Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему

Роль и распределение остатков цистеина в молекуле альфа-актинина

ВАК РФ 03.00.04, Биохимия

Содержание диссертации, кандидата биологических наук, Надирашвили, Нугзар Шотаевич

ВВЕДЕНИЕ.

I. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР.

1.1. оС-актинин и его роль в двигательных системах

1.2. Физические и химические свойства <*-актинина

1.3. Выделение и физико-химические свойства ©¿-актинина из немышечных тканей.

1.3.1. Выделение ос-актинина из тромбоцитов ткани

1.3.2. Взаимодействия оС-актинина с Ф-актином

1.4. Изучение некоторых свойств об-актинина

П. ЭКСПЕШДЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТЬ.

П.1. Материалы

П. 2. Методы исследования

Ш. РЕЗУЛЬТАТЫ И 0БСУ2ЩЕНИЕ.

Ш.1. Выделение и характеристика о£-актинина из спинных мышц кролика.

Ш.2. Классификация остатков цистеина <*-актинина . 48 Ш.З. БН-группы и биологически активность ©¿-акти

Ш.4. Ограниченный трипсинолиз <*-актинина и распределение сульфгидрильных групп по фрагментам молекулы.

ВЫВОДЫ.

ЛИТЕРАТУТА.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Роль и распределение остатков цистеина в молекуле альфа-актинина"

Мышечное сокращение представляет собой сложный процесс, в который вовлечены как основные компоненты сократительного аппарата - актин и миозин, так и целый ряд белков, представленных в мышце в минорном количестве - тропомиозин, тропонин, С-белок, оС , зг-актинины и ряд других. Установлено, что минорные белки соединяют толстые и тонкие протофибриллы, регулируют взаимодействие между актином и миозином, создают упорядоченную структуру саркомера и др. Для понимания тонких механизмов сокращения мышц необходимо детальное исследование структурно-функциональных свойств их индивидуальных компонентов. В частности, представляет большой интерес изучение в этом отношении о<1-актинина, минорного белка, первоначально обнаруженного в скелетных мышцах, а затем найденного во всех мышечных и немышечных двигательных системах, которые были испытаны на его црисутствие. Установлено, что об-актинин может осуществлять, по крайней мере, три различные функции в мышце: а) вызывает агрегацию актиновых мономеров и тем самым участвует в регулировании соотношения агрегированного и мономерного актина в клетках; б) служит в качестве присоединяющей пластинки или организующего центра для преформированных актиновых филаментов, проявляя специфичность в связывании с актино-выми филаментами; в) модифицирует структуру актиновых мономеров в случае, когда эти мономеры находятся в агрегированном состоянии и эта модификация может повышать эффективность актина в поддержании биологического движения.

К началу экспериментальной работы, результаты которой изложены в диссертации, были изучены некоторые физико-химические свойства оС-актинина, его гидродинамические параметры, локализация в мышце, молекулярная масса, субъединичная структура и некоторые др. Однако, в литературе не имелось данных о структурной организации оС-актинина, расположении его активных участков, функциональной роли отдельных аминокислотных остатков.

Настоящее исследование является частью работ, проводимых в секторе биофизики Института физиологии им.И.С.Бериташвили АН Грузинской ССР по детальному изучению физико-химических основ мышечного сокращения. Оно посвящено выяснению типа и роли отдельных остатков цистеина и их распределения в молекуле белка. Для химической модификации тиольных групп были использованы р-хлор-меркурибензоат, -иодацетамид, [14с] -этилмалеимид.

В результате проведенной работы установлено, что Ы--акти-нин содержит остатки цистеина разного типа: экспонщюванные для модифицирующих реагентов, слабо реагирующие и недоступные или "маскированные" в пространственной структуре белка. Показано, что наличие свободных экспонированных тиольных групп является существенным для проявления белком функциональной активности. Кроме того, исследован ограниченный протеолиз нативного и модифицированного

14с] ы-этилмалеимидом ос-актиыина при действии трипсина, что позволило представить общее строение молекулы и локализовать экспонированные и "маскированные" остатки цистеина во фрагментах ограниченного трипсинолиза. Локализация в структуре ©с -актинина остатков цистеина различного типа позволит более детально представить организацию функциональных участков в молекуле.

ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР

I.I, о^-актинин и его роль в двигательных системах

В 1964 году Эбаши и сотрудники /56,57/ из обычно получаемых препаратов актина выделили минорный белок, вызывающий значительное возрастание скорости и степени суперпрецшштации синтетического актомиозина. Этот белок был назван <*—актинином. Эбаши и сотрудники /57,58,106/ описали также ряд свойств <*--акти-нина. Обычно получаемые црепараты актина содержат всегда большее или меньшее количество «¿-актинина. Взаимодействие мевду миозином и црепаратом актина, освобожденного от примесей об-актинина, очень слабое цри обычных концентрациях АТР, т.е. суперпреципитация при таких условиях трудно наблюдаема. Добавление <*-актини-на резко усиливает взаимодействие между актином и миозином, в результате чего скорость суперцреципитации сильно повышается. Добавление oL -актинина к Г-актину повышает скорость его полимеризации и при этом значительные количества ос-актинина соосаж-даются с Ф-актином.

