Репродукция и дифференцировка клеток двустворчатых моллюсков и иглокожих in vitro

Одинцова, Нэлия Адольфовна

Бесплатный автореферат и диссертация по биологии на тему
Репродукция и дифференцировка клеток двустворчатых моллюсков и иглокожих in vitro
ВАК РФ 03.00.11, Эмбриология, гистология и цитология

Содержание диссертации, доктора биологических наук, Одинцова, Нэлия Адольфовна

1 .ВВЕДЕНИЕ.

1.1. Актуальность проблемы.

1.2. Цель и задачи работы.

1.3. Научная новизна и теоретическое значение работы.

1.4. Практическая ценность.,.

1.5. Апробация работы.

2.ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

2.1. Клеточные культуры из тканей морских беспозвоночных.

2.2.Контаминация клеточных культур морских беспозвоночных микроорганизмами.

2.3. Питательные среды.

2.4. Ростовые факторы.

2.5. Лектины.

2.6. Адгезионные свойства клеток морских беспозвоночных.

2.7. Дифференцировка в культуре клеток морских беспозвоночных.

2.8. Криоконсервация.

Введение Диссертация по биологии, на тему "Репродукция и дифференцировка клеток двустворчатых моллюсков и иглокожих in vitro"

1.1. Актуальность проблемы

Значение культивирования клеток беспозвоночных для анализа фундаментальных механизмов физиологии клетки и развития организмов очень велико. Клеточные культуры моллюсков, иглокожих и ракообразных могут стать незаменимыми модельными системами для решения многих проблем клеточной и молекулярной биологии, связанных с исследованием механизмов, регулирующих раннее развитие, рост и дифференцировку. Кроме того, такие культуры необходимы для проведения диагностических исследований при определении болезней промысловых моллюсков и ракообразных, для исследования ростовых потребностей этих животных, в токсикологии - для создания новых тестов при мониторинге прибрежных вод. Жизнеспособные клеточные культуры морских беспозвоночных потенциально могут стать культурами-продуцентами сложных биологически активных веществ, представляющих фармакологический и промышленный интерес. Именно продукция таких веществ in vitro может стать альтернативой химическому синтезу или аквакультуре.

Рост клеток в культуре определяется балансом генетической программы и взаимодействий клеточной поверхности, субстрата и межклеточного матрикса. Преимущество метода in vitro - возможность в сравнительно простых и экспериментально контролируемых условиях исследовать деление и многие физиологические функции клеток, часть которых можно наблюдать только в живом организме. Создание новой модельной системы позволит обеспечить стандартизацию исходного материала, снять сезонные и географические ограничения молекулярно-генетических исследований. Необходимый этап для решения этой задачи - исследование механизмов, регулирующих рост и дифференцировку клеток морских беспозвоночных в условиях кулмуры.

Моллюски и иглокожие - это древние группы беспозвоночных, обладающие уникальными способностями к регенерации; в то же время в природе у них редко встречаются злокачественные опухоли. Все попытки получить постоянные клеточные линии из тканей этих животных пока не имели успеха. Возможно, неспособность этих клеток делиться в кулмуре и их низкий "злокачественый потенциал" имеют общий корень. Только в последние годы в литературе появились сообщения о получении клеточных линий из тканей некоторых морских беспозвоночных - асцидий (Rinkevich, Rabinovitz, 1994; Kawamura, Fujiwara, 1995) и коралловых полипов (Frank et al., 1994). Оказалось, что низкую митотическую активность, характерную для тканей всех морских беспозвоночных, и продолжительный клеточный цикл можно значительно изменить в культуре.

До сих пор удается получать и поддерживать в течение нескольких месяцев только первичные культуры жизнеспособных клеток морских моллюсков, иглокожих, губок и ракообразных. В таких культурах, приготовленных непосредственно из тканей организма, клеточный рост не превышает клеточную дегенерацию. Вместе с тем, получение долгоживущих культур и постоянных клеточных линий морских беспозвоночных необходимо для изоляции и характеристики инфекционных агентов, которые являются главным лимитирующим фактором в развитии аквакультуры моллюсков и ракообразных (Luedeman, Lightner, 1992). Только для класса Crustacea идентифицировано около 30 вирусов (Loch et al., 1996). Гибнут устричные и мидийные плантации, резко снижается численность популяций крабов и креветок, принося многомиллионные убытки. Часть жизненного цикла патогенных для человека и домашних животных простейших и вирусов также связана с тканями морских беспозвоночных, в которых они могут аккумулироваться (Eiston, 1997). Двустворчатые моллюски из загрязненных вод, будучи фильтраторами, могут увеличивать концентрацию вирусов в своих

Заключение Диссертация по теме "Эмбриология, гистология и цитология", Одинцова, Нэлия Адольфовна

ВЫВОДЫ

1. В культурах клеток двустворчатых моллюсков и иглокожих сигнал к делению воспринимают только малодифференцированные клетки - клетки ранних стадий эмбрионального развития моллюсков и иглокожих, а также клетки регенерирующих тканей в период активных морфогенетических изменений.

2. В тканях морских беспозвоночных обнаружены вещества, подобные эпидермальному фактору роста (ЭФР) млекопитающих. Наиболее перспективным источником таких ЭФР-подобных веществ является молодь мидии МуМт 1го88и1из. Новый ЭФР-подобный фактор из тканей мидий обладает значительным митогенным потенциалом, стимулируя синтез ДНК в клетках как позвоночных, так и беспозвоночных животных. Кроме того, этот фактор, так же как и сам ЭФР, взаимодействует с ЭФР-рецепторами на мембране клеток человеческой карциномы А 431 и вызывает их фосфорилирование. Это свидетельствует о существовании общих механизмов запуска синтеза ДНК в клетках различных типов животных.

3. Существует прямая зависимость между степенью прикрепления и интенсивностью синтеза РНК и ДНК в клетках моллюсков и иглокожих. Наиболее выраженный эффект обнаружен для личиночных клеток: синтез РНК в этих клетках увеличивался в 3 - 40 раз в зависимости от типа субстрата.

4. Установлено, что для клеток моллюсков и иглокожих распластывание не является определяющим фактором для запуска синтеза РНК. В первичных клеточных культурах морских беспозвоночных синтез РНК возрастает не только в распластанных, но уже и в прикрепленных клетках.

5. Лектин из колониальной асцидии ВШетпит 1егпМапит (ЛТЬ) обладает свойствами как фактора роста, так и фактора адгезии. Соединение в одной молекуле БТЪ свойств факторов роста и адгезии подтверждает представление о локализованных сигналах для клеточного роста и дифференцировки.

6. Влияние лектина БТЬ на пролиферацию и/или дифференцировку клеток моллюсков и иглокожих зависит от стадии развития, на которой получены культуры. Способность лектина из асцидии стимулировать рост клеток проявляется в тех случаях, когда контакт клеток с субстратом минимальный (клетки бластулы моллюсков и иглокожих, клонирование в мягком агаре клеток НеЬа). Для клеток более поздних стадий развития морских беспозвоночных, а также для клеток НеЬа, растущих на твердом субстрате, БТЬ выступает как фактор дифференцировки, стимулируя рост клеток в значительно меньшей степени или даже подавляя его (клетки НеЬа), увеличивая прикрепление и значительно повышая степень распластанности клеток. Адгезивные свойства этого лектина связаны, по-видимому, не с его углеводными детерминантами, а с коллаген - подобными участками или Ь?ХЮ-после довательностью.

7. Показана возможность полноценной морфофункциональной дифференцировки эмбриональных клеток моллюсков и иглокожих в первичных культурах и зависимость экспрессии дифференцировки от условий культивирования.

8. Решающее влияние на процессы репродукции и дифференцировки в культурах клеток морских беспозвоночных, так же как в культурах клеток позвоночных животных, оказывает взаимодействие клеток и субстрата. Непременным условием миогенной дифференциации в культурах клеток моллюсков как на ранних, так и на поздних стадиях личиночного развития, является распластывание клеток. Присутствие сыворотки ускоряет развитие миогенной дифференцировки.

9. В культурах клеток ранних стадий развития моллюсков и иглокожих в начале культивирования преобладают клетки эпителиального типа. В культурах клеток более поздних стадий развития идет дифференциация клеток первичной мезенхимы (образование синцитиоподобных структур,

193 спикулогенез) и клеток вторичной мезенхимы (интенсивная пигментация в клетках иглокожих, культивируемых на фибронектине). Впервые установлено, что процесс спикулообразования в культурах иглокожих могут определять не только компоненты сыворотки, но и лектины.

10. Исходя из анализа ростовых потребностей клеток иглокожих и моллюсков разработан комплекс условий, позволяющий стабильно получать жизнеспособные клетки морских беспозвоночных и поддерживать их в течение длительного периода времени (4-6 месяцев). Установлены условия криоконсервации клеток этих животных.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Существует значительное сходство в системах регуляции пролиферации и дифференцировки у позвоночных и беспозвоночных животных.

Анализ литературных и собственных данных показывает, что молекулярные механизмы регуляции процессов роста и дифференцировки клеток определяются, главным образом, связыванием клеточных поверхностных рецепторов с молекулами ростовых факторов и с компонентами межклеточного матрикса. В результате образования лиганд-рецепторного комплекса запускается целый каскад внутриклеточных реакций, приводящих к определенному ответу клетки на внешний стимул. Стереотипность реакций клеток особенно заметна на первых этапах прохождения сигналов, регулирующих жизнедеятельность клеток (СагреШ;ег, 1993; Ьайгеше, Уашаёа, 1998).

Наше предположение о присутствии ЭФР-чувствительных клеток-мишений в тканях морских беспозвоночных привело к открытию нового ростового фактора из тканей мидии, сходного с эпидермальным фактором роста и способного стимулировать рост клеток как позвоночных, так и беспозвоночных животных. Этот фактор связывается с рецепторами ЭФР на мембранах клеток А431, вызывая их фосфорилирование и проникновение комплексов рецептор-ростовой фактор внутрь клетки. Присутствие ЭФР-подобных рецепторов на поверхности клеток моллюсков недавно подтверждено рядом исследователей (ЬеЬе1 е! а1., 1996; СапеБ1 е! а1., 1997). Ранние ступени передачи сигнала ЭФР, по-видимому, сходны в различных клетках: связывание ЭФР с рецепторами клеток как позвоночных, так и беспозвоночных животных индуцирует активацию тирозин-киназной активности рецепторов, которая существенна для дальнейшего прохождения сигнала. Однако связь ЭФР позвоночных с ЭФР-рецепторами моллюсков более слабая, чем с подобными рецепторами в клетках позвоночных животных

Odintsova et al., 1993; Canesi et al., 1997), что указывает на возможные различия в структуре этих рецепторов. Присутствие высоко консервативной ЭФР-последовательности в геноме различных классов животных и общие механизмы запуска синтеза ДНК подтверждают универсальность и широкое распространение ростовых факторов.

Кроме факторов роста на ростовой потенциал клеток морских беспозвоночных могут воздействовать лектины (Bretting et al., 1981; Brillouet et al., 1981; Atta et al., 1989; Engel et al., 1992; Kawamura, Fujiwara,1995; Peddie et al., 1995; Lebel et al., 1996; Canesi et al., 1997; Pipe et al., 1997; Pomponi et al., 1997; Odintsova et al., 1999). Связывание рецепторов клеточной поверхности со свободно диффундирующими лигандными молекулами, такими как ростовые факторы или лектины, или молекулами, фиксированными на поверхности субстрата или другой клетки, приводит к перестройке комплекса плазматическая мембрана-цитоскелет. Система актиновых микрофиламентов и микротрубочек может контролировать как лектин-индуцированный "кэппинг", так и эндоцитоз комплексов рецептор-ростовой фактор. Недавно обнаружено, что с некоторыми рецепторами ростовых факторов могут прямо связываться не только растворимые белки, но и фибриллярные белки межклеточного матрикса, такие как коллаген (Schlessinger, 1997). Это связывание может приводить к активации киназ, фосфорилирующих тирозиновые остатки ряда внутриклеточных белков, и к последующему делению клеток. Кроме того, показана активация ЭФР-рецепторов интегринами: адгезия клеток к иммобилизованным белкам внеклеточного матрикса стимулирует фосфорилирование по тирозину рецепторов ростовых факторов в отсутствие самих факторов (Мого et al., 1998). Стимуляция лимфоцитов иммобилизованными лектинами показывает, что митогенез может запускаться клеточными поверхностными событиями, которые не требуют транспорта митогена внутрь клетки (Nicolson, 1974). Таким образом, активация деления клеток может осуществляться не только за счет эндоцитоза комплексов рецептор-ростовой фактор, но и за счет поверхностных изменений клетки. Синергичность взаимодействий сигнальных путей интегринов и ростовых факторов указывает на единство и взаимодополняемость клеточных систем, участвующих в проведении сигналов. Помимо ростовых факторов важнейшими инструментами воздействия на клетки морских беспозвоночных в условиях культуры могут являться лектины.

