед. журнал. - 2003. - № 1. - С. 11-16. ISSN-0869-0936

5. Мухина, И.В. Экспериментальное изучение нейотропного действия озонированного физиологического раствора в норме и в постишемическом периоде / И.В. Мухина, Е.В. Дудина, H.H. Андреева, Р.Д. Лапшин // Нижегород. мед. журнал. - 2003. - Приложение «Озонотерапия». - С. 14-15. ISSN - 0869-0936

6. Андреева, H.H. Действие озонированного физиологического раствора на фосфолипидный состав и ПОЛ мозга в реперфузионный период / H.H. Андреева, Т.И. Соловьева, И.В. Мухина, Е.В. Дудина // Там же, с. 17-18.

7. Андреева, H.H. Модификации фосфолипидного компонента мембран кардиомиоцитов и гепатоцитов в постишемическом периоде / H.H. Андреева, И.В. Мухина, Р.Д. Лапшин // Нижегород. мед. журнал. - 2003. - № 2. - С. 20-25. ISSN -0869-0936

8. Андреева, H.H. Изменения спектрального состава липидов мозга в постреанимационном периоде / H.H. Андреева, И.В. Мухина, Т.И. Соловьева // Нижегород. мед. журнал. - 2003. - №3-4. - С. 25-29. ISSN - 0869-0936

9. Андреева, H.H. Влияние мексидола на состав липидов и ПОЛ миокарда в постреанимационном периоде/ H.H. Андреева, И.В. Мухина, Т.И. Соловьева // Общая реаниматология. - 2005. - Т. 1, № 2. - С. 26-30. ISSN -1813-9779

10. Андреева, H.H. Коррекция мексидолом постреанимационных изменений липидного обмена мозга / H.H. Андреева, И.В. Мухина // Эксперим. и клиническая фармакология. - 2005. - № 3. - С. 37-41. ISSN -0869-2092

11. Андреева, H.H. Влияние озонированной аутокрови и актовегина на спектральный состав липидов печени в постреперфузионном периоде / H.H. Андреева, И.В. Мухина. // Общая реаниматология. - 2006. - Т. II, № 4/1. - С. 192196. ISSN-1813-9779

Авторские свидетельства:

12. А. С. № 1697812. - 1991. Способ профилактики острой сердечной недостаточности при операциях с искусственным кровообращением / Г.А. Бояринов и др. опубл. в Бюлл. изобретений. - 1991. - № 46

Публикации в научных журналах, сборниках статей, материалах конференций:

13. Андреева, H.H. Использование тонкослойной и газожидкостной хроматографии для изучения обмена липидов в миокарде крыс / H.H. Андреева, К.Н. Конторщикова // Хроматография в биологии и медицине: Тез. докл. Междунар. симп. М., 1986. - С. 46-47.

14. Андреева, H.H. Состав жирных кислот миокарда при гипотермической защите сердца от ишемии. // Деп. в ВНИИМИ МЗ СССР № 7705-В86 - 8 с. Реф. опубл.: РЖ Физиология, 1987.- № 22Н258. - С. 41.

15. Андреева, H.H. Влияние гутимина на жирнокислотный состав фосфолипидов миокарда. // IX научно-практич. конф. молодых ученых и специалистов Волго-Вятского региона: Тез. докл. - Горький. - 1989.- Ч. 1. - С. 231.

16. Бояринов, Г.А. Фармако-гипотермическая защита миокарда при выключении сердца из кровообращения / Г.А. Бояринов, H.A. Швец, А.Н. Монахов, Н.Н Андреева // Искусственная гипотермия в кардиохирургической клинике: Тез. докл. Всесоюз. научно-практ. конф. Новосибирск, 1987. - С. 88.

17. Андреева, H.H. Газожидкостная хроматография как метод оценки эффектвности применения гутимина в качестве предишемической защиты миокарда / Н.Н Андреева, Г.А. Бояринов, И.В. Мухина. // Оценка фармакологической активности химических соединений: принципы и подходы: Тез. докл. Всесоюз. научно-практ. конф. - М, - 1989. - Ч. 1. - С. 42.

18. Перетяган, С.П. Возможность коррекции постреанимационных нарушений гомеостаза организма озоном / С.П. Перетяган, Г.А. Бояринов, Д.И. Зеленов, Н.Н Андреева // Нарушение механизмов регуляции и их коррекция: Тез. докл. IV Всесоюз. съезда патофизиологов. - Кишинев, - 1989. - Т. 2. - С. 779.

19. Конторщикова, К.Н. Изменение белкового и липидного спектров плазмы крови под действием озона / К.Н. Конторщикова, Г.С. Сероглазова, Н.Н Андреева // Озон: получение и применение: Тез. докл. II Всесоюз. конф.-М., -1991- С.157-158.

20. Королев,. Б.А. Защита миокарда больных с высоким риском при коррекции пороков сердца в условиях искусственного кровообращения / Б. А. Королев и др. // Метод, рекомендации республ. значения. Н. Новгород: ГМИ, -1991,-15 с.

21. Бояринов, Г.А. Формирование устойчивости противоишемических реакций в миокарде в зависимости от кратности превентивного применения гутимина / Г.А. Бояринов, H.H. Андреева, И.В. Мухина // Фармакологическая коррекция гипоксических состояний: Тез. докл. II Всесоюз. конф. - Гродно, - 1991. -Ч. 1.-С. 131.

22. Андреева, H.H. Физико-химическая характеристика фосфолипидов в постишемическом периоде после гипотермической защиты. // Гипоксия и окислительные процессы: сб. науч. тр. под ред. К.Н. Конторщиковой/ Н. Новгород: НГМА. - 1992. - С. 14-18.

23. Андреева, H.H. Корригирующее действие экстракорпорального озонирования на спектр жирных кислот плазмы и миокарда в постгеморрагическом периоде / H.H. Андреева, С.П. Перетяган // Озон в биологии и медицине: Тез. докл. I Всеросс. Конф. -Н. Новгород. - 1992. - С. 30-31.

24. Бояринов, Г.А. Предупреждение реперфузионных изменений метаболизма миокарда цитохромом С после протезирования клапанов сердца у больных острым бактериальным эндокардитом / Г.А. Бояринов, С.А. Тезяева, H.H. Андреева // Матер. II съезда сердечно-сосудистых хирургов. - Санкт-Петербург. -1993.-С. 34-36. (Соавт.)

25. Бояринов, Г.А. Использование цитохрома С в качестве кардиопротектора при операциях протезирования клапанов сердца у больных острым бактериальным эндокардитом / Г.А. Бояринов, С.А. Тезяева, Л.В. Шапоренко, H.H. Андреева, Е.И. Яковлева. // Антигипоксанты и антипротекторы: итоги и перспективы: Тез. докл. Росс, научной конф. - Санкт-Петербург. - 1994. - С. 119.)

26. Бояринов, Г.А. Профилактика острой сердечной недостаточности гутимином при протезировании клапанов сердца в условиях искусственного кровообращения/ Г.А. Бояринов, И.В. Мухина, В.М. Бобер, А.П. Медведев, H.H. Андреева // Сб. науч. тр. - Новосибирск - 1994. - С. 94-98.

27. Конторщикова, К.Н. Использование озонированного перфузионного раствора при восстановлении функционального состояния миокарда крыс, перенесших клиническую смерть / К.Н. Конторщикова, Т.И. Соловьева, , И.В. Мухина // Озон в биологии и медицине: Тез. докл. II Всеросс. научно-практ. конф. с междунар. участием - Н. Новгород. - 1995. - С. 15-16.

28. Конторщикова, К.Н. Индекс ненасыщенности плазмы крови под действием озонированного физиологического раствора / А.И. Федорук, К.Н. Конторщикова, H.H. Андреева // Там же, с. 8-9.

29. Конторщикова, К.Н. Экспериментальное обоснование эффективности озонотерапии для коррекции гипоксических нарушений метаболизма миокарда / К.Н. Конторщикова, Т.И. Соловьева, H.H. Андреева, И.В. Мухина. // Тез. докл. X Всеросс. пленума анестезиологов и реаниматологов. - Н. Новгород,- 1995. - С. 94.

30. Бояринов, Г.А. Влияние цитохрома С на потребление сердцем кисорода и энергетических субстратов в постишемическом периоде после протезирования

клапанов сердца у больных инфекционным эндокардитом / Г.А. Бояринов, С.А. Тезяева, С.С. Добротин, А.П.Медведев, H.H. Андреева и // Там же, с. 89-90.

31. Бояринов, Г.А. Профилактическое применение гутимина - эффективный способ предишемической подготовки / Г.А. Бояринов, И.В. Мухина, H.H. Андреева, Е.И. Яковлева // Там же, с.46.

32. Бояринов, Г.А. Влияние буфотина на предупреждение гипоксических и реперфузионных нарушений функций миокарда / Г.А. Бояринов, И.В. Мухина, H.H. Андреева // Патофизиология органов и систем. Типовые патологические процессы: Тез. докл. I Росс, конгр. по патофизиологии. М., - 1996. - С. 61. (Соавт.)

33. Мухина, И.В. Коррекция гипоксических изменений органов в постреанимационном периоде цитохромом С / И.В. Мухина, Л.Б. Снопова, H.H. Андреева, М.В. Баландина. // Гипоксия: механизмы, адаптация, коррекция: Матер. Всеросс. конф. - М„ - 1997. - С. 84.)

34. Андреева, H.H. Фракционный состав липидов печени в постишемическом периоде при использовании озонированной крови / H.H. Андреева, И.В. Мухина, М.В. Баландина. // Там же, с. 6.

35. Mukhina, I. Ozone in prophylaxis of hypoxic changes of metabolism and moiphofuctional state of organs in post ischemic period / I. Mukhina, L. Snopova, N. Andreyeva, N. Zhemarina, M. Balandina. // 2nd International Symposium on Ozone Applications: Abstracts. - Havana. Cuba. - 1997. - P. 18-19.

36. Соловьева, Т.И. Состояние липидного спектра и активности АТФаз изолированного сердца крысы при восстановлении сердечной деятельности озонированным перфузионным раствором / Т.И. Соловьева, H.H. Андреева, К.Н. Конторщикова, И.В. Мухина). // Озон и методы эфферентной терапии в медицине: Тез. докл. III Всеросс. научно-практ. конф. - Н. Новгород. - 1998. - С. 27-28.

37. Mukhina, I. The effect of ozonated solution and Blood on Cardie metabolism and function in postischemic period / I. Mukhina, N. Andreyeva, T. Soloviova, C. Kontorschikova, S. Peretyagin // 13th Ozone Wold Congress. -Osaka. Yapan.-P.141-145.

38. Мухина, И.В. Механизмы цитопротекторного действия цитохрома С и актовегина в постреанимационном периоде / И.В. Мухина, A.A. Пенкнович, Г.А. Бояринов, H.H. Андреева // Теоретические и клинические проблемы современной реаниматологии: Матер, междунар. симпозиума. - М., - 1999. - С. 64.

39. Мухина, И.В. Роль гипоксического фактора в формировании реперфузионных повреждений органов в постреанимационном периоде / И.В. Мухина, О.Н. Шевантаева, Ю.И. Косюга, Ю.В. Зимин, H.H. Андреева // Патофизиология органов и систем. Типовые патологические процессы: Тез. докл. II Росс, конгр. по патофизиологии. М., - 2000. - С. 301.

40. Перетяган, С.П. Изменение спектра жирных кислот плазмы крови под воздействием озона / С.П. Перетяган, H.H. Андреева, A.A. Стручков, В. А. Шихрагимов // Локальное и парентеральное применение озонотерапии в медицине: Тез. докл. I Междунар. научно-практ. конф. - Харьков. Украина. - 2001. - С. 14-15.

41. Андреева, H.H. Постреанимационные изменения фосфолипидного спектра и ПОЛ ткани мозга крыс и их коррекция актовегином / H.H. Андреева, И.В. Мухина, Т.И. Соловьева, Р.Д. Лапшин // Человек и лекарство: Тез. дога. IX Росс, национал, конгресса. - М., - 2002. - С. 569.

42. Андреева, H.H. Состояние липидного обмена и ПОЛ мозга, сердца и печени крыс в отдаленном постреанимационном периоде / H.H. Андреева, И.В. Мухина, Т.И. Соловьева, Р.Д. Лапшин. // Гипоксия: механизмы, адаптация, коррекция: Матер. III Всеросс. конф. - М., -2002. - С. 8-9.

43. Андреева, H.H. Действие мексидола на фосфолипидный спектр и перекисное окисление липидов в постишемическом периоде / H.H. Андреева, И.В. Мухина, Т.И. Соловьева // Дизрегуляционная патология органов и систем: Тез. докл. III Росс, конгр. по патофизиологии с междунар. участием. М., - 2004. - С. 134.

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ

ДГ - диацилглицериды

ДК - диеновые конъюгаты

ЛизоФЛ - лизофосфолипиды

ЛФС - лизофосфатидилсерин

ЛФХ - лизофосфатидилхолин

ЛФЭ - лизофосфатидилэтаноламин

МДА - малоновый диальдегид

ОФР - озонированный физиологический раствор

ПОЛ - перекисное окисление липидов

СЖК - свободные жирные кислЬты

СМ - сфингомиелин

СОД - супероксиддисмутаза ТГ - триацилглицериды ТК - триеновые конъюгаты ФК - фосфатидные кислоты ФЛ - фосфолипиды ФС - фосфатидилсерин ФХ - фосфатидилхолин ФЭ - фосфатидилэтаноламин ХС - холестерин ЭХС - эфиры холестерина

Автор выражает глубокую признательность за консультативную помощь доктору медицинских наук, профессору, начальнику кафедры анестезиологии, реаниматологии и трансфузиологии ВМИ ФСБ РФ Бояринову Г.А.

Подписано к печати 15.02.07. Формат 60х84'Аб. Бумага писчая. Гарнитура «Тайме». Печать офсетная. Усл. печ. л.. 2. Тираж 100 экз. Заказ 35 .

Полиграфический участок НГМА 603005, Н. Новгород, ул. Алексеевская, 1

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Андреева, Наталья Николаевна

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ.