Однако, дальнейшие исследования показали, что ос-актинин, полученный Эбаши с сотр. не является гомогенным. В частности, Голл с сотр. /72/ показали, что препарат Эбаши содержит только от 5 до 20 % 6S компонента, соответствующего максимально гомогенному ot-актинину. Попытки фракционирования этого препарата повторным высаливанием сульфатом аммония или 3,3 М КС1 не повышает содержания 6 s компонента в исходном препарате. Применение ионо-обменной и гель-проникающей хроматографии также не принесло успеха, поэтому Робсон с сотр. /19,118/ предложили полностью изменить метод выделения белка, исходя из экстракта миофибрилл раствором с низкой ионной силой. Метод основан на двух наблюдениях: во-первых, было показано Штромером с сотр. /142/, что z-диски могут быть удалены из глиценизированных спинных мышц кролика длительным экстрагированием раствором с низкой ионной силой. Голл с сотр. /72,73/ и Масаки с сотр. /108/ показали, что oL -актинин входит в состав z-диска и поэтому такая экстракция мышечных волокон должна приводить к солюбшгазации -акти-нина. Во-вторых, Перри и Кореи /ИЗ/ показали, что при экстракции миофибрилл раствором с низкой ионной силой отделяются белки, отличающиеся от миозина. Однако эта работа была сделана еще до открытия ос -актинина. Пересмотр этих ранних работ позволил сделать заключение, что в экстракте о низкой ионной силой может содержаться ос-актинин.

В методе Робсона полученный экстракт фракционируется далее сульфатом аммония и найдено, что наиболее активной фракцией является 6 S компонент ос -актинина, которая высаливается в диапазоне концентраций сульфата аммония 15-25 % (фракция 15-25 Р).

Предложенный метод выделения белка отличается более мягкими условиями (температура 2 °С) и дает более высокое содержание 6 s активной фракции, что является очень существенным для дальнейших стадий очистки.

На основе разработанного метода авторы сделали попытку оценить количество ос -актинина в мышцах и его соотношение с Ф -актином. Выход фракции 15-25 Р составлял 107 мг белка из 100 г разрушенных мышц. Эта фракция содержала около 25 % 6 s белка, т.е. 32,1 мг 6 s белка на 100 г мышц, или 0,32 мг -актинина на I г мышц. Принимая во внимание потери при экстракции и дальнейшей очистке (~ 50 %), в мышцах должно содержаться около 0,8 мг ос-актинина на грамм мышц. Если из общего миофибрил-лярного белка 20 % приходится на актин, то вычисляемое соотношение o¿ -актинин/Ф -актин в мышце должно составлять 1/25 по весу. Необходимо отметить, что эти вычисления были сделаны на основании метода получения не гомогенного белка, а обогащенной им фракции.

Поскольку исследование роли -актинина в мышце задерживалось из-за отсутствия метода получения гомогенного препарата Робсону с сотрудниками /118/ пришлось усовершенствовать метод выделения этого белка. К этовду времени было показано /78,108/, что ос -актинин, полученный по методу Эбаши /57/ и Голла с сотр. /72/ расположен вблизи Z-диска поперечно-полосатых мышц. Более того, Штромер с сотр. /142/ обнаружили, что белковая фракция, получаемая высаливанием из экстракта миофибрилл сульфатом аммония с насыщением от 0 до 40 % (диапазон, в котором высаливается также и * -актинин) может реконструировать z-диски фибрилл, из которых она была экстрагирована. Эти результаты дали возможность предположить, что ос -актинин играет структурную роль в мышцах, связывая актиновые филаменты соседних саркомеров через z-диск /72/. На основе метода получения первоначального экстракта /19/ Робсон с сотр. /1X8/ предложил для дальнейшей очистки ос -актинина использовать хроматографию на ДЕАЕ-целлюлозе. При этом оС -актинин элюируется с колонки в виде симметричного пика. Коэффициент седиментации полученного белка равен 6,2 s, а количество белка, связываемого Ф-актином показало, что в препарате содержится около 85 % о(. -актинина. Большое различие в аминокислотных составах между очищенным таким образом об-актинином и актином отчетливо цродемонстрировало, что об-актинин действительно представляет собой новый белковый компонент миофибрилл, а не просто необычную форму денатурированного актина. Это заключение, кроме того, основывается на наблюдении, что препарат очищенного et -актинина не содержит 3-метилгистидина, который входит в состав полипептидных цепей актина /23/ и миозина /87/.

Разработка метода получения очищенного сС -актинина дала возможность установить стехиометрию взаимодействия oL -актинина с Ф-актином. Ранее Брискей с сотр. /40/ установили, что 0,9 частей об-актинина взаимодействуют с одной частью актина, что явно являлось завышенным. Ни Голл с сотр. /72/, ни Драбиковский и Новак /55/ не смогли оцределить стехиометрию взаимодействия из-за отсутствия чистого препарата -актинина. Получение црепара-та d -актинина с 85 % содержанием основного белка дало возможность определить, что Ф-актин способен количественно связывать о* -актинин в соотношении 0,41 часть -актинина на одну часть актина. Принимая во внимание, что молекулярный вес Г-актина около 42,000, а молекулярный вес 6s -актинина около 200000, и что Г-актиновая субъединица Ф-актина имеет один первичный связывающий участок, для о( -актинина можно вычислить, что соотношение 0,41:1 соответствует молекулярному соотношению - одна молекула ос -актинина на каждые 10 Г-актиновых субъединиц. Известно, что приблизительно 13 субъединиц в цепи образуют один полный поворот Ф-актиновой спирали /80/. Поэтому полученное соотношение подтверждает, что Г-актиновые субъединицы расположены вдоль Ф-активного филамента таким образом, что <х -актинин-свя-зывающий участок доступен только однавды в ходе полного поворота Ф-актиновой спирали. Кроме того, оказалось, что ос-актинин и тропомиозин конкурируют за одни и те же или расположенные в непосредственной близости связывающие участки на Ф-актиновом фи-ламенте. in vivo тропомиозин, вероятно, расположен вдоль всей длины тонкого филамента /62,112/, тогда как расположение <* «актинина, по-видимому, должно быть ограничено областью Z-диска, т.е. на одном конце тонкого филамента и тем самым тропомиозин in vivo предотвращает связывание ©( -актинина вдоль тонкого филамента, но дальнейшие исследования показали, что оС -актинин и тропомиозин имеют разные участки связывания на актине и не конкурируют между собой при взаимодействии с актином. Тропомиозин (и температура) регулируют лишь количество связанного о< -актинина, но не его локализацию на актиновой нити /16/. Принимая длину тонкого филамента, равную одному микрону и постулируя, что одна молекула ос -актинина взаимодействует с каждой из четырех нитей, а также предполагая, что "конец" тонкого филамента выходит из z -диска /88/, оказалось возможным вычислить стехиометрию ©с —актинин - Ф-актин in vivo и установить, что соотношение этих белков равно 0,04:1.