Экспериментальный и компьютерный анализ некоторых генов морских ежей показал сходство функциональной и структурной организации цис-регуляторной системы иглокожих с регуляторными системами позвоночных животных (Yuh et al., 1998). У некоторых морских беспозвоночных также обнаружены интегриновые рецепторы, связывающиеся с RGD-содержащими лигандами (Brower et al., 1997; Marsden, Burke, 1998). При анализе первичной последовательности р-субъединиц интегринов губок, коралловых полипов и иглокожих установлено, что их цитоплазматический домен содержит высоко консервативные последовательности, необходимые для взаимодействия с актиновыми филаментами и сходные с таковыми позвоночных животных. Эти факты вселяют надежду, что комплексное применение специфических ростовых и адгезивных факторов для клеточных культур морских беспозвоночных позволит получить не только информацию о рецепторах этих клеток и взаимодействии их с белками внеклеточного матрикса, но и создать оптимальные условия для интенсификации клеточного роста в длительно переживающих культурах клеток моллюсков и иглокожих.

В условиях in vitro реализация программ роста и дифференцировки в значительной степени зависит от состояния клеток и контролируется многими факторами, в том числе факторами, обеспечивающими клеточное прикрепление. Взаимодействие клеток и субстрата оказывает решающее влияние на процессы цитодифференцировки и гистогенеза в культурах личиночных клеток и регенерирующих тканей моллюсков и иглокожих. Мы показали, что также как для клеток позвоночных животных, обработка поверхности культуральных сосудов адгезионными белками может увеличивать не только степень прикрепления клеток моллюсков и иглокожих к субстрату, но и их функциональную активность.

По-видимому, существует некоторое сходство в адгезивных реакциях позвоночных и беспозвоночных животных. Однако существует и ряд особенностей. Прикрепление клеток млекопитающих к субстрату достаточно для восстановления белкового синтеза, но для восстановления синтеза РНК необходимо распластывание (Ben-Zeev et al., 1980; Salomon et al., 1981; Bissel et al., 1982; Lee et al., 1985). В первичных клеточных культурах моллюсков и иглокожих синтез РНК увеличивался в прикрепленных клетках (часто в клетках сферической формы), но не распластанных клетках. Очевидно, что в отличие от клеток позвоночных животных, распластывание не является определяющим фактором для восстановления синтеза РНК в культивируемых клетках моллюсков и иглокожих.

Степень распластывания клеток связана с реализацией программ пролиферации или дифференцировки (Ingber et al., 1987). Мы также показали, что субстраты с различными адгезионными свойствами могут определять развитие того или иного фенотипа. Обнаруженные морфогенетические изменения культивируемых клеток двустворчатых моллюсков и иглокожих свидетельствуют о существовании многих программ клеточной дифференцировки, для реализации которых необходимо взаимодействие клеток и субстрата. В культурах клеток моллюсков как на ранних, так и на поздних стадиях личиночного развития, непременным условием миогенной цитодифференциации является распластывание клеток. Выбор миогенной программы развития происходит задолго до того, как это проявляется во внешней дифференцировке. Отсутствие сыворотки не препятствует развитию миогенной дифференцировки, но задерживает этот процесс. Направления дифференцировки могут определяться химическими факторами внеклеточного матрикса и клеточных поверхностей.

Однако процессы адгезии и распластывания зависят не только от внешних факиров (таких как субстрат), но и от физиологического состояния клеток. Эмбриональные и личиночные клетки морских беспозвоночных, полученные на различных стадиях развития, могут по разному проявлять себя в культуре. Используя определенные факторы адгезии и роста и учитывая, что белки, способствующие распластыванию клеток, взаимодействуют с разными клеточными рецепторами (Stenn et al., 1983), можно контролировать дифференцировку клеток в культуре. Отсутствие подходящей питательной среды и, возможно, специфических межклеточных взаимодействий приводит к нарушению нормальной последовательности событий цитодифференцировки и постепенной деградации клеток в культуре. Особенно быстрое снижение метаболической активности происходит в культурах эмбриональных клеток моллюсков и иглокожих, тогда как метаболическая активность клеток регенерирующих тканей иглокожих может достаточно долго оставаться на высоком уровне.

Вычленение регуляторных механизмов, контролирующих и упорядочивающих эмбриогенез морских беспозвоночных, дает возможность понять события раннего морфогенеза этих животных. Известно, что наибольшей ДНК-синтетической активностью обладают клетки на ранних стадиях дробления (Кафиани, Костомарова, 1978; Ozeki et al., 1995; Tosi et al., 1995). Уровень синтеза ДНК в эмбриональных клетках морского ежа in vivo достигает максимального значения на стадии средней и мезенхимной бластулы и значительно снижается к стадии гаструлы (Tosi et al., 1995). В процессе культивирования эта закономерность сохраняется. Общее количество нуклеиновых кислот на клетку также больше в эмбриональных клетках более ранних стадий. Высокий ростовой потенциал клеток бластулы еще более усиливается факторами адгезии. Для клеток моллюсков наибольшим стимулирующим эффектом обладает коллаген и лектин из асцидии (DTL), а для клеток иглокожих - фибронектин и DTL, значительно увеличивая ИМЯ и уровень включения 3Н -тимидина. Следует обратить внимание на тот факт, что коллаген блокирует рост клеток иглокожих и является самым "неадгезивным" субстратом для них, тогда как фибронектин - далеко не лучший субстрат для клеток моллюсков. Какие свойства лектина из асцидии связывают эти два белка межклеточного матрикса? По-видимому, для клеток моллюсков определяющим является присутствие коллаген-подобных сайтов в структуре DTL, а для клеток иглокожих - наличие RGD-последовательности. Это предположение косвенно подтверждают данные об очень интенсивной интегрин-опосредованной адгезии и распластывании клеток морских ежей на искусственном субстрате пронектине, содержащем 13 GRGDS повторов (Marsden, Burke, 1998).

Клетки моллюсков и иглокожих на ранних стадиях развития, когда контроль со стороны материнских факторов является доминирующим, обладают значительным ростовым потенциалом, но могут проявлять и некоторые признаки дифференцировки в культуре. Со стадии бластулы происходит переключение информации на эмбриональные гены. По мере того, как материнские транскрипты замещаются транскриптами генома зародыша, эмбриональные клетки становятся более чувствительны к внешним сигналам. Хотя синтез интегриновых рецепторов происходит на всех стадиях, на стадии гаструлы экспрессия интегриновых генов максимальна (Marsden, Burke, 1998). Вероятно, поэтому адгезивный эффект DTL наиболее ярко проявляется на стадии гаструлы - стадии, на которой включаются в работу транскрипты эмбриональных генов.

Сочетание активных и неактивных генов постепенно изменяется в ходе развития, и с помощью специфических регуляторов (например, таких как лектины) можно воздействовать на генетический потенциал оплодотворенной яйцеклетки. Во многих случаях гликоконьюгаты на клеточной поверхности являются маркерами специфической стадии развития и клеточной дифференцировки (Мсокоп, 1974). В клетках более поздних стадий развития разнообразие направлений дифференцировки возрастает.

Результаты экспериментов на опухолевых клетках удивительным образом подтвердили наши наблюдения на эмбриональных клетках морских беспозвоночных. Лектин из асцидии способен связываться как с онкофетальными антигенами опухолевых клеток, так и с рецепторами эмбриональных клеток моллюсков и иглокожих, и обладает свойствами адгезивного и ростового фактора для всех исследованных клеток. Однако способность ОТЪ стимулировать рост клеток проявляется в тех случаях, когда контакт клеток с субстратом минимальный. Для клеток более поздних стадий развития морских беспозвоночных ( гаструлы морских ежей и трохофоры моллюсков), а также для клеток НеЬа, растущих на твердом субстрате, ЭТЬ выступает как фактор дифференцировки, стимулируя рост клеток в значительно меньшей степени или даже подавляя его (клетки НеЬа), увеличивая прикрепление и повышая степень распластанности клеток. Адгезивные свойства этого лектина связаны, вероятно, не с его углеводными детерминантами, а с коллаген - подобными участками или 1ЮО-последовательностью. Соединение в одной молекуле ЭТЪ свойств факторов роста и адгезии сближает этот лектин с рядом молекул клеточной адгезии, в составе которых обнаружены последовательности, близкие по своему составу последовательностям ростовых факторов (В18§гоуе е! а1., 1991, 1993; 1поие & а1., 1995; 01ште е! а1., 1996; Витке е! а1., 1998). Существование подобных веществ подтверждает гипотезу Энджела (Engel, 1989) о локализованных сигналах для клеточного роста и дифференцировки.

Принципиальная возможность получения делящихся клеток в культурах моллюсков и иглокожих существует. В отдельных случаях мы наблюдали не только увеличение интенсивности синтеза ДНК и появление митотических клеток, но и реальное увеличение количества клеток. При этом деление клеток в таких культурах возможно как в суспензии, так и на субстрате. Сигнал к делению воспринимают только малодифференцированные клетки - клетки ранних стадий эмбрионального развития моллюсков и иглокожих, а также клетки регенерирующих тканей в период активных морфогенетических изменений клеточного состава, когда отмечено наибольшее количество дедифференцированных клеток (Долматов, 1996). Это хорошо согласуется с литературными данными о встречаемости митотических фигур после воздействия митогенами только среди малодифференцированных клеток: в первичной культуре клеток асцидии (Peddie et al., 1995), среди молодых половых клеток в первичной культуре клеток мантии мидии (Mathieu et al., 1988). Кроме того, среди многих клеточных фракций пищеварительной железы моллюсков на ростовые факторы отвечали только стволовые или недифференцированные клетки (Giard et al., 1998), а высокая скорость пролиферации (время удвоения клеток 40-50 часов) была обнаружена в культуре злокачественных гемопоэтических клеток мии, при трансформации которых произошла дедифференцировка (Walker, 1996). Таким образом, мы приходим к заключению, что при определенных условиях культивирования можно не только стабильно получать длительно переживающие культуры клеток морских моллюсков и иглокожих, но и культуры, в которых происходит деление клеток.

Экспериментальные данные диссертации дают основание по-новому подойти к решению многих практических вопросов при культивировании

190 клеток морских беспозвоночных. Комплексное использование специфических ростовых и адгезивных факторов для клеточных культур морских беспозвоночных позволит создать оптимальные условия для интенсификации клеточного роста в длительно переживающих культурах клеток моллюсков и иглокожих, а открытие и использование новых факторов роста и адгезии для клеток морских беспозвоночных значительно расширит диапазон этих исследований.

Библиография Диссертация по биологии, доктора биологических наук, Одинцова, Нэлия Адольфовна, Владивосток

1. Баркан P.C., Никольский H.H. Минимально трансформированные клеточные линии ЗТЗ как объект исследований клеточных пролиферационных механизмов //Цитология 1985. Т. 27, N 1. С. 5-27.

2. Белогорцева Н.И., Оводова Р.Г., Мороз C.B., Одинцова H.A., Ермак A.B., Оводов Ю.С. Выделение и общая характеристика лектина из асцидии Didermnum ternatum //Биорган. химия. 1994. Т. 20, N 8-9. С. 973-985.

3. Бершадский А.Д., Гельфанд И.М. Механизмы реорганизации актинового цитоскелета при трансформации и нормализации клеток // Цитология. 1982. Т. 24, N9. С. 1091-1092.

4. Блинова М.И., Горюнова Л.Б., Лейбсон Н.Л. Культивирование клеток регенерирующих тканей дальневосточного трепанга // Биол. моря. 1993. Т. 19, N2. С. 84-91.

5. Васильев Ю.М., Гельфанд И.М. Взаимодействие нормальных и неопластических клеток со средой //1981. М.: Наука. 220 с.

6. Васильев Ю.М. Взаимоотношение опухолевых клеток и поверхностей-подложек в культуре и в организме // Цитология. 1982. Т. 42, N 10. С. 10941095.

7. Вепринцев Б.Н., Ротт H.H. Консервация геномов редких и исчезающих видов животных и растений // Программа исследований. Пущино. 1984.22с.

8. Вознесенский В.Ю., Одинцова H.A. Оптимальная среда для культивирования клеток морских беспозвоночных // В: Сборник тезисов III Всесоюзнойконференции "Культивирование клеток животных и человека". Пущино, 1990. С. 80.

9. Гахова, E.H., Крастс, И.В., Найденко, Т.Х., Савельева, H.A., Бессонов, Б.И., Буцук, C.B., Вепрентцев, Б.Н. Развитие эмбрионов морского ежа после замораживания//Онтогенез. 1988. Т. 19, С. N2. 175-180.

10. Гахова, E.H., Корн, О.М., Буцук, C.B. Замораживание личинок усоногого рака Baianus improvisus до температуры -196° С // Биол. моря. 1990. Т. 16, N 4. С. 62-65.

11. Гвоздев В.А., Полукарова Л.Г., Какпаков В.Т. Культивирование органов, тканей и клеток дрозофилы in vitro Н Биохимическая генетика дрозофилы. 1981. Новосибирск. С. 126-156.