ВВЕДЕНИЕ.

Глава 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1.1. Современные представления о роли липидов в функционировании клетки.

1.2. Роль гипоксического фактора в нарушении фосфолипидного компонента мембран тканей мозга, сердца и печени в реперфузионном периоде.

1.2.1. Биоэнергетическая гипоксия.

1.2.2. Основные механизмы нарушения фосфолипидного компонента мембран ткани мозга в реперфузионном периоде.

1.2.3. Основные механизмы нарушения фосфолипидного компонента мембран миокарда в реперфузионном периоде.

1.2.4. Основные механизмы нарушения фосфолипидного компонента мембран ткани печени в реперфузионном периоде.

1.3. Коррекция ишемических и реперфузионных изменений органов антигипоксантами.

1.3.1 Антигипоксические свойства мексидола.

1.3.2.Антигипоксические свойства актовегина.

1.3.3. Биологическое действие и применение озон-кислородных смесей в биологии и медицине.

1.3.3.1. Физико-химические свойства озона.

1.3.3.2. Экспериментальные и клинические аспекты применения озона.

Глава 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ.

2.1.Модели тотальной ишемии/реперфузии.

2.1.1. Модель тотальной ишемии в результате острой кровопотери.

2.1.2. Модель тотальной ишемии в результате пережатия сердечно-сосудистого пучка.

2.2. Модель изолированного сердца крысы.

2.3. Схема основных серий экспериментов.

2.4. Характеристика и распределение экспериментального материала по сериям.

2.5. Биохимические методы исследования.

2.5.1. Метод определения спектрального состава липидов.

2.5.2. Методы определения интенсивности перекисного окисления липидов.

2.5.3. Методы исследования активности антиоксидантных ферментов.

2.5.4. Определение содержания продуктов углеводного обмена.

2.6. Электронно-микроскопические методы исследования.

2.7. Методы статистической обработки материала.

Глава 3. ЛИПИДНЫЙ СПЕКТР, АКТИВНОСТЬ АНТИОКСИДАНТНЫХ ФЕРМЕНТОВ, СОДЕРЖАНИЕ СУБСТРАТОВ УГЛЕВОДНОГО ОБМЕНА

В МОЗГЕ, СЕРДЦЕ И ПЕЧЕНИ ПРИ РАЗЛИЧНЫХ СПОСОБАХ МОДЕЛИРОВАНИЯ ТОТАЛЬНОЙ ИШЕМИИ.

3.1. Липидный спектр, активность антиоксидантных ферментов, содержание субстратов углеводного обмена в ткани мозга при острой кровопотере.

3.2. Липидный спектр, показатели перекисного окисления липидов, активность супероксиддисмутазы, содержание субстратов углеводного обмена в ткани сердца при острой кровопотере.

3.3. Липидный спектр, содержание субстратов углеводного обмена в ткани печени при острой кровопотере.

3.4. Липидный спектр, активность антиоксидантных ферментов, содержание продуктов перекисного окисления липидов и субстратов углеводного обмена в ткани мозга, сердца и печени при пережатии сердечно-сосудистого пучка.

Глава 4. АДАПТИВНЫЕ ИЗМЕНЕНИЯ ФОСФОЛИПИДНОГО КОМПОНЕНТА МЕМБРАН ТКАНИ ПЕЧЕНИ И МИОКАРДА В РАННЕМ ПОСТРЕПЕРФУЗИОННОМ ПЕРИОДЕ ПОСЛЕ ОСТРОЙ КРОВОПОТЕРИ

И ВЛИЯНИЕ АНТИГИПОКСАНТОВ НА ИХ ФОРМИРОВАНИЕ.

4.1. Влияние применения озонированной аутокрови и актовегина на спектральный состав липидов печени в раннем постреперфузионном периоде.

4.1.1. Влияние применения озонированной аутокрови на липидный состав печени в раннем постреперфузионном периоде.

4.1.2. Влияние применения актовегина на спектр липидов печени в раннем постреперфузионном периоде.

4.2. Влияние оксигенированного и озонированного перфузионных растворов на липидный состав изолированного сердца в постишемическом периоде.

4.2.1. Изменения липидного состава изолированного сердца в постишемическом периоде при применении оксигенированного перфузионного раствора.

4.2.2. Изменения липидного состава изолированного сердца в постишемическом периоде при применении озонированного перфузионного раствора.

Глава 5. ИЗМЕНЕНИЕ ЛИПИДНОГО ОБМЕНА, СОДЕРЖАНИЯ СУБСТРАТОВ УГЛЕВОДНОГО ОБМЕНА И УЛЬТРАСТРУКТУРЫ МОЗГА, СЕРДЦА И ПЕЧЕНИ В ПОСТРЕПЕРФУЗИОННОМ ПЕРИОДЕ ПОСЛЕ ПЕРЕЖАТИЯ СЕРДЕЧНО-СОСУДИСТОГО ПУЧКА.

5.1. Липидный спектр, состояние перекисного окисления липидов, активность антиоксидантных ферментов, содержание субстратов углеводного обмена, ультраструктура ткани головного мозга в постреперфузионном периоде.

5.1.1. Ранний постреперфузионный период.

5.1.2. Отдаленный постреперфузионный период (14-е сутки).

5.1.3.Отдаленный постреперфузионный период (30-е сутки).

5.2. Липидный спектр, состояние перекисного окисления липидов, активность антиоксидантных ферментов, содержание субстратов углеводного обмена, ультраструктура сердца и печени в постреперфузионном периоде.

5.2.1. Ранний постреперфузионный период.

5.2.2. Отдаленный постреперфузионный период (14-е сутки).

5.2.3. Отдаленный постреперфузионный период (30-е сутки).

Глава 6. ВЛИЯНИЕ ПРИМЕНЕНИЯ МЕКСИДОЛА НА СОСТОЯНИЕ ЛИПИДНОГО ОБМЕНА, СОДЕРЖАНИЕ СУБСТРАТОВ УГЛЕВОДНОГО

ОБМЕНА И УЛЬТРАСТРУКТУРУ МОЗГА, СЕРДЦА И ПЕЧЕНИ В ПОСТРЕПЕРФУЗИОННОМ ПЕРИОДЕ.

6.1. Влияние применения мексидола на спектральный состав липидов, процессы перекисного окисления липидов, активность антиоксидантных ферментов, содержание субстратов углеводного обмена и ультраструктуру мозга в постреперфузионном периоде.

6.1.1. Ранний пострепефузионный период.

6.1.2. Отдаленный постреперфузионный период (30-е сутки).

6.2. Влияние применения мексидола на спектральный состав липидов, процессы перекисного окисления липидов, активность антиоксидантных ферментов, содержание субстратов углеводного обмена и ультраструктуру сердца в постреперфузионном периоде.

6.2.1. Ранний пострепефузионный период.

6.2.2. Отдаленный постреперфузионный период (30-е сутки).

6.3. Влияние применения мексидола на спектральный состав липидов, процессы перекисного окисления липидов, активность антиоксидантных ферментов, содержание субстратов углеводного обмена и ультраструктуру печени в постреперфузионном периоде.

6.3.1. Ранний пострепефузионный период.

6.3.2. Отдаленный постреперфузионный период (30-е сутки).

Глава 7. ВЛИЯНИЕ ПРИМЕНЕНИЯ АКТОВЕГИНА НА СОСТОЯНИЕ ЛИПИДНОГО ОБМЕНА, СОДЕРЖАНИЕ СУБСТРАТОВ УГЛЕВОДНОГО ОБМЕНА И УЛЬТРАСТРУКТУРУ МОЗГА, СЕРДЦА И ПЕЧЕНИ

В ПОСТРЕПЕРФУЗИОННОМ ПЕРИОДЕ.

7.1. Влияние применения актовегина на липидный состав, содержание продуктов перекисного окисления липидов, активность антиоксидантных ферментов и содержание субстратов гликолитического обмена в ткани мозга в постреперфузионном периоде.

7.1.1. Ранний постреперфузионный период.

7.1.2. Отдаленный постреперфузионный период (30-е сутки).

7.2. Влияние применения актовегина на липидный состав, содержание продуктов перекисного окисления липидов, активность антиоксидантных ферментов и содержание субстратов гликолитического обмена в сердце и печени в постреперфузионном периоде.

7.2.1. Ранний постреперфузионный период.

7.2.2. Отдаленный постреперфузионный период (30-е сутки).

Глава 8. ВЛИЯНИЕ ПРИМЕНЕНИЯ ОЗОНИРОВАННОГО ФИЗИОЛОГИЧЕСКОГО РАСТВОРА НА СОСТОЯНИЕ ЛИПИДНОГО ОБМЕНА, СОДЕРЖАНИЕ СУБСТРАТОВ УГЛЕВОДНОГО ОБМЕНА И УЛЬТРАСТРУКТУРУ МОЗГА, СЕРДЦА И ПЕЧЕНИ

В ПОСТРЕПЕРФУЗИОННОМ ПЕРИОДЕ.

8. 1. Влияние применения озонированного физиологического раствора на состояние липидного обмена, содержание субстратов углеводного обмена и ультраструктуру мозга в постреперфузионном периоде.

8.1.1. Ранний постреперфузионный период.

8.1.2. Отдаленный постреперфузионный период (30-е сутки ).

8.2. Влияние применения озонированного физиологического раствора на состояние липидного обмена, содержание субстратов углеводного обмена и ультраструктуру сердца и печени в постреперфузионном периоде.

8.2.1. Ранний постреперфузионный период.

8.2.2. Отдаленный постреперфузионный период (30-е сутки).

Введение Диссертация по биологии, на тему "Состояние липидного обмена жизненно важных органов в постреперфузионном периоде и его модификация антигипоксантами"

Как известно, в клетке липиды выполняют различные функции: мембранообразующую, резервно-энергетическую, рецепторно-посредниковую, регуляторно-сигнальную (81, 108, 301, 426). ДНК-связанные пулы липидов участвуют в регуляции активности генома (242, 248). Для всех видов и аспектов метаболизма клетки особенно важна мембранообразующая функция липидов (22, 30, 56, 181). Фосфолипиды, образуя структурную основу биологических мембран и определяя ее фазовое состояние, играют роль эффекторов липидзависимых мембранных белков, обеспечивающих метаболические, транспортные, регуляторные и рецепторные функции (56, 103, 408, 418). Гомеостаз мембран, их основного компонента - фосфолипидов определяется тремя факторами: синтезом фосфолипидов de novo; фосфолипазами и ацилтрансферазами, осуществляющими реакции деацилирования и реацилирования; процессами перекисного окисления липидов (62). При экстремальных состояниях, в частности при тотальной ишемии, нарушение мембранного гомеостаза является одним из ключевых звеньев, определяющих обратимый или необратимый характер повреждения клеток (22, 177, 337, 442). Следует отметить, что адаптивные изменения фосфолипидного компонента мембран клеток органов, обладающих разной устойчивостью к дефициту кислорода, в отдаленном постреперфузионном периоде изучены недостаточно. Данные исследования необходимы для осмысления механизмов адаптации живых систем на клеточном уровне и наиболее полного выявления генетически детерминированных возможностей организма при ишемии/реперфузии. Актуальным является и поиск путей эффективного воздействия на физико-химические свойства липидного бислоя с целью формирования на этом уровне устойчивых защитно-приспособительных реакций в постреперфузионном периоде, позволяющих сохранить структурно-функциональную целостность мембран и жизнедеятельность организма в целом.

Однотипность механизмов, вызывающих изменение фосфолипидного компонента мембран клеток различных органов при ишемии указывает на возможность их коррекции антигипоксантами метаболического типа действия, и в связи с этим актуальной представляется оценка эффективности их применения в раннем постишемическом периоде. Препараты этого класса нормализуют энергетический обмен в условиях гипоксии (147, 151, 231). Большинство из них проявляют свойства антиоксидантов, что усиливает их антигипоксический эффект (14, 147, 241). В проблеме поиска результативных методов адаптации тканей и органов к гипоксии актуальным является изучение эффективности применения методов окислительной терапии и, в частности, озонотерапии, обладающей комплексным воздействием на организм (25, 27, 189, 190). Противогипоксическое действие озона обусловлено его влиянием на кислородный гомеостаз тканей, а также способностью активировать метаболизм клетки (27, 118, 293, 405). Озон, как считают авторы (117, 118, 119), способствует оптимизации про- и антиоксидантных систем организма. Данный биологический эффект реализуется через влияние на клеточные мембраны и заключается в нормализации баланса уровней продуктов ПОЛ и антиоксидантной системы защиты.

Цель исследования: изучить адаптивные постреперфуз ионные изменения обмена липидов жизненно важных органов и разработать концепцию действия антигипоксантов на защитно-компенсаторные реакции организма на клеточном уровне.

Для достижения поставленной цели решались следующие задачи:

Исследования изменений обмена липидов в динамике постреперфузионного периода имеют фундаментальное значение для понимания адаптивных возможностей организма на молекулярном уровне при воздействии экстремального фактора, а также представляют определенный интерес для выяснения роли липидов в развитии дизрегуляции функций органов и систем в отдаленном постишемическом периоде. Полученные результаты могут служить основой при проведении доклинических и клинических испытаний вновь синтезируемых фармакологических препаратов и средств природного происхождения и разработке способов повышения резистентности органов и организма в целом к гипоксическому воздействию.

Публикации. По теме диссертации опубликовано 43 научные работы. В ведущих рецензируемых научных журналах и изданиях, рекомендованных ВАК, опубликовано 11 работ.