Проведенные исследования, тем не менее, не дали четкого ответа на вопросы: I) является ос -актинин составной частью z -диска или он локализован вблизи него? (Ясно только то, что ос-актинин играет важную роль в реконструкции z-диска); 2) играет ли с* -актинин чисто структурную роль в мышце или же непосредственно вовлечен в процесс совращения? Поскольку и-актинин находится в z-диске (или в непосредственной от него близости), а также из-за его явной способности сшивать <Ф-актино-вые полимеры, можно сделать вывод, что ос -актинин выполняет чисто структурную роль в мышце, соединяя Ф -актиновые филаменты к z-диску. С другой стороны, оС —актинин был открыт Эбаши с сотр. по его способности ускорять процесс суперпреципитации суспензии реконструированного актомиозина. Вскоре после этого открытия было обнаружено, что ос -актинин может также увеличивать Mg2+ -зависимую АТФ-азную активность суспензии реконструированного актомиозина /72,107/, т.е. имеющиеся данные позволяют предположить, что ос -актинин может принимать прямое участие в актин-миозиновом взаимодействии.

Установление факта, что миофибриллы, приготовленные из "красных" мышц обладают более низкой АТФазной активностью по сравнению с миофибриллами, приготовленными из "белых" мышц /134/, сильно стимулировало усилия по изучению свойств красных и белых мышечных волокон /124,77,78,30/. С биохимической точки зрения результаты этих исследований можно кратко суммировать следующим образом: I) миозин из красных мышц имеет более низкую Са2+ и ЭДТА-зависимую АТФазную активность, чем миозин из белых мышц /25,133,138/; 2) Са^+-зависимая АТФазная активность миозина красных мышц очень лабильна к щелочной обработке (рН 10.5), но относительно стабильна к кислой (рН 4.35), тогда как эта же активность миозина из белых мышц проявляет обратную устойчивость к соответствующим обработкам /25,78,138/; 3) миозин 1фасных мышц более устойчив, чем миозин из белых мышц к триптической деградации на тяжелый и легкий меромиозин /25,133/; 4) при низкой ионной силе АТФазная активность миозина из красных мышц активируется я-этилмалеимидом, а на АТФазную активность миозина из белых мышц такая обработка не действует /138/; 5) миозин из 1фасных мышц обладает, по крайней мере, двумя видами "малых субъединиц", которые отсутствуют в миозине из белых мышц /69, 100,125,126/; 6) миозин из красных мышц не содержит остатка 3-метилгиетидина, а миозин из белых мышц содержит 2 остатка ме-тилгистидина на молекулу /91/. Поскольку скорость гидролиза АТФ миозином является лимитирующим фактором скорости мышечного сокращения /26/, а также было показано /26/, что Щ2+ -зависимая АТФазная активность различных реконструированных актомиозинов сильно зависит от типа миозина в комплексе и не зависит от типа актина. Можно предположить, что тип миозина в мышце сильно влияет на скорость сокращения мышцы /26,28/.

Ввиду того, что ос-актинин увеличивает как -зависимую АТФазную активность, так и скорость хода суперпреципитации суспензии реконструированного актомиозина, можно полагать, что оС -актинин также оказывает какое-то влияние на ход мышечного со1фащения. Если это так, то можно предположить, по аналогии с ситуацией с миозином, что -актинин из белых (быстро сокращающихся) мышц должен обладать большей способностью увеличивать 2+ -зависимую АТФазную активность и ход суперпреципитации реконструированного актомиозина, чем ос -актинин из красных (медленно сокращающихся мышц). С другой стороны, было показано /III/, что г -диск в 1фасных мышцах крысы приблизительно в два раза шире 2 -диска в белых мышцах. Поскольку ос -актинин расположен в (или) непосредственной близости от г-диска можно предположить, что если -актинин играет чисто структурную роль, то красные мышцы должны содержать приблизительно в два раза больше ос-ак-тинина, чем белые. Сузуки с сотр. /144/ также показали, что в скелетных мышцах свиньи ъ-диск в 2,25 раз шире в красных мышцах, чем в белых, но количество с*-актинина, которое экстрагируется из этих двух видов мышц одинаково. Этот результат подтверждает предположение Робсона с сотр. /119/, что ъ -диск содержит кроме <* -актинина еще и другие белки. То, что содержание ос -актинина не зависит от ширины г-диска, может быть интерпретировано как цредполагаемое доказательство против концепции, что ©¿-актинин играет чисто структурную роль в мышце. С другой стороны, оказалось, что -актинин из красных и белых мышц не отличаются по способности увеличивать %2+ -зависимую АТФазную активность или ускорять ход суперпреципитации суспензии реконструированного актомиозина. Следовательно, этот тест не подходит как критерий душ определения прямой роли ос -актинина в сокращении.