12. Дерикот И.В., Блинова М.И. Культивирование in vitro соматических клеток морских моллюсков и иглокожих (Методологические подходы) // Биол. моря. 1982. Т. 8, N 1. С. 59-61.

13. Долматов И.Ю. Клеточная пролиферация в пролифирирующем аквафарингеальном комплексе голотурии Eupentacta fraudatrix // Онтогенез. 1993. Т. 24, N 1. С. 72-81.

14. Долматов И.Ю. Клеточные механизмы регенерации и становление в онто- и филогенезе // Доктор, диссертация. 1996. Владивосток. 258 с.

15. Дзюба С.М. Гемальная система гребешка как индекс физиологического состояния моллюска. // Тезисы Всесоюзной конференции «Промысловые беспозвоночные» 1990. Минск. С. 110-111.

16. Дубинин Н.П. Генная теория злокачественного роста // Успехи соврем, биол. 1984. Т. 97, N2. С. 163-178.

17. Дуркина В.Б., Гнездилова С.М. Влияние различных концентраций кадмия на эмбрионы и личинки морского ежа Strongylocentrotus intermedius П Онтогенез. 1985. Т. 16, N 3. С. 294-298.

18. Ермак A.B., Одинцова H.A. Возможные пути клеточного роста и дифференцировки в первичных клеточных культурах эмбрионов морских ежей //Биол. моря. 1996. Т. 22, N 6. С. 371-377.

19. Заварзин A.A. Развитие теории параллелизма на примере работ кафедры цитологии и гистологии ЛГУ. Проблемы развития морфологии животных. М.: Наука. 1982. С. 75-90.

20. Иванова-Казас О.М. Сравнительная эмбриология беспозвоночных животных. М.: Наука. 1981.307с.

21. Игудин Л.И., Орлов С.Д., Коцпельсон Н.В., Маркмон А. Связь между составом сыворотки крупного рогатого скота и ее способностью стимулировать рост // Цитология. 1983. Т. 25, N 10. С. 1216-1217.

22. Исаева В.В. Дифференциация клеток бластулы морского ежа Strongylocentrotus nudus в однослойной культуре // Биол. моря. 1980. Т. 6, N 2. С. 52-56.

23. Исаева В.В. Клетки в морфогенезе // М.: Наука. 1994. 223 с.

24. Исаева В.В. Сравнительная и клеточная иммунология от Мечникова // Вестник ДВО РАН. 1996. N 1. С. 22-28.

25. Какпаков В.Т. Культивирование клеток и тканей беспозвоночных // Методы культивирования клеток. 1988. Л.: Наука (ред. Г.П. Пинаев). С. 241-250.

26. Кафиани К.А., Костомарова A.A. Информационные макромолекулы в раннем развитии животных. М.: Наука. 1978. 337 с.

27. Керкис А.Ю., Исаева В.В. Электронно-микроскопическое исследование спикулогенеза в культуре эмбриональных клеток морского ежа Strongylocentrotus nudus// Онтогенез. 1984. Т. 15, N 1. С. 34-40.

28. Керкис А.Ю. Закономерности изменений скелетных структур ядра и цитоплазмы при дифференцировке клеток in vitro // Автореферат диссертации на соискание степени доктора биологических наук. 1992. Новосибирск. 46 с.

29. Колокольцева Т.Д. Получение, паспортизация и культивирование линий клеток насекомых//Кандидатская диссертация. 1990. Новосибирск. 152с.

30. Колокольцева Т.Д., Герасимова Н.Г., Царева A.A. Новая линия клеток яичников куколок хлопковой совки Heliothis armígera (HUBN) // Вопросы вирусологии. 1995. Т. 3,N2. С. 135-138.

31. Коренбаум Е.С. Защитно-морфологические реакции целомоцитов морской звезды Asteria amurensis II Кандидатская диссертация. 1988. Владивосток. 146 с.

32. Левин B.C. Дальневосточный трепанг. Владивосток: Дальневосточное книжное издательство. 1982. 191 с.

33. Лобко Г.Н., Порубова Г.М. Роль изменчивости хромосомной структуры популяции опухолевых клеток и отбора в опухолевой прогрессии // В кн.: Изменчивость и отбор. Минск. 1979. С. 140-145.

34. Лоенко Ю.Н., Глазкова В.Е., Артюков A.A., Оводова Р.Г. Лектины морских беспозвоночных // Успехи соврем, биол. 1992. Т. 112, N 5-6. С. 785-794.

35. Марушкина Н.Б., Грачева Н.Д. Авторадиографическое изучение пролиферативной активности в эпителии кишки трепанга Stichopus japonicus в нормальных условиях и после аутотомии // Цитология. 1978.Т.20, N 4. С. 426-431.

36. Мамаева С.Е. Закономерности кариотипической эволюции клеток в культуре // Цитология. 1996. Т. 38, N 8. С. 787-814.

37. Найденко Т.Х., Кольцова Е.А. Использование антиоксиданта эхинохрома А при криоконсервации эмбрионов и личинок морских ежей // Биол. моря 1998. Т.24, N 3. С. 198-201.

38. Никольский H.H., Соркин А.Д., Сорокин А.Б. Эпидермальный фактор роста.1987. JI: Наука. (С.А. Кроленко, ред.). 196 с.

39. Оводов Ю.С., Павленко А.Ф., Мороз C.B. Онкопреципитин с высокой специфичностью к трофобласт-специфическому ßl- гликопротеину // ДАН СССР. 1989. Т. 305, N 5. С. 1256-1258.

40. Оводов Ю. С. Химия иммунитета. Сыктывкарский университет. 1997. 159 с.

41. Одинцова H.A., Николаенко H.H. Влияние экстрактов из тканей молоди Mytilus edulis на клеточную пролиферацию гибридом 4-11 // В: Сборник тезисов III Всесоюзной конференции "Культивирование клеток животных и человека". Пущино, 1990. С. 29.

42. Одинцова H.A., Нестеров A.M. и Корчагина Д.А. Ростовой фактор из тканей морского моллюска Mytilus edulis II Цитология, 1992. T. 34, N 2. С. 94-100.

43. Одинцова H.A., Хоменко A.B. Патент N 1745767."Способ получения эмбриональных клеток двустворчатого моллюска". 1993.

44. Одинцова H.A., Мороз C.B., Ермак A.B., Павленко А.Ф. Влияние трофобласт-специфического ßl-гликопротеина и онкопреципитина А на рост и морфологию опухолевых клеток линии HeLa-M // Цитология. 1997. Т. 39, N4/5. С. 273-277.

45. Одинцова H.A., Белогорцева Н.И., Ермак A.B., Лукьянов П.А. Новый адгезивный и ростовой фактор для клеток морских беспозвоночных // Доклады РАН. 1999, в печати.

46. Павленко А.Ф., Одинцова H.A., Мороз C.B. и Оводов Ю.С. Изменение цитоскелета некоторых опухолевых клеток после обработкионкопреципитином А и трофобласт-специфическим ß-гликопротеином // Экспериментальная онкология. 1992. Т. 14, N 1. С. 61-64.

47. Полевщиков A.B. Лектины в защитных реакциях беспозвоночных // Ж. Общей биологии. 1996. Т. 57, N 6. С. 718-739.

48. Пунин М.Ю. Гистологическая организация кишечных эпителиев приапулид, брахиопод, двустворчатых моллюсков и полихет // 1991. С.Петербург: Наука. 225 с.

49. Русаков Ю.И., Бондарева В.М., Карасев B.C., Лейбуш Б.И., Баркан P.C., Перцева М.Н. Некоторые биохимические характеристики инсулино-подобного вещества двустворчатого моллюска Anodonta cygnea // Биохимия. 1991. Т. 56, N4. С. 718-726.

50. Светашев В.И. Жирные кислоты морских организмов: распределение и биологическое значение // Автореферат докторской диссертации. 1997. Владивосток. 50 с.

51. СвиткинаТ.М., Каверина H.H. Нарушение актинового цитоскелета в трансформированных эпителиальных клетках // Цитология. 1989. Т. 31, N 12. С. 1441-1447.

52. Семенова Е.Г., Федорцева Р.Ф. Влияние криоконсервации на цитогенетические характеристики миогенной линии L6J // Цитология. 1994. Т.36, N 5. С. 534-535.

53. Спирин A.C. Спектрофотометрическое определение общего количества нуклеиновых кислот // Биохимия. 1958.Т. 23. С. 656-662.

54. Ушева Л.Н., Лейбсон Н.Л. Митотический цикл клеток кишечного эпителия гребешкаMizuchopecten yessoensis//Цитология. 1988. Т. 30, N.5. С. 554-558.

55. Ушева Л.Н. Динамика репродукции клеток эпителия при регенерации кишечника у гребешка Mizuchopecten yessoensis // Биол. моря. 1998. Т. 24, N2. С. 117-125.

56. Шукалюк А.И., Долматов И.Ю. Регенерация пищеварительной трубки у голотурии Stichopus japonicus после эвисцерации // Биол. моря, в печати.

57. Фридман С., Скехан Ф. Малигнизация и клеточная поверхность // Трансформированная клетка. 1985. С. 71-133.

58. Фролова Л.Т., Лейбсон Н.Л. Сезонная динамика митотической активности в кишечном эпителии мидии Грэя // Биол.моря. 1994. Т. 20, N 8. С. 471-477.

59. Худолей В.В., Сиренко О.А. Опухоли в моллюсках // Успехи соврем, биологии. 1977. Т.85, N 4. С. 128-137.

60. Akiyama S.K., Johnson M.D. Fibronectin in evolution : presence in invertebrates and isolation from Microcina porifera // Сотр. Biochem. Physiol. 1983. V. 76 B. P. 687-694.

61. Alliegro M.C., Burdsal C.A., McClay D.R. Galactose-specific lectin from sea urchin embryos 11 Biochem. 1990. V. 29. P. 2135-2141.

62. Alliegro M.C., Alliegro M.A. The structure and activities of echinonectin: a developmentally regulated cell adhesion glycoprotein with galactose-specific lectin activity. // Glycobiology 1991. V. 1. P. 253-256 .

63. Anderson R.S. Developing an invertebrate model for chemical carcinogenesis: metabolic activation of carcinogens // Сотр. Pathol. 1978. N-Y.-London. PI. Press. V.4.P. 11-24.

64. Asahina, E., Takahashi, T. Cryopreservation of sea urchin embryos and sperm // Dev.Growth Differ. 1979. V. 21. P. 423-430.

65. Atta A.M., Barral-Netto M., Peixinho S., Sousa-Atta M.I. Isolation and functional characterization of a mitogenic lectin from the marine sponge Cinachhyrella alloclada I I Braz.J. Med. Biol. Res. 1989. V. 22, N 3. P. 379-385.

66. Auzoux-Bordenave S., Vigario A., Ruano F., Domart-Coulon I., Doumeng D. In vitro sporulation of the clam pathogen Perkinsus atlanticus (Apicomplexa, Perkinsea) under various environmental conditions // J.of Shellfish Res. 1975. V. 14, N 2. P. 469-475.

67. Auzoux S., Domart-Coulon I., Doumenc D. Gill cell cultures of the butterfish clam Ruditapes decussatus // J. Mar. Biothechnol. 1993. V. 1. P. 79-81.

68. Avichezer D., Gilboa-Barber N. Antitumoral effect of Pseudomonas aeruginosa lectin on levis lung carcinoma cells cultured in vitro without and with murin splenocytes // Toxicon. 1991. V. 29. P. 1305-1313.

69. Awaji M., Suzuki T. The pattern of cell proliferation during pearl formation in the pearl oyster // Fisheries Sci. 1995. V. 61. P. 747-751.

70. Awaji M., Suzuki T. Monolayer farmation and DNA sythesis of the outer epithelial cells from pearl oyster mantle in coculture with amebocytes // In Vitro (Animal). 1998. V. 34, N60. P. 486-491.

71. Awapara I. Free amino acids in Invertebrates: a comparative study of their distribution and metabolism // In: Amino Acid Pools. 1962. Elsevier, D.M. (ed.). N.Y. P. 158-175.

72. Bayne C.J., Owczarzak A., Allen J.R. Molluscan Biomphalaria cell line serology karyotype behavioral and enzyme electrophoretic characterization // J. Inverter. Pathol. 1978. V. 32, N 1. P. 35-39.

73. Beaumont A.R., Kelly K.S. Production and growth of triploid Mytilus edulis larvae // J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 1989. V. 132. P. 69-84.

74. Beck G., Habicht G.S. Isolation and characterization of a primitive interleukin-l-like protein from an invertebrate, Asterias forbesi // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1986. V. 83. P. 7429-7433.

75. Beck G., Vasta G.R., Marchalonis J.J., Habicht G.S. Characterization of interleukin-1 activity in tunicates. // Comp. Biochem. Physiol. 1989. V. B 92. P. 93-98.