Апробация работы. Основные положения диссертации доложены и обсуждены на Международном симпозиуме «Хроматография в биологии и медицине» (М., 1986), Всесоюзной конференции «Искусственная гипотермия» (Новосибирск, 1987), Всесоюзной конференции «Оценка фармакологической активности химических соединений: принципы и подходы» (М., 1989), IV Всесоюзном съезде патофизиологов (Кишинев, 1989), II Всесоюзной конференции «Озон: получение и применение» (М., 1991), II Всесоюзной конференции «Фармакологическая коррекция гипоксических состояний» (Гродно, 1991); Всероссийских научно-практических конференциях «Озон в биологии и медицине» (Н. Новгород, 1992, 1995, 2003), I, II и III Российских конгрессах по патофизиологии с международным участием (М., 1996, 2000, 2004), Всероссийских конференциях «Гипоксия: механизмы, адаптация, коррекция» (М., 1997, 2002), II Международном конгрессе по применению озона (Гавана. Куба, 1997), III Всероссийской научно-практической конференции «Озон и методы эфферентной терапии» (Н. Новгород, 1998), 13-ом Международном конгрессе по озону (Осака. Япония, 1998), Международном симпозиуме «Теоритические и клинические проблемы современной реаниматологии» (М., 1999), Международной научно-практической конференции «Локальное и парентеральное применение озонотерапии» (Харьков. Украина, 2001), IX Российском национальном конгрессе «Человек и лекарство» (М., 2002), I научно-практической конференции Азиатско-Европейского союза озонотерапевтов (Н.Новгород. Болдино, 2006).

Положения, выносимые на защиту:

Заключение Диссертация по теме "Физиология", Андреева, Наталья Николаевна

3. Основные результаты диссертации могут быть включены в учебные программы по биологии, физиологии, биохимии, патофизиологии, анестезиологии и реаниматологии при подготовке специалистов медико-биологического профиля.

302

ПРАКТИЧЕСКИЕ РЕКОМЕНДАЦИИ

1. Выявленные общие закономерности и тканеспецифические особенности адаптивных изменений фосфолипидного компонента мембран жизненно важных органов при тотальной ишемии, моделированной различными способами, и в постреперфузионном периоде являются основой для проведения доклинических и клинических испытаний синтетических антигипоксантов и средств природного происхождения при решении вопросов коррекции гипоксических состояний.

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Андреева, Наталья Николаевна, Нижний Новгород

1. Авцын, А.П. Ультраструктурные основы патологии клетки / А.П. Авцын, В.А. Шахламов. М.: Медицина, 1979. - 318 с.

2. Андреева, Н.Н. Влияние применения гутимина в предишемическом периоде на фосфолипиды миокарда во время реперфузии / Бояринов Г.А., Н.Н.Андреева, И.В.Мухина //Вопр. мед. химии. 1993. - Т.39, № 4. - С. 34-38.

3. Андрианова, И.Г. Цитохром и его роль в процессах тканевого дыхания / И.Г. Андрианова, Н.Д. Сидорова // Цитохром С и его клиническое применение: сб. науч. тр. Лен.: НИИ гематологии и переливания крови, 1990. - С. 5-9.

4. Активация сфингомиелинового цикла и накопление холестерина в коре, гипокампе и мозжечке крыс при действии фактора некроза опухоли альфа / У.А. Рожнова и др. // Нейрохимия.- 1999. Т. 16, № 4. - С.302-309.

5. Актовегин в хирургии, внутренней медицине, лучевой терапии, дерматологии, спортивной медицине, общей медицинской практике: Научно-медицинская документация. Хавслуид Найкомед Фарма АГ, Линц, Австрия, -1992.- 62 с.

6. Актовегин в реаниматологии / О.П. Врубелевский и др. // Новые аспекты применения актовегина в клинической практике: сб. науч. тр. М., 1995.-С.42-52.

7. Алексеева, Г.Ф. Экстрацеребральные факторы в формировании постгипоксических энцефалопатий // Труды международ, симпозиума. М. -1991.-С. 161-169.

8. Алесенко, А.В. Функциональная роль сфингозина в индукции пролиферации и гибели клеток // Биохимия. 1998. - Т. 63, вып. 1. - С.77-86.

9. Алехина, С.П. Озонотерапия: клинические и экспериментальные аспекты: монография / С.П. Алехина, Т.Г. Щербатюк. Н. Новгород: Литера, 2003.-240 с.

10. Алмазов, В.А. Перекисное окисление липидов и газовый состав крови при озонотерапии в постреанимационном периоде / В.А. Алмазов, К.Н. Конторщикова, B.C. Гуревич // Бюлл. экспер. биологии и медицины. 1991. - № 5. - С. 486-488.

11. Анаэробное образование сукцината и облегчение его окисления -возможные механизмы адаптации клетки к кислородному голоданию / Е.И. Маевский и др. // Биофизика. 2000. - Т.45, № 3. - С. 509-513.

12. Антигипоксические эффекты и механизмы действия некоторых производных 3-оксипиридинов / Г.Н. Чернобаева и др. // Итоги науки и техники. Серия: Фармакология. Химиотерапевтические средства/ под ре. Л.Д.Лукьяновой.- М.:ВИНИТИ, 1991.- Т. 27. С. 26-39.

13. Антиоксидантные свойства производных 3-оксипиридина: мексидола, эмоксипина и проксипина / Г.И. Клебанов и др. // Вопр. Мед. Химии. 2001.Т. 47, №. - С. 288-300.

14. Антиоксидантная терапия препаратом мексидол в лечении острой стадии ишемического инсульта: Методичесике рекомендации / Н.В. Миронов и др.. М.: МЦУДП РФ, 2002. - 8 с.

15. Антиоксиданты и атеросклероз: критический анализ проблемы и направление дальнейших исследований/ В.З.Ланкин и др. // Патогенез. 2004. -№ 1.-С. 71-86.

16. Антипенко, А.Е. Постсинаптическая трансформация сигнала, Вторичные посредники. G-белки и протеинкиназы нервной ткани // Нейрохимия: сб. науч. трудов / под ред. И.П. Ашмарина, П.В. Стукалова. М.: Ин-т Биомедицинской Химии РАМН, 1996. - С. 334-371.

17. Антонов, В.Ф. Липидные поры и стабильность клеточных мембран /

18. B.Ф. Антонов, Е.В. Шевченко // Вестник Росс. Акад. Мед. Наук. 1995. - № 10.1. C. 48-55.

19. Арчаков А.И. Оксигенация биологических мембран / А.И. Арчаков. -М.: Наука, 1983. 54с.

20. Асатиани, B.C. Новые методы биохимической фотометрии / B.C. Асатиани. М.: Наука, 1965. - 541 с.

21. Бароян, Р.Г. Простагландины взгляд на будущее / Р.Г. Бароян. - М.: Медицина, 1983.- 199 с.

22. Биленко, М. В. Ишемические и реперфузионные повреждения органов / М.В. Биленко. М.: Медицина, 1989. - 368 с.

23. Биохимия липидов и их роль в обмене веществ: сб. науч. тр. /под ред. С.Е. Северина. М.: Наука, 1981. - 168 с.

24. Боголепов, Н.Н. Ультраструктура мозга при гипоксии / Н.Н. Боголепов. М.: Медицина, 1979, - 164 с.

25. Бояринов, Г.А. Метаболические эффекты нейотропного действия актовегина в условиях гипоксии / Г.А. Бояринов, А.А. Пенкнович, И.В. Мухина // Эксперим. и клиническая фармакология. 1999. - Т. 62, № 2. - С. 61-63.

26. Бояринов, Г.А. Озонированное искусственное кровообращение (эксериментальное обоснование и результаты клинического применения) / Г.А. Бояринов, В.В. Соколов. Н. Новгород: Покровка, 1999. - 318 с.

27. Бояринов, Г.А. Растворимость и распад озона в физиологическом растворе / Г.А.Бояринов, А.С. Гордецов // Нижегородский мед. журнал. 2000. -№ 2. - С. 40-45.

28. Бояринов, Г.А. Клинические аспекты применения актовегина в интенсивной терапии и реаниматологии: учебное пособие / Г.А. Бояринов, С. А. Румянцева, О.В. Военное. Н.Новгород: НГМА, 2003. - 66 с.

29. Бурлакова, Е.Б. Роль липидов в процессе передачи информации в клетке// Биохимия липидов и их роль в обмене веществ: сб. науч. тр. / под ред. С.Е. Северина.-М.: Наука, 1981.-С. 23-24.

30. Вальдман, А.В. Влияние производных 3-оксипиридиноа на центральную нервную систему / А.В. Вальдман, Т.А. Воронина, Л.Д. Смирнов // Бюлл. экспер. биологии и медицины. 1985. - № 1. - С.60-62.

31. Ведущие патогенетические факторы постреанимационной кардиодепрессии / В.Т.Долгих и др. // Теорет. и клин, проблемы современной реаниматологии: материалы межд. симпозиума, посвященного 90-летию акад. РАМН В.А. Неговского (М., 1999). М., 1999. - С. 56.

32. Влияние антиоксидантного препарата гистохром на сократительную функцию и метаболизм изолированного сердца крысы в условиях «кальциевого парадокса», ишемии и реперфузии / А.А. Винокуров и др. // Вопр. мед. химии. 2001. - Т. 47, № 5. - С. 483-490.

33. Влияние восстановленной и окисленной форм глутатиона на активность сфингомиелиназы и содержание сфингомиелина и продуктовпероксидного окисления липидов в печени мышей / А.Н. Цюпко и др. // Биохимия. 2001. - Т. 66, вып.9. - С. 1263-1270.

34. Влияние гипербарического кислорода на перекисное окисление и содержание фосфолипидов в головном мозге крыс/ Н.Ю. Новоселова и др. // Бюлл. экспер. биологии и медицины. 1999. - Т. 128, № 9. - С. 261-263.

35. Влияние гипербарической оксигенации на коррекцию окислительного стресса и гипоксии / И.И. Дементьева и др. // Гипоксия: механизмы, адаптация, коррекция: материалы IV Росс. конф. (М. 12-14 октября, 2005г). М.: ГУ НИИ ОПП РАМН. - 2005. - С. 35-36.

36. Влияние гипоксии различного происхождения на функциональную активность лизосомного аппарата / М.М. Середенко и др. // Физиологический журнал. 2000. - Т. 46, № 4. - С. 45-51.

37. Влияние ЛФХ на чувствительность сердца к ацетилхолину и параметры связывания хинуклидинилбензилата с мембранами миокарда / Н.В. Показова и др. // Росс, физиол. журнал. 1998. - Т. 84, № 10. - С. 969-978.

38. Влияние мексидола и его структурных компонентов на содержание углеводов и перекисное окисление липидов при остром стрессе / Т.А. Девяткина и др. // Вопр. мед. химии. 1999. - № 3. - С.

39. Влияние ограничения интенсивности гиперперфузии на постреанимационные изменения перекисного окисления липидов / А.С. Разумов и др. // Анестезиология и реаниматология. 2000. - № 6. - С. 49-51.

40. Влияние озонированного физиологического раствора на ультраструктуру неокортекса и печени / Е.И. Яковлева и др. // Приложение к Нижегород. мед. журналу: тез. докл. V Всеросс. научно-практ. конф.: Озон в биологии и медицине. 2003. - С. 16.

41. Влияние окклюзионной ишемии мозга на функциональное состояние внутренних органов / J1.B. Молчанова и др. // Анестезиология и реаниматология. 2001. - № 6. - С. 54-56.

42. Влияние сукцината натрия на функциональные, биохимические и морфологические показатели восстановления ЦНС у крыс после 10 мин остановки кровообращения / Ю.В. Заржецкий и др. // Анестезиология и реаниматология. 1994. - № 5. - С. 44-48.

43. Влияние триметазидина на метаболизм мозга при острой ишемии, осложненной гипоксией / А.В. Смирнов и др. // Бюлл. экспер. биол. и мед. -2000.-№2.-С. 142-144.

44. Влияние янтарной кислоты на постреанимационную патологию ЦНС и организма в целом / Е.А. Мутускина и др. // Анестезиология и реаниматология. 1996. № 5. - С. 61-63.

45. Воронина, Т.А. Механизм действия и обоснование применения препарата мексидол в неврологии: методические рекомендации/Т.А,Воронина, Л.Д.Смирнов, И.И.Горяйнова. М.: Ин-т биохимической физики, НИИ фармакологии РАМН, 2002.- 14с.

46. Воронина, Т.А. Ноотропные препараты, достижения и новые проблемы / Т.А. Воронина, С.Б. Серединин // Эксперимен. и клин, фармакология. 1998. - Т. 61, № 4. - С. 3-9.

47. Гастаева, С.В. Метаболизм фосфолипидов в субклеточных структурах ткани мозга крыс при тяжелой гипоксии / С.В. Гастаева, Т.В. Райзе, J1.M. Шарагина // Нейрохимия. 1991. - Т. 3, вып. 3. - С. 284-286.

48. Гацура, В.В. Интермедиа™ цикла Кребса и электронакцепторные системы как новые кардиофармакологические средства / В.В. Гацура, В.В. Пичугин // Вест. АМН СССР. 1982. - № 5. с. 34-38.

49. Геннис, Р. Биомембраны. Молекулярная структура и функции / Р. Геннис. -М.: Мир, 1997.-621 с.

50. Гераськин, В.А. Гипероксия и окислительные модификации липидов крови, как факторы развития анемии у новорожденных детей: автореф. дис. . канд. мед. наук: 14.00.16. / Гераськин Владимир Анатольевич. Саранск, 2004. -18 с.

51. Гланц, С. Медико-биологическая статистика / С. Гланц. М.: Практика, 1999.-459 с.

52. Гогвадзе, В.Г. Участие фофолипазы Аг в индуцируемом продуктами перекисного окисления липидов разобщении митохондрий печени крыс / В.Г. Гогвадзе, Н.Н. Брустовецкий, А.А. Жукова// Биохимия. 1990. - Т. 55, вып. 12. -С. 2195-2199.

53. Гринберг, А. Роль липидов в метаболизме сердечной мышцы // Медикография. 1999. - № 2. С. 29-38.

54. Гуткин, Д.В. Активность антиоксидантных ферментов миокарда при его ишемии / Д.В. Гуткин, Ю.А. Петрович // Бюлл. экспер. биол. и мед. 1982. -№4.-С.451-453.

55. Демуров, Е. А. Метаболические и нейрогуморальные механизмы ишемических повреждений миокарда. Серия: Физиология человека и животных/ Е. А. Демуров, В.Ф. Игнатова. М.: ВИНИТИ, 1985. - Т. 30. - 157 с.