Дальнейшее изучение ©с-актинина связано с выяснением свойств белка, полученного из различных источников и их сравнение. Так Робсон с сотр. /120,121/ провели сравнительное изучение о* -актининов, выделенных из сердечной мышцы, а также темных и светлых мышц свиньи. Было обнаружено отчетливое различие при хроматографии на ДЕАВ-целлюлозе между сердечным (или из темных мышц) -актинином и -актинином из светлых скелетных мышц. При электрофорезе в полиакриламидном геле сердечный оС-актинин дает одну полосу, которая мигрирует быстрее, чем основная полоса ы. -актинина из светлых мышц, но совпадают с основной полосой оС -актинина из темных мышц. о^-Актинины, полученные из обеих мышц, дают светлоокрашенную полосу, которая мигрирует между быстрой полосой темных мышц (шш единственной полосой сердечного ос -актинина) и медленной полосой ос -актинина из светлых мышц. Промежуточная полоса может представлять собой промежуточный или гибридный тип молекулы. Результаты аминокислотного анализа (см. табл.1) подтверждают хроматографические и электрофоретические различия между сердечным (шш основным белком темных мышц) и препаратом из светлых мышц. Все три ос -актинина имеют субъединичный молекулярный вес 95000 (по данным электрофореза в ПААГ) указывая, что молекула ос -актинина состоит из двух субъединиц равного размера. Не было обнаружено значительных различий медцу сердечным и мышечными (скелетными) ос -актининами в их относительной способности воздействовать на реконструированный акто-миозин. Сердечный с* -актинин и основная часть оС -актинина из темных скелетных мышц сходны (если не идентичны по результатам

Таблица I

Сравнение аминокислотных составов ос-актининов из сердечной и скелетных мышц

Аминокислота! Аминокислотные остатки на 1000 остатков сердечный о(-ак-!с*-актинин из ! -актинин из !тинин !темных скелет- !светлых скелетных ных мыщ !мышц

Сув-БО^Н 10,7 10,8 11,2

Авр 126,2 123,9 110,3

ТЬг 48,4 46,7 46,7

Бег 44,2 45,7 48,7 в1и 180,1 176,1 164,8

Рго 34,3 34,7 35,8

С>1у 46,5 51,0 60,7

А1а 83,1 86,2 92,8

Уа1 36,4 38,1 43,1

Же-Ъ 27,2 26,1 27,2

Не 54,6 49,9 42,8

Ъеи 93,3 96,9 101,7

Туг 25,8 25,1 25,3

РЬе 30,4 30,2 32,1

Н1в 23,8 23,8 21,6

Сув 57,6 56,2 52,9

Тгр 14,4 14,3 14,4

Arg 63,0 64,4 68,0 этого исследования), но оба значительно отличаются от -акти-нина из светлых мышц. Биологическое значение этого различия не ясно.

Гибридный тип ос -актинина может получаться из "промежуточного" типа мышечных волокон, хотя это и не обязательно. Поскольку ос -актинин содержит две субъединицы, промежуточный тип об -актинина можно также объяснить тем, что он состоит из одной субъединицы "белого" и одной "сердечного" типа, или состоит из двух субъединиц третьего типа. Сходная возможность была отмечена /91,124/ для миозина из промежуточных скелетных мышечных волокон.

К настоящему времени «: -актинин обнаружен во всех подвижных системах, включая и те, которые не содержат миозина и тропо-миозина /68,97,129,130,131/, в том числе ос -актинин был выделен из мозга быка /132/, асцитных мембран /157/, НеЬа клеток /44/, кровяных тромбоцитов /122/, Такое широкое расцределение об -актинина в различных органах и тканях, содержащих подвижные системы подтверждает, что с* -актинин выполняет фундаментальную роль в подвижности. Ни гладкие мышцы, ни немышечные подвижные системы, изученные к настоящему времени, не содержат 2-дисков. Поэтому встал воцрос о роли о* -актинина в этих системах. Было обнаружено, что ос -актинин вызывает агрегацию актина в условиях, когда актин свободный от ос -актинина остается в неагрегированном Г-оостоянии и что -актинин ускоряет ход агрегации актина из глобулярной в фибриллярную форму /106/. Это наблюдение и результаты исследований, показавших, что подвижность во многих немышечных двигательных системах частично регулируется быстрым агрегированием-дезагрегированием актиновых мономеров /71,116,118,121,127,156/, указывают на то, что ос-актинин может участвовать, по крайней мере, в трех различных физиологических функциях: а) ©с -актинин может вызывать агрегацию актиновых мономеров и тем самым участвовать в регулировании соотношения агрегированного и мономерного актина в клетках; эта функция не может быть легко исследована в скелетных мышцах, где миофибриллярный актин, очевидно, остается в агрегированном состоянии как в ходе сокращения, так и в ходе отдыха /82,104/; б) d -актинин может служить как присоединяющая пластинка или организующий центр для цреформированных актиновых филаментов, проявляя специфичность в связывании с актиновыми филаментами /74,141/; в) ос -актинин может модифицировать структуру актиновых мономеров в случае, когда эти мономеры находятся в агрегированном, филаментном состоянии и эта модификация может повышать эффективность актина в поддержании биологического движения; это свойство -актинина обусловливает его способность ускорять in vitro мышечное сокращение.

Заключение Диссертация по теме "Биохимия", Надирашвили, Нугзар Шотаевич

ВЫВОДЫ

1. На основании изучения характера и доступности остатков цистеина к модифицирующим реагентам показано, что в молекуле оС -актинина содержится 16 остатков цистеина, из которых шесть остатков являются экспонированными на поверхности белковой глобулы и легко подвергаются модификации; четыре частично "маскированные", которые могут подвергаться модификации н-этилма-леимидом или при понижении рН другими тиоловыми реагентами. И, наконец, шесть остатков, скрытые внутри белковой глобулы, которые модифицируются только после полной денатурации молекулы белка.