76. Beck G., O'Brien R.F., Habicht G.S., Stillman D.L., Cooper E.L., Raftos D.A. Invertebrate cytokines. Ill: Invertebrate interleukin-l-like molecules stimulate phagocytosis by tunicate and echinoderm cells // Cell Immunol. 1993. V. 146. P. 284-299.

77. Belogortseva N., Molchanova V., Glazunov V., Evtushenko E., Luk'yanov P. N-acetyl-D- glucosamine specific lectin from the ascidian Didemnum Ternatanum //Biochim. Biophys. Acta. 1998. V. 1380. P. 249-256.

78. Benson S.C., Benson N.C., Wilt F. The organic matrix of the skeletal spicule of sea urchin embryos//Ibid. 1986. V. 102. P. 1878-1886.

79. Ben-Ze'ev A., Farmer S.R., Penman Sh. Protein synthesis requires cell-surfase contact while nuclear events respond to cell shape in anchorage-dependent fibroblasts // Cell. 1980. V. 21. P. 365-372.

80. Ben-Ze'ev A. Animal cell shape changes and gene expression I I Bioassays. 1991. V. 13. P. 207-212.

81. Berliner J.A., Aharonov A., Pruss R. Cell surface changes associated with EGF and insulin-induced cell adhesion // Exp. Cell Res. 1981. V. 133. P. 227-237.

82. Bertheussen K., Seljelid R. Echinooid phagocytes in vitro // Exp. Cell Res. 1978. V. 111. P. 401-412.

83. Bisgrove B.W., Andrews M.E., Raff R.A. Fibropellins, products of an EGF repeat-containing gene, form a unique extracellular matrix structure that surrounds the sea urchin embryo // Dev. Biol. 1991. V. 146. P. 89-99.

84. Bisgrove B.W., Raff R.A. The SpEGF III gene encodes a member of the fibropellins: EGF repeat containing proteins that form the apical lamina of the sea urchin embryo // Dev Biol. 1993. V. 57, N 2. P. 526-538.

85. Bishop J.M. The molecular genetic of cancer // Science. 1987. V. 235. P. 305-311.

86. Bishop J.M. Molecular themes in oncogenesis // Cell. 1991. V. 64. P. 235-248.

87. Bissel M.I., Hall H.G., Parry G. How does the extracellular matrix direct gene expression? // J.Theor.Biol. 1982. V. 199. P. 31-68.

88. Bourdoulous S., Orend G., MacKenna D.A., Pasqualini R., Ruoslahti E. Fibronectin matrix regulates activation of RHO and CDC42 GTPases and cell cycle progression // J. Cell Biol. 1998. V. 143, N 1. P. 267-276.

89. Boudreau N., Bissell M.J. Extracellular matrix signaling: integration of form and function in normal and malignant cells // Curr. Opin. Cell Biol. 1998. V. 10, N 5. P. 640-646.

90. Brachet J., Denis H. Effects of actinomycin D on morphogenesis // Nature (London) 1963. V. 198. P. 205-206.

91. Bretting, H., Phillips, S.G., Klumpart, H.J., Kabat, E.A. A mitogenic lactose-binding lectin from the sponge Geodia cydonium // J. Immunol. 1981. V. 127. P.1652-1658.

92. Brewster, F., Nicholson, B.L. In vitro maintenance of amoebocytes from the American oyster Crassostrea virginica.// J. Fish Res. Board. Can. 1979. V. 36, N4. P. 461-467.

93. Brillouet, C., Leclerc, M., Panijel, J., and Binaghi, R. In vitro effect of various mitogens on starfish (Asterias rubens) axial organ cells // Cell. Immunol. 1981. V. 57. P.136-144.

94. Brinkley B.R. The cytoskeleton: regulating and maintaining of cell shape // Methods Cell Biol. 1982. V. 24. P. 1-8.

95. Brooks M.A., Kurtti T.J. Insect cell and tissue culture //Ann. Rev. Entomol. 1971. V. 16. P. 27-58.

96. Brower D.L., Brower S.M., Hayward D.C., Ball E.E. Molecular evolution of integrins: Genes encoding integrin P subunits from a coral and a sponge // Proc. Natl. Acad. Sci.USA. 1997. V. 94. P. 9182-9187.

97. Burch, J.B., Guadros, C. A culture medium for snail cells and tissues // Nature 1965. V. 206. P. 637-638.

98. Burdsal C.A., Alliegro M.C., McClay D.R. Tissue-specific, temporal changes in cell adhesion to echinonectin in the sea urchin embryo // Develop. Biol. 1991. V. 144. P. 327-334.

99. Burke R.D., Nakajima Y. The initial phase of gastrulation in sea urchins is accompanied by the formation of bottle cells // Devel. Biol. 1996. V. 179. P. 436446.

100. Burke R.D., Mahinder L., Nakajima Y. The apical lamina and its role in cell adhesion in sea urchin embryos // Cell Adhesion and Communication. 1998. V. 5. P. 97108.

101. Burnett A.L., Ruffing F.E., Zongker J., Necco A. Growth and differentiation of Tubularia cells in a chemicaly defined physiological medium // J. Embryol. Exper. Morphol. 1971. V. 20. P. 73-80.

102. Byrne M. Ophiuroidea // In: Microscopic anatomy of invertebrates. 1994. V.14: Echinodermata. Harrison F.W., Chia F.S.(eds.). New York. P. 247-343.

103. Cameron R.A., Davidson E.H. Cell type specification during sea urchin development // Trends Genet. 1991. V. 7. P. 212-218.

104. Cancre I., Van-Wormhoudt A., Legal Y. Effects of cellular growth factors on crustacean hepatopancreas cell suspensions // J. Mar. Biotechnol. 1995. V. 2. P. 83-87.

105. Candia Carnevali M.D., Bonasoro F., Lucca E., Thorndyke M.C. Pattern of cell proliferation in the early stages of arm regeneration in the feather star Antedon mediterránea HI. Exp. Zool. 1995. V. 272. P. 464-474.

106. Canesi L., Ciacci C., Orunesu M., Gallo G. Effects of epidermal growth factor on isolated digestive gland cells from mussels (Mytilus galloprovincialis Lam.) // Gener. Compar. Endocrinol. 1997. V. 107. P. 221-228.

107. Carpenter G. Epidermal growth factor 11 Tissue growth factors. Berlin etc. 1981. P. 89-132.

108. Carpenter G. EGF: new tricks for an old growth factor // Curr. Opin. Cell Biol. 1993. V. 5, N2. P. 261-264.

109. Cecil J.T. Mitoses in cell cultures from cardiac tissue of the surf clam Spisula solidissima // J.Invertebr.Pathol. 1969. V. 14, N 3. P. 407-410.

110. Cecil J.T., Nigrelli R.F. Monolayer cell cultures from the sea stars Asterias forbesi and Asterias vulgaris II In Vitro. 1973. V. 8. P. 406-407.

111. Cezar Nadala E., Lu Y., Loh P.C. Primary cultures of lymphoid, nerve and ovary cells from Penaeus stylirostris and Penaeus vannamei 11 In vitro Cell Dev. Biol. 1993. V. 29A. P. 620-622.

112. Chao N.H., Chiang C.P., Hsu H.W., Tzai C.T., Lin T.T. Toxicity tolerance of oyster embryos to selected ciyoprotectants //Aquat. Living Resour. 1994. V. 7. P. 99104.

113. Chen J., Foote R.H., Brockett C.C. Effect of sucrose, trehalose, hypotaurine and blood serum on survival of frozen bull sperm // Cryobiology 1993. V. 30. P. 423431.

114. Chen S. N., Chi S.C., Kou G.H., Liao I.C. Cell cultures from tissues of grass prawn Penaeus monodon //Fish Pathol. 1986. V. 1. P. 161-166.

115. Chen S. N., Jong K.J., Kou G.H. Cell cultures from hematopoietic tissue and ovary of penaeid shrimp, Penaeus monodon II In: Invertebrate and fish tissue culture. 1988. Kuroda Y., Kurstak E., Maramorosch K. (eds.). Springer-Verlag, Berlin. P. 195-198.

116. Chen S. N., Kou G.H. Infection of cultured cells from the lymphoid organ of Penaeus monodon Fabricius by monodon-type baculovirus (MBV) // J. Fish Dis. 1989. V. 12. P. 73-76.

117. Chia Fu-Sh., Xing J. Echinoderm coelomocytes // Zool. Studies 1996. V. 35, N 4. P. 231-254.

118. Chou J.Y., Sartwell A.D., Lei K.J., Plouzek C.A. Effect of sodium butyrate on the synthesis of human pregnancy-specific bl-glycoprotein // J.Biol.Chem. 1990. V. 265, N l.P. 8788-8794.

119. Clark E.A., Brugge J.S. Integrins and signal transduction pathways: the road taken // Science. 1995. V. 268. P.233-239.

120. Cohen S. Epidermal growth factor // In Vitro Cell Dev. Biol. 1987. V. 23. P. 239246.

121. Collip T.B. The demonstration of insulin-like substance in the tissue of the clam (Mya. arenaria) II J. Biol. Chem. 1923. V. 55. P. 39-42.

122. Cooper E.L. Invertebrate humoral immunity // In: Comparative immunology. 1976. E.L.Cooper (ed.). New Jersey: Prentice-Hall. P. 197-225.

123. Crossin K. Morphoregulatory molecules and selectional dynamics during development // Intern. Rev. Neurobiol. 1994. V. 37. P. 53-73.

124. Crowe J.H., Crowe L.M., Chapman D. Preservation of membranes in anhydrobiotic organisms: the role of trehalose // Science. 1984. V. 223. P. 701-703.

125. Custodio M.R., Imsiecke G., Borojevic R., Rinkevich B., Rogerson A., Muller W.E. Evolution of cell adhesion systems: evidence for Arg-Gly-Asp-mediated adhesion in the protozoan Neoparamoeba aestuarina IIJ Eukaryot. Microbiol. 1995. V.42, N6. P. 721-724.

126. Danen E.H., Lafrenie R.M., Miyamoto S., Yamada K.M.Integrin signaling: cytoskeletal complexes, MAP kinase activation, and regulation of gene expression // Cell Adhes. Commun. 1998. V. 6, N 2-3. P. 217-224.

127. Dan-Sohkawa M., Yamanaka H., Watanabe K. Reconstruction of bipinnaria larvae from dissociated embryonic cells of the starfish, Asterina pectinifera II J. Embryol. Exp. Morphol. 1986. V. 94. P. 47-60.

128. Dan-Sohkawa M., Kaneko H. Sorting out presumptive stomach cells of the starfish embryo//Dev. GrowthDiff. 1989. V. 31. P. 503-508.

129. Darfler F.J. Preparation and use of lipid microemulsions as nutritional supplements for culturing mammalian cells // In vitro Cell Dev. Biol. 1990. V. 26. P. 779-783.

130. David B., Yoshino T. RGD-dependent binding mechanism involved in vitro Biomphalaria glabrata snail hemocyte responses // Devel. Comp. Immunol. 1997. V. 21. P. 236.

131. David B., Yoshino T. Integrin-like RGD-dependent binding mechanism involved inthe spreadingresponse of circulating molluscan phagocytes // Devel. Comp. Immunol. 1998. V. 22. P. 39-53.

132. Davidson E. H. Understanding embryonic development: A contemporary view // Amer. Zool. 1987. V. 27. P. 581-591.

133. Davidson L.A., Koehl M.A., Keller R., Oster G.F. How do sea urchins invaginate? Using biomechanics to distinguish between mechanisms of primary invagination // Dev.Biol. 1995.V. 121. P. 2005-2018.

134. Decker G.L., Morrill J.B., Lennerz W. J.Characterization of sea urchin primary mesenchyme cells and spicules during biomineralization in vitro // Ibid. 1987. V. 93. P. 495-498.

135. Dedhar S., Ruoslahty E., Pierschbaener M.D. A cell surface receptor complex for collagen type lrecognizes the Arg-Gly-Asp sequence // J. Cell Biol. 1987.V. 104. P. 585-593.

136. De Simone D.W., Spiegel E., Spiegel M. The biochemical identification of fibronectin in the sea urchin embryo. // Biochem. Biophys. Res. Comm. 1985. V. 1133. P. 183-188.

137. De Vries A.L. The role of antifreeze glycoproteins and peptides in the freezing avoidance of Antarctic fishes //Comp.Biochem. physiol. 1988. V. 90 B. P. 611622.

138. De Vore P.D., Engebretson G.H., Schachtele C.F., Sauk J.J. Identification of collagen from byssus threads produced by the sea mussel, Mytilus edulis II Comp. Biochem. Physiol. 1984. V. 77B. P. 529-531.

139. Dhume, S.T., Stears, R.L., Lennerz, W.L. Sea urchin egg receptor for sperm: the oligosacharide chains stabilize sperm binding. // Glycobiol. 1996. V. 6. P.59-64.

140. Diter A., Dufy Ch. Polyploidy in the Manila clam, Ruditepes philippinarum. II. Chemical induction of tetraploid embryos // Aquat. Living Resour. 1990. V. 3. P. 107-112.