56. Динамика изменений клеток Пуркинье мозжечка в постреанимационном периоде: морфометрический и ультраструктурный анализ / И.В. Саморукова и др. // Бюлл. экспер. биол. и мед. 2000. - Т. 129, № 1. - С. 103-108.

57. Добротина, А.Ф. Влияние различных концентраций озона на метаболические показатели крови у женщин с анемией при беременности / А.Ф. Добротина, С.П. Перетягин, К.Н. Конторщикова // Нижегород. мед. журнал. -1995.-№ 1.-С. 5-8.

58. Долгих, В.Т. Влияние острой смертельной кровопотери на перекисное окисление липидов сердца в постреанимационном периоде // Вопр. мед. химии. 1987.-№6.-С. 31-36.

59. Долгих, В.Т. Использование изоптина для предупреждения постреанимационных повреждений организма // Терминальные состояния: патогенез, клиника и лечение: сб. науч. тр. / под ред. Л.В. Полуэктова, В.В. Лобова. Омск: Омский мед. ин-т. - 1987. - С. 3-6.

60. Долгих, В.Т. Нарушение сократимости сердца после клинической смерти, вызванной острой кровопотерей / В.Т. Долгих, А.В. Мордык, Н.А. Баранец // Анестезиология и реаниматология. 1996. № 5. - С. 42-45.

61. Долгих, В.Т. Структурные основы постреанимационной сердечной недостаточности / В.Т. Долгих, A.M. Кочетков, С.В. Долгих // Общая реаниматология. 2005. - Т.1, № 2. - С. 20-25.

62. Дубинина, Е.Е. Роль активных форм кислорода в качестве сигнальных молекул в метаболизме тканей при состояниях окислительного стресса // Вопр. мед. химии. 2001. - Т. 47, № 6. - С. 561-581.

63. Дубинина, Е.Е. Роль супероксидного анион-радикала и супероксиддисмутазы в тканях организма // Успехи соврем, биологии. 1989. -Т.108, вып. 1(4).-С. 3-19.

64. Дюмаев, К.М. Антиоксиданты в профилактике и терапии патологий ЦНС / К.М. Дюмаев, Т.А. Воронина, Л.Д. Смирнов. М.:НИИ БМХ РАМН, 1995.- 154 с.

65. Дятловицкая, Э. В. Зависимость биоэфекторных свойств сфинголипидов от строения их гидрофобного фрагмента // Биохимия. 1998. -Т. 63, вып. 1.-С. 67-74.

66. Дятловицкая, Э. В. Липиды как биоэффекторы/ Э. В. Дятловицкая, В.В. Безуглов // Биохимия. 1998. - Т. 63, вып. 1. - С. 3-5.

67. Евтушенко, А.Я. Основные принципы коррекции нарушений кровообращения в раннем постреанимационном периоде / А.Я. Евтушенко, Г.В. Лисаченко // Анестезиология и реаниматология. 1994. - № 5. - С. 35-38.

68. Ершова, О.В. Опыт применения актовегина и инстенона в кардиологической и неврологической практике/ О.В. Ершова, Л.Д.Чеснокова, Н.В. Шелякова // Актовегин. Новые аспекты применения в клинической практике: сб. науч. тр. М., 1997. - С.87-90.

69. Жемарина, Н.В. Влияние парентерального введения озона на функциональный элемент миокарда собак при циркуляторно-гемической гипоксии: автореф. дис. . канд. биол. наук: 03.00.13 / Жемарина Наталья Валерьевна. Н.Новгород, 1997. - 21 с.

70. Зайчик, А.Ш. Основы патохимии / А.Ш. Зайчик, Л.П. Чурилов. СПб.: ЭЛБИ-СПб, 2000. - 688 с.

71. Закономерности изменений биохимических показателей плазмы крови в постреанимационном периоде после остановки кровообращения и геморрагического шока в эксперименте / Л.В. Молчанова и др. // Бюлл. экспер. биол. и мед. 2000. Приложение 2, С. 37-39.

72. Зенков, Н.К. Окислительный стресс. Биохимичесике и патофизиологические аспекты / Н.К. Зенков, В.З. Ланкин, Е.Б. Меньшикова. -М.: МАИК Наука/Интерпериодика, 2001. 343 с.

73. Идов, Н.Э. Аспекты применения озона в медицине // Анестезиология и реаниматология. 1997. - № 1. - С. 90-94.

74. Изменения в кардиомиоцитах сердца крысы в условиях аноксии / С.Б. Казимирчук и др. // Митохондрии в патологии: материалы Всеросс. Рабочего совещания (Пущино, 2001 г.). Пущино, 2001. - С. 69-71.

75. Изменения жирнокислотного состава фосфолипидов изолированного сердца крыс в условиях постишемической реперфузии / В.В. Фролькис и др. // Журнал акад. мед. наук Украины. 2001. - Т.7, № 2. - С. 333-346.

76. Иматдиева, P.M. Влияние фруктозо-1,6-дифосфата, цитохрома С и их комбинации на размеры зоны некроза при транзиторной ишемии миокарда // Экспер. и клин, фармакология. 1997. - Т. 60, № 1. - С. 32-34.

77. Интенсивная терапия постгипоксической энцефалопатии / В.В. Щуковский и др. // Анестезиология и реаниматология. 1996. - №3. - С. 40-43.

78. Использование даларгина для предупреждения постреанимационной гемостазиопатии / Ф.И. Разгонов и др. // Бюлл. эксперим. биол. и мед. 2000.-Приложение 2. - С. 57-60.

79. Кардиопротекторное действие экзогенного креатинфосфата при острой кровопотере / О.В. Корпачева и др. // Анестезиология и реаниматология. 2002. - № 6. - С. 13-16.

80. Кейтс, М, Техника липидологии. Выделение, анализ и идентификация липидов / пер. с англ. В.А. Вавера. М.: Мир, 1975. - 322 с.

81. Климов, А.Н. Обмен липидов и липопротеидов и его нарушения /А.Н. Климов, Н.Г. Никульчева. СПб.: Питер, 1999.- 505с.

82. Клинические аспекты озонотерапии / под ред. А.В. Змызгова, В.А. Максимова. М.: НПЦ Озонотерапии, 2003. - 287с.

83. Клинико-физиологические эффекты использования актовегина в комплексе интенсивной терапии / Э.М.Николаенко и др. // Новые аспекты применения актовегина в клинической практике: сб. науч. тр. М. - 1995. - С. 32-41.

84. Когтева, Г. С. Ненасыщенные жирные кислоты как эндогенные биорегуляторы / Г. С.Когтева, В.В. Безуглов // Биохимия. 1998. - Т. 63, вып. 1. -С. 6-15.

85. Кольман, Я. Наглядная биохимия / Я. Кольман, К.-Г. Рем. пер. с нем. А.В. Козлова, Е.С. Левиной, П.Д. Решетова /под ред. П.Д. Решетова, Т.Н. Соркиной. М.: Мир, 2000. 469 с.

86. Кондрашова, М.Н. Активация сукцинатдегидрогеназы как основа «анаэробной» работы и устойчивости к гипоксии / М.Н. Кондрашова, Е.И. Маевский // Митохондриальные процессы во временной организации жизнедеятельности: сб. науч. тр. Пущино, 1978. - С.6-12.

87. Кондрашова, М.Н. Антиоксидантное действие прооксидантов (Вс1-2, супероксид воздуха, янтарная кислота) // Гипоксия: механизмы, адаптация, коррекция: материалы Всеросс. конф. (М., 2-4 декабря 1997 г.) М.: БЭБиМ, 1997.-С. 60.

88. Кондрашова, М.Н. Регуляция энергетического обмена и физиологическое состояние организма / М.Н. Кондрашова, Е.И. Маевский. М.: Наука, 1978.-С. 5-14.

89. Кондрашова, М.Н. Трансаминазный цикл окисления субстратов в клетке как механизм адаптации к гипоксии// Фармакологическая коррекция гипоксических состояний: сб. научных тр. М., 1989. - С. 51-66.

90. Конев, С.В. Озонобиология: молекулярно-мембранные основы / С.В. Конев, В.К. Матус // Озон в биологии и медицине: тез. докл. I Всеросс. научно-практ. конф. (Н. Новгород, 25-26 июня 1992 г). Н. Новгород, 1992, - С. 3-4.

91. Конторщикова, К.Н. Билогические и биохимические основы озонотерапии: руководство для врачей / под ред. А.В. Змызгова, В.А. Максимова. М.: НПЦ Озонотерапии, 2003. - С. 21-51.

92. Конторщикова, К.Н. Влияние озона на интенсивность процессов перекисного окисления липидов ткани сердца крысы, изолированного на фонеклинической смерти / К.Н. Конторщикова, Т.И. Соловьева // Бюлл. экспер. биол. и мед.-1996.-№2.-С. 161-163.

93. Конторщикова, К.Н. Озонотерапия: биологические механизмы эффективности // Экспериментальная и клиническая дерматокосметология. -2004.-№3.-С. 23-30.

94. Конторщикова, К.Н. Регуляторные эффекты озона // Озонотерапия. Нижегород. мед. журнал. Приложение: тез. докл. V Всеросс. научно-практ. конф.: Озон в биологии и медицине (Н. Новгород, 21-23 мая 2003 г). - 2003. -С. 5-6.

95. Корпачев, В.Г. Моделирование клинической смерти и постреанимационной болезни у крыс / В.Г. Корпачев, С.П. Лысенков, Л.З. Телль // Патол. физиология и эксперим. терапия. 1994. - № 5. - С. 44-48.

96. Коррекция последствий постишемического реперфузионного повреждения головного мозга цитофлавином / В.В. Бульон и др. // Бюлл. эксперим. биол. и мед. 2000. - Т. 29, - № 2. - С. 149-151.

97. Коррекция постреанимационных нарушений поведенческих реакций мексидолом и киотофином / Н.А. Горенкова и др. // Анестезиология и реаниматология. 2002. - № 6. - С. 63-66.

98. Косолапов, В.А. Антиоксидантная защита и перекисное окисление липидов в тканях крыс после гипобарической гипоксии / В.А.Косолапов, О.В.

99. Островский, А.А. Спасов // Бюлл. экспер. биол. и мед. 1998. - № 11. - С. 519521.

100. Котов, С. А. Клинико-нейрофизиологическое обоснование озонотерапии заболеваний нервной системы: автореф. дис. . д.м.н.: 14. 00. 13/ Котов Сергей Александрович. Иваново, 2000. - 42 с.

101. Коттрелл, Е.Д. Защита мозга // Анестезиология и реаниматология. -1996,-№2.-С. 81-85.

102. Крепе, Е.М. Липиды клеточных мембран. Эволюция липидов мозга. Адаптационная функция липидов / Е.М. Крепе. Ленинград: Наука, 1981. -338 с.

103. Кузьмина, Е.И. Применение индуцированной хемилюминесценции для оценок свободнорадикальных реакций в биосубстратах / Е.И. Кузьмина, Л.С. Нелюбин, М.К. Щенникова // Биохимия и биофизика микроорганизмов. -Горький, 1983.-С. 41-48.

104. Кулагина, Т. П. Влияние судорожной активности на липиды гомогената нейрональных и глиальных ядер коры головного мозга крыс / Т. П. Кулагина, Н.А. Шевченко, В.И. Архипов // Биохимия. 2004, Т. 69, вып. 10, С. 1404-1409.

105. Ланкин, В.З. Свободнорадикальные процессы в норме и при патологических состояниях: пособие для врачей / В.З.Ланкин, А.К. Тихазе, Ю.Н. Беленков. М.: РК НПК МЗ РФ, 2001. - 78 с.

106. Панкин, В.З. Свободнорадикапьные процессы при заболеваниях сердечно-сосудистой системы / В.З. Панкин, А.К. Тихазе, Ю.Н. Беленков // Кардиология. 2000. -Т. 40, № 7. - С. 48-61.

107. Лапшин, Р.Д. Функциональная оценка состояния головного мозга крыс при действии озонированного физиологического раствора: автореф. дис. . канд.биол.наук: 03. 00. 13 / Лапшин Роман Дмитриевич Н. Новгород, 2001. -23 с.

108. Лебедев, А.С. Перекисное окисление липидов в миокарде крыс после оживления // Терминальные состояния: сб. науч. тр. / Новосиб. Госуд. Мед. инт. Новосибирск, 1983. - С. 3-5.

109. Левитина, Е.В. Влияние мексидола на клинико-биохимические проявления перинатальной гипоксии у новорожденных детей // Эксперим. и клин, фармакология. 2001. - Т. 64, № 5. - С. 34-36.

110. Лескова, Г.Ф. Роль нарушений липидного обмена в патогенезе геморрагического шока и пути их коррекции // Успехи сов. биол. 2001. - Т. 121, № 1,-С. 79-90.

111. Лескова, Г.Ф. Роль нарушений состава мембранных фосфолипидов клеток-мишеней в патогенезе постгеморрагической гипоксии // Гипоксия:механизмы, адаптация, коррекция: материалы III Всеросс. конф. (М., 2002 г). -М.: РАМН, 2002. С. 76.

112. Литвицкий, П.Ф. Патогенетические и адаптивные изменения в сердце при его регионарной ишемии и последующем возобновлении кровотока // Патол. физиология. 2002. - № 2. - С. 2-12.

113. Лукьянова, Л. Д. Антигипоксические эффекты некоторых производных 3-оксипиридина на изолированный миокард крыс / Л.Д. Лукьянова, Р.Е. Атабаева, С.Ю. Шепелева // Бюлл. эксперим. биол. и мед. -1993. Т. И5, №4.-С. 366-367.

114. Лукьянова, Л.Д. Биоэнергетические механизмы антигипоксического действия сукцинатсодержащего производного 3-оксипиридина мексидола / Л.Д. Лукьянова, Р.Е. Атабаева, С.Ю. Шепелева // Бюлл. эксперим. биол. и мед. -1993. Т. 115, № 3. С. 259-260.

115. Лукьянова, Л.Д. Новые подходы к созданию антигипоксантов метаболического действия // Вестник Росс. Акад. Мед Наук. 1999. - № 3.- С. 18-25.