2. Показано, что в нативном оС-актинине существуют два типа экспонированных бн-групп, отличающихся по скорости взаимодействия с модифицирующим реагентом (ДТНБ).

3. Модификация экспонированных сульфгидрильных групп об-актинина приводит к значительной потере им биологической активности, т.е. наличие свободных сульфгидрильных групп является существенным для взаимодействия оС -актинина с актином.

4. Полипептидная цепь субъединицы об-актинина в недена-турирующих условиях при ограниченном трипсинолизе распадается на два основных фрагмента с молекулярной массой 55000 и 30000 дальтон, которые в целой молекуле соединены участком полипептидной цепи с молекулярной массой около 15000. Эти фрагменты представляют собой отдельные домены в составе молекулы.

5. Экспонированные остатки цистеина расположены как во фрагментах с молекулярной массой 55000 и 30000, так и в участке полипептидной цепи, соединяющей эти фрагменты. "Маскированные" остатки цистеина расположены только во фрагменте с молекулярной массой 30000.

6. Показано, что фрагменты, образующиеся в результате ограниченного трипсинолиза, не обладают способностью молекулы оС -актинина взаимодействовать с Ф-актином, т.е. наличие кова-лентной связи между отдельными доменами является необходимым для образования в молекуле оС -актинина участка взаимодействия с Ф-актином.

Библиография Диссертация по биологии, кандидата биологических наук, Надирашвили, Нугзар Шотаевич, Тбилиси

1. Беленький Б.Г., Ганкина Э.С., Прянишникова O.P.»Эрастов Д.П.

2. Эксцрессный ультрачувствительный метод идентификации N-концевых аминокислот в белках и пептидах с помощью тонкослойной хроматографии. Докл. АН СССР, 1967, № I, 91-94.

3. Заалишвшш М.М. Актинины в кн. "Биофизические и биохимические методы исследования мышечных белков". Изд-во Наука, 1978, 165-179.

4. Заалишвили М.М. Физико-химические основы мышечной деятельности. Изд-во Мецниереба, Тбилиси, 1971, 160.

5. Левицкий Д.И., Поглазов Б.Ф. Изучение роли двухвалентных катионов в работе шозиновой АТФазы. Биохимия, 1980, т.45, № 12, 2233-2242.

6. Лопина О.Д., Рубцова A.M., Болдырев A.A. Исследование саркоплазматического ретикулума. Биохимия, 1978, 44, В 2, 306-316.

7. Остерман Л.А. Методы исследования белков и нуклеиновыхкислот. М., Наука, 1981, II3-II6.

8. Петушкова Е.В. О сульфгидрильных грушах миозина и об активации шозиновой АТФазы. В кн. Структура и функция ферментов. Вып.14, Москва, Изд-во МГУ, 1973, 75-87.

9. Петушкова Е.В., Власова Т.И. Влияние ионной силы и модификации сульфгидрильных групп на кинетику АТФазной реакции миозина Биохимия, 1973, т.38, tè 6, II44-II52.

10. Поглазов Б.Ф., Бипуши В., Баев A.A. О сульфгидрильных группах миозиновой аденозинтрифосфатазы. Биохимия, 1958, 23, В 2, 269-284.

11. Поглазов Б.Ф. Структура и функция сократительных белков.1. Изд-во Наука, 1965.

12. Поглазов Б.Ф., Левицкий Д.И. Миозин и биологическая подвижность. Изд-во "Наука", 1982, Москва, 43-45.

13. Симонидзе М.Ш., Надирашвили Н.Ш., Шустина М.Д., фурман В.Я.,

14. Купатадзе P.M., Шрайбман Ф.О., Заалишвили М.М. Известия АН ГССР, Серия биологическая, 1980, т.6, J6 3.

15. Торчинский Ю.М., Синицын Н.М. О реакционной способности ироли сульфгидрильных групп в аспартат-трансаминазе из сердца свиньи. Успехи сов.биологии, 1963, 56, I6I-I8I.

16. Торчинский Ю.М. Существенные функциональные группы ферментов и методы их идентификации. Успехи сов.биологии, 1968, 66, вып.1, 13-32.

17. Торчинский Ю.М. Сера в белках. Изд-во "Наука", М., 1977,142.156.

18. Цховребова Л.П., Хайтлина С.Ю., Шелудько Н.С., Подцубная З.А.

19. Взаимодействие оС -актинина и тропомиозина с Ф-актином. Биофизика, 1982, т.ХХУП, Js I, 20-24.

20. Чарквиани Г.Г., Куликов A.B., Эристави Т.М., Зданов Р.И.

21. Энгельгардт В.А., Яровая Г.А. О тождестве аденозинтрифосфа-тазы и миозина. Укр. биохим. журн., 1955, т.27, № 3, с.312-324.

22. Arakawa N., Robson R.M., Goll D.E. An improved method for the preparation of o<-actinin from rabbit striated muscle• -Biochim. Biophys. Acta, 1970, v.200, No. 2, p.284-295«

23. Asai N., Towada K. Enzymic nature of F-actin at high temperature. J. Mol. Biol., 1966, v. 20, No. 2, p.403-417*

24. Asakura S., Taniguchi M., Osawa F. Mechano-chemical behaviour of P-actin. J. Mol. Biol., 1963» v.7» No. 1, p.53-69»

25. Asakura S., Taniguchi M., Osawa F. The effect of sonic vibration on exchangeability and reactivity of the bound adenosine diphosphate of F-actin. Biochim. Biophys. Acta, 1963, v.74, No. 1, p.140-142.

26. Asatoor A.M., Armstrong M.D. 3-Methylh.istidine, a component of actin. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1967, v.26, No. 2, p.168-174.