141. Dixon D.R. Methods for assessing the effects of chemicals on reproductive function in marine molluscs // Methods ffor assessing the effects of chemicals on reproductive functions. 1983. V.B. Vouk and P.J. Sheehan (eds.). P. 439-457.

142. Dolmatov I.Y., Eliseikina M.G., Bulgakov A.A., Ginanova T.T., Korchagin V.P. Muscle regeneration in the holothurian Stichopus japonicus II Roux. Arch. Devel. Biol. 1996. V. 205. P. 486-493.

143. Domart-Coulon I., Doumeng D., Auzoux-Bordenave S., Fichant Y.L. Identification of media supplements that improve the viability of primarily cell cultures of Crassostrea gigas oysters // Cytotechnology 1994. V. 16. P. 109-120.

144. Dungan C., Hamilton R. Use of a tetrazolium-based cell proliferation assay to measure effects of in vitro conditions on Perkinsus marinus proliferation // J. Euk. Microbiol. 1995. V. 42, N 4. P. 379-388.

145. Dybas L., Fankboner P.V. Holothurian survival strategies: mechanisms for the maintenance of a bacteriostatic environment in the coelomic cavity of the sea cucumber, Parastichopus californicus // Dev.Compar. Immunol. 1986. V.10. P. 311-330.

146. Edelman G.M. Control of proliferation in animal cells I I Clarkson B. and Baserga R., (eds.). 1974. New York: Cold Spring Harbor Laboratory. P. 357

147. Edelman G.M.Cell adhesion and morphogenesis: the regulation hypothesis I I Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1984. V. 81. P. 1460-1464.

148. Edelman G.M. Cell adhesion and molecular processes of morfologenesis // Ann. Rev. Biochem. 1985a. V. 54. P. 135-169.

149. Edelman G.M. Modulation mechanisms in cell-cell recognition // Trends Pharmacol. Sci. 1985 b. V. 6. P. 208-214.

150. Ellis, L.L., Brodey, M.M., Bishop, S.H. Preparation of cell culture from Oyster Heart and Mantle. // In vitro 1985. V. 21. N 3. P. 32A.

151. Ellis, L.L., Bishop S.H. Isolation of cell lines with limited growth potential from marine bivalves // In: Invertebrate cell system applications. 1989. V. 2. Mitsuhashi J. (ed.). Boca Raton, FL: CRC Press. P. 243-251.

152. Ellis, L.L. Electroporation of oyster cells // In vitro Cell Devel. Biol. 1991. V.27, N 2. P. 42A.

153. Elston R.A., Kent M.L., Drum A.S. Transmission of hemic neoplasia in the bay mussel, Mytilus edulis, using whole cells and cell homogenete // Dev.Comp. Immunol. 1988. V. 12. P. 719-727.

154. Elston R. Bivalve mollusc viruses // Word J. of Microbiol. 1997. V. 13, N 4. P. 393403.

155. Engel, J. EGF-like domains in extracellular matrix proteins: localized signals for growth and differentiation? // FEBS Lett. 1989. V. 251. P. 1-7.

156. Esber H., Payne I., Bogden A. Variability of hormone concentration and rations in commercial sera used for tissur culture // J. Natl. Cancer Inst. 1973. V. 50. P. 559-564.

157. Ettensoch C.A., McClay D.R. A new method for isolating primary mesenchyme cells of the sea urchin embryo: Panning on wheat germ aggluutinin-coated dishes. // Exp.Cell Res. 1987. V. 168. P. 431-438.

158. Farach M.C., Valdizan M., Park H.R., Decker G.L., Lennarz W.J. Developmenal expression of a cell-surface protein involved in calcium uptake and skeleton formation in sea urchin embryos // Develop. Biol. 1987. V. 122. P. 320-331.

159. Faull R.J., Ginsberg M.H. Dynamic regulation of integrins // Stem Cells. 1995. V. 13. P. 38-46.

160. Favrel P., Lelong C., Mathieu M. Control of growth and differentiation in bivalve mollusc larvae. Molecular characterization of a new factor from the oyster Crassostrea gigas II Ann. NY Acad. Sci. 1998. V. 839. P. 316-320.

161. Feng S.Y., Khairallah E.A., Canzonier W.J. Hemolimph-free amino acids and related nitrogenous compounds of Crassostrea virginica infected with Bucephalus sp. andMinchinia nelsoni II Comp. Biochem. Physiol. 1970. V. 34. P. 547-556.

162. Ferkovich S.M., Oberlander H. Growth factors in invertebrate in vitro culture // In Vitro Cell Dev. Biol. 1991. V. 21 A. P. 483-486.

163. Fink R.D., McClay D.R. Three-cell recognition changes accompany the ingression of sea urchin primary mesenchyme cells // Develop. Biol. 1985. V. 107. P. 66-74.

164. Fisher W.S., DiNuzzo A.R. Agglutination of bacteria and erythrocytes by serum from six species of marine molluscs //J. Invert. Pathol. 1991. V. 57. P. 380-394.

165. Flandre, O. The culture of molluscan cells // In: Invertebrate Tissue culture. 1974. Maramorosch, K. (ed.). N.Y., Acad. Press. V. 1. P. 361-363.

166. Folkman J., Moscona A. Role of cell shape in growth control // Nature. 1978. V. 273. P. 345-349.

167. Frank U., Rabinowitz C., Rinkevich B. In vitro establishment of continuous cell cultures and cell lines from ten colonial cnidarians // Marine Biol. 1994. V. 120. P. 491-499.

168. Frerichs G.N. In vitro culture of embryonic cells from the freshwater prawn Macrobrachium rosenbergii // Aquaculture. 1996. V. 143. P. 227-232.

169. Freshney R.I. Culture of animal cells I I A manual of basic technique. Alan R. Liss. New York. 1987. 258 p.

170. Gabius, H-J. Animal lectins //Eur. J. Biochem. 1997. V. 243. P. 543-576.

171. Gaill F., Wiedemann H., Mann K., Kuhn K., Timpl R., Engel J. Molecular characterization of cuticle and interstital collagens from worms collected at deep sea hydrothermal vents // J. Mol. Biol. 1991. V. 221. P. 209-223.

172. Gaill F., Mann K., Wiedemann H., Engel J., Timpl R. Structural comparison of cuticle and interstitial collagens from annelis living in shallow sea-water and at deep-see hydrothermal vents // J. Mol. Biol. 1995. V. 246. P. 284-294.

173. Garcia J.V., Stopelli M.P., Thompson K.L., Decker S.J., Rossner M.R. Characterization of a drosophila protein that binds both EGF and insulin-related growth factors // J. Cell Biol. 1987. V.105. P. 449-456.

174. Gardiner D.B., Turner F.S., Myers J.M., Dietz T.H., Silverman H. Long-termculture of freshwater mussel gill strips: useofserotoninto affect asepticconditions // Biol. Bull. 1991. V. 181, N1. P. 175-180.

175. Gerardi P., Lass M., Canicatti C. Cellular distribution of sea urchin antibacterial activity//Biol Cell. 1990. V. 70. P. 153-157.

176. Gilbert D.A. The nature of tumour cell proliferation // Nature. 1984. V. 311, N 5987. P.610-612.

177. Goodman S.L., Deutzmann R., Von der Mark K. Two distinct cell-binding domains in laminin can independently promote nonneuronal cell adhesion and spreading // J. Cell Biol. 1987. V. 105. P. 589-598.

178. Goodwin R.H. Replacement of vertebrate serum with lipids and other factors in the culture of invertebrate cells, tissues, parasites and pathogens // In vitro Cell Dev. Biol. 1991. V. 27A. P. 470-478.

179. Gordon, J. B-cell signalling via the C-type lectins CD 23 and CD 72. // Immunol. Today 1994. V. 15. P.411-417.

180. Goswami B.B., Koch W.H., Cebula T.A. Detection of hepatitis A virus in Mercenaria mercenaria by coupled reverse transcription and polymerase chain reaction // Appl. Environ. Microbiol. 1993. V. 59, N 9. P. 2765-2770.

181. Guilbert L.J., Iscove N.N. Partial replacement of serum by selenite, transferrin, albumin and lecithin in haemopoietic cell cultures // Nature. 1976. V. 263. P. 594595.

182. Grace T.D.C. Prolonged survival and growth of insect ovarian tissue in vitro condition//Ann. N.Y. Acad. Sci. 1965. V. 77. P. 275-282.

183. Graf R. A. Primary culture of crustacean neurons in defined medium // Pacif. Sci. 1989. V. 43, N2. P. 189-190.

184. Grau S.M., Cooke I.M. Peptidergic neurons of the crab, Cardisoma earn if ex, indefined culture maintain characteristic morphologies under a variety of conditions // Cell Tissue Res. 1992. V.270. P. 303-317.

185. Grienwald I. Lin 12, A nematode homeotic gene, is homologous to a set of mammalian proteins that includes epidermal growth factor It Cell. 1985.V. 43. P. 583-590.

186. Gullick W.J., Downward J., Waterfield M.D. The production and use of antibodies to the epidermal growth factor receptor protein-tyrosine kinase as probes of structure and function// EMBO J. 1985. V. 4. P.2869-2877.

187. Gurdon J.B. The control of Gene Expression in Animal Development. Cambrige, Harvard University Press. 1974. 134 p.

188. Gustafson T., Wolpert L. The cellular basis of morphogenesis in the sea urchin embryo development // Int. Rev. Cytol. 1963. V. 15. P. 139-214.

189. Gustafson T. Cellular behavior and cytochemistry in early stages of development // The sea urchin embryo (Berlin, Springer). 1975. P. 231-266.

190. Gwo J.C. Cryopreservation of oyster {Crassostrea gigas) embryos // Theriogenology. 1995. V.43. P. 1166-1169.

191. Ham, R.G., Mc. Keehan, W.L. Media and growth requirements. // In: Methods in Enzymology 1979. Jacoby, W.B., Pastan, I.H. (eds). N.Y., Acad. Press. V. 58. P. 44-47.

192. Hansen, E. Needs for a molluscan cell culture system. II TCA Rept 1979. V. 13. P. 21-22.

193. Hardin J., McClay D.R. Target recognition by the archenteron during sea urchin gastrulation // Dev. Biol. 1990.V. 142. P. 87-105.

194. Hardin J. Target recognition by mesenhyme cells during sea urchin gastrulation // Amer. Zool. 1995. V. 35. P. 358-371.

195. Hardin J. The cellular basis of sea urchin gastrulation // Curr. Topics in Dev. Biol. 1996. V. 33. P. 159-262.

196. Harel R., Tanzer M.L. Extracellular matrix. 3. Evolution of the extracellular matrix in Invertebrates // FASEB J. 1993. V. 7, N 12. P. 1115-1123.

197. Harkey M.A., Whiteley A.H. Mass isolation and culture of sea urchin micromeres // In Vitro Cell Dev. Biol. 1985. V. 21. P. 108-113.

198. Hay E. Cell-matrix interaction in the embryo: Cell shape, cell surface, cell skeleton and their role in differentiation // The role of extracellular matrix in development. N.Y.: Liss. 1984. P. 1-31.

199. Heacox, A.E., Fisher, A., Frangerberg, H.R. Development of a medium for in vitro culture of oocytes from the polychaete Nereis virens II In vitro 1983. V.19, N 11. P. 825-832.

200. Heath J. P., Dunn G.A. Cell to substratum contacts of chick fibroblasts and their relation to the microfilament system. A correlated interference-reflexion and highvoltage electron-microscope study//J. Cell Sci. 1978. V. 29. P. 197-212.

201. Hetrick F.M., Stephens E., Lomax N., Luttrell K. Attempts to develop a marine molluscan cell line // Technical Report N UM-SG-TS-81-06. Maryland sea grant program, University of Maryland, College Park, MD. 1981. P. 1-81.

202. Hillman, R.E. An observation of the occurrence of mitosis in regenerating mantle epithelium of the eastern oyster, Crassostrea virginica./l Chesapeake Sci. 1963. V.4.P. 172-174.

203. Hink F.W. In "Methods in enzymology; Cell culture", Academic Press, N-Y. 1979. V. 8A. P. 450-454.

204. Hohn H-P., Steih U., Denker H-W. A novel artificial substrate for cell cylture : effects of substrate flexibility/malleability on cell growth and morphplogy // In vitro Cell. Dev. Biol. 1995. V. 31 A. P. 37-44.

205. Hohnk W., Ulken A. Pilze aus marinen schwammen I I Veroff Inst. Meeresforrsch Bremerch. 1979. V. 17. P. 199-204.

206. Holland N.D. Cell cycle in regenerating feather star arms // In: Echinoderms through time. David B., Guille A., Feral J.P., Roux M. (eds). Rotterdam: A.A. Balkema, 1994. P. 217-220.

207. Holth L.T., Chadee D.N., Spencer V.A., Samuel S.K., Sa&eck J.R., Davie J.R. Chromatin, nuclear matrix and the cytoskeleton: role of cell structure in neoplastic transformation (review) // Int. J. Oncol. 1998. V. 13, N 4. P. 827-837.