116. Лукьянова, Л.Д. Роль биоэнергетических нарушений в патогенезе гипоксии // Патол. физиология и эксперим. терапия. 2004. - №2. - С. 2-11.

117. Лукьянова, Л.Д. Современные проблемы гипоксии // Вестник Росс. Акад. Мед. Наук. 2000. - № 9.- С. 3-11.

118. Лукьянова, Л.Д. Современные проблемы и перспективы фармакологической коррекции гипоксических состояний // Фармакотерапия в неврологии и психиатрии: сб. науч. тр.: М. 2002. - С. 22-34.

119. Лукьянчук, В.Д. Антигипоксанты: состояние и перспективы / В.Д. Лукьянчук, Л.В. Савченкова // Эксперим. и клин. Фармакология. 1998. - Т. 61, № 4. - С. 72-79.

120. Лунин, В.В. Физическая химия озона / В.В. Лунин, М.П. Попович, С.Н. Ткаченко // М.: МГУ, 1998. 480 с.

121. Ляхович, В.В. Структурные аспекты биохимии монооксигеназ / В.В. Ляхович, И.Б. Цырлов. Новосибирск: Наука, 1978. - 238 с.

122. Максимович, Н.Е. Степень окислительного стресса головного мозга крыс при ишемии/реперфузии в условиях коррекции Ь-аргинин-NO системы / Н.Е. Максимович, В.В. Зинчук, Д.А.Маслаков // Российский физиол. журнал. -2005.-Т. 91, №4.-С. 385-393.

123. Масленников, О.В. Руководство по озонотерапии / О.В. Масленников, К.Н. Конторщикова.- Н. Новгород: Вектор Тис, 2005. 272 с.

124. Меерсон, Ф.З. Патогенез и предупреждение стрессорных и ишемических повреждений сердца / Ф.З.Меерсон. М.: Медицина, 1984. - 272с.

125. Меньшикова, Е.Б. Антиоксиданты и ингибиторы радикальных окислительных процессов / Е.Б. Меньшикова, Н.К. Зенков // Успехи соврем. Биологии. 1993. - Т. 133, вып. 4.- С. 442-456.

126. Метелица, Д.И. Активация кислорода ферментными системами / Д.И. Метелица. М.: Наука, 1982. - 256 с.

127. Методы углубленного фармакологического исследования антигипоксантов / В.В. Гацура и др. // Итоги науки и техники. Серия: Фармакология. Химиотерапевтические средства / под ред. Л.Д.Лукьяновой. -М.: ВИНИТИ, 1991.-Т. 27.-С. 100-119.

128. Механизмы действия актовегина на центральную нервную систему в постишемическом периоде / Г.А. Бояринов и др. // Бюлл. экспер. биологии и медицины. 1998. - Т. 126, № 10. - С. 395-398.

129. Механизмы цитопротектрного действия цитохрома С и актовегина в постреанимационном периоде / И.В.Мухина и др. // Теоретические иклинические проблемы современной реаниматологии: материалы междунар. симпозиума. М. - 1999. - С. 64.

130. Мироедова, Э.П. метаболические нарушения в печени крыс при клинической смерти и в постреанимационном периоде / Э.П. Мироедова, Н.А. Пещерова // Терминальные состояния: научные труды / Новосиб. Госуд. Мед. ин-т. Новосибирск, 1983. - С. 8-10.

131. Модификация липидов наружной мембраны митохондрий печени мышей и кинетических параметров мембраносвязанной моноаминоксидазы in vivo и in vitro / Е.Б. Бурлакова и др. // Вопр. мед. химии. 1984. - № 1.- С. 6671.

132. Молекулярные и клеточные механизмы ишемического повреждения мозга при геморрагическом шоке/B.Jl. Кожура и др. // Анестезиология и реаниматология. 1994. - № 3. - С. 24-28.

133. Морфофункциональные изменения в гепатоцитах при 15, 20 и 40-минутной ишемии печени / М.З. Местиашвили и др. // Georgian Medical News. -2002.-Т. 87, № 6. С. 80-82.

134. Мухина, И.В. Влияние препаратов с антигипоксическими свойствами на функциональное состояние сердца и мозга в реперфузионном периоде: автореф. дис. . докт. биол. наук: 14.00.16 / Мухина Ирина Васильевна. М., 1999.-40 с.

135. Новомлинский, В.В. Значение селективной озонотерапии при постгипоксических повреждениях печени // Озон в биологии и медицине: тез.докл. II Всерос. научно-практ. конф. (Н. Новгород, 6-8 сентября 1995 г). Н. Новгород, 1995.-С. 13.

136. Неговский, В. А. Постреанимационная болезнь / В. А. Неговский, А. М. Гурвич, Е.С. Золотокрылина. М.: Медицина, 1987. - 480 с.

137. Нордвик, Б. Механизм действия и клиническое применение препарата актовегин // Актовегин. Новые аспекты применения в клинической практике: сб. науч. тр. М., 1995. - С. 3-10.

138. Озонотерапия в коррекции расстройств метаболизма липидов при панкреатите / А.П. Власов и др. // Экспериментальная и клин. Гастроэнтерология. 2004. - № 1. - С. 119.

139. Озонотерапия в неврологии / А.В. Густов, С.А.Котов, К.Н. Конторщикова, Ю.П. Потехина. Н. Новгород: Литера, 1999. 179 с.

140. Оковитый, С.В. Антигипоксанты / С.В. Оковитый, А.В. Смирнов // Экспериментальная и клиническая фармакология. 2001. - Т. 64, № 3. - С. 76-80.

141. Опи, Л.Х. Обмен веществ и энергии в миокарде // Физиология и патофизиология сердца / под ред. Н. Спералакиса; пер. с англ. В.В. Нестеренко.-М.: Медицина, 1990. Т. 2. - С. 7-63.

142. О сигнальной и субстратной роли янтарной кислоты при гипоксии / Е.И. Маевский и др. // Гипоксия: механизмы, адаптация, коррекция:материалы IV Росс. конф. (М., 12-14 октября, 2005 г). М.: ГУ НИИ ОПП РАМН, 2005.-С. 72.

143. Особенности антигипоксического действия мексидола, связанные с его специфическим влиянием на энергетический обмен / Л.Д. Лукьянова и др. // Химико-фармацевтический журнал. 1990. - Т. 24, № 8. - С. 9-11.

144. Перетягин, С.П. О многофакторном механизме лечебного действия озона // Озонотерапия: приложение к Нижегород. мед. журналу. 2003. - С. 6-7.

145. Перетягин, С.П. Патофизиологическое обоснование озонотерапии постгеморрагичекого периода: автореф. дис. . докт. мед. наук: 14.00.16., 16.00.25 / Перетягин Сергей Петрович. Казань, 1991. - 29 с.

146. Перспективы применения антиоксидантов при гипоксии мозга / Т.А. Воронина // Гипоксия: механизмы, адаптация, коррекция: материалы III Росс, конф. (М., 7-9 октября, 2002 г). М.: ГУ НИИ ОПП РАМН, 2002. - С. 32-33.

147. Пескин, А.В. Взаимодействие активного кислорода с ДНК // Биохимия.- 1997.-Т. 62, вып. 12.-С. 1571-1578.

148. Петрович, Ю.А. Свободнорадикальное окисление и его роль в патогенезе воспаления, ишемии и стресса / Ю.А. Петрович, Д.В. Гуткин // Патофизиол. и эксперимент, терапия. 1986. - № 5. - С. 85-91.

149. Петрушина, А.Д. Патогенетическое обоснование применения мексидола в лечении гипоксически-ишемической энцефалопатии у детей / А.Д. Петрушина, Е.В. Левитина // Росс, педиатрический журнал. 2001.- № 6. -С. 4-8.

150. Пецев, Н. Справочник по газовой хроматографии / Н. Пецев, Н.Коцев М: Мир; 1987. С. 111-135.

151. Пирожков, С.В. Роль альдегидцегидрогеназ в метаболизме малонового диальдегида в печени крыс / С.В. Пирожков, Л.Ф. Панченко // Биохимия. 1988. - Т. 53, вып. 9. - С. 1443-1448.

152. Плотникова, Т.М. Церебропротекторные эффекты янтарнокислого аммония в условиях хронической ишемии мозга / Т.М. Плотникова, В.Х.Ваизов,

153. A.С. Саратников // Гипоксия: механизмы, адаптация, коррекция: материалы Всеросс. конф. (М., 2-4 декабря 1997 г). М. - 1997. - С. 95.

154. Погорелый, В.Е. Эффективность препаратов метаболического действия при циркуляторной гипоксии мозга / В.Е. Погорелый, М.Д. Гаевый // Гипоксия: механизмы, адаптация, коррекция: материалы Всеросс. конф. (М., 2-4 декабря 1997 г). М. - 1997. - С. 97.

155. Показатели липидного обмена у больных в критических состояниях /

156. B.В. Мороз и др. // Анестезиология и реаниматология. 2001. - № 6. - С. 4-6.

157. Полякова, Э.Д. Регуляция содержания холестерина в клетке // Биохимия липидов и их роль в обмене веществ: сб. науч. тр. / под ред. С.Е. Северина. -М.: Наука, 1981.-С. 120-127.

158. Постреанимационные изменения активности синтазы окиси азота и радикалообразования в отделах мозга крыс/М.В. Онуфриев и др. // Анестезиология и реаниматология. 1996. - № 5. - С. 58-60.

159. Постреанимационные изменения проницаемости гематоэнцефалического барьера и их возможное патогенетическое значение / И.В. Ганнушкина и др. // Патол. физиология и эксперимент, терапия. 1990. -№ 3.- С. 13-16.

160. Препаративная биохимия липидов / Л.Д.Бергельсон и др.. М.: Наука, 1981.-256 с.

161. Применение антиоксиданта «Мексидол» у больных с острым нарушением мозгового кровообращения: методические рекомендации / А.И. Федин и др.. М.: РГМУ, 2002. - 16с.

162. Принимает ли участие перекисное окисление липидов в летальной озоноинактивации клеток? / В.К. Матус и др. // Озон в биологии и медицине: тез. докл. I Всерос. научно-практ. конф. (Н. Новгород, 25-26 июня 1992 г). Н. Новгород, 1992.-С. 7-8.

163. Проказова, Н.В. Влияние лизофосфатидилхолина на передачу трансмембранного сигнала внутрь клетки / Н.В. Проказова, Н.Д. Звездина, А.А. Коротаева // Биохимия . 1998. - Т. 63, вып. 1. - С. 38-46.

164. Противоспалительное и иммуномодулирующее действие озонотерапии у больных хроническим обструктивным бронхитом / О.В. Александров и др. // Озонотерапия: приложение к Нижегород. мед. журналу. -2003.-С. 110-111.

165. Противоишемический кардиопротекторный эффект мексидола /В.В. Гацура и др. // Кардиология. 1996. - Т. 36, № 11. - С. 59-62.

166. Разумовский, С.Д. Динамическое моделирование физико-химических процессов в базовых манипуляциях озонотерапии / С.Д. Разумовский, В.Я. Зайцев // Озонотерапия: приложение к Нижегород. мед. журналу. 2003. - С. 8.

167. Разумовский, С.Д. Кислород-элементарные формы и свойства // М.: Химия, 1979.-304 с.

168. Разумовский, С.Д. Озон и его реакции с органическими соединениями / С.Д. Разумовский, Г.Е. Зайков // М.: Наука, 1974. 322с.

169. Распад озона в физиологическом растворе / Г.А.Бояринов и др. // Озон в биологии и медицине: тез. докл. III Всерос. научно-практ. конф. (Н. Новгород, 1998 г). Н.Новгород, 1998. - С.9-11.

170. Рахимов, М.М. Свойства фосфолипазы митохондрий печени крыс / М.М. Рахимов, О. Н. Горбатая, К.Т. Алматов // Биохимия. 1989. - Т. 54. С. 1066-1074.

171. Результаты анализа потенциально возможных реакций озона с хлоридом натрия в воде / Г.А. Бояринов и др. // Озон в биологии и медицине: тез. докл. III Всерос. научно-практ. конф. (Н. Новгород, 1998 г). Н. Новгород, 1998.-С. 4-6.

172. Риллинг, 3. Практика озонкислородной терапии: информационно-практическое пособие / 3. Риллинг, Р. Фибан // М.: Изд-во медицинской литературы д-ра Э. Фишера, 1997. 152 с.

173. Роль структуры мембран в активации мембранных фосфолипаз. 1. Активация мембранных фосфолипаз продуктами перекисного окисления липидов / Ю. Т. Тимушева и др. // Биол. мембраны. 1998. Т. 15, № 1. - С. 3642.

174. Роль сфингозин-1-фосфата в росте, дифференцировке и смерти клеток / С. Шпигель и др. // Биохимия. 1998. - Т. 63, вып. 1. - С.83-88.

175. Румянцева, С.А. Антигипоксанты в лечении острого поражения головного мозга / С.А.Румянцева, О.П. Врублевкий, И.Е. Гридчик // Русский мед. журнал. 1999. - Т. 7, № 1. - С. 42-45.

176. Рябов, Г.А. Гипоксия критических состояний / Г.А. Рябов. М.: Медицина, 1988.-288 с.

177. Рязанцева, Н.В. Изменения липидной фазы мембраны эритроцитов при параноидной шизофрении / Н.В.Рязанцева, В.В.Новицкий, Н.М. Кублинская // Бюлл. экспер. биол. и медицины. 2002. - Т. 133. № 1. - С. 98-101.

178. Саушев, С.В. Экспериментальное и клиническое обоснование инотропно-метаболической поддержки ишемизированного сердца буфотином и актовегином: автореф. дис. . канд. мед. наук: 14.00.16 / Саушев Сергей Вячеславович. Саранск, 1998. - 25 с.

179. Семиголовский, Н.Ю. Применение антигипоксантов в остром периоде инфаркта миокарда // Анестезиология и реаниматология. 1998. - № 2.- С. 56-59.

180. Серов, В.В. Морфологическая диагностика заболеваний печени / В.В. Серов, К. Лапиш. М.: Медицина, 1989. - С. 5-36.