27. Balint M., Wolf J., Tarsofalvi A., Gergely I., Streter J.A.1.cation of SH-1 and SH-2 in the heavy chain segment of heavy meromyosin. Arch. Biochem. Biophys., 1978, v.190, No. 2, p.793-799.

28. Barany M., Barany K., Reckard Т., Yolpe A. Myosin of fast and slow muscles of the rabbit. Arch. Biochem. Biophys., 1965» v.109, No.1, p.185-191.

29. Barany M. ATPase activity of myosin correlated with speed of muscle shortening. J. Gen. Physiol., 1967, v.50, No. 6, p.197-216.

30. Barany M. In: Sulfur in Proteins. New York: Academic Press, 1959

31. Barany M., Close R.I. The transformation of myosin in cross-innervated rat muscles. J. Physiol., 1971» v.213, No. 2, p.4-55-W.

32. Barany M., Finkelman F. The lability of the F-actin-bound calcium under ultrasomic vibration. Biochim. Biophys. Acta) 1962, v.63, No. 1, p.98-105

33. Barnard R.J., Edgerton V.R., Furakawa T., Peter J.B. Histochemical, biochemical and contractile properties of red, white and intermediate fibers. Am. J. Physiol., 1971» v.220, No. 2, p.410-414.

34. Blum J.J., Sanadi D.R. Activation of myosin adenosine triphosphate by (-p-arsenosophenyl)-n-butyrate. J. Biol. Chem., 1964, v.239, No. 2, p.455-459*

35. Briskey E.J., Seraydarian K., Mommaerts W. F. H. M. The modification of actomyosin by actinin. II. The effect of-actinin upon contractility. Biochim. Biophys. Acta, 1967» v.133, N0.3, p.412-433.

36. Burke M., Reisler E., Harrington W.E. Myosin ATP lydro-lysis; a mechanisms involving a magnesium chelate complex. -Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1973, v.70, p.3793

37. Burridge K., Bray D. Purification and structural analysis of myosins from brain and other non-muscle tissues. J. Mol. Biol., 1975, v.99, No.1, p.1-14.

38. Burridge K., Feramisco J.K. Cell, 1980, v.19, No.2, p.587-595.

39. Collins J.H., Elzinga M. The primary structure of actin from rabbit skeletal muscle. Three cyanogen bromides peptides that are insoluble at neutral pH. J. Biol. Chem., 1975, v.250, No.15, p.5906-5914.

40. Collins J.H«*, Elzinga M. The primary structure of actin from rabbit skeletal muscle. Completion and analysis of the amino acid sequence. J. Biol. Chem., 1975, v.250, No.15, p.5915-5920.

41. Cooke R. The role of the bound nucleotide in the polymerization of actin. Biochemistry, 1975, v.14, No.14, p.3250-3256.

42. Cooke R., Murdoch L. Interaction of actin with analogs of adenosine triphosphate. Biochemistry, 1973, v.12, No.20, p.3927-3932.

43. Cooke R. The role of the bound nucleotide in the polymerization of actin. Biochemistry, 1975, v.14, No.14,p.3250-3256.

44. Cote G.P., Lewis W.G., Pats M.D., Smillie L.B. Platelet tropomyosin: lack of binding to skeletal muscle troponin and correlation with sequence. FEBS Letters, 1978, v.94, No.1, p.131-135.

45. Ebashi S., Ebashi F., Maruyama K. A new protein factor promoting contraction of actomyosin. Nature, 1964, v.203,1. No. 4945, p.645-646.

46. Ebashi S., Ebashi F. Actinin a new structural protein from striated muscle. I. Preparation and action on actomyosin- ATP interaction. J. Biochem. (Tokyo), 1965, v.58, No.1, p.7-12.

47. Ebashi S., Maruyama K. Preparation of some properties ofo<-actinin free actin. J. Biochem. (Tokyo), 1965, v»58, "No.1, p.20-26.59* Ellman G.L. Tissue sulphydryl groups. Arch. Biochem. Bio-phys., 1959, v.82, No.1, p.70-77*

48. Elzinga M., Collins I.H. Amino acid sequence of a myosin fragment that contains SH^-1^ SH^- and N-methyl-histidine. -Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1977, v.74, No.10. p.4281.

49. Elzinga M., Collins J.H. The primary structure of actin from rabbit skeletal muscle. Five cyanogen bromides peptides, including the NH2 and COOH mermin. J. Biol. Chem;., 1975, v.250, No.15, p.5897-5905»

50. Endo M., Nonomura T., Masaki T., Ohtsuki I., Ebashi S. Localization of native tropomyosin in relation to striation patterns. J. Biochem. (Tokyo), 1966, v.60, N0.5, p.605*

51. Engel J., Fasold H., Hulla F.W., Waechter F., Wegner A. The polymerization reaction of muscle actin. Mol. Cell Biochem., 1977, v.18, No.1, p.3-13«

52. Feramisco J.B. Microinjection of fluorescently labeled <X-actinin into living fibroblasts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1979» v.76, No.8, p.3967-3971.

53. Fine R.E., Blitz A.L. A chemical comparison of tropomyosins from muscle and non-muscle tissues. J. Mol. Biol., 1975» v.95, N0.3, p.W-454.

54. Geiger B., Takuyasu K.T., Singler S.J. Immunocytochemical localization of actinin in intestinal epithelial cells. -Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1979, v.76, N0.6, p.2833-2837»

55. Gergely J., Pragay D., Scholz A.F., Seidel J.C., Streter F.A., Thomson M.M. In: Molecular Biology of Muscular Contraction /S.Ebashi, F.Oosawa, T.Sekine, J.Tonomura, eds. Amsterdam: Elsewier, 1965»

56. Gilmour D.t Gellert M. The binding of p-chloromercuriben-zoate by myosin. Arch. Biochem. Biophys., 1961, v.93,1. N0.3, p.605-616.