208. Hugh E J. Cryofixation // Techn. Immunocytochem. 1989. V. 4. P. 1-28.

209. Humphreys S., Humphreys T., Sano J. Organization and polysaccharides of sponge aggregation factor // J. Supramol. Struct. 1977. V. 7. P. 339-351.

210. Humphries M.J., Olden K., Yamada K.M. GRGDS -peptide results in the blokade of migration of transformed cells // Sciece. 1986. V. 233. P. 467.

211. Hursh D.A., Andrews M.E., Raff R.A. A sea urchin gene encodes a polypeptide homologous to epidermal growth factor // Science. 1987. V. 237. P. 1487-1490.

212. Hynes R.O. Structural relationships between fibronectin and cytoplasmic cytoskeletal networks // In: Cytoskeletal elements and plasma membrane organization. G. Poste, G.L. Nicolson (eds.).1981. V. 7. P. 100-137.

213. Hynes R.O. Fibronectin and its relation to cellular structure and behavior // In: Cell biology of Extracellular matrix (E.D. Hay,ed.). 1982. New York, Plenum. P. 295334.

214. Hynes R.O. Fibronectins. New York: Springer. 1990. 546 p.

215. Jahanson M.W., Soderhall K. Isolation and purification of a cell adhesion factor from crawfish blood cells. // J. Cell Biol. 1988. V. 1106. P. 1795-1803.

216. Johnson P.T.The coelomic elements of sea urchins (Strongylocentrotus) III. In vitro reaction to bacteria II J. Invert. Path. 1969. V. 13. P. 42-62.

217. Johnson P.T., Chapman F.A. Infection with diatoms and other microorganisms in the sea urchin spines (Strongylocentrotus franciscans) I I J. Invert. Pathol. 1971. V.16. P. 268-276.

218. Jones, K.U., Senett, A. An improved method to determine cell viability by simultaneous staining with fluorescein diacetate-propidium iodide. // J.Histochem. cytochem. 1985. V. 33. P. 77-79.

219. Kabakoff B., Lennarz W.J. Inhibition of glycoprotein processing blocks assembly of spicules during development of the sea urchin embryo // J. Cell Biol. 1990. V. Ill,N2. P. 391-400.

220. KadokawaY. Morphogenetic movement of cell sheet during embryogenesis in echinoderms // Develop., Growth and Differ. 1983. V.25. P. 402-403.

221. Kahn H.R., Griffond B., Saleuddin A.S.M. Insulin-like peptide(s) in the central nervous system of the snail Helisoma duryi II Brain Res. 1992. V.580. P. 111114.

222. Kaneko H., Kawahara Y., Dan-Sonkawa M. Primary culture of mesodermal and endodermal cells of the starfish embryo // Zoolog. Sci. 1995. V. 12. P. 551-558.

223. Kaneko H., Kawahara Y., Okamoto M., Dan-Sonkawa M. Study on the nature of starfish larval muscle cells in vitro // Zoolog. Sci. 1997. V. 14. P.287-296.

224. Karp R.D., Johns J.D. Evalution of immune reactivity: mitogenic responsiveness in the sea star Dermasterias imbricata II In: Collection of annual meeting of the American society for microbiology. 1978. Las Vegas. Nevada.

225. Karpenko A.A., Odintsova N.A. Effect of inducers of lipid peroxidation on the behavior of ciliated epithelial cells // Comp. Biochem. Physiol. 1996. V. 113, N 4. P. 841-844.

226. Katow H., Yamada K.M., Solursh M. Occurrence of fibronectin on the primary mesenchyme cell surface during migration in the sea urchin embryo. // Differentiation 1982. V. 1, N 22. P. 120-124.

227. Katow H. Behavior of sea urchin primary mesenchyme cells in artificial extracellular matrices // Exp. Cell Res. 1986. V. 29. P. 401-410.

228. Katow H. A new technique for introducing anti-fibronectin antibodies and fibronectin-related synthetic peptides into the blastulae of the sea urchin, Clypeaster japonicus II Ibid. 1990. V. 28. P. 33-39.

229. Kawamura K., Fujiwara S.Transdifferentiation of pigmented multipotent epithelium during morphallactic development of budding tunicates // Int. J. Dev. Biol. 1994. V. 38. P. 369-377.

230. Kawamura K., Fujiwara S. Establishment of cell lines from Multipotent Epithelial Sheet in the Budding Tunicate, Polyandrocarpa misakiensis I I Cell structure and function 1995. V. 20. P. 97-106.

231. Kellner-Cousin K., Mialhe R., Mathieu M. Identification of insulin-like peptides in cerebral ganglia neurosecretory cells of the mussel Mytilus edulis I I Cell Tissue Res. 1994. V. 585. P. 891-899.

232. Kidwell W.R., Bano M., Salomon D.S. Growth of normal mammary epithelium on collagen in serum-free medium // Cell culture methods for molecular and cell biology. 1984. V.2. P. 105-125.

233. Kim T.A., Lim J., Ota S., Raja S., Rogers R., Rivnay B., Avraham H., Avraham S. NRP/B, a novel nuclear matrix protein, associates with pi 10(RB) and is involved in neuronal differentiation // J. Cell Biol. 1998. V. 141, N 3. P. 553-566.

234. Kimura A., Matsuura F. The chain composition of several invertebrate collagens // J. Biochem. 1974. V. 75. P. 1231-1240.

235. Kimura S., Karasawa K. Squid cartilage collagen: isolation of type 1 collagen rich in carbohydrate // Comp. Biochem. Physiol. 1985. V. 81 B. P. 361-365.

236. Kimura S., Tanaka H. Characterization of top shell muscle collagen comprising three identical al chains // Bull. Jpn. Soc. Sci. Fish. 1983. V. 49. P. 229-232.

237. Kimura S., Takema Y., Kubuta M. Octopus skin collagen: isolation and characterization of collagen comprising two distinct a chains // J.Biol. Chem. 1981. V. 256. P. 13230-13234.

238. Kinashi T., Springer T.A. Regulation of cell-matrix adhesion by receptor tyrosine kinases // Leukemiaa and Lymphoma. 1995. V. 18. P. 203-208.

239. King Farris V. Molluscan cells: dissociation and reaggregation // Science 1968. V. 160. P. 1245-1246.

240. Kinoshita, S., Yoshii, K., Tonegawa, Y. Specific binding of lectins with the nucleus of the sea urchin embryo and changes in the lectin affinity of the embryonic chromatin during the course of development. // Exp. Cell Res. 1988. V. 175. P. 148-157.

241. Kitajima T., Okazaki K. Spisule formation in vitro by the descendants of precocious micromere formed at the 8-cell stage of sea urchin enbryo // Devel. Growth & Differ. 1980. V. 22, N 3. P. 265-279.

242. Kitajima T. Differentiation of sea urchin micromeres : correlation between specific protein synthesis and spicule formation // Devel. Growth & Differ. 1986. V. 28, N3.P. 233-242.

243. Kits K.S., De Vries N.J., Elberink R.H.M. Molluscan insulin-related neuropeptide promotes neurite outgrowth in dissociated neuronal cell cultures // Neuroscience Lett. 1990. V.109. P. 253-258.

244. Kleinschuster S.J., Parent J., Walker C.W., Farley C.A. A cardialcell line from Mya arenaria (Lunnaeus, 17590 // J. Shellfish Res. 1996. V. 15. P. 695-707.

245. Klumpp D. W., von Westernhagen H. Biological effects of pollutants in Australian tropical coastal waters: embryonic malformations and chromosomal aberrations in developing fish eggs // Mar. Poll. Bull. 1995. V. 30, N 2. P. 58- 166.

246. Koltsova E.A., Boguslavsskaya L.V., Maximov O.B. On the functions of quinonoid pigment in sea urchin embryos // J. Invertebr.Reprod. 1981. V. 4, N 1. P. 17-23.

247. Koniski A.D., Cohen N. Reproducible proliferative responses of salamander (Ambystoma mexicanum) lymphocytes cultured with mitogens in serum-free medium//Dev. Comp. Immunol. 1992. V. 16. P. 441-452.

248. Kumazawa N., Okatoro Y., Kato E. In vitro attachment of Vibrio parahaemoluticus and polystylene latex beads to hemocytes of two gastropod molluscs I I J. Fac. Agricul. TottoriUniv. 1990. V. 26. P. 117-132.

249. Mac-Caig C.D., Robinson, K.R. The distribution of lectin receptors on the plasma membrane of the fertilized sea urchin egg during first and second cleavage // Dev. Biol. 1982. V. 92. P. 197-202.

250. Machii A., Wada K.T. Some marine invertebrates tissue culture // In: Invertebrate cell system applications. 1989. J. Mitsuhashi (ed.).V.n. Boca Raton: CRC Press. P. 225-233.

251. MacPherson I. Soft agar techniques // Tissue culture methods and applications. 1973. Kruse P.F., Patterson M.K. (eds.). N.Y. Acad. Press. P. 276—280.

252. Mafranga V., Di Ferro D., Cervello M., Zito F., Nakano E. Adhesion of sea urchin embryonic cells to substrata coated with cell adhesion molecules // Biol. Cell . 1991. V. 1,N 71. P. 289-291.

253. Maglott D.R. Dissociation of cells from sea urchin embryos alters the synthesis of actins and other proteins // Cell Differ. 1985. V. 17. P. 29-43.

254. Maramorosch K. Invertebrate tissue culture: research applications. 1976. Acad. Press. New York. 420 p.

255. Maramorosch K. Biothechnology in invertebrate pathology and cell culture (ed.). 1987.Acad. Press. San Diego, California, USA; London, England, UK. 51 lp.

256. Marsden M., Burke R.D. The pi integrin subunit is necessary for gastrulation in sea urchin embryos // Dev. Biol. 1998. V. 203. P. 134-148.

257. Marquardt H., Hun Kapiller M.W., Hood L.E., Todaro G.J. Rat transforming growth factor type 1: structure and relation to epidermal growth factor // Science. 1984. V. 223. P.1079-1082.

258. Martin C.R. Teratocarcinomas and mammalian embryogenesis // Science. 1980. V. 209. P. 768-776.

259. Mathieu M., Lenoir F.,Robins J. A gonial mitosis-stimulating factor in cerebral ganglia and hemolymph of the marine mussel Mitylus edulis L. I I General and Comparative Endocrinology. 1988. V. 72. P. 257-263.

260. Matsushita, M., Fujita, M. The lectin pathway. // Res. Immunol. 1996. V. 147. P. 115-118.

261. Mc Carty R.A., Spiegel M. Serum effects on the in vitro differentiation of sea urchin micromeres // Exp. Cell Res. 1983. V. 149. P. 433-441.

262. Mc Keehan W.L., Ham R.G. Stimulation of clonal growth of normal fibroblasts with substrata coated with basic polymers. // J.Cell Biol. 1976. V. 171. P. 727-734.

263. Mc Keehan W.L. Growth factors spawn new cell cultures // Nature 1986. V. 321. P. 629-630.

264. Mc Kiernan S.H., Clayton M.K., Bavister B.D. Analysis of stimulatory and inhibitory amino acids for development of hamster one-cell embryos in vitro // Molec. Reproduc. & Developm. 1995. V. 42. P. 188-199.

265. Melrose G.R., O'Neill M.C., Sokolove P.G. Male gonadotropic factor in brain and blood of photoperiodically stimulated slugs // Gen.Comp.Endocrinol. 1983. V. 52. P. 319-328.

266. Miceli G.A., Watkins W.D., Rippey S.R. Direct plating procedure for enumerating Vibrio vulnificus in oysters (Crassostrea virginica) // Appl. Environ. Microbiol. 1993. V. 59, N 1. P. 3519-3524.

267. Millonig G. A study on the formation and structure of the sea urchin spicule // J. Submicrosc. Cytol. 1970. V. 134. P. 30-42.

268. Millonig G. Blastomere reaggregation // The sea urchin embryo ( Berlin, SpringerVerlag). 1975. P. 407-423.

269. Miyachi Y., Iwata M., Sato H., Nakano E. Effect of fibronectin on cultured cells derived from isolated micromeres of the sea urchin, Hemicentrotus pulcherrimus //Zool. Sci. 1984. V. 1. P. 265-271.

270. Mitsubishi J. (ed) Invertebrate cell systemapplication.1989. V.l, II. Boca Raton, FL: GRC Press.

271. Mizuta S., Yoshnaka R., Sato M., Itoh Y,, Sakaguchi M. Subunit composition of distinct types of collagens in the muscle of kuruma prawn Penaeus japonicus II Comp. Biochem. Physiol. 1992. V. 102 B. P. 803-811.

272. Mizuta S., Yoshnaka R., Sato M., Sakaguchi M. Isolation and partial characterization of two distinct types of collagen in the squid Todarodes pacifficus II Fish. Science. 1994. V. 60. P. 467-471.

273. Morgan D.M.L., Clovel J. Pearson J.D. Effects of synthetic polycations on leucine incorporation, lactate dehydrogenase release, and morphology of human umbilical veun endothelial cells // J. of Cell Science. 1988. V. 91, N 2. P. 231-238.