181. Серов, В.В. Ультраструктурная патология / В.В. Серов, B.C. Пауков, -М.: Медицина, 1975.-431 с.

182. Скулачев, В.П. Н2С>2 сенсоры легких и кровеносных сосудов и их роль в антиоксидантной защите организма // Биохимия. - 2001. - Т. 66, № 10. -С. 1425-1427.

183. Смирнов, А.В. Антигипоксанты в неотложной медицине / А.В. Смирнов, Б.И. Криворучко // Анестезиология и реаниматология. 1998. - № 2. -С. 50-55.

184. Смирнов, А.В. Влияние амтизола и триметазидина на процессы перекисного окисления липидов в реперфузионном периоде ишемии мозга /

185. А.В. Смирнов, О.П. Миронова, И.В. Зарубина // Вопр. биол., мед. и фарм. Химии. 1999. - № 2. - С. 30-33.

186. Смирнов, А.В. Гипоксия и ее фармакологическая коррекция одна из ключевых проблем анестезиологии и интенсивной терапии / А.В. Смирнов, Б.И. Криворучко // Анестезиология и реаниматология. - 1997. - № 3. - С. 97-98.

187. Смирнов, Л.Д. |3-окси производные шестичленных азотистых гетероциклов. Синтез, ингибирующая активность и биологические свойства / Л.Д. Смирнов, К.М. Дюмаев // Химико-фармацевтический журнал. 1982. - Т. 16, №4.-С. 28-44.

188. Смирнова, Н.Н. Фосфолипидный состав плазмы крови как показатель организации фосфолипидного матрикса мембран почек и печени / Н.Н. Смирнова, В.В. Козлов, М.А. Флеров // Нефрология. 1998.- Т.2,№2. - С. 81-84.

189. Соловьева, Т.Н. Физиологическая оценка влияния озонированного перфузионного раствора на изолированное сердце крысы: автореф. дис. . канд. Биол. наук: 03.00.13 / Соловьева Татьяна Ивановна. Н. Новгород, 2000. 23 с.

190. Сравнительная оценка показателей перекисного окисления липидов сердца, печени и мозга крыс с различной устойчивостью к гипоксии / М.Л. Хачатурьян и др. // Бюлл экспер. биол. и медицины. 1996. - № 2. - С. 138-143.

191. Столярова, В.В. Исследование кардиопротекторного действия препаратов с антиоксидантной активностью при острой ишемии головного мозга // Экспер. и клин, фармакология. 2001. - Т. 64, № 6. - С. 31-33.

192. Стражевская, Н. Б. Структурная липидомика: ДНК-связанные липиды эухроматина, гетерохроматина и ядерного матрикса тимуса и печени крыс / Н. Б. Стражевская, Р.И. Жданов, А.А. Кубатиев // Патогенез. 2004. Т. 2, № 1.-С.4-8.

193. Стручков, В.А. ДНК-связанные липиды: состав и возможные функции / В.А. Стручков, Н. Б. Стражевская // Биохимия. 1993. - Т. 58, вып. 8. -С. 296-316.

194. Стручков, В.А. Роль дисульфидных мостиков остаточного белка в организации хромосомальной ДНК / В.А. Стручков, Н. Б. Стражевская, Д.Ю. Блохин // Биофизика. 1995. - Т. 40, № 2. - С. 296-316.

195. Стручков, В.А. Структурные и функциональные аспекты ядерных липидов нормальных и опухолевых клеток / В.А. Стручков, Н. Б. Стражевская // Биохимия. -2000. Т. 65, № 5. - С. 620-643.

196. Терапевтическое действие янтарной кислоты: сб. науч. тр. / под ред. М.Н. Кондрашовой. Пущино: Наука, 1996. - 236 с.

197. Ткачук, В.А. Взаимодействие между (3-адренерггическими рецепорами и аденилатциклазой сердца / В.А. Ткачук, С.И. Северин // Метаболизм миокарда. М.: Медицина, 1981. С. 176-186.

198. Трофимов, В.А. Характеристика спектра липидов фракций хроматина клеток печени мышей после частичной гепатэктомии / В.А. Трофимов, А.А. Дудко//Бюлл. экспер. биологии и медицины. 2006. Т. 141, № 1.-С. 85-88.

199. Туманова, С.Ю. липиды центральной нервной системы и структура клеточных мембран // Нейрохимия: сб. науч. тр./ под ред. И.П. Ашмарина, П.В. Стукалова. М.: Ин-т Биомедицинской Химии РАМН, 1996. С. 96-144.

200. Уикли, Б. Электронная микроскопия для начинающих / пер. с англ.-М.: Мир, 1975.-324 с.

201. Утешева, О.М. Продуцирование малонового диальдегида в печени оживленных крыс // Терминальные состояния: научные труды / Новосиб. госуд. мед. ин-т. Новосибирск, 1983. - С. 10-14.

202. Участие пальмитиновой кислоты в репарации мембран синаптосом при окислительном стрессе. Роль пальмитоилкарнитина в механизме адаптации / В.А. Тюрин и др. // Ж. эволюц. биохимии и физиологии. 1998. - Т. 34, № 1. -С. 3-10.

203. Фармакинетика водорастворимого антиоксиданта из класса 3-оксипиридинов. В.П. Жердев и др. // Бюлл. экспер. биол. и мед. 1986. № 3,1. С. 325-327.

204. Фармакологическая коррекция процесса липопероксидации при гипоксии и возможность повышения высотной устойчивости человека с помощью препратов метаболического типа действия / С.Н. Нагорнев и др. // Вестник Росс. Акад. Мед. Наук. 1996. - № 7.- С. 53-60.

205. Федорова, Т.Н. Перекисное окисление липидов при экспериментальной ишемии мозга / Т.Н. Федорова, А.А. Болдырев, И.В. Ганнушкина // Биохимия. 1999. - Т. 64, № 1. - С. 94-98.

206. Фенольные антиоксиданты / Н.К.Зенков и др..- Новосибирск: СО РАМН, 2003.-328 с.

207. Флеров, М.А. Биохимические особенности и взаимодействие нейронов и нейроглии // Нейрохимия: сб. науч. тр./ под ред. И.П. Ашмарина, П.В. Стукалова. М.: Ин-т Биомедицинской Химии РАМН, 1996. С. 193-206.

208. Фролов, В.А. Морфология митохондрий кардиомиоцита в норме и патологии / В.А. Фролов, В.П. Пухлянко, М.: Ун-т дружбы народов, 1989. -140с.

209. Функциональная активность митохондрий и генерация свободных радикалов кислорода в митохондриях после длительной ишемии миокарда: влияние ишемической предпосылки / О.В. Коркина и др. // Кардиология. -2001. -Т. 41, №6.-С. 41-45.

210. Функциональная роль анаэробного образования сукцината в клетках на уровне целого организма / Е.И. Маевский и др. // Гипоксия: механизмы, адаптация, коррекция: материалы Всеросс. конф. (М., 2-4 декабря 1997 г). М. -1997.-С. 77.

211. Футерман, А.Х. Роль церамида в регуляции роста и развития нейронов // Биохимия. 1998. - Т. 63, вып. 1. - С. 89-100.

212. Характеристика противогипоксических свойств антиоксидантов из класса 3-оксипиридина / У.М.Тиликеева и др. // Фармакол. и токсикология. -1987.-Т. L, № 1.-С. 74-77.

213. Хитров, Н.К. Адаптация сердца к гипоксии / Н.К. Хитров, B.C. Пауков. М.: Медицина, 1991. - 236с.

214. Холестериноз / Ю.М. Лопухин и др..- М.: Медицина, 1983. 272 с.

215. Шаршунова, М. Тонкослойная хроматография в фармации и клинической биохимии. В 2-х т. Т.2. / М. Шаршунова, В. Шварц, Ч. Михалец. -М.: Мир, 1980.-Т. 2.-621 с.

216. Экспериментальное обоснование эффективности озонотерапии для коррекции гипоксических нарушений метаболизма миокарда / К.Н. Конторщикова и др.. // X Всеросс. Пленум анестезиологов и реаниматологов: тез. докл. Н. Новгород. - 1995. - С. 94.

217. Янтарная кислота в медицине, пищевой промышленности, сельском хозяйстве / под ред М.Н. Кондрашовой. Пущино: Наука, 1996. - 300 с.

218. Abnormalities of the blood-brain barrier in global cerebral ischemia in rats due experimental cadiac arrest / M.J. Mossakowski et al. // Acta Neurochir. 1994. - Suppl. 60. - P. 274-276.

219. Acidic phospholipids with unsaturated fatty acids inhibit of origin recognition complex to origin DNA / J. Lee et al. // J. Biochem. 2002. - Vol. 31, № 3.-P. 541-546.

220. Activivites of some enzymes of phospholipids metabolism in cultured rat ventricular myocytes in normoxic and hypoxic conditions/A. Grynberg et al. // Biochim. Biophys. Acta. 1988. - Vol. 958. - P. 24-30.

221. Aebi, H. Methoden der erymatiechen analyses // Biochemistry. 1970. -Vol. 2.-P. 636-647.

222. Alterations in lipid and calcium metabolism associated with seizure activity in postischemic brain / K. Kat-Sura et al. // J. Neorochem. 2000. - Vol.75, №6.-P. 2521-2527.

223. Ambrosio, G. How important is oxidative stress in ischemia, reperfusion and heart failure? / G. Ambrosio, I. Tritto // Dial. Cardiovasc. Med. 1998. - Vol. 3. -P. 25-31.

224. Ansell, G.B. Phospholipids in the nervous system / G. B. Ansell, S. Spanner // Metabolism /ed. L.A. Horrocks. N.Y., 1982. - P. 137-144.

225. A phospholipase С inhibitor, phenylmethylsulfonyl fluoride, ameliorates ischemic injury to brain mitochondria in rats / Q. S. Wang et al. // Acta Pharmacol. Sin. 2001. - Vol. 22, № 3. - P. 249-252.

226. A potent protective role lysophospholipids against global cerebral ischemia and glutamate excitoxicity in neuronal cultures / N. Blondeau et al. // J. Cereb. Blood Flow Metab. 2002. - Vol. 22, №7. - P. 821-834.

227. Ariga, T. Role of sphingolipid-mediated in neurodegenerative diseases / T. Ariga, W. D. Jarvis, R. K. Yu // J. Lipid. Res. 1998. - Vol. 39, № 1.- P. 1-16.

228. Bastiaanse, E.M. Lars The effect of membrane cholesterol content on ion transport processes in plasma membranes / E.M. Lars Bastiaanse, M. Hold Karin // Amond. Cardiov. Res. 1997. - Vol. 33, № 2. - P. 272-283.

229. Bawab, E.S. Purfication and characterization of a membrane bound nonlysosomal ceramidase from rat brain / E.S. Bawab, A. Bielawska, Y.A. Hannum // J. Biol. Chem. 1999.- Vol. 274, № 39. - P. 27948-27955.

230. Bazan, N.C. Membrane lipids in the pathogenesis of brain edema: phospholipids and arachidonic acid, the earliest membrane components cyanges at the onset of ischemia / N.C. Bazan, E.B. Rodriguez de Turco // Adv. Neuorol. 1980. -Vol. 28.-P. 197-205.

231. Bazan, N.C. What synaptic lipid signaling tells us about seizure-induced damage and epileptogenesis / N.C. Bazan, B. Tu, E.B. Rodriguez de Turco // Prog. Brain Res.-2002.-Vol. 135, P. 175-185.

232. Berridge, M. The versatility and universality of calcium signaling / M. Berridge, P. Lipp, M. Bootman // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2000. - Vol. 1.- P. 11-21.

233. Bocci, V. Does ozone therapy normalize the cellular redox balance? Implications for therapy of human immunodeficiency virus infection and several other diseases // Med. Hypotheses. 1996. - Vol. 46, № 2. - P. 150-154.

234. Bocci, V. Ozone: a Mixed Blessing. New mechanism of action of ozone on blood cells make ozonated major autohaemotherapy (MAH) a rational approach // Karger. 1996. - Vol. 3. - P. 25-33.

235. Bocci, V. Ozone as a bioregulator. Pharmacology and toxicology of ozonetherapy today // J. Biol. Regul. and Homeost. agents. 1997. - Vol 10, № 2-3. -P.31-53.

236. Bolli, R. Molecular and cellular mechanisms of myocardial stunnig / R.Bolli, E. Marban // Physiol. Rev. 1999. - Vol. 79. - P. 609-634.

237. Bretscher, M. S. Cholesterol and Golgi apparatus / M. S.Bretscher, S. Munro // Science. 1993. - Vol. 261. - P. 1280-1281.

238. Calabrese, V. NO synthase and NO-dependend signal pathways in brain aging and neurodegenerative disorders: the role of oxidant/antioxidant balance / V.Calabrese, Т. E. Bates, A. M. Stella // Neurochem. Res. 2000. -Vol. 25, № 9-10. -P. 306-309.

239. Cardioprotection during heart ischemia-reperfusion / E. Roth et al. // Acta Chir. Hung. 1997. - Vol. 36, № 1-4. - P. 306-309.

240. Carricaburu, V. Phosphoinositide fatty acids regulation phosphatidylinositol 5-kinase, phospholipase С and protein kinase С activities / V. Carricaburu, B. Fournier //Eur. J. Biochem. -2001. Vol. 268, № 5. - P. 1238-1249.

241. Casabiell, X. Regulation of epidermal-growth-receptor signal transduction by cis-unsaturated fatty acids. Evidence for a protein kinase C-independent mechanism / X.Casabiell, A. Pandiella, F. Casanueva // Biochem J. 1991, Sep. 15, №278. -P. 679-687.

242. Cerebral ischemia reperfusion-induced vasogenic brain edema formation in rats: effect of an intracellular histamine receptor antagonist / L. Nemeth et al. // Eur. J. Pediatr. Surg. 1998. - Vol. 8, № 4. - P. 216-219.

243. Chen, C. Lipid signaling: sleep, synaptic plasticity, and neuroprotection / C. Chen, N.C. Bazan // Prostaglandins Other Lipid Mediat. 2005. - Vol. 77, № 1-4. -P. 65-76.