57. Goldmann R.D., Lazarides E., Pollack R.f Weber K. The distribution of actin in non-muscle cells. The use of actin antibody in the localization of actin within the microfilament bundles of mouse 3T3 cell. Expt. Cell. Res., 1975, v.90, No.2, p.333-344.

58. Guth L., Samaha F.J. Qualitative differences between acto-myosin ATPase of slow and fast mammalian muscle. Expl. Neurol., 1969, v.25, No.1, p.138-152.

59. Hama H., Kasai M., Marujama K., Noda H. Natural F-actin. IV. Length distribution and its change studied by electron microscopy. Biochim. Biophys. Acta, 1969, v.194, No.2,p.470-477.

60. Hanson J., Lowy J. The structure of F-actin and of actin filaments isolated from muscle. J. Mol. Biol., 1963, v.6, No.1, p.46.

61. Holmes G.R., Goll D.E., Suzuki A., Robson R.M., Stromer M.H. Effect of trypsin on rabbit skeletal muscle <x-actinin. Biochim. Biophys. Acta, 1976, v.446, No.2, p.445-446.

62. Huxley H.E., Brown W. The low-angle X-ray diagram of vertebrate striated muscle and its behaviour during contraction and rigor. J. Mol. Biol., 1967» v.30, No.2, p.383-434.

63. Ikkai T., Ooi T. Biochemistry, 1966, v.5, No.4, p.1151-1160,

64. Ishiwata S. Freezing of actin. Reversible oxidation of a sulfhydryl group and structure change. J. Biochem., 1976, v.80, N0.3, p.595-609.

65. Jackusch B.M., Burger M.M., DePrada M., Richards J.G., Chaponier C., Gabbiani G. Nature (London), 1977» v.270, p.628-629.

66. Korn E. Biochemistry of actomyosin-dependent cell mobility. -Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1978, v.75» No.2, p.588-599.

67. Kuchl W.M., Adelstein R.S. The absence of 3-methylhistidine in red cardiac and fetal myosin. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1970, v.39, N0.5, p.956-964.

68. Kuchl W.M., Conti M.A., Adelstein R.S. J. Biol. Chem., 1975» v.250, No.15, p.5890-5896.93« Kuroda M., Maruyama K. Polymorphism of F-actin. II. ATPase activity at acid pH J. Biochem., 1972, v.71» No.1, p. 39-45.

69. Laemmli I.K. Cleavage of structural proteins during tire assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 1970, v.227, No. 3, p.680-685.

70. Landon F., Hue C., Thome F., Oriol C., Olomucki A. Human plated actin. Evidence of and forms and similarity of properties with sarcomeric actin. Eur. J. Biochem., 1977, v. 81, N0.3, p.571-577.

71. Locker R.H., Hagyard C.J. The myosin of rabbit red muscles. Arch. Biochem. Biophys., 1968, v.127, No.1-3, p.370-375.

72. Low L., Dansker P. Effect of cytochalasin B on formation and properties of muscle F-actin. Biochim. Biophys. Acta, 1976, v.430, No.2, p.366-374.

73. Low I., Dancker P., Wieland T. Stabilization of F-actin by phalloidin reversal of the destabilizing effect ofcytochalasin B. FEBS Lett., 1975» v.54, No.2, p.263-265.

74. Lusty G.J., Fasold H. Characterization of sulfhydryl groups of actin. Biochemistry, 1969» v.8, p.2933-2940.

75. Martonosi A., Gouvea M.A., Gergeli J. Studies 011 actin. III. G-F transformation of actin and muscular contraction (experiments in vivo). J. Biol. Chem., 1960, v.235» N0.6, p.1707-1710.

76. Martonosi A., Gouvea M.A., Gergely J. Studies on actin.14

77. The interaction of C -labeled adenine nucleotides with actin. J. Biol. Chem., 1960, v.235, N0.6, p.1700-1703.

78. Maruyuma K., Ebashi S. <x-Actinin, a new structural protein from striated muscle. II. Action on actin. J. Biochem. (Tokyo), 1965, v.58, No.1, p.13-19.

79. Maruyuma K. Effect of actinins on the adenosine-triphosphatase activity of actomyosin at low ionic strength. J. Biochem. (Tokyo), 1966, v.59, No.4, p.422-424.

80. Niedel J.E., Cuatrecasa P. Rapid purification of chicken gizzard G-actin. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1979» v.91, No.1, p.152-156.

81. Padykula H.A., Gauthier G.F. The ultrastructure of the neuromuscular junction of mammalian red, white, and intermediate skeletal muscle fibers. J. Cell Biol., 1970, v.46, No.1, p.27-41.

82. Pepe P.A. Some aspects of the structural organization of the myofibril as revealed by antibody-staining methods. -J. Cell Biol., 1966, v.28, N0.3» p.505-526.

83. Perry S.V., Corsi A. Extraction of proteins other than myosin from isolated rabbit myofibrils. Biochem. J., 1958, v.68, No.1, p.5-12.

84. Peter J.B., Barnard R.J., Sdgerton V.R., Gillesie C.A., Stempel K.E. Metabolic profiles of three fiber types of skeletal muscle in guinea pigs and rabbits. Biochemistry, 1972, v.11, No.14, p.2627-2633«

85. Podlubnaya Z.A., Tskhovrebova L.A., Zaalishvili M.M., Stefanenko G.A. Electron Microscopic Study of cx-actinin. -J. Mol. Biol., 1975, v.91, p.357-359.

86. Robbins P.W., Wickus G.G., Branton P.E., Gaffney B.J., Hirschberg C.B., Fuchs P., Blumberg P.M. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 1975, "V.39, p.1173-1180.