274. Moro L.,Venturino M., Bozzo C., Silengo L., Altruda F., Beguinot L., Tarone G., Defilippi P. Integrins induce activation of EGF receptor: role in MAP kinase induction and adhesion-dependent cell survival // EMBO J. 1998. V. 17. P. 22. P. 6622-6632.

275. Morse D.E. Biochemical and genetic engineering for improved production of abalones and other valuable molluscs // Aquaculture. 1982. V. 39. P. 263-282.

276. Moss S.T. (ed.). The biology of marine fungi. 1986. Cambridge, UK: Cambridge University Press. 540 p.

277. Munderloh U.G., Kurtti T.J., Liu Y., Chen Ch. Grasshopper cell culture // In: Arthropod cell culture systems (K. Maramorosch, A.H. Mcintosh (eds.). 1994. P. 53-64.

278. Muramatsu T.U J. Cell Biochem. 1988. V. 36. P. 1-14.

279. Naganuma, T., Degnan, B.M., Horikoshi, K., Morse, D.E. Myogenesis in primary cell cultures from larvae of the abalone, Haliotis rufescens II Molecular Marine Biology and Biotechnology 1994. V. 3, N 3. P. 131-140.

280. Naidenko T. Kh., Gakhova E.N., Naidenko V.P., Veprintsev B.N. Evaluation of viability of sea urchin larvae after cryopreservation of embryos // Biology of Echinodermata (Balkema, Rotterdam, Brookfield). 1991, P. 261-269.

281. Naidenko T. Kh . Cryopreservation of Crassostrea gigas oocytes, embryos and larvae using antioxidant echinochrome A and antifreeze protein AFP1 // Cryo-Letters. 1997. V.18. P. 375-382.

282. Necco, A., Martin, R. Behaviour and estimation of the mitotic activity of the white body cells in Octopus vulgarise, cultured in vitro // Exp. Cell Res. 1963. V. 30. P. 588-623.

283. Newport J., Kirschner M. A major developmental transition in early Xenopus embryos. 1. Characterization and timing of cellular changes at the mid-blastula stage // Cell. 1982. V. 30. P. 675-686.

284. Nicolson G.L. The interactions of lectins with animal cell surfaces // Intern. Rev. of Cytology. 1974. V. 39. P. 89-189.

285. Nikolaenko N.S., Odintsova N.A.,Voznesensky V.Yu. The influence of medium composition and proliferation stimulators on cultivated cells of Mizuchopecten yessoensis II In: Collection of abstracts of 41 Annual ETCS Meeting. Verona, Italy, 1994. P. 66.

286. Noll H., Mafranga V., Cervello M.et al. Characterizationjf toposomes from sea urchin blastula cells: A cell organelle mediating cell adhesion and expressing positional information//Proc. Nat. Acad.Sci. US. 1985. V. 82.N23. P. 8062-8066.

287. Odintsova N.A., Khomenko A.V. Primary cell culture from embryos of the Japanese scallop Mizuchopecten yessoensis (Bivalvia) // Cytotechnology. 1991. V. 6. P. 49-54.

288. Odintsova N.A., Nesterov A.M., Korchagina D.A. Discovery of EGF-like factor in molluscs // In Vitro Cell Dev. Biol. 1992. V. 28. P. 33 A.

289. Odintsova N.A., Nesterov A.M., Korchagina D.A. A growth factor from tissues of the mussel Mytilus edulis II Comp. Bioch. Physiol. 1993. V. 105 A, N 4. P. 667-671.

290. Odintsova N.A., Tsal L.G. Cryopreservation of primary cell cultures of Bivalvia // Cryo-Letters. 1995. V. 16, N 1. P. 13-20.

291. Odintsova N. A., Belogortseva N.I., Ermak A.V., Molchanova V.I., Luk'yanov P.A. Adhesive and growth properties of lectin from the ascidian Didemnum Ternatanum on cultivated marine invertebrate cells // Biochem. Biophys. Acta. 1999. V. 1448. P. 381-389.

292. Okazaki K. Normal development to metamorphosis // The sea urchin embryo (Berlin, Springer-Verlag). 1975 a . P. 117-232.

293. Okazaki K. Spicule formation by isolated micromeres of the sea urchin embryo // Amer. Zool., 1975 b. V.15. P. 567-582.

294. Olivieri M.P., Baier R.E., Loomis R.E. Surface characterization of mussel adhesive protein components // J. Biomol. Structure and Dynamic. 1991. V. 18. P. 165-169.

295. O'Neil G.S., Falkner S., Thorndyke M.C. Insuline-like immunoreactivity in the Neural Ganglion of the Ascidian Ciona intestinalis // Acta Zoologica (Stock ) T 1986. V. 67, N3. P. 147-153.

296. Opas M., Dziak E. Afhesion, spreeding and proliferation of cells on protein carperts: effects of stability of a carpet // In vitro Cell Dev. Biol. 1991. V. 27A. P. 878885.

297. Oprandy J.J., Chang P.W., Pronovost D., Cooper K.R., Brown R.S., Yates V.J. Isolation of a viral agent causing hematopoietic neoplasia in the soft-shell clam, Mya arenaria //J. Invert. Pathol. 1981. V. 38. P. 45-51.

298. Ozeki, Y., Matsui, T., Titani, K. Cell adhesive activity of two animal lectins through different recognition mechanisms. //FEBS Lett. 1991. V. 30. P. 2391-2394.

299. Ozeki, Y., Yokota Y., Kato K., Titani, K., Matsui, T. Developmental expression of d-galactoside-binding lectin in sea urchin (Anthocidaris crassiipina) eggs I I Exp. Cell Res. 1995. V. 216. P. 318-324.

300. Page L., Benson S. Analysis of competence in cultured sea urchin micromeres // Exp. Cell Res. 1992. V. 203, N 2. P. 305-311.

301. Pardoll D.M. Tumor antigens: a new look for the 1990s // Nature. 1994. V. 369. P. 357-358.

302. Parish Ch.R., Jakobsen K.B., Coombe D.R. , Basic A. Isolation and characterization of cell adhesion molecules from the marine sponge, Ophlitaspongia tenuis // Bioch. et B.A. Bioenerg. 1991. V. 11056. P. 56-64.

303. Parrinello N., Arizza V. D-galactose bindinglectins from the tunicate Ascidiamalaca: subunit characterization and hemocytesurface distribution // Dev. Comp. Immunol. 1988.V. 12. P. 495-507.

304. Pavlenko A.F., Moroz S.V., Kuznetsov Yu.N., Ovodov Yu.S. An immunochemical study of trophoblast-specific pi-glycoprotein and its fragments // Tumor Biol. 1985. V. 6. P.491-501.

305. Pavlenko A.F., Kurika A.V., Chicalovets I.V., Moroz S.V., Ovodov Yu.S. Oncoprecipitins from marine invertebretes are glycoproteins with a higher specificity to carcinoembryonic antigen//Tumor Biol. 1990. V. 11. P. 137-144.

306. Perkins, F.O., Menzel, R.W. Mainteance of Oyster cells in vitro. // Nature 1964. V. 12. P. 1106-1107.

307. Phaff H.J., Fell J. W. Genus 3. Cryptococcus kutzing emend // In: The Yeasts. A taxonomic study. 1970. J.Lodder (ed.). Noth-Holland publishing company. Amsterdam. P. 1088-1145.

308. Phillips H.J. Dye exlusion tests for cell viability // Tissue Culture Methods and Applications (New York, Acad. Press). 1973. P. 406-408.

309. Pinaev G.P., Blinova M.I., Korenbaum E., Odintsova N.A., Yudin Yu., Schelud'ko N.S. Cell cultures of marine invertebrates: problems and perspectives // In: Collection of abstracts of 40 Conferance of ETCS. Rennes, France. 1993. P. 30.

310. Pipe R.H., Farley S.R., Coles J.A. The separation and characterisation of haemocytes from the mussel Mytilus edulis // Cell Tissue Res. 1997. V. 289. P. 537-545.

311. Poccia D. In vitro differentiation of male germ line cells from sea urchin testis // J. Exp. Zool. 1988. V. 246. P. 57-64.

312. Pollack R., Osborn M., Weber K. Patterns of organization of actin and myosin in normal and transformed cultured cells // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1975. V. 72. P. 994-998 .

313. Pompom S., Willoughby R. Sponge cell culture for production of bioactive matabolites // In: Sponges in time and space. 1994. van Soest RWM., van Kempen TMG., Braekman JC. (eds.) Balkema, Rotterdam. P. 395-400.

314. Porter D. Phylum Labyrinthulomycota // In: Handbook of Protoctista. 1990. Margulis L., Corliss J.O., Melkonian M., Chapman D.J. (eds.). Jones & Bartlett, Boston. P. 388-398.

315. Proctor R. A. Fibronectin: a brief overview of its structure, function and physiology // Rev. Infectious diseases. 1987. V. 9. P. 317-334.

316. Pucci-Minafra I., Fanara M., Minafra S. Chemical and physical changes in the organic matrix of mineralized tissues from embryo to adult Paracentrotus lividus II J. Submicrosc. Cytol. 1980. V. 12. P. 267-273.

317. Qin X., Waite H. Exotic collagen gradients in the byssus of the mussel Mytilus edulis II J. Exper. Biol. 1995. V. 198. P. 633-644.

318. Rao K.M.K. Capping and mytogenesis: a model implicating microfilaments in lymphocyte activation // J. Theor. Biol. 1982.V. 98. P. 61-71.

319. Raftos D.A., Stillman D.L., Cooper E.L. In vitro culture of tissue from the tunicate Styela clava II In vitro Cell Dev.Biol. 1990. V.26. P. 962-970.

320. Rafltos D.A., Cooper E.L., Habicht G., Beck G. Invertebrate cytokines: Tunicate cell proliferation stimulated by an interleukin 1-like molecule // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1991. V. 88. P. 9518-9522.

321. Renwrantz L., Schancke W., Harm H., Erl H., Liebsch H., Gercker J. Lectin-binding to hemocytes of Haliotis rufescens II J. Comp. Physiol. 1981. V. 141. P. 477-482.

322. Renwrantz L., Daniels J., Hansen P.D. Lectin-binding to hemocytes of Mytilus edulis II Dev.Comp. Immunol. 1985. V. 9. P. 203-210.

323. Rinkevich B., Rabinowitz C. Acquiring embryo-derived cell cultures and aseptic metamorphosis of larvae from the colonial protochordate Botryllus schlosseri I I Invertebrate reproduction and development 1994. V. 25. P. 59-72.

324. Rinkevich B., Rabinowitz C. Initiation of epithelial cell cultures from palleal buds of Botryllus schlosseri, a colonial tunicate I I In Vitro Cell. Dev. Biol. 1997. V. 33. P. 422-424.

325. Risley M.S., Miller A., Bumcrot D.A. In vitro maintenance of spermatogenesis in Xenopus laevis testis explants cultured in serum-free media // Biol. Reprod. 1987. V. 36. P. 385-397.

326. Roberts A.B., Lamb L.C., Newton D.L., Sporn M.B., De Larco J.E., Todaro G.J. Transforming growth factor: Isolation of polypeptides from virally and chemically transformed cells by acid/ethanol extraction //

327. Proc.Nat.Acad.Sci.USA. 1980. V. 77. P. 3494-3498.

328. Robinson J.J. Comparative biochemical analysis of sea urchin peristome and rat tail tendom collagen//Comp.Biochem. Physiol. (B). 1997. V. 117. P. 307-313.

329. Ruoslahti, E., Pierschbacher , M.D. New perspectives in cell adhesion: RGD and Integrins. // Science 1987. V. 238. P. 491-497.

330. Salomon D.S., Liotta L.A. , Kidwell W.R. Differential response to growth factor by rat mammary epithelium plated on different collagen substrata in serum-free medium//Proc. Natl.Acad.Sci USA. 1981. V. 178. P. 382-386.

331. Sano K. Changes in cell surface charges during differentiation of isolated micromeres and mesomeres from sea urchin embryos // Develop. Biol. 1977. V. 60. P. 404415.

332. Sargent T.D., JamrichM., David I.B. Cell interactions and the control of gene activity during early development of Xenopus laevis // Develop. Biol. 1986. V. 114. P. 238-246.

333. Schlessinger J. Direct binding and activation of receptor tyrosine kinases by collagen //Cell. 1997. V. 91. P. 869-872.

334. Schmid V., Alder H. Isolated, mononucleated striated muscle can undergo pluripotent trans differentiation and form a complex regenerate // Cell. 1982. V. 38. P.801-809.

335. Schmid V., Bally A. Species specificity in cell-substrate interactions in medusae // Devel. Biol. 1988. V. 129. P. 573-581.