244. Cholesterol-induced modifications in lipid bilayers. A simulation study / Chiu S.W. et al. //Biochys. J. 2002. Vol. 83, № 4. P. 1842-1853.

245. Concomitant accumulation of intracellular free calcium and arachidonic acid in the ischemia- reperfiised rat heart /1. Ivanics et al. // Mol. Cell. Biochem. -2001.-№ 1-2.-P. 119-128.

246. Confirmed clinical efficacy of Actovegin in elderly patients with organic brain syndrome / S. Kanovski et al. // Pharmacopschiat. 1995. - Vol. 28. - P. 125133.

247. Coronary endothelial dysfunction increases the severity of ischemia-induced ventricular arryhythmias in rat isolated perfused hearts / Z. F. Hasanabad et al. // Basic. Res. Cardiol. 1998. - Vol. 93, № 4. P. 241-249.

248. Corr, P.B. Amphipathic metabolites and membrane dysfunction in ischemic myocardium / P.B.Corr, P.W.Gross, B.E. Sobel // Amer. J. Physiol. 1982. -Vol. 242. P. H456-H461.

249. Corr, P.B. Arrhythmogenic amphiphilic lipids and the myocardial cell membrane / P.B. Corr, P.W. Gross, B.E. Sobel // J. Mol. Cell. Cardiol. 1982. - Vol. 14.-P. 619-626.

250. Daleau, P. Lysophosphatidylcholine, a metabolite which accumulates early in myocardium during ischemia, reduces gap junctional coupling in cardiac cells //J. Mol. Cell Cardiol. 1999. - Vol. 31, № 7. - P. 1391-1401.

251. Decreased complex III activity in mitochondria isolated from rat heart subjected to ischemia and reperfusion: role of reactive oxygen species and cardiolipin / G. Petrosillo et al. // Faseb. J. 2003. - Vol. 17, № 6. - P. 714-716.

252. Dery, M.A. Hypoxia-inducicible factor 1: regulation and nonhypoxic activators / M.A. Dery, M. D. Michaud, D.E. Richard // J. Biochem. Cell Biol. 2005. - Vol. 37, №3.-P. 535-540.

253. Di Liss, F. The role of mitochondria in the salvage and the injury of the ischemic myocardium / F.Di Liss, R. Menabo, M. Canton // Biochem. et biophys. Acta. Lipids and Metab. 1998. - Vol. 1366, № 1-2. - P. 69-78.

254. Distinctive inhibitory activity of docosahexaenoic acid against sphingosineinduced apoptosis / E. Kishida et al. // Lipids and Lipid Metab. Vol. 1391, №3.-P. 401-408.

255. Ean Jian-yun, Thongguo bingli shengli zazhi / Ean Jian-yun, Wu Wei-kang // Chin. J. Pathpysiol. 2003. - Vol. 19, № 3. - P. 423-426.

256. Effect of exogenous N-stearoylethanolamine of fatty acid composition of individual phospholipids in the isolated rat heart under postischemic reperfusion / M.V. Artomonov et al. // Ukr. Biokhim. Th. 2002. - Vol. 74, № 2. - P. 86-94.

257. Effect of fatty acids on Na+/ Ca++ exchange in cardiac sarcolemmal membranes / T.F. Ashavaid et al. // J. Mol. And Cell. Cardiol. 1984. Vol. 17. - P. 851-861.

258. Effect of hyperglycemia on pyruvate dehydrogenase activity and energy metabolites during ischemia and reperfusion in gerbil brain / Katayama Yasuo et al. //Brain Res. 2000. - Vol. 48, № 1.-P. 129-137.

259. Effects of lipids on the functional and metabolic recovery from global myocardial Stunning in isolated rabbit heart / M. Van de Velde et al. // Cardiovasc. Res.-2000.-Vol. 48, №1.-P. 129-137.

260. Effect of lysophosphatidylcholine on the structure and function of low density lipoproteins / A.A. Korotaeva et al. // Membr. Cell Biol. 1997. - Vol. 10, №5.-P. 521-534.

261. Effect of N-palmitoylethanolamine on pyospholipid and fatty acid level in ischemic rat liver and reperfusion / N.M. Hula et al. // Urk. Biokhim. Th. 2001. Vol. 73, № 4. - P. 33-38.

262. Eicosanoids and cardiac arrhytmias / J. R. Parratt et al. // Biomed. Biohim. Acta.- 1988. Vol.47,№ 10-11.-P. 13-18.

263. Energy requirements for two aspects of phospholipids metabolism in mammalian brain / A. D. Purdon, I. Stanley Rapoport // Biochem. J. 1998. - Vol. 335, №2.-P. 315-318.

264. Fallen, E.T. Apparatus for study of ventricular function and metabolism in the isolated rat / E.T. Fallen, W. G. Elliot, R. Corlin //1, appl. Physiol. 1967. - Vol. 22, № 4. - P. 836-839.

265. Farooqui, A.A. Lipid peroxides in the free radical pathophysiology of brain diseases / A.A. Farooqui, L. A. Horrocks // Cell Mol. Neurobiol. 1998. - Vol. 18,№6.-P. 599-608.

266. Fatfree diet and myocardial exitability, refractoriness and ventricular fibrillation / M.S. Merkin et al. // Arch. Int. Et biochim. 1987. - № 3. - P. 243-254.

267. Fatty acid homeostasis in the normoxic ischemic /G. J. Van der Vusse et al. // Physiol. Res. 1992. - Vol. 72. - P. 881-940.

268. Flabahan, N. A. Lysophosphatidylcholine modifies G protein-dependent signaling in porcine endothelial cells. // Am. J. Physiol. 1993.- Vol. 264, № 2. - P. H722-727.

269. Folch, J. A simple metod for the isolated and purification of total lipids from animal tissues / J. Folch, M. Less, G. Stanley // Biol. Chem. 1957. - Vol. 226, №2.-P. 497-509.

270. Further evidence of a two-step model of glucose-transport regulation / B. Obermaier- Kusser et al. // Biochem. J. 1989. - Vol. 261. - P. 699-705.

271. Glucose transportproteine / G. L. Lienhard et al. // Spectrum der Wissenschaft 1992. - Vol. 14. - P. 48-54.

272. Glycation and inactivation of human Cu-Zn-superoxide dismutase. Identification of the in vitro glycated sites / K. Arai et al. // J. Biol. Chem. 1987. -Vol. 262.-P. 16969-16972.

273. Gross, G.J. Mechanisms of postischemic contractile dysfunction/ G.J. Gross, J.R. Kersten, D.C. Warltier // Ann. Thorac. Surg. 1999. - Vol. 68. - P. 18981904.

274. Grynberg, A. Role of membrane lipids in myocardial cytoprotection // Arch. Mai. Coeur. Vaiss. 2000. - Vol. 93, № 2. - P. 175-182.

275. Gurvitch, A.M. Postresuscitation pathology a syndrome or a disease? // Minerva anestesiol. - 1994. - Vol. 60, № 10. - P. 557-560.

276. Guy, A.T. Metabolism and control of lipid structure modification /А.Т. Guy, // Biochem. Cell. Biol. 1986. Vol. 64. - P. 66-69.

277. Hammerman, C. Ischemia and reperfusion injury. The ultimate pathophysiologic paradox / C.Hammerman, M. Kaplan // Clin. Perinatol. 1998. Vol. 25, №3.- P. 757-777.

278. Hannum, Y.A. The sphingomyelin cycle and second messenger function of ceramide // J. Biol. Chem. 1994. - Vol. 269. - P. 3125-3128.

279. Нага, H. Mechanism and pathogenesis of ischemia-induced neuronal damage / H. Нага, T. Sukamoto, K. Kogure // Progress in brain research. -Amsterdam: Elsevier. 1993. - Vol. 40. - P. 265-283.

280. Hashizume, H. Cardiac cell injury induced by lysophosphatidylcholine / H. Hashizume, Y. Abico // Pon. Yakurigaku Zasshi. 1999. - Vol. 114, № 5. - P. 287-293.

281. Heart pretreatment differentially affects cardiac fatty acid accumulation during ischemia and postischemia reperfusion / R. N. Cornelussen et al. // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. -2001. Vol. 285, № 4. - P. H1736-H1743.

282. Hess, M. L. Molecular oxygen: friend and foe. The role of the oxygen free radical system in the calcium paradox, the oxygen paradox and ischemia/reperfusion injury / M. L. Hess, N. H. Manson // J. Mol. Cell. Cardiol. 1984. - Vol. 16. - P. 969-985.

283. Hutter, J.F. Role of fatty acid metabolites in the development of myocardial ischemic damage / J.F. Hutter, S. Soboll // J. Biochem. 1992. - Vol. 24. -P. 399-403.

284. Hypoxic augmentation of Ca channel currents requires a functional electron transport chain / S.T. Brown et al. // J. Biol. 2005. - Vol. 280, № 23. - P. 21706-21712.

285. Igarashi, Y. Functional roles of sphingosine, sphingosine-1-phosphate and methylsphingosines: in regard to memrane sphingolipid singnaling pathways // J. Biochem. 1997. - Vol. 122, № 15. - P. 1080-1087.

286. Increase of cyclic AMP content by lysophosphatidylcholin in rabbit heart /G.G. Ahumada et al. // Cardiov. Res. 1979. - Vol. 13, № 7. - P. 377-382.

287. Infante, J.P. Docosahexaenoate-containing phospholipids in sarcoplasmic• 2+ *reticulum and retinal photoreceptors. A proposal for a role in Ca ATPase calciumtransport // Mol. And Cell. Biochem. 1987. - Vol. 74, № 2. - P. 111-116.

288. Inhibition of bovine heart Na+, K+- ATPase by palmitylcarnitine and palmityl CoA / J. M. Wood et al. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1977. -Vol.-P. 677-683.

289. Ischemic-reperfused isolated working mouse heart: membrane damage and type II A phospholipase A / L. J. De Windt et al. // Am. J. Physiol Heart Cire Physiol. 2001. - Vol. 280, № 6.-P. H2572-H2580.

290. Kakei, M. Receptor-operated regulation of ATP-sensitive K+ channels via membrane phospholipids metabolism // Curr. Med. Chem. 2003. - Vol. 10, № 3. -P.235-243.

291. Karliner, J. S. Lysophospholipids and cardiovascular system // Biochem. Biophys. Acta.-2002.-Vol. 1582, № 1-3. P.216-221.

292. Karmen, N.B. LPO and antiradical defence processes in the liquor of patients with severe craniocerebral injury // Bull. Exp. Biol. Med. 2005. - Vol. 139, № 4. -P.411-413.

293. Kawakami, M. Superoxide anion radical-triggered Ca2+ realease from cardiac sarcoplasmic reticulum through ryanodine receptor Ca2+ channel / M. Kawakami, E. Okabe // Mol. Pharmacol. 1998. - Vol. 53, № 3. - P.497 -503.

294. Kay, L. Early alteration of the control of mitochondrial function in myocardial ischemia / L. Kay, V. A. Saks, A. Rossi // J. Mol. Cell. Cardiol. 1997. Vol.29, № 12.-P. 3399-3441.

295. Kim Hee-Yong The role docosahexaenoic acid (22:6n-3) in neuronal signaling / Kim Hee-Yong, Lisa Edsall // Lipids. 1999. - Vol. 34. - P.249-250.

296. Klonowski, H. Mechanisms of free radical induced damage to pancreatic acinar cells / H. Klonowski, H. V. Schulz, C. Niederau // Digestion. 1993. - Vol. 54, №5.-P. 286-290.

297. Kogure, E.K. Neurobiology of ischemic brain damage / E.K. Kogure, K.A. Hossmann, B.K. Siesjo // Progress in brain research.- Amsterdam: Elsevier. 1993. -Vol. 96.-P. 645-670.

298. Kudo, I. Phospholipase A2 enzymes /I. Kudo, M. Murakami // Prostaglandins Other Lipid Mediat. 2002. - Vol. 68-69. - P. 3-58.

299. Kuwae, T. Differential turnover of phospholipids acyl groups in mouse peritoneal macrophages / T.Kuwae, P.S. Schmid, B. Johnson // J. Biol. Chem. 1990. -265.-P. 5002-5007.

300. Lankin, V. The enzymatic systems in the regulation of free radical lipid peroxidation // Free Radical, Nitric Oxide and Inflamation: Molecular, Biochemical and Clinical Aspects. Amsterdam ect.: IOS Press, NATO Science Series. 2003. -Vol. 344.-P. 8-23.

301. Lethal forebrain ischemia stimulates sphingomyelin hydrolysis and ceramide generation in the gerbil hippocamhus / M. Nakane et al. // Neurosci Lett. -2000. Vol. 296, № 2-3. - P. 89-92.

302. Lincks induction of programmed cell death and immunosuppression by exogenous sphingolipids are separate processes /R. Olshefski et al. // Eur. J. Biochem. 1996. - Vol. 24, № 1 - P. 47-55.

303. Lipid peroxidation and alterations to oxidative metabolism in mitochondria isolated from rat heart subjected to ischemia and reperfusion / G. Paradies et al. // Free Radic. Biol. Med. 1999. - Vol. 27, № 1-2. - P. 42-50.

304. LPS in oxidized LDL elicits vasocontraction and inhibits endothelium-dependent relaxation / T. Murohara et al. // Am. J. Physiol. 1994. - Vol. 267, № 2. - P. H2441-2449.

305. Lucas, D.T. Cardiac reperfusion injury: aging, lipid peroxidation, and mitochondrial dysfunction / D.T. Lucas, L.I. Szweda // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1998. Vol. 20, № 2. - P. 510-514.

306. Lukacova, N. Lipid peroxidation and phospholipid composition in rat brain regions after ischemia and in early perfusion periods / N. Lukacova, M. Gottliev, J. Marsala//Arch. Ital. Biol. 1998. - Vol. 136, № 3. -P. 167-180.

307. Lysophosphatidylcholin up regulates the level of heparin-binding epidermal growth factor-like growth factor mRNA in human monocytes / T. Nakano et al. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. - Vol. 91, № 3. - P. 1069-1073.