87. Robson R.M., Go11 D.E., Arakawa N., Stromer M.H. Purification and properties of cx-actinin from rabbit skeletal muscle. Biochim. Biophys. Acta, 1970, v.200, No.2,p.296-318.

88. Robson R.M., Zeece M.G. Comparative studies of -actinin from porcine cardiac and skeletal muscle. Biochim. Biophys. Acta, 1973, v.295, No.1, p.208-224.

89. Rpbson R.M., Zeece M.G., Longe J.R. Comparison of molecular and subunit properties of cardiac and skeletal muscle cx-actinin. Fed. Proc., 1971» v.30, No.2, p.491.

90. Rosenberg S., Stratcher A., Burridge K. Isolation and characterization of a calcium-sensitive o^-actinin-like protein from human platelet cytoskeletons. J. Biol. Chem., 1981, v.256, No.24, p.12986-12991•

91. Saide J.D., Ulrick W.C. Fine structure of the honeybee Z-disc. J. Mol. Biol., 1973, v.79, No.2, p.329-337.

92. Samaha F.J., Guth L.} Albers R.W. Phenotypic differences between the actomyosin ATPase of the three fiber types of mammalian skeletal muscle. Expl. Neuroli, 1970, v.26, No.1, p.120-125.

93. Samaha F.J., Guth L., Albers R.W. Differences between slow and fast muscle myosin. J. Biol. Chem., 1970, v.245, No.2, p.219-224.

94. Samaha F.J., Guth L., Albers R.W. The neural regulation of gene expression in the muscle cell. Expl. Neurol., 1970, v.27, No.2, p.276-282.

95. Sanger J.W. Presence of actin during chromosomal movement.-Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1975, v.72, N0.6, p.2451-2455.

96. Sanger J.W. Changing patterns of actin localization during cell division. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1975, v.72, N0.5, p.1913-1916.

97. Schollmeyer J.E., Furcht L.T., Goll D.E., Robson R.M., Stromer M.H. In: Cell Mobility (R.Goldman, T.Pollard, J.Rosenbaum, eds.) Cold Spring Harbor Laboratory, 1976, p.361-388.

98. Schollmeyer J.E., Goll D.E., Robson R.M., Stromer M.H. Localization of cx-actinin and tropomyosin in differentmuscles. J. Cell Biol., 1973» v.59, No.2, p.306a.

99. Schollmeyer J.E., Göll D.E., Tilney L., Mooseker M., Robson R., Stromer M. Localization of oc-actinin in nonmuscle material. J. Cell Biol., 1974, v.63, No.2, p.304a.

100. Schook W., Ores C., Puszkin S. Isolation and properties of brain cx-ac tinin. Biochem. J., 1978, v.173, No.1, p.63-72.

101. Seidel J.C. Studies on myosin from red and white skeletal muscles of the rabbit. J. Biol. Chem., 1967, v.242, No.23, p.5623-5629.

102. Seidel J.O., Sreter P.A., Thomson M.M., Gergely J. Comparative studies of myofibrils, myosin and actomyosin from red and white skeletal muscle. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1964, v.17, N0.6, p.662-667.

103. Singh I., Göll E., Robson K.M., Stromer M.H. N- and C-terminal amino acids of purified cx-actinin. Biochim. Biophys. Acta, 1977, v.491, No.1, p.29-45.

104. Singh I., Göll D.E., Robson R.M. Effect of -actinin on actin structure. Actin ATPase activity. Biochim. Biophys. Acta, 1981, v.670, No.1, p.1-8.

105. Singh I., Göll D.E., Robson R.M., Stromer M.H. Effect of ©<-actinin on actin structure. Viscosity studies. Biochim. Biophys. Acta, 1981, v.669, No.1, p.1-6.

106. Stromer M.H., Goll D.E. Studies on purified c<-ac'fcin:i-n* II. Electron microscopic studies on the competitive binding of cx-actinin and tropomyosin to Z-line extracted myofibrils. J. Mol. Biol., 1972, v.67, No.3, p.489-494.

107. Stromer M.H., Hartshorne D.J., Mueller H., Rice R.7. The effect of various protein fractions on Z- and M-line reconstitutiim. J. Cell Biol., 1969, v.40, No.1, p.167-178.

108. Suzuki A., Goll D.E., Singh I., Allm R.E., Robson R.M., Stromer M.H. Some properties of purified skeletal muscle CX-actinin. J. Biol. Chem., 1976, v.251, No.21, p.6860-6870.

109. Suzuki A., Goll D.E., Stromer M.H., Sinh I., Temple J. o<-Actinin from red and white porcine muscle. Biochim. Biophys. Acta, 1973, v.295, No.1, p.188-207.

110. Tanaka H., Oosawa F. The effect of temperature on the interaction between F-actin and tropomyosin. Biochim. Biophys. Acta, 1971, v.253, No.1, p.274-283.

111. Taniguchi M. Diphasic transformations of F-actin effects of urea and MgC^ on F-actin. Biochim. Biophys. Acta, 1976, v.427, No.1, p.126-140.

112. Temple J., Goll D.E. Nucleotide and cation specificity of the o<-actinin induced increase in actomyosin nucleotide triphosphate phosphohydrolase activity. Biochim. Biophys. Acta, 1970, v.205, No.1, p.121-123.

113. Wang K. Filamin, a new high-molecular-weight protein found in smooth muscle and nonmuscle cells. Purification and properties of chicken gizzard filamin. Biochemistry, 1977, v.16, N0.9, p.1857-1865.

114. Webster R.E., Osborn M., Weber K. Visualization of the same PtK2 cytoskeletons by both immunofluorescence and low power electron miscroscopy. Exp. Cell. Res., 1978, v.117, No.1, p.47-61.