336. Schmid V. Transdififerentiation in Medusae // Int. Rev. Cytol. 1992. V.142. P. 213261.

337. Sen Gupta K. Role of haemolymph in insect tissue culture // Ann. Epiphyties. 1963. V. 14. p. III. P. 39-42.

338. Servise M., Wardlaw A.C. Echinochrome A as a bactericidal substance in the coelomic fluid of Echinus esculentus (L) // Comp. Bioch.Physiol. 1984. V.79. P.161-165.

339. Sharon N., Lis H. Lectins as cell recognition molecules // Science 1989. V. 246. P. 227-234.

340. Simcox G. Differential requirement for EGF-like ligands in Drosophila wing development // Mech. Dev. 1997. V. 62, N 1. P. 41-50.

341. Smiley S. Holothuroidea // In: Microscopic anatomy of invertebrates. 1994. F.W. Harrison, F.S.Chia (eds.) V. 14. Echinodermata. New York: Wiley-Liss. P. 401471.

342. Smith P.G.S., Howes E.A. Long-term culture of fully differentiated adult insect neurones // J. Neuroscience meth. 1996. V. 69. P. 113-122.

343. Sonetti D., Van Heunen W.R.A., Roubos E.W. Light and electron-microscopic immunocytochemistry of a molluscan insulin-related peptide in the central nervous system of Planorbarius corneus II Cell Tissue Res. V. 267. P. 473-481.

344. Sparks A.K. Synopsis of invertebrate pathology. Exclusive of insects. 1985. Elsevier Science, Amsterdam. 510 p.

345. Spiegel E., Burger M., Spiegel M. Fibronectin in the developing sea urchin embryo // J.Cell Biol. 1980. V. 187. P. 309-313.

346. Spiegel E., Howard L. Development of cell junctions in sea urchin embryos // J.Cell Sci. 1983. V.62. P. 27- 48.

347. Spiegel M., Spiegel E. The reaggregation of dissociated embryonic sea urchin cells // Amer. Zool. 1975. V. 15. P. 607-627.

348. Steinberg M.S. Tissue reconstruction by dissociated cells // Science. 1963. V. 141. P. 401-408.

349. Stenn K.S., Madri J.A., Tinguftella T., Teiranova V.P. Multiple mechanisms ofdissociated epithermal cell spreading // J. Cell Biol. 1983. V. 96. P. 63-69.

350. Stephens, E.B., Hetrick, F.M. Preparation of primary cell cultures from the American oyster Crassostrea virginica // In vitro (Rockville) 1979. V. 15, N 3. P. 198-199.

351. Storey K.B. Biochemistry of natural freeze tolerance in animals: molecular adaptations and applications to cryopreservation // Biochem. Cell Biol. 1990. V. 68, N4. P.687-698.

352. Stoscheck Ch.M., Carpenter G. Characterization of the metabolic turnover of epidermal growth factor recepter protein in A-431 cells // J.Cell Physiol. 1984. V. 120, N 3. P. 296-302.

353. Suzuki T., Yoshinaka R., Mizuta S. Extracellular matrix formation by amebocytes during epithelial regeneration in the pearl oyster Pinctada fucata II Cell Tissue Res. 1991. V. 266. P. 75-82.

354. Suzuki T., Funakoshi S. Isolation of a fibronectin-like molecule from a marine bivalve, Pinctada fucata, and its secretion by amebocytes // Zool. Sci. 1992. V. 9. P. 541-550.

355. Taipale J., Keski-Oja J. Growth factors in the extracellular matrix // FASEB J. 1997. V. 11. P. 51-59.

356. Tanabe J., Fujita H., Iwamatsu A., Mohri H., Ohkubo T. Fibronectin inhibis platelet aggregation independently of RGD-sequence // J. Biol. Chem. 1993. V. 268. P. 27143-27147.

357. Theede H., Schneppenheim R. , Bevess L. Antifreeze glycoproteins in Mytilus edulis? II Marine biology (Berlin). 1976. V. 36. P. 183-189.

358. Thomas J.F. Effects on cell proliferation of metabolites produced by cultured cells // Biochem. Soc. Trans. 1977. V. 5. P.1801-1808.

359. Tocher D.R., Dick J.R. Effect of polyunsaturated fatty acids on the growth of fish cells in culture // Comp. Biochem. Physiol. 1991. V.100 A. P. 461-466.

360. Toledo J., Kurohura H., Kasahara S. preliminary studies on the cryopreservation of blue mussel embryos // Nippon Suisan gakkaishi. 1991.V. 55. P. 1661-1664.

361. Toledo J., Kurohura H., Nakagawa H. Cryopreservation of different strains of the Euryhaline Rotifer Brachionus plicotilis embryos // Jap.Soc.Sci.Fish. 1991. V. 57. P. 1347-1350.

362. Tosi L., Aniello F., Geraci G., Branno M. DNA methyltransferase activity in the early stages of a sea urchin embryo. Evidence of differential control // FEBS Lett. 1995. V. 361. P. 115-117.

363. Trampusch H.A.L., Harrebome'e A.E. Dedifferentiation and prerequisite for regeneration // In: Regeneration in animals and related problems/ Amsterdam: North-Holland. 1965. P. 341-376.

364. Tripp M.R. Cellular responces of molluscs // Ann. N.Y. Acad. Sei. 1963. V. 113. P. 467-474.

365. Usheva L.N., Odintsova N.A. Mesenchymal tumor in the mantle of the mussel Modiolus difficilis from Amursky Bay in the Sea of Japan // Diseases of Aquatic organisms. 1997. V. 29, N 2. P. 121-126.

366. Usheva L. N., Odintsova N. A. Hyperplastic growth of mucous cells in the mantle of the mussel Modiolus kuriensis from a heavily polluted area of Amursky Bay, Sea of Japan // Diseases of Aquatic organisms. 1998. V. 33, N 3. P. 235-238.

367. Usheva L. N., Odintsova N. A. Tumor-like lesions in the mantle of the mussel Modiolus difficilis // Diseases of Aquatic organisms. 1999. V. 35, N 1. P. 63-68.

368. Van Beneden R J. Molecular analysis of bivalve tumors: models for environmental -genetic interactions // Environ. Health Perspect. 1994. V.12. P. 81-83.

369. Van der Kooij A., Veraart C.P., van Loon A.E. Cyclin A, cyclin B and stringlike are regulated separately in cell cycle arrested trochoblasts of Patella vulgata embryos // Dev. Genes Evol. 1998. V. 207, N 8. P. 524-534.

370. Van Minnen J., Schallig H.D.F.H. Demonstration of insulin-related substances in the central nervous systems of pulmonates and Aplisia californica I I Cell Tissue Res. 1990. V. 260. P. 381-386.

371. Vasta, G.R., Cheng, T.C., Marchalonis, J. A lectin on the Hemocyte Membrane of the Oyster (Crassostrea virginica). // Cell Immunol. 1984. V.88. P. 475-488.

372. Vasta, G.R., Ahmed, H., Fink, N.E., Ecola, M.T., Marsh, A.G., Snowden, A., Odom, E.W. Animal lectins as self/non-self recognition molecules. // Ann. NY. Acad. Sci. 1994. V. 712. P. 55-73.

373. Venkatasubramanian K. , Solursh M. Adhesive and migratory behavior of normal and sulfate-deficient sea urchin cells in vitro // Exp. Cell Res. 1984. V. 154. P. 421431.

374. Venuti J.M., Gan L., Koozlowski M.T., Klein W.H. Developmental potential of muscle cell progenitors and the myogenic factor SUM-1 in the sea urchin embryo // Mech. Dev. 1993. V. 41. P. 3-14.

375. Vitale M., Di Matola T., Fenzi G., Illario M., Rossi G. Fibronectin is required to prevent thyroid cell apoptosis through an integrin-mediated adhesion mechanism // J. Clin. Endocrinol. Metab. 1998. V. 83, N 10. P. 3673-3680.

376. Waite J.H. Evidence for a repeating 3-4 Dihydroxyphenylalanine and Hidroxyproline-containing decapeptide in the adheve protein of the mussel, Mytilus edulis L. //J. of Biol. Chem. 1983. V. 1258. P. 2911-2915.

377. Waite J.H., Qin X.X., Coyne K.J. The peculiar collagens of mussel byssus // Matrix Biol. 1998. V. 17, N2. P. 93-106.

378. Walker C.W., Key S.A., Mulkern J.E., Verma S., Jacobs J.A. Expression of the tumor suppressor gene p53 in normal and leukemic clam bloodcells in vivo and in vitro // J. Shellfish Res.1996. V.15. P. 520-525.

379. Wallace H., Maden M., Wallace B.M. Participation of cartilage grafts in amphibian limb regeneration // J. Embriol. Exp. Morphol. 1974. V. 32. P. 391-404.

380. Weber Ch., Alder H., Schmid V. In vitro transdifferentiation of striated muscle to smooth muscle cells in a medusa // Cell different. 1987. V.20. P.103-115.

381. Wharton K.A., Johansen K.M., Xu T., Artavanis-Tsokanas S. Nucleotide sequence from the neurogenic locus NotCh implies a gene product that shares homology with proteins containing EGF-like repeats // Cell. 1985. V. 43. P. 567-581.

382. Whitfield, J.F., and Perris, A.D. Dissolution of the condensed chromatin structures of isolated thymocyte nuclei and the disruption of deoxyribonucleoprotein by inorganic phosphate and A phosphoprotein//Exp. Cell Res. 1968. V. 49. P. 359372.

383. Wiley H.S., Cunningham D.D. A steady state model for analyzing the cellular binding, internalization and degradation of polypeptide ligands // Cell. 1981. V. 25. P. 433-440.

384. Wilson S., Falkner S. Starfish Insulin // Canad.J. of Biochemistry. 1965. V. 43, N 10. P. 1615-1624.

385. Wilson M.P., Carrow G.M., Levitan I.B. Modulation of growth of Aplysia neurons by an endogenous lectin // J. Neurobiol. 1992. V. 23, N 6. P. 739-750.

386. Wolpert L. Positional information revisited // Devolopment. 1989. Suppl. P.3-12.

387. Yamada K.M., Yamada S.S., Pastan I. Cell surface protein partially restores morphology, adhessiveness and contact inhibition of movement to transformed fibroblastss // Proc.Natl. Acad. Sci. USA. 1976. V. 73. P. 1217-1221.

388. Yamaguchi M., Kinjshita T., Ohba Y. Fractionation of Micromeres, Mesomeres, and Macromeres of 16-cell stage sea urchin embryos by elutriation // Develop. Growth and Differ. 1994. V. 36, N 4. P. 381-387.

389. Yamamoto H. Adhesive proteins of marine animals. // J. Adhesion Sci. Tech. 1987. V. 136. P. 432-435.

390. Yamazaki M., Kusugi J., Kamiya H. Biopolymeres from marine invertebrates. XI. Characterization of an Antioplastic glycoprotein, dolabellanin A, from the albumen gland of a sea hare, Dolabella auricularia I I Chem. Pharm. Bull. 1989. V. 12. P. 3343-3346.

391. Yamazaki M. Antitumor and antimicrobial glycoproteins from sea hares // Comp. Biochem. Physiol. 1993. V. 105. P. 141-146.

392. Yamazaki M., Kisugi J., Iijima R. Antineoplastic glycoproteins in marine invertebrates // Gan To Kagaku Ryoho. 1997. V. 24, N 11. P. 1477-1485.

393. Yang Q., Angerer L.M., Angerer R.C. Unusual pattern of accumulation of mRNA encoding EGF-related protein in sea urchin embryos // Science. 1989. V. 246, N 4931. P. 806-807.

394. Yayne C.J., Boswell C.A., Loker E.S., Yui M. A. Plasma components which mediate cellular defences in the gastropod mollusc, Biomphalaria glabrata I I Dev. Comp. Immunol. 1985. V. 9. P. 523-530.

395. Yazaki I. The egg originated and local distribution of the surface of sea urchin embryo cells detected by immuno-fluorescence // Acta Embryol. Morphol. Exper. 1984. V. 5,N1.P. 3-22.240

396. Yochem J., Greenwald I. glp-1 and lin 12, Genes implicated in distinct cell-cell interactions in C.elegcms, encode similar transmembrane proteins I I Cell. 1989. V. 58, N 3. P.553-563.

397. Yuh C.H., Bolouri H., Davidson E.H. Genomic Cis-regulatory logic: experimental and computational analysis of a sea urchin gene // Science 1998. V. 279. P. 18961902.

398. Zeng A.P., Deckwer W.D. Mathematical modeling and analysis of glucose and glutamine utilization and regulation in cultures of continuous mammalian cells // Biothech. & Bioengin.1995. V. 47. P. 334-346.

399. Zhang, X.S. , Zhao, L., Hua, T.C., Zhu, H.Y. A study on the cryopreservation of common carp Cyprinus carpio embryos // Cryo.Lett. 1989. V. 10. P. 271-278.

Информация о работе

Одинцова, Нэлия Адольфовна
доктора биологических наук
Владивосток, 1999
ВАК 03.00.11

Диссертация

Репродукция и дифференцировка клеток двустворчатых моллюсков и иглокожих in vitro - тема диссертации по биологии, скачайте бесплатно

Похожие работы