308. MacDonald, J.I.S. Phospholipid fatty acid remodeling in mammalian cells / J.I.S. MacDonald, H. Sprecher // Biochim. Biophys. Acta. 1991. - Vol. 1084. - P. 105-121.

309. Mannose, glucosamine and inositol-monophosphate inhibit the effects of insulin on lipogenesis / F. Machicao et al. // Biochem. J. 1990. - Vol. 266. - P. 909-916.

310. Mato, J.M. Mini-review insulin mediators revisited // Cellular Signalling. 1989. - № l.-P. 143-146.

311. Mode of coupling between hormone receptors and adenylate cyclase elucidates by modulation it membrane fluidy / G. Rimong et al. // Nature. 1978. Vol. 276, № 5686. - P. 394-396.

312. Modulation of human muscle sodium channels by fatty acids is dependent on the channel isoform /S.J. Wieland et al. // J. Biol. Chem. 1996. - Vol. 271, № 32.-P. 19037-19041.

313. Myocardial ischemia selectively depletes cardiolipin in rabbit heart subsarcolemmal mitochondria / E.J. Lesnefsky et al. // Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 2001. - Vol.280, №6. - P. H2770- H2778.

314. Nature of enhanced mitochondrial oxidative metabolism by a calf blood exract / T. Kuninaka et al. // J. Cell. Physiol. 1991.- Vol. 146, - P. 148-155.

315. Nemoto, E. M. A complex role for nitric oxide in ischemic stroke // Crit. Care Med. 2000.- Vol. 28, № 1. - P. 280- 281.

316. Neonatal hypoxia-ischemia reduces ganglioside, phospholipids and cholesterol contents in the rat hippocampus / M. R. Ramires et al. // Neurosci Res. -2003. Vol. 46, № 3. P. 339-347.

317. Newman, G.C. Restoring adenine nucleotides in brain slice model of cerebral reperfusion / G.C. Newman, F.E. Hospod, S.D. Trowbridge // Cereb. Blood Flow Metab. 1998. - Vol. 18, № 6. - P. 675-685.

318. Nishicimi, M. The occurrence of superoxide anion in reaction of reduced phenaxinemetasulfate and molecular oxygen / M. Nishicimi, A. Roo, K. Xagi // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1972. - Vol. 146, №2. - P. 849- 854.

319. Nishizuka, Y. Intracellular signaling by hydrolysis of phospholipids and activation of protein kinase С // Science. 1992. - Vol. 258, № 5082. - P. 607- 614.

320. Oishi, K. Inhibition of Na+,K+-ATPase and sodium pump by protein kinase С regulators sphingosine, lysophosphatidylcholin, and oleic acid / K. Oishi, B. Zheng, J. F. Kuo // J. Biol. Chem. 1990. - Vol. 265. - P. 70-75.

321. Olefsky, J.M. The insulin receptor. A multifunctional protein // Diabets. -1990.-Vol. 39.-P. 1009-1016.

322. Opie, L. The Heart. Physiology and Metabolism / L. Opie. New York, NY: Raven Press, - 1991. P. 263- 350.

323. Owens, K. Effects of fatty acid intermediates on Na+-K+-ATPase activity of cardiac sarcolemma / K. Owens, F.F. Kennett, W. B. Weglicki // Amer. J. Physiol. 1982. - Vol. 242. - P. H456-H461.

324. Ozone Profilactic Effect and Antibiotics as Modulator of Inflamatory Septic process in Rats / Z. Zamora et al. // The journal of the international ozone association Conference on ozone in medicine an Environment and Health. UK, -2001.-P. 31-34.

325. Ozone treatment in mastitis and retention of fetal membranes in the cow/J. Soukup et al.: Abstracts of 2nd International symposium on ozone application. -Havana: Cuba, 1997. - P. 35.

326. Pound, E. M. Partitioning of polyunsaturated fatty acids, which prevent cardiac arrhythmias, into phospholipids cell membranes / E. M. Pound, J. X. Kang, A. Leaf//J. Lipids Res. -2001. Vol. 42, № 3.- P. 346-351.

327. Purdon, A.D. Energy requirements for two aspects of phospholipids metabolism in mammalian brain / A.D. Purdon, I. Stanley Rapoport // Biochem. J. -1998. Vol. 335, № 2. - P. 315-318.

328. Purfication and characterization of a membrane bound neutral ph optimum magnesium-dependent and phosphatidylserine-stimulated sphingomyllinase from rat brain / Liu Bin et al. // Biol. Chem. 1998. Vol. 273, № 51. - P. 34472-34479.

329. Pyruvate augments mechanical friction via activation of the pyruvatedegydrogenase comples in reperfused ischemic immature rabbit heart / Y. Saiki et al. // J. Surg. Res. 1998. - Vol. 79, № 2. - P. 164-169.

330. Qinsheng, W. Zhongguo xiandai yiue zazhi/ W.Qinsheng, Y. Yunlong, Z. Haifend // China J. Mod. Med. 2002. - Vol. 12, №11 - P.5-7.

331. Rao, A.M. Lipid alterations in transient forebrain ischemia: possible mechanisms of CDP-choline neuroprotection/ A.M. Rao, J. F. Hatcher, R.J. Dempsey // J. Neurochem. 2000. - Vol. 75, № 6 - P. 2528-2535.

332. Ramanathan, L. Antioxidant responses to chronic hypoxia in the cerebellum and pons / L. Ramanathan, D. Gozal, J.M. Siegll // J. Neurochem. 2005. -Vol. 93, № 1 - P.47-52.

333. Reynolds, F. S. The use of lead citrate at high pH as an electronopaque stain electron microscopy // J. Cell. Biology. 1963. - № 17. - P. 208-212.

334. Richelmi, P. Ossigeno-ozonoterapia / P. Richelmi, et al. // Pavia-Bergamo, 1995. 80 p.

335. Rilling, S. Praxis der Ozon-Sauerstoff-Therapie. Ein informations and Arbeitsbuch / S. Rilling, R. Viebahn // Verlag fur Medizin Dr. Ewald. Fischer. Heidelberg.- 1985.-P. 175.

336. Rilling, S. The use of ozone in medicine / S. Rilling, R. Viebahn. New York: Hang, 1987. - 180 p.

337. Rivas-Arancibia, S. Effects of ozone exposure in rats on memory and levels of brain and pulmonary superoxide dismutase /S. Rivas-Arancibia, et al. // Environ. Res. 1998. - Vol.76, № 1 - P. 33-39.

338. Rokitansky, 0. Klinic und biochemia der ozontherapie // Ozontherapie. -1982.-Vol.3, №52-P. 643-711.

339. Role of membrane phospholipids in myocardial injury induced by ischemia and reperfusion / D. K. Das et al. // Am. J. Physiol. 1986. - Vol. 251, P. H33-H79.

340. Ruuge, E. K. Free radical metabolites in myocardium during ischemia and reperfusion / E. K. Ruuge, A. N. Ledenev, V. L. Lakomkin // Am. J. Physiol. 1991. -Vol.261, P. 81-86.

341. Sasaki, Y. Potentiation of diacylgycerol-induced activation of protein kinase С by lysophospholipids. Subspecies difference / Y. Sasaki, Y. Asaoka, Y. Nishizuka // FEBS Lett. 1993. - Vol. 320, № 1 - P. 47-51.

342. Schulz, S. Beta-oxidation of fatty asids // Biochim. Biophys. Acta. 1991. -Vol. 1081.-P. 109-120.

343. Schulz, S. The influence of ozonized oxygen on lung tumor development multiplicity after different form of application on mice (NMRI) // Abstr. of 2nd Inter. Symp. On ozone applications. Havana, Cuba, 1997. - P. 23.

344. Seegers, H.S. Calcium-independent phospholipase A(2)-derived arachidonic acid is essential for endothelium-dependent relaxation by acetylcholine / H.S. Seegers, R.W. Gross, W.A.Boyle // J. Pharmacol. Exp. Ther. 2002. - Vol. 302, №3-P. 918-923.

345. Selective acceleration of arachidonic acid reincorporation into brain membrane phospholipids following transient ischemia in awake gerbil / Rabin Oliver et al. // J. Neurochem. 1998. - Vol.70, № 1 - P.325-334.

346. Siesjo, B.K. Calcium fluxex, calcium antagonists and calciumrelated pathology in brain ischemia, hypoglycemia and spreading depression: a unifying hypothesis / B.K. Siesjo, F. Bengtsson // J. Cereb. Blood Flow. Metab. 1989. -Vol.9, №2-P. 127-140.

347. Siesjo, B.K. Free radicals and brain damage / B.K. Siesjo, C.D. Agardh, F. Bengtsson // Cerebrovascular and brain metabolism reviews. 1989. - Vol. 1. - P. 165-211.

348. Simons, K. Lipid rafts and signal transduction / K. Simons, D. Toomre // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. -2001. Vol. 2, № 3 - P. 216.

349. Smith, J.B. Malondialdehyde formation as an indication of prostaglandin production by human platelets / J.B. Smith, C.M. Jngerman, M.J. Silver // J. Lab. clin. Med. 1976. - Vol. 88, № 1 - P. 167-172.

350. Sphingosine-1-phosphate: A lipid second messenger regulating cell growth and survival / Van Brocklyn James R. et al. // J. Liposome Res. -1998. Vol. 8, № 2, P. 249-250.

351. Stahelin, J. Ozone decomposition in water studies by pulsa radiolysis: comparison of mechanisms / J. Stahelin, R. Buhler, J. Hoine // Ozone science and engineering. 1992. - № 4. - P. 33-49.

352. Struchkov, V. A. DNA-bound lipids of normal and tumor cells: retrospective and outlooks for functional genomics / V. A. Struchkov, N.B. Strazhevskaya, R. I. Zhdanov // Bioelectrochem. 2002. - Vol. 58, № 1.- P. 23-30.

353. Stubbs, C. D. The modification of mammalian membrane polyunsaturated fatty acid composition in relation to membrane fluidity and function / C. D. Stubbs, A. D. Smith // Biochim. Biophys. Acta. 1984. - Vol. 779. - P. 89-137.

354. Sunnen, G.V. Ozone in Medicine: overview and future direction // Proc. 9 Ozone World Congress. New York, 1989. - Vol. 3. - P. 1-16.

355. Tamija-Koizumi, К. Nuclear lipid metabolism and signaling // J. Biochem. -2002.-Vol 132, № 1.- P. 13-22.

356. The effect of ozonated physiological solution on functional state of normal and hypoxic brain in rats / I. V. Mukhina et al. // Abstr. of 3 International symposium on ozone application. Havana, Cuba, - 2000. - P. 68.

357. The effect of О Solution and Blood Cardiac Metabolism and Function in Postischemic Period / I. V. Mukhina et al. //13th Ozone World Congress-Osaka. Japan.-1998.-P. 141-145.

358. The influence of ozone on the brain oxidation-reduction enzyme activity in normal condition and postresuscitation period /1. V. Mukhina et al. //15th Ozone World Congress: London. -2001. P. 189-196.

359. The phospholipase-A2 reaction leads to increased monocyte adhesion of endothelial cells via the expression of adhesion molecules /К. Yokote et al. // Eur. J. Biochem. 1993. - Vol. 217, № 2.- P. 723-729.

360. The sarcolemmal Ca ATPase of the ischemia - reperfused myocardium: protective effects of hypocalcemia on calmodulin-stimulated activity / E. C. Samouilidou et al. // Life. Sci. - 1998. - Vol. 62, № 1.- P. 29-36.

361. Torok, B. Oxygen free radicals in myocardial ischemic states / B. Torok, E. Roth // Radic., Ions. And Tissue Damage: 3rd Oxgen Radic. Conf. Budapest. -1990.-P. 273-277.

362. Trimetazidine increases phospholipids turnover in ventricular myocytes / E. Senex et al. // Mol. Cell. Biochem. 1997. - Vol. 175. - P. 153-162.

363. Vance, D.E. Glycerolipid biosynthesis in eukaryotes // Biochemistry of Lipids, Lipoproteins and Membranes / D.E. Vance, J.E. Vance. Amsterdam. The Netherlands: Elsevier, 1996.-P. 153- 162.

364. Van der Vusse, G.J. Accumulation of arachidonic and in ischemic/ reperfused cardiac tissue: possible causes and consequences / G.J.Van der Vusse, R.S.

365. Reneman, M. Van Bilsen // Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids. 1997. - Vol. 57.-P. 85-93.

366. Viebahn-Hansler, R. Ozontherapia-therapeutishe Grundidee und Wircsamkeitsmodelee // Erfahrugsheilkunde. 1991. - № 4.- P. 296-315.

367. Weglicki, W.B. Phospholipases of the myocardium / W.B. Weglicki, M.G. Low//Basic Res. Cardiol. 1987. Vol. 82, № l.-P. 107-112.

368. Wente, S.R. Insulin-receptor approaches to studying protein kinase domain / S.R. Wente, О. M. Rosen // Diabetes Care. 1990. - Vol. 13. - P. 280-287.

369. Williams, S.D. Electrospray ionization mass spectrometry analyses of nuclear membrane phospholipids loss after reperfusion of ischemic myocardium / S.D. Williams, F.F. Hsu, O.A. Ford // J. Lipid Res. 2000. - Vol.41, № 10. - P. 15851595.

370. Wong, J.T. The effects of lidocaine and hypoxia on phospholipids biosynthesis in the isolated hamster heart / J.T. Wong, R.Y.K. Man, P.C. Choy // Lipids. 1996. - Vol. 31. - P. 1059-1067.

371. Ytrehus, K. Lipid peroxidation and membrane damage of heart / K. Ytrehus, A. Hegstad // Acta physiol Scand. Suppl. 1991. - Vol. 142, № 5. - P. 8191.

372. Zhongguo yike daxue xuebao / Song Shao-wei et al. // J. China Med. Univ. 2002. - Vol. 31, № 1.- P. 45-46.

Информация о работе

Андреева, Наталья Николаевна
доктора биологических наук
Нижний Новгород, 2007
ВАК 03.00.13

Диссертация

Состояние липидного обмена жизненно важных органов в постреперфузионном периоде и его модификация антигипоксантами - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Автореферат

Похожие